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Carátula de Trabajo
ANA y Kinetina en la micropropagación de Mammillaria bocasana
Título del trabajo
Los suculentos Pseudónimo de integrantes
Biología Área
Externa Categoría
Investigación Experimental Modalidad
1559222 Folio de Inscripción
Dudas o sugerencias sobre este sistema:
© 2018 Escuela Nacional Colegio de Ciencias y Humanidades, Hecho en México,
Comité Organizador
2
ANA y Kinetina en la micropropagación de Mammillaria bocasana
1. Resumen.
Mammillaria bocasana es una especie endémica de México sujeta a protección
especial, distribuida en los estados de San Luis Potosí y Zacatecas. Es utilizada
como ornamento y es parte de la economía local y biodiversidad mexicana. Su
población ha disminuido debido a la extracción del tezontle en el que se
desarrolla, la expansión de viviendas y el saqueo, por ello ha sido necesaria la
búsqueda y mejora de técnicas de propagación, que permitan aumentar el número
de individuos en la especie y disminuir la probabilidad de un impacto negativo en
su entorno natural.
El presente trabajo se realizó a partir de un ejemplar de M. bocasana donado por
el Jardín Botánico de la UNAM y tuvo como objetivo la propagación in vitro de la
especie en medio MS con auxina ANA y citocinina K añadidas al medio de cultivo.
Para lograrlo, se elaboró medio MS con diferentes concentraciones de ANA y K
(0/0, 0.5/0, 0.0/1.5, 0.5/1.5 mg/l), se desinfectó el ejemplar de M. bocasana, se
obtuvieron 55 explantes (de las zonas apical, media y basal) y se cultivaron de
forma in vitro. Después de 60 días de cultivo se obtuvieron los siguientes
resultados: 3 explantes de 55 iniciales desarrollaron raíz: 2 pertenecían al
tratamiento sin RCV (medial y apical) y 1 al tratamiento solo con ANA. Además,
se determinó que los explantes del tratamiento 3 (0/1.5 mg/L) y 4 (0.5/1.5 mg/L)
fueron los más deshidratados. El 61.81% de los explantes se contaminó
solamente de hongo, y se presentó más contaminación en explantes de la zona
basal. Por otra parte, se observó que la adición de ácido ascórbico tiene un efecto
antioxidante en todos los explantes, siendo el tratamiento 3 (0.0/1.5 mg/l) el más
oxidado. Después de 60 días de cultivo únicamente 27 explantes de los 55
iniciales estaban libres de contaminación por microorganismos.
3
2. Introducción
2.1. Marco teórico
Biodiversidad mexicana: Mammillaria bocasana
México es uno de los países con la flora más rica y variada del mundo, lo cual se
debe a su situación geográfica, sus climas variados y su notable endemismo
(Bravo y Sánchez, 1978). Elementos fundamentales de esta gran diversidad son
las cactáceas mexicanas, autóctonas del continente americano, en el cual se
encuentran distribuidas especialmente en las zonas desérticas y semidesérticas
(Jiménez, 2011). Las cactáceas son una familia de plantas que tiene una
estructura y fisiología adaptada al medio árido en el que la mayoría se desarrolla y
también a los diferentes tipos de polinización que experimentan por medio de
insectos, aves y murciélagos (Bravo y Sánchez, 1978). Presentan una estructura
suculenta en sus tallos, hojas disminuidas y un peciolo transformado a tubérculo o
podario, además, contienen aréolas en las cuales desarrollan nuevos brotes,
espinas, cerdas y pelos. Su gran diversidad ha sido objeto de sobre colecta y
numerosas especies se han visto afectadas por las actividades antropogénicas
(Jiménez, 2011). Uno de los géneros más rico en especies es el género
Mammillaria (del latín Mammilla referido a sus tubérculos), las plantas que lo
integran son globosas, con forma de campana o embudo, con frutos similares a
las bayas, alargados y tienen semillas arrugadas y, algunas, pelo blanco
(Anderson, 2001). Este género posee varias especies en peligro de extinción
(Ordóñez, 2003) y otras protegidas legalmente. Un ejemplo de éstas últimas es
Mammillaria bocasana (Figura 1), endémica de México. Se encuentra en los
estados de San Luis Potosí y Zacatecas, y tiene una población aproximada de
100,000 individuos. Se desarrolla entre rocas volcánicas en semidesierto, contiene
frutos cilíndricos rojos o rosas, flores con forma de embudo de color crema a
rosado y semillas marrones o rojizas. Esta especie está “sujeta a protección
especial” en la lista nacional de especies en extinción NOM-059-SEMARNAT-2010
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de nuestro país, como consecuencia de su uso como ornamento en San Luis
Potosí, para hacer anzuelos, el saqueo selectivo, el sobrepastoreo, la
deforestación, la expansión de viviendas y las actividades agrícolas. Además, el
tezontle, que es el sustrato en el que crece, ha sido removido para cubrir los
taludes de carreteras (Anderson, 2001; Fitz, 2017).
Figura 1. Fotografía de un ejemplar de Mammillaria bocasana encontrado en el
estado de San Luis Potosí. Obtenida de:
http://www.naturalista.mx/observations/3039719
Debido a las amenazas que cactáceas como Mammillaria bocasana presentan, ha
sido necesario encontrar nuevos métodos de propagación vegetal.
Cultivo de Tejidos Vegetales
El Cultivo de Tejidos Vegetales (CTV) es una técnica de propagación basada en
la totipotencialidad de las células vegetales, permite propagar plantas a partir de
una fracción de tejido (explante) obtenida de una planta madre. Este tipo de
propagación se realiza de forma in vitro, en medios de cultivo nutritivos y bajo
condiciones asépticas. Además, se desarrolla con el control de variables como luz,
temperatura y pH para obtener plantas de la misma especie en menos tiempo de
lo que se consigue con métodos tradicionales (Calva y Pérez, 2005; González et
al., 2012; Rodríguez, 2006).
5
Esta técnica consiste en cinco etapas o fases principales (Figura 2):
0. Selección de plantas madre. Se elige a la planta madre y se mantiene en
condiciones sanitarias y controladas, libre de microorganismos que afecten
los futuros cultivos in vitro.
1. Establecimiento aséptico de los cultivos. Consiste en la desinfección de la
planta madre y en la elección y cultivo de los explantes en la campana de
flujo laminar.
2. Multiplicación de tejido. Se realiza la propagación a partir de los explantes
cultivados de forma aséptica, para favorecer esta etapa se utilizan medios
nutritivos con reguladores de crecimiento vegetal (RCV).
3. Elongación y enraizamiento. Los brotes obtenidos se individualizan y
forman una plántula.
4. Aclimatización. Las plantas se adaptan de forma gradual al medio externo
para su cultivo ex vitro (González et al., 2012).
Figura 2. Fases del Cultivo Tejidos Vegetales o Propagación in vitro.
Para este proceso, se utiliza comúnmente un sustrato rico en soluciones nutritivas,
denominado Medio Murashige & Skoog (Medio MS), una solución nutritiva que
contiene sales inorgánicas, aminoácidos y compuestos de carbono (sacarosa),
importantes para el crecimiento en especies vegetales (Rodríguez, 2006).
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Reguladores de crecimiento vegetal
A pesar de que las plantas tienen de forma natural Reguladores de Crecimiento
Vegetal, sustancias que promueven su desarrollo, es posible inducir los resultados
del crecimiento celular mediante la adición de RCV sintéticos al medio de cultivo,
los más utilizados son las auxinas, encontradas principalmente en el ápice del
tallo, y las citocininas. Se ha comprobado que una mayor concentración exógena
de citocininas favorece el desarrollo de hojas y tallo y, que una mayor
concentración de auxinas promueve el desarrollo de raíces y callo, entendido éste
como una masa amorfa de células en constante división celular (González et al.,
2012; Nabors, 2006).
Las auxinas sintéticas como ácido naftalenacético (ANA), se utilizan tanto para
estimular como para inhibir el crecimiento. Citocininas como la Kinetina (K), han
sido utilizadas para la para la producción de vegetales completos a partir de
tejidos como los de la planta de tabaco (Nabors, 2006).
Cabe mencionar que las concentraciones exógenas de auxinas no son siempre
directamente proporcionales al desarrollo de raíz y callo. Algunos autores que
emplearon diferentes concentraciones de ANA señalan que obtuvieron 100% de
plantas con enraizamiento en el lote control sin RCV, otros, señalaron que el mejor
enraizamiento se logró en un medio de cultivo con 0.01 mg/l de ANA (Quiala et al.,
2004).
Factores que afectan el cultivo de tejidos vegetales
A pesar de que el CTV en cactáceas permite la propagación rápida de las
especies en comparación con los métodos tradicionales, existen factores que
afectan el cultivo in vitro.
La contaminación afecta comúnmente a los explantes (principalmente si la planta
madre fue cultivada de forma ex vitro), puede ser causada por microorganismos
7
patógenos como hongos y bacterias situados previamente de forma endógena o
exógena en la planta. La contaminación en el medio de cultivo puede significar un
mal manejo de los métodos de cultivo in vitro en el laboratorio (Rodríguez, 2006).
Además de la contaminación, los explantes suelen presentar pigmentaciones
pardas debido al estrés mecánico al que son sometidos antes de cultivarse in vitro,
este fenómeno se llama oxidación, está relacionado con la producción de fenoles
y, en algunas especies, con la inhibición de cultivo, sin embargo, puede ser
controlado fácilmente adicionando a la cactácea agua de coco, carbón activado o
ácido ascórbico (Hernández, 2006).
La propagación in vitro de cactáceas endémicas de México se ha realizado en
diversas especies como: Mammillaria san-angelensis y Lophophora williamsii.
Esto ha permitido disminuir la probabilidad de la pérdida de biodiversidad en
México, la alteración en las cadenas tróficas y el impacto en la economía local
(Soria et al., 2013).
2.2. Objetivo (s)
Objetivo general
Propagar de manera in vitro la especie Mammillaria bocasana en Medio de Cultivo
MS con diferentes concentraciones de ANA y K.
Objetivos particulares
Determinar los efectos que pueden causar las diferentes concentraciones de
auxina ANA y citocinina K (0/0, 0.5/0, 0/1.5, 0.5/1.5 mg/L) en el crecimiento de
explantes de Mammillaria bocasana.
Relacionar la obtención de explantes de la parte basal, media y apical con su
desarrollo en el cultivo in vitro.
Aprender sobre el Cultivo de Tejidos Vegetales en cactáceas para mejorar las
técnicas aplicadas en el campo.
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2.3. Problema
Mammillaria bocasana tiene un alto valor ornamental debido a la belleza de sus
flores de colores blancos a rosas, es colectada ilegalmente por turistas y el
sustrato de roca volcánica en el que crece es removido para la construcción de
carreteras. Debido a esto, es susceptible a disminuir su población e incluso, en
algún tiempo, sin la aplicación de técnicas de conservación de especies, podría
desaparecer. Esto, tendría un impacto negativo en la biodiversidad, cultura y
sociedad mexicana, puesto que es una de las especies endémicas de nuestro
país, existen polinizadores que se benefician del néctar de sus flores, además,
tiene un alto valor ornamental y forma parte de la economía local en los estados
de San Luis Potosí y Zacatecas. Por ello, es importante la aplicación de la técnica
de Cultivo de Tejidos Vegetales, para propiciar su propagación de manera
eficiente y evitar la pérdida de biodiversidad y riqueza mexicana.
2.4. Hipótesis
Si el ácido naftalenacético (ANA) promueve el desarrollo de raíz y callo, y la
citocinina Kinetina (K) promueve el desarrollo de tallo y hojas, entonces, a lo largo
del tiempo se esperaría que en los explantes de Mammillaria bocasana cultivados
in vitro, se desarrollara raíz y/o callo en los explantes en tratamientos con ANA y
tallo y/u hojas en los explantes desarrollados en medios de cultivo con
concentraciones exógenas de citocinina K.
3. Desarrollo
Material vegetal y lugar de realización del proyecto.
El material biológico estuvo constituido por un ejemplar de Mammillaria
bocasana, donado por el Jardín Botánico de la UNAM. Todas las etapas del
proyecto se llevaron a cabo en el laboratorio de Biología del Plantel.
Elaboración del medio de cultivo MS.
Se preparó medio MS al 100% de sus componentes orgánicos e inorgánicos
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disolviendo los stocks correspondientes con ayuda de un agitador magnético
(ver Anexo 1). Se agregaron 30 g/L de sacarosa, se dividió la solución principal
en 4 tratamientos con diferentes concentraciones de ANA y K (0/0, 0.5/0,
0.0/1.5, 0.5/1.5 mg/L), se ajustó el pH a 5.7 y se añadieron 8.5 g /L de agar
bacto. Posteriormente, los medios de cultivo se distribuyeron en 40 frascos de
vidrio con capacidad de 100 cm3 aproximadamente, se esterilizaron en el
autoclave a una presión de 15 lb/ in2 y a una temperatura de 121°C.
Desinfección de Mammillaria bocasana.
La cactácea fue sometida a oscuridad total durante una semana. Fue retirada
manualmente de una maceta con tierra, se le cortaron las raíces y espinas con
tijeras y se cepilló la base con un cepillo dental (Figura 3). Posteriormente, se
le hicieron tres lavados a la planta en un vaso de precipitados en agitación
constante. Primero con una solución jabonosa durante 20 minutos (Figura 4),
después con alcohol al 70% durante 2 minutos y finalmente con hipoclorito de
sodio al 30% durante 30 minutos. Posteriormente, se llevó a la campana de
flujo laminar, se hicieron tres enjuagues con agua destilada estéril durante 2
minutos y se colocó en una caja de Petri esterilizada.
Obtención de explantes.
Dentro de la campana de flujo laminar desinfectada previamente, se realizaron
2 cortes para seccionar la parte apical, media y basal de la planta (Figura 5). El
Figura 3. M. bocasana después
del corte de raíces y espinas.
Figura 4. Termino del lavado en
solución jabonosa.
10
resto de la raíz fue cortada con bisturí. Posteriormente se realizaron pequeños
cortes de cada región seccionada para obtener explantes de 1x1 cm
aproximadamente (Figura 6).
Siembra in vitro.
Por cada frasco con medio de cultivo, se colocaron 2 explantes (con una sola
excepción de 11 explantes pequeños) de la misma región de corte (apical,
media o basal).
Condiciones de incubación.
Todos los explantes fueron incubados a temperatura ambiente de 25°C ±2 y
fotoperiodo 16/8 luz/oscuridad.
Registro de resultados.
Cada 4 y 5 días, de forma alternada, se registraron las características de los
explantes, específicamente: Oxidación, con los valores de 0,1, 2 y 3 (nula, leve,
media y severa, respectivamente); deshidratación, con los valores de 0, 1 y 2
(nula, leve y alta); contaminación, registrando si estaba ausente o no y si era
bacteria u hongo; presencia o ausencia de raíz.
Desarrollo de explantes con hongos o bacterias.
Figura 5. 1) Zona apical, 2) zona
medial, 3) zona basal.
Figura 6. Dos explantes apicales en
un frasco con medio sin RCV.
11
La mayor parte de los explantes que presentaron contaminación por hongo o
bacteria, fue sometida a un lavado manual con agua corriente, un lavado con
jabón líquido durante 20 minutos, después con alcohol al 70% durante 2
minutos y finalmente con hipoclorito de sodio al 30% durante 30 minutos. Los
demás explantes fueron conservados para observar el desarrollo de hongo o
bacteria.
Posteriormente, en la campana de flujo laminar, cada explante se enjuagó con
agua destilada estéril y, en caso de que fuera necesario, se realizaron cortes
para retirar las zonas con hongo, luego el explante se introdujo a un nuevo
medio de cultivo con el mismo tratamiento en el que se encontraba.
A partir del día 26 se añadió la elaboración del stock del ácido ascórbico como
antioxidante y se realizó un baño con esta solución a los explantes que fuesen
desinfectados y puestos en nuevos medios de cultivo.
4. Resultados
Características de la cactácea.
El día en el que se obtuvieron los explantes, la
cactácea presentaba un fenotipo etiolado,
caracterizado por un tallo globoso alargado y
color pálido del mismo (Figura 7).
Obtención de explantes.
Del ejemplar de la especie Mammillaria
bocasana se obtuvieron 55 explantes de las
zonas apical, media y basal, 16, 23 y 16,
respectivamente. Fueron distribuidos en los 4
tratamientos de la siguiente forma (Tabla 1):
Figura 7. Mammillaria bocasana con fenotipo etiolado.
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Tabla 1. Distribución de los 55 explantes obtenidos de un ejemplar de Mammillaria
bocasana, en los 4 tratamientos con diferentes concentraciones de ANA/K.
Oxidación en explantes.
Se observó por la presencia de color rojo y/o marrón. Y fue evaluada de la
siguiente manera:
Explante con oxidación 0. Caracterizado por tener sólo el color rosa
característico de la parte interna de la planta (Figura 8-a).
Explante con oxidación 1. Con color rojo o rosa oscuro en menos de 1/3 del
explante (Figura 8-b).
Explante con oxidación 2. Colores rojos o marrones en mínimo 1/3 del
explante (Figura 8-c).
Explante con oxidación 3. Más de la mitad del explante con colores rojos a
marrones (Figura 8-d).
Figura 8. Explantes con diferentes niveles de oxidación, a) oxidación nivel 0, b)
oxidación nivel 1, c) oxidación nivel 2, d) oxidación nivel 3.
Tratamiento ANA/K (mg/L) Explantes
apicales
Explantes
mediales
Explantes
basales
Total
1 0/0 4 4 6 14
2 0.5/0 14 4 2 20
3 0/1.5 2 4 4 10
4 0.5/1.5 3 4 4 11
Total 16 23 16 55
13
De acuerdo al promedio de los datos de oxidación obtenidos durante 60 días en
los explantes de los 4 tratamientos se obtuvo la siguiente gráfica:
Figura 9. Gráfica de los valores promedio de oxidación de los explantes de
cada tratamiento.
En la gráfica anterior se observa que, en promedio, las oxidaciones más severas
se presentaron en los tratamientos con algunas concentraciones de citocininas
(Tratamiento 3 y 4). Además, es evidente que, a partir del día 26 existe una
disminución del nivel de oxidación promedio en los explantes del tratamiento 3
(0/1.5 mg/L) principalmente. A partir de ese día, los niveles de oxidación promedio
de todos los explantes no superaron el nivel 2 de oxidación.
Deshidratación en los explantes.
La deshidratación se caracterizó por la apariencia traslúcida de los explantes o
blanquecina. Se observaron 3 niveles de deshidratación, a los cuales se les
asignaron los valores de 0,1 y 2:
14
Nivel 0. Sin deshidratación o nula. Explante hinchado y verdes.
Nivel 1. Deshidratación leve. Menos de la mitad explante deshidratado.
Nivel 2. Deshidratación alta. Más de la mitad del explante deshidratado.
Figura 10. Explantes que representan los niveles de deshidratación registrados, a)
sin deshidratación, b) deshidratación leve, c) deshidratación alta.
Explantes de todos los tratamientos se deshidrataron. Sin embargo, como se
muestra en la figura 11 los más deshidratados fueron los correspondientes a
mayores concentraciones de citocinina K: tratamiento 3 y tratamiento 4. El
tratamiento en el cual los explantes se desarrollaron con menos deshidratación
promedio, fue el que no tenía reguladores de crecimiento vegetal añadidos.
Figura 11. Deshidratación promedio en explantes de Mammillaria bocasana.
15
Contaminación en los explantes
Las colonias de microorganismos como hongos y bacterias fueron apreciadas
desde los 8 y 15 días después del cultivo in vitro, respectivamente. Hubo
contaminación tanto en el medio de cultivo como en los explantes (Figuras 12 y
13).
Figura 12. Contaminación por colonias de hongos microscópicos, a la izquierda:
contaminación en medio y explante por hongo de color verde oscuro, a la derecha:
contaminación por hongo de color blanco.
Figura 13. Contaminación por colonias de bacterias, a la izquierda: bacteria de
color naranja, a la derecha: bacterias de color rosa.
Como se observa en la tabla de abajo (Tabla 2), en explantes de los cuatro
tratamientos hubo contaminación alguna vez durante los 60 días de registro,
siendo la contaminación solo por hongo presente en 61.81 % de los explantes
totales iniciales.
16
Tratamiento Hongo Bacteria Ambos Ninguno Total
1 11 - 1 2 14
2 9 - - 11 20
3 5 1 4 0 10
4 9 1 0 1 11
Total 34 2 5 14 55
Tabla 2. Registro de del tipo de contaminación de los 55 explantes en un periodo
de 60 días.
Desarrollo de raíz en explantes de Mammillaria bocasana. Únicamente 3 de
explantes de los 55 iniciales cultivados in vitro desarrollaron raíz. Las
características de estos explantes se observan en la siguiente tabla:
Zona de obtención de
explante
Tratamiento ANA /K
(mg/L)
Días
Transcurridos
Apical 0/0 43
Media 0/0 50
Apical 0.5/0 50
Tabla 3. Características de los explantes que desarrollaron raíz y número de día
de cultivo in vitro en el que se observó el desarrollo.
La primera raíz observada se desarrolló en un explante en medio de cultivo sin
RCV añadidos al medio y de la zona apical (Figura 14).
Las otras dos raíces, se desarrollaron en explantes de las zonas media y apical,
fueron apreciadas en el día 50 y corresponden al tratamiento 1 y 2,
respectivamente (Figura 15 y 16).
17
Debido a las graves contaminaciones, no todos los explantes pudieron
mantenerse en condiciones in vitro asépticas de forma permanente, así, después
de 60 días de cultivo in vitro, solo quedaron 27 explantes libres de
microorganismos, cuyas características se observan en la Tabla 4.
Figura 14. Raíces en explante del
tratamiento 1 (0/0 mg/L) de la zona apical.
Figura 15. Raíz en explante del
tratamiento 1 (0/0 mg/L), de la zona
media.
Figura 16 . Raíz desarrollada en una mamila de la
zona apical del tratamiento 2 (0.5/0 mg/L).
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Tratamiento ANA/K (mg/l) Explantes
apicales
Explantes
mediales
Explantes
basales
Total
1 0/0 3 2 1 6
2 0.5/0 13 2 0 15
3 0/1.5 2 3 0 5
4 0.5/1.5 0 1 0 1
Total 18 8 1 27
Tabla 4. Características y tratamiento en el que se desarrollaron los explantes sin
contaminación después de 60 días de cultivo in vitro.
5. Análisis e interpretación de resultados
La cactácea.
Es probable que la cactácea presentara un fenotipo etiolado porque las plantas, al
estar en un periodo de oscuridad, buscan la luz, por ello puede que se haya
alargado el tallo globoso. Por otra parte, el color pálido pudo haberse presentado
porque al estar en oscuridad, la producción de clorofila en la planta no fue
primordial.
Oxidación en los explantes.
La oxidación de los explantes pudo deberse a la oxidación de fenoles por parte de
la planta, provocada por el estrés mecánico al que fue sometida mediante los
cortes y lavados con jabón, alcohol e hipoclorito de sodio.
Por otra parte, la disminución en los niveles de oxidación en los explantes de
todos los tratamientos después de añadir baños de ácido ascórbico muestra que
éste sirve como antioxidante en los explantes de cultivo in vitro.
Deshidratación en los explantes.
La disminución del nivel interno de agua, visible en los explantes de todos los
19
tratamientos, principalmente en los del tratamiento 3 (0/1.5 mg/L) y tratamiento 4
(0.5/1.5 mg/L), pudo deberse a una alta concentración de sales del medio MS, la
cual, pudo haber provocado que el explante perdiera agua para igualar las
concentraciones de soluto con el medio externo. Cabe mencionar que la sacarosa
aumenta el potencial osmótico, por lo que es probable que el medio de cultivo
tuviera una relativa concentración alta de sacarosa (30 g/L) que provocara un flujo
de agua con mayor facilidad hacia el medio.
Contaminación en los explantes.
La contaminación en explantes indica que el ejemplar de Mammillaria bocasana
probablemente tenía microorganismos patógenos de forma endógena en sus
tejidos que encontraron un medio óptimo para desarrollarse en el Medio MS. La
contaminación en el medio pudo deberse a un mal manejo de las técnicas de
laboratorio, como la esterilización de los instrumentos en el cultivo in vitro o, del
medio MS.
Por otra parte, el hecho de que solo 1 explante basal de 16 iniciales se encontrara
libre de microorganismos después de 60 días, indica que la zona basal fue más
susceptible a contaminarse, lo cual es razonable si se considera que esta zona
era la más cercana al sustrato de la planta madre: una fuente de microorganismos
contaminantes como hongos y bacterias.
Desarrollo de raíz.
Es posible que los 2 explantes que desarrollaron raíz en un medio sin RCV,
hubieran tenido una concentración endógena alta de auxinas que favoreció el
desarrollo de raíz. En el caso del explante del tratamiento 2, éste pudo haber
desarrollado raíz debido a que tenía una concentración mayor de auxinas en el
medio en el que se encontraba (0.5 mg/L ANA).
Además, dos de los explantes formaban parte de los tejidos de la zona apical de la
planta madre, zona en la que se producen las auxinas de forma natural y
endógena, lo cual pudo impulsar aún más el enraizamiento.
20
6. Conclusiones
● La auxina ANA (ácido naftalenacético), en ausencia la citocinina K
(kinetina), es capaz de promover el desarrollo de raíz en explantes de
Mammillaria bocasana en una concentración de 0.5 mg/L.
● Los explantes de Mammillaria bocasana tienen auxinas de forma endógena
que permiten el desarrollo de raíz con concentraciones nulas de RCV
añadidos al medio de cultivo.
● El ácido ascórbico disminuye los niveles de oxidación en todos los
explantes, independientemente de la concentración de RCV, es decir,
funciona como antioxidante.
● El mejor tratamiento para el desarrollo de raíz fue el que no tenía RCV
añadidos.
● El desarrollo de raíz es más frecuente en la zona apical.
● Los explantes de la zona basal son más propensos a la contaminación por
hongo y por bacteria.
● El Cultivo de Tejidos Vegetales es una alternativa que, mediante su uso
correcto, podría ayudar a salvar especies que incluso estuvieran en peligro
de extinción, debido a lo rápido que se multiplican las células vegetales en
condiciones controladas.
Perspectivas
● La técnica aplicada es eficiente para la propagación in vitro de Mammillaria
bocasana, sin embargo, sería recomendable que se disminuyera el nivel de
sacarosa y de sales en el medio de cultivo MS, para evitar la deshidratación
de explantes.
● La metodología aplicada para la desinfección de la planta podría ser más
eficiente si se realizara con mayor intensidad en la zona basal. Por otro
lado, sería más eficiente si se aplicara un antimicótico u antibiótico que
evitara la contaminación por hongo y por bacteria en los explantes.
21
● Se espera que la información recabada por este proyecto experimental
influya en las siguientes generaciones también para que éstas aporten
conocimientos que, en conjunto, ayuden al desarrollo de la técnica de
propagación in vitro, en Mammillaria bocasana y en otras especies
importantes en la riqueza biológica mexicana.
7. Fuentes de información
Bibliografía y páginas Web consultadas
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2. Bravo-Hollis Helia, Sánchez-Mejorada Hernando. (1978). Las cactáceas de
México vol I Ciudad universitaria, México D.F pp. 84,3, 20
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6, pp.3-4.
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(amended version of 2013 assessment). The IUCN Red List of Threatened
Species 2017: e.T152492A121537161.
http://dx.doi.org/10.2305/IUCN.UK.2017-
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Guzmán, A. Jiménez-Rodríguez, M. Mata-Rosas y V.M. Chávez-Ávila,
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http://www.revista.unam.mx/vol.12/num1/art04/art04.pdf
22
8. Nabors, M. (2006). Introducción a la botánica. Madrid: Pearson.pp 268-275.
9. Ordóñez, M., (2003). Propagación in vitro de Mammillaria voburnensis
Scheer. Recuperado el 28 de noviembre de 2017. En:
http://biblioteca.usac.edu.gt/tesis/06/06_2162.pdf
10. Quiala, E., Montalvo, G. & Matos, J. (2004, diciembre). Empleo de la
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11. Rodríguez, C. (2006). Morfogénesis in vitro de nueve especies de interés
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12. Soria, D., López,A. & Olguín, L. (2013). Propagación in vitro de Mammillaria
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Nebraska-Lincoln Sitio web:
https://digitalcommons.unl.edu/cgi/viewcontent.cgi?article=1015&context=hi
dalgo
23
Anexo 1
Tabla 1. Nutrientes para preparar soluciones nutritivas (stocks) para preparar
Medio de Cultivo Murashige & Skoog.
Elemento Cantidad en gramos (g)
Macronutrientes (20x400)
(NH4)NO3 33
KNO3 38
MgSO4*7H20 7.9
KH2PO4 3.4
Calcio (20x400) CaCl*2H20 8.8
Micronutrientes (40x400)
MnSO4*H2O 0.6756
ZnSO4*7H2O 0.344
H3BO3 0.248
KI 0.0332
Na2MoO4*2H20 0.01
CuSO4*5H2O 0.001
CoCl2*6H2O 0.001
Hierro (20x400)
FeSO47H2O 0.556
Na2EDTA 0.746
Vitaminas(40x400)
Tiamina*HCl 0.004
Ácido nicotínico 0.02
Pirridoxina*HCl 0.02
Inositol (20x400) MyO Inositol 2
Aminoácidos (40x400) Glicina 0.08
Sacarosa (30g/l) Sacarosa 30
Agar Bacto (8.5g/l) Agar 8.5
Ácido ascórbico (200mg/l) Ácido ascórbico 0.2