I D&

Herpesvirus del ostión

Jorge Cáceres-MartínezRebeca Vásquez-Yeomans

I D& Características morfológicas del OsHV-1

NÚCLEO

CÁPSIDE (116 nm)

ENVOLTURA

TEGUMENTO

Forma esférica poligonal (icosaédrica) 207.4 kpbADN lineal de doble cadena

Familia Malacoherpesviridae

I D&

Entre las especies donde se ha encontrado tenemos:

Crassostrea virginicaCrassostrea gigasCrassostrea ariakensisOstrea edulisOstrea angasiTiostrea chilensisRuditapes philippinarumPecten maximusNodipecten subnodosus

I D&

Diferentes variedades genéticas del virus de diferentes localidades

Reece Lab-Moss et al. 2007 y Reece et al. datos no publicados; Reece, 2013

I D&

Estas variedades pueden tener diferente virulencia

Las variedades de herpesvirus en zonas endémicas pueden tener diferente virulencia como el caso del OsHV-1 μVar, detectada en Francia

Se requiere de mapas de distribución geográfica de las variedades de herpesvirus y sus hospederos

I D& Distribución

I D&

Larvas de C. gigas, C. hongkongensis y C. ariakensis,

expuestas a tejido infectado de C. gigas

Se ha demostrado transmisión horizontal

Kimberly S. Reece, 2011

% sobrevivencia

Días

I D&

El periodo de tiempo más largo para la detección de ADN en el OsHV-1 liberado a partir de larvas maceradas e inoculado en agua de mar fue de 22 días a 4°C y de 12 días a 20°C (Vigneron et al. 2004)

Sin embargo, la relación entre la detección del ADN en la PCR y la infectividad del virus no se conoce

Mayo, 2013

I D&

Se ha detectado en tejidos de ostras adultas, incluido eltejido gonadal (Arzul et al. 2002; Lipart & Renault 2002)

Los adultos pueden ser un origen de la infección para las larvas

Sin embargo, lo que no está claro es si se trata de una verdadera transmisión vertical (transmisión por los gametos)

Mayo, 2013

I D&

Se ha detectado el ADN de OsHV-1 mediante PCR en tiempo real en el agua de alrededor de C. gigas enfermos (Sauvage et al. 2009)

La enfermedad inducida por la variante OsHV-1 μVar puede ser transmitida experimentalmente a través del agua (Schikorski et al. 2011)

Este es, presumiblemente, el principal modo natural de transmisión del OsHV-1

La transmisión a través del agua ayuda a explicar episodios de mortalidad distribuidos en parches en zonas de producción

Mayo, 2013

I D&

Reducción en actividad de nado y alimentación

Lesiones en manto y velo

Nado errático en círculos, deposición en el fondo

A nivel histológico en ocasiones se ven núcleos anormales con cromatina marginal

Signos de la enfermedad en larvas y semilla

I D&

12

Causa mortalidad de hasta 100 % en cultivos de larvas y juveniles de ostión

Eventos recurrentes, principalmente en verano

CAUSASCompleja interacción de factores tales como, incremento de la temperatura, estrés fisiológico, malas prácticas y contaminantes, entre otros

IFREMER

I D&

Impacto en la Industria ostrícola Francesa

Francia produce 130,000 toneladas al año, siendo el cuarto productor a nivel mundial después de China, Japón y Corea del Sur

I D&

Problema de graves consecuencias en Francia

OsHV-1 µVar2008-2011

OsHV-1

A herpes virus has decimated oysters along France’s 5,500- kilometer coast for a fourth season

I D&

Incremento en la tasa de mortalidad

Histopatología, permite observar lesiones típicas asociadas al virus y permite excluir otras posibles causas de mortalidad como protozoos parásitos

PCR se usa para vigilancia y para confirmación de casos sospechosos

Se utilizan diferentes iniciadoresLa falta de estandarización representa un problema potencial

Los test actuales deben ser validados

Hibridación in situ permite ubicar al virus en células y tejidos asociándolo con alteraciones e indicando su condición

Diagnosis

I D&

Mayo, 2013

a = el método es el recomendado por razones de disponibilidad, utilidad y especificidad y sensibilidad de diagnóstico; b = el método es estándar, con buena sensibilidad y especificidad de diagnóstico; c = el método tiene aplicación en algunas situaciones, pero el costo, la precisión u otros factores limitan seriamente su aplicación; y d = el método no se recomienda actualmente para este fin

I D&Hospedero Lugar Título Autor Año Revista

C. gigas  Development of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid and sensitive detection of ostreid herpesvirus 1 DNA

Ren et al. 2010Journal of Virological Methods

C. gigas Francia

Experimental ostreid herpesvirus 1 infection of the Pacific oyster Crassostrea gigas: Kinetics of virus DNA detection by q-PCR in seawater and in oyster samples

Schikorski et al.

2011 Virus Research

C. gigas Italia

Detection of Type 1 Ostreid Herpes variant (OsHV-1 μvar) with no associated mortality in French-origin Pacific cupped oyster Crassostrea gigas farmed in Italy

Dundon et al.

2011 Aquaculture

C. gigas Francia

Suppression substractive hybridisation (SSH) and real time PCR reveal differential gene expression in the Pacific cupped oyster, Crassostrea gigas, challenged with Ostreid herpesvirus 1

Renault et al.

2011Developmental & Comparative Immunology

C. gigas Francia

Evidence of herpesvirus (OsHV-1) resistance in juvenile Crassostrea gigas selected for high resistance to the summer mortality phenomenon

Degremont 2011 Aquaculture

C. gigas Francia

Quantification of ostreid herpesvirus 1 (OsHV-1) in Crassostrea gigas by real-time PCR: Determination of a viral load threshold to prevent summer mortalities

Oden et al. 2011 Aquaculture

I D&Hospedero Lugar Título Autor Año Revista

C. gigasFrancia, Jersey e Irlanda

Detection of different variants of Ostreid Herpesvirus 1 in the Pacific oyster, Crassostrea gigas between 2008 and 2010

Martenot et al.

2011 Virus Research

C. gigas EspañaFirst report of OsHV-1 microvar in Pacific oyster (Crassostrea gigas) cultured in Spain

Roque et al. 2012 Aquaculture

C. gigas Francia

Detection of the OsHV-1 μVar in the Pacific oyster Crassostrea gigas before 2008 in France and description of two new microvariants of the Ostreid Herpesvirus 1 (OsHV-1)

Martenot et al.

2012 Aquaculture

C. gigas IrlandaInvestigation of mortality in Pacific oysters associated with Ostreid herpesvirus-1μVar in the Republic of Ireland in 2009

Peeler et al. 2012Preventive Veterinary Medicine

Ruditapes decussatus

EspañaDetection of herpes-like virus in Venerupis (=Ruditapes) decussatus from Huelva coast (SW SPAIN)

López-San Martín et al.

2013Fish & Shellfish Immunology

C. gigas  

Poly I:C induces a protective antiviral immune response in the Pacific oyster (Crassostrea gigas) against subsequent challenge with Ostreid herpesvirus (OsHV-1 μvar)

Green y Montagnani

2013Fish & Shellfish Immunology

C. gigas Francia

Is horizontal transmission of the Ostreid herpesvirus OsHV-1 in Crassostrea gigas affected by unselected or selected survival status in adults to juveniles?

Degremont et al.

2013 Aquaculture

I D&Hospedero Lugar Título Autor Año Revista

C. gigas AustraliaInfluence of husbandry practices on OsHV-1 associated mortality of Pacific oysters Crassostrea gigas

Paul-Pont et al.

2013 Aquaculture

C. gigas

Australia

y

Francia

Ontogeny and water temperature influences

the antiviral response of the Pacific oyster,

Crassostrea gigas

Green et al. 2013Fish & Shellfish

Immunology

C. gigas Francia

Size and genotype affect resistance to

mortality caused by OsHV-1 in Crassostrea

gigas

Degremont 2013 Aquaculture

   

Genome exploration of six variants of the

Ostreid Herpesvirus 1 and characterization of

large deletion in OsHV-1μVar specimens

Martenot et

al.2013 Virus Research

I D&

Herpesvirus OsHV-1 en México

I D&

Vásquez-Yeomans, R., A. M. García-Ortega y J. A. Cáceres-Martínez. (2010) Gill erosion and herpesvirus in Crassostrea gigas cultured in Baja California, México. Diseases of Aquatic Organisms. 89: 137-144

Vásquez-Yeomans, R., J. A. Caceres-Martinez y A. Figueras Huerta. (2004) Herpes-like virus associated with eroded gills of the Pacific oyster Crassostrea gigas in Mexico. Journal of Shellfish Research. 23(2): 417-419

Cáceres-Martínez, J. A. y R. Vásquez-Yeomans. (2003) Presence of giant polymorphic cells in Crassostrea gigas cultured in Bahia Falsa, Baja California NW Mexico. Journal of Shellfish Research. 22(3): 711-714

Chávez Romero, Y. A., J. A. Cáceres-Martínez, R. Vásquez-Yeomans y A. M. García -Ortega. (2011) Genetic characterization of ostreid herpesvirus associated with mortalities of Pacific oyster Crassostrea gigas in northwestern México. En 2011 International Malacology Reunion Del 27 al 30 de junio. La Paz, Baja California Sur, México. Western Society of Malacologists. Abstract.

Estudios de herpes virus en México

Cáceres-Martínez, J. A. y R. Vásquez-Yeomans. (2010) Presence of epibionts and herpesvirus in the lion-paw scallop Nodipecten subnodosus. En Aquaculture 2010 Del 01 al 05 de marzo. San Diego, California, Estados Unidos. World Aquaculture Society. Abstract.

Grijalva-Chón, J. M., R. Castro-Longoria, J. Ramos-Paredes, T. L. Enríquez-Espinoza y F. Mendoza-Cano. (2013) Detection of a new OsHV-1 DNA strain in the healthy Pacific oyster, Crassostrea gigas Thunberg, from the Gulf of California. Journal of Fish Diseases. 36(11): 965-968.

I D&

Se han presentado episodios de mortalidades recurrentes de ostión en la región asociados con el Herpesvirus, especialmente en semilla y juveniles

Al menos un episodio de mortalidades y bajo rendimiento de almeja mano de león

Sonora

Baja California sur

Baja California

Sinaloa

I D&

El primer registro se logró a través deMET

Afecta al ostión Crassostrea gigas y a la almeja Mano de León

I D&

A B

C D

10 µm

100 µm 10 µm

10 µm

Lo podemos encontrar activo o en degradación dentro de las células de defensa de hospederos

adultosLos adultos son menos

susceptibles peropueden ser portadores

asintomáticos (Vásquez-Yeomans et al. 2010)

Dégremont (2013) encontró mayor resistencia a

mortalidad causada por OsHV-1 en ostiones de

mayor edad y talla, lo que sugiere una maduración del sistema inmune en contra

del virus.

I D&

1

2

3

4

Evidencias yvalidación

?b

6

Mortalidades

Lesiones

Alteraciones histológicas

MET

PCR- secuenciaciónHIS

I D&Presencia del OsHV en

Baja CaliforniaAño Mes Localidad Estadio de desarrollo Mortalidad

2002 Agosto Bahía Falsa Juvenil Sin datos

2005 Agosto Bahía Falsa Juvenil Sin estimar

2006 Abril San Quintín Semilla (20-30 mm) Sin estimar

2008 Septiembre San Quintín Adulto (115-123 mm) No

2008 Noviembre Bahía Falsa Adulto (83-110 mm) No

2009 Junio Bahía de Todos Santos Semilla (3 mm) 70%

2009 Julio Bahía Falsa Semilla (2-3 mm) 97%

2009 Julio Bahía de Todos Santos Semilla (3 mm) 40%

2009 Julio Laguna Manuela Semilla (20-37 mm) 85-95%

2009 Agosto Bahía Falsa Juvenil (48-68 mm) Sin estimar

2009 Agosto Bahía Falsa Semilla (11-20 mm) Sin estimar

2009 Agosto Laguna Manuela Juvenil (26-52 mm) Sin estimar

2009 Noviembre Laguna Manuela Semilla (5-10 mm) Sin estimar

2009 Noviembre Laguna Manuela Semilla (5- 20 mm) Sin estimar

2009 Diciembre Bahía Falsa Juvenil (30-45 mm) Sin datos

2010 Enero Laguna Manuela Semilla (15-25 mm) 70%

2010 Marzo Guerrero Negro Semilla (25-35 mm) 50%

2011 Junio Flupsy – Ensenada Semilla (2-5 mm) 100%

2011 Julio Flupsy – Ensenada Semilla (8-10 mm) 79%

2 -37 mm 73% (40-97%) Verano

I D&

Presencia del OsHV en Baja California Sur.

AÑO MES LOCALIDAD ESTADIO DE DESARROLLO MORTALIDAD

2008 Noviembre Bahía Tortugas Juvenil (50-60 mm) No

2008 Noviembre Bahía Tortugas Juvenil (43-60 mm) No

2008 Diciembre Bahía Tortugas Juvenil (36- 52 mm) Sin estimar

2008 Diciembre Bahía Tortugas Juvenil (35-55 mm) Sin estimar

2009 Marzo Bahía Tortugas Adulto (55-80 mm) Sin estimar

2009 Marzo Bahía Tortugas Adulto (82-134) No

2009 Abril Bahía Tortugas Semilla (5-10 mm) Sin estimar

5 -55 mm.

I D& Presencia del OsHV en Sonora.

AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD

2007 Enero El Riíto Adulto (74-90 mm) No

2007 Enero Estero Morúa Adulto (82-113 mm) No

2007 Marzo Bahía del Tobari Juvenil (36-55 mm) 80%

2007 Marzo Estero Morúa Adulto (82-13 mm) No

2007 Marzo Bahía de Kino Adulto (83-90 mm) No

2007 Marzo Bahía de Kino Semilla (5-15 mm) 75%

2007 Mayo Estero Morúa Adulto (80-100 mm) No

2007 Noviembre Estero Morúa Adulto (85-115 mm) No

2008 Marzo Bahía San Jorge Adulto (65-92 mm) No

2008 Marzo Bahía de Kino Juvenil (27-40 mm) 60-70%

2008 Marzo Bahía de Kino Semilla (15-20 mm) 70%

2009 Abril Bahía de Kino Semilla (15-20 mm) 100%

2009 Abril El Riíto Adulto (90-130 mm) 50%

2009 Mayo El Riíto Adulto (85-105 mm) Sin estimar

2009 Noviembre Estero Los Mélagos Semilla (10-15 mm) Sin estimar

2009 Noviembre Estero La Cinita Juvenil (30-47 mm) No

5-55 mm 80% (60-100%) Primavera

I D&

Presencia del OsHV en Sonora

AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD

2011 Marzo Estero La Cina Juvenil (40-53 mm) Sin estimar

2011 Marzo Estero La Santa Cruz Juvenil (38-50 mm) Sin estimar

I D&

AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD

2005 Marzo Bahía de Altata Juvenil (30-47 mm) 70-80%

Sinaloa

30 a 47 mm 75% (70-80%)

Presencia del OsHV en Sinaloa

Sinaloa

I D&

Cinco o más variedades Mexicanas de OsHV-1

Detection of Oyster herpesvirus (OsHV) using PCR: M) 100bp Molecular marker (Invitrogen); Line 1) Positive control (Genomic viral DNA, 100 ng per reaction); Lines 2, 8) Negative control (Sterile water); Lines 3 to 7) tissue samples.

100 pb

600 pb

M 1 2 3 4 5 6 7 8 M

Tesis de Maestría de Yosef Amin Chávez Romero

Los resultados de secuenciación indican que las variedades encontradas en EUA y México, son más similares al OsHV-1 que al OsHV μVar

I D& ¿Qué sabemos del herpesvirus?

1.- Se tienen evidencias de transmisión vertical de Herpesvirus en moluscos.

2.- Se ha demostrado transmisión horizontal en moluscos.

3.- Se ha encontrado que el Herpesvirus puede infectar diversas especies de moluscos.

4.- El Herpesvirus puede permanecer latente después de la primera infección.

5.- El Herpesvirus puede activarse en condiciones de estrés.

I D& Posible ciclo de acción viral en el ambiente

Semilla

NoSi

Zona de cultivo

OSTIÓNportador

OSTIÓNsano

ESTRÉS

MORTALIDAD

Resistencia

Si

No

MERCADO

Si No

HERPESVIRUS

¿Infección?

¿Infectada?

¿Se mantiene en el ecosistema?

Si

No

¿Se mantiene en el ecosistema?

Si No

I D& Prácticas generales de manejo

La bioseguridad puede aplicarse con éxito en laboratorios de producción de larvay semilla (hatcheries)

Los herpesvirus son frágiles fuera de sus hospederos. La temperatura elevada, las sustancias químicas o la luz solar (UV) pueden destruir su cubierta de contenido lipídico

Sin embargo, se ha demostrado que cada especie individual de virus herpes puede tener una estabilidad diferente frente al tratamiento de inactivación y que las sales inorgánicas como el Na2SO4 presentes en el agua de mar pueden estabilizar los virus herpes (Wallis & Melnick, 1965)

Mayo, 2013

I D&

En laboratorios, los brotes de OsHV-1 pueden controlarse mediante una cuarentena y medidas de higiene como la inactivación del virus mediante el uso de tratamientos, como la irradiación ultravioleta del agua de recirculación y las tecnologías de filtración del agua

Sin embargo, es necesario tener presente que la reducción de la carga vírica depende del título inicial y de la capacidad de reducción del virus que tengan las técnicas utilizadas para la inactivación.

El equipo utilizado en una zona infectada no debe ser enviado y utilizado en una zona no afectada sin una limpieza y desinfección adecuadas

I D&

36

RECOMENDACIONES

1. Evitar la introducción de moluscos bivalvos provenientes de zonas con antecedentes de mortalidad asociadas al OsHV-1 y OsHV-1 µVar y evitar la exportación de organismos provenientes de zonas con antecedentes de mortalidad asociadas al OsHV-1 y OsHV-1 µVar hacia zonas libres de herpesvirus para evitar su propagación

2. Después de la aparición del OsHV-1 µVar, nuevas variantes siguen emergiendo. El número de mutaciones depende del número de ciclos de replicación durante la fase infectiva del virus, por lo tanto, es sumamente importante controlar los eventos de mortalidad ya que estos favorecen la aparición de mutantes

3. Monitoreo ambiental (alerta temprana)

4. Exigir y presentar certificados de sanidad en la comercialización de moluscos bivalvos

5. Vigilar el cumplimiento de las buenas prácticas de producción acuícola

6. Evitar la introducción de especies exóticas sin un estudio previo de carga parasitaria

7. Crear un programa de selección genética de organismos resistentes al OsHV-1 y OsHV µVar

8. Planificar épocas de siembra y manejo (desdoble)

I D&

RENAMOA

RED MAREOGRÁFICA REGIONAL

RED NACIONAL DE MONITOREO ACUÍCOLA AMBIENTAL (RENAMOA)

TemperaturaSalinidadOxígenopHConductividadMareasCorrientesNitritosNitratosAmonioClorofilasTurbidezViento

Salud del sedimento

Salud del agua

Salud delorganismo

I D&

RENAMOA

RED MAREOGRÁFICA REGIONAL

RED NACIONAL DE MONITOREO ACUÍCOLA AMBIENTAL (RENAMOA)

I D&

RENAMOA

RENAMOA

RENAMOA

RENAMOA

RED MAREOGRÁFICA NACIONAL

RED NACIONAL DE MONITOREO ACUÍCOLA AMBIENTAL

RENAMOA

RENAMOA

RENAMOA

Base de datosAnálisis de información

RENAMOA

I D&

Hospedero

Parásito Ambiente

NE

NENE

NENE

NE

E

INTERACCIÓN PARÁSITO-HOSPEDERO-AMBIENTE

Estudio del hospedero

Estudio del parásito-patógeno Estudio del ambiente

Tríada de la enfermedad

Tríada de la enfermedad

I D&

Parásito

Ambiente

INTERACCIÓN PARÁSITO-HOSPEDERO-AMBIENTE-MANEJO

Tétrada de la enfermedad

Hospedero

Manejo

E

NE

NE

NE

NE

Estudio:

I D&

I D&

Apoyo de:

Dr. Miguel Ángel del Río Portilla (CICESE)Dra. Carmen Paniagua Chávez (CICESE)M.C. Mauricio García Ortega (ISA)

Dr. Antonio Figueras (CSIC)Dr. Tristan Renault (IFREMER)Dra. Kimbery Reece (VIMS)Dra. Collen Burgen (Washington University)Dra. Carolyn Friedman (Washington University)Dr. James Moore (UC Davis)

Tesistas:

M.C. Yosef Amín Chávez Romero (CICESE)M.C. Jenniffer Villalva Vega (CICESE)

I D&

43

AGRADECIMIENTOS

SUBNARGENA del CICESE

I D&

I D& La investigación continua

¡Gracias!