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Trabajo Fin de

Autor/es

Director/es

Facultad de Veterinaria

Índice Resumen. ....................................................................................................................................... 1

Abstract. ........................................................................................................................................ 1

Introducción. ................................................................................................................................. 2

Justificación y objetivos. ................................................................................................................ 3

Materiales y métodos. .................................................................................................................. 4

Materiales .................................................................................................................................. 4

1. Animales ........................................................................................................................ 4

2. Tomógrafo. .................................................................................................................... 5

3. Fármacos anestésicos. ................................................................................................... 5

4. Contraste ....................................................................................................................... 7

5. Equipo de anestesia y monitorización. ......................................................................... 7

Métodos .................................................................................................................................... 8

Protocolo anestésico. ............................................................................................................ 8

Método estadístico. ............................................................................................................... 9

Resultados y discusión. ................................................................................................................. 9

Resultados ............................................................................................................................... 10

1. Edad. ............................................................................................................................ 10

2. Patología. ..................................................................................................................... 14

Discusión. ................................................................................................................................ 20

1. Por edad. ..................................................................................................................... 21

2. Por patología. .............................................................................................................. 24

Conclusiones ............................................................................................................................... 25

Conclusion ................................................................................................................................... 25

Valoración personal .................................................................................................................... 25

Agradecimientos. ......................................................................................................................... 26

Índices. ........................................................................................................................................ 27

Índice de tablas. ...................................................................................................................... 27

Índice de abreviaturas. ............................................................................................................ 28

Bibliografía .................................................................................................................................. 29

Resumen. Actualmente, el uso del ovino como modelo experimental está muy extendido debido a su bajo

coste de compra y mantenimiento, docilidad, versatilidad y comodidad de trabajo. Además, su

peso, como animal superior, es parecido al humano. Este hecho no se acompaña totalmente de

estudios que aseguren que la anestesia en estos animales es segura y que minimicen los posibles

efectos secundarios como pueden ser la regurgitación y la consecuente neumonía por deglución

desviada que puede originar.

En este estudio se plantea un protocolo anestésico seguro compuesto por una premedicación

con dexmedetomidina y buprenorfina, seguido de una inducción con Propofol y mantenimiento

con isoflurano que se aplica a 38 animales que presentan edad y patología heterogénea.

La calidad de la sedación de los animales es buena, en general, permitiendo una manipulación

cómoda de los mismos. Para la inducción se han precisado una media de 2,02 mg/kg (±0,46

mg/kg), proporcionando una pérdida de consciencia y reflejos suficiente para la intubación. Se

ha observado apnea de inducción en un 18,42% de los animales. En cuanto al mantenimiento

anestésico, se utilizó una CAM de un 5% en un 36,84% de los animales y se bajó a los cinco

minutos al 3% en un 63,16% de los animales.

Los animales tuvieron una recuperación de buena calidad, excepto en un caso en el que se

presentaron periodos de apnea al despertar y el animal murió en el transporte a la Facultad.

Abstract. Currently, sheep are widely used as an experimental model due to their relatively cheap cost

and maintenance, docility, versatility and easy handling. In addition, sheep are a superior species

with similar weight to that of human. Notwithstanding, studies are still lacking in these animals

demonstrating anesthesia as safe and minimizing possible side effects such as regurgitation and

subsequent aspiration pneumonia.

This study describes a safe anesthetic protocol consisting of premedication with

dexmedetomidine and buprenorphine, followed by induction with Propofol and maintenance

with isoflurane. The study population consisted of 38 animals of heterogeneous age and

pathology.

General sedation quality of animals was good, allowing comfortable handling of animals. An

average of 2.02 mg/kg (± 0.46 mg/kg) of Propofol was required for induction, providing sufficient

loss of consciousness and reflexes for intubation. Induction apnea was observed in 18.42% of

the animals. A 5% of minimum alveolar concentration of Propofol was used for anesthetic

maintenance, lowering levels to 3% after 5 minutes in 63.16% of the sheep.

Animals showed good quality recovery, except in one case where the animal showed periods of

apnea after regaining consciousness, leading to its the death during its transport back to the

Faculty.

Introducción. Según American Board of Anesthesiology, la anestesia se define como la práctica médica que

produce insensibilidad al dolor durante procedimientos quirúrgicos, obstétricos, terapéuticos y

diagnósticos (Urban & Bleckwenn, 2002). Según este comité, esta insensibilización no implica

necesariamente inconsciencia o sedación, hecho que se manifiesta, por ejemplo, durante la

anestesia local. Por otro lado, según American Society of Anesthesiologist en la anestesia general

sí se precisa la pérdida total de la consciencia o una sedación (Urban & Bleckwenn, 2002).

El uso de animales en la investigación es una práctica que desde los orígenes ha sido

controvertida. Actualmente viene legislada tanto en el ámbito europeo como en el nacional y el

comunitario. Antes de estar regulada, en 1959, Rusell y Burch publicaron el “Principio de las tres

erres” que se basa en “reemplazar” el uso de los animales de experimentación por otros

métodos, “reducir” el número de animales que se emplea en cada ensayo y en “refinar” las

técnicas para aminorar el malestar, dolor o sufrimiento animal (Russel & Burch, 1959) (Russel &

Burch, 1992). Teniendo en cuenta estos dos últimos preceptos, las técnicas de diagnóstico por

imagen son muy interesantes al ser, generalmente, no invasivas. Este hecho nos brinda la

oportunidad de observar patologías y lesiones, tanto en un momento puntual como realizando

seguimientos, sin precisar el sacrificio de los animales a estudiar.

Concretamente en este estudio, la técnica empleada para el diagnóstico y seguimiento de los

animales es la tomografía computarizada. Esta técnica se basa en las propiedades de los rayos X

y nos permite obtener imágenes bidimensionales de cualquier área anatómica. Se obtienen un

gran número de proyecciones del paciente mediante la acción conjunta del tubo de rayos X

rotando alrededor del sujeto y de los sistemas detectores. Los sistemas detectores están

basados en decenas e incluso cientos de filas contiguas de detectores alineadas a lo largo del eje

de rotación. Una vez tomados estos datos, mediante un programa específico de ordenador,

podemos obtener imágenes de planos axiales, sagitales y coronales. Este programa también nos

permite realizar reconstrucciones tridimensionales del paciente y observándose en colores las

diferentes densidades, permitiendo su diferenciación. Esta técnica está más indicada en la

visualización de tejidos duros, pero también se emplea frecuentemente en la visualización de

órganos como el corazón o el cerebro. Cuando actuamos en estos tejidos y debido a que la

densidad original sangre-tejido blando es bastante similar, se emplea un contraste intravenoso

que contiene generalmente yodo para mejorar la visualización de dicha vascularización, ya sea

fisiológica o patológica (Calzado & Geleijns, 2010).

Uno de los requerimientos a la hora de realizar una tomografía computarizada en animales es

que éstos deben estar anestesiados. Se precisa de una inmovilización, ya que cualquier

movimiento distorsionaría la imagen o los animales podrían dañar la máquina o resultar heridos.

Además, también es necesaria una ligera analgesia por si se precisan posturas que podrían

resultar dolorosas para evaluar ciertas lesiones. Este es uno de los puntos críticos a la hora de

realizar esta prueba ya que, a pesar de que existen muchos protocolos anestésicos estudiados

en animales, concretamente el ganado ovino es uno de los menos estudiados.

Para este estudio se utilizaron ovejas procedentes de casos clínicos del Servicio Clínico de

Rumiantes del Hospital Veterinario de la Facultad de Veterinaria de Zaragoza. Se sometieron a

un protocolo anestésico determinado aprovechando que se trataba de animales con diferentes

patologías que debían ser sometidos a la tomografía computarizada con fines diagnósticos.

El protocolo anestésico empleado se compone de una premedicación de dexmedetomidina a

0,005mg/kg junto con buprenorfina a 0,01mg/kg. Posteriormente se inducirá una anestesia

general con Propofol a dosis-efecto, comenzando con 2mg/kg. Como anestesia de

mantenimiento se administrará isoflurano a una CAM del 5% para, dependiendo de la duración

de la prueba, disminuirla posteriormente al 3%. Durante el proceso tomográfico y una vez

finalizado el procedimiento se siguieron los diferentes parámetros hasta la recuperación del

animal.

Justificación y objetivos. Desde hace años, los modelos animales constituyen una parte fundamental en la investigación

biomédica tanto humana como animal. Debido a los avances que estamos experimentando en

este campo, resulta fundamental encontrar un modelo animal que cumpla con las necesidades

éticas, económicas y fisiológicas. Estos datos se precisan para desarrollar terapias eficaces y

seguras aplicables a otros estudios. El animal más empleado en la actualidad es el ratón, ya que

su mantenimiento es sencillo y económico. Además, presenta un ciclo reproductivo corto con

camadas grandes (Rodríguez, 2007).

Aunque el murino sea el modelo más empleado, el ganado ovino nos ofrece una alternativa

como animal de tamaño intermedio del que se conoce bien su anatomía y fisiología. Asimismo,

resulta más económico de mantener y de mejor manejo que otros animales de similares

dimensiones y, por lo tanto, ofrece la posibilidad de obtener muestras abundantes y frecuentes.

Destaca su potencial en el estudio de patologías respiratorias debido a que la anatomía y

fisiología del aparato respiratorio ovino se asemeja más al humano de lo que lo hace el de los

roedores (De las Heras & Borderías, 2010). En este campo encontramos modelos ovinos para el

estudio de asma o del síndrome de dificultad respiratoria neonatal (Scheerlink et al, 2008).

Además, recientemente se han publicado nuevos avances en el campo de trasplantes de

órganos con la creación de los primeros embriones híbridos humano-ovino, quimeras con

cuerpo de oveja y órganos humanos (De los Ángeles et al, 2018).

Por otro lado, el ovino destaca como modelo de docencia en el ámbito de la Veterinaria. Son

animales de manejo sencillo que presentan un amplio abanico de patologías, muchas de las

cuales pueden ser extrapoladas a la clínica de otros animales como vacas, perros, gatos o

équidos. Permiten, gracias al su bajo coste de mantenimiento y al no someter a los estudiantes

a la presión del estudio de animales con propietario, obtener una gran cantidad de información.

Los estudiantes pueden realizar el seguimiento de casos completos desde la exploración clínica

hasta el estudio anatomopatológico, además de practicar la toma de muestras (Ramos et al,

2013).

A través de un convenio del Servicio Clínico de Rumiantes del Hospital Veterinario de la Facultad

de Veterinaria de Zaragoza y el Centro Clínico Veterinario de Zaragoza hemos tenido la

posibilidad de utilizar la tomografía computarizada para el diagnóstico de procesos patológicos

remitidos o para diferentes estudios fisiopatolólógicos. Esta técnica de diagnóstico por imagen

ha permitido el estudio tanto de la fisiología como de la patología de estos animales. Además,

se ha visto que la tomografía computarizada resulta excelente para el seguimiento de muchas

patologías ovinas, así como para el diagnóstico de procesos con sintomatología inespecífica o

inaparente como la pseudotuberculosis visceral, constituyendo una pieza clave en la resolución

de algunos de los casos remitidos a este servicio.

Uno de los requerimientos de esta prueba es que los animales se encuentren anestesiados para

asegurar su inmovilización y la integridad tanto de los animales como del equipo. Elegir una

técnica anestésica es muy importante a la hora de realizar cualquier práctica quirúrgica,

procedimiento médico o estudio, ya que, si no se escoge una combinación de fármacos y dosis

adecuadas, puede verse comprometida incluso la vida de animales sanos. Además de la poca

información que se tiene sobre anestesia en pequeños rumiantes se encuentra el hecho de que

no existen muchos productos registrados para la anestesia en este tipo de animales.

El primer objetivo de este estudio es establecer un protocolo de analgesia y anestesia seguro

para el manejo y la realización de tomografías computarizadas en ovino. Para ello,

determinaremos la eficacia de una premedicación anestésica a base de la combinación de

dexmedetomidina y buprenorfina. Además, determinaremos si la dosis estimada de Propofol es

suficiente para una anestesia de calidad.

Como segundo objetivo, compararemos la respuesta de animales con diferentes patologías y

edad frente este mismo protocolo. A través de la monitorización de las frecuencias respiratoria

y cardiaca evaluaremos si se trata de un protocolo seguro.

El tercer objetivo será el análisis de la tasa de supervivencia y los principales efectos sobre el

organismo.

Materiales y métodos.

Materiales

1. Animales

Los animales del estudio provienen del Servicio Clínico de Rumiantes de la Facultad de

Veterinaria de Zaragoza (SCRUM). En su mayoría son ovejas cedidas por el Programa de

Desarrollo Rural 2014-2020 (PDR) sobre patologías de animales de desvieje y el resto provienen

de casos clínicos remitidos por veterinarios de la zona de influencia de nuestra Facultad, siendo

por lo tanto un grupo heterogéneo.

Todos los animales, al llegar a la Facultad, son sometidos a una exploración general donde se

registran, entre otros datos, sus constantes: frecuencia respiratoria y cardiaca. Posteriormente,

se procede a la realización de análisis de sangre y, dependiendo del diagnóstico presuntivo, son

sometidas a diferentes técnicas exploratorias como la ecografía, la termografía, la radiología o,

si se considera necesario, la tomografía computarizada.

Los animales son sometidos a la tomografía computarizada bien para el diagnóstico o

confirmación de una patología o bien para realizar un seguimiento de la misma. El peso de las

ovejas es, de media, 51,29 kg (± 6,45 kg).

Las ovejas son trasladadas desde la Facultad de Veterinaria al Centro Clínico Veterinario, donde

se encuentra el tomógrafo, normalmente en grupos de dos animales. Los animales, siempre que

es posible, son trasladados al centro en ayunas.

2. Tomógrafo.

La tomografía es una técnica que emplea una fuente motorizada de rayos X que gira alrededor

del Gantry, una abertura circular a través de la cual el paciente se mueve lentamente. El

tomógrafo presenta detectores, que registran los rayos X que salen del paciente y los transmiten

al ordenador. Cada vez que la fuente de rayos X realiza una rotación completa, el tomógrafo,

mediante técnicas matemáticas complejas crea una imagen en dos dimensiones de la zona

estudiada. Esta operación se repite tantas veces como se precise y así se generan multitud de

cortes (NIBIB, 2013).

El aparato empleado es un tomógrafo de dos cortes de modelo Brivo de General Electric

Healthcare.

3. Fármacos anestésicos.

Dexmedetomidina.

La dexmedetomidina es un fármaco derivado del imidazol con acción α-2 adrenérgica que se

emplea como sedante y analgésico. Estudios realizados en la especie humana determinan que

se trata, en comparación con otros α-2 adrenérgicos, de uno de los sedantes más eficaces,

siendo su afinidad por los receptores α-2/α-1 de 1620:1, es decir, ocho veces más potente que

la clonidina (Frederico, 2013).

Se trata de un fármaco que nos permite trabajar utilizando menor cantidad de anestésicos y

analgésicos que posee efecto simpaticolítico debido a que produce una disminución en la

liberación de noradrenalina en las terminaciones nerviosas simpáticas. Además, también

produce una inhibición del locus coerulus, el núcleo noradrenérgico predominante que se

encuentra situado en el tronco del encéfalo (Vidal Vademecum, s.f.). Su mecanismo de acción

se basa en la unión de los agonistas a las proteínas G de la membrana neuronal, lo que produce

la apertura de los canales de K+ y, consecuentemente, produce una hiperpolarización de la

neurona que impide que ésta pueda responder a nuevos estímulos (Belda et al, 2005).

Como consecuencia de un incremento en el tono vagal, por la activación postsináptica de los

receptores α-2 situados en la musculatura vascular lisa, se desarrolla una vasoconstricción

periférica y un aumento de la presión arterial, lo que origina una bradicardia compensatoria. En

cuanto a sus efectos sobre el sistema respiratorio, puede originar respiración superficial e

intermitente, aunque no es común (Belda et al, 2005). En ovejas se ve relacionado el uso de

estos fármacos con el desarrollo de edemas pulmonares consecuencia, probablemente, a las

alteraciones que se producen a nivel hemodinámico o a la activación del sistema inflamatorio

pulmonar, aunque no se conoce la etiología concreta del proceso (Kästner et al, 2007).

La dexmedetomidina empleada para este trabajo ha sido Dexdomitor® 0,5mg/ml de Ecuphar

(antes Esteve Veterinaria) a una dosis de 0.005mg/kg.

Buprenorfina.

La buprenorfina es un fármaco de la familia de los opioides, derivado semisintético de la tebaína

y agonista parcial de los receptores μ de bajo peso molecular. Su bajo peso molecular junto a su

elevada liposolubilidad le confieren una elevada potencia analgésica (Tornero et al, 2012). En la

especie humana se ha demostrado que su acción es entre 25 y 50 veces más potente que la

morfina, además de ser más duradera (Jasinski, 1978).

Los receptores sobre los que actúa, los μ, predominan en las áreas del sistema nervioso que se

asocian a la percepción del dolor. Se relacionan con la respuesta de analgesia supraespinal,

depresión respiratoria y miosis. Se diferencian dos tipos de receptores μ: los μ1 y los μ2. Los μ1

son de alta afinidad y se relacionan con la sensación analgésica, mientras que los μ2 son de baja

afinidad y los que producen depresión respiratoria. La unión del opioide con el receptor origina

una hiperpolarización neuronal que disminuye la cantidad de información transmitida a los

centros superiores, con lo que la sensación de dolor también se ve disminuida. Además, es un

antagonista de los receptores opioides κ, lo que explica cierto grado de analgesia espinal y los

efectos disfóricos y psicomiméticos (Tornero et al, 2012).

Los opioides producen analgésica fisiológica al simular la acción de las endorfinas. Se unen a los

receptores opioides, tanto del SNC como de fuera de éste, disminuyendo el componente

sensorial y la respuesta afectiva al dolor a través del bloqueo de la liberación presináptica de

neurotransmisores excitatorios. También pueden causar analgesia a través de la

desensibilización de la membrana postsináptica a la acción de la sustancia P, neurotransmisor

participante en la percepción del dolor, por una hiperpolarización neuronal (Tornero et al, 2012).

La buprenorfina empleada para este trabajo ha sido Bupaq® 0,3mg/ml de Ritchet Pharma a una

dosis de 0,01mg/kg.

Propofol.

El Propofol (2,6-diisopropilfenol) es un anestésico hipnótico intravenoso muy liposoluble de

acción y vida media cortas. Aunque su actividad analgésica es muy baja, es utilizado

ampliamente para la inducción y mantenimiento anestésico, entre otros, debido a que la

recuperación de los pacientes tras un “bolo” o infusión continua es rápida (Thurmon et al, 1997).

El Propofol actúa aumentando la acción inhibitoria del neurotransmisor GABA (ácido gamma-

aminobutírico), el neurotransmisor más potente inhibidor de la actividad encefálica en

mamíferos. Su mecanismo de acción, aunque no se conoce con exactitud, consiste en

incrementar la conductancia de los canales del ion cloruro, con la consiguiente hiperpolarización

de las membranas postsinápticas e inhibición neuronal (Colson, 2005).

Es uno de los anestésicos más ampliamente empleados considerado, en general, seguro para su

uso en pacientes con patologías hepáticas y renales, incluso con enfermedades cardiacas de

leves a moderadas si se dispone de una buena monitorización. Produce una reducción del tono

simpático y parasimpático, pero la supresión de las funciones de los órganos vitales es mínima

(GholipourKanani & Ahadizadeh, 2013).

El Propofol empleado ha sido Propofol Lipuro® 10mg/ml, de Braun, a una dosis de 2mg/kg

(±0,46mg/kg).

Isoflurano

El isoflurano es un anestésico general inhalatorio utilizado ampliamente en el mantenimiento

anestésico debido, entre otras características, a su alta seguridad. Se trata de un depresor

profundo, además de hipotensor y de producir relajación muscular (AEMPS, s.f.). Aunque su

mecanismo de acción aun no es totalmente conocido, varios ensayos han demostrado su

interacción con el receptor GABA, al igual que las benzodiacepinas (Días et al, 2016). Este

receptor actúa controlando la abertura de los canales de cloruro o potasio, disminuyendo la

excitación neuronal (Nunes et al, 2013).

Su coeficiente de partición sangre/gas es de aproximadamente 1,46, el doble del sevoflurano.

Al ser alto, se difunde fácilmente en la sangre y esto permite una inducción lenta, aunque en

contraprestación, la recuperación es también lenta (Días et al, 2016).

El isoflurano empleado ha sido IsoVet® 1000mg/g, de Braun, a una CAM en un principio del 5%,

para ser reducida posteriormente al 3%.

4. Contraste

Cuando se ha considerado la necesidad de utilizar contraste o cuando, tras realizar una

tomografía sin contraste, se ha visto que se podía mejorar la interpretación y su posterior

diagnóstico utilizando contraste, se ha procedido a la utilización del mismo.

El contraste yodado es utilizado en el diagnóstico por imagen para una mejor visualización de

estructuras vascularizadas, debido a que son opacos a los Rayos X. Son solubles en agua y,

generalmente, se eliminan vía renal, horas después de su administración. Son compuestos de

bajo peso molecular y se clasifican en iónicos y no iónicos y en monómeros y dímeros

dependiendo de su estructura química y de la relación entre los iones y el número de átomos

(Morales & Otamendiz, 2010).

Los compuestos no iónicos, como su nombre indica, no se disocian y, por lo tanto, no necesitan

convertirse en un anión yodado para generar el contraste. Esta característica los hace menos

reactivos, siendo más seguros que los contrastes iónicos (Morales & Otamendiz, 2010).

En un estudio con 425 perros y 58 gatos se evaluó los cambios en la frecuencia respiratoria,

cardiaca y la presión arterial tras la administración de dos contrastes iohexol y gadobutrol. Los

cambios de más de un 20% fueron considerados como moderados y los cambios asociados

inmediatamente a la administración del contraste fueron considerados severos. Este estudio

concluyó que las reacciones severas en perros y gatos son raras y las moderadas se encuentran

entre el 12,2-17,2% en gatos y el 18,3-20,5% en perros (Scarabelli et al, 2016). No existen este

tipo de datos para el ganado ovino.

El contraste empleado en nuestro estudio ha sido Omnipaque® 300mg de Iodo/ml, de General

Electric Healthcare, a 1,5 ml/kg de peso vivo.

5. Equipo de anestesia y monitorización.

La función del equipo de anestesia es administrar, de forma automática, gases frescos (oxígeno,

aire o una mezcla de ambos), gases anestésicos (protóxido de nitrógeno o xenón) y anestésicos

inhalatorios. Se compone de un sistema de alimentación de gases frescos, uno o varios circuitos

anestésicos, un ventilador, un sistema de anticontaminación y un aspirador reservado para el

uso anestésico (Beaulieu et al, 2013).

El equipo de anestesia empleado es el Matrx VMS®. Se trata de un equipo fabricado en cromo

con un amortiguador de CO2 con función de palanca de liberación rápida además de una válvula

de seguridad de presión negativa que permite que entre aire en el sistema si se corta el flujo de

oxígeno al paciente (Kercus CIentific, s.f.).

Para la monitorización se ha empleado un equipo de monitorización de ECG.

Métodos

Protocolo anestésico.

Al llegar al centro se coloca a los animales una vía en la vena cefálica, normalmente de la

extremidad derecha, para la introducción de la premedicación intravenosa. La premedicación

establecida en el protocolo se compone de dexmedetomidina (0,005mg/kg) y buprenorfina

(0,01mg/kg), aplicadas en una única inyección intravenosa y es aplicada a todos los animales. A

dos de los animales se les aplicó la mitad de dosis de dexmedetomidina en un caso y la mitad de

buprenorfina en el otro.

Una vez administrada la premedicación se evalúa la calidad de la sedación (1-3). Se determina

que la sedación es leve (1) si el animal no pierde reflejos, moderada (2) si la pérdida no es total

y alta (3) si hay una merma total de los reflejos. La pérdida de reflejos se evalúa determinando

la presencia o ausencia del reflejo palpebral.

Una vez la premedicación había sido administrada, pasado un tiempo variable entre animales

(x̄=16,89 minutos ±11,35 minutos), se procede a realizar la inducción. La inducción se realiza vía

intravenosa con Propofol dosis-efecto, comenzando con 2 mg/kg y esperando para evaluar la

respuesta y valorar un aumento de la dosis. De los 38 animales sometidos al estudio, a 25 se les

administró una concentración de 2 mg/kg de Propofol. De los 13 animales restantes, a 6 se les

administró una menor concentración, tres con 1 mg/kg, dos con 1,5 mg/kg y uno con 1,7 mg/kg.

Por otro lado, en los otros 7 animales se precisó una mayor concentración, una oveja con 2,1

mg/kg, dos con 2,5 mg/kg y cuatro con 3 mg/kg, dos de las cuales comenzaron con una dosis de

2 mg/kg, pero precisaron 1 mg/kg posteriormente.

Una vez se comprueba la pérdida de reflejos se procede a la intubación. Colocando al animal en

decúbito esternal, con la cabeza levantada en ángulo recto con la línea dorsal, se abre la cavidad

oral, se exterioriza la lengua y, con la ayuda de un laringoscopio, se introduce el tubo

endotraqueal.

Normalmente el tubo utilizado en animales adultos es de número 8-8,5 y el utilizado en corderos

5-6. Es importante que el tubo endotraqueal presente balón ya que este nos permite sellar la

tráquea, tras su llenado con aire, siendo especialmente importante en rumiantes debido a la

producción de saliva y al reflujo ruminal. La regurgitación, al igual que el eructo, forma parte del

proceso de rumia y son inhibidas por los sedantes y analgésicos generales. Por otro lado, la

intubación es necesaria para evitar una posible deglución desviada debido a la pérdida del

control del cardias que se produce durante la anestesia (Valverde & Doherty, 2008).

Tras la intubación las ovejas se colocan en la mesa del tomógrafo y son conectadas a la máquina

anestésica, donde se emplea Isoflurano a una CAM del 5% para el mantenimiento anestésico.

Durante la realización del escáner a algunos animales se les administra contraste iodado,

momento en el que se procede a bajar el isoflurano a una CAM del 3%. No a todos los animales

a los que se les administra contraste se les realiza una bajada de la CAM ni a todos los animales

a los que no se les administra no se les disminuye, sino que depende de la duración estimada de

la prueba. La duración media de las tomografías en las que se ha realizado una bajada de la CAM

es de 20,5 minutos (±7,28 minutos), mientras que en las que no se ha bajado es de 16,93 minutos

(±5,99 minutos).

En este momento, también se procede a la colocación de los electrodos de la máquina de

monitorización, uno en cada extremidad anterior y un tercero en la extremidad posterior

derecha. Se registra, cada cinco minutos, la frecuencia cardiaca y, a través de la observación

directa de los movimientos respiratorios o de la bolsa de aire, la frecuencia respiratoria. Cuando

finaliza la prueba se desconectan los animales de la maquina anestésica y del monitor y

permanecen intubados hasta los primeros indicios de despertar. Así se trata de evitar al máximo

la neumonía por deglución desviada a la que son propensos los rumiantes por el reflujo.

Por último, los animales son trasladados de nuevo a la Facultad de Veterinaria donde,

dependiendo de la patología, son mantenidos vivos o, tras su sacrificio humanitario, sometidos

a un estudio anatomopatológico.

Método estadístico.

Para la comparación de los datos del estudio 1 de Funes Caño, debido a que únicamente se

conoce la media y los límites superior e inferior se realizó una comparación descriptiva de los

datos.

El análisis de los datos restantes se realizó a través del programa informático SPSS para Windows

versión 22.0. Se ha establecido el grado de significación en α=0,05.

Para la comparación entre las frecuencias tomadas en la exploración de los animales y durante

la realización de la prueba se empleó la prueba T de Student para variables relacionadas. En las

demás comparaciones la prueba empleada fue la T de Student para variables independientes,

que nos permite comparar medias y desviaciones estándar entre grupos de individuos.

Resultados y discusión. Para la valoración de los resultados obtenidos, se han agrupado y comparado los datos

obtenidos con el protocolo anestésico anteriormente descrito creando subgrupos entre las

ovejas sometidas al estudio. Dependiendo del grupo, puede variar el número de animales

debido a que, en algunos animales, no ha sido posible obtener todos los datos.

Para poder evaluar si existe una variación entre las constantes vitales antes y durante la

anestesia, debemos tener en cuenta las constantes vitales normales en ovejas. Éstas son 20-30

rpm y 70-90 lpm en animales adultos y 36-48 rpm y 80-100 lpm en corderos (Ramos & Ferrer,

2007). Las constantes de referencia de 31 de las 38 ovejas son las obtenidas en la exploración

que se les realizó al llegar al Servicio Clínico de Rumiantes. De los restantes 7 animales, debido

a la falta de datos, se toma como referencia la media de las constantes vitales estándar

anteriormente citadas. Se tendrá en cuenta en 4 de los animales una frecuencia respiratoria de

25 rpm y una cardiaca de 80 lpm al tratarse de ovejas adultas. A los tres restantes, al tratarse de

corderos, se les asigna una frecuencia respiratoria de 42 rpm y una cardiaca de 90 lpm.

Además, para una interpretación de los datos, estableceremos que la bradipnea en las ovejas se

da con una frecuencia respiratoria menor a 20 rpm y en corderos con una menor a 36 rpm. De

igual manera, consideraremos taquipnea cuando exista una frecuencia respiratoria mayor a 30

rpm en adultas y mayor a 48 rpm en corderos. Así mismo, respecto a la frecuencia cardiaca,

consideraremos bradicardia si el animal presenta menos de 70 lpm siendo adulta y menos de 80

lpm tratándose de corderos. Será considerada taquicardia una frecuencia cardiaca mayor a 90

lpm en ovejas y mayor a 100 en los corderos.

Constantes Ovejas Corderos

FC normal 70-90 lpm 80-100 lpm

Taquicardia > 90 lpm > 100 lpm

Bradicardia <70 lpm <80 lpm

FR normal 20-30 rpm 36-48 rpm

Taquipnea > 30 rpm > 48 rpm

Bradipnea < 20 rpm < 36 rpm

Tabla 1. Parámetros cardiacos y respiratorios en la especie ovina (Ramos & Ferrer, 2007).

Resultados

1. Edad.

Definimos dos grupos: corderos y ovejas.

a. Corderos.

Este grupo está compuesto por siete animales, dos con 10 y 15 días y los otros cinco se

encuentran entre los dos y seis meses de edad.

El tiempo medio de preanestesia de los corderos es de 17,6 minutos (±15,44 minutos), mientras

el tiempo de anestesia es de 22 minutos (±11,51 minutos). Además, los animales que llegaron a

despertar en la clínica lo hicieron en una media de 35 minutos.

La calidad de la sedación de los animales es alta, todos sufren una pérdida de reflejos completa

siendo especialmente rápida y profunda en dos de los corderos.

Respecto a la frecuencia cardiaca, fue de 111,04 lpm de media (±17,18 lpm). Comparando con

la frecuencia cardiaca tomada durante la exploración, se produce un aumento de 7,04 lpm

(±35,96 lpm). En cinco de los animales el aumento es de 24,06 lpm (±15,42lpm), mientras que

en dos de ellos se produce un descenso de 35,5 lpm (±41,72 lpm). Además, la variación entre su

frecuencia cardiaca máxima y mínima es de 45,43 lpm de media (±49,24 lpm), siendo en dos de

los corderos mayor a 100 lpm, en uno de 46 lpm y en el resto menor a 25 lpm.

De los 7 corderos, dos presentaron constantes normales durante la anestesia y cinco de ellos

presentaron taquicardia.

Frecuencia cardiaca Número de animales % Animales

Bradicardia (<80 lpm) 0 0

Normal (80-100 lpm) 2 28,57 Taquicardia (>100 lpm) 5 71,43

TOTAL 7 100

Tabla 2. Frecuencia cardiaca en corderos.

En cuanto a la respiración, uno de los corderos sufre apnea de inducción. La frecuencia

respiratoria media con el isoflurano es de 52,03 rpm (±22,87 rpm), mientras que al quitar el

isoflurano los animales presentaron una media de 48,93 rpm (±24,47 rpm). En tres de los cuatro

animales en los que se pudo valorar se experimentó una bajada de la frecuencia respiratoria de

22,23 rpm (±12,60 rpm), mientras que en el cuarto cordero la frecuencia respiratoria aumentó

2,7 rpm. Respecto a la frecuencia respiratoria medida durante la exploración, los corderos vieron

aumentada su frecuencia respiratoria en 15,04 rpm (±26,97 rpm). Se produjo un aumento en 4

de ellos de 25,42 rpm (±11,51 rpm), mientras que en los dos restantes disminuyó en 23,75 rpm

de media (±3,89 rpm). Por último, la diferencia entre la frecuencia respiratoria máxima y mínima

de los animales es de 46,43 rpm de media (±35,25 rpm), siendo la mayor diferencia de 118 rpm

y la menor de 6 rpm.

De los 6 animales que pudieron ser monitorizados, uno presentaba bradipnea y otro, constantes

respiratorias normales. Los cuatro corderos restantes manifestaron taquipnea con la

administración de isoflurano.

Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales

Bradipnea (<36 rpm) 1 16,67

Normal (36-48 rpm) 1 16,67

Taquipnea (>48 rpm) 4 66,66

TOTAL 6 100

Tabla 3. Frecuencia respiratoria en corderos.

Entre las observaciones, dos de los corderos sufren dificultades en la respiración, con respiración

superficial y periodos de taquipnea.

Parámetro Promedio Desviación Estándar

Tiempo de preanestesia 5 corderos

17,6 minutos

±15,44 minutos

Tiempo de anestesia 5 corderos

22 minutos ±11,51 minutos

Tiempo en despertar tras la inducción 2 corderos

35 minutos ± 0 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 7 corderos

111,04 lpm ±17,18 lpm

Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 7 corderos

7,04 lpm ±35,96 lpm

Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 5 corderos

24,06 lpm ±15,42 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 2 corderos

35,5 lpm ±41,72 lpm

Variación entre la FC máxima y mínima 7 corderos

45,43 lpm ±49,24 lpm

Frecuencia respiratoria

Media FR con el isoflurano 6 corderos

52,03 rpm ±22,87 rpm

Media de la FR al quitar el isoflurano 4 corderos

48,93 rpm ±24,47 rpm

Aumento de la FR al quitar el isoflurano 3 corderos

2,7 rpm ±0 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1 cordero

22,23 rpm ±12,60 rpm

Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 6 corderos

15,04 rpm ±26,97 rpm

Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 4 corderos

25,42 rpm ±11,51 rpm

Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 2 corderos

23,75 rpm ±3,89 rpm

Variación entre la FR máxima y mínima 7 corderos

46,43 rpm ±35,25 rpm

Tabla 4. Resumen de los datos obtenidos en corderos.

b. Ovejas.

El grupo de ovejas está compuesto por 31 animales cuya edad encuentra entre los dos y los

nueve años, siendo la mayoría ovejas de seis años (38,71%).

El tiempo medio de preanestesia ha sido 17,03 minutos (±11,17 minutos) y el de anestesia 18,35

minutos (±5,60 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar ha sido de 32,56 minutos

(±11,46 minutos).

La calidad de la sedación de los animales es alta en general, siendo leve en una de las ovejas y

moderada en cuatro. Cinco de los animales experimentan una sedación especialmente rápida y

profunda.

Respecto a la frecuencia cardiaca, la media se sitúa en 121,97 lpm (±33,72 minutos). Se ha

producido un incremento de la frecuencia durante la anestesia respecto a la tomada en la

exploración de 18,36 lpm (±39,52 lpm). Veintiuna ovejas experimentan una subida de la

frecuencia cardiaca respecto a la tomada en la exploración, 38,42 lpm (±27,68 lpm) de media,

mientras que las diez restantes experimentaron un descenso de 23,77 lpm (±24,31 lpm). En

cuanto a la variación entre la frecuencia cardiaca máxima y mínima es de 47 lpm de media

(±32,87 lpm).

De las 31 ovejas, una experimentó bradicardia, cuatro mostraron frecuencia cardiaca normal y

las restantes taquicardia.


Bradicardia (<70 lpm) 1 3,23

Normal (70-90 lpm) 4 12,90 Taquicardia (>90 lpm) 26 83,87

TOTAL 31 100

Tabla 5. Frecuencia cardiaca en ovejas.

En lo concerniente a la monitorización de la respiración, una de las ovejas sufre una parada

respiratoria tras la inducción y se le realizan maniobras de ventilación; tras la recuperación sufre

un periodo de taquipnea. Además, seis animales presentan apnea de inducción. La frecuencia

respiratoria media con el isoflurano es de 31,26 rpm (±15,02 rpm), mientras que al quitarlo esta

aumenta hasta 34,03 rpm de media (±13,37 rpm). Respecto a la frecuencia respiratoria tomada

durante la exploración, los animales presentan una disminución de la frecuencia respiratoria de

2,10 rpm (±19,32 rpm). En cuanto a la variación entre la frecuencia respiratoria máxima y

mínima, encontramos una diferencia media de 26,67 rpm (±15,43 rpm).


Bradipnea (<20 rpm) 7 25

Normal (20-30 rpm) 6 21,43


TOTAL 28 100

Tabla 6. Frecuencia respiratoria en ovejas.

Entre las observaciones tomadas se registra un animal que se timpaniza durante la realización

de la tomografía. Una de las ovejas sufre taquipnea, con respiración superficial, y otro de los

animales experimenta temblores. En este grupo se encuentra un animal que, tras sufrir

episodios de apnea al despertar, falleció en el transporte hacia la Facultad.


Tiempo de preanestesia 30 ovejas

17,03 minutos

±11,17 minutos

Tiempo de anestesia 31 ovejas

18,35 minutos

±5,60 minutos

Tiempo en despertar tras la inducción 16 ovejas

32,56 minutos

± 11,46 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 31 ovejas

121,97 lpm ±33,72 lpm

Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 31 ovejas

18,36 lpm ±39,52 lpm

Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 21 ovejas

38,42 lpm ±27,68 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 10 ovejas

23,77 lpm ±24,31 lpm

Variación entre la FC máxima y mínima 31 ovejas

47 lpm ±32,87 lpm


Media FR con el isoflurano 28 ovejas

31,26 rpm ±15,02 rpm

Media de la FR al quitar el isoflurano 21 ovejas

34, 03rpm ±13,37 rpm

Aumento de la FR al quitar el isoflurano 7 ovejas

12,74 rpm ±19,25 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 14 ovejas

12,24 rpm ±7,24 rpm

Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 28 ovejas

2,10 rpm ±19,32 rpm

Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 14 ovejas

10,87 rpm ±13,48 rpm

Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 14 ovejas

15,84 rpm ±13,50 rpm

Variación entre la FR máxima y mínima 28 ovejas

26,67 rpm ±15,43 rpm

Tabla 7. Resumen de los datos obtenidos en ovejas.

2. Patología.

En este caso analizaremos los datos para valorar la respuesta al protocolo anestésico de

animales según si sufren patología respiratoria o no. Dentro de los animales con patología

respiratoria también tendremos en cuenta si presentan patología de vías respiratorias altas o de

vías respiratorias bajas.

a. Animales con patología respiratoria.

Se analizará los datos de la monitorización de los dieciocho animales adultos con patología

respiratoria y, posteriormente, se estudiará por separado los datos de los animales con patología

de vías respiratorias altas y bajas.

El tiempo medio de preanestesia es de 15,35 minutos (±10,58 minutos) y el de anestesia 17,28

minutos (±5,21 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar los animales desde la

inducción es de 32,55 minutos (±11,01 minutos).

Respecto a la calidad de la sedación, es alta en todas las ovejas, siendo especialmente profunda

en tres de los animales, media en dos y ligera en una de las ovejas.

En cuanto a la monitorización cardiaca, la media de la frecuencia en este grupo de animales es

de 131,92 lpm de media (±30,50 lpm). La frecuencia cardiaca aumenta, respecto a la tomada en

la exploración inicial, una media de 28, 86 lpm (±30,38 lpm). En general aumenta una media de

37,65 lpm (±24,18 lpm), menos en tres de los animales en los que disminuye 15,07 lpm de media

(±16,69 lpm).

Sólo una de las ovejas presenta una frecuencia cardiaca media entre los límites normales,

mientras que las 17 restantes sufrieron taquicardia durante la anestesia.


Bradicardia (<70 lpm) 0 0

Normal (70-90 lpm) 1 5,56

Taquicardia (>90 lpm) 17 94,44

TOTAL 18 100

Tabla 8. Frecuencia cardiaca en animales con patología respiratoria.

Cuatro de los animales sometidos a la anestesia sufren apnea de inducción. La frecuencia

respiratoria media de los animales mientras están sometidos al efecto del isoflurano es de 24,37

rpm (±12,77 rpm). Al desconectar los animales de la máquina de anestesia la media de la

frecuencia respiratoria es de 29,97 rpm (±13,27 rpm), con un aumento de 6,13 rpm de media

(±14,25 rpm). En seis de los animales la diferencia es menor de 6 rpm. Por otro lado, la frecuencia

respiratoria durante la anestesia desciende, respecto a la tomada durante la exploración en una

media de 11,03 rpm (±16,59 rpm). Por último, encontramos una diferencia media de 24,19 rpm

(±11,95 rpm) entre la máxima y mínimas registradas.

En este grupo casi la mitad de los animales experimentan bradipnea, tres ovejas presentan

constantes respiratorias normales y las cinco restantes taquipnea.


Bradipnea (<20 rpm) 7 46,67

Normal (20-30 rpm) 3 20


TOTAL 15 100

Tabla 9. Frecuencia respiratoria en animales con patología respiratoria.



15,35 minutos

±10,57 minutos


17,28 minutos

±5,21 minutos


32,55 minutos

± 11,01 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 18 ovejas

131,92 lpm ±30,50 lpm


28,86 lpm ±30,38 lpm


37,65 lpm ±24,17 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 3 ovejas

15,07 lpm ±16,69 lpm


49,5 lpm ±41,42 lpm



24,37 rpm ±12,77 rpm


29,97 rpm ±13,27 rpm


16,41 rpm ±8,66 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1,18 rpm ±0,77 rpm

3 ovejas


11,03 rpm ±16,59 rpm


3,77 rpm ±2,32 rpm


20,89 rpm ±14,31 rpm


24,18 rpm ±11,95 rpm

Tabla 10. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria.

Patología respiratoria de vías altas. Este grupo está compuesto por cinco animales, dos de ellos con rinitis crónica proliferativa y tres

con otros tipos de rinitis.

El tiempo medio de preanestesia de este grupo de animales es de 16,75 minutos (±12,09

minutos) y el de anestesia 21,8 minutos (±5,59 minutos). El tiempo que tardan hasta despertar

de media estos animales es de 31,25 minutos (±4,79 minutos).

La frecuencia cardiaca media es de 119,2 lpm (±31,82 lpm). Además, la frecuencia cardiaca

respecto a la tomada durante la exploración aumenta en todos los animales en 25,2 lpm de

media (±27,16 lpm), siendo la menor variación de 2,5 lpm. La diferencia entre la frecuencia

cardiaca máxima y la mínima es de 55,8 lpm (±50,01 lpm).

La mayoría de animales (75%) presenta una frecuencia cardiaca media que se encuentra dentro

de lo considerado taquicardia menos uno (25%), que se encuentra dentro de los parámetros

normales.

En este grupo se encuentra la oveja que sufre periodos de apnea severos al despertar y muere

en el transporte hacia la facultad. La media de la frecuencia respiratoria es de 23,14 rpm (±8,52

rpm). La frecuencia respiratoria en este grupo de animales varía muy poco, aumentando al

quitar el isoflurano 5,4 rpm de media (±6,47 rpm). Respecto a la tomada durante la exploración,

se produce una disminución de 9,86 rpm (±14,38 rpm). La media entre el máximo y el mínimo

de frecuencia respiratoria es de 18,75 rpm (±12,03 rpm).

Dos animales presentan bradipnea (40%), mientras que dos presentan una frecuencia

respiratoria normal (40%) y la restante taquipnea (20%).



16,75 minutos

±12,09 minutos


22,25 minutos

±6,34 minutos


31,25 minutos

± 4,79 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 5 ovejas

119,2 lpm ±31,82 lpm

Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración

25,2 lpm ±27,16 lpm

5 ovejas


33,68 lpm ±22,46 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 1 oveja

8,7 lpm ±0 lpm


55,8 lpm ±50,01 lpm



23,14 rpm ±8,52 rpm


27,07 rpm ±14,38 rpm


7,27 rpm ±6,48 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1 oveja

0,2 rpm ±0 rpm


9,86 rpm ±14,38 rpm


2,75 rpm ±1,77 rpm


18,27 rpm ±12,13 rpm


20,6 rpm ±12,03 rpm

Tabla 11. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria de vías altas.

Patología respiratoria de vías bajas. En este caso el grupo está compuesto por trece animales con neumonía.

El tiempo de preanestesia es de 14,92 minutos (±10,57 minutos) de media, mientras que el de

anestesia es de media 15,54 minutos (±4,03 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar

los animales es de 33,29 minutos (±13,74 minutos) desde el comienzo de la inducción.

La frecuencia cardiaca media en este grupo de ovejas es de 136,80 lpm (±29,78 lpm). Respecto

a la frecuencia tomada en la exploración inicial se produce un aumento de 30,27 lpm (±32,46

lpm). Se produce un aumento en todos los animales, con una media de 39,09 lpm (±25,66 lpm),

excepto en dos en los que disminuye 18,25 lpm (±22,27 lpm). La diferencia entre la frecuencia

cardiaca máxima y mínima es de 47,08 lpm (±39,67 lpm).

Únicamente un animal (7,69%) presenta una frecuencia cardiaca dentro de los límites normales,

el resto presenta taquicardia (92,31%).

Tres de los trece animales sufren apnea de inducción. La frecuencia respiratoria con el isoflurano

es, de media, 24,99 rpm (±14,84 rpm) y aumenta al retirarlo a 31,13 rpm (±13,43 rpm). Respecto

a la frecuencia respiratoria tomada durante la exploración, se produce una disminución de 11,61

rpm (±18,31 rpm), siendo en cinco animales la variación menor a 7 rpm. En cuanto a la diferencia

entre la frecuencia respiratoria máxima y mínima, vemos una variación de 25,82 rpm (±12,12

rpm).

De los diez animales a los que se pudo monitorizar la frecuencia respiratoria, cinco presentaron

bradipnea y cuatro, taquipnea mientras que sólo un animal se encontraba dentro de los

parámetros normales.


Bradipnea (<20 rpm) 5 50

Normal (20-30 rpm) 4 40 Taquipnea (>30 rpm) 1 10

TOTAL 10 100

Tabla 12. Frecuencia respiratoria en animales con patología de vías respiratorias bajas.



14,92 minutos

±10,57 minutos


15,54 minutos

±4,03 minutos


33,29 minutos

± 13,74 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 13 ovejas

136,81 lpm ±29,78 lpm


30,27 lpm ±32,46 lpm


39,09 lpm ±25,66 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 2 oveja

18,25 lpm ±22,27 lpm


47,08 lpm ±39,67 lpm



24,99 rpm ±14,84 rpm


31,13 rpm ±13,42 rpm


20 rpm ±1,73 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 5 oveja

10,8 rpm ±12,80 rpm


11,61 rpm ±18,31 rpm


4,28 rpm ±2,63 rpm


22,2 rpm ±16,21 rpm


25,82 rpm ±12,12 rpm

Tabla 13.Resumen de los datos obtenidos en animales con patología de vías respiratorias bajas.

Animales con patología no respiratoria.

Por último, este grupo de veintiún animales se compone por ovejas y corderos que no sufrían

patología respiratoria. Entre las patologías que presentaban y han sido estudiadas a través de la

tomografía computarizada encontramos cenurosis, mamitis, otitis, cojeras, hepatitis, quistes

epidérmicos o momificaciones, entre otras.

El tiempo de preanestesia es, de media, 19,84 minutos (±13,18 minutos) y el de anestesia de

19,78 minutos (±7,28 minutos). El tiempo que tardan en despertar es 39, 29 minutos (±12,05

minutos).

En cuanto a la frecuencia cardiaca, los animales presentan una media de 112,90 lpm (±31,05

lpm). Respecto a la frecuencia cardiaca tomada durante la exploración de los animales se

produce un aumento de 10,86 lpm (±41,97 lpm), aumentando en trece de los animales de media

34,89 lpm (±27,87 lpm) y disminuyendo en los ocho restantes 28,2 lpm (±29,75 lpm). La

diferencia entre la frecuencia cardiaca máxima registrada en la monitorización con respecto a la

mínima es de 45,38 lpm (±31,92 lpm).


Bradicardia 1 4,76

Normal 4 19,05

Taquicardia 16 76,19

TOTAL 21 100

Tabla 14. Frecuencia cardiaca en animales con patología no respiratoria.

Respecto a la respiración, únicamente tres de los veintiún animales ha sufrido apnea de

inducción. En este grupo se encuentra la oveja que sufre una parada cardiorrespiratoria tras la

inducción. La frecuencia respiratoria media con el isoflurano es de 42,42 rpm (±17,53 rpm), no

variando demasiado al retirarlo con una frecuencia media de 42,48 rpm (±15,45 rpm). Respecto

a la frecuencia respiratoria tomada durante la exploración de los animales se produce un

aumento de 6,17 lpm (±18,10 lpm). Por último, en lo concerniente a la diferencia entre la

frecuencia respiratoria máxima y mínima encontramos una variación de 36,76 lpm de media

(±25,90 lpm).

De 20 animales, únicamente uno experimentó bradipnea. Cinco de ellos presentaron una

frecuencia respiratoria normal y, la mayoría, experimentó taquipnea durante la anestesia.


Bradipnea 1 5

Normal 5 25 Taquipnea 14 70

TOTAL 20 100

Tabla 15. Frecuencia respiratoria en animales con patología no respiratoria.


Tiempo de preanestesia 19 animales

19,79 minutos

±13,17 minutos

Tiempo de anestesia 19 animales

19,78 minutos

±12,05 minutos

Tiempo en despertar tras la inducción 8 animales

39,29 minutos

± 12,05 minutos

Frecuencia cardiaca

Media FC 21 animales

112,91 lpm ±31,06 lpm

Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 21 animales

10,86 lpm ±41,97 lpm

Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 13 animales

34,89 lpm ±27,87 lpm

Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 8 animales

28,2 lpm ±29,75 lpm

Variación entre la FC máxima y mínima 21 animales

45,38 lpm ±31,92 lpm


Media FR con el isoflurano 20 animales

42,41 rpm ±17,53 rpm

Media de la FR al quitar el isoflurano 14 animales

42,47 rpm ±15,45 rpm

Aumento de la FR al quitar el isoflurano 9 animales

8,77 rpm ±5,13 rpm

Disminución de la FR al quitar el isoflurano 5 animales

18,43 rpm ±12,80 rpm

Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 19 animales

6,17 rpm ±18,10 rpm

Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 12 animales

16,55 rpm ±13,06 rpm

Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 7 animales

13,55 rpm ±8,47 rpm

Variación entre la FR máxima y mínima 21 animales

36,76 rpm ±25,90 rpm

Tabla 16. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología no respiratoria.

Discusión.

Se ha evaluado si existe una diferencia significativa (α= 0,05) entre las constantes tomadas en la

exploración de los animales y las constantes registradas durante la monitorización de las

pruebas.

En el grupo de ovejas adultas se han encontrado diferencias significativas en la variación de la

frecuencia cardiaca, pero no se han hallado diferencias significativas en lo que a la frecuencia

respiratoria se refiere.

Si evaluamos esta variación en los corderos, no se encuentran diferencias significativas entre las

constantes tomadas durante la exploración y las registradas durante la realización de las

tomografías.

Al comparar las constantes en animales con patología respiratoria encontramos diferencias

significativas tanto en la frecuencia respiratoria como en la de la frecuencia cardiaca. No es así

si contemplamos únicamente los animales que no presentan patología respiratoria, donde la

diferencia entre las constantes no es significativa.

Con estos datos podemos determinar que se trata de un protocolo anestésico más seguro para

animales que no tienen afección del aparato respiratorio, además de ser un protocolo seguro

para los corderos debido a la ausencia de significación entre las constantes en la exploración y

en la monitorización.

1. Por edad.

Para la evaluación de los resultados obtenidos en las ovejas adultas, compararemos el protocolo

anestésico empleado en el presente trabajo frente a dos protocolos anestésicos testados por

Funes Caño en su tesis doctoral: “Evaluación cardiovascular, respiratoria y ácido-base de

diferentes agentes sedantes, analgésicos y anestésicos, así como su combinación en ovejas”,

realizada en la Universidad de Córdoba. Los protocolos que compararemos son los que realiza

en el primer estudio y en el tercero.

En estos protocolos, los animales se premedican con dexmedetomidina y butorfanol en el

primer estudio y con dexmedetomidina y morfina en el tercero. La inducción en el primero se

realiza con alfaxolona y en el tercero con Propofol. Como anestésico volátil de mantenimiento,

al primer grupo de animales se le administra desflurano vaporizado en O2 al 100% y en el tercero

sevoflurano vaporizado en O2 al 100%. Ambos grupos de animales, durante el mantenimiento,

se subdividen en dos grupos: un grupo A, al que se administra una infusión continua de

alfaxolona y de dexmedetomidina respectivamente; y un grupo P al que no se le administra un

agente anestésico de mantenimiento vía intravenosa. Para la comparación de los datos de

nuestro estudio, debido a la semejanza entre los protocolos, emplearemos el grupo P de cada

estudio al no emplear infusión continua de agentes anestésicos.

Los datos obtenidos por Funes Caño, entre otros, han sido:

Parámetro ESTUDIO 1 (GRUPO P) ESTUDIO 3 (GRUPO P)

Premedicación Dexmedetomidina (4μg/kg)

Butorfanol (0.3mg/kg IV) Dexmedetomidina (4μg/kg)

Morfina (0,2mg/kg IV)

Calidad de la sedación Ligera Alta

Inducción Alfaxolona DE

1mg/kg (1,7mg/kg, 1,2-2,6 mg/kg))

Propofol DE 1mg/kg

(3,1 ± 1,4 mg/kg)

Mantenimiento Desflurano vaporizado en O2 al

100% Sevoflurano vaporizado en O2 al

100%

FC media 88 (57-139) lpm 102 ± 20 lpm

FR media 18 (7-49) rpm 23 ± 8 rpm

Tabla 17. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 y estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014)

Descartaremos los datos de los corderos para la comparación, por lo que nos centraremos en el

grupo de 31 ovejas adultas. Para la comparación entre los estudios tenemos que tener en cuenta

la heterogeneidad de nuestros animales frente a los de Funes Caño, ya que éste contaba con

animales sanos. También se debe tener en cuenta que la población sometida a su estudio en

comparación con el estudio actual es menor.

Comparación con el estudio uno.

Parámetro ESTUDIO 1 (GRUPO P) ESTUDIO ACTUAL

Animales

Premedicación e inducción: 12 ovejas

31 ovejas Mantenimiento:

6 ovejas

Premedicación Dexmedetomidina (4μg/kg)

Butorfanol (0,3mg/kg IV) Dexmedetomidina (5μg/kg) Buprenorfina (0,01mg/kg IV)


Inducción Alfaxolona DE

1mg/kg (1,7mg/kg, 1,2-2,6 mg/kg)

Propofol DE 2mg/kg

(2,02 ± 0,46 mg/kg)

Mantenimiento Desflurano vaporizado en O2 al

100% Isoflurano vaporizado en O2 al

100%

FC media 88 (57-139) lpm 121,97 ± 33,72 lpm

FR media 18 (7-49) rpm 31,26 ± 15,02 rpm

Tabla 18. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 de Funes Caño (Funes, 2014) y los obtenidos en el presente trabajo.

A diferencia del nuestro, el primer estudio de Funes Caño emplea, en 12 ovejas, una

premedicación basada en dexmedetomidina junto a butorfanol; la inducción se realiza con

alfaxolona. Además, el mantenimiento en seis de estos animales se realiza con desflurano

vaporizado en O2 al 100% (Funes, 2014).

En comparación con el butorfanol, la buprenorfina presenta un efecto de menor duración

(Álvarez et al, 2016). Sin embargo, estudios realizados en perros determinan que ésta presenta

una menor calidad de la sedación. Estos estudios también determinan que la relajación muscular

de ambos anestésicos es similar y suficiente para la realización de radiografías, además, la

proporción de perros que respondían al dolor y los estímulos de ruido era muy baja (Leppänen

et al, 2006).

Respecto a la inducción, estudios realizados en perros determinan que tanto con la Alfaxolona

como con el Propofol la inducción es rápida y la calidad de recuperación buena. Los efectos

cardiopulmonares son similares con la administración de ambos fármacos, experimentando

hipoventilación con ambos analgésicos (Suarez et al, 2012). En gatos, se han obtenido resultados

similares a los del estudio anterior, no observándose diferencias significativas entre los

parámetros cardiorrespiratorios con el uso de un fármaco u otro. Además, también se ha

demostrado que ambos fármacos producen hipotensión (Martínez & Murison, 2010).

En cuanto al mantenimiento, un estudio realizado en ovino comparando los efectos del

isoflurano, el desflurano y el sevoflurano determinó que el uso de un gas u otro si se han

administrado otros fármacos previamente no produce diferencias clínicas significativas.

Además, se apunta que, si se emplean los anestésicos inhalatorios sin otros medicamentos,

teóricamente, la recuperación se produce más rápidamente con el desflurano, seguido del

sevoflurano y, por último, del isoflurano (Mohamadnia et al, 2008).

Para comparar la calidad de la sedación entre el estudio de Funes Caño y el nuestro se debe

tener en cuenta que no se ha evaluado con la misma escala, categorizando éste a los animales

en 10 niveles de sedación. En ambos estudios se puede concluir que la calidad de la sedación

fue suficiente para la manipulación de los animales (Funes, 2014).

En el estudio de Funes Caño, cinco de las 12 ovejas que reciben este protocolo de inducción

sufren apnea de inducción, lo que supone un 46,67% de los animales, mientras que en nuestro

estudio el porcentaje de animales es mucho menor, apareciendo en 6 de los 31 animales, un

19,35% (Funes, 2014).

Sin embargo, uno de los animales de nuestro estudio falleció en el transporte hacia la facultad,

lo que en parte puede deberse al estrés al que se vio sometida la oveja por una manipulación

rápida debido a necesidades sobrevenidas. Con este dato la mortalidad obtenida en el estudio,

teniendo en cuenta este grupo de 31 animales, ha sido de 3,23%.

Debido a que en el primer estudio de Funes Caño las variables son no paramétricas al no seguir

la normalidad y contar con un bajo número de animales, realizaremos un análisis descriptivo de

los datos. La frecuencia cardiaca media en nuestro estudio es más elevada, casi 44 lpm, 88 lpm

del estudio 1 frente a 121,97 lpm de media en nuestro estudio. En el estudio 1 se observa una

frecuencia cardiaca máxima de 139 lpm, mientras que en nuestro estudio es de 240 lpm;

respecto a la frecuencia cardiaca mínima en el estudio de Funes Caño se encuentra en 57 lpm,

mientras que en el nuestro es de 28 lpm. Respecto a la frecuencia respiratoria, Funes Caño

registra una media de 18 rpm, con un máximo de 49 rpm y un mínimo de 7 rpm. En nuestro

estudio la media se sitúa en 31,26 rpm, con un máximo de 76 rpm y un mínimo de 1 rpm.

Las constantes registradas en nuestras ovejas presentan una media mayor y una mayor amplitud

entre los datos mínimos y máximos registrados. Aunque no podemos determinarlo de forma

estadística, podemos intuir que su protocolo presenta una variabilidad de constantes menor.

Comparación con el estudio tres.

Parámetro ESTUDIO 3 (GRUPO P) ESTUDIO ACTUAL

Animales

Premedicación e inducción: 20 ovejas

31 ovejas Mantenimiento:

11 ovejas

Premedicación Dexmedetomidina (4 μg/kg)

Morfina (0,2 mg/kg IV) Dexmedetomidina (5 μg/kg) Buprenorfina (0,01 mg/kg IV)


Inducción Propofol DE

1mg/kg (3,1 ± 1,4 mg/kg)

Propofol DE 2mg/kg

(2,02 ± 0,46 mg/kg)

Mantenimiento Sevoflurano vaporizado en O2 al

100% Isoflurano vaporizado en O2 al

100%

FC media 102 ± 20 lpm 121,97 ± 33,72 lpm

FR media 23 ± 8 rpm 31,26 ± 15,02 rpm

Tabla 19. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014) y los obtenidos en el presente trabajo.

En el tercer estudio de Funes Caño se someten 20 animales a una premedicación compuesta por

dexmedetomidina y morfina y a una inducción realizada con Propofol. Además, 11 de los

animales son mantenidos en la anestesia con sevoflurano vaporizado en O2 al 100% (Funes,

2014).

Tanto la morfina como la buprenorfina son opioides, por lo que su acción principal es la

analgesia. Entre los efectos secundarios esperados en los opioides destacan la depresión

respiratoria, cambios de comportamiento, náuseas, vómitos y otras afecciones digestivas. En

comparación con la morfina, la buprenorfina posee una potencia 10 veces mayor y una gran

afinidad por los lípidos, por lo que su comienzo de acción es más lento y su acción más

prolongada (Templos-Esteban & Delgado-Carlo, 2008).

Teniendo en cuenta la premisa anterior sobre la comparación entre la calidad de la sedación

entre los dos estudios, se determina de igual forma que en ambos estudios la calidad de la

sedación fue suficiente para la manipulación de los animales.

La inducción se realiza en ambos estudios con Propofol dosis-efecto, comenzando con 1mg/kg

en el estudio 3 y con 2mg/kg en el nuestro. La dosis de Propofol requerida en el estudio 3 es de

3,1 ±1,4 mg/kg, mientras que en presente estudio la dosis ha sido menor y más ajustada con lo

esperado, de 2,05 ±0,47 mg/kg. Con este protocolo anestésico únicamente una de las veinte

ovejas sufre apnea de inducción, lo que supone un 5% en comparación con nuestro 19,35%

(Funes, 2014). También se debe seguir teniendo en cuenta el 3,23% de mortalidad que presenta

nuestro protocolo.

Comparando los datos de frecuencia cardiaca y respiratoria, se ha determinado que existe una

diferencia significativa (α=0,05) entre el estudio 3 de Funes Caño y el estudio actual. Al ser sus

constates menores, se aproximan más a las fisiológicas, por lo que podemos determinar que se

trata de un protocolo con mayor seguridad en cuanto a la variación de las constantes. Así mismo,

también podemos determinar que bajo su planteamiento anestésico se presenta un 5% de

animales con apnea frente a nuestro 19,35%. Sería interesante realizar un estudio con animales

más homogéneos frente a nuestro protocolo anestésico o con animales más heterogéneos

frente al protocolo anestésico realizado por Funes Caño para una mejor comparación de los

datos.

2. Por patología.

Se han comparado estadísticamente los datos obtenidos de las ovejas que presentaban

patología respiratoria y las que presentaban otro tipo de patología. Se ha evaluado el tiempo

que tardan en despertar, la frecuencia cardiaca y la frecuencia respiratoria y únicamente se han

encontrado diferencias significativas (α=0,05) entre las frecuencias respiratorias de ambos

grupos, lo que nos indica que se trata de un protocolo que altera en menor medida las

constantes cardiacas que las respiratorias

Comparamos de forma conjunta los datos de las ovejas con patología de vías respiratorias altas

junto a las ovejas sin patología respiratoria frente a los datos de las ovejas con patología de vías

respiratorias bajas, debido que, tras la intubación, los problemas que padecen no deberían

dificultar la respiración. No se encuentra una diferencia significativa en el tiempo que tardan en

despertar, mientras que sí se observan resultados significativos al comparar la frecuencia

cardiaca y la frecuencia respiratoria. También se encuentran diferencias significativas en el

tiempo de anestesia entre los dos grupos. Determinamos que se trata de un protocolo

anestésico más seguro para los animales sin patología en el pulmón o los bronquios ya que, con

un tiempo mayor de anestesia han sufrido una variación de las constantes menor que el otro

grupo de animales.

Conclusiones Como conclusiones podemos extraer que:

1. El protocolo anestésico y analgésico a base de una premedicación de dexmedetomidina

y buprenorfina, inducción con Propofol y mantenimiento con isoflurano ha sido seguro

y ha permitido un buen manejo de los animales para la realización de tomografías

computarizadas. Además, la dosis de Propofol estimada era suficiente para alcanzar el

plano anestésico deseado, siendo menor que la empleada en los estudios con los que

se ha comparado.

2. Se trata de un protocolo que ha demostrado una variación de las constantes menor en

animales sin patología respiratoria y en los corderos.

3. Se trata de un buen procedimiento ya que presenta una baja mortalidad y una baja

presentación de apnea de inducción. En cuanto a los efectos secundarios, no hemos

obtenido efectos secundarios claros más allá de la apnea de inducción, el timpanismo o

las taquipneas puntuales que se relacionen directamente con la aplicación de nuestro

protocolo anestésico en los animales.

Conclusion In conclusion we can extract that:

1. The anaesthetic and analgesic protocol based on a premedication of dexmedetomidine

and buprenorphine, induction with Propofol and maintenance with isoflurane has been

safe and has allowed a good handling of the animals for performing computerized

tomography scans. In addition, the estimated dose of Propofol was sufficient to reach

the desired anesthetic level, being lower than that used in the studies with which it has

been compared.

2. It is a protocol that has modified a variation of minor constants in animals without

respiratory pathology and in lambs.

3. This is a good procedure because it has a low mortality and a low presentation of

induction apnea. As for the side effects, we have not obtained clear side effects related

to the application of our anesthetic protocol in animals beyond induction apnea,

tympanism or tachypnea.

Valoración personal Este estudio me ha permitido conocer en mayor profundidad la anestesia en animales, tanto en

lo referente a los fármacos como a la monitorización. He podido aprender qué parámetros son

importantes a la hora de valorar si un protocolo anestésico es eficaz y cómo corregir una

profundidad anestésica insuficiente. Concretamente en el ganado ovino, he podido descubrir la

falta de fármacos que existen indicados para esta especie, lo que en mi opinión dificulta la

aplicación de pequeñas cirugías que sería factible realizar en el campo. Además, he aprendido

mucho sobre la tomografía computarizada y la interpretación de sus resultados, así como las

principales patologías que afectan al ganado ovino y pueden ser fácilmente visualizadas a través

de esta técnica de diagnóstico por imagen.

Por otro lado, gracias a la realización del trabajo, he podido aprender cómo estructurar y

preparar un estudio en animales, así como perfeccionar mis técnicas de redacción y aumentar

mis conocimientos respecto a la realización de la bibliografía en textos académicos.

Agradecimientos. En primer lugar, me gustaría agradecer la realización de este trabajo a mis tutores Luis Miguel

Ferrer y Enrique Castells, por permitirme disfrutar de este estudio y enseñarme sobre anestesia

y tomografía computarizada, entre otras muchas cosas. También querría agradecer al Centro

Clínico Veterinario de Zaragoza la posibilidad de emplear el tomógrafo, así como los equipos de

monitorización.

Por otro lado, me gustaría agradecer al Programa de Desarrollo Rural 2014-2020 “Identificación

de los principales procesos implicados en el deshecho de ovino de carne en Aragón” GCP

2017002100, a Casa Ganaderos de Zaragoza y a los veterinarios clínicos que remiten casos al

SCRUM la cesión de animales sobre los que podemos estudiar gran cantidad de patologías y, en

mi caso en concreto, que pude monitorizar durante las tomografías.

Por último, me gustaría agradecer al SCRUM todas oportunidades que me ha brindado durante

los dos años en los que he sido miembro. Por un lado, a Delia Lacasta, Juan José Ramos y Luis

Miguel Ferrer por ser mis mentores y por otro lado a mis compañeros, sin los que no podría

haber obtenido la información de un número tan elevado de animales y sin los que no me

imagino unos mejores dos años de internado.

Índices.

Índice de tablas.

Tabla 1. Parámetros cardiacos y respiratorios en la especie ovina (Ramos & Ferrer, 2007). ..... 10

Tabla 2. Frecuencia cardiaca en corderos. .................................................................................. 11

Tabla 3. Frecuencia respiratoria en corderos. ............................................................................. 11

Tabla 4. Resumen de los datos obtenidos en corderos. ............................................................. 12

Tabla 5. Frecuencia cardiaca en ovejas. ...................................................................................... 13

Tabla 6. Frecuencia respiratoria en ovejas. ................................................................................. 13

Tabla 7. Resumen de los datos obtenidos en ovejas. ................................................................. 14

Tabla 8. Frecuencia cardiaca en animales con patología respiratoria. ....................................... 15

Tabla 9. Frecuencia respiratoria en animales con patología respiratoria. .................................. 15

Tabla 10. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria. ................ 16

Tabla 11. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria de vías altas.

..................................................................................................................................................... 17

Tabla 12. Frecuencia respiratoria en animales con patología de vías respiratorias bajas. ......... 18

Tabla 13.Resumen de los datos obtenidos en animales con patología de vías respiratorias bajas.

..................................................................................................................................................... 18

Tabla 14. Frecuencia cardiaca en animales con patología no respiratoria. ................................ 19

Tabla 15. Frecuencia respiratoria en animales con patología no respiratoria. ........................... 19

Tabla 16. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología no respiratoria. ........... 20

Tabla 17. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 y estudio 3 de Funes Caño (Funes,

2014) ........................................................................................................................................... 21

Tabla 18. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 de Funes Caño (Funes, 2014) y los

obtenidos en el presente trabajo. ............................................................................................... 22

Tabla 19. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014) y los

obtenidos en el presente trabajo. ............................................................................................... 23

Índice de abreviaturas.

AEMPS: Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios

CAM: Concentración Alveolar Mínima

ECG: Electrocardiograma.

FC: Frecuencia cardiaca

FR: Frecuencia respiratoria

GABA: Ácido γ-aminobutírico

K+: Potasio

kg: Kilogramo

lpm: Latidos por minuto

mg: Miligramo

NIBIB: National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering

O2: Oxígeno

PDR: Programa de Desarrollo Rural

rpm: Respiraciones por minuto

SCRUM: Servicio Clínico de Rumiantes

SNC: Sistema Nervioso Central

TC: Tomografía Computarizada

x̄: Promedio

α: Grado de significación

μg: Microgramo

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consulta: 18/07/2019.

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