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Revista ElectrónicaS e p t i e m b r e 2 0 1 1 3

ANIMALESEXOTICOSÓ

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ANIMALESEXOTICOSÓ

Revista ElectrónicaNúmero 2 / Volúmen 1S e p t i e m b r e 2 0 1 1 3

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I N D I C E

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ANIMALES ACUÁTICOSReproducción de Delfines Nariz de Botella Tursiops truncatus Bajo Cuidado Humano

ANIMALES DE ZOOLÓGICOMedicina Básica de Felinos no DomésticosTaxonomía, Alojamiento y Nutrición

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ANIMALES ACUÁTICOSAspectos Reproductivos en Delfines Nariz de Botella en Cautiverio

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I N D I C E

ANIMALES ACUÁTICOSMedicina, Manejo e Investigación en Animales Acuáticos:Una Década Más Tarde 8

ANIMALES ACUÁTICOSInseminación Artificial, Criopreservación y Sexado de Semen de Delfín Nariz de Botella (Tursiops truncatus) 48ANIMALES DE ZOOLÓGICOProyecto Global de Evaluación de Salud en Simios Grandes y Menores en Dos Zoológicos Mexicanos (Zoo León, León, Guanajuato y Zoológico Benito Juárez, Morelia, Michoacán) 62

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C O N T E N I D O

Dirección EditorialMVZ MC Enrique Yarto Jaramillo

Diseño GráficoYancui Diseño S. de R.L. de C.V.

Dirección de ArteDG Beatriz Zorrilla Garza

Traducción y EdiciónMVZ Enrique Yarto Jaramillo

Relaciones Públicas y VentasMVZ Clemente Vázquez Sánchez

Consejo EditorialDra. Dulce María Brousset Hernández-JáureguiDra. Rosalía Pastor NietoDr. Gerardo Suzán AzpiriRoberto Aguilar Fisher, DVMCarlos Sánchez Domínguez, DVM, MSc (Wild Animal Health)

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C O N T E N I D O

Opiniones y Sugerenciascontacto@remevet.com

REVISIÓN MÉDICA ANIMALES EXÓTICOS Y DE ZOOLÓGICO

es posible gracias a YANCUI DISEÑO S. DE R.L. DE C.V.

REVISIÓN MÉDICA ANIMALES EXÓTICOS Y DE ZOOLÓGICO es una publicación independiente creada para la educación continua de los médicos veterinarios especialistas en pequeñas especies e interesa-dos en el área.

REVISIÓN MÉDICA ANIMALES EXÓTICOS Y DE ZOOLÓGICO es una revista electrónica trimestral publicada y editada por Yancui Diseño. Editor responsable: MVZ MC Enrique Yarto Jaramillo.Registro en el Instituto Nacional de Derechos de Autor de la Secretaría de Educación Pública en trámite.Domicilio de la Publicación: Nogal 226, Colonia Privada Valle Alto, Monterrey, N.L., C.P. 64989, T. (81)81040552.Prohibida su reproducción total o parcial bajo cualquier forma o método electrónico, mecánico, fotográfico, etc. sin la autorización por escrito del editor. Los conceptos vertidos en sus páginas de ningúna manera expresan el punto de vista de sus editores y son los autores los únicos responsables del contenido de sus propios artículos.

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A N I M A L E S A C U Á T I C O S

Medicina, Manejo e Investigación en Animales Acuáticos:Una Década Más Tarde

MVZ Mc Enrique Yarto JaramilloInstituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IM-FAC, SC) / Méxicoeyarto@imfac.net / eyarto33@hotmail.com

1er. Taller Veterinario Latinoamericano de Mamíferos MarinosORGANIZADO POR: Instituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IMFAC, SC) dentro de la 42ava Conferencia de la International Association of Aquatic Animal Medicine (IAAAM)Las Vegas, NV, mayo 7 del 2011COORDINACIÓN: MVZ, MC ENRIQUE YARTO JARAMILLOPRESIDENTE IMFAC

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Introducción

La medicina veterinaria de mamíferos marinos en cautiverio ha sufri-do una interesante transformación en las últimas décadas en todo el mundo, pero con mayor énfasis en los países latinoamericanos.

Anteriormente, en varios países de América Latina este grupo ani-mal era considerado solo un recurso importante para entrenamien-to y presentación de espectáculos, y por ende la participación de los médicos veterinarios en este campo se relacionaba básicamente con el manejo y la medicina preventiva en el mejor de los casos.

Por esta razón, la investigación en cualquier área de medicina interna, reproducción, nutrición o enfermedades infecciosas de mamíferos acuáticos, por mencionar solo algunas, era inexistente o muy pobre en la parte sur de América.

Sin embargo, con la aparición de enfermedades emergentes en un gran número de órdenes taxonómicos, las prohibiciones nacionales e internacionales sobre el comercio y captura de mamíferos marinos, así como el avance en la tecnología y las técnicas de diagnóstico en la medicina veterinaria, ha sido necesario establecer programas de investigación de mayor formalidad sobre todo en animales cautivos.

Una fuente bibliográfica en particular (CRC Handbook of Marine Mam-mal Medicine. Dierauf LA, Gulland FMD, editors. 2nd edition, CRC Press, 2001), se convirtió en el recurso más rico en información sobre un sinnúmero de tópicos en medicina de mamíferos acuáticos, a princi-pios de la década anterior.

El autor del presente escrito ha realizado una comparación de varios

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capítulos del texto arriba mencionado, con información más recien-temente publicada en diversos temas en este grupo taxonómico, con la finalidad de resaltar el avance y las herramientas actuales que nos permiten una mejor aproximación diagnóstica, terapéutica y de investigación sobre la medicina y conservación de mamíferos acuá-ticos.

Figura 1.- Delfín nariz de botella del Atlántico (Tursiops truncatus) en espectáculo (Foto cor-tesía: MVZ. Aurora Ramos G).

Investigación y Conservación de Poblaciones Silvestres de Mamíferos Acuáticos

Los Mamíferos Marinos como Centinelas de la Salud de los Océanos

Desde hace más de 10 años de manera formal, la comunidad científi-ca ha puesto especial atención para comprender mejor y reconocer

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la importancia de las reacciones adversas de la fauna silvestre tanto terrestre como acuática, a los cambios antropogénicos causados al medioambiente.

El término animal centinela según el Consejo Nacional de Investiga-ción (NRC, por sus siglas en inglés) en 1991, “comprende un sistema en el cual la información sobre animales expuestos a contaminantes en el ambiente se colecta y analiza de forma regular y sistemática, para identificar los riesgos potenciales de salud a otros animales o a los humanos” (Reddy et al, 2001).

El concepto anterior aporta el conocimiento necesario para hacer más fácil la respuesta temprana a peligros inminentes, y con ello lle-var a cabo un manejo más eficiente de los recursos.

Por otra parte, para que un sistema centinela se considere efectivo, debe detectar los cambios antes de que sus efectos se vuelvan irre-versibles.

Cabe destacar que los sistemas centinelas pueden ser animales do-mésticos o silvestres, estar alojados en un zoológico, acuario o labo-ratorio, y ser terrestres o marinos.

En particular los animales acuáticos funcionan de manera excelente como centinelas igual que otros vertebrados que se encuentran en los niveles más elevados de las cadenas tróficas, que tienen periodos de vida prolongados y extensas reservas de grasa, ya que con estas características esas especies pueden demostrar la biomagnificación de los efectos de los contaminantes.

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Figura 2.- Las reservas de grasa de los mamíferos acuáticos los vuelven excelentes ejemplos de animales centinelas, aún si se encuentran en cautiverio.

Según McCarthy and Shugart (1990), los efectos deletéreos a nivel de organismo incluyen lesiones patológicas y alteraciones del desarrollo, crecimiento, reproducción y supervivencia, mientras que los efectos a nivel poblacional destacan las modificaciones en la abundancia y la distribución, así como los cambios en la agrupación de las especies.

Son varios los cambios que un centinela puede percibir, y en el caso de los océanos, estos ecosistemas facilitan la dispersión y distribu-ción de tóxicos como los metales pesados y los químicos organo-clorados (OC).

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Los OCs más dañinos son por ejemplo, los bifenoles policlorados (PCBs, por sus siglas en inglés) y los pesticidas clorados como el DDT. Es importante recordar que los OCs son estables y lipofílicos, por lo que se acumulan en las reservas grasas que caracterizan a los mamíferos acuáticos.

En 1998 se determinó que los OCs podrían poner en grave peligro la sobrevivencia y reproducción de muchas poblaciones de mamífe-ros marinos (Reddy et al, 2001).

En 2008 Bossart GD, agrega que los osos polares (Ursus maritimus), las ballenas de Groenlandia (Balaena mysticetus) y los delfines nariz de botella (Tursiops truncatus), son un modelo centinela directo para detectar la contaminación de los ecosistemas costeros, ya que los organohalógenos y los metales pesados se bioacumulan principal-mente en los dos primeros géneros y especies, permitiendo monito-rizar la salud del Océano Ártico.

Por otro lado, los delfines nariz de botella de la costa este de los EUA y del Golfo de México son residentes permanentes en aguas que están rodeadas por asentamientos humanos.

Precisamente en los delfines de estas zonas se han encontrado can-tidades elevadas de compuestos organohalógenos, que incluyen los PCBs, pesticidas organoclorados y éteres polibromados (PBDEs, por sus siglas en inglés) en la grasa, mientras que se han detectado los compuestos alquil-perfluoro (PFCs, por sus siglas en inglés) en el hígado de estos mamíferos.

Se sabe que durante periodos de ayuno, hambruna, lactancia u otros eventos fisiológicos, los delfines y otros mamíferos que poseen ex-

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tensas reservas grasas en forma de lípidos almacenados, deben utili-zar las mismas como fuente de energía, lo cual conlleva a la moviliza-ción y redistribución no solo de los PCBs, sino también de los PFCs.

Los mamíferos marinos son particularmente sensibles a las pertur-baciones ambientales, ya sean antropogénicas o naturales, y por ello la emergencia de las enfermedades infecciosas en este grupo animal ha tomado mayor relevancia.

Cabe destacar que las poblaciones humanas costeras también están expuestas a la acción de las mismas toxinas en esas áreas geográficas.

Sin embargo, no solamente los agentes químicos se vinculaban hace algunos años como riesgos potenciales para estas especies silvestres, sino también los agentes infecciosos emergentes o reemergentes como la Giardia lamblia, Sarcocystis neurona, Toxoplasma gondii, y las En-terobacterias resistentes a antibióticos (LaPointe et al., 1999).

A mediados de la década del 2000 se realizó un muestreo a lo largo de la costa de California para determinar la seroprevalencia de Toxo-plasma gondii, el cual incluyó cadáveres de nutrias marinas (Enhydra lutris) y animales vivos de la misma especie.

La seroprevalencia del protozoario T.gondii fue del 52% en los cadá-veres y del 38 % en los animales vivos (Miller, 2008; Bossart, 2008).

El anterior es uno de los ejemplos más claros de la emergencia de enfermedades emergentes en la interfaz entre la fauna silvestre de mamíferos marinos, los animales domésticos y el humano, y com-prueba la utilidad de las especies silvestres de este orden como cen-tinelas, porque las nutrias marinas consumen algunos de los mismos

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alimentos que ingiere el ser humano (Conrad et al, 2006).

Por otra parte, la emergencia de la lobomicosis en proporciones epi-démicas se detectó en una población del delfín nariz de botella sil-vestre, en la costa Atlántica de Florida. Esta enfermedad es causada por un hongo (Lacazia loboi, antes Loboa loboi) la cual tiene un curso crónico y afecta la piel y el tejido subcutáneo.

Figura 3.- La imagen que se muestra fue tomada de Marinesciencetoday.com (el cual es un sitio de acceso público online), y permite apreciar las lesiones dermatológicas en la zona dorsal cercana a la aleta dorsal de un delfín nariz de botella (Tursiops truncatus) afectado por lobomicosis.

Anteriormente este germen no había sido aislado in vitro; el diag-nóstico depende de la identificación de las células tipo levaduras en los tejidos y exudados de los animales afectados.

Es importante mencionar que hasta la fecha, las únicas especies afec-tadas por este agente fúngico son los delfines y los humanos (Reif, 2006).

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Los animales varados son también una fuente importante de infor-mación acerca de la salud de los océanos. Por ejemplo, el estudio de la patogénesis de las neoplasias es más fácil de realizar en lobos marinos varados que en aquellos en colonias en hábitat natural, por lo que los primeros sirven de centinelas para la contraparte silvestre (Reddy et al, 2001).

También es cierto que un gran número de agentes infecciosos en los mamíferos marinos fueron identificados primero en animales vara-dos; esto llevó después a la comprobación de estas enfermedades en poblaciones silvestres.

Entre ellas, podemos mencionar al virus del distemper focino (PDV, por sus siglas en inglés) (Osterhaus et al, 1988), el herpervirus focino (PhHV1, por sus siglas en inglés) (Osterhaus et al, 1985), y Brucella en varias especies (Ross et al, 1994; Garner et al, 1997).

En las últimas dos décadas, han emergido varias enfermedades cau-sadas por morbilivirus en diversas especies de mamíferos marinos (delfín nariz de botella de la costa Atlántica en 1987-1988 con alta mortalidad y en la misma especie en el Golfo de México en 1993) (Kennedy-Stoskopf, 2001).

En el caso de los cetáceos se ha identificado a través de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR, por sus siglas en inglés), al menos dos diferentes morbilivirus; el primero es el morbilivirus de las mar-sopas (PMV, por sus siglas en inglés) y el segundo es el morbilivirus del delfín (DMV, por sus siglas en inglés). Estos dos agentes virales han sido aislados de varias especies de cetáceos.

Es interesante saber que un tercer tipo de morbilivirus se ha iden-

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tificado en las ballenas piloto (Globicephala macrorhynchus) de aleta larga, y de hecho se ha especulado que es factible que este tipo de cetáceos sea vector para otros mamíferos marinos, aunque aquel es un virus nuevo (Duignan et al., 1995).

Aunque los signos clínicos ocasionados por los morbilivurs son rara vez observados en los cetáceos, los animales en pobre condición corporal con altas cargas de ectoparásitos son los más afectados, y esto puede predisponer a otras infecciones concomitantes.

Varios cetáceos afectados por morbilivurs se han identificado en el Océano Pacífico, y de hecho existe un reporte de un delfín rayado (Stenella coeruleoalba) en Japón, en el que se presentó meningoence-falomielitis no supurativa debido a este virus (Uchida et al., 1999).

Un estudio retrospectivo interesante acerca de virología en delfines, se llevó a cabo en fechas recientes, usando muestras de un banco de tejidos que se obtuvo de una epizootia por morbilivirus en cetáceos (CeMV, por sus siglas en inglés) en España Mediterránea en 2007. Se utilizaron muestras para evaluar la presencia de herpesvirus (HV).

Los resultados muestran que en el 62.5% de los delfines infectados con el CeMV, se detectaron ocho nuevas secuencias del HV, y a pesar de que no se encontraron lesiones por el HV en los delfines coin-fectados con el CeMV, es importante dar seguimiento a la seropre-valencia del HV en estos cetáceos.

Este es el primer reporte de infección por HV en cualquier especie de cetáceo (Bellière at al., 2010).

En el caso de los pinnípedos, se aisló un morbilivirus de una epizoo-

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tia en focas de puerto (Phoca vitulina) en 1988 en el norte de Europa, llamándose PDV debido a su similitud con el virus del distemper canino (Kennedy-Stoskopf, 2001).

Esta epizootia viral por infección por morbilivurs que devastó a la población de focas de puerto en 1988, aniquiló a >18,000 fócidos de este género; algunos de estos animales varados en la costa de Irlanda sirvieron como modelos de investigación, y las muestras de las ne-cropsias develaron extensas lesiones pulmonares características de este tipo de virus.

Las lesiones encontradas en los cadáveres de las focas de puerto de este estudio, son similares a las que se aprecian en varias otras es-pecies de focas y en muchas de mamíferos terrestres afectadas por morbilivirus (Kennedy et al., 1991).

En el año 2000, se reportó la muerte de >10,000 focas del mar Caspio (Phoca caspica), con lesiones características de infección por morbilivirus. Se utilizaron técnicas de diagnóstico como secuencia-ción de fragmentos de genes P seleccionados, evaluación serológica y reacción en cadena de la polimerasa (PCR, por sus siglas en inglés), los cuales indicaron que la causa de infección era el virus del distem-per canino (Kennedy et al., 2000).

Por otro lado, aunque no se ha documentado la enfermedad activa por morbilivirus, sí se han encontrado evidencias serológicas de su presencia en otras especies de mamíferos acuáticos como manatíes, osos polares y morsas (Odobenus rosmarus) (Miller et al., 2001; Gamer et al., 1995).

En general, el diagnóstico de la presencia de morbilivirus se lleva a

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cabo a través de PCR, y también con la prueba de análisis de ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA, por sus siglas en inglés).

De otra manera pueden usarse sueros pareados para demostrar la elevación de anticuerpos en los animales positivos. Importante destacar que las colecciones animales en cautiverio son una fuente insustituible de información para la validación y estandarización de las diferentes tecnologías biomoleculares actuales para muchas en-fermedades emergentes.

Figura 4.- Los mamíferos marinos cautivos son una fuente interesante de información y obtención de muestras para estandarización de técnicas moleculares de diagnóstico.

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Años después se comprobó que existían enfermedades infecciosas emergentes nuevas y complejas, y otras con componentes neoplási-cos en algunas especies de mamíferos marinos (Bossart, 2008).

A principio de la década anterior, se supo que más del 20 % de los lobos marinos de California (Zalophus californianus) sexualmente ma-duros, varados presentaban una elevada incidencia antes descono-cida de un tipo de cáncer urogenital provocado por un herpesvirus (Gulland et al, 1996; King et al, 2002).

Es también sabido que los lobos marinos consanguíneos, y otros con un genotipo particular del Complejo Mayor de Histocompatibilidad (MHC, por sus siglas en inglés), están más predispuestos a esa clase de cáncer.

Figura 5.- En cautiverio, los leones marinos de California (Zalophus californianus) presentan una considerable incidencia de neoplasias de diversos orígenes, por lo que la investigación sobre patología de estos individuos es fundamental. (Foto cortesía de MVZ. Aurora Ramos G).

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En 2005 Bossart et al reportaron la aparición de una neoplasia oroge-nital asociada a un herpesvirus nuevo y a un papilomavirus en delfines nariz de botella del Atlántico en Florida. Se ha propuesto que esta enfermedad se vincula con supresión inmunológica asociada con el medioambiente.

Con respecto a los manatíes (Trichechus manatus), se ha identificado la presencia de un papilomavirus en lesiones cutáneas tanto de ani-males cautivos como silvestres en Florida. Es importante destacar que los estudios de secuencias filogenéticas y de aminoácidos del papilomavirus del manatí en esta región geográfica, indican que este es virus completamente distinto y único, comparado con otros del mismo género (Woodruff et al., 2005).

Por ello se deduce que ocurren interacciones entre los genes, las toxinas antropogénicas, los factores inmunológicos y los virus en es-tas especies que comparten de alguna manera los ecosistemas cos-teros con el humano.

En lo que respecta a las enfermedades bacterianas, en fechas recien-tes se publicó un reporte sobre la infección por Brucella sp. y las le-siones asociadas en una marsopa de puerto (Phocoena phocoena), que se encontró varada en la costa de Bélgica.

A través del uso de inmunohistoquímica, microscopia electrónica de trasmisión y bacteriología, se identificó al organismo del caso ante-rior como Brucella ceti. Entre los puntos más importantes y las inte-rrogantes de los autores, es si este organismo puede causar abortos en los mamíferos marinos, así como el riesgo zoonótico potencial que implica (Jauniaux et al., 2010).

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Las especies de Brucella que afectan a los mamíferos acuáticos, in-cluyen B. ceti y B. pinnipediae. Las investigaciones moleculares han indicado que las especies de este género bacteriano que afectan a los mamíferos acuáticos, son distintas a las especies que se han iden-tificado de manera clásica en otras especies animales (St. Leger, 2010).

En el pasado, se propuso que la especie que afectaba a los cetáceos era Brucella cetaceae, mientras que ahora se sabe que esta bacteria tiene dos grupos distintos que se refieren a las preferencias sobre los hospederos (marsopas y delfines) (St. Leger, 2010).

También se tienen datos de que en Europa la mayoría de los casos de brucelosis en cetáceos han sido reportados en Escocia e Inglaterra, en delfines rayados (Stenella coeruleoalba), delfines del Atlántico de costados blancos (Lagenorhynchus acutus), delfines comunes, marso-pas de puerto y de una rorcual (Balaenoptera acutorostrata) (Jauniaux et al, 2010; Miller et al, 1999).

En el 2010 se publicó un reporte acerca de la presencia de anticuer-pos específicos contra Brucella spp. y Yersinia enterocolitica en osos polares del norte de Alaska, durante muestreos llevados a cabo del 2003-2006.

Es sabido que son varios los agentes productores de estrés que pue-den afectar a este mamífero marino (cambio climático, pérdida de cobertura de hielo, contaminantes, entre otros), y por ello la necesi-dad de conocer las enfermedades potenciales que los afectan.

Una conclusión importante de los autores de la publicación arriba mencionada, es que de acuerdo con los estudios para identificar las bacterias en las muestras de estos osos polares, la fuente potencial

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de infección en el caso de la Brucella spp. es de origen terrestre y no está vinculada con los pinnípedos.

Sin embargo, un problema encontrado en esta investigación es que no se puede establecer la prevalencia real de Brucella spp. en es-tas poblaciones de osos polares, debido a que la detección de an-ticuerpos puede representar una reacción cruzada con Yersinia spp. (O´Hara et al., 2010).

Con respecto a investigaciones sobre Brucella spp. en animales va-rados o en libertad en Centroamérica, se ha publicado la presencia de anticuerpos contra este género bacteriano en delfines rayados (Stenella coeruleoalba) varados en la costa del Pacífico de Costa Rica.

Los animales estudiados presentaban meningoencefalitis /meningoen-cefalomielitis además de anticuerpos contra esta bacteria, la cual se identificó después como Brucella ceti (González-Barrientos et al., 2009; Hernández-Mora et al., 2008).

No obstante las investigaciones sobre el género Brucella spp. en ma-míferos marinos, la ausencia de bancos de sueros de control y la diversidad de cetáceos afectados, han dificultado la estandarización de las pruebas serológicas para el diagnóstico de la brucelosis en los cetáceos.

Los autores en esa referencia publicada destacan el riesgo potencial de zoonosis por Brucella spp. cuando los humanos entran en contac-to con los mamíferos marinos que llegan a las costas y que pueden estar infectados (Hernández-Mora et al., 2009). Otros géneros bacterianos muy importantes en los mamíferos acuá-

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ticos, incluyen a Erysipelothrix rhusiopathiae, Leptospira spp., Mycobacte-rium spp., Burkholderia pseudomallei y Streptococcus spp., de los cuales se hablará más adelante en la sección de medicina e investigación en mamíferos marinos cautivos.

Algas Tóxicas en Mamíferos Marinos

Por otro lado, las algas tóxicas crecen debido a la escorrentía que causa a su vez acumulación de nutrientes.

Entre las algas de mayor riesgo para los animales acuáticos destacan: Alexandrium spp (saxitoxinas), Gymnodinium breve (brevetoxina) y Pseu-donitzschia australis (ácido domóico) (Miller DL, 2001).

En 1999, el asunto de la posible intoxicación y alteraciones de la salud en los mamíferos marinos por algas quedaba en debate. No obstante, ahora se sabe que las potentes neurotoxinas que producen estas algas se han asociado con mortalidades en masa en delfines, lobos marinos y manatíes.

También se debe mencionar que estas algas son un riesgo para la salud de los humanos y de los ecosistemas.

En fechas recientes se han presentado epizootias en manatíes de Florida y delfines nariz de botella, relacionadas con las brevetoxinas, que son producidas por el dinoflagelado Karenia brevis, característico de las mareas rojas (Lowenstine, 2008; Flewelling et al., 2005; Bossart et al., 1998).

Las brevetoxinas también afectan al humano que ingiere crustáceos

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filtradores de alimentos, o al igual que en algunos mamíferos acuáti-cos como los manatíes, aves marinas y peces, por la inhalación direc-ta de las toxinas.

De hecho, en el caso de los manatíes puede ocurrir la intoxicación por los pastos marinos que actúan como vectores, aunque no exista la presencia local del dinoflagelado (Flewelling et al., 2005).

Un dato interesante sobre la brevetoxicosis, es que esta toxina pro-voca entre varias otras lesiones la hemosiderosis multiorgánica (Le-ger, 2010; Lowenstine, 2008), el cual es un tema interesante de inves-tigación para manatíes silvestres que son rescatados y se mantienen en cautiverio, o bien para evaluar la salud de las poblaciones silves-tres de esta especie.

En 1999-2000, ocurrió un encallamiento cuatro veces mayor (120 animales) a los registros anteriores de delfines nariz de botella en Florida. Esta mortalidad y encallamiento masivos fueron concomi-tantes con la floración de algas de Gymnodinium breve.

De las muestras tomadas de los cadáveres de algunos de los animales varados, los niveles más elevados de la brevetoxina se encontraron en el contenido del estómago (principalmente peces), por lo que se sugiere que en este caso existe una evidencia circunstancial mode-rada de una epizootia por brevetoxina (Mase et al., 2001; Lowenstine, 2008).

Por otra parte, en lobos marinos de California encallados fue posible detectar el ácido domóico que es una biotoxina marina. Este fenó-meno se presenta porque estos pinnípedos consumen las anchoas que contienen grandes cantidades de esta toxina.

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Se sabe que la acumulación del ácido domóico ocurre en los tejidos de los lobos marinos, y causa tremores, convulsiones y la muerte (Lowenstine, 2008; Scholin et al., 2000).

El ácido domóico en el cerebro se une a los receptores glutamato en el hipocampo, pero también en el corazón. Este proceso daña tanto al hipocampo como al núcleo de la amígdala, y la necrosis de las células se extiende hasta los tractos límbicos. Por otra parte, las lesiones en el corazón de los pinnípedos son del tipo de necrosis y/o fibrosis del miocardio (Leger, 2010).

Por otro lado, un tema interesante aparecía cada vez con mayor in-cidencia en las publicaciones relacionadas con animales acuáticos a finales de la década de 1990; este se refería al calentamiento global.

Este incremento en la temperatura ambiental ocasiona el efecto de los gases invernadero, los cuales se originan del aumento en la pro-ducción del bióxido de carbono, el metano y el óxido nitroso que se acumulan en la atmósfera (tropósfera) y atrapan el calor. Además, el cambio climático puede alterar la abundancia y la dis-tribución de las especies, los patrones de migración, así como los patrones de influencia en las enfermedades (Raga,1993; Daszak et al, 2000).

Más recientemente, (Epstein, 2004) se incorpora a los hidrocarburos clorados en la lista de gases invernadero, asintiendo que estos ele-mentos volátiles han alterado el calor en la atmósfera, los océanos, la superficie terrestre y la criósfera, con daños potenciales a la salud de los animales acuáticos y terrestres.

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Medicina e Investigación en Mamíferos Acuáticos Cautivos

Patología Clínica y los Marcadores de la Inflamación en Mamíferos Marinos

Hace una década, los principales marcadores de la inflamación en los mamíferos marinos se basaban en la tasa de sedimentación de los eritrocitos (ESR, por sus siglas en inglés), la cual se consideraba una prueba no específica de la intensidad y la presencia de la inflamación, así como la medición del hierro sanguíneo, que en cantidades meno-res a las normales, se consideraba un pronosticador de este fenóme-no (Bossart et al., 2001).

En la actualidad y gracias a extensas investigaciones en colecciones cautivas de mamíferos marinos, se conoce que los principales indi-cadores de la inflamación son los conteos de células blancas sanguí-neas (WBC, por sus siglas en inglés), que incluyen los conteos dife-renciales y de reticulocitos, la hemoglobina, el volumen del paquete celular, el fibrinógeno, la ESR, la albúmina, la fosfatasa alcalina y el hierro (Reidarson, 2008).

Además, para establecer la presencia del inicio de la inflamación aho-ra se utilizan también los conteos de los neutrófilos en banda, ya que en mamíferos marinos a pesar de que no manifiesten una desviación a la izquierda real, suele encontrarse la producción de células banda en los estadios iniciales de la inflamación. Esto desde luego debe complementarse con la historia clínica, el examen físico y otros ha-llazgos hematológicos (Reidarson, 2008).

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Figuras 6 y 7.- En mamíferos acuáticos cautivos, la toma de muestras sanguíneas rutinarias es una de las principales herramientas para monitoreo, prevención y detección de alteraciones de salud. Las imágenes muestran la toma de sangre de la aleta caudal en un delfín nariz de botella del Pacífico (Tursiops gilli).

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Según este autor (Reidarson), actualmente y derivado de su propia experiencia clínica, el fibrinógeno medido de forma cuantitativa es el indicador más confiable de la inflamación en los mamíferos marinos.

Esto quiere decir que antes se creía que si el fibrinógeno estaba elevado, también lo debería estar la ESR; sin embargo, si la ESR está disminuida por ejemplo en mamíferos marinos deshidratados, esto no suele tener efecto sobre la concentración del fibrinógeno.

En el caso del hierro sérico, la disminución de este mineral se vin-cula con frecuencia con la inflamación, pero es importante estable-cer los niveles basales de este mineral en las colecciones (debido a que varios factores como la alimentación pueden repercutir en su elevación), para también monitorizar la posible presencia de hemo-cromatosis, lipidosis hepática y algunas intoxicaciones como las que ocurren con los medicamentos antifúngicos del grupo de los azoles (Reidarson, 2003).

Figuras 8.- Podemos apreciar la toma de muestra sanguínea en un ejemplar de delfín nariz de botella del Atlántico (Tur-siops truncatus) (Cortesía de MVZ. Aurora Ramos G).

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Un punto importante que ayuda a determinar si los pacientes mamí-feros marinos deben o no seguir con alguna terapia médica especí-fica, o bien si se debe iniciar algún tratamiento, es la monitorización de algunos productos de la inflamación como el fibrinógeno y los niveles de IL-6, ya que los niveles de ambos marcadores se elevan en la inflamación aguda, y se mantienen así mientras persista aquella, volviendo a los valores basales cuando el proceso inflamatorio se controla (Reidarson, 2008).

Valores Basales de Patología Clínica en el Manejo Ve-terinario de los Mamíferos Marinos

El establecimiento de los valores de hematología y química sanguínea en delfines, ha determinado que tanto la edad, como el sexo afectan los rangos publicados que se usan comúnmente para evaluar las al-teraciones clínico-patológicas, aunque este estudio fue retrospectivo (Venn-Watson et al., 2007).

Por ejemplo, en esta investigación se encontró que los machos de delfín nariz de botella presentaban concentraciones séricas más ele-vadas de creatinina, comparados con las hembras; esto se puede relacionar directamente con la masa muscular que normalmente es mayor en los machos de esta especie.

En las hembras de delfines el conteo de glóbulos blancos (WBC, por sus siglas en inglés) medio y los conteos de linfocitos fueron más altos en las hembras, lo que se ha correlacionado con los comporta-mientos promiscuos de las hembras de delfines y primates, las cuales tienen cópulas múltiples con varios machos.

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Una hipótesis para este fenómeno es que por esa razón de promis-cuidad, es más factible que las hembras de ambos grupos taxonómi-cos estén en mayor riesgo de contraer enfermedades sexualmente trasmisibles (Nunn et al, 2000; Venn-Watson et al, 2007).

Evaluación del Estado Nutricional de Mamíferos Marinos Cautivos

Una realidad común a muchas colecciones de animales cautivos, in-cluidos los mamíferos marinos es que la alimentación recibe poca atención en cuanto a su evaluación ex situ. Esto quiere decir que poco sabemos en ocasiones de las propiedades de los alimentos (incluyendo los peces), que usamos para alimentar a las especies en cautiverio.

Es raro que en una colección zoológica o de mamíferos marinos se corran análisis químicos del contenido de nutrientes. De forma tra-dicional, las raciones dietéticas son copiadas de otras colecciones en donde aparentemente han dado buenos resultados.

Sin embargo, poco se sabe acerca de la procedencia de muchas es-pecies de peces y otros productos del mar con los que se alimentan los animales acuáticos.

Por ello, es importante considerar la valoración y determinación es-pecífica de niveles circulantes de vitaminas, lípidos y ácidos grasos, así como del hierro y otros minerales para evaluar el estado nutri-cional de los cetáceos (Slifka et al., 2001), pinnípedos y sirénidos cau-tivos, relacionando los mismos con los valores reales del pescado y

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alimentos que consumen estas especies.

De esta manera, las concentraciones plasmáticas de los metabolitos de la vitamina D, los lípidos y los ácidos grasos en un grupo de del-fines nariz de botella, reflejaron directamente la calidad del pescado que consumían estos animales (Slifka et al., 2001), así como ocurrió en el caso de algunos pinnípedos (Kakela et al., 1998).

Figuras 9.- Esta fotografía de Navy San Diego (facilitada por PMI, Mazuri Diets), refleja la adaptación actual de las dietas de los mamíferos marinos con complementos sustitutos del pescado (Fish analog, PMI), con el objetivo de lograr una alimentación con un mejor balance de nutrientes.

Por otro lado, un estudio publicado en el 2010 comparó el conteni-do de materia seca (DM, por sus siglas en inglés), la proteína cruda

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(PC), la grasa cruda del extracto etéreo (EE), los carbohidratos no fibrosos (NFC, por sus siglas en inglés), y la energía digestible calcu-lada (DE, por sus siglas en inglés) de 3 pastos marinos (Thalassia tes-tudinum, Halodule wrightii y Syringodium filiforme) y un alga (Chara sp.), que son consumidos por los manatíes de Florida en estado silvestre, y los comparó con los contenidos de la lechuga romana (Lactuca sativa var. longifolia), que es el recurso alimenticio más utilizado en la alimentación de esta especie en cautiverio.

Los análisis de los nutrientes de estos pastos y de la lechuga, han determinado que los alimentos del manatí en estado silvestre y la lechuga distan mucho de ser equivalentes, lo que sugiere la refor-mulación de la dieta en cautiverio de esta especie (Siegal-Willot et al., 2010).

Medición de las Concentraciones Séricas de Hierro en Mamíferos Marinos

La hemocromatosis se refiere a una acumulación excesiva de hierro en los tejidos del animal que la padece, y se vincula por ello con la aparición de lesiones a nivel hepático (Mazzaro et al., 2000).

Por otro lado, la definición de hemosiderosis es la acumulación del hierro sin efectos tóxicos; ambas entidades se han relacionado con la dieta como factor predisponente en varias especies animales, y en particular en el caso de las focas de pelo del norte (Callorhinus ursinus), el tipo de dieta se ha propuesto como hipótesis en los des-órdenes de almacenamiento de este mineral.

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Cabe mencionar que la ferritina es la única medida verdadera del hierro en la sangre, y por ende la elevación de la ferritina sérica se refleja cuando existe sobrecarga de hierro. Los delfines y los huma-nos son susceptibles a la hemocromatosis, también conocida como sobrecarga de hierro (Johnson et al., 2009).

En el año 2000, se reportó que la ferritina sérica había sido medida en la foca de pelo del Norte por primera vez (Mazzaro et al., 2000), y en otra publicación se develó que dos focas de esa misma espe-cie y dos hembras de lobo marino de California, murieron debido a necrosis hepática y cirrosis asociadas con elevados niveles de hierro dentro de los hepatocitos (García et al., 2000).

Figura 10.- La imagen muestra una foca de pelo del Norte (Callorhinus ursinus), la cual forma parte del estudio antes referido sobre medición de hierro (ferritina) sérico. Cortesía de la Dra. Lisa Mazzaro (Mystic Aquarium, EUA)

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Este último reporte destaca la importancia del establecimiento de los niveles basales de hierro en otáridos para detectar anormalida-des en individuos de la población animal, ya que la acumulación de este mineral conduce a procesos patológicos como la hemocroma-tosis, y además que el origen de esta alta biodisponibilidad del hierro, puede estar relacionado con las dietas altas en cefalópodos (García et al., 2000).

Por otra parte, se ha comprobado que la sobrecarga de hierro apoya los diagnósticos de hepatopatías en algunos casos clínicos de delfines nariz de botella del Atlántico (T.truncatus), ya que al tratar por me-dio de flebotomías a los animales en un estudio de investigación al respecto (que además de presentar hemocromatosis en las biopsias de hígado, cursaban con elevación de la aminotransferasa sérica), se resolvieron satisfactoriamente los signos clínicos y las alteraciones hemopatológicas (Johnson et al., 2009).

En otro estudio, se evaluaron 1,288 muestras de sangre de 18 delfines nariz de botella del Atlántico de manera retrospectiva. Los animales con niveles elevados de ALT y AST estaban más predispuestos a pre-sentar valores aumentados de globulinas séricas, bilirrubina, GGT, hierro, glucosa, triglicéridos y colesterol, además de ESR elevada y bajos niveles de plaquetas.

En esta investigación se concluye que estos hallazgos con elevacio-nes crónicas en las aminotransferasas, pueden cursar con hepatitis crónica que se relacione con almacenamiento excesivo de hierro en delfines (Venn-Watson et al., 2008).

Investigaciones más recientes con respecto a la ferritina, la cual es una proteína ubicua que se encuentra en todos los organismos vivos

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y que funciona para segregar el hierro en una forma no tóxica, y con esto prevenir la producción de especies reactivas al oxígeno cata-lizadas por el hierro, demuestran que las secuencias codificadoras de las subunidades de esta proteína no habían sido identificadas en mamíferos marinos (Takaesu et al., 2008).

Es importante destacar que la ferritina tiene una función dual, y por ello aparte de lo anterior, esta proteína es la responsable del almace-namiento del hierro en los tejidos.

En el estudio antes mencionado se muestran las secuencias codifi-cadoras de la ferritina y sus subunidades H y L en seis especies de cetáceos: P. crassidens, L. obliquidens, G. griseus, G. macrorhyncus, T. trun-catus y D. leucas (Takaesu et al., 2008).

Por otro lado, una publicación reciente cita que a pesar de que no existe un modelo animal natural que permita entender por com-pleto la fisiopatología de la diabetes tipo 2 en el humano, cuando se compararon muestras de delfines nariz de botella (T.truncatus) que habían sido ayunados durante toda la noche, con otros recientemen-te alimentados, los primeros demostraron cambio en los conteos de plaquetas y en los niveles de química sanguínea que eran muy simi-lares a los obtenidos en personas con este tipo de diabetes (Venn-Watson et al., 2011).

En ese estudio también se usó un grupo control de delfines con y sin almacenamiento excesivo de hierro, para valorar los niveles de insu-lina y glucagón. Este punto es importante porque en los humanos la hemocromatosis se relaciona con resistencia a la insulina.

Los delfines con hemocromatosis presentaron niveles plasmáticos

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de insulina posprandriales comparados con los controles, por lo que se concluye que estos mamíferos marinos pueden demostrar las res-puestas metabólicas consistentes con la diabetes tipo 2 (hipergluce-mia e hiperinsulinemia) (Venn-Watson et al., 2011).

Bacteriología en Mamíferos Marinos Varios géneros bacterianos muy importantes en mamíferos acuáti-cos han sido diagnosticados en animales cautivos, e incluyen a Erysi-pelothrix rhusiopathiae, Leptospira spp., Mycobacterium spp., Burkholde-ria pseudomallei y Streptococcus spp.

Sin embargo, en el presente escrito nos enfocaremos a dos enferme-dades bacterianas que son de importancia también en vida silvestre: leptospirosis y tuberculosis, así como a una enfermedad bacteriana emergente en un oceanario en Asia.

Leptospirosis

En pinnípedos, esta enfermedad es causada principalmente por Lep-tospira pomona (Leptospira interrogans, serovar Pomona), y se vincula principalmente con abortos y enfermedad renal.

Se sabe que esta enfermedad es endémica en colonias de lobos ma-rinos de California, y tiene mayor prevalencia en el otoño (Dunn et al., 2001).

La importancia de esta seria enfermedad radica en su diseminación

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geográficamente amplia, que afecta a los sistemas reproductivos de muchos vertebrados terrestres y acuáticos. No se ha identificado de forma definitiva en cetáceos (St. Leger, 2010).

Tuberculosis

En mamíferos marinos tanto cautivos como silvestres, se han iden-tificado casos de tuberculosis (Mycobacterium pinnipedii-este es un miembro del complejo Mycobacterium tuberculosis), aunque también de micobacterias no tuberculosas (NTM, por sus siglas en inglés).

El M. pinnipedii también es un organismo patógeno para cerdos de guinea, conejos, humanos y tapires Brasileños (Miller, 2008).

En Nueva Zelanda se han reportado casos de tuberculosis en pinní-pedos silvestres, mientras que en Europa la prevalencia se presenta en animales cautivos (St. Leger, 2010).

Por otro lado, las infecciones por Mycobacterium tuberculosis se han diagnosticado en focas subantárticas de pelo (Arctocephalus tropicalis).

De la misma manera, se han reportado infecciones por NTM en focas, lobos marinos, manatíes, y en delfines, belugas (Delphinapterus leucas) y una pseudorca (Pseudorca crassidens), tanto cautivos como silvestres. (Dunn et al., 2001; St. Leger, 2010).

En esencia las infecciones por NTM se presentan como lesiones cu-táneas o subcutáneas crónicas que no cicatrizan, infecciones genera-lizadas con granulomas caseonecróticos en tejidos linfoides y otros órganos, o bien como infecciones pulmonares con granulomas no

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bien definidos (St. Leger, 2010). El diagnóstico de la tuberculosis (TB) en pinnípedos incluye el con-teo celular sanguíneo total (CBC, por sus siglas en inglés), la química sanguínea, la ELISA usando antígenos micobacterianos, radiografías torácicas, y PCR con muestras de exudados respiratorios o de otros sistemas, además de las pruebas de tuberculina intradérmica, con derivado proteico puro (PPD, por sus siglas en inglés) tanto bovino como aviar (Miller, 2010).

Algunos estudios han correlacionado que hasta el 35 % de los pin-nípedos muestreados has reaccionado de forma positiva a ambas tuberculinas, y de ese 35 %, el 71 % presentó lesiones a la necropsia y/o cultivos positivos para tuberculosis (Needham et al., 1990).

También las pruebas de ELISA usando el antígeno de M. bovis parecen correlacionar con infecciones por micobacterias, pero no se sabe si las NTM pueden alterar los resultados (Cousins, 1987).

Es muy importante recalcar que a pesar de que la valoración rutina-ria para la TB no siempre se lleva a cabo en pinnípedos cautivos, es necesario hacerlo cuando se trabaja con animales silvestres (centros de rehabilitación, colecciones que reciben animales capturados de vida silvestre, entre otras) que se tengan en cuarentena, o bien como medida preventiva en animales cautivos (Miller, 2008).

Melioidosis

Esta enfermedad tiene actualmente un rango de distribución y preva-lencia solamente en un oceanario llamado Ocean Park, Hong Kong.

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Es producida por una bacteria gramnegativa conocida como Burkhol-deria (antes Pseudomonas) pseudomallei. Se ubica en el suelo y agua de las áreas endémicas del sureste asiático y el norte de Australia.

A pesar de que esta enfermedad tiene una distribución geográfica limitada y se ha reportado solamente en ese parque marino, su estu-dio ha destacado la necesidad de investigación dirigida a problemas específicos en colecciones cautivas de mamíferos marinos (Kinoshita, 2008).

Además de afectar a varias especies domésticas, esta bacteria se ha identificado en cinco especies de cetáceos: Tursiops gilli, Tursiops trun-catus, Orcinus orca, Pseudorca crassidens, y Lagenorhynchus obliquidens), mientras que en el caso de los pinnípedos se sabe que se ha detec-tado en ocho especies: Zalophus californianus, Eumetopias jubatus, Arc-tocephalus pusillus, Neophoca cinerea, Phoca vitulina, Mirounga leonina, Hydrurga leptonyx, y Halichoerus grypus (Cohen et al, 1993; Kinoshita, 2003).

No obstante, cabe destacar que algunas investigaciones recientes a este respecto sugieren que esta enfermedad ya está distribuida no solo en esta instalación, sino en todo Hong Kong y Tailandia, y que además el clima, la composición, tipo y química del suelo, pueden fa-cilitar la multiplicación en el medioambiente y dispersarla (Kinoshita, 2008).

Este es un ejemplo más de la relevancia en la investigación metodo-lógica de cualquier problema de salud que se presente en mamíferos marinos en cualquier tipo de instalación.

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Reproducción en Mamíferos Marinos en Cautiverio

La fisiología reproductiva de los mamíferos marinos es un tema por demás complicado y a principios de esta década la mayoría de la in-formación al respecto provenía de cetáceos y pinnípedos (Robeck et al., 2001).

En años recientes se ha llevado a cabo la reproducción asistida por inseminación artificial (IA) intrauterina en delfines nariz de botella, la caracterización in vitro del esperma en orca (Orcinus orca), la va-loración de la función in vitro del esperma congelado-descongelado en delfines nariz de botella, la caracterización del ciclo estral en la misma especie de delfín, así como el establecimiento del valor de la tecnología reproductiva en poblaciones de cetáceos, como una muestra de los enormes avances en cuanto a la reproducción de mamíferos marinos cautivos en Latinoamérica (O´Brien and Robeck, 2010; Robeck et al., 2005; Robeck et al., 2010; Montaño et al., 2011).

Figura 11.- La imagen de un parto de delfín nariz de botella del Pacífico (Tursiops gilli) es el resultado de los esfuerzos de reproducción asistida en esta especie en el delfinario Dolphin Adventures (Nuevo Vallarta, Jalisco, México). Cortesía de MVZ. Paola Smolensky.

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Conclusiones

Los últimos años han sido de enorme valor para la investigación en diversos temas que atañen a la medicina y el manejo de los mamífe-ros marinos cautivos, así como para el reconocimiento de enferme-dades emergentes que no han tenido precedentes en la historia en vida silvestre.

El objetivo primordial del Taller Veterinario Latinoamericano de Ma-míferos Marinos durante la 42ava conferencia de la IAAAM, es de la misma manera una reunión novedosa que pretende incluir destaca-dos investigadores y clínicos de diversos países, para promover el trabajo en conjunto y afianzar la presencia de profesionales latinos en el foro científico más relevante de medicina de animales acuáticos.

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A N I M A L E S A C U Á T I C O S

Inseminación Artificial, Criopreservación y Sexado de Semen de Delfín Nariz de Botella (Tursiops truncatus)

Gisele A. Montaño, BVM (MVZ), MSSeaWorld & Busch Gardens Reproductive Research CenterSan Diego, CAg_montano@rocketmail.com

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Introducción

El Centro de Investigación en Reproducción de SeaWorld y Bush Gardens (SWBGRRC, por sus siglas en inglés), (Figura 1) se de-dica a desarrollar e implementar tecnologías para la reproducción asistida en mamíferos y aves marinos y terrestres, permitiendo que las instituciones optimicen la diversidad genética de sus poblaciones cautivas.

Figura 1.- Citómetro de flujo doble, en el SWBGRRC, San Diego, CA.

Estas tecnologías incluyen pero no están limitadas a estrategias de manejo reproductivo, ultrasonografía de ovarios, colección y crio-preservación de semen, inseminación artificial (IA), preselección de sexo utilizando espermatozoides sexados e IA, y rescate de gametos.

La criopreservación de semen es una herramienta importante para el manejo genético a largo plazo de cualquier población en cautive-rio, puesto que las muestras congeladas-descongeladas pueden uti-lizarse en IA en el futuro en la misma institución o intercambiarse entre instituciones para aumentar la diversidad genética.

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En conjunto con la criopreservación de semen para banco genético, la posibilidad de aplicar métodos de sexado al semen previamente congelado es de gran interés para muchas instituciones en Latinoa-mérica.

Este proceso implica criopreservación del semen fresco en el sitio, transporte al SWBGRRC, descongelado del semen, preparación de los espermatozoides para el sexado, sexado y recriopreservación utilizando un congelador direccional. (1)

Resultados de investigaciones recientes realizadas en el SWBGRRC, demuestran que los espermatozoides sexados generados de este proceso tienen una calidad espermática in vitro similar a la calidad espermática de los espermatozoides de semen fresco sometidos al sexado y criopreservación. (1)

Los espermatozoides sexados y congelados derivados de semen previamente congelado pueden ser transportados a la instalación original o a cualquier lugar del mundo para una subsecuente IA.

Inseminación Artificial

La aplicación de las tecnologías para la reproduccíon asistida, espe-cíficamente la IA, a los mamíferos marinos ha sido exitosa en un nú-mero creciente de especies, como delfines nariz de botella, delfines del Pacífico de costado blanco (Lagenorhyncus obliquidens), orcas (Orcinus orca) y belugas (Delphinapterus leucas). (2, 3, 4, 5, 6, 7, 8)

La comprensión de la fisiología reproductiva de los delfines nariz de botella permitió que se desarrollara la inseminación artificial para la

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especie. Estudios longitudinales demostraron que es posible prede-cir el momento de la ovulación, y permitieron la caracterización del ciclo estral a través de ultrasonidos transabdominales de los ovarios y monitoreo diario de hormonas encontradas en muestras de orina. (2,9)

La optimización de la metodología de criopreservación del semen fue seguida por el desarrollo de la técnica de inseminación histeros-cópica (Figura 2), la cual culminó en la producción de varias crías. (2, 10)

Figura 2.- Inseminación artificial histeroscópica en delfín nariz de botella. En la foto se ob-serva el catéter a través del cual se introduce el semen en el útero.

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Las hembras pueden ser sincronizadas con un análogo de progeste-rona comúnmente utilizado en otras especies domésticas. (2) La sin-cronización estral y posibilidad de predecir el momento de la ovula-ción en relación a la oleada de LH (9.4 ± 3 h del inicio de la oleada de LH al pico máximo, 24.3 ± 7 h del pico de LH a la ovulación), llevó al desarrollo exitoso de las inseminaciones histeroscópicas realizadas una sola vez, apenas algunas horas antes de la ovulación. (2)

La dosis de inseminación inicialmente fue determinada en 270 x 106 de espermatozoides con motilidad progresiva. (2) En un estudio subsecuente con espermatozoides sexados, O’Brien y Robeck (2006) lograron producir gestaciones utilizando dosis de 150 x 106 de es-permatozoides con motilidad progresiva provenientes de semen congelado-descongelado. (3)

El número de espermatozoides con motilidad progresiva que cons-tituye una dosis de inseminación para delfines nariz de botella es considerablemente alto si es comparado con el utilizado en la dosis para bovinos (1 x 106) (11,12), o caballos (25 x 106). (13)

Con el objetivo de disminuir todavía más la dosis de inseminación en delfines nariz de botella, en la actualidad se está llevando a cabo un estudio de inseminación intrauterina profunda en delfines, con una dosis de ≤50 x 106 de espermatozoides con motilidad progresiva provenientes de semen congelado-descongelado. (14)

Colección de Semen

Los delfines nariz de botella pueden ser entrenados para la colec-ción de semen voluntaria. (10, 14) Con un calendario de entrenamien-

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to que combina refuerzo positivo y condicionamiento operante, los animales reciben una serie de estimulaciones táctiles para poder ob-tener la exposición voluntaria del pene. (Figura 3) Después de que se obtiene la erección, los animales son acondicionados a eyacular cuando son estimulados manualmente una sola vez.

Figura 3.- Entrenamiento para colección voluntaria de semen (cortesía de Ricky Rebolledo, Dolphin Adventures, México).

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Criopreservación de Semen

Está reportado que los delfines nariz de botella producen esper-matozoides de alta calidad, con los parámetros motilidad, viabilidad, acrosomas normales y morfología normal rebasando el 80%. (Figura 4) (2, 3, 10)

Figura 4.- Espermatozoides de delfín nariz de botella.

El primer método usado para criopreservar semen de delfines nariz de botella fue pellets en hielo seco, el cual utilizaba un diluyente cani-no compuesto de yema de huevo, lactosa y glicerol. (16) Se desarro-llaron otros métodos para la criopreservación de semen en pajillas, y se utilizaba un diluyente compuesto de yema de huevo, solución tamponada, glucosa y gentamicina, suplementada con glicerol. (10)

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Al utilizar una nueva tecnología disponible en reproducción, O’Brien and Robeck (2006) (3) mejoraron el método de criopreservación con la adquisición de un equipo de solidificación direccional, el cual pro-vee control sobre el enfriamiento de las muestras, temperatura de formación de cristales de hielo y el avance de la frente de hielo. (17)

El uso de esta tecnología permite que las muestras de gran volumen (hasta 9 ml) deslicen a través de un gradiente de temperatura lineal, lo que facilita el control preciso de la nucleación y morfología de cristales de hielo. (17) De otro modo, sin el control sobre la tempe-ratura de formación de cristales de hielo, como ocurre con el uso de pajillas, se cree que hay un daño físico a la membrana espermática, la cual resulta en una disminución en la calidad espermática in vitro.

En el estudio en delfines mencionado anteriormente, hubo un in-cremento significativo en la calidad de los espermatozoides sexa-dos, basada en parámetros in vitro de motilidad progresiva, motili-dad progresiva lineal, viabilidad e integridad del acrosoma, cuando las muestras fueron congeladas con el método de solidificación direc-cional comparado con el método de pajillas. (3)

Además del delfín nariz de botella, el método de solidificación di-reccional ha sido recientemente extendido a otras tres especies de cetáceos, en las cuales también incrementó la calidad espermática in vitro.

Varias crías de las cuatros especies de cetáceos mencionadas ante-riormente, han sido producidas a través de IA con espermatozoides congelados con el método de solidificación direccional. (19)

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Preselección del Sexo

El sexado de espermatozoides en poblaciones con cromosomas X o Y a través de un citómetro de flujo, es la técnica más eficiente para la preselección del sexo, la cual se basa en la diferencia de contenido de ADN de las células espermáticas.

El método es ampliamente utilizado en la industria bovina; sin em-bargo, para que pueda ser utilizada en animales silvestres, es nece-sario hacer algunas modificaciones en los ajustes del citómetro de flujo para la correcta orientación de los gametos. (11)

El contenido de ADN varía con la especie e incluso entre razas: bovinos 3.7% (Brahman) y 4.22% (Jersey), zarigüeya (Trichosurus sp.) 2.3%, chinchilla (Chinchilla sp.) 7.5% y delfines nariz de botella 4.1% de diferencia de contenido de ADN entre X y Y. (11, 20)

Con el citómetro de flujo, se ha analizado la diferencia de contenido de ADN en muchas especies no domésticas, y es posible predecir con cierto éxito el potencial de sexado del espermatozoide. Sin em-bargo, no se puede predecir la susceptibilidad del espermatozoide de una especie o de un individuo hacia el proceso de sexado.

La preselección del sexo tiene un valor inestimable para el manejo de especies cautivas con poblaciones de tamaño limitado, ya que permite una población sesgada hacia las hembras para una máxima tasa reproductiva.

Además, en vida libre, los machos adultos de delfín nariz de botella forman pequeños grupos que típicamente se asocian con hembras sólo en la temporada reproductiva. (3, 21) Por lo tanto, una población

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cautiva con un mayor número de hembras mantiene una mayor simi-litud con grupos de vida libre, lo que resulta en un población social más normal y reduce la competencia entre machos, lo cual reduce también daños potenciales por agresión entre ellos.

El primer delfín nariz de botella proveniente de espermatozoides sexados nació en 2005 en SeaWorld San Diego. (3) Desde entonces, otras 12 crías de delfines nariz de botella fueron producidas a través de la tecnología de criopreservación de espermatozoides sexados e IA (O’Brien and Robeck, comunicación personal).

Sexado y Recriopreservación de Espermatozoides Congelados-Descongelados

El transporte de semen refrigerado a un laboratorio de sexado de semen debe ser menor de 12 a 18 h para que se mantenga la calidad espermática in vitro, antes de que la muestra sea procesada para el sexado y criopreservación. (11)

En el caso de que se requiera un tiempo de transporte mayor, es po-sible hacer el sexado y criopreservación de una muestra de semen que ha sido transportada congelada. De esta manera, las muestras sexadas y recongeladas pueden ser transportadas a cualquier lugar, o almacenadas para uso a largo plazo.

Los resultados de un estudio reciente demuestran que es posible aplicar esa metodología a los espermatozoides de delfín nariz de bo-tella, los cuales tienen una buena calidad espermática in vitro hasta 24 h después del segundo descongelado. (1)

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El nacimiento de una cría hembra de delfín nariz de botella prove-niente de espermatozoides sexados, congelados-descongelados de semen previamente congelado-descongelado y el perfeccionamiento de la técnica, proveen el potencial para la aplicación amplia a los del-fines nariz de botella alrededor del mundo. (11)

Conclusiones

Hasta el momento, 35 crías de cinco especies han sido producidas por el SWBGRRC y sus colaboradores (Figura 5), (19) y además recientemente se han establecido programas de investigación con instituciones que alojan cetáceos en Latinoamérica, en donde se rea-lizaron, desde 2008, nueve IAs en delfines nariz de botella con esper-matozoides sexados y congelados-descongelados.

Figura 5.- Primer delfín nariz de botella nacido de semen fresco sexado. SeaWorld San

Diego, 2005.

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Esos esfuerzos resultaron en el nacimiento de dos crías hembras, y una gestación está en curso. La primera cría, nacida el 4 de diciem-bre de 2009 en México, también fue la primera IA exitosa en un del-fín nariz de botella en Latinoamérica.

Las colaboraciones de investigación entre el SWBGRRC y las ins-talaciones de Latinoamérica permiten el progreso hacia el objetivo común de óptimo manejo reproductivo y permite que las tecnolo-gías empleadas puedan ser extendidas hacia la conservación de otras especies silvestres.

Agradeciminientos

La autora agradece a Todd R. Robeck y Justine K. O’Brien de SWBGRRC y a Brad Andrews de SeaWorld Parks & Entertainment (SEA) por el apoyo; a todos los entrenadores y cuidadores que hacen posible aplicar las técnicas descritas.

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Silver Springs, MD, pp. 57-73.

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A N I M A L E S D E Z O O L Ó G I C O

Proyecto Global de Evaluación de Salud en Si-mios Grandes y Menores en Dos Zoológicos Mexicanos (Zoo León, León, Guanajuato y Zoológico Benito Juárez, Morelia, Michoacán)

1, 4,5Yarto E., 2Rivera S., 3Rapoport G., 4Fajardo J., 5Arce I., 5Guillén C., 5Ruíz I., 5Ordaz A., 5Ojeda A., 5Pacheco R., 6Bel-trán E., 7Rangel J., 7Cervantes G., 7Vásquez E1Instituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IMFAC, SC), México, D.F; 2 Zoo Atlanta, Atlanta, Georgia, EUA; 3 Universidad de Georgia, Athens, Georgia, EUA; 4Centro Veterinario México, México, D.F; 5Zoológico de León, León, Guanajuato, México; 6Centro Veterinario de Es-pecialidades, León, Guanajuato, México; 7 Zoológico Benito Juárez, Morelia, Michoacán, México.

Coordinación General y Logística Científica: Instituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IMFAC, S.C)

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Introducción

Debido a la estrecha relación filogenética entre los primates, los grandes simios, que son gorilas (Gorilla spp), orangutanes (Pongo spp), chimpancés (Pan troglodytes) y bonobos (Pan paniscus), comparten la susceptibilidad a diversos problemas de salud en cautiverio, entre los que destacan las enfermedades cardiovasculares, respiratorias, gas-trointestinales, renales, metabólicas y articulares degenerativas.

Figura 1.- Preparación del procedimiento de toma de estudios radiográficos en una hembra adulta de orangután en el zoológico de León, Guanajuato, México.

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Los estándares de cuidado actuales para las instituciones zoológicas, incluyen o deberían incluir, observaciones diarias de salud y bienes-tar, procedimientos de medicina preventiva rutinarios, monitoriza-ción del peso corporal, y evaluaciones físicas completas programadas para toda la colección animal que albergan.

Lo anterior además de conducir a un avance en la medicina veteri-naria integral, las pautas de alojamiento y el manejo de animales cau-tivos, significa que los médicos veterinarios de zoológicos deberían practicar la medicina basada en evidencias, particularmente cuando se tratan animales geriátricos.

Por otro lado, los primates no humanos (PNH), son un ejemplo ex-celente de lo que significa un cuidado médico ejemplar, y lo que las buenas prácticas veterinarias y de manejo, pueden hacer para incre-mentar los periodos de longevidad y la calidad de vida en situaciones de cautiverio.

Los animales de edad avanzada y particularmente los primates, cur-san con problemas de salud específicos de este grupo animal, mis-mos que requieren ser identificados y tratados de forma oportuna y eficaz.

Las instituciones zoológicas acreditadas (o que persigan este reco-nocimiento) por la asociación de zoológicos y acuarios (AZA, por sus siglas en inglés) de los EUA, deben contar con un programa ve-terinario extenso, que enfatice la prevención de las enfermedades en toda la colección animal.

Por ello, un programa veterinario efectivo de medicina preventiva, debe minimizar las necesidades de medicina de respuesta a “imprevistos”.

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Las evaluaciones clínicas de los PNH, y en especial de los geriátricos, deben incluir las valoraciones minuciosas de los ojos, cavidad bucal, sistema musculoesquelético, endócrino, neurológico, cardiovascular, respiratorio, renal, reproductivo y gastrointestinal.

Justificación del Programa de Salud en Simios

Un programa adecuado de medicina preventiva en primates no hu-manos (PNH), debe incluir a los animales dentro de la colección, los primates que llegan y salen de la colección por cualquier motivo (intercambios, donaciones), y aquellos que mueren.

Muchas de las infecciones en PNH son zoonóticas (diversos virus, complejo Mycobacterium tuberculosis, micobacterias no tuberculo-sas (MNT), enterobacterias, protozoarios y otros parásitos), lo cual garantiza un adecuado programa de salud pública para el personal que maneja a los primates, y para el público visitante.

Por otro lado, también es importante recordar que los primates son susceptibles a contraer enfermedades de los humanos (antro-pozoonosis), por lo que el monitoreo de las enfermedades es doble-mente importante.

Objetivo General del Proyecto

Apoyar a los zoológicos mexicanos participantes en la creación de un programa de medicina preventiva global, y una inspección com-

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pleta de salud general en simios grandes y menores alojados en am-bas instituciones.

Objetivos Específicos del Proyecto

1. Establecer los parámetros hematológicos, de bioquímica san-guínea, urianálisis, perfiles hormonales, de presión sanguínea, peso y condición corporal básicos para cada institución, como medida de medicina preventiva. 2. Crear una fuente fidedigna de información acerca de problemas de salud específicos potenciales para los grandes simios y simios me-nores, tales como: enfermedades cardiacas y cardiovasculares, obe-sidad, problemas infecciosos, problemas reproductivos, enfermeda-des articulares, aerosaculitis en orangutanes y simios menores, entre otros.3. Utilizar protocolos anestésicos recomendados y seguros para los simios, de acuerdo con las recomendaciones de los programas de supervivencia de especies (SSP, por sus siglas en inglés) de la AZA.4. Colectar información de base para el establecimiento de los programas de medicina preventiva específicos en cada institución, de acuerdo con los resultados obtenidos de cada individuo, donde se incluye la dieta, los cuidados geriátricos, los requerimientos de intervenciones farmacológicas específicos para algún ejemplar, y los tratamientos particulares de manejo y médicos para los individuos que así lo requieran.5. Conocer el estatus epidemiológico de la tuberculosis en los grandes simios y simios menores en estas instituciones.6. Establecer un programa reproductivo clínicamente viable y se-guro para los chimpancés comunes entre ambos zoológicos.

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7. Consolidar el estudio de salud y medicina preventiva formal de la única pareja de chimpancés pigmeos (Pan paniscus) que existe en América Latina, la cual se encuentra alojada en el Zoológico Benito Juárez de Morelia. Esta pareja cuenta con la particularidad de po-seer un enorme valor genético ya que provienen de vida silvestre, el cual es distinto a la población global de esta especie en el mundo.8. Llevar a cabo la primera evaluación completa de salud y medici-na preventiva de los siamangs (Hylobates syndactylus) que se exhiben en el zoológico de León.

Figura 2.- Procedimiento anestésico para evaluación integral de salud en una hembra adulta de siamang (Hylobates syndactylus) en el zoológico de León, Guanajuato, México.

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Figura 3A y 3B.- Estudios radiográficos de cadera y tórax en posición ventrodorsal en una hembra de siamang como parte de la valoración integral de salud.

9. Llevar a cabo la inmunización básica (toxoide tetánico y si se juzga conveniente rabia) para los simios alojados en ambos zoológi-cos.10. Capacitación del personal médico de ambos zoológicos, en la creación, planeación y ejecución de un programa de medicina pre-ventiva anual o bianual en grandes simios, el cual serviría como base para todos los primates alojados en ambas instituciones.

Problemas Comunes en Primates Cautivos con Énfasis en Simios

*Enfermedades Musculoesqueléticas

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Entre los problemas locomotores más comunes en PNH cautivos, en especial en animales geriátricos, se reportan las enfermedades degenerativas de las articulaciones.

Para un diagnóstico y tratamiento adecuados se requieren estudios de evaluación física (palpación de articulaciones), radiografías y valo-ración del peso corporal (la obesidad es uno de los principales fac-tores predisponentes), así como estudios generales de sangre (esto último para valorar la condición del hígado y riñón, para poder dictar el tratamiento adecuado en caso de ser necesario).

Figura 4.- Imagen radiográ-fica ventrodorsal de cadera de un macho adulto de chimpan-cé común sin alteraciones de-generativas.

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Figura 5.- Imagen radiográfica ventrodorsal de cadera de una hembra adulta de chimpancé común con alteraciones degenerativas en articulación coxofemoral como la enfermedad dege-nerativa de las articulaciones, la cual se manifiesta en este caso por la formación de osteofitos en la cabeza femoral y en los márgenes de ambos acetábulos. También se aprecia esclerosis en la superficie articular acetabular.De igual forma se presenta disminución del bostezo articular bilateral en la zona caudal del acetábulo.

*Enfermedades RenalesEn primates geriátricos, las enfermedades renales como la glomeru-lonefritis, y la falla renal aguda y crónica, se han reportado con fre-cuencia.

Para el diagnóstico de estas alteraciones renales es necesario contar

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con biometría hemática (por posible anemia no regenerativa), un perfil renal completo (nitrógeno ureico sanguíneo, creatinina, fósfo-ro, HCO3), urianálisis (gravedad específica), radiografías abdominales y ultrasonido abdominal.

*Enfermedades DentalesEn especial en primates geriátricos (pero puede aparecer en cual-quier edad), la enfermedad periodontal se asocia con dietas altas en azúcares (frutas); otros problemas como piezas dentales dañadas, traumatismos, abscesos alveolares, y varios más, garantizan una re-visión física y radiográfica completa una vez que los ejemplares son anestesiados.

Es importante considerar la posibilidad de tener que realizar proce-dimientos odontológicos durante la evaluación de salud, para lo que se recomienda contar con un odontólogo especialista de humanos.

Figuras 6A, 6B y 6C.- Secuencia de imágenes que muestran la valoración de la cavidad oral y la limpieza de piezas dentales por especialistas en un chimpancé adulto, los cuales deben considerarse procedimientos de rutina en las evaluaciones de salud de simios cautivos.

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*Enfermedades OcularesEntre los principales problemas oculares que se reportan en prima-tes, sobre todo geriátricos, destacan la formación de cataratas, atro-fia del iris, glaucoma y degeneración macular.

El diagnóstico requiere una valoración oftálmica completa, por lo que igual que en el caso anterior, un oftalmólogo de humanos es de gran ayuda durante la evaluación de salud en primates, así como lo es prever el uso de equipo especial de oftalmología (oftalmoscopio, tinciones de fluoresceína para evaluar integridad de la córnea, tonó-metro, entre otros).

Figura 7.- Valoración oftalmológica de un chimpancé común (Pan troglodytes) con el equipo adecuado, que destaca la importancia del trabajo en conjunto con especialistas de medicina humana.

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*Enfermedades EndócrinasDe los problemas endócrinos de mayor relevancia epidemiológica en PNH, se ha estudiado que la diabetes, los problemas tiroideos y las neoplasias de origen endocrino (glándulas adrenales, páncreas y tiroides), son los más frecuentes.

En el caso de la diabetes, la obesidad es el factor predisponente más importante; en este caso, se requieren estudios como biometría he-mática, química sanguínea (la medición de la glucosa sanguínea es muy importante, además de niveles de insulina, fructosamina, hemog-lobina glucosilada) y urianálisis.

Figura 8.- Toma de muestra de orina por cistocentésis guiada por ultrasonido para urianáli-sis y cultivo en un chimpancé macho adulto.

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Para diagnosticar la posible presencia del hipotiroidismo, es nece-sario también utilizar los estudios completos de sangre y química sanguínea, con énfasis en el colesterol, mediciones basales de T4 libre y total para diferenciación, T3, T4, captación de T3 y TSH (hormona estimulante de la tiroides).

Figura 9.- Toma de muestras sanguíneas para monitoreo de valores hormonales en una hembra adulta de orangután.

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*Enfermedades ReproductivasExiste una gran variedad de problemas de origen endocrino en PNH, los cuales deben diagnosticarse de manera oportuna, particularmen-te porque en las colecciones de este estudio aún hay algunos anima-les con potencial reproductivo.

Entre los principales problemas reproductivos destacamos las alte-raciones inflamatorias del tracto reproductivo de hembras y machos, infecciones y tumores (uterinos, ováricos).

En estos casos es vital llevar a cabo exámenes generales y valoración física, pero también radiografías, ultrasonido abdominal y evaluacio-nes del semen (para cuestiones de calidad del mismo, y valoración de probables infecciones).

Figura 10.- Procedimiento de electroeyaculación para valoración de la calidad del semen en un chimpancé adulto.

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• Altos contenidos de sal en la dieta.• Ausencia de factores cardioprotectores en las plantas ingeridas en cautiverio.• Estrés psicosocial y liberación de catecolaminas.• Endocrinopatías: diabetes e hipotiroidismo.• Hipertensión primaria o secundaria.• Otras enfermedades concurrentes como falla renal, enfermeda-des dentales y osteoartrosis (OA).

Cabe mencionar que en orangutanes, se ha encontrado una impor-tante significancia estadística entre la enfermedad renal y la ECV, sin haberse definido cuál de las enfermedades aparece primero en estos individuos.

Diagnóstico de ECV en Simios

Es importante diferenciar entre los problemas CV de humanos y si-mios para entender esta enfermedad en ambos rangos de especies, lo cual permitirá una mayor y mejor capacitación de los médicos veterinarios que manejan estas especies animales en cautiverio.

En la actualidad y a pesar de las investigaciones que se enfocan en la ECV en simios, la información CV sobre lo que es normal y anormal en cuanto a valores y medidas cardiacas para orangutanes, chimpan-cés y bonobos, aún es insuficiente. Por ello, no es posible en todos los casos concluir si un individuo de esta especie está afectado o no, y si esa afección es severa.

Es por esto que las evaluaciones cardiacas (y de salud global) en es-

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tas especies de simios, son fundamentales para todas las colecciones que las albergan.

Sin embargo, la información generada hasta el momento por el pro-yecto llamado base de datos cardiaca de gorilas (GCD, por sus siglas en inglés), cuya Directora es la Dra. Hayley Murphy (Directora Mé-dica del Zoológico de Atlanta), es un modelo excelente para valora-ción de ECV en cualquier simio.

Derivado del proyecto GCD, se sabe que en comparación con los humanos, los gorilas presentan aparentemente frecuencias cardia-cas más rápidas, presiones sanguíneas más elevadas, el músculo del ventrículo izquierdo es más grueso e hiperdinámico, y la fracción de eyección ventricular izquierda es más alta (cerca del 60%).

Figuras 11A y 11B.- Toma de presión sanguínea en distintos sitios anatómicos en ejem-plares adultos de chimpancé común y siamang.

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Actualmente existen recomendaciones específicas para valoracio-nes cardiacas estandarizadas, historia médica y documentación de la información clínica, así como para remisión de muestras de sangre, suero y plasma para los análisis de los biomarcadores cardiacos ac-tuales.

Las directrices mínimas necesarias para la valoración de salud CV en simios, son las siguientes:• Valoración por ecocardiografía: transtorácica paraesternal (o transesofágica).• Mediciones en centímetros del diámetro de la rama aórtica y de los tamaños de las cámaras ventriculares y atriales izquierda y derecha.• Medición del ventrículo izquierdo justo en o debajo de las pun-tas de los foliolos mitrales, en vistas de los ejes corto y largo, to-mados para el diámetro interno del ventrículo izquierdo en sístole (LVIDs, por sus siglas en inglés) y en diástole (LVIDd).• Grosor del septo interventricular en diástole (IVS, por sus si-glas en inglés).• Grosor de la pared posterior del ventrículo izquierdo (LVPW, por sus siglas en inglés).• Cálculo del acortamiento fraccional y de la fracción de eyec-ción.• Valoración y registro de flujo con Doppler, color, pulsátil y con-tiuo.• Electrocardiograma de 6 ó 12 derivadas.• Radiografías de tórax.• Frecuencia cardiaca.• Presión sanguínea.• Régimen anestésico.• Examen físico completo.

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• Muestras de sangre, suero o plasma para: CBC, química san-guínea, péptido natriurético cerebral (BPN, por sus siglas en inglés), troponina cardiaca I (CTn1, por sus siglas en inglés), marcadores cardiacos de síndrome metabólico como relación insulina-glucosa, insulina, lipoproteína oxidada de baja densidad (LDL, por sus siglas en inglés), leptina y niveles de colesterol.

A continuación se presentan una serie de imágenes que muestran el tipo de estudios de ecografía cardiaca realizados en estos ejemplares.

Figura 12.- Imagen de 5 cámaras en el eje largo en donde se está realizando por medio de Doppler continuo, la medición de la velocidad del flujo del tracto de salida del ventrículo izquierdo (aorta). Nótese el volumen muestra (doppler) colocado justo por debajo de la salida de la aorta y el espectro marca máximo 0.8 m/seg lo cual es normal.

Cabe mencionar que estas imágenes se han logrado gracias al excelente equipo de ecocardio-grafía con el que se contó en ese momento y a la experiencia del Dr. Rapoport ubicando la imagen del eje largo desde una ventana para esternal izquierda con el paciente en decúbito lateral izquierdo. Las imágenes logradas del eje corto fueron logradas desde la ventana para esternal derecha con el paciente en decúbito lateral derecho.

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Figura 13.- Imagen de 5 cámaras en el eje largo en donde se observa ventrículo izquierdo, atrio izquierdo, aorta, ventrículo derecho y atrio derecho. En esta imagen se aprecia fácilmente el cierre y la anatomía de la válvula mitral y el tracto de salida de la aorta. Además se nota perfectamente la anatomía del ventrículo izquierdo, incluyendo los músculos papilares.

Figura 14.- Imagen de 5 cámaras en la proyección del eje lar-go en donde se aprecia la válvula tricúspide del lado izquierdo de esta fotografía, la cual se observa normal. El cír-culo central es la aorta.

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El protocolo para la realización de las mediciones del ecocardiogra-ma fue el siguiente:I.- Eje largo:1.- Valoración anatómica de las imágenes de 4 y 5 cámaras.2.- Medición de flujos Doppler color y continuo de ambas válvu-las atrioventriculares y del tracto de salida del ventrículo izquierdo (Aorta).II.- Eje corto:1.- Medición por medio de Modo M de la base de la Aorta y del atrio izquierdo.2.- Valoración del flujo Doppler color y continuo del tracto de salida del ventrículo derecho (arteria pulmonar).3.- Evaluación de la contractibilidad del ventrículo izquierdo median-te Modo B y Modo M para poder obtener índices como el acorta-miento fraccional y la fracción del eyección.4.- Medición de paredes y cámara cardiaca del VI por medio de Modo M.

Siempre se obtuvo el trazo electrocardiográfico para apoyar la rea-lización de los ecocardiogramas.

Figura 15.- Doppler color de la válvula mi-tral al comienzo de la sístole en la imagen de 4 cámaras del eje largo, en donde se aprecia ligero reflujo al cierre de ésta, considerado normal por la alta sen-sibilidad del equipo con el que se realizó este estudio, además de ha-ber realizado la medi-ción de la velocidad del reflujo en esta válvula por medio de Doppler continuo encontrando velocidades menores a 2m/seg.

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Individuos de Estudio

El siguiente cuadro resume la información general de los grandes simios y siamangs, que se incluyeron en este estudio:

Cuadro 1.- Información general de los sujetos de estudio.

Especie Bonobos(Pan paniscus) Chimpancé común(Pan troglodytes) Orangutanes(Pongo spp.) Siamangs(Hylobates syndactylus) Total

Zoo Morelia(Macho:Hembra)

1.1

1.2

0

0

5

Edad

28 años26 años23 años31 años

27 años29 años

16 años27 años16 años

Zoo León(Macho:Hembra)

0

2.2

0.2

1.2

9

Edad >30 años>30 años >13 años>26 años>23 años

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Puntos Críticos de la Valoración Médica por Especie

Chimpancés

Los procedimientos de evaluación médica de los chimpancés, inclu-yen lo siguiente, una vez que el ejemplar esté anestesiado con los protocolos específicos según la especie, edad y estado fisiológico:

• Examen físico: auscultación torácica, palpación transabdominal profunda, palpación rectal, valoración oftalmológica, de canales au-ditivos, de pasajes nasales, orificios reproductivos (vagina, prepucio, uretra y escroto; este último sitio es de particular importancia por posibles problemas cardiovasculares si se encuentra edema escro-tal), y además un punto muy importante que es la palpación de todas las articulaciones para detectar crepitaciones u otras alteraciones degenerativas.• Evaluación y limpieza dental (así como otros tratamientos ne-cesarios al momento de la inspección) de cada ejemplar (de prefe-rencia por un dentista de humanos).• Colecta de sangre de las venas femoral, safena o cefálica.• Heces: cultivos bacterianos (enterobacterias: Salmonella, Shi-gella, Campylobacter y E. coli patogénica), coproparasitarios (proto-zoarios: amibas, Giardia; helmintos: Strongyloides stercolaris, Acan-tocéfalos). Pruebas directas en fresco para protozoarios y flotación y sedimentación para helmintos.• Las posiciones para las radiografías de tórax y abdomen deben contemplar dos vistas (lateral y dorsoventral/anteroposterior) con los brazos extendidos.• El ultrasonido abdominal debe realizarse como rutina, adjunto al ultrasonido rectal y otros métodos de imagenología avanzada, si se juzga conveniente.

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• La prueba de la tuberculina en PNH se aplica de forma intradér-mica en el párpado (o en el pecho o abdomen donde no exista pelo) para que sea un área factible de valoración a distancia (inflamación del sitio de aplicación), cada 24 horas durante 3 días seguidos. • El biológico que se utiliza en primates debe ser aislado especí-fico para PNH (Tuberculina Vieja de Koch (TVK); Synbiotics Corpo-ration).

Figura 16.- Aplicación de la prueba intradérmica de la tuberculina con el producto tubercu-lina vieja de Koch¸ Synbiotics Corporation) en un chimpancé.

• Adicionalmente y como complemento de la prueba de tuber-culina, se usarán otros métodos adicionales para el diagnóstico de la TB disponibles.• PrimaTB-Stat Pak (Chembio Diagnostic, Inc (Medford, New York):

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esta es una prueba que debe utilizarse en conjunto con el resto de métodos diagnósticos para la tuberculosis en PNH, y parece tener una mayor sensibilidad y especificidad que la prueba intradérmica.• El anterior es un método inmunocromatográfico cualitativo de un solo uso.

Figura 17.- Prueba de diagnóstico de tuberculosis Prima TB-Stat Pak, negativa en un chim-pancé, utilizando sangre completa (solo se marca la línea de control (C)), y no la línea de prue-ba positiva (T).

• De la misma forma, el lavado para cultivo de micobacterias en primates es esencial; las muestras deben ser colectadas por lavado broncoalveolar idealmente. Como alternativas se puede colectar la muestra por medio de lavado gástrico o traqueal.• Inmunoprofilaxis: se debe considerar para cada animal o grupo, de acuerdo con las posibilidades de exposición, historia de la colección y protocolos actuales de vacunación de humanos.Siempre que sea posible es preferible utilizar vacunas de virus muer-to en lugar de productos vivos modificados.No se aconseja aplicar la vacuna contra rubeola a hembras gestantes o reproductivamente activas que NO tengan métodos anticonceptivos.• Toxoide tetánico porque todos los PNH son sensibles y es-tán altamente predispuestos a contraer tétanos.

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• Rabia: valorar la necesidad de aplicar una vacuna con virus muerto de acuerdo a la posible exposición a especies ferales trans-misoras del virus a los PNH, y contar con un sustento preventivo si algún miembro del personal de zoológico es mordido por un pri-mate durante las labores diarias, entrenamientos, manejos médicos, entre otros. • Sarampión y poliomielitis: las cuales deben considerarse como profilaxis en los grandes simios.

Medicina Preventiva, Monitorización de Enfermeda-des, Pruebas Diagnósticas e Inmunización en Chim-pancés

En los chimpancés, el SSP de este grupo animal de la AZA, sugiere una lista de procedimientos específicos de medicina preventiva, va-loración clínica y monitoreo de enfermedades infecciosas, el cual se ha traducido y tomado de esa fuente de información online.

Evaluación anual recomendada/cuaren-tena/examen físico para chimpancés

Procedimiento

Examen físico

Evaluación dental

Peso corporal exacto

Muestras de sangre

Comentarios

Incluye una evaluación sistémica con herramientas que ayuden a incrementar los sentidos del evaluador. Incluye profilaxis necesaria.

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- CBC, panel bioquímico, grupos sanguíneo, serología viral, banco de suero (todas las edades).- Panel tiroideo para adultos (>15 años). - Colesterol, panel de lípidos, marcadores de enferme-dad cardiaca para geriátricos (>30 años).

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Cultivos rectales

Pruebas para tuberculosis

Imagenología

Paneles virales

Inmunización

Para Salmonella, Shigella, Campylobacter, Yersinia.

Prueba intradérmica, lavados-gástrico, traqueal, bron-quial, y /o prueba Primagam.

- Radiografías (torácicas y abdominales) recomendadas para todas las edades).- Ultrasonido abdominal para adultos (>15 años). - Ecocardiografía para geriátricos (>30 años).

- Virus de inmunodeficiencia del simio (SIV). - Espumavirus del simio (SFV). - Citomegalovirus (CMV). - Virus Herpes Simplex Virus 1 and 2 (HSV-1, HSV-2). - Influenza A and B (Flu A and Flu B). - Parainfluenza 1, 2, and 3. - Virus sincitial respiratorio (RSV). - Adenovirus del simio (SA-8). - Sarampión. - Varicela Zoster Humana (HVZ). - Virus Epstein Barr (EBV). - (Opcional) Hepatitis A y Hepatitis B, Encefalomiocar-ditis (EMC).

Ver sección 6.4

Figura 18.- Para el monitoreo de salud periódica en los chimpancés y el resto de los simios, se requiere un importante número de recursos tanto humanos como financieros, para lograr el mejoramiento de la calidad de vida de estos ejemplares en cautiverio.

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Captura e Inmovilización Química en Chimpancés La inducción de la anestesia en chimpancés debe prepararse con un ayuno de 12-14 horas.

PremedicaciónEl uso de fármacos para premedicación se considera como una he-rramienta para lograr una inducción anestésica más suave, tanto para el manejo como para la reducción de las dosis de los anestésicos, siempre que este procedimiento sea posible y no agregue estrés (es ideal con animales entrenados para recibir inyecciones).

En animales sanos, se recomienda el uso de preanestésicos como la acepromacina (0.2-1 mg/kg, PO, SC o IM; diacepam (0.1-1 mg/kg, PO, IM o IV); midazolam (0.05-0.5 mg/kg, IM o IV).

De la misma forma, se puede utilizar la atropina (0.02-0.04 mg/kg IM) o el glicopirrolato (0.05-0.01 mg/kg IM) para prevención de bradicar-dia e hipersalivación).

Inducción Los fármacos recomendados para la inducción de la anestesia en esta especie son: tiletamina-zolacepam; ketamina en combinación con medetomidina, benzodiacepinas (diacepam/midazolam) y/o bu-torfanol (puede causar depresión respiratoria profunda en PNH) y propofol (una vez que se haya logrado la anestesia general y se bus-que la inducción para colocación de sonda endotraqueal (ET).

Es muy importante considerar y prever que todo PNH anestesiado deberá ser entubado por tráquea, por lo que se requieren sondas ET de diferentes calibres.

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NOTA: Es fundamental considerar que para cualquier PNH >30 años, aquellos obesos y en los que se sospeche de enfermedades cardiacas o endócrinas, NO se utilicen los agonistas-α 2 (xilacina, medetomidina, dex-medetomidina).

También cabe mencionar, que un criterio actual para la anestesia de grandes simios, es no utilizar agonista-α-2 en los protocolos, debido a que se sabe que la enfermedad cardiovascular puede estar presen-te desde edades jóvenes (15 años), y no ser perceptible hasta que se diagnostica por medio de ecografía.

Mantenimiento de la AnestesiaLa anestesia inhalada complementaria con isofluorano o sevofluora-no y oxígeno, debe considerarse para procedimientos con una dura-ción mayor a 30 minutos.

Figura 19.- El mantenimiento de la anestesia en chimpancés y el resto de los simios, se recomienda sea llevado a cabo con gases inhalados como el isofluorano y sondeo endotraqueal.

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Monitorización del Proceso AnestésicoDurante TODO el procedimiento anestésico y hasta la recuperación del paciente, es importante valorar:• Ritmo y frecuencia cardiaca.• Calidad del pulso.• Tiempo de llenado capilar (TLLC).• Respiración (frecuencia y profundidad).• Temperatura corporal.• ECG.• Oximetría de pulso.• Capnografía.• Gases sanguíneos.

Figura 20A y 20B.- Tanto la oximetría de pulso como la capnogafía, son métodos de mo-nitoreo excelentes y necesarios en la anestesia de grandes simios.

RecuperaciónEl anestesista debe seguir de cerca todo el procedimiento anestési-co, así como la recuperación de cada ejemplar.

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Es aconsejable colocar a los simios de costado para minimizar el riesgo de broncoaspiración en caso de regurgitación, vómito o hi-persalivación, colocando la cabeza levantada pero la boca hacia abajo.

Figuras 21A, 21B y 21C.- El cuidado del procedimiento posanestésico, la recuperación en de-cúbito lateral y el mantenimiento de la sonda endotraqueal en los simios, son de los factores de éxito más importantes para lograr la recuperación final del paciente anestesiado.

AnalgesiaEs muy importante considerar en este manejo el uso anticipado de agentes analgésicos, debido a que varios de los procedimientos son potencialmente molestos y dolorosos (toma de muestras sanguí-neas, administración del anestésico con dardos, ultrasonografía tran-srrectal y tranesofágica, entre otros).

Entre los analgésicos que se sugieren en primates, dependiendo el estado fisiológico, se mencionan:Carprofeno (Pfizer Salud Animal) 2-4 mg/kg IM; Flunixin meglumina 0.3-2 mg/kg, SC, IM o IV.

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Puntos Críticos de la Valoración Médica

Orangutanes

Prueba de la Tuberculina En los orangutanes existe una elevada frecuencia (67%) de reaccio-nes “falso positivas” o “atípicas” a las pruebas intradérmicas de la tuberculina (Wells et al, 1990), por lo que se recomiendan varios métodos complementarios (los mismos que en chimpancés) para el diagnóstico de la TB en esta especie de primates.

Figura 22.- Reacción falsa positiva a la prueba de tuberculina (inflamación del párpado superior del ojo derecho), característica en orangutanes.

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La siguiente tabla, resume las pruebas diagnósticas necesarias en los orangutanes cada 18-24 meses como máximo, de acuerdo con el SSP norteamericano de estos PNH.

Lista de pruebas específicas de medicina preventiva para orangutanes

BacteriasTuberculosis Enterobacterias Otras VirusHepatitisOtros GeneralesSangreSueroOrinaCardiaco ComplementariosRadiografías UltrasonografíaEcocardiografíaTomografías (CT)

Tipo de prueba Prueba intradérmica con TVK.PRIMAGAM/PrimaTB-STAT Pak.Cultivo (lavado bronquial) y especiación.Tinciones de Ziehl-Neelsen. PCR. Cultivo fecal (Salmonella, Shigella, Campylobacter,E. coli patogénica).Yersinia spp. Mycoplasma.

Serotipos A, B y C.Herpesvirus hominis, sarampión y SIV.Parainfluenza. Conteo completo de células. Panel bioquímico completo. Panel tiroideo (TSH, T3, T4).Urianálisis, sedimentación urinaria y cultivo.Colesterol, triglicéridos, HDL, LDL, VLDL y electro-foresis.Proteica. Torácicas, abdominales y dentales con las mismasespecificaciones de posicionamiento de los chimpan-cés.Rodilla, cadera y columna para detectar OA.Transabdominal, transrrectal.

Diagnóstico de sinusitis/aerosaculitis.

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Consideraciones Anestésicas en Orangutanes

Debido a la anatomía y fisiología respiratoria de esta especie, una de las consideraciones más importantes durante la anestesia es mante-ner una vía aérea abierta (sonda endotraqueal) de inmediato, luego de la inmovilización química con anestésicos fijos.

Figura 23.- Durante la anestesia de los orangutanes, la colocación de una sonda endo-traqueal es esencial para evitar complicaciones como broncoaspiración y problemas en la ventilación, utilizando para ello el calibre adecuado de tubo endotraqueal y el laringoscopio de longitud apropiada (34 cm).

Para la anestesia en orangutanes se suelen utilizar los siguientes fár-macos: tiletamina/zolacepam, ketamina sola (aunque no es lo más recomendable por posible laringoespasmo), o combinaciones de ke-

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tamina-benzodiacepina.

Otra consideración muy importante en esta especie, es la posible presencia de aerosaculitis subclínica o manifiesta, por lo que se de-berá poner atención para evitar la aspiración de los exudados del saco aéreo durante la anestesia. Es aconsejable colocar a los orangu-tanes recostados de lado para evitar la broncoaspiración, así como contar con sondas endotraqueales (7-9 mm para hembras adultas), laringoscopio con paleta larga, aparatos de succión y tanque de oxí-geno durante la inducción anestésica.

De la misma manera, algunos aconsejan la aplicación topical de lido-caína (0.5-1 ml) en la laringe para evitar el laringoespasmo, así como tener lista atropina y doxapram en todo momento, por si son reque-ridos. Además se debe considerar contar con flumacenil (antagonista de benzodiacepinas) en caso de que la recuperación de la anestesia se prolongue.

Vacunaciones Recomendadas en Orangutanes

Se recomienda la protección de estos ejemplares con los siguientes biológicos:• Poliomielitis: VIRUS MUERTO.• Tétanos.• Influenza.• Sarampión.• Hepatitis B.

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Monitorización de ParásitosEn orangutanes es importante llevar a cabo exámenes copropara-sitoscópicos cada 3-4 meses y desde luego durante el programa de salud general con técnicas como: frote directo, flotación y Baermann.

Parásitos de importancia en orangutanes: Entamoeba histolytica, Ba-lantidium coli y Strongyloides sp.

Se recomienda la aplicación de ivermectina como método profilácti-co durante la evaluación general de salud.

Enfermedades Renales en OrangutanesSe han reportado glomerulonefritis (se ha relacionado con casos crónicos de aerosaculitis) y nefritis intersticial crónica en ambos se-xos, por lo que es de vital importancia considerar el urianálisis y el urocultivo durante el monitoreo de salud en esta especie.

Artritis DegenerativaEs común en estudios de salud de orangutanes, por lo que se re-comienda realizar radiografías de las articulaciones de las rodillas, de la espalda baja y de la cadera, siempre que se valoren oranguta-nes adultos.

Figura 24.- Los estudios radiográficos de columna y cadera son muy importantes en orangutanes adultos para la evaluación de problemas degenerativos, los cuales de no ser detectados de forma oportuna, disminuyen la calidad de vida en los ejemplares cautivos.

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Complejo RespiratorioEn orangutanes se considera que el complejo respiratorio incluye ri-nitis, sinusitis, aerosaculitis, bronquitis, bronquiolitis y neumonía cró-nica.

Obesidad y Diabetes Tipo IIAunque según algunos expertos la incidencia de diabetes tipo II en orangutanes no es tan común como se pensó, es importante llevar a cabo estudios de tolerancia a la glucosa y medición de fructosamina cuando los animales son valorados.

Como en cualquier otra especie, la obesidad se relaciona con varias enfermedades de preocupación como problemas cardiacos y respi-ratorios, bloqueos respiratorios anatómicos y enfermedades de las articulaciones en los orangutanes cautivos.

Figura 25.- Como ocurre con un gran nú-mero de primates cauti-vos, los orangutanes que presentan sobrepeso y/u obesidad son animales en riesgo potencial de sufrir complicaciones de salud importantes, por lo que los estudios de salud programados cada 18-24 meses, son la mejor oportunidad para valorar este tipo de individuos.

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Resultados

Un proyecto de investigación como el que se llevó a cabo en estas dos colecciones zoológicas mexicanas, ha requerido de una impor-tante logística, inversión financiera y de recursos humanos, para un número total de 14 animales valorados.

Los resultados finales de salud cardiovascular, muestras sanguíneas, pruebas específicas para enterobacterias, tuberculosis, urianálisis, ecocargiografía abdominal y reproductiva, y estudios radiográficos, serán evaluados por diferentes especialistas para publicar las conclu-siones y resultados obtenidos posteriormente en distintas revistas de cada especialidad.

Conclusiones

Los procedimientos de medicina preventiva en grandes simios deben involucrar métodos de monitorización de salud, evaluaciones clíni-cas, tratamientos profilácticos, vacunaciones y tratamientos especí-ficos necesarios para cada uno de los individuos de la colección de PNH, evaluaciones clínicas de animales que saldrán temporal o defi-nitivamente de la colección del zoológico, cuarentena de ejemplares que llegan al zoológico o de animales enfermos, y procedimientos completos de necropsias para los que fallecen.

Estos protocolos de salud sirven para detectar/tratar problemas ac-tuales tanto parasitarios como de otra índole infecciosa, problemas metabólicos y reproductivos, problemas geriátricos, así como para establecer valores basales de referencia para la propia colección de

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PNH dentro de cada institución.

Con este primer proyecto integral de salud de grandes simios y simios menores (siamangs) en el zoológico de León, Guanajuato, y zoológico Benito Juárez de Morelia, el Instituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IMFAC, S.C), pretende promover la salud de los simios cautivos en México, como lo ha hecho a través de los talleres de salud en elefantes que en la actualidad se desa-rrollan cada año dentro del Congreso Veterinario de León, en León, Guanajuato, México.

Agradecimientos

La coordinación de este proyecto agradece profundamente a los directivos, personal veterinario, cuidadores de animales, personal de intendencia y de recursos humanos, de los zoológicos participantes por el apoyo incondicio-nal, además del extraordinario esfuerzo de planeación y ejecución durante la semana de trabajo.

De la misma manera, se reconoce el enorme esfuerzo tanto del zoológico de Léon como del zoológico Benito Juárez de Morelia, para conjuntar el excelente equipo de especialistas de universidades, centros de salud pri-vados, laboratorios, y clínicas veterinarias, para lograr obtener el equipo humano y físico para llevar a cabo este proyecto

Al zoológico de Atlanta, en especial a la Dra. Hayley Murphy por la amabi-lidad y accesibilidad para permitir al Dr. Samuel Rivera ausentarse de sus labores y participar de forma magistral en este proyecto.

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A la Universidad de Georgia, Athens, Georgia, EUA., por acceder de forma inmediata a la participación del Dr. Gregg Rapoport como especialista para la valoración cardiovascular de los simios.

A la compañía Sound-Eklin (Carlsbad, California, EUA) quien proveyó acce-so al ecógrafo para los ecocardiogramas y ultrasonido abdominal.

A Centro Veterinario México por la participación del Dr. Jorge Fajardo K, para el entrenamiento de un especialista veterinario mexicano en la valo-ración de salud cardiovascular en simios.

Al Centro Veterinario de Especialidades en Léon, Guanajuato y en especial al Dr. Emanuel Beltrán por su participación y facilitación de equipo y ex-periencia clínica compartida.

Un agradecimiento y reconocimiento especial a Pfizer Salud Animal, Mé-xico, por el gran interés en el área de animales de zoológico, el apoyo incondicional y la donación de los anestésicos, y la tuberculina especial (Synbiotics Corporation), especifica para la evaluación de tuberculosis en primates.

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