La Solarización sobre las Poblaciones Microbianas ... · La Solarización Sobre Las Poblaciones Microbianas Benéficas Del Suelo . Ing. Agr. Elsa Leonor Ulla. 10 7.5.2. Caracterización

La Solarización Sobre Las Poblaciones Microbianas Benéficas Del Suelo

Ing. Agr. Elsa Leonor Ulla

1

Universidad Nacional de Tucumán Facultad de Agronomía y Zootecnia

La Solarización sobre las Poblaciones

Microbianas Benéficas del Suelo

Departamento de Posgrado

Facultad de Agronomía y Zootecnia

Secretaría de Posgrado

Universidad Nacional de Tucumán

Trabajo de Tesis para optar al Título de

“Magister en Agronomía”



2

Autor: Ing. Agr. Elsa Leonor Ulla

Director de Tesis: Dr. Carlos Hugo Bellone



3

Universidad Nacional de Tucumán Facultad de Agronomía y Zootecnia

Autoridades

Rector CPN Mario Alberto Marigliano

Decano Dr. Carlos Hugo Bellone

Vice Decano Ing. Agr. Edmundo Dante Lagomarsino

Secretario Académico Ing. Agr. Carlos Arnaldo Latina

Secretario de Asuntos Administrativos CPN Adolfo Lauro Rodríguez

Secretario de Extensión Ing.Agr. Gonzalo Javier Martínez Pastur

Secretario de Asuntos Estudiantiles Ing.Agr. Mariano Andrés Chehín

Director de Posgrado

Ing. Agr. Ms. Sc. Jorge Gustavo Perera



4

COMISIÓN DE SUPERVISIÓN

Dr. Carlos Hugo Bellone

Ing. Agr. Alberto René Stegmayer

Ing. Agr. Ms. Sc. Jorge Gustavo Perera



5

AGRADECIMIENTOS

Al Dr. Carlos Hugo Bellone, por la orientación,

estímulo y dedicación.

A Patricia Cecilia Lindón, por su inestimable

cooperación en la edición de esta tesis.

A los integrantes de la Cátedra Microbiología

Agrícola de la FAZ-UNT, por las sugerencias y apoyo

en las tareas experimentales.

Al Ing. Agr. Ms.Sc. Jorge Gustavo Perera, por su

incondicional apoyo.

A amigos y colegas de la FAZ-UNT, que de

alguna manera contribuyeron con la realización de

este trabajo.



6

DEDICADO A:

Zulema Ana, mi Madre



7

PUBLICACIONES SOBRE EL TEMA DE TESIS

Los siguientes trabajos científicos fueron realizados con resultados que forman parte de esta Tesis.

Ulla, E.L.; Bellone, C.H. y Zanotta, C. 1999. Solarización y

microorganismos del suelo. En II Reunión Científico - Técnica: Biología

del Suelo y Fijación Biológica del Nitrógeno. Alberto Stegmayer, Delia S.

Pernasetti y Carlos Gómez Bello eds: 57-59. ISBN: 950-746-016-0.

Ulla, E. L. y Bellone, C. H. 1999. Solarización y Micorrizas en tomate

(Lycopersicon esculentum Mill.). En II Reunión Científico-Técnica:

Biología del Suelo y Fijación Biológica del Nitrógeno. Alberto Stegmayer,

Delia S. Pernasetti y Carlos Gómez Bello eds: 383-385. ISBN: 950-746-

016-0.

Elsa L. Ulla y Bellone, C.H. 2000. “Solarization and Phosphate Solubiliser

Microorganisms in Soil”. Biocell. 24 (1): 76. ISSN 0327-9545.

Ulla, E.L.; Zanotta, C.M. and Bellone, C.H. 2001. Microbial Activity on

Solarized Soils. Biocell, 25 (1): 73. ISSN: 0327-9545.



8

PRESENTACIONES EN REUNIONES CIENTÍFICAS

Ulla, E.; Bellone, C. y Zanotta, C. Solarización y microorganismos

nitrificadores en el suelo. Presentado en el II Taller de Trabajo del

Programa “Manejo de sistemas microbianos para optimizar la producción

agrícola y silvopastoril en algunas áreas del NOA”. Finca El Manantial,

Tucumán. 1999.

Ulla, E.L.; Zanotta, C.M. y Bellone, C.H. Actividad microbiana en suelos

solarizados. Presentado en las XVI Jornadas de la Sociedad de Biología de

Tucumán. Tafí del Valle, Tucumán. 2000.

Ulla, E.L.; Zanotta, C.M. y Bellone, C.H. Solarización y nodulación en

arveja (Pisum sativum L.). Ulla, Elsa; Zanotta, C.M. y Bellone, C.H.

Presentado en XX Reunión Latinoamericana de Rhizobiología y Defensa

del Medio Ambiente (RELAR). Arequipa, Perú. 2000.

Ulla, Elsa. Micorrizas nativas en suelos solarizados. Presentado en XX

Reunión Latinoamericana de Rhizobiología y Defensa del Medio Ambiente

(RELAR). Arequipa, Perú. 2000.



9

ÍNDICE GENERAL Página

1. Summary 1

2. Introducción 3 2.1. Erradicación del Bromuro de Metilo 3 2.2. Solarización de Suelos. Una alternativa al uso del Bromuro

de metilo 4 2.3. Microorganismos del suelo 8 2.4. Factores que influencian la actividad de los microorganismos 10 2.5. Solarización y microorganismos patógenos del suelo 12 2.6. Solarización y microorganismos benéficos del suelo 14 2.7. Solarización en Argentina 15 2.8. Solarización en Tucumán 17

3. Hipótesis 18

4. Objetivo 18 4.1. Objetivo General 18 4.2. Objetivos Específicos 18

5. Antecedentes 19 5.1. Solarización y propiedades físico-químicas del suelo 19 5.2. Solarización y microorganismos del suelo 20 5.3. Solarización y endomicorrizas 20 5.4. Solarización y asociación rizobios - leguminosas 22

6. Material y Métodos 24

7. Resultados 27 7.1. Temperaturas de suelo 27 7.2. Análisis de suelo 33 7.3. Recuento de microorganismos 35

7.3.1. Bacterias 35 7.3.2. Actinomicetes 36 7.3.3. Hongos 37 7.3.4. Nitrificadores autótrofos 38 7.3.5. Solubilizadores de fosfatos 39

7.4. Colonización micorrícica 40 7.5. Simbiosis rizobios - leguminosas 41

7.5.1. Números de nódulos 41



10

7.5.2. Caracterización de rizobios de nódulos de arveja cv. Utrillo 42 7.5.2.1. Velocidad de crecimiento y producción de ácidos 42 7.5.2.2. Resistencia de los aislamientos a distintas concentra-

ciones de antibióticos 45 8. Discusión 47

9. Conclusiones 54

10. Proyecciones 55

11. Resumen 56

12. Bibliografía 58

13. Apéndices 68 13.1. Apéndice I: Establecimiento del ensayo 69 13.2. Apéndice II: Aspectos formales asociados a los registros experi-

mentales 78 13.3. Apéndice III: Medios de cultivo y reactivos 99 13.4. Apéndice IV: Temperaturas máximas del aire durante el período

de solarización 104

ÍNDICE DE TABLAS Página

Tabla 1: Análisis de suelo en los tratamientos sin solarizar (T),

solarizado 30 días (S30) y solarizado 60 días (S60). FAZ- UNT. 1999 33

Tabla 2: Análisis de suelo en los tratamientos sin solarizar (T),

solarizado 30 días (S30) y solarizado 45 días (S45). FAZ- UNT. 2000 34

Tabla 3: Porcentaje de infección micorrícicas en raíces de tomate

var. Marmande. FAZ-UNT. 1999 40 Tabla 4: Porcentaje de infección micorrícicas en raíces de arveja

cv. Utrillo. FAZ-UNT. 2000 40 Tabla 5: Resistencia intrínseca a Ampicilina 45



11

Tabla 6: Resistencia intrínseca a Cloramfenicol 45 Tabla 7: Resistencia intrínseca a Estreptomicina 46 Tabla 8: Resistencia intrínseca a Rifampicina 46

ÍNDICE DE FIGURAS

Página

Figura 1: Temperaturas de suelo a 5 cm de profundidad. El Manantial, Tucumán. Enero – Febrero de 1999 27

Figura 2: Temperaturas de suelo a 5 cm de profundidad.

El Manantial, Tucumán. Enero – Febrero de 2000 28 Figura 3: Temperaturas de suelo a 10 cm de profundidad.




El Manantial, Tucumán. Enero – Febrero de 2000 32 Figura 7: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de bacterias. FAZ-UNT. 1999 35 Figura 8: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de bacterias. FAZ-UNT. 2000 35 Figura 9: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de actinomicetes. FAZ-UNT. 1999 36



12

Figura 10: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de actinomicetes. FAZ-UNT. 2000 36

Figura 11: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de hongos. FAZ-UNT. 1999 37 Figura 12: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de hongos. FAZ-UNT. 2000 37 Figura 13: Número más probable (NMP) por gramo de suelo de

microorganismos nitrificadores. FAZ-UNT. 1999 38 Figura 14: Número más probable (NMP) por gramo de suelo de

microorganismos nitrificadores. FAZ-UNT. 2000 38 Figura 15: Número de UFC (unidades formadoras de colonias)

por gramo de suelo de microorganismos solubilizadores de fosfatos. FAZ-UNT. 1999 39

Figura 16: Número de nódulos en plantas de arveja (cv. Utrillo).

FAZ-UNT. 2000 41 Figura 17: Aislamientos de rizobios de nódulos de arveja (cv.

Utrillo) en suelo sin solarizar. FAZ-UNT. 2000 42 Figura 18: Aislamientos de rizobios de nódulos de arveja (cv.

Utrillo) en suelo solarizado 30 días. FAZ-UNT. 2000 43

Figura 19: Aislamientos de rizobios de nódulos de arveja (cv.

Utrillo) en suelo solarizado 45 días. FAZ-UNT. 2000 44



13

1. SUMMARY

Solarization is a natural, hydrothermal soil disinfestation process, which

is accomplished through passive capture of solar radiation in moist soil and

covered with transparent plastic.

The principal mode of action of Solarization is usually direct thermal

inactivation of soilborne microorganisms and pests. The heat dosage of

solarization, which is a relationship of soil temperature x time, is affects by

numerous factors. Some of the more important physical components affecting

soil temperature during solarization include diurnal air temperature, radiation

intensity, wind speed and duration, precipitation events, soil texture, color,

moisture content and characteristics of the mulch film.

The effects of solarization are more pronounced on soilborne plant

pathogens than other more competitive soil microflora, many of which are

antagonists of plant pathogens and tend to tolerate solarization or rapidly

recolonize the soil once the treatment has ended.

Solarization is an important technology for the control of pathogen

organisms but the treatment could have negative effects on physical and

chemicals soil properties and on beneficent microflora.

The objective of this work was to analyse changes produced in soil

during solarization: pH, organic matter, organic carbon, ammonium, nitrates

and available phosphorous content and the effects on populations of bacteria,

fungi, actinomycetes, nitrifying microorganisms, phosphates solubilisers,

mycorrhizae and symbiotic nitrogen fixation. The experiences were carried

out in the experimental field of Faculty of Agronomy, during January and

February in 1999 and 2000. Solarization was conducted by covering tilled and



14

irrigated soil with transparent polyethylene sheets (100 thickness). The

experimental design was randomised with five replications per treatment

(covered and uncovered). Microdigital thermometer was used to measure soil

temperature at depths 5, 10 and 20 cm. Soil samples were taken to physical

and chemicals analysis. Soil suspension were serially diluted and were spread

on petri dishes containing the appropriate selective medium for counts colony

forming units per gram of soil of bacteria, fungi, actinomycetes and

phosphates solubilisers. The most probable number method was used to

counts nitrifying bacteria. Percent colonisation of tomatoes and peas by

micorrhizal fungi was measured using the line intercept method of Giovannetti

and Mosse. Nodulation in pea was assessed by count and rhizobial strains by

acid producing and intrinsic antibiotic resistance (Chloramphenicol,

Rifampicin, Streptomycin and Ampicillin).

Results showed significatives differences in soil temperatures,

ammonium and nitrate concentrations and microbial activity in solarised soils.

We could be affirmed that soil solarization has negative effects on bacteria,

actinomycetes, nitrifying bacteria, phosphate solubilisers, mycorrhizal

colonisation in tomatoes and peas and nodulation in pea.



15

2. INTRODUCCION

2.1. Erradicación del Bromuro de Metilo

La aplicación de Bromuro de Metilo como esterilizante de suelos es una

práctica habitual en el manejo de cultivos que requieren almácigos. Es una

técnica eficaz con la que se pueden minimizar las pérdidas de plantines al

controlar hongos patógenos, nemátodes, insectos de suelo y malezas. El uso de

este producto es cuestionado por organismos internacionales por los riesgos

ecotoxicológicos que acarrea (Ristaino y Thomas, 1997; Clini y Gullino,

1999).

El Protocolo de Montreal es un tratado internacional desarrollado para

proteger la tierra de los efectos detrimentales de la disminución de la capa de

ozono. Ha sido firmado por 167 países y controla la producción y venta de

sustancias que producen el agotamiento de la capa de ozono. En 1995, se

consideraron las consecuencias relevantes del Bromuro de Metilo y su control

global fue agregado al tratado. En 1997, se estableció un cronograma de

reducción de consumo del 100% para el año 2005 en países desarrollados y

para el año 2015 en países en desarrollo (EPA’s Stratospheric Protection

Division, 1998).

La búsqueda de métodos alternativos o sustitutos del bromuro de metilo

se ha transformado en un reto, en estos últimos años, para investigadores y

especialistas del mundo. La utilización del calor ofrece una alternativa a las

desinfecciones con productos químicos, sin estar exento de inconvenientes y

limitaciones.



16

2.2. Solarización de suelos. Una alternativa al uso del Bromuro de Metilo.

La solarización, un procedimiento usado principalmente para la

desinfección de suelos, ha sido descripta desde hace más de 20 años y

rápidamente creció su interés porque es una técnica no química, protectora del

medio ambiente y efectiva para el enfoque del manejo integrado de plagas

(DeVay, 1997).

La solarización es un proceso natural hidrotermal de desinfección de

suelos que se logra a través de la captura de la radiación solar en suelo

húmedo y cubierto con plástico transparente. La solarización ocurre mediante

un modo de acción físico, químico y biológico combinado y es compatible con

otros aditivos de desinfección, tales como enmiendas orgánicas (residuos de

cosecha de crucíferas), control biológico de organismos o pesticidas

(Stapleton, 1997).

Las temperaturas del suelo son muy importantes para el crecimiento y

producción de los cultivos. Durante varias décadas, en la práctica agrícola se

han utilizado muchos métodos para modificar el microclima del suelo

(principalmente humedad y temperatura) para incrementar el crecimiento.

Numerosos tipos de cubiertas se probaron con distintos propósitos. Algunos

para conservar la humedad del suelo, otros para aumentar la temperatura y

otros para el control de malezas. En la literatura se informan desacuerdos

sobre la efectividad de las cubiertas. Muchas de las discrepancias parecen ser

debidas a factores tales como condiciones meteorológicas, características

físicas y fotométricas del suelo y de la cubierta y prácticas culturales. (Mahrer,

1991).



17

El valor y la simplicidad de los tratamientos con calor derivan del hecho

que la mayor parte de los fitopatógenos de suelo y las semillas de malezas

tienen un punto de inactivación termal relativamente bajo (Newhall, 1955).

El calentamiento del suelo durante la solarización se produce por la

incidencia de la radiación de onda corta sobre el plástico, que impide la

evaporación del agua del suelo a la atmósfera y se reducen las pérdidas de la

radiación de onda larga. El efecto de la solarización sobre la temperatura del

suelo, es el resultado de una reducción en las pérdidas de calor, unida a un

aumento de la eficacia de la transmisión de ese calor en el suelo húmedo

(Garijo Alba y Frapolli Daffari, 1989).

El efecto de la cobertura sobre la conservación de la humedad y el

aumento o baja de la temperatura del suelo está determinado principalmente

por el balance de energía del suelo. La ecuación de este balance incluye

términos que describen intercambio de energía en el suelo y entre el suelo, la

cubierta y el aire circundante. Las dos ecuaciones básicas que describen el

balance de energía de suelo cubierto y descubierto son las siguientes (Mahrer,

1991):

Rsn + RLn – H –E –S = 0 (1)

Rsnm + Lnm – Hm – Em – Sm = 0 (2)

RL: radiación de onda larga

S: conducción de calor en el suelo ( flujo de calor en el suelo)

H: calor vertical intercambiado con el aire encerrado entre la cubierta y el

suelo por conducción y con el aire circundante por convección (flujo

sensible de calor)



18

E: condensación y evaporación de agua

M: suelo cubierto

Rsn y RLn: flujo neto de radiación de onda corta y larga en suelo descubierto

Como otros métodos de desinfección, la solarización tiene beneficios y

limitaciones. Entre los primeros se destacan la simplicidad, seguridad y

efectividad de la técnica y el hecho de que puede ser combinado con métodos

de control biológico y químico La limitación está dada por su dependencia de

las condiciones meteorológicas locales (Stapleton, 1997).

Entre los factores que influyen en la efectividad de la solarización se

encuentran los siguientes:

1) Tamaño de la cubierta: se ha demostrado que el calor es mayor en el

centro. La cubierta angosta es menos eficiente que la ancha.

2) Suelo cubierto con plástico previamente usado: observaciones en campo

del régimen de temperaturas en suelos cubiertos con polietileno

transparente han mostrado que las más altas temperaturas prevalecen

bajo las láminas viejas. Este inesperado fenómeno fue explicado por

Avissar et al, I y II, 1986. Las propiedades fotométricas del polietileno

cambian con el proceso de envejecimiento, en el plástico viejo se

depositan gotas de agua con partículas de suelo lo que hace que se

transmita más radiación global y menos radiación de onda larga que en

el plástico nuevo.

El principal modo de acción de la solarización es la inactivación termal

directa o indirecta de los organismos. La dosis de calor (temperatura x tiempo)

es afectada por numerosos factores (Stapleton, 1997). Algunos de los más

importantes son:

Temperatura diaria del aire: más cálida mejor, día y noche.



19

Intensidad de la radiación: la mayor, mejor.

Velocidad y duración del viento: menos viento permite mayor retención del

calor.

Precipitaciones: cielo nublado y agua sobre la superficie del plástico

disminuye la temperatura del suelo.

Textura del suelo: suelos con alto contenido de arcilla tienden a retener

más calor.

Color del suelo: suelos oscuros absorben más calor.

Humedad del suelo: suelos húmedos permiten una mejor transferencia del

calor.

Características del plástico: color, transparencia y permeabilidad.

La solarización del suelo es una función de la relación tiempo -

temperatura. La inactivación termal de la población microbiana y otros

organismos durante la solarización, depende de la temperatura del suelo y del

tiempo de exposición, los cuales están inversamente relacionados. A 37°C,

umbral de muerte térmica para muchos hongos mesófilos, se requieren

exposiciones de 2 a 4 semanas; mientras que a 47°C es suficiente una

exposición de 1 a 6 horas. Algunos hongos son menos sensibles que la

mayoría a las altas temperaturas en suelos húmedos. Otros, muy sensibles

pueden perder su viabilidad en 30 minutos a 38°C y ser controlados hasta 70

cm de profundidad por solarización en 6 semanas. Los propágulos están

sujetos a variaciones térmicas diariamente (DeVay and Katan, 1991).

Otro componente crítico del tratamiento es la sensibilidad del organismo

destino, la cual varía ampliamente con las especies. Un suelo húmedo previo a

la solarización estimulará a romper la dormancia de las estructuras de

supervivencia de algunos microorganismos, comienza su actividad metabólica



20

y se tornan más susceptibles a los efectos biocidas del tratamiento. En algunos

casos pueden debilitarse por temperaturas subletales (por debajo de 38-40°C)

de manera tal que no causan daño a las plantas o se tornan más susceptibles a

los tóxicos químicos o al ataque por antagonistas (Tjamos and Fravel,1995).

La solarización ha sido tradicionalmente considerada una técnica de

desinfección adecuada para climas áridos. En años recientes, se ha informado

su aplicación potencial en regiones húmedas caracterizadas por abundantes

lluvias y nubosidad, en las que se observa disminución en las densidades de

algunos nemátodes y hongos pero no sobre las bacterias que producen

marchitamiento (Chellemi et al, 1997; Coates Beckfort et al, 1998).

2.3. Microorganismos del suelo

Dentro de los cinco grupos principales de microorganismos que

contiene el suelo destacamos a bacterias, actinomicetes y hongos.

Bacterias: El número de células bacterianas en el suelo siempre es

grande, debido al diminuto tamaño de las mismas y a que los otros grupos

poseen células grandes, las bacterias representan mucho menos de la mitad de

la masa celular microbiana total. La densidad de bacterias en el suelo,

determinada a partir de los métodos clásicos de dilución y recuento sobre

medios de cultivo líquidos o sólidos, oscila entre 106, 109 y hasta 1010

Unidades Formadoras de Colonias/g de suelo (Dommergues y Mangenot,

1970; Alexander, 1980). Este grupo presenta una elevada tasa de crecimiento

y alta capacidad de descomposición de diferentes sustratos contenidos en el

suelo, ejerciendo un importante papel en el reciclado de los elementos. La

materia orgánica es uno de los factores que más incide en la distribución de las



21

bacterias del suelo ya que son en su gran mayoría heterótrofas (Frioni, 1999).

También están presentes las bacterias fotosintetizadoras, responsables de la

producción de materia orgánica a través de la energía luminosa y las

diazotróficas, capaces de fijar nitrógeno de la atmósfera. Con un número

relativamente pequeño pero de gran importancia agronómica, encontramos las

bacterias quimiolitótrofas capaces no solo de oxidar compuestos minerales de

nitrógeno y azufre sino también de fijar dióxido de carbono (Brandao, 1992;

Alexander, 1999).

Hongos: En muchos suelos cultivados los hongos constituyen gran parte

del protoplasma microbiano total, aportan una parte significativa de la

biomasa debido al gran diámetro de sus filamentos y a la extensa red que

forman. Son activos degradadores de sustratos carbonados y su rol esencial es

la mineralización de fuentes complejas de carbono (Frioni, 1990) Los hongos

se encuentran en el suelo en comunidades variando de 104 a 106 Unidades

Formadoras de Colonias/g de suelo. Por su naturaleza heterótrofa dependen de

la materia orgánica para su desarrollo y se reconocen tres categorías por su

relación con la materia orgánica: saprófitos, utilizan los sustratos orgánicos

inanimados; parásitos, materia orgánica viva y simbióticos, asociados con

otros organismos, algas o vegetal, para su nutrición (Frioni, 1990). En este

grupo se encuentran los hongos micorrícicos vesículo - arbusculares que se

asocian con la mayoría de las plantas superiores.

Actinomicetes: son numerosos y están ampliamente distribuidos en el

suelo y en una variedad de hábitats diferentes incluyendo estiércol y fondo de

los lagos. Como regla general son saprófitos, aunque algunas especies pueden

causar enfermedades a plantas, animales y al hombre. Su participación está

limitada a los estados iniciales de la degradación de residuos, pero cuando los



22

nutrientes se vuelven limitantes y la presión de los competidores disminuye,

su número comienza a aumentar. Este grupo puede producir sustancias

probióticas( vitamina B1, B2, B6, B12, biotina, ácido fólico) y un 50-75% de

las cepas aisladas pueden producir antibióticos (estreptomicina,

clorotetraciclina, cicloheximida) que juegan un papel importante en las

interacciones microbianas en el suelo (Frioni, 1990). El tamaño de la

comunidad depende del tipo de suelo, particularmente del contenido de

materia orgánica. Las estimaciones por cuenta en placa proporcionan valores

que varían de 105 a 108 Unidades Formadoras de Colonias/g de suelo

(Alexander, 1980, Frioni, 1990).

2.4. Factores que influencian la actividad de los microorganismos.

Las condiciones del ambiente afectan la densidad y la composición de la

microflora y los factores abióticos pueden alterar significativamente a la

comunidad y a su potencial bioquímico. Entre los factores ambientales que

influyen sobre la flora microbiana del suelo se encuentran:

Humedad: cuando es excesiva, se detiene la proliferación microbiana

porque disminuye el suministro de oxígeno disponible, creando un ambiente

anaeróbico. La humedad de suelo ideal para el desarrollo de los hongos está

entre 60 a 70% de la capacidad de retención de agua de un suelo, en general

son aeróbicos y presentan resistencia a altas presiones de dióxido de carbono

por lo que se los puede encontrar en mayor profundidad en el suelo (Brandao,

1992). El nivel óptimo para la actividad de las bacterias aeróbicas es del 50 al

75% de la capacidad de retención de humedad del suelo, la inundación trae

consigo una disminución en la cantidad de bacterias que se desarrollan en



23

presencia de oxígeno Frioni, 1999). Los actinomicetes comunes del suelo se

desarrollan bien con contenidos un poco más altos de humedad, por arriba del

85-100% de la capacidad de retención y disminuyen considerablemente como

consecuencia del metabolismo aeróbico. Si el oxígeno es limitante, no se

desarrollan en el suelo (Frioni, 1990).

Temperatura: rige todos los procesos biológicos, cada microorganismo

tiene una temperatura óptima de crecimiento y un intervalo fuera del cual el

crecimiento se detiene. La mayor parte de las bacterias del suelo son mesófilos

con una temperatura óptima entre 25 y 40 °C. Los actinomicetes son en su

mayoría mesófilos, aunque existen especies termófilas responsables de las

transformaciones de abonos verdes, heno, compost y abonos animales (Frioni,

1990; Alexander, 1980). La mayoría de los hongos son mesófilos, aunque

dentro de este grupo se pueden encontrar algunos termófilos, Aspergillus y

Trichoderma, que llegan a ser abundantes durante el calentamiento del abono

en descomposición.

pH: Para la mayoría de las bacterias el óptimo está cercano a la

neutralidad, las condiciones altamente ácidas o alcalinas tienden a inhibirlas.

Los actinomicetes no toleran valores bajos de pH, en medios ácidos

constituyen menos del 1% del número viable total. Los hongos pueden

desarrollar dentro de un amplio rango de pH, desde el extremo ácido hasta el

alcalino; como las bacterias y los actinomicetes no son comunes en estas

áreas, no presentan competencia por lo que los hongos dominan la comunidad

microbiana (Alexander, 1980; Frioni, 1990, 1999).



24

2.5. Solarización y microorganismos patógenos del suelo

El valor práctico de la solarización como una estrategia de manejo de

enfermedades puede ser valorado por muchos factores incluyendo eficiencia

pesticida, efectos sobre el crecimiento y rendimiento de los cultivos, relación

beneficio-costo y aceptación del usuario. Existe hoy una cantidad sustancial

de literatura que describe organismos que son controlados total o parcialmente

por solarización (Stapleton, 1997).

Durante la solarización, ocurren cambios en el complejo biológico del

suelo. Los efectos son más pronunciados sobre fitopatógenos que sobre otra

microflora de suelo más competitiva, muchas de los cuales son antagonistas de

los anteriores y tienden a tolerar la solarización y a proliferar rápidamente en

el suelo cuando el tratamiento ha finalizado (Stapleton, 1997; Chen et al ,

1991).

Los mecanismos por los que la solarización afecta el crecimiento y

sobrevivencia de los microorganismos del suelo son muy complejos. Algunos

son directos, resultantes de la inactivación termal de los procesos celulares y

otros indirectos que provocan el debilitamiento de las células incrementando

su sensilbilidad a microorganismos antagonistas y a pesticidas (De Vay y

Katan, 1991).

Hartz et al (1993) evaluaron la solarización, sola o combinada con

metan sodio, comparada con bromuro de metilo y demostraron que los

tratamientos fueron igualmente efectivos en el control de Phytophthora

cactorum, Phytophthora citrícola y Verticillium dahliae. La solarización

incrementó en un 12% el rendimiento en el cultivo de frutilla sobre el



25

rendimiento en parcelas no tratadas; combinada con metan sodio el

incremento fue de 29% equivalente a lo logrado con bromuro de metilo.

Basallote et al (1994), expresan los resultados obtenidos en Andalucía

durante período 1986-1994. Las poblaciones de Verticillium dahliae y

Sclerotium cepivorum fueron eliminadas de la capa arable de suelos infestados

naturalmente tras 6-11 semanas de solarización, obteniéndose un control muy

satisfactorio de los patógenos antes mencionados en un segundo año

consecutivo de cultivo.

López-Herrera et al (1994), estudiaron el efecto de la solarización de

suelo sobre la pérdida de viabilidad del inóculo de Botrytis cinerea y

demostraron que con temperaturas de 46.8, 40.3 y 36.4 °C a las profundidades

de 5, 15 y 25 cm se erradicó al patógeno, aislado de diferentes cultivos

hortícolas en la costa Mediterránea.

Montealegre et al (1996), en ensayos realizados en la V Región, Chile,

solarizando 40 días un suelo con monocultivo de tomate en invernadero,

concluyeron que el grado de control de Pyrenochaeta lycopersici fue efectivo

solo a 10 cm de profundidad. En el cultivo comercial, se obtuvo un mayor

rendimiento en el suelo solarizado respecto al obtenido en el suelo sin tratar.

Aballay et al (1996) evaluaron el grado de control del inóculo artificial

de Verticillium dahliae en suelo solarizado durante 40 días. Se logró un

control del inóculo de 98.3%, 85% y 70% a los 10, 20 y 30 cm de

profundidad.

En experiencias realizadas en huerto de palto en el sur de España, se

presenta a la solarización como un método efectivo en el control de

Phytophtora cinnamomi (López Herrera et al, 1997) y Dematophora necatrix

(López Herrera et al, 1998, 1999).



26

2.6. Solarización y microorganismos benéficos del suelo

La solarización es efectiva para el control de nemátodes, bacterias,

hongos y malezas tanto anuales como perennes. Ha mostrado un efecto

positivo en la supervivencia e incremento, en rizósfera de tomate, de

poblaciones bacterianas pertenecientes a los géneros Bacillus, Pseudomonas

fluorescens y Streptomyces, en contraste con la variable y frecuentemente

negativa influencia de la aplicación del bromuro de metilo (Antoniou, 1997).

En experiencias realizadas en lechuga, el número total de hongos antes

de la plantación se redujo significativamente en un 65-78% y se suprimió el

establecimiento de los mismos en la rizósfera de las plantas en suelo

solarizado. En contraste con este efecto, el número de Bacillus spp. no se

redujo después del tratamiento y el número de unidades formadoras de

colonias se incrementó en la rizósfera de lechuga de suelo solarizado. El

número de Pseudomonas fluorescens también fue de 6 a 10 veces mayor en la

rizósfera de lechuga de suelo solarizado (Gamliel et al, 1993).

Merón et al (1989) trabajando con dos técnicas de desinfección,

solarización y fumigación con bromuro de metilo, sostienen que el

crecimiento vegetativo del cultivo responde de forma similar en ambos

tratamientos. El efecto benéfico de la solarización es evidente aún en el

segundo cultivo después de la solarización. En la rizósfera de plantas que

crecieron en suelos solarizados se incrementó la población de pseudomonas

fluorescentes.

En California, en semillas de remolacha y rabanito inoculadas con

rizobacterias promotoras de crecimiento (PGPR), se observó que la densidad



27

de población fue mayor en raíces de plantas crecidas en suelo solarizado que

en suelo no tratado (Stapleton y De Vay, 1984).

Soulas et al (1997), determinaron que la solarización de suelos puede

ser un método efectivo de desinfección en viveros forestales, las temperaturas

alcanzadas durante este tratamiento (50 °C) reducen la infectividad de las

ectomicorrizas en el suelo. Entre los hongos de suelo, las ectomicorrizas

fueron los más sensibles al calor solar.

2.7. Solarización en Argentina

En la República Argentina, se realizaron experiencias en almácigos de

cultivos hortícolas, en el Alto Valle de Río Negro, con resultados

significativos sobre el control de nemátodes, hongos como Aspergillus,

Penicillium, Pythium y algunas malezas gramíneas pero no de latifoliadas (Di

Masi et al, 1996).

En la Facultad de Agronomía de la Universidad de Buenos Aires, se

observó un control efectivo de hongos patógenos en suelos solarizados con

respecto a los sin tratar (Moya y Verdejo, 1996).

La Estación Experimental Agropecuaria INTA de San Pedro, presentó

un informe sobre ensayos de solarización realizados durante el año 1998, en el

cual se destaca que el polietileno especial logró un mayor calentamiento del

terreno comparándolo con el tipo común. La solarización tanto a campo como

en invernáculo y utilizando los dos tipos de polietileno, causó la pérdida de la

viabilidad de Pythium sp., Sclerotinia sclerotiorum y Rhizoctonia solani. La

solarización del sustrato utilizado en la producción de plantines de tomate y

pimiento, produjo aumentos significativos en el nacimiento y en el desarrollo



28

vegetativo de los mismos. Se controlaron las malezas anuales y su efecto

perdura en el invernáculo después de 10 meses (Martinengo de Mitidieri et al,

1998).

En Cinco Saltos (Río Negro), se evaluó la efectividad de la solarización

en invernadero y se concluyó que es una técnica aplicable a la región. Existe

un efecto favorable en el control de los patógenos del mal de los almácigos en

plantas de tomate y en la población de Meloidogyne spp. en suelo. No elimina

completamente la microflora benéfica, permitiendo una recolonización de

Pseudomonas fluorescente en el suelo que favorecería el control de patógenos

al competir estas bacterias por el sustrato y además promover el crecimiento

vegetal (Reybet et al, 1999). Afecta negativamente el desarrollo de malezas,

aunque no las suprime por completo y existe una tendencia positiva al

incrementarse el rendimiento del cultivo (Bustamante et al, 1999).

Moccia et al (2000), analizando el efecto de la longitud del período de

solarización en el cultivo de rúcula, encontraron valores de rendimiento

superiores en las parcelas que recibieron 30 y 45 días de tratamiento debido al

control ejercido sobre Sclerotinia sclerotiorum; 30 días de tratamiento fue

efectivo en el control de Fusarium oxysporium y 45 días para el control de

malezas.

Salerno et al (2000), en vivero de eucaliptus observaron que el calor

solar disminuyó el inóculo potencial de patógenos (Fusarium y Pythium) y de

ectomicorrizas nativas e incrementó la concentración de nitratos en el suelo.



29

2.8. Solarización en Tucumán

Los resultados encontrados en experiencias preliminares llevadas a cabo

en la Facultad de Agronomía y Zootecnia de la Universidad Nacional de

Tucumán, mostraron cambios en las propiedades físico-químicas del suelo y

disminución en la cantidad de microorganismos nitrificadores (Ulla et al,

1997) y micorrizas (Ulla et al, 1997, 1998).

Otros ensayos se realizaron con el objetivo de analizar la producción de

Calendula officinalis L. en suelos solarizados y tratados con productos

químicos. Los autores concluyeron que la producción se ve incrementada en

suelos solarizados (Vidal de Latina y Jaime, 1998).

Villagrán de Krapovickas y Zuccardi (2001), utilizaron solarización en

invernaderos y determinaron que produce una importante reducción de

malezas anuales y perennes.



30

3. HIPÓTESIS

La solarización como tecnología de importancia creciente en el control

de agentes patógenos, tiene efectos negativos sobre las características físico-

químicas y la actividad biológica benéfica del suelo.

4. OBJETIVO

4.1. Objetivo general

Determinar la incidencia de la solarización sobre los factores físico-

químicos y la actividad de grupos de microorganismos del suelo.

4.2. Objetivos específicos

Determinar los cambios físico-químicos producidos en el suelo durante la

solarización: pH, Materia Orgánica, Carbono Orgánico, Amonio (NH4+),

nitratos (NO3-) y Fósforo disponible.

Determinar la variación de las poblaciones de bacterias, hongos y

actinomicetes antes y después del tratamiento.

Determinar la influencia de la solarización sobre distintos grupos

simbiontes y funcionales de microorganismos del suelo: endomicorrizas,

fijadores de nitrógeno, solubilizadores de fosfatos y nitrificadores.



31

5. ANTECEDENTES

5.1. Solarización y propiedades físico-químicas del suelo

Referente a las características del suelo, se registran cambios físico-

químicos importantes. En terrenos solarizados se ven incrementados los

nutrientes minerales solubles. Los cambios más notables se pueden ver en el

incremento de la concentración de nitratos. Los aumentos en la concentración

de amonio fueron usualmente menores. Aumentaron también las

concentraciones de Cl-, K+ y Ca2+ y Mg2+ debido al tratamiento solar. En forma

similar, se incrementa la conductividad eléctrica en el extracto de saturación,

la cual está en función de la concentración de sales solubles. Por otro lado, el

pH no fue afectado y los cambios en la concentración de P extractable fueron

inconsistentes (Chen y Katan, 1980).

En general, la fertilidad del suelo mejora con la solarización. Se

incrementan significativamente los niveles de nitrógeno amónico, fosfato y

potasio: 77, 157.9 y 60.5 respectivamente luego de la solarización dentro de

bolsas plásticas. Los aumentos de hierro, conductividad eléctrica, carbono

orgánico y pH no fueron consistentes (Kaewruang et al, 1989).

Adetunji (1994), compara la solarización con el uso de cubiertas

orgánicas y determina que la primera proporciona mejor cobertura al suelo,

conserva más la humedad y duplica las concentraciones de N-NH4 y N-NO3 .

Ramírez - Martínez et al (1999), probaron el efecto de diversos períodos

de solarización sobre el nitrógeno disponible, índice de disponibilidad de

nitrógeno y biomasa microbiana. Los contenidos de NH4+ y NO3

- aumentaron

un 400-600% después de la segunda semana de solarización.



32

5.2. Solarización y microorganismos del suelo

En experiencias llevadas a cabo en Egipto, Mahmoud (1997) analizando

el efecto de la solarización con simple y doble cobertura plástica sobre la

densidad de poblaciones de algunos microorganismos, encontró que el número

total de bacterias, actinomicetes y hongos decreció en suelos solarizados en las

dos estaciones estudiadas.

5.3. Solarización y endomicorrizas

La infectividad de los hongos micorrícicos puede ser afectada por

diversos factores como la temperatura, humedad y aireación. El efecto de la

temperatura depende de la especie de hongo y puede alterar la colonización de

las raíces y la formación de arbúsculos y vesículas (Silveira, 1992). Muchos

factores pueden alterar la actividad micorrícica y uno de ellos es la presencia

de fosfatos en el suelo. Las micorrizas son más efectivas en suelos con bajos a

moderados niveles de fósforo disponibles. El incremento de fosfatos solubles

modifica el desarrollo de la hifa externa, afectando la capacidad del hongo

para colonizar el tejido interno de la raíz (Gianinazzi – Pearson, 1986).

Las micorrizas vesículo - arbusculares son hongos biotróficos obligados

y por ello necesitan de la planta hospedera para su reproducción. Las malezas

pueden ser esos hospederos, sin embargo su control es una práctica agrícola

común. Pellet y Sieverding (1986), demostraron que las malezas son

importantes hospederos de algunas especies de hongos micorrícicos y

recomendaron tolerancia hacia aquellas con afinidad para multiplicar

micorrizas específicas en el campo.



33

Lefèvre y de Souza (1993) demostraron en cultivo de poroto que el

desarrollo de vegetación espontánea en suelos sin solarizar puede inducir la

germinación de esporas de micorrizas. En suelos solarizados, las esporas de

hongos micorrícicos permanecen cuantitativamente estables por que no hay

raíces disponibles para la colonización ya que la cobertura plástica impide el

desarrollo de malezas.

Stapleton y De Vay (1984), trabajaron con durazneros de 2 años y

determinaron aunque no cuantitativamente, que la colonización micorrícica

vesículo-arbuscular, no se redujo significativamente con el tratamiento de

solarización.

Nair et al (1990) observaron que la solarización de suelos fue

beneficiosa para el rendimiento de plantas de caupí en condiciones de campo.

La nodulación y la infección micorrícica fueron incrementadas en 104.7 y

20% respectivamente.

En experiencias realizadas en California la recolonización de micorrizas

vesículo-arbusculares, nativas e inoculadas artificialmente en raíces de

cebolla, algodón y pimiento, fue mayor en suelos solarizados que en suelos no

tratados o fumigados con bromuro de metilo (Afek et al, 1991).

En ensayos realizados en invernáculo con cultivo de tomate, la

reducción del potencial de inóculo de hongos micorrícicos arbusculares

verificada en los tratamientos con bromuro de metilo y solarización no fue

significativa en comparación al testigo (B. Medeiros et al, 1998).

BendavidVal et al (1997), trabajando con cebolla, trigo y zanahoria,

determinaron que la población indígena de micorrizas arbusculares se redujo a

cero después de 2 a 4 semanas de solarización y la colonización de las raíces

no fue evidente hasta 6 semanas después de la emergencia de los plantines.



34

Para De Abreu Roque (1993), la solarización no afecta a la población de

esporos de hongos micorrícicos y no se ve perjudicada la infección de raíces

de poroto por micorrizas vesículo arbusculares.

5.4. Solarización y asociación rizobios – leguminosas

La presencia o no de nódulos en las leguminosas depende del grado de

especificidad entre el hospedero y el microsimbionte. Uno de los factores que

influyen sobre nodulación es la temperatura, ésta puede afectar la simbiosis en

sí o a alguno de los dos organismos involucrados (Franco y Neves, 1992). Los

rizobios son mesófilos y difieren marcadamente en su tolerancia a elevadas

temperaturas. En general, Rhizobium meliloti es la especie más uniformemente

tolerante a temperaturas elevadas. Rhizobium leguminosarum y Rhizobium

trifolii son menos tolerantes.

En pruebas realizadas en leguminosas se observó que la población de

rizobios, utilizando la técnica del número más probable, después de la

solarización llegó a niveles de 100 bacterias/g. de suelo, sin embargo mostró

un rápido reestablecimiento. En haba no se observó diferencias en la

nodulación y en lenteja se redujo la nodulación debido a la solarización (Linke

et al, 1991).

En experiencias realizadas en Brasil, De Abreu Roque (1993) considera

que puede ocurrir una disminución de la población de rizobios nativos durante

el período de solarización. Una vez retirado el plástico factores como el

restablecimiento de las temperaturas, lluvias que dispersen los nutrientes en el

suelo, migración de bacterias de las regiones más profundas y disminución de

competencia microbiana pueden contribuir para la recolonización de rizobios



35

nativos. Por lo que concluye que la solarización del suelo no perjudica la

nodulación de rizobios nativos en raíces de poroto.

Mahmoud (1997), observó que con las temperaturas alcanzadas en

suelos cubiertos con simple y doble plástico durante 5 y 10 semanas se redujo

la densidad de población de Rhizobium leguminosarum biovar viceae y la

nodulación en haba se vio afectada negativamente.

En ensayos realizados en Perú con distintas cepas de rizobios sobre

cultivo de maní, se determinó que el número de nódulos efectivos y no

efectivos promedio por plantas fue superior en suelos sin solarizar que en

suelos solarizados (Cadenillas et al, 1998).



36

6. MATERIAL Y MÉTODOS

Las experiencias se llevaron a cabo en el campo experimental de la

Facultad de Agronomía y Zootecnia en Finca El Manantial, durante los meses

de Enero y Febrero de 1999 y 2000.

Se trabajó sobre un suelo Argiudol Típico, de textura franco a franco

limoso en superficie y franco limoso pesado a franco arcillo limoso en el

horizonte argílico. Son suelos con buena capacidad de retención de agua y el

contenido de materia orgánica varía en suelos cultivados de 4.5 a 2% por

acción del cultivo y la erosión (Zuccardi y Fadda, 1972).

Se preparó el terreno, eliminando la vegetación espontánea. Las

parcelas experimentales se realizaron sobre nivel, el tamaño de cada una fue

de 3.0 x 10.0 m. Se regó hasta capacidad de campo y se cubrió con polietileno

cristal de 100 cuidando de sellar bien los bordes para solarizar (Apéndice 1).

Los tratamientos utilizados fueron: sin cubierta plástica (Testigo) y con

cubierta plástica (Solarizado). Se utilizó un diseño experimental

completamente aleatorizado con 5 repeticiones.

Se registraron las temperaturas a tres profundidades (5, 10 y 20 cm) en

suelos cubierto y sin cubrir con un termómetro microdigital con las siguientes

características: sensor de temperatura estado sólido (LM 35 DZ), rango de

medición de 0 a 100 ºC con exactitud de +/- 0.1 ºC. El registro se realizó tres

veces al día, a las 9.00, 12.00 y 16.00 h.. Se analizaron algunos aspectos

formales asociados a los registros experimentales a través de la serie de

Fourier (Apéndice II).

Se tomaron muestras compuestas de suelo de todos los tratamientos con

sacabocado de 10 cm. Se caminó cada parcela en zigzag a aproximadamente



37

0.50 m. de los bordes y se extrajeron 5 submuestras de cada una. Los análisis

físico-químicos se realizaron en el Laboratorio de Suelos de la Facultad de

Agronomía y Zootecnia de la U.N.T. Se hicieron las siguientes

determinaciones: pH (1:2.5), Carbono orgánico y Materia orgánica (Walkley y

Black), Fósforo soluble (Bray y Kurtz), Amonio (Kjeldahl), Nitrato (Bremmer

y Keeney), Calcio y Magnesio (Titulación con EDTA), Potasio (Fotometría de

llama).

En el laboratorio de Microbiología Agrícola, las muestras de suelo

fueron homogeneizadas, secadas a temperatura ambiente durante 24 horas y

tamizadas. Se realizaron diluciones suspensiones y se sembraron en medios de

cultivo selectivos para la determinación del número de Unidades Formadoras

de Colonias/g de suelo de bacterias, hongos y actinomicetes y solubilizadores

de fosfatos por la técnica de dilución en placa (Girard y Rougieux, 1964). La

composición química de los medios de cultivo utilizados se puede apreciar en

Apéndice III.

Las diluciones se sembraron en los medios de cultivo a razón de 0.1 ml.

por caja; se incubaron en estufa a 28°C durante cuatro días. Para el recuento se

eligieron las cajas que contenían entre 30 y 300 colonias. Para los

nitrificadores la siembra se realizó en medio líquido, se incubó durante 15 días

y se determinó el número más probable (NMP/g de suelo) usando la tabla de

Mc Crady (Girard y Rougieux, 1964).

Para la determinación de la colonización micorrícica, las raíces de las

plantas utilizadas como indicadoras, fueron mantenidas en formaldehído

acético para ser posteriormente decoloradas por la técnica de Phillips y

Hyman y coloreadas con Gueguén (Verna y Herrero, 1952). El porcentaje de



38

infección se determinó por el método de intersección de líneas de Giovannetti

y Mosse.

Para la determinación del número de nódulos, las plantas fueron

cosechadas en prefloración y llevadas al laboratorio para el recuento. Los

nódulos fueron conservados en frascos con cloruro de calcio para los estudios

posteriores. Se realizó el aislamiento de los rizobios en medio de cultivo

YEMA (levadura, manitol y agar) con carbonato de calcio y se caracterizó a

las cepas encontradas en base a velocidad de crecimiento, producción de

ácidos y resistencia intrínseca a los antibióticos Ampicilina, Estreptomicina,

Rifampicina y Cloramfenicol desde 10 hasta 200 ppm. (Beck et al, 1993).

Los resultados se analizaron con ANOVA y la comparación entre

medias con el test de Kruskal-Wallis (p 0,05).

Experimento 1

Se realizó entre Enero y Febrero de 1999. Los tratamientos fueron: T

(testigo sin solarizar); S30 (solarizado 30 días) y S60 (solarizado 60 días). Como

planta indicadora para la determinación de porcentaje de colonización

micorrícica, se utilizó tomate var. Marmande, sembrado en líneas separadas

0.70 m. Las plantas se extrajeron a 30 días de la siembra.

Experimento 2

Se realizó entre Enero y Febrero de 2000 en un sitio diferente al

anterior. Los tratamientos fueron: T (testigo sin solarizar); S30 (solarizado 30

días) y T45 (solarizado 45 días). La planta indicadora fue arveja cv Utrillo,

sembrada en líneas separadas 0.70 m. Las plantas se extrajeron en prefloración

aproximadamente a 40 días de la siembra.



39

7. RESULTADOS

7.1. Temperaturas de suelo.

20

25

30

35

40

45

50

55

60

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC

Suelo cubierto Suelo sin cubrir

Figura 1: Temperaturas de suelo a 5 cm de profundidad. El Manantial, Tucumán. Enero-Febrero de 1999.



40

20 25 30 35 40 45 50 55 60

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC





41


20

25

30

35

40

45

50

55

60

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC




42


20

25

30

35

40

45

50

55

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC




43

15 20 25 30 35 40 45 50 55

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC



El Manantial, Tucumán. Enero-Febrero de 1999.



44


El Manantial, Tucumán. Enero-Febrero de 2000.

15 20 25 30 35 40 45 50 55

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53

Días

Tem

pera

tura

ºC




45

7.2. Análisis de suelo 7.2. Análisis de suelo

Tabla 1: Análisis de suelo en los tratamientos sin solarizar (T), solarizado 30 días (S30) y solarizado 60 días (S60). FAZ – UNT. 1999.

pH

1:2.5

C. org.

%

M. org.

%

NH4

ppm

NO3

ppm

P sol.

ppm

Ca

Me/100

Mg

Me/100

K

Me/100

T

6.2ª

1.70a

2.92a

2.46a

26.88ª

61.74a

12.24a

2.61a

1.65a

S30

6.2ª

1.66a

2.86a

20.48b

46.64b

72.10a

12.50a

2.79a

1.74a

S60

6.2ª

1.57a

2.70a

22.56b

117.56c

70.70a

12.48a

2.37a

1.83a

Referencias: Letras distintas indican diferencias significativas.

La S

ola

rizació

n S

obre L

as P

obla

cion

es Micro

bia

nas B

enéfica

s Del S

uelo 45



46

Tabla 2: Análisis de suelo en los tratamientos sin solarizar (T), solarizado 30 días (S30) y solarizado 45 días (S45). FAZ - UNT. 2000.

pH C.O

%

M.O.

%

P

ppm

NH4

ppm

NO3

ppm

Ca me/100

Mg

me/100

K

me/100

T

5.96a 1.37ª 2.36ª 17a 13.4ª 4.6ª 9.80ª 2.44ª 1.37ª

S30 6.24ª 1.36ª 2.34ª

22a

40.2b 18b 9.86ª 1.86ª 1.54ª

S45 5.94a 1.34ª 2.32ª

23.6a

50.2b 44c 9.40ª 2.24ª 1.53a

Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas.

La S

ola

rizació

n S

obre L

as P

obla

cion

es Micro

bia

nas B

enéfica

s Del S

uelo 46



47

7.3. Recuento de microorganismos 7.3.1. Bacterias (Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas)

Figura 8: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de bacterias. FAZ – UNT. 2000.

a

b c

6.4

6.6

6.8

7

7.2

Log.

Nº U

FC g

-1

Suelo sin solarizar Suelo solarizado 30 díasSuelo solarizado 60 días

Figura 7: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de bacterias. FAZ – UNT. 1999.

a

b

c



48

7.3.2. Actinomicetes (Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas)

Figura 10: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de actinomicetes. FAZ – UNT. 2000.

5.5

6

6.5

7

7.5

Log.

Nº U

FC g

-1


a

b b

6

6.5

7

7.5Lo

g. N

º UFC

g-1


Figura 9: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de actinomicetes. FAZ – UNT. 1999.

a

b

c



49

7.3.3. Hongos (Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas)

Figura 12: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de hongos. FAZ – UNT. 2000.

0

1

2

3

4

Log.

Nº U

FC g

-1


a a a

0

1

2

3

4

5Lo

g. N

º UFC

g-1


Figura 11: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de hongos. FAZ – UNT. 1999.

a b

c




50

7.3.4. Nitrificadores Autótrofos (Referencias:Letras distintas señalan diferencias significativas)

Figura 14: Número Más Probable (NMP) por gramo de suelo de microorganismos nitrificadores. FAZ – UNT. 2000.

0

2

4

6

Log.

NM

P g-

1


a

b c

0

0.5

1

1.5

2

2.5Lo

g. N

MP

g-1


Figura 13: Número Más Probable (NMP) por gramo de suelo de microorganismos nitrificadores. FAZ – UNT. 1999.

a

b

c



51

7.3.5. Solubilizadores de Fosfatos (Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas)

0

1

2

3

4Lo

g. N

º UFC

g-1


Figura 15: Número de UFC (unidades formadoras de colonias) por gramo de suelo de microorganismos

solubilizadores de fosfatos. FAZ-UNT. 1999. FAZ – UNT. 1999.

a b

c



52

7.4. Colonización micorrícica.

Tabla 3. Porcentaje de infección micorrícica en raíces de tomate var.

Marmande. FAZ – UNT. 1999.

Tratamientos

% de infección

Suelo sin solarizar

28.75

Solarizado 30 días

0

Solarizado 60 días

0

Tabla 4. Porcentaje de infección micorrícica en raíces de arveja cv. Utrillo.

FAZ – UNT. 2000.

Tratamientos

% de infección

Suelo sin solarizar

19.07

Solarizado 30 días

0

Solarizado 45 días

0



53

7.5. Simbiosis Rizobios – Leguminosas. 7.5.1. Número de Nódulos (Referencias: Letras distintas señalan diferencias significativas)

Figura 16: Número de Nódulos en plantas de Arveja (cv. Utrillo). FAZ – UNT. 2000.

0

10

20

30

40

Núm

ero

de n

ódul

os


a

b

c



54

7.5.2. Caracterización de rizobios de nódulos de Arveja cv. Utrillo. 7.5.2.1. Velocidad de crecimiento y producción de ácidos

Este aislamiento es de crecimiento rápido, la colonia se forma a 24

horas de la siembra en el medio de cultivo. Se observa, por el halo de

solubilización, una gran producción de ácidos.

Figura 17: Aislamientos de rizobios de nódulos de Arveja (cv. Utrillo) en suelo sin solarizar. FAZ – UNT. 2000.



55

Este aislamiento es de crecimiento rápido al igual que el anterior.

También produce gran cantidad de ácidos.

Figura 18: Aislamientos de rizobios de nódulos de Arveja (cv. Utrillo) en suelo solarizado 30 días. FAZ – UNT. 2000.



56

La colonia producida por este aislamiento, se visualiza a las 48 horas de

la siembra en medio de cultivo. No se observa halo de solubilización.

Figura 19: Aislamientos de rizobios de nódulos de Arveja (cv. Utrillo) en suelo solarizado 45 días. FAZ – UNT. 2000.



57

7.5.2.2. Resistencia de los aislamientos a distintas concentraciones de

antibióticos, expresadas en partes por millón (ppm).

Tabla 5: Resistencia intrínseca a Ampicilina.

Ampicilina

Testigo Solarizado 30 días

Solarizado 45 días

10 ppm + + +

30 ppm + + -

50 ppm + + -

75 ppm + + -

100 ppm + + -

150 ppm - - -

200 ppm - - -

Tabla 6: Resistencia intrínseca a Cloramfenicol.

Cloramfenicol

Sin Solarizar Solarizado 30 días

Solarizado 45 días

10 ppm + + +

30 ppm + + +

50 ppm ++ ++ +-

75 ppm ++ ++ +-

100 ppm ++ +- +-

150 ppm - - +-

200 ppm - - +-



58

Tabla 7: Resistencia intrínseca a Estreptomicina.

Estreptomicina

Sin solarizar Solarizado 30 días

Solarizado 45 días

10 ppm - - +

30 ppm - - +-

50 ppm - - -

75 ppm - - -

100 ppm - - -

150 ppm - - -

200 ppm - - -

Tabla 8: Resistencia intrínseca a Rifampicina.

Rifampicina

Sin solarizar Solarizado 30 días

Solarizado 45 días

10 ppm + + -

30 ppm + ++ -

50 ppm + ++ -

75 ppm +- +- -

100 ppm +- +- -

150 ppm - - -

200 ppm - - -



59

8. DISCUSION

En ambas experiencias la medición de la temperatura se utilizó como

parámetro para diferenciar los tratamientos no solarizado de solarizado 30 y

60 días en el primer año y no solarizado de solarizado 30 y 45 días en el

segundo año.

Las temperaturas en suelo cubierto y sin cubrir se observan en las

Figuras 1 a 6. Durante los dos años de experimentación las temperaturas de

suelo en los sectores solarizados muestran diferencias significativas en las tres

profundidades analizadas. El mantenimiento de las mismas durante el proceso

de solarización, se debe a que el suelo cubierto se ve menos afectado por los

cambios de temperatura ambiente y por las precipitaciones. La cobertura

plástica promueve el aumento de calor y evita que ocurran pérdidas ya que

sirve como barrera física en la disipación de la radiación del suelo hacia la

atmósfera conforme a lo descripto por otros autores (Mahrer, 1991; Stapleton,

1997; Avissar et al, 1986; Garijo Alba y Frapolli Daffari,1989).

Comparando ambos ensayos, en el segundo (Figuras 2, 4 y 6), las

temperaturas en suelo cubierto estuvieron en promedio 7.5 ºC más altas que en

el primero. Este fenómeno se debe a que las temperaturas del aire (Apéndice

IV) fueron superiores en el segundo año ensayado. A valores más altos de

temperatura del aire exterior, se observaron mayores diferencias térmicas entre

suelo cubierto y sin cubrir.

Del análisis de algunos aspectos formales asociados a los registros

experimentales (Apéndice II), se puede justificar la conveniencia de diseñar

un experimento que permita emplear los datos de temperatura media del aire

en la inferencia de temperaturas edáficas y elaborar un modelo matemático-



60

computacional que permita determinar el cumplimiento de los grados hora

requeridos para reducir las poblaciones de microorganismos patógenos, a

niveles admisibles de daño.

En relación con las características fìsico-químicas del suelo, el

nitrógeno es el nutriente que más ha llamado la atención de los investigadores

en estudios sobre cambios químicos en suelos desinfectados. Este interés

específico se debe a que, los procesos de mineralización de nitrógeno son

biológicos y por lo tanto sensibles a los cambios en la composición de la

microflora del suelo y a que es uno de los elementos más importantes para el

crecimiento de las plantas.

En estos estudios se muestra que de los nutrientes minerales analizados,

el amonio y el nitrato se incrementan significativamente con la solarización

(Tablas 1 y 2). Los otros parámetros analizados, pH, Ca2+, Mg2+ y K+ no

experimentan variaciones significativas. Materia orgánica y carbono orgánico

tienden a disminuir y el P soluble a aumentar. En el segundo año los mismos

elementos han tenido respuestas similares. Esto puede deberse a que las

temperaturas alcanzadas durante el proceso de solarización producen una

aceleración de la mineralización de la materia orgánica. Resultados similares

fueron encontrados por Chen y Katan (1980), Kaewruang et al (1989),

Adetunji (1994) y Ramírez - Martínez et al (1999).

El incremento de amonio es más pronunciado en el segundo año (Tabla

2) y el de nitratos en el primer año (Tabla 1), debido probablemente al efecto

de las diferencias de temperaturas. Si bien los incrementos de nitrógeno

disponible son temporarios, ofrecen un beneficio económico adicional para el

uso de esta técnica.



61

Analizando la actividad microbiana, las temperaturas alcanzadas

durante el proceso de solarización y los cambios en los componentes físico -

químicos del suelo pueden ser propicios para que se modifique el

comportamiento de la microflora.

En las figuras 7 y 8 se observa que el número de UFC g-1 (unidades

formadoras de colonias por gramo de suelo) de bacterias disminuye

significativamente con los tratamientos de solarización. Este fenómeno puede

ser la respuesta a un efecto directo de inactivación por temperaturas superiores

al óptimo de crecimiento.

Los actinomicetes se presentan en las Figuras 9 y 10. En el experimento

1 (Figura 9), aumentan significativamente en los primeros 30 días de

tratamiento debido a que algunas especies pueden tolerar temperaturas más

elevadas. Disminuyen a los 60 días, probablemente por el efecto acumulativo

de las temperaturas. Asimismo, por la producción de antibióticos característica

de estos microorganismos, pueden ejercer control sobre los otros grupos

taxonómicos analizados. En el experimento 2 (Figura 10), las mayores

temperaturas alcanzadas producen disminuciones significativas a los 30 y 45

días de tratamiento.

Las Figuras 11 y 12 muestran la actividad de la flora fúngica del suelo.

Se observa una disminución significativa en los primeros 30 días del

experimento 1 (Figura 11) producto de su sensibilidad a las temperaturas

acumuladas en ese período. El aumento a los 60 días podría explicarse como

una recomposición de la biomasa de hongos por ausencia de competencia. En

el experimento 2 (Figura 12) el número inicial es bajo con respecto al anterior,

esto pudo haber sido causado por la producción de sustancias antifúngicas del

cultivo anterior en el suelo analizado. Las diferencias entre los tratamientos no



62

son significativas por lo que podría tratarse de grupos saprófitos con umbrales

térmicos superiores a los encontrados en el experimento 1.

Los análisis expuestos precedentemente contrastan con los de

Mahmoud (1999), debido a que con la doble cobertura con la que trabaja este

autor se elevan aún más las temperaturas produciendo un efecto letal en los

tres grupos estudiados.

Del análisis comparativo de Unidades Formadoras de Colonias de

bacterias, actinomicetes y hongos se encuentra que en las condiciones

estudiadas, las bacterias son las más sensibles al tratamiento de solarización,

en segundo lugar los actinomicetes y por último los hongos. La susceptibilidad

de cada grupo puede estar dada por su estructura o por la resistencia de grupos

particulares que se expresan a temperaturas más elevadas.

Respecto a la microflora nitrificadora, no se registran antecedentes

sobre su actividad en suelos solarizados. El número de nitrificadores en ambos

experimentos (Figuras 13 y 14) disminuye significativamente con los

tratamientos de solarización siguiendo en forma general el comportamiento de

las bacterias. Esto puede ser debido además de la sensibilidad de estos

microorganismos a las temperaturas por arriba del óptimo de crecimiento, a la

disminución de la aireación del suelo provocada por la cubierta plástica. Sin

embargo el aumento de la concentración de nitratos podría explicarse por la

actividad de los nitrificadores heterótrofos que actúan cuando las condiciones

son desfavorables para la actividad de los autótrofos.

En referencia a los solubilizadores de fosfatos, tampoco se registran

antecedentes. Su número inicial es bajo con respecto al resto de las bacterias y

experimentan disminuciones significativas (Figura 15) siguiendo el modelo de



63

las bacterias, debido probablemente a la baja tolerancia a las temperaturas

acumuladas.

Respecto a la actividad micorrícica, numerosos autores estudiaron el

efecto de la solarización sobre la micorrización en diferentes especies

vegetales. Stapleton y DeVay (1984) en duraznero; De Abreu Roque (1993)

en poroto; Lefevre y de Souza (1993) en poroto y Nair et al (1990) en caupí.

Todos coinciden en que la solarización no produce cambios en la simbiosis

micorrícica.

Analizando en forma conjunta ambos experimentos, se estudió en

tomate en el primero y en arveja en el segundo por que ambos vegetales tienen

crecimiento rápido, buena capacidad de formar simbiosis con hongos

micorrícicos y se cultivan en la zona en estudio.

Las diferencias observadas en la colonización inicial entre ambos

vegetales se deben a que las plantas hospederas tienen diferente afinidad por

los hongos. La reducción a 0 (cero) de las estructuras micorrícicas en suelo

solarizado en los dos años ensayados (Tablas 3 y 4) responde a un efecto

principal que es la sensibilidad de las estructuras infectivas a las temperaturas

logradas en los tratamientos, sin descartar que el fósforo puede tener un efecto

negativo sobre la baja infección micorrícica encontrada, de acuerdo a lo

expresado por Gianinazzi – Pearson (1986). Por otro lado, tanto Pellet y

Sieverding (1986) como Lèfevre y Souza (1993) sostienen que las malezas

son importantes hospederos naturales de hongos micorrícicos. Se podría

inferir entonces que, la carencia de colonización en estos ensayos se debe a la

ausencia de malezas, la cubierta plástica impide el desarrollo de las mismas,

que pueden mantener los propágulos infectivos (fenómeno observado pero no

registrado en estos ensayos).



64

Estos resultados concuerdan con los encontrados por Bendavid Val et al

(1997) trabajando con trigo, cebolla y zanahoria y B. Madeiros et al (1998)

con tomate en invernadero. Las divergencias en los resultados obtenidos con

respecto a otros autores, podrían deberse a que las experiencias se llevaron a

cabo en regiones con condiciones climáticas, tipos de suelo y profundidad de

muestreos diferentes.

Los efectos de la solarización fueron estudiados también sobre la

simbiosis rizobios – leguminosas en el segundo año de la experimentación. Se

utilizó como planta indicadora a la arveja por su buen comportamiento como

especie nodulante. Los resultados mostraron disminuciones significativas en el

número de nódulos con los tratamientos de solarización (Figura 16), debido

probablemente a que las temperaturas acumuladas pueden tener un efecto

negativo sobre el proceso de reconocimiento y nodulación.

Estos resultados concuerdan con los de Linke et al (1991) en lenteja,

Mahmoud (1997) en haba, Cadenillas et al (1998) en maní y no con los de De

Abreu Roque (1993) en poroto ya que este autor evalúa el porcentaje de

recolonización de los rizobios.

Los rizobios aislados de los nódulos de suelos sin solarizar y solarizado

30 días, muestran un comportamiento similar basándose en la velocidad de

crecimiento y producción de ácidos (Figuras 17 y 18). Las diferencias

observadas en el halo se deben a que la estría del aislamiento de los 30 días se

realizó en forma mas extendida.

Los aislados de suelo solarizados 45 días reaccionan en forma diferente

(Figura 19). Estas diferencias se confirman con la resistencia intrínseca a

antibióticos (Tablas 5, 6, 7 y 8), utilizado como marcador molecular para

verificar si se trata de las mismas cepas. De acuerdo a los resultados obtenidos



65

se puede inferir que, los que nodulan arveja en suelo testigo y solarizado 30

días corresponden a una misma cepa y el que nodula en suelo solarizado 45

días es otra cepa, probablemente más sensible a las temperaturas acumuladas

durante los tratamientos y por lo tanto menos resistentes a los antibióticos

utilizados, especialmente a Ampicilina y Rifampicina.

Las evidencias logradas permiten aceptar en parte la hipótesis planteada

La solarización tiene efectos negativos sobre las características físico-

químicas y sobre la actividad biológica benéfica del suelo. En las condiciones

agroclimáticas analizadas no se observan efectos negativos sobre las

propiedades físico-químicas del suelo, sí sobre la actividad biológica benéfica.



66

9. CONCLUSIONES

Las temperaturas son superiores en suelo con cubierta plástica, a 5, 10 y 20

cm de profundidad.

En suelos solarizados se incrementan las concentraciones de amonio y

nitratos.

En las condiciones ensayadas, las bacterias son más sensibles a los efectos

de la solarización.

La solarización tiene efecto negativo sobre los microorganismos

nitrificadores autótrofos.

El proceso de solarización produce una disminución de la microflora que

solubiliza fosfatos.

La solarización influye negativamente sobre la simbiosis micorrícica en

tomate var. Marmande y en arveja cv. Utrillo.

Con la solarización se disminuye la nodulación en arveja cv. Utrillo.

El rizobio que nodula arveja cv. Utrillo en suelo solarizado 45 días es

diferente al que nodula en suelo sin solarizar y solarizado 30 días.



67

10. PROYECCIONES

El uso de la energía solar como medio de control no contaminante del

ambiente es un recurso disponible para reducir los niveles de residuos

químicos.

Los resultados obtenidos en este trabajo nos orientan sobre la

importancia de:

- Determinar el tiempo de exposición al tratamiento de solarización,

para conseguir un equilibrio entre el efecto buscado sobre los

organismos nocivos y la microflora benéfica del suelo.

- Profundizar el estudio sobre los organismos que específicamente se

controlan con esta técnica.

- Evaluar la respuesta del crecimiento vegetal.

- Aplicar esta tecnología en invernáculo y en la desinfección de

almácigos de frutales y forestales de importancia en la región.

Adelantos futuros pueden lograrse con mejoras en la calidad de los

plásticos, el uso de doble película de plástico, agregado de abonos orgánicos y

la introducción de organismos de biocontrol en suelos solarizados.



68

11. RESUMEN

La solarización es un proceso natural e hidrotermal de desinfección de

suelos que se logra con la captura de la radiación solar en suelo húmedo y

cubierto con plástico transparente. El principal modo de acción de la

solarización es la inactivación termal directa o indirecta de los organismos. La

dosis de calor (temperatura x tiempo) es afectada por factores tales como:

temperatura diaria del aire, intensidad de la radiación, velocidad y duración

del viento, precipitaciones, textura, color y humedad del suelo, características

del plástico Los efectos de la solarización son más pronunciados sobre

fitopatógenos que sobre otra microflora de suelo más competitiva, muchas de

los cuales son antagonistas de los anteriores y tienden a tolerar la solarización

y a proliferar rápidamente en el suelo cuando el tratamiento ha finalizado.

La solarización es una tecnología de importancia creciente para el

control de agentes patógenos pero el tratamiento puede tener efectos negativos

sobre las características físico-químicas y sobre la actividad biológica benéfica

del suelo.

En este trabajo se plantea analizar los cambios físico-químicos

producidos en el suelo durante la solarización: pH, Materia Orgánica, Carbono

Orgánico, Amonio (NH4+), nitratos (NO3

-) y Fósforo disponible. Determinar

la variación de las poblaciones de bacterias, hongos y actinomicetes antes y

después del tratamiento. Observar la influencia de la solarización sobre

distintos grupos simbiontes y funcionales de microorganismos del suelo:

endomicorrizas, fijadores de nitrógeno, solubilizadores de fosfatos y

nitrificadores.

Las experiencias se llevaron a cabo en el campo experimental de la

Facultad de Agronomía y Zootecnia en Finca El Manantial, durante los meses



69

de Enero y Febrero de 1999 y 2000. Se preparó el terreno, se regó hasta

capacidad de campo y se cubrió con polietileno cristal de 100 para solarizar.

Los tratamientos fueron: sin cubierta plástica (Testigo) y con cubierta plástica

(Solarizado). Se registraron las temperaturas a 5, 10 y 20 cm de profundidad

con termómetro microdigital. Se tomaron muestras compuestas de suelo de

todos los tratamientos para el análisis de pH, Carbono orgánico, Materia

orgánica, Fósforo soluble, Amonio, Nitrato, Calcio, Magnesio y Potasio. La

determinación del número de Unidades Formadoras de Colonias/g de suelo de

bacterias, hongos, actinomicetes y solubilizadores de fosfatos se realizó por la

técnica de dilución en placa. el número de nitrificadores se determinó por el

método del número más probable (NMP/g de suelo) usando la tabla de Mc

Crady. La colonización micorrícica, se determinó en tomate y arveja por el

método de intersección de líneas de Giovannetti y Mosse. En prefloración se

cosecharon plantas de arveja y se realizó el recuento de nódulos, el

aislamiento de los rizobios en medio de cultivo y la caracterización de las

cepas encontradas en base a producción de ácidos y resistencia intrínseca a los

antibióticos Ampicilina, Estreptomicina, Rifampicina y Cloramfenicol desde

10 hasta 200 ppm.

Comparando los tratamientos solarizado y no solarizado, se observaron

diferencias significativas en las temperaturas, en las concentraciones de

amonio y nitratos y en la actividad microbiana. Conforme a los resultados

obtenidos en esta experimentación se puede afirmar que la solarización de

suelos tiene efecto negativo sobre las bacterias, actinomicetes, nitrificadores

autótrofos, solubilizadores de fosfatos, micorrizas en tomate y arveja y sobre

la nodulación en arveja.



70

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Agronomía y Zootecnia. UNT.



80

13. APÉNDICES



81

13.1. APÉNDICE I

Establecimiento del ensayo



82

Preparación del Terreno

Finca El Manantial. FAZ

– UNT. Finca



83

Colocación del Plástico

Finca El Manantial. FAZ

- UNT



84

Vista General del

Ensayo

Finca El

Manantial. FAZ -

UNT



85

Vista del Ensayo luego del

período de solarización

Finca El Manantial. FAZ - UNT



86

Recuento de Bacterias.

Laboratorio de Microbiología

Agrícola. F.A.Z.-U.N.T.



87

Recuento de Actinomicetes.





88

Recuento de Hongos.





89

Microorganismos Solubilizadores

de Fosfatos





90

13.2. APÉNDICE II

Aspectos Formales Asociados

a los

Registros Experimentales



91

En la Tabla AF-01, se consignan las temperaturas edáficas registradas a las 09:00 horas, entre el 08/01/2000 y el 29/02/2000 a las profundidades de 5 cm; 10 cm y 20 cm, en las parcelas experimentales, con cobertura plástica y sin cobertura plástica. TABLA AF - 01 - Temperaturas edáficas registradas a las 09:00 horas, entre

el 08/01/2000 y el 29/02/2000 a las profundidades de 5 cm; 10 cm y 20 cm, en las parcelas experimentales, con y sin cobertura plástica

Obs.: Fecha: Con plástico: Sin plástico: 5 cm 10 cm 20 cm 5 cm 10 cm 20 cm

1 08/01/00 26,1 26,2 29,6 25,8 26,1 29,8 2 09/01/00 30,4 30,3 31,2 26,5 25,5 29,1 3 10/01/00 30,5 30,6 32,0 28,0 27,0 28,7 4 11/01/00 30,9 32,0 34,9 25,9 26,0 30,0 5 12/01/00 30,2 30,4 34,2 25,8 26,0 29,5 6 13/01/00 30,3 31,4 35,5 26,2 26,1 27,5 7 14/01/00 31,5 33,7 36,1 25,1 27,3 30,1 8 15/01/00 26,5 27,3 32,5 23,3 23,8 26,3 9 16/01/00 28,9 29,8 33,5 25,3 25,4 28,5

10 17/01/00 29,9 30,4 34,4 25,9 25,5 28,9 11 18/01/00 27,4 28,0 30,2 25,4 26,0 29,4 12 19/01/00 28,4 28,9 31,2 24,3 24,1 27,9 13 20/01/00 33,1 32,4 36,3 27,3 25,4 27,2 14 21/01/00 33,1 32,8 34,9 27,2 26,2 29,4 15 22/01/00 34,5 35,3 36,8 30,3 28,5 27,3 16 23/01/00 27,3 28,7 30,5 24,1 23,6 25,6 17 24/01/00 33,4 33,1 34,7 26,7 25,8 27 18 25/01/00 33,6 32,7 32,6 24,0 24,6 26,4 19 26/01/00 30,8 31,2 32,6 24,7 24,5 25,6 20 27/01/00 29,6 30,4 31,9 23,8 24,0 25,3 21 28/01/00 29,5 29,6 31,5 24,5 23,8 26,4 22 29/01/00 31,3 31,5 32,7 25,4 24,9 26,2



92

23 30/01/00 30,4 30,9 31,7 25,1 24,7 25,2 24 31/01/00 30,6 30,8 32,3 25,4 24,0 26,4 25 02/02/00 26,1 33,0 34,8 26,2 26,1 26,9 26 03/02/00 33,3 34,0 34,5 26,6 26,0 26,8 27 04/02/00 29,3 30,6 31,0 23,3 23,8 24,5 28 05/02/00 29,6 31,8 31,0 22,7 22,6 22,8 29 06/02/00 31,8 33,0 32,6 24,9 24,2 24,4 30 07/02/00 32,4 33,8 33,1 25,1 24,6 24,9 31 08/02/00 30,9 31,6 31,8 24,7 24,2 25,9 32 09/02/00 30,2 31,8 31,5 24,3 24,8 25,0 33 10/02/00 30,3 32,1 31,6 24,5 24,3 26,0 34 11/02/00 33,5 34,0 34,3 26,9 25,7 26,4 35 12/02/00 34,7 35,2 35,8 28,8 26,6 29,0 36 13/02/00 34,4 35,4 34,7 28,3 27,0 28,1 37 14/02/00 25,3 27,1 24,9 18,8 20,5 20,6 38 15/02/00 25,1 26,0 25,6 19,9 20,0 20,3 39 16/02/00 27,8 28,6 28,4 22,0 21,8 22,3 40 17/02/00 28,7 30,0 29,3 23,0 23,9 24,0 41 18/02/00 30,7 30,4 29,7 25,7 23,5 26,5 42 19/02/00 30,5 31,7 30,3 24,4 24,7 27,1 43 20/02/00 30,2 30,6 31,0 23,8 24,6 26,8 44 21/02/00 30,8 30,2 29,4 23,2 24,3 26,8 45 22/02/00 29,6 29,5 30,5 24,2 22,5 24,8 46 23/02/00 29,8 29,5 30,8 25,5 23,8 26,0 47 24/02/00 31,6 31,0 32,1 23,4 23,1 25,1 48 25/02/00 31,2 30,2 31,8 24,3 24,2 24,7 49 26/02/00 32,3 30,8 31,9 25,1 24,4 25,5 50 27/02/00 31,8 32,0 32,8 24,4 23,8 25,0 51 28/02/00 26,2 28,6 29,3 20,8 22,6 24,8 52 29/02/00 27,2 27,8 28,6 21,8 22,3 24,2

La Figura AF – 01, muestra, tal como se consigna en su encabezamiento, la variación de las temperaturas edáficas a 5; 10 y 20 cm de profundidad, registradas a las 09:00 horas, entre el 08/01/2000 y el 29/02/2000, en parcelas experimentales con y sin cobertura plástica.



93

En la Tabla AF-02, se consignan las temperaturas edáficas registradas a las 17:00 horas, entre el 06/01/2000 y el 29/02/2000 a las profundidades de 5 cm; 10 cm y 20 cm, en las parcelas experimentales, con cobertura plástica y sin cobertura plástica.

TABLA AF - 02 - Temperaturas edáficas registradas a las 17:00 horas, entre el 06/01/2000 y el 29/02/2000 a las profundidades de 5 cm; 10 cm y 20 cm, en las parcelas experimentales, con y sin cobertura plástica.

Obs.: Fecha: Con plástico: Sin plástico: 5 cm 10 cm 20 cm 5 cm 10 cm 20 cm

1 06/01/00 42,1 38,9 31,5 31,6 30,5 29,0 2 07/01/00 44,6 42,3 34,6 35,6 33,9 29,5 3 08/01/00 51,4 45,0 36,7 41,4 35,9 32,7 4 09/01/00 39,8 37,8 36,8 30,1 29,3 30,8 5 10/01/00 48,5 44,2 38,5 32,9 31,5 31,0 6 11/01/00 56,7 48,9 40,3 36,7 33,1 29,8 7 12/01/00 32,3 33,0 34,4 26,3 26,6 28,3



94

8 13/01/00 40,4 37,6 35,3 29,8 28,5 29,3 9 14/01/00 45,2 41,0 36,7 31,4 30,7 28,1

10 15/01/00 50,5 44,0 38,8 35,2 32,7 29,0 11 16/01/00 42,6 39,7 37,4 32,0 30,3 30,1 12 17/01/00 38,9 34,7 34,1 29,6 27,5 28,6 13 18/01/00 53,7 46,2 37,6 34,6 32,0 28,4 14 19/01/00 48,0 43,7 39,3 33,2 31,3 30,3 15 20/01/00 57,5 49,7 41,3 36,5 33,4 30,7 16 21/01/00 44,9 44,4 42,2 32,8 32 31,6 17 22/01/00 40,3 35,8 34,6 29,5 26,9 27,0 18 23/01/00 53,6 45,2 39,7 34,9 31,1 28,9 19 24/01/00 53,9 46,4 40,8 35,3 32,1 30,2 20 25/01/00 42,4 38,8 36,5 29,9 28,8 28 21 26/01/00 40,4 37,1 36,1 29,8 28,2 27,8 22 27/01/00 38,2 35,7 34,7 29 27,4 27,3 23 28/01/00 43,8 40,8 37,8 30,6 29,2 28,7 24 29/01/00 46,4 42,5 39,5 31,6 30,0 29,3 25 30/01/00 41,7 39,9 38,6 29,0 28,8 29,2 26 31/01/00 52 45,5 40,7 33,7 31,1 29,8 27 01/02/00 47,2 43,2 41,2 31,9 30,8 29,9 28 02/02/00 40,6 41,2 41,9 30,6 34,4 36,6 29 03/02/00 52,7 44,6 46,6 32,3 30,4 30,9 30 04/02/00 52,9 46 45,1 35,6 29,6 32,4 31 05/02/00 50,9 45,7 49,3 38,4 33,1 37,4 32 06/02/00 38,0 42,1 40,3 32,1 31,6 33,0 33 07/02/00 40,9 39,2 40,9 29,8 28,7 29,5 34 08/02/00 46,5 39,0 44,0 32,0 28,3 30,7 35 09/02/00 46,6 41,0 44,6 31,9 29,6 31,7 36 10/02/00 48,8 44,0 48,0 34,5 31,7 33,5 37 11/02/00 48,0 43,4 45,7 36,0 32,3 35,8 38 12/02/00 50,7 45,6 49,5 37,3 34,3 37,2 39 13/02/00 31,3 33,6 31,8 21,8 24,3 23,8 40 14/02/00 31,6 30,9 31,4 22,3 22,6 23,0 41 15/02/00 36,9 34,9 36,5 25,4 24,9 25,8 42 16/02/00 38,1 36,2 38,4 26,2 26,8 27,6 43 17/02/00 47,0 40,3 45,9 31,2 28,4 31,0



95

44 18/02/00 43,9 41,1 44,5 31,3 29,1 31,3 45 19/02/00 41,6 39,3 41,1 30,0 28,2 30,2 46 20/02/00 32,0 31,2 31,8 26,4 26,8 27,4 47 21/02/00 44,0 38,1 42,2 30,0 27,4 30,9 48 22/02/00 34,5 35,5 34,3 28,0 27,9 28,2 49 23/02/00 45,4 40,6 44,3 32,4 30,2 33,1 50 24/02/00 35,6 34,8 35,2 29,1 29,3 29,5 51 25/02/00 35,8 35,4 33,1 27,8 27,7 28,0 52 26/02/00 41,0 37,3 41,2 31,2 29,5 29,7 53 27/02/00 45,4 43,3 45,5 33,2 31,6 32,7 54 28/02/00 48,0 41,2 39,3 32,1 29,2 28,7 55 29/02/00 34,0 35,4 34,3 24,8 25,4 26,0

La Figura AF – 02, muestra, tal como se consigna en su encabezamiento, la variación de las temperaturas edáficas a 5; 10 y 20 cm de profundidad, registradas a las 17:00 horas, entre el 06/01/2000 y el 29/02/2000, en parcelas experimentales con y sin cobertura plástica.



96

Una función periódica f ( x ) , de período T , puede ser representada por una suma de funciones trigonométricas, como sigue:

xnbxbxbxnaxaxaa

xs nnn sen2sensencos2coscos2 2121

0

,donde ,2T

si 12T . La aproximación de s n ( x ) hacia f ( x ) , es la mejor, si por

coeficientes a k , b k , k = 1 , 2 , … , se toman los coeficientes de Fourier de la función dada, calculados con las fórmulas de Euler:

200

cos2cos2cos2 0

0

TTx

x

T

k dxxkxfxfT

dxxkxfT

dxxkxfT

a

,

200

sen2sen2sen2 0

0

TTx

x

T

k dxxkxfxfT

dxxkxfT

dxxkxfT

b

Si para algún conjunto de valores de x , s n ( x ) tiende a un límite

determinado s ( x ) , cuando n , se tiene la serie convergente de Fourier de la función f ( x ) :

xnbxbxbxnaxaxaa

xs nn sen2sensencos2coscos2 2121

0

La serie de Fourier puede también escribirse haciendo:

)(sen)2(sen)(sen2 2211

0nn xnAxAxA

axs ,

donde:

22kkk baA y k arc tg

k

k

b

a . En forma compleja la serie de Fourier puede escribirse como

sigue: xni

n ecxs , donde:

.0para,21

,0para,21

10

nbia

nbiadxexf

Tc

nn

nnxni

T

n

Toda función f ( x ) que satisfaga las condiciones de Dirichlet, en el

intervalo 0 x l puede desarrollarse dentro del intervalo en series

convergentes de los tipos:



97

l

xnb

l

xb

l

xb

l

xna

l

xa

l

xa

axf

n

n

2sen22sen2sen

2cos22cos2cos2

21

210

1

l

xna

l

xa

l

xa

axf n cos2coscos

2 210

2

l

xnb

l

xb

l

xbxf n sen2sensen 213

La función f 1 (x) es periódica, de período T = l y coincide con f (x)

en el intervalo 0 < x < l . Los coeficientes del desarrollo se calculan con las fórmulas de Euler para

l

2 . La función f 2 ( x ) es periódica, de

período T = 2 l , tiene simetría de primera especie y coincide con f ( x ) en el intervalo 0 x l . Los coeficientes del desarrollo de f 2 ( x ) se calculan con las fórmulas de Euler para el caso de simetría de primera

especie, con T = 2 l . La función f 3 ( x ) es periódica, de período T = 2 l , tiene simetría de segunda especie y coincide con f ( x ) en el intervalo 0 < x < l . Los coeficientes del desarrollo de f 3 ( x ) se calculan con las fórmulas de Euler para el caso de simetría de segunda especie, con T = 2 l .

La obtención de la serie de Fourier para una función f ( x ) , constituye el propósito del análisis armónico. El cálculo aproximado de los coeficientes de la serie de Fourier, se basa en la substitución de las integrales de las fórmulas de Euler por sumas, conforme a métodos de integración

numérica. Las fórmulas de Bessel, requieren que el intervalo T sea dividido en 2 n partes iguales, con abscisas de los puntos de división, dadas por:

2Tk

x k . Las ordenadas correspondientes a estos puntos son: f ( x k ) = y k

, con k = 0 , 1 , … , 2 n . Se tiene aproximadamente que:

12

0

12

0

12

00 sen1,cos1,1 n

k

km

n

k

k

n

k

mkn

mky

nb

n

mky

nay

na , con m = 1 , 2 , … ,

n Se comprueba que b n = 0 ; haciendo la suma trigonométrica, se

tiene:



98

nrT

xkb

T

xka

axs

r

k

k

r

k

kr ,2sen2cos2 11

0 .

La precedente suma trigonométrica es la mejor aproximación en el

sentido del método de los cuadrados mínimos, hacia la función dada por las ordenadas y k , con k = 0 , 1 , … , 2 n , si sus coeficientes se calculan empleando las fórmulas de Bessel. Siendo: r = n , la suma trigonométrica que resuelve para la función periódica la interpolación trigonométrica, resulta:

T

xnb

T

xb

T

xb

T

xna

T

xa

T

xa

axs

n

nn

21sen

22sen2sen2cos22cos2cos2

1

21210

Se realiza a modo de ejemplo ilustrativo, la interpolación

trigonométrica para la variación de las temperaturas edáficas consignadas en la TABLA AF - 03 a 5 cm de profundidad, con cubierta plástica, leídas diariamente a las 17:00 horas, entre 15/01/2000 y el 27/01/2000 inclusive.

TABLA AF - 03 - Temperaturas edáficas registradas a las 17:00 horas, entre el 15/01/00 y el 27/01/00 a 5 cm de profundidad con cobertura plástica.

Obs.: Fecha: Temperatura ( y k ) 0 15/01/00 50,5 1 16/01/00 42,6 2 17/01/00 38,9 3 18/01/00 53,7 4 19/01/00 48,0 5 20/01/00 57,5 6 21/01/00 44,9 7 22/01/00 40,3 8 23/01/00 53,6 9 24/01/00 53,9

10 25/01/00 42,4 11 26/01/00 40,4 12 27/01/00 38,2



99

Aplicando a los valores de la TABLA AF – 03 las formulas de Bessel, resulta:

4,0442,438,942,65,5061

61

11102100 yyyyya

= 94,45

)8660,0()4,40()5000,0()4,42()5000,0()9,38()8660,0()6,42()0000,1()5,50(61

6)1()11(cos

6)1()2(cos

6)1()1(cos

6)1()0(cos

61

112101

yyyya

= - 2,8945

)5000,0()4,40()5000,0()4,42()5000,0()9,38()5000,0()6,42()0000,1()5,50(61

6)2()11(cos

6)2()2(cos

6)2()1(cos

6)2()0(cos

61

112102

yyyya

= - 2,2083

)0000,0()4,40()0000,1()4,42()0000,1()9,38()0000,0()6,42()0000,1()5,50(61

6)3()11(cos

6)3()2(cos

6)3()1(cos

6)3()0(cos

61

112103

yyyya

= 4,3167

)5000,0()4,40()5000,0()4,42()5000,0()9,38()5000,0()6,42()0000,1()5,50(61

6)4()11(cos

6)4()2(cos

6)4()1(cos

6)4()0(cos

61

112104

yyyya

= 3,5250

)8660,0()4,40()5000,0()4,42()5000,0()9,38()8660,0()6,42()0000,1()5,50(61

6)5()11(cos

6)5()2(cos

6)5()1(cos

6)5()0(cos

61

112105

yyyya

= 1,3779



100

)0000,1()4,40()0000,1()4,42()0000,1()9,38()0000,1()6,42()0000,1()5,50(61

6)6()11(cos

6)6()2(cos

6)6()1(cos

6)6()0(cos

61

112106

yyyya

= - 1,6833

)5000,0()4,40()8660,0()4,42()8660,0()9,38()5000,0()6,42()0000,0()5,50(61

6)1()11(sen

6)1()2(sen

6)1()1(sen

6)1()0(sen

61

112101

yyyyb

= 0,2699

)8660,0()4,40()8660,0()4,42()8660,0()9,38()8660,0()6,42()0000,0()5,50(61

6)2()11(sen

6)2()2(sen

6)2()1(sen

6)2()0(sen

61

112102

yyyyb

= - 1,8620

)0000,1()4,40()0000,0()4,42()0000,0()9,38()0000,1()6,42()0000,0()5,50(61

6)3()11(sen

6)3()2(sen

6)3()1(sen

6)3()0(sen

61

112103

yyyyb

= 3,2667

)8660,0()4,40()8660,0()4,42()8660,0()9,38()8660,0()6,42()0000,0()5,50(61

6)4()11(sen

6)4()2(sen

6)4()1(sen

6)4()0(sen

61

112104

yyyyb

= - 2,4682

)5000,0()4,40()8660,0()4,42()8660,0()9,38()5000,0()6,42()0000,0()5,50(61

6)5()11(sen

6)5()2(sen

6)5()1(sen

6)5()0(sen

61

112105

yyyyb

= 2,8968

)0000,0()4,40()0000,0()4,42()0000,0()9,38()0000,0()6,42()0000,0()5,50(61

6)6()11(sen

6)6()2(sen

6)6()1(sen

6)6()0(sen

61

112106

yyyyb

= 0,0000



101

Como kk

n

Tkx k )6()2(

)12(2

, las ordenadas y k se obtienen de la suma trigonométrica

T

xnb

T

xb

T

xb

T

xna

T

xa

T

xa

axs

n

nn

21sen

22sen2sen2cos22cos2cos2

1

21210

Reemplazando por los valores previamente calculados para los coeficientes de Fourier, se tiene:

)(3,1416sen0000,0)(2,6180sen2,8968)(2,0944sen2,4682 -)(1,5708sen3,2667)0472,1(1,8620 -)5236,0(sen0,2699

)(3,1416cos1,6833 -)(2,6180cos1,3779)(2,0944cos3,5250

)(1,5708cos4,3167)0472,1(cos2,2083 -)5236,0(cos2,8945 -47,2250

xx

xxxx

xxx

xxxxs n

La función trascendente anterior, puede ser evaluada en x = 0 , 1 , … , 10 , 11 , para obtener por interpolación trigonométrica los valores

calculados de la serie temporal de temperaturas edáficas. Disponiéndose entonces, de una relación analítica y univalente, es posible realizar las operaciones inherentes al análisis funcional. La TABLA AF – 04 presenta los resultados, luego graficados, del análisis armónico de doce observaciones experimentales de la variación de las temperaturas edáficas a 5 cm de profundidad, con cubierta plástica, leídas diariamente a las 17:00 horas, entre 15/01/2000 y el 27/01/2000 inclusive.



102

TABLA AF–04 - Análisis armónico de doce observaciones experimentales de la variación de temperaturas edáficas a 5 cm de profundidad, con cubierta plástica, leídas en las fechas indicadas a las 17:00 horas.

Obs.: Fecha: Temperaturas Observadas

Temperaturas Calculadas

0 15/01/00 50,5 49,65850000 1 16/01/00 42,6 43,44158998 2 17/01/00 38,9 38,05844320 3 18/01/00 53,7 54,54161031 4 19/01/00 48,0 47,15841139 5 20/01/00 57,5 58,34182415 6 21/01/00 44,9 44,05801973 7 22/01/00 40,3 41,14173183 8 23/01/00 53,6 52,75846114 9 24/01/00 53,9 54,74143356

10 25/01/00 42,4 41,55808102 11 26/01/00 40,4 41,24184615



103

La TABLA AF – 05, consigna la temperatura media del aire y las temperaturas edáficas con cubierta plástica, a las 17:00 horas, a 5, 10 y 20 cm de profundidad, entre el 06/01/00 y el 29/02/00.

TABLA AF – 05 - Temperatura media del aire y temperaturas edáficas con

cubierta plástica, a 5, 10 y 20 cm de profundidad, leídas a las 17:00 horas entre el 06/01/00 y el 29/02/00.

Fecha: Temperaturas:

Aire: 5 cm c/p: 10 cm c/p: 20 cm c/p: 06/01/00 27,6 42,1 38,9 31,5 07/01/00 29,0 44,6 42,3 34,6 08/01/00 29,0 51,4 45,0 36,7 09/01/00 25,7 39,8 37,8 36,8 10/01/00 29,5 48,5 44,2 38,5 11/01/00 30,2 56,7 48,9 40,3 12/01/00 26,3 32,3 33,0 34,4 13/01/00 25,5 40,4 37,6 35,3 14/01/00 28,6 45,2 41,0 36,7 15/01/00 28,7 50,5 44,0 38,8 16/01/00 26,7 42,6 39,7 37,4 17/01/00 23,3 38,9 34,7 34,1 18/01/00 27,0 53,7 46,2 37,6 19/01/00 28,0 48,0 43,7 39,3 20/01/00 29,7 57,5 49,7 41,3 21/01/00 30,7 44,9 44,4 42,2 22/01/00 21,2 40,3 35,8 34,6 23/01/00 25,2 53,6 45,2 39,7 24/01/00 27,1 53,9 46,4 40,8 25/01/00 23,8 42,4 38,8 36,5 26/01/00 24,6 40,4 37,1 36,1 27/01/00 24,8 38,2 35,7 34,7 28/01/00 25,4 43,8 40,8 37,8 29/01/00 27,8 46,4 42,5 39,5 30/01/00 24,9 41,7 39,9 38,6



104

31/01/00 26,8 52,0 45,5 40,7 01/02/00 28,1 47,2 43,2 41,2 02/02/00 27,8 40,6 41,2 41,9 03/02/00 23,6 52,7 44,6 46,6 04/02/00 24,6 52,9 46,0 45,1 05/02/00 27,7 50,9 45,7 49,3 06/02/00 28,1 38,0 42,1 40,3 07/02/00 24,7 40,9 39,2 40,9 08/02/00 24,9 46,5 39,0 44,0 09/02/00 26,1 46,6 41,0 44,6 10/02/00 29,5 48,8 44,0 48,0 11/02/00 30,2 48,0 43,4 45,7 12/02/00 31,2 50,7 45,6 49,5 13/02/00 20,0 31,3 33,6 31,8 14/02/00 16,5 31,6 30,9 31,4 15/02/00 19,3 36,9 34,9 36,5 16/02/00 21,6 38,1 36,2 38,4 17/02/00 24,5 47,0 40,3 45,9 18/02/00 24,5 43,9 41,1 44,5 19/02/00 25,8 41,6 39,3 41,1 20/02/00 19,4 32,0 31,2 31,8 21/02/00 23,6 44,0 38,1 42,2 22/02/00 24,6 34,5 35,5 34,3 23/02/00 25,1 45,4 40,6 44,3 24/02/00 24,1 35,6 34,8 35,2 25/02/00 25,3 35,8 35,4 33,1 26/02/00 27,8 41,0 37,3 41,2 27/02/00 28,6 45,4 43,3 45,5 28/02/00 22,5 48,0 41,2 39,3 29/02/00 21,3 34,0 35,4 34,3

En la figura siguiente que muestra el resultado de graficar los datos de

la TABLA AF – 05, puede observarse la correspondencia entre temperaturas

edáficas y temperatura media del aire:



105

La TABLA AF – 06 presenta las temperaturas del aire, en el área de

ensayos, a lo largo del día 11/12/2001.

TABLA AF – 06 - Temperaturas del aire durante el día 11 de diciembre de 2001.

Hora: Temp.: Hora: Temp.: Hora: Temp.: Hora: Temp.: 01:00 21,3 07:00 19,3 13:00 30,3 19:00 28,8 02:00 21,3 08:00 22,8 14:00 30,8 20:00 27,8 03:00 20,3 09:00 25,8 15:00 31,5 21:00 25,9 04:00 19,3 10:00 26,9 16:00 31,4 22:00 24,3 05:00 18,7 11:00 28,0 17:00 31,6 23:00 23,7 06:00 18,6 12:00 29,6 18:00 30,5 24:00 24,1

Si se ajusta con el software Mathematica - Version 4.0.1 MS100*208, a las temperaturas del aire, correspondientes al 11/12/01, una función

polinomial de grado ocho, haciendo:



106

Fit[{21.3,21.3,20.3,19.3,18.7,18.6,19.3,22.8,25.8,26.9,28.0,29.6,30.3,30.8,31

.5,31.4,31.6,30.5,28.8,27.8,25.9,24.3,23.7,24.1},{1, x, x^2, x^3, x^4, x^5,

x^6, x^7, x^8}, x] , se obtiene la función:

P n = 8 ( x ) = 13,5218 + 13,3443 x – 7,21991 x 2 + 1,65132 x

3 –

0,194228 x 4 + 0,0129709 x 5 – 0,000497867 x 6 + 0,0000102076

x 7 – 8,62528 10 – 8 x 8 .

La figura siguiente muestra la concordancia entre la curva de ajuste

mediante cubic splines de las temperaturas del aire, leídas cada hora el 11/12/2001 y la curva de ajuste de los veinticuatro datos de la TABLA AF – 06, empleando una función polinomial de octavo grado.

Considerando para el día 11/12/01, cinco determinaciones de la temperatura del aire y de las temperaturas edáficas a 5, 10 y 20 cm de profundidad con cubierta plástica, a las horas indicadas en la TABLA AF – 07, puede hacerse para cada una de ellas, un ajuste polinomial de cuarto grado. Las expresiones correspondientes, son:

Temperatura del Aire: Fit[{26.9, 29.6, 30.8, 31.4, 30.5}, {1, x, x^2, x^3, x^4}, x] ;



107

temperatura del aire = 20,0000 + 10,3500 x – 4,2750 x 2 + 0,9000 x 3 – 0,0750 x 4 .

Temp. Edáfica a 5 cm: Fit[{33.4, 33.8, 36.4, 35.7, 32.9}, {1, x, x^2, x^3, x^4}, x] ; temp. edáfica a 5 cm = 47,4000 – 26,9417 x + 16,3708 x 2 – 3,7083 x 3 + 0,2792 x 4 .

Temp. Edáfica a 10 cm: Fit[{31.1, 34.2, 38.0, 37.0, 34.2}, {1, x, x^2, x^3, x^4}, x] ; temp. edáfica a 10 cm = 42,7000 – 25,7417 x + 18,2458 x 2 – 4,4583 x 3 + 0,3542 x 4 .

Temp. Edáfica a 20 cm: Fit[{26.8, 33.6, 35.0, 33.7, 32.5}, {1, x, x^2, x^3, x^4}, x] ; temp. edáfica a 20 cm = 12,0000 + 19,6417 x – 5,2542 x 2 + 0,4083 x 3 + 0,0042 x 4 .

TABLA AF – 07 - cinco temperaturas del aire y edáficas durante el día

11/12/2001.

Hora: Obs.: Temperaturas del Aire: Temperaturas Edáficas, con Cubierta Plástica:

Observada: Calculada: 5 cm: 10 cm: 20 cm: Observada: Calculada: Observada: Calculada: Observada: Calculada:

10:00 1 26,9 26,9 33,4 33,4 31,1 31,1 26,8 26,8 12:00 2 29,6 29,6 33,8 33,8 34,2 34,2 33,6 33,6 14:00 3 30,8 30,8 36,4 36,4 38,0 38,0 35,0 35,0 16:00 4 31,4 31,4 35,7 35,7 37,0 37,0 33,7 33,7 18:00 5 30,5 30,5 32,9 32,9 34,2 34,2 32,5 32,5

La figura siguiente muestra el resultado de graficar las cuatro funciones

polinomiales de ajuste, previamente calculadas. Puede observarse que las curvas correspondientes a las temperaturas edáficas, están adelantadas con respecto a la de la temperatura del aire. Esto condice con los respectivos mecanismos de calentamiento. El suelo absorbe la radiación

electromagnética solar y comportándose como un cuerpo negro imperfecto, la re-radia a la atmósfera, provocando el calentamiento del aire. El retardo de este proceso termodinámico, puede calcularse midiendo la diferencia

temporal entre los extremados (máximos) de las referidas funciones.



108

Comprobada la existencia de un extremado (máximo) para cada una de

las funciones polinomiales de ajuste consideradas, dentro del intervalo de representación, para ubicar las abscisas de los puntos críticos, se igualan a

cero y resuelven las respectivas derivadas primeras (se ha empleado el software Mathematica - Version 4.0.1 MS100*208):

(temperatura del aire)’ = 10,3500 – 8.5500 x + 2,7000 x 2 – 0,3000 x 3 = 0 .

NSolve[10.35 - 8.55 x + 2.7 x^2 - 0.3 x^3 == 0, x] {x 2.44815 – 1.55358 }, {x 2.44815 + 1.55358 }, {x 4.10369}}

(temp. edáfica a 5 cm)’ = – 26,9417 + 32.7416 x – 11.1249 x 2 + 1.1168 x 3 = 0 .

NSolve[-26.9417 + 32.7416 x - 11.1249 x^2 + 1.1168 x^3 == 0, x] {x 1.38113}, {x 3.32141}, x 5.25887}}

(temp. edáfica a 10 cm)’ = – 25,7417 + 36.4916 x – 13.3749 x 2 + 1.4168 x 3 = 0 .

NSolve[-25.7417 + 36.4916 x - 13.3749 x^2 + 1.4168 x^3 == 0, x] {x 1.09176}, {x 3.28972}, {x 5.05873}}

(temp. edáfica a 20 cm)’ = 19,6417 – 10.5084 x + 1.2249 x 2 + 0.0168 x 3 = 0 .

NSolve[19.6417 - 10.5084 x + 1.2249 x^2 + 0.0168 x^3 == 0, x] {x -80.8283}, {x 2.85996}, {x 5.05762}}

Para la jornada del 11/12/2001, objeto de la presente discusión, la

máxima temperatura del aire, ocurrió en x Máx Aire 4,1 y para las temperaturas edáficas en x Máx Suelo 5 cm 3,3 ; x Máx Suelo 10 cm 3,3 y x

Máx Suelo 20 cm 2,9 , lo que equivale a:



109

Máxima del Aire 16 horas 06 minutos (16:06); Máx Suelo 5 cm 14 horas 18 minutos (14:18);

Máx Suelo 10 cm 14 horas 18 minutos (14:18);

Máx Suelo 20 cm 12 horas 54 minutos (12:54).

Se observa que en el caso presente, ocurre un retardo del calentamiento

del aire con respecto al calentamiento del suelo superficial, de 1 hora 48 minutos. La diferencia entre los estados térmicos del suelo con cubierta

plástica y del aire (del orden de 5 a 7 °C), reconoce además de las causas inherentes al comportamiento termodinámico de la atmósfera y al efecto

invernáculo provocado por el confinamiento parcial de la radiación

devuelta, las que se refieren a la textura del suelo; a su estructura; a su contenido de materia orgánica; a sus condiciones de humedad; etc..

Conocidos los umbrales térmicos (threshold limit values) para control

de bacterias; hongos; actinomicetes; nemátodos; etc., es posible calcular

dinámicamente la acumulación de unidades de [(estado térmico) (tiempo)] como grados centígrados hora, por ejemplo. Se ilustra el cálculo de grados

centígrados hora, correspondiente a las temperaturas edáficas registradas el 11/12/2001, a 10 cm de profundidad, adoptando un umbral térmico de 35 °C.



110

Como temp. edáfica 10 cm = 42,7000 – 25,7417 x + 18,2458 x 2 – 4,4583 x 3 + 0,3542 x 4 , igualando

la función a 35,00 , se tiene la ecuación: 7,7000 – 25,7417 x + 18,2458 x 2 – 4,4583 x 3 + 0,3542 x 4 = 0. NSolve[7.7000 - 25.7417 x + 18.2458 x^2 - 4.4583 x^3 + 0.3542 x^4 == 0, x]

{x 0.403528}, {x 2.15873}, {x 4.60258}, {x 5.42212}} Para calcular el área encerrada entre ambas curvas, se integrará la función de ajuste de la

temperatura edáfica 10 cm , menos 35,00 entre x 2 = 2,15873 y x 3 = 4,60258:

NIntegrate[7.7000 - 25.7417 x + 18.2458 x^2 - 4.4583 x^3 + 0.3542 x^4, {x, 2.15873, 4.60258}] = 4,97945 grados centígrados hora 5 grados centígrados hora.



111

13.3. APÉNDICE III

Medios de Cultivo y

Reactivos



112

Composición química de los medios de cultivo utilizados en el recuento de microorganismos.

Medio de cultivo para Bacterias K2HPO4 0.85 g.

MgSO4 0.17 g.

CaCL2 0.085 g.

NaCl 0.085 g.

FeCl 1 gota

KNO3 0.425 g.

Asparagina 0.425 g.

Manita 0.85 g.

Agua destilada 1000 ml.

Agar-Agar 12 g.

Medio de cultivo para Hongos

K2HPO4 1 g.

MgS 0.5 g.

Glucosa 10 g.

Peptona 5 g.

Solución de oligoelementos 1 ml.


Agar-Agar 12 g.



113

Se agregó al medio previamente esterilizado antes de volcar en las cajas de Petri, 75 ppm de estreptomicina.

Medio de cultivo para Actinomicetes

K2HPO4 1 g.

Asparaginato de Na 1 g.

Glicerol 10 g.

Solución de oligoelementos 1 ml.


Agar-Agar 12 g.

Medio de cultivo para Nitrificadores

NaNO2 1 g.

CaCO3 1 g.

Solución salina standard 50 ml.




114

Medio de cultivo para Solubilizadores de fosfatos

Extracto de suelo 1000 ml.

Glucosa 10 g.

Agar-Agar 12 g.

Agregar al medio previamente fundido y mantenido a 50 ºC , 50 ml. de

K2HPO4 al 10% y 100 ml. de CaCl2 al 10% (Monzón de Azconegui, 1983).

Medio de cultivo para rizobios (YEMA) Manitol 10 g.

K2HPO4 0.5 g.

MgSO4 0.2 g.

NaCl 0.1 g.

Extracto de levadura 1 g.

Ca CO3 3 g.

Agar-Agar 12 g.

Rojo congo (sol. acuosa 1/400) 10 ml.




115

Colorantes

Colorante de Gueguén

Ácido láctico 100 g.

Sudán III o Sudán IV or 0.10 g.

Azul tripán 0.10 g.

Sol. de yodo alcohólica gotas

Reactivos

Formaldehido Acético (FAA)

Ácido acético glacial 95 ml.

Formol 13 ml.

Alcohol etílico (50 %) 200 ml.



116

13.4. APÉNDICE IV

Temperaturas máximas del

aire durante el período de

solarización



117

Temperaturas máximas del aire durante los meses de Enero y Febrero de 1999 y 2000.

Ene-99 Feb-99 Ene-00 Feb-00

30.2 31.7 34 34.2 32.3 25.2 34.4 34.6 33.4 30.4 34 30.4 30.7 26.7 32.8 34.2 27.1 27.8 36.4 36.4 28.3 28.8 35.2 35 31.3 24.3 37 30.6 30.6 25.6 37.6 29.4 21.4 27.7 31.8 33.2 21.2 30.9 37.8 36.8 24.4 31.1 38.4 38.6 31 31 30.6 38

21.4 27.8 31 23 28.6 30.1 34.6 19 28.9 31.3 35 24.6 30.1 30.8 32.4 27.6 29 30.8 27.6 29 28 32.9 34 31

31.6 33.2 36.4 30.6 31.2 32.2 38.2 20.8 28.6 31.8 38 29.2 25.1 30.6 25.6 32.8 26.1 32.4 33 31.4 25.4 34.6 34.2 29.2 30.2 34.6 28.8 29.6 30.9 31.8 30 33 27.7 31.4 30 35.2



118

28.7 32.1 32 28.6 29.8 34.6 27.8 32.9 32 29.4 35.6

Nota: Los registros fueron proporcionados por la Cátedra de Climatología y Fenología Agrícolas.

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La Solarización sobre las Poblaciones Microbianas ... · La Solarización Sobre Las Poblaciones Microbianas Benéficas Del Suelo . Ing. Agr. Elsa Leonor Ulla. 10 7.5.2. Caracterización