View
26
Download
0
Category
Preview:
DESCRIPTION
curso organizado por SATI
Citation preview
“Manejo Clínico y
Prevención de las
Infecciones en el Paciente
Crítico”
10. Curso Virtual de InfectologíaCrítica
Año 2015Comité de Infectología Crítica
Dra. Miriam Blanco Bioquímica. Coordinadora Área Microbiología Scio. de Laboratorio Htal “El Cruce”
Alta Complejidad en Red, Fcio Varela
Toma de muestras Microbiológicas
NUNCA LA CALIDAD DE UN ANÁLISIS VA A SUPERAR LA CALIDAD DE LA MUESTRA
QUE SE USO PARA REALIZAR DICHO ANÁLISIS
GENERALIDADES
• Usar medidas de seguridad apropiadas para la recolección, transporte y procesamiento inicial de todas las muestras
• Evitar la contaminación con flora colonizante
• Muestrear áreas con replicación activa de los MO
• La cantidad de muestra debe permitir realizar los test requeridos
Frasco estéril boca ancha con tapa a rosca; útil para orina, muestras de biopsia, esputos, líquidos de punción.
Tubo estéril con tapa a rosca; para líquidos de punción (en algunos casos se requiere el agregado de un anticoagulante), puntas de catéter, biopsias
ROTULAR LOS TUBOS Y FRASCOS APROPIADAMENTE
ENVASES ADECUADOS
HEMOCULTIVOS
Volumen
Nº muestras
Momento de la toma
Intervalo entre muestras
0
30
25
20
15
10
5
35
% DEFALSOS (-)
10 20 30
VOLUMEN DE SANGRE
Dos muestras de 20 ml (10 ml por
frasco) separadas por 30’.
En pacientes sin endocarditis:
20 ml vs 10 ml incrementaban el
rendimiento en 30%
30 ml vs 10ml incrementa en 47%
40 ml vs 30 ml incrementa solo 7%
Cockerill,F. - J Clin Microbiol, 38. 2004
N DE EPIDODIOS: 121
Nº DE MICROORGANISMOS: 147.
RECUENTOS
(UFC/ML)
<1
1,1-10
>10
% DE
AISLAMIENTOS
23
37
40
Pediatría
Kellog,J. - J Clin Microbiol. 38, 2000.
IMPORTANCIA DEL VOLUMEN DE SANGRE CULTIVADA
Adultos40
El porqué de >1 ml hemocultivado y tomar más de 1 muestra
Incremento en la detección de bacteriemia.
Mejor discriminación de contaminantes.
Discontinuar terapia innecesaria.
Optimización de la terapia antibiótica.
Reducción de costos y de presión de selección de cepas
resistentes.
HEMOCULTIVOSImportancia nº muestras
WASHINGTON,J. - MAYO CLIN PROC. 1975
Nº DE EPISODIOS= 80
3 MUESTRAS DE 20 ml CADA UNA
1º muestra = 80% POSITIVOS
2º muestra = 88% POSITIVOS
3º muestra = 99% POSITIVOS
WEINSTEIN,M. - REV INF DIS,1983
Nº DE EPISODIOS= 282
3 MUESTRAS DE 15 ml CADA UNA
1º muestra = 91% POSITIVOS
2º muestra = >99% POSITIVOS
Ayuda a alcanzar el vól óptimo de sangre a cultivar Permite discriminar contaminación vs bacteriemia verdadera
HEMOCULTIVOS
MOMENTO DE LA TOMA
Tiempo lag ~ 1 h antes inicio síntomas
INTERVALO ENTRE MUESTRAS
Estado clínico del paciente determina el intervalo
* ATB urgente intervalos cortos
* Estable > intervalos (endovascular)
OTROS DATOS IMPORTANTES:
Relación caldo cultivo/sangre: 1/5 – 1/10
Presencia de inhibidores en sangre
Atmósfera de incubación
Tiempo de incubación (M7, A 5)
Desinfección de la piel ( alcohol 70%)
Desinfección de la botella (alcohol 70%)
Volumen de sangre:
Adultos 8 a 10 ml
Pediátricos 1 a 3ml
Arterial=Venosa
No hacer cambio de aguja
Conservación: según método usado en el laboratorio
HEMOCULTIVOS
CATÉTERES
MÉTODOS CON REMOCIÓNMÉTODOS SIN REMOCIÓN
- No existe técnica “gold standard”
- > 70% catéteres retirados innecesariamente
- Los métodos con remoción brindan un diagnóstico retrospectivo
IMP!! Cualquiera de los métodos elegidos debe estar acompañado con al menos un hemocultivo periférico previo
CATÉTERES
MÉTODOS SIN REMOCIÓN
Tiempo diferencial de positividad (Métodos automatizados)
• Útil para catéteres de larga permanencia (>30 días).
• Tomar muestra de catéter y de vena con la menor separación de tiempo posible.
• Inocular exactamente el mismo Vol. de sangre periférica y a través de catéter.
• Utilizar mismo tipo de frasco de hemocultivo.
• Ingresar ambas muestras al mismo tiempo al equipo.
Punto de Corte : Diferencia > 120 min.
MUESTRA DE SANGRETRANSCATÉTER
Desinfección de la conexión (iodopovidona )
Extracción con aguja y jeringa estéril
En catetéres heparinizados descartar los primeros ml y volver a heparinizar
Volumen de sangre:
Adultos 8 a 10 ml
Pediátricos 1 a 3ml
Conservación: según el método usado en el laboratorio
IMPORTANTE!!!!!
INTERVALO ENTRE MUESTRAS
Si los hemos son para estudiar infección relacionada a catéter, extraer las muestras SIN intervalo de tiempo, siempre primero la periférica
Si los hemos son para sospecha de bacteremia distinta a la asociada al catéter, extraer las muestras con 15-30 minutos de intervalo entre cada muestra
MUESTRA DE CATÉTER
Personal requerido: 2
Desinfección de la piel pericatéter(iodopovidona)
Extracción aséptica del catéter
Cortar a los 5 cm del extremo y colocar en tubo estéril (pinza y tijeras )
Conservación a temperatura ambiente < 2hs; heladera >2 hs
Importante: extraer un hemocultivo periférico previo a la remoción del catéter.
UROCULTIVO
La IU representa el 40% de las infecciones IH
Sólo 0,5 a 5% son bacteriémicas
70-80% de las IU en hospitales de agudos ocurren en pacientes con sonda vesical
10-15% de los pacientes en hospitales de agudos son portadores de sonda vesical
El 70% de ellas permanecen colocadas al menos 7 días
En pacientes sondados la tasa de colonización de la orina crece 5% por día
UROCULTIVOTÉCNICA POR SONDA VESICAL
• Clampeo sonda a 5 cm del meato urinario externodurante 15 minutos• Desinfección de la zona a punzar (ROH 70%)
• Extracción con jeringa y aguja (20 ml)
• Colocación de la orina en frasco estéril• Conservación en heladera Sondado intermitente: pacientes con retención urinaria, con uros previos contaminados al acecho
- sin clampeo- directamente al colocar la sonda
Importante: preferencia de sonda nueva !
MUESTRAS RESPIRATORIAS
Procedimientos
No InvasivosMini BAL
BAL
Catéter Protegido
Biopsia de Pulmón
Biopsia Pleural
Hemocultivo
Procedimientos
Invasivos
Aspirado traqueal/Esputo
E: las ST pueden originarse tanto en tracto
respiratorio superior como inferior
Manipulaciones del tubo endotraqueal pueden introducir la flora del tracto superior en traquea
Colonización temprana de pacientes internados
ASPIRADO TRAQUEAL
ASPIRADO TRAQUEAL
Recoger las secreciones en una trampa
unida al equipo de aspiración Enviar el dispositivo con el aspirado
Conservar a T.A (procesar antes de las 2 hs)sino, heladera
Recordar!! Los pacientes se colonizan con patógenos nosocomiales
LAVADO BRONCOALVEOLAR
1ª porción: más contaminada TBC u hongos
2ª y/o 3ª porción: Sembrar cuantitativamente
Citocentrifugado: fresco y coloraciones: Gram, Giemsa, Z-N (Kinyoun, Azul de o-toulidina)
TTO ATB rápido
Se muestrean 106 alvéolos
Muestra significativa si: < 1 % CEE E/ 2 - 25 % MØ con MO
intracelulares Presencia PMN (zona inflamada)
Pto de corte: > 104 ufc/ml (103)S: 72 - 100 %E: 69 - 100 %
Muestra obtenida por FBC
IMP!!!
No inyectar lidocaína por el canal de succión
No aspirar secreciones por el FBC antes de muestrear
No enviarlo en SF (inhibe Legionella y disminuye recuentos
de: anaerobios, H. influenzae y S. pneumoniae)
Procesarlos e/ 30 min. y 2 hs de obtenido
LAVADO BRONCOALVEOLAR
MINIBAL
Por catéteres, a ciegas, no dirigido
Introducción a ciegas de un catéter (enclavar en un bronquiolo distal)
Instilar 20 ml de SF estéril
10% de volumen de retorno
Procesamiento = BAL
Cultivo(+) con > 103-104 UFC/ml
COMBICATH
• La muestra no debe remitirse NUNCA en jeringa
con aguja
• Utilizar tubos estériles o en su defecto recipientes
estériles con tapa a rosca y seguros
• Ante la sospecha de bacterias anaerobiasconsiderar la posibilidad de utilizar medios de
transporte para este tipo de gérmenes
• Ante la sospecha de infección micótica o pormicobacterias se debe remitir el mayor volumen
posible
• La muestra se transporta a Temperatura Ambiente
LÍQUIDOS DE PUNCIÓN
LÍQUIDOS DE PUNCIÓN
• Punción previa desinfección de la zona
(iodopovidona)
• Colocar en tubo estéril con tapa a rosca CON
ANTICOAGULANTE (heparina)para todos los
líquidos, excepto para LCR
• Conservación a temperatura ambiente.
Refrigerar solamente una pequeña porción para realizar estudios complementarios si son necesarios
LCRSensibilidad de la coloración de Gram
ETIOLOGÍA SENSIBILIDAD
Streptococcus pneumoniae 90%
Neisseria meningitidis 75%
Haemophilus influenzae 86%
Listeria monocytogenes <50%
Bacilos Gram Negativos 50%
Todas las etiologías sin tto. ATB 75-90%
Todas las etiologías con tto. ATB 45-60%
LCREn meningitis asociadas a shunts
MUESTRAS
LCRA) Por punción del reservorio :la sensibilidad del cultivo del LCR del reservorio es del 95%B) LCR por punción lumbar: la sensibilidad es del 50-80%)
Cultivo Punta de catéter ventricular NUNCA!!!
LÍQUIDOS DE PUNCIÓNUtilidad de la siembra en botellas de hemos
• En muestras con bajo inóculo bacteriano de sitios estériles
• Remitir al menos 10 ml de muestra para el frasco de HC
• Remitir también muestra en tubo estéril para el examen directoy siembra
• Utilidad documentada en:– Líquido ascítico (peritonitis primaria)
– Líquido de diálisis peritoneal ambulatoria– Líquido sinovial– Líquido pleural (existen pocas publicaciones que lo avalan)
• Ventajas:– Permite mayor recuperación bacteriana en menor tiempo
• Desventajas:– Crecimiento pobre de bacterias exigentes, por ejemplo
Haemophilus spp.– Costo
Diagnóstico Clostridiumdifficile
1- La búsqueda de C. difficile o sus toxinas debe realizarseen heces de consistencia diarreicas (B-II).2- La muestra debe ser remitida sin conservantes los antes posible al laboratorio para su procesamiento inmediato.3- El cultivo de heces es la prueba màs sensible y específica (A-II).4- El ELISA) para toxinas A y B es rápido pero menos sensible que el estudio de citotoxicidad (B-II).5- La PCR parece ser rápida, sensible y específica y pero no está al alcance de todos los laboratorios y son necesarios más estudios (B-II).6- La repetición de pruebas durante el mismo episodio es de valor limitado y no se recomienda (B-II).
Recommended