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UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
“Efecto del Ácido Indol Butírico en el enraizamiento de
estacas de Cucurbita moschata Duchesne en condiciones de
invernadero”
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE
BIÓLOGO
Autores : Br. MILAGROS ELIZABETH RUIZ ARIAS
Asesora : Dra. MERCEDES CHAMAN MEDINA
TRUJILLO-PERÚ
2014
Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo
Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.
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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE
TRUJILLO
Dr. ORLANDO VELÁSQUEZ BENITES
RECTOR
Dra. VILMA JULIA MÉNDEZ GIL
VICE-RECTOR ACADÉMICO
Dra. FLOR MARLENE LUNA VICTORIA MORI
VICE-RECTOR ADMINISTRATIVO
Dr. ALBERTO SANTIAGO UCEDA DUCLOS
SECRETARIO GENERAL
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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dr. JOSÉ MOSTACERO LEÓN
DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dr. WILIAM ZELADA STRAVER
SECRETARIO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dr. FREDY PELAEZ PELAEZ
DIRECTOR DE LA ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE CIENCIAS
BIOLÓGICAS
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PRESENTACIÓN
Señores miembros del jurado:
En cumplimiento con las disposiciones establecidas en el reglamento de Grados y
Títulos de la Escuela Académico Profesional de Ciencias Biológicas, Facultad de
Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo; someto a vuestra
consideración y criterio la presente tesis, titulado: “Efecto del Ácido Indol Butírico en el
Enraizamiento estacas de Cucurbita moschata Duchesne en condiciones de
invernadero”, con el propósito de obtener el título de profesional de Biólogo.
Esperando que vuestro criterio sea de comprensión por algunos errores y omisiones
en su elaboración, me someto a su dictamen.
Trujillo, 26 Junio 2014
_______________________________________
Milagros Elizabeth Ruiz Arias.
BACHILLER EN CIENCIAS BIOLÓGICAS
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MIEMBROS DEL JURADO
_______________________________
Dr. Elmer Alvites Izquierdo
PRESIDENTE
_______________________________
Dr. Roger Veneros Terrones
SECRETARIO
______________________________
Dra. Mercedes Chaman Medina
VOCAL
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DEL ASESOR
El que suscribe, el profesor asesor de la presente tesis, declara que ha sido ejecutada de
conformidad con su correspondiente proyecto y con las orientaciones brindadas a la
tesista.
Respecto al informe; ha sido revisado, acogiendo las observaciones y sugerencias
pertinentes.
____________________________________________
Dra. Mercedes Chaman Medina
ASESORA
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DE LA APROBACIÓN
Los profesores que suscriben, miembros del jurado dictaminador, declaran que la
presente tesis ha cumplido con los requisitos formales y fundamentales, siendo
aprobado por UNANIMIDAD.
_______________________________
Dr. Elmer Alvites Izquierdo
PRESIDENTE
_______________________________
Dr. Roger Veneros Terrones
SECRETARIO
______________________________
Dra. Mercedes Chaman Medina
VOCAL
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DEDICATORIA
A Dios, por permitirme culminar esta etapa,
por mostrarme la luz en los momentos de
dificultad, sin desampararme y estar siempre a
mi lado; Deseo que este sea el comienzo de un
largo camino que pueda recorrer con éxito,
siempre bajo su amparo.
A mis padre, Alfonso Ruiz G. y a mi madre,
Vitelia Arias V. que con mucho esfuerzo y
dedicación me sacaron adelante, con sus buenos
ejemplos de fortaleza y perseverancia hicieron
que siga en este camino de lucha y de sueños,
porque trabajaron sin importarles el cansancio
para un triunfo mío.
A mis hermanos y sobrinos que con sus
buenas vibras y alegrías hicieron que
pueda avanzar en el camino trazado.
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AGRADECIMIENTOS
A Dios por ser mi fe y mi fortaleza en los momentos más difíciles de mi vida, dándome
siempre las razones y las situaciones necesarias para seguir.
A mis padres, por acompañarme en cada uno de mis pasos, brindándome siempre sus
consejos y comprensión en todas mis decisiones y la motivación para seguir adelante; a
mis hermanos por apoyarme con sus enseñanzas durante mi aprendizaje, inculcándome
la responsabilidad como estudiante.
A la Universidad Nacional de Trujillo, por acogerme en sus aulas durante todos estos
años de estudio.
A mi asesora, la Dra. Mercedes Chaman, por haber creído en mí, por sus enseñanzas en
lo académico y por su disposición para dirigirme durante el presente trabajo de tesis.
A todos los amigos cercanos y compañeros de estudio, en especial a Linda Vásquez
Valverde por brindarme su apoyo durante la ejecución de este proyecto.
A la empresa Best Berries Perú S.A.C y al Ing. Máximo Jiménez Terrones por el apoyo
incondicional.
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ÍNDICE
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO ii
AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS iii
PRESENTACIÓN iv
MIEMBROS DEL JURADO v
DEL ASESOR vi
DE LA APROBACIÓN vii
DEDICATORIA viii
AGRADECIMIENTO ix
INDICE x
RESUMEN xi
ABSTRACT xii
I. INTRODUCCIÓN 1
II. MATERIAL Y MÉTODOS 7
III. RESULTADOS 10
IV. DISCUSIÓN 18
V. CONCLUSIONES 23
VI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 24
ANEXOS 31
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RESUMEN
Entre los factores más limitantes en la producción de C. moschata Duchesne se
encuentra la carencia de semilla botánica, por lo que actualmente existe interés en
promover estudios tendientes a buscar otras técnicas de multiplicación. Una práctica
muy utilizada, es el enraizamiento por medio de estacas de tallo. El presente trabajo
tuvo como objetivo determinar el efecto de diferentes concentraciones de ácido
inbolbutírico sobre el enraizamiento de estacas de Cucurbita moschata Duchesne en
condiciones de invernadero. Las estacas tanto basales como apicales fueron sembradas y
tratadas con 0, 200, 400 y 600 ppm de IBA durante 30 días. Se encontró que tanto EA y
EB enraizaron al 100 % obteniendo 2 raíces por estaca; las EB tratadas con 400 ppm de
IBA fueron las que presentaron mayor LR principal, NRS y LP. Los resultados indican
que las plantas expuestas a 400 ppm de IBA incrementan el crecimiento con respecto a
longitud de raíces y planta así como el número de raíces.
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ABSTRACT
Among the most limiting in the production of C. moschata Duchesne factors is the lack
of true seed, so there is currently interest in promoting studies to search for other
amplification techniques. A widely used, practice is by rooting stem cuttings. . This
study aimed to determine the effect of different concentrations of inbolbutírico acid on
rooting of Cucurbita moschata Duchesne under greenhouse conditions. Such as the
apical basal cuttings were planted and treated with 0, 200, 400 and 600 ppm IBA for 30
days. We found that both EA and EB rooted 100% winning 2 roots per cutting, basal
cuttings treated with IBA 400 ppm were the principal had higher LR, NRS and LP. The
results indicate that plants exposed to 400 ppm of IBA incementtan growth regarding
length plant roots and also the number of roots.
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I. INTRODUCCIÓN
Cucurbita moschata Duchesne “loche” pertenece a la familia de las Cucurbitáceas,
presenta tallos largos que llegan hasta 10 m. de longitud, cada uno de ellos emite de tres
a diez ramas basales, separadas por entrenudos cortos; mientras que su sistema radical
está constituido por una raíz principal y numerosas raíces secundarias, algunas de estas
muy gruesas, leñosas y con gran cantidad de raíces menores absorbentes (León, 2000).
Sus frutos inmaduros y maduros, han servido de alimento desde épocas remotas
(León, 1987; Lira, 1995); en algunos países como Zambia, Malawi, la India, algunas
zonas de África Tropical y en muchas regiones de Latinoamérica, es consumida como
verdura (Gwanama, y col.; 2000; Hazara, y col.; 2007).
C. moschata contiene altos niveles de almidón, azúcar, proteínas, vitaminas,
carotenoides totales, de los cuales cerca del 30% corresponde a β-caroteno (provitamina
A); minerales como calcio y fósforo, y aminoácidos como tiamina y niacina, que le
confieren ciertas propiedades nutricionales y medicinales. Algunos estudios indican que
esta especie tiene efecto benéfico sobre el tratamiento de enfermedades como la
diabetes, hipertensión, ulceras gástricas, enfermedades de la vista, problemas
cardiovasculares, así como ayuda en la prevención de enfermedades de la piel y
actividad antioxidante (Vallejo y Gil, 1998; Chengrui, y col.; 1999; Alfaro, 2006).
El cultivo de esta cucurbitácea se adapta a varios tipos de suelo, desde arenosos hasta
arcillosos, tanto en suelos ácidos como básicos, y en todos los casos se debe contar con
un buen drenaje (De Gracia, y col.; 2003). El crecimiento de esta especie requiere una
temperatura óptima que varía entre los 20 y 35º C, poca presencia de lluvias y es muy
exigente en cuanto a luminosidad (IDIAP, 2003).
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En el mundo, existen cifras que indican que en el 2007 se sembraron 1’503.336 ha
de C. moschata con una producción total de 20’296.443 toneladas y rendimientos
promedios de 13.50 t/ha. En América se registra una superficie sembrada de
175.064 ha, con una producción total de 2’208.930 toneladas y rendimientos
promedios de 12.62 t/ha (FAO, 2009). En Perú, la principal zona productora de C.
moschata es el Distrito de Illimo, Provincia de Lambayeque, registrándose en el año
2007 una superficie cosechada de 18 ha con una producción estimada de 155 toneladas,
también hay reportes que se cultiva en menor escala en los Distritos de Mochumí,
Túcume y Callanca, Provincia de Lambayeque, (Peredo, 2009).
Entre los factores limitantes en la producción de C. moschata se encuentran la carencia
de semilla botánica, por lo que actualmente existe interés en promover estudios
tendientes a buscar otras técnicas de multiplicación. Una de ellas, es el enraizamiento
de estacas de tallo (Avilán, y col.; 1992), la cual es una forma de multiplicación asexual
con la que se obtienen ciertas características, como, uniformidad de las plantaciones,
debido a que no hay variabilidad genética y se acorta el periodo juvenil (Hartmann y
Kester, 2001; San Miguel, y col; 1999). No obstante, el éxito del enraizamiento de
estacas depende de una serie de factores como: edad y condición fisiológica de la planta
madre, época de recolección, tipo y condición sanitaria de las estacas, aplicación de
reguladores de crecimiento, sustrato de enraizamiento y condiciones ambientales
(temperatura y humedad) (Hartmann y Kester, 1999).
Dentro de los reguladores de crecimiento usados para garantizar un buen enraizamiento
de estacas, se utilizan particularmente las auxinas, ya que éstas promueven la iniciación
de raíces adventicias incrementando su número y calidad, uniformidad del
enraizamiento y reducción de tiempo de este proceso (Hartmann y Kester, 2001).
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También, se conoce que las auxinas estimulan la expansión y división celular,
frecuentemente fomentan el desarrollo de callos, de los cuales se desprenden las raíces
(Weaver, 1990). Se consideran como auxina natural al ácido indol acético (AIA), ácido
fenilacético, algunos cloro-indoles y al ácido indolbutírico (IBA) (Acosta, y col.; 2000).
Este último, se pensó en un principio que era sólo una auxina sintética activa, pero
luego se demostró que se encuentra naturalmente en hojas de maíz y en varias
dicotiledóneas (Salisbury y Ross, 2000).
El ácido indolbutírico, es químicamente similar al aminoácido triptófano y comúnmente
se utiliza como fitorregulador auxínico por su estabilidad, ya que es muy resistente a la
oxidación por la luz, enzimas u otros agentes (Azcón-Bieto y Talón, 2000); por difusión
llega a los diferentes órganos mediante los tejidos vasculares (xilema y floema) y
además puede ser transportado por células no vasculares como las del cambium y las
parcialmente diferenciadas asociadas al floema (Acosta, y col.; 2000). El transporte de
esta auxina en tallos y pecíolos comienza en las hojas jóvenes y sigue hacia abajo, a lo
largo de los haces vasculares (Salisbury y Ross, 2000).
Distintos estudios han demostrado que la aplicación exógena del ácido indolbutírico
(IBA), induce la formación de raíces adventicias, resultando en algunos casos, más
efectivas en la inducción rizogénica que la auxina natural (AIA) (Geneve y Hauser,
1982). Los efectos del ácido indol butírico varían en las especies propagadas
vegetativamente, tal como se ha visto en Malpighia glabra “cereza”, donde la
concentración de 2500 mg/Kg de IBA permitió el máximo porcentaje de enraizamiento
(69,57%), mientras que en Malpighia emarginata, las estacas expuestas a 7500 mg/Kg
de IBA, manifestaron el máximo enraizamiento (64,29%) (Flores, y col.; 2010). Así
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mismo, en Plukenetia volubilis L. “sacha inchi”, las estacas tratadas con 0,15 y 0,20 %
IBA generaron un alto porcentaje de enraizamiento (92,59 y 87,65%) (Ruiz y Mesén,
2010). Además, en Eucryphia glutinosa se obtuvieron mejores resultados con la
aplicación de 500 mg/L de IBA, observándose un 56,5% de enraizamiento (Latsague, y
col.; 2009). También, se reportan efectos del IBA en estacas semileñosas de
Chrysobalanus icaco L. donde el ácido indolbutírico (10000 mg/kg) tuvo efecto
positivo sobre el enraizamiento (Ramirez, 2004). De igual manera, en Berberidopsis
corallina la dosis de 1000 mg/L de IBA produjo un 90% de enraizamiento y el mayor
número de raíces se obtuvo con el tratamiento 1500 mg/L (Latsague, y col.; 2008),
mientras que, en estacas de Prosopis alba, se encontró que el testigo y la aplicación de
2,5 y 5 mg/L de IBA exhibieron altas tasas de enraizamiento respecto al tratamiento con
10 mg/L de IBA (Oberschelp, 2010).
En el caso de las cucurbitaceas se ha reportado que las especies de Cucurbita tienen una
tendencia natural a producir raíces adventicias en los nudos, o bien, estas pueden ser
inducidas (Whitaker y Davis, 1962). Al respecto, un estudio informó que estacas de C.
máxima y C. mostacha tratadas con IBA enraizaron más rápido en comparación al resto
de cucurbitáceas evaluadas (Foster, 1964). No obstante, en Cucumis melo se ha
estimulado el enraizamiento de esquejes en solución nutritiva, utilizando bajas
concentraciones de IBA (4 ppm) obteniendo un 90% de éxito en el enraizamiento y
brotación de yemas en los esquejes (Foster, 1963).
Otro factor que influye en la propagación vegetativa son las características de la estaca,
tal como se ha observado en diferentes investigaciones. Al respecto, en Myrciaria dubia
“camu camu” se evaluó el efecto del IBA sobre estacas de distintos diámetros, donde el
mejor efecto se observó en estacas de mayor diámetro sometidas a 600 ppm de IBA
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alcanzando un 80.4 % de enraizamiento (Bardales y Pinedo, 2006). Por otra parte, existe
información que indica que las estacas que producen un mejor enraizamiento son las
que provienen de material joven o nuevo, correspondientes a la periferia de la planta.
Esto se ha confirmado en Theobroma cacao “cacao” donde se obtuvo un 66,6% de
enraizamiento en estacas de madera joven (Hernández y Leal, 1997), dado que el
contenido de auxina es mayor en estos tejidos, donde se sintetiza el AIA (Acosta, y col.;
2000; Salisbury y Ross, 2000). Además, la parte de la planta de donde se obtiene la
estaca, ya sea apical o basal, también ocasiona variación en la producción de raíces; en
muchos casos, el mayor porcentaje de enraizamiento se logra con estacas procedentes
de la porción basal de la rama. En los tallos leñosos de uno o más años de edad se
acumulan carbohidratos en la base de las ramas, lo que puede conllevar a la formación
inicial de raíces, quizás bajo la influencia de sustancias promotoras de las yemas y hojas
(Hartmann y Kester, 2001; Veierskov, 1988). Así, en Plukenetia volubilis L. las
estaquillas intermedias y basales mostraron mayor enraizamiento (78,70 y 77,78 %),
(Ruiz y Mesén, 2010). En Malpighia glabra se demostró que el IBA permitió un mayor
enraizamiento (48%) y número de raíces (0.80) en estacas subapicales comparado con el
testigo (Guerrero, y col.; 2005)
En la propagación por estacas de tallo también es importante considerar la presencia de
hojas y yemas las cuales influyen en el enraizamiento de las estacas. Al respecto se
encontró que al enraizar estacas de Lomatia ferruginea, el número de raíces
aumenta significativamente con el número de yemas presente en la estaca (Awad,
1993). Sin embargo, en relación a la presencia de hojas en la estaca, se
recomienda reducir el área foliar cuando esta es muy grande, ya que así se reduce la
pérdida de humedad y se facilita su plantación (Hartmann y Kester, 1999 ).
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También se reporta que las diferencias en la producción de las raíces, se originan por la
variación en el tipo de sustrato e incluso la temperatura. Así, cuando se evaluaron cuatro
tipos de sustrato y dos niveles de hormona sobre estacas de Ficus benjamina L., el
mejor tratamiento fue el humus de lombriz más arena de río con 1000 ppm de IBA
produciendo el 92% de enraizamiento (García y Fernández, 2009). De igual manera, al
evaluar el efecto de cuatro mezclas de sustratos en estacas de Malpighia emarginata, se
encontró que el mejor sustrato fue cachaza de caña con arena de río obteniéndose 47 %
de estacas enraizadas (Guerrero, y col.; 2009). Además, se ha informado que estacas de
Cucumis melo L. y Cucumis sativa L. podrían ser enraizadas en vermiculita, con
nebulización adecuada (Mockaitis y Peterson, 1962). Se tuvo poco éxito con Cucumis
melo en perlita, pero cuando se utilizó este sustrato (sin niebla) en híbridos
interespecíficos de Cucurbita la propagación fue exitosa (Bemis, 1963). En otra
investigación se cultivaron hidropónicamente dos grupos de estacas de Vitis vinifera,
bajo dos temperaturas distintas (2 C° y temperatura ambiente) con una dosis de 2000
ppm de IBA, se obtuvo principalmente altos niveles de enraizamiento y brotación en
estacas sometidas a 2 C° (Gamoglino, 2002).
Ante estas evidencias, se pone en manifiesto que la propagación por estacas es un
método de multiplicación muy utilizado y que él IBA, favorece su enraizamiento. Por
esto, y ante la carencia de información científica sobre la propagación vegetativa de
Cucurbita moschata, con este trabajo se propuso determinar el efecto de diferentes
concentraciones de ácido inbolbutírico sobre el enraizamiento de estacas de Cucurbita
moschata Duchesne.
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II. MATERIAL Y MÉTODO
4.1 Material Biológico: Se utilizaron estacas de C. moschata, obtenidas de
ramas laterales de plantas de colectadas en campos de cultivo del Distrito de
Illimo, Provincia de Lambayeque, Departamento de Lambayeque. Las
ramas colectadas fueron trasladados al Invernadero del Jardín Botánico de la
Universidad Nacional de Trujillo, donde se procedió a la obtención de
estacas de 18 cm ± 2cm, con 3 a 5 nudos cada una, tanto del segmento
apical como del basal de cada rama; luego se eliminaron las hojas, dejando
solo una en la parte superior de cada estaca; después fueron lavadas con
agua destilada y desinfectadas con Benlate (Benomilo) para luego ser
sometidas a los diferentes tratamientos.
4.2 Tratamientos con Ácido Indol butírico: Se formaron aleatoriamente
cuatro grupos de estacas apicales (EA) y estacas basales (EB), con igual
número de estacas cada uno (tal como se muestra en el Cuadro 1) y a cada
grupo se le aplicó al azar Ácido Indol Butírico (IBA): 0, 200, 400 y 600
ppm de IBA, que se obtuvieron a partir de una solución hidroalcohólica
patrón (0.6 gr/L IBA). El tiempo de exposición de las estacas a cada
concentración de IBA fue de 3 minutos; luego fueron sembradas en sustrato
Perlita y el riego se realizó con solución Nutritiva la Molina al 50 % durante
30 días. Al cabo de este tiempo, las plantas fueron evaluadas,
determinándose: porcentaje de enraizamiento, número de raíces principales
(NR), número de raíces secundarias (NRS), longitud de raíz principal (LR) y
longitud de planta (LP).
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Cuadro 1. Se indica las concentraciones de IBA y Tipo de Estaca de C. moschata
Concentración
IBA
Tipo de Estaca
[0 ppm IBA] [200 ppm IBA] [400 ppm IBA] [600 ppm IBA]
APICAL
BASAL
4.3 Evaluación de Parámetros
4.3.1 Determinación del porcentaje de enraizamiento: En primera instancia se retiró
el sustrato con cuidado sin dañar la planta, dejando expuestas las raíces. Se procedió a
contar el número de raíces por estaca en los diferentes tratamientos y se expresó en
porcentaje de enraizamiento.
4.3.2 Determinación del Número de Raíces Secundarias: Para el número de raíces
secundarias (NRS), se fraccionó las raíces principales en segmentos proximal y distal,
con respecto a la base del tallo. El número de raíces secundarias se estimó por conteo
directo y se expresó en número de raíces secundarias por centímetro.
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4.3.3 Determinación de la Longitud: Se realizó utilizando una regla, registrando la
longitud de la raíz principal y la longitud de la planta. Ambos datos fueron expresados
en centímetros.
4.3.4 Análisis Estadístico: Los datos se analizaron con el software estadístico
Statgraphics Plus 5.1, mediante Análisis de Varianza Simple y la prueba de Rango
múltiple de Tukey.
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III. RESULTADOS
5.1. Efecto del Ácido Indol Butírico sobre el enraizamiento de estacas:
El enraizamiento de estacas apicales y basales en C. moschata fue de 100%, tanto en
aquellas que fueron tratadas con IBA como en las plantas control. Se observó 2 raíces
principales en cada estaca y numerosas raíces secundarias.
5.2. Efecto del Ácido Indol Butírico sobre número de raíces secundarias:
Los resultados muestran que el número de raíces secundarias presenta variación en
relación la concentración de IBA aplicado y al tipo de estaca. El número de raíces
secundarias en el segmento proximal de la raíz principal (raíz adventicia formada en la
estaca), fue mayor en estacas basales sometidas a 400 ppm de IBA (14 raíces), y menor
en estacas apicales sin aplicación de IBA (7 raíces). De igual manera, ocurrió en el
segmento distal de las raíces principales, donde se obtuvieron 10 raíces en estacas
basales y 5 en apicales (Tabla 1).
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Tabla 01: Número de raíces secundarias promedio por segmento y tipo de estaca
de Cucurbita moschta Duchesne “loche” expuestas a diferentes concentraciones de
IBA y cultivadas durante 30 días.
Tipo de Estaca Concentración de
IBA (Ppm)
Segmento de raíz adventicia
Proximal Distal
APICAL 0 7 5
200 11 6
400 9 6
600 10 6
BASAL 0 10 7
200 11 8
400 14 10
600 10 8
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Al analizar los datos estadísticamente, los resultados muestran que, en estacas apicales,
el número de raíces secundarias del segmento proximal de la raíz, aumentó
significativamente, teniendo mayor significancia a los 200 ppm de IBA y menor
significancia a los 400 y 600 ppm de IBA. En estacas basales, el número de raíces
secundarias aumentó significativamente hasta los 400 ppm de IBA y a partir de esta
concentración no hubo diferencia significativa respecto al control (0 ppm de IBA).
Además, al comparar el número de raíces secundarias de estacas apicales y basales, se
aprecia que sólo hay diferencia significativa cuando ambos tipos de estaca fueron
expuestas a 0 y 400 ppm de IBA, mientras que al ser tratadas con 200 y 600 ppm de
IBA no se muestran diferencias significativas.
También cabe destacar que en el segmento proximal de la raíz, la diferencia en el
número de raíces secundarias de estacas apicales y basales fue mayor cuando éstas
fueron expuestas a 400 ppm de IBA (Fig. 1).
Figura 1. Número de raíces secundarias promedio en el segmento proximal de
raíces adventicias provenientes de estacas apicales y basales de Cucurbita
moschta Duchesne “loche” expuestas a diferentes concentraciones de IBA y
cultivadas durante 30 días. Letras distintas indican diferencia significativa (p<0.05) y
las barras verticales indican el error estándar.
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Para el segmento distal de la raíz principal, los resultados muestran que el número de
raíces secundarias de las estacas apicales sometidas a 200, 400 y 600 ppm de IBA no
presenta diferencia significativas entre sí, pero hubo aumento significativo en
comparación al control (0 ppm de IBA). Mientras que, en estacas basales, el número de
raíces secundarias, aumentó significativamente, teniendo mayor significancia hasta los
400 ppm de IBA y menor significancia a los 600 ppm de IBA. Además, al comparar el
tipo de estaca, se observa que el número de raíces secundarias es significativamente
distinto en todas las concentraciones de IBA (0, 200, 400 y 600 ppm de IBA).
Por otra parte, cuando las estacas apicales y basales fueron expuestas a 400 ppm de
IBA, la diferencia en el número de raíces secundarias fue mayor (Fig. 2).
Figura 2. Número de raíces secundarias promedio en el segmento distal de raíces
principales provenientes de estacas apicales y basales de Cucurbita moschta Duchesne
“loche” expuestas a diferentes concentraciones de IBA y cultivadas durante 30 días.
Letras distintas indican diferencia significativa (p<0.05) y las barras verticales indican el
error estándar.
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5.3. Efecto del Ácido Indol Butírico sobre Longitud de Raíz Principal:
Para Longitud de raíz principal los resultados muestran variaciones en relación a las
concentraciones de IBA y al tipo de estaca. Se observa que, la mayor longitud de raíz
principal (8.792 cm) se presentó en estacas basales sometidas a 400 ppm de IBA y la
menor longitud (5.431), en estacas apicales que no fueron expuestas a IBA (Tabla 1).
Tabla 02: Longitud promedio de raíz principal en estacas apicales y basales de
Cucurbita moschta Duchesne “loche” expuestas a diferentes concentraciones de
IBA y cultivadas durante de 30 días.
Tipo de Estaca Concentración de IBA
( ppm)
Longitud de raíz (cm)
Apical 0 5.431
200 6.208
400 5.796
600 5.896
Basal 0 5.671
200 6.985
400 8.792
600 5.831
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La longitud de la raíz principal de estacas apicales sólo presentó aumento significativo
cuando estas son expuestas a 200 ppm de IBA, por encima de esta concentración, no
hay diferencias significativas respecto al control (0 ppm de IBA). En las estacas basales,
la longitud de raíces principales aumentó significativamente hasta los 400 ppm de IBA,
por encima de esta concentración, la longitud de raíz, no presentó diferencia
significativa respecto al control (0 ppm de IBA). Además, al comparar la longitud de
raíz principal de estacas apicales y basales, se aprecia que hay diferencia significativa
cuando ambos tipos de estaca fueron expuestas a 200 y 400 ppm de IBA, mientras que
al ser tratadas con 0 y 600 ppm de IBA no se presentan diferencias significativas (Fig.
3). Cabe destacar que cuando las estacas apicales y basales fueron expuestas a 400 ppm
de IBA, la diferencia en la longitud de raíz fue significativamente mayor (2.996 cm.)
(Fig. 3).
Figura 3. Longitud promedio de raíces principales en estacas apicales y basales de
Cucurbita moschta Duchesne “loche” expuestas a diferentes concentraciones de IBA y
cultivadas después de 30 días. Letras distintas indican diferencia significativa (p<0.05) y las
barras verticales indican el error estándar.
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5.4. Efecto del Ácido Indol Butírico sobre Longitud de Planta:
Los resultados muestran que la longitud de planta presenta variaciones en relación a las
concentraciones de IBA y al tipo de estaca. Así, se observa que la mayor longitud de
planta (26.063 cm) se presentó en aquellas provenientes de estacas basales sometidas a
400 ppm de IBA y la menor longitud (21.021 cm), en estacas apicales que no fueron
tratadas con IBA.
La longitud de las plantas provenientes de estacas apicales, sometidas a 0 y 400 ppm de
IBA se diferencia significativamente de la longitud de plantas procedentes de estacas
apicales expuestas a 200 y 600 ppm de IBA. En estacas basales, la longitud de planta
presenta diferencias significativas cuando estas son sometidas a 200 y 400 ppm de IBA,
mientras que al ser expuestas a 0 y 600 ppm de IBA, no se muestra diferencias
significativas. Además, al comparar la longitud de las plantas provenientes de estacas
apicales y basales, se aprecia que hay diferencia significativa cuando ambos tipos de
estaca fueron expuestas a 0, 200 y 400 ppm de IBA, mientras que al ser tratadas con 600
ppm de IBA no se presentan diferencias significativas entre estacas apicales y basales
(Fig. 4). Cabe resaltar que cuando ambos tipos de estaca fueron expuestas a 400 ppm de
IBA, la diferencia en la longitud de raíz fue significativamente mayor (4.917 cm.) (Fig.
4).
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Figura 4. Longitud promedio de planta proveniente de estacas apicales y basales de
Cucurbita moschta Duchesne “loche” expuestas a diferentes concentraciones de IBA y
cultivadas durante de 30 días. Letras distintas indican diferencia significativa (p<0.05) y las
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IV. DISCUSIÓN
Las especies de Cucurbitaceas tienen una tendencia natural a producir raíces
adventicias en los nudos, o bien, estás pueden ser inducidas por la aplicación exógena
de sustancias enraizantes (Whitaker y Davis, 1962). Este comportamiento ha sido
observado durante el presente estudio, donde se encontró un 100% de enraizamiento en
estacas apicales y basales de C. moschata, tratadas con diferentes concentraciones de
IBA; esta tendencia también fue reportada en Cucumis melo, donde se estimuló el
enraizamiento de estacas en solución nutritiva, utilizando bajas concentraciones de IBA
(4 ppm) obteniendo un 90% de éxito en el enraizamiento y brotación de yemas (Foster,
1963).
El alto porcentaje de enraizamiento observado en estacas de C. mostacha, podría
atribuirse al defoliado adecuado realizado a las estacas, ya que se habría mantenido la
turgencia y actividad fotosintética necesaria durante el proceso de enraizamiento. El
defoliado se fundamenta en la disminución de la tasa de transpiración, como las hojas
determinan la mayor pérdida de agua por transpiración, se recomienda separar las hojas
de las estacas a fin que estas mantengan el estado hídrico adecuado (Gil, 1995). No
obstante, también es necesario una superficie foliar mínima para asegurar la fotosíntesis
necesaria para satisfacer las necesidades correspondientes al crecimiento y desarrollo
del sistema radical y a la vida de la estaca (Ruiz, 2009); por lo que es necesario llevar a
cabo la defoliación o recorte de hojas a un tamaño tal que proporcione el mejor balance
entre las desventajas de la transpiración y las ventajas de la fotosíntesis (Mesen, 1998).
Así también, un factor que sumó al enraizamiento de las estacas de C. moschata en esta
investigación, sería el sustrato utilizado, perlita, debido a que este brinda un pH neutro
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y buen drenaje, que son condiciones requeridas en la propagación vegetativa de las
cucúrbitas (De Gracia, y col.; 2003)
Respecto al número de raíces secundarias, en este estudio se presentó variación en
relación a la concentración de IBA aplicado, así como al tipo de estaca. Los resultados
muestran que el número de raíces secundarias en los segmentos proximal y distal de la
raíz fue significativamente mayor en estacas basales (14 y 10 raíces, respectivamente)
sometidas a 400 ppm de IBA; mientras que la menor cantidad de raíces secundarias, se
obtuvo en estacas apicales sin aplicación de IBA (7 y 5 raíces, respectivamente). Similar
tendencia se observa en otras especies, para el número de raíces por estaca; así, en
estacas apicales de Chrysobalanus icaco tratadas con 10000 mg/kg de AIB se obtuvo
26,1 raíces por estaca y en las estacas basales se registraron 38,6 raíces por estaca
(Fernández, y col.; 2004). En Malpighia glabra, la mayor cantidad de raíces se obtuvo
en estacas basales, al aplicar 750 mg/l de AIB con un promedio de 0,8 raíces por estaca,
comparada con estacas apicales donde la dosis de 3000 mg/l de AIB, produjo sólo 0,08
raíces por estaca (Guerrero, y col.; 2005). El mayor número de raíces en estacas basales
, puede ser explicado por su condición nutricional, debido a que este tipo de estacas
tienen un mayor contenido de carbohidratos (Hartmann y Kester, 2001; Salisbury y
Ross, 2000), los cuales juegan un papel muy importante en la formación de raíces
adventicias, ya que sirven como una fuente de esqueleto de carbono necesarios para la
formación de nuevos productos metabólicos; de éstos, los fosforilados intervienen
durante la iniciación radical, donde la vía respiratoria cambia de pentosa fosfato a la
glicolítica, lo que permite al nuevo tejido meristemático a recibir esqueletos de carbono
que serán necesarios para el desarrollo de nuevas raíces (Veierskov, 1988). Este patrón
se ajusta y posiblemente explica los resultados obtenidos en el presente estudio.
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Los bajos valores en el número de raíces secundarias, obtenidos en las estacas sin
tratamiento de IBA, podría deberse a que el contenido de auxina natural en las estacas
de C. moschata, sea bajo, situación que impide su enraizamiento aun cuando se colocan
en un buen sustrato y con alta humedad. Generalmente, la proporción alta de auxina
y baja citoquinina, favorece la formación de raíces adventicias, en cambio, cuando es
baja en auxina y alta en citoquinina se favorece la formación de brotes. Es por ello que
las especies que en su naturaleza poseen altos niveles de citoquinina son más
difíciles de enraizar que las que tienen niveles bajos (Hartmann y Kester, 1995).
Por otra parte, la longitud de la raíz principal, presentó diferencia significativa al aplicar
distintas concentraciones de IBA, en comparación al control. Estos resultados son
comparables con resultados trabajados en N. alessandrii, se reporta que a medida que
aumenta la concentración hormonal mejora la longitud de las raíces (Santelices y
García 2003), y aumentan los valores de longitud de raíces a mayores temperaturas y
mayores concentraciones de IBA trabajados en Coriaria myrtifolia Linn. (Melgares, y
col.; 2002). Además, otro estudio describe que en la solanácea Physolis ixocarpa,
tratamientos con concentración de 1.000 y 1.500 mg/L de IBA incrementan la
longitud de las raíces (García, y col.; 2001). Similarmente, se informa que en Gmelina
arbórea, la longitud de raíces emitidas aumentó con la aplicación de IBA, por lo que el
uso de esta auxina aceleró la formación y crecimiento inicial de las raíces adventicias en
las estacas. 9.5 cm (0 mg/g) y 12 cm (2 mg/g) (Ruiz, y col.; 2005). De igual modo, la
longitud de raíz en estacas de Malpighia glabra con la aplicación de 5000 ppm de IBA
fue de 4.22cm, mientras que en el testigo se obtuvo 2.06cm. (Guerrero, y col.; 2005).
Este comportamiento, podría deberse al diferente tiempo requerido para la formación de
las raíces en las estacas, tal como es observado en aquellas diferentes concentraciones
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de IBA y que enraizaron antes que las estacas sin aplicación de IBA, presentando, por lo
tanto, mayor tamaño al finalizar el periodo de evaluación.
Al comparar el tipo de estaca, la longitud de raíz principal, fue mayor (8.792 cm) en
estacas basales sometidas a 400 ppm de IBA. En este caso, al igual que el número de
raíces, la mayor longitud de raíces en estacas basales, pudo deberse a la mayor
acumulación de carbohidratos en estas estacas, pues se considera que los carbohidratos
se acumulan en la base de las ramas, lo que conduciría a la formación temprana de
indicios de raíces en las estacas obtenidas de estas zonas y bajo la influencia de
sustancias promotoras de las yemas y hojas (Hartmann y Kester, 2001; Veierskov,
1988). Esto ha sido corroborado en Plukenetia volubilis, L, donde las estaquillas que
presentaron raíces con mayor longitud (4.24 cm) fueron las basales, aunque este valor
no se diferenció significativamente del control (3.7 cm) (Ruiz y Mesén, 2010).
La longitud de la raíz principal de estacas apicales sólo presentó aumento significativo
cuando estas fueron expuestas a 200 ppm de IBA, respecto al control (0 ppm de IBA),
mientras que en estacas basales, la longitud de raíces principales aumentó
significativamente hasta los 400 ppm de IBA, por encima de esta concentración, la
longitud de raíz, no presentó diferencia significativa respecto al control (0 ppm de IBA),
posiblemente, esto ocurrió porque estas concentraciones son las más estimulantes para
el crecimiento radicular. No obstante, existe un límite muy estrecho entre la cantidad
óptima para estimular el enraizado y la cantidad que es perjudicial, se considera que una
concentración inferior al punto tóxico es la más favorable para la formación de raíces
(Cuculiza, 1956). Sin embargo, las concentraciones excesivas pueden dar lugar a la
inhibición del desarrollo de la planta, amarillamiento de las hojas, abscisión de las
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hojas, ennegrecimiento de tallos e incluso muerte de las estacas (Cerveny y Gibson,
2005).
En cuanto a la longitud de planta, se observó que la mayor longitud (26.063 cm) se
presentó en aquellas provenientes de estacas basales sometidas a 400 ppm de IBA y la
menor longitud (21.021 cm), en estacas apicales que no fueron tratadas con IBA, lo cual
es proporcional al crecimiento encontrado en las raíces, teniendo que a mayor longitud
de raíz, el tamaño de las plantas aumento; lo que podría deberse es que las plantas al
tener mayor cantidad de raíces secundarias y mayor longitud de raíz tienen la ventaja de
absorber mayor los nutrientes y agua para el crecimiento y desarrollo de la planta
(Veierskov, 1988).
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V. CONCLUSIONES
Las estacas apicales y basales en C. moschata Duch. expuestas a 0, 200, 400 y
600 ppm de Ácido Indol Butírico enraizaron (2 raíces por estaca) en un 100%
utilizando como sustrato perlita.
La longitud de la raíz principal fue mayor en estacas basales de C. moschata
Duch. Expuestas a 200 ppm y 400 ppm de Ácido Indol Butírico.
La aplicación de Ácido Indol Butírico a una concentración de 400 ppm
promueve en estacas basales de C. moschata Duch. un mayor número de raíces
secundarias, longitud de raíz y longitud de planta.
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ANEXOS
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ANEXO 01
Tabla 3. Análisis de Varianza simple para Longitud de Raíz de C. moschata
duchesne.
Fuente Suma de
Cuadrados
Gl Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre grupos 203.254 7 29.0362 24.25 0.0000
Intra grupos
220.356 184 1.19759
Total (Corr.) 423.61 191
Tabla 4. Contraste Múltiple de Rango (Tukey) para Longitud de Raíz de C.
moschata duchesne
SEGMENTO DE ESTACA
DOSIS
IBA (ppm)
Media
SIGNIFICANCIA
Apical 0 5.43125 a
Basal 0 5.67083 A
Apical 400 5.79583 A
Basal 600 5.83125 A
Apical 600 5.89583 A
Apical 200 6.20833 Ab
Basal 200 6.98542 B
Basal 400 8.79167 C
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Tabla 5. Análisis de Varianza simple para número de raíces secundarias segmento
proximal de C. moschata duchesne.
Fuente Suma de
Cuadrados
Gl Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre grupos 589.62 7 84.2314 24.01 0.0000
Intra grupos 645.375 184 3.50747
Total (Corr.) 1234.99 191
Tabla 6. Contraste Múltiple de Rango (Tukey) para número de raíces secundarias
segmento proximal de C. moschata duchesne.
SEGMENTO DE
ESTACA
DOSIS DE
IBA (ppm)
Media
SIGNIFICANCIA
Apical 0 7.02083 a
Apical 400 9.27083 b
Apical 600 9.54167 bc
Basal 0 9.6875 bc
Basal 600 10.2083 bc
Apical 200 10.9583 C
Basal 200 10.9792 C
Basal 400 13.625 D
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Tabla 7. Análisis de Varianza simple para número de raíces secundarias segmento
distal de C. moschata duchesne.
Fuente Suma de
Cuadrados
Gl Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre grupos 353.703 7 50.529 12.31 0.0000
Intra grupos 755.542 184 4.1062
Total (Corr.) 1109.24 191
Tabla 8. Contraste Múltiple de Rango (Tukey) para número de raíces secundarias
segmento distal de C. moschata duchesne.
SEGMETNO DE ESTACA
DOSIS DE
IBA ( ppm)
Media
SIGNIFICANCIA
Apical 0 5.04167 a
Apical 400 6.20833 ab
Apical 600 6.25 ab
Apical
200 6.41667 ab
Basal 0 6.625 abc
Basal
600 7.75 bc
Basal
200 8.41667 cd
Basal 400 9.58333 d
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Tabla 9. Análisis de Varianza simple para longitud de Planta de C. moschata
duchesne.
Fuente Suma de
Cuadrados
Gl Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre grupos 486.877 7 69.5538 9.96 0.0000
Intra grupos 1285.0 184 6.98371
Total (Corr.) 1771.88 191
Tabla 10. Contraste Múltiple de Rango (Tukey) para Longitud de planta de C.
moschata duchesne.
SEGMENTO DE ESTACA
DOSIS DE
IBA (ppm)
Media
SIGNIFICANCIA
Apical 0 21.0208 a
Apical 400 21.1458 a
Apical 600 21.2708 ab
Basal 0 22.0792 ab
Basal 600 22.1458 ab
Apical 200 23.35 ab
Basal 200 23.5417 B
Basal 400 26.0625 C
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ANEXO 02
Figura 5. Plantas de Cucurbita moschata Duchesne cultivadas en sustrato perlita con
diferentes concentraciones de Ácido Indol butírico.
Figura 6. Unidades experimentales, al inicio del tratamiento
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Figura 7. Plantas apicales de Cucurbita moschata Duchesne al finalizar la exposición a
los tratamientos.
Figura 8. Plantas Basales de Cucurbita moschata Duchesne al finalizar la exposición a
los tratamientos.
0 ppm IBA
600 ppm IBA
600 ppm
IBA
400 ppm
IBA
200 ppm
IBA 0 ppm
IBA
400 ppm
IBA
200 ppm
IBA
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Figura 9. Desarrollo y Crecimiento de Raíces adventicias de Cucurbita moschata
Duchesne. Despúes de 30 días de tratamiento con AIB.
Figura 10. Medición de longitud de raíz y planta de Cucurbita moschata
Duchesne. Despúes de 30 días de tratamiento con AIB.
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Figura 11. Plantas apicales con nuevo crecimiento de Cucurbita moschata Duchesne.
Despúes de 30 días de tratamiento con AIB
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