BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA FACULTAD DE ... · Fosas nasales: Son las dos cavidades de la nariz. En ellas el aire es filtrado, calentado y humedecido. Faringe: Forma

Fac. Cs. Qs. Dpto. De FARMACIA LABORATORIO DE TECNOLOGÍA FISIOLOGÍA II

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BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

LICENCIATURA: QUÍMICO FARMACOBIÓLOGO

ÁREA ESPECÍFICA DE: Farmacia

NOMBRE DE LA ASIGNATURA: LABORATORIO DE FISIOLOGÍA II CÓDIGO: MED314L FECHA DE ELABORACIÓN: Julio, 2004 NIVEL EN EL MAPA CURRICULAR: Básico TIPO DE ASIGNATURA: Teórico-Práctico

PROFESORES QUE PARTCIPARON EN SU ELABORACIÓN:

1 DANIEL LIMÓN PÉREZ DE LEÓN 2 MARÍA ISABEL MARTÍNEZ GARCÍA 3 FÉLIX LUNA MORALES 4 THOMAS SCIOR 5 BENJAMIN SANDOVAL GUZMAN 6 EFREN HERNÁNDEZ MARQUEZ

HORAS DE TEORIA: HORAS PRÁCTICA. 2 CRÉDITOS:


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PRACTICA NO. I

MANEJO DE ANIMALES Y BIOETICA

Introducción

La capacidad de las ciencias biomédicas de aumentar el bienestar de los humanos y de los animales, depende directamente de los avances hechos por la investigación en este campo, gran parte de ésta se realiza en animales de experimentación. La comunidad científica ha reconocido la responsabilidad ética para el cuidado adecuado de los animales. Toda aquella persona que cuide y use animales para investigación, pruebas o educación debe asumir la responsabilidad del bienestar de los estos. Es muy importante recordar que la investigación biomédica provee conocimientos inmediatos o potenciales para el beneficio humano, por lo tanto se considera que el uso científico de los animales es válido. El cuidado y trato humano de los animales de laboratorio utilizados en la investigación y en la docencia requieren de conocimiento científico y profesional, el cual esta basado en las necesidades elementales de cada especie y en los requerimientos de la investigación o programa educacional. Cada institución debe establecer un programa de uso y cuidado de animales. El manejo adecuado es esencial ya que el buen estado de salud valida los datos de la investigación que en ellos se realiza, por otro lado minimiza las variaciones que pueden modificar las respuestas del animal a la experimentación. Un buen programa de manejo provee un sistema de alojamiento y cuidado que permitan al animal crecer, madurar y reproducirse.

Los avances notables que se han hecho en la medicina, en los últimos 100 años, desde el desarrollo de la vacuna contra la polio hasta los antibióticos para las enfermedades infecciosas, son debidos a la utilización de animales de laboratorio. ¿Que compuesto puede destruir células cancerosas? ¿ que podemos hacer para curar un tejido infectado? ¿puede cierta droga dañar un embrión? para contestar estas preguntas, debemos conocer acerca de los procesos de la vida, salud y enfermedad, los investigadores hacen pruebas en animales para obtener esta información. Considerando los avances en computación, en modelos matemáticos, en cultivos celulares y en cultivos bacterianos, se ha pensado que no es necesario el uso de animales de laboratorio como parte de los procesos de investigación, pero no es posible, al menos por ahora. Los animales representan un eslabón crítico en nuestra cadena de conocimientos en las ciencias biomédicas. La producción de nuevos productos, tratamientos, curación y prevención de enfermedades, dependen de la investigación que se realiza en animales completos. Cuando se habla de bienestar de los animales se refiere a causarles menos estrés a utilizar menos , a evitar que sientan dolor, a proporcionarles agua y alimento, este cuidado permite mantener la calidad y la validez de la información científica obtenida.

Las pruebas “in vitro” y el procedimiento no animal generalmente son usados en combinación con animales vivos, de esta manera se disminuye el número de animales utilizados en los experimentos no así reemplazarlos totalmente. En el


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campo de la educación médica la computadora y otros modelos han reducido el número de animales requeridos para el aprendizaje de la biología básica.

Los métodos “in vitro” son muy utilizados en la investigación biomédica, el termino “in vitro” se refiere a experimentos hechos en el laboratorio con tejidos vivos o materiales biológicos obtenidos de animales o personas, la desventaja de estos estudios es que sólo se puede probar un efecto, ya sea de un sustancia o una reacción, una de sus ventajas puede ser que no hay interferencias como hormonas o respuesta inmune. Estos modelos también sirven como indicadores preliminares de beneficios específicos o efecto dañino. La prueba de mutagenicidad de un nuevo compuesto es probado en bacterias, de los resultados obtenidos se infiere si es o no cancerígeno. Los resultados obtenidos por estos métodos deben ser corroborados en sistemas vivos, muy pocos modelos reemplazan totalmente a los animales, el kit de prueba de embarazo en lugar de usar conejo es un ejemplo raro. Los investigadores siguen buscando alternativas, el uso de animales se ha reducido considerablemente en los últimos años.

La contribución de los animales de experimentación a la salud humana es evidente. A continuación se presenta una serie de datos que avalan esta afirmación, las investigaciones mencionadas concluyeron en premios Nobel. En 1901 el investigador Von Behring utilizando cobayos obtuvo el antisuero contra la difteria, un año después, en 1902 Ross utilizó pichones para comprender el ciclo vital de la malaria, el celebre científico ruso Pavlov, utilizando perros proporciona las bases para los estudios de las respuestas condicionadas, los estudios sobre el bacilo de la tuberculosis realizados por Koch fueron hechos en carneros y vacas hacía 1905, en los estudios sobre la anatomía neuronal realizados por Cajal y Golgi en 1906, se utilizaron como sujetos de experimentación perros y caballos, Laveran (1907), para conocer el papel de los protozoarios en las enfermedades utilizó pájaros, las reacciones inmunológicas y las funciones de los fagocitos fueron estudiadas por Metchnikov y Ehrlich (1908), en pájaros, peces y cobayos. En 1910 Kossel, utilizó pájaros para investigar la química celular y las proteínas incluidas en la sustancia nuclear, los avances quirúrgicos , las suturas de los vasos sanguíneos y los injertos fueron estudiados por Carrel (1912), en perro. Richet en 1913 estudió los mecanismos de la anafilaxia utilizando como sujetos de experimentación conejos y perros, para esclarecer los mecanismos de la inmunidad Bordet en 1919 realizó experimentos en cobayo, conejo y caballo, Hill en 1922 estudio el metabolismo del ácido láctico y el consumo de oxígeno en el músculo de rana. Los estudios que dieron como resultados el descubrimiento de la insulina y el metabolismo de la diabetes realizados por Banting y Macleod en 1923, utilizaron como animales de experimentación perros, conejos y peces, los mecanismos del electrocardiógrafo fueron estudiados por Einthoven (1924), en perro. El papel de las vitaminas en el crecimiento así como su efecto antineurítico fue descubierto por Eijkman y Hopkins en 1929 utilizando pollos para sus experimentos, estudios determinantes sobre la función neuronal fueron realizados en perros y gatos por Sherrington y Adrian en 1932, la transmisión de química de los impulsos nerviosos estudiada por Dale y Loewi ( 1936) se realizó en varias especies: gato, rana, pájaro y reptiles, en 1944 Erlanger y Gasser realizan experimentos en gato que los conducen al descubrimiento de las funciones específicas de las células nerviosas. Los efectos


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curativos de la penicilina sobre enfermedades infecciosas fue descubierto por Fleming, Chain y Florey en 1945 utilizando como sujetos experimentales ratones, el conocimiento de la organización funcional del cerebro y su papel coordinador de los órganos internos fue producto de estudios realizados en gato por los investigadores Hess y Moniz en 1949. Para la obtención de la vacuna contra la fiebre amarilla desarrollada por Theiler en 1951 se utilizaron monos y ratones. En 1953 Krebs y Lipmann caracterizan el ciclo del ácido cítrico los sujetos experimentales fueron pichones. La adquisición de la tolerancia inmune fue estudiada por Burnet y Medawar (1960), en conejos. El efecto de la corriente iónica en la excitación y en la inhibición de la porción central y periférica de los nervios fue estudiada por Eccles, Hodgkin y Huxley (1963) en varias especies: gato, rana, calamar y cangrejo. En 1964 Bloch y Lynen realizaron estudios en ratas que permitieron esclarecer la regulación del colesterol y el metabolismo de los ácidos grasos. Los experimentos sobre los tumores inducidos por virus y el tratamiento hormonal del cáncer fueron realizados en ratas, conejos y gallinas por Rous y Huggins en 1966. Pollos, conejos, peces y cangrejos se utilizaron como sujetos de experimentación en los estudios sobre los procesos físicos y químicos de la visión hechos por Harttline, Granit y Wald en 1967. Los estudios sobre la interpretación del código genético y su papel en la síntesis de proteínas fueron realizados en ratas por Holley, Khonara y Nirenberg en 1968. Las abejas y los pájaros fueron sujetos de experimentación en los estudios sobre la organización social y patrones conductales realizados en 1973 por Von Frisch, Lorenz y Tinbergen. En los experimentos sobre la interacción entre los virus tumorales y el material genético realizados por Baltimore, Dulbecco y Temin en 1975 se utilizaron monos, caballos, pollos y ratones. El desarrollo de la tomografía computarizada se realizo por las investigaciones de Cormack y Hounsfiel (1979) hechas en cerdos. Los estudios de los procesos cerebrales de la información visual realizados por Sperry, Hubel y Wiesel en 1981 fueron hechos en gatos y monos.

En los modelos animales debemos tomar en cuenta

Que los animales sean tratados en forma adecuada

No producir dolor ni enfermedades innecesarias

El modelo debe ser racional

Lo que se desea conocer debe ser útil

Aplicar las 3 Rs: Reemplazo, Reducción y Refinamiento

Material 1.- Balanza para animales de laboratorio

Procedimiento 1.- Cada equipo empleará una rata, un ratón y un cobayo

2.- Pesar a cada uno de los animales

3.- Aprender la manipulación adecuada de cada especie

4.- Identificar las diferentes vías de administración


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PRÁCTICA 2

APARATO RESPIRATORIO INTRODUCCIÓN El aparato respiratorio es el encargado de realizar el intercambio de gases entre el

aire y la sangre. Esta constituido por:

• Vías respiratorias

• Pulmones

Vías respiratorias: Conducen el aire del exterior a los pulmones y viceversa.

Fosas nasales: Son las dos cavidades de la nariz. En ellas el aire es filtrado,

calentado y humedecido.

Faringe: Forma parte a la vez de las vías respiratorias y del tubo digestivo:

comunica con la laringe y el esófago. Tiene la misma misión que las fosas

nasales.

Laringe: En su interior se encuentran las cuerdas vocales, cuya vibración, al paso

del aire, produce la voz. Cuando tragamos el alimento, la laringe queda cerrada

por una especie de lengüeta llamada epiglotis.

Tráquea: Es un largo tubo que posee anillos cartilaginosos incompletos en forma

de C que lo mantienen siempre abierto. Se halla situada delante del esófago.

Bronquios: Son los dos tubos en los que se divide la tráquea. Penetran en el

interior de los pulmones donde se ramifican repetidamente, formando los

bronquiolos. Su pared interior posee cilios y moco para filtrar el aire y atrapar las

partículas que lleva en suspensión.


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Pulmones: Son dos masas esponjosas recubiertas de un tejido de doble pared

llamado pleura, con una fina capa de líquido entre ambas para suavizar los

movimientos respiratorios. El pulmón derecho está dividido en tres lóbulos y el

izquierdo en dos. Están constituidos por los bronquiolos que se dividen

repetidamente en ramas cada vez más finas que terminan en unas bolsas

llamadas alvéolos, recubiertas de capilares sanguíneos.

Ventilación pulmonar

Así se llama a la entrada y salida de aire de los pulmones. Consta de dos

movimientos respiratorios: inspiración y espiración.

Inspiración: Se produce por contracción del diafragma y de los músculos que

elevan las costillas. Esto provoca un aumento de la cavidad torácica en el sentido

anteroposterior que permite la entrada de aire en los pulmones.

Espiración: Ocurre lo contrario que en la inspiración: diafragma y los músculos de

las costillas se relajan, disminuyendo la capacidad torácica. Esto provoca la salida

pasiva del aire.

Intercambio de gases

El intercambio de gases entre el aire y la sangre tiene lugar a través de las finas

paredes de los alvéolos y de los capilares sanguíneos. La sangre venosa

proveniente de la arteria pulmonar se libera del dióxido de carbono, procedente del

metabolismo de todas las células del cuerpo, y toma oxigeno. La sangre

oxigenada regresa por la vena pulmonar al corazón que la bombea a todo el

cuerpo.

PROCEDIMIENTO

En el Software InterActive PHYSIOLOGY

Respiratory System, A.D.A.M.


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Explora los apartados :

a) Anatomy Review

b) Pulmonary ventilation

c) Gas Exchangey

d) Gas Transport

Contesta las siguientes preguntas

1. Nombre del músculo que permite la sucesión de la entrada y salida de aire en los pulmones

2. Comunica la laringe con los bronquios 3. Entrada de aire al aparato respiratorio 4. En él se realiza el intercambio gaseoso 5. Calientan y humidifican el aire 6. Mecanismo de paso de las gases a través de la membrana alveolo-

capilar 7. Explica por medio de la Ley de Fick, la influencia del área, de la

presión y del espesor de la membrana alveolo-capilar la inspiración y la expiración

8. Haz un esquema del aparato respiratorio y coloca todos los nombres y funciones de cada una de las estructuras que lo forman


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PRÁCTICA 3

FILTRACIÓN GLOMERULAR

I. INTRODUCCIÓN

Una de las funciones de los riñones es la remoción de productos potencialmente

tóxicos y es realizada mediante la formación de la orina. Los procesos básicos

involucrados en la formación de la orina son filtración, reabsorción y secreción.

Los riñones filtran grandes volúmenes de plasma, reabsorben la mayoría de lo que

es filtrado y secretan sustancias que no pueden ser filtradas dando como resultado

una solución concentrada de desechos metabólicos llamada orina. En individuos

sanos, las variaciones en la dieta e ingesta de líquidos y electrolitos, son

compensadas por los riñones cambiando el volumen y la composición de la orina.

Filtración glomerular

Por los riñones pasan entre 1000 y 1500 mL de sangre por minuto. El glomérulo

tiene una membrana basal semipermeable que permite el libre pasaje de agua y

electrolitos pero es relativamente impermeable a moléculas grandes. En los

capilares glomerulares la presión hidrostática es aproximadamente tres veces

mayor que la presión en otros capilares. Como resultado de esta gran presión, las

sustancias son filtradas a través de la membrana semipermeable en la cápsula de

Bowman a una velocidad aproximada de 130 mL/min; esto es conocido como la

velocidad de filtración glomerular o tasa de filtración glomerular (IFG o TFG). Las

células y proteínas plasmáticas de gran peso molecular son incapaces de pasar a

través de la membrana semipermeable. Por lo tanto el filtrado glomerular es

esencialmente plasma sin las proteínas y sin glóbulos rojos. La TFG es un

parámetro extremadamente importante en el estudio de la fisiología renal y en la

evaluación clínica de la función renal. En una persona promedio sana, se forman

por día más de 187,000 mL de filtrado. La excreción normal de orina es alrededor


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de 1500 mL por día, lo cual es solamente cerca del 1% de la cantidad de filtrado

formado; por lo tanto el otro 99% debe ser reabsorbido.

Las tiras reactivas para uroanálisis son bases plásticas en las que hay adheridas

diversas áreas reactivas para determinar Glucosa, Bilirrubina, Acetona, Densidad,

Sangre, pH, Proteínas, Urobilinógeno, Nitritos y Leucocitos. Los resultados

obtenidos por las tiras reactivas proporcionan información referente al

metabolismo de carbohidratos, función hepática y renal, balance ácido-base e

infecciones del tracto urinario. Las tiras reactivas están listas para utilizarse y son

desechables. Las instrucciones deben seguirse correctamente, considerando los

tiempos de espera para cada parámetro así como los procedimientos de

almacenaje y utilización. Los valores mínimos detectables para la mayoría de las

tiras se presentan en el contenedor. Es posible no encontrar una concordancia

exacta entre el resultado determinado de manera visual sobre las tiras y el

resultado obtenido por algún método instrumental, esto puede deberse a las

diferencias inherentes entre la percepción del ojo humano y el sistema óptico del

instrumento.

II. PROCEDIMIENTO

Cada miembro del equipo debe tomar dos muestras; una matutina (al levantarse) y

la otra poco antes de entrar a la sesión de laboratorio. A ambas muestra les

realizará las siguientes determinaciones:

1.- Determinación de sangre en orina

Técnica del Sulfato de Amonio

Fundamento.

Aprovechando la diferencia de solubilidad de la hemoglobina y la mioglobina es

posible diferenciar una de otra.

1. Saturar la orina al 80% con sulfato de amonio (2.8 g + 5 mL de orina).

2. Mezclar hasta disolución total.


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3. Filtrar o centrifugar para separar la hemoglobina que precipita, de la

mioglobina que queda en solución.

2.- Observación al microscopio

Tomar una muestra de orina con un pipeta pasteur, colocarla en una laminilla y observar a 40X.

3.- Empleo de tiras reactivas

En el frasco colector introducir la tira reactiva por 60 segundos y realizar las lecturas correspondientes

CUESTIONARIO

1) ¿Qué es la filtración glomerular?

2) ¿Qué es la depuración renal?

3) ¿A qué se llama tasa de filtración glumerular?

4) ¿Cuáles son las variables que participan en la filtración glomerular?

5) Realiza un dibujo del sistema renal y de la nefrona, coloca los nombres de

todas las estructuras que incluyas.


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PRÁCTICA 4

PRESIÓN ARTERIAL

La presión arterial representa la presión ejercida por la sangre contra la pared

de las arterias. Depende de los siguientes factores:

1. Gasto cardiaco

2. Resistencia vascular periférica, especialmente a nivel arteriolar, que es

controlada por el sistema nervioso autonómo

3. Volemia (volumen circulante)

Se distingue una presión sistólica y otra diastólica. La presión sistólica es la

presión máxima que se alcanza durante la sístole. Esta depende

fundamentalmente del gasto cardiaco, la volemia (volumen total circulante) y la

distensibilidad de la aorta y las grandes arterias. La presión diastólica es la

mínima presión de la sangre contra las arterias y ocurre durante el diástole y

depende fundamentalmente de la resistencia vascular periférica.

La presión arterial conviene medirla en el brazo, estando el paciente sentado o

acostado, cómodo y relajado. Debe haber descansado unos 5 minutos y no haber

consumido café o haber fumado en los 30 minutos anteriores. Habitualmente la

medición se efectúa al final del examen físico, momento en que el paciente

debiera estar más relajado. Si se sospecha que puede existir una diferencia en la

medición de uno y otro lado, conviene efectuarla en ambos brazos (por ejemplo en

vasculitis o ateromatosis de grandes arterias). También frente a la posibilidad de

ortostatismo, cuando la presión baja al ponerse la persona de pie.

PROCEDIMIENTO

A cada uno de los participantes del equipo de le practicará la medición de la

presión arterial.


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MATERIAL

Esfigmomanómetro

Estetoscopio

MEDICIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL

1. El manguito se coloca en la mitad del brazo, a la altura del corazón, su

borde inferior debe quedar a 2 - 3 cm sobre el pliegue cubital. Debe quedar

bien colocado y no suelto, ya que esto último favorecería lecturas

falsamente elevadas. El brazo debe estar desnudo, sin ropa que comprima

o dificulte su colocación.

2. A continuación se infla el manguito hasta una presión de 180 mm de Hg, si

se sabe que en determinaciones anteriores, la presión sistólica era superior

a esta cifra, se infla hasta una presión 20 mm Hg por encima de la última

conocida.

3. Se coloca la campana del estetoscopio donde previamente se ha localizado

el latido arterial, sobre la arteria braquial en pliegue cubital en la

articulación del codo y se procede a desinflar poco a poco el manguito.

4. El primer latido que se escucha corresponde a la presión sistólica o máxima

y la desaparición del latido a la presión diastólica o mínima.

5. Dejar pasar un minuto y repetir el procedimiento

En los niños y también en algunos adultos, los latidos no desaparecen; entonces

se considera como presión diastólica aquella en la que se modifica la tonalidad de

los latidos. La presión arterial se expresa con la presión sistólica y la diastólica.

Por ejemplo, una presión de 120/80 mm de Hg, significa que la sistólica es de 120

mm Hg y la diastólica de 80 mm Hg.


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PRÁCTICA 5

ELECTROCARDIOGRAMA

Un electrocardiograma (ECG) es una prueba que registra la actividad eléctrica del

corazón.

Es una medida de la escasa diferencia de potencial sobre la superficie del cuerpo

que refleja la actividad eléctrica del corazón. Estas deferencias de potencial o

voltaje pueden cuantificarse sobre la superficie del cuerpo debido a la duración y

frecuencia de la despolarización y repolarización del corazón. Debe recordarse

que no todo el miocardio se despolariza súbitamente: la aurícula se repolariza

antes que los ventrículos; los ventrículos lo hacen en una secuencia específica; las

aurículas se repolarizan mientras que los ventrículos se están despolarizando; y

los ventrículos se repolarizan en una secuencia específica. Como resultado de

esta secuencia y del tiempo de propagación de ka despolarización y repolarización

en el miocardio, se establecen diferencias de potencila entre diferentes porciones

del corazón que pueden detectarse mediante electrodos colocados sobre el

cuerpo.

En la figura 1 se muestra la configuración de un ECG normal. La nomenclatura del

ECG es la siguiente. Ñas diferentes ondas representan la despolarización o la

repolarización de diferentes partes del miocardio y se les ha asignado distintas

letras. Los intervalos y segmentos entre las ondas también tienen nombre. La

diferencia entre intervalos y segmentos estriba en que un intervalo incluye las

ondas y los segmentos no. Sobre el ECG se observan las siguientes ondas y

segmentos:

1) Onda P. La onda P representa despolarización de la aurícula. La

duración de la onda P se correlaciona con el tiempo de conducción a

través de la aurícula; por ejemplo, si la velocidad de conducción a través

de la aurícula disminuye, la onda P se aplana. La repolarización


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auricular no se observa sobre un ECG normal debido a que está

“enterrada” en el complejo QRS.

2) Intervalo PR. El intervalo PR es el tiempo desde la despolarzación

inicial de la aurícula hasta el inicio de la despolarización de los

ventrículos. Por lo tanto, el intervalo PR incluye a la onda P y el

segmento PR, una porción isoeléctrica (plana) del ECG que corresponde

al nodo de conducción AV. Puesto qie el intervalo PR incluye el

segmento PR, también se correlaciona con el tiempo de conducción a

través del nodo AV. En condiciones normales, el intervalo PR es de 160

mseg, que es el tiempo acumulado desde el principio de la

despolarización de la aurícula hasta el principio de la despolarización de

los ventrículos. El incremento de la velocidad de conducción a través del

nodo AV reduce el intervalo PR (p. ej. Debido a la estimulación

simpática) y la disminución de la velocidad de conducción a través del

nodo AV aumenta el intervalo PR (p. ej. por estimulación parasimpática).

3) Complejo QRS. El complejo QRS consta de 3 ondas: Q, R, y S. en

conjunto, estas ondas representan la despolarización de los ventrículos.

Nótese que la duración total del complejo QRS es similar a la de la onda

P. Este hecho puede parecer sorprendente puesto que los ventrículos

son mucho más grandes que la aurícula; sin embargo, los ventrículos se

despolarizan casi tan rápidamente como las aurículas debido a que la

velocidad de conducción en el sistema His-Purkimje es mucho mayor

que en el sistema de conducción auricular.

4) Onda T. La onda T representa la repolarización de los ventrículos.

5) Intervalo QT. El intervalo QT incluye el complejo QRS, el segmento ST

y la onda T y representa el principio de la despolarización ventricular

hasta el final de la repolarización ventricular. El segmento ST es la

porción isieléctrica del intervalo QT que se correlaciona con la meseta

del potecial de acción ventricular.


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La frecuencia cardiaca se mide contando el número de complejo QRS (u ondas R,

puesto qie son más prominentes) por minuto. La longitud del ciclo es el intervalo

R-R (tiempo entre una onda R y la siguiente). La frecuencia cardiaca se relaciona

con la longitud del ciclo:

Frecuencia cardiaca 1/ longitud del ciclo

Los cambios de la frecuencia cardiaca (y la longitud del ciclo) modifican la

duración del potencial de acción y, en consecuencia, se alteran las duraciones de

los periodos refractarios y de la excitabilidad. Por ejemplo, si la frecuencia

cardiaca aumenta (y la longitud del ciclo se reduce) disminuye la duración del

potencial de acción. No sólo hay más potenciales de acción por unidad de tiempo,

sino que estos potenciales de acción tienen una duración más breve y periodos

refractarios más cortos. Debido a la relación entre frecuencia cardiaca y periodo

refractario, el incremento de la frecuencia cardiaca puede ser un factor para

producir arritmias (ritmo cardiaco anormal).

Fig. 1. Trazo normal de un ECG.


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Posición de los electrodos precordiales

V1. 4to. Espacio intercostal, borde esternal derecho

V2. 4to. Espacio intercostal, borde esternal izquierdo

V3. Punto equidistante entre V2 y V4

V4. 5to. Espacio intercostal izquierdo, línea medioclavicular

V5. Línea axilar anterior, misma nivel que V4

V6. Línea medioaxilar, mismo nivel que V4


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PROCEDIMIENTO

1. El paciente se debe traer ropa cómoda

2. El paciente debe colocarse sobre la mesa

3. Colocar los electrodos como lo indica la figura

4. Realizar el registro del ECG.


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PRACTICA NO. 6 DETERMINACIÓN DE GLUCOSA

OBJETIVO Cuantificar los niveles de glucosa en sangre a través del método de

glucosa oxidasa.

INTRODUCCIÓN

La principal fuente de hidratos de carbono para el hombre procede de

granos, vegetales y legumbres, tales como arroz, trigo, maíz y patatas. Las

enzimas gastrointestinales degradan a los polisacáridos en monosacáridos se

absorben en intestino delgado y son captados por células hepáticas por difusión

simple donde se metabolizan y posteriormente encontramos en sangre

periférica, tal es el caso de la glucosa.

La diabetes mellitus se caracteriza por concentraciones anormalmente altas

de glucosa en plasma, causando la excreción de esta sustancia por orina. La

hiperglucemia puede derivarse de; la ausencia total de la secreción de insulina,

por desarrollo retrazado de páncreas o incluso ocurrir de forma intermitente

durante periodos de estrés, tales como estados de infección grave, deshidratación

y embarazo.

Algunos fármacos tales como propanolol, diuréticos antiacídicos y fenitoina

bloquean la descarga de insulina y provocan hiperglucemia.

Para el caso extremo la hipoglucemia es un síndrome caracterizado con

nivel bajo de glucosa. Si el nivel plasmático de la glucosa disminuye rápidamente,

los mecanismos homeostáticos descargan adrenalina y producen síntomas de

perspiración, temblores, inestabilidad, debilidad y ansiedad. Si la reducción del

nivel plasmático se produce lentamente, predominan los síntomas de dolor de

cabeza, irritabilidad, letargo y otras manifestaciones del sistema nervioso

La glucosa es una aldohexosa donde la forma aldehídica esta en equilibrio

con la forma enodiólica. Este equilibrio permite que la glucosa pueda ser oxidada o

reducida con facilidad.


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La glucosa es transformada, por la glucosa oxidasa (GOD), en ácido

glucónico y peróxido de hidrógeno el cual, en presencia de peroxidasa (POD),

oxida el cromógeno (4-aminofenaxona/fenol) conviniendo en un compuesto de

color rojo.

La muestra que se analizará será de Suero o Plasma extraída de individuos

reportados como sanos.

PROCEDIMIENTO

1.- Se extrae una muestra se sangre venosa de individuos voluntarios sanos los

cuales deben presentarse en ayunas, no reportan alguna enfermedad, ni la toma

de medicamentos.

2.- La muestra se deposita en un tubo sin coagulante y de deja reposar hasta la

formación del coagulo.

3.- Procesar la muestra de acuerdo a la tabla No 1.

4.- Analizar los resultados de la concentración de glucosa en sangre de cada

individuo.

Tabla No 1

BLANCO PATRÓN MUESTRA

Muestra -------- -------- 0.02 ml

Patrón -------- 0.02 ml --------

Solución 1 2.50ml 2.50ml 2.50 ml

Mezclar e incubar a 37° c durante 15 minutos o dejar a temperatura ambiente

durante por lo menos 30 minutos.

Leer la absorbancia de la muestra (A muestra) y del patrón (A patrón) frente a

blanco.

Longitud de onda: 505 nm


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Cubeta:1 cm de paso de luz

Temperatura: 37° C o temperatura ambiente (no menos de 20° C)

Lectura: frente a blanco

- Preparar un patrón y un blanco para cada serie de determinaciones.

- La solución 1 deberá atemperarse hasta temperatura ambiente antes de

ser usada.

CÁLCULO:

D.Opt muestra

D.Opt. patrón X 100 = Glucosa mg/dl

A muestra

Patrón X 5.55 = Glucosa mmol/l

INTERVALO DE REFERENCIA.

Suero : 70 mg/dl- 100mg/dl

3.89mmol/L – 5.55 mmol/L

CUESTIONARIO

1.- Explica el fundamento de la técnica.

2.- Explica en que consiste la técnica para la determinación de glucosa en sangre

por el método de cobre y de Somogi.

3.- Si tienes un paciente neonato, otro con quemaduras de tercer grado y un

paciente senil, indica los cuidados para la toma de muestra.

4.- Indica como realizarías una curva de calibración para la cuantificación de

glucosa en sangre.

5.- Si los niveles de glucosa son muy altos en un individuo, que posible explicación

darías. Considera que el individuo NO es diabético.

6.-¿Que fármacos y como interfieren con los niveles en sangre de la glucosa?


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PRACTICA 7 EL CICLO ESTRAL DE MAMÍFEROS PEQUEÑOS

INTODUCCIÓN

El hipotálamo es la región cerebral mas importante en la regulación del sistema

endocrino asociado a la reproducción, recibe conexiones de la corteza cerebral y

del sistema nervioso autónomo y censa estímulos ambientales (temperatura e

iluminación). Como respuesta a diferentes estímulos, el eje hipotálamo-hipófisis

regula a la tiroides, a las glándulas mamarias y el equilibrio del agua corporal. El

ciclo ovárico y uterino son procesos integrados al sistema hipotálamo-hipófisis. La

secreción de la GnRH depende también de factores externos que llegan al

hipotálamo desde la corteza cerebral por el sistema límbico. También depende de

la actividad hormonal de los ovarios a través de la regulación negativa hacia el

hipotálamo y la hipófisis. Esta secreción modulada de la GnRH controla la síntesis

y libración de las gonadotropinas hipófisiarias.

OBJETIVOS

1. Conocer los cambios celulares que se dan en el epitelio vaginal que

suceden en la vagina de la rata y la cobaya a lo largo del ciclo estral.

2. Relacionar los cambios celulares con las concentraciones hormonales que

se reportan en la literatura especializada.

3. Conocer el ciclo estral de dos especies de animales con ciclos estrales de

distinta duración. MATERIALES

5 portaobjetos

Una asa bacteriológicas calibrada

Una pizeta con agua destilada

Un mechero de alcohol etílico

Guantes de cirujano

Colorantes (hematoxilina y eosina)

Microscopio óptico


Q.F.B

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MATERIAL BIOLÓGICO

Una rata hembra

Una cobaya hembra

MÉTODOS

1. Marcar los animales

2. Mantener los animales en condiciones estandarizadas de luz (14 horas de luz y

10 horas de obscuridad) y de temperatura (22 ºC).

3. Mantener los animales bajo libre acceso al alimento y al agua potable.

4. Mantener los animales en jaulas colectivas (2-3 animales por jaula). Máximo 3

animales para el caso de las cobayas.

SEGUIMIENTO DEL CICLO ESTRAL EN LA RATA

El registro debe de hacerse todos los días de la siguiente manera.

1. Marcar su portaobjetos

2. Tomar un portaobjetos y colocarle una minúscula gota de agua

3. Esterilizar el asa bacteriológica a la llama directa del mechero.

4. Dejar enfriar el asa

5. Tomar el frotes vaginal de la rata

6. Colocar la muestra sobre el portaobjetos que contiene una minúscula gota de

agua.

7. Fijar la muestra por calor.

8. Teñir la muestra con hematoxilina 3 minutos

9. Lavar la muestra con agua de la llave

10. Teñir la muestra con eosina 1 minuto

11. Lavar con alcohol al 90 %.

12. Dejar secar y observar la nuestra con la ayuda del microscopio


Q.F.B

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SEGUIMIENTO DEL CICLO ESTRAL EN LA COBAYA

1. Hacer observación visual de la presencia o ausencia de la membrana vaginal.

2. Hacer las anotaciones correspondientes.

RESULTADOS

Número de rata:

Etapas del ciclo estral: Estro (E), Diestro 1 (D1), Diestro 2 (D2), Proestro (P)

Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10

Número de cobaya:

Estados de la vagina: abierta (A), parcialmente abierta (a) y cerrada (c)



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