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UNIVERSIDAD DE JAÉN FACULTAD DE CIENCIAS EXPERIMENTALES
Grado en Química
Trabajo Fin de Grado
Alumna: Marta Ortega Calderón
Julio, 2018
Julio, 2018
Trabajo Fin de Grado
Estudio comninado de los principales factores
tecnológicos en la elaboración de aceite
de oliva
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UNIVERSIDAD DE JAÉN FACULTAD DE CIENCIAS EXPERIMENTALES
Grado en Química
Trabajo Fin de Grado
Trabajo Fin de Grado
Alumna: Marta Ortega Calderón
Julio, 2018
Julio, 2018
ESTUDIO COMBINADO DE LOS PRINCIPALES
FACTORES TECNOLÓGICOS EN LA
ELABORACIÓN DE
ACEITE DE OLIVA
4
ÍNDICE
RESUMEN .................................................................................................................. 6
ABSTRACT ................................................................................................................ 6
1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 7
1.1. Composición del aceite de oliva ................................................................ 7
1.1.1. Fracción saponificable ............................................................................ 8
1.1.2. Fracción insaponificable........................................................................ 10
1.1.3. Compuestos fenólicos, tocoferoles y pigmentos ................................... 11
1.1.4. Compuestos volátiles ............................................................................ 12
1.2. Elaboración de aceite de oliva ................................................................. 12
2. OBJETIVOS ...................................................................................................... 16
3. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................. 17
3.1. Material vegetal .......................................................................................... 17
3.2. Caracterización de la muestra de aceitunas ........................................... 18
3.2.1. Índice de madurez ................................................................................ 18
3.2.2. Determinación de la humedad .............................................................. 19
3.2.3. Contenido graso en pastas y orujos ...................................................... 20
3.3. Extracción del aceite ................................................................................. 22
3.4. Determinación de parámetros de calidad................................................ 25
3.4.1. Acidez ................................................................................................... 25
3.4.2. Índice de peróxidos ............................................................................... 26
3.4.3. Coeficiente de extinción: K270, y K232 .................................................... 27
3.4.4. Ácidos grasos ....................................................................................... 27
3.5. Determinación de compuestos fenólicos ................................................ 27
3.6. Determinación de compuestos volátiles ................................................. 28
3.7. Determinación de la capacidad antioxidante .......................................... 29
3.8. Determinación de pigmentos fotosintéticos ........................................... 30
3.9. Análisis estadístico ................................................................................... 30
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 31
4.1. Parámetros de calidad y otras características de los aceites ............... 31
4.1.1. Ácidos grasos ....................................................................................... 34
4.1.2. Compuestos fenólicos ........................................................................... 37
4.1.3. Compuestos volátiles ............................................................................ 41
4.1.4. Valores óptimos .................................................................................... 44
5
5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 45
6. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................. 45
6
RESUMEN
En este Trabajo de Fin de Grado se estudian los principales factores
tecnológicos que influyen en el proceso de elaboración del aceite de oliva virgen:
tamaño de criba, temperatura y tiempo de batido a escala de laboratorio utilizando el
sistema Abencor. Se ha realizado un diseño de experimento Box-Bhenken con cinco
puntos centrales y empleado la Metodología de Superficie de Respuesta para obtener
modelos matemáticos. La variedad de aceituna utilizada ha siso la Acebuchina que
proviene de acebuches u olivos salvajes, de la cual hay poca información en
bibliografía. Las respuestas estudiadas en los aceites han sido: algunos parámetros
de calidad (acidez, índice de peróxidos y coeficientes de extinción), los ácidos grasos,
los pigmentos fotosintéticos (clorofilas y carotenoides), los compuestos volátiles y
fenólicos y la capacidad antioxidante. Los resultados muestran que los aceites
procedentes de la variedad Acebuchina cumplen con todos los requisitos para el
consumo humano y además son muy ricos en compuestos antioxidantes y
compuestos volátiles.
ABSTRACT
In this Degree Project, the main technological factors that influence in the virgin
olive oil production process are studied: hole size, temperature and time of malaxing
at laboratory scale using Abencor system. A Box-Bhenken experiment design with five
central points has been made and the Response Surface Methodology has been used
to obtain mathematical models. The Acebuchina has been the variety of olive used that
comes from acebuches or wild olive trees, which there is little information in the
bibliography. The responses studied in the oils were: some quality parameters (acidity,
peroxide index and extinction coefficients), fatty acids, photosynthetic pigments
(chlorophylls and carotenoids), volatile and phenolic compounds and antioxidant
capacity. The results show that oils from Acebuchina variety achieve all the
requirements for human consumption and are also very rich in antioxidants and volatile
compounds.
7
1. INTRODUCCIÓN
1.1. Composición del aceite de oliva
El aceite de oliva es un zumo extraído del fruto del olivo, llamado aceituna, de
forma natural sin procesamiento químico, solo con métodos físicos los cuales son
limpieza, lavado, molienda, batido, centrifugación, decantación y filtración.
El aceite de oliva es el aceite vegetal más natural (López, 2003) y puede
consumirse en crudo sin perder sus propiedades ni componentes.
Existen muchas variedades de olivo, entre ellas el olivo silvestre, también
llamado acebuche. El acebuche no es cultivado y se presenta de forma silvestre, de
ahí también se le llama olivo salvaje. El acebuche tiene como fruto la acebuchina, una
aceituna de tamaño pequeño y forma ovalada como se puede observar en la Figura
1.1.
Figura 1.1 Ramas de acebuche y su fruto
8
El acebuche (Figura 1.2) se puede encontrar en los países Mediterráneos
(García-Donas, 2001) y concretamente en España son fáciles de encontrar en
Andalucía, siendo mayoritarios en la provincia de Cádiz donde se hayan agrupados
formando acebuchales (Espejo, 2005).
Figura 1.2 Acebuche
La composición del aceite de oliva viene dada por dos fracciones, una
saponificable y otra insaponificable. Estas fracciones también reciben el nombre de
compuestos mayoritarios para la fracción saponificable y compuestos minoritarios
para la fracción insaponificable (Gil, 2010).
En la fracción saponificable se encuentran los triglicéridos en mayor proporción
y los ácidos grasos en menor proporción. La fracción insaponificable está compuesta
por los derivados de ácidos grasos, hidrocarburos, alcoholes alifáticos, tocoferoles,
clorofilas, carotenoides, y compuestos fenólicos (Boskou, 1998).
1.1.1. Fracción saponificable
a) Triglicéridos
Un triglicérido se conforma mediante la reacción de esterificación del glicerol
con tres moléculas de ácido graso para obtener el triglicérido y tres moléculas de agua.
Se puede observar la reacción en la Figura 1.3.
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Figura 1.3 Reacción de esterificación de un triglicérido
b) Ácidos grasos
Un ácido graso es un ácido orgánico de cadena larga que está formado por un
grupo carboxílico y una cadena hidrocarbonada, la cual es no polar por lo que le
concede la propiedad de insolubilidad en agua y una textura oleosa. El ácido oleico es
el ácido graso mayoritario en el aceite de oliva, seguidamente de ácido palmítico y
linoleico. También se encuentran, aunque en menor cantidad, ácido esteárico y ácido
linolénico (FAO, 2017). Los porcentajes de las cantidades de estos ácidos pueden
depender del tipo de variedad de aceituna, grado de madurez y la zona de producción
ya que se puede ver afectado por las condiciones climáticas y la latitud.
(Boskou,1998). A continuación se muestra la Tabla 1.1 con los nombres de los ácidos
grasos y su nomenclatura que contiene el aceite de oliva virgen (FAO, 2017).
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Ácidos Grasos Nomenclatura
Mirístico C 14:0
Palmítico C 16:0
Palmitoleico C 16:1
Heptadecanoico C 17:0
Heptadecenoico C 17:1
Esteárico C 18:0
Oleico C 18:1
Linoleico C 18:2
Linolénico C 18:3
Araquídico C 20:0
Gadoleico (eicosenoico) C 20:1
Behénico C 22:0
Lignocérico C 24:0
Tabla 1.1 Nombre y nomenclatura de los ácidos grasos presentes en el aceite de oliva
1.1.2. Fracción insaponificable
En la fracción insaponificable se encuentran los componentes minoritarios del
aceite de oliva virgen, aunque la cantidad sea pequeña, tienen una gran importancia,
ya que confieren ciertas propiedades al aceite.
a) Hidrocarburos
Los hidrocarburos que en mayor cantidad se pueden encontrar en el aceite de
oliva son el escualeno y el β-caroteno., aunque en menor cantidad también se pueden
encontrar hidrocarburos ramificados, n-parafinas e hidrocarburos aromáticos.
b) Alcoholes grasos y alcoholes diterpénicos
En el aceite de oliva se pueden encontrar alcoholes grasos tales como,
docosanol, tetracosanol, hexacosanol, y octacosanol, y como alcoholes diterpénicos
existen el fitol y el geranilgeraniol (Boskou, 1998).
c) Ceras
Las ceras son ésteres que provienen de los ácidos grasos y alcoholes grasos, las que
se pueden encontrar principalmente son C36, C38, C40, C42, C44 y C46.
11
d) Esteroles
Existen diferentes tipos de esteroles pero los que pertenecen al aceite de oliva
en mayor cantidad son: β-sitosterol, Δ-5-avenasterol y campesterol. Los esteroles son
unas moléculas liposolubles y complejas.
e) Fosfolípidos
Los fosfolípidos están formados por un ácido graso y un grupo fosfato en forma
mono o di-éster. Los fosfolípidos que se encuentran en más abundancia son:
fosfatidilcolina, fosfatidiletanolamina, fosfatidil-linositol y fosfatidilserina (Alter y
Gutfinger, 1982).
1.1.3. Compuestos fenólicos, tocoferoles y pigmentos
El aceite de oliva contiene ciertas sustancias que le proporcionan estabilidad,
sabor y color. Estos compuestos son los compuestos fenólicos, los tocoferoles y los
pigmentos.
a) Compuestos fenólicos
Los compuestos fenólicos son también llamados polifenoles del aceite, forman
parte de la fracción polar en la extracción con etanol - agua. (Boskou, 1998).
Los compuestos fenólicos más importantes son el tirosol y el hidroxitirosol,
aunque a día de hoy se siguen haciendo estudios sobre estas sustancias para conocer
con exactitud los porcentajes de la cantidad presente en el aceite de oliva. (Boskou,
1998)
b) Tocoferoles
Una parte muy importante de los constituyentes del aceite de oliva son los
tocoferoles, los cuales dan la estabilidad. También se les reconocen por ser grandes
antioxidantes. Los principales tocoferoles que se pueden encontrar son el α-tocoferol,
β-tocoferol y γ-tocoferol, siendo un 95% el α-tocoferol y el 5% restante una suma de
los otros tocoferoles. (Boskou, 1998)
c) Pigmentos
Los pigmentos son los encargados de proporcionar el color característico al
aceite de oliva. Este color tiene tonalidades amarillentas verdosas hasta alcanzar un
12
color dorado, esto depende del grado de madurez de la aceituna y la variedad de ella.
Los pigmentos naturales que se pueden encontrar en el aceite de oliva son las
clorofilas y feofitinas y los carotenoides. Las principales clorofilas y feotoninas son las
llamadas clorofilas a y b y feotoninas a y b, y son las responsables de dar el color. Los
carotenoides principales que posee el aceite de oliva son: luteína, β-caroteno,
violaxantina y neoxantina. Durante la maduración existe un aumento de luteína,
llegando a ser el componente principal por una reducción de clorofilas (Boskou, 1998).
1.1.4. Compuestos volátiles
En el aceite de oliva se pueden encontrar compuestos volátiles, los cuales le
proporcionan el aroma característico que el aceite tiene. Los compuestos volátiles han
sido estudiados por muchos autores, donde se han identificado más de 100
compuestos diferentes, entre ellos se aprecian hidrocarburos, alcoholes, aldehídos,
ésteres, fenoles y derivados, terpenos oxigenados y derivados del furano (Boskou,
1998).
Estos compuestos volátiles se pueden agrupar en dos grupos: los que se
encuentran en el tejido del fruto, que se les denomina naturales, y otro grupo de
productos secundarios que aparecen dentro de las células (Morales y Tsimidou,
2003).
1.2. Elaboración de aceite de oliva
En la elaboración del aceite de oliva se realizan un conjunto de operaciones
mecánicas con el objetivo de separar el aceite de los otros componentes de la
aceituna: agua y sólidos. La almazara es el lugar donde se realizan estas operaciones,
y en la Figura 1.4 se muestra un esquema de la misma. Si se utilizan aceitunas sanas
y el proceso se lleva acabo correctamente se obtienen aceites de oliva vírgenes de
calidad extra.
13
Figura1.4 Esquema de una almazara
Los factores agronómicos también afectan a la calidad del aceite de oliva
debido a que afectan a la aceituna y se clasifican en dos grupos: intrínsecos, que no
se pueden modificar, tales como la variedad de la aceituna y el medio donde se
desarrolla el árbol, por los factores climáticos y edafológicos, y extrínsecos, que son
aquellos que pueden ser controlados, como por ejemplo, la recolección, el transporte,
la maduración del fruto, plagas y enfermedades y el riego (De Torres, 2013).
En cuanto al proceso de elaboración del aceite de oliva virgen, y siguiendo el
esquema de la Figura 1.4, en primer lugar las aceitunas que llegan a la almazara se
deben clasificar según su procedencia, árbol o suelo, ya que la calidad del aceite es
diferente. Una vez clasificadas la aceitunas se deben limpiar para la eliminación de
hojas, ramas, piedras, polvo, y si fuera necesario lavarlas para eliminar barro que
pudieran traer, pero esta operación no se aconseja en todos los casos.
Una vez limpios los frutos se introducen en la tolva a la espera de seguir el
procedimiento de extracción. En la tolva deben pasar el menor tiempo posible, porque
al atrojar las aceitunas se pueden producir descomposición de la materia orgánica y
deterioro de las aceitunas (Uceda et al, 2004).
a) Molienda del fruto
En esta etapa el fruto se hace pasar por unos molinos metálicos de martillos
que se alimentan por la parte central y trituran el fruto mediante el impacto con la criba.
La criba puede tener diferente diámetro de los orificios, para conseguir diferentes tipos
de molienda. Las condiciones de la molienda ha sido una variable de mejora en el
rendimiento del proceso. En esta parte del proceso se activa la maquinaria enzimática
debido a la trituración de los tejidos vegetales del fruto.
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b) Batido de la pasta de la aceituna
Cuando tenemos la aceituna triturada se forma una pasta la cual se bate
lentamente para romper las emulsiones aceite/agua y para que la pasta suelte el
aceite y así quedan una fase sólida y otra líquida. Las condiciones del batido pueden
ser modificadas para obtener una eficacia optima, por ejemplo, modificando algunos
de los siguientes parámetros: tiempo, temperatura y adicción de coadyuvantes
tecnológicos. El aumento de la temperatura favorece a la disolución de compuestos
fenólicos y si se aumenta el tiempo existe una disminución de polifenoles debido a la
acción de la fenoloxidasa (Solinas et al., 1978).
c) Separación de las fases líquida y sólida
El mejor método para la separación de las fases líquida y sólida de la pasta es
a través de la centrifugación, teniendo en cuenta las densidades. En las almazaras se
realiza un proceso continuo de centrifugación en dos fases (Figura 1.5) o tres fases.
Mediante la fuerza centrífuga los sólidos quedan adheridos a las paredes de la
centrifugadora horizontal o decánter. Este decánter puede tener dos o tres salidas,
siendo el más usual el de dos fases, que separa el aceite del resto de los componentes
de la aceituna: sólidos y agua, llamado alpeorujo. El alpeorujo puede continuar a un
siguiente proceso de centrifugación en horizontal para obtener más aceite, no
obstante, el aceite obtenido en este caso no se puede clasificar como aceite de oliva,
sino como aceite de orujo (Espínola, 2000).
15
Figura 1. 5 Esquema del sistema continuo de centrifugación en dos fases
d) Lavado de aceites
El aceite obtenido del decánter suele llevar pequeñas partículas sólidas y
bastante humedad, por lo que debe ser sometido a una segunda centrifugación que
se conoce como lavado de los aceites y realizada en centrífugas verticales.
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e) Almacenamiento
El aceite de oliva puede conservarse en depósitos de acero inoxidable. El
almacenamiento provoca algunos cambios organolépticos y fisicoquímicos debido a
los compuestos fenólicos (García, 2003). Los polifenoles tienden a perderse con el
tiempo (Gutiérrez y Fernández, 2002) a excepción del hidroxitirosol y el tirosol que
aumentan su concentración. También los tocoferoles se ven afectados, en concreto
el α-tocoferol que pasado un largo tiempo tiende a disminuir (Psomiadou et al, 2000).
2. OBJETIVOS
El aceite de oliva es uno de los aceites vegetales con unas buenas propiedades
nutricionales y sensoriales que lo diferencian del resto. El aceite de oliva es un aceite
comestible que no contiene productos químicos perjudiciales para la salud, ya que su
extracción es mediante un proceso físico.
Las principales etapas en la elaboración del aceite de oliva virgen son la molienda
y el batido, objeto de nuestro estudio. En el caso de la molienda vamos a estudiar el
tamaño del diámetro de la criba y en el batido la temperatura y el tiempo.
Con estas variables, que se relacionarán entre ellas para conseguir el mejor
rendimiento de la extracción y calidad del zumo de la aceituna, se estudiará el
rendimiento, la acidez, el índice de peróxidos, ácidos grasos, coeficientes de extinción,
pigmentos fotosintéticos, compuestos fenólicos, compuestos volátiles y la capacidad
antioxidante.
La variedad de aceituna que se ha utilizado para este estudio es la Acebuchina,
proveniente del acebuche, o también llamado olivo salvaje.
Para el estudio vamos a utilizar un diseño de experimentos y la Metodología de
Superficies de Respuesta utilizando los factores tecnológicos mencionados
anteriormente: tamaño de la criba y temperatura y tiempo de batido de la pasta. Con
este estudio se pretende obtener modelos matemáticos para predecir las diferentes
respuestas según van variando los factores y sus posibles combinaciones.
17
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Material vegetal
Las aceitunas empleadas para el desarrollo del estudio han sido Acebuchinas
que fueron recogidas a ordeño directamente desde el acebuche. La recogida fue a lo
largo de una mañana a las afueras de Jaén, exactamente en el Puente de la Sierra en
el Carril del Mingo, al inicio de la campaña de recogida de la aceituna.
Figura 3.1 Mapa de Jaén con el punto exacto desde donde se recolectó la aceituna.
(Google Maps, 2018)
Respecto a las variedades de aceitunas en la provincia de Jaén, la Acebuchina
es poco común si se compara con la variedad Picual. Realmente la Acebuchina no es
una variedad comercial ya que se trata de una especie silvestre que actualmente se
está estudiando para conocer sus propiedades.
Según el Ministerio de Agricultura, la provincia de Jaén corresponde a la zona
olivarera llamada Zona 1ª Picual. Esta zona se extiende por toda la provincia de Jaén,
el norte de la sierra de Granada y el este de la sierra de Córdoba, en total ocupa
600.000 hectáreas, y donde se otorgan dos denominaciones de origen, Denominación
de Origen Sierra de Segura y Denominación de Origen de Sierra Mágina (Civantos,
1999).
18
3.2. Caracterización de la muestra de aceitunas
3.2.1. Índice de madurez
Para determinar el índice de madurez se sigue el método de Uceda y Frías
(1985) que consiste en apreciar la tonalidad de la piel y de la pulpa en el proceso de
maduración.
Consiste en seleccionar 100 aceitunas aleatorias como se puede observar en
la Figura 3.2 y clasificarlas según la categoría que se muestra en la Tabla 3.1 que
ordena las ocho categorías que existen con el color que les corresponde. Para conocer
el color de la pulpa se hace un corte perpendicular al hueso y se retira una porción de
pulpa para saber la profundidad del color como se muestra en la Figura 3.3.
Figura 3.2 Selección de aceitunas para determinar el índice de madurez
Figura 3.3 Cortes en las aceitunas para conocer el color de la pulpa
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Categoría Color de piel y pulpa
0 Piel verde intenso
1 Piel verde amarillento
2 Piel verde con manchas rojizas en menos de la mitad del fruto
3 Piel rojiza o morada en más de la mitad del fruto
4 Piel negra y pulpa blanca
5 Piel negra y pulpa morada sin llegar a la mitad de la pulpa
6 Piel negra y pulpa morada sin llegar al hueso
7 Piel negra y pulpa morada totalmente hasta el hueso
Tabla 3.1 Categorías de los frutos según su color de piel y pulpa
El índice de madurez se calcula según la Ecuación 3.1.
𝐼𝑀 =𝑎∗0+𝑏∗1+𝑐∗2+𝑑∗3+𝑒∗4+𝑓∗5+𝑔∗6+ℎ∗7
100 (E.3.1)
Siendo las letras desde a hasta h, el número de aceitunas en cada categoría
respectivamente y los números de 0 a 7 las categorías referidas en la Tabla 3.1.
3.2.2. Determinación de la humedad
Las pastas de aceituna y el orujo se han pesado en un granatario sobre una
placa de vidrio con una precisión de 0,01 gramos como se muestra en la Figura 3.4 y
seguidamente se han introducido en una estufa a 105ºC durante 24 horas para
eliminar la humedad que pudiera contener la muestra (Figura 3.5). Pasado ese tiempo
se puede calcular mediante diferencia de peso la humedad de la pasta, con la
Ecuación 3.2.
𝐻 =𝑚ℎ−𝑚𝑠
𝑚ℎ100 (E.3.2)
20
Siendo H la humedad (%), mh la masa húmeda (g) y ms la masa seca (g).
Figura 3.4 Placa con orujo en granatario
Figura 3.5 Horno alcanzando la temperatura de 105 ºC
3.2.3. Contenido graso en pastas y orujos
Para determinar el contenido graso de las pastas y de los orujos se ha llevado
a cabo el método Soxhlet. Este proceso consiste en poner en contacto un sólido con
un disolvente del soluto a extraer, en este caso se ha empleado hexano, el cual se
elimina mediante evaporación (Figura 3.6). Finalmente se introduce el matraz con el
aceite en una estufa de secado para asegurar que se eliminan todos los restos de
disolvente y humedad. En la Figura 3.7 se puede observar el resultado final de los
cartuchos tras la extracción Soxhlet.
Para determinar el contenido graso se emplea la Ecuación 3.3.
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𝑅𝑠 =𝑚𝑎
𝑚𝑠100 (E.3.3)
Siendo Rs el contenido graso en base seca (%), ma, masa de aceite extraído
(g) y ms masa de la muestra seca (g).
Figura 3.6 Equipo de extracción Soxhlet
Figura 3.7 Cartuchos tras finalizar la extracción con Soxhlet
22
3.3. Extracción del aceite
La extracción del aceite en este trabajo se ha hecho mediante el sistema
Abencor, un sistema que permite extraer el aceite a escala de laboratorio.
Este sistema está compuesto por tres elementos: un molino, una termobatidora
y una centrífuga. El procedimiento que se sigue es el que se detalla a continuación.
En primer lugar las aceitunas se trituran en el molino que se puede observar en
la Figura 3.8, que es un molino de martillos que contiene unas cribas de diferentes
tamaños (Figura 3.9) y un depósito por donde se van introduciendo las aceitunas a su
interior.
Consta con un motor que hace que los martillos se muevan uniformemente.
Una vez trituradas las aceitunas se forma una pasta, de la cual se toman muestras de
500 gramos que se introducen en unos cazos aptos para la termobatidora y se
someten al proceso de batido.
Figura 3.8 Molino de martillos del sistema Abencor
23
Figura 3.9 Cribas de diferentes tamaños para el molino del sistema Abencor.
De izquierda a derecha: 4,5 mm, 5,5 mm y 6,5 mm
La termobatidora se puede programar a diferentes temperaturas, para ello se
usa un baño de agua como líquido calefactor. La termobatidora tiene 6 varillas pero
todas ellas van a la misma velocidad y temperatura, por lo que para cada temperatura
hay que esperar a enfriar o calentar la termobatidora. La velocidad no es posible
cambiarla. En la Figura 3.10 se puede observar la termobatidora del sistema Abencor.
Figura 3.10 Termobatidora del sistema Abencor y cazos
Pasado el tiempo de batido, la pasta se pasa al tercer elemento, la centrífuga
(Figura 3.11A y Figura 3.11B), donde se centrifuga a 3500 rpm durante un minuto y
medio, se recoge el mosto en una probeta graduada. Se vuelve a repetir la
24
centrifugación con las mismas condiciones pero añadiendo 100 mL de agua caliente
a la pasta que ha quedado en la centrífuga y el mosto originario se recoge en la misma
probeta donde está el mosto anterior como se muestra en la Figura 3.12. Al acabar se
recoge una muestra de orujo que se seca para la determinación de su contenido graso.
A B
Figura 3.11. A) Centrigugadora del sistema Abencor y B)
Ampliación de la caída del aceite tras la centrifugación
Figura 3.12 Probetas graduadas de recolección del aceite centrifugado
El mosto recogido se deja decantar en la oscuridad y seguidamente se lee la
cantidad de aceite que se ha obtenido. El rendimiento de la extracción se puede
conocer mediante la Ecuación 3.4.
25
𝑅 =𝑉𝑎∗𝜌
𝑚𝑝100 (E.3.4)
Siendo R, el rendimiento de la extracción (%), ρ la densidad del aceite (0,915
g/mL), Va el volumen obtenido (mL), mp la masa de la pasta de aceituna (g).
Los aceites que se han obtenido se han filtrado a través de papel de filtro para
que no haya residuos sólidos y seguidamente se han guardado en botes de cristal
topacio donde se le ha agregado una atmósfera inerte de nitrógeno. Se han congelado
las muestras para conservarlas en buen estado hasta el uso de cada una de ellas.
Figura 3.13 Filtración de los aceites obtenidos en la centrifugadora
3.4. Determinación de parámetros de calidad
3.4.1. Acidez
La acidez se considera como los gramos de ácidos grasos libres, que se
expresan como ácido oleico, que la muestra de 100 gramos presenta.
El análisis se lleva a cabo según el método oficial de la Unión Europea del
Reglamento CEE 2568/91, en el que se ejecuta una valoración ácido-base de la
muestra en disolución con una mezcla de disolventes no acuosos y valorándolo con
una disolución etanólica de KOH. Para controlar el viraje se añaden unas gotas de
fenoftaleína como indicador.
Se pesan 5 gramos de aceite, en un matraz Erlenmeyer de 250 mL, se
disuelven con 50 mL de una mezcla de alcohol etílico-éter etílico y se hace la
26
valoración con KOH alcohólica 0,1 N hasta que vira la disolución. La valoración se
hace en constante agitación. Para obtener la acidez se requiere emplear la Ecuación
3.5.
𝐴 =𝑉∗𝑐∗𝑀
10∗𝑚𝑎 (E.3.5)
Siendo A la acidez (%), c la concentración de la disolución KOH (mol/L), M el
peso molecular del ácido oleico (282 g/mol) y ma la masa del aceite (g).
3.4.2. Índice de peróxidos
Con esta prueba se pretende conocer el estado de oxidación inicial de un aceite
haciendo referencia a la cantidad de hidroperóxidos existentes en la muestra. Los
hidroperóxidos oxidan al ioduro potásico según el método de la Unión Europea del
Reglamento CEE 2868/91, en el cual se indica que se realice una iodometría por
retroceso, en la cual la muestra está disuelta en un disolvente orgánico es tratada con
ioduro potásico, KI, en exceso, se valora el iodo liberado con tiosulfato sódico,
Na2S2O3 con ayuda del indicador almidón.
Se pesan 1,50 gramos de aceite en un matraz Erlenmeyer de 250 mL con un
tapón esmerilado, se disuelven 25 mL de ácido acético-cloroformo (15:10 v/v),
seguidamente se añade 1 mL de disolución saturada de ioduro potásico, se agita
durante 1 minuto y se deja reposar en la oscuridad durante 5 minutos. Pasado este
tiempo, se añaden 75 mL de agua destilada, se agita fuertemente y se valora con
disolución de tiosulfato sódico 0,1N con almidón hasta que se realice el viraje de color.
También se hace un blanco siguiendo el procedimiento anterior. El índice de peróxidos
se obtiene a través de la Ecuación 3.6.
𝐼𝑃 =(𝑉−𝑉0)∗𝑁∗1000
𝑚𝑎 (E.3.6)
Donde IP es el índice de peróxidos (mEq/ de oxígeno activo/kg de aceite), V el
volumen de la disolución de Na2S2O3 empleado en el análisis (mL), V0 es el volumen
de la disolución Na2S2O3 empleado en el blanco (mL), N es la normalidad de la
disolución Na2S2O3 y ma es la masa del aceite (g).
27
3.4.3. Coeficiente de extinción: K270, y K232
Siguiendo el método oficial de la Unión Europea del Reglamento CEE 2568/91
se puede hacer el análisis de los coeficientes de extinción a diferentes absorbancias
en el ultravioleta.
Se pesan 0,100 gramos de aceite en un matraz de 10 mL y se enrasa con
ciclohexano y se agita hasta que se diluye totalmente. En el espectrofotómetro
ultravioleta se introducen en el interior dos cubetas de 1 cm de paso, una con
ciclohexano exclusivamente y la otra con la muestra que se desea medir la
absorbancia, y se hace la medida a la longitud de onda de 270 y 232 nm
individualmente. Estos valores que se obtienen se expresan como extinción específica
según la Ecuación 3.7.
𝐾𝜆 =𝐴𝜆
𝑒∗𝑐𝑎 (E.3.7)
Donde 𝐾𝜆es la extinción específica y λ = 270 nm, y 232 nm, Aλ es la
absorbancia a las longitudes de onda indicadas, e es el paso de la luz de la cubeta
(cm) y ca es la concentración de la disolución de aceite (g/100 mL).
3.4.4. Ácidos grasos
La determinación de ácidos grasos se ha llevado a cabo mediante cromatografía
de gases, según el Reglamento CEE 2568/91. Se llevó a cabo una metilación en frío,
y posteriormente se realizó una cromatografía en un cromatógrafo Agilent GC 7890B,
con una columna capilar HP-88 (Agilent). Los resultados se expresan en % de cada
ácido graso.
Se ha preparado la muestra para el análisis en el cromatógrafo, cogiendo 3 gotas
de aceite en tubo con tapón de rosca, a las cuáles se le añade 3 gotas de disolución
metanólica de hidróxido potásico, KOH 0,2 N y seguidamente 3 mL de hexano. Se
agita durante 1 minuto vigorosamente y se deja en reposo para decantar las fases
orgánica y acuosa. Una vez separadas las fases, se toman 0,3 µl de la fase orgánica.
3.5. Determinación de compuestos fenólicos
Para determinar los diferentes compuestos fenólicos se ha llevado a cabo el
método propuesto por el COI en el COI/T.20/Doc. nº 29, El análisis de estos
28
compuestos se hace a través de cromatografía líquida, por lo que hay que preparar la
muestra para el cromatógrafo.
Se pesan 2 gramos de aceite en una probeta de tapón a rosca de 10 mL y se
añade 1mL de patrón interno, en este caso el patrón interno es el ácido siríngico que
se prepara antes de comenzar el procedimiento de preparación de muestra,
seguidamente se agita durante 30 segundos y se añaden 5 mL de una disolución
metanol/agua 80/20 (v/v) y se vuelve a agitar 1 minuto. Una vez finalizado este
proceso las muestras se introducen en el ultrasonidos durante 15 minutos a
temperatura ambiente. Posteriormente se centrifugan a 5000 rpm durante 25 minutos.
Tras finalizar la centrifugación se toma una alícuota del sobredanante y se filtra en una
jeringa de plástico cuyo filtro es de PVDF de 0,45 µm. Se repite esta extracción dos
veces (COI, 2016).
Una vez que se han juntado las dos extracciones se introducen en el
cromatógrafo. Se ha utilizado un equipo HPLC de la marca Shimadzu conformado de
bomba de elución, desgasificador por vacío, inyector automático con refrigerante,
horno de columnas, detector array de diodos y un software específico. La columna es
BDS Hypersil C18 de 5 µm de tamaño de partícula, 25 cm de longitud y 4,6 mm de
diámetro interno.
El análisis se ha llevado a cabo mediante un gradiente de elución, una fase
móvil de metanol/agua 80/20 (v/v) y a una longitud de onda de 280 nm.
Para identificar los polifenoles obtenidos se han utilizado patrones de referencia
y espectros de absorción de los diferentes compuestos.
3.6. Determinación de compuestos volátiles
Los compuestos volátiles se determinan mediante una cromatografía de gases
por lo que hay que preparar la muestra para el cromatógrafo.
Se pesan 2 gramos de aceite en un vial de cristal topacio con un tapón tipo
rosca de metal y un septum de politetrafluoretileno (PTFE) /silicona. Se calienta a 40º
C durante 10 minutos para equilibrarlo con el espacio de cabeza. A continuación, una
aguja de SPME, en su interior tiene una fibra SPME, se inyecta en el vial y durante 40
minutos se expone a la adsorción de los compuestos volátiles del espacio de cabeza.
29
La fibra de SPME tiene una longitud de 2 cm y 50/30 µm de espesor de película de la
marca Supelco.
El equipo que se ha usado para hacer la cromatografía de gases ha sido el
modelo 7890B de Agilent Technologies, equipado con un inyector split / splitless y un
detector de llama (FID). La columna capilar ha sido DB- WAXetr compuesta de
polietilenglicol de 30 metros de longitud, 0,25 mm de diámetro interno y 0,25 µm de
tamaño de película interna. Se utilizó como gas portador helio con un caudal de 1
mL/min, la temperatura establecida del inyector fue 260º C y la del detector 280º C.
La temperatura del horno inicialmente fue de 40ºC y fue aumentándose con una rampa
de 3º C/ min hasta 160ºC, en ese momento la rampa se cambió a 15ºC /min hasta
200º C donde se mantuvo 5 minutos hasta terminar el análisis. Los resultados fueros
recogidos por el software Agilent OpenLab ChemStation (Vidal et al., 2018).
3.7. Determinación de la capacidad antioxidante
Para determinar esta prueba se sigue el método de captación del radical libre
DPPH (1,1-difenil-1-picrilhidrazilo).
Se pesan en un tubo de vidrio con tapón de rosca 2 gramos de aceite y se le
añaden 2 mL de hexano, seguidamente se le añaden 4 mL de un disolvente preparado
de metanol / agua 60:40 (v/v). Una vez que está todo añadido se agita 2 minutos en
un vórtex, primero un minuto y justo al terminar el otro minuto. Se lleva a la
centrifugadora para centrifugar durante 10 minutos a 3500 rpm. Al terminar se extrae
la fase polar y se guarda en la oscuridad. Se vuelve a hacer una segunda extracción
y se unen los extractos polares que se enrasan con agua hasta 10 mL en un matraz
aforado. Con este procedimiento se extraen los antioxidantes
Se prepara la disolución de DPPH y la recta de calibrado siguiendo el método
de Brand- Williams (Brand- Williams et al, 1995).
Se disuelven 0,0289 gramos de DPPH en 100 mL de metanol y se hacen
diluciones de 0,01 a 0,1 para la recta de calibrado. Se determina la concentración de
DPPH mediante la absorbancia a 515 nm.
Cuando se va a comenzar el análisis hay que ajustar el DPPH a una
absorbancia de 0,62 hasta 0,8 con el objetivo de partir de la misma concentración de
DPPH.
30
Como el resultado se expresa en µmoles de trolox/kg de aceite, es necesario
preparar una recta de calibrado de trolox. Se prepara una disolución de 2mM en
metanol y se preparan diluciones de 0,1 a 0,8 mM.
Una vez que se va a hacer el análisis en el espectrofotómetro se utiliza metanol
como blanco. En los tubos de vidrio se añade 2,9 mL de DPPH preparado, 0,1 mL de
metanol, las disoluciones de trolox y los extractos. Se agita fuertemente y se mide la
absorbancia a 515 nm.
3.8. Determinación de pigmentos fotosintéticos
Para conocer el contenido de pigmentos de clorofilas y carotenoides se ha tenido
de referencia el método de Minguez (Minguez et al.1991), el cual consiste en
determinar la absorbancia de una disolución de aceite en ciclohexano en una
determinada longitud de onda máxima de absorción del componente en mayor
cantidad. En este caso para las clorofilas es la feofitina α (670nm) y para los
carotenoides es la luteína (470 nm).
Se pesan 3 gramos de la muestra de aceite en un matraz aforado de 10 mL y
se enrasa con ciclohexano, se agita y una vez disuelto el aceite se llenan dos cubetas
de 1 cm de paso, la primera con ciclohexano exclusivamente y la otra con la disolución
obtenida. Se mide en el espectrofotómetro a las diferentes longitudes de onda.
Mediante la Ecuación 3.8 se calculan los pigmentos totales:
𝑐𝑝 =𝐴λ∗𝑉𝑓
𝜀1%∗𝑚𝑎10000 (E.3.8)
Siendo Cp la concentración del pigmento (mg de pigmento/ kg de aceite), 𝐴λ la
absorbancia a diferente longuitud de onda, 𝜀1% la absorbancia específica de una
disolución al 1% (p/v): para feofitina es 613 y para luteína es 2000, ma masa de la
muestra (g) y Vf es el volumen final de la disolución, 10 mL.
3.9. Análisis estadístico
En este trabajo se ha empleado la Metodología de Superficies de Respuesta
(MSR) recientemente utilizada en la tecnología del aceite de oliva (Espínola et al.,
2011), para tal fin se ha realizado un diseño de experimentos Box-Bhenken con cinco
31
puntos centrales, tres factores, considerados variables independientes: tamaño de la
criba del molino, D, temperatura de batido, T, y tiempo de batido, t; y las respuestas,
consideradas variables dependientes.
El diseño ha generado 17 ensayos y otros tantos aceites que se han realizado
al azar, con tres niveles para cada factor y cinco puntos centrales para la
determinación de los errores experimentales.
Los resultados experimentales de las respuestas se han tratado con el programa
informático Design-Expert v. 8,7,1 (Stat-Ease, Inc.). La adecuación del modelo se ha
determinado evaluando la falta de ajuste, el coeficiente de determinación (R2) y el
valor de Fisher (F-value) obtenidos del análisis de varianza (ANOVA) que ha generado
el programa para un modelo cuadrático de acuerdo con la Ecuación (E.3.9):
Y = 0 + 1 D + 2 T + 3 t + 11 D2 + 22 T2 + 33 t2 + 12 DT + 13Dt + 23Tt (E.3.9)
Donde Y es la respuesta predecible, D es el tamaño de criba (mm), T temperatura
de batido (ºC), t tiempo de batido (min), además, aparecen un conjunto de
coeficientes, el coeficiente de intercepción (0), los coeficientes principales o lineales
(1, 2, 3), los coeficientes cuadráticos (11, 22, 33) y los coeficientes de interacción
(12, 13, 23, 123).
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
A la aceituna recolectada se le determinó el índice de madurez, siendo de 3.48 su
valor.
4.1. Parámetros de calidad y otras características de los aceites
En la Tabla 4.1 se puede observar el diseño de experimentos que ha generado
17 muestras de aceite con los diferentes valores del diámetro de criba, temperatura y
tiempo de batido y las respuestas obtenidas: rendimiento, acidez, e índice de
peróxidos.
32
En la Tabla 4.2 se recogen las respuestas obtenidas para los coeficientes K232 y
K270, clorofilas, carotenoides, compuestos volátiles totales, compuestos fenólicos
totales y DPPH.
Factores Respuestas
Diseño de experimentos*
Diámetro** (mm)
Temperatura (ºC)
Tiempo (min)
Rendimiento (g aceite/100 g pasta)
Acidez (%)
Índice de peróxidos (meq O2 kg -1 aceite)
1 5,5 30 60 10,2 0,19 0,17
2 5,5 20 90 9,9 0,23 0,22
3 4,5 30 90 10,6 0,25 0,23
4 6,5 30 90 10,6 0,20 0,16
5 6,5 40 60 10,2 0,18 0,31
6 5,5 20 30 9,5 0,19 0,17
7 6,5 20 60 9,9 0,21 0,18
8 5,5 40 90 11,0 0,20 0,25
9 4,5 40 60 10,6 0,21 0,30
10 5,5 40 30 10,2 0,23 0,28
11 6,5 30 30 10,6 0,19 0,17
12 4,5 30 30 10,6 0,22 0,24
13 5,5 30 60 10,2 0,22 0,17
14 4,5 20 60 9,5 0,22 0,23
15 5,5 30 60 9,9 0,22 0,23
16 5,5 30 60 10,2 0,23 0,19
17 5,5 30 60 9,9 0,19 0,26
* Las muestras fueron obtenidas de forma aleatoria ** Diámetro de la criba del molino
Tabla 4.1 Diseño experimental y respuestas para aceite de oliva virgen de Acebuchina
En la Tabla 4.3 se pueden observar los modelos que se han obtenido para cada
uno de los parámetros de calidad, las clorofilas, los carotenoides, los volátiles, los
fenólicos y el DPPH. Como se ven en las ecuaciones, el rendimiento depende solo del
tiempo de batido, la acidez no depende de ningún parámetro, el índice de peróxidos
depende del diámetro de la criba y la temperatura de batido, ambos coeficientes de
extinción no se ven afectados por ningún factor, las clorofilas dependen de los tres
factores al igual que los carotenoides, los compuestos volátiles dependen de la
temperatura, los compuestos fenólicos dependen de los tres factores y por último el
DPPH depende del diámetro de criba y la temperatura.
33
Tabla 4.2 Respuestas para aceite de oliva virgen de Acebuchina
Respuesta Modelo p-value R2 Std.
Dev.
Rendimiento (g aceite/100 g
pasta)
9,1702 + 0,068142 t – 4,2785E-04 t2 0,0001 0,747 0,26
Acidez (%) 0,2102 -- -- 0,019
Índice de peróxidos (meq O2 /kg
aceite)
0,561 – 0,021096 D – 0,02048 T + 4,0592E-04 T2 0,0019 0,671 0,030
K232 1,2372 -- -- 0,13
K270 0,15327 -- -- 0,29
Clorofilas (mg/kg) 87,371 – 2,2140 D – 4,4013 T – 0,16206 t + 0,011715 T t + 0,076590 T2 <0,0001 0,964 2,07
Carotenoides (mg/kg)
35,666 – 1,1096 D – 1,2610 T – 0,01146 t + 0,002878 T t + 0,022051 T2 <0,0001 0,929 0,91
Total LOX volátiles (mg/kg)
29,2294 – 0,30229 T < 0,0001 0,696 1,46
Total HPLC fenoles
(mg/kg tirosol)
-817,79 + 85,082 D + 90,247 T – 3,4574 t -2,5709 D T + 0,1415 T t –
1,4949 T2 < 0,0001 0,964 19,23
DPPH (µmol/kg) -1851,7 + 228,01 D + 274,78 T – 5,14181 T2 0,001 0,814 197,9
D es el tamaño de la criba (mm), T es la temperatura(ºC), t es el tiempo (min) R2 es el coeficiente de correlación, Std. Dev. (SD) es la desviación estándar
Tabla 4.3 Modelos de los parámetros de calidad y otras características del aceite.
Respuestas
Diseño de
experimentos* K232 K270
Clorofilas
(mg/kg)
Carotenoides
(mg/kg)
Volátiles totales
LOX (mg/kg)
Fenoles
totales HPLC
(mg/kg tirosol)
DPPH
(µmol/kg)
1 1,16 0,12 25,43 17,03 21,50 635,38 3190
2 1,12 0,14 24,64 17,11 23,11 523,99 2605
3 1,11 0,13 28,72 18,75 20,04 662,65 2745
4 1,28 0,16 25,36 16,40 21,72 671,65 3441
5 1,24 0,16 36.83 19,18 16,94 429,05 2272
6 1,43 0,17 18,88 14,19 21,69 574,86 3070
7 1,54 0,18 18,85 14,37 20,77 563,05 3023
8 1,32 0,18 49,80 24,16 14,97 487,65 2268
9 1,29 0,17 43,69 21,38 16,33 453,76 1959
10 1,54 0,20 29,98 17,79 17,84 698,61 3566
11 1,26 0,15 17,02 12,93 22,84 607,28 3250
12 1,01 0,13 17,18 13,54 21,36 606,04 2790
13 1,33 0,20 25,52 16,77 18,78 652,14 2653
14 1,23 0,19 26,18 18,07 24,69 484,93 2668
15 1,10 0,11 21,59 15,20 19,87 648,53 3322
16 1,11 0,12 25,68 17,09 19,46 597,34 2870
17 1,27 0,13 24,53 16,97 20,82 636,13 2902
* Las muestras fueron obtenidas de forma aleatoria
34
En la Figura 4.1 muestra la superficie de respuesta obtenida para las clorofilas.
Se observa que conforme la temperatura aumenta el contenido de clorofilas aumenta,
y conforme el tiempo transcurre también se nota un aumento de las clorofilas, por lo
que el punto máximo se obtiene en uno de sus límites de contorno.
Figura 4.1 Superficie de respuesta para las clorofilas
4.1.1. Ácidos grasos
Se han recogido los resultados obtenidos de los diferentes ácidos grasos que
contienen las muestras de aceite en la Tabla 4.4, calculándose también la suma de
ácidos grasos monoinsaturados (AGMI), polinsaturados (AGPI), saturados (AGS), la
relación de C18:1/C18:2 y la relación AGMI/AGPI.
En la Tabla 4.5 se pueden observar los valores medios obtenidos de las muestras
y una comparación con los rangos establecidos por COI y EU para aceites de oliva
virgen. Como se puede ver, los resultados obtenidos están dentro del rango
establecido de las dos instituciones nombradas anteriormente.
35
COI: Valores de referencia para el aceite de oliva virgen extra establecidos por International olive council (COI/T.15/NC No 3/Rev. 11 de julio 2016) EU: Valores de referencia para el aceite de oliva virgen extra establecidos por REGULATION (EU) 2016/2095 de 26 septiembre 2016
Tabla 4.5 Valores medios de los ácidos grasos de acebuchina y referencias de COI y
EU
Diseño de experimentos Acebuchina COI y EU
Ác. Mirístico 0,00 ≤0,03
Ác. Palmítico 13,48 7,50-20,00
Ác. Palmitoleico 1,61 0,30-3,50
Ác. Heptadecanoico 0,05 ≤0,40
Ác. Heptadecenoico 0,11 ≤0,60
Ác. Esteárico 2,42 0,50-5,00
Ác. Oleico 77,23 55,00-83,00
Ác. Linoleico 4,30 2,50-21,00
Ác. Linolénico 0,36 ≤1,00
Ác. Araquídico 0,04 ≤0,60
Ác. Gadoleico (eicosenoico)
0,24 ≤0,50
Ác. Behénico 0,11 ≤0,20
Ác. Lignocérico 0,05 ≤0,20
AGMI 79,18
AGPI 4,66
AGS 16,15
C18:1/C18:2 17,95
AGMI/AGPI 16,97
36
Diseño de experimentos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17
Mirístico 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
Palmítico 13,48 13,54 13,49 13,51 13,51 13,55 13,54 13,69 13,54 13,58 13,57 13,60 13,47 13,47 13,48 13,48 13,48
Palmitoleico 1,60 1,69 1,66 1,69 1,62 1,70 1,70 1,65 1,64 1,63 1,72 1,67 1,61 1,66 1,62 1,60 1,60
Heptadecanoico 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05
Heptadecenoico 0,10 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11
Esteárico 2,41 2,39 2,40 2,44 2,39 2,38 2,40 2,44 2,44 2,40 2,40 2,41 2,42 2,38 2,42 2,42 2,42
Oleico 76,90 77,64 76,56 78,07 77,32 77,17 76,56 75,42 76,65 76,41 77,04 76,37 76,43 76,77 77,68 77,50 77,64
Linoleico 4,66 3,80 4,93 3,39 4,14 4,24 4,88 5,79 4,75 5,01 4,34 4,99 5,10 4,75 3,84 4,03 3,89
Linolénico 0,36 0,35 0,35 0,35 0,36 0,35 0,35 0,35 0,36 0,36 0,35 0,35 0,36 0,36 0,36 0,36 0,37
Araquídico 0,05 0,04 0,05 0,03 0,06 0,04 0,05 0,09 0,05 0,05 0,04 0,05 0,04 0,05 0,04 0,05 0,04
Gadoleico (eicosenoico)
0,24 0,24 0,24 0,24 0,24 0,24 0,24 0,29 0,25 0,24 0,23 0,24 0,24 0,24 0,24 0,24 0,24
Behénico 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,10 0,11 0,11 0,11 0,10 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11 0,11
Lignocérico 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05 0,05
AGMI 78,85 79,67 78,57 80,11 79,28 79,21 78,60 77,46 78,64 78,39 79,10 78,39 78,38 78,78 79,65 79,45 79,59
AGPI 5,01 4,15 5,29 3,74 4,50 4,60 5,23 6,14 5,11 5,37 4,69 5,35 5,47 5,11 4,20 4,39 4,25
AGS 16,14 16,17 16,15 16,15 16,22 16,19 16,17 16,40 16,24 16,24 16,21 16,26 16,15 16,11 16,15 16,16 16,16
C18:1/C18:2 16,52 20,43 15,52 23,05 18,68 18,19 15,69 13,03 16,13 15,26 17,74 15,30 14,98 16,16 20,23 19,23 19,97
AGMI/AGPI 15,74 19,18 14,86 21,42 17,62 17,23 15,03 12,62 15,31 14,61 16,85 14,66 14,34 15,42 18,96 18,09 18,71
Tabla 4.4 Respuestas para cada ácido graso (g/100 g aceite)
37
4.1.2. Compuestos fenólicos
En la Tabla 4.6 se han recogido los resultados individuales de los diferentes
compuestos fenólicos obtenidos de las muestras de aceite. Según se observa en ella,
los compuestos fenólicos mayoritarios son la oleaceína y el oleocanthal. Entre los
cuales destaca el oleocanthal por sus propiedades antioxidantes y antinflamatorias
que lo hace muy interesantes en el campo médico. En la Figura 4.2 se muestra un
ejemplo de un cromatograma de una de las muestras donde se aprecian los picos a
diferentes tiempos de retención. Para identificar a cada compuesto fenólico se han
tenido en cuenta unos cromatogramas de referencia.
Figura 4.2 Cromatograma obtenido de compuestos fenólicos del análisis de una
muestra de aceite
38
Diseño de experimentos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17
Hidroxitirosol 1,52 1,39 1,47 1,10 1,22 1,49 1,35 0,99 1,36 1,21 1,49 1,86 2,06 1,27 2,90 2,02 1,70
Tirosol 2,89 2,99 2,99 2,60 2,74 2,58 2,67 2,94 3,11 2,61 2,93 2,88 3,34 2,79 3,13 3,36 3,34
Vainillina 0,92 0,99 1,20 1,02 1,82 0,28 0,52 1,04 1,20 0,67 0,52 0,31 1,13 0,76 0,57 0,89 1,23
Ac. p-coumarico 3,16 4,47 2,69 2,86 0,00 3,33 2,87 0,00 0,00 0,00 1,64 0,00 0,00 1,64 0,00 0,00 0,00
Ac. trans-ferúlico 4,13 2,30 3,89 5,36 4,16 2,24 1,55 6,78 7,04 9,41 3,72 3,64 5,22 1,74 7,07 4,40 5,47
3.4-DHPEA-EDA (oleaceína)
338,90 263,36 317,49 354,34 188,82 320,59 313,96 241,45 212,39 386,11 342,11 341,43 345,37 249,00 344,53 308,48 334,47
3.4-DHPEA-EA 92,35 76,55 97,47 102,37 65,60 72,33 71,21 70,67 65,78 100,78 77,17 75,93 94,47 68,83 89,60 87,88 89,75
p-HPEA-EDA (oleocanthal)
75,74 53,00 87,73 90,40 87,72 35,82 41,51 88,97 86,78 88,21 57,44 55,65 74,96 46,71 70,00 76,45 83,10
p-HPEA-EA 15,89 12,93 18,48 17,44 20,25 9,77 10,47 19,17 17,05 16,86 10,96 11,18 16,07 11,50 14,97 15,91 17,29
Pinorresinol 19,88 20,67 18,90 19,58 15,43 24,24 22,30 14,20 14,46 19,21 22,61 22,65 20,61 20,99 19,62 20,34 20,67
Luteolina 2,84 3,04 2,97 2,87 0,94 3,05 3,07 0,73 1,23 2,87 2,88 2,84 3,47 2,86 3,42 3,09 3,13
Apigenina 8,13 8,44 8,36 8,19 6,79 9,23 9,04 6,53 6,81 8,34 8,43 8,88 8,95 8,24 8,85 8,85 8,94
3,4-DHPEA-EDA: Forma dialdehídica del Ác. Elenólico unido al hidroxitirosol p-HPEA-EDA: Forma dialdehídica del Ác. Elenólico unido al tirosol 3,4-DHPEA-EA: Oleuropeina aglicona p-HPEA-EA: Ligustrosido aglicona
Tabla 4.6 Respuestas obtenidas de los compuestos fenólicos mediante HPLC (mg/kg tirosol)
39
En la Tabla 4.7 se pueden observar los modelos que se han obtenido para cada
uno de los compuestos fenólicos.
Respuesta Modelo p-value R2 Std. Dev.
Compuestos fenólicos
(mg/kg)
Hidroxitirosol 1,55435 -- -- 0,46
Tirosol 2,9336 -- -- 0,26
Vainillina -1,70791 + 0,050358 D + 0,027298 T + 0,043654 t – 2,78321E-04 t2 0,0058 0,676 0,26
Ac. p-coumarico 1,33283 -- -- 1,58
Ac. trans-ferúlico -2,74257 + 0,24463 T < 0,0001 0,659 1,29
3,4-DHPEA-EDA (oleaceína)
-588,86 + 76,262 D + 56,377 T – 3,1685 t – 2,2133 D T + 0,10571 T t – 0,91171 T2 < 0,0001 0,964 12,94
3,4-DHPEA-EA -106.31173 + 12.35927 T + 0,27136 t – 0,21232 T2 < 0,0001 0,906 4,15
p-HPEA-EDA
(oleocanthal) -88,2736 + 7,29244 T + 0,34579 t – 0,085155 T2 < 0,0001 0,913 6.06
p-HPEA-EA -0,48650 + 0,35825 T + 0,080159 t < 0,0001 0,857 1.33
Pinorresinol 17,973 + 0,36258 D + 0,7828 T – 0,16069 t – 0,01859 T2 + 8,658E-04 t2 < 0,0001 0,989 0,37
Luteolina -3,52249 + 0,54037 T – 0,010703 T2 < 0,0001 0,943 0,22
Apigenina 4,35334 + 0,41585 T – 8,61064E-03 t – 8,54698E-03 T2 < 0,0001 0,892 0,31
D es el tamaño de la criba (mm), T es la temperatura(ºC), t es el tiempo (min) R2 es el coeficiente de correlación, Std. Dev. (SD) es la desviación estándar
Tabla 4.7 Modelos obtenidos de los compuestos fenólicos
Los compuestos fenólicos que no dependen de ningún factor son: hidroxitirosol,
tirosol y Ac. p-coumarico. La Vainillina depende de los tres factores al igual que 3,4-
DHPEA-EDA y pinorresinol. El Ac. trans-ferúlico depende solamente de la temperatura
como la luteolina, el 3,4-DHPEA-EA depende del tiempo de batido y de la temperatura
al igual que el p-HPEA-EA y la apigenina.
En la Figura 4.3 se representa la suma total de los compuestos fenólicos y se
aprecia cómo va aumentando conforme la temperatura aumenta hasta alcanzar su
valor máximo para luego descender. El tiempo no influye ya que se mantiene estable
el contenido de fenoles.
40
Figura 4.3 Superficie de respuesta para los fenoles totales
En la Figura 4.4 se muestra la superficie de respuesta para el compuesto
oleocanthal que como se puede observar aumenta su contenido conforme la
temperatura va aumentando y el tiempo de batido también, por lo que se encuentra
un valor máximo en el infinito para los valores estudiados.
Figura 4.4 Superficie de respuesta para el compuesto oleocanthal
41
4.1.3. Compuestos volátiles
Los compuestos volátiles que se han obtenido mediante una cromatografía de
gases han generado un cromatograma individual para cada muestra, como se puede
ver en la Figura 4.5 existen diferentes picos que corresponden a cada uno de esos
compuestos volátiles que han sido referenciados con ayuda de un cromatograma de
referencia. A través de estos cromatogramas se han obtenido los resultados de la
Tabla 4.8, que recoge los diferentes compuestos volátiles.
Figura 4.5 Cromatograma obtenido mediante cromatografía de gases
42
Diseño de experimentos
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17
Ruta LOX
Hexanal 1,04 1,36 1,23 0,98 1,01 1,08 0,99 1,02 1,10 1,23 0,94 1,02 0,95 1,47 0,93 0,97 1,09
Hexan-1-ol 0,49 0,50 0,55 0,56 0,59 0,47 0,47 0,50 0,52 0,47 0,46 0,46 0,47 0,47 0,46 0,46 0,55
trans-2-hexenal 6,71 6,93 6,11 6,46 3,82 6,15 6,06 3,77 4,56 5,56 7,11 6,88 6,58 7,17 7,18 6,66 6,70
trans-2-hexen-1-ol 0,73 0,84 0,77 0,78 0,75 1,01 1,00 0,68 0,56 0,70 0,87 0,91 0,76 0,86 0,79 0,75 0,81
cis-3-hexen-1-ol 0,99 1,07 0,98 1,25 1,30 0,96 1,21 0,94 1,18 0,91 1,11 1,14 0,92 1,02 0,92 0,92 1,04
cis-3-hexenil acetato 9,20 9,57 7,97 9,41 7,51 9,02 8,39 6,32 6,79 7,14 10,18 8,62 6,82 11,18 7,31 7,40 8,22
1-penten-3-ol 0,58 0,83 0,60 0,51 0,40 0,88 0,77 0,37 0,33 0,34 0,56 0,62 0,60 0,68 0,58 0,54 0,54
1-penten-3-one 0,93 1,07 0,94 0,88 0,77 1,25 1,05 0,66 0,64 0,79 0,88 0,95 0,88 0,99 0,90 0,91 0,98
cis-2-penten-1-ol 0,84 0,93 0,90 0,87 0,79 0,88 0,82 0,71 0,65 0,69 0,74 0,77 0,80 0,85 0,80 0,83 0,89
trans-2-pentenal 0,46 0,50 0,53 0,52 0,49 0,49 0,49 0,44 0,40 0,44 0,43 0,46 0,46 0,44 0,46 0,46 0,54
Fermentación de azúcares
Ácido acético 1,20 1,15 1,31 1,17 1,17 1,28 1,32 1,31 1,11 0,97 0,76 0,83 0,80 0,89 0,95 1,10 1,09
Otros compuestos
Pentan-3-ona 0,36 0,35 0,44 0,41 0,45 0,35 0,35 0,42 0,37 0,36 0,30 0,32 0,37 0,34 0,37 0,37 0,43
Octanal 0,64 0,67 0,72 0,72 0,73 0,61 0,61 0,68 0,61 0,60 0,57 0,58 0,61 0,62 0,60 0,61 0,74
Nonanal 3,23 3,44 3,40 3,42 3,53 2,93 2,78 3,14 2,99 2,71 2,53 2,60 2,80 3,05 2,70 2,80 3,30
LOX: Abreviatura de lipoxigenasa
Tabla 4.8 Respuestas de los compuestos volátiles obtenidos mediante CG (mg/kg)
43
En la Tabla 4.9 se muestran los modelos obtenidos para cada uno de los
compuestos volátiles, de los cuáles destaca el trans-2-hexanal ya que es uno de los
compuestos volátiles mayoritario.
Respuesta Modelo p-value R2 Std. Dev.
Compuestos volátiles (mg/kg)
Ruta LOX
Hexanal 3,8430 – 0,39935 D – 0,11835 T + 0,013683 t + 9,64688E-03 D T – 4,12082E-04 T t + 1,38944E-03 T2
0,0004 0,881 0,066
hexan-1-ol 0,49756 -- -- 0,042
trans-2-hexenal -4,18051 + 0,74575 T + 0,054078 t – 2,1411199E-03 T t – 0,012079 T2
< 0,0001 0,924 0,35
trans-2-hexen-1-ol 1,08961 + 0,035689 D – 0,012801 T – 1,73427E-03 t < 0,0001 0,810 0,054
cis-3-hexen-1-ol 7,04195 – 2,13938 D – 0,013436 t + 2,54523E-03 D t + 0,18685D2
0,0003 0,804 0,065
cis-3-hexenil acetato 8,29684
-- -- 1,33
1-penten-3-ol 1,2222 – 0,021669 T < 0,0001 0,916 0,048
1-penten-3-ona 1,47252 – 0,018712 T < 0,0001 0,810 0,066
cis-2-penten-1-ol 0,96444 – 8,03020E-03 T + 1,44138E-03 t 0,0004 0,670 0,048
trans-2-Pentenal 0,47230 -- -- 0,038
Fermentación de azúcares
Ácido acético 1,08262 -- -- 0,18
Otros compuestos
Pentan-3-ona 0,3738 -- -- 0,041
Octanal 0,64314 -- -- 0,057
Nonanal 3,01463 -- -- 0,32
D es el tamaño de la criba (mm), T es la temperatura(ºC), t es el tiempo (min) R2 es el coeficiente de correlación, Std. Dev. (SD) es la desviación estándar
Tabla 4.9 Modelos obtenidos para los compuestos volátiles
Se puede observar que el hexanal, el trans-2-hexen-1-ol,el trans-2-hexen-1-ol
y el cis-3-hexen-1-ol dependen de los tres factores, el hexanal-1-ol, el cis-3- hexenil
acetato, el trans-2-Pentenal, el ácido acético, pentan-3-ona, octanal y nonanal no
depende de ninguno de los factores y por último, el 1-penten-3-ol, el 1-penten-3-ona
y el cis-2-penten-1-ol dependen solamente de la temperatura.
En la Figura 4.5 se observa como el compuesto trans-2-hexanal aumenta hasta
temperatura para luego descender conforme sigue aumentando la temperatura.
Respecto al tiempo de batido, existe un aumento del contenido de trans-2-hexanal
conforme aumentan los minutos.
44
Figura 4.5 Superficie de respuesta para el compuesto trans-2-hexanal
4.1.4. Valores óptimos
Cuando se obtiene una ecuación en cada una de las respuestas anteriores se
pueden calcular exactamente los valores máximos para optimizar el mejor aceite y
tener las mejores propiedades posibles. En la Tabla 4.10 se muestran los valores
óptimos para conseguir la mejor calidad de aceite.
Respuesta individual
Valor máximo Diámetro (mm)
Temperatura (ºC)
Tiempo (min)
Rendimiento (g aceite/100 g pasta) 11,9 En rango En rango 79,7
Clorofilas (mg/kg) 51,2 4,5 40,0 89,5
Carotenoides (mg/kg) 24,3 4,5 39,3 89,6
Total LOX volátiles (mg/kg) 23,2 En rango 20,0 En rango
trans-2-hexenal (mg/kg) 7,05 En rango 28,2 30,0
cis-3-hexenyl acetate (mg/kg) 8,30 En rango En rango En rango
Total HPLC fenoles (mg/kg tirosol) 623,2 4,5 34,9 90,0
Oleaceína (mg/kg tirosol) 371,1 6,5 24,8 30,0
Oleocanthal (mg/kg tirosol) 94,2 En rango 37,7 82,5
DPPH (µmol/kg) 3301,0 6,5 26,7 En rango
Tabla 4.10 Valores óptimos para cada respuesta individual
45
5. CONCLUSIONES
Según los resultados obtenidos se pueden extraer las siguientes conclusiones:
1. Los factores tecnológicos estudiados tienen una gran influencia en la calidad
de los aceites obtenidos.
2. Los resultados obtenidos para el aceite de Acebuchina son similares a los del
aceite de oliva, ajustándose a los rangos establecidos.
3. Para obtener un mejor rendimiento hay que aumentar el tiempo de batido, 79,7
min.
4. Las clorofilas y carotenoides con un tamaño de criba menor, 4,5 mm, una
temperatura mayor, 40 ºC, y un tiempo de batido mayor, 89,5 min, alcanzan
sus valores máximos de contenido.
5. Los compuestos volátiles se ven afectados por la temperatura, por lo que
cuanto más baja sea, 20 ºC, más favorable es el para el aumento de su
contenido.
6. trans-2-hexenal encuentra su valor óptimo en torno a 28,2 ºC y 30 minutos de
tiempo de batido.
7. Los compuestos fenólicos se favorecen con un tamaño de criba menor, 4,5 mm,
y una temperatura, 34,9 ºC, y tiempo de batido, 90 min, elevados.
8. La oleaceína prefiere un tamaño de criba mayor, 6,5 mm, una temperatura
baja, 24,8 ºC, y un tiempo de batido corto, 30 min.
9. El oleocanthal se encuentra favorecido con una temperatura, 37,7 ºC, y tiempo
de batido, 82,5 min, elevados.
10. El DPPH alcanza su valor máximo cuando se usa una criba de tamaño mayor,
6,5 mm, y una temperatura baja, 26,7 ºC.
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