BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA FACULTAD DE … · 2009-10-29 · D.C. Addí Rhode Navarro Cruz ... Técnicas de evaluación de la composición corporal: ... haciendo

Fac. Cs. Qs. Dpto. De BIOQUÍMICA - ALIMENTOS LABORATORIO DE NUTRICIÓN Y DIETÉTICA

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BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LICENCIATURA: QUÍMICO FARMACOBIÓLOGO

ÁREA ESPECÍFICA DE: BIOQUÍMICA - ALIMENTOS

NOMBRE DE LA ASIGNATURA: LABORATORIO DE NUTRICION Y DIETETICA CÓDIGO: LQF 318L FECHA DE ELABORACIÓN: DICIEMBRE 2003 NIVEL EN EL MAPA CURRICULAR: TERMINAL TIPO DE ASIGNATURA: CIENCIA DISCIPLINARIA PROFESORES QUE PARTICIPARON EN SU ELABORACIÓN: D.C. Addí Rhode Navarro Cruz M.C. Rosa María Dávila Márquez M.C. Raúl Ávila Sosa Sánchez M.C. Eustoquia Ramos Ramírez M.C. Francisco González Salomè HORAS DE TEORÍA: HORAS PRÁCTICA: 2 CRÉDTOS:


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INTRODUCCIÓN El conocimiento de las necesidades nutricionales constituye la base teórica indispensable para determinar la alimentación ideal de un individuo en cualquier período de la vida y en diferentes condiciones ambientales. Se entiende por nutrición al conjunto de procesos involucrados en la obtención por el organismo y en la asimilación y transformación metabólica por las células, de las sustancias energéticas, estructurales y catalíticas necesarias para la vida. Estas sustancias constituyen los materiales necesarios y esenciales para el mantenimiento de la vida. La nutrición es fundamentalmente un proceso celular que ocurre continuamente y está de terminado por factores genéticos y ambientales. Alimentación es, en cambio, tan solo la forma y manera de proporcionar al cuerpo humano esos alimentos que son tan indispensables. Las reacciones químicas que se llevan a cabo durante el metabolismo intermedio, indican lo que es necesario reparar y lo que se requiere producir. El organismo necesita del ingreso constante de energía y de los materiales estructurales indispensables, mismos que son incorporados y utilizados por cada una de las células que lo conforman. Entre los nutrientes se encuentran el agua, los hidratos de carbono, lípidos, proteínas, vitaminas y minerales. En conjunto son alrededor de 80 sustancias y se dividen en dos grandes grupos: indispensables y dispensables para la dieta. Los primeros son aquellos que el organismo no puede sintetizar, o su velocidad de síntesis en el organismo es demasiado baja y por lo tanto deben ser aportados con la dieta y los segundos, son los que sí pueden ser sintetizadas por el organismo. Estas sustancias nunca se presentan libres, en la dieta las encontramos en forma de polímeros, como el almidón que es un polímero de glucosa, los triglicéridos que son de ácidos grasos, las proteínas que son de aminoácidos, etc.


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PRACTICA 1. Técnicas de evaluación de la composición corporal: Antropometría clásica, Índice de Quetelet y circunferencias corporales

INTRODUCCIÓN: La antropometría se ocupa de la medición de las variaciones en las dimensiones físicas y la composición global del cuerpo humano a diferentes edades y en distintos grados de nutrición. Hay una serie de métodos clásicos utilizados en la determinación de la composición corporal, ampliamente citados en la literatura y que se han transformado en referentes de la exactitud y especificidad al estudiar comparativamente las nuevas técnicas que han aparecido en el último tiempo. Dilución Isotópica El conocimiento de que el agua ocupa una fracción relativamente constante de 73.2% en la masa libre de grasa, y de que ésta se encuentra presente en cantidades despreciables en los depósitos grasos, ha estimulado el uso de la determinación de agua total corporal como un índice de la composición corporal humana. El método ha involucrado la utilización de isótopos radiactivos, tales como el hidrógeno, deuterio y tritio para la cuantificación de los volúmenes de agua corporal en sujetos sanos y enfermos. Estos elementos radiactivos deben ser medidos con algún sistema analítico apropiado como los contadores de centelleo para el tritio y la cromatografía de gas, espectrometría de masa y absorción infrarroja para el deuterio La técnica asume que la distribución e intercambio de estos isótopos es igual a la del agua corporal, y que las cantidades de isótopos usadas no son tóxicas para el organismo. El procedimiento típico usando tritio o deuterio implica la ingestión oral o endovenosa de una cantidad específica de trazador que dependerá básicamente del sistema analítico utilizado, y del objetivo de la investigación realizada, se necesita de un período de equilibrio en que el trazador se distribuye en el organismo, que depende de las características de la muestra estudiada ; en hombres y mujeres sanos el equilibrio del deuterio en saliva, plasma, y orina


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ocurre después de dos horas de la ingestión del trazador, y la concentración en estos fluidos permanece constante durante unas tres horas. Finalmente debe considerarse un período de muestreo destinado a la recolección adecuada de los fluidos biológicos. El cálculo del agua total está basado en una relación simplificada: C1V1 = C2V2 donde C1V1 es la cantidad de trazador dado, C es la concentración final en un fluido biológico, y V es el volumen de agua total corporal. Es importante la realización de correcciones debido a las pérdidas de trazador por vía urinaria. Densitometría por inmersión La evaluación de la composición corporal por medición de la densidad total corporal es un método común usado en personas sanas. Este método asume al cuerpo compuesto por dos elementos diferentes (grasa y masa libre de grasa), y que es posible determinar estos componentes a partir de la medición de densidad total corporal. La aplicación de este método lleva implícito el reconocimiento de algunas asunciones fundamentales; la composición química del cuerpo es tomada como relativamente constante, de forma que la densidad de la masa libre de grasa difiere sustancialmente de la grasa (1.1 vs. 0.9 g/ml). Otro elemento considerado es un nivel constante de hidratación y una proporción fija de mineral óseo en el músculo de la masa libre de grasa. Estas asunciones fueron cuestionadas por algunos investigadores, estableciéndose una variación de 1 a 3 % en el contenido de agua de la masa libre de grasa, y también una variación en el contenido de mineral óseo que debe ser considerado en la aplicación de la técnica. Considerando estas variaciones se pudo estimar un error teórico de 3 a 4 % para la predicción de la grasa, usando densitometría en una población determinada. La técnica más ampliamente utilizada para medir la densidad total corporal es la medición del volumen corporal de acuerdo al principio de Arquímedes, el cual establece que el volumen de un objeto sumergido en el agua es igual al volumen de agua que el objeto desplaza. Esta técnica permite obtener el volumen aparente del cuerpo mediante su inmersión en un depósito con


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agua, con el fin de no perder precisión, se hace necesario la medición del volumen pulmonar residual al momento de la inmersión, así como del volumen de gas gastrointestinal. El sistema de peso por inmersión

Utiliza un estanque de acero inoxidable que cuenta con niveles especialmente ubicados, los que están asociados a un sistema de válvulas que permite medir de modo simultáneo el volumen residual pulmonar. El método logra medir en forma rápida y reproducible la masa en el agua, mientras el sujeto mantiene el control durante el tiempo que está sumergido. Una variante de esta misma técnica para evaluar el volumen corporal mide el volumen de agua desplazada, más que la pérdida de peso en el agua.

El agua desplazada es medida cuando el sujeto es completamente sumergido, el aumento en el nivel del agua es determinado usando una bureta previamente calibrada conectada al estanque. Una gran cantidad de datos de composición corporal han sido obtenidos del uso de la técnica hidro-densitométrica, sin embargo su uso requiere, a veces, de largos períodos de tiempo necesarios para desensibilizar a los sujetos al procedimiento, con el fin de obtener estimaciones de composición corporal válidas y reproducibles. MATERIAL Balanza Tallímetro Cinta métrica y calibrador tipo Vernier Calculadora


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METODOLOGÍA Determinación del peso corporal: es la determinación antropométrica más común. Es de gran utilidad para observar la deficiencia ponderal en todos los grupos de edad y el retraso del crecimiento en los niños. El peso corporal está compuesto de masa magra y masa grasa, a su vez, la masa magra se compone de masa muscular, vísceras, huesos, sangre, linfa y comprende los lípidos de las células. Al peso corporal en condiciones patológicas, pueden sumarse edema, ascitis, organomegalias e incluso parasitosis. En adultos se utiliza la medición del peso actual expresado en porcentaje teórico y el peso actual expresado en porcentaje del peso habitual previo. La magnitud del cambio en estos datos y su correlación permiten estimar la trascendencia del peso actual y precisar el carácter agudo o crónico de la desnutrición u obesidad, con sus diferentes repercusiones. En la valoración del peso deberá excluirse a los sujetos con tendencia a la retención de agua y edema. Al tomar el peso deberán tomarse las siguientes precauciones: el sujeto se colocará en el centro de la plataforma de la báscula en posición erguida, con los brazos colgando lateralmente y sin moverse, con el mínimo de ropa y sin calzado y después de haber evacuado la vejiga, evitar la pesada después de una comida principal.

DETERMINACIÓN EN MENORES DE 24 MESES

Explicar el procedimiento a la madre Graduar la balanza de pie en 0 Kg3. Pedir a la madre o acompañante que quite la ropa al niño. Dar confianza al niño5. Colocar al niño en la balanza. Hacer coincidir el peso con marca en Kg y gramos. Esperar que la aguja se detenga. Realizar la lectura del peso


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El cerebro, el hígado, el corazón, los riñones y otros órganos internos forman en conjunto una parte apreciable del peso corporal, pero cambian relativamente poco con una mala nutrición. Determinación de la estatura: Es la suma de cuatro componentes: las piernas, la pelvis, la columna vertebral y el cráneo. La medición debe realizarse con el sujeto sin zapatos, colocando los talones unidos y las puntas ligeramente separadas, los glúteos, hombros y cabeza en contacto con un plano vertical. La cabeza se mantendrá cómodamente erguida con el borde orbitario inferior en el mismo plano horizontal que el conducto auditivo externo (plano de Frankfort). Los brazos colgarán a lo largo del cuerpo de una manera natural con las palmas de las manos frente a los muslos. Se puede pedir al sujeto que realice una inspiración profunda para obtener la extensión máxima de la columna. Es importante considerar el cabello demasiado espeso en la medición de la talla, aplastando el cabello y haciendo contacto con el vértice de la cabeza. La escala graduada debe ser de dos metros y permitir una exactitud de 0.5 cm. Los ojos del examinador deben estar por lo menos a la misma altura del sitio donde el panel movible hace contacto con la cabeza.

DETERMINACIÓN EN MENORES DE 24 MESES

1. Explicar el procedimiento a la madre 2. Pedir a la madre o acompañante que desvista al niño 3. Acostar al niño de espaldas sobre el tallímetro 4. Pedir a la madre que sujete la cabeza del niño 5. Fijar las rodillas con la mano izquierda 6. Correr la Tablilla con la mano derecha 7. Colocarlos pies juntos en ángulo recto 8. Realizar la lectura al ultimo centímetro completo

Determinación de circunferencias corporales: Anchura de codo (para complexión corporal): El paciente extenderá el brazo hacia el frente y lo flexionará 90º con la palma de la mano hacia él mismo y los dedos


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juntos y extendidos hacia arriba. El examinador debe estar frente al paciente y colocará sobre los dos cóndilos del codo y sin ejercer demasiada presión, las dos astas del calibrador tipo Vernier, permitiendo reposar el codo en la base de la escala del calibrador. Para comprobar que se está midiendo únicamente la anchura de la estructura ósea del codo, se deberá hacer deslizar el calibrador hacia abajo y si este lo hace sin ofrecer resistencia, la medición será correcta. Longitud de brazo (para localizar el punto medio)

El sujeto estará de pie, con el brazo izquierdo firmemente unido de manera lateral al tronco, con el antebrazo derecho doblado hacia el frente (en ángulo de 90º) perpendicular al cuerpo y con el dorso de la mano hacia afuera del cuerpo. La longitud se determina colocando la cinta en el vértice superior del acromion del omóplato hasta el olécranon del decúbito, cuidando que la cinta permanezca extendida firmemente sin hacer contacto directo con el brazo utilizando el observador sus dedos índices de ambas manos para hacer la determinación.

Circunferencia media del brazo:

Expresa la reserva actual de proteína muscular. Su disminución aguda se relaciona con el grado de hipercatabolismo y de gluconeogénesis. Junto con el índice de excreción de creatinina/talla de 24 horas permite valorar el estado de la proteína del músculo esquelético.

Para su medición, una vez determinada la longitud del brazo se procede a medir con la misma cinta, para ello el brazo debe colgar relajadamente de manera lateral, la cinta se coloca suave pero firmemente alrededor de la extremidad para


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evitar la compresión de los tejidos blandos (medir con una aproximación de 0.1 cm). Circunferencia de cintura y cadera: este procedimiento no ha sido estandarizado universalmente, la OMS sugiere hacer la medición de circunferencia de cintura en el punto medio entre la costilla inferior y la cresta iliaca, mientras que la circunferencia de cadera se mide en el punto más ancho de los glúteos. En México se ha encontrado como valores normales de circunferencia de cintura para mujeres entre 71 y 84 y para varones entre 78 y 93. REPORTE DE RESULTADOS Con los datos obtenidos y auxiliándose de los anexos al final del presente manual, calcule: Peso ideal: a través de las fórmulas de Broca, Lundh, Metropolitan Life Inssurance y Lorentz, desviación del peso corporal del ideal (%) y valoración. Complexión corporal por anchura de codo y circunferencia de muñeca. Adecuación del peso según el Indice de masa corporal (IMC) de acuerdo con los criterios de la OMS, NRC, NOM y Garrow, y valoración. Relación cintura/cadera, circunferencia de cintura (CC) únicamente y valoración. Porcentaje de grasa corporal de acuerdo con la fórmula de Deurenberg y valoración. Masa muscular por ecuación de Heymsfield y valoración. Datos a recolectar:

Medida 1 Medida 2 Medida 3 Medida 4 Peso (Kg) Talla (cm) CIRCUNFERENCIAS Anchura de codo (cm) Brazo (cm) Muñeca (cm) Cintura (cm) Cadera (cm)


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PRACTICA 2. Técnicas de evaluación de la composición corporal: Antropometría clásica, pliegues cutáneos

INTRODUCCIÓN: El uso de datos antropométricos ha facilitado la estimación de la composición corporal fuera del laboratorio. Un gran énfasis tiene aún el uso de la medición de los pliegues cutáneos. Este método está basado en dos asunciones: Primero el grosor del tejido adiposo subcutáneo refleja una proporción constante de la grasa corporal total. En segundo lugar el sitio seleccionado para la medición representa el promedio del grosor del tejido adiposo subcutáneo. Sin embargo, estas asunciones no han sido comprobadas, y por lo tanto las ecuaciones de pliegues cutáneos usadas para la determinación de la composición corporal están restringidas a las poblaciones de las cuales fueron derivadas. La medición es hecha tomando la piel y tejido subcutáneo adyacente entre el pulgar y el dedo índice, presionando suavemente para excluir el músculo, utilizando un aparato llamado caliper o lipocalibre que consta básicamente de dos pinzas (calibradas para ejercer una presión constante de 10 gr./mm2 ), que miden la separación determinada por la piel en una escala graduada en milímetros; por la forma en la que se tracciona la piel y el tejido subyacente, la medida obtenida equivale al espesor de dos veces la piel más el tejido adiposo periférico.

Esto es considerado en las fórmulas matemáticas diseñadas para la obtención de los diferentes parámetros de composición corporal, tales como el porcentaje de grasa corporal. Las lecturas son hechas en duplicado con el fin de mejorar la


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exactitud y reproducibilidad de las mediciones, y los puntos estandarizados para realizar la medición son los pliegues bicipital, tricipital, subescapular, y suprailíaco. MATERIAL Cinta métrica Plicómetro Calculadora METODOLOGÍA Los pliegues cutáneos se utilizan para estimar la distribución de la grasa regional a través de la determinación de la relación de grasa subcutánea del tronco y las extremidades.

Ubicación de los sitios de medición de perímetros corporales

1. Cuello 2. Brazo 3. Antebrazo 4. Abdomen 5. Muslo distal 6. Pantorrilla

Cualquiera que sea el lugar elegido se debe tomar en cuenta que un pliegue está constituido por dos capas de piel y el panículo adiposo que se encuentra en el tejido subcutáneo. En la figura a continuación se muestra la técnica de medición para cualquier pliegue cutáneo.


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Se debe pellizcar firmemente un pliegue cutáneo longitudinal y levantarlo ligeramente entre el índice y el pulgar de la mano izquierda teniendo cuidado de no incluir el músculo subyacente. Se aplica el plicómetro aproximadamente a 1 cm por debajo de los dedos del operador y a una profundidad semejante a la del pliegue, mientras éste se sigue sosteniendo suavemente durante toda la medición. Un error muy común es sostener el pliegue exclusivamente con el plicómetro sin sostener el pliegue con los dedos de la mano.

Se deben dar un promedio de 4 segundos para tomar la lectura. Deben hacerse tres mediciones y calcularse la media de los resultados, si los valores varían entre una y otra medición más de ±10% deberán tomarse mediciones adicionales. Una vez tomada la medición se debe retirar suavemente el plicómetro abriendo sus astas sin dejar de sujetar el pliegue con la mano izquierda para evitar lastimar al sujeto. Se debe realizar la medición del plicómetro al 0.1 mm más cercano (plicómetros Harpender o Holtain), a 0.5 mm (plicómetros Lange) o a 1mm (plicómetros de plástico). Pliegue cutáneo bi y tricipital: Con esta referencia se toma en la parte anterior del brazo, sobre el músculo bicipital, el pliegue que recibe ese mismo nombre, y en la zona posterior, sobre el tríceps, el pliegue cutáneo tricipital. La gran asimetría en la circunferencia braquial del tejido adiposo subcutáneo obliga a ser especialmente riguroso en la


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localización de los puntos exactos donde realizar la medida y en el manejo del lipocalibre (ver práctica 1, localización media de la longitud del brazo). En primer lugar hay que localizar y marcar los puntos exactos donde realizar la determinación del espesor del pliegue cutáneo (sobre el brazo izquierdo para las personas diestras y en el contrario si el sujeto fuera zurdo. Se busca con ello que el desarrollo muscular más acentuado en el brazo mas hábil influya lo menos posible en las determinaciones biométricas).

En las figuras a continuación se muestra el lugar donde se medirá el espesor de la piel más el tejido subcutáneo frente al bíceps braquial, se muestra también las marcas correspondientes a los puntos donde se efectuaran las determinaciones del los pliegues bicipital y subescapular.

Separe con la mano izquierda (si es diestro, si no con la contraria) la piel y el tejido subyacente, evitando traspasar de la masa muscular (fácil de identificar por su tacto similar al de cordones), y sujete con firmeza para que no se retraiga de nuevo. Sobre ese "pellizco" así separado y siempre sujeto se aplicarán las astas del lipocalibre para efectuar la medida de su espesor. En aquellas situaciones en las que la tirantez de la piel, el sudor, etc. , dificulten su separación y sujeción se habrá de tener especial cuidado de no permitir que sean las astas del lipocalibre las que queden en solitario "pellizcando" el pliegue cutáneo. Sobre la zona anterior del brazo se mide el espesor del pliegue cutáneo bicipital y sobre la posterior el tricipital.

Figura A (izquierda), señalamiento del punto de medición del pliegue bicipital. Figura B (derecha), señalamiento de los puntos de medición de los pliegues tricipital y subescapular.


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El pliegue bicipital es mucho más pequeño que el tricipital en la inmensa mayoría de los casos, esta gran asimetría puede dar origen a grandes errores en las estimaciones de otros parámetros posteriores si no se han tomado bien estos espesores, por lo que habrá que cuidar con rigor la localización del punto medio del brazo y la colocación del lipocalibre, frontal al músculo y perpendicular al pliegue. Pliegue subcutáneo subescapular: El sitio de medición corresponderá al ángulo interno por debajo de la escápula (ver figura B), y deberá tener un ángulo de 45º en la misma dirección del borde interno del omóplato (o sea hacia la columna vertebral). Se medirá justo abajo y lateralmente al ángulo externo del hombro. En sujetos obesos se deberá desprender enérgicamente el pliegue del músculo subyacente y esperar varios segundos a que el plicómetro deje de moverse para que la medición se pueda realizar (figura E).

Pliegue cutáneo suprailiaco: El primer problema consiste en estandarizar bien dónde y cómo se toma este pliegue. Si bien no hay dudas sobre donde se encuentra la cresta iliaca y la línea

Figura C (izquierda), medición del pliegue bicipital. Figura D (derecha), medición del pliegue tricipital.

Figura E Técnica de medición del pliegue subescapular


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midaxilar a la hora de situar el pliegue suprailíaco diversos autores lo han determinado en al menos 3 posiciones anatómicas diferentes (figura F). El lugar marcado con el numero 1 en dicha figura, es el más comúnmente aceptado y es precisamente el que emplearon Durnin y Womersley para establecer sus ecuaciones de regresión con las que estimaron la densidad corporal de los sujetos para calcular su cantidad de grasa corporal.

Figura F. Localización del sitio y pliegue suprailiaco

Se medirá justo inmediatamente por arriba de la cresta iliaca, en la línea axilar media, en forma oblicua y en dirección hacia los genitales (figura G).

Figura G. De izquierda a derecha: localización del punto para medición de pliegue suprailiaco, medición del pliegue y medición del pliegue suprailiaco en personas zurdas.

Línea midaxilar

Pliegue suprailiaco

1. Sitio suprailiaco estandarizado 2. Pollock y colaboradores 3. Ross y Martell-Jones


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Conociendo cómo obtener el espesor de los de los pliegues cutáneos y disponiendo de los datos correspondientes a las zonas bicipital, tricipital, subescapular y suprailíaco de la región izquierda del cuerpo del sujeto si es diestro/a o de la región derecha si es zurdo/a, puede estimarse el porcentaje de grasa corporal total que posee su organismo con un elevado grado de exactitud. Cuantos mas datos posea mejor será la estimación (lo ideal es disponer de los valores de los cuatro pliegues). REPORTE DE RESULTADOS Con los datos obtenidos y auxiliándose de los anexos al final del presente manual, calcule la densidad corporal, el porcentaje de grasa corporal (ecuaciones de Siri y de Brozec), los Kg de masa grasa, los Kg de masa libre de grasa y evaluación. Datos a recolectar:

PLIEGUES CORPORALES Medida 1 Medida 2 Medida 3 Medida 4

Bicipital (mm)

Tricipital (mm)

Bicipital + Tricipital (mm)

Subescapular (mm)

Suprailiaco (mm)


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PRACTICA 3. Técnicas de homogenización de las mediciones antropométricas

INTRODUCCIÓN: La antropometría, a pesar de su aparente sencillez requiere de la total comprensión de la técnica para orientar resultados significativos. La principal limitante de la antropometría no se encuentra en sí misma sino en quienes la utilizan, ya que son pocos los que visualizan los problemas que involucra su aplicación al planear la investigación. La validez y reproducibilidad de las técnicas antropométricas y de la medición de pliegues cutáneos se ve afectada por la habilidad del ejecutante de las técnicas, el tipo de plicómetro, y equipo en general, factores propios del sujeto estudiado y de las ecuaciones de predicción y valores de referencia utilizados para interpretar los resultados obtenidos. La homogenización de las técnicas es un punto importantísimo en la calidad de la información que se genere. La presente práctica expone una síntesis de la técnica de homogenización de Habitch. Se recomienda realizar por lo menos un ejercicio de homogenización al año si se efectúan mediciones en forma sistemática y siempre antes de una evaluación si no se acostumbra tomar medidas con frecuencia. MATERIAL Papelería Lápices Cinta métrica Plicómetro Calculadora METODOLOGIA De acuerdo con las indicaciones dadas anteriormente, se prepara una tabla que contenga el número del paciente o sujeto medido, y los resultados de las dos


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mediciones efectuadas se consignan en las columnas a y b (ver tablas demostrativas).

Tabla 1. Datos primarios de una prueba de homogenización de mediciones de talla OBSERVADORES (alumnos) No.

sujeto SUPERVISOR

(profesor) A B C D E F

a b a b a b a b a b a b a b

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10 a: primera medición b: segunda medición, efectuada de manera independiente, después de un intervalo apropiado y anotada por separado

Tabla 2. Cálculos de una prueba de homogenización No.

sujeto a

1ª. medición

b 2ª.

medición

d (a+b)

d2

(a-b)2 SIGNOS s

observador (a+b)

S supervisor

(a+b)

D (s-S)

D2 (s-S)2

SIGNOS

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

suma


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En la columna d se anota la diferencia de a-b con su signo correspondiente (valor positivo + o valor negativo -). En la columna d2 se anotan los cuadrados de a-b. Se cuentan los signos + y – de (a-b). La suma del signo que aparece más veces constituye el numerador de la fracción que tiene por denominador el número total de signos. Se prescinde de los ceros. En la columna s se consigna la suma de (a+b). Las cinco operaciones anteriores son realizadas por cada observador y por el supervisor. Los datos de la columna s de la hoja del supervisor (que es el observador con más experiencia) se trasladan a la columna S de la hoja de cada observador. Las diferencias entre los valores de la columna s del observador y las de la columna S del supervisor se anotan en la columna D (s-S) con el signo que corresponda, y los cuadrados de ellas se anotan en la columna D2. Se cuentan los signos + y los signos – de s-S. La suma del signo que aparece más veces constituye el numerador de la fracción que tiene por denominador el número total de signos. Se prescinde de los ceros. Las sumas de d2 y D2 y los resultados del recuento de los signos se trasladan a otra hoja (tabla 3). Para la evaluación de los resultados se aplican las siguientes reglas generales:

1. La sumatoria de d2 del supervisor deberá ser la menor; su precisión será por lo tanto la mayor, ya que se supone que es el más competente.

2. La sumatoria d2 del observador (inversamente proporcional a la precisión) no debe exceder, arbitrariamente, del doble de la sumatoria de d2 del supervisor.

3. La sumatoria D2 del observador (inversamente proporcional a la exactitud) no debe exceder , arbitrariamente, al triple de la sumatoria d2 del supervisor.


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4. La sumatoria D2 del observador debe ser mayor que su sumatoria de d2. De lo contrario requiere un examen especial de los datos y un nuevo cálculo.

La primera operación que se debe hacer para la evaluación de los resultados es inspeccionar el resumen de los resultados, tal como se muestra en la tabla 3, con base en las cuatro reglas señaladas. Cuando se adviertan defectos, por ejemplo que la sumatoria D2 de un observador es más del doble de la sumatoria d2 del supervisor, lo primero que hay que hacer es inspeccionar la columna de signos en la hoja de cálculos (tabla 2). TABLA 3 RESUMEN DE UNA PRUEBA DE HOMOGENIZACION DE MEDICIONES (DATOS DE EJEMPLO

UNICAMENTE) MEDIDORES d2 SIGNOS D2 SIGNOS OBSERVACIONES DEL SUPERVISOR Supervisor 4/8 La mejor precisión, como se había previsto

Observa- dores

A 6/9 7/10 Precisión y exactitud satisfactorias

B 6/10 8/9 Precisión satisfactoria, exactitud deficiente

C 5/10 7/10 Precisión deficiente debido a una segunda medición insatisfactoria; exactitud casi adecuada. Con una exactitud adecuada cabe esperar una precisión adecuada

D 5/9 9/10 En general precisión deficiente, actitud inapropiada y descuido. Hablar con el observador

E 7/10 10/10 Precisión satisfactoria, comete un error sistemático

F 7/10 6/10 Precisión y exactitud deficientes

Resumiendo, una sumatoria d2 alta indica descuido en la medición, fatiga, o cambios en el sujeto de estudio en el tiempo transcurrido entre una medición y otra. Eso debe determinarse mediante la inspección de los signos o de las distintas anotaciones de la columna d. Una sumatoria D2 elevada indica descuido, error sistemático (inspección de los signos de los valores individuales de la columna D) o diferencias particulares de juicio cualitativo (valor elevado en una de las partidas de la columna D). Una vez identificada la naturaleza del error, la corrección suele ser más fácil.


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REPORTE DE RESULTADOS Registre y reporte los resultados obtenidos por el profesor y sus compañeros de laboratorio de acuerdo a los formatos de tabla indicados en la metodología. Evalúe dichos resultados. Indique si es igual medir sobre el lado derecho o sobre el lado izquierdo del cuerpo y por qué. Cuáles podrían ser las causas de que diferentes plicómetros le den diferentes medidas.


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PRACTICA 4. Técnicas de evaluación de la composición corporal: Bioimpedancia INTRODUCCIÓN: Las diferentes técnicas de valoración de la composición corporal surgieron a raíz de las dificultades para valorar el estado de nutrición, sobretodo en pacientes enfermos y obesos, también la necesidad de poder comparar diferentes poblaciones de pacientes; ante todo ello fueron apareciendo y empleándose técnicas más o menos sofisticadas que son capaces de medir los distintos componentes corporales. Algunas no sustituyen a técnicas tan sencillas como la medición de la grasa con el Lipocalibrador como ya se ha explicado antes en las mediadas antropométricas, otras no son fiables y otras su principal limitación es su elevado coste económico. La bioimpedancia eléctrica (BIA), es una de las técnicas más fáciles de llevar a cabo ya que no precisa de un equipo muy elaborado ni es imprescindible que el paciente colabore, es una técnica "no invasiva" para la determinación de la composición corporal obtenida a través de la impedancia bioeléctrica. Se efectúa mediante la aplicación de una corriente eléctrica al organismo, que registra una serie de parámetros físicos (resistencia y reactancia), dependiendo de su contenido en agua y de su distribución iónica (Agua intracelular, extracelular, transcelular). Tal conductividad eléctrica es mayor en el tejido magro, respecto al tejido adiposo, ya que el primero contiene prácticamente toda el agua y los electrolitos del cuerpo. La Impedancia es un método de valoración nutricional seguro, rápido, reproducible, simple de ejecución, de coste limitado y muy preciso para poder ser usado contemporáneamente en amplios estudios sobre la población y en estudios detallados del individuo, ya que evidencia las variaciones menores de la composición corporal vinculadas a determinadas condiciones patológicas (traumatismos, edemas, desequilibrios hidroelectrolíticos, malnutrición, obesidad, etc.) y fisiológicas (crecimiento, embarazo, vejez, ejercicio físico, etc.).


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Principios generales: La masa magra, FFM, o Masa Magra contiene prácticamente toda el agua y los electrolitos corporales y tiene por tanto una conductividad mayor que la FAT o Masa Grasa. En consecuencia, es sobre la masa magra que es posible medir la impedancia. Para determinar el volumen es necesario conocer el principio general que la liga a las características físicas del conductor: la impedancia de un sistema geométrico depende efectivamente de la longitud y configuración del conductor, de su área de sección transversal y de la frecuencia de la señal. La oposición simple al paso de la corriente se denomina resistencia (R), mientras que el otro efecto negativo sobre la conducción eléctrica descrito por la membrana celular que se comporta como un condensador es la reactancia (Xc), y depende de la frecuencia. Estos parámetros están vinculados por la fórmula general que define la impedancia (Z): Z = ¹R²+Xc². De ello se deduce que la impedancia está compuesta por reactancia y resistencia. La reactancia, tiene importantes variaciones dependiendo de la frecuencia, por lo cual a valores muy altos y muy bajos de frecuencia ésta es prácticamente nula, y toda la impedancia es de tipo resistivo. A frecuencias intermedias, la transformación angular de la relación entre reactancia y resistencia (arc tang Xc/R) se denomina ángulo de fase ( þ) y es un parámetro que describe la posibilidad del estudio de la composición corporal a través la impedancia. Los diferentes metodos: Monofrecuencia y Multifrecuencia. La monofrecuencia trabaja a una frecuencia de 50 Khz y 800 ma y en cambio la multifrecuencia puede trabajar desde 1 KHz has 250 MHz y a diferente amperaje. MATERIAL Equipo de IBE, Tanita o similar Algodón y alcohol para desengrasare la superficie corporal Camilla


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METODOLOGÍA El sujeto, sin medias ni zapatos, debe estar colocado en posición supina con los brazos y piernas ligeramente separados formando un ángulo de alrededor de 30 grados entre el brazo y el tronco y de 45 grados entre una pierna y la otra. Los electrodos, se aplican homolateralmente (frecuentemente en el lado derecho) en la superficie dorsal de la mano y del pie en la siguiente posición los distales, se sitúan en la articulación metacarpofalángica y metatarsofalángica, mientras que los proximales sensoriales se sitúan en posición mediana entre la eminencia distal del radio y del cúbito en la muñeca y entre los maleolos laterales y medial en el tobillo. Es recomendable que el sujeto no haya ingerido líquidos ni alimentos por lo menos 4 horas antes del análisis y su estado sea de equilibrio electrolítico. REPORTE DE RESULTADOS Comente sobre la composición corporal obtenida mediante los diferentes equipos de bioimpedancia eléctrica utilizada. Datos a recolectar:

COMPONENTE Medida 1 Medida 2

Grasa Corporal (%)

Masa libre de grasa (%)

Agua corporal (%)

Tasa metabólica basal (kcal)

Impedancia (ohm)

Con base en los resultados hasta ahora obtenidos establezca los objetivos nutricionales para porcentaje de grasa corporal y agua, así como peso mínimo y máximo esperado para el paciente.


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PRACTICA 5. Determinación de Tiamina (vitamina B1) por estimulación de la enzima eritrocito transcetolasa (ETK, EC 2.2.1.1.)

INTRODUCCIÓN: La vitamina B1 o tiamina forma parte de un coenzima que interviene en el metabolismo energético, en la liberación de la energía de los hidratos de carbono. Por ello, las ingestas recomendadas de tiamina se estiman en función de la ingesta energética (0.4 mg por 1000 kcal). Juega también un importante papel en la transmisión nerviosa. La deficiencia de tiamina, muy poco frecuente en los países desarrollados, da lugar a la aparición de la enfermedad denominada "beri-beri" (del cingalés beri: debilidad; beri-beri: "no puedo- no puedo") que se manifiesta con una serie de síntomas generales, alteraciones neurológicas, musculares y trastornos cardíacos. Se observó por primera vez en Asia, donde la población obtiene la mayor parte de la energía a partir del arroz pulido o descascarillado en el que las partes más externas del grano, las más ricas en tiamina, se han eliminado. La deficiencia también puede producirse en el alcoholismo crónico, pues el alcohol además de no aportar nutrientes aumenta la excreción urinaria de tiamina. Una aproximación ampliamente aceptada para la evaluación del aporte nutricional de las vitaminas B1, B2 y B6 es la medición de la estimulación de la coenzima de las enzimas dependientes de dichas vitaminas en el eritrocito. Una pequeña respuesta a la estimulación de la coenzima se toma como un indicador de la casi saturación con la coenzima, por ejemplo un buen aporte de la vitamina. El valor para la estimulación se obtiene como la diferencia entre las velocidades de reacción de ensayos paralelos de la actividad enzimática en un hemolizado. Un ensayo se realiza con el hemolizado sin tratamiento y el otro con el mismo hemolizado pero después de una incubación in vitro con un exceso de coenzima. El resultado de la prueba se expresa como coeficiente de activación:

α= actividad después de la saturación/actividad sin saturación La estimulación de la eritrocito trancetolasa por el pirofosfato de tiamina (TPP), (una prueba para medir el status en vitamina B1) mide la sedoheptulosa generada


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por la reacción enzimática, el color de la reacción se genera empleando ácido sulfúrico concentrado. Un prerrequisito para el manejo de la muestra de sangre para estas determinaciones es la conservación de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando la sangre con un estabilizador de citratos bajo condiciones estériles, lo cual garantiza una estabilidad de hasta 10 días. MATERIAL Y REACTIVOS Tubos de ensaye para centrífuga Centrífuga Pipetas y Micropipetas Tubos Eppendorff Espectrofotómetro Solución salina isotónica Solución estabilizadora de citratos Solución reguladora de pH 7.4 (K2HPO4.3H2O 15.7 mmol/l; KCl 124.2 mmol/l; NaCl 4.8 mmol/l; MgSO4.7H2O 1.2 mmol/l, ajustar pH a 7.4) Buffer de activación (cloruro de pirofosfato de tiamina dihidratado, 4 mmol/l en solución reguladora pH 7.4), debe ser fresco, de preparación diaria Solución sustrato: sal disódica de ribosa 5 difosfato 24.3 mmol/l en solución reguladora de pH 7.4 (el ph se reajusta a 7.4 con KOH 1 mol/l y se almacena en alícuotas a –20oC). Acido tricloroacético 918 mmol/l (15% p/v) Acido sulfúrico al 87% (p/v): 790 ml de H2SO4 se vacían lentamente en 210 ml de agua destilada Solución de saponina: 250 mg/l en agua destilada METODOLOGÍA Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica, aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6oC.


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Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%). Procedimiento: Se mezcla un mililitro de la suspensión de eritrocitos lavados con 3 ml de saponina. Después de dejar reposar las alícuotas por 15 minutos, se pipetean 0.4 ml del hemolizado en 6 tubos de centrífuga de capacidad 10 ml. A los tubos 1-3 se les adiciona 0.1 ml de solución reguladora de pH 7.4. A los tubos 4-6 se les adiciona 0.1 ml del buffer de activación. Se deja incubar los 6 tubos durante 15 minutos en un baño de agua a 37oC. Posteriormente se añaden 0.5 ml de la solución de sustrato a cada tubo, cronometrando cuidadosamente el tiempo y dejando incubar cada tubo exactamente durante 20 minutos. Se precipitan entonces las proteínas por adición de 0.5 ml de ácido tricloroacético, siguiendo la misma secuencia de adición que las adiciones de solución de sustrato. Los precipitados se centrifugan (o se filtran) y se toman alícuotas de 1 ml del sobrenandante claro, las cuales se añaden a tubos conteniendo 5 ml de ácido sulfúrico previamente enfriado en un baño de hielo. Los tubos se calientan a ebullición en un baño maría durante exactamente 2.5 minutos y posteriormente se regresan al bañode hielo. La densidad óptica A de las soluciones se mide a 350 nm (absorbancia mínima) y a 450 nm (pico de absorbancia). Las diferencias de absorbancia se calculan corrigiendo para el blanco y se promedian. El coeficiente de estimulación α es ∆Ā + corr/ ∆ Ā - corr El blanco se puede obtener sujetando cantidades graduales de hemolizados preparados por dilución de la preparación regular con agua y de acuerdo al procedimiento anteriormente descrito. Las absorbancias se grafican en la ordenada contra los volúmenes de hemolizado en las abscisas. Una línea recta a través de los puntos graficados debe interceptar en el eje de las y en un promedio


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de absorbancia de 0.035. Este gráfico se emplea como blanco de corrección para todas las determinaciones de vitaminas B1, B2 y B6. REPORTE DE RESULTADOS De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status en tiamina del sujeto estudiado.


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PRACTICA 6. Determinación de Riboflavina (vitamina B2) por estimulación de la enzima eritrocito glutation reductasa (EGR, EC 1.6.4.2.) INTRODUCCIÓN: Como la tiamina, la riboflavina también está implicada en la liberación de energía de hidratos de carbono, grasas y proteínas. Por ello, sus necesidades dependen también del contenido calórico de la dieta (0.6 mg/1000 kcal). Otras funciones están relacionadas con el mantenimiento de una adecuada salud ocular y de la piel. Su deficiencia (arriboflavinosis), muy rara, se manifiesta por una serie de síntomas cutáneo-mucosos (úlceras en las comisuras de los labios), nerviosos y oculares (fotofobia). Pueden producirse desnutriciones subclínicas o marginales (sin manifestaciones clínicas) en alcohólicos crónicos, en las personas mayores con una alimentación inadecuada o en los vegetarianos estrictos. La estimulación de la enzima eritrocito glutation reductasa (EGR, EC 1.6.4.2.) por el Flavin-adenín-dinucleótido (FAD), una prueba para determinar el status en vitamina B2, ha sido descrito en 1970 por Glatzle y colaboradores (J. Vitamin Res 40:166). El coeficiente de estimulación α se calcula de la manera siguiente: ∆A + / ∆ A – (en este caso no se representa la actividad enzimática mediante ninguna expresión ya que al pipetear el sedimento de eritrocitos se introduce demasiada variación). MATERIAL Y REACTIVOS Tubos de ensaye para centrífuga Centrífuga Pipetas y Micropipetas Tubos Eppendorff Espectrofotómetro Solución salina isotónica


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Solución estabilizadora de citratos Solución reguladora de fosfatos de pH 7.4 (una solución de K2HPO4.3H2O 0.1 mol/l se titula con una solución de KH2PO4 0.1 mol/l hasta pH= 7.4) Solución de NADPH (2.60 mmol/L en solución de carbonato ácido de sodio 0.12 mol/l, debe ser de solución fresca, preparada diariamente) Solución de EDTA dipotásico 75 mmol/l en agua (almacenar en refrigeración) Solución de FAD 0.29 mmol/l en agua (solución fresca preparada diariamente) Solución de glitatión oxidado 7.13 mmol/l en NaOH 8 mmol/l (solución fresca de preparación diaria). METODOLOGÍA Al igual que en el caso de la determinación de tiamina, un prerrequisito para el manejo de la muestra de sangre para estas determinaciones es la conservación de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando la sangre con un estabilizador de citratos bajo condiciones estériles, lo cual garantiza una estabilidad de hasta 10 días. Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica, aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6oC. Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%). Procedimiento: Los eritrocitos lavados se centrifugan y se toman 0.2 ml de las células sedimentadas y se pipetean en un tubo conteniendo 3.8 ml de agua en baño de hielo. Después de 30 minutos de reposo a 0oC, el bemolizado se centrifuga y se separa el sobrenadante claro de los restos celulares, incubándolos una hora a 0oC en la oscuridad. Los sistemas con y sin activación de FAD se


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colocan en 2 celdas del espectrofotómetro (celdas de 1 cm). En la primera cubeta se colocan 1.35 ml de solución reguladora de fosfatos pH 7.4, 50 µl de solución FAD, 200 µl de bemolizado, 100 µl de solución NADPH y 50 µl de solución de EDTA. En la segunda cubeta la solución FAD se reemplaza con 50µl de solución reguladora de fosfatos pH 7.4. Las celdas se preincuban durante 5 minutos a 35oC y se monitorea la densidad óptica a 334 nm (no debe observarse cambio). Se inicia la reacción por adición de 50µl de solución de glutatión oxidado, monitoreando la disminución de la absorbancia durante 10 minutos. Las concentraciones finales de los reactantes son: glutatión 0.2 mmol/l, NADPH 0.14 mmol/l, FAD 8 mmol/l. Se ajustan líneas rectas a los puntos del diagrama registrado y la pendiente se utiliza para calcular el coeficiente de activación. REPORTE DE RESULTADOS De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status en riboflavina del sujeto estudiado.


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PRACTICA 7. Determinación de Piridoxina (vitamina B6) por estimulación de la enzima glutamato oxalacetato aminotranferasa (EGOT, EC 2.6.1.1.)

INTRODUCCIÓN: También denominada piridoxal o piridoxamina, la vitamina B6 interviene en el metabolismo de las proteínas y de los ácidos grasos, en la formación de hemoglobina, de ácidos nucleicos (ADN o ARN) y de la lecitina. Ayuda a convertir triptofano en niacina y en serotonina. Otras funciones la relacionan con la función cognitiva, la función inmune y la actividad de las hormonas esteroideas. Las ingestas recomendadas de los adultos se han establecido en 1.6-1.8 mg/día, con un límite superior de 100 mg/día, pues puede ser tóxica en exceso. Puesto que participa en el metabolismo proteico, la ingesta también se relaciona con la de proteína: se recomienda que la relación vitamina B6 (mg) /proteína (g) en la dieta sea mayor de 0.02. La deficiencia conduce a irritabilidad, debilidad, insomnio y a alteraciones de la función inmune, entre otras. El alcohol, consumido de forma crónica, puede contribuir a la destrucción y a la pérdida de la vitamina. MATERIAL Y REACTIVOS Tubos de ensaye para centrífuga Centrífuga Pipetas y Micropipetas Tubos Eppendorff Espectrofotómetro Solución salina isotónica Solución reguladora de aspartato pH 7.5 Acido L-aspártico 250 mmol/l Clorhidrato de Trietanolamina 50 mmol/l EDTA disódico 2.5 mmol/l El pH se ajusta a 7.5 por adición de NaOH. Almacenar en refrigeración. Malato desghidrogenasa 50 µg/ml aproximadamente.


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60 U/ml preparadas a partir de suspensión de malato deshidrogenasa (1200 U/mg) diluidos con solución reguladora de aspartato de ph 7.5 (solución fresca de preparación diaria) Solución de NADH, 11.2 mmol/l en solución reguladora de aspartato (solución fresca de preparación diaria) 5-fosfato de piridoxal 7.5 mmol/l en solución reguladora de aspartato pH 7.5 (solución fresca de preparación diaria) Sal disódica de 2-oxoglutarato 0.2 mol/l en agua. Almacenar en refrigeración Solución de saponina 250 mg/l en solución isotónica METODOLOGÍA Al igual que en el caso de la determinación de tiamina, un prerrequisito para el manejo de la muestra de sangre para estas determinaciones es la conservación de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando la sangre con un estabilizador de citratos bajo condiciones estériles, lo cual garantiza una estabilidad de hasta 10 días. Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica, aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6oC. Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%). Procedimiento: 0.5 ml de la suspensión de eritrocitos lavados se mezcla con 9.5 ml de solución de saponina. Después de 15 minutos de reposo a temperatura ambiente se transfieren alícuotas de 200 µl de bemolizado a dos cubetas de espectrofotómetro (1 cm). A una de las celdas se le añaden 2.0 ml de solución reguladora de aspartato pH 7.5, 50 µl de solución de malato deshidrogenasa y 50


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µl de solución de NADH. A la otra celda, la que mide la estimulación del 5-fosfato de piridoxal, se le añaden los mismos reactivos más 20 µl de solución de 5-fosfato de piridoxal. Después de uncubar a 25oC durante 30 minutos se empieza la reacción por adición de 200 µl de solución de 2-oxoglutarato. La disminución en la absorbancia a 334nm se monitorea durante 10 minutos. Las concentraciones finales de reactantes son: aspartato 200 mmol, 2-oxoglutarato 16 mmol/l, malato deshidrogenasa 1.0 mg/l, aproximadamente 1200 U/l, NADH 0.22 mmol/l, 5-fosfato de piridoxal 60 µmol/l. Se ajustan los puntos del diagrama obtenido a líneas rectas y la pendiente se utiliza para calcular el coeficiente de activación α= ∆A + / ∆ A –. La actividad enzimática se puede representar mediante la expresión:

∆A x 106 40 x 2500

min. 6.15 x 103 hct 10

= x unidades arbitrarias

Esto representa la actividad enzimática contenida en un litro de suspensión de eriotrocitos de hematocrito 40% transformado por µmol de sustrato por minuto a 250C. REPORTE DE RESULTADOS De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status en vitamina B6 del sujeto estudiado.


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PRACTICA 8. Determinación de minerales en alimentos: El calcio INTRODUCCIÓN: Los elementos minerales constituyen una cantidad relativamente pequeña de los tejidos del organismo, a pesar de ello son esenciales en muchos fenómenos vitales. Se ha encontrado que la mayoría de los minerales necesarios para el hombre se encuentran en la dieta común en cantidades abundantes, hay sin embargo un grupo de minerales cuyo contenido en la dieta puede ser escaso en relación con la cantidad que el organismo requiere, ellos son: calcio, hierro y yodo. La nutrición que recibe una persona durante las fases iniciales de su vida puede influir en su salud decenios más tarde. Las sales de calcio que proporcionan rigidez al esqueleto constituyen una reserva muy amplia para el mantenimiento de la concentración de calcio en el agua extracelular del organismo. La hormona paratiroidea y la vitamina D protegen esta concentración, lo que evidencia la función decisiva que el calcio desempeña en el sistema neuromuscular, en la regulación cardíaca, en las reacciones en las que intervienen enzimas y en muchos otros procesos metabólicos. El calcio se acumula en el esqueleto durante el período de crecimiento y maduración de éste, es decir hasta que el individuo tiene poco más de 20 años. Durante la edad adulta, el calcio en el organismo se mantiene en equilibrio más o menos estable; a partir de los 50 años aproximadamente en los hombres y de la menopausia en las mujeres, el equilibrio óseo se altera y en todas las partes del esqueleto se producen pérdidas óseas. Este proceso está asociado con un aumento notable del índice de fracturas. No se conoce con certeza la causa de la pérdida ósea asociada con la menopausia y el envejecimiento. En el crecimiento del esqueleto intervienen otros micronutrientes además del calcio: el magnesio y el flúor son componentes de la matriz; y el zinc, el cobre y el manganeso forman parte de los sistemas enzimáticos que intervienen en el ciclo metabólico de la matriz. Un suministro alimentario insuficiente de estos nutrientes se traduce en una reducción del crecimiento óseo o en la formación de huesos defectuosos.


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MATERIAL Y REACTIVOS Crisoles, embudos, matraz kitasato, matraces aforados de 50ml, vasos de precipitado de 250 ml Mufla Mechero Baño maría Solución saturada de oxalato de amonio Solución de KMnO4 0.05N Solución de rojo de metilo al 0.1% HCl concentrado Solución de hidróxido de amonio diluido 1:50 con agua destilada H2SO4 diluido con agua 1:4 METODOLOGÍA Calcinar 5-10g de muestra a 500-550oC hasta obtener cenizas blancas. Humedecer con 5-10 ml de HCl, hervir durante 2 minutos, evaporar a sequedad en baño maría y dejar en el baño durante una hora. Humedecer el residuo con 5ml de HCl. Hervir dos minutos y adicionar 25 ml de agua, calentar a baño maría durante 15 minutos y filtrar recibiendo en un matraz aforado de 50ml, lavar cuantitativamente y completar el aforo (a esta solución se le llamará solución “A”). Transferir 25 ml de solución A a un vaso de precipitados de 250 ml, adicionar agua hasta tener un volumen de 50 ml, calentar a ebullición y adicionar 10 ml de solución saturada de oxalato de amonio y unas gotas de indicador rojo de metilo, adicionar amoniaco gota a gota hasta llegar cerca del punto de neutralización y hervir hasta que precipite el oxalato de calcio. Enfriar y adicionar HCl diluido hasta color rosa (pH 5) y dejar en reposo toda la noche. Filtrar usando un filtro de vidrio poroso y lavar con hidróxido de amonio diluido hasta que los últimos 50 ml de filtrado adicionados de 5 ml de ácido sulfúrico diluido y calentados hasta ebullición incipiente no decoloren una gota de solución de permanganato 0.05N. Lavar perfectamente el matraz kitasato y proceder a la


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dilución del precipitado con ácido sulfúrico diluido (10 ml con 250 ml de agua), calentar, titular en caliente, con la solución de permanganato 0.05N hasta coloración rosa permanente. REPORTE DE RESULTADOS Calcular el porcentaje de calcio en el alimento (g calcio/100g alimento), considerando que 1 ml de solución de permanganato 0.05N equivale a 1mg de calcio. De acuerdo con la cantidad de calcio encontrada determine que porcentaje de la ingesta diaria recomendada se cubre. Considerando el origen del calcio en la muestra indique si pudieran haber presentes factores que pudieran disminuir su absorción corporal y por qué.


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PRACTICA 9. Determinación de triptofano INTRODUCCIÓN: Las proteínas, desde las humanas hasta las que forman las bacterias unicelulares, son el resultado de las distintas combinaciones entre veinte aminoácidos distintos, compuestos a su vez por carbono, hidrógeno, oxígeno, nitrógeno y, a veces, azufre. En la molécula proteica, estos aminoácidos se unen en largas hileras (cadenas polipeptídicas) mantenidas por enlaces peptídicos, que son enlaces entre grupos amino (NH2) y carboxilo (COOH). El número casi infinito de combinaciones en que se unen los aminoácidos y las formas helicoidales y globulares en que se arrollan las hileras o cadenas polipeptídicas, permiten explicar la gran diversidad de funciones que estos compuestos desempeñan en los seres vivos. Después del anuncio en 1902 por Hopkins y Cole del aislamiento del triptofano por digestión enzimática con caseína, han sido propuestos una multitud de métodos para la estimación de dicho aminoácido. En términos generales, es posible decir que con los métodos químicos, espectrofotométricos y microbiológico, la cuantificación del triptofano en proteínas puras o péptidos es llevada a cabo con relativa facilidad. Sin embargo cuando se quiere aplicar a materiales biológicos complejos como son los productos alimenticios, se presentan una gran variedad de problemas. Uno de ellos lo constituye las condiciones de hidrólisis para liberar triptofano del enlace peptídico y en la actualidad se menciona una gran variedad de formas para llevar a cabo la hidrólisis, siendo muy pocas las que dan resultados satisfactorios. En el método directo para la determinación de triptofano se asume que al colocar la muestra proteica con el ácido sulfúrico que contiene el p-dimetil-amino-benzaldehído (DMAB), se lleva a cabo la reacción con los residuos indol del triptofano presente en la proteína y a continuación se lleva a cabo la hidrólisis


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ácida, en donde al parecer el derivado de triptofano ya no es tan lábil a las condiciones ácidas del medio. MATERIAL Y REACTIVOS Tubos de ensaye 22 x 200 Pipetas Embudo Lana de vidrio para filtración Fotocolorímetro Solución de H2SO4 16N Solución de H2SO4 16N con DMAB al 0.3% (se prepara al momento de emplearse) Solución de NaNO2 al 0.35% (se prepara al momento de emplearse) Solución estándar de triptofano: 1ml = 100 µg METODOLOGÍA Utilizar una muestra que contenga de 50 a 100 µg de triptofano (25 mg de muestra, en el caso de productos de maíz emplear 150 mg), finamente molida a través de malla 60. Si la muestra presenta un elevado contenido de grasa debe ser desengrasada. Se coloca la muestra por triplicado en tubos de ensayo de 22x200 mm provistos de canicas o tapones de hule forrados con plástico. Añadir 2 ml de agua a cada tubo y mezclar, al primer tubo se le añaden 10 ml de ácido sulfúrico 16N y a los dos restantes 10 ml de ácido sulfúrico 16N con DMAB al 0.3%, se agita fuertemente y se deja reposar durante 18 horas. Transcurrido este tiempo se añade a cada tubo 0.1 ml de nitrito de sodio 0.35%, se agita y se deja en reposo durante 2 horas en oscuridad. Filtrar el contenido del tubo a través de lana de vidrio a tubos de ensaye. Leer la transmitancia a 590 nm (filtro verde) empleando el primer tubo como blanco. Preparar una curva estándar de cero a 200 µg tomando alícuotas de 0.0, 0.25, 0.50, 0.75, 1.0, 1.5 y 2.0 ml de la solución estándar de triptofano y llevando a 2ml con agua destilada. Seguir el mismo procedimiento que para las muestras.


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Leer en la curva los µg de triptofano correspondientes a las lecturas de las muestras. REPORTE DE RESULTADOS Para reportar el contenido de este aminoácido en términos de gramos por 100 gramos de proteína, debe conocer el contenido de proteína en su muestra. Explique por qué el triptofano es un aminoácido que debe determinarse aparte y no junto con el aminograma. Indique con base en los resultados obtenidos cómo se considera a su muestra en relación al patrón de aminoácidos establecido por FAO.


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PRACTICA 10. Determinación del riesgo cardiovascular INTRODUCCIÓN: MATERIAL METODOLOGIA REPORTE DE RESULTADOS

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BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA FACULTAD DE … · 2009-10-29 · D.C. Addí Rhode Navarro Cruz ... Técnicas de evaluación de la composición corporal: ... haciendo