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Los extractos etanol‐agua 50:50 y 70:30 presentan la concentración más alta y
entre ellos no hay diferencias significativas (p> 0.05). Por lo tanto, son los que poseen
la mayor concentración de compuestos fenólicos (241.46 y 246.97 mg de ácido
gálico/100 mL de extracto, respectivamente), seguidos del extracto con agua, el
extracto etanol‐HCl 1.5 N 85:15 y el extracto con sólo etanol (206.27, 185.97 y 106.79
mg de ácido gálico por 100 mL de extracto, respectivamente).
Estudios realizados por Sáyago‐Ayerdi et al. (2007), quienes usaron el mismo
método de cuantificación en una muestra originaria del Estado de Guerrero, reportaron
un contenido de 66.1 mg de ácido gálico/100 mL de extracto acuoso. Las diferencias
con respecto a los resultados obtenidos en este trabajo se pueden atribuir al método
de extracción y a la variedad de la materia prima utilizados; ya que estos investigadores
emplearon una mayor cantidad de disolvente (relación 1:20 cálices de jamaica‐agua) y
un proceso de cocción de cinco minutos. Por lo tanto, es posible afirmar que el método
de extracción empleado en esta investigación resultó ser más efectivo que la
metodología empleada en ese estudio y que la variedad de la materia vegetal es otro
factor que influye en el contenido de los constituyentes activos, debido a las
diferencias que existen entre las condiciones de crecimiento de la planta, como son la
humedad, la temperatura, la fertilidad del suelo, entre otras (Ottai et al., 2004).
7.1.2 Efecto del agente extractante en la concentración de antocianinas monoméricas
totales
Para el caso de las antocianinas monoméricas totales, los sistemas extractantes
muestran una tendencia similar a la de los compuestos fenólicos. Así, las mezclas
etanol‐agua (relación 50:50 y 70:30) resultaron ser los mejores sistemas extractantes
(Fig. 7.2). Sin embargo, a diferencia de lo que ocurre en los compuestos fenólicos, la
mezcla etanol‐HCl 1.5 N 85:15 funciona mejor como agente extractante que el agua.
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de Trolox/100 mL de extracto, respectivamente). Así mismo, se observa que los valores
de la capacidad antioxidante de los extractos obtenidos con agua y con etanol
acidificado son estadísticamente iguales. Esto acentúa la efectividad del agua como
sistema extractante en flor de jamaica y a su vez implica un ahorro significativo en
materias primas, y por lo tanto en costos, con respecto al uso de disolventes como el
etanol y el ácido clorhídrico. Por último, el extracto con sólo etanol tiene la menor
capacidad antioxidante con 311.17 μmol de Trolox/100 mL de extracto.
Sáyago‐Ayerdi et al. (2007) evaluaron la capacidad antioxidante con este
método y obtuvieron una actividad antioxidante de 335 μmol de Trolox/100 mL de
extracto usando como agente extractante agua. Las diferencias con respecto a los
resultados de esta investigación se pueden atribuir al método de extracción empleado
y a la variedad de la materia prima, como se mencionó anteriormente.
Por otra parte, en los estudios realizados por Jiménez (2008) en extractos de
mora azul, se obtuvo una capacidad antioxidante de 184 μmol de Trolox/100 mL de
extracto usando como disolvente etanol‐agua 50:50; así mismo, se obtuvieron 393μmol
de Trolox/100 mL de extracto usando como disolvente etanol. Por lo que se puede
afirmar que la efectividad del sistema extractante depende del tipo de muestra.
7.1.4 Efecto del agente extractante en el color de los extractos
La Tabla 7.1 muestra los valores de los parámetros colorimétricos L, a y b de los
extractos.
Los datos muestran que el extracto que presenta la más alta luminosidad (L) es
el extracto con etanol solo (36.35± 0.18), razón por la cual éste es el más claro de
todos. Se obtienen valores que no difieren estadísticamente (p>0.05) para los extractos
etanol‐HCl 1.5 N 85:15 y agua los cuales se mantienen en un intervalo de 22.83‐23.59;
los extractos etanol‐agua 70:30 y etanol‐agua 50:50 son los que presentan la menor
luminosidad (L), siendo el extracto etanol‐agua 50:50 el más oscuro.
47
Tabla 7.1. Efecto del agente extractante en el color de los extractos líquidos de flor de jamaica.
Agente
extractante L a b Tono C Pureza H pH
Etanol 36.35 ± 0.18d 60.71 ± 0.34d 14.87 ± 0.03e 0.24 ± 0.00 62.50 ± 0.34 2.31 ± 0.01
Etanol‐HCl 1.5N 85:15 23.59 ± 0.50c 48.98 ± 0.06c 14.32 ± 0.04d 0.28 ± 0.00 51.03 ± 0.07 1.94± 0.01
Agua 45.61 ± 0.08b 13.59 ± 0.11c 0.29 ± 0.00 47.59 ± 0.11 22.83 ± 0.14c 2.08 ± 0.01
Etanol‐agua 70:30 21.28 ± 0.02b 45.08 ± 0.15b 12.14 ± 0.05b 0.26 ± 0.00 46.68 ± 0.13 2.70 ± 0.01
Etanol‐agua 50:50 17.16 ± 0.03a 37.76 ± 0.04a 9.39 ± 0.05a 0.24 ± 0.00 38.91 ± 0.03 2.55 ± 0.01
* Letras iguales significan valores estadísticamente iguales, letras diferentes significan valores estadísticamente diferentes
Las determinaciones para el parámetro (a) indican que todos los extractos
tienen una inclinación hacia la región roja, mostrándose el extracto con sólo etanol, con
el mayor valor (60.71 ± 0.34). Los valores obtenidos para los extractos con agua y con
etanol‐agua 70:30 no presentan diferencias significativas (p>0.05), sin embargo, son
menores al valor obtenido por el extracto acidificado (48.98 ± 0.06). Por último, el
extracto etanol‐agua 50:50 es el que presenta la menor inclinación hacia la región roja
(37.76 ± 0.04).
Con respecto a la evaluación del parámetro (b) se observa que los todos los
extractos tienen una mayor inclinación hacia la región amarilla que hacia la región azul.
El extracto etanol, es el que presenta el mayor valor (14.87 ± 0.03) y el extracto etanol‐
agua 50:50 el menor valor (9.39 ± 0.05).
El tono es un indicador del color, del matiz de los extractos. Los resultados
muestran que todos los extractos se mantienen dentro de la misma tonalidad, ya que
se observan valores similares entre ellos.
La pureza es un indicador de la saturación e intensidad del color. En la tabla 7.1
se observa que el extracto con etanol solo, es el que posee la mayor pureza y por lo
tanto es el que presenta el color más vivo. No obstante, a pesar de presentar la mayor
48
intensidad, esto no quiere decir que es el extracto que presenta la mayor
concentración de antocianinas monoméricas totales, ya que en efecto, como se
mencionó anteriormente, es el extracto con la menor concentración de estos
pigmentos. Por el contrario, el extracto etanol‐agua 50:50 es el que presenta la menor
pureza, es decir la menor intensidad, por lo tanto, es aquel que presenta el color más
opaco; sin embargo, no corresponde al extracto que presenta la menor concentración
de antocianinas ya que efectivamente, es el extracto que presenta la mayor
concentración. Esto se debe a que existe un efecto del disolvente en el color, llamado
efecto batocrómico. El efecto batocrómico es el desplazamiento de 10 a 20 nm de la
longitud de onda de máxima absorbancia de la muestra, en la región roja del espectro
visible y está relacionado con la polaridad del disolvente. Ya que entre mayor sea la
polaridad del disolvente, existe un mayor desplazamiento de este efecto (Nieves et al.,
2006). Esto impide relacionar al color con la concentración de pigmentos antociánicos.
De esta manera se puede afirmar que los parámetros colorimétricos, no son
buenos indicadores de la concentración de estos pigmentos y por ésta razón, es
necesario llevar a cabo una técnica analítica que determine el contenido de
antocianinas.
Por otro lado, con respecto a los resultados obtenidos de pH, se observa que
aunque no todos los extractos tienen el mismo valor, presentan valores bajos de pH.
Esta acidez se debe a que la jamaica contiene una gran cantidad de ácidos orgánicos, lo
que contribuye a que las antocianinas se mantengan en su conformación flavilio
colorida.
7.2 Determinación y efecto del agente extractante en el perfil antociánico
7.2.1 Perfil antociánico
El perfil antociánico es un término que se refiere al patrón de las antocianinas
presentes en un material biológico, que permite su identificación y cuantificación.
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último el B.
Francis y Du (1973) y Pouget et al., (1990) identificaron la delfinidina‐3‐
sambubiósido como el pigmento mayoritario en la jamaica, seguido de la cianidina‐3‐
sambubuósido.
En las Fig. 7.6‐7.10 se muestran los cromatogramas obtenidos para cada uno de
los sistemas extractantes; en ellos se observa que el patrón antociánico tiene un mismo
comportamiento entre disolventes; es decir, independientemente del agente
extractante, se identifican las mismas antocianinas a 520 nm (longitud de onda de
máxima absorción); por ende, los pigmentos antociánicos no cambian, lo único que
cambia es la concentración. No obstante, se observa una variación en los tiempos de
retención debido a que no se estabilizó el mismo tiempo de inyecciones. (Tabla 7.2). Es
importante mencionar que en todos los cromatogramas se observa un cuarto pico al
tiempo 21, correspondiente a todos los compuestos acarreados durante el lavado de la
columna para la siguiente inyección.
Fig. 7.6. Cromatograma a 520 nm que muestra las antocianinas más representativas de la jamaica en un extracto con agua (AU=absorbancia).
AU
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
Minutes2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00
6.088
7.094
8.222
10.140
21.030
51
Fig. 7.7. Cromatograma a 520 nm que muestra las antocianinas más representativas de la jamaica en un extracto con etanol.
Fig. 7.8. Cromatograma a 520 nm que representa las antocianinas más representativas de la jamaica en
un extracto con etanol agua 50:50.
AU
0.000
0.010
0.020
0.030
0.040
Minutes2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00
5.875
6.848
9.778
21.009
AU
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0.30
Minutes2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00
3.206
10.039
11.942
17.026
22.701
52
Fig. 7.9. Cromatograma a 520 nm que muestra las antocianinas más representativas de la jamaica en un extracto con etanol‐agua 70:30.
Fig. 7.10. Cromatograma a 520 nm que muestra las antocianinas más representativas de la jamaica en un extracto con etanol‐HCl 1.5 N.
Tabla 7.2. Tiempos de retención de cada pico para los agentes extractantes empleados.
Tiempo de retención (min)
Agente extractante A
delfinidina‐3‐sambubiósido
B delfinidina‐3‐glucósido
C cianidina‐3‐sambubiósido
Agua 6.088 7.094 10.14 Etanol 5.875 6.848 9.778
Etanol‐agua 50:50 10.039 11.942 17.026 Etanol‐agua 70:30 7.612 9.079 12.922 Etanol‐HCl 1.5N 6.835 8.183 11.643
AU
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
Minutes2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00
7.612
9.079 12.922
21.429
AU
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
Minutes2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00
6.835
8.183
11.643
21.085
53
Dado que el patrón antociánico es el mismo para cada disolvente, el porcentaje
de área correspondiente a cada pico es similar. Lo anterior se ilustra en la Tabla 7.3 en
donde para cada antocianina no existen diferencias significativas (p>0.05) en el
porcentaje de área obtenido por cada uno de los sistemas extractantes.
Tabla 7.3. Porcentaje de área correspondiente a cada antocianina identificada en el
cromatograma.
Agente extractante A
delfinidina‐3‐sambubiósido (%)
B delfinidina‐3‐glucósido (%)
C cianidina‐3‐
sambubiósido (%)
Agua 61.9 ± 0.37c 3.5 ± 0.02a 34.6 ± 0.36b Etanol 60.8 ± 1.09c 3.4 ± 0.72a 35.8 ± 0.40b
Etanol ‐Agua 50:50 61.5 ± 1.06c 3.6 ± 0.44a 34.8 ± 0.70b Etanol ‐Agua 70:30 61.5 ± 1.38c 3.5 ± 0.55a 35.1 ± 0.87b Etanol‐HCl 1.5N 62.5 ± 1.20c 3.5 ± 0.64a 34 ± 0.56b
* Letras iguales significan valores estadísticamente iguales, letras diferentes significan valores estadísticamente diferentes.
7.2.2 Efecto del agente extractante en la concentración del perfil antociánico
La siguiente tabla muestra el efecto del sistema extractante en la concentración de las
antocianinas identificadas en la jamaica.
Tabla 7.4. Concentración por pico de las antocianinas más representativas de la jamaica en función del agente extractante (Expresado como mg de cloruro de cianidina‐3‐
glucósido/100 mL de extracto).
Agente extractante A
delfinidina‐3‐sambubiósido
B delfinidina‐3‐glucósido
C cianidina‐3‐sambubiósido
Etanol‐agua 50:50 13.26 ± 2.12c 0.78 ± 0.06c 7.48 ± 0.91c Etanol‐agua 70:30 7.98 ± 1.36b 0.46 ± 0.17b 4.6 ± 0.98b
Agua 5.47 ± 0.68b 0.31 ± 0.04a,b 3.06 ± 0.39b Etanol‐HCl 1.5 N 5.01 ± 1.00b 0.29 ± 0.11a,b 2.74 ± 0.62a
Etanol 1.86 ± 0.22a 0.10 ± 0.02a 1.09 ± 0.13a * Letras iguales significan valores estadísticamente iguales, letras diferentes significan valores estadísticamente
diferentes.
s
a
e
o
c
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c
m
d
c
a
e
Los resultad
se obtiene
agua 70:30.
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agua sobre
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concentracio
acidificado.
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Figura 7.1
* Letras igual
mg de
cloruro de cian
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glucósido/10
0mLde
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dos indican
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A pesar de
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e los sistema
entración se
o), mientr
ones obten
Finalmente
(3.51 mg/10
1. Efecto del a
les significan val
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
glucósido/10
0 mL de
extracto
que la máxi
n extracto e
que para lo
significativa
una mayor
nte; lo cual e
a etanol‐HCl
ncentración
ra la concen
as extractan
e obtiene co
as que n
idas por los
, la concent
00 mL de ext
agente extractarepre
lores estadística
8.84
3.06
2
Agente
b
a
ima concent
etanol‐agua
os extractos
as en la con
concentrac
es un criterio
1.5N. Por ú
se obtiene
ntración tota
tes. El anális
on una mezc
no existen
s extractos
tración más
racto).
ante sobre la cesentativas de amente iguales, l
diferentes
21.52
13.01
8.
extractante
c
b
tración de c
50:50, seg
con agua y
centración d
ión de la an
o determina
último, al ig
con el disol
al de las tres
sis estadístic
cla etanol‐ag
diferencia
con agua,
s baja fue o
concentraciónla jamaica. letras diferentess
04
b
ada una de
uido por el
con etanol
de las antoc
tocianina C
ante para ele
gual que en
vente etano
s antocianin
co de los da
gua 50:50 (2
s significat
etanol‐agua
obtenida po
total de las an
s significan valor
AguaEtanolEtanol‐aguaEtanol‐aguaEtanol‐HCl 1
las antocian
extracto et
acidificado
cianinas A y
empleando
egir al disolv
las evaluac
ol.
nas obtenida
tos, indica q
24.71 mg/10
tivas entre
a 70:30 y e
or el sistema
ntocianinas m
res estadísticam
50:50 70:301.5N 85:15
54
ninas,
tanol‐
no se
B, se
agua
vente
ciones
as por
que la
00 mL
e las
etanol
a con
ás
ente
55
Al hacer una comparación de las concentraciones obtenidas por el HPLC con
aquellas obtenidas por el método de pH diferencial (Fig. 7.12) es posible observar que
efectivamente las tres antocianinas identificadas dentro del perfil antociánico,
representan la mayor parte de las antocianinas monoméricas totales de la jamaica.
Figura 7.12. Comparación de la concentración de antocianinas obtenidas por el método de pH diferencial y por HPLC.
El análisis estadístico de los datos permitió establecer las diferencias
significativas (p<0.05) entre las concentraciones obtenidas el método de pH diferencial
y por HPLC. De esta manera se puede afirmar que existen diferencias significativas
entre las concentraciones obtenidas por los distintos agentes extractes a excepción de
la mezcla etanol‐agua 50:50 en donde las concentraciones obtenidas por los dos
métodos no son estadísticamente diferentes (p>0.05).
7.3 Selección del extracto para microencapsulación
La siguiente tabla muestra un resumen del efecto del agente extractante en las
determinaciones realizadas.
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
Agua Etanol Etanol‐agua 50:50
Etanol‐agua 70:30
Etanol‐HCl 1.5 N
mg de
antocianina
s mon
oméricas
totales/ 100
mL de
extacto Antocianinas
monoméricas totales
HPLC
56
Tabla 7.5. Resumen del efecto del agente extractante en los compuestos fenólicos, antocianinas y capacidad antioxidante expresados por 100g de cálices.
Agente Extractante
Compuestos fenólicos
(mg de ácido gálico/100 g de cálices)
Antocianinas monoméricas totales (mg de cianidina‐3‐
glucósido/100 g de cálices)
A delfinidina‐3‐sambubiósido (mg/100 g de
cálices)
B delfinidina‐3‐glucósido
(mg/100 g de cálices)
C cianidina‐3‐sambubiósido (mg/100 g de
cálices)
Capacidad antioxidante (μmol de
Trolox/100 g de cálices)
Etanol‐agua 70:30 2469.71 221.21 79.76 4.62 45.73 7460.59
Etanol‐agua 50:50 2414.55 208.91 132.64 7.75 74.84 8035.40
Agua 2062.70 138.08 54.73 3.07 30.57 6279.09
Etanol‐HCl 1.5 N 1859.66 171.55 50.15 2.86 27.39 6341.44
Etanol 1067.86 71.78 18.61 1.04 10.95 3111.66
Dado que el mayor contenido de compuestos fenólicos, antocianinas y actividad
antioxidante se obtiene con las mezclas etanol‐agua en sus distintas proporciones
(50:50 y 70:30) y no existen diferencias significativas entre esos valores (p>0.05), el
criterio para elegir el extracto para el proceso de microencapsulación, se basa en la
menor cantidad de etanol empleado.
7.4 Características del extracto empleado en la microencapsulación
La tabla siguiente muestra las características del extracto empleado en la obtención de
los microencapsulados.
Tabla 7.6. Características del extracto empleado en la microencapsulación.
Característica Valor
°Bx 18.40 ± 0.00 Compuestos fenólicos* 3524.34 ± 67.82
Antocianinas monoméricas totales** 81.04 ± 12.14 Capacidad antioxidante*** 2996.61 ± 120.18 Parámetro de color L 1.27 ± 0.00 a 3.45 ± 0.00 b 0.89 ± 0.00
Tono C 0.25 ± 0.00 Pureza H 3.56 ± 0.00
57
*mg de ácido gálico/100 mL de extracto = 3083 ± 59.34 mg de ácido gálico/100 g de cálices **mg de cianidina‐3‐glucósido/100 mL de extracto= 141. 82 ± 21.24 mg de cianidina‐3‐glucósido/100 g
de cálices ***μmol de Trolox/100 mL de extracto = 5244.07 ± 210.31 μmol de Trolox/100g de cálices
La eliminación del etanol permitió la concentración del extracto y su posterior dilución
a 1.050 L; de esta forma se obtuvo un líquido con 18.4 °Bx, una alta concentración de
compuestos fenólicos (3524.34 mg de ácido gálico/100 mL de extracto), antocianinas
monoméricas totales (81.04 mg de cianidina‐3‐glucósico) así como una elevada
capacidad antioxidante (2996.61 μmol equivalentes de Trolox). Los parámetros de color
indicaron una muy baja luminosidad e inclinación hacia las regiones roja y amarilla.
7.5 Evaluación de los microencapsulados
7.5.1 Rendimiento
La siguiente tabla presenta el rendimiento obtenido para cada uno de los
microencapsulados con base en los sólidos solubles del extracto‐goma previo al
proceso de deshidratación y los gramos de polvo obtenidos.
Tabla 7.7. Rendimiento de los microencapsulados.
Goma (%)
Extracto‐goma (°Bx)
Polvo obtenido por 100 mL de extracto
(g) Rendimiento
(%)
1 19.1 ± 0.14 14 ± 0.42 73 2 19.9 ± 0 14.7 ± 0.28 74 3 20.7 ± 0.14 15.5 ± 0.99 75 4 21.5 ± 0.14 16.1 ± 0.57 75 5 22.5 ± 0.14 16.05 ± 0.49 71
Con base en los resultados obtenidos por el rendimiento, se tienen pérdidas de
alrededor del 26% del producto final, que se puede atribuir al porcentaje de polvo que
queda adherido a las paredes del secador.
7
o
h
7
m
l
7.5.2 Humed
El porcentaj
obtenidos in
humedad, y
7.5.3 Conce
La siguient
microencaps
líquido.
Figura 7.13. Co
* Letras igual
mgde
ácidogálico/
gde
sólid
os
dad
e de humed
ndican que la
a que los res
Tabla 7.8
ntración de
te figura m
sulados en
oncentración d
les significan val
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
50.00
60.00
70.00
80.00
90.00
100.00
mg de
ácido
gálico/ g de sólid
os
solubles
dad de los m
a concentrac
sultados obt
8. Porcentaje
Gom(%
12345
compuesto
muestra la
el punto in
de compuesto
lores estadística
Porcentaje
b
a
icroencapsu
ción de la go
tenidos no s
de humedad
ma %)
H
s fenólicos
evaluació
icial del alm
s fenólicos de líquido emple
amente iguales, ldiferentes
e de goma de m
a a
ulados se ilus
oma no tiene
on estadístic
d de los micro
Humedad (b.h(%)
2.99 ± 0.002.34 ± 0.342.01 ± 0.241.80 ± 0.002.30 ± 0.20
n de com
macenamien
los microencaeado. letras diferentess
mezquite
a a
stra en la tab
e un efecto s
camente dif
oencapsulado
h)
mpuestos fe
to con resp
apsulados con
s significan valor
Extracto pmicroenca1%
2%
3%
4%
5%
bla 6.8. Los d
significativo
erentes (p>0
os.
enólicos de
pecto su ext
respecto al ex
res estadísticam
para apsulación
58
datos
en la
0.05).
e los
tracto
xtracto
ente
59
Los resultados del análisis estadístico mostraron que no existen diferencias
significativas (p>0.05) en el contenido de compuestos fenólicos para cada uno de los
microencapsulados; por lo tanto, es posible afirmar que la concentración de goma no
tuvo un efecto importante en el contenido de compuestos fenólicos y que por
consiguiente tuvo el mismo efecto protector. Sin embargo, al comparar los resultados
obtenidos con los del extracto líquido empleado, se observó una importante reducción
en el contenido de compuestos fenólicos de los microencapsulados. Estas pérdidas se
pueden atribuir a la termosensibilidad que pueden presentar los flavonoides a las altas
temperaturas de procesamiento. Compuestos encapsulados como los carotenoides
presentaron pérdidas del 11% (Desobry et al., 1997).
7.5.4 Concentración de antocianinas monoméricas totales
La Fig. 7.14 muestra el comportamiento de las antocianinas monoméricas, con
respecto al extracto mediante el cual se originaron los microencapsulados. Es posible
observar, que a diferencia de lo que ocurre con los compuestos fenólicos, las muestras
presentan diferencias significativas (p>0.05) entre sí; de esta manera se observa que el
porcentaje de goma tuvo un mayor efecto protector en ciertos microencapsulados que
en otros, ya que la mayor concentración de antocianinas se observó en los
microencapsulados con 5% de goma; las concentraciones intermedias se presentaron
en las muestras con 3 y 4% de goma, no obstante éstas presentan valores
estadísticamente iguales a los microencapsulados con las concentraciones al 5% de
goma. Las menores concentraciones se obtuvieron con los microencapsulados al 1 y 2%
de goma. De esta manera, es posible afirmar que para las antocianinas monoméricas
totales, en cuanto mayor sea la concentración de goma de mezquite mayor es el efecto
protector.
p
c
o
e
e
7
c
o
o
e
Figura 7.14
* Letras igual
Com
pérdidas d
consiguiente
observar q
estadísticam
efecto prote
7.5.5 Capaci
Los resultad
comportami
observa un
obtenidas p
extracto líqu
mgde
cian
idina‐3‐glucósido/gde
4. Concentraci
les significan val
parando los
e los pigm
e resultan s
que la co
mente igual a
ector de la go
idad antioxi
dos de act
iento distint
efecto prote
por los extr
uido.
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
mg de
cianidina
3glucósido/g de
sólid
os solub
les
ión de antociarespecto a
lores estadística
s resultados
mentos dur
ser más res
ncentración
a la concent
oma de mez
dante
ividad antio
to al de los
ector de la g
ractos en p
Porcentaje d
a
b
ninas monomal extracto líquamente iguales, l
diferentes
con el extr
ante el pr
sistentes qu
del micr
tración del e
zquite
oxidante de
s estudios a
goma de me
olvo resulta
de goma de m
a a,b a,
éricas totales uido empleadoletras diferentess
racto líquido
roceso de
e los comp
roencapsula
extracto líqu
e los micro
anteriores (
ezquite; sin e
an ser may
ezquite
b b
de los microeno. s significan valor
o, no se obs
microencap
uestos fenó
do al 5%
uido, lo que
oencapsulado
Fig. 7.15). E
embargo las
yores a las
Extracto pamicroencap
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
ncapsulados co
res estadísticam
servaron gra
psulación y
ólicos. Es po
de goma
e ratifica un
os muestra
Efectivamen
concentrac
que presen
ara psulación
60
on
ente
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a es
buen
n un
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iones
nta el
l
m
u
r
i
a
a
p
d
u
r
c
Figura 7.1
* Letras igual
La te
la presenta
mientras qu
un mayor c
resultados o
indicador de
antioxidante
Con
antioxidante
parte de ést
de goma y o
usando las
realizaron la
La fi
capacidad a
μmolde
Trolox/gde
sólid
os
15. Actividad a
les significan val
endencia apr
n los micro
ue la menor
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obtenidos p
e que ésto
e de los micr
el fin de ex
e de la goma
ta. Para esto
otra al 5% d
mismas co
as evaluacion
igura 7.16
ntioxidante
0.00
50.00
100.00
150.00
200.00
250.00
300.00
350.00
400.00
450.00
500.00
μmol de Trolox/ g de
sólidos
solubles
antioxidante d
lores estadística
reciada en la
oencapsulad
actividad an
e goma (4 y
ara las anto
s compuest
roencapsula
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a sola, para
o, se prepara
e goma; ést
ondiciones q
nes correspo
muestra lo
de la goma
Porc
d
a
e los microenc
empleadoamente iguales, l
diferentes
a gráfica, ind
os con me
ntioxidante
y 5%). Esto
ocianinas m
os no son l
dos.
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observar si
aron dos solu
tas se deshid
que se usa
ondientes a
s resultado
de mezquite
centaje de gom
d
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capsulados cono. letras diferentess
dica que la m
nor concen
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onoméricas
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miento, se d
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s obtenidos
e.
ma
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n respecto al e
s significan valor
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n los extrac
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totales, sin
esponsables
decidió eval
contribución
goma de me
ediante seca
os microenc
d antioxidan
s para la e
Extracto pmicroenca1%
2%
3%
4%
5%
extracto líquid
res estadísticam
idad antioxid
goma (1 y
tos en polvo
adictorio co
n embargo e
s de la capa
uar la capa
n important
zquite: una
do por aspe
capsulados,
te.
evaluación d
para apsulación
61
do
ente
dante
2%),
o con
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es un
cidad
cidad
e por
al 1%
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y se
de la
s
s
v
d
d
e
m
d
a
e
y
m
Se ob
se obtienen
solución y 1
valores, en p
Para los pol
de Trolox/g
de goma al a
en un 35%.
muestra ag
determinaci
Con
actividad an
et al., 2006)
y por lo tant
La sig
microencaps
μmol de Trolox/ g de
polvo
Figura
bserva que p
concentrac
114.71 μmo
promedio, co
lvos con con
de polvo de
agitar la solu
Por lo que
gitada y un
ón.
base en est
ntioxidante,
; ya que los
to poseen ca
guiente tabl
sulados en e
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
140.00
a 7.16. Activida
para los polv
iones de 99.
ol de Trolox
orresponden
ncentracione
e goma, sin a
ución, corres
e se puede
na muestra
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debido a lo
taninos for
apacidad ant
la muestra u
el punto inic
99.22
114.71
Goma d
ad antioxidant
vos con conc
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x/g de polvo
n a un porce
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spondiendo
decir que e
a sin agita
os, se obser
s taninos pr
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un resumen
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1
89.11
107
e mezquite
te de la goma d
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Trolox/g de
o de goma,
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obtienen con
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de la familia
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7.02
1%
1%
5%
5%
de mezquite
s al 1% de go
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al agitar la
hibición del r
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.
% goma (s/agit
% goma (c/agit
% goma (s/agit
% de goma (c/
oma de mez
oma, sin agi
a solución;
radical del 3
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Trolox/g de
ibición del ra
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ura (López‐Fr
puestos fenó
s realizadas
tación)
tación)
tación)
agitación)
62
zquite
itar la
estos
8%.
μmol
polvo
adical
e una
bo la
po de
ranco
ólicos
a los
63
Tabla. 7.9 Resumen del contenido de compuestos fenólicos, antocianinas y capacidad antioxidante en los microencapsulados expresados por 100g de cálices.
% goma
Compuestos fenólicos
mg de ácido gálico/100 g de cálices
Antocianinas monoméricas
mg de cianidina‐3‐glucósido/100 g de
cálices
Actividad antioxidante μmol de
Trolox/100 g de cálices
1 223.91 20.01 2545.88 2 212.96 18.83 2314.13 3 208.96 18.84 1802.40 4 197.18 18.03 1541.36 5 191.64 17.53 1528.25
Se observa que aquel microencapsulado con 1% de goma, es el que preserva
una mayor cantidad de compuestos fenólicos, antocianinas y actividad antioxidante por
100 gramos de cálices de flor de jamaica.
7.5.6 Color
La Tabla 7.10 ilustra los parámetros de color de los polvos en una prueba de
reflectancia. Los datos muestran que no existen diferencias significativas (p>0.05) para
el parámetro (L). Los microencapsulados se mantienen dentro en un valor promedio de
40.3, lo que indica que las variaciones en la concentración de goma no tuvieron un
efecto significativo en la luminosidad de los polvos. Lo mismo ocurre para el parámetro
b, en donde los valores obtenidos son estadísticamente iguales (p>0.05) indicando que
todos los polvos se mantienen en un mismo punto de la región roja.
Con respecto al parámetro (b), se observan diferencias significativas entre las
diferentes concentraciones de goma; sin embargo los valores positivos indican que los
polvos tienen una mayor inclinación hacia la región amarilla que hacia la región azul del
espacio de color. El tono y la pureza indican que los microencapsulados se mantienen
dentro del mismo matiz rojo y dentro de la misma intensidad, por lo tanto, la
concentración de goma no tuvo efecto alguno en estos parámetros colorimétricos.
64
Tabla 7.10. Parámetros colorimétricos de los microencapsulados (Reflectancia). % de goma L a b Tono C Pureza H
3 40.94 ± 1.05a 32.01 ± 0.26b 8.98 ± 0.19a,b 0.27 ± 0.00 33.24 ± 0.31
5 40.53 ± 1.26a 31.44 ± 0.23b 8.95 ± 0.08a 0.28 ± 0.00 32.69 ± 0.21
4 40.82 ± 0.58a 32.01 ± 0.04b 9.025 ± 0.06a,b 0.27 ± 0.00 33.26 ± 0.06
2 40.00 ± 0.34a 32.18± 0.15b 9.22 ± 0.00b 0.28 ± 0.00 33.47 ± 0.14
1 39.2 ± 0.22a 32.04 ± 0.03b 9.11 ± 0.01a,b 0.28 ± 0.00 33.31 ± 0.02 * Letras iguales significan valores estadísticamente iguales, letras diferentes significan valores estadísticamente
diferentes
La tabla 7.11 ilustra los resultados de las pruebas de transmitancia, éstos
muestran el comportamiento de los polvos en solución.
Tabla 7.11. Parámetros colorimétricos de los microencapsulados (Transmitancia). % de goma L a b Tono C Pureza H
3 30.54 ± 0.05 b 42.84 ± 0.28 b 18.66 ± 0.08 b 0.41 ± 0.00 46.72 ± 0.29
4 29.19 ± 0.34 b 40.37 ± 0.39 b 17.68 ± 0.21 b 0.41 ± 0.00 44.07 ± 0.44
5 24.05 ± 3.01 a 32.83 ± 3.83 a 14.56 ± 1.77 a 0.42 ± 0.00 35.91 ± 4.22
2 26.60 ± 0.04 a,b 38.50 ± 0.20 b 16.41 ± 0.09 b 0.40 ± 0.00 41.85 ± 0.15
1 23.96 ± 0.66 a 36.02 ± 0.84 a 14.84 ± 0.40 a 0.39 ± 0.00 38.96 ± 0.93 * Letras iguales significan valores estadísticamente iguales, letras diferentes significan valores estadísticamente
diferentes
Se observa que la mayor luminosidad la presentan los polvos con 3 y 4% de
goma, mientras que la menor luminosidad reside en los polvos con 1 y 5% de goma; el
microencapsulado con 2% de goma, presenta el valor intermedio de este parámetro.
Con respecto al parámetro (a), los datos obtenidos indican que los polvos se
mantienen en la región roja del espacio de color mientras están en solución. La mayor
variación hacia este parámetro la presentan los microencapsulados con 2,3 y 4% de
goma, al ser estadísticamente iguales. La menor variación la presentan los polvos al 1 y
5% de goma.
Para el parámetro (b), se observa que aunque existen ciertas variaciones entre
las muestras, éstos se mantienen en la región amarilla.
65
Los resultados obtenidos para el tono, indican que los polvos se mantienen
dentro del mismo matiz en solución, es decir conservan su color rojo.
Los resultados del parámetro de pureza, indican que los microencapsulados con
3% de goma presentan una mayor intensidad, un color más vivo cuando están en
solución; mientras que los microencapsulados con 5% de goma, presentan una menor
saturación al obtener un color más opaco cuando están en solución.
7.6 Estabilidad de los microencapsulados durante el almacenamiento
7.6.1 Evaluación de la estabilidad de los compuestos fenólicos
En la Fig. 7.17 se muestra el efecto del tiempo de almacenamiento sobre los
compuestos fenólicos de los microencapsulados.
Figura 7.17. Estabilidad de los compuestos fenólicos de los microencapsulados durante el periodo de
almacenamiento.
Los resultados del análisis estadístico indican que la concentración de goma
afecta el contenido de compuestos fenólicos durante el almacenamiento; sin embargo,
esta diferencia es relativa, ya que los puntos se mantienen en un intervalo estrecho de
30.00
32.00
34.00
36.00
38.00
40.00
42.00
44.00
0 5 10 15 20 25 30 35 40
mg de
ácido
gálico/g de
sólidos
solubles de jamaica
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
66
concentración. Los datos también indican que el tiempo es otra variable que afecta la
concentración de compuestos fenólicos, ya que se observan ciertos incrementos y
decrementos en los valores. Sin embargo, comparando el punto inicial y final de
almacenamiento de cada muestra (días 4 y 37 respectivamente), se obtuvo que no
existen diferencias significativas para los microencapsulados con concentraciones de 1,
3 y 5% de goma. Esto quiere decir que a pesar de los incrementos y decrementos
ocurridos en el transcurso del tiempo, el contenido de compuestos fenólicos no cambió
al final del almacenamiento, sino que se conservó en un valor igual al de su
concentración inicial; por lo que las diferencias ocurridas en el periodo de tiempo se
pueden atribuir a errores experimentales. Esto se convierte entonces en un aspecto
favorable para la estabilidad del producto debido a su bajo contenido de agua y a la
función que realiza la goma como biopolímero protector.
Por otra parte, se encontraron diferencias significativas entre los
microencapsulados con concentraciones de 2 y 4 % de goma. Esto se refiere a que la
concentración de compuestos fenólicos disminuyó al tiempo final del almacenamiento.
La tabla siguiente tabla muestra un resumen de la estabilidad de los
compuestos fenólicos durante el periodo de almacenamiento cuyos valores se
encuentran expresados por 100 g de cálices de flor de jamaica.
Tabla 7.12 Concentración de compuestos fenólicos durante el periodo de almacenamiento expresados
como mg de ácido gálico/100 g de cálices.
% de Goma
Tiempo (días)
4 9 16 22 25 37
1 223.91 226.90 197.50 216.85 209.56 230.63 2 212.96 213.89 189.77 205.12 197.01 204.79 3 208.96 211.34 183.47 211.62 194.54 204.93 4 197.18 200.63 181.30 187.45 188.36 187.45 5 191.64 204.44 170.39 188.50 180.93 186.64
67
7.6.2 Evaluación de la estabilidad de las antocianinas monoméricas totales
La Fig. 7.18 muestra el comportamiento de las antocianinas monoméricas totales de los
microencapsulados durante el almacenamiento.
Al igual que para los compuestos fenólicos, los resultados muestran que la
concentración de las antocianinas varía dependiendo de la cantidad de goma
adicionada. Así mismo, el tiempo es otro factor que afecta su concentración ya que
existieron cambios en las concentraciones durante el almacenamiento. Sin embargo,
estas variaciones se mantienen en un intervalo estrecho, por lo que se pueden
considerar como variaciones relativas.
Figura 7.18. Estabilidad de las antocianinas monoméricas totales de los microencapsulados durante el
periodo de almacenamiento.
Al hacer el Análisis de Varianza entre el punto inicial y final de cada muestra, se
encontró que no existen diferencias significativas para una de las muestras; esto
significa que la concentración de todos los microencapsulados no cambió al final del
almacenamiento, y por esa razón la concentración inicial y final es la misma.
La tabla 7.13 muestra un resumen de la estabilidad de las antocianinas
monoméricas totales durante el periodo de almacenamiento, expresadas en 100 g de
cálices de flor de jamaica.
3.00
3.20
3.40
3.60
3.80
4.00
4.20
4.40
0 10 20 30 40
mg de
cianidina
‐3‐glucósido
/g de sólid
os
solubles de jamaica
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
68
Tabla. 7.13 Concentración de antocianinas monoméricas totales durante el periodo de
almacenamiento expresadas como mg de cianidina‐3‐glucósido/100 g de cálices.
% de Goma
Tiempo (días)
4 9 16 22 25 37
1 20.01 20.27 21.07 19.64 19.36 20.81 2 18.83 19.54 19.23 18.55 18.83 19.68 3 18.84 18.78 18.21 18.04 18.15 20.26 4 18.03 17.93 17.84 17.95 17.35 18.23 5 17.53 17.13 16.79 17.10 16.58 17.18
7.6.3 Evaluación de la estabilidad de la capacidad antioxidante
La Fig. 7.19 ilustra el comportamiento de la capacidad antioxidante de los
microencapsulados durante el almacenamiento.
A diferencia de lo que ocurre con los compuestos fenólicos y las antocianinas, se
observan importantes variaciones al inicio del almacenamiento. Así mismo aprecia que
tanto la concentración de goma como el tiempo, afectan significativamente la
capacidad antioxidante de los microencapsulados.
Figura 7.19. Estabilidad de la capacidad antioxidante de los microencapsulados durante el periodo de
almacenamiento.
Por otra parte, al comparar el punto inicial y final del almacenamiento, los
resultados indican que el microencapsulado con 2% de goma es el que posee la misma
200.00
250.00
300.00
350.00
400.00
450.00
500.00
550.00
0 5 10 15 20 25 30 35 40
μmol de Trolox/g de sólid
os
solubles de jamaica
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
69
actividad antioxidante al concluir el periodo de tiempo; mientras que para los polvos
con 1, 3, 4 y 5% de goma, existen diferencias significativas entre el punto inicial y final
del almacenamiento. Dentro de la figura es posible observar que al finalizar el
almacenamiento, la capacidad antioxidante del microencapsulado con 1% de goma
disminuye, contrario a lo que ocurre para las muestras con 3, 4 y 5% de goma en donde
la actividad antioxidante aumenta.
El comportamiento mostrado en los primeros días del periodo de
almacenamiento se podría atribuir a las interacciones tanino‐antocianinas. Las
reacciones de estabilización tienen, la mayoría de las veces, su origen en la formación
entre antocianos y taninos para formar pigmentos estables. Las antocianinas bajo su
forma catiónica, reaccionan con las posiciones negativas C6 ó C8 de los taninos,
formando un flaveno incoloro, el cual, posteriormente se puede colorear de rojo en
presencia de oxígeno, estableciéndose un estado de equilibrio entre ambas formas
(Bautista, 2005). Por lo que interacciones tanino‐antocianinas, pudieran estar
produciendo una mayor capacidad antioxidante.
Tabla. 7.14 Actividad antioxidante durante el periodo de almacenamiento expresada μmol de Trolox/100 g de cálices.
% de Goma
Tiempo (días)
10 12 16 22 25 37
1 2545.88 2876.63 2501.14 2179.69 2009.53 2272.01 2 2314.13 2758.67 2363.85 2101.45 2364.88 2166.88 3 1802.40 2277.69 2292.03 2228.11 2076.82 2217.63 4 1541.36 1930.14 1934.14 1587.13 2029.33 2278.43 5 1528.25 2124.67 1525.01 1896.01 2259.77 2176.12
7.6.3 Evaluación de la estabilidad del color
Las Fig. 7.20‐7.22 muestran el comportamiento de los parámetros colorimétricos de los
polvos con respecto al tiempo de almacenamiento.
70
De manera general, los resultados del análisis estadístico revelaron que tanto el
parámetro L, a y b se ven afectados (p<0.05) por la concentración de goma y por el
tiempo. No obstante, los resultados de la evaluación de la diferencia neta de color ∆E
(Tabla 7.15) indican que ese cambio es relativo y poco significativo.
Tabla 7.15. Diferencia neta de color para los microencapsulados en una prueba de reflectancia.
% goma ∆E
1% 1.85 2% 1.33 3% 1.49 4% 1.08 5% 2.02
Figura 7.20. Estabilidad del parámetro (L) de los microencapsulados durante el periodo de
almacenamiento (Reflectancia).
38.5039.00
39.5040.0040.50
41.0041.5042.00
42.50
0 10 20 30 40
L
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
71
Figura 7.21. Estabilidad del parámetro (a) de los microencapsulados durante el periodo de
almacenamiento (Reflectancia).
Figura 7.22. Estabilidad del parámetro (b) de los microencapsulados durante el periodo de almacenamiento (Reflectancia).
Las Fig. 7.23‐7.25 muestran el comportamiento de los parámetros
colorimétricos al poner los microencapsulados en solución. El Análisis de Varianza
indica que los parámetros L, a y b se ven afectados (p<0.05) por la concentración de
goma. Esto puede ser apreciado en la gráfica en donde los puntos se encuentran más
dispersos entre una muestra y otra.
31.00
31.50
32.00
32.50
33.00
33.50
34.00
0 10 20 30 40
a
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
8.20
8.40
8.60
8.80
9.00
9.20
9.40
9.60
0 10 20 30 40
b
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
Series4
5% goma
72
Figura 7.23. Estabilidad del parámetro (L) de los microencapsulados durante el periodo de almacenamiento (Transmitancia).
Figura 7.24. Estabilidad del parámetro (a) de los microencapsulados durante el periodo de almacenamiento (Transmitancia).
20.00
22.00
24.00
26.00
28.00
30.00
32.00
0 10 20 30 40
L
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
27.0029.0031.0033.0035.0037.0039.0041.0043.0045.00
0 10 20 30 40
a
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
73
Figura 7.25. Estabilidad del parámetro (b) de los microencapsulados durante el periodo de
almacenamiento (Transmitancia).
El cálculo de la diferencia neta de color ∆E (Tabla 7.16) y el análisis estadístico,
permitieron establecer el comportamiento de los microencapsulados con respecto al
tiempo. Por consiguiente, los resultados obtenidos mostraron que el tiempo, no afecta
los parámetros colorimétricos de las muestras en solución. De esta manera se puede
afirmar que el color que presentan los microencapsulados al ponerlos en solución, no
cambia durante el almacenamiento.
Tabla 7.16. Diferencia neta de color para los microencapsulados en una prueba de transmitancia.
% de goma ∆E
1% 2.00 2% 4.51 3% 0.26 4% 2.02 5% 1.37
7.7 Determinación del rendimiento del extracto etéreo y aceite esencial de laurel
Los resultados obtenidos de la determinación del rendimiento, indicaron que para el
extracto etéreo se obtiene un porcentaje de 4.13 ± 0.25 mientras que para el aceite
12.0013.0014.0015.0016.0017.0018.0019.0020.00
0 10 20 30 40
b
tiempo (días)
1% goma
2% goma
3% goma
4% goma
5% goma
74
esencial se obtiene un porcentaje de 0.62 ± 0.04. Para el caso del extracto etéreo,
dentro de ese porcentaje se consideran todos los compuestos liposolubles que haya
extraído el disolvente; para el segundo caso el porcentaje se refiere exclusivamente al
aceite esencial.
Estudios realizados por Sourmaghi et al. (2007) en aceite esencial de laurel,
obtuvieron un rendimiento de 0.8% mediante destilación por arrastre de vapor. Por
otro lado, trabajos realizados por Quijano y Pino (2007), y Kovacevic et al. (2007),
obtuvieron un rendimiento de 0.2% y 1.5% respectivamente, mediante una
hidrodestilación. Estas diferencias se pueden atribuir a la variedad y el origen de la
materia vegetal, ya que las condiciones de crecimiento de la planta, como son la
humedad, la temperatura, la fertilidad del suelo, influyen en el contenido del aceite
esencial.
7.8 Evaluación de las características fisicoquímicas del aceite esencial de laurel
La siguiente tabla muestra los resultados correspondientes a las propiedades
fisicoquímicas del aceite esencial de laurel:
Tabla 7.17. Características fisicoquímicas del aceite esencial de laurel.
Característica Valor
Densidad ( g/mL, 25°C) 0.9 ± 0.00
Índice refracción (25°C) 1.47 ± 0.00 Color L 92.81 ± 0.09 a 4.63 ± 0.03
b 12.19 ± 0.02
75
7.9 Determinación de la actividad antimicrobiana del aceite esencial de laurel
En las Figs. 7.26 y 7.27 se observan los resultados obtenidos de las pruebas para el
Staphylococcus aureus. En primera instancia, se observa que existe un halo de
inhibición superior a 0.5 cm alrededor de cada papel filtro, se observa muy poco
crecimiento del microorganismo indicando una buena acción antimicrobiana por parte
del aceite esencial.
Figs. 7.26 y 7.27. Efectividad antimicrobiana del aceite esencial de laurel contra Staphylococcus aureus.
En cambio para el Escherichia coli se observa que existe un halo de inhibición
apenas superior a 0.1 cm (Fig. 7.28 y 7.29), por lo que existe un mayor crecimiento del
microorganismo, indicando que existe un tipo de acción antimicrobiana pero no es tan
efectiva como en el caso anterior.
Figs. 7.28 y 7.29. Efectividad antimicrobiana del aceite esencial de laurel contra Escherichia coli.
76
Por lo tanto se puede concluir que existe una mayor efectividad contra el
Staphylococcus aureus que es un microorganismo Gram (+), que contra el Escherichia
coli que es un Gram (‐), ya que el halo de inhibición encontrado es mayor en el primer
caso que en el segundo.
Dado que este experimento es una prueba exploratoria, habría que realizar
estudios más profundos con otros microorganismos, para establecer una mejor
conclusión acerca de la efectividad del aceite esencial como antimicrobiano natural.
