Conservación del germoplasma

Conservación del germoplasma

Introducción

Plantas: Aporte de energíaMejoramiento:• Técnicas de explotación agropecuarias • Técnicas de producción homogéneas

Erosión Genética

Objetivo

Conservar con la mayor integridad posible la variabilidad genética de las poblaciones seleccionadas

¿Que es el Germoplasma?

Se refiere a la diversidad genética de las especies vegetales silvestres y cultivadas, asimilándose al concepto de recurso genético.

Métodos para la conservación del germoplasma

Naturaleza del material vegetal: Se adecuan a los sistemas de propagación de especies – Ciclo de vida– Modo de reproducción– Tamaño de sus individuos

Conservación in situ

Plantas en sus hábitats naturales• Desventajas: – Espacio– Costos asociados– Enfermedades e inclemencias ambientales

Parques Nacionales y Reservas Ecológicas

Conservación ex situ

Mantenimiento del material biológico en condiciones controladasBancos de semillas, Bancos de cultivos in vivo Colecciones de plantas, viveros, jardines botánicos

Bancos de semillas

Semillas ortodoxas (condiciones viables en baja humedad y temperatura) y recalcitrantes.Conservación:• A largo plazo: (-20)-(-1)°C; 4-7% Humedad; +10

años• A mediano plazo: 1-10°C; 15% Humedad; ~10

años• A corto plazo: Reducido contenido de humedad

y temperatura ambiente.

Bancos de semillas

Dificultades

• Problemas con equipos de refrigeración

• Dependencia del suministro de energía

• Mano de obra altamente capacitada.

Ventajas

• Poco espacio requerido • Alto número de

especies en pocos ejemplares.

Jardines botánicos

Función complementaria. Esenciales en los sistemas de conservación ex situ 1500 jardines botánicos~700 colecciones de germoplasma . 60% Europa, EEUU y los países de la URSS.. 10% propiedad privada.

Cultivo in vitro de tejidos

Método de cultivo ex situ:Mantenimiento en condiciones controladas: Cambios en el ambiente para desacelerar el crecimiento de las células y los tejidos, reducción del metabolismo.

Aumentar al máximo el período de transferencia del tejido

Cultivo in vitro de tejidos

• Medios de cultivos subóptimos• Uso de la crioconservación• Cese de reacciones celulares– Desecación parcial– Almacenamiento a baja presión o bajo nivel de

oxígeno

Tecnologías modernas • Semillas sintéticas: Ápices, yemas o embriones

somáticos envueltos en estructuras gelatinosas de un medio nutritivo MS con alginato de calcio en oscuridad.

Banco genético activo

De crecimiento mínimo

Su objetivo es extender el intervalo entre subcultivosCIAT, Colombia(Yuca); CIP, Perú(Papa)

Banco genético básico

Supresión del crecimiento N líquido (-196°C): Cesan los procesos metabólicos y la división celular. Períodos de tiempo ilimitados. DMSO puede ser citotóxica

Conservación de embriones de café con muy buenos resultados

Banco genético básico

• Opción viable para almacenamiento a largo plazo de especies con reproducción vegetativa o semilla recalcitrante

• Se requiere poco espacio y mantenimiento • Condiciones asépticas• Protocolos de regeneración

Bancos de germoplasma in vitro en cultivos de especies tropicales

Generalidades

• Asociados a investigación o conservación. • Facilita el intercambio de recursos genéticos CIP: Variedades locales de papa, ñame, maní, soya y yuca. Biodiversidad internacional: América, Asia, Oceanía, Europa y África Consevación in vitro de crecimiento lento de especies tropicales

Avances

• Taiwán y Camboya: Germoplasma in vitro de cítricos. Nuevas variedades con resistencia

• Red Internacional para el mantenimiento del banano y del plátano: Eliminar enfermedades durante el almacenamiento del germoplasma

• Asia: Materiales silvestres de arroz y plátano • India: Tres bancos de germoplasma nacionales

de plantas medicinales.

Conclusiones

• Los recursos fitogenéticos son imprescindibles • Los métodos para su conservación son

diversos y cada uno de ellos posee ventajas e inconvenientes

• Las técnicas ex situ e in situ son complementarias.

• La crioconservación es una alternativa valiosa

Conservación in vitro de germoplasma de Agave sp bajo condiciones de crecimiento

retardado

Eugenio Pérez Molphe Balch, Mayra J. Esparza Araiza y Martha E. Pérez Reyes

Unidad de Biotecnología Vegetal, Centro de Ciencias Básicas, Universidad Autónoma de Aguascalientes. Revista

fitotecnológica Mexicana.

Resumen

• Desarrollo de un sistema de conservación in vitro de crecimiento retardado para 10 especies de Agave.

• Se demostró que la adición de agentes osmóticos al medio de cultivo puede reducir la tasa de crecimiento in vitro de los tejidos, prolongando el tiempo entre subcultivos.

• Los brotes generados formaron raíces y se adaptaron a suelo con eficiencias mayores al 80%.

Objetivo

• Disponer de una herramienta que permita la conservación a mediano plazo de germoplasma de algunas especies de Agave.

• Evaluar el efecto del manitol y el sorbitol en la conservación in vitro de 10 especies silvestres del género Agave, siete de las cuales están incluidas en la NOM- 059-SEMARNAT-2010

Introducción • Agave– Distribución: 200 sps americanas. 150 mexicanas – Aplicaciones: Industria textil, cosmética, de

bebidas alcohólicas, ornamentales, fuente alimenticia.

El problema es…

• Alta explotación, Poca domesticación • Extracción de zonas naturales de forma no

sostenible. • 18 especies de Agave, en la lista de plantas en

peligro, amenazadas o sujetas a protección especial por la Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2010

• Medidas concretas y eficaces para garantizar la conservación de estas especies.

Se plantea…

• La biotecnología vegetal ofrece técnicas que se pueden incorporar a los sistemas de conservación de especies amenazadas.

• Propagación masiva del cultivo in vitro ha demostrado ser más eficiente que otros métodos de propagación para este grupo de plantas.

Bancos de germoplasma in vitro

• Bajo condiciones controladas de luz y temperatura, estrés osmótico controlado, inhibidores del crecimiento.

• Reducción de tiempos y costos de trabajo. • Prolongación de los períodos entre subcultivos.Sin embargo… • Se ha desarrollado poco para especies silvestres

amenazadas.

Materiales y métodos

Material vegetal Brotes generados in vitro: Edad: 40—50dAltura: 30- 50mm; de la forma más homogénea posible de todas las especies. Generados cultivando explantes de los meristemos basales con citocininas en condiciones definidas en trabajos previos.

– Medio de cultivo: MS completo, pH: 5.7, 30 g/L de sacarosa y 8 g/L de agar phytotecnology

– Esterilización: 100mL en frascos de 460mL en autoclave a 121°C por 18mins.

– Tratamiento de los explantes: Se eliminaron las raíces y la parte distal de las hojas y porciones basales.

– Fotoperíodo: 16hrs luz- 8 oscuridad; Temperatura: 25 ± 2 °C; Intensidad luminíca: 54 μmol fotón m-2 s-1

– Agentes osmóticos: manitol (50 g L-1) o sorbitol (50 g L-1)

• Diseño experimental: – Cada especie: 10 brotes por tratamiento y 10

brotes para el testigo. – Se midió el peso fresco inicial de los brotes y el

peso fresco a los 15, 30, 45, 60 y 75 d de incubación

– Se realizó 4 veces el experimento completo para cada especie.

• Efecto de la conservación in vitro en condiciones de crecimiento retardado en la capacidad de regeneración – Incubación por 10 meses bajos las mismas

condiciones de los brotes obtenidos anteriormente

– Los testigos se subcultivaron a medio fresco cada 75 días durante el mismo período.

– Se tomaron explantes para comprobar la capacidad de regeneración de plantas.

• Prueba de viabilidad – Eliminación de hojas y raíces, porción con tejidos

meristemáticos. – Siembra en medio MS en las mismas condiciones

anteriores. – 20 explantes de cada tratamiento y del testigo, por

especie trabajada. – 50 días de las mismas condiciones de incubación. – Determinación del número de brotes generados

por explantes

• Brotes generados: separados del explante original Medio MS al 50% (pH=5.7; 15 g/L de sacarosa; 8 g/L de agar)

• Incubación: 45d a 25 ± 2 °C bajo luz continua 54 μmol fotón m-2 s-1; enraizamiento.

• Cuantificación: % de brotes con un sistema radical vigoroso ( >3 raíces de al menos 3cms de largo)

• Aclimatación: Condiciones previamente desarrolladas.

• Estado: Supervivencia determinada a los 45d de su transferencia %plantas vivas y en crecimiento activo.

Análisis estadísticos

Prueba de Tukey ( P<0.05)•Comparación para determinar si los tratamientos

afectaron significativamente el incremento en peso fresco de los cultivos.

• Comparación de las medias para determinar si las condiciones de crecimiento retardado afectaron la capacidad de regeneración.

Resultados y discusiones

• Peso fresco de los explantes iniciales: 0.1-0.3 g• Reflejo de la tasa de crecimiento o las

condiciones del medio basal: 75d Menor tasa de crecimiento: A. victoria-reginae: 0.9 g; Mayor tasa de crecimiento: 4.72 g A. nizandensis

• Reducción de la tasa de crecimiento en los medios con agentes osmóticos en comparación con los medios testigos.

Efecto de los tratamientos probados para retardar el crecimiento en brotes de Agave bracteosa y A. chiapensis

• No se observaron malformaciones ni daño en los tejidos como suele observarse en otras especies vegetales.

• Probablemente, por la adaptación a zonas áridas donde la disponibilidad de agua determinan los ciclos de crecimiento y latencia de los agaves de la naturaleza

• Los brotes en ambos tratamientos generaron un sistema radicular, algunas también presentaron brotes laterales. Debido a la alta tasa de crecimiento en aquellos tratamientos sin agentes osmóticos.

Brotes de A. nizandensis después de 75 días de incubación en medio basal (D), y en medio adicionado con manitol (E) y sorbitol (F)

• Se obtuvo la respuesta esperada, la mayoría de las especies presentaron un número alto de brotes, buen enraizamiento además de buena respuesta a la aclimatación y supervivencia.

• Para algunas de las especies se recomienda utilizar concentraciones de los agentes osmóticos diferentes a las utilizadas en estos procedimientos

• También, utilizar uno de los dos componentes debido a que la acción del otro no es tan eficiente

• En promedio, 92% de los brotes generados: Sistema radical vigoroso; 80% de las plantas aclimatadas y transferidas a suelo sobrevivieron y se desarrollaron.

• El enraizamiento puede lograrse en medio basal a concentración normal, diluidos o con tratamientos fitoreguladores

Conclusiones

• Eficiencia del sorbitol y el manitol como agentes osmóticos para el género Agave.

• Prolongación de los subcultivos hasta por 10 meses.

• Regeneración de plantas a través de los tejidos almacenados en condiciones de crecimiento retardado.