LUIS GREGORIO SCHILLER FONTALVO

EFECTO DE LA APLICACIÓN DE trans ZEATINA RIBOSIDÓ SOBRE EL CRECIMIENTO Y LA DIFERENCIACIÓN FLORAL EN BANANO (Musa sp.)

VARIEDAD WILLIAMS.

LUIS GREGORIO SCHILLER FONTALVO

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias Agrarias

Maestría en Ciencias Agrarias

Línea de Investigación Fisiología de Cultivos

Bogotá, Colombia

2018

EFECTO DE LA APLICACIÓN DE trans ZEATINA RIBOSIDÓ SOBRE EL CRECIMIENTO Y LA DIFERENCIACIÓN FLORAL EN BANANO (Musa sp.)

VARIEDAD WILLIAMS.

I. A. LUIS GREGORIO SCHILLER FONTALVO

Tesis de investigación presentada como requisito parcial para optar al título de:

Magíster en Ciencias Agrarias – Línea Fisiología de Cultivos

Director:

Ph.D. Stanislav Magnitskiy

Línea de Investigación:

Fisiología de Cultivos

Universidad Nacional de Colombia

Facultad Ciencias Agrarias

Maestría en Ciencias Agrarias

Línea de Investigación Fisiología de Cultivos

Bogotá, Colombia

2018

Dedicatoria

A Dios.

A mis padres, por su apoyo y el triunfo es de

ustedes.

A Ana y María, los luceros de mi vida.

Karen, por su ayuda para alcanzar este logro.

A mi hermano Leonardo y su familia.

Tías, tíos, primas y primos.

A todas aquellas personas que hicieron

posible cumplir con los objetivos de la

investigación.

Agradecimientos

A la Cooperativa de Bananero de Rio Frío (COOBAFRÍO) por generar el espacio para

adelantar la investigación en dos de sus fincas asociadas La Paz 1 y El Polo.

Al profesor Stanislav Magnitskiy, por orientarme en el desarrollo de la investigación y sus

acertadas recomendaciones para finalizar con éxito esta investigación.

A los profesores de la Facultad de Ciencias Agrarias de la Universidad Nacional de

Colombia, sede Bogotá por su noble vocación de compartir sus experiencias y

conocimientos en la ardua tarea de la investigación agrícola.

A I.A. Wadith de León, por su valioso aporte en los pasos para realizar el montaje de las placas con tejido meristematico. A la profesora (r.) Margarita Perea (Universidad Nacional de Colombia) por la orientación en la interpretación de los resultados de los cortes histológicos. A Harold Yair Rojas Vargas estudiante de Ingeniería de Agronómica, Universidad Nacional de Colombia, sede Bogotá.

Resumen y Abstract IX

Resumen Las citoquininas son compuestos naturales de adenina sustituidos N-6, vitales para la

regulación de varios procesos de desarrollo en plantas. El objetivo de este trabajo fue

conocer como la aplicación de citoquinina (Trans-Zeatina Ribósido) en la etapa juvenil

del banano afecta el crecimiento y el cambio de actividad meristemática de la etapa

vegetativa a reproductiva. Para llevar a cabo el estudio se evaluó el efecto de la

aplicación de citoquinina en dosis de 0,00, 0,05, 0,25 y 0,45 mg.L-1, con espacio entre

aplicación de cada 15 días iniciando en el momento de trasplante al sitio definitivo. En la

fase de campo, se sembraron plantas de banano (provenientes de meristemos) en dos

tipos de suelo y con plan de fertilización acorde a cada uno. Para calcular los niveles de

cada nutriente a aplicar se realizaron los análisis de suelo del sitio en donde se

sembraron las plantas. A partir de la semana 4 de siembra en campo, se tomaron las

muestras en campo y se les extrajo el meristemo de cada planta seleccionada in situ,

luego a este tejido, una vez en el laboratorio, se le realizó la técnica de Johanssen´s para

procesar cada muestra y evaluar si hay cambio en la morfología del meristemo

procesado. Como resultado se presentaron diferencias significativas entre tratamientos y

más entre tipo de suelo. Al analizar los resultados de las variables se concluye que el

tratamiento 0,05 mg.L-1 de citoquinina presentó los mejores efectos sobre las variables

de crecimiento, tales como altura a la V, diámetro del seudotallo, ancho foliar y área

foliar. A nivel histológico se determinó que la dosi de 0,05 mg.L-1 de citoquinina influyó en

el cambio de meristemo vegetativo a reproductivo en la semana 4 de las plantas que

tenían tres aplicaciones del tratamiento hormonal. Mientras que las plantas que

recibieron el tratamiento de 0,0 mg.L-1 iniciaron este cambio en la semana 10 de

siembra.

Palabras claves: Musa sp, fitohormona, citoquinina, meristemo, histología

X Efecto de aplicación de citoquininas sobre el crecimiento y la diferenciación floral en Banano (Musa sp.) variedad Williams.

Abstract

Cytokinins are natural compounds of substituted adenine that are vital for the regulation

of several processes of plant development. This research intended to elucidate how the

application of cytokinin (trans- Zeatin Riboside) at the juvenile stage of banana growth

affects the growth and change of meristematic activity from the vegetative to reproductive

stage. To carry out the study, the effect of the application of cytokinin in doses of 0.0,

0.05, 0.25 and 0.45 mg.L-1 was evaluated, with applications carried out every 15 days

starting at the time of transplant. In field, banana seedlings were grown in two types of

soil and with a fertilization plan according to each soil. From week 4 of sowing in the field,

the samples were obtained in the field and the meristem of selected plant were extracted

in situ. In laboratory, the Johanssen's technique was applied to process each sample and

evaluate if there was a change in the morphology of the processed meristem. As a result,

there were no significant differences at the level of treatments and soil type. The

treatment 0.05 mg.L-1 of cytokinin, generated the highest effect on the variables of plant

growth, such as height at V, diameter of the pseudostem, leaf width, and leaf area. At the

histological level it was determined that 0.05 mg.L-1 of cytokinin influenced the change

from vegetative to reproductive meristem in week 4 of the plants growth that had 3

applications of the hormone treatment. The plants that received 0.0 mg.L-1 cytokinin

initiated in with 10 this change from vegetative to reproductive meristem.

Keywords: Musa sp, phytohormone, cytokinin, meristem, histology.

Contenido XI

Contenido

Pág.

Resumen ............................................................................................................................ IX

Lista de figuras ............................................................................................................... XIIIII

Lista de fotografías……………………………………………………………………………..XIV

Lista de tablas ................................................................................................................ XVV

Lista de cuadros .............................................................................................................. XVII

Lista de ecuaciones ....................................................................................................... XVIII

1. Introducción ..................................................................................................................... 1

1.1 Generalidades de hormonas vegetales ....................................................................... 2 1.2 Citoquninas .................................................................................................................. 3 1.3 Desarrollo de las plantas de (Musa sp) ........................................................................ 5

2. Materiales y métodos…………………………………………………………………….9 2.1 Localización…….………………………………………………………………………9 2.2 Material vegetal .................................................................................................. 9 2.3 Método ............................................................................................................ 12

2.3.1 Siembra en campo .............................................................................................. 12 2.3.2 Riego….. ............................................................................................................ 13 2.3.3 Fertilización edafica ............................................................................................ 13 2.3.4 Fertilización foliar ............................................................................................... 14 2.3.5 Control maleza ................................................................................................... 14 2.3.6 Realce de planta ................................................................................................. 14 2.3.7 Deshoje de sanidad ............................................................................................ 14 2.3.8 Drenaje. ............................................................................................................ 15 2.3.9 Control enfermedad Sigatoka Negra..................................................................... 15 2.3.10 Desmache ......................................................................................................... 16 2.3.11 Toma de información en campo .......................................................................... 16 2.3.12 Extracción de meristemo de la planta de banano variedad Williams in situ ............ 18 2.4 Análisis estadistico ............................................................................................ 19

XII Efecto de aplicación de citoquininas sobre el crecimiento y la diferenciación floral en Banano (Musa sp.) variedad Williams.

Pag.

3. Resultados ................................................................................................................ 23

3.1 Variables de crecimiento .............................................................................................. 23

3.1.1 Altura a la V .................................................................................................. 23 3.1.2 Diámetro del seudotallo…….…………………………….…...…………………25 3.1.3 Longitud foliar…..……….………………………………………………………...26 3.1.4 Ancho foliar….……….……………………………………………………………27 3.1.5 Área foliar……….…………………………………………………………………28

3.2 Efecto de las caracteristicas de suelos sobre variables del crecimiento de plantas .... 29

3.2.1 Altura a la V .................................................................................................. 29 3.2.2 Diámetro del seudotallo…….…………………………….…...…………………30 3.2.3 Longitud foliar……………………………………………………………………..31 3.2.4 Ancho foliar….……….……………………………………………………………32 3.2.5 Área foliar……….…………………………………………………………………33

3.3 Análisis histológico de meristemo…….……………………………………………….34

4. Conclusiones y recomendaciones .......................................................................... 41 4.1 Conclusiones………………………………………………………………………...41 4.2 Recomendaciones…………………………………………………………………..41

A. Anexo: Resultados de análisis de suelo fincas La Paz 1 y El Polo ..................... 43

B. Anexo: Certificado de análisis de Trans Zeatina Riboside ................................... 44

Bibliografía ....................................................................................................................... 47

Contenido XIII

Lista de figuras Pág.

Figura 1-1: Diagrama de adenina. ................................................................................ 4 Figura 2-1: Mapa georeferenciado fincas ubicación La Paz 1 y El Polo……………...10 Figura 2-2: Cronograma que muestra el desarrollo de plantas de banano y las semanas de aplicación de citoquininas y de extracción de meristemo in situ….…………19 Figura 3-1: Altura de plantas de banano a la V en finca La Paz 1 (A) y en la finca El Polo (B) en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados se presentan como media ± error típico..………………………………………………………...24 Figura 3-2: Diametro de plantas de banano a la V en finca La Paz 1 (A) y en la finca El Polo (B) en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados se presentan como media ± error típico……………………………………..…………..............25 Figura 3-3: Longuitud foliar de plantas de banano a la V en finca La Paz 1 (A) y en la finca El Polo (B) en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados se presentan como media ± error típico……………………………………………….....….…...26 Figura 3-4: Ancho foliar de plantas de banano a la V en finca La Paz 1 (A) y en la finca El Polo (B) en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados se presentan como media ± error típico………………………………………………….……....27 Figura 3-5: Areá foliar de plantas de banano a la V en finca La Paz 1 (A) y en la finca El Polo (B) en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados se presentan como media ± error típico…………………………………………....………….....28 Figura 3-6: Comparación de altura a la V de plantas de banano en finca La Paz 1 y El Polo en el periodo de evaluación, bajo dos tipos de suelos. Los resultados se presentan como media ± error típico………………...………………………………… …….……….......30 Figura 3-7: Comparación de diametro del seudotallo de plantas de banano en finca La Paz 1 y El Polo en el periodo de evaluación, bajo dos tipos de suelos. Los resultados se presentan como media ± error típico ……………………………….....……………….....31 Figura 3-8: Comparación de longuitud foliar de plantas de banano en finca La Paz 1 y El Polo en el periodo de evaluación, bajo dos tipos de suelos. Los resultados se presentan como media ± error típico..…………………………………….………….…….....32 Figura 3-9: Comparación de ancho foliar de plantas de banano en finca La Paz 1 y El El Polo en el periodo de evaluación, bajo dos tipos de suelos. Los resultados se presentan como media ± error típico ………………...…....................................................33 Figura 3-10: Comparación de area foliar de plantas de banano en finca La Paz 1 y El El Polo en el periodo de evaluación, bajo dos tipos de suelos. Los resultados se presentan como media ± error típico …………………………………….……...…………....34

XIV Efecto de aplicación de citoquininas sobre el crecimiento y la diferenciación floral en Banano (Musa sp.) variedad Williams.

Lista de fotografías Pág.

Fotografia 3-1: Corte de tejido meristemático de plantas de banano variedad Williams

corresponde a la semana cuatro después de la siembra, para el tratamiento 0,45 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca La Paz 1. 4X …………………………………………….35


corresponde a la semana cinco después de la siembra, para el tratamiento 0,05 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca El Polo. 10X.………………………………………..….36


corresponde a la semana seis después de la siembra, para el tratamiento 0,45 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca El Polo. 10X …….………….…………………………...37

Fotografia 3-4: Corte de tejido meristemático de plantas de banano variedad Williams,

corresponde a la semana ocho después de la siembra, para el tratamiento 0,25 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca El Polo. 4X ……………………………………..……38


corresponde a la semana ocho después de la siembra, para el tratamiento 0,45 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca El Polo. 4X ……………………………………………..39


corresponde a la semana nueve después de la siembra, para el tratamiento 0,00 ML-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca La Paz 1. 10X ………………………….………………40


corresponde a la semana diez después de la siembra, para el tratamiento 0,05 ML-1, de

trans Zeatina Ribósido de la finca La Paz 1. 10X ……………..………...…………………..40

Contenido XV

Lista de tablas Pág.

Tabla 2-1: Plan de fertilización para las plantas de banano provenientes de meristemos en vivero (casa sombra)……………………………… ........................................................ 11 Tabla 2-2: Información climática, obtenida de la estación meteorológica El Enano, ubicada en la vereda El Mamey, Zona Bananera del departamento del Magdalena..…..11 Tabla 2-3:Programa de fertilización edáfica para las plantas de banano variedad Williams en la finca La Paz 1………………………. ......................... ¡Error! Marcador no definido.3 Tabla 2-4: Programa de fertilización edáfica para las plantas de banano variedad Williams en finca El Polo …………………………………………..…………………………...13 Tabla 2-5: Programa de fertilización foliar para las plantas de banano variedad Williams en finca La Paz 1 y El Polo……………………………………………..………………….......14 Tabla 2-6: Productos aplicados en el control Mycosphaerella fijiensis en el cultivo de banano variedad Williams en los ensayos de la finca La Paz 1 y El Polo…………………15 Tabla 2-7: Cronograma de labores de campo en el ensayo de banano variedad Williams finca La Paz 1 y El Polo…………………………………………………………………………16

Contenido XVI

Lista de Cuadros Pág.

Cuadro 2-1: Distribución de parcelas en campo para los ensayos con banano variedad Williams en las fincas La Paz 1 y El Polo. ........................................................................ 17

Contenido XVII

Lista de ecuaciones Pág.

Ecuación 2-1:Determinación de área foliar ..................................................................... 18

Introducción 1

1. Introducción

En la actualidad la planta de banano (Musa sp) variedades Valery, Gran Enano y

Williams son las más sembradas en Colombia (Sánchez y Mira, 2013), por poseer

condiciones organolépticas apreciadas por los consumidores de los países europeos y en

Estados Unidos de América. En Colombia en el año 2016 se reportaron 85.700 hectáreas

cosechadas, de las cuales 8.635 hectáreas están ubicadas en el municipio de la Zona

Bananera, departamento del Magdalena, la cual generó una producción de 290.428

toneladas, que corresponde al 14.2% de la producción en Colombia. Con un valor

aproximado de 2.093.985 millones de dólares a precio de caja actual.

(http://www.agronet.gov.co/Paginas/ProduccionNacionalProducto.aspx).

Los eventos ambientales, como son los fenómenos del niño o la niña, originan una

variabilidad en la producción bananera. En muchos casos se produce un aumento

aproximado del 10% de la producción para el segundo semestre del año, lo que

repercute en una disminución del precio de la caja exportada, por sobre oferta en el

mercado internacional, afectando directamente los ingresos del productor.

Una de las labores necesarias para lograr mejores producciones en el cultivo, es la

fertilización edáfica y foliar acompañado de buena calidad en la ejecución de las mismas.

Es en este punto es donde las fitohormonas se emplean como complemento de la

nutrición vegetal, que actúan en las funciones metabólicas propias de la etapa fenológica

en que se encuentre la planta en el momento de la aplicación (Albán, 2014).

Entre las principales fitohormonas se encuentran auxinas, citoquininas, giberelinas, ácido

abcisico, etileno, brasinoesteroides como estimuladores del desarrollo de las plantas.

Dentro del grupo de las citoquininas encontramos adenina, kinetina, zeatina, zeatina

ribósido, trans zeatina, cis zeatina, dihidrozeatina, 6-benzylamino purina, N6 adenina,

(Sánchez y Mira, 2013; Kieber y Schaller, 2014).

2 Efecto de la aplicación de citoquininas sobre el crecimiento y la diferenciación

floral en Banano (Musa sp) variedad Williams.

Una de las funciones de las citoquininas es regular el crecimiento y desarrollo de las

plantas, estimular la división y la diferenciación celular, el crecimiento y desarrollo de

brotes y de las raíces, estimular el metabolismo y la formación de flores, junto a otros

reguladores de crecimiento como la giberelinas (Jordan y Casaretto 2006; Bor y Ori,

2014), estas actúan en la etapa de floración, fructificación y formación del fruto (Albán,

2014).

1.1. Generalidades de Hormonas Vegetales

Las hormonas vegetales o fitohormonas son las sustancias naturales que dan las señales

para inicio o finalización de los procesos fisiológicos, inclusive bajo situaciones de estrés

abiótico o biótico (Taiz y Zeiger, 2010). Las hormonas que actúan en las plantas

provienen de las mismas o son sintetizadas a partir de procesos abióticos (etileno, óxido

nítrico). Las hormonas vegetales son un grupo de sustancias fisiológicamente activas de

bajo peso molecular, que controlan procesos que van desde el crecimiento, desarrollo y

respuesta de la planta a factores climáticos que generan estrés (Cárdenas, 2006; Lumba

et al., 2010, Muriel, 2012).

Algunas hormonas vegetales participan en procesos que originan crecimiento,

dependiendo de la especie, órgano, fase de desarrollo y otros factores. Las hormonas

que pueden inducir el crecimiento celular son poliaminas, ácido salicílico, auxinas,

giberelinas, ácido jasmónico, brasinoesteroides, citoquininas, mientras que las funciones

del etileno, metil jasmonato y ácido abcisico están más relacionadas con la inhibición del

crecimiento (Liu y Chen, 2003), lo anterior indica que activan o desactivan procesos . El

modo de actuar de las hormonas en general consiste en acoplarse con los receptores

celulares, para originar respuesta que originan un mensaje a las células que la circundan

(Ramírez, 2001).

La actividad de la hormona es determinada por su disponibilidad en la célula, la cual

depende de su síntesis, distribución y metabolismo (Vanstraelen y Benkova, 2012). Una

vez la hormona se ha generado y transportado al sitio de destino, se conocen tres

condiciones para que se active y origine la respuesta en el órgano indicado. La primera

Introducción 3

es concentración suficiente de la hormona en la célula, la segunda reconocimiento de la

hormona por proteínas receptoras y la tercera amplificación del mensaje por las proteínas

receptoras de las células adyacentes (Jordan y Casaretto, 2006). Las hormonas poseen

la capacidad de interactuar entre sí, estimulando su síntesis o catabolismo (Lumba et al.,

2010). Por lo anterior, se producen mecanismos de regulación e interferencia que se

describen como interferencia directa (primaria): las vías hormonales convergen hacia el

mismo objetivo y controlan conjuntamente la expresión de un gen común o promueven la

actividad de una misma proteína; la interferencia indirecta (secundaria) se genera cuando

una hormona modifica la percepción, sensibilidad o la disponibilidad de componentes de

otra hormona. Interferencia de correlación (terciaria) describe interacciones en que las

hormonas participan en la regulación de un mismo proceso, pero su contribución es

medida a través de vías y señalización independientes. La respuesta de la interacción de

una hormona especifica puede ser positiva o negativa (inhibir un proceso) a la actividad

de una segunda hormona (Chandler, 2009; Kuppusamyi et al., 2009).

La presencia de cada una de las hormonas y su respectiva interacción están

relacionadas con los procesos de crecimiento de células, formación de tejidos e incluso

con la respuesta fisiológica cuando la planta es afectada por condiciones de estrés que

afecten el normal funcionamiento por factores bióticos y abióticos (Poltronieri et al.,

2011). Uno de los factores abióticos es la temperatura, factor climatológico, importante

para el desarrollo de las plantas de banano; sin embargo, la disponibilidad de agua y luz

generan efectos negativos o positivos en la dinámica de floración de las plantas a través

del año (Sánchez y Mira, 2013).

1.2. Citoquininas

Las citoquininas se derivan de la base de adenina (figura 1.1), las que pueden ser

compuestos aromáticos o isoprenoides, no presentando la adenina por sí sola efecto

hormonal (Kakimoto, 2003; Guo et al., 2011).



Figura 1-1: Diagrama de adenina.

Las citoquininas aromáticas e isoprenoides, la diferencia entre estas se observa en la

estructura (Jordan y Casarreto, 2006, Sakakibara, 2006). En la cofia de la raíz, más

exactamente en la célula del centro quiescente, ocurre la síntesis de citoquininas en altas

cantidades (George, 2008). Estas tienen un papel fundamental en el desarrollo del tallo y

no tan significativo en el desarrollo de las raíces (Werner et al., 2001; Werner et al., 2003;

Schmülling, 2004; Miyawaki et al., 2006; George, 2008; Kieber and Schaller, 2014).

Se conocen dos grupos de citoquininas, de acuerdo a su origen, las primeras son las

naturales y las segundas las sintéticas. En el primer grupo se encuentran cis-zeatina,

trans-zeatina, dihidrozeatina, ribosido de zeatina, ribósido de isopentil adenosina

(George, 2008). En el segundo grupo están furfulaminopurina o benciladenina (Ba),

tidiazuron (Tdz). Estas últimas son más activas, al accionar en la planta por las

características específicas, sumadas a la incapacidad de la planta para transformarlas en

otras sustancias (Huetteman y Preece, 1993). Las citoquininas presentan funciones

particulares en las plantas e intervienen en diferentes procesos, encontrando su mayor

actividad en la división celular, señalización a larga distancia y sistemática en la planta, la

cual establece relaciones entre órganos y hormonas (Baker, 2000; Hirose et al., 2008;

Kyozuka, 2009; Vitti et al., 2013).

Las citoquininas intervienen en procesos dependientes de la acción de foto-receptores,

como diferenciación de los cloroplastos, desarrollo de la raíz, formación de yemas

axilares, inhibición de la senescencia de hojas, activación de formación de callos en

Introducción 5

tejidos afectados por heridas mecánicas (Taiz y Zeiger, 2010). Las citoquininas juegan un

rol central en el desarrollo de las plantas, incluyendo división celular, diferenciación

celular, senescencia foliar y dominancia apical (Largue, 1993; Werner et al., 2007; Perrilli

et al., 2010).

En tejidos vegetales las citoquininas se hallan en concentraciones inferiores de 30

µmolg-1 de peso fresco, por lo anterior es importante identificar los lugares de síntesis y

almacenamiento para lograr la determinación de los niveles endógenos de la planta

(Tarkowski et al., 2008; Kieber y Schaller, 2014). Se encuentran niveles altos de

citoquininas en tejidos jóvenes (semillas, frutos y hojas), y en punta de raíces. Todo

apunta a que la síntesis se genera en estos órganos, pero se deduce que puede

generarse el transporte a otros tejidos de la planta vía xilema con el objetivo de actuar a

largo plazo (Salisbury y Ross, 2000; Opoku, 2013). Las citoquininas son sintetizadas en

los meristemos apicales de la raíz, tallos y las células meristemática de las hojas

(Sánchez y Mira, 2013; García 2016).

1.3. Desarrollo de las plantas de Musa sp.

En el desarrollo de la planta de banano (Musa sp.) se marcan nueve etapas, que abarcan

todas las etapas de desarrollo de la planta de acuerdo con la escala BBCH (Meier 2001),

denominadas así:

0- Brotación o rebrote

1- Desarrollo foliar

2- Ahijamiento

3- Crecimiento del seudotallo

4- Desarrollo foliar del hijo

5- Emergencia de la inflorescencia

6- Floración

7- Formación del fruto

8- Maduración del fruto

9- Senescencia

La escala BBCH, describe la iniciación floral como el momento de cambio de meristemo

vegetativo a floral (Sánchez y Mira, 2013). El meristemo vegetativo en plantas Musaceae



presenta como característica, el arreglo de hojas en forma de espiral, ausencia de brotes

laterales y ausencia de crecimiento en entrenudos (Nalina, 2006). La etapa reproductiva

se inicia con cambios en la yema vegetativa, sufriendo cambios metabólicos que origina

la yema floral (Sánchez y Mira, 2013; Landrein et al., 2018). Este cambio indica el inicio

de la formación del racimo, el cual es el activo principal de la producción bananera,

generando la fuente de ingreso a los agricultores y la sustentabilidad del negocio.

Según las investigaciones previas, en plantas Musaceaes (Musa sp.) la aplicación de

auxinas en concentración de 100 mg.L-1 afecta la diferenciación floral; aplicaciones de

ácido naftaleno acético en dosis mayor de 500 mg.L-1 causa malformaciones en los

dedos de las manos del racimo. Al aplicar giberelinas en dosis de 500 a 1000 mg.L-1 se

causó elongación del seudotallo, y produjo una expansión celular (Domíngues et al.,

2016). Aplicaciones de citoquininas, tal como benzyladenina en dosis de 20 a 100 mg.L-1

causaron un efecto de aumento de rebrotes en el cormo de la planta de banano (Lahay et

al., 1984). De acuerdo con Muriel (2012), las citoquininas influenciaron la división celular,

retardaron la senescencia, indujeron un mayor crecimiento y mayor peso del fruto, y

aumentaron en número de manos exportables de banano.

En general son escasos los estudios sobre los efectos de aplicaciones de citoquininas,

en el desarrollo de plantas de banano. Sin embargo López (2014), realizo un estudios

con aplicación de citoquininas, denominado estudio comparativo de dos alternativas

nutricionales inyectadas en plantas de Musa sp, el resultado fue que las dos alternativas

nutricionales inyectadas en el seudotallo de Musa sp, no generaron resultados positivos,

la primera alternativa fue: jisama (compuesto por fertilizante especial N,P;K, aminoácidos

y boro) dosis 25 ml/500 ml de agua; fulvin (40% materia orgánica y 22% ácido fulvico) 25

ml/500 ml de agua; jisofol (fosfito potásico) 25 ml/500 ml de agua; new robust (bio

estimulante ácido giberlico 1%) 0,5 g/500 ml de agua. La alternativa dos fue: foska

(fosfito de potasio) 25 ml/500 ml de agua; humitec (ácidos húmicos y ácidos fulvicos) 25

ml/500 ml de agua; aminocrop (aminoácidos) 25 ml/500 ml de agua; kinetin (materia

orgánica, ácido alginico manitol, N; P; K) 0,5 g/500 ml de agua.

Una fase importante en el ciclo de vida de la planta de banano, está asociada con el

desarrollo de la inflorescencia; sin embargo factores climáticos como la temperatura, el

Introducción 7

viento, la precipitación pueden ocasionar retardo en la diferenciación floral y desarrollo

del racimo (Galán et al., 2012). La temperatura influye sobre todos los procesos como

transpiración en la planta e influye en la determinación de la duración del ciclo de vida y

peso del racimo principalmente, por el control que ejerce en la emisión foliar. La

precipitación se considera como el segundo factor climático que determina la zona de

desarrollo del cultivo, sin embargo las plantas de banano responden fisiológicamente de

forma rápida al déficit hídrico en el suelo, el cual cuando es severo paraliza la emisión

foliar y el desarrollo del racimo (Galán et al., 2012).

Albán (2014), encontró resultados positivos de las aplicaciones de citoquininas en

emisión foliar, aumento del diámetro del seudotallo en la variedad gran enano además,

en investigaciones con extractos de algas ricas en citoquininas, al ser aplicadas al follaje

de banano, proporcionan hormonas y carbohidratos esenciales, lo que resulta en un

incremento en los rendimientos y mejor calidad en la cosecha.

En estudio realizado en propagación vegetativa de Musa sp, con la aplicación de

benzilaminopurina (6-BAP) y ácido indolacético (AIA), el mejor tratamiento fue la

concentración de 30 mg.L-1 BAP; el cual influyó positivamente en la emisión de brotes en

cada variedad. Seguida por la concentración 30 mg.L-1 BAP + 10 mg.L-1 AIA con

promedios de 2,4 y 2,2, respectivamente (Canchignia et al., 2008).

En investigación de Aspiazu (2014), en la cual se comparan las aplicaciones de

giberelinas, citoquininas y brasinoesteroides, concluye que las giberelinas (20 mg.L-1) y

los brasinoesteroides (2 mg.L-1), influyen positivamente en el crecimiento de las planta e

incrementan el largo de las hojas de banano. Cuando en conjunto se aplicaron giberelina

20 mg.L-1, citoquinina 20 mg.L-1 y brasinoesteroides 2 mg.L-1, se generaron aumentos, no

significativos en el diámetro del seudotallo, en el número y peso de raíces y en el ancho

de las hojas.

Langford et al., (2012), realizó un estudio en vivero sobre macro propagación de plantas

de banano, con aplicación de benzilaminopurina en dos concentraciones la primera 10-2

y la segunda 5X10-3, considero los siguientes tratamientos: inmersión del cormo por 30

minutos, un primer tratamiento; sumergir el cormo en agua de coco por 30 min, segundo



tratamiento el testigo, tercer tratamiento de fragmentos de seudotallo y cuarto

tratamiento el cormo limpio colocado en un sustrato de cascarilla de arroz, El resultado

indicó que los tratamientos con benzilaminopurina y agua de coco funcionaron como

inductor de rebrotes y perdida de dominancia apical.

Se ha analizado la aplicación de fitohormonas como giberelinas, brasinoesteroides,

citoquininas, que empleadas de forma individual o en mezclas para la producción de

plantas de banano, en la multiplicación asexual, de cormos tomados de plantas

sembradas en campo. Sin embargo no se encontraron reportes en la literatura

consultados sobre el uso de trans -zeatina ribósido (citoquinina) como un posible

precursor del cambio de meristemo vegetativo a reproductivo, por lo cual se plantea la

presente investigación con objetivo general:

Evaluar el efecto de la trans zeatina ribosido (citoquinina) sobre el crecimiento vegetativo

y la diferenciación floral en banano, variedad Williams.

Objetivos específicos

Evaluar el crecimiento y el inicio de diferenciación floral en plantas de banano en la etapa

juvenil tratadas con trans zeatina ribósido.

Determinar las mejores dosis de aplicación de trans zeatina ribósido sobre el crecimiento

de plantas banano en la etapa juvenil.

Materiales y métodos 9

2. Materiales y métodos

2.1 Localización

La fase de campo se llevó acabo en dos fincas; la finca El Polo ubicada 10o 53´39.905´´

latitud norte y 74o 11´58.214´´ longitud oeste; la finca La Paz 1, 10o 53´37.17´´ latitud

norte y 74o 11´54.623´´ longitud oeste; ambas ubicadas a una altura de 20 msnm (figura

2-1). En la vereda el Mamey, municipio de Zona Bananera, departamento del Magdalena,

Colombia. Y con características de clima seco tropical, según clasificación de Holdridge

(Aguirre, 2012), son fincas dedicadas a la producción de banano convencional. El tiempo

de duración del experimento fue de 13 semanas. Ver figura 2-1.

2.2 Material vegetal

Se emplearon meristemos de banano (Musa AAA simmonds) variedad Williams,

producto de cultivo in vitro. Se endurecieron en casa sombra, en la cual se le

suministraba agua y nutrientes con aplicaciones edáficas y foliares (tabla 2-1), durante un

periodo de seis semanas, después se llevaron a campo con un mínimo de cuatro hojas

totalmente expuestas libre de enfermedades.

Los productos fertilizantes comerciales utilizados, se aplicaron una vez por cada 15 días

y tenían la siguiente composición: Foliar Wuxal ® (Bayer-Colombia fórmula 200 g.L-1 N

total, 150 g.L-1 de K2O, Mg 40 g.L-1, B 10 g.L-1, Cu 0,22 g.L-1, Fe 0,45 g.L-1, Mn 0,38 g.L-1,

Mo 0,07 g.L-1, Zn 10 g.L-1. Nitrax S® 22 N. Aboteck® 15 N, 4 P2O5 4 MgO, 2 S 0.1 B, 0.1

Zn



Figura 2-1: Mapa georeferenciado ubicación fincas La Paz 1 y El Polo.


Tabla 2-1: Plan de fertilización para las plantas de banano provenientes de meristemos

en vivero (casa sombra).

Dosis

g/planta N P2O5 K2O MgO S B Zn Cu

0 Foliar wuxal 0,05 0 0 0 0 0 0 0 0

1 Foliar wuxal 0,05 0 0 0 0 0 0 0 0

2 Nitrax s 3 0 0 0 0 0 0 0 0

3 Foliar wuxal 0,05 0 0 0 0 0 0 0 0

4 Aboteck 3 0 0 0 0 0 0 0 0

5 Foliar wuxal 0,05 0 0 0 0 0 0 0 0

6 Aboteck 3 0 0 0 0 0 0 0 0

Total 1 0,13 0,5 0,1 0,1 0,001 0,03 0,00002

Aporte de nutrientesSemana de desarrollo

en viveroProducto

Fase de Laboratorio: se llevó a cabo en el Laboratorio de Citohistopatologia Luis Cortes

en Bogotá. Con un tiempo de duración de 12 semanas, en las cuales se recibieron las

muestras, se prepararon y realizaron los respectivos cortes histológicos del meristemo

apical de la planta.

Los datos climatológicos se obtuvieron de la estación meteorológica El Enano del

instituto colombiano de meteorología INAT, ubicada en la vereda del Mamey en latitud

norte 10o54´07.9” y longitud oeste 74o11´22.1” a una altura de 25 msnm. Las variables de

información meteorológica fueron: precipitación (mm/semana), radiación solar (W.m-2),

evapotranspiración (mm/semana), velocidad del viento promedio (km.h-1), velocidad del

viento máxima (km.h-1), temperatura del aire mínima, máxima y promedio (oC), humedad

relativa del aire mínima, máxima y promedio (%) (Tabla -2-2).

Tabla 2-2: Información climática por semana, obtenida de la estación meteorológica El

Enano, ubicada en la vereda El Mamey, zona bananera departamento del Magdalena.

Semana de siembra 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13Variable/semana 44 45 46 47 48 49 50 51 52 1 2 3 4 5

Precipitación (mm) 30,8 1,6 46,8 29,4 21,2 2,6 0 0,4 0,2 0,8 0 1,2 0,4 0Radiación (W/m2) 442,7 375,6 397,1 402,4 402,6 445 483,9 505,3 480,6 482 474 526,3 498,9 509,6Evapotranspiración (mm) 3,83 3,29 3,51 3,43 3,5 3,76 3,99 4,02 3,88 3,89 3,79 4,11 4,11 4,35Velocidad del viento promedio (Km/h 1,64 1,13 1,47 1,18 1,26 1,26 1,03 1,13 1,06 1,17 0,95 1,71 1,53 1,61Velocidad del viento Maximo (Km/h) 10,8 6,8 11,5 6,5 9,4 8,3 5,8 7,9 6,8 6,5 7,9 106,6 9 6,1Temperatura minima (oC) 22,22 22,11 21,73 21,32 22,58 21,79 21,3 20,02 20,51 19,73 19 18,54 16,97 20,65Temperatura maxima (oC) 35,8 36,9 35,6 35,9 37,1 36,1 37,7 36,5 36,9 36,1 35,4 36,4 36 35,9Temperatura Promedio (oC) 27,01 27,25 26,82 26,77 26,94 27,23 27,64 26,77 26,99 26,85 26,38 25,86 26,18 27,46Humedad relativa minima (%) 50,77 47,87 49,93 50,28 48,31 48,29 45,03 43,35 41,53 43,45 40,88 37,25 38,09 40,04Humedad Relativa maxima (%) 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,2 99,3 99,4 99,3 99,4Humedad Relativa Promedio (%) 84,85 85,86 85,65 84,53 86,48 81,61 78,49 78,94 79,02 80,94 80,25 80,43 79,22 80,97



Los promedios de la temperatura del aire durante la fase de campo fueron de: 26,8 oC,

de precipitación de 12,8 mm respectivamente, con velocidad del viento promedio de

14,54 km.h-1. En la semana 13 después de la siembra se presentó un evento de viento

con una velocidad máxima de 106,6 km.h-1, lo cual no generó pérdidas en las plantas

objeto de la investigación. En general las condiciones climáticas aquí reportadas se

consideran adecuadas, para el desarrollo del ciclo de vida de las plantas en estudio

(Sánchez y Mira, 2013).

Se seleccionaron dos fincas en razón a que presentaban características de suelo físico -

químicas contrastantes. El tipo de suelo de ambas fincas correspondieron a inceptisoles,

typic fluventic (Ortiz y Gutiérrez, 2006). Las diferencias marcadas entre las dos

localidades se aprecian en textura del suelo (La Paz 1: Franco Arcilloso; El Polo: Franco

Arenoso); el pH (La Paz 1: 5,8; El Polo: 7,7), relación carbono nitrógeno (La Paz 1: 11, El

Polo: 12,2); capacidad de intercambio catiónico (La Paz 1: 16,9; El Polo: 9,4 meq 100 g-1)

las demás variables edáfica se pueden observar en el anexo A. Con lo anterior, se

establecen las diferencias entre los suelos y también el interrogante ¿si esas variaciones

pueden inferir en las respuestas de las plantas al ser estimuladas con la aplicación de los

tratamientos?

2.3 Métodos.

En la fase de campo, se empleó el manejo recomendado por Martínez (2006), para la

producción de banano convencional con fines de exportación en las zonas productoras

de Colombia. Con lo cual, se garantizó un manejo apropiado durante la siembra del

cultivo en campo, labores de pre cosecha, hasta la finalización del experimento. Las

labores se escriben a continuación:

2.3.1 Siembra en Campo. Las plantas provenientes de meristemos se sembraron en la

semana cero con cuatro hojas y 25 cm de altura máxima al momento de la siembra en

campo y a una distancia de 2,40 m entre plantas y entre surcos. En los sitios de siembra,

huecos de 30 cm de ancho, 30 cm de largo y 30 cm de profundidad y con aplicación de

60 g por planta de fertilizante edáfico Rafos® (Yara-Colombia formula 12 N-24 P2O5-12

K2O-2 MgO-1 S-0,04 B-0,02 Zn).


2.3.2 Riego. La frecuencia de riego por aspersión entre las semanas 0 y 13, se hizo de

acuerdo a las necesidades del cultivo si llueve no se realizó la labor. Entre la semana 0 y

6 después de siembra, se aplicaron a cada hectárea 6 mm de agua de riego por día,

divididos en dos turnos de riego y a partir de la semana 7 después de siembra se

aplicaron 5 mm de agua de riego por día, para esta labor se usó un sistema de aspersión

sub foliar, con aspersores Senninger® 2014 espaciados en cuadriculas de 10 m de largo

por 10 m de ancho.

2.3.3 Fertilización edáfica. Cada 15 días, iniciando en la semana 0 y finaliza en la

semana 12, se aplicaron las dosis en el rango de 60 a 120 g por planta con productos

indicados en tabla 2-3 para finca La Paz 1 y en la tabla 2-4 para la finca El Polo.

Tabla 2-3: Programa de fertilización edáfica para las plantas de banano variedad

Williams en finca La Paz 1.

Semana despues Dosis

de Siembra en campo g /planta N P2O5 K2O MgO S CaO Zn B

0 Rafos 60 1 3 1 0 0 0 0 0

2 Sulfato de amonio 90 3 0 0 0 4 0 0 0

4 Amidas 90 6 0 0 0 1 0 0 0

6 Nitrato de Calcio 90 3 0 0 0 0 4 0 0

8 Aboteck 90 2 1 4 1 0 0 0 0

10 Aboteck 90 2 1 4 1 0 0 0 0

12 Aboteck 120 3 1 5 1 0 0 0 0

20 6 14 3 5 4 0,1 0,1Total Kg/ha

ProductoAporte de nutrientes

Tabla 2-4: Programa de fertilización edáfica para las plantas de banano variedad

Williams en finca El Polo.

Semana despues Dosis

Siembra en campo g /planta N P2O5 K2O MgO S CaO Zn B

0 Rafos 60 1 3 1 0 0,1 0 0 0

2 Sulfato de amonio 60 2 0 0 0 3 0 0 0

4 Amidas 60 4 0 0 0 1 0 0 0

6 Nitrato de Calcio 90 3 0 0 0 0 4 0 0

8 Aboteck 90 2 1 4 1 0 0 0 0

10 Aboteck 90 2 1 4 1 0 0 0 0

12 Aboteck 90 2 1 4 1 0 0 0 0

16 6 13 3 4 4 0,1 0,1Total Kg/ha

ProductoAporte de nutrientes



2.3.4 Fertilización foliar. Cada 15 días, iniciando en la semana 1 y finalizando en la

semana 13 se aplicó en bomba de espalda mecánica de 20 L, se preparó con 100 cm3

de agua de melaza, 200 cm3 de wuxal® tapa roja (Bayer-Colombia fórmula 200 g/litro N

total, 150 g/litro de K2O, Mg 40 g/litro, B 10 g/litro, Cu 0,22 g/litro, Fe 0,45 g/litro, Mn 0,38

g/litro, Mo 0,07 g/litro, Zn 10 g/litro. 30 cm3de coadyuvante, 50 cm3 hipotensor superficial

(tabla 2-5).

Tabla 2-5: Programa de fertilización foliar para las plantas de banano variedad Williams

en fincas La Paz 1 y El Polo.

Semana Dosis

Despues de Siembra Producto Cm3/planta N P2O5 K2O MgO CaO S B Zn Cu

1 Foliar wuxal tapa roja 50 1 18 0 14 4 0 0 1 1 0







Total ml.ha 126 0 98 28 0 0 7,0 7,0 0

Ciclos

Aporte de nutrientes

Semana Dosis

Despues de Siembra Producto Cm3/planta N P2O5 K2O MgO CaO S B Zn Cu








Total ml.ha 126 0 98 28 0 0 7,0 7,0 0

Ciclos

Aporte de nutrientes

2.3.5 Control maleza. Se realizó control de malezas mecánico cada 15 días.

2.3.6 Realce de plantas. Cada semana, se eliminan las hojas bajeras, agobiadas y

enfermas con Sigatoka Negra (Mycosphaerella fijiensis) hasta la semana 5. Las hojas

eliminadas no fueron funcionales y no afectaron al área foliar fotosintéticamente activa.

Esto aplicó para las hojas que presenten esas condiciones, las sanas se dejaron en la

planta.

2.3.7 Deshoje de sanidad. Se realizó a partir de la semana 6, en la cual se retiró la

fracción de la hoja afectada por la Sigatoka Negra. Son fragmento de la lámina foliar de 6


a 10 cm2 en la hoja que lo amerite, si la hoja es sana, como en la mayoría de los casos

no se realiza la labor. Esta afectación se observó en hojas bajeras viejas y no nuevas.

2.3.8 Drenajes. Se hicieron sangrías de acuerdo con la necesidad en campo, con este se

evacuan las aguas lluvias. Los terciarios se construyeron una vez se realizó la siembra

en la semana 0.

2.3.9 Control enfermedad Sigatoka Negra (Mycophaerlla fijiensis). Los controles para

esta enfermedad se aplicaron con ciclos entre 14 a 29 días con promedio entre

aplicaciones de 23 días y se emplearon emulsiones de funguicidas de acción sistémica y

de contacto. A continuación se detallan las fechas, semanas de aplicación, productos,

dosis y condiciones climáticas de cada aplicación (tablas 2-6). Las aspersiones para el

control de la enfermedad sigatoka no coincidieron con las aplicaciones en campo de los

tratamientos en la investigación, por lo anterior no se observa que estas se afecten entre

sí, Los productos tuvieron período de reingreso al campo de 4 h.

Tabla 2-6: Productos aplicados en el control de Mycosphaerella fijiensis en el cultivo del

banano variedad Williams en los ensayos de las finca La Paz 1 y El Polo.

FECHA

SEMANA

DEL AÑO

2017‐2018

SEMANA DE

SIEMBRA

HORA

APLICACIÓN

TEMPERATURA

AL MOMENTO

DE APLICACIÓN oC

DOSIS

(GalonesHe

ctarea)

12/11/2016 45 3 08:15 28,8 sico 250 E.C Dithane 5

26/11/2016 47 5 08:04 26,1 Siganex Dithane 5

24/12/2016 51 8 07:45 28 Opus Dithane 5

20/01/2017 3 12 08:20 27,8 Voley Dithane 5

PRODUCTOS

FECHA

SEMANA

DEL AÑO

2017‐2018

SEMANA DE

SIEMBRA

HORA

APLICACIÓN

TEMPERATURA

AL MOMENTO

DE APLICACIÓN oC

DOSIS

(GalonesHe

ctarea)

12/11/2016 45 3 08:15 28,8 sico 250 E.C Dithane 5

26/11/2016 47 5 08:04 26,1 Siganex Dithane 5

24/12/2016 51 8 07:45 28 Opus Dithane 5

20/01/2017 3 12 08:20 27,8 Voley Dithane 5

PRODUCTOS



2.3.10 Desmache. El objetivo de la labor fue eliminar los rebrotes de las plantas, con el

objetivo de evitar la pérdida de energía de esta, en formar los rebrotes que se generan

del mismo cormo, se realizó cada seis semanas con una sable de 30 cm de largo y 5 cm

de ancho de hierro.

2.3.11 Toma de información en campo. A partir de la semana 1 y hasta la semana 13,

se revisó cada parcela de investigación realizando el mantenimiento. Se tomaron datos

biométricos de cada planta como número de hoja, largo foliar (cada hoja), ancho foliar

(cada hoja), diámetro del seudotallo (cada Planta), altura de la planta a bifurcación de las

hojas. Para esto se empleó un metro y pie de rey. Se detallan las labores en tabla 2-7.

Tabla 2-7: Cronogramas de labores de campo en el ensayo de banano variedad

Williams fincas La Paz 1 y El Polo.

42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 1 2 3 40 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Preparación de suelo

Adecuación de canales de drenajes primarios y secundarios

Adecuación de sistema de riegoAdecuación de cable vía

Construcción de canales de drenaje terciarios y sangrias

Labor de siembra de meristemos en campo .

Labor de riego

Labor de realce de plantulas en campo

Labor de deshoje de sanidad vegetal

Labor de fertilización edafica.

Labor de fertilización foliar.

Labor de control malezas.Labor de desmache

Labor de aplicación de tratamientos

Labor de extracción de meristemo insituLabor de toma de información en campo

Semanas/labores

Año

2016 2017

42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 1 2 3 40 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Preparación de suelo

Adecuación de canales de drenajes primarios y secundarios

Adecuación de sistema de riegoAdecuación de cable vía

Construcción de canales de drenaje terciarios y sangrias

Labor de siembra de meristemos en campo .

Labor de riego

Labor de realce de plantulas en campo

Labor de deshoje de sanidad vegetal

Labor de fertilización edafica.

Labor de fertilización foliar.

Labor de control malezas.Labor de desmache

Labor de aplicación de tratamientos

Labor de extracción de meristemo insituLabor de toma de información en campo

Semanas/labores

Año

2016 2017


Se utilizó un diseño experimental de bloques al azar bi factorial para las fincas La Paz 1

y El Polo (Cuadro 2-1). En cada suelo se construyeron 20 parcelas, de las cuales, 15

parcelas tenían 6 plantas y las otras 5 parcelas tenían 18 plantas. En total se sembraron

360 plantas, de las cuales se murieron 8 y se realizaron muestreo destructivo de 80

plantas, para un total de 88 plantas fuera del experimento, lo que deja 137 plantas de la

finca La Paz 1 y 135 plantas de la finca El Polo.

La hormona trans Zeatina Ribósido (t-ZR), se diluyó en agua tipo uno, proveída por el

laboratorio de pos cosecha adscrita a la Facultad de Ciencias Agrarias Sede Bogotá

(Universidad Nacional de Bogotá). Es agua pura libre de microorganismos, minerales y

neutra para evitar reacciones con el ingrediente activo.

Cuadro 2-1: Distribución de parcelas en campo para los ensayos con banano variedad Williams

en las fincas La Paz 1 y El Polo.

PARCELA 4

Tratamiento 3

Replica 5

Plantas 6

PARCELA 8

Tratamiento 3

Replica 3

Plantas 18

PARCELA 12

Tratamiento 0

Replica 2

Plantas 6

PARCELA 16

Tratamiento 0

Replica 4

Plantas 18

PARCELA 20

Tratamiento 2

Replica 4

Plantas 6

PARCELA 3

Tratamiento 3

Replica 1

Plantas 6

PARCELA 7

Tratamiento 1

Replica 3

Plantas 6

PARCELA 11

Tratamiento 2

Replica 2

Plantas 18

PARCELA 15

Tratamiento 1

Replica 1

Plantas 18

PARCELA 19

Tratamiento 0

Replica 5

Plantas 18

PARCELA 2

Tratamiento 1

Replica 5

Plantas 6

PARCELA 6

Tratamiento 0

Replica 1

Plantas 6

PARCELA 10

Tratamiento 1

Replica 4

Plantas 6

PARCELA 14

Tratamiento 2

Replica 3

Plantas 6

PARCELA 18

Tratamiento 2

Replica 5

Plantas 6

PARCELA 1

Tratamiento 0

Replica 3

Plantas 6

PARCELA 5

Tratamiento 2

Replica 1

Plantas 6

PARCELA 9

Tratamiento 3

Replica 2

Plantas 6

PARCELA 13

Tratamiento 3

Replica 4

Plantas 6

PARCELA 17

Tratamiento 1

Replica 2

Plantas 6

Por dilución se llevaron a la dosis de cada tratamiento. Se emplearon cuatro

tratamientos. T0 aplicación de agua; T1 dosis 0,05 mg.L-1 de trans zeatina ribósido. T2

dosis 0,25 mg.L-1 de trans zeatina ribósido. T3 dosis 0,45 mg.L-1 de trans zeatina ribósido.

Las aplicaciones se realizaron cada 15 días con bomba de espaldas manual, con

regulador de presión de 21 libras y boquilla amarilla (Gef-Rep car, 2011). Con el equipo

se les asperjaron las partes de la planta de hojas y seudotallo. El producto hormonal se

obtuvo de laboratorios Sigma® con 95% de pureza de acuerdo con el certificado de

análisis (Anexo B).



Los tratamientos se iniciaron al momento de la siembra en campo, las plantas se

encontraban en fase vegetativa y se continuaron aplicaciones cada 15 días, hasta

completar la sexta aplicación a cada una de las plantas, ubicadas en campo. Las

aplicaciones de la hormona finalizaron en la semana diez de siembra.

Una vez trasplantas al sitio definitivo, cada semana, utilizando un metro, se midió y

registro la información biométrica de las siguientes variables número de hojas (la hoja

emitida en esa semana), longitud foliar y ancho foliar. Para el cálculo del área foliar, se

utilizó la ecuación de Belalcazar (1991), (Ecuación 2.1). También, con metro, del suelo a

la bifurcación se midió la altura de la planta a V (punto de bifurcación del seudotallo); y,

el diámetro del seudotallo, se midió con un calibrador pie de rey a 5 cm del suelo.

AF = ∑ L x A x 0,80 (2.1)

Donde:

AF: área foliar.

L: Largo de la lámina foliar, desde el ápice de la hoja hasta base de la misma.

A: Ancho de la lámina foliar en la parte media.

Hasta su empleo en campo, la hormona tZR se almacenó a una temperatura de -20 oC.

A partir de la cuarta semana y hasta la semana diez a las plantas sembradas en campo,

se le aplicaron los respectivos tratamientos (figura 2-2), se tomaron las muestras del

meristemo de cada una, las cuales fueron seleccionadas al azar, una planta por

tratamiento y por finca, para un total de ocho plantas por semana, esto con el objetivo de

ver si hay inducción del meristemo vegetativo a reproductivo.

2.3.12 Extracción de meristemo de la planta de banano variedad Williams in situ. Se

inició en la cuarta semana después de haberse sembrado (SDS) y hasta la semana 13

SDS, como se muestra en la figura 2-2. Consistió en extraer el meristemo de la planta

con un sacabocado elaborado en acero inoxidable, para lograr lo anterior se corta la

planta en el punto de unión del cormo con el seudotallo de la planta, luego se procedió

con el sacabocado a realizar la extracción y de inmediato se conserva, para su traslado

al laboratorio.


Las extracciones de meristemos se realizó in situ, con la siguiente metodología: Se corta

en forma horizontal en el punto de encuentro del cormo con el seudotallo, luego con él

saca bocado se extrae el meristemo y de inmediato se lleva al medio Navashin´s para su

conservación y transporte al laboratorio. Allí se empleó la técnica de Johanssen’s (Clark

et al., 1973), para tratar el tejido meristemático y prepararlos para los cortes. Estos se

realizaron con micrótomo American Optical Spencer®, modelo 820, tipo minot de rotación,

luego se procedió al montaje en las placas en el microscopio Leyca® Icc-50w.DM-500 y

para la toma de las fotografías de cada meristemo diseccionado (Clark et al., 1973).

Figura 2-2: Cronograma que muestra el desarrollo de plantas de banano y las semanas

de aplicación de citoquininas y de extracción de meristemo in situ.

2.4 Análisis estadístico

El análisis estadístico que se realizó para interpretar los datos fue análisis de varianza de

un factor, repitiendo por tipo de suelo, con una prueba de Tukey con un nivel de

confianza del 95%.

Para todos los casos se probó el supuesto de normalidad de residuos de Shapiro-Wilk y

de igualdad de varianza de Bartlett. Para medir el área bajo la curva, se calculó mediante

la función “AUDPS” del paquete “Agricolae” (Simko y Piepho (2012)



En la identificación de la diferencia de las medias para las variables, se empleó el test de

Student y para identificar si hay diferencias entre los suelos se utilizó el test de Hotelling.

Los resultados indican que para la variable altura a la V, el p valor es igual a 0.835; la

diferencia de las medias es igual que cero; y para los tipos de suelo no hay diferencias.

Para el diámetro de seudotallo el p valor es igual 0.9512 y la diferencia de las medias es

igual que cero y para los tipos de suelo los resultados son iguales.

En la variable de longitud foliar el p valor fue de 0.0163, encontrando que la diferencia de

las medias es menor que cero, para los tipos de suelo si se encontraron diferencias, en la

finca La Paz 1, se produjo menor longitud foliar y en la Finca El Polo, está variable

alcanzo un mayor valor.

La variable ancho foliar el p valor es igual a 7.36x10-7con una diferencia de las medias

es menor que cero, en los tipos de suelo se presenta diferencias, las hojas de la finca El

Polo fueron más grande que la de La Paz 1.

El área foliar el p valor es igual 0.0024 y la diferencia de las medias es menor que cero,

para los tipos de suelo se presentaron diferencias, el área foliar de la finca El Polo fue

mayor que La Paz 1.

3. Resultados

3.1 Variables de crecimiento

Las variables altura a la V (altura de la planta a bifurcación del seudotallo), largo de la

hoja, ancho de la hoja, área foliar y diámetro del seudotallo a 5 cm del suelo, presentaron

diferencias estadísticas, mientras que el número de hojas no presentaron significancia

entre los tratamientos y los tipos de suelos evaluados.

3.1.1 Altura a la V. Esta variable respuesta se midió como un indicador del crecimiento

en altura de la planta. Al analizar los resultados para esta variable, se observa que las

plantas en la finca La Paz, tratadas con 0,05 mg.L-1, presentaron una distribución normal

de acuerdo a la prueba de Bartlett, altura entre sí, igual que los tratamientos 0,25 mg.L-1 y

0,45 mg.L-1, sin embargo, los tratamiento 0 mg.L-1 y 0,05 mg.L-1, presentaron diferencias

en los intervalos de confianza al compararlo con los tratamientos 0,25 mg.L-1 y 0,45 mg.L-

1, la mayor altura se alcanzó en tratamiento 0,05 mg.L-1, con un promedio de 46,3 cm

(figura 3.1 A). En la finca El Polo los cuatro tratamientos, resultaron con valores

promedios diferentes y la mayor altura fue obtenida por el tratamiento de 0,05 mg.L-1, con

46,9 cm (figura 3.1 B). Lo anterior indica que una dosis de 0,05 mg.L-1 estimula el

crecimiento celular, (división celular de manera más activa) en la altura o elongación.

Estos resultados son acorde con la investigación en donde emplearon las citoquininas

para generar una tasa de crecimiento más rápida Ortiz et al. (2013). .



A

B

Figura 3-1. Altura a la V de plantas de banano variedad Williams en finca La Paz 1 (A) y

en la finca El Polo (B), en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los

resultados se presentan como media ± error típico.

Resultados 25

3.1.2 Diámetro del seudotallo. Esta variable se midió como respuesta del desarrollo

del seudotallo, y todos los tratamientos con la hormona presentaron incrementos en el

diámetro del seudotallo en las fincas La Paz 1 y El Polo a lo largo del tiempo. Sin

embargo, los tratamientos ubicados en la finca La Paz 1 (figura 3-2 A) presentaron

diferencias en los intervalos de confianza en los tratamientos 0 mg.L-1 y 0,05 mg.L-1, al

compararlos con los tratamientos 0,25 mg.L-1 y 0,45 mg.L-1, siendo el tratamiento 0,05

mg.L-1, el que presentó el mejor promedio durante el tiempo de monitoreo con 4,6 cm de

diámetro de seudotallo. En la finca El Polo, el tratamiento 0,05 mg.L-1 fue el mejor

promedio con 4,6 cm, (figura 3-2 B). Lo anterior indica que el mejor tratamiento en las

dos fincas fue 0,05 mg.L-1, la dosi más baja entre las evaluadas. El aumento del diámetro

indicaría una mayor actividad celular, lo cual implicaría incrementos de materia seca,

mayor demanda de nutrientes y una alta actividad meristematica (Sánchez y Mira, 2013).

A.

B,

Figura 3-2. Diámetro de seudotallo de plantas de banano variedad Williams en finca La

Paz 1 (A), y en la finca El Polo (B), en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos.

Los resultados se presentan como media ± error típico.



3.1.3 Longitud foliar. Esta variable respuesta, no presentó diferencias significativas

entre los tratamientos y los tipos de suelo. En la finca La Paz 1, el mejor tratamiento fue

0,25 mg.L-1, con un valor promedio de 58,5 cm y en la finca El Polo el mejor tratamiento

0,45 mg.L-1, con un valor de 63,1 cm. Lo anterior indica que el mejor promedio de los

tratamientos y el tipo de suelo se generaron en la finca El Polo, con un promedio de 61,1

cm y en La Paz 1, alcanzo un promedio de 57,5 cm. Lo cual concuerda con los

resultados reportados por Bor Ori, (2014), que indican que en el desarrollo de las hojas,

las citoquininas tienen un rol importante, por mantener el equilibrio con las auxinas y que

la luz es un factor importante en el inicio del desarrollo de la lámina foliar y en la

estimulación del desarrollo del meristemo (Figuras 3-3 A-B).

A.

B.

Figura 3-3. Longitud foliar de plantas de banano variedad Williams en finca La Paz 1 (A) y



Resultados 27

3.1.4 Ancho foliar. El comportamiento de la variable respuesta presentó normalidad

en los cuatro tratamientos, es de destacar que en la finca La Paz 1, el tratamiento que

alcanzo el mayor ancho fue 0,25 mg.L-1, con un valor promedio a lo largo del tiempo de

28,3 cm. En la finca El Polo el mejor promedio a lo largo del tiempo es alcanzado por

0,05 mg.L-1, con 29,9 cm. Se concluye que la finca El Polo presentó las hojas más

anchas del experimento. En revisión realizada por Landrein et al., (2018), indican que

estudios recientes realizados a nivel genético en plantas de Arabidopsis, la expresión del

gen CYCD3 es requisito para la promoción de nuevas hojas y con un desarrollo continuo

hasta alcanzar el tamaño foliar de la especie se ilustran (Figuras 3-4 A-B).

A.

B.

Figura 3-4. Ancho foliar de plantas de banano variedad Williams en finca La Paz 1 (A), y





3.1.5 Área foliar. La respuesta es el producto del largo foliar y el ancho foliar,

resultando sin diferencias significativas entre los suelos y tratamientos en las fincas La

Paz 1 y El Polo. El mejor promedio en La Paz 1, fue con la dosis de 0.25 mg.L-1 con 1473

cm2 y en la finca El Polo el tratamiento 0,05 mg.L-1, alcanzo el mejor promedio con 1616

cm2. Se puede especular que la fitohormona asperjadas en hojas y seudotallo, fue

asociado con la expresión de los genes LOG, en la región del meristemo apical del tallo,

donde residen las células madres. En Arabidopsis, el gen LOG4 se expresa en Capa L1

del meristemo vegetativo, que proporciona una fuente apical localizada de citoquinina.

Los genes LOG codifican enzimas que convierten las ribotides de citoquinina inactivas

libres a activas, proporcionando así un espacio localizado de fuente de citoquinina activa

en el meristemo vegetativo (Landrein et al., 2018). (Figuras 3-5 A-B).

A.

B.

Figura 3-5. Área foliar de plantas de banano variedad Williams en finca La Paz 1 (A), y en

la finca El Polo (B), en el periodo de evaluación, bajo cuatro tratamientos. Los resultados

se presentan como media ± error típico.

Resultados 29

Lo anterior indica que la aplicación de Trans Zeatina Ribósido, influyó de manera positiva

en el desarrollo de las plantas de Musa sp y no generó una disminución en la tasa de

crecimiento o deformaciones en las plantas estimuladas por los tratamientos en ninguna

de las variables medidas a lo largo del tiempo, acorde con investigaciones realizadas por

Albán (2014). Al analizar los resultados, solo por tratamiento, observamos que el

tratamiento que originó los mejores rendimientos promedios fue el 0,05 mg.L-1, al

compararlos con los otros tratamientos aplicados durante el experimento.

Lo anterior va acorde con lo reportado en la literatura sobre los efectos de aplicaciones

de citoquininas tendientes a aumentar la velocidad de crecimiento en la planta, para este

caso se vieron reflejadas en incremento de altura, aumento del diámetro del seudotallo,

incremento longitud y ancho foliar, al compararlo con el testigo (Cárdenas, 2006;

Adeyemi et al., 2014; Albán, 2014; Aspiazu 2014).

Con el resultado generado por esta investigación sobre el efecto de aplicaciones de

Trans Zeatina-Riboside, sobre el desarrollo vegetativo de las planta de Musa sp, abre el

abanico de posibilidades de su uso a nivel comercial para contrarrestar el efecto del

estrés causado por los factores abióticos y bióticos, que generan disminuciones en los

niveles de producción en las plantaciones.

3.2 Efecto de las características de suelos sobre variables del crecimiento de plantas

Se incluyó el análisis de esta variable en la planificación de la investigación con el

objetivo de dilucidar si el factor de las características del suelo puede inferir en el

resultado o acción de la trans Zeatina Riboside, sobre el desarrollo de la planta. Para

entender este factor se analizó el desarrollo de cada una de las variables medidas en el

tiempo y para identificar dónde se presenta la diferencia en los vectores de medias, se

realizó test t de Student para cada variable analizada.

3.2.1 Altura a la V.

Las mediciones de la variables altura a la V (datos no mostrados) por tipo de suelo,

generan como resultado: Plantas en el suelo de la finca La Paz 1 presentaron un



promedio en altura con 44,2 cm y las plantas sembradas en el suelo de la finca El Polo el

promedio fue de 43,8 cm durante las 13 semanas que duro el experimento en el campo,

presentaron diferencias significativas, esto indica que el tipo de suelo influyó en la

ganancia de altura. La influencia del estado nutricional de la planta incrementa la

actividad de los meristemos (Landrein, et al., 2018), es donde las condiciones naturales

del suelo como pH, capacidad de intercambio catiónico y niveles de elementos mayores y

menores influyeron de manera positiva o negativa en el desarrollo de la planta (Figura 3-

6).

Figura 3-6. Comparación de altura a la V de plantas de banano, en finca La Paz 1 y El

Polo, en el periodo de evaluación, bajo dos suelos. Los resultados se presentan como

media ± error típico.

3.2.2 Diámetro del seudotallo.

Al realizar una comparación de los promedios del diámetro del seudotallo (datos no

mostrados), tomados a lo largo del tiempo en las dos fincas, indican que en la finca La

Paz 1 fue de 4,38 cm y en la finca El Polo, fue de 4,35 cm. sin diferencias significativas

entre los suelos de las fincas. Los suelos no presentaron limitaciones físico-químicas

para el desarrollo de esta variable. (Figura 3-7).

Resultados 31

Figura 3-7. Comparación de diámetro del seudotallo de plantas de banano en finca La

Paz 1 y El Polo, en el periodo de evaluación, bajo dos suelos. Los resultados se

presentan como media ± error típico.

3.2.3 Longitud foliar.

Los promedios de longitud foliar (datos no mostrados), a lo largo del tiempo en finca La

Paz 1 fue 57,6 cm y en la finca El Polo de 61,2 cm en este caso si hay diferencias

significativas entre fincas y encontrándose el mejor promedio en la finca El Polo. Según

Opoku (2013), indica que la hormona giberelina, regula el crecimiento de meristemo

vegetativo ubicado en el cormo y a la vez estimula la emisión foliar en la planta de

banano y al incrementarse la emisión foliar se acorta el tiempo de la diferenciación floral.

Vargas (2014), encontró que en las plantas de banano hasta la emisión de la hoja 21, el

meristemo continúa en fase vegetativa y a partir de esta se genera una reducción

paulatina en el porcentaje de plantas que continúan en fase vegetativa; la transición de

vegetativo se inicia en la hoja 22 con el 60% hasta llegar a la hoja 27 con el 100% del

cambio a meristemo reproductivo dentro del seudotallo, y las primeras emergencias de

las inflorescencias se observaron en las primeras plantas en la hoja 30 dentro de la

población estudio. En otra investigación (Bar y Ori, 2014), encontraron que aparte de la

giberelina, existe una interacción entre auxinas y citoquininas para el inicio del desarrollo

de la hoja, el cual implica un equilibrio entre estas, la cual no fue alterada por las



aplicaciones de citoquininas comprobado por la continua emisión foliar y con la filotaxia

en espiral propia de la especie, no se vio alterada en longitud y ancho. (Figura 3-8)

Figura 3-8. Comparación de longitud foliar en plantas de banano en finca La Paz 1 y El



3.2.4 Ancho foliar.

El promedio de ancho foliar (datos no mostrados) a lo largo del tiempo en la finca La Paz

1 fue 28,2 cm y en la finca El Polo fue de 29,4 cm. generándose diferencias entre las

fincas y el mejor resultado se dio en la finca El Polo; Las hojas se originan en la parte

superior del cormo, la formación de la hoja se realiza en el interior del seudotallo

(Martínez, 2006). Las hojas son las encargadas de realizar la fotosíntesis en las plantas y

tienen una fase de desarrollo sigmoidea, siendo lento en la fase logarítmica hasta los 116

días, presentando después de la diferenciación floral un incremento drástico, la planta

había formado todas las hojas pero no las ha emitido con la fase de la

diferenciación.(Martínez, 2006).

Resultados 33

El desarrollo de las hojas fue constante en la 13 semanas, lo cual indica que las

aplicaciones generaron un efecto positivo evidenciado en la continuidad del ciclo

fenológico de las Musáceas (Meier, 2001) (Figura 3-9).

Figura 3-9. Comparación de ancho foliar de plantas de banano en finca La Paz 1 y El



3.2.5 Área foliar.

Al analizar los resultados de esta variable (datos no mostrados) a lo largo del tiempo, se

observa que el promedio de la finca La Paz 1 fue de 1431 cm2 y en la finca El Polo fue de

1573 cm2. Para esta variable se observa diferencias entre los suelos, y es el producto de

largo foliar y ancho foliar, la cual es importante para la actividad fotosintética de la planta;

un área foliar grande va a producir más foto asimilados necesarios para la formación de

la inflorescencia y posterior llenado del racimo, cuya tasa de acumulación de materia

seca, está relacionada con la cantidad y calidad de hojas funcionales de la planta de

banano y la información genética de la variedad, los cuales tienen gran influencia sobre

la velocidad de crecimiento, el tamaño y la forma final del fruto (Martínez, 2006). (Figura

3-10).

Las hojas más grandes emergen antes de la emisión de la bacota, con lo cual se

garantiza que el proceso de desarrollo y llenado del racimo se realice con la suficiente



área fotosintética activa para el llenado del racimo. Hay que garantizar que el área foliar

sea suficiente durante la fase vegetativa para garantizar la acumulación suficientes de

foto asimilados, para soportar la fase de desarrollo de la planta.

Figura 3-10. Comparación de área foliar de plantas de banano, en finca La Paz 1 y El



3.3 Análisis histológico de meristemos.

En la semana cuatro de establecidas las plantas en campo y hasta la semana trece se

realizaron los muestreos destructivos de una planta escogida al azar para cada

tratamiento por finca. El producto de la extracción de meristemos fueron las placas con

tejidos meristematicos que permitieron visualizar el cambio morfológico del meristemo

vegetativo a reproductivo. A continuación se presentan las fotografías de diferentes

cortes de tejido meristematico (fotografía 3-1 a 3-7).

Se observa el desarrollo de los haces vasculares, xilema, floema, con hoja en primordio y

posible meristemo con actividad de división celular. Esta fotografía corresponde a la

muestra tomada en la finca La Paz 1 y del tratamiento 0,45 mg.L-1, en semana cuatro

después de sembrada y con tres de seis aplicaciones programadas del respectivo

tratamiento (fotografía 3-1). Lo anterior, concuerda con las observaciones de

Resultados 35

Kwiatkowska (2008), en la cual indica que durante el cambio de meristemo vegetativo a

reproductivo, se observan cambios en células con aumento en la división mitótica y con

crecimiento determinado, acompañado de una reorganización simplástica entre las

células meristemáticas, para transformarse al final en primordio floral.

Fotografía 3-1: Corte de tejido meristemático de plantas de banano variedad Williams

corresponde a la semana cuatro después de la siembra, para el tratamiento 0,45 mg.L-1

de trans Zeatina Ribósido, de la finca La Paz 1. 4X.

En la fotografía 3-2, se observa en el corte del meristemo el tratamiento de 0,05 mg.L-1,

en la finca El Polo, el tejido del xilema, floema y alrededor y tejido parenquimático

definidos. En esta fecha se habían realizado tres aplicaciones en campo de cada uno de

los tratamientos. Indica el cambio del meristemo vegetativo a reproductivo inició,

observando de manera marcada en la zona central del meristemo por la elevada

actividad mitótica, lo que origina una mayor cantidad de células debajo de esta zona

(Kwiatkowska, 2008), concuerda con lo experimentado en Arabidopsis, en el cual



realizaron un injerto y demostraron que la señal del precursor Trans Zeatina Ribósido,

transportándose desde la raíz a través del xilema, influye en el cambio de meristemo

vegetativo a reproductivo (Landrein et al., 2018). Es importante mencionar que las

citoquininas promueven la proliferación de células madres, controlando el tamaño del

meristemo y la velocidad de la organogénesis del brote, influenciado por el estado

nutricional de la planta, la cual ejerce un efecto positivo en el desarrollo del meristemo,

que tiene los elementos necesarios para desarrollar su actividad de mantenimiento de la

actividad homeostática de las células madres (Landrein et al., 2018).

Fotografía 3-2: Corte de tejido meristematico de plantas de banano variedad Williams,

corresponde a la semana cinco después de la siembra para el tratamiento 0,05 mg.L-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca El Polo. 10X.

Resultados 37

En la finca El Polo con el tratamiento 0,45 mg.L-1 de citoquinina, se observa tejido de

parénquima, xilema, floema con células corpus en desarrollo a puntos de una

diferenciación celular. En esta fecha se habían realizado tres aplicaciones en campo de

cada uno de los tratamientos ilustrado en la fotografía 3-3. El otro cambio se identifica por

la disminución del tamaño de las células y el incremento, en lugar del núcleo central

activo y como una consecuencia del crecimiento simplastico. Se produce una restricción

de las divisiones periclineales, hasta la formación del órgano estrictamente generativo.

En las células mitóticas, se forman más de 30 capas la cual se extiende sobre toda la

superficie del meristemo de la inflorescencia (Kwiatkowska, 2008).

Fotografía 3-3: Corte de tejido meristemático de plantas de banano variedad Williams,

corresponde a la semana seis después de la siembra para el tratamiento 0,45 mg.L-1 de


Se evidencia desarrollo del primordio floral en la semana 7 de haberse sembrado en

campo, al igual que el desarrollo del xilema y floema. En esta fecha se habían realizado

cuatro aplicaciones en campo de cada uno de los tratamientos que se ilustra en la

fotografía 3-4. Se observan células de origen mitótico con un nucleó pequeño activo y



compuesto de vacuolas. Para el cambio del meristemo a reproductivo se dan procesos

químicos y morfológicos para la formación del primordio, como son: tasa de crecimiento,

división del plano, superficies micro estructural y extensibilidad de la superficie.

Otros cambios se relacionan con la propiedad de las paredes celulares (presión

osmótica, estructura de la pared celular y elasticidad). Se continúan cambios

geométricos, que dependen de la absorción de agua, así como cambios mecánicos en la

tensión de la pared celular del meristemo debido al crecimiento diferencial, con una

tendencia a un crecimiento periclineal (Kwiatkowska, 2008).


corresponde a la semana ocho después de la siembra para el tratamiento 0,25 mg.L-1 de


Se observa el desarrollo del meristemo floral, lo que indica cambio del meristemo

vegetativo a reproductivo. En esta fecha se habían realizado 5 aplicaciones en campo de

cada uno de los tratamientos que se ilustra en la fotografía 3-5. Para este caso se

Resultados 39

observa un desarrollo determinado con zona central con divisiones mitóticas más

rápidas, lo que origina la inflorescencia. (Kwiatkowska, 2008).


corresponde a la semana ocho después de la siembra para el tratamiento 0,45 mg.L-1 de


Se observa meristemo vegetativo con actividad celular, esta foto corresponde al

tratamiento 0,0 mg.L-1 y 0,05 mg.L-1 de citoquinina, lo que indica que a la semana 9 y 10

respectivamente, en las plantas no se ha generado el desarrollo del meristemo floral, se

ilustra en la fotografía 3-6 y 3-7 respectivamente. En esta fecha se habían realizado 5

aplicaciones en campo de cada uno de los tratamientos.




corresponde a la semana nueve después de la siembra, para el tratamiento 0,00 mg.L-1

de la finca La Paz 1. 10X.


corresponde a la semana diez después de la siembra para el tratamiento 0,05 mg.L-1 de

trans Zeatina Ribósido, de la finca La Paz 1. 10X.

4. Conclusiones y recomendaciones.

4.1 Conclusiones.

Dosis bajas de Trans Zeatina Riboside, tal como 0,05 mg.L-1, generó los mejores

resultados en las variables Longitud foliar, ancho foliar, área foliar en la finca El Polo.

Los cortes realizados a los meristemos provenientes de las plantas asperjadas con los

tratamientos 0,05 mg.L-1 de citoquinina indicaron que se generó el cambio de meristemo

vegetativo a reproductivo en la semana cuatro después de siembra y con tres

aplicaciones del tratamiento en la finca El Polo y en la finca La Paz 1 en el tratamiento

0,45 mg.L-1 de citoquinina en la semana 4 después de siembra.

El suelo tubo efecto sobre algunas variables pero sobre otras no, siendo la finca El Polo

la que presenta valores medios estadísticamente mayores que los registrados en la finca

La Paz 1. A poyada esta conclusión en las características fisicoquímica diferentes entre

los suelos de la finca La Paz 1 y El Polo.

4.2 Recomendaciones.

En próximas investigaciones se debe considerar la aplicación de dosis menores a 0,05

mg.L-1 de Trans-Zeatina Ribósido.

Trabajar con espacios entre aplicaciones de tratamientos hormonales con periodo de

tiempo más cortos, como por ejemplo cada cuatro días.

Plantear la investigación en campo incluyendo como factor los periodos secos y periodos

lluviosos para comparar los resultados.



Evaluar los tratamientos hasta la etapa de cosecha, con el objetivo de analizar la

productividad alcanzada con la aplicación de los tratamientos propuestos.

A. Resultados de análisis de suelos fincas La Paz 1 y El Polo.

FECHA: 13-08-2014 LA PAZ 1 EL POLO

ELEMENTOAZUFRE 1,7 9,1 mg/KgBASE DE CAMBIO 16,9 9,36 meq/100 gCALCIO DISPONOBLE 2663 1624 mg/KgDISTRIBUCION DE CALCIO DISPONIBLE 72,4 76,7 %DISTRIBUCION DE MAGNESIO DISPONIBLE 23,7 18,8 %DISTRIBUCION DE POTASIO DISPONIBLE 1,66 1,21 %DISTRIBUCION DE SODIO DISPONIBLE 2,3 3,33 %RELACION (Ca+Mg)/K DISPONIBLE 57,9 7,87RELACION Ca+Mg DISPONIBLE 3,06 4,09RELACION Mg/K DISPONIBLE 14,3 15,5SUMA DE BASES DISPONIBLES 18,4 10,6 meq/100 g

ARENA 15 55 %

ARCILLA 30 10 %

LIMO 55 35 %

GRANULOMETRIA

FRANCO ARCILLO LIMOSA

FRANCO ARENOSA

%

PH 5,77 7,67CONDUCTIVIDAD ELECTRICA 150 150 μS/cm a 25ºC

MATERIA ORGANICA 2,5 1,62 %CALIZA ACTIVA < 0,50 < 0,50 % CaCO3NITROGENO DUMAS 1320 770 mg/KgRELACION C/N 11 12,2FOSFORO DISPONIBLE Olsen Bray Kurtz 21,9 13,3 mg/Kg

CALCIO DISPONOBLE 13,3 8,12 meq/100 g

MAGNESIO DISPONIBLE 4,35 1,99 meq/100 g

POSTASIO DISPONIBLE 0,3 0,13 meq/100 g

SODIO DISPONIBLE 0,42 0,35 meq/100 gCALCIO DE CAMBIO 12,5 7,38 meq/100 gSATURACION DE CALCIO 73,6 78,7 %MAGNESIO DE CAMBIO 4,08 1,8 meq/100 gSATURACION DE MAGNESIO 24 19,3 %POSTASIO DE CAMBIO 0,29 0,12 meq/100 gSATUTACION DE POTASIO 1,68 1,25 %SODIO CAMBIO 0,08 0,06 meq/100 gSATURACION DE SODIO 0,47 0,68 %ALUMINIO DE CAMBIO 0,0438 0,0067 meq/100 gACIDEZ INTERCAMBIABLE KCl < 0,50 < 0,50 meq/100 gSUMA DE CATIONES DE CAMBIO 16,9 9,36 meq/100 gCAPACIDAD DE INTERCAMBIO CATIONICO EFECTIVA 17 9,37 meq/100 g

BORO 4,3 1,2 mg/KgHIERRO (DPTA) 51,2 7,57 mg/KgMANGANESO (DPTA) 21,1 7,71 mg/KgZINC (DPTA) 1,37 < 0,50 mg/KgCOBRE (DPTA) 20,1 10,5 mg/Kg

CO

MPL

EJO

DE

CAM

BIO

MIC

RO

N

UTR

IEN

TES

RESULTADOUNIDAD

PRO

PIED

ADES

FI

SIC

AS

GR

ANU

LOM

ETR

ICA

PAR

AMET

RO

BASE

S D

ISPO

NIB

LES

FER

TILI

DAD

RESULTADOS DE ANALISIS DE SUELOS FINCA LA PAZ 1 Y EL POLO

B. Anexo: Certificado de análisis de Trans Zeatina-Riboside.

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LUIS GREGORIO SCHILLER FONTALVO