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Anestesiologia en pequeños animales. Fvet.
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ANESTESIA VETERINARIA
Prof. Pablo OteroÁrea Anestesiología
Facultad de Ciencias VeterinariasUniversidad de Buenos Aires, Argentina.
INDICE
1. Introducción.
2. Premedicación.
3. Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial. Toma de
ñmuestras.
4. Anticolinérgicos. Sulfato de atropina, glicopirrolato.
5. Tranquilizantes mayores. Fenotiazínicos y butirofenonas.
6. Tranquilizantes menores. Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.
7. Agonistas alfa2 presinápticos. Xilacina, detomidina, medetomidina,
dexmedetomidina.
8. Hipoanalgésicos.
a) Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo, sufentanilo,
alfentanilo, remifentanilo.
b) Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas: buprenorfina,
butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona, nalorfina.
9. Aniinflamatorios no esteroides.
10. Inducción.
a) Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal, tiamilal.
1
b) Propofol
c) Etomidato, medetomidato.
d) Guafenesina (éter gliceril guayacolato).
e) Anestésicos inhalatorios.
f) Anestésicos disociativos.
g) Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio,
vencuronio.
11. Intubación endotraqueal.
a) Caninos.
b) Felinos.
c) Equinos.
d) Cerdos.
e) Rumiantes.
12. Mantenimiento.
a) Circuitos anestésicos y flujo de gases frescos.
b) Ventilación a presión positiva.
c) Manejo de los gases durante la anestesia.
d) Vaporizador dentro del circuito.
13. Recuperación y manejo del dolor postoperatorio.
14. Monitoreo del paciente.
15. Anestésicos locales. Bloqueos neuroaxiles y periféricos.
2
INTRODUCCION
La práctica anestésica ha crecido notablemente en los últimos años en
medicina veterinaria. La necesidad de garantizar el éxito por un lado y lo
complejo de la técnica quirúrgica por el otro, han promovido y garantizado este
proceso.
Los objetivos de todo acto anestésico son, evitar el dolor producido por las
diferentes maniobras quirúrgicas, relajar la musculatura para facilitarlas,
desconectar al paciente mediante diferentes grados de depresión del sistema
nervioso central (SNC) y por último estabilizar el sistema neurovegetativo.
Son muchas y muy variadas las alternativas que poseemos para anestesiar a
un individuo. Es importante que todo aquel que pretenda familiarizarse con la
técnica anestésica, maneje cada posibilidad de manera tal de brindarle a su
paciente la mejor opción. Los conceptos aquí vertidos pueden útiles también
para aquellos que inician actividades de investigación en animales.
El presente capítulo pretende explorar el abordaje anestésico en las diferentes
especies animales, haciendo especial hincapié sobre aquellas que son
habitualmente sometidas a los diversos procedimientos quirúrgicos o que
sirven como modelo de experimentación en distintos ámbitos médicos. A la
hora de desarrollar el estudio de las drogas nos abocaremos al lugar, que cada
una posee, en el protocolo anestésico de cada especie animal.
Remitimos al lector a capítulos precedentes para profundizar en la farmacología
general de cada grupo de drogas.
3
PREMEDICACION
La cuidadosa evaluación del paciente en la etapa preanestésica es de suma
importancia para la elección de las drogas que formarán parte del protocolo
anestésico. Es también en esta etapa en la que se determinan los
requerimientos para el monitoreo del paciente así como toda maniobra de
soporte previa al acto anestésico.
La base mínima de datos que ayudará a determinar el perfil sanitario del
paciente, deberá ser mayor cuanto mayor sea el compromiso clínico. Aunque
un examen físico completo es siempre el primer paso de la exploración
preanestésica, la incorporación de análisis complementarios, hemograma,
bioquímica sanguínea, uroanálisis, electrocardiograma, radiografías, etc.,
deberá ponderarse. (Tablas I y II, remitirse al archivo “tablas”). El sistema de
clasificación de la Sociedad Americana de Anestesiología (ASA) se aplica
también en medicina veterinaria. Este se basa en la presencia y gravedad de
patologías preexistentes.
Si en el examen físico, se detecta alguna anormalidad, se deberá llevar a cabo
una investigación más detallada antes de anestesiar al animal. Además del
riesgo inherente al estado del paciente, otros factores que deben considerarse
vienen determinados por las condiciones del hospital o clínica veterinaria, la
cantidad y calidad del equipo de monitorización, la técnica y experiencia de los
4
integrantes del equipo médico como así también de la duración del
procedimiento.
Todas estas observaciones se contemplan en conjunto para determinar el perfil
sanitario del paciente. Deberá existir una estrecha relación entre los hallazgos,
el riesgo anestésico y la estructura del protocolo. Por último se deberá precisar
la limitación que cada patología preexistente imponga a cada una de las
posibles alternativas.
Es fundamental también en esta etapa asegurarse de tratar el dolor en el caso
de que el proceso mórbido en curso así lo exigiera. El instaurar un tratamiento
analgésico preventivo permitirá disminuir la dosis total de anestésicos
generales, evitar que la manipulación quirúrgica precipite inestabilidad en el
paciente durante el acto quirúrgico y finalmente promover un despertar
confortable al hacer más efectivo el tratamiento del dolor en el postoperatorio1.
La premedicación tiene como principal objetivo preparar al paciente para
recibir las drogas anestésicas. Los diferentes grados de sedación y
tranquilización que aportan los diversos fármacos utilizados en esta etapa,
permiten manejar con mayor seguridad al paciente. En muchos casos éstos son
agresivos o están mal predispuestos a las maniobras que se realizan durante
esta etapa como por ejemplo la canalización venosa y la tricotomía del campo
operatorio. Evitar lesiones en el paciente y en los operarios es primordial y la
premedicación colabora con este objetivo. Debe destacarse que todas las
maniobras previas a la inducción anestésica deben realizarse con la debida
5
precaución, a fin de evitar que un estrés adicional complique el desarrollo del
acto anestésico.
Siempre que se programe la cirugía con anterioridad, se realizará un ayuno
previo de 24 horas para sólidos y 6 horas para líquidos, en pequeños animales.
En pacientes pediátricos, gerontes e insuficientes renales no se restringirá la
ingesta de líquidos. En el equino, el vaciado gástrico se realiza en 4 a 6 horas
por lo que un ayuno breve suele ser suficiente. Se recomienda quitar las
herraduras para evitar accidentes en esta especie. En pacientes poligástricos,
el ayuno será de al menos 12 a 24 y de 8 a 12 horas para sólidos y líquidos
respectivamente. Esto disminuye la fermentación y el consecuente timpanismo
ruminal, aumentando la capacidad pulmonar y mejorando la ventilación.
Se deberán elegir drogas de acción extemporánea y protocolos sencillos
cuando las instalaciones o el personal afectado a los cuidados posteriores a la
cirugía no cuenten con la infraestructura o capacidad para implementar
procedimientos poco habituales.
Las drogas empleadas durante este período son muy variadas y si bien existen
diferencias con relación a su potencia en las diferentes especies, éstas son
utilizadas indistintamente en la mayoría ellas. Es muy importante tener un
acabado conocimiento de las propiedades farmacológicas e interacciones de
cada una de las drogas utilizadas en el protocolo y fundamentalmente de las
diferencias farmacocinéticas entre especies2.
6
Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial.
Toma de muestras.
En todo paciente se deberá implementar una vía permeable a través de la cual
se proporcionará la medicación. Lo más recomendable es colocar catéteres de
teflón bien fijados como para que, de ser necesario, permanezcan durante el
período de recuperación. A continuación se detallarán las técnicas y sitios de
elección en cada especie.
Vía intravenosa: luego de la tricotomía y antisepsia de la zona a través de la
cual se accederá al vaso elegido, se introduce el catéter. El tamaño estará en
relación a la vena a utilizar y deberá ser el mayor que ésta última permita. En
pequeños animales los más utilizados son los 18G, 20G y 22G, el 24G queda
reservado para animales muy pequeños. Para grandes animales las medidas
más utilizadas van de 10G a 14G. Se recomienda hacer una pequeña incisión
en la piel para mejor el deslizamiento y evitar la ruptura del catéter. La fijación
deberá garantizar la permanencia de la vía durante el tiempo que se considere
necesario (figura 1). Existe el recurso de poner un collar isabelino y de esta
manera evitar accidentes.
En caninos y felinos las venas más accesibles son; la cefálica antebraqueal, la
yugular, y la safena externa en caninos e interna en felinos. La vena sublingual
es muy accesible en el canino y sirve para tomar muestras o infundir soluciones
parenterales durante la anestesia (figura 2). En pacientes de miembros cortos y
retorcidos la vena marginal de la oreja es una buena alternativa. En rumiantes
y equinos la vena yugular es siempre de fácil acceso. En cerdos la vena
7
marginal de la oreja (central o ventrolateral) y la vena cava craneal, son las
más utilizadas.
Cateterismo arterial: es sumamente útil tener canalizada una arteria durante la
anestesia. A partir de ésta se pueden recolectar muestras seriadas para la
determinación de gases y pH sanguíneo. Al conectar esta vía, mediante una
tubuladura heparinizada, con un manómetro anaeroide se obtiene en forma
confiable y económica el dato de presión arterial media. Es importante respetar
las normas de antisepsia y no omitir incidir la piel antes de introducir el catéter,
para mejorar la maniobra y evitar que éste se dañe. La arteria más utilizada en
caninos es la metatarsiana dorsal. La arteria sublingual es de muy fácil acceso
pero sólo útil durante la anestesia. En felinos se utiliza la arteria femoral. En
rumiantes hay varias alternativas, todas ellas bastante sencillas y libres de
complicaciones. Las más empleadas son la arteria auricular caudal, safena y la
digital común. En equinos la arteria mandibular es la más utilizada.
Se recomienda comprimir durante al menos cinco minutos al retirar el catéter
de la arteria, para garantizar una buena hemostasia.
Vía intraperitoneal: ésta ha sido relegada al uso de animales de laboratorio
exclusivamente (roedores). La maniobra se realiza con el animal en decúbito
dorsal. Se utiliza el cuadrante inferior izquierdo del abdomen. Se recomienda
un ayuno de 4 a 6 horas para reducir la posibilidad de lesionar una víscera
(figura 3).
8
Vía intramuscular: se utiliza generalmente las grandes masas musculares del
miembro posterior, los músculos sublumbares y el cuello. En grandes animales
se debe evitar las masas musculares de los cortes destinados al consumo.
Vía subcutánea: el tejido celular subcutáneo que se ubica a la altura de la
parrilla costal es lo suficientemente laxo como para albergar distintas
preparaciones. Los compuestos irritantes pueden provocar severas reacciones
inflamatorias.
ANTICOLINERGICOS
Sulfato de atropina, glicopirrolato.
Las drogas anticolinérgicas poseen, al igual que en el ser humano, un rol
preponderante en el protocolo anestésico. Es importante destacar que ningún
fármaco se incorpora en forma rutinaria al esquema terapéutico. Se deberá
siempre ponderar la eventual utilidad del mismo y los parasimpaticolíticos no
constituyen una excepción. La atropina evita la aparición de reflejos de origen
vasovagal, reduce las secreciones en boca, faringe y tracto respiratorio,
promueve bronco dilatación y evita algunas de las manifestaciones
cardiovasculares de las otras drogas con las que comparte el protocolo
anestésico. La atropina es efectiva tanto por vía intramuscular (IM) como
endovenosa (EV). Administrada por esta última vía, suele promover tanto
taquicardias como bradicardias de origen sinusal. Las primeras pueden
9
disminuir el umbral para la aparición de arritmias ventriculares, sobre todo en
pacientes hipoxémicos. Las bradicardias en cambio, producto de la
estimulación bulbar de los núcleos vagales, pueden llegar al bloqueo AV de 1er y
hasta 2do grado. En caso de ser necesaria la administración intravenosa, se
recomienda hacerlo en forma lenta y diluida. La duración del efecto es de 60 a
90 minutos. Es importante considerar la reatropinización del paciente en caso
de que el efecto del fármaco expire durante el procedimiento anestésico o
mientras persista la actividad vagal de las otras drogas empleadas.
La atropina es rápidamente metabolizada en el gato merced a la presencia de
abundantes estearasas hepáticas. En caninos es depurada del plasma y
eliminada principalmente por orina. En estas especies la dosis recomendada
oscila entre 0.02 a 0.04 mg/kg. La utilidad de la atropina en equinos es dudosa
y la presentación de cólicos promovidos por la disminución de la motilidad
intestinal, suele ser la razón de su exclusión del protocolo. En los rumiantes los
anticolinérgicos no reducen la copiosa producción de saliva sino que aumenta
su viscosidad, dificultando la eliminación. La mejor opción para evitar la
acumulación de saliva en la faringe y una eventual aspiración, es posicionar a
la cabeza para que por gravedad la secreción fluya al exterior. En los pequeños
rumiantes (oveja y cabra) la atropina es poco potente y se utiliza a 0.7 mg/kg.
En cerdos se administra a razón de 0.04 mg/kg.
El glicopirrolato es un amonio cuaternario sintético con actividad anticolinérgica
periférica, con una duración mayor a la atropina. No atraviesa la barrera
hematoencefálica ni la placenta. Por esta razón carece de los efectos centrales
10
de la atropina y no tiene efectos sobre los fetos. En el canino y felino en dosis
de 0.005 a 0.01 mg/kg, inhibe los efectos vagales por 2 a 4 horas, mientras
que el efecto antisialagogo persiste hasta 7 horas luego de su administración.
En equinos y cerdos la dosis es 0.003 a 0.006 mg/kg.
La atropina es uno de los fármacos utilizados en el tratamiento de las
emergencias anestésicas. Deberá estar siempre en el maletín de urgencias,
próximo al paciente, independientemente de la envergadura de las maniobras
propuestas.
TRANQUILIZANTES MAYORES
Fenotiazínicos y butirofenonas.
Los tranquilizantes mayores son componentes habituales de los protocolos
anestésicos tanto en pequeños como en grandes animales. El potente efecto
antiemético de estos antagonistas dopaminérgicos centrales, es el responsable
de que el vómito sea una complicación poco habitual en el postoperatorio de
pacientes que recibieron alguno de estos fármacos en la premedicación. No
obstante sus efectos hemodinámicos, la disminución del umbral convulsivo y la
capacidad de promover efectos colaterales de diversa magnitud, exige
ponderar minuciosamente su incorporación al “coctel” anestésico.
Tanto los derivados fenotiazínicos como las butirofenonas tienen buena
biodisponibilidad sistémica luego de su administración por diferentes vías. La
11
administración oral sin embargo produce un efecto errático, de instauración
lenta. El período de latencia para las vías parenterales, no EV, oscila alrededor
de los 10 minutos. El metabolismo es similar en las diferentes especies, en
todas ellas la droga es depurada por metabolismo hepático. El período de
acción se extiende entre 4 y 8 horas. En pacientes gerontes o con hepatopatías
severas (shunt portocava), el tiempo de residencia del principio activo en el
organismo y por tanto sus efectos podrían extenderse hasta 24 horas.
Los tranquilizantes mayores son hipotermizantes. Este efecto es promovido por
la depresión del centro termorregulador hipotalámico, por la reducción de la
actividad muscular y por la vasodilatación periférica. Esta última es producto
del bloqueo reversible de los receptores α1 adrenérgicos. La hipotensión
resultante es el efecto colateral más habitual de estas drogas. En caso de
presentarse, ésta deberá tratarse con premura a fin de evitar un déficit de
bomba agudo. El tratamiento consiste en expandir el volumen plasmático a
expensas de soluciones electrolíticas en grandes volúmenes (100 ml/kg). La
incorporación de solución fisiológica hipertónica al 7% a razón de 3 a 5 ml/kg
suele ser un paliativo de gran utilidad, aunque de corta duración. En caso de
ser necesaria la incorporación de agonistas α1 adrenérgicos, la efedrina,
fenilefrina o la noradrenalina están indicadas por generar un antagonismo
farmacológico competitivo con el tranquilizante mayor, a nivel periférico. La
adrenalina está contraindicada por que puede agravar la hipotensión merced a
la estimulación de los receptores β2.
12
Dentro de los derivados fenotiazínicos se encuentran la promazina,
clorpromacina, propionilpromacina, metotrimepracina, etc. El maleato de
acepromacina es el más utilizado en medicina veterinaria (tabla III, remitirse al
archivo “tablas”). A la dosis de 0.05 a 0.1 mg/kg hasta un máximo de 3 mg
totales IM o EV, en caninos y felinos, promueve una respuesta caracterizada por
indiferencia al medio, tendencia al decúbito, protrución de la membrana
nictitante del ojo, así como también la potenciación de las drogas inductoras y
anestésicas, mejorando la entrada y la salida de la anestesia (figura 4). En
combinación con otras drogas como por ejemplo los hipnoanalgésicos tanto
agonistas puros como agonistas antagonistas (neuroleptoanalgesia),
promueven una respuesta caracterizada por sedación, generalmente profunda
y predecible. Si bien los tranquilizantes carecen de efectos analgésicos,
potencian a los opiáceos en este aspecto. Estas combinaciones tienen una
amplia gama de indicaciones, fundamentalmente en pacientes doloridos,
excitables y agresivos.
En equinos, los derivados fenotiazínicos se utilizan generalmente por vía EV a la
dosis de 0.02 a 0.05 mg/kg. La inyección intracarotidea accidental se acompaña
de severos síntomas de descompensación. Luego de un período de latencia de
aproximadamente 10 minutos el animal adopta una postura característica.
Aumenta la base de sustentación, rara vez se echa, protruye el tercer párpado,
manifiesta ptosis labial y la exteriorización del pene. La acepromacina así como
otros derivados fenotiazínicos promueven en los sementales el prolapso
pasajero o permanente del pene (efecto potencialmente reversible mediante la
13
administración de benzotropina, 0.02 mg/kg EV). La hipotensión es menos
frecuente en esta especie como efecto colateral y suele presentarse con mayor
frecuencia en pacientes excitables.
En rumiantes, los derivados fenotiazínicos, promueven tranquilización y
potencian a las drogas anestésicas. Los terneros reciben dosis similares a los
equinos mientras que los ovinos y caprinos necesitan dosis mayores, 0.05 a 0.1
mg/kg EV. La acepromacina reduce en el cerdo la severidad de la hipertermia
maligna en pacientes expuestos al halotano3.
La metotrimeprazina (levomepromacina), es un derivado fenotiazínico con
algunas ventajas sobre la acepromacina. En primer lugar su efecto tiene una
duración máxima de 2 horas. La actividad antiemética es aceptable, así como
su acción antihistamínica. Además presenta una escasa actividad
antiadrenérgica y posee un moderado efecto analgésico. El autor la ha utilizado
con éxito en caninos a 2-2.5 mg/kg en combinación con hipnoanalgésicos en
pacientes con riego elevado, fundamentalmente por sus escasos efectos
simpaticolíticos periféricos. Es de destacar que los eventuales efectos adversos
del fármaco se concentran, a diferencia de las de mayor duración, dentro del
período anestésico, complicando poco la recuperación del paciente.
Las butirofenonas, como el droperidol y la azaperona, a diferencia de los
derivados fenotiazínicos, no disminuyen el umbral para las convulsiones. La
azaperona es ampliamente utilizada en el ganado porcino (4 mg/kg IM). En
éstos, además de promover tranquilización evitan el canibalismo.
14
El droperidol se utiliza en pequeños animales en combinación con fentanilo
(Innovan®), a razón de 0.25 mg/kg de peso por vía EV. La dosis recomendada
para el droperidol en caninos es, 0.6 mg/kg EV y 1.5 mg/kg IM.
Los tranquilizantes mayores están contraindicados en pacientes muy
debilitados, con un severo compromiso del estado general, ASA IV-V.
El haloperidol como representante de las butirofenonas es utilizado con éxito
en caninos como antiemético a 0.1 mg/kg IM. Las principales ventajas de esta
alternativa son la predecible eficacia terapéutica y la escasa sedación e
hipotensión. Finalmente esta opción es también útil en aquellos pacientes en
los que los antiemético proquinéticos, como la metoclopramida, estén
contraindicados.
TRANQUILIZANTES MENORES
Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.
Los tranquilizantes menores tienen una función acotada en la premedicación
anestésica de los animales domésticos. Son poco evidentes los cambios del
sensorio, cuando se los compara con los tranquilizantes mayores. Sus
principales efectos son la relajación muscular, producto de la reducción de la
actividad polisináptica medular, y la acción anticonvulsivante. La sedación es
más evidente en pacientes con compromiso del estado general, pediátricos y
gerontes.
15
La principal indicación para las benzodiazepinas, es actuar como drogas
coadyuvantes en el protocolo anestésico, potenciando a los fármacos en
pacientes con riesgo elevado y reduciendo efectos adversos, como las
alteraciones del músculo esquelético y el sensorio que acompaña a la
administración de anestésicos disociativos, hipnoanalgésicos e inductores
(barbitúricos, propofol, etomidato).
El diazepam está indicado en la premedicación de pacientes epilépticos o en
aquellos en los que se realizará un mielograma. Por vía EV, si se administra con
rapidez, puede provocar una serie de trastornos hemodinámicos. Esto es
responsabilidad del vehículo, generalmente propilenglicol, y es más frecuente
en felinos y pacientes de escasa talla. Por su efecto relajante muscular central,
está indicado para disminuir el hipertono muscular promovido por los
anestésicos disociativos (ketamina, tiletamina). Su efecto potenciador sobre los
depresores no selectivos del SNC, permite reducir sustancialmente la dosis
total de éstos durante la inducción anestésica. En gatos las benzodiazepinas
tienen una acción orexígena. El diazepam tiene una absorción errática luego de
la administración IM. Por esta vía el efecto es poco predecible. La
biodisponibilidad oral es paupérrima, en caninos apenas alcanza el 3%. La vía
de elección es la EV. La dosis tanto en pequeños animales como en equinos es
de 0.1 a 0.5 mg/kg, EV. En rumiantes y cerdos se utiliza de 0.5 a 1 mg/kg
generalmente por vía IM. La vía intrarrectal es una excelente alternativa por su
buena biodisponibilidad sistémica. El diazepam se elimina por orina y heces
luego de metabolizarse en hígado. Su duración es de 1 a 4 horas.
16
El midazolam es un compuesto hidrosoluble, poco irritante luego de la
administración IM. Si bien se describen efectos hipnóticos en el ser humano,
estos son poco evidentes en los animales domésticos. Al igual que el diazepam,
está indicado para potenciar a las drogas inductoras y para contrarrestar el
hipertono muscular de la ketamina. Su rápida y predecible biodisponibilidad
luego de la administración IM, lo hace óptimo para la inmovilización de
pacientes indóciles o agresivos, en combinación con la ketamina. En gatos
luego de una dosis de entre 2 a 5 mg/kg de ketamina más 0,2 mg/kg de
midazolam IM, los efectos se hacen evidentes en 2 a 3 minutos. El midazolam
es rápidamente depurado del organismo por metabolismo hepático. Su
duración promedio es de 2 horas.
Tanto el midazolam como el diazepam pueden inducir cambios en la conducta
(excitación paradójica) que generalmente se expresan con aullidos y ansiedad.
En caninos es frecuente observar una exagerada respuesta de olfación continua
(hiperosmia).
1 Shafforrd HL, Lascelles BDX, Hellyer, PW: Preemptive analgesia: managing
pain before it bigins. Vet Med 2001; 96:478-80
2 Baggot JD. Principles of drug disposition in domestic animals. Saunders,
Philadelphia 1977, pp 30-45
3 McGrath CJ, Rempel WE, Addis PB, Crimi AJ. Acepromazine and droperidol
inhibition of halothane-induced malignant hyperthermia (porcine stress
syndrome) in swine. Am J Vet Res 1981;42:195-198
17
AGONISTAS ALFA 2 PRESINAPTICOS
Xilacina, detomidina, medetomidina, romefidina, dexmedetomidina.
Los agonistas α2 presinápticos se caracterizan por sus efectos sedante,
relajante muscular y analgésico. Son muy amplias las indicaciones de este
grupo de drogas en la práctica veterinaria. La gran potencia de estos fármacos
por un lado y lo predecible de su efecto sedante, los convierte en una opción
para la inmovilización química en la mayoría de las especies.
Los efectos son similares para los diferentes compuestos. Xilacina, detomidina,
medetomidina, dexmedetomidina y romefidina, poseen una selectividad
diferencial sobre el receptor adrenérgico que se ve reflejada fundamentalmente
en la potencia.
La administración de estos compuestos se acompaña de una leve hipertensión
inicial, producto de la estimulación pasajera de los receptores adrenérgicos
periféricos α1 y α2, seguida por una moderada hipotensión. El volumen minuto
cardíaco puede disminuir de un 30 a un 50%, como consecuencia de la
marcada bradicardia y de la reducción de la actividad adrenérgica central que
promueven estos fármacos. Los componentes de este grupo tienen la
capacidad de inducir diferentes tipos de arritmias. La disminución de hasta un
50% de la frecuencia cardíaca y la presencia de bloqueos aurículo ventriculares
de 1er y 2do grado son las más habituales. La atropina inhibe este efecto. Por
18
esta razón se debe evaluar siempre la necesidad de incorporarla al protocolo
cuando la disminución de la frecuencia cardíaca deba ser evitada.
A pesar de la disminución de la frecuencia respiratoria que promueven estas
drogas, la ventilación alveolar es mantenida merced a un aumento del volumen
corriente. Esto permite a pacientes sanos mantener su equilibrio ácido-base, así
como también las presiones de los gases sanguíneos dentro de parámetros
normales. No obstante, la administración concomitante de otras drogas como
tranquilizantes, opioides, anestésicos inyectables e inhalatorios, puede
promover severas depresiones respiratorias. En estos casos se sugiere
disminuir la dosis de los actores de la interacción sinérgica y suministrar
oxígeno, a fin de atenuar los efectos de una eventual hipoxemia.
El efecto analgésico se expresa fundamentalmente a nivel visceral. Estas
drogas si bien no aportan por sí solas la analgesia suficiente para encarar un
abordaje quirúrgico celomático, se constituyen en excelentes coadyuvantes del
protocolo analgésico.
La corta duración del efecto analgésico, 15 a 30 y 30 a 40 minutos, para la
xilacina y sus congéneres respectivamente, limita su uso en anestesias
prolongadas. Los efectos sedantes4, relajantes musculares y depresores sobre
el aparato cardiovascular en cambio perduran de 2 a 4 horas luego de la
administración. No se recomienda repetir, para evitar la acumulación del
fármaco.4 England GGW, Clarke KW, Goossens L: A comparison of the sedative effects of
tree alfa2-adrenoreceptor agonists (romifidine, detomidine and xilazine) in the
horse. J Vet Pharm Ther 1992; 15:194-201
19
Otro efecto que acompaña a la administración de los agonistas α2 adrenérgicos,
es un aumento de la glucemia, producto de la estimulación de los
adrenoreceptores pancreáticos. La xilacina actúa como emético en caninos y
felinos. En los últimos cuando la droga se administra por vía IM, en pacientes no
ayunados, tiene una alta incidencia.
Es frecuente la presencia de temblores musculares (mioclonos) bajo la acción
de estos compuestos.
Las dosis para las diferentes especies se muestran en la tabla IV, remitirse al
archivo “tablas”.
Destaca la potencia de estas drogas en rumiantes. Una dosis de tan solo una
décima parte de la utilizada en otras especies, 0,05 mg/kg, promueve una
sedación profunda (figura 5). En el otro extremo de la curva se encuentran los
porcinos que se expresan como tolerantes con dosis promedios de hasta 4
mg/kg.
En poligástricos los agonistas α2 adrenérgicos disminuyen la motilidad de los
preestómagos y estimulan la contracción uterina (efecto semejante a la
oxitocina) pudiendo desencadenar un parto prematuro.
El autor utiliza tanto en caninos como en felinos la xilacina en infusión continua
como parte del protocolo anestésico, para prolongar el efecto analgésico, tanto
en anestesias gaseosas como fijas. El esquema utilizado es el siguiente; se
calcula la dosis a administrar (0.5 a 1 mg/kg), ésta se diluye en solución salina
isotónica, aproximadamente 20 ml/kg. El 25% del contenido del envase se
administra, en un período de 15 minutos, previa inducción anestésica. El 75%
20
restante se prorratea en el tiempo que suponemos durará la intervención. De
esta manera se puede prolongar el efecto analgésico, potenciar a los otros
componentes del protocolo y disminuir el impacto de un ingreso masivo de la
droga al organismo. La velocidad de infusión se titula en función de las
necesidades del paciente. Esta es una buena alternativa cuando no se dispone
de hipnoanalgésicos agonistas puros o como complemento analgésico del
protocolo.
Los agonistas α2 presinápticos deben ser utilizadas con suma precaución en
pacientes debilitados por patologías subyacentes. Están contraindicados en
individuos con trastornos de la contractilidad del músculo cardíaco,
fundamentalmente en aquellos en los que el volumen minuto dependa de la
frecuencia cardíaca, como por ejemplo pacientes con miocardiopatías y
neonatos.
La xilacina y sus congéneres pueden ser revertidos por antagonistas α2
presinápticos como la yohimbina y el atipamizol. Es prudente contar con el
antídoto siempre que se utilice una droga que lo posea, como en este caso. Se
debe tener en cuenta que todos los efectos son antagonizados aún la analgesia.
Los antagonistas α2 presinápticos se administran generalmente por vía EV. El
período de latencia es de 2 a 4 minutos. (Dosis en tabla IV, remitirse al archivo
“tablas”).
HIPNOANALGESICOS
21
Los componentes de este grupo de drogas tienen un lugar más que destacado
en la práctica anestésica. Es difícil planear un protocolo y excluirlos con una
buena razón. La universalidad de la respuesta analgésica en las diferentes
especies, la sustancial potenciación sobre los depresores no selectivos del SNC
y las contadas situaciones en las que se encuentran contraindicados son
algunas de las justificaciones para esta aseveración. Como se ha explicado en
capítulos anteriores estos compuestos se diferencian según la afinidad y
actividad intrínseca que posean sobre los distintos receptores opiáceos. La
potencia y eficacia es, en la mayoría de las especies, similar a las descriptas
para los seres humanos. A continuación se exponen los usos más frecuentes en
la práctica anestésica de las diferentes especies.
Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo,
sufentanilo, alfentanilo y remifentanilo.
Son numerosas las evidencias que sostienen la eficacia clínica de los opiáceos
en las diferentes especies animales.
La morfina es ampliamente utilizada para tratar el dolor perioperatorio. En los
animales al igual que en los humanos, la vía EV puede acompañarse de
reacciones adversas debidas a la liberación de histamina. Por esta razón las
vías más indicadas son la IM y SC, aunque por vía EV, en forma lenta y diluida
es también utilizada. El período de latencia es para las distintas especies
22
prolongado, hasta 30 minutos, debido su escasa liposolubilidad. Si bien a las
dosis terapéuticas (tabla V, remitirse al archivo “tablas”), no suele causar
efectos adversos, la morfina al igual que sus congéneres, en altas dosis es
potencialmente tóxica. Los principales sistemas afectados son el cardiovascular
y respiratorio. La administración concomitante de atropina, disminuye el
impacto de la droga sobre la frecuencia cardíaca. La rigidez de los músculos
esqueléticos también puede observarse, pero solo a dosis muy altas. El vómito
es un efecto adverso de relativa ocurrencia en caninos. La falta de ayuno
favorece su presentación. En general estos animales suelen defecar como
consecuencia de la acción de la droga sobre el tubo gastrointestinal. Si bien en
felinos el vómito es factible, la tolerancia del centro nervioso bulbar a la droga,
lo hace muy infrecuente. Las otras especies, rumiantes, equinos y porcinos, son
refractarios a la acción emética de los hipnoanalgésicos.
La morfina promueve miosis en caninos, cerdos, monos y seres humanos. En
felinos y equinos sin embargo produce, en altas dosis, midriasis y excitación.
Estas manifestaciones se relacionan con un aumento de la actividad
catecolaminérgica central y es reducida cuando se combina con antagonistas
dopaminérgicos (acepromacina), y agonistas α2 presinápticos (xilacina,
demetomidina). Esta última opción se demuestra efectiva sobre todo para
tratar el dolor visceral en el equino, ya que los agonistas puros solos tienen
poca eficacia analgésica en esta especie. La sudoración se observa con
frecuencia en equinos luego de la administración de morfina. En gatos la
23
morfina a 0.1 mg/kg SC, no produce excitación, y la analgesia dura al menos 4
horas.
Debido a su escasa liposolubilidad, la morfina atraviesa la barrera
hematoencefálica con lentitud. Por esta razón se hace más difícil titularla como
complemento analgésico en anestesias balanceadas.
La morfina aumenta la liberación de hormona antidiurética, esto puede
restringir severamente la producción de orina. Por esta razón esta
contraindicada en pacientes urémicos.
La meperidina5 y la oximorfona son análogos de la morfina con menores efectos
depresores sobre el aparato cardiovascular y respiratorio. La meperidina es una
buena alternativa en el gato, ya que aporta un alto grado de analgesia. En esta
especie aunque no produce un manifiesto efecto sedante, mejora
sustancialmente el manejo del paciente, al tornarlo más dócil. Posee a dosis
terapéuticas, una duración aproximada de 2 horas.
La oximorfona es muy utilizada en los EEUU en la premedicación anestésica de
perros y gatos. La combinación con tranquilizantes mayores una vez más,
mejora la calidad de la sedación así como analgesia.
El fentanilo es principalmente utilizado por vía EV. El rápido equilibrio, que
merced a su alta liposolubilidad, se establece entre las concentraciones
plasmáticas y cerebrales permite la utilización de estos compuestos, durante el
mantenimiento de la anestesia balanceada. Su potente acción analgésica, 5 Lascelles BDX, Cripps PJ, Jones A, Waterman AE: Post-operative central
hypersensitivity and pain: the pre-empive value of pethidine for
ovariohysterectomy. Pain 1997; 73:461-71
24
permite reducir drásticamente la incorporación de depresores no selectivos del
SNC, eliminando la principal fuente de accidentes anestésicos intraoperatorios.
La combinación con tranquilizantes mayores y menores, así como con
agonistas α2 adrenérgicos (neuroleptoanalgesia), favorece la acción sedante y
potencia la analgesia. A dosis analgésicas (ver tabla V, remitirse al archivo
“tablas”), estos compuestos carecen de efectos adversos severos. Sin embargo,
en altas dosis o sinergizados con otros fármacos, se convierten en potentes
depresores. La estabilidad hemodinámica es una constante en las anestesias
que utilizan fentanilo6, sufentanilo, alfentanilo o remifentanilo. Aunque la
frecuencia cardíaca disminuye, con el agregado de estos compuestos, la poca
afectación sobre la contractilidad miocárdica y la resistencia periférica,
permiten mantener un adecuado volumen minuto. La presión arterial se
mantiene elevada (su administración no se acompaña de liberación de
histamina), garantizando una óptima perfusión tisular7. Como la duración de
sus efectos es relativamente corta, entre 10 y 30 minutos, la infusión continua
se presenta como una excelente alternativa. Lo más recomendable es realizar
una dosis de carga, seguida por una infusión titulada para mantener
6 Otero P, Jacomet L, Pisera D, Rebuelto M, Hallu R: Efectos cardio-respiratorios
del fentanilo en caninos anestesiados con halotano. Arch. Med. Vet 2000;
32:185-92
7 De Hert SG: Study on the effects of six intravenous anesthetic agents on
regional ventricular function in dogs (thiopental, etomidate, propofol, fentanyl,
sufentanil, alfentanil). Acta Anaesthesiol Belg 1991; 42 :3-49
25
concentraciones analgésicas estables durante el procedimiento. En caninos una
dosis inicial de fentanilo de 2 a 5 μg/kg, seguida de una infusión de 5 a 10
μg/kg/hr, reduce la concentración alveolar deseada (CAD) de los anestésicos
inhalatorios en un 20 a 30%. Tanto solo como combinado con neurolépticos el
fentanilo produce jadeo en la mayoría de los caninos. El autor utiliza el
sufentanilo a razón de 0,5 a 1 μg/kg/hr. La infusión se comienza 15 minutos
antes de la inducción e intubación endotraqueal. Así los requerimientos
anestésicos disminuyen de 3.5 % a 2 ± 0.2 % para el sevoflurano y de 1.7 vol%
a 1.1 ± 0.2 % para el isoflurano (datos aún no publicados). Es de destacar la
necesidad de incorporar relajantes musculares cuando se utilizan
concentraciones bajas de gases anestésicos, para mejorar el acceso al campo
operatorio. El alfentanilo, por sus características químicas (pK 6.8), se
encuentra poco ionizado en plasma. Esto lo hace ideal para la infusión continua
ya que su latencia es sumamente breve, alrededor de 1 minuto. Se administra
de 1.5 a 3 μg/kg/min, según las necesidades del caso. En procedimientos
prolongados los requerimientos de estas drogas van disminuyendo conforme el
tiempo quirúrgico aumenta, debido a la acumulación del compuesto utilizado.
La duración promedio de una cirugía de rutina en nuestro medio se encuentra
entre 40 y 90 minutos. En estos lapsos no suele observarse acumulación. Se
destaca la necesidad de monitorear estrechamente a todo paciente en el
postoperatorio inmediato. Se recuerda que existen antagonistas como
naloxona, nalbufina, etc., que pueden acortar una eventual y prolongada
recuperación postanestésica mediada por hipnoanalgésicos8. El remifentanilo
26
es la excepción a esta regla ya que su tiempo de residencia en plasma es
producto de la hidrólisis enzimática y no de la redistribución a compartimentos
periféricos.
Al igual que la morfina y por el mismo mecanismo, el fentanilo puede provocar
excitación en felinos y equinos. En gatos 5 µg/kg EV, aportan analgesia en
protocolos tanto con anestésicos inyectables como inhalatorios. En equinos el
fentanilo es poco efectivo como analgésico para tratar el dolor visceral. Sin
embargo en combinación con detomidina o xilacina se expresa una sinergia
altamente eficaz, para el tratamiento de este tipo de dolor.
La atropina o el glicopirrolato evitan la intensa bradicardia que acompaña a la
administración de estos fármacos.
Los agonistas puros se eliminan, en las diferentes especies, por metabolismo
hepático, mediante reacciones de primera y segunda fase. La tasa de
eliminación es similar a la del ser humano, al igual que la duración de los
efectos. El remifentanilo, como se mencionó antes, sufre además de
metabolismo hepático, hidrólisis por estearasas plasmáticas.
La administración epidural de estos fármacos se discutirá más adelante.
Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas:
Buprenorfina, butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona
y nalorfina.
8 Dyson DH, Doherty T, Anderson GI, McDonell WN: Reversal of oxymorphone
sedation by naloxone, nalmefene, and butorphanol. Vet Surg 1990; 19:398-403
27
La eficacia en el tratamiento del dolor de origen visceral, los escasos efectos
colaterales y la accesibilidad que la legislación dispone para este grupo de
drogas en la mayoría de los países, ha contribuido a incorporarlas con relativa
frecuencia en protocolos anestésicos tanto en grandes como en pequeños
animales (tabla V, remitirse al archivo “tablas”).
El efecto analgésico está limitado por la actividad intrínseca de cada
compuesto sobre el receptor µ (efecto cielo). Para los agonistas parciales como
la buprenorfina y el butorfanol, la analgesia es significativamente mayor que
para los antagonistas del mencionado receptor como la nalbufina y la
pentazocina. La capacidad de inducir respuesta analgésica a través de los
receptores k, sin embargo, afianza la eficacia de todos estos fármacos.
El rol más apropiado para este grupo de drogas es, seguramente, el
tratamiento del dolor en el postoperatorio. Estos suelen ser lo suficientemente
eficaces para garantizar una recuperación confortable, sin dolor y con una
marcada tendencia al sueño. En la premedicación los agonistas parciales,
buprenorfina y butorfanol, aportan una profunda sedación, que se incrementa
en combinación con drogas tranquilizantes. El aporte analgésico sólo permite
una moderada disminución de la concentración alveolar de los gases
anestésicos necesaria para evitar las respuestas autonómicas a los estímulos
quirúrgicos9. Su incorporación en el período transoperatorio limita el uso
concomitante de agonistas puros, por sus efectos antagónicos.9 Otero P, Guerrero J, Bonafine R, Portela D, Hallu R: Evaluación clínica del
butorfanol en caninos. Su uso como analgésico en la premedicación anestésica.
Selecciones Veterinarias 2000; 8:331-5
28
La buprenorfina es la más potente del grupo. En combinación con los gases
inhalatorios, genera un plano anestésico adecuado para el abordaje quirúrgico
de tejidos blandos. El período de latencia es prolongado, hasta 40 minutos, y
su acción perdura por 8 a 12 horas. Su administración suele acompañarse de
bradicardia. Si bien la depresión respiratoria es sumamente infrecuente a las
dosis recomendadas, en dosis altas puede ocurrir. La gran afinidad por el
receptor µ complica la reversión por medio de antagonistas farmacológicos. Por
esta razón se recomienda el uso de analépticos, en este caso el doxapram a
razón de 0.5 mg/kg EV.
El butorfanol aporta una excelente analgesia. Se caracteriza además por su
efecto sedante y antitusivo. En la premedicación, cuando se lo combina con
acepromacina, promueve en la mayoría de los caninos una sedación de
moderada a profunda (tabla VI, remitirse al archivo “tablas”). Es una buena
opción cuando se utilizan gases anestésicos. En felinos al igual que en caninos
aporta un excelente grado de analgesia visceral. En gatos su utilización
concomitante con anestésicos disociativos y tranquilizantes menores permite el
abordaje quirúrgico del abdomen. En equinos con dolor abdominal es utilizado
como analgésico. Sus efectos se extienden por 2 a 4 horas. Puede promover
una marcada tendencia al sueño durante el período de recuperación
anestésica. Si bien no promueve el vómito, los pacientes pueden defecarce
luego de la administración. El tránsito intestinal, sin embargo, tarda en
regularizarse como consecuencia de su acción constipante.
29
La nalbufina aporta un efecto analgésico limitado a la interacción con los
receptores k. Su acción sedante aún en combinación con drogas tranquilizantes
es de leve a moderada. La inyección IM es irritante. En pacientes con dolor la
vía EV suele restringirse para evitar que una brusca biodisponibilidad central,
compita con los agonistas endógenos de los receptores µ. En éstos casos la vía
sugerida es la subcutánea.
La pentazocina ha demostrado ser un buen analgésico en la mayoría de las
especies animales. Sus efectos sobre el aparato cardiovascular son ínfimos y la
depresión respiratoria es infrecuente. En caninos y felinos, cuando se la utiliza
en el tratamiento de dolor por vía IM es bien tolerada. La sedación es moderada
y puede haber signos de incoordinación. En equinos una dosis IV remite el dolor
por cólicos por 15 a 30 minutos.
Tanto los agonistas parciales (buprenorfina, butorfanol) como los agonistas-
antagonistas (nalbufina, pentazocina) pueden utilizarse para revertir los efectos
µ de los agonistas puros como la morfina, el fentanilo y otros. La principal
ventaja, es que se puede mantener un cierto grado de analgesia, mediada por
los receptores k. La prolongada duración de estos compuestos otorga una
ventaja adicional sobre los antagonistas puros como la naloxona, ya que se
hace más improbable la renarcotización. La duración de la naloxona varía entre
15 y 45 minutos y es posible repetir en caso de ser necesario. La nalorfina en
cambio tiene un período de duración de 1,5 a 3 horas, pero no aporta analgesia
en la recuperación.
30
El tramadol es un compuesto con propiedades analgésicas. Su uso en medicina
veterinaria es limitado. En caninos y felinos se utiliza para el tratamiento del
dolor postoperatorio con éxito. La presentación oral en gotas, facilita la
posología en animales de escasa talla. El tratamiento puede complicarse con
vómitos y otros trastornos gastrointestinales luego de las primeras 24 a 48
horas.
ANTIINFLAMATORIOS NO ESTEROIDES
Los antiinflamatorios no esteroides (AINEs) han sido tradicionalmente utilizados
para el tratamiento de dolor postoperatorio. Su capacidad para reducir la
concentración tisular de autacóides contribuye a evitar tanto la sensibilización
de los receptores periféricos como la sensibilización central al dolor, al
disminuir la activación antidrómica de las fibras nerviosas y la consecuente
liberación de sustancias algésicas en el asta dorsal de la médula espinal. La
principal desventaja de sumar estos compuestos al protocolo anestésico
durante la premedicación es exponer al riñón a un potencial daño, si ocurriera
una hipotensión intraoperatoria. La mayoría de trabajos sugieren, al discutir
sobre este punto, que los efectos secundarios están más asociados al desarrollo
del evento quirúrgico que al uso de los AINEs, sobretodo por que el resto de las
drogas utilizadas pueden también traer aparejados, como efecto colateral a la
hipotensión, trastornos renales de igual magnitud.
31
Es sabido que los AINEs disminuyen la síntesis de prostaglandinas y que éstas
juegan un rol preponderante en la autorregulación del flujo renal. Ante la
disminución de estos prostanoides la capacidad del riñón para evitar la
hipoperfusión y consecuente hipoxia es menor10. Se debe tener en cuenta que
los desequilibrios hemodinámicos pueden ser evitados conservando un correcto
balance hídrico en el paciente. Los AINEs también disminuyen la agregación
plaquetaria y pueden aumentar el sangrado perioperatorio. Por esta razón no
se deben utilizar en pacientes con trastornos de la coagulación. Los trastornos
gastrointestinales (gastritis, úlceras y sangrado) son poco frecuentes en
tratamientos de corta duración. Los AINEs más utilizados en el tratamiento del
dolor perioperatorio son; megluminato de flunixín, ketoprofeno, meloxicam y
carprofeno (tabla VII, remitirse al archivo “tablas”). Además de los efectos
antiinflamatorios, antipiréticos y analgésicos el flunixin tiene probados efectos
antitóxicos. A sólo un ¼ de la dosis terapéutica se ha demostrado efectivo para
contrarrestar el efecto de endotoxinas bacterianas en caninos, equinos y
terneros. Por la alta incidencia de efectos colaterales su uso está
contraindicado en felinos y se restringe al tratamiento del dolor agudo por un
corto tiempo en las demás especies.
El ketoprofeno es un potente inhibidor no selectivo de las isoenzimas COX1 y
COX2 con un excelente efecto analgésico, antiinflamatorio y antipirético.
Numerosos reportes implican al ketoprofeno en un mecanismo analgésico a
nivel del sistema nervioso central, el cual potenciaría su eficacia en el 10 Murray DM, Brater CD: Renal toxicity of the nonsteroidal anti-inflamatory
drugs. Annual Rev. Pharmacology Toxicology 1993; 32:435-65
32
tratamiento del dolor11. Este compuesto presenta la característica estructural
de poseer un carbono asimétrico, lo cual le permite existir bajo la forma de dos
enantiómeros R y S. Dichos isómeros presentan una característica metabólica
interesante, conocida como mecanismo de inversión quiral. Este proceso
permite la transformación selectiva y unidireccional del enantiómero R
(inactivo) a S (activo), siendo el canino una de las especies que mejor realiza
este proceso. Es también utilizado en equinos, terneros y gatos.
El carprofeno es un potente analgésico y antiinflamatorio con escasa actividad
sobre las isoenzimas COX. Esto se refleja en una menor toxicidad asociada a la
anestesia general. Recientes reportes sostienen que su uso en el período
preoperatorio, tiene una mayor efectividad que en el postoperatorio. Se emplea
en la mayoría de las especies animales.
El meloxicam es un inhibidor selectivo de la COX2. Esto se ve reflejado en una
menor presentación de efectos adversos en tratamientos prolongados. Estudios
recientes lo sindican como efectivo cuando es utilizado en la premedicación12.
11 Otero P, Guerrero J, Bonafine R, Hallu R: Eficacia clínica del ketoprofeno en el
tratamiento del dolor posquirúrgico en caninos. Selecciones Veterinarias 2001;
9:3-7
12 Mathews KA, Pettifer G, Foster R, McDonell W: Safety and efficacy of
preoperative administration of meloxicam, compared with that of ketoprofen
and butorphanol in dogs undergoing abdominal surgery. Am J Vet Res 2001;
62:882-8
33
INDUCCION
La inducción anestésica consiste en la incorporación en forma más o menos
brusca de depresores del SNC. Esto supone una rápida biodisponibilidad central
del fármaco. Debido al elevado coeficiente de partición que estas drogas tienen
con el tejido cerebral, el período de latencia es muy breve. Los fármacos
pueden ingresar al sistema por vía parenteral o inhalatoria. En el primer caso la
maniobra se completa en escasos segundos mientras que con los líquidos
volátiles, el tiempo de inducción dependerá de la droga utilizada, su solubilidad
en sangre y fundamentalmente del sistema de vaporización que se elija.
Siempre que sea posible se recomienda utilizar para esta etapa la vía EV. La
velocidad de administración es un factor que influye significativamente en la
biodisponibilidad central del fármaco. En grandes animales, se precisan
inyecciones en “bolo” para tener un buen efecto inductor y poder realizar la
intubación endotraqueal. En pacientes debilitados o de escasa talla, en cambio,
la administración se realiza lentamente a efecto.
La depresión que se instala luego de administrada la droga depende de la
dosis. A diferencia de los compuestos hasta ahora mencionados, los inductores
carecen de “efecto cielo”. La inducción consiste en una dosis de “carga” de
anestésico razón por la cual, este evento es considerado de alto riesgo. La
sensibilidad del SNC puede verse notablemente modificada por diversas
razones. Así pues la centralización del volumen minuto cardíaco, producto de
34
un estado de shock hemodinámico, aumentaría peligrosamente la
biodisponibilidad de las drogas. Las modificaciones sobre el equilibrio ácido-
base y/o electrolítico así como también el nivel de proteínas séricas, podrán
influir también sobre la biodisponibilidad de los inductores, modificando su
respuesta. Las drogas que pertenecen a este grupo son principalmente
depresores no selectivos del SNC o sea que sus efectos son dosis dependiente.
Estos son utilizados también como anestésicos inyectables, en “anestesias
fijas”. La ketamina y análogos también se emplean en la inducción anestésica.
En los animales, a diferencia del ser humano, los derivados del opio no logran
deprimir al SNC lo suficiente como para inducir la anestesia, aunque si la
potencian como vimos anteriormente, mejorando la acción de cada una de las
drogas que mencionaremos a continuación.
Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal y tiamilal
Los barbitúricos son excelentes inductores y se emplean en la mayoría de las
especies animales. Como la respuesta al fármaco depende de la dosis, la
maniobra se realiza administrando la droga a efecto (tabla VIII, remitirse al
archivo “tablas”). Actualmente estas drogas se emplean en la inducción
anestésica de pacientes que recibirán anestesia por inhalación. El corto período
de acción, entre 15 y 30 minutos, permite también realizar algunas maniobras
rápidas. Es importante destacar que el poder analgésico de estos compuestos
a dosis hipnóticas es muy pobre por lo que se impone el uso concomitante de
analgésicos potentes para realizar maniobras cruentas. Si bien en altas dosis
35
pueden promover un estado de anestesia general, la magnitud de la depresión
cardiovascular y respiratoria contraindican este uso. En pequeños animales
puede producirse laringo espasmo, más frecuente en gatos, si se trata de
intubar con una relajación insuficiente. En pacientes predispuestos se pueden
observar arritmias cardíacas durante la inducción con tiopental sódico u otros
barbitúricos de acción ultracorta. La administración de lidocaína al 2% (4
mg/kg, IV), reduce significativamente la incidencia de estos trastornos. En
pacientes añosos o muy debilitados, los barbitúricos pueden ver reducido su
índice terapéutico. En éstos se recomienda diluir la concentración a utilizar del
barbitúrico hasta en un 50% e intercalar una dosis de diazepam o midazolam
para potenciarlo durante la inducción. Esto permite reducir la dosis total del
barbitúrico y por lo tanto sus potenciales efectos adversos. La concentración
habitual para el tiopental sódico en pequeños animales es 2.5%. En grandes
animales se los utiliza más concentrados (al 5%) para disminuir tanto el período
de administración como el volumen a inyectar.
El corto período de acción de estos compuestos radica fundamentalmente en la
redistribución que sufren hacia el tejido graso. La acumulación del fármaco,
cuando se administra en forma reiterada o por infusión, es consecuencia de la
saturación del tejido aceptor. La dosis se calcula siempre sobre la base del peso
magro del animal, ya que la droga activa es la que se distribuye por el
compartimento central. En pacientes emaciados o con escaso tejido adiposo, el
período de recuperación puede extenderse significativamente. En estos la
36
droga debe ser reemplazada por otras que dependan del metabolismo para
finalizar su efecto como por ejemplo el propofol.
Si bien la premedicación con drogas sedantes o tranquilizantes reduce la dosis
y mejora la acción de los barbitúricos, el período de recuperación se caracteriza
por temblores y diferentes grados de excitación. Estos son potencialmente
peligrosos en grandes animales ya que podrían provocarse daños de variada
magnitud a sí mismos. Por esta razón se los reserva para la inducción y
posterior seguimiento con anestésicos por inhalación en estas especies.
Propofol
El propofol ha sido incorporado en medicina veterinaria hace algunos años, en
las diversas especies, con una probada eficacia clínica. La principal ventaja que
presenta este compuesto, es la posibilidad de mantener al paciente con
diferentes grados de depresión del SNC por períodos prolongados sin que se
produzca la acumulación del fármaco y sin alterar significativamente el tiempo
de recuperación. El propofol promueve una inducción rápida y suave tanto en
pequeños como en grandes animales (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”).
El rápido equilibrio que se produce entre la concentración plasmática y cerebral
y su eficaz depuración, convierten al propofol en un compuesto de elección
para el mantenimiento de la anestesia mediante infusión continua. El
metabolismo es principalmente hepático, aunque la falta de concordancia entre
la depuración de la droga y el flujo plasmático de este órgano sugieren, al igual
que en el ser humano, un sistema de eliminación adicional para la mayoría de
37
las especies, probablemente el pulmón. El propofol es generalmente utilizado
en caninos y felinos en dosis única para inducir la anestesia13. La inyección
rápida puede acompañarse de apnea e hipotensión de variada magnitud. A
diferencia de los barbitúricos, el propofol puede administrarse lentamente
hasta inhibir el reflejo laríngeo sin que el paciente experimente excitación. Esto
es sin duda una ventaja en la inducción de pacientes comprometidos por
patologías subyacentes, en lo que se desea una depresión paulatina con escaso
impacto sobre la economía corporal. El propofol actúa principalmente como
hipnótico. Si bien la analgesia que aporta es insuficiente, ésta permite realizar
maniobras de escasa magnitud. La infusión continua con alfentanilo o
sufentanilo ha sido utilizada como una alternativa a los anestésicos
inhalatorios, tanto en medicina humana como veterinaria.
El costo de la droga sin embargo limita aún su utilización en grandes animales.
Por esta razón se indica principalmente en perros pequeños y gatos. Es de
utilidad en pacientes sedados, caninos y felinos, que van a recibir un anestésico
local, para garantizar la inmovilidad del animal durante la ejecución del
bloqueo. También esta indicado en pacientes caquécticos o magros por
naturaleza.
A dosis hipnóticas (1 a 2 mg/kg) el propofol esta indicada para inmovilizar a las
hembras durante una operación cesárea. La capacidad del neonato de llevar a
cabo reacciones metabólicas de conjugación, permite utilizar este compuesto,
en combinación con anestésicos locales, sin alterar la viabilidad de la camada. 13 Morgan DWT, Legge K: Clinical evaluation of propofol as intravenous
anesthetic agent in cats and dogs. Vet Rec 1989; 124:31-3
38
Sin embargo y apelando a la mayor capacidad metabólica de la madre, el autor
recomienda desprender la placenta, recién cuando se hayan recuperado los
signos de vitalidad fetal, previos a la inyección del propofol. De esta manera se
asegura una lechigada con mínimas complicaciones. Por el contrario el
“arrastrar” droga con el cachorro, en particular si éste tiene signos previos de
sufrimiento, podría aumentar el riesgo de muerte en las primeras horas
postparto.
Luego de una dosis de carga de entre 3 y 8 mg/kg según haya recibido o no
fármacos coadyuvantes, se inicia una infusión continua por venoclisis. La dosis
promedio de infusión en pequeños animales oscila alrededor de los 0.5
mg/kg/min. Es importante destacar que las dosis son orientativas y que el
paciente debe ser monitoreado para titular la tasa de administración en función
del plano anestésico requerido para cada caso. La inyección seriada en bolos a
demanda es también una alternativa. Sin embargo las oscilaciones entre el pico
y el valle de la curva de disposición plasmática, se acompañan de iguales
fluctuaciones en el plano anestésico del paciente, pasando de excesivos a
deficientes niveles de depresión. Por esta razón se recomienda la técnica de
infusión que mantiene la concentración del fármaco en sangre más estable.
Etomidato, metomidato
El etomidato es un inductor no barbitúrico con propiedades hipnóticas. Su
principal indicación en el protocolo es la inducción de pacientes con alto riesgo
anestésico. En caninos luego de una dosis de 1,5 y 3 mg/kg las variables
39
hemodinámicas se mantienen estables. La frecuencia cardíaca, la presión
aórtica, la presión ventricular al final de la sístole y el consumo de oxígeno
miocárdico no experimentan cambios. La depresión respiratoria es como para
todos los depresores no selectivos dosis dependiente. Se utiliza principalmente
en caninos y felinos (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). Una sola dosis de
etomidato deprime la función de la médula adrenal por al menos 3 horas14. En
infusiones continuas prolongadas, si bien no se produce acumulación, la
depresión adrenal sostenida podría desencadenar una crisis Addisoniana. El
metomidato es un análogo de este grupo de derivados imidazólicos, aprobado
para ser utilizado tanto en grandes como en pequeños animales. Se emplea en
la inducción y mantenimiento de la anestesia. La combinación entre éste y la
azaperona produce en cerdos un grado de anestesia por un período de dos
horas, que permite realizar intervenciones quirúrgicas. Ni el etomidato ni el
metomidato poseen efecto analgésico. Pueden compartir el protocolo con
drogas coadyuvantes. El paciente puede experimentar mioclonos, excitación y
vómitos. El costo de estos medicamentos es aún un impedimento para la
incorporación rutinaria en los protocolos anestésicos de los animales
domésticos.
Guaifenesina (éter gliceril guayacolato)
La guaifenesina es un polvo blanco, finamente granulado y soluble en agua. Se
clasifica como relajante muscular central. Ejerce su mecanismo a través de la 14 Dodam JR, Kruse-Elliot KT, Aucoin DP: Duration of etomidate-induce
adrenocortical suppression during surgery in dogs. Am J Vet Res 1990; 51:786-8
40
inhibición de las neuronas intercalares de la médula espinal, interfiriendo en la
comunicación entre ésta y el tronco encefálico. Aunque afecta principalmente
al músculo estriado, el diafragma mantiene su función y con ella una adecuada
ventilación. Su escasa potencia y la necesidad de administrar soluciones poco
concentradas, limitan su uso en pequeñas especies. Se utiliza en soluciones al
5, 10 y 15%. Por encima de 6% y de 15% puede producir hemólisis
intravascular en rumiantes y equinos respectivamente. La principal indicación
para este compuesto es como coadyuvante en la inducción de grandes
animales, principalmente en equino (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). En
esta especie una solución al 5% en dextrosa al 5%, y a razón de 0,5 ml/kg,
produce una suave inducción, sin excitación que finaliza en un tranquilo
decúbito en aproximadamente 10 minutos. La guaifenesina carece de efectos
analgésicos y se la combina con xilacina y ketamina como una variante de
anestesia total intravenosa (TIVA), para realizar intervenciones de poca
envergadura.
Anestésicos inhalatorios
Para realizar la inducción con anestésicos por vía inhalatoria hay que
contemplar algunos aspectos prácticos. La maniobra se realiza con máscaras
faciales adaptadas a cada especie. Para animales pequeños y mal
predispuestos al manoseo, existe la posibilidad de recurrir a una cámara de
inducción. Es importante que el hocico del paciente esté lo más próximo al
extremo de la máscara, para evitar que un aumento del espacio muerto, se
41
refleje en una menor fracción de anestésico en el aire alveolar (FA). El correcto
acoplamiento de la máscara al paciente por detrás de las comisuras labiales
evitará que el gas inspirado se diluya con el aire ambiental (figura 6). Esta
técnica es recomendable en animales debilitados o con serio compromiso del
estado general. Aunque las técnicas para la inducción en aves están sólo
limitadas por la imaginación del anestesiólogo, la inducción con máscara es la
más utilizada en la mayoría de ellas. La lenta depresión del SNC que se instala
con cada respiración permite detener el procedimiento cuando al cabo de unos
minutos el paciente está en condiciones de tolerar la intubación de la traquea.
La potencia de la droga utilizada, su coeficiente de solubilidad y
fundamentalmente el sistema anestésico utilizado, determinará la rapidez del
procedimiento. En general para que éste se complete en un tiempo razonable,
la fracción inspirada de anestésico (Fi) deberá ser alta. Cuando se trabaja con
un vaporizador ubicado fuera del circuito anestésico la fracción vaporizada (Fv)
está limitada por el máximo de vaporización del equipo empleado. Si la
máscara se conecta a un circuito de no reinhalación, como por ejemplo un Bain,
la máxima Fi será la que el vaporizador marque. Si en cambio trabajamos con
un circuito circular, la Fi dependerá de la magnitud de la reinhalación. Esta
última depende del flujo de gas fresco (FGF). Finalmente existe la posibilidad de
utilizar un circuito circular con vaporizador dentro del sistema (VIC). Con estos
últimos, la Fi puede llegar a valores muy altos reduciendo el tiempo de
inducción sustancialmente. Se debe considerar que la falta de cooperación del
paciente muchas veces se ve reflejada en una disminución del volumen minuto
42
respiratorio (VMR). Esto promueve una menor captación del anestésico,
prolongando así, el período de inducción.
Anestésicos disociativos: ketamina, tiletamina
Las drogas de este grupo están representadas principalmente por la ketamina y
la tiletamina. Estos compuestos son muy utilizados en medicina veterinaria
tanto para la sujeción química como para producir anestesia general en la
totalidad de las especies animales (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). La
anestesia que producen estos fármacos se caracteriza, al igual que en el ser
humano, por una profunda amnesia, analgesia y catalepsia. La mayoría de los
reflejos protectores permanecen presentes y se produce un marcado aumento
de las secreciones. Un acentuado tono muscular se instala rápidamente y en
animales predispuestos pueden presentarse convulsiones (figura 7). El aparato
cardiovascular es fuertemente afectado por estas drogas. La frecuencia
cardíaca aumenta al igual que la presión arterial. En animales con cardiopatías
previas, pueden llegar a precipitar un edema agudo de pulmón. El patrón
respiratorio se torna apnéusico, la frecuencia respiratoria puede aumentar y el
volumen corriente disminuye. Esto trae aparejado un descenso de la PaO2 y
aumento de la PaCO2. La inyección intravenosa rápida se acompaña de apnea.
Si bien la analgesia no es homogénea entre las diversas especies, se manifiesta
principalmente a nivel somático en todas ellas. La misma esta gobernada, entre
otros mecanismos, por la interacción con los receptores N-metil-D-aspartato
(NMDA), a los cuales inhibe. La incapacidad de las drogas de este grupo para
43
controlar en forma eficaz y predecible el dolor profundo y de origen visceral, las
inhibe de participar como único aporte analgésico tanto en intervenciones
celomáticas como en cirugías traumatológicas. La combinación con agonistas
α2 presinápticos e hipnoanalgésicos colabora en paliar esta situación en
intervenciones de corta duración. La ketamina sufre un extenso metabolismo
hepático en caninos, equinos y humanos. En el gato sin embargo es eliminada
mayormente inalterada por filtración renal. En animales con trastornos
urinarios y hepáticos deberán ser utilizadas con suma precaución.
La tiletamina se comercializa combinada en una proporción 1:1 con zolazepam,
una benzodiacepina que mitiga el hipertono muscular del agente disociativo.
Existen pocas diferencias farmacodinámicas entre la tiletamina y la ketamina,
siendo las más importantes una mayor potencia y un período de acción más
prolongado para la primera. Esto convierte a este específico (Zelazol®), en una
alternativa para inmovilizar animales agresivos o salvajes. Otra ventaja del
preparado es la presencia de manitol en la formulación. Esto redunda en un
período de latencia para la vía IM de aproximadamente 5 minutos.
La ketamina en combinación con relajantes musculares centrales, permite
realizar la intubación endotraqueal en la mayoría de los animales. Una
relajación insuficiente, empero, podría desencadenar un espasmo laríngeo. En
felinos los anestésicos disociativos tienen un efecto analgésico más evidente
que en las demás especies animales. La combinación con xilacina o
medetomidina resulta en una mezcla anestésica que, por un período de 30
minutos, permite la realización de algunas cirugías mayores. En caninos las
44
mismas combinaciones tienen un efecto anestésico errático y la analgesia suele
ser insuficiente en al menos un 40% de los individuos. En equinos la ketamina
no debe ser utilizada sola. Luego de la premedicación con xilacina (1.1 mg/kg,
EV), la administración de ketamina (2-3 mg/kg, EV) 10 minutos después, induce
un corto pero efectivo período de anestesia en caballos de todas las razas. En
rumiantes la administración EV en bolo, seguida por una infusión continua
produce un plano anestésico que permite realizar cirugías de variada magnitud.
La incorporación de agonistas α2 presinápticos mejora la analgesia y promueve
relajación muscular.
La abundante secreción de saliva, que promueven estos compuestos, puede
interferir con la ventilación en pacientes no intubados. La atropina y el
glicopirrolato moderan este efecto.
El período de recuperación suele caracterizarse por diversas manifestaciones
de excitación. Contracción de la musculatura, aullidos, gritos y movimientos
incoordinados son los más frecuentes.
Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio,
vecuronio .
Los relajantes neuromusculares son poco utilizados en medicina veterinaria. La
necesidad de controlar la ventilación durante el período de acción del fármaco,
la pérdida de reflejos para monitorear la profundidad del paciente, el riesgo de
trabajar en un plano anestésico insuficiente y la falta de equipamiento, parecen
ser la causa de esta situación. Sin embargo la facilidad de acceso a la laringe y
45
al campo quirúrgico, la reducción de la CAM para los anestésicos volátiles, la
factibilidad de mantener al paciente normocápnico y finalmente la posibilidad
de titular la dosis de los anestésicos inhalatorios, exige reveer esta costumbre.
La succinilcolina como representante de los leptocurares y el pancuronio,
atracurio y vecuronio del grupo de los paquicurares, son los más utilizados en
los animales domésticos. Una numerosa lista de nuevos compuestos se suma a
diario a la práctica experimental para delinear su utilidad en las distintas
especies15.
La escasa masa muscular en perros pequeños y felinos domésticos representa
poco impedimento para acceder al campo operatorio. Esta es quizás otra razón
para que el uso de estas drogas sea tan limitado en estos animales. No
obstante deberán ser sumados al protocolo cuando estén indicados. Caninos
con grandes masas musculares y sobre todo obesos, que anestesiados, reducen
la ventilación alveolar promoviendo hipercapnia, hipoxia y complicaciones
anestésicas, mejoran su manejo cuando están relajados. Además es mandatorio
en pacientes que tienen que ser ventilados con presión positiva para un
abordaje toráxico o la reparación de una ruptura de diafragma. La reducción de
una luxación o el manejo de una vía aérea espasmódica, exige también drogas
eficaces y personal entrenado. “Nunca relajes a un paciente al que no sabes
como vas a intubar” “Nunca duermas a un paciente al que no sabes como
ventilar”, rezan dos de los axiomas de la anestesiología que invitan a la
prudencia del equipo médico. El abordaje del abdomen o la reparación de una 15 Martinez EA: Newer neuromuscular blockers: is the practicioner ready for
muscle relaxants? Vet Clin North Am Small Anim Pract 1999; 29:811-7
46
fractura se facilita considerablemente con el agregado de estos compuestos al
protocolo anestésico. Esto último es especialmente cierto en equinos, cerdos y
rumiantes.
La elección del compuesto a elegir recae principalmente sobre sus propiedades
farmacológicas (similares a las descritas para los seres humanos en cuanto a
metabolismo, eliminación y duración). Desde luego la especie animal, el
procedimiento a emprender y su duración, como así también los disturbios
ocasionados por las diversas patologías, deben tenerse en cuenta.
La succinilcolina tiene una latencia de menos de un minuto y un período de
acción que rara vez supera los 15 minutos. Sin embargo la duración puede ser
aumentada por el uso concomitante de antiparasitarios anticolinesterásicos
como por ejemplo los órgano-fosforados y carbamatos. En equinos está
contraindicada por las frecuentes manifestaciones adversas que presenta. Se
recomienda suma precaución en cardiópatas, ya que puede promover arritmias
cardíacas. El atracurio puede ser utilizado aún en pacientes con serios
trastornos en los emuntorios. Éste rara vez propicia arritmias cardíacas, ya que
sólo promueve una ligera liberación de histamina. El pancuronio tiene una
latencia prolongada y la recuperación puede retardarse en pacientes
debilitados o que vean reducido el flujo plasmático hepático. El vecuronio es el
menos asociado a efectos colaterales. Su duración, 15 a 20 minutos, lo hace
ideal para maniobras breves aunque se puede repetir sin alterar
significativamente el tiempo de recuperación. Se elimina principalmente por
bilis y puede ser utilizado en nefrópatas.
47
La debilidad muscular residual que acompaña a la recuperación, luego de
utilizar un paquicurare de acción prolongada o cuando uno de corta acción se
ha acumulado luego de varias dosis, es responsable de potenciales depresiones
respiratorias en este período. Estos pacientes deben ser celosamente
monitoreados, garantizando un adecuado volumen corriente y una correcta
oxigenación. La oximetría de pulso es de gran ayuda en estos casos. Como
norma el autor sugiere mantener al paciente en cuidados intensivos hasta
haber recuperado los reflejos motores en la cara, principalmente el reflejo
corneal. La estimulación instrumental de los nervios periféricos permite
determinar, con un alto grado de seguridad, la finalización del bloqueo
muscular.
Los paquicurares son susceptibles a la reversión farmacológica. Los
anticolinesterásicos como la neostigmina (0.04 mg/kg, IV) y el edrofonio (0.5
mg/kg, IV) son los más utilizados. Se recomienda acompañar esta acción con
atropina (0.02 mg/kg, IV), para contrarrestar el aumento del tono vagal.
Estas drogas carecen de efectos analgésicos y cualquier maniobra en la que
estén implicados deberá acompañarse de un adecuado manejo del dolor e
hipnosis.
INTUBACIÓN ENDOTRAQUEAL
48
Una anestesia segura implica una vía aérea permeable, un paciente bien
ventilado y correctamente oxigenado. El anestesiólogo deberá familiarizarse
con las peculiaridades de cada especie. En los pequeños animales en general la
maniobra es muy sencilla debido a la fácil visualización de la laringe. En
equinos la intubación se realiza a ciegas, en vacas por palpación y en pequeños
rumiantes y cerdo se impone la necesidad un laringoscopio. A continuación
reseñaremos los lineamientos básicos a seguir en cada caso.
Caninos: la mayoría de los perros se intuban sin dificultad. Puede hacerse en
decúbito esternal o dorsal. Se abre la boca, con una gasa se desliza la lengua
entre los incisivos inferiores desplazando la mandíbula hacia abajo o hacia
arriba según el decubito del paciente. El cuello bien extendido mejora
significativamente la maniobra. Una buena iluminación alcanza para visualizar
la laringe e introducir el tubo elegido (figura 8). Un laringoscopio con una rama
plana es de gran ayuda en animales con lesiones en la cavidad oral o la laringe
y en las razas braquicefálicas. En la maniobra instrumental, la rama del
laringoscopio desplaza el paladar blando y desciende o eleva la epiglotis, según
el paciente se encuentre en decubito esternal o dorsal, permitiendo identificar
las estructuras laríngeas. Luego se introduce el tubo con gentileza para evitar
estimular o lesionar los cartílagos aritenoides. El instilar lidocaína sobre la
laringe antes de intubar, reduce la aparición de espasmos en animales
susceptibles. Se recomienda lubricar el extremo del tubo a la altura del balón
con lidocaína en gel, para disminuir la irritación y mejorar el contacto entre éste
y la mucosa traqueal. La boquilla del tubo debe quedar a la altura de los
49
incisivos y el extremo distal deberá ubicarse a la entrada del tórax (vértebra T1
o T2), por encima de la carina. En muchos pacientes los tubos largos deben ser
cortados para evitar que aumente el espacio muerto o la entrada al bronquio
derecho. Los traqueotubos más utilizados son los tipo Murphi. Estos se fijan
luego de colocados, con una cinta de algodón, para evitar su desplazamiento. El
balón se infla con la precaución de evitar que una excesiva presión
comprometa la irrigación de la mucosa traqueal. Es recomendable chequear la
impermeabilidad de la conexión durante la cirugía para identificar fugas en el
circuito anestésico. Las medidas utilizadas son tan variables como los tamaños
y morfología de las diversa razas. Las cánulas traqueales varían en diámetro
interno (d.i.) de 1.5 mm a 15 mm.
Felinos: la maniobra se realiza igual que en caninos. La topicación de la laringe
con lidocaína se impone ya que esta especie es muy susceptible al espasmo. La
maniobra instrumental es generalmente más satisfactoria (figura 9). Un tutor o
mandril que aumente la rigidez del tubo es recomendable. El tubo se introduce
hasta la entrada del tórax con cuidado de no realizar una intubación bronquial.
Las medidas utilizadas van de 1.5 a 5 mm de d.i. aunque la mayoría de los
gatos adultos se manejan con tubos de 4 a 4.5 mm de d.i. En pacientes muy
pequeños se pueden utilizar los tubos tipo Cole.
Equinos: en estos, la intubación se realiza a ciegas. Se coloca un tubo de PVC
a la altura de los incisivos de manera de mantener la boca abierta. El
traqueotubo elegido ingresa por el interior del tubo, se desplaza sobre la base
de la lengua y se lo va rotando a medida que va entrando a la traquea. En
50
caballos y potros la intubación nasal es también una maniobra sencilla. Las
medidas utilizadas van de 7 mm d.i. para potros pequeños hasta 30 mm d.i. en
animales adultos. Los tubos utilizados en la técnica nasal deberán tener 4 mm
de d.i. menos que los empleados para la intubación oral.
Cerdos: la intubación en esta especie es complicada. La distancia entre la boca
y el aparato gutural es amplia. La abertura bucal es estrecha, la laringe es
bastante móvil y el ángulo de entrada incómodo. Finalmente el espasmo
laríngeo es frecuente si el plano anestésico al momento de la intubación es
insuficiente. Un laringoscopio con una rama plana lo suficientemente larga es
generalmente imprescindible. Se recomienda lubricar bien el tubo con gel
anestésico y rotar el bisel del tubo al aproximarse a la glotis.
Rumiantes: la intubación en estas especies se realiza inmediatamente
después de la inducción para evitar que la regurgitación produzca una falsa vía.
En vacas adultas se introduce la mano, luego de colocar un abrebocas, hasta
llegar a la epiglotis. Esta se desciende con los dedos y los mismos sirven de
guía para el tubo endotraqueal. Es recomendable proteger la cara de la mano
que se contacta con los molares ya que las puntas de los mismos podrían
lacerar al operario. En pequeños rumiantes la abertura bucal es sumamente
estrecha. Para facilitar la maniobra se recomienda pasar un estilete romo con el
cuello bien extendido hasta la traquea y luego deslizar sobre él, la cánula hasta
concretar la intubación (figura 10). El desplazamiento de aire a través del tubo
durante la espiración es indicativo de una maniobra exitosa.
51
Aves y reptiles: la intubación endotraqueal es relativamente sencilla en estas
especies, sobretodo si se trabaja con animales de más de 100 gramos. La fácil
visualización de la laringe, permite introducir el traqueotubo sin dificultad. Es
importante monitorear contantemente el patrón respiratorio del paciente ya
que es frecuente que los tubos, al ser tan pequeños, se ocluyan con
secreciones. En caso de usar tubos con balón, éste no deberá ser inflado. No se
recomienda lubricar el tubo, pues aumenta la probabilidad de obstrucción.
La traqueostomía y la faringotomía externa son alternativas para la intubación
de pacientes con complicaciones adicionales. El uso de máscaras laríngeas ha
sido también reportado como exitoso para el manejo de la vía aérea de
pequeños animales tanto felinos como caninos16.
MANTENIMIENTO
Una vez intubado el paciente es llevado al plano anestésico en el que se
realizará la intervención programada. Como vimos esto se logra
satisfactoriamente mediante la infusión endovenosa de drogas que son rápida y
eficazmente removidas de la circulación mediante diferentes mecanismos
depuratorios. Los anestésicos inhalatorios, halotano, isoflurano, enflurano,
16 Braz JRC, Martins RHG, Mori AR, Luna SPL: Investigation into the use of the
laryngeal mask airway in pentobarbital anesthetized dogs. Vet Surg 1999;
28:502-5
52
sevoflurano y desflurano son actualmente muy utilizados en el mantenimiento
de la anestesia en las diferentes especies animales.
Es sumamente importante familiarizarse tanto con las propiedades
farmacocinéticas y farmacodinámicas de los diversos líquidos volátiles así como
también con el equipo utilizado para administrar estos compuestos.
Las características físico-químicas de los anestésicos inhalatorios han sido
reseñadas en el capítulo anestésicos inhalatorios. La relación entre la
concentración alveolar y los efectos sobre los distintos órganos y sistemas de la
economía corporal es, como para todos los depresores no selectivos del SNC,
dosis dependiente. Las manifestaciones clínicas son similares en las diferentes
especies animales y sólo se registran sutiles diferencias con el ser humano por
lo que recomendamos al lector profundizar en los capítulos correspondientes de
esta misma obra. La CAM para los distintos agentes se muestra en la tabla X,
remitirse al archivo “tablas”. Se destaca como principal diferencia con los seres
humanos, la baja potencia del óxido nitroso en los animales domésticos. Es
importante retener estas constantes a la hora de diseñar el protocolo
anestésico para lograr un plano eficaz y seguro.
Podríamos resumir como los principales objetivos de la anestesia por
inhalación, los siguientes:
a) Mantener al paciente normocápnico.
b) Garantizar un adecuado suministro de oxígeno en la mezcla de gases.
c) Proporcionar el volumen de vapor anestésico necesario para mantener la FA
en el nivel deseado.
53
Circuitos anestésicos y flujos de gases frescos.
Una correcta ventilación del animal y la elección del circuito anestésico
apropiado nos permitirá mantener la PaCO2 dentro de límites adecuados (35 a
45 mmHg). En pacientes de menos de 10 kilos, inclusive aves, los sistemas de
no-reinhalación17 como el Bain y Jackson Rees, pueden ser utilizados. Con estos,
un correcto FGF, evita la reinhalación de los gases espirados, purgando el
sistema durante la pausa espiratoria. El FGF mínimo a utilizar con estos
circuitos depende del VMR del individuo (tabla XI, remitirse al archivo “tablas”).
En general se considera que en los animales domésticos, 100 a 200 ml/kg/min
evitan satisfactoriamente la reinhalación. Sin embargo, cuando el animal es
muy pequeño (menos de 2 kilos), el FGF deberá ser al menos 3 veces VMR del
paciente para evitar la reinhalación. En estos casos, un flujo de 300 a 500
ml/kg/min es adecuado si la ventilación es espontánea y de 200 a 300
ml/kg/min si la ventilación es controlada artificialmente. El monitoreo de la
fracción inspirada de CO2, permite a menudo reducir el aporte de gases y con
ello el consumo de anestésico.
El principal inconveniente de los sistemas de no reinhalación es la hipotermia
que promueven al impedir que los gases a inspirar se templen lo suficiente.
Aunque el Bain está diseñado para que los gases espirados calienten a los
inspirados, el escaso volumen corriente de los pequeños animales (10 a 15 17 Calasans Maia J: Sistemas de anestesia. En Aldrete JA Texto de anestesiología
teórico-práctica. Salvat Mexicana de Ediciones, S.A. de C.V. México, Barcelona,
Tomo I 1986, pp 59-76
54
ml/kg en pacientes sanos y concientes) en comparación con el volumen de gas
fresco que circula por el circuito no logra contrarrestar este fenómeno. La
sequedad de las mucosas es otro de los efectos contraproducentes de estos
sistemas. La escasa resistencia de este tipo de circuitos al flujo de los gases, es
sin dudas, la principal ventaja.
Con los circuitos circulares, cuando el FGF es menor al VMR del paciente, la
única garantía de no reinhalación es la presencia del absorbente de CO2. El
canister se ajustará al tamaño del animal para evitar que oponga resistencia al
desplazamiento de la columna de aire y también rehinalacion. Se considera que
el recipiente deberá tener entre 1 y 2 veces el volumen corriente del animal. En
grandes animales el canister tiene una capacidad mínima de 5 kg. La presencia
de válvulas que fuerzan el flujo unidireccional de la columna de gases, pueden
llegar a aumentar la resistencia en pacientes de escasa masa muscular o muy
debilitados. Estos circuitos pueden emplearse como sistemas semiabiertos,
semicerrados o cerrados. La magnitud de la reinhalación está determinada por
el FGF. Con estos sistemas se puede hacer coincidir el aporte de oxígeno y el
consumo metabólico del mismo. Este puede calcularse a partir de la fórmula de
Brodie o bien manteniendo el tamaño de la bolsa reservorio constante,
mediante un FGF mínimo. Es sumamente importante, cuando se utiliza este
tipo de técnica, mantener el aporte de vapor anestésico dentro del rango de
captación del paciente para el período y plano anestésico en curso. Esto se
logra, como veremos más adelante, aumentando la fracción vaporizada del
compuesto incorporando el vaporizador al circuito o bien realizando adiciones
55
volumétricas del líquido anestésico elegido, en tiempos prefijados, en la rama
espiratoria del circuito anestésico18.
La eficiencia de este tipo de sistemas radica principalmente en una menor
pérdida de calor y humedad. Cuanto mayor sea la reinhalación mayor será la
conservación19. El consumo de anestésico es también considerablemente
menor con este tipo de circuitos. Esto último es sumamente importante en
medicina veterinaria ya que muchas veces el costo del evento limita el acceso
a determinados protocolos.
Como dijimos la viabilidad del absorbente de CO2 es prioritaria para evitar la
reinhalación del mencionado gas. Se debe estar atento al viraje de color del
compuesto así como también al calentamiento del mismo. Se recuerda que la
reacción de captación de CO2 produce calor y para que esta se inicie, el
absorbente deberá tener un mínimo de humedad. Si el compuesto es viejo o ha
sido desecado por un excesivo y persistente FGF la captación de CO2 puede
verse drásticamente reducida produciendo hipercapnia.
Ventilación a presión positiva.
Cuando el animal se deja respirar espontáneamente, muestra una tendencia a
la hipercapnia, que se acentúa conforme aumenta la CAM del anestésico y el 18 Baum JA: Low flow anaesthesia: the theory and practice of low flow, minimal
flow and closed system anaesthesia, second ed. Butterworth Heinemenn.
London 2001, pp 38-53
19 Aldrete JA: Closed circuit ansesthesia preventes moderate hypothermia
occurring in patients having extremity surgery. The Circular 1987; 4:3-4
56
tiempo transcurrido de exposición al mismo. La respiración asistida o
controlada a presión positiva, previene fácilmente este desbalance. La
hipocapnia puede producir bradicardia en rumiantes. Por esta razón y si no se
cuenta con datos de gasometría sanguínea, siempre que aparezca una
persistente y marcada disminución del ritmo cardíaco en estas especies, se
deberá disminuir el VMR para favorecer un aumento de la PaCO2.
Los respiradores más utilizados en anestesia veterinaria son los volumétricos.
Existen diferentes tamaños de concertinas. Los volúmenes liberados guardan
relación con el tamaño y el volumen corriente del paciente. Este es
normalmente considerado entre 10 y 20 ml/kg. Se sugiere fijar en 15 a 20 ml/kg
cuando se trabaja con pequeños animales y entre 10 y 15 ml/kg cuando el
paciente es un equino o rumiante adulto. El tiempo inspiratorio deberá ser de 1
a 1.5 segundos en pequeños y 1.5 a 3 segundos en grandes animales. La
relación I:E debe ser 1:2 o menor en todos los pacientes en los que se realice
asistencia respiratoria mecánica. Una relación I:E de 1:1 o un tiempo
inspiratorio mayor a los mencionados, producen un incremento sostenido de la
presión intratoráxica, comprometiendo el retorno venoso y con él, la
hemodinamia del paciente. En general 15 a 20 cm de H2O (en el circuito) en
pequeños y 20 a 30 cm de H2O en grandes animales son recomendados para
expandir correctamente el pulmón. La frecuencia respiratoria dependerá de la
especie y el volumen corriente deseado. Se recomienda 8 a 14
respiraciones/min en caninos, 10 a 14 en felinos, 6 a 10 en equinos y vacas y 8
a 12 en cerdos y pequeños rumiantes. Para destetar al paciente del respirador
57
se sugiere promover un aumento gradual de la PaCO2, luego de apagar el
equipo, espaciando la ventilación, que se realiza manualmente, una vez cada
30 segundos hasta que el animal comience a ventilar solo. Se aconseja no
desconectar al animal de la fuente de oxígeno, hasta que éste haya recuperado
una ventilación adecuada.
Manejo de los gases durante la anestesia.
Una fracción inspirada de oxígeno (FiO2) de al menos 30% es necesaria para
garantizar una adecuada saturación de la hemoglobina. Aún durante una
anestesia intravenosa el paciente se beneficia con el aporte de oxígeno
exógeno. Por lo tanto se recomienda oxigenar a todo individuo que esté bajo la
acción de drogas anestésicas. Cuando no se utiliza N2O y el oxígeno actúa
como gas diluyente, la FiO2 se hallará siempre elevada, optimizando la
oxigenación del paciente. Si por el contrario se trabaja con un circuito cerrado y
flujos mínimos ó la columna de gas diluyente contiene N2O, la posibilidad de
administrar una mezcla hipóxica aumenta considerablemente. En estos casos
se recomienda monitorear la FiO2 para evitar accidentes. Es conveniente
practicar la denitrogenación del paciente antes de cerrar el sistema anestésico.
Esto se logra satisfactoriamente aportando, durante 3 a 5 minutos, un flujo de
oxígeno de por lo menos 4 litros/min en pequeños y 10 a 15 litros/min en
grandes animales.
58
El uso del óxido N2O está poco difundido en medicina veterinaria20. En grandes
animales no se recomienda por la distensión intestinal y consecuentes cólicos
asociados a su uso21. El empleo de anestésicos de bajo coeficiente de
solubilidad (isoflurano, sevoflurano), permite prescindir del aporte como
“segundo gas” de este compuesto. Por otro lado el efecto teratogénico sobre el
personal y el negativo impacto ambiental que promueve este gas, invita a
desplazarlo del protocolo anestésico22.
Para mantener una relación constante entre la fracción espirada e inspirada de
anestésico es necesario saturar los tejidos corporales. El compartimento
central, que contiene al SNC y representa tan sólo un 10% del peso corporal,
albergará la droga farmacológicamente activa. El citado compartimento se
nutre a nivel pulmonar de la columna de aire enriquecida de anestésico que el
paciente inspira y que difunde a favor de un gradiente de concentración, hacia
la sangre. La magnitud de esa movilización de moléculas de anestésico está
determinada por el coeficiente de partición sangre/gas del fármaco y será
mayor cuanto mayor sea el mencionado coeficiente, aumentando la brecha
entre la fracción espirada e inspirada de anestésico. Durante el período de 20 Klide AM, Haskins SC: Precautions when using nitrous oxide. Vet Clin North
Am Small Anim Pract 1992, 22:314-6
21 Moens Y, De Moor A: Diffusion of nitrous oxide into the intestinal lumen of
ponies during halothane-nitrous oxide anesthesia. Am J Vet Res 1981, 42:1751-
3
22 Aldrete JA: From the theory to the practice of “Near-Closed System”
anesthesia. Applied Cardiopulmonary Pathophysiology 1995; 2: 5-11
59
mantenimiento, es indispensable aportar una determinada cantidad de vapor
anestésico para mantener el equilibrio, ya que de no ser así, la grasa corporal,
que es un tejido de capacitancia infinita, drenará lenta, pero constantemente,
al anestésico a su territorio para equilibrar las presiones, superficializando al
paciente. En individuos normoventilados y hemodinámicamente compensados,
es sencillo calcular la demanda de droga para cada momento del ciclo
anestésico, utilizando las ecuaciones desarrolladas por Lowe, H (VAN = Ca x Q x t
–1/2).
Se considera que entre 1.2 y 1.4 CAM se halla el nivel óptimo de anestésico
para evitar la aferencia sensitiva en pacientes premedicados. En sujetos no
premedicados, sin embargo, este nivel se aumenta de 1.4 a 1.8 CAM. Se
recuerda que conforme aumenta la presión parcial del anestésico en el
paciente, el funcionamiento de los diferentes sistemas, fundamentalmente el
respiratorio y cardiovascular se van deprimiendo hasta niveles inseguros. Por
esta razón se reafirma la conveniencia de utilizar protocolos de anestesia
balanceada.
Independientemente de la concentración alveolar deseada (CAD), del circuito y
del animal en cuestión el proceso anestésico guarda un patrón constante. La
principal diferencia radica en la masa corporal del paciente ya que individuos
de gran peso, como por ejemplo un equino de 700 kg necesitará 5 veces más
de anestésico que un individuo de 70 kg y 9 veces más que uno de 35 kg, para
saturar sus tejidos y pasar de la fase de impregnación a la de mantenimiento.
Así pues, es importante asegurarse de incorporar al sistema la cantidad de
60
vapor anestésico necesaria para satisfacer las demandas de cada instante del
ciclo anestésico. En grandes animales a menudo es necesario poner dos
vaporizadores en tandem, para proveer la presión de vapor requerida y realizar
la impregnación en un tiempo razonable. En pequeños animales la maniobra es
más sencilla, debido a la escasa masa muscular de los mismos. En general el
período de impregnación se concreta entre 5 y 15 minutos, dependiendo de la
solubilidad del agente anestésico y de la fracción inspirada del compuesto. La
droga es vehiculizada hacia el sistema generalmente desde el vaporizador. Este
puede ubicarse dentro (VIC) o fuera del circuito anestésico (VOC). Cuando el
vaporizador se encuentra fuera del circuito, el volumen de vapor anestésico
incorporado al sistema es directamente proporcional al FGF. Por el contrario
cuando la droga es vaporizada desde el mismo circuito anestésico, el FGF actúa
como diluyente, disminuyendo la concentración del vapor en la rama
inspiratoria.
El VMR del paciente es sumamente importante, ya que la droga es vehiculizada
a través de la ventilación alveolar. Por eso es importante controlar la
ventilación, al menos durante los primeros 15 o 20 minutos del evento, en los
que se concentra la mayor captación del fármaco. La ventilación espontánea
genera registros inconstantes ya que es el paciente el que “decide” el volumen
de vapor a movilizar y no el anestesiólogo. Esto se hace mucho más evidente
con drogas poco potentes y de escasa solubilidad como el sevoflurano. Con el
halotano y el isoflurano es factible mantener al paciente en un plano adecuado
también con ventilación espontanea, aunque el período de impregnación se
61
prolonga innecesariamente. Para el enflurano el período de impregnación se
encuentra muy influenciado por la contextura física del animal. La baja potencia
del compuesto (CAM ± 2.2) y su alta solubilidad en sangre, se ve reflejada en
una gran captación del fármaco. Si no se cuenta con vaporizadores con una alta
tasa de vaporización y se trabaja con un flujo relativamente bajo es
prácticamente imposible generar una Fi adecuada en un tiempo razonable.
Cuando el vaporizador se ubica fuera del circuito, la relación Fi/Fv depende de
la magnitud de la reinhalación y es menor conforme esta última aumenta. El
gradiente FA/Fi, en cambio, es independiente del sistema de vaporización
utilizado y depende fundamentalmente, en pacientes con una adecuada
relación V/Q, del coeficiente de solubilidad del anestésico. Este gradiente es
mayor para los compuestos más solubles. Es importante contemplar estos
conceptos a la hora de determinar la fracción a vaporizar para mantener así, la
CAD. Se recomienda graduar el vaporizador entre 3 y 4% para el halotano e
isoflurano y por encima de 6% para el enflurano y sevoflurano durante la fase
de impregnación, con un FGF inicial de entre 2 y 4 litros/minuto en pequeños y
alrededor 20 a 30 ml/kg/min en grandes animales. Una vez logrado el grado de
depresión planeado, que se evalúa constantemente a partir de los diferentes
signos clínicos durante el tiempo que dure esta fase, se puede bajar el FGF y
ajustar la tasa de vaporización al nivel de mantenimiento deseado. Los niveles
para ésta última fase se ubican entre 1.5 a 2.5 vol% para el halotano, entre 1.5
y 3 vol% para el isoflurano y entre 2.5 y 4 vol% para el sevoflurano. En
pequeños animales se puede desde el mismo comienzo de la anestesia utilizar
62
el mínimo FGF que admita el vaporizador (250 a 500 ml/min) sin modificar
sustancialmente el período de impregnación. En caso de reducir el flujo se debe
tener presente que el gradiente Fi/FV aumenta conforme se reduce el FGF y que
por lo tanto se deberá incrementar la tasa de vaporización para mantener la Fi
en el rango deseado. En grandes animales se recomienda un FGF para la fase
mantenimiento de alrededor de 12 a 15 ml/kg/min. En éstos últimos el FGF
mínimo recomendado es de 1 litro. La gran variedad de tamaños de nuestros
pacientes dificulta el diseño de esquemas de dosificación. Por esta razón es
indispensable familiarizarse con el monitoreo clínico y sus particularidades en
cada especie a anestesiar. En grandes animales, el VMR supera varias veces el
FGF máximo que puede incorporarse al sistema con los vaporizadores
tradicionales. La inevitable reinhalación que experimenta el paciente prolonga
la fase de impregnación significativamente. La constante de tiempo para el
halotano en un circuito anestésico de 32 litros con un FGF de 3 l/min es de 10.7
minutos23.
Vaporizador dentro del circuito anestésico.
Una excelente alternativa, difundida en medicina veterinaria, es el uso de
sistemas cerrados con vaporizadores dentro del circuito24. El de Stephen’s, el 23 Steffey EP, Howland D: Rate change of halotane concentration in a large
animal circle anesthetic system. Am J Vet Res 1996; 38:1993-6
24 Otero P, Guerrero J, Bonafine R, Hallu R: Evaluacion de un sistema anestésico
cerrado con vaporizador dentro del circuito, en caninos anestesiados con
halotano e isofluorano. Selecciones Veterinarias 2001; 9:36-42
63
Komerasoff y el Ohio#8, son algunos de los vaporizadores utilizados en éstos
circuitos. Estos vaporizadores cuentan con una marmita de vidrio que permite
el uso alternativo de diferentes líquidos volátiles y se ubican generalmente en
la vía inspiratoria del circuito anestésico. Si bien en estos casos la
concentración anestésica en la fracción inspirada pasa a depender de
numerosos factores como la temperatura ambiente, el patrón ventilatorio del
paciente (frecuencia y amplitud) y el FGF, la tasa de vaporización en estos
circuitos es constante y predecible25. La mayor ventaja que aportan es, como
todo sistema cerrado, una menor pérdida de calor y humedad y
fundamentalmente una menor polución y un menor consumo de anestésico.
Con estos sistemas es factible lograr para todos los agentes a excepción del
desflurano, altas concentraciones en el circuito desde el inicio del acto
anestésico con flujos de tan solo 5 a 10 ml/kg/min. El dial del vaporizador
Stephen’s se regula en la posición ¾ ± ¼ durante la fase de inducción y entre
la posición 3/8 1/8 durante el mantenimiento (figura 11). El aporte de gas
fresco se mantiene entre 5 y 10 ml/kg/min durante la primera ½ hora de
anestesia y entre 2.5 a 5 ml/kg/min durante el resto del procedimiento. Se debe
tener en cuenta que, cuando se trabaja con pequeños animales (menos de 35
kg), la masa de anestésico y oxígeno acumulada en el circuito, luego de logrado
el equilibrio FA/FI, alcanzan para satisfacer las demandas de captación por
períodos prolongados. Esto nos permite luego de 40 a 60 minutos de anestesia
25 Bednarski RM, Gaynor JS, Muir III WW: Vaporizer en circle for delivery of
isofluorane to dogs. J Am Vet Med Assoc 1993; 202:943-8
64
y si se trabaja con una bolsa reservorio de 3 ó 4 litros, cerrar tanto el aporte de
oxígeno como la incorporación de vapor anestésico durante aproximadamente
20 minutos. En estas condiciones la FiO2 se mantiene por encima de 45%
garantizando una correcta saturación de la hemoglobina. El descenso de la Fi
de anestésico, una vez cerrado el vaporizador, describe una curva de escasa
pendiente, que se refleja en lentos cambios del plano anestésico. Este proceso
es más eficiente cuanto menor es la solubilidad sanguínea del agente
anestésico y mayor el volumen del circuito utilizado. Algunos informes sugieren
que con el equipo Komerasoff no se puede mantener un adecuado plano
anestésico en el canino cuando se trabaja con sevoflurano26.
La capacidad del sevoflurano de reaccionar con la cal sodada y la consiguiente
formación de compuesto A, ha sido motivo de discusión en el ámbito médico27.
El acúmulo de este compuesto, potencial agente nefro y neurotóxico, en
circuitos cerrados, estaría contraindicando el procedimiento. Aunque la mayoría
de los informes fallan a la hora de detectar concentraciones que superen los
límites permitidos28, en procedimientos habituales, la alternativa de utilizar
absorbentes inertes, como el hidróxido de calcio, limitaría estas restricciones29.
Para mayores detalles sobre el uso de flujos bajos y circuito cerrado se le
sugiere al lector consultar el capítulo ¿?.
26 Laredo FG, Cantalapiedra AG, Agut A, Pereira JL, Murciano J: The Komerasoff
anaesthetis machine for delivering sevoflurane to dogs. Vet Anaesth Analg
2001; 28:161-7
65
RECUPERACIÓN Y MANEJO DEL DOLOR POSTOPERATORIO
Al suspender el suministro de vapor anestésico, cerrando el vaporizador, el flujo
de droga se invierte y el paciente comienza a superficializarse. El tiempo en
que se concreta esta fase depende de la velocidad a la que se “limpie” el
circuito, la solubilidad del anestésico y del coctel utilizado en la premedicación.
En general el paciente recupera los reflejos protectores en no más de 15 a 20
minutos. Para drogas como el sevoflurano y desflurano este período puede
completarse en menor tiempo. La presencia de dolor o incomodidad puede
asociarse a delirio y excitación durante el despertar por lo que se recomienda
instaurar enérgicos tratamientos analgésicos antes de extubar al paciente, para
garantizar un despertar confortable. El tubo se retira cuando reaparece el
reflejo laríngeo. En caso de ser necesario mantener un aporte de oxígeno
elevado se puede recurrir a una sonda nasal. En grandes animales, esta es una
27 Gentz BA, Malan TP Jr: Renal toxicity with sevoflurane: a storm in a teacup?
Drugs 2001; 61:2155-62
28 Muir III WW, Gadawski J: Cardiorespiratory effects of low-flow and closed
circuit inhalation anesthesia, using sevoflurane delivered with an in-circuit
vaporizer and concentrations of compound A. Am J Vet Res 1998; 59:603-8
29 Versichelen LF, Bouche ML, Rolly G, Bocxlaer JF, Struys MM, De Leenheer AP,
Mortier EP: Only carbon dioxide absorbents free of both NaOH and KOH do not
generate compound A in vitro closed-system sevoflurane. Anesthesiology 2001;
95:750-5
66
fase crítica ya que un infructuoso intento por mantenerse en estación puede
generar excitación y lesiones de variada intensidad. La fase se completa
generalmente en 10 a 20 minutos. Luego de un breve período en decúbito
esternal el animal se para y aumentando su base de sustentación, mantiene la
estación. Es recomendable asistir este momento durante el tiempo necesario a
fin de evitar accidentes. El uso de compartimientos especiales facilita el manejo
en estas especies.
El cuidado del paciente se extenderá hasta que se haya recuperado por
completo, asegurando un ambiente confortable, cálido, silencioso y con un
adecuado soporte terapéutico. Todos los pacientes deberán ser vigilados en la
sala de recuperación de 30 y 120 minutos. La vigilancia consistirá en el cuidado
de los signos vitales, la detección de efectos colaterales atribuibles a la técnica
anestésica empleada y la ponderación del tratamiento analgésico indicado en
el postoperatorio30,31. En caso de detectar distensión abdominal en pacientes
poligástricos se deberá sopesar la necesidad de una punción ruminal para
evacuar el gas acumulado y garantizar una correcta ventilación.
Se deberá mantener el aporte de fluidos con una tasa de infusión alta en el
caso de haber premedicado con AINEs. Se sugiere continuar la fluidoterapia
30 Firth AM, Haldane SL: Developmen of a scale to evaluate postoperative pain in
dogs. J Am Vet Med Assoc 1999; 214:651-9
31 Cambridge AJ, Tobias KM, Newberry RC, Sarkar DK: Subjective and objective
measurements of postoperative pain in cats. J Am Vet Med Assoc 2000;
217:685-90
67
durante la recuperación de todos aquellos pacientes en los que se hayan
registrado eventos que pudieran comprometer la perfusión renal.
El tratamiento del dolor en el postoperatorio inmediato se impone como una
necesidad de la práctica diaria. Este debe ser incorporado como una maniobra
de rutina, sin importar la envergadura o indicación del procedimiento realizado
(tratamiento médico o experimental). No sólo por cuestiones humanitarias, que
desde luego serían más que suficientes, sino por que está ampliamente
demostrado que, durante el período de recuperación, el dolor y el estrés,
promueven trastornos hemodinámicos, hormonales, metabólicos e
inmunológicos que prolongan y complican esta fase. Se recuerda que el único
dolor fácil de soportar es el ajeno y que omitir un tratamiento analgésico en un
paciente dolorido es un acto de mala práxis. Existen diferentes alternativas que
van desde el uso de AINEs solos o en combinación con hipnoanalgésicos hasta
la administración epidural o la infiltración local con anestésicos32,33. Cuando el
paciente ha recibido un adecuado soporte analgésico durante el período pre e
intraquirúrgico (analgesia preventiva), el manejo del dolor es fácil.
El autor utiliza, en pequeños animales, el ketoprofeno a razón de 0.25 mg/kg EV
(un octavo de la dosis recomendada por la literatura), antes de extubar al 32 Mathews KA, Paley DM, Foster RA, Valliant AE, Young SS:A comparison of
ketorolac with flunixin, butorphanol, and oxymorphone in controlling
postoperative pain in dogs. Can Vet J 1996; 37:557-67
33 Egger CM, Duke T, Archer J, Cribb PH: Comparison of plasma fentanyl
concentrations by using three transdermal fentanyl patch sizes in dogs. Vet
Surg 1998; 27:159-66
68
paciente. En estas circunstancias las manifestaciones de dolor en el
postoperatorio se reducen a un número insignificante.
Por último recalcamos el concepto de que la analgesia del procedimiento se
logra como resultado tanto de las drogas utilizadas como de las maniobras
realizadas. Un manejo imprudente y agresivo de los tejidos se traduce
invariablemente en un postoperatorio con dolor difícil de tratar.
MONITOREO DEL PACIENTE
El monitoreo es la clave de una anestesia segura. Un celoso cuidado de las
funciones vitales, la profundidad anestésica y el funcionamiento del equipo
utilizado, deberá implementarse desde mismo instante en que nos pongamos
en contacto con el paciente a anestesiar. Si bien es cierto que existen
numerosos y modernos instrumentos de medición, ninguno de ellos puede, ni
debe, reemplazar a la minuciosa y permanente “custodia” de nuestro paciente.
El animal deberá estar acompañado por su anestesista durante el tiempo que
se encuentre bajo el efecto de las drogas anestésicas.
Los principales parámetros a monitorear, cuando no se utilizan relajantes
neuromusculares, se relacionan con los reflejos motores. El monitoreo del
funcionamiento de los aparatos cardiovascular y respiratorio, debe ser también,
una preocupación constante. Todos los parámetros se deberán explorar antes
de anestesiar al paciente, para poder ponderar los cambios que acompañen a
69
las drogas utilizadas. Es sumamente importante registrar los hallazgos en
fichas especialmente diseñadas, en tiempos prefijados, a fín de obtener un
registro constante de lo que acontece durante nuestra anestesia.
La relajación de la mandíbula, se utiliza para estimar el grado de relajación
muscular.
La posición del globo ocular, es un parámetro muy utilizado en medicina
veterinaria. Éste desciende
rotando hacia el canto ventromedial del ojo y asciende conforme el paciente se
profundiza. La posición ideal está en el tercio inferior de la órbita tanto en
pequeños como en grandes animales (figura 12). Un nistagmo lento puede
estar presente en el equino y se acelera en planos superficiales.
El reflejo palpebral debe estar ausente y el corneal presente. La ausencia de
éste último reflejo en grandes animales debe ser considerada como un signo de
profundización excesivo que exige corrección.
Los reflejos en los miembros posteriores (patelar, tibial y de retirada),
comienzan a desaparecer por encima de la CAM para los líquidos volátiles y son
útiles para ubicarse en el plano anestésico.
El patrón respiratorio está muy sujeto al plano anestésico y a la condición
previa del paciente. Cuando la respiración es espontánea en pequeños
animales es deseable una frecuencia no menor a 6-8 respiraciones por minuto
mientras que en grandes animales entre 4 y 6 es lo habitual en equinos y entre
20 y 30 en rumiantes. En todos los casos se deberán monitorear las incursiones
70
torácicas y relacionarlas con el volumen corriente del animal. El movimiento de
la bolsa reservorio es de gran ayuda cuando no se cuenta con un espirómetro.
La determinación de la frecuencia y ritmo cardíacos mediante cardioscopía
deberá formar parte del monitoreo básico. En caso de no contar con el
instrumental apropiado, éste puede ser reemplazado por un estetoscopio
esofágico. El pulso periférico se determina en las arterias femoral, metatarsiana
dorsal y sublingual en el canino, en la arteria femoral en felinos, en las arterias
facial, facial transversa, metatarsiana dorsal y palatina en equinos, en arterias
auricular, digital, coccígea y metatarsiana dorsal en pequeños rumiantes y en
las arterias auricular y femoral en cerdos. Se considera que por fuera de los
siguientes límites establecidos, para la frecuencia cardíaca, puede haber
alteraciones que exijan corrección. Caninos: <60 >180, felino: <100 >220,
equino: <28 >50, vaca: <48 >90, oveja y cabra: <60 >150, cerdo: <50 >150.
La presión arterial puede registrarse en forma invasiva o no invasiva. Para la
primera opción se canaliza una arteria (ver arriba) que, mediante una
tubuladura heparinizada, se conecta o bien a un manómetro anaeróide (se
registra la presión arterial media) o bien a un tensiómetro electrónico. Dentro
de los métodos no invasivos, los sistemas Doppler y oscilométrico son los más
utilizados. El manguito se coloca por encima del carpo o por debajo del tarso,
en pequeños y en la base de la cola en grandes animales (figura 13). Si bien
estos métodos tienden a sobrevalorar la hipotensión, permiten realizar una
curva de tendencia confiable34. Se considera necesario mantener la presión
arterial sistólica por encima de 80 a 90 mmHg y la media por encima de 60 a
71
70 mmHg en las diferentes especies animales. Una caída de la tensión
sanguínea se reflejará en un menor sangrado del campo operatorio, un
aumento del tiempo de llenado capilar (normal 1 a 2 segundos), una
disminución del pulso periférico (éste comienza a perder intensidad hasta
hacerse impalpable por debajo de los 50-60 mmHg de presión arterial media) y
en una tasa menor de la formación de orina (menos de 0.5 ml/kg/hr). La
incorporación de drogas que mantengan un adecuado equilibrio hemodinámico
como por ejemplo dopamina o dobutamina, deberá ponderarse cuando se
registren hipotensiones que no respondan rápidamente a una superficialización
del plano anestésico.
Una aumento significativo (más de un 20-25%) en los parámetros monitoreados
como respuesta a los diversos estímulos nocivos debe ser considerado como
dolor. En estos casos se impondrá la necesidad de suplementar al protocolo
anestésico con drogas analgésicas.
La temperatura corporal es un parámetro a explorar contantemente. Es
frecuente registrar hipotermia durante o luego de la anestesia. Este fenómeno
se agrava en animales muy pequeños en los que la relación entre el área de
superficie y la masa corporal es mayor. El uso de mantas térmicas, la irrigación
de cavidades con soluciones templadas y una moderada refrigeración del
quirófano tienden a disminuir desbalance entre producción y pérdida de calor
que se genera durante la anestesia general.34 Caulkett NA, Cantwell SL, Houston DM: A comparison of indirect blood
pressure monitoring techniques in the anaesthetized cat. Vet Surg 1998;
27:370-7
72
Además se pueden sumar a la lista de parámetros a monitorear aquellos que se
registran mediante diferentes instrumentos. Es importante detenerse en los
principios que rigen el funcionamiento de los diferentes monitores para
comprender el peso que el registro aporta al diagnóstico y seguimiento del
paciente. Sugerimos al lector ahondar en los capítulos correspondientes de esta
misma obra.
1. Oximetría de pulso. El dispositivo se coloca generalmente en la lengua
(figura 14), en pacientes anestesiados o en zonas de piel fina y sin pelos en
pacientes concientes.
2. Análisis de la concentración inspirada de oxígeno. Se recomienda garantizar
una FiO2 de al menos un 30 a 40%.
3. Análisis de la concentración inspirada y espirada de CO2 (capnometría).
Rango entre 35 y 45 mmHg. Se sugiere familiarizarse con el análisis del
capnograma.
4. Determinación del volumen corriente (espirometría).
5. Presión venosa central. Valores de referencia en pacientes anestesiados, 2 a
7 cm H2O en pequeños y 15 a 25 cm de H2O en grandes animales.
6. Análisis de la concentración inspirada y espirada de agentes anestésicos.
7. Determinación de gases sanguíneos y análisis de bioquímica sanguínea a
partir de equipos portátiles.
Todos estos parámetros nos permitirán determinar el grado de depresión del
paciente y el impacto que van produciendo sobre él, las diferentes
combinaciones anestésicas. Es sumamente importante relacionar los hallazgos
73
que se desvíen de los presupuestos planteados para cada caso y actuar en
consecuencia.
Es indispensable contar con la infraestructura y medicamentos necesarios para
asistir al paciente en caso de emergencia. El personal de anestesia deberá
estar siempre al lado del animal, para evitar demoras innecesarias. Una lista de
las drogas más utilizadas, sus dosis y forma de administración se resumen en la
tabla XII, remitirse al archivo “tablas”.
ANESTÉSICOS LOCALES. BLOQUEOS NEUROAXIALES Y PERIFÉRICOS.
La predecible eficacia para interrumpir la conducción nerviosa de los
anestésicos locales ha sido explotada en todo tipo de tratamiento doloroso. El
empleo de los anestésico locales como parte del protocolo es también una
maniobra muy difundida en medicina veterinaria. Las drogas más utilizadas son
la lidocaína, bupivacaína y ropivacaína. La principal diferencia entre estas
radica en el período de latencia, la duración, la intensidad del bloqueo nervioso
y finalmente en la toxicidad.
Existen diferentes modalidades para el uso de estos compuestos. Para los
bloqueos regionales periféricos, un acabado conocimiento anatómico del
recorrido de los diversos nervios en cada una de las especies animales, asegura
el éxito de la técnica. Los bloqueos más utilizados incluyen el plexo braquial,
74
las ramas ocular, maxilar y mandibular del nervio trigémino, la infiltración de
los nervios intercostales, la infusión interpleural de solución anestésica y la
infiltración intraarticular. En equinos, el bloqueo de las numerosas
ramificaciones nerviosas de las extremidades, aporta además, un valioso
soporte para el diagnóstico de las diversas lesiones.
El uso de la anestesia epidural se ha difundido enormemente en los últimos
años tanto en pequeños como en grandes animales. La instilación de
anestésicos locales y analgésicos con diferentes mecanismos de acción, ha sido
utilizada tanto para el tratamiento del dolor intra como postoperatorio (tabla
XIII, remitirse al archivo “tablas”).
En caninos35,36, felinos37, cerdos y pequeños rumiantes la punción se realiza
generalmente en el espacio lumbosacro, bajo estrictas condiciones de asepsia.
El paciente se coloca en decúbito esternal, con los miembros posteriores
recogidos y la cabeza apoyada sobre la camilla, para no influir en la migración
cefálica de la solución anestésica (figura15). La aguja se introduce entre 1.25 y 35 Duke TM,Caulket NA, Ball SD, Remedios AM: Comparative analgesic and
cardiopulmonary effects of bupivacaine and ropivacaine in the epidural space of
the conscious dog. Vet Anaesth Analg 2000; 27:13-21
36 Otero P, Bonafine R, Portela D, Tarragona L, Ioras E, Hallu R: Ropivacaína 0,2
% vs bupivacaína 0,2% por vía epidural en caninos. In Vet Investigación
Veterinaria 2000; 2:19-26
37 Otero P, Guerrero J, Bonafine R, Hallu R: Ropivacaína por vía epidural en
felinos. En Proccedings. VII Seminario Argentino. IV Seminario Latinoamericano.
VII Taller de Enseñanza de la Cirugía. Buenos Aires, Argentina 16-6, 2001.
75
4 cm, según el tamaño del animal. Se recomiendan agujas para punción espinal
de 2.5 a 7.5 cm, 20 a 22G en pequeños animales y de 5.0 a 7.5 cm, 18G en
grandes animales. Se deberá infundir al menos 20 ml/kg de peso de la solución
electrolítica elegida por vía endovenosa, antes de instilar el anestésico, para
expandir el volumen plasmático y contrarrestar eventuales hipotensiones. En
grandes animales se puede acceder al espacio epidural con el individuo en
estación, a través del primer espacio intervertebral coccígeo o del espacio
lumbosacro. Con la aguja en la posición correcta la solución es impulsada hacia
el espacio epidural sin que se registre resistencia. Se puede hacer una
inyección de aire o solución salina para constatar la permanencia de la aguja
en el canal. En todos los casos es factible colocar un catéter, para la infusión
continua o seriada de las diversos agentes analgésicos utilizados. Para colocar
el catéter es indispensable utilizar agujas de punción con bisel curvo (Tuhoy). El
catéter se introduce sólo 1-1.5 cm. Esta maniobra se complica en pacientes de
menos de 10 kg de peso38.
La extensión del bloqueo metamérico, en la anestesia epidural, depende del
volumen instilado y de la concentración del fármaco utilizado y del sitio por el
cual se aborda el espacio epidural. Existen diferentes modalidades para
calcular la dosis a administrar. En pequeños animales se puede hacer sobre la
base del peso corporal o la longitud de la columna vertebral. La dosis promedio
es de 1 ml cada 3.5 a 4.5 kg de peso o 0.8 a 1 ml cada 10 cm de longitud 38 Swalander DB, Crowe DT Jr, Hittenmiller DH, Jahn PJ: Complications associated
with the use of indwelling epidural catheters in dogs: 81 cases (1996-1999). Am
Vet Med Assoc 2000; 216:368-7
76
occipito-coccígea. El volumen a instilar en grandes animales se relaciona con la
extensión del bloqueo a realizar. La dosis para la anestesia epidural caudal es
de 1ml cada 100 kg de peso y no afecta la estación. En la anestesia epidural
craneal la dosis es 1 ml cada 4.5 kg (volumen final de 40 a 150 ml) y permite el
abordaje quirúrgico del abdomen.
La anestesia epidural permite realizar un sinnúmero de intervenciones
quirúrgicas. Es principalmente utilizada en cirugías del miembro posterior,
perineales y abdominales. El abordaje quirúrgico del abdomen39 exige bloqueos
extensos (hasta D5) ya que tanto las vísceras como el peritoneo parietal son y
se comportan como estructuras continuas. Se recomiendo atropinizar a los
pacientes que serán sometidos cirugías abdominales.
La anestesia epidural está contraindicada en pacientes con cuagulopatías,
hipotensos y en aquellos que presentan infección en los tejidos por los que
debe insertarse la aguja.
La anestesia espinal o subaracnoidea esta muy poco difundida en medicina
veterinaria. El acceso a este espacio permite realizar bloqueos segmentarios,
apelando al sitio en el que se instila el anestésico y a la baricidad del mismo.
La abundante presencia de numerosos receptores opiáceos en la sustancia
gelatinosa del asta dorsal de la médula espinal permite que pequeñas dosis de
hipnoanalgésicos, aproximadamente una décima parte de una dosis por vía 39 Otero P, Guerrero J, Hallu R: Clinical efficacy of 0.05% ropivacaine in
abdominal surgery in isofluorane or halothane anesthetized canines. En
Proccedings. 8th International Congress of European association for Veterinary
Pharmacology and Toxicology (EAVPT). Jerusalem, Israel 3-7, 2000.
77
sistémica, instiladas en el espacio epidural promuevan un prolongado efecto
analgésico. Este se expresa a nivel somático y visceral sin interferir con las
funciones sensitivas y motoras. Otros compuestos como los agonistas alfa2 y la
ketamina son también, utilizados en medicina veterinaria por ésta vía40. La
droga elegida es diluida en solución fisiológica y el volumen final se ajusta al
tamaño del paciente (ver tabla, remitirse al archivo “tablas”).
40 Dobromylskyj P, Flecknell PA, Lascelles BD, PascoePJ, Taylor P, Waterman-
Pearson A: Management of postoperative and other acute pain. En Flecknell PA,
Waterman-Pearson A, Pain management in animals. W B Saunders, London
2000, pp 81-145
BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA
1. Thurmon JC, Tranquilli WJ, Benson GJ. Lumb & Jones' Veterinary Anesthesia,
third edition. Williams & Wilkins, Baltimore 1996.
2. Otero, P. Dolor. Evaluación y tratamiento en pequeños animales. Inter-
Médica 2004.
3. Paddleford RR. Manual of Small Animal Anesthesia, second edition. W. B.
Saunders Company, London 1999.
4. Hall LW, Taylor PM. Anaesthesia of the cats. Baillière Tindall, W. B. Saunders
London 1994.
78
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
5. Frecknell P, Waterman-Pearson A. Pain management in animals. W. B.
Saunders London 2000.
6. Taylor, P. M. Clarke K. W. Manual de anesthesia en equinos. Inter-Médica
2001.
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