Sara Cabrero de las Heras Andrea Llorente Pascual Diego Martín Sánchez Pablo Sangil Pérez Adriana Segovia Ramón

CRECIEMIENTO Y DESARROLLO PAPEL DEL PIB EN EL CRECIMIENTO DE LA

PLANTA

Fisiología Vegetal

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Índice:

1. Introducción……………………………………………………………………………… 1

2. Actividad enzimática…………………………………………………………………. 5

3. Transporte al núcleo y regulación……….…………………………………….. 10

4. Auxinas y Arabidopsis……………………………………………………………….. 15

Sara Cabrero de las Heras → Presentación Andrea Llorente Pascual → Transporte al núcleo y regulación Diego Martín Sánchez → Introducción Pablo Sangil Pérez → Auxinas y Arabidopsis Adriana Segovia Ramón → Actividad enzimática

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1. INTRODUCCIÓN

Los fitocromos (phy) es una familia de fotorreceptores con competencias en la

fotomorfogénesis que permiten optimizar el crecimiento y desarrollo.

Estudios demuestran que el fotorreceptor (cromoproteína que se encuentra en disolución en

el citosol) cuando es activado por la luz se transloca al interior del núcleo donde se une a un

receptor glucocorticoideo integrándole en un sistema proteico que interacciona con los

factores de transcripción (FIP3) unidos a los promotores de los genes que median las

fotorespuestas de la planta.

Esta familia de fotorreceptores tiene importantes funciones en la germinación de las plantas y

su correcto desarrollo.

Los estudios demuestran que la activación por la luz del phyB y la translocación al núcleo son

necesarios para su función biológica. Una translocación artificial de phyB no activado al núcleo

no induce respuesta alguna, del mismo modo que una retención en el citoplasma del phy

activado tampoco.

Los fitocromos (phy) son codificados por una pequeña familia de genes PHYA y PHYE en

Arabidopsis, phy son una cromoproteína soluble en el citosol compuesto por un cromóforo

unido a un polipéptido capaz de cambiar de conformación por excitación lumínica, dando las

formas Pr o Pfr. Luz roja convierte Pr en Pfr; la luz roja lejana Pfr en Pf. La activación por luz de

formas Pfr desencadena un proceso de señalización interna que induce alteraciones en la

expresión de genes de la fotomorfogénesis. El sistema proteico GR es un sistema muy utilizado

para el control de la señalización de proteínas núcleo-citoplasma en el núcleo.

Vamos a estudiar el efecto de la exposición a la luz roja continua en individuos mutantes para

GR, o para mutaciones en el compuesto PhyB:GR; GRB1, GRB2, en presencia o ausencia del

esteroide dextrametasona (Dx) comparando la elongación del hipocotilo y el área de los

cotiledones.

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Como vemos en las gráficas el phyB tiene competencias en cuanto a la elongación del

hipocotilo en repuesta a la luz roja, como vemos en ausencia de ella, oscuridad, (Dk) no se

aprecian diferencias, entre el control (WT) y los distintos mutantes, en exposición de la luz en

el mutante para GR vemos que su fenotipo no cambia, (ya que su unión phyB-GRmut da una

respuesta nula) sin embargo los mutantes para el compuesto phy-GR si experimentan

diferencias en la elongación ante la presencia o ausencia de Dx y su área de cotiledones como

nos muestra la gráfica A, B y C respectivamente.

La grafica E nos muestra la curva de dependencia que tiene cada mutante de Dx para

desarrollar un crecimiento normal del hipocotilo.

En vista de los resultados podemos deducir que el phyB tiene competencias en un buen

desarrollo de la planta, en concreto frente a la respuesta de la luz frenando la elongación del

hipocotilo y aumentando el área de cotiledones.

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Debido a la fotolabilidad del fitocromo A sugiere que interfiere en las transiciones de oscuridad

a la luz como son las que ocurren durante la germinación de la semilla bajo tierra o en los

ciclos de noche-día. Mientras que el fitocromo B por su fotoestabilidad interviene en los

procesos regulados por luz roja / luz roja lejana.

Los estudios se realizaron en Arabidopsis y se centraron en la elongación del hipocotilo en

individuos mutantes para uno u otro fitocromo. La germinación reversible parece mediada por

los fitocromos A y B, de modo que el phy A se activa en luz roja lejana y oscuridad, promueve

la germinación y crecimiento de la planta, dando un fenotipo hipocotilo alargado pero carente

de clorofilas, color amarillento y sin desarrollo de los cotiledones y el phy B se activa con la luz

roja y frena esa elongación para dar paso al desarrollo de clorofilas y los cotiledones.

De lo que podemos deducir que solo hace falta un pulso de RL para desactivar las formas Pfr

activas del fitocromo.

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2. ACTIVIDAD ENZIMÁTICA

Modos de acción de los Fitocromos

La actividad quinásica de los fitocromos es capaz de bloquear una vía de traducción de señales

para alterar el crecimiento y desarrollo de la planta: respuestas tempranas incluyen

alteraciones en los niveles intracelulares de calcio y calmodulina, y activación de proteínas G y

GMPs cíclicos. Estas repuestas tempranas pueden activar la expresión de factores de

trascripción como Hy5, un factor tipo b-Zip (domino básico con un cierre de leucina).

Mutaciones en Hy5 de Arabidopsis (hy5) tienen hipocotilos alargados, un fenotipo parecido a

los mutantes en fitocromo. Estudios moleculares han mostrado que los niveles de proteína

HY5 están regulados negativamente por la proteína COP1. Cuando plantas están crecidas en

oscuridad, COP1 está ubicado en el núcleo donde se une a HY5, y se lleva a esta proteína al

proteosoma para su degradación. En cambio, en la presencia de luz, COP1 está ubicado en el

citosol, así los niveles de HY5 en el núcleo están aumentados y pueden activar la expresión de

genes río abajo de HY5.

Actuación del fitocromo a través de rutas de transducción de la señal

Se ha demostrado que la señalización implica diferentes mecanismos que incluyen proteínas G,

Ca+ y fosforilación:

- Las proteínas G y el Ca+: las rutas que incluyen proteínas G están generalmente

asociados a membrana, tienen tres subunidades diferentes y una de ellas una GDP o

GTP. Su hidrólisis es fundamental para la regulación de la proteína G. después de la

etapa de las proteínas G, hay al menos dos rutas de ramificación. Una de las rutas (la

expresión génica y el desarrollo del cloroplasto) requiere calcio y calmodulina; la otra

(la síntesis de antocianinas) es independiente de calcio.

Las rutas ramificadas, asimismo, se pueden distinguir por los elementos reguladores y

los intermediarios de señalización. Estudios recientes han demostrado que el GMPc

puede actuar como segundo mensajero en la acción del fitocromo. Sin embargo la

participación de las proteínas G en el fitocromo es todavía controvertida, muchos

genes clave no se han identificado todavía en los genomas vegetales y los niveles de

GMPc en plantas son muy pequeños.

- Fosforilación: la implicación de la fosforilación en la acción del fitocromo se ha

comprobado a partir de la regulación de la fosforilación proteica por la luz del rojo y

por la unión de factores de transcripción a los promotores de genes regulados por el

fitocromo.

- Quinasas: son enzimas que tienen la capacidad de transferir grupos fosfato desde el

ATP a aminoácidos como la serina o la tirosina o bien a otras proteínas. Las quinasas

son frecuentes en las rutas de transducción de la señal en las que la adición o

eliminación de grupos fosfato regula la actividad de la enzima.

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Hoy en día se sabe que el fitocromo es una proteína quinasa. Los fitocromos bacterianos son

histidinas quinasas dependientes de luz que funcionan como sensores proteicos que fosforilan

a las correspondientes proteínas reguladoras de la respuesta. En plantas superiores son

serinas/treoninas quinasas

Una posible diana es la proteína citosólica llamada llamada sustrato 1 de la proteína quinasa o

PKS1 que puede aceptar un fosfato de phyA. La fosforilación se produce sobre serinas y con

menos frecuencia sobre treoninas. PKS1 Puede funcionar regulando negativamente los efectos

mediados por phyB.

Otra proteína quinasa asociada con el fitocromo es la nucleósido difosfato quinasa 2 o NPK2.

Se ha encontrado que el fitocromo A interacciona con esta proteína y duplica la actividad

quinasa cuando está en forma Pfr. Como NPK2 se encuentra tanto en el núcleo como en el

citosol, la localización principal del sitio de acción no está clara.

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La siguiente figura muestra las interacciones de ambos fitocromos, phy A y phy B en el interior

de la célula:

Complejos purificados de Fitocromo B (phyB) fueron examinados antes y después de

tratamientos de luz, examinaron la fosforilación de phyB y determinaron que phyB posee una

región 23 aminoácidos, el cluster de modulación de señales por fosforilación (PCSM), en su

extremo N terminal de señalización. PCSM es fosforilado en múltiples aminoácidos cuando las

plantas están expuestas a la luz. Además de serinas y treoninas, PCSM contiene una

fosfotirosina, Y104, cuya fosforilación dependiente de la luz resulta en una pérdida de fuerza

de unión de phyB a PIF3. Los datos sugieren que la fosforilación de la tirosina 104, un residuo

conservado en fitocromos de algas a plantas superiores, es un mecanismo regulador

fundamental para atenuar la señalización de phyB.

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La fosforilación del fitocromo se ha propuesto como un mecanismo adicional para atenuar la

señalización. Hace 30 años, se informó que en Avena sativa purificada (avena) phyA es una

fosfoproteína y los principales residuos fosforilados son serinas (S8, S18 y S599). Estos estudios

fueron más tarde confirmados en vivo para S8 y S599. S8 es constitutivamente fosforilado,

considerando que es fosforilado S599 en una forma dependiente de la luz. Además, se informó

que un dominio N-terminal rico en serina, que incluye S8, regula la respuesta a la luz y la

localización del phyA. Finalmente, una mutación en phyA (phyAS599A), que no puede ser

modificado por la luz, es hipersensible a la luz y la fosforilación constitutiva en S599 interfiere

con la interacción del phyA con PIF3. Estos estudios sugieren que la fosforilación de S599

regula negativamente en avena a phyA interfiriendo con unión al compañero de la

señalización. Además, avena phyA puede interactuar con proteínas fosfatasas (FyPPs, PAPP5 y

PAPP2C), que realzan la señalización del fitocromo a través de la desfosforilación de

fosfoserinas.

La siguiente figura muestra:

(A) El extremo N terminal se ha separado en cuatro regiones o dominios denominados N,

PLD, GAF y PHY. Dos dominios PAS y dominios histidina kinasa conectados se localizan

en el extremo C terminal. El grafico describe la predicción de fosforilación por un

análisis de espectrometría de masas antes y después de un tratamiento con luz blanca.

Las cajas grises indican el grado de fosforilación dependiente de luz del cluster en el

extremo N terminal.

(B) Comparación del motivo PCSM en fitocromos de varias especies. El alineamiento de las

secuencias fue calculado con el software ClustalW. Las cajas grises indican los

fitocromos bacterianos.

Cabe destacar la coincidencia en la secuencia entre los fitocromos de diferentes especies en

los residuos 84-86, 89-91, 104 y 106 del complejo PCSM.

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3. TRANSPORTE AL NÚCLEO Y REGULACIÓN

Fotomorfogénesis

Proceso mediante el cual las plantas son capaces de captar la luz del medio externo a

diferentes longitudes de onda para que estas señales luminosas generen cambios fisiológicos

en las mismas que afectan directamente al crecimiento, desarrollo y diferenciación vegetal de

manera independiente a la fotosíntesis.

La luz efectiva que produce estos efectos fotomorfogénicos en las plantas abarca la zona del

espectro electromagnético comprendida entre los 280-800 nm, donde se incluye la

denominada luz visible (400-700 nm).

Las estructuras encargadas de captar estas señales luminosas son los fotorreceptores, que dan

información a la planta sobre la cantidad, calidad, dirección y fotoperiodicidad de la luz

captada.

Las plantas poseen diversos tipos de fotorreceptores para captar las diferentes longitudes de

onda de la luz:

Receptores de la luz UV-B (280-320 nm).

Criptocromos, receptores de la luz UV-A (320-390

nm) y la luz azul (400-500 nm).

Fitocromos, receptores de la luz roja (R) y roja

lejana (RL) (600-800 nm).

Entre las principales respuestas fotomorfogénicas

generadas por los efectos de la luz, cabe destacar:

germinación de semillas (en semillas fotosensibles),

desetiolación (desarrollo de la planta tras el nacimiento de

la semilla en oscuridad), fototropismo, adaptación de la

capacidad fotosintética a la intensidad lumínica, floración,

síndrome de “huida de la sombra”, etc.

Los fitocromos son proteínas constituidas por dos

subunidades, cada subunidad consta de un dominio amino terminal, al que se une un

cromóforo responsable de la absroción de luz y de un dominio carboxilo terminal. En el

extremo amino terminal distinguimos un dominio liasa bilidina (BLD) y un dominio phy que

permite la estabilización de la forma metabólicamente menos estable del fitocromo que es la

forma Pfr. En el dominio carboxilo distinguimos el nucleo, las regiones PAS1 y PAS2 y la región

DHQ (dominio histidina quinasa). Finalmente, aparecen las regiones NLS, localizadas en las

PAS, que son secuencias de localización nuclear. Cuando quedan expuestas, dirigen la forma

activa Pfr desde el citosol al núcleo celular. En la forma inactiva Pr no están expuestas y no

pueden hacer eso. El dominio C-Terminal, que en plantas es treonina quinasa, es esencial para

la autofosforilación.

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Los fitocromos son fotorreceptores de rojo y rojo lejano que regulan el crecimiento y

desarrollo de plantas en respuesta a las señales de luz ambiental. Los fitocromos se pueden

encontrar en dos estados conformacionales, una forma inactiva Pr que se localiza en el

citoplasma y absorbe mayoritariamente luz roja y una forma activa Pfr que se localiza

preferentemente en el núcleo y absorbe mayoritariamente luz roja lejana. Ambas formas son

interconvertibles entre sí de modo reversible por absorción de luz. Así la forma Pr se trasforma

en la forma activa Pfr por absorción de luz roja, mientras que la absorción de luz roja lejana

por la forma Pfr la transforma de nuevo en la forma inactiva Pr. Uno de los grandes avances en

el estudio de este fotorreceptor fue el identificar la presencia de diversas formas moleculares

de fitocromos en plantas. En concreto numerosos trabajos fueron desarrollados en la planta

modelo Arabidopsis thaliana, donde se demostró la presencia de hasta cinco fitocromos

distintos (denominados fitocromos A-E) codificados por una pequeña familia de genes

divergentes. PhyB es el responsable de de mediar las respuestas a respuestas a alta irradiancia

(HIR) y de clásica respuesta reversible R:FR de baja fluencia durante la fotomorfogénesis

Regulación del fitocromo B

Mediante estudios con Arabidopsis, se ha demostrado

que el dominio PAS::C-terminal ( PRD ) es necesario y

suficiente para la importación nuclear de phyB y que se

requiere todo el extremo C terminal para la localización

del cuerpo nuclear. También se ha visto que el dominio

liasa bilina (BLD) del extremo N-terminal y el dominio

PHY interactúan directamente con el dominio PRD de

manera dependiente de luz. Estudios de localización in

vivo indican que el dominio BLD -PHY es suficiente para

regular la acumulación nuclear de phyB . Para la

localización nuclear de phyB, los estudios sugieren un

mecanismo molecular en el que la señal de localización

nuclear en el PRD está enmascarada por la interacción

con los dominios de unión del cromóforo-PHYB y

desenmascarado por cambios conformacionales

dependientes de luz.

El dominio PAS es necesario y suficiente para la

localización nuclear de phyB

Tanto la importación nuclear como la

localización del cuerpo nuclear de phyB son

reversibles por luz roja/luz roja lejana. Sin

embargo , cuando el extremo N terminal de

phyB y el extremo C terminal se expresan por

separado como la proteína fluorescente verde

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(GFP), los fragmentos N–terminal se acumulan principalmente en el citoplasma , mientras que

los fragmentos C-terminales se localizan de forma constitutiva en el cuerpo nuclear sin

importar las condiciones de luz. Estos resultados sugieren que el C- terminal contiene señales

tanto para la importación nuclear como para la localización del cuerpo nuclear. Para

identificar las secuencias implicadas en la importación y localización nuclear, se generó una

serie de fragmentos del extremo C terminal fusionados con la proteína fluorescente amarilla

(YFP). Los resultados pusieron de manifiesto que

PRD localiza el núcleo, pero no aísla en compartimentos el cuerpo nuclear.

HKRD localiza el citoplasma.

La fusión de una señal de localización nuclear (NLS) con el C terminal de HKRD::YFP

localiza el núcleo ; Sin embargo , no localiza el cuerpo nuclear.

Por tanto, concluimos con que HKRD no es suficiente para la localización del cuepro nuclear

del phyB y que tanto el HKRD como PRD se requieren para la localización de phyB en el cuerpo

nuclear.

Para analizar la señal de localización nuclear dentro del PRD, se generó un fragmento C-

terminal que carece del subdominio PAS-A. Se obtuvo que se localizaba en puntos

citoplasmáticos por lo que este resultado indica que el PAS -A se requiere (Per- Arnt -Sim ) para

la importación nuclear de phyB . Para examinar si PAS - A es suficiente para la importación

nuclear del phyB, fusionamos PAS-A con glucuronidasa (GUS) y YFP. PAS-A::GUS::YFP también

se localiza en puntos citoplasmáticos. Por lo que tanto el PAS-A como el PAS- B se requieren

para formar la señal de localización nuclear. Alternativamente, es posible que la supresión de

PAS- A conduce a la inestabilidad y mal plegamiento del PRD; lo que impide que la señal de

localización nuclear sea expuesta. En cualquier caso, tanto el PAS-A como el PAS-B son

necesarias para la integridad de la señal de localización nuclear en el PRD.

El N y C Terminal del phyB interactuan directamente de forma regulada por luz

Debido a que la localización del cuerpo nuclear del phyB está regulada por luz, partimos de la

hipótesis de que los dominios N-terminales de PHYB deben ser capaces de influir en las señales

de localización del extremo C-terminal a través de cambios dinámicos, dependientes de luz.

Una hipótesis para su regulación es que las señales de localización nuclear del extremo C-

terminal se enmascaren físicamente por los dominios N-terminal y la exposición de estas

señales sea un mecanismo dependiente de luz.

Para probar esta hipótesis, se utilizó el sistema doble híbrido de levadura que es una técnica

que permite identificar proteínas que interaccionan in vivo con una proteína utilizada como

«anzuelo», utilizando levaduras como sistema celular. De esta forma se probaría si los

extremos N y C -terminales de phyB interactúanentre sí y si las formas Pr o Pfr del N terminal

tienen diferentes afinidades de unión con el extremo C-terminal.

Los resultados sugirieron que los extremos N y C terminales interactuaron con fuerza en la

oscuridad, momento en el que el N terminal se encuentra en la forma Pr. Cuando el mismo

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ensayo se llevó a cabo a la luz roja, lo que convierte a Pr en Pfr, la interacción fue más débil

que en la oscuridad. Por lo tanto, el extremo N terminal interactúa con el C terminal y la

activación por la luz a la forma Pfr debilita esta interacción. Con luz roja lejana, la interacción

fue ligeramente más débil que en la oscuridad. Esto podría ser debido al hecho de que una

pequeña fracción de phyB esta en forma Pfr bajo la acción de la luz roja lejana.

Para confirmar aún más la interacción entre los extremos N y C terminal dependientes de luz

roja/ luz roja lejana, se realizaron otros ensayos con E.coli y los resultados mostraron que el

extremo C-terminal interactuó con la forma Pr del extremo N-terminal con tanta fuerza como

con su forma Pfr.

La interacción entre el extremo N y C terminal compromete

principalmente los Dominios BLD- PHY y PRD

Para investigar el papel del PRD en la interacción intramolecular

entre el extremo N y C terminal de phyB, hemos probado PRD y

HKRD por separado con el extremo N terminal. Debido a que la

forma Pr del extremo N-terminal de phyB interactúa con el extremo C terminal con una

afinidad más alta que la forma Pfr, los ensayos de doble híbrido de levadura se realizaron en

oscuridad, para que el PhyB esté en la forma Pr. PRD interactuó fuertemente con el extremo N

terminal de phyB, mientras que la interacción entre el HKRD y extremo N-terminal de era más

debil. Por otra parte, el propio PRD también interactuó con la forma Pr con una afinidad mayor

que con la forma Pfr. Estos resultados indican que el extremos N terminal interactúa con el

extremo C terminal en gran medida a través del PRD. Para determinar la región N -terminal

precisa que es responsable de la interacción regulada por luz entre los dominios N- y C-

terminal, hemos realizado ensayos in vitro con E.coli. Los resultados sugieren que el dominio

Bilina liasa (BLD) y el subdominio PHY (fitocromo apoproteína) del extremo N terminal de phyB

son suficientes para la interacción con el extremo C terminal.

Los subdominios BLD- PHY son suficientes para regular la importación nuclear de phyB

Si la interacción entre los extremos N y C terminal es el mecanismo subyacente que rige la

exposición regulada por luz de la señal de localización nuclear en el PDR, la región que

contiene los subdominios BLD y PHY deben ser suficientes para regular la localización nuclear

de manera dependiente de luz.

Se realizaron unos experimentos con las proteínas PBC, PB_75 y PB_226 que sugieren que en

la oscuridad, la mayoría de las proteínas PBC se localizan en el citoplasma, y a la luz roja las

proteínas PBC se acumulan en el núcleo.

PB_75 mostró patrones de localización similares a las de la las proteínas PBC en la

oscuridad, sin embargo, a la luz roja, las proteínas PB_75 se acumula en el nucleo pero

no localiza los cuerpos nucleares.

Este resultado sugiere que el dominio P1 es crítico para la localización del cuerpo

nuclear pero no es necesario para la acumulación nuclear de phyB.

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Cuando se eliminaron tanto los dominios P1 y P2, las proteínas PB_226 también

mostraron localización citoplasmática predominante en la oscuridad y nuclear a la luz

roja.

Por lo que los patrones de localización de PB_226 demuestran que los dominios BLD y P4 son

suficientes para regular la importación nuclear de phyB de una manera dependiente de luz y

que ni PB_75 ni PB_226 son funcionales a pesar de su localización nuclear en presencia de luz

roja.

En conjunto, estos datos proporcionan nuevas evidencias para apoyar un modelo de

desenmascaramiento de la secuencia de localización nuclear por luz. En la forma Pr, la señal de

localización celular en el PRD se enmascara a través de interacciones directas con los

subdominios BLD y PHY del extremo N-

terminal. En la forma Pfr, el reordenamiento

estructural en BLD y PHY conducen a

interacciones más débiles con el PRD, lo que

permite la exposición de la señal de

localización celular. Es posible que la

interacción entre los extremos N y C

terminales se produzca a través de una

interacción intermolecular entre

monómeros en el homodímero. Los cambios

conformacionales del fitocromo en los

estados Pfr y Pr también pueden ser

importantes para regular la topografía del

extremo N-terminal de phyB y sus

afinidades de unión a otras moléculas de

señalización, tales como PIF3. A través de

este mecanismo, la regulación de la

localización y señalización del fitocromo

está directamente vinculado a las señales de

luz ambiental.

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4. AUXINAS Y ARABIDOPSIS

Las auxinas son un tipo de hormonas vegetales implicadas en la regulación de aspectos del

desarrollo y el crecimiento de las plantas. Son una familia de hormonas en la cual la forma

predominante es el ácido indolacético, (IAA abreviado). Existen además otras formas naturales

de la auxina como el ácido fenilacético (PAA) o el ácido indol butírico (IBA).

Síntesis de Auxinas:

Las auxinas son hormonas que se encuentran localizadas en todos los tejidos de la planta,

aunque siempre aparecen en mayor concentración en aquellos lugares que se encuentran en

crecimiento. La síntesis de IAA ocurre principalmente den meristemos apicales, hojas jóvenes y

frutos. En plántulas jóvenes de arabidopsis se ha visto que la síntesis de IAA predomina en

hojas, cotiledones y raíces, siendo las hojas jóvenes las que presentan mayor capacidad para

sintetizar la hormona.

Es sabido que las plantas utilizan varias rutas para sintetizar las auxinas, aunque ninguna de

ellas se conoce hasta el punto de detallar intermediarios y enzimas que intervienen. De todas

formas, mediante evidencias obtenidas de trabajar identificando los posibles intermediarios,

viendo la actividad biológica de los mismos e identificando algunas enzimas capaces de

convertir algunos de estos intermediarios en IAA, se ha sabido que existen dos rutas

principales en la síntesis de la auxina. La primera y más importante de ellas es dependiente de

triptófano, la otra es independiente de él. La ruta más detallada de ambas es la que incorpora

el triptófano (…)

Transporte de Auxinas en Arabidopsis:

El ápice de los tallos es el lugar donde se sintetizan mayor número de auxinas. Aunque hay

objeciones a ésta teoría que proponen que la IAA presente en tallos aéreos sería transportada

desde las semillas vía xilema, pero no se tiene muy en cuenta debido a la capacidad que

presentan los coleoptilos en crecimiento para sintetizar IAA (a partir de triptófano) aun

habiendo sido decapitados.

Las auxinas han sido detectadas en multitud de tejidos además de las zonas en crecimiento, se

ha visto en el cambium, en el xilema y en el floema. Es sabido que el cambium puede sintetizar

IAA a partir del triptófano liberado de células del xilema que entran en diferenciación. Esta

capacidad de síntesis de IAA es mayor en tallos y hojas jóvenes: La cantidad de auxina está

directamente relacionada con la edad del tejido, aunque también pueden localizarse grandes

cantidades en tejidos adultos que han sufrido una lesión (este aumento de la hormona viene

precedido de una aumento en la síntesis de precursores de triptófano en los lugares en los que

se ha producido la rotura). Aun así, y por lo general, los tejidos jóvenes en estado de

crecimiento son más proclives a la síntesis de la hormona.

Las semillas en desarrollo también son una fuente importante de auxinas, Se han encontrado

niveles elevados de auxina en semillas de arabidopsis en estado previo a la maduración. En los

frutos, el contenido de IAA tiende a aumentar después de producirse la polinización.

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Ensayos realizados con bloqueadores del transporte y con mutantes de arabidopsis han

demostrado que el transporte de auxinas es necesario para el desarrollo normal de la planta

(tanto a nivel radicular como vascular y embrionario). El transporte de auxinas es complejo y

está regulado por la acción de varias enzimas:

El IAA es sintetizado principalmente en el ápice de las yemas y es transportado hacia la raíz a

través de células parenquimáticas asociadas al tejido vascular. El transporte de auxinas es

polar y, por lo tanto, dependiente de energía, aunque la mayor parte de las auxinas

sintetizadas en las hojas es transportada de forma pasiva y apolar a través del floema. En el

hipotético caso de que la auxina hubiera sido aplicada de forma exógena, la hormona seria

absorbida por el tejido y sería transportada al parénquima vascular.

La velocidad de transporte es independiente de la longitud del tallo y de su concentración.

Pero si es variable con la edad, el transporte de esta hormona es mayor en plántulas jóvenes

que en ejemplares adultos.

Efectos Fisiológicos de las Auxinas:

- Crecimiento y formación de raíces: Debido a que las auxinas influencian tanto la

división como el crecimiento y la diferenciación celular. Las auxinas están implicadas

en muchos procesos del desarrollo (en algunos de ellos interactúa con otras hormas

como las citocininas).

Una de las principales características de la enzima es su capacidad para regular el

desarrollo radicular de la planta. Mientras las auxinas estimulan el crecimiento de

tallos y coleoptilos, inhiben el crecimiento de la raíz primaria, pero al mismo tiempo

están estimulando la formación de raíces secundarias.

La concentración a la cual sucede este proceso es alrededor de 10-6M y 10-5M, está

concentración es óptima en tallos y yemas axilares pero es excesivamente elevada

para elementos como la raíz, por lo que su crecimiento se retarda. A niveles menores

de 10-9M el desarrollo de la raíz seria el óptimo.

- Regulación de tropismos: Los tropismos son movimientos de crecimiento direccional

que suceden en respuesta a un estímulo (casi siempre también direccional). El efecto

de las auxinas sobre el crecimiento es importante para controlar los tropismos. De

ellos dependen las curvaturas, giros o inclinaciones que puede realizar el tallo durante

su elongación. Existen varios tipos de tropismos, de todos ellos el más importante y el

que vamos a tratar es el fototropismo.

En el caso de las auxinas afectadas por fototropismos, la auxina (producida en el apice)

es transportada hacia el lateral (lado sombreado) en lugar de a la base de la planta.

Existen unas proteínas fotorreceptoras llamadas fitocromos que intervienen en la

regulación de la acción de las auxinas en función de la cantidad de luz, su longitud de

onda y la cantidad de hormona. (*)

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- Dominancia apical: La distribución en gradiente de la auxina (desde el apice hasta la

base de la planta) reprime el desarrollo de los brotes o yemas axilares laterales a lo

largo del tallo, manteniendo así la llamada dominancia apical.

- Abscisión de órganos: Las auxinas presentan un efecto negativo sobre la abcision de

los órganos de la planta, retardando su caída o envejecimiento (especialmente en

hojas).El movimiento de la auxina hacia la base del peciolo previene la caída

inhibiendo la acción del etileno (otra hormona vegetal).

- Desarrollo de flores y frutos: Las plantas que son tratadas con inhibidores del

transporte de auxinas o las plantas mutantes que muestran algún defecto en los genes

implicados en la síntesis de auxinas presentan deformidades en las inflorescencias y en

la estructura floral y del fruto.

- Diferenciación vascular: Las auxinas controlan la división vascular en el cambium,

donde ocurre la diferenciación de las células que darán lugar al tejido vascular. Su

mayor acción se localiza en la diferenciación de los elementos del xilema, el número de

elementos del xilema que se forman es directamente proporcional a la cantidad de

auxina presente.

Mecanismo de acción del crecimiento mediado por auxinas:

Las auxinas promueven el crecimiento de las plantas principalmente por un aumento de la

expansión celular. De acuerdo con la hipótesis del “efecto ácido” sobre el crecimiento, las

auxinas estimulan la actividad de la bomba de protones (H+-ATPasa) localizada en la membrana

plasmática a través de dos mecanismos: activación de las bombas preexistentes y por

inducción de síntesis de nuevas H+-ATPasas. La extracción de protones hacia la pared celular

genera una reducción del pH (acidificación) lo que a su vez activaría proteínas que rompen

enlaces de hidrógeno entre los constituyentes de la pared. Los candidatos más probables para

este papel inicial son las expansinas, proteínas de pared que favorecerían inicialmente a la

plasticidad de la célula. Otras enzimas hidrolíticas actuarían posteriormente y la célula crecería

como resultado de la presión de turgor generada por la vacuola y por el depósito de nuevos

materiales, cuya síntesis y transporte también parecen ser regulados por auxinas. Las auxinas

también inducen la síntesis de giberelinas, hormonas que promueven el crecimiento del tallo,

por lo que las auxinas también estimularían el crecimiento en forma indirecta.

Conclusión general de la acción de las auxinas en arabidopsis:

Las Auxinas son las fitohormonas responsables del crecimiento y tropismos. Además participan

en una gran variedad de fenómenos dentro de la planta. Así en el desarrollo del fruto es

consecuencia de la liberación de auxinas por la semilla. De hecho muchos cultivadores inducen

el desarrollo del fruto en flores no polinizadas (frutos partenocárpicos) mediante la aplicación

de auxinas a las flores. Otro fenómeno gobernado por las auxinas es la dominancia apical o

Fisiología Vegetal

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inhibición del desarrollo de las yemas laterales por la yema apical. Este hecho parece estar

producido por el transporte descendente de auxina. La caída de las hojas y frutos, así como la

iniciación de la raíz, también parece ser gobernada por las auxinas. En el primer caso se ha

observado que demora su desprendimiento, mientras que en el segundo estimulan la

aparición de raíces, como es el caso de las raíces adventicias. Como vemos el abanico de

procesos gobernados por las auxinas es muy variado. Sin embargo, su mecanismo de acción no

se conoce con certeza.

Las auxinas son las hormonas vegetales que se encargan del crecimiento meristemático de la

planta y es fácil de observar que un vegetal no crece en línea recta durante todo el desarrollo.

Esto se debe a que las auxinas responden a señales enviadas por los fitocromos (proteínas

fotorreceptoras especialmente sensible a la región roja del espectro visible). Estas señales

vienen dadas como respuestas a cambios en el entorno de la planta, como puede ser una

insolación prolongada o que una planta competidora le esté dando sombra. Los fitocromos,

ante estas situaciones actúan sobre las auxinas cambiando su disposición en el meristemo

apical en crecimiento, de forma que si antes se disponían uniformemente en todo el ápice,

ahora su concentración es mayor en uno de los lados del ápice, por lo que el crecimiento se

orientará hacia el lugar en el que la concentración de auxinas sea mayor, dando como

resultado un escorzo en la dirección del crecimiento natural de la planta.