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UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
FACULTAD DE INGENIERÍA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
Y AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
“OPTIMIZACIÓN DE TÉCNICAS PARA LA PRE-GERMINACIÓN DEL
LAUREL DE CERA (Morella pubescens H y B ex Willdenow)”
Tesis previa a la obtención del Título de Ingeniero Forestal
AUTORES:
GUADALUPE CASTRO
RIGOBERTO AYALA
TUTOR:
ING. FOR. WALTER A. PALACIOS
Ibarra – Ecuador
2011
ii
UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
FACULTAD DE INGENIERÍA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS
Y AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
"OPTIMIZACIÓN DE TÉCNICAS PARA LA PRE-GERMINACIÓN DEL
LAUREL DE CERA (Morella pubescens H y B ex Willdenow)"
Tesis revisada por el Comité Asesor, por lo cual se autoriza su presentación como
requisito parcial para obtener el TÍTULO de:
INGENIERO(A) FORESTAL
APROBADA:
______________________
Ing. For. Walter A. Palacios
TUTOR DE TESIS
_____________________
Ing. For. Segundo Fuentes
ASESOR:
Ibarra-Ecuador
2011
iii
UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
BIBLIOTECA UNIVERSITARIA
AUTORIZACIÓN DE USO Y PUBLICACIÓN
A FAVOR DE LA UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
1. IDENTIFICACIÓN DE LA OBRA
La Universidad Técnica del Norte dentro del proyecto Repositorio Digital
Institucional, determinó la necesidad de disponer de textos completos en formato
digital con la finalidad de apoyar los procesos de investigación, docencia y
extensión de la Universidad.
Por medio del presente documento dejo sentada mi voluntad de participar en este
proyecto, para lo cual pongo a disposición la siguiente información:
DATOS DE CONTACTO 1
CÉDULA DE
IDENTIDAD: 170354746-1
APELLIDOS Y
NOMBRES: CASTRO MARÍA GUADALUPE
DIRECCIÓN Imbabura, Ibarra. Cdla. Los Ceibos Calle Río Chimbo
# 4-66
EMAIL: hindujel@yahoo.com
TELÉFONO FIJO: 06-264-4632 TELÉFONO
MÓVIL: 083269103
DATOS DE LA OBRA
TÍTULO:
OPTIMIZACIÓN DE TÉCNICAS PARA LA PRE-
GERMINACIÓN DEL LAUREL DE CERA (Morella
pubescens H y B ex Willdenow)
AUTORES: CASTRO MARÍA GUADALUPE Y
AYALA GARZÓN NELIO RIGOBERTO
FECHA: 3 de junio del 2011
SOLO PARA TRABAJOS DE GRADO
PROGRAMA: X PREGRADO POSGRADO
TÍTULO POR EL QUE
OPTA: INGENIERO FORESTAL
TUTOR: ING. FOR. WALTER PALACIOS
DATOS DE CONTACTO 2
CÉDULA DE
IDENTIDAD: 050054239-4
APELLIDOS Y
NOMBRES: AYALA GARZÓN NELIO RIGOBERTO
DIRECCIÓN Imbabura, Ibarra. Cdla. Los Ceibos Calle Río Chimbo
# 4-66
EMAIL: hindujel@yahoo.com
TELÉFONO FIJO: 06-264-4632 TELÉFONO
MÓVIL: 083113337
iv
2. AUTORIZACIÓN DE USO A FAVOR DE LA UNIVERSIDAD
Nosotros, CASTRO MARÍA GUADALUPE, con cédula de ciudadanía Nro.
170354746-1 y AYALA GARZÓN NELIO RIGOBERTO, con cédula de
ciudadanía Nro. 050054239-4; en calidad de autores y titulares de los derechos
patrimoniales de la obra o trabajo de grado descrito anteriormente, hacemos
entrega del ejemplar respectivo en formato digital y autorizamos a la Universidad
Técnica del Norte, la publicación de la obra en el Repositorio Digital Institucional
y uso del archivo digital en la Biblioteca de la Universidad con fines académicos,
para ampliar la disponibilidad del material y como apoyo a la educación,
investigación y extensión; en concordancia con la Ley de Educación Superior
Artículo 143.
2. CONSTANCIAS
Los autores manifiestan que la obra objeto de la presente autorización es original
y se la desarrolló, sin violar derechos de autor de terceros, por lo tanto la obra es
original y son los titulares de los derechos patrimoniales, por lo que asumen la
responsabilidad sobre el contenido de la misma y saldrán en defensa de la
Universidad en caso de reclamación por parte de terceros.
Ibarra, 14 de junio de 2011.
LOS AUTORES:
ACEPTACIÓN:
María Guadalupe Castro Nelio Rigoberto Ayala Garzón
C.C.: 170354746-1 C.C.: 050054239-4
Esp. Ximena Vallejo
JEFE DE BIBLIOTECA
Facultado por resolución del Honorable Consejo Universitario:
v
UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
CESIÓN DE DERECHOS DE AUTOR DEL TRABAJO DE GRADO
A FAVOR DE LA UNIVERSIDAD TÉCNICA DEL NORTE
Nosotros, CASTRO MARÍA GUADALUPE, con cédula de ciudadanía Nro.
170354746-1 y AYALA GARZÓN NELIO RIGOBERTO, con cédula de
ciudadanía Nro. 050054239-4; manifestamos la voluntad de ceder a la
Universidad Técnica del Norte los derechos patrimoniales consagrados en la Ley
de Propiedad Intelectual del Ecuador, artículos 4, 5 y 6, en calidad de autores de la
obra o trabajo de grado denominada “OPTIMIZACIÓN DE TÉCNICAS PARA
LA PRE-GERMINACIÓN DEL LAUREL DE CERA (Morella pubescens H y B
ex Willdenow)”, que ha sido desarrolla para optar por el título de Ingeniero
Forestal en la Universidad Técnica del Norte, quedando la Universidad facultada
para ejercer plenamente los derechos cedidos anteriormente. En nuestra condición
de autores nos reservamos los derechos morales de la obra antes citada. En
concordancia suscribo este documento en el momento que hago entrega del
trabajo final en formato impreso y digital a la Biblioteca de la Universidad
Técnica del Norte
María Guadalupe Castro Nelio Rigoberto Ayala Garzón
C.C.: 170354746-1 C.C.: 050054239-4
Ibarra, 14 de junio de 2011.
vi
FORMATO DEL REGISTRO BIBLIOGRÁFICO
Guía: FICAYA-UTN
Fecha: 14 de junio de 2011
CASTRO MARÍA GUADALUPE, AYALA GARZÓN NELIO
RIGOBERTO. OPTIMIZACIÓN DE TÉCNICAS PARA LA PRE-
GERMINACIÓN DEL LAUREL DE CERA (Morella pubescens H y B ex
Willdenow)/ TRABAJO DE GRADO. Ingenieros Forestales. Universidad
Técnica del Norte. Carrera de Ingeniería Forestal. Ibarra. EC. Junio 2011.
108 p. anex.
TUTOR: Palacios Cuenca, Walter A.
Una de las especies promisorias nativas forestales, que ha de ser utilizada no
solo para la forestación de zonas deterioradas o desérticas sino también para
el incremento de la biomasa, es el laurel de cera (Morella pubescens H.B ex
Wild). Desafortunadamente su germinación es baja lo que hace necesario
investigar procesos artificiales más rápidos. Tres métodos pre-germinativos
fueron analizados en esta investigación: a) eliminación de cera con solventes
orgánicos, b) eliminación de posibles inhibidores de germinación (cambios
diarios de agua de grifo) y c) inductores de germinación (hormonas). Los
resultados obtenidos en el primer método revelaron que el peróxido de
hidrógeno y éter de petróleo son los solventes orgánicos más recomendables.
Con respecto al segundo método, las condiciones experimentales (choque
térmico) posiblemente influyeron negativamente en el proceso germinativo,
presentando ausencia de emergencia con excepción del testigo. Finalmente
la evaluación del método tercero, reflejo porcentajes de germinación
relativamente altos para el ácido giberélico y el ácido naftaleno acético
comparado con el testigo. Además, se observó que no hubo efecto sinérgico
entre ambos ácidos bajo las condiciones estudiadas.
Fecha: Defensa de Tesis.
3 de junio de 2011
f) Tutor de Tesis f) Autor
f) Autor
vii
PRESENTACIÓN
Son responsabilidad de los autores las ideas, conceptos, datos, tablas, resultados,
discusiones, conclusiones y recomendaciones que se presentan en este documento,
los mismos que pueden ser utilizados como base para investigaciones futuras,
respetando la autoría.
viii
DEDICATORIA
A nuestras hijas, sinónimo de orgullo y felicidad
ix
AGRADECIMIENTO
De manera especial al Ingeniero Forestal Walter A. Palacios Cuenca, director de
tesis; por su confianza, paciencia, soporte intelectual, estímulo, orientación,
asesoramiento y supervisión en ésta, nuestra investigación. Nuestra sincera
apreciación, a él, por los desafíos brindados que nos ayudaron a culminar esta
meta.
Nuestro reconocimiento a los Ingenieros Gloria Cristina Luna Cabrera
(especialista en gestión de proyectos, M. Sc. Educación Ambiental) y Germán
Chávez docentes de la Universidad de Nariño (Colombia) por su desinteresada
colaboración, orientación y consejos en esta investigación.
A la Universidad Técnica del Norte, Facultad de Ingeniería en Ciencias
Agropecuarias y Ambientales, sus autoridades y catedráticos de la Escuela de
Ingeniería Forestal por darnos la oportunidad de culminar con este reto.
A los Ingenieros: Antonio Jaramillo M.Sc., Germán Terán y Miguel Echeverría,
por su persistente estímulo y apoyo científico.
Finalmente, a nuestras hijas: Dra. Janiny Ayala y Carla, PhD, que con su respeto,
amor y sugerencias nos impulsaron a culminar ésta etapa.
x
ÍNDICE GENERAL
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN 1
1.1 Problema 2
1.2 Justificación 3
1.3 Objetivos 4
1.3.1 Objetivo General 4
1.3.2 Objetivos Específicos 4
1.4 Formulación de Hipótesis 5
CAPÍTULO II
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 6
2.1 Generalidades del laurel de cera 6
2.1.1 Descripción de la especie 6
2.1.2 Clasificación Taxonómica 6
2.1.3 Distribución natural 7
2.1.4 Descripción botánica 8
2.1.5 Crecimiento 13
2.2 Propagación y reproducción 13
2.3 Recolección y cosecha 14
2.4 Almacenamiento y preparación de la semilla 14
2.5 Escarificación de las semillas 14
2.6 Viveros de laurel de cera 15
2.7 Siembra 15
2.8 Época de producción 16
xi
2.9 Cera de laurel 16
2.10 Usos e importancia del laurel de cera 17
2.11 Generalidades de la germinación de las semillas 17
2.12 Germinación 18
2.13 Latencia de las semillas 18
2.14 Tratamientos Pre-germinativos 20
2.15 Flotación 26
CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÈTODOS 27
3.1 Área de estudio 27
3.2 Materiales 29
3.2.1 Herramientas 29
3.2.2 Materiales para construcción de invernadero 29
3.2.3 Reactivos químicos 29
3.2.4 Materiales y equipos de laboratorio y vivero 30
3.2.5 Instrumentos 30
3.2.6 Material de campo 31
3.2.7 Materiales y equipos de oficina 31
3.2.8 Software 31
3.3 Métodos 32
3.3.1 Metodología 32
3.3.2 Tratamientos silviculturales en vivero 32
3.3.2.1 Obtención de la semilla 32
3.3.2.2 Construcción del invernadero 32
3.3.2.3 Preparación y desinfección de las platabandas 33
3.3.2.4 Preparación y esterilización del sustrato 33
3.3.2.5 Enfunde del sustrato 33
3.3.3 Tratamientos adicionales 34
xii
3.3.3.1 Escarificación mecánica 34
3.3.3.2 Tratamiento contra el ataque de patógenos 34
3.3.3.3 Inducción de la germinación 34
3.3.4 Descripción de los métodos pre-germinativos utilizados 35
3.3.4.1 Eliminación de cera con solventes orgánicos 35
3.3.4.2 Eliminación de posibles inhibidores de germinación 36
3.3.4.3 Inductores de germinación 37
3.3.5 Labores culturales 40
3.3.5.1 Codificación 40
3.3.5.2 Riego 40
3.3.5.3 Deshierbe 40
3.3.5.4 Toma de datos 41
3.3.6 Análisis estadístico 41
3.3.7 Prueba de significancia 42
3.3.8 Tamaño de la población 42
3.3.9 Variables estudiadas 42
3.3.10 Manejo específico de las variables 43
3.3.10.1 Viabilidad 43
3.3.10.2 Energía germinativa 43
3.3.10.3 Germinación 43
CAPÍTULO IV
RESULTADOS 44
4.1 Pre-Tratamientos 44
4.1.1 Eliminación mecánica de capa superficial de cera 44
4.1.2 Viabilidad de las semillas previo a la aplicación de tratamientos 45
4.2 Método Primero: Eliminación de la cera con solventes orgánicos 45
4.2.1 Cambios colorimétricos 46
4.2.2 Energía germinativa 47
xiii
4.2.3 Germinación 48
4.2.4 Análisis estadístico para la germinación 49
4.3 Método Segundo: Eliminación de posibles inhibidores de
germinación 50
4.3.1 Energía germinativa 50
4.3.2 Análisis estadístico para la germinación 50
4.4 Método Tercero: Inductores de germinación 51
4.4.1 Ácido giberélico 51
4.4.1.1 Energía germinativa aplicando ácido giberélico 51
4.4.1.2 Germinación aplicando ácido giberélico 54
4.4.1.3 Análisis estadístico de la germinación con ácido giberélico 54
4.4.2 Ácido naftaleno acético 56
4.4.2.1 Energía germinativa aplicando ácido naftaleno acético 56
4.4.2.2 Germinación aplicando ácido naftaleno acético 58
4.4.2.3 Análisis estadístico para la germinación aplicando ANA 59
4.4.3 Ácido giberélico + ácido naftaleno acético 61
4.4.3.1 Energía germinativa aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno
acético 61
4.4.3.2 Germinación ácido giberélico + ácido naftaleno 63
4.4.3.3 Análisis estadístico para la germinación aplicando ácido giberélico
+ ácido naftaleno 64
4.5 Análisis estadístico global del tercer método 66
CAPÍTULO V
DISCUSIÓN 69
5.1 Eliminación de cera con solventes orgánicos 69
5.2 Eliminación de posibles inhibidores de germinación 70
5.3 Inductores de germinación 71
xiv
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES 73
CAPÍTULO VII
RECOMENDACIONES 75
CAPÍTULO VIII
RESUMEN 77
CAPÍTULO IX
SUMMARY 81
CAPÍTULO X
BIBLIOGRAFÍA 85
CAPÍTULO XI
ANEXOS 89
xv
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Distribución de la especie 7
Figura 2. Árbol de laurel de cera 8
Figura 3. Plántulas de laurel de cera 9
Figura 4. Hoja de laurel de cera 10
Figura 5. Flores de laurel de cera 11
Figura 6. Frutos de laurel de cera 12
Figura 7. Semillas de laurel de cera 12
Figura 8. Cera obtenida de la escarificación mecánica de las semillas 16
Figura 9. Ilustración de las partes de la semilla 18
Figura 10. Ubicación del sitio de estudio, sector Natabuela, Cantón
Antonio Ante, Provincia de Imbabura, Ecuador 27
Figura 11. Árbol de laurel de cera del cual se cosecharon las semillas 32
Figura 12. Identificación de madera 40
Figura 13. Semillas con cera (izquierda), semillas sin cera (centro), cera
(derecha) 44
Figura 14. Porcentaje de viabilidad de las semillas utilizadas 45
Figura 15. Cambio de color según el solvente usado al sumergir las
semillas de laurel de cera 46
Figura 16. Ilustración de la energía germinativa, calculada para los
tratamientos del método: Eliminación de la cera con solventes
orgánicos 47
Figura 17. Comparación de la germinación entre los distintos tratamientos
del método: Eliminación de cera con solventes 48
Figura 18. Ilustración de la energía germinativa, para los tratamientos con
cambio diario de agua, 4, 8 y 16 días 50
Figura 19. Porcentaje de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico a 2,5 ppm 51
Figura 20. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico a 5 ppm 52
xvi
Figura 21. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico a 10 ppm 53
Figura 22. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido naftaleno acético a 2,5 ppm 56
Figura 23. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido naftaleno acético a 5 ppm 57
Figura 24. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido naftaleno acético a 10 ppm 58
Figura 25. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico + ácido naftaleno acético a 2,5 ppm 61
Figura 26. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico + ácido naftaleno acético a 5 ppm 62
Figura 27. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con
ácido giberélico + ácido naftaleno acético a 10 ppm 63
Figura 28. Comparación de los resultados porcentuales de la germinación,
para los tratamientos con ácido giberélico, ácido naftaleno
acético y ácido giberélico + ácido naftaleno acético a los 49 días 66
xvii
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Volúmenes mezclados de ácido giberélico y agua destilada para
obtener las concentraciones indicadas 34
Cuadro 2. Volúmenes mezclados de ácido naftaleno acético y agua
destilada para obtener las concentraciones indicadas 35
Cuadro 3. Volúmenes mezclados de ácido giberélico, ácido naftaleno
acético y agua destilada para obtener las concentraciones
indicadas 35
Cuadro 4. Codificación de los tratamientos del método uno 36
Cuadro 5. Codificación de los tratamientos del método dos 37
Cuadro 6. Codificación de los tratamientos con ácido giberélico 38
Cuadro 7. Codificación de los tratamientos con ácido naftaleno acético 39
Cuadro 8. Codificación de los tratamientos con ácido giberélico + ácido
naftaleno acético 39
Cuadro 9. Análisis estadístico aplicado al método, eliminación de la cera
con solventes orgánicos 41
Cuadro 10. Análisis estadístico aplicado al método, eliminación de posibles
inhibidores de germinación 41
Cuadro 11. Análisis estadístico aplicado al método, inductores de
germinación 42
Cuadro 12. Cambios de color observados en los solventes orgánicos y en
las semillas 46
Cuadro 13. Germinación aplicando AG 54
Cuadro 14. Análisis de varianza de la quinta observación con ácido
giberélico 54
Cuadro 15. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando ácido giberélico 55
Cuadro 16. Germinación aplicando ANA 59
Cuadro 17. Análisis de varianza de la quinta observación con ácido naftaleno
acético 59
xviii
Cuadro 18. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando ácido naftaleno 60
Cuadro 19. Resultados porcentuales de la mezcla para los distintos
tratamientos 64
Cuadro 20. Análisis de varianza, ácido giberélico +, ácido naftaleno acético 64
Cuadro 21. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando AG + ANA 65
Cuadro 22. Análisis de varianza de la quinta observación 66
Cuadro 23. Prueba de Duncan para la comparación global de la germinación
a los 49 días 67
Cuadro 24. Germinación de los tratamientos del método Eliminación de cera
con solventes orgánicos 78
Cuadro 25. Germinación aplicando ácido giberélico 79
Cuadro 26. Germinación aplicando ácido naftaleno acético 79
Cuadro 27. Germinación aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno
acético (1 : 1) 79
xix
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Fotografía (distintas tomas) de las semillas de laurel de cera
germinadas. La plántula posee un par de hojas embrionarias y
un color rojizo en la parte inferior del hipocótilo 89
Anexo 2. Árbol del cual se cosecho las semillas (superior) y de plántulas
de laurel de cera (inferior) 90
Anexo 3. Cuadro porcentual de la energía germinativa para cada
observación 91
Anexo 4. ADEVAS correspondientes a las observaciones del primer
método 91
Anexo 5. Fotografías (distintas tomas) de las semillas incubando en agua 92
Anexo 6. Ilustración de la germinación de los tratamientos aplicando ácido
giberélico 93
Anexo 7. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer
método aplicando ácido giberélico 94
Anexo 8. Ilustración grafica de los tratamientos aplicando acido naftaleno
acético 95
Anexo 9. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer
método aplicando ácido naftaleno acético 96
Anexo 10. Ilustración gráfica de la germinación de los tratamientos
aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno acético 97
Anexo 11. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer
método aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno acético 98
Anexo 12. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer
método comparación entre ácido giberélico, ácido naftaleno
acético y ácido giberélico + ácido naftaleno acético 99
Anexo 13. Distribución del ensayo 100
Anexo 14. Fotografía de las platabandas con sus respectivos tratamientos
y placas de identificación 100
Anexo 15. Mapa de la localización del área experimental de la
Investigación 101
xx
Anexo 16. Fotografías de la semilla de laurel de cera. Semilla y cubierta
seminal abierta (superior), embrión y cubierta seminal
(inferior) 102
Anexo 17. Fotografías de algunos materiales utilizados 103
Anexo 18. Fotografías de los solventes orgánico utilizados (superior) y de
las semillas en el primer enjuague después de ser incubadas en
ácido sulfúrico (inferior) 104
Anexo 19. Fotografías de la investigadora recolectando semillas (superior)
y tomando datos en el invernadero (inferior) 105
Anexo 20. Fotografías del investigador observando las características de la
plántula (superior) y deshierbando (inferior) 106
Anexo 21. Fotografías de embrión iniciando su germinación (superior) y
de la plántula arrojando la cubierta seminal (inferior) 107
Anexo 22. Fotografías de las semillas germinadas y libres de la cubierta
seminal 108
1
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
Las preocupaciones del mundo moderno son esencialmente ambientales. Ecuador,
a pesar de tener una superficie pequeña es uno de doce países con mayor
diversidad biológica del planeta. Lamentablemente también es uno de los países
con un alto nivel de deforestación y explotación desordenada de recursos
naturales. La ampliación de zonas utilizadas para la agricultura y ganadería es uno
de los factores de mayor influencia en la destrucción de la biodiversidad forestal.
El mejoramiento y posible solución, parte de una tendencia que analiza los
eventos desde el punto de vista de las múltiples interacciones de la realidad que
los caracterizan, así: el conjunto de la experiencia, práctica y saber ayuda a la
formación del conocimiento, incorporando la investigación científica con la
acción participativa.
La concientización e importancia del incremento de la biomasa y conservación de
especies promisorias y en vías de extinción como probablemente está el laurel de
cera, complementan la conjugación del diálogo y convivencia que genera
integración de las relaciones interpersonales y respeto por los recursos naturales;
brindando así opciones de producción y protección que contesten a la dinámica
entre los entornos ambiental y educativo.
Se hace necesario el estudio del laurel de cera para reforzar los cimientos de una
cultura ambiental, que esté reflejada y retroalimentada por la participación,
dinámica y creatividad social.
2
El laurel de cera es una especie en estado silvestre, sub-utilizada o poco conocida,
que no obedece a ninguna tecnificación, por lo que crece de manera espontánea,
motivo por el que aún no se ha podido globalizar su éxito, más posee importancia
relevante en campos como la ecología y la conservación del medio ambiente,
representando así un gran potencial económico a corto, mediano o largo plazo;
para el país en particular y para la humanidad en general. Es por eso que
debemos enfocar una acción forestadora intensa, para crear y mantener el recurso
forestal como un factor determinante y como parte de la solución a los problemas
socio-económicos.
Para frenar la erosión debemos aunar esfuerzos para forestar, preservar las
cuencas hidrográficas, evitar la destrucción de bosques protectores, mantener los
hábitats esenciales para la supervivencia de nuestra rica fauna, sobre todo amar la
naturaleza.
1.1 PROBLEMA
El desgaste de los suelos por desertificación, erosión y falta de recuperación de
biomasa en Ecuador, es un problema ecológico que requiere ser tratado con
seriedad.
En este contexto, el conocimiento de métodos y condiciones específicas
ambientales para una exitosa pre-germinación de especies nativas forestales, es
precario.
Una de las especies promisorias que ha de ser utilizada no solo para la forestación
de zonas deterioradas o desérticas sino también para el incremento de la biomasa
y que atenuará estas anomalías, es el laurel de cera (Morella pubescens H.B ex
Wild) que se propaga naturalmente por semillas, presentando baja germinación, lo
cual se hace necesaria la investigación de métodos artificiales más rápidos que
aumenten los procesos metabólicos y morfogenéticos, cuyo resultado sea una
eficiente germinación de las semillas.
3
El éxito de la reproducción sexual depende de factores genéticos, calidad de
semilla y factores ambientales favorables como son: un sustrato húmedo,
suficiente oxigenación que permita una respiración aerobia adecuada y una
temperatura óptima. Hay semillas que poseen cubierta dura y cutinizada, que
frenan la imbibición de agua e intercambio de gases, retardando la división y el
alargamiento celular en el embrión y por ende la rotura de las cubiertas seminales;
haciendo imposible la continuación del ciclo embrionario y germinativo, éste es el
caso de las semillas de laurel de cera.
Hay limitaciones en la germinación de estas semillas, incluso cuando todas las
condiciones son favorables, debido a que entran en estado de latencia durante el
cual su germinación queda temporalmente suspendida o retardada.
1.2 JUSTIFICACIÓN
El laurel es una especie promisoria y su explotación es limitada; es una especie
propicia de cultivo en diferentes sistemas de producción. Además es un mitigador
de impactos ambientales por adaptarse a condiciones marginales de suelo.
Sus características morfológicas (sistema radicular extenso, densidad de la copa,
resistencia de las ramas) la convierten en un símbolo de la conservación de las
eco- regiones alto-andinas.
El laurel de cera es una especie que brinda beneficios ambientales:
Óptima para la exitosa colonización de sustratos seriamente destruídos ya
que sus raíces fijan nitrógeno.
Contribuye al inicio de la sucesión vegetal, lo cual posibilita el
establecimiento de otras especies.
Funciona como alimento para la fauna silvestre.
Ayuda a regular los caudales de agua y proteger los taludes de las
carreteras, riveras hídricas y pantanosas.
4
Conserva las cuencas hidrográficas, enfatizando la importancia de éstas,
como un espacio de vida integral; generando alternativas de producción
sostenible a través de prácticas agro-ecológicas
Induce la restauración, ya que protege y recupera los suelos degradados,
formando sistemas agro-forestales y silvo-pastoriles
Fomenta la formación de áreas boscosas, con fines de producción y
protección
El estudio de métodos pre-germinativos del laurel de cera, contribuyen a la
determinación de parámetros, los cuales proveen información crucial al
investigador en la predicción del éxito reproductivo de las semillas.
El aporte con información científica más detallada sobre la especie al término de
la investigación ha sido nuestra última meta.
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo General
Generar un aporte innovador a la ciencia, que contribuya al bienestar de la
humanidad, a través de información técnica, que permita aumentar las
posibilidades de germinación en semillas de laurel de cera.
1.3.2 Objetivos Específicos
Determinar el efecto de solventes orgánicos, en la eliminación de cera de
semillas de laurel.
Evaluar el efecto de eliminación de inhibidores, en la germinación de
semillas de laurel.
Determinar el efecto de inductores de germinación, en semillas de laurel
de cera.
5
1.4 FORMULACIÓN DE HIPÓTESIS
Hipótesis nula (Ho): Los procesos artificiales de pre-germinación fueron más
eficientes que el proceso natural y aumentaron el porcentaje de germinación del
laurel de cera.
Ho= T1 = T2 = T3 = T4 = T5
Hipótesis alternativa (Ha): La aplicación de inductores de germinación
(hormonas), en semillas de laurel de cera, aceleraron la germinación e
incrementaron el porcentaje de germinación.
Ha= T1 ≠ T2 ≠ T3 ≠ T4 ≠ T5
6
CAPÍTULO II
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1 Generalidades del laurel de cera
2.1.1 Descripción de la especie
Según Hoyos y Cabrera (1999), el laurel de cera es un arbusto o árbol pequeño; su
origen es holártico, o sea, de la parte Norte del Continente Americano, aunque
algunos autores indican que es originario del Mar Negro. Es una especie de
importancia para la protección de cuencas y restaurador de suelos. Además de sus
frutos se obtiene la cera que es empleada en procesos industriales. Los árboles no
son cultivados por agricultores sino que crecen espontáneamente en potreros y
taludes de carreteras.
Morella pubescens es un representante de un numeroso género de unas 50
especies (www.efloras.org); mantiene una relación de simbiosis con bacterias
grampositivas del género Frankia, mismas que crecen mediante la utilización de
nitrógeno atmosférico (Torres y Velasco, 2008).
2.1.2 Clasificación Taxonómica
Nombre Científico : Morella pubescens
Reino : Plantae
División : Magnoliophyta
Clase : Magnoliopsida
7
Orden : Myricales
Familia : Myricaceae
Nombres Comunes : Laurel de cera, olivo de cera, olivón, murkuna,
pajte, yapurundì, ñijñi, laurel y roble.
2.1.3 Distribución natural
Es una especie que está difundida por todo el trópico con exclusión de Australia
(Pérez, 1956). En Centro América se encuentra en Panamá y Costa Rica. En
América del Sur: Venezuela, Colombia, Ecuador, Perú y Bolivia.
En Ecuador, el género Morella está representado por dos especies andinas:
Morella pubescens, característica de zonas secundarias y Morella parvifolia
(Benth.), característica del subpáramo y páramo (www.efloras.org; Aguirre,
2006).
Figura 1. Distribución de la especie.
8
2.1.4 Descripción Botánica
Según Borja y Lasso (1990), es un árbol pequeño, resistente, tiene forma torcida,
posee lenticelas y su color es grisáceo, su copa es amplia e irregular, follaje denso
y de color verdoso; sus ramas crecen de horizontal a oblicua y empiezan a baja
altura de la base, son medianamente gruesas y abundantes, sus ramitas son
delgadas de color verdoso y olorosas al herirlas.
Posee amentos masculinos cortos, 4 – 14 estambres en un mismo verticilo; los
amentos femeninos son de doble tamaño en comparación con los masculinos.
Tienen un ovario súpero, bicarpelar, unilocular con superficie granulosa; 2 estilos
filiformes unidos en la base, un óvulo basal. Fruto drupáceo, cubierto de gránulos
de cera.
Alcanza una altura máxima reportada de 16 m por 30 cm de diámetro
(www.opepa.org). Tiene un amplio rango de adaptación en cuanto a altitud y su
sistema radicular es extenso (Hoyos y Cabrera, 1999).
Figura 2. Árbol de laurel de cera.
9
Sistema Radicular
Las raíces presentan nódulos radiculares, que fijan nitrógeno y permiten el
crecimiento del arbusto en terrenos carentes de éste elemento, razón por la cual es
recomendable su utilización en la recuperación de suelos erosionados (Gallardo,
1993).
Es capaz de oxigenar nuevas plantas a partir de sus raíces, lo que le permite
extenderse fácilmente por el suelo; durante sus primeros años forma ramitos, pero
a manera que alcanza una altura superior a los 30 cm se desarrollan raíces
laterales y superficiales, las mismas que forman una red alrededor (Hoyos y
Cabrera, 1999; Trejos, 1960).
Figura 3. Plántulas de laurel de cera
Hojas
Según Hoyos y Cabrera (1999), las hojas son coriáceas, simples, alternas y
lanceoladas, pubescentes por el haz y el envés; sus bordes están provistos con
10
dientes pequeños y las nervaduras son salientes y se bifurcan en el ápice. Miden
de 9 cm hasta 15 cm de largo por 3 cm de ancho; poseen ejes cortos y acanalados,
de color verde oliva; nerviación marcada por su revés; por ambas caras tiene
glándulas que son de color amarillo y expiden un olor agradable al estrujarlas
(Semicol S.A., 2010).
Además, se conoce que las hojas de laurel de cera están constituídas por 121
compuestos volátiles (Celis y Pinos, 2007).
Figura 4. Hoja de laurel de cera.
Flores
Son unisexuales, miden 2 mm de diámetro, las masculinas son de color amarillo y
café y se encuentran localizadas hacia la parte baja de la espiga; se caen rápido
después de liberar el polen, mientras que las femeninas son de color rojo y están
dispuestas hacia el ápice; éstas perduran más tiempo mientras se desarrollan los
11
ovarios, convirtiéndose en frutos. Están protegidas individualmente por varias
brácteas que se disponen en amentos axilares sobre ramas diferentes de la misma
planta (Trejos, 1960; Semicol S.A., 2010).
Figura 5. Flores de laurel de cera.
Frutos
Producen racimos pequeños, escamosos y duros. Los frutos miden 5 mm de
diámetro; son de color café amarillento, gris verdoso, verde claro o violeta
(Trejos, 1960); tiene forma esférica y en su superficie poseen gránulos de cera,
que son de color blanquecino y cada uno contiene una semilla; el número de
frutos por kilogramo es de 32.019 de esto 40% es cera, el 23% son impurezas y el
37% semillas (Hoyos y Cabrera, 1999).
12
Figura 6. Frutos de laurel de cera.
Semillas
Las semillas se encuentran en el interior del fruto. La superficie es rugosa, de
color marrón, posee consistencia dura y el tamaño es aproximadamente de 2,5 x
2,0 mm. El número promedio de semillas por kilogramo es de 100.000 (Hoyos y
Cabrera, 1999).
Las semillas son dispersadas por las aves que se alimentan de los frutos y sus
brizales se encuentran en un radio de 12 m de la planta madre; lo cual hace que se
presente una distribución agregada (Muñoz, 1993).
Figura 7. Semillas de laurel de cera.
13
2.1.5 Crecimiento
Altitud
A esta especie se la puede encontrar desde los 1.600 a los 3.900 msnm (Pérez,
1956; Semicol S.A., 2010).
Clima
Crecen en regiones que poseen clima templado o frío, a temperatura media de
12˚C - 18˚C, lluvia anual de 500 a 2.000 mm; presenta resistencia a heladas y
vientos fuertes; exige luz (Hoyos y Cabrera, 1999).
Suelos
Prefiere suelos de textura arcillo-arenosa, aunque se la puede encontrar en una
diversa variedad de tierras fértiles e infértiles, debido a la gran capacidad que
tiene de fijar nitrógeno a través de sus nódulos; tolerando un gran rango de pH
(Trejos, 1960).
2.2 Propagación y reproducción
Hoyos y Cabrera (1999), indicaron que las investigaciones que se han adelantado
en relación con la propagación del laurel de cera son muy incipientes y las que
más se conocen están relacionadas con la reproducción sexual. La propagación
vegetativa por estacas o por medio de cultivo in vitro está por experimentarse.
Su forma natural de reproducción es ayudada por aves que consumen los frutos y
consecuentemente los dispersan en sus excretas, cayendo directamente al suelo
donde germinan, dando lugar a grupos de árboles de tamaño variable dependiendo
del sitio donde las semillas son depositadas.
14
2.3 Recolección y cosecha
Los frutos son recolectados manualmente de los árboles que han llegado a su
máximo grado de fructificación y maduración y que presenten buenas
características para asegurar una alta población de plántulas sanas y vigorosas.
La cosecha de la semilla de laurel de cera se realiza durante las épocas de lluvia y
de verano que rigen en la región. La forma de detectar si la semilla está lista para
su cosecha, es cuando al frotarla entre las manos no desprende mucha tinta y su
color es grisáceo (Muñoz, 1993).
Según Muñoz (1993), la forma de cosechar es a través del despunte de las ramas
de los árboles y posteriormente sacudirlas para que la semilla caiga.
2.4 Almacenamiento y Preparación de la semilla
Deben almacenarse en lugares frescos, aireados, donde no haya exposición a los
rayos solares; a temperatura menor de 5ºC y humedad relativa del 8%; en envase
hermético (Semicol S.A., 2010).
Es necesario remover la cera sin lesionar las semillas para garantizar una buena
germinación.
2.5 Escarificación de las semillas
Según Miranda & Torres (1997), es aconsejable frotar las semillas de laurel de
cera con lija número 100, durante diez minutos antes de sembrarlas.
Bravo, Castillo & Chaves (1996), indicaron que una de las mejores técnicas para
la germinación es la inmersión de las semillas de laurel de cera en agua, con
cambio diario durante períodos de 15 a 30 días con lo cual se aumenta la
velocidad de emergencia y la proporción de la germinación.
15
2.6 Viveros de laurel de cera
Hoyos y Cabrera (1999), indicaron que para la producción de árboles de laurel de
cera es necesario regar las semillas en germinadores construídos con materiales
que faciliten el drenaje del agua y cubiertos por un umbráculo; (capa inferior de
10 cm de grava, sobre la cual se deposita una capa de arena de 10 cm de altura y
como capa superficial una mezcla de tierra -arena de 15 cm de espesor), este suelo
debe ser previamente desinfectado con productos como agua hervida o formol al
40% o productos químicos comerciales adecuados.
2.7 Siembra
La semilla se riega al voleo o en surcos y se cubre con una fina capa de tierra de
un grosor equivalente al doble de su tamaño. La cantidad de semilla por emplear
en área de 10 metros cuadrados es de 1 kilogramo cuando se siembra en surcos y
1,5 kilogramos cuando es al voleo; el porcentaje de germinación del laurel de cera
es de 20-25 por ciento (Hoyos y Cabrera, 1999).
En semilleros se siembran a 2 cm de distancia entre una y otra y en hileras
separadas entre sí por 2 cm, la semilla debe quedar cubierta con el sustrato a una
profundidad entre 0,5 a 1 cm. Al alcanzar las plántulas los 5 y 10 cm de altura se
trasplantan a bolsas de polietileno (Semicol S.A., 2010).
Desde la siembra de la semilla en la era, hasta el trasplante a bolsa, transcurren 90
días aproximadamente, dependiendo este período de las condiciones climáticas de
la zona donde se establezca el vivero pues, a mayor temperatura ambiental y del
suelo mayor es el crecimiento de la plántula y por lo tanto, menor es el tiempo
para el trasplante. Cuando la planta alcanza una altura de alrededor de 30 cm, es
propicia para ser llevada a plantación en un sitio definitivo.
Es importante mencionar que hay que mantener el sustrato permanentemente
húmedo durante la germinación pero sin excesos.
16
2.8 Época de producción
Por lo general los árboles empiezan a producir después de los tres años de su
siembra. La época principal de producción de la semilla está comprendida entre
junio y septiembre; pero en zonas más bajas (1.600 msnm) puede producirse en
mayo, mientras que en zonas más altas (3.900 msnm) en octubre (Muñoz, 1993).
2.9 Cera de laurel
Se ha reportado según análisis organolépticos que la cera es de color verde
amarillento, olor a parafina, sabor dulce, textura suave ligeramente porosa y
consistencia blanda. Además, contiene 5,80% de humedad, una densidad de 0,96
g/ml a 25°C, con un punto de fusión de 39°C inferido de análisis físico-químicos
reportados, utilizando materia prima lijada (Hoyos y Cabrera, 1999).
De 50 kilogramos de fruto, se obtiene en promedio 8,3 kilogramos de cera
equivalente a 16,6%. La cantidad de cera que se obtiene de árboles que se
encuentran a mayor altitud, es menor en comparación con la cantidad de cera
recolectada de árboles que se encuentran en partes bajas.
Figure 8. Cera obtenida de la escarificación mecánica de las semillas.
17
2.10 Usos e importancia del laurel de cera
En Colombia, las hojas, tallos y raíces de esta especie son utilizados para el
tratamiento de enfermedades nerviosas, laringitis aguda, ictericia, hemorragia
uterina, leucorrea y diarreas; su consumo en dosis grandes produce vomito. La
cera por su parte es un estimulante para las úlceras.
El fruto posee usos industriales; la cera extraída es empleada en el proceso de
fabricación de panela, en la elaboración de velas, betún, barníz, jabones, fundición
de bronce y además es exportada a los Estados Unidos.
Su madera es utilizada en la fabricación de cabos para herramientas y como
combustible.
2.11 Generalidades de la germinación de las semillas
Las semillas son la unidad de reproducción sexual de las plantas y su función
principal es la de multiplicarse y perpetuar la especie.
Las semillas contienen el embrión y las sustancias de reserva. El embrión es una
planta en miniatura en estado de vida latente; posee uno o varios apéndices
laterales llamados cotiledones, que son hojas modificadas. Los cotiledones están
unidos al embrión por el nudo cotiledonal (Figura 9).
El embrión y las sustancias de reserva están rodeados por una pared denominada
tegumento seminal o epispermo. Este tegumento posee dos capas llamadas testa
(la más externa) y tegmen (la capa interna) y son derivadas de las capas que
componen el tegumento del óvulo. La testa es casi siempre dura y resistente y el
tegmen es mucho más delgado. La función del tegumento es proteger al embrión y
las sustancias de reserva, pudiendo experimentar a veces algunas modificaciones
que facilitan la dispersión de la semilla, como por ejemplo formaciones aladas,
presencia de pelos, etc. (FontQuer)
18
Figura 9. Ilustración de las partes de la semilla.
2.12 Germinación
La germinación involucra todos aquellos procesos que comienzan con la
absorción de agua por la semilla quiescente y terminan con la elongación del eje
embrionario. La señal visible de la finalización de la germinación es en general la
emergencia de la radícula embrionaria a través de las cubiertas seminales, aunque
en el ámbito de la producción es aceptado que la señal de la germinación suele
tomarse como la visualización de la plántula viable emergiendo del suelo (Varela,
2010).
2.13 Latencia de las semillas
Según Varela (2010), el estado de dormición, latencia o letargo, es definido como
la incapacidad de una semilla intacta y viable, de germinar bajo condiciones de
temperatura, humedad y concentración de gases, que serían adecuadas para la
germinación.
La latencia es un proceso dinámico, se establece durante la formación de la
semilla y posee una importante función, que consiste en restringir la germinación
en la planta madre antes de su dispersión en el campo. Es una adaptación que
contribuye a la supervivencia del individuo, restringiendo la germinación cuando
19
los factores ambientales son desfavorables para el desarrollo de la plántula; por
ello los tratamientos pre-germinativos son de gran relevancia para mejorar la
producción de plantines a partir de un lote de semillas si éstas presentan algún tipo
de dormición.
Las causas principales del letargo de las semillas son: embriones rudimentarios,
embriones fisiológicamente inmaduros, cubiertas o tegumentos de semillas
mecánicamente resistentes, cubiertas impermeables de semillas y presencia de
inhibidores de la germinación (Weaver, 1987).
La latencia puede ser de varios tipos y en ocasiones la misma semilla puede
presentar más de un tipo de latencia, así (Varela, 2010; Weaver, 1987):
a) Latencia por la cubierta de las semillas o exógena.
*Latencia física: El embrión está encerrado dentro de una cubierta
impermeable que puede mantener las semillas con bajo contenido de
humedad durante varios años y aún con temperaturas elevadas.
*Latencia mecánica: Las cubiertas de las semillas son demasiado duras
para permitir que el embrión se expanda durante la germinación.
*Latencia química: Corresponde a la producción y acumulación de
sustancias químicas que inhiben la germinación.
b) Latencia morfológica o endógena.
Es aquella en la que el embrión no se ha desarrollado por completo en la época de
maduración.
*Embriones rudimentarios: Presentes en semillas cuyo embrión es apenas
algo más que un pre-embrión embebido en un endosperma al momento de
la maduración del fruto. El endosperma también posee inhibidores
químicos que se activan con altas temperaturas.
20
*Embriones no desarrollados: Semillas que en la madurez del fruto tienen
embriones poco desarrollados, con forma de torpedos, que pueden
alcanzar un tamaño de hasta la mitad de la cavidad de las semillas.
c) Latencia interna.
En el control interno están implicados dos fenómenos separados: Control ejercido
por la semi-permeabilidad de las cubiertas de las semillas y letargo superado por
el embrión con exposición a enfriamiento en húmedo. Así:
*Fisiológica: La germinación es impedida por un mecanismo fisiológico
inhibidor.
*Interno intermedio: Inducida por las cubiertas de las semillas y los tejidos
de almacenamiento circundante.
*Del embrión: Caracterizada por un período de enfriamiento en húmedo y
por la incapacidad del embrión separado de germinar con normalidad.
d) Latencia combinada morfofisiológica.
Consiste en la combinación del subdesarrollo del embrión con mecanismos
fisiológicos inhibidores fuertes.
e) Latencia combinada exógena-endógena.
Consiste en las diversas combinaciones de latencia de la cubierta o el pericarpio
con latencia fisiológica endógena.
2.14 Tratamientos Métodos Pre-germinativos
Según Varela, se ha dedicado mucha investigación a idear métodos artificiales
para eliminar la latencia (tratamientos pre-germinativos) y asegurar que las
semillas germinen con rapidez y de manera uniforme. Mediante la aplicación de
21
protocolos pre-germinativos en vivero es posible disminuír la latencia a un grado
mínimo, promoviendo la germinación de la semilla; teniendo presente que los
protocolos varían según la especie.
Tratamientos pre-germinativos son cualquier tratamiento mecánico, físico y/o
químico que se aplica a una semilla o grupo de semillas, con el objetivo de
hacerlas germinar más rápidamente y en mucha mayor cantidad
(http://www.elmundoforestal.com/terminologia/tratamientopregerminativo.html)
Los tratamientos más globalizados según Varela son:
a) Estratificación
Tratamiento que se utiliza para romper la latencia fisiológica y consiste en colocar
las semillas entre estratos que conservan la humedad, comúnmente arena o turba o
vermiculita, en frío o calor.
b) Escarificación
Es cualquier proceso que rompa, raye, altere mecánicamente o ablande las
cubiertas de las semillas para hacerlas permeables al agua y a los gases y se
subdivide en:
*Mecánica: Consiste en raspar la cubierta de las semillas con lijas, limas o
quebrarlas con un martillo o pinzas.
*Química: Consiste en remojar las semillas por períodos breves de 15 minutos a 2
horas, en compuestos químicos. Las semillas secas se colocan en recipientes no
metálicos y se cubren con el solvente químico con agitación regular para obtener
resultados uniformes. Algunos de estos solventes son:
22
Ácido sulfúrico
Es un compuesto químico muy corrosivo, incoloro cuya fórmula es H2SO4,
utilizado para la obtención de fertilizantes y en la industria petroquímica entre
otras.
Acetona
Compuesto químico del grupo de las cetonas encontrado naturalmente en el medio
ambiente. A temperatura ambiente se presenta como un líquido incoloro de olor
característico, se evapora fácilmente, es inflamable y es soluble en agua.
Tíñer
Es una mezcla de disolventes de naturaleza orgánica derivados del petróleo,
utilizado como diluyente de pinturas, aceites y grasas. El tíñer tiene como
disolvente principal al tolueno, como co-solvente al benceno y como diluyente a
una serie de disolventes.
Éter de petróleo
También conocido como bencina, nafta de petróleo o ligroína; es una mezcla
líquida de diversos compuestos volátiles, muy inflamables, de la serie homóloga
de los hidrocarburos saturados; es empleado como disolvente no polar. El éter de
petróleo se obtiene de las refinerías de petróleo como parte del destilado; tiene
una densidad relativa comprendida entre 0,6 y 0,8 en función de su composición.
Peróxido de hidrógeno
También conocido como agua oxigenada o dioxidano, es un compuesto químico
fuertemente enlazado con el hidrógeno tal como el agua; conocido por ser un
poderoso oxidante. A temperatura ambiente es un líquido incoloro con sabor
amargo, pequeñas cantidades de peróxido de hidrógeno gaseoso se encuentran
naturalmente en el aire.
23
c) Lixiviación
Las semillas son remojadas en agua corriente con la finalidad de remover los
inhibidores químicos presentes en la cubierta seminal.
Inhibidores
Las plantas contienen muchas sustancias inhibidoras, que controlan al menos en
parte procesos como la germinación de las semillas. Entre los inhibidores
naturales del crecimiento tenemos las sustancias orgánicas aromáticas (Weaver,
1987).
Los inhibidores como su nombre lo indica, inhiben o retrasan el proceso
fisiológico o bioquímico de los vegetales. De acuerdo con sus propiedades
fisiológicas, algunos inhibidores endógenos se pueden catalogar como hormonas
vegetales (Weaver, 1987).
Los inhibidores naturales conocidos son los ácidos: abcísico, gálico, benzoico,
cumárico, cinámico, caféico, clorogénico, cumarina, escopletina, aesculina,
juglona, naringenina (Weaver, 1987).
Estos compuestos son causa del reposo y actúan bloqueando algún proceso
esencial para la germinación. Sin embargo, los inhibidores naturales de la
germinación no reducen la viabilidad de la semilla, ni producen ningún tipo de
anormalidades en el crecimiento de la planta una vez realizada la germinación
(Weaver, 1987).
d) Combinación de tratamientos
Utilizada en semillas de especies que tienen más de un tipo de letargo.
24
e) Hormonas y otros estimulantes químicos
Existen sustancias que estimulan la germinación, las cuales se emplean en
diferentes concentraciones y tiempos de exposición, dependiendo de la especie a
tratarse.
Inductores
El crecimiento y desarrollo de las plantas está regulado por sustancias químicas
que en conjunto ejercen una completa interacción para cubrir las necesidades de la
planta. Son reguladores vegetales, hormonas, fito-hormonas; que son compuestos
orgánicos distintos de los nutrientes y que en pequeñas cantidades estimulan,
inducen o modifican cualquier proceso fisiológico en las plantas (Devlin, 1980).
Se conoce cinco grupos de hormonas vegetales: auxinas, citoquininas, giberelinas,
etileno y ácido abcísico (Rojas, 1972).
Auxinas, se relacionan con la elongación, tropismo, dominancia apical,
abscisión, enraizamiento y otros. Las auxinas más utilizadas son: IBA
(Ácido Indol-3-butírico), ANA (Ácido Naftaleno Acético).
Citoquininas, se usan estos compuestos para la proliferación de tallos
axilares por la ruptura de la dominancia apical. Las citoquininas más
usadas son: BAP (Bencilamino purina), quinetina, 2-IP (Isopentenil-
adenina).
Giberelinas, tienen una función crítica en el desarrollo de las plantas ya
que según su presencia en el momento adecuado puede estimular procesos
fisiológicos específicos para tener un cierto crecimiento metabólico.
Existen varios tipos de giberelinas, siendo las más comunes: GA1, GA3,
GA7 y GA9. Las funciones que llevan a cabo en la planta son:
incrementan el crecimiento en los tallos; interrumpen el período de
25
latencia de las semillas, haciéndolas germinar y movilizan las reservas en
azúcares; inducen la brotación de yemas.
Inductores utilizados en esta investigación
Ácido Giberélico 3 (GA3)
Es una simple giberelina que promueve el crecimiento y la elongación celular.
Afecta la descomposición vegetal y ayuda a su crecimiento si está en bajas
proporciones, aunque eventualmente la planta desarrolle tolerancia al compuesto.
Este ácido estimula a las células de las semillas germinantes a producir moléculas
de ARN mensajero (ARNm) que codifican las enzimas hidrolíticas. El ácido
giberélico es una hormona muy potente cuya presencia natural en plantas controla
su desarrollo.
Sabiéndose de su poder regulatorio, las aplicaciones de muy bajas
concentraciones pueden resultar en profundos efectos, mientras que muy altas
pueden dar el efecto opuesto. Se lo usa generalmente en concentraciones de 0,01 a
10 mg/L (http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_giber%C3%A9lico).
Ácido Naftaleno Acético (ANA)
Es una de las auxinas sintéticas la misma que funciona como regulador del
crecimiento vegetal. Esta hormona favorece el enraizamiento debido a su acción
estimuladora que hace posible la aparición de nuevas raíces. La aplicación de
auxinas en plantas, induce a la síntesis de auxinas naturales en el tejido aplicado;
pero vale mencionar que también pueden inducir la síntesis de otras hormonas.
La aplicación de auxinas en dosis elevadas puede estimular la síntesis de etileno
causando efectos negativos en el crecimiento, hasta la muerte del tejido
(Wikipedia, 2010).
26
Los efectos de giberelinas y auxinas, parecen ser complementarios, requiriéndose
ambas hormonas para la estimulación total del alargamiento.
ANA actúa en el desarrollo de la elongación de ramas, provocan la división
celular, activan el desarrollo de las yemas, favorece la floración, retrasa la caída
de hojas y frutos, tiene una dominancia apical.
2.15 Flotación
Si bien no constituye un tratamiento pre-germinativo, hace posible la separación
de las semillas vanas de las llenas y es aconsejable como primer paso en los
estudios de germinación.
27
CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 ÁREA DE ESTUDIO
El estudio (laboratorio químico y vivero) se realizó en un predio perteneciente a
los investigadores, en la Parroquia San Francisco de Natabuela, Cantón Antonio
Ante, Provincia de Imbabura, Ecuador.
Figura 10. Ubicación del sitio de estudio, Parroquia San Francisco de Natabuela,
Cantón Antonio Ante, Provincia de Imbabura, Ecuador.
28
Ubicación Política
Provincia: Imbabura
Cantón : Antonio Ante
Parroquia: San Francisco de Natabuela
Sector: Panamericana Norte
Ubicación Geográfica
Altitud : 2.350 msnm
Latitud : 0º 20` 8,86” N
Longitud: 78º 11` 38,54” O
Datos Climáticos
Temperatura media anual: 15 ºC
Temperatura mínima: 8 ºC
Temperatura máxima: 16 ºC
Precipitación media anual: 635 mm
Características Edáficas
Textura: Franco arenosa
Topografía: Plana
pH: 6,0 (débilmente ácido)
Clasificación Ecológica
bosque seco Montano Bajo (bs-MB) según Holdridge, que a su vez
corresponde a la clasificación Bioclimática sub-húmedo Temperado (s-h
Tem.) (Cañadas, 1983).
29
3.2 MATERIALES
Los materiales, equipos, herramientas, reactivos químicos y software utilizados en
la investigación fueron:
3.2.1 Herramientas
Carretilla
Azadón
Rastrillo
Pala
Barra
Martillo
Grapadora
Zaranda
Sierra
3.2.2 Materiales para construcción de invernadero
Caña guadúa
Alambre para amarrar
Cinta adhesiva para invernadero
Tiras de madera
Plástico de polietileno calibre 8
Clavos de 1 y 4 pulgadas
Grapas
Sarán
Cordeles
3.2.3 Reactivos químicos
Agua destilada
30
Acetona
Tíñer
Peróxido de Hidrógeno
Éter de Petróleo
Ácido Giberélico 3
Ácido Naftaleno Acético
Vitavax 300 (fungicida)
Ácido Sulfúrico
Hipoclorito de Sodio
Alcohol Etílico
Ranger 480 (herbicida)
3.2.4 Materiales y equipos de laboratorio y vivero
Beakers
Tubos de ensayo
Mascarilla de protección
Guantes de látex
Jeringuillas 5 ml 21g1
Cilindro graduado
Tubos cónicos
Embudo
Papel universal indicador de pH
Fundas de polietileno de 4 x 5 pulgadas con capacidad de 227 gramos
Bomba de mochila
Placas de identificación
Refrigerador 4°C
3.2.5 Instrumentos
Altímetro
Flexómetro
31
Termómetro
Balanza Analítica
Cronómetro
Nivel
3.2.6 Material de campo
a) Material vegetativo
Semillas de laurel de cera
b) Material para sustrato
Tierra negra
Tierra de vivero
Arena de río
Pomina
3.2.7 Materiales y equipos de oficina
Computadora
Impresora
Cámara fotográfica digital
Materiales de escritorio
Calculadora
Flash memory
3.2.8 Software
Microsoft Vista (Excel, Word, Power Point)
Adobe Reader
Adobe Photoshop 6.0
32
3.3 MÉTODOS
3.3.1 Metodología
3.3.2 Tratamientos silviculturales en vivero
3.3.2.1 Obtención de la semilla
Las semillas fueron obtenidas en el Sector de Chirihuasi (2.955 msnm), Parroquia
La Esperanza, Cantón Ibarra. Se recolectaron aproximadamente 3.000 semillas
del único árbol existente en la zona, el cual presentaba características sanas y
vigorosas y se encontraba en su máximo grado de fructificación y maduración
(Figura 11).
Figura 11. Árbol de laurel de cera del cual se cosecharon las semillas.
3.3.2.2 Construcción del invernadero
El invernadero fue trazado por medición y alineación planimétricas. Las
dimensiones fueron: 5,90 m de longitud, por 4,90 m de ancho y cubierta de 2,18
m de altura (1,43 m en extremos). Su estructura fue hecha con caña guadúa,
33
recubierta con plástico de polietileno y sarán, para mejorar la intensidad de la luz
solar y la aireación.
3.3.2.3 Preparación y desinfección de las platabandas
Se construyeron tres platabandas de 1,20 m de ancho por 5,50 m de longitud, con
una separación de 0,50 m entre ellas. Los bordillos fueron delineados con ladrillos
y utilizando la misma tierra del terreno. El propósito de las mismas fue albergar
las fundas con los distintos tratamientos. Se utilizó el herbicida Ranger 480, no
selectivo, de aplicación post-emergente y acción sistémica, el cual fue diluído de
acuerdo a las indicaciones prescritas, para eliminar malezas.
3.3.2.4 Preparación y esterilización del sustrato
Las proporciones de los componentes del sustrato fueron:
Tierra de monte 30%
Tierra de vivero 30%
Arena de río 30%
Pomina 10%
La tamización de los mismos fue necesaria para la remoción de materiales gruesos
y otros contaminantes. Se mezcló hasta obtener un sustrato completamente
uniforme, el cual fue esterilizado con agua en estado de ebullición.
3.3.2.5 Enfunde del sustrato
El sustrato esterilizado y homogenizado fue colocado en fundas negras de
polietileno de 4 x 5 pulgadas con capacidad de 227 gramos, las cuales fueron
trasladadas a las platabandas.
34
3.3.3 Tratamientos adicionales
Cada uno de los tratamientos necesitó actividades complementarias para la mejor
aplicación de los pre-germinadores:
3.3.3.1 Escarificación mecánica
La abrasión de las semillas se la hizo sobre una superficie rugosa, obteniendo
semillas limpias y con mínima cantidad de cera superficial.
3.3.3.2 Tratamiento contra el ataque de patógenos
Previamente a la siembra, todas las semillas fueron sumergidas en hipoclorito de
sodio al 3,5% por 10 minutos, luego en alcohol etílico al 70% por 60 segundos,
con enjuagues alternos de agua destilada. Finalmente, se aplicó Vitavax 300 en
polvo.
3.3.3.3 Inducción a la germinación
Se prepararon tres dosis de concentración de ácido giberélico, ácido naftaleno
acético y mezcla (Cuadros 1, 2, 3). Las diluciones fueron hechas con agua
destilada para obtener soluciones homogéneas.
Cuadro 1. Volúmenes mezclados de ácido giberélico y agua destilada para
obtener las concentraciones indicadas.
Dosis Ácido Giberélico
2000 mg/L
Agua Destilada Concentración
(ppm)
D1 0,63 ml 499,37 ml 2,5
D2 1,25 ml 498,75 ml 5,0
D3 2,50 ml 497,50 ml 10,0
35
Cuadro 2. Volúmenes mezclados de ácido naftaleno acético y agua destilada para
obtener las concentraciones indicadas.
Dosis Ácido Naftaleno
Acético 0,02%
Agua Destilada Concentración
(ppm)
D1 6,25 ml 493,75 ml 2,5
D2 12,5 ml 487,50 ml 5,0
D3 25,0 ml 475,00 ml 10,0
Cuadro 3. Volúmenes mezclados de ácido giberélico y ácido naftaleno acético y
agua destilada para obtener las concentraciones indicadas.
Dosis
Ácido
Giberélico
2000 mg/L
Agua
Destilada
Ácido
Naftaleno
Acético 0,02%
Agua
Destilada
Mezcla
1:1
Concentración
(ppm)
D1 1,25 ml 498,75 ml 2,5 ml 97,5 ml 2ml + 2ml 2,5
D2 2,5 ml 497,5 ml 5,0 ml 95,0 ml 2ml + 2ml 5,0
D3 5,0 ml 495,0 ml 10,0 ml 90,0 ml 2ml + 2ml 10,0
3.3.4 Descripción de los métodos pre-germinativos utilizados
3.3.4.1 Eliminación de cera con solventes orgánicos
Para este método se utilizó un diseño irrestricto al azar, con cinco tratamientos y
tres repeticiones, para un total de 15 unidades experimentales. Los tratamientos
fueron:
T1 = testigo
T2 = acetona
T3 = tíñer
T4 = peróxido de hidrógeno
T5 = éter de petróleo
36
Las unidades experimentales estuvieron representadas por recipientes de vidrio
(tubos de ensayo) con el respectivo solvente orgánico y por fundas de polietileno
a nivel de invernadero.
En cada unidad experimental se utilizaron 20 semillas dando un total de 300.
Las semillas fueron puestas en los tubos de ensayo con el respectivo solvente,
durante 30 minutos con agitación manual constante. A continuación fueron
enjuagadas con agua destilada, tres veces con duración de 5 minutos cada una y
tratadas contra patógenos, como se indica en la sección anterior, para luego ser
sembradas en fundas de polietileno.
Cuadro 4. Codificación de los tratamientos del método uno
Tratamientos Solvente Orgánico Código
T1 Sin Sol. Org. Testigo
T2 Con Sol. Org. Acetona
T3 Con Sol. Org. Tíñer
T4 Con Sol. Org. Peróxido de Hidrógeno
T5 Con Sol. Org. Éter de Petróleo
3.3.4.2 Eliminación de posibles inhibidores de germinación
Se utilizó un diseño irrestricto al azar, con cuatro tratamientos y tres repeticiones,
para un total de 12 unidades experimentales. Los tratamientos fueron:
T1 = testigo
T2 = cambio diario de agua de grifo durante 4 días
T3 = cambio diario de agua de grifo durante 8 días
T4 = cambio diario de agua de grifo durante 16 días
37
Las unidades experimentales estuvieron representadas a nivel de laboratorio por
recipientes de vidrio (tubos de ensayo) debidamente rotulados y a nivel de
invernadero por fundas de polietileno.
En cada unidad experimental se utilizaron 20 semillas para un total de 240.
El tratamiento consistió en la escarificación mecánica de la cera, seguido del
choque térmico de 100˚C a 4˚C por 10 minutos. Las semillas se sometieron a
cambios diarios de agua de grifo a diferentes intervalos de tiempo (T2 por 4 días,
T3 por 8 días y T4 por 16 días) antes de ser tratadas contra patógenos y luego
sembradas.
Cuadro 5. Codificación de los tratamientos del método dos
Tratamientos
Cambio diario de agua (CA) y
choque térmico (ChT)
Código
T1 Sin ChT ; Sin CA Testigo
T2 Con ChT; Con CA 4 días
T3 Con ChT; Con CA 8 días
T4 Con ChT; Con CA 16 días
3.3.4.3 Inductores de germinación
Para este método pre-germinativo se utilizó un diseño irrestricto al azar, con
arreglo trifactorial combinatorio de 3x3x4, con tres repeticiones, para un total de
108 unidades experimentales. Los tratamientos fueron:
Factor A: Inductores de germinación
Ácido Giberélico
Ácido Naftaleno Acético
Ácido Giberélico + Ácido Naftaleno Acético en una proporción de 1:1
38
Factor B: Concentraciones
2,5 ppm; 5,0 ppm; 10,0 ppm
Factor C: Tiempo
0 horas, 5 horas, 10 horas, 15 horas
A nivel de laboratorio, las unidades experimentales estuvieron representadas por
recipientes de vidrio (tubos de ensayo) rotulados y a nivel de invernadero, por
fundas de polietileno.
En cada unidad experimental se utilizaron 20 semillas, para un total de 2.160.
El tratamiento consistió en la escarificación mecánica de la cera, seguido por la
incubación en ácido sulfúrico por 10 minutos y enjuagues tres veces con agua
destilada, con duración de 5 minutos cada uno. Las semillas fueron sumergidas en
4 ml de ácido giberélico, de ácido naftaleno acético y de una mezcla de los dos
anteriores; luego se dejaron reposar por 5, 10 y 15 horas; finalmente fueron
enjuagadas con agua destilada por 5 minutos antes de ser tratadas contra
patógenos, para luego sembrarlas.
Cuadro 6. Codificación de los tratamientos con ácido giberélico.
Tratamientos
Concentración
(ppm)
Tiempo de
incubación
(horas)
Código
T1 0 0 Testigo
T2 2,5 5 Ácido Giberélico 2,5 ppm 5h
T3 2,5 10 Ácido Giberélico 2,5 ppm 10h
T4 2,5 15 Ácido Giberélico 2,5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T5 5,0 5 Ácido Giberélico 5 ppm 5h
T6 5,0 10 Ácido Giberélico 5 ppm 10h
T7 5,0 15 Ácido Giberélico 5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T8 10,0 5 Ácido Giberélico 10 ppm 5h
T9 10,0 10 Ácido Giberélico 10 ppm 10h
T10 10,0 15 Ácido Giberélico 10 ppm 15h
39
Cuadro 7. Codificación de los tratamientos con ácido naftaleno acético.
Tratamientos
Concentración
(ppm)
Tiempo de
incubación
(horas)
Código
T1 0 0 Testigo
T2 2,5 5 ANA 2,5 ppm 5h
T3 2,5 10 ANA 2,5 ppm 10h
T4 2,5 15 ANA 2,5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T5 5,0 5 ANA 5 ppm 5h
T6 5,0 10 ANA 5 ppm 10h
T7 5,0 15 ANA 5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T8 10,0 5 ANA 10 ppm 5h
T9 10,0 10 ANA 10ppm 10h
T10 10,0 15 ANA 10ppm 15h
Cuadro 8. Codificación de los tratamientos con ácido giberélico + ácido naftaleno
acético.
Tratamientos
Concentración
(ppm)
Tiempo de
incubación
(horas)
Código
T1 0 0 Testigo
T2 2,5 5 Ácido Giberélico & ANA 2,5ppm 5h
T3 2,5 10 Ácido Giberélico & ANA 2,5 ppm 10h
T4 2,5 15 Ácido Giberélico & ANA 2,5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T5 5,0 5 Ácido Giberélico & ANA 5 ppm 5h
T6 5,0 10 Ácido Giberélico & ANA 5 ppm 10h
T7 5,0 15 Ácido Giberélico & ANA 5 ppm 15h
T1 0 0 Testigo
T8 10,0 5 Ácido Giberélico & ANA 10 ppm 5h
T9 10,0 10 Ácido Giberélico & ANA 10 ppm 10h
T10 10,0 15 Ácido Giberélico & ANA 10 ppm 15h
40
3.3.5 Labores culturales
3.3.5.1 Codificación
En las respectivas platabandas se colocaron placas de identificación (de madera)
con el nombre del tratamiento y sus concentraciones, de acuerdo al diseño
experimental planteado (Figura 12).
3.3.4.2
Figura 12. Identificación de madera.
3.3.5.2 Riego
El riego se lo realizó inmediatamente después de sembradas las semillas y en
adelante una vez por día, en horas de la mañana (7H00). Se utilizó una bomba de
mochila con un aspersor nebulizador.
3.3.5.3 Deshierbe
La limpieza de malezas se efectuó cada 10 días o cuando ameritaba la situación.
41
3.3.5.4 Toma de datos
Se ejecutó cada 5 días, a partir del aparecimiento del cotiledón, por el tiempo que
duró la investigación; considerando dentro de ello las variables a evaluar.
3.3.6 Análisis Estadístico
Para el análisis estadístico, se usó la siguiente ecuación:
Ecuación Xij = µ + Ti + εij
Donde:
Xij = Observación en particular
µ = Media general
Ti = Efecto de los tratamientos
Εij = Error experimental
Cuadro 9. Análisis estadístico aplicado al método, eliminación de la cera con
solventes orgánicos.
F de V GL
Tratamientos ( t – 1 ) (5 – 1) = 4
Error t ( n-1) 5 (3 -1) = 10
TOTAL ( t n ) - 1 (5 x 3) – 1 = 14
Cuadro 10. Análisis estadístico aplicado al método eliminación de posibles
inhibidores de germinación.
F de V GL
Tratamientos ( t – 1 ) (4– 1) = 3
Error t ( n-1) 4(3 -1) = 8
TOTAL ( t n ) - 1 (4 x 3) – 1 = 11
42
Cuadro 11. Análisis estadístico aplicado al método inductores de germinación.
F de V GL
Tratamientos ( t – 1 ) (36 – 1) = 35
Error t ( n-1) 36 (3 -1) = 72
TOTAL ( t n ) - 1 (36 x 3) – 1 = 107
3.3.7 Prueba de significancia
Se utilizó la prueba de rango múltiple de Duncan al 95%, con el fin de comparar
el comportamiento de la especie, con la aplicación de los pre-germinativos.
3.3.8 Tamaño de la población
Unidad experimental = 20 semillas
Número de unidades experimentales = 5 x 3 = 15 (Método PG #1)
= 4 x 3 = 12 (Método PG #2)
= 3x3x4 x 3 = 108 (Método PG #3)
Número de semillas = 2.700
3.3.9 Variables estudiadas
Variables dependientes:
Viabilidad
Energía germinativa
Germinación
Variables independientes:
Eliminación de cera
Eliminación de posibles inhibidores
Inductores de germinación
43
Variables intervinientes:
Condiciones de laboratorio
Condiciones de invernadero
3.3.10 Manejo específico de las variables
3.3.10.1 Viabilidad
Mediante pruebas específicas (flotación) se realizó el análisis de viabilidad de las
semillas.
N° de semillas viables = N° total de semillas – N° de semillas flotantes
3.3.10.2 Energía germinativa
La energía germinativa se estudió en base al mayor número de semillas
germinadas en cinco días, expresadas en porcentaje.
3.3.10.3 Germinación
El porcentaje de germinación se determinó sumando todas las semillas
germinadas y comparando con el número de semillas sembradas, dentro de cada
uno de los tratamientos aplicados.
Porcentaje de germinación *100
44
CAPÍTULO IV
RESULTADOS
4.1 Pre-Tratamientos
4.1.1 Eliminación mecánica de la capa superficial de cera
Se realizó mediante la abrasión de las semillas sobre una superficie rugosa,
concluyendo que la cera constituye un 40% del peso total (Figura 13)
Figura 13. Semillas con cera (izquierda), semillas sin cera (centro), cera
(derecha).
45
4.1.2 Viabilidad de las semillas previo a la aplicación de tratamientos
Esta variable calculada a través de flotación, arrojó los valores representados en la
Figura 14.
Figura 14. Porcentaje de viabilidad de las semillas utilizadas.
4.2 Método Primero: Eliminación de la cera con solventes orgánicos
La exposición de las semillas a los distintos solventes orgánicos produjo un
cambio físico (Figura 15, Cuadro 12):
1,67
98,33
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
80,00
90,00
100,00
Semillas vanas Semillas vivas
%
Viabilidad
46
4.2.1 Cambios colorimétricos
Figura 15. Cambio de color según el solvente usado al sumergir las semillas de
laurel de cera.
Cuadro 12. Cambios físicos observados en los solventes orgánicos y en las
semillas.
Solventes
orgánicos
Cambio de color
Cambio en
resistencia de la
cubierta seminal
(solventes org.)
Cambio en la
resistencia de la
cubierta seminal
(patógenos)
Agua
destilada (testigo)
incoloro → morado Dura dura
Acetona incoloro → verde medianamente suave medianamente
suave
Tíñer incoloro → café obscuro Suave suave
Peróxido de
hidrógeno
transparente → turbulento Dura muy suave
Éter de
petróleo
incoloro → café claro Dura suave
47
Solamente, en el caso del peróxido de hidrógeno hubo liberación de calor, las
semillas se tornaron blancas y subieron a la superficie (Figura 15, Cuadro 12).
La coloración del líquido en los distintos tratamientos se conservó durante el
primer enjuague después de ser incubadas en los respectivos solventes y luego
retornaron a ser incoloros en subsecuentes enjuagues.
En relación a la elasticidad de la cubierta seminal después de ser tratadas con
hipoclorito de sodio; éstas recobraron su resistencia, después del primer enjuague.
4.2.2 Energía germinativa
En la Figura 16 se observa que la energía germinativa alcanzó un valor máximo
(40%) en el tratamiento con éter de petróleo y un mínimo en los tratamientos con
acetona y tíñer.
Figura 16. Ilustración de la energía germinativa, calculada para los tratamientos
del método: Eliminación de cera con solventes orgánicos.
Testigo
Tíñer
Éter de petróleo
0
10
20
30
40
51 días 56 días 40 días51 días
40 días
30
1010
30
40
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa
48
4.2.3 Germinación
Los tratamientos que obtuvieron los mayores porcentajes de germinación a los 56
días fueron el testigo y peróxido de hidrógeno con el 23,33% y 21,67%
respectivamente (Figura 17).
Cabe mencionar que el éter de petróleo fue el que mayor porcentaje presentó a los
40 días (13,33%), pero al alcanzar el 15% se estabilizó.
Por el contario los tratamientos con acetona (6,67%) y tíñer (3,33%) desde la
primera observación obtuvieron porcentajes bajos.
Figura 17. Comparación de la germinación entre los distintos tratamientos del
método: Eliminación de cera con solventes orgánicos.
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
40 días 45 días 51 días 56 días
%
Observaciones
Germinación
Testigo
Acetona
Tíñer
Peróxido de hidrógeno
Éter de petróleo
49
4.2.4 Análisis estadístico para la germinación.
El análisis de varianza para todos los tratamientos durante el período de
investigación ofreció valores de F calculado no significativos al 95% de
probabilidad estadística (Anexo 10.4). Por este motivo no se efectuaron la prueba
de medias de Duncan.
50
4.3 Método Segundo: Eliminación de posibles inhibidores de germinación
4.3.1 Energía germinativa
Los resultados de los tratamientos testigo y cambio diario de agua por cuatro días,
presentaron una germinación de 20% y 5% respectivamente; mientras que en los
tratamientos con cambio diario de agua por ocho y 16 días no se observó
germinación alguna.
Figura 18. Ilustración de la energía germinativa, para los tratamientos con cambio
diario de agua, 4, 8 y 16 días.
4.3.2 Análisis estadístico para la germinación.
Debido a la ausencia de emergencia en los tratamientos con excepción del testigo,
los valores de F calculado al 95% de probabilidad estadística no fueron
significativos, motivo por el cual no se efectuaron las respectivas pruebas de
Duncan.
32 días
0
10
20
Testigo 4 días8 días
16 días Observación
%
Tratamientos
Energía Germinativa
51
4.4 Método Tercero: Inductores de germinación
4.4.1 Ácido giberélico
4.4.1.1 Energía germinativa aplicando ácido giberélico
Los resultados para los tratamientos aplicando ácido giberélico a una
concentración de 2,5 ppm variaron entre cero y 25%, como se evidencia en la
Figura 19.
Figura 19. Porcentaje de energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico a 2,5 ppm.
Testigo
2,5ppm 5h
2,5ppm 10h
2,5 ppm 15h
0
5
10
15
20
25
28 días49 días
0
5
10
25
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - Ácido Giberélico 2,5 ppm
52
En cuanto a los tratamientos a la concentración de 5 ppm, los sub-tratamientos
que presentaron energía germinativa fueron el de cinco y 15 horas de incubación
(Figura 20).
Figura 20. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico a 5 ppm.
Testigo
5ppm 5h
5ppm 10h
5 ppm 15h
0
5
10
15
20
25
28 días49 días
0
15
0
25
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - Ácido Giberélico 5 ppm
53
Dentro de los tratamientos a la más alta concentración de ácido giberélico
utilizada, sobresalieron los sub-tratamientos cinco y 15 horas como se indica en el
Figura 21.
Figura 21. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico a 10 ppm.
Testigo
10ppm 5h
10ppm 10h
10ppm 15h
0
5
10
15
20
25
30
49 días
0
15
0
30
Tratamientos
%
Observación
Energía Germiantiva - Ácido Giberélico 10 ppm
54
4.4.1.2 Germinación aplicando ácido giberélico
Los resultados se indican en el Cuadro 13, observándose que los valores máximos
alcanzados fueron reportados en la última evaluación (49 días).
Cuadro 13. Germinación aplicando AG.
4.4.1.3 Análisis estadístico de la germinación con ácido giberélico
Los resultados del análisis de varianza se detallan en el Cuadro 14, el mismo que
indica un valor para F de 13,63, el cual comparado con sus tabulares es altamente
significativo; reportado en la quinta observación.
Cuadro 14. Análisis de varianza de la quinta observación con ácido giberélico.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 1040,97 94,63 13,63 3,41 4,57 **
Error 24 166,67 6,94
TOTAL 35 1207,64 34,50
Para dar confiabilidad a los resultados obtenidos en el ADEVA para la variable
germinación, se aplicó la prueba de Duncan (Cuadro 15).
N°
DIA
S
EV
AL
UA
CIO
N
2.5 ppm AG 5 ppm AG 10 ppm AG
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
28 0% 1,7% 0% 0% 0% 5.0% 0% 0% 0% 1.7% 0% 1.7%
34 0% 3,3% 0% 0% 0% 8.3% 0% 1.7% 0% 3.3% 0% 3,3%
39 0% 5,0% 1,7% 1,7% 0% 8,3% 0% 3,3% 0% 3,3% 0% 5,0%
44 0% 6,7% 1,7% 3,3% 0% 6,7% 0% 3,3% 0% 1,7% 0% 5,0%
49 0% 8,3% 5,0% 11,7% 0% 10.0% 0% 11,7% 0% 6,7% 0% 15,0%
55
Cuadro 15. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando ácido giberélico.
Tratamientos Descripción % Promedio RANGO
T1* Testigo 0,00 A
T5* Testigo 0,00 A
T7 5ppm-10h 0,00 A
T9* Testigo 0,00 A
T11 10ppm-10h 0,00 A
T3 2,5ppm-10h 5,00 A B
T10 10ppm-5h 6,67 B C
T2 2,5ppm-5h 8,33 B C D
T6 5ppm-5h 10,00 C D
T4 2,5ppm-15h 11,67 D E
T8 5ppm-15h 11,67 D E
T12 10ppm-15h 15,00 E
Según el análisis, los tratamientos T4 (2,5 ppm 15 horas), T8 (5 ppm 15 horas) y
T12 (10 ppm 15 horas) presentaron los mayores porcentajes; en cambio, los
tratamientos del primer grupo, a excepción del tratamiento T3 (2,5ppm 10h) (con
el 5% de germinación), no presentaron emergencia alguna.
56
4.4.2 Ácido naftaleno acético
4.4.2.1 Energía germinativa aplicando ácido naftaleno acético
Los tratamientos con ácido naftaleno acético a la concentración de 2,5 ppm
tuvieron una diferencia del cinco por ciento entre sí, observada en la Figura 22.
Figura 22. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
naftaleno acético a 2,5 ppm.
Testigo
2,5ppm 5h
2,5ppm 10h
2,5 ppm 15h
0
2
4
6
8
10
12
14
16
28 días34 días
49 días
0
15
5
10
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - ANA 2,5 ppm
57
Sucesivamente, los resultados para los tratamientos a la concentracion de 5 ppm
fueron de 5% y 15% , indicados en la Figura 23.
Figura 23. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
naftaleno acético a 5 ppm.
Testigo
5ppm 5h
5ppm 10h
5 ppm 15h
0
2
4
6
8
10
12
14
16
28 días44 días
0
15
5
5
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - ANA 5 ppm
58
En cuanto a los tratamientos a la concentración de 10 ppm, el porcentaje fue de
cinco en todos los casos (Figura 24).
Figura 24. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
naftaleno acético a 10 ppm.
4.4.2.2 Germinación aplicando ácido naftaleno acético
Los porcentajes de germinación indicaron valores que fueron desde cero hasta
11,67%, obtenido en el tratamiento a 2,5 ppm-5 horas (Cuadro 16).
Testigo
10ppm 5h
10ppm 10h
10ppm 15h
0
1
2
3
4
5
34 días44 días
0
55 5
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - ANA 10 ppm
59
Cuadro 16. Germinación aplicando ANA.
4.4.2.3 Análisis estadístico para la germinación aplicando ANA
La confiabilidad de los resultados del ADEVA para un F calculado significativo
(obtenida en la quinta observación), se realizó a través de la prueba de Duncan
(Cuadro 17 y 18).
Cuadro 17. Análisis de varianza de la quinta observación con ácido naftaleno
acético. FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 458,33 41,67 6,00 3,41 4,57 **
Error 24 166,67 6,94
TOTAL 35 625,00 17,86
N°
DIA
S
EV
AL
UA
CIO
N 2,5 ppm ANA 5 ppm ANA 10 ppm ANA
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
28 0% 1,7% 1,7% 0% 0% 0% 1,7% 1,7% 0% 0% 0% 0%
34 0% 5,0% 3,3% 3,3% 0% 1,7% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
39 0% 6,7% 3,3% 5,0% 0% 3,3% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
44 0% 6,7% 3,3% 5,0% 0% 8,3% 5,0% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 1,7%
49 0% 11,7% 3,3% 5,0% 0% 10,0% 6,7% 3,3% 0% 3,3% 3,3% 3,3%
60
Cuadro 18. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando ácido naftaleno acético
Tratamientos Descripción % Promedio RANGO
T1* Testigo 0,00 A
T5* Testigo 0,00 A
T9* Testigo 0,00 A
T3 2,5ppm-10h 3,33 A B
T8 5ppm-15h 3,33 A B
T10 10ppm-5h 3,33 A B
T11 10ppm-10h 3,33 A B
T12 10ppm-15h 3,33 A B
T4 2,5ppm-15h 5,00 A B
T7 5ppm-10h 6,67 B C
T6 5ppm-5h 10,00 C D
T2 2,5ppm-5h 11,67 D
Se obtuvieron cuatro grupos, destacándose entre ellos los tratamientos: T2 (2,5
ppm ANA 5 horas) y T6 (5 ppm ANA 5 horas) por su alta germinación (11,67 y
10% respectivamente) y los tratamientos T1, T5 y T9 (testigos) por la ausencia de
emergencia.
61
4.4.3 Ácido giberélico + Ácido naftaleno acético
4.4.3.1 Energía germinativa aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno
acético
En relación a los tratamientos con ácido giberélico + ácido naftaleno acético, éstos
presentaron los siguientes resultados:
El porcentaje del tratamiento 2,5 ppm 5 horas fue de 15%, mientras que el de 2,5
ppm 15 horas fue 10% (Figura 25).
Figura 25. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico + ácido naftaleno acético a 2,5 ppm.
Testigo
2,5ppm 5h
2,5ppm 10h
2,5 ppm 15h
0
2
4
6
8
10
12
14
16
34 días49 días
0
15
0
10
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - Mezcla 2,5 ppm
62
Para los tratamientos a la concentración de 5 ppm el sub-tratamiento 15 horas
alcanzó el porcentaje más alto, observado en la Figura 26.
Figura 26. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico + ácido naftaleno acético a 5 ppm.
Testigo
5ppm 5h
5ppm 10h
5 ppm 15h
0
2
4
6
8
10
12
14
16
34 días44 días
49 días
0
10
10
15
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - Mezcla 5 ppm
63
Por último, la energía germinativa aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno
acético a la concentración de 10 ppm, fue de cinco por ciento en los sub-
tratamientos donde hubo emergencia (Figura 27).
Figura 27. Evaluación de la energía germinativa para los tratamientos con ácido
giberélico + ácido naftaleno acético a 10 ppm.
4.4.3.2 Germinación, ácido giberélico + ácido naftaleno acético
Los resultados de la germinación correspondientes a los tratamientos 2,5 ppm - 5
horas y 5 ppm-15 horas alcanzaron los valores más altos, como se observa en el
Cuadro 19.
Testigo
10ppm 5h
10ppm 10h
10ppm 15h
0
1
2
3
4
5
39 días49 días
0
55
0
Tratamientos
%
Observaciones
Energía Germinativa - Mezcla 10 ppm
64
Cuadro 19. Resultados porcentuales de la mezcla para los distintos tratamientos.
4.4.3.3 Análisis estadístico para la germinación aplicando ácido giberélico +
ácido naftaleno acético
Los Cuadros 20 y 21 revelan los resultados del ADEVA y la prueba de
confiabilidad Duncan para la observación que presentó significancia (quinta
observación).
Cuadro 20. Análisis de varianza, ácido giberélico + ácido naftaleno acético.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 322,22 29,29 4,69 3,41 4,57 **
Error 24 150,00 6,25
TOTAL 35 472,22 13,49
N°
DIA
S
EV
AL
UA
CIO
N
2.5 ppm AG+ANA 5 ppm AG+ANA 10 ppm AG+ANA T
esti
go
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
Tes
tigo
5 h
ora
s
10 h
ora
s
15 h
ora
s
28 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0%
34 0% 1,7% 0% 3,3% 0% 0% 3,3% 1,7% 0% 0% 0% 0%
39 0% 3,3% 0% 3,3% 0% 0% 3,3% 1,7% 0% 0% 1,7% 0%
44 0% 3,3% 0% 3,3% 0% 3,3% 3,3% 3,3% 0% 0% 1,7% 0%
49 0% 8,3% 0% 5,0% 0% 3,3% 3,3% 8,3% 0% 1,7% 3,3% 0%
65
Cuadro 21. Prueba de medias de Duncan para la germinación a los 49 días
aplicando AG+ANA.
Tratamientos Descripción % Promedio RANGO
T1* Testigo 0,00 A
T3 2,5ppm-10h 0,00 A
T5* Testigo 0,00 A
T9* Testigo 0,00 A
T12 10ppm-15h 0,00 A
T10 10ppm-5h 1,67 A B
T6 5ppm-5h 3,33 A B
T7 5ppm-10h 3,33 A B
T11 10ppm-10h 3,33 A B
T4 2,5ppm-15h 5,00 B C
T2 2,5ppm-5h 8,33 C
T8 5ppm-15h 8,33 C
Los resultados de la prueba de Duncan indicaron la formación de tres grupos que
se traslapan entre sí, estableciéndose que los mayores porcentajes de germinación
presentaron los tratamientos T4 (2,5 ppm 15 horas), T2 (2,5 ppm 5 horas) y T8 (5
ppm 15 horas); por el contario los tratamientos T1 (testigo), T3 (2,5 ppm 10
horas), T5 (testigo), T9 (testigo) y T12 (10 ppm 15 horas) no presentaron
germinación.
66
4.5 Análisis estadístico global del tercer método.
Igualmente, en el análisis global del tercer método la observación con resultados
significativos fue la quinta. El ADEVA indicó que el valor de F calculada al nivel
del 95% de probabilidad estadística fue de 8,40 (altamente significativo), por lo
que se realizó la prueba de Duncan (Cuadro 22 y 23).
Figura 28. Comparación de los resultados porcentuales de la germinación, para
los tratamientos con ácido giberélico, ácido naftaleno acético y ácido giberélico +
ácido naftaleno acético a los 49 días.
Cuadro 22. Análisis de varianza de la quinta observación.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 35 1974,77 56,42 8,40 3,53 4,62 **
Error 72 483,33 6,71
TOTAL 107 2458,10 22,97
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
14,00
16,00
%
Tratamientos
Comparación: AG, ANA, AG+ANA
49 días
AG
ANA
AG+ANA
67
Cuadro 23. Prueba de Duncan para la comparación global de la germinación a los
49 días.
Tratamientos Descripción % Promedio RANGO
T1* Testigo AG 0,00 A
T5* Testigo AG 0,00 A
T7 5ppm-10h AG 0,00 A
T9* Testigo AG 0,00 A
T11 10ppm-10h AG 0,00 A
T13* Testigo ANA 0,00 A
T17* Testigo ANA 0,00 A
T21* Testigo ANA 0,00 A
T25* Testigo Mezcla 0,00 A
T27 2,5ppm-10h Mezcla 0,00 A
T29* Testigo Mezcla 0,00 A
T33* Testigo Mezcla 0,00 A
T36 10ppm-15h Mezcla 0,00 A
T34 10ppm-5h Mezcla 1,67 A B
T15 2,5ppm-10h ANA 3,33 A B C
T20 5ppm-15h ANA 3,33 A B C
T22 10ppm-5h ANA 3,33 A B C
T23 10ppm-10h ANA 3,33 A B C
T24 10ppm-15h ANA 3,33 A B C
T30 5ppm-5h Mezcla 3,33 A B C
T31 5ppm-10h Mezcla 3,33 A B C
T35 10ppm-10h Mezcla 3,33 A B C
T3 2,5ppm-10h AG 5,00 A B C
T16 2,5ppm-15h ANA 5,00 A B C
T28 2,5ppm-15h Mezcla 5,00 A B C
T10 10ppm-5h AG 6,67 B C D
T19 5ppm-10h ANA 6,67 B C D
T2 2,5ppm-5h AG 8,33 C D E
T26 2,5ppm-5h Mezcla 8,33 C D E
T32 5ppm-15h Mezcla 8,33 C D E
T6 5ppm-5h AG 10,00 D E
T18 5ppm-5h ANA 10,00 D E
T4 2,5ppm-15h AG 11,67 E F
T8 5ppm-15h AG 11,67 E F
T14 2,5ppm-5h ANA 11,67 E F
T12 10ppm-15h AG 15,00 F
68
Los resultados exhibieron la formación de seis grupos que se traslapan entre sí,
destacándose los tratamientos T4 (2,5 ppm AG 15 horas), T8 (5 ppm AG 15
horas), T14 (2,5 ppm ANA 5 horas) y T12 (10 ppm AG 15 horas); cabe recalcar
que los tratamientos con ácido giberélico son los que mejor comportamiento
presentaron, seguidos de un tratamiento con ácido naftaleno acético. La
combinación de ambos ácidos presentó una baja tasa de germinación.
69
CAPÍTULO V
DISCUSIÓN
5.1 Eliminación de cera con solventes orgánicos
La interrupción de la latencia en las semillas para alterar la cubierta seminal
mediante diversos métodos artificiales, puede tener una relación directa con el
aumento de su permeabilidad (Univ. Pol. Valencia, 2003). La utilización de
solventes orgánicos es una opción viable para la remoción de la cubierta
impermeable (cera) de las semillas, como en el caso de Morella pubescens.
Ciertos compuestos o moléculas químicas son removidos más rápidamente con
solventes de la misma polaridad (propiedad de las moléculas) y dar una coloración
específica al ser extraídos. Esto justificaría las observaciones hechas en el primer
método donde cada solvente utilizado adquiere un color diferente al incubarse con
las semillas (Figura 15) (Mancilla y otros).
Los solventes orgánicos utilizados son incoloros, corrosivos, flamables y
volátiles, no solo remueven la cera sino que perturban la cubierta y posiblemente
la permeabilizan lo que justificaría la variación en elasticidad de la resistencia de
la cubierta seminal (Cuadro 1).
A pesar de que los análisis estadísticos indicaron que los resultados no fueron
significativos, se observó diferencia en la germinación de las semillas tratadas con
los distintos solventes. Los tratamientos con acetona y tíñer reportaron el
porcentaje más bajo (6,67% y 3,33% respectivamente) demostrando su alto poder
de deshidratación inclusive en el corto tiempo de incubación. El peróxido de
hidrógeno y éter de petróleo alcanzaron un alto porcentaje (21,67% y 15%
70
respectivamente) aseverando la alteración de la cubierta seminal ya que estos
solventes no deshidratan a la semilla sino que inclusive el peróxido al
descomponerse facilita dos moléculas de agua y una de oxígeno por cada
molécula de peróxido de hidrógeno, alterando la disponibilidad de agua para el
embrión.
5.2 Eliminación de posibles inhibidores de germinación
Las semillas contienen sustancias (inhibidores químicos) que las inducen a entrar
en una fase de latencia, retardando su germinación; estos inhibidores pueden
hallarse en la cubierta seminal o en los tejidos del fruto, y pueden ser removidos
con cambios diarios de agua. El agua facilita la translocación de los elementos
disueltos necesarios para la planta.
Bravo y otros (1996), reportaron que la inmersión de semillas de Morella
pubescens en agua, con cambio diario, aumenta la velocidad de emergencia y la
proporción de germinación. En el presente estudio, desafortunadamente sólo el
testigo germinó. Posiblemente, el choque térmico aplicado al inicio del
experimento, influenció de manera negativa. Adicionalmente, el agua de grifo
posee residuos de minerales u otros contaminantes que influenciarían de manera
negativa en la germinación; a más de estos también tenemos el cloro, el cual
podría influenciar en el proceso germinativo, dependiendo de la concentración a la
que se encuentre.
El choque térmico es un tratamiento utilizado para incrementar la emergencia de
las plantas ya que influye sobre la plasticidad germinativa, ocasionando un
rompimiento de la cubierta seminal, al sufrir un cambio drástico de temperatura;
esto depende de acuerdo a cada especie por lo que no hay un procedimiento
estándar (Ortiz, 2003).
71
5.3 Inductores de germinación
El ácido giberélico (vegetal) y el ácido naftaleno acético (sintético) son dos
fitoreguladores de crecimiento de acción hormonal. A concentraciones altas el
ácido giberélico cambia de ser un inductor a ser un inhibidor.
Investigaciones realizadas por Bravo y otros (1996), revelan que al realizar las
correspondientes comparaciones en cada uno y entre los tratamientos (10, 100,
1000 ppm), con cada uno de los sub-tratamientos (7, 14, 21 horas) y frente al
testigo encontraron que los tratamientos con ácido giberélico y cinetina en
concentraciones de 10 ppm con 7 horas de imbibición aumentaron la velocidad de
germinación.
Todos los tratamientos con ácido giberélico obtuvieron emergencia a las
concentraciones empleadas y los tiempos utilizados, afirmando así su poder
inductor. Además, la concentración de 10 ppm por 15 horas fue la más óptima y
recomendada; resultado similar fue reportado previamente (Bravo, 1996).
Con respecto al ácido naftaleno acético, las concentraciones de 2,5 y 5 ppm
fueron las mejores, específicamente el sub-tratamiento a 5 horas. El uso de esta
hormona es algo innovador ya que no se ha reportado en la literatura encontrada.
Aunque se sabe que el comportamiento de giberelinas y auxinas es
complementario, no hemos encontrado investigaciones publicadas con Morella
pubescens. Desafortunadamente los bajos resultados obtenidos revelaron ausencia
de comportamiento sinergístico.
Es imposible señalar una razón específica para los resultados observados en esta
investigación con respecto al uso de hormonas, debido al limitado número de
publicaciones sobre el tema y en específico sobre esta especie. Morales (2010)
menciona que las plantas utilizan y regulan estas hormonas de manera distinta y
que existen mecanismos para catabolizarlas cuando no son requeridas. Todo esto
72
limita una comprensión a fondo del efecto que sufre la semilla y por ende de los
resultados, únicamente se puede inferir una comparación entre las condiciones
experimentadas.
La comparación global de los tres métodos utilizados en esta investigación y bajo
las condiciones experimentales descritas, permiten deducir que los tratamientos
que alcanzaron la más alta germinación durante el período investigativo, fueron el
peróxido de hidrógeno y el tratamiento con ácido giberélico a una concentración
de 10 ppm con incubación de 15 horas. Si bien el costo es quizá un poco más alto
en el segundo tratamiento, el tiempo de germinación es más rápido.
73
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES
La investigación consistió en analizar procesos artificiales más rápidos para
acelerar la germinación: eliminación de cera utilizando solventes orgánicos,
eliminación de posibles inhibidores e inducción a la germinación utilizando ácido
giberélico, ácido naftaleno acético y una combinación de ambos. Los resultados
obtenidos y sus respectivas justificaciones permitieron deducir las siguientes
conclusiones:
Las propiedades y concentración de los solventes orgánicos utilizados
afectaron en los resultados.
El éter de petróleo y peróxido de hidrógeno influyeron positivamente en
la energía germinativa, alcanzando valores más altos en menor tiempo,
comparado con el testigo.
Con respecto a la germinación, los resultados reflejaron una tendencia
similar, situando al peróxido de hidrógeno en primer lugar y al tíñer en
último. Sin embargo, el análisis estadístico indicó que los resultados no
fueron significativos para ninguno de los tratamientos.
El método cambio diario de agua de grifo por 4, 8 y 16 días presentó
ausencia de emergencia.
74
Las hormonas influenciaron positivamente en la germinación. Los mejores
tratamientos fueron: ácido giberélico 10 ppm, 15 horas; ácido naftaleno
acético 2,5 ppm, 5 horas y en el tratamiento de la combinación de ambos
ácidos 2,5 ppm, 5 horas y 5 ppm, 5 horas.
El método inductores de germinación fue el mejor y dentro de éste, el
tratamiento con ácido giberélico a una concentración de 10,00 ppm y sub-
tratamiento 15 horas; superó a los demás tratamientos, con resultados
altamente significativos según el análisis estadístico.
La combinación entre el ácido giberélico y ácido naftaleno acético, no
ofreció un comportamiento sinergístico, en comparación a cada hormona
75
CAPÍTULO VII
RECOMENDACIONES
La evaluación global de la presente investigación nos permite sugerir las
siguientes modificaciones para futuras investigaciones que realicen la
reproducción en vivero:
Utilizar solventes orgánicos que no interfieran con la disponibilidad de
agua y en caso de tener que usarlos diluír a concentraciones más bajas y
tiempos de incubación más cortos, para evitar el riesgo de deshidratación
del embrión.
Reducir el tiempo de estrés térmico experimentado por las semillas o
manipular las temperaturas.
Evaluar otras concentraciones de ácido giberélico y tiempos de incubación
tomando como base las descritas en esta investigación.
Experimentar con hormonas que posean propiedades sinérgicas.
Evaluar otros tipos de sustrato o él utilizado en esta investigación,
variando la proporción de sus componentes.
76
Para el campo académico:
Concientizar que la fitogenética forestal llenará un vacío en la eminente
obra de preservar y de mejorar la calidad de las especies forestales nativas
(laurel de cera), muchas de ellas en vías de extinción.
Resaltar la importancia del estudio del uso de escalas fenológicas que
permitan a la vez, referirse a las observaciones y prácticas de manejo del
cultivo en una etapa de desarrollo determinado (El ciclo biológico de una
planta cambia con los factores del clima, así las plantas del mismo
genotipo sembradas bajo diferentes condiciones climáticas pueden
presentar diferentes estados de desarrollo después de transcurrido el
mismo tiempo cronológico).
Enfocar una acción forestadora intensa para estabilizar el avance erosivo y
frenar la deforestación antropogénica.
Es recomendable ponernos a la par con la naturaleza y plantar árboles:
para un desarrollo económico, para proteger nuestro recurso suelo y
mejorar la calidad de los habitantes de este planeta.
77
CAPÍTULO VIII
RESUMEN
El laurel de cera (Morella pubescens H.B ex Wild) es una especie nativa,
promisoria, considerada un mitigador de impactos ambientales por adaptarse a
condiciones marginales de suelo. Coloniza sustratos altamente degradados; su
sistema radicular extenso, la densidad de la copa y la resistencia de las ramas a los
fuertes vientos son las principales características morfológicas que presenta para
ser usada en el control de la erosión. Es de dificil propagacion sexual por lo tanto
baja germinacion y pudiera estar próxima a la extinción debido a la falta de
metodos pregerminativos. La cera obtenida de sus frutos es empleada en procesos
industriales.
Este estudio generará un aporte innovador a la ciencia, que contribuya al bienestar
de la humanidad, a través de información técnica, que permita aumentar las
posibilidades de germinación en semillas de laurel de cera y globalizar así su
éxito.
La investigación se llevó a cabo en el sector de Natabuela, Cantón Antonio Ante,
Provincia Imbabura, Ecuador; que presenta una altitud de 2.350 msnm.
Se utilizaron tres métodos pre-germinativos:
Eliminación de cera con solventes orgánicos
Eliminación de posibles inhibidores de germinación (cambios diarios de
agua de grifo por 4, 8 y 16 días)
78
Inductores de germinación (aplicando ácido giberélico, ácido naftaleno
acético y la combinación de los dos).
Se aplicó un diseño irrestricto al azar y se empleó la prueba de Duncan para dar
confiabilidad a los resultados del análisis estadístico.
Los resultados obtenidos revelaron que el peróxido de hidrógeno y éter de
petróleo son los solventes orgánicos más recomendables, entre los estudiados en
la presente investigación (Cuadro 24).
Cuadro 24. Germinación de los tratamientos del método Eliminación de cera con
solventes orgánicos.
Evaluación
(días)
Testigo
Acetona
Tíñer
Peróxido
de
hidrógeno
Éter
de
petróleo
40 6,67% 0,00% 3,33% 5,00% 13,33%
45 8,33% 1,67% 1,67% 10,0% 15,0%
51 18,33% 3,33% 3,33% 20,0% 15,0%
56 23,33% 6,67% 3,33% 21,67% 15,0%
Con respecto al uso del agua , las condiciones experimentales, especificamente el
choque térmico (5min 100ºC, 5 min 4ºC) posiblemente influyó negativamente en
el proceso germinativo, lo que justificaría la ausencia de emergencia en los
tratamientos, con excepción del testigo.
Finalmente, la evaluación del método inductores de germinación, reflejó
porcentajes relativamente altos para el ácido giberélico y el ácido naftaleno
acético comparado con el testigo. Además, se observó que no hubo efecto
sinérgico en la mezcla, bajo las condiciones estudiadas (Cuadros 25 al 26).
79
Cuadro 25. Germinación aplicando ácido giberélico.
Cuadro 26. Germinación aplicando ácido naftaleno acético.
Cuadro 27. Germinación aplicando ácido giberélico+ ácido naftaleno acético
(1:1).
N°
DIA
S
EV
AL
UA
CIO
N 2.5 ppm AG 5 ppm AG 10 ppm AG
Tes
tig
o
5 h
ora
s
10
ho
ras
15
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Tes
tig
o
5 h
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s
10
ho
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15
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ras
Tes
tig
o
5 h
ora
s
10
ho
ras
15
ho
ras
28 0% 1,67% 0% 0% 0% 5.0% 0% 0% 0% 1.67% 0% 1.67%
34 0% 3,33% 0% 0% 0% 8.33% 0% 1.67% 0% 3.33% 0% 3,33%
39 0% 5,00% 1,67% 1,67% 0% 8,33% 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 5,00%
44 0% 6,67% 1,67% 3,33% 0% 6,67% 0% 3,33% 0% 1,67% 0% 5,00%
49 0% 8,33% 5,00% 11,67% 0% 10,0% 0% 11,67% 0% 6,67% 0% 15,0%
N°
DIA
S
EV
AL
UA
CIO
N 2,5 ppm ANA 5 ppm ANA 10 ppm ANA
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5 h
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5 h
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15
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28 0% 1,7% 1,7% 0% 0% 0% 1,7% 1,7% 0% 0% 0% 0%
34 0% 5,0% 3,3% 3,3% 0% 1,7% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
39 0% 6,7% 3,3% 5,0% 0% 3,3% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
44 0% 6,7% 3,3% 5,0% 0% 8,3% 5,0% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 1,7%
49 0% 11,7% 3,3% 5,0% 0% 10,0% 6,7% 3,3% 0% 3,3% 3,3% 3,3%
N°
DIA
S
EV
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CIO
N 2,5 ppm AG+ANA 5 ppm AG+ANA 10 ppm AG+ANA
Tes
tig
o
5 h
ora
s
10
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15
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10
ho
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15
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Tes
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5 h
ora
s
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ho
ras
15
ho
ras
28 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0%
34 0% 1,67% 0% 3,33% 0% 0% 3,33% 1,67% 0% 0% 0% 0%
39 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 0% 3,33% 1,67% 0% 0% 1,67% 0%
44 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 3,33% 3,33% 3,33% 0% 0% 1,67% 0%
49 0% 8,33% 0% 5,00% 0% 3,33% 3,33% 8,33% 0% 1,67% 3,33% 0%
80
Se concluyó, que de los tres métodos evaluados, inductores de germinación (en el
que se aplicaron hormonas) fue el mejor, dando valores altamente significativos
como confirma la prueba de Duncan; destacándose el tratamiento con ácido
giberélico a la concentración de 10,00 ppm e incubación 15 horas.
81
CAPÍTULO IX
SUMMARY
Laurel de cera (Morella pubescens H.B ex Wild) is a native species non- exploited
and not well-known. It is found in the wild (rivers and highway banks and pasture
lands) where it grows spontaneously. Hence, it has not been possible to magnify
its ecological and industrial value.
This tree or shrub reaches a reported maximum height of 16 m by 30 cm in
diameter. Its flowers, leaves and roots have medicinal properties and the wax
collected from the fruits, has industrial uses. More importantly, this species is
considered an abater of environmental impacts due to its adaptability to marginal
soil conditions.
Unfortunately, it has a low germination level reason why finding efficient pre-
seed germination treatments is crucial for its globalization.
Thus, the purpose of this research was to generate an innovative scientific
contribution, which in turn will help mitigate the deforestation problem via
afforestation and therefore contributing to the humanity's well-being.
One way to accomplished this goal was through research on pre-seed germination
treatments (mechanical, physical and/or chemical) that could be applied to
Morella pubescens seeds, to shorten its dormancy period and enhance the percent
of seed germination.
The field work was carried-out in Natabuela (Parrish), Imbabura (province),
Ecuador, at an altitude of 2.350 above sea level. A random unrestricted design
82
was applied to each evaluated treatment. These treatments were: a) seed wax
removal by organic solvents, b) elimination of possible germination inhibitors
(daily changes of tap water for 4, 8 and 16 days) and c) stimulators of seed
germination (Gibberellic acid 3,GA3; α-Naphthalene acetic acid, NAA;
combination of both ,GA3+NAA (1:1)).
Analysis of the first pre-seed germination treatment revealed that hydrogen
peroxide and petroleum ether were the organic solvents that preformed the best
among the tested ones, as observed in Table 1.
Table 1. Seed wax removal by organic solvents, germination percentages.
Evaluation
(days)
Control
solvent
Acetone
Thinner
Hydrogen
peroxide
Petroleum
ether
40 6,67% 0,00% 3,33% 5,00% 13,33%
45 8,33% 1,67% 1,67% 10,0% 15,0%
51 18,33% 3,33% 3,33% 20,0% 15,0%
56 23,33% 6,67% 3,33% 21,67% 15,0%
With regards to the second treatment, the results indicated that the experimental
conditions (thermal stress), influenced negatively on the seed germination
process; justified by the absence of seed emergence with the exception of the
control group.
Finally, evaluation of the third treatment showed high germination percentages for
Gibberellic acid 3 and α-Naphthalene acetic acid as compared to the control
group. Furthermore, no synergistic effect was observed in treatments were both
acids were used (Tables 2 through 4).
83
Table 2. Seed germination by Gibberellic acid 3
Table 3. Seed germination by α-Naphthalenic acetic acid.
Table 4. Seed germination by GA3 + NAA (1:1).
N°
DA
YS
EV
AL
UA
TIO
N
2,5 ppm GA3 5 ppm GA3 10 ppm GA3
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
28 0% 1,67% 0% 0% 0% 5.0% 0% 0% 0% 1.67% 0% 1.67%
34 0% 3,33% 0% 0% 0% 8.33% 0% 1.67% 0% 3.33% 0% 3,33%
39 0% 5,00% 1,67% 1,67% 0% 8,33% 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 5,00%
44 0% 6,67% 1,67% 3,33% 0% 6,67% 0% 3,33% 0% 1,67% 0% 5,00%
49 0% 8,33% 5,00% 11,67% 0% 10,0% 0% 11,67% 0% 6,67% 0% 15,0%
N°
DA
YS
EV
AL
UA
TIO
N
2,5 ppm NAA 5 ppm NAA 10 ppm NAA
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
28 0% 1,6% 1,7% 0% 0% 0% 1,7% 1,7% 0% 0% 0% 0%
34 0% 5,0% 3,3% 3,3% 0% 1,7% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
39 0% 6,6% 3,3% 5,0% 0% 3,3% 3,3% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 0%
44 0% 6,6% 3,3% 5,0% 0% 8,3% 5,0% 1,7% 0% 1,7% 1,7% 1,7%
49 0% 11,7% 3,3% 5,0% 0% 10,0% 6,7% 3,3% 0% 3,3% 3,3% 3,3%
N°
DA
YS
EV
AL
UA
TIO
N
2,5 ppm GA3+NAA 5 ppm GA3+NAA 10 ppm GA3+NAA
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
Co
ntr
ol
5 h
ou
rs
10
ho
urs
15
ho
urs
28 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0%
34 0% 1,67% 0% 3,33% 0% 0% 3,33% 1,67% 0% 0% 0% 0%
39 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 0% 3,33% 1,67% 0% 0% 1,67% 0%
44 0% 3,33% 0% 3,33% 0% 3,33% 3,33% 3,33% 0% 0% 1,67% 0%
49 0% 8,33% 0% 5,00% 0% 3,33% 3,33% 8,33% 0% 1,67% 3,33% 0%
84
In conclusion, among the three treatments studied, the one that gave the best
results with highly significant statistical data, confirmed by Duncan tests, was
stimulators of seed germination. Recomending the fito-hormone Gibberellic acid
3 at a concentration of 10,00 ppm and 15 hours incubation time for Morella
pubescens seeds germination.
85
CAPÍTULO X
BIBLIOGRAFÍA
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86
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comercialización de la cera en algunos municipios del departamento de
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87
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limitada fundada En Septiembre 12 de 1983, por Arcesio Burgos Cumbe y
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Histologic, & Ultraestructural Study of the Nofulation of Frankia-Morella
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www.etsmre.upv.es/varios/biologia/Temas/tema_17.htm
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http://es.wikipedia.org/wiki/acidogiberelico
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http://es.wikipedia.org/wiki/acetona
http://es.wikipedia.org/wiki/Ácido_sulfúrico
http://es.wikipedia.org/wiki/eterdepetroleo
http://es.wikipedia.org/wiki/peroxidodehidrogeno
http://es.wikipedia.org/wiki/tiñer
89
CAPÍTULO XI
ANEXOS
Observaciones adicionales
Las semillas germinadas presentaban un color rojizo en la parte inferior del
hipocótilo, como se observa a continuación.
Anexo 1. Fotografía (distintas tomas) de las semillas de laurel de cera germinadas.
La plántula posee un par de hojas embrionarias y un color rojizo en la parte
inferior del hipocótilo.
90
Anexo 2. Árbol del cual se cosechó las semillas (superior) y de plántulas de laurel
de cera (inferior).
91
MÉTODO 1. ELIMINACIÓN DE CERA CON SOLVENTES ORGÁNICOS
Anexo 3. Cuadro porcentual de energía germinativa para cada observación.
Análisis de varianza de la primera observación.
Análisis de varianza de la segunda observación. FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 4 393,33 98,33 2,46 3,38 4,79 NS
Error 10 400,00 40
TOTAL 14 793,33 56,67
Análisis de varianza de la tercera observación. FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 4 790,00 197,50 1,41 3,38 4,79 NS
Error 10 1400,00 140
TOTAL 14 2190,00 156,43
Análisis de varianza de la cuarta observación. FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 4 943,33 235,83 2,89 3,38 4,79 NS
Error 10 816,67 81,67
TOTAL 14 1760,00 125,71
Anexo 4. ADEVAS correspondientes a las observaciones del primer método.
Evaluación
(días)
Testigo
Acetona
Tíñer
Peróxido de
hidrógeno
Éter de
petróleo
40 20% 0 10% 15% 40%
45 5% 5% 0 15% 5%
51 30% 5% 5% 30% 0
56 15% 10% 0 5% 0
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 4 293,33 73,33 1,47 3,38 4,79 NS
Error 10 500,00 50,00
TOTAL 14 793,33 56,67
92
MÉTODO 2. ELIMINACIÓN DE POSIBLES INHIBIDORES
Anexo 5. Fotografías (distintas tomas) de la semillas incubando en agua.
93
MÉTODO 3. INDUCTORES DE GERMINACIÓN
Anexo 6. Ilustración gráfica de la germinación de los tratamientos aplicando ácido
giberélico.
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - Ácido Giberélico
2,5 ppm
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - Ácido Giberélico
5,00 ppm
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
14,00
16,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - Ácido Giberélico
10,00 ppm
Testigo
5 horas
10 horas
15 horas
94
Análisis de varianza de la primera observación, AG.
Análisis de varianza de la segunda observación, AG.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 216,67 19,70 1,67 3,41 4,57 NS
Error 24 283,33 11,81
TOTAL 35 500,00 14,29
Análisis de varianza de la tercera observación, AG.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 240,97 21,91 1,86 3,41 4,57 NS
Error 24 283,33 11,81
TOTAL 35 524,31 14,98
Análisis de varianza de la cuarta observación, AG.
Anexo 7. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer método
aplicando ácido giberélico.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 75,00 6,82 0,82 3,41 4,57 NS
Error 24 200,00 8,33
TOTAL 35 275,00 7,86
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 224,31 20,39 2,45 3,41 4,57 NS
Error 24 200,00 8,33
TOTAL 35 424,31 12,12
95
Anexo 8. Ilustración gráfica de la germinación de los tratamientos aplicando ácido
naftaleno acético.
.
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación- Ácido Naftaleno
Acético 2,5 ppm
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - Ácido Naftaleno
Acético 5,00 ppm
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - Ácido Naftaleno
Acético 10,00 ppm
Testigo
5 horas
10 horas
15 horas
96
Análisis de varianza de la primera observación, ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 22,22 2,02 0,73 3,41 4,57 NS
Error 24 66,67 2,78
TOTAL 35 88,89 2,54
Análisis de varianza de la segunda observación, ANA.
Análisis de varianza de la tercera observación, ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 155,56 14,14 2,91 3,41 4,57 NS
Error 24 116,67 4,86
TOTAL 35 272,22 7,78
Análisis de varianza de la cuarta observación, ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 252,08 22,92 3,30 3,41 4,57 NS
Error 24 166,67 6,94
TOTAL 35 418,75 11,96
Anexo 9. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer método
aplicando ácido naftaleno acético.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 90,97 8,27 0,74 3,41 4,57 NS
Error 24 266,67 11,11
TOTAL 35 357,64 10,22
97
Anexo 10. Ilustración gráfica de la germinación de los tratamientos aplicando
ácido giberélico + ácido naftaleno acético.
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - AG + ANA 2,5
ppm
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - AG + ANA 5, 00
ppm
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
28 días 34 días 39 días 44 días 49 días
%
Observaciones
Germinación - AG + ANA 10,00
ppm
Testigo5 horas10 horas15 horas
98
Análisis de varianza de la primera observación, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 0,00 0,00 0,00 3,41 4,57 NS
Error 24 0,00 0,00
TOTAL 35 0,00 0,00
Análisis de varianza de la segunda observación, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 58,33 5,30 1,09 3,41 4,57 NS
Error 24 116,67 4,86
TOTAL 35 175,00 5,00
Análisis de varianza de la tercera observación, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 72,22 6,57 1,89 3,41 4,57 NS
Error 24 83,33 3,47
TOTAL 35 155,56 4,44
Análisis de varianza de la cuarta observación, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 11 90,97 8,27 1,98 3,41 4,57 NS
Error 24 100,00 4,17
TOTAL 35 190,97 5,46
Anexo 11. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer método
aplicando ácido giberélico + ácido naftaleno acético.
99
Análisis estadístico global del tercer método.
Análisis de varianza de la primera observación, AG, ANA, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 35 110,19 3,15 0,85 3,53 4,62 NS
Error 72 266,67 3,70
TOTAL 107 376,85 3,52
Análisis de varianza de la segunda observación, AG, ANA, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 35 385,88 11,03 1,19 3,53 4,62 NS
Error 72 666,67 9,26
TOTAL 107 1052,55 9,84
Análisis de varianza de la tercera observación, AG, ANA, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 35 502,55 14,36 2,14 3,53 4,62 NS
Error 72 483,33 6,71
TOTAL 107 985,88 9,21
Análisis de varianza de la cuarta observación, AG, ANA, AG+ANA.
FdV GL SC CM Fcal F0,95 F0,99 Significancia
Tratamientos 35 602,55 17,22 2,66 3,53 4,62 NS
Error 72 466,67 6,48
TOTAL 107 1069,21 9,99
Anexo 12. ADEVAS correspondientes a las observaciones del tercer método
comparación entre ácido giberélico, ácido naftaleno acético y ácido giberélico+
ácido naftaleno acético.
100
Anexo 13. Distribución del ensayo
Anexo 14. Fotografía de las platabandas con sus respectivos tratamientos y placas
de identificación.
101
Anexo 15. Mapa de la localización del área experimental de la investigación.
102
Anexo 16. Fotografías de la semilla de laurel de cera. Semilla y cubierta seminal
abierta (superior), embrión y cubierta seminal (inferior).
103
Anexo 17. Fotografías de algunos materiales utilizados.
104
Anexo 18. Fotografías de los solventes orgánicos utilizados (superior) y de las
semillas en el primer enjuague después de ser incubadas en ácido sulfúrico
(inferior).
105
Anexo 19. Fotografías de la investigadora recolectando semillas (superior) y
tomando datos en el invernadero (inferior).
106
Anexo 20. Fotografías del investigador observando las características de la
plántula (superior) y deshierbando (inferior).
107
Anexo 21. Fotografías del embrión iniciando su germianción (superior) y de la
plántula arrojando la cubierta seminal (inferior).
108
Anexo 22. Fotografías de las semillas germinadas y libres de la cubierta seminal.
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