MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE … Didactico/biologia... · interesante como es el de los hongos, el Reino Fungi. Finalmente, la práctica 11 involucra el trabajo con organismos

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

UNIDAD PROFESIONAL

INTERDISCIPLINARIA DE BIOTECNOLOGÍA

ACADEMIA DE BIOLOGÍA - ECOLOGÍA

MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE

BIOLOGÍA DE EUCARIOTES

Primera edición: 2007

Revisión y Actualización:

Febrero 2013

Profesores:

Maira Jiménez Ríos

Oyuky Ishida Pinzón

Carlos Antonio Montes

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_______________________________________________________________________________________________________ Manual de Prácticas de Laboratorio de Biología de Eucariotes

UPIBI – IPN _______________________________________________________________________________________________________

PRÓLOGO

El presente Manual reúne un grupo de actividades de laboratorio que buscan ilustrar sólo algunos de los comportamientos más sobresalientes de la biología de las células eucariotas.

Las prácticas de laboratorio están planeadas para que el estudiante trabaje sobre el desarrollo de habilidades como la observación, la manipulación de objetos e instrumentos, el ordenamiento y el análisis de datos, la discusión de la información y la integración de las experiencias adquiridas a lo largo de una o varias prácticas y sesiones. Este Manual consta de once prácticas las cuales fueron diseñadas asumiendo que hay alumnos que no están familiarizados con el tipo de material, técnicas e instrumentos que se utiliza en ellas.

Existe una adecuada correspondencia entre el contenido del presente Manual con respecto al de la parte teórica de la asignatura, lo que permite encontrar una mejor comprensión de las observaciones generadas por el desarrollo de cada una de las prácticas.

La práctica 1 trata sobre el Método Científico, ya que su entendimiento y aplicación resulta de suma importancia en el planteamiento de hipótesis y el diseño de experimentos en el área científica. La práctica 2, aborda la revisión del manejo del instrumento emblemático de la Biología, el microscopio, sobre el cual recae la responsabilidad de gran parte del conocimiento celular actual. En las prácticas 3 y 4 se hace una revisión general comparativa de las características detectadas con el microscopio compuesto de los tejidos y las células de animales y vegetales, respectivamente. Las prácticas 5, 6 y 7 se refieren a algunos aspectos de la dinámica funcional de la célula. En la 5, se evidencia una de las principales funciones de la membrana plasmática de las células en su relación con el entorno. En las prácticas 6 y 7 se ponen en relieve las funciones catabólicas y anabólicas, respectivamente.

La práctica número 8 lleva al alumno a conocer las técnicas de separación del ácido desoxirribonucleico (ADN) y a aplicar una de carácter netamente “casero”. Asimismo se da a conocer una de las técnicas con las que se pueden estudiar estas macromoléculas, nos referimos a la electroforésis. En la práctica 9 se identifica la forma en que se dividen las células somáticas y la importantísima transferencia de la información genética de las mismas hacia las células hijas, observándose las distintas etapas del ciclo celular y, particularmente, las fases de la mitosis en células vegetales.

La práctica 10 conduce al alumno a la identificación y comparación de estructuras reproductoras de un reino interesante como es el de los hongos, el Reino Fungi. Finalmente, la práctica 11 involucra el trabajo con organismos unicelulares y coloniales tan diversos como son las algas y los protozoarios, ambos representantes del Reino Protoctista.

Esperamos que este conjunto de actividades, genere en los alumnos experiencias de aprendizaje tan significativas que coadyuven a incrementar sus conocimientos y cumplan sus expectativas al cursar esta asignatura.

Í N D I C E

ORGANIZACIÓN Y REGLAMENTO DE LABORATORIO .......................................... i

Práctica N° 1. Método Científico ............................................................................... 1

Práctica N° 2. Microscopía ........................................................................................ 5

Práctica N° 3. Observación de células y tejidos animales ................................... 10

Práctica N° 4. Observación de células y tejidos vegetales .................................. 13

Práctica N° 5. Transporte a través de la membrana ............................................. 17

Práctica N° 6. Fermentación ................................................................................... 22

Práctica N° 7. Fotosíntesis...................................................................................... 27

Práctica N° 8. Obtención de ADN ........................................................................... 33

Práctica N° 9. Mitosis en meristemo de cebolla .................................................... 37

Práctica N° 10. Observación de Hongos ............................................................... 41

Práctica N° 11. Observación de Algas y Protozoarios ......................................... 46

Manual de Prácticas de Laboratorio de Biología de Eucariotes UPIBI-IPN

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REGLAMENTO DE LABORATORIO

Uno de los objetivos del trabajo de laboratorio es que, a través de los experimentos y procedimientos

aplicados, se adquieran habilidades y destrezas en el manejo de técnicas, datos, equipos, instrumentos de

laboratorio y la aplicación de los conocimientos adquiridos en la parte teórica de dicha materia.

El trabajo en el laboratorio requiere disciplina y orden, además es necesario que se lea cuidadosamente

cada una de las prácticas antes de cada sesión. Durante el desarrollo de las mismas, se debe poner

atención a las instrucciones del (la) profesor(a), ya que de esto depende la obtención de buenos resultados.

Las normas de seguridad y disciplina que se deben seguir son las siguientes:

1. Al ingresar al laboratorio, el(la) alumno(a) deberá traer puesta la bata limpia, debidamente abotonada, y

colocar sus pertenencias en el estante destinado para tal fin.

2. La asistencia con puntualidad al laboratorio es imprescindible, no habrá retardos y tendrá falta quien no

llegue a la hora establecida, se darán diez minutos de tolerancia. La lista de asistencia se pasará 15

minutos después de haber iniciado la sesión.

3. En caso de llegar después de la hora de tolerancia, ya no se permitirá la entrada y se considerará como

inasistencia.

4. Las faltas al laboratorio se calificarán con cero en la parte correspondiente a la parte práctica. Éstas se

justificarán a criterio de los profesores de laboratorio, mediante los comprobantes que presente el (la)

alumno(a). Para la evaluación sólo se tomará en cuenta la calificación del reporte de la práctica y, si

procede, de la discusión de la misma.

5. En el laboratorio es necesario el comportamiento adecuado para evitar accidentes, por lo tanto no está

permitido correr, jugar, empujarse, gritar, etc. Tampoco está permitido hacer uso de aparatos de audio

y/o teléfono móvil durante la clase.

6. Por razones de seguridad, queda estrictamente prohibido comer o fumar, masticar chicle y el consumo

de todo tipo de bebidas dentro del laboratorio.

7. Durante la sesión de laboratorio, queda prohibida la entrada a personas ajenas al grupo. De igual forma,

se prohíbe cualquier interrupción durante la misma.


- ii -

8. Se debe tener cuidado con el manejo de sustancias y organismos, por lo tanto, es necesario tomar las

debidas precauciones, asegurándose de lavarse las manos al inicio y al final de la sesión de

laboratorio.

9. El(la) alumno(a) deberá llenar un vale por el material y equipo de laboratorio que se requiere para la

elaboración de la práctica, revisando que dicho material y equipo esté en buen estado, en caso

contrario, deberá reportarlo a cualquiera de los profesores, al momento de entregar el vale con su

credencial.

10. Al iniciar y finalizar la práctica deberá limpiar su mesa de laboratorio con una franela.

11. Una vez terminada la práctica, el material y equipo utilizado durante su desarrollo, deberá entregarse

limpio y en buen estado.

12. El material y equipo roto o extraviado, deberá ser repuesto por la persona o equipo de personas

responsables de él, a más tardar dos semanas después de finalizar la práctica respectiva.

13. El (la) alumno(a) no deberá abandonar el laboratorio por ningún motivo, antes de que concluya la

práctica, a menos que el(la) profesor(a) lo autorice, en caso contrario se le cancelará su asistencia.

14. Ningún(a) alumno(a) podrá permanecer en el laboratorio después de concluida la sesión práctica.

15. La entrada de los (las) alumnos(alumnas) al laboratorio en horas que no correspondan a la sesión,

estará condicionada a la autorización y tiempo libre del (la) profesor(a) responsable de la práctica.

16. Es obligatorio el uso en cada sesión del Manual de Prácticas de Laboratorio (bitácora personal),

debidamente engargolado.

17. El registro de datos y observaciones de cada práctica deberá hacerse en el manual de prácticas, que

también cumple las funciones de bitácora personal.

18. El reporte de la práctica deberá hacerse en una libreta tamaño profesional destinada exclusivamente

para este fin. Deberá forrarse como le indiquen los profesores y contener dos etiquetas: una grande en

el ángulo superior derecho con el número de equipo y la otra en el ángulo inferior derecho con los

nombres de los integrantes del equipo, resaltando el del dueño de la libreta.

19. Para aprobar el curso de laboratorio se deberá cubrir al menos el 80% de asistencia, así como el 80%

de las prácticas aprobadas, obteniendo un promedio mínimo de 6.

20. El laboratorio representará el 30% de la calificación global de la asignatura.


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MATERIAL DE LABORATORIO

1) El material que será utilizado de manera individual en cada sesión de laboratorio es el siguiente:

Bata blanca, limpia y con botones, un trozo de franela, marcador indeleble, manual de prácticas

engargolado, hoja de control para el laboratorio con fotografía infantil de frente y reciente (entregada a

más tardar en la segunda sesión).

2) Cada equipo deberá traer: Papel higiénico, masking tape, cerillos, dos agujas de disección, 1 caja de

cubreobjetos y 1 caja de portaobjetos, 2 pinzas de punta roma, 250 g de azúcar, una jeringa estéril de 5

mL, 1 cutter o navaja con un solo filo, jabón líquido para manos y un sobre de levadura en polvo.

3) De igual forma deberán traer por grupo: Un candado, un block de papel seda, detergente lavatrastos y

una tira de Colodión. NOTA: CADA EQUIPO DEBERÁ TENER UNA COPIA DE LA LLAVE Y DEBE A

SU VEZ DEJAR UNA EN EL LABORATORIO.

INSTRUCCIONES GENERALES DE USO DE LA BITÁCORA

1) En la bitácora personal él (la) alumno(a) completará la introducción, establecerá los objetivos específicos

y realizará un diagrama de bloques del procedimiento de cada práctica que se vaya a realizar, así como

la bibliografía consultada, con el propósito de conocer los elementos teóricos y las instrucciones para el

desarrollo experimental. En caso de duda, consultará al (la) profesor(a) responsable de ella.

2) El (la) alumno(a) realizará, bajo la guía del (la) profesor(a), el desarrollo experimental de cada práctica,

siguiendo el procedimiento indicado en el manual y anotará todos los detalles, modificaciones al

procedimiento, observaciones y resultados en su bitácora personal.

3) Al concluir el desarrollo experimental, resolverá los puntos marcados en su Manual, en los rubros de

resultados, análisis de resultados, discusión y conclusiones, consultando para ello diferente bibliografía.

4) El análisis de resultados no sustituye a la discusión, en caso de que se le solicite resolver un

cuestionario, éste tampoco sustituye a la discusión.


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EVALUACIÓN

La evaluación final de cada práctica desarrollada se hará basándose en 3 aspectos (se muestran los valores

de cada uno de ellos inmediatamente):

Trabajo en el laboratorio ........................................................................................ 4.0 puntos

Diagrama de bloques y Bitácora ........................................................................... 2.0 puntos

Informe de la práctica ............................................................................................. 4.0 puntos

A continuación se desarrolla cada uno de los aspectos a calificar.

Para la evaluación del trabajo en el laboratorio, se considerarán los siguientes aspectos:

Material individual y por equipo ............................................................................ 1 punto

Participación y desempeño de las actividades (conocimiento de la práctica a realizar y

muestra en caso de habérsela solicitado) ............................................................ 1 punto

Organización y orden (respeto al Reglamento de este Laboratorio) ................. 1 punto

Limpieza……………………………………………………………………………………...1 punto

Al finalizar cada práctica se deberá elaborar un informe escrito, de manera individual, que deberá contener

las siguientes secciones y cuyo valor en puntos se indica enseguida:

Objetivos y Bibliografía……………………………………………………………….0.5 puntos

Resultados… ......................................................................................................... 1 punto

Análisis de Resultados y Discusión.................................................................... 1.5 puntos

Conclusiones ....................................................................................................... 1 punto

El informe escrito de la práctica será entregado al (la) profesor(a) responsable de la misma, una semana

después de concluida la sesión o sesiones correspondientes, o bien, una semana después de la discusión.

El (la) profesor(a) responsable de cada práctica revisará que todos los integrantes de cada equipo, cuenten

con el informe escrito de la práctica. El (la) profesor(a) seleccionará una bitácora para calificar a todos los

integrantes del equipo.


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PRÁCTICA 1

MÉTODO CIENTÍFICO

1. INTRODUCCIÓN

La ciencia contiene un cuerpo de conocimientos e involucra un proceso que los cuestiona y que además genera nuevos conocimientos, ya sea para satisfacción intelectual o con el fin práctico de transformar nuestra realidad, lo cual se efectúa a través de un consenso de experiencias enunciadas en lenguaje preciso y disponible a la discusión pública. También involucra metodologías surgidas de la experiencia, las cuales, al igual que el conocimiento científico, están permanentemente en discusión en cuanto a su efectividad y secuencia, predominando el criterio de que el mejor método es aquel que se practica y no el que se mantiene en el terreno teórico. Generalmente se habla de un método científico, lo cual es incorrecto, ya que en este caso son importantes tanto los resultados como la práctica en sí y el método que se utiliza está más en la experiencia del investigador o en la complejidad y avance del área de conocimiento, o incluso en los requisitos que nos establecen los limitantes de una investigación. El método científico incluye una secuencia lógica de pasos, que nos son útiles en la resolución de un problema y abarca los siguientes puntos (complete las definiciones que sean necesarias):

Observación.__________________________________________________________________________

_____________________________________________________________________________________

Problema. Identificación de una situación conflictiva que no se puede resolver automáticamente, sino que requiere de una metodología. Involucra el reconocimiento del marco teórico.

Hipótesis._____________________________________________________________________________

_____________________________________________________________________________________

Ley. Una o más hipótesis comprobadas que muestran la generalidad de un aspecto de la realidad.

Teoría.________________________________________________________________________________

_____________________________________________________________________________________

Es importante aclarar que estos pasos no son una serie de reglas infalibles e inflexibles que solucionan un problema. Las investigaciones científicas, dependiendo de sus objetivos, tratarán los primeros tres o todos los puntos del método. A fin de cuentas, la metodología de la investigación científica, así como la presentación de un trabajo científico, permite sistematizar la obtención y reporte de conocimientos, para poder optimizar los recursos con los que contamos y lograr una mejor comunicación.


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Hay que aclarar que el método científico, no es infalible ni obligado, es conveniente, busca minimizar errores, dar guías generales de procedimientos. Por otro lado el método, también es una continua confrontación dialéctica de hecho-teoría, empirismo-racionalismo, objetividad-subjetividad, determinismo-indeterminismo, esencia-contingencia, inducción-deducción, individual-grupal, análisis-síntesis, reduccionismo-expansionismo, concreto-abstracto, racional-irracional. El valor de una hipótesis reside en la capacidad para establecer relaciones entre los hechos, y de esa manera permite explicarnos por qué se producen, para explicar fenómenos o nuestro fenómeno estudiado. La hipótesis tiene como funciones: La generalización de experiencias; el desencadenamiento de inferencias; dar una guía de investigación y; ayuda a dar interpretaciones de los hechos y fenómenos. Por último, como un aspecto formal importante de marcar: Las hipótesis se rechazan (lo que implica que nuestra predicción pudiese tener una variable aún no considerada) o NO se rechazan. Bajo la concepción de Bunge, la teoría pretende explicar un sector de nuestra realidad, lo que involucra que sea permisible incluir en su contenido el planteamiento de problemas, hipótesis y diversos conjuntos de leyes. Las teorías, por otro lado, tienen un carácter predictivo en relación a la universalidad de su planteamiento, de tal forma que permite previsiones y generalizaciones, cuyo valor utilitario va desde ser fundamentos de contrastación, guías de acción e incluso anticipación de nuevos conocimientos. En el caso de la Biología, se debe tomar muy en cuenta que diversos problemas son de forma multivariada, es decir, se consideran numerosas variables, aspecto contrastante a lo que se presenta en las ciencias físicas o químicas, en donde la gran mayoría de los problemas que estudian, involucran proporcionalmente muy pocas variables. Si se contabiliza la cantidad de teorías que se utilizan en las diversas ciencias naturales y en las ciencias exactas, se vuelve evidente que existe un mayor número de teorías en la física, seguido de la química y, en cambio, en la biología son muy pocas. En la biología sobresalen dos teorías, por ser las primeras en establecerse y fundamentarse formalmente, la Teoría Celular y la de la Evolución, aunque en los últimos años, han venido surgiendo nuevas teorías en la Biología, particularmente con el advenimiento de las tecnologías moleculares de investigación, como es el caso de la Teoría Genética.

En la Teoría Celular, se considera como base que la célula es la unidad biológica fundamental, indivisible, anatómica y fisiológicamente. Las actividades de los organismos pluricelulares, son las resultantes de todas y cada una de las células que lo constituyen.


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En el caso de la Teoría de la Evolución, que actualmente cuenta con diversas corrientes de interpretación, inicia su planteamiento formal con el reconocimiento de que los diferentes organismos tienen, a lo largo del tiempo, diversos cambios que les permiten una mejor adaptación y adecuación a su ambiente biótico, abiótico y la interacción entre éstos, involucrándose la presencia de fenómenos que la producen, como es la selección natural. En Biología, las teorías involucran diversos problemas, hipótesis y leyes, que relacionan hechos que parecían aislados, además éstas cuentan con la capacidad de crecer en relación a hechos adicionales, generando aplicaciones prácticas, que predicen nuevos hechos y permiten fundamentar nuevas relaciones entre fenómenos. 2. OBJETIVO El alumno comprende y aplica los pasos del Método Científico en el desarrollo de la práctica o investigación. 3. MATERIAL POR EQUIPO El señalado por el o la docente encargado de la práctica. 4. PROCEDIMIENTO Se indica en el momento de realizar la práctica. 5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES De acuerdo a los experimentos o proyectos realizados, se anotan los datos obtenidos en la bitácora. Deberá incluir esquemas, gráficas y cálculos, omitiendo la utilización de fotografías. (TODOS LOS ESQUEMAS O DIBUJOS SE REALIZAN A COLOR). 6. ANÁLISIS DE RESULTADOS Previa revisión del punto anterior, se hará un análisis minucioso de los resultados teniendo como antecedentes los conceptos teóricos; lo cual implica: proponer, cambiar o aceptar la hipótesis planteada, justificando adecuadamente las propuestas.


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7. CONCLUSIONES Se establece(n) resolución(es) que se ha(n) tomado sobre una materia después de haberla ventilado. Las resoluciones a verificar son las Hipótesis Científicas planteadas. 8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFÍA SUGERIDA, NO LIMITATIVA Baker, J. J. W. y G. E. Allen. 1970. Biología e investigación científica. F.C.E. México. Bunge, M. 1972. La investigación científica. Ed. Aries. España. Bunge M. 1973. La ciencia, su método y su filosofía. Ed. Siglo XX. Argentina. DeGortari, E. 1979. El método de las ciencias. Ed. Grijalbo. México.

8.2. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

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PRÁCTICA 2

MICROSCOPÍA

1. INTRODUCCIÓN

Con la construcción de los primeros microscopios los naturalistas formaron, por primera vez, dos grandes grupos de seres vivos: El de los macroscópicos y el de los microscópicos. Al emplear el microscopio compuesto se cultivó el pensamiento científico para construir la “Teoría Celular” y con ésta explicar parte de la naturaleza de la materia viva. Pudieron iniciarse y desarrollarse varias ramas importantes de la Biología, las principales fueron la Histología, la Microbiología y la Biología Celular. La función básica del microscopio es permitir observar una imagen considerablemente aumentada de organismos, algunas partes específicas de éstos, de las células y las estructuras celulares. Un microscopio se denomina compuesto debido a que emplea dos lentes o más para amplificar y obtener una imagen del objeto de estudio. En cambio, a un microscopio que emplea sólo una lente se le considera simple, tal es el caso de la lupa. Los microscopios compuestos que funcionan empleando luz poseen, en general, tres sistemas: El Mecánico, el Óptico y el de Iluminación. A continuación complemente las partes que conforman cada sistema, así como las funciones de las mismas: Sistema Mecánico:

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Sistema Óptico

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Sistema de Iluminación

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La iluminación de las muestras es determinante para su correcta observación, posterior análisis e impresión permanente (microfotografía).


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Describe la iluminación Köhler, así como los pasos para realizarla:

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1.1. Cálculo de aumentos o amplificación

Aumento Total = (Aumento del Objetivo) X (Aumento del Ocular)

Ejemplo: (10X) * (10X) = 100X

Así se tiene que con un ocular de 10X, según los objetivos utilizados, los aumentos son los indicados en la Tabla 1.

Tabla 1. Cálculo de los aumentos o amplificaciones

Objetivo Ocular Aumento Total

Seco Débil (SD) 10X 10X 100X

Seco Fuerte (SF) 40X 10X 400X

Inmersión 100X 10X 1000X

1.2. Microscopio Estereoscópico

También conocido como Microscopio de Disección o de Epiiluminación, debido a que la iluminación se puede hacer directamente sobre el objeto que se observa. Este microscopio es usado en Biología para observar directamente disecciones y piezas biológicas grandes de las que se obtienen imágenes en tercera dimensión. Partes del Microscopio Estereoscópico: Consta de un sistema mecánico y un sistema óptico. Describe las partes y función de cada uno de los sistemas.

a) Sistema Mecánico:

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b) Sistema Óptico:

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2. OBJETIVOS

2.1. Aprender el cuidado y uso adecuado de los microscopios compuesto y estereoscópico, para la

observación de material biológico. 2.2. Identificar las partes de los microscopios compuesto y estereoscópico. 2.3. Realizar la iluminación de Köhler para iluminar las preparaciones adecuadamente. 2.4. Seguir la secuencia de pasos para obtener un óptimo enfoque visual. 2.5. Observar y esquematizar preparaciones fijas y temporales de material biológico. 2.6. Realizar la limpieza y cuidados correctos del microscopio, antes y después de usarlo.

3. MATERIAL POR EQUIPO

No. Material o Equipo Cantidad

(pza) No. Material o Equipo

Cantidad (pza)

1 Microscopio compuesto 1 8 Microscopio estereoscópico 1

2 Portaobjetos 10 9 Frasco de aceite de inmersión 1

3 Cubreobjetos 10 10 Torundas en alcohol 3

4 Caja de Petri 1 11 Franela o manta de cielo (15 x 15 cm) 1

5 Agujas de disección 4 12 Preparaciones fijas (tejido animal y vegetal) 4

6 Block de papel seda 1 13 Insectos, agua de charco, hojas 2

7 Navaja con un solo filo 2

4. PROCEDIMIENTO

Siempre atiende las indicaciones del (la) docente.

SESIÓN I. Iluminación de Köhler

4.1. Al recibir el microscopio compuesto revisar que esté completo y proceder a limpiar los sistemas mecánico y de iluminación con la franela.

4.2. Efectuar la identificación de los componentes de los tres sistemas, con la ayuda del docente. 4.3. Realizar la Técnica de Köhler para la correcta iluminación del campo visual.


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SESIÓN II. Observación de Preparaciones

4.4. Observar cada una de las preparaciones proporcionadas a Seco Débil (S.D. o 10X), a Seco Fuerte (S.F. o 40X) y con el objetivo de Inmersión (100X), haciendo uso del aceite de inmersión.

4.5. Realizar esquemas de las observaciones, y con la ayuda del(a) docente identificar las estructuras celulares.

4.6. Al concluir el trabajo, limpiar correctamente el microscopio y entregarlo con cuidado al técnico docente del laboratorio.

Para trabajar con el microscopio estereoscópico realiza lo siguiente:

4.7. Identificar las partes del microscopio estereoscópico. 4.8. Observar ejemplares como hojas, flores, insectos, arañas o cualquier otro organismo que te sea

proporcionado, siguiendo los pasos que se describen a continuación:

i. Ajustar los oculares a la distancia que hay entre tus ojos. ii. Colocar cada ejemplar en el interior de una caja de Petri, centrarlo sobre la platina y

hacer incidir la luz de la lámpara sobre él. iii. Acercar el objetivo al ejemplar por observar, luego subirlo poco a poco, por medio del

tornillo de enfoque, hasta obtener la imagen tridimensional precisa. iv. Iluminar el organismo desde diferentes direcciones, y realizar los esquemas

correspondientes.

5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES

5.1. Construir un cuadro sinóptico anotando los componentes y sus funciones, de los sistemas mecánico, óptico y de iluminación de cada uno de los microscopios empleados en la práctica.

5.2. Realizar en cuadros como los siguientes, los dibujos de los organismos y de las estructuras celulares observadas, anotando sus nombres. Las imágenes digitalizadas (fotografías) NO SON ACEPTADAS en los informes.

Microscopio Compuesto S.D. (10X) S.F. (40X) Inmersión (100X)

(Nombre de la muestra)

Microscopio Estereoscópico MAGEN

(Nombre de la muestra)


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6. ANÁLISIS DE RESULTADOS

6.1. Desde el punto de vista óptico, ¿qué tipo de imagen es la que se percibe a través del microscopio compuesto?

6.2. Explica brevemente qué función tiene el aceite de inmersión. 6.3. Describe el procedimiento para calcular el número de veces que está amplificada una imagen

vista al microscopio. 6.4. Escribe cinco medidas preventivas para mantener un microscopio en óptimas condiciones de

servicio. 6.5. Anota tres diferencias básicas entre las imágenes observadas en los dos tipos de microscopios

que empleó. 6.6. Define los siguientes términos:

- Microscopio - Poder de resolución - Aumento - Apertura numérica - Aceite de inmersión - Índice de refracción

7. CONCLUSIONES Expresa tus conclusiones en relación con lo que lograste hacer y observar con el microscopio y las facilidades que representa este instrumento para el conocimiento de organismos y/o estructuras muy pequeñas. 8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFÍA SUGERIDA, NO LIMITATIVA

Chen A. Julian. 1993. Introduction to scaning teaching microscopy. Oxford University. New York. González-Morán G. 1996. Técnicas en biología celular. AGT Editor. México. Slaytr.M. Elizaberth. 1992. Light and electron microscopy. Cambridge University. New York.

8.2. BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA _____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________


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PRÁCTICA 3

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS Y TEJIDOS ANIMALES

1. INTRODUCCIÓN

Una vez establecidos los postulados de la Teoría Celular se procedió a conocer más acerca de la célula. Uno de los caminos fue saber de qué y cómo estaba constituido el interior de la célula, conocer si entre la forma y la función había alguna relación. Así como contestar preguntas fundamentales, tales como ¿podría mantenerse la vida en los componentes aislados de la célula? ¿Se podrían aislar los organelos sin dañarlos? Con el avance de la microscopía, de las técnicas químicas de tinción, de las pruebas bioquímicas, del fraccionamiento celular y aislamiento de organelos, se pudieron conocer algunos procesos que han permitido avanzar en el entendimiento de cómo trabajan los distintos tipos de células. Las células animales son las estructuras que más se han estudiado por razones de conveniencia operacional, pues se usan para generar conocimiento y desentrañar los enigmas concernientes a los seres humanos. Entre los organelos que constituyen a las células animales están la membrana plasmática, el retículo endoplásmico rugoso y liso, el aparato de Golgi, el núcleo, el nucléolo, los ribosomas, las mitocondrias y algunas vesículas de secreción. La morfología celular y la predominancia de algunos de los organelos en las células animales, depende de su grado de diferenciación y la función que desempeñen. Por ejemplo, las células del hígado se encuentran organizadas como glándulas secretoras, con apariencia y distribución completamente diferentes a las células musculares, mismas que presentan gran cantidad de mitocondrias. Los eritrocitos, contenidos en la sangre, han perdido su núcleo celular por el alto nivel de diferenciación alcanzado. En contraparte, las células de la médula ósea están poco diferenciadas, pues de ellas se derivan diversas estirpes celulares. Para lograr observar los organelos de las células animales (ultraestructura) es menester preparar los tejidos de forma tal que se preserven intactos. Lo anterior se logra fijando el material con formaldehído al 40 % en solución fisiológica. Posteriormente se sigue el procedimiento de inclusión en parafina u otro material que dé consistencia al tejido y se obtienen secciones de milímetros o micras. A continuación se elimina el soporte de las mismas (parafina) y se tiñen. Las técnicas de tinción son diversas para evidenciar determinados componentes celulares y contrastar el núcleo del citoplasma. Del éxito del procedimiento de preparación de la muestra depende la observación de estructuras celulares íntegras. 2. OBJETIVOS

2.1. Identificar y describir algunos de los organelos de células que forman parte de los tejidos

animales. 2.2. Contrastar la diversidad de la forma celular.


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Cantidad (pza)

1 Microscopio compuesto 1 8 Preparación fija de un corte histológico procedente de biopsia

1

2 Portaobjetos 2 9 Frasco de aceite de inmersión 1

3 Pinza de punta roma 1 10 Papel secante Necesario

4 Papel seda Necesario 11 Frasco con alcohol metílico 1

5 Lanceta 1 12 Franela o manta de cielo (15 x15 cm) 1

6 Torundas en alcohol necesarias 13 Preparaciones fijas 2

7 Vaso Kopli con Sol. Giemsa

1

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Observa cada preparación a seco débil (S.D.) y seco fuerte (S.F.) e identifica los tipos celulares

y localiza la membrana, el núcleo y secciones del citoplasma. 4.2. Compara las siluetas celulares para apreciar la diversidad de formas. 4.3. Distingue el arreglo celular en conjunto y relaciónalo con algunos aspectos de la función, según

el órgano al que pertenece. 4.4. Realiza dibujos de cada tipo de célula observada. 4.5. Obtén una muestra sanguínea puncionando la yema de un dedo en condiciones de asepsia.

Realizar un frotis extendiendo la muestra con otro portaobjetos como te indique el maestro(a), dejar secar al aire y fijar en metanol durante 30 minutos, dejar secar al aire. Introducir el frotis en el vaso de Kopli con la solución colorante GIEMSA y dejar 20 minutos. Al término de la coloración, enjuagar cuidadosamente con agua corriente para eliminar el exceso de colorante. Dejar secar al aire y observar con objetivo de 40 X y 100 X

5. RESULTADOS

5.1. Presenta, de manera ordenada, los dibujos de las células observadas, indicando los nombres

de las estructuras, así como el tipo de tejido al que pertenecen. 5.2. Complementa las imágenes con ilustraciones de organelos obtenidas con otros tipos de

microscopios. 5.3. Presenta una tabla que muestre las dimensiones de distintos tipos de células que se observan

en el grupo.


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6.1. Deduce las relaciones entre la forma y la función celular de los materiales observados. 6.2. Consulta bibliografía especializada y describe el proceso que tiene lugar en alguna de las

técnicas empleadas en microscopía para observar la estructura fina de los organelos. 7. CONCLUSIONES Comenta sobre la relación existente entre las propiedades que tienen los órganos, tejidos y células (el tamaño, forma, densidad y características químicas), y lo que pudiste observar y deducir en cuanto a la posibilidad de identificarlos por medio de diversas técnicas de laboratorio. 8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA, NO LIMITATIVA Berkaloff Andre. 1980. Biología y fisiología celular. Editorial Omega. España. Boya Vegue Jesús. 2002. Atlas de Histología y Organografía Microscópica. Editorial Médica Panamericana Geneser, Finn. 2007. Atlas color de Histología. Ed. Médica Panamericana.

8.2. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA _____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

Manual de Prácticas de Laboratorio de Biología de Eucariontes UPIBI-IPN

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PRÁCTICA 4

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES

1. INTRODUCCIÓN Desde el inicio de la microscopía, los tejidos y células vegetales fueron amplia e intensamente estudiados. Representaban un tipo de material muy accesible y diverso aunque aparentemente menos llamativo que las células animales. Poco a poco fue interesando la multiplicidad de formas y arreglos que presentan, a la par de reconocer la riqueza de sus propiedades para beneficio de los requerimientos de los seres humanos. Las células vegetales tienen contornos geométricos y poseen algunos organelos únicos que las caracterizan y distinguen de las células animales, tales como pared celular, cloroplastos y enormes vacuolas. Por lo tanto las técnicas para su obtención y estudio son diferentes. Asimismo, los tejidos vegetales están formados por una diversidad de células que muestran morfologías de acuerdo con su localización y función, además pueden carecer de los organelos característicos de las células vegetales (los cloroplastos), debido a su diferenciación.

Las células vegetales que conforman un órgano, como una hoja, son:

1. Células cilíndricas en uno o varios estratos que constituyen la epidermis. Los organelos que se observan son el núcleo y la pared celular.

2. Células con pared primaria, ovaladas o redondas, con dimensiones mayores a las de la epidermis, con gran contenido de vacuolas y cloroplastos, son las células del parénquima. El parénquima puede ser esponjoso o en empalizada, pueden encontrarse espacios sin células (espacios de aire), o con gran cantidad de cloroplastos y en estratos.

3. Células que conforman los estomas, con funciones diversas y especializadas, sus formas recuerdan a semillas del frijol. En ellas se observan su núcleo, varias vacuolas pequeñas, cloroplastos y la pared celular.

4. Células de los haces vasculares, que son de dos tipos:

a. Traqueidas: Células muertas (es decir, sin protoplasto, con sólo la pared celular secundaria), delgadas y largas, con pared celular secundaria en la cual se observan sitios puntuales sin engrosamiento secundario. Su disposición es tal que forman tubos que atraviesan todo el cuerpo de la planta, desde la raíz hasta las yemas apicales. En un corte longitudinal, las traqueidas se observan como largas espirales hialinos (refringentes). El xilema está formado por estas células.

b. Vasos: Células vivas del floema. Se caracterizan por ser cortas, anchas (a diferencia de las del xilema) y con poros descritos por la falta de pared secundaria en sitios específicos. Se observa su núcleo muy reducido en la periferia de la célula.

5. Células que se modifican para dar origen a pelos radiculares, presentan gran cantidad de

vacuolas.


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6. Células de esclerénquima, en las que es conspicua la pared secundaria, describiendo formas poliédricas, con grandes vacuolas y núcleo pequeño en la periferia celular.

A continuación, elabora un esquema de una hoja en el que se aprecien los elementos enunciados en el apartado anterior y coloca sus respectivos nombres donde corresponda.

Las células de algunas especies vegetales están especializadas para almacenar productos de la fotosíntesis. Por ejemplo, los amiloplastos de los tubérculos de papa se encargan de concentrar el almidón sintetizado. Asimismo, existen plastidios en las semillas en los que se guardan los lípidos, derivados del anabolismo celular. Estos organelos son los más abundantes en las células de estos órganos y tejidos vegetales. Las macromoléculas contenidas en los plastidios (almidón y lípidos), pueden ser evidenciadas diferencialmente con métodos para constituyentes celulares (con yodo y el colorante Sudán III). 2. OBJETIVOS

2.1. Identificar y describir algunos de los organelos de células que forman parte de los tejidos vegetales.

2.2. Contrastar la diversidad de la forma celular. 2.3. Identificar algunos de los tejidos observados.


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Cantidad (pza)

1 Microscopio compuesto 1 10 Cacahuates, nueces o almendras (no procesados)

3 c/u

2 Caja de Petri 1 11 Fragmento de corcho 1

3 Agujas de disección 2 12 Cebolla (blanca o morada) 1

4 Navaja con un solo filo 1 13 Rama de apio (fresca) 1

5 Portaobjetos 10 14 papa chica (cruda y fresca) 1

6 cubreobjetos 5 15 Rama de Elodea sp (fresca) 1

7 Pipeta Pasteur 1 16 Agua desionizada 100 ml

8 Azul de Metileno Necesario 17 Lugol necesario

9 Colorante Sudán III necesario

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Con extremo cuidado (para evitar heridas), hacer cortes lo más delgado y transparente posible de cada material biológico solicitado y colocarlos sobre un portaobjetos.

4.2. A los cortes de corcho, apio y hoja de Elodea, adicionar una gota de agua, colocar cubreobjetos sobre la preparación y observarlas al microscopio.

4.3. A los cortes de cacahuate, nuez y/o almendra, agregar una gota de Sudán III, dejar actuar un minuto y enjuagar con agua, colocar el cubreobjetos y observar al microscopio.

4.4. Al corte de papa agregar una gota de lugol, dejar actuar medio minuto y enjuagar con agua, colocar el cubreobjetos y observar al microscopio.

4.5. Separar una de las hojas internas de la cebolla y desprender la tenue membrana que está adherida por su cara interior, colocar el fragmento de membrana en un portaobjetos con unas gotas de agua, estirar el trozo de epidermis, con ayuda de dos agujas de disección. Escurrir el agua, añadir dos gotas de azul de metileno y dejar actuar durante 5 minutos aproximadamente. ¡No debe secarse la epidermis por falta de colorante o por evaporación del mismo! Eliminar el exceso de colorante con abundante agua, colocar el cubreobjetos y observar al microscopio.

4.6. Observar todas las preparaciones a S.D. (10X) y S.F. (40X). 4.7. Esquematizar a color las estructuras identificadas y anotar sus nombres.

5. RESULTADOS

5.1. Presentar, de manera ordenada y con nombres, los dibujos de los organelos y células observadas, como se muestra en la siguiente Tabla.


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Material Observado Colorante empleado S.D. (10X) S.F. (40X)

5.2. Complementar las imágenes con ilustraciones fotográficas de organelos obtenidas con otros

tipos de microscopios. 5.3. Identificar los diferentes tejidos observados.


6.1. Comentar las posibles razones por las cuales sólo se observan estructuras como: Pared celular, núcleo, cloroplastos y vacuolas.

6.2. Describir la forma en que funcionan los colorantes Sudán III, Azul de Metileno y Lugol. 6.3. Describir, de manera comparativa, la forma celular del material observado.

7. CONCLUSIONES

7.1. Elaborar las conclusiones a partir de la comparación de la forma celular con respecto a las células de origen animal.

7.2. Comentar la relación entre las propiedades de las estructuras observadas y sus funciones de importancia para la célula vegetal.

8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. SUGERIDA, NO LIMITATIVA

Paniagua, R. 2007. Citología e Histología Vegetal y Animal. 4ª edición. Ed. McGraw Hill. España.

8.2. BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA ________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________


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PRÁCTICA 5

TRANSPORTE A TRAVÉS DE LA MEMBRANA

1. INTRODUCCIÓN En todas las células y organismos unicelulares existe intercambio de materia, energía e información genética. La membrana citoplasmática es la estructura celular responsable de lo que ingresa y sale de la célula. Ésta es un organelo universal en todas las células, sin ella no podrían mantener su integridad como un sistema químico coordinado. La membrana está formada por moléculas con propiedades fisicoquímicas anfipáticas, es decir, que consisten de una parte que es hidrofóbica (insoluble en agua) y otra parte que es hidrofílica (soluble en agua). Éstas son los fosfolípidos, mismos que se organizan en dos capas (bicapas). REALIZA EL ESQUEMA O DIBUJO DE LA MEMBRANA CELULAR Las membranas poseen propiedades que las caracterizan, ellas son asimétricas (sus dos superficies no son idénticas), presentan fluidez (permite gran movilidad molecular) y funcionan seleccionando lo que transita a través de ellas. Siendo ésta última propiedad determinante para la fisiología de la célula. La selectividad de la membrana se debe a que tienen proteínas especializadas insertadas en ellas, que sirven para transportar moléculas específicas de un lado a otro. Las proteínas transportadoras de la membrana determinan qué moléculas entran y salen a la célula. Gracias a ellas y dependiendo de su tipo, la célula requerirá o no de energía para el transporte de elementos y de pequeñas moléculas. Los procesos que se verifican en las membranas celulares son la ósmosis, la difusión y el transporte activo, mismos que generan cambios celulares en el aspecto de las células, tamaño y comportamiento. 2. OBJETIVO

2.1. Identificar los cambios celulares debidos a los modificadores de la membrana citoplasmática. 2.2. Describir el modo de actuar de las soluciones salinas sobre el aspecto celular y la dinámica de

algunos organelos como los cloroplastos, y algunas células como los eritrocitos.


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Cantidad (pza)

1 Microscopio óptico 1 13 Cubreobjetos 6

2 tubos de ensayo 3 14 Vaso de precipitados de 250 mL 1

3 tubo sin fondo 1 15 Probeta de 250 mL 1

4 Tira de masking tape (15 cm) 1 16 Colodión de 6 cm (membrana biológica) 6

5 Pipeta Pasteur 2 17 Torundas en alcohol 3

6 Ligas 4 18 Rama de Elodea sp (fresca) 1

7 Palitos de madera 2 19 Solución salina al 0.85 % 20mL

8 Pipeta de 1 mL 1 20 Solución salina al 2 % 20 mL

9 Pipeta de 10 mL 1 21 Solución salina al 10 % 200 mL

10 Lanceta estéril 3 22 Nitrato de plata 15 gotas

11 Jeringa de 5 mL 1 23 Agua desionizada 50 mL

12 Portaobjetos 6 24 Caja de cultivo celular 1

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Ósmosis en un tubo

4.1.1. En un tubo sin fondo, colocar en uno de los extremos un trozo de Colodión y asegurarlo con las ligas. ¡Tener cuidado de no tocar con los dedos el centro de la membrana para no contaminarla!

4.1.2. Agregar al tubo, 8 mL de agua desionizada. 4.1.3. A lo largo de la tira de “masking tape”, elaborar con un marcador indeleble, una

graduación en centímetros y milímetros, y adherirla al tubo de tal manera que coincida la graduación inferior de la tira, con el nivel inicial que alcanza la solución dentro del mismo.

4.1.4. Introducir el tubo al vaso de precipitados de 250 mL, el cual contiene 100 mL de solución salina al 10 %.

4.1.5. A intervalos de 30 minutos, medir el nivel de la solución en el interior del tubo hasta completar dos horas.

4.1.6. Después de la última medición extraer del tubo 1 mL de la solución y agregarle 2 gotas de nitrato de plata.

4.1.7. Realizar la prueba del nitrato de plata con 1 mL de agua desionizada. Describir cualquier cambio en ambas pruebas o la ausencia del mismo.

4.2. Ósmosis en la Elodea sp

4.2.1. Hacer 4 (cuatro) preparaciones temporales de hojas de Elodea sp. 4.2.2. Observar una de ellas al microscopio y describir el tamaño celular y el comportamiento

de los cloroplastos.


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4.2.3. De las 3 preparaciones restantes, agregar a una de ellas tres gotas de solución salina al 10 %, a otra agregar tres gotas de solución salina al 0.85 % y, a la tercera adicionar tres gotas de agua desionizada.

4.2.4. Observar al microscopio y describir, en cada preparación, el tamaño celular y el comportamiento de los cloroplastos.

4.3. Osmosis en Eritrocitos

4.3.1. Limpiar con alcohol etílico el dedo índice de la persona que donar sangre. 4.3.2. Pinchar con una lanceta estéril y colocar dos o tres gotas de sangre en 3 portaobjetos. 4.3.3. Agregar dos gotas de la solución salina al 2 % a uno de los portaobjetos y homogenizar

con un aplicador de madera. 4.3.4. Al término de un minuto observar, comparando el grado de turbidez o transparencia a

contra luz. 4.3.5. Colocar un cubreobjetos y observar al microscopio con los objetivos 10X y 40X. 4.3.6. Realizar los esquemas correspondientes. 4.3.7. Realizar el mismo procedimiento con solución salina al 0.85% en el segundo

portaobjetos, y con agua desionizada en el tercer portaobjetos. 4.3.8. En este último caso, observar de inmediato al microscopio.

5. RESULTADOS

5.1. Completar la siguiente Tabla con los valores obtenidos en el experimento de “Ósmosis en un tubo”.

Tiempo (min) Desplazamiento de la solución

(mm) Grado de turbidez al adicionarle

Nitrato de Plata

0

30

60

90

120

5.2. Describir el aspecto y la coloración del agua desionizada junto con la solución del tubo al

agregar la solución de nitrato de plata.

5.3. Presentar ordenadamente en la siguiente Tabla, los dibujos de las células vegetales para ilustrar su aspecto y la posición de los cloroplastos, con las diferentes concentraciones de la solución salina.


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Elodea con solución salina al 10 %

Elodea con solución salina al 0.85 %

Elodea con agua desionizada

S.D. (10X)

S.F. (40X)

5.4. Indicar si se observa alguno de los siguientes eventos: Ciclosis, Plasmólisis, Turgencia. 5.5. Indicar en cada caso si se trata de una solución hipertónica, hipotónica o isotónica. 5.6. Mostrar en la siguiente Tabla, el aspecto que tienen los eritrocitos después de agregar las

soluciones con diferentes concentraciones de NaCl, indicando cuando se trate de una solución hipertónica, hipotónica o isotónica.

5.7. Indicar además si se presentó Lisis o Crenación en alguna de ellas.

Eritrocitos con solución salina al 2%

Eritrocitos con solución salina al 0.85 %

Eritrocitos con agua desionizada

S.D. (10X)

S.F. (40X)

6. ANALISIS DE RESULTADOS

6.1. Indica si los resultados obtenidos en los diferentes experimentos concuerdan con las hipótesis

planteadas para cada uno de ellos, y si no fuera así, explica las posibles causas.

7. CUESTIONARIO

7.1. En el montaje del tubo para ósmosis, ¿qué factores físicos y químicos están presentes? ¿Cuáles de ellos determinaron la naturaleza del fenómeno?

7.2. Describe la reacción química que sucede entre la solución del tubo y el nitrato de plata. Explica este resultado.

7.3. Describe las diferencias observadas en las preparaciones de Elodea sp y de los eritrocitos, en relación a la adición de solución hipertónica, hipotónica e isotónica, y la ocurrencia de los siguientes eventos: ciclosis, plasmólisis, turgencia, lisis y crenación.

7.4. Argumenta sobre las causas de las diferencias entre el comportamiento osmótico de la célula vegetal y de la célula animal.


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8. CONCLUSIONES

8.1. Elabora tus conclusiones sobre la importancia de los fenómenos de transporte para mantener el

equilibrio interno en las células de Elodea sp. (una planta acuática) y los eritrocitos (una célula

animal) presentes en el plasma sanguíneo.

9. BIBLIOGRAFÍA

9.1. BIBLIOGRAFÍA SUGERIDA Avers Ch. 1991. Biología Celular. Ed. Iberoamericana. México. Alberts B, Jonson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P. 2002. Molecular Biology of the Cell. 4a. ed. Ed. Garland Science. New York.1463 pp. Giese A. 1983. Fisiología Celular y General. Ed. Interamericana. México. Págs. 574, 876 y 455.



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PRÁCTICA 6

FERMENTACIÓN

1. INTRODUCCIÓN La fermentación es un proceso bioquímico mediante el cual algunos organismos obtienen energía a partir de fuentes de carbono como los carbohidratos, generan CO2 y subproductos como el etanol y ácidos orgánicos, como el ácido acético y el ácido láctico. La producción de hongos a escala industrial requiere de un medio líquido enriquecido con sustancias nutritivas, como el nitrógeno y, en menor proporción, vitaminas y azúcares. La sacarosa, glucosa o lactosa son algunos de ellos, aunque también puede ser algún alcohol o producto residual como efluentes de destilería o material de desecho de repostería. Describe las características de Saccharomyces cerevisiae, su importancia biotecnológica y menciona tres ejemplos. ______________________________________________________________________________________

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La presente práctica consta de dos sesiones de laboratorio. En la primera se preparará una serie de tubos con concentraciones decrecientes de sacarosa y constante en la cantidad de levadura, para observar la utilización de la primera por las levaduras y la producción de CO2 debido a su metabolismo respiratorio. En la segunda sesión, se evaluará la producción de biomasa por un método analítico. 2. OBJETIVO Interpretar la relación que existe entre la degradación de azúcar, la producción de CO2 y el aumento de biomasa en el proceso de fermentación en levaduras.


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3. MATERIAL REQUERIDO

3.1. MATERIAL POR EQUIPO

No. Material y Equipo Cantidad

(pza) No. Material y Equipo

Cantidad (pza)

1 Tubo de ensaye (22 x 175 mm) 10 10 Papel aluminio (4 x 4 cm) 11

2 Matraz Erlenmeyer (250 mL) 2 11 Cinta adhesiva 1

3 Gradilla 1 12 Caja de Petri 1

4 Tiras de masking tape graduadas (8 cm y 80mm)

11 13 Tapones de algodón o de rosca 10

5 Embudo de filtración 1 14 Discos de papel filtro 10

6 Pinza de disección de punta roma 1 15 Solución de sacarosa (60 %) 100 mL

7 Pipeta graduada (10 mL) 2 16 Azúcar 100 g

8 Probeta graduada (10 mL) 1 17 Paquete de levadura activa 1

9 Tubo de ensayo (13 x 100 mm) 11 18 Balanza granataria 1

3.2. MATERIAL POR GRUPO

No. Material y Equipo Cantidad

(pza)

1 Matraces Erlenmeyer con 650 mL de agua desionizada estéril

3

2 Balanza analítica 3

3 Estufa 1

4. PROCEDIMIENTO

PRIMERA SESIÓN

4.1. Pesar 1 g de levadura y disolver en 100 mL de agua destilada estéril en un vaso de precipitados. Tener precaución de vaciar el agua poco a poco para lograr una mezcla uniforme y homogenizar perfectamente.

4.2. Preparar 100 mL de una solución de sacarosa al 60 %. 4.3. Rotular 10 tubos de 22 x 175 mm y prepararlos como se indica en la siguiente tabla.


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No. TUBO

SOLUCIÓN DE SACAROSA AL 60 % (mL)

AGUA DESTILADA (mL)

SOLUCIÓN DE LEVADURA (mL)

1 25 0 5

2 20 5 5

3 15 10 5

4 10 15 5

5 5 20 5

6 1.0 24 5

7 0.5 24.5 5

8 0.25 24.75 5

9 0.1 24.9 5

10 0 25 5

4.4. Introducir 1 tubo de ensayo de 13 x 100 mm, en posición invertida, dentro de cada uno de los tubos preparados en el punto anterior. Tapar los tubos grandes con parafilm y voltearlos horizontalmente con el fin de introducir la solución dentro de los tubos pequeños, cuidando de no dejar burbujas de aire, ya que esto puede interferir en los resultados.

4.5. Coloca tapones de gasa y algodón ó tapón roscado, dependiendo el caso a cada uno de los tubos grandes.

4.6. Colocar, por fuera de cada uno de los tubos grandes, la tira de masking tape graduada con las marcas en mm hasta una altura de 8 cm, cuidando la precisión. El inicio de la escala debe quedar en la base del tubo pequeño.

4.7. Colocar los tubos en una gradilla, incubarlos durante 24 horas a temperatura ambiente en el sitio que te indique el (la) docente responsable.

4.8. Registrar en la bitácora las condiciones ambientales del sitio de ubicación de los tubos (luz, temperatura y humedad).

4.9. Una vez transcurridas las 24 horas de incubación, observar y anotar los cambios registrados en cada uno de los tubos.

4.10. Medir el cambio de nivel en el tubo pequeño.


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4.11. Colocar los tubos en un bote etiquetado con los datos del equipo y grupo, almacenarlos en el refrigerador hasta la siguiente sesión.

SEGUNDA SESIÓN

4.12. Sacar los tubos del refrigerador. 4.13. Manejar los tubos evitando agitarlos. 4.14. Medir el desplazamiento de la campana (tubo pequeño). 4.15. Rotular cada papel filtro con lápiz anotando número de tubo y equipo, colocarlos en una estufa

a 60°C y esperar una hora. 4.16. Transcurrido este tiempo pesar los papeles en una balanza analítica. 4.17. Filtrar el contenido de cada tubo utilizando los papeles pesados, cuidando que correspondan a

cada tubo y tratando de recuperar toda la biomasa. 4.18. Colocar los papeles en la estufa a 60°C durante 24 horas. 4.19. Pesar nuevamente los papeles en la balanza analítica. 4.20. Restar el peso del papel y hacer la operación de diferencia de peso final menos peso inicial,

para determinar la biomasa total producida. 5. RESULTADOS

5.1. Elaborar una tabla que contenga: Concentración de sacarosa; distancia (mm) desplazada por el CO2 producido y; peso (g) de biomasa.

5.2. Indicar cuáles fueron las condiciones ambientales a las cuales crecieron las levaduras. 5.3. Construir una gráfica de concentración de sacarosa contra distancia (mm) desplazada por el

CO2 producido. 5.4. Construir una gráfica de concentración de sacarosa contra gramos de biomasa al final del

experimento. 5.5. Elaborar un pan, documentando audiovisualmente la metodología a seguir para hacerlo

siguiendo las instrucciones del (la) profesor (a). 6. ANÁLISIS DE RESULTADOS

6.1. Explicar la relación que existe entre la concentración de sacarosa, la producción de CO2 y la producción de biomasa de levaduras.

6.2. ¿Qué otro sustrato puede usarse para hacer más eficiente el proceso de fermentación en levaduras?

6.3. En base a los resultados obtenidos ¿se considera que la sacarosa es un buen sustrato para el metabolismo de levaduras?

6.4. ¿Cómo demostrar que las levaduras fermentan en lugar de respirar? 6.5. Si el objetivo de la práctica fuera la respiración, ¿qué cambios en el diseño experimental se

deben realizar? 6.6. Mencionar cuáles son las aplicaciones biotecnológicas de este proceso metabólico. 6.7. ¿Cuál es el resultado en la elaboración de pan?


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6.8. ¿Cuál es la fuente de carbono empleada por la levadura? 7. CONCLUSIONES Explicar la importancia que tiene la sacarosa como fuente de carbono en la fermentación de las levaduras y la importancia de conocer este proceso para posibles aplicaciones biotecnológicas en el área ambiental. 8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFIA SUGERIDA, NO LIMITATIVA Curtis H y Barnes N S 1994. Biología. 3ª reimp. de la 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. México. 1199 pp. Prescott J, Harley M, Klein E 2004. Microbiología. Ed. Mc Graw-Hill. New York. Solomon, B M 2001. Biología. 5a ed. Ed. Mc Graw- Hill. México. Págs. 155-178.

8.2. BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA

_____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________


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PRÁCTICA 7

FOTOSÍNTESIS: AISLAMIENTO DE CLOROPLASTOS Y REACCIÓN DE HILL

1. INTRODUCCIÓN El sol es la principal fuente de energía en el planeta, esta energía llega a la Tierra en forma de ondas, las cuales forman parte de un espectro electromagnético. Éste está formado por ondas cortas, como los rayos gama, que se miden en nanómetros, y ondas largas, como las de radio, que se miden en kilómetros. El espectro visible lo forman los colores del arco iris que son detectados por el ojo humano, comprende longitudes de onda (λ) que van de los 380 nm (como el color violeta), hasta el rojo de 760 nm; por arriba de esta longitud encontramos los rayos infrarrojos. Los organismos eucariotes capaces de transformar la energía luminosa en energía química son las algas y las plantas verdes, mediante un proceso conocido como fotosíntesis. En este proceso, la luz solar es captada en forma de fotones o pequeños paquetes de energía, los cuales activan los electrones de las moléculas de clorofila en los cloroplastos. La fotosíntesis se divide en dos fases: una dependiente de la luz, conocida como fotofosforilación, y otra independiente de la luz, conocida como Ciclo de Calvin. La reacción química de la fotosíntesis se sintetiza de la siguiente forma:

Los cloroplastos son organelos celulares que se encuentran principalmente en las hojas de las plantas, poseen una membrana externa y una membrana interna. La membrana interna está formada por una matriz denominada estroma, lugar donde se localizan las enzimas que participan en la formación de carbohidratos durante la fase independiente de la luz. En esa matriz también se encuentra un conjunto de membranas aplanadas conocidas como tilacoides, el conjunto de tilacoides recibe el nombre de grana. Las membranas de los tilacoides contienen los pigmentos fotosintéticos que captan la energía luminosa, los principales son la clorofila a y b. Éstos absorben con mayor eficiencia la luz azul y roja del espectro visible. Otros pigmentos fotosintéticos son los carotenoides que absorben otras longitudes de onda, también aportan energía en el proceso fotosintético. Las reacciones fotosintéticas pueden ser estudiadas y verificadas en condiciones in vitro (controladas), en cloroplastos aislados de órganos fotosintéticos (hojas y tallos verdes). El aislamiento de los organelos celulares se hace por medio de centrifugaciones diferenciales, aplicando diferentes gravedades (g) o revoluciones por minuto (rpm) en forma consecutiva, o por medio de gradientes de densidad (continuos o discontinuos) logrados por soluciones de sacarosa o Ficoll en concentraciones crecientes. Gracias a ellas es posible obtener suspensiones de cloroplastos puras. Una de las múltiples reacciones que se llevan a cabo dentro de los cloroplastos es la cadena de transporte de electrones. Ésta se inicia cuando la energía solar excita una molécula de clorofila alojada en las

6 CO2 + 12 H

2O C

6 H

12 O

6 + 6 O

2 + 6 H

2 O

Luz

Cloroplastos


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membranas de los tilacoides y desencadena una serie de reacciones de óxido-reducción mediada por proteínas como plastocianina, ferredoxina, Coenzima Q, citocromo C, entre otras, que finalizan en la formación de NADPH+ y ATP. Ésta es la llamada fase luminosa (dependiente de la luz) de la fotosíntesis. Las reacciones de óxido-reducción de la cadena de transporte de electrones pueden demostrarse con la aplicación del colorante 2, 4 – diclorofenolindofenol en cloroplastos previamente aislados. Las reacciones de reducción se manifiestan por la decoloración del colorante en determinado tiempo, a este fenómeno se le conoce como Reacción de Hill. (Escribe la reacción de Hill con fórmulas) ______________________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________________

En la fase dependiente de luz de la fotosíntesis, la energía solar también sirve para romper moléculas de agua, de la cual se liberan electrones del hidrógeno, mismos que son utilizados para estabilizar la pérdida de éstos en la clorofila. El oxígeno desprendido de la reacción de fotólisis del agua, se libera para ser incorporado en el aire, de ahí la importancia de las plantas en la regulación de este elemento en la atmósfera.

REALIZA UN CUADRO DONDE SE MUESTREN LAS DIFERENCIAS ENTRE LAS REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ Y LAS REACCIONES INDEPENDIENTES A LA LUZ

Mientras el oxígeno es incorporado al ambiente, el CO2 presente en la atmósfera, es captado por las plantas para la elaboración de carbohidratos durante la fase oscura (independiente de la luz) de la fotosíntesis, este proceso es conocido como Ciclo de Calvin. El CO2 fijado en la tierra por las plantas y las algas en los mares, contribuye a la regulación de este compuesto en la atmósfera. Sin embargo, la tala indiscriminada de los bosques y el aumento de actividades industriales han provocado el aumento en la concentración de este compuesto que, junto con otros, provocan el llamado efecto invernadero, que conduce a cambios en los patrones climáticos. De ahí la importancia de valorar el proceso fotosintético por el papel que juega en la regulación del CO2 en la atmósfera. La presente práctica se llevará a cabo en dos sesiones de laboratorio. En la primera, se obtendrán los cloroplastos de hojas de espinaca, y en la segunda parte, se emplearán para demostrar que en éstos ocurre la cadena de transporte de electrones. 2. OBJETIVOS

2.1. Obtener cloroplastos activos a partir de una muestra de hojas de espinaca. 2.2. Aplicar técnicas de centrifugación para el aislamiento de cloroplastos.


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2.3. Interpretar la fase luminosa de la fotosíntesis a través de los procesos de oxidación y reducción en los cloroplastos.

2.4. Evaluar la capacidad fotosintética de los cloroplastos sometidos a una fuente luminosa. 2.5. Determinar si la actividad fotosintética de los cloroplastos se altera al someterlos al calor.

PRIMERA SESIÓN DE LA PRÁCTICA




Cantidad (pza)

1 Mortero con pistilo, (pre-enfriados) 1 12 Tubos para centrífuga (25 mL) 6

2 Embudo de filtración 1 13 Palangana con hielo 1

3 Vaso de precipitados (250 mL) 1 14 Microscopio compuesto 1

4 Tubos de ensaye (16 x 150 mm) 6 15 Centrífuga (refrigerada) 1

5 Pipeta (5 mL) 1 16 Solución de sacarosa (0.5 M) 20 mL

6 Pipeta (1 mL) 1 17 Espinacas frescas 250 g

7 pipetas (10 mL) 2 18 Sal en grano 4 g

8 Cutter o navaja con un solo filo 1 19 Etanol o acetona

9 Cuadros dobles de gasa de algodón 5 20 Solución de NaCl (0.035 M) 55 mL

10 Papel seda necesario 21 Probeta (100 mL) 1

11 Tubos para centrífuga (50 mL) 6

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Preparar un baño de hielo y adicionar una cucharadita de sal de grano. Enfriar previamente todo el material que será utilizado.

4.2. Seleccionar varias hojas de espinaca frescas, enjuagarlas con agua corriente y después con agua desionizada. Remover las venas largas, jalándolas a lo largo de las hojas.

4.3. Pesar 6.0 g de hojas desvenadas y secas, y cortarlas en trozos pequeños. 4.4. Adicionar los trocitos en un mortero frío conteniendo 5 mL de solución de sacarosa 0.5 M. 4.5. Macerar el tejido y adicionar, paulatinamente, más solución de sacarosa hasta completar 15

mL. 4.6. Filtrar el homogenizado a través de 5 capas de gasa de algodón con ayuda de un embudo. 4.7. Recibir el filtrado en un vaso de precipitados, exprimir la pulpa del tejido para recobrar toda la

suspensión posible sin residuos de tejido. 4.8. Transferir la suspensión de espinacas a tubos de centrífuga (de 50 mL) fríos y centrifugar a

1,000 rpm durante 10 min a 4°C, para separar agregados celulares, células enteras y fragmentos de las mismas.


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4.9. Recuperar por decantación el sobrenadante y colocarlo en tubos de centrífuga de 25 mL, limpios y fríos. Centrifugar a 2500 rpm por 10 min. El botón formado contiene los cloroplastos. Decanta y desecha el sobrenadante.

4.10. Adicionar 5.0 mL de la solución 0.035 M de cloruro de sodio fría, y re-suspender cuidadosamente los cloroplastos del botón obtenido por re-pipeteo.

4.11. Cubrir totalmente los tubos con papel aluminio y colocarlos a temperatura de refrigeración (2 °C a 8 °C). Ésta será la suspensión de cloroplastos que se usará en la siguiente sesión. No olvide etiquetar los tubos anotando número de equipo y grupo.

SEGUNDA SESIÓN DE LA PRÁCTICA 5. MATERIAL POR EQUIPO



Cantidad (pza)

1 Pipeta graduada (5 mL) 1 8 Piceta con agua desionizada 1

2 Pipeta graduada (2 mL) 3 9 Solución de cloruro de sodio 0.035 M

Necesaria

3 Tubos de ensaye (16 x 150 mm) 6 10 Baño de agua hirviendo 1

4 Pipeta Pasteur 1 11 Baño de hielo 1

5 Gradilla para tubos de ensaye 1 12 Solución de 2,6-Di-Cloro-Fenol-Indo-Fenol (DCPIP) (22 mM)

Necesaria

6 Papel aluminio Necesario 13 Solución amortiguadora de fosfatos (0.1 M, pH 6.5)

necesaria

7 Suspensión de cloroplastos 2 tubos

6. PROCEDIMIENTO

6.1. Tomar 2 mL de la suspensión de cloroplastos en un tubo de ensayo, e incubarlo por 5 minutos a temperatura de ebullición dentro de un baño de agua hirviendo.

6.2. Inmediatamente después del término del tiempo de incubación, colocarlo en un baño de agua fría o hielo.

6.3. Mantener el resto de la suspensión de cloroplastos frescos en un baño de hielo a 4°C. 6.4. Preparar los 6 tubos de ensayo como se indica en la Tabla 4, cuidando cubrir perfectamente los

tubos 4 al 6 con papel aluminio. 6.5. Adicionar las soluciones indicadas, mezclar perfectamente y de inmediato, exponer a la luz o la

obscuridad según corresponda, durante 30 minutos.

¡Es muy importante que no entre nada de luz al interior de los tubos!

6.6. Colocar los tubos 1, 2 y 3 en una gradilla y llevarlos al exterior del laboratorio, de manera que se expongan a la luz solar. Los tubos 4, 5 y 6 deben permanecer en el interior del laboratorio, durante todo el desarrollo de la práctica, ocultos en una gaveta.


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Tabla 4.

Soluciones:

Número de Tubo

1 2 3 4 5 6

Blanco Blanco

Solución amortiguadora de fosfatos 0.1 M, pH 6.5 (mL)

2.9 1.9 1.9 2.9 1.9 1.9

DCPIP (mL) 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Suspensión de cloroplastos hervidos (mL) --- 1.0 --- --- 1.0 ---

Suspensión de cloroplastos frescos (mL) --- --- 1.0 --- --- 1.0

Condiciones de iluminación Luz Oscuridad

6.7. Observar si ocurrió algún cambio en la coloración de los tubos y hacer anotaciones en la

bitácora. 7. RESULTADOS Y OBSERVACIONES

7.1. Documentar el procedimiento de obtención de los cloroplastos aislados. 7.2. Describir la apariencia del contenido de los tubos antes y después de la incubación en condiciones

de luz y oscuridad. 8. ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN Contesta las siguientes preguntas

8.1. ¿Por qué escoger espinacas para obtener cloroplastos? ¿Por qué se tienen que macerar las espinacas para la obtención de sus cloroplastos?

8.2. ¿Por qué se trabaja con el material frío para la extracción de los cloroplastos? 8.3. ¿Cuál es el objetivo que persigue la centrifugación del homogeneizado de espinacas? 8.4. ¿Qué función desempeña el amortiguador de fosfatos? 8.5. ¿Qué tipo de solución es la de NaCl 0.035 M (isotónica, hipertónica o hipotónica)? 8.6. Indicar en qué fase y explica cómo participa en el proceso de la fotosíntesis el 2,6-Di-Cloro-

Fenol-Indo-Fenol (DCPIP). Esquematizar la reacción que se lleva a cabo. 8.7. Analizar a qué se deben los cambios en la coloración de los tubos en los diferentes tiempos de

incubación en luz y oscuridad.

9. CONCLUSIONES

9.1. Concluir sobre la importancia de la técnica de aislamiento de cloroplastos. 9.2. Explicar la importancia de la fotosíntesis en el planeta.


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10. BIBLIOGRAFÍA

10.1. BIBLIOGRAFÍA SUGERIDA, NO LIMITATIVA Curtis H y N S Barnes. 1994. Biología. 3ª reimp. de la 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. México. 1199 pp. Solomon B M. 2001. Biología. 5a ed. Ed. Mc Graw-Hill Interamericana. México. Págs. 177-199.

10.2. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA __________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________


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PRÁCTICA 8

OBTENCIÓN DE ADN (MÉTODO CASERO)

1. INTRODUCCIÓN Es posible estudiar a las células eucariotas desde sus elementos constituyentes, es decir, desde uno o varios de sus organelos (como en la práctica anterior) o a partir de las moléculas que las conforman. Las macromoléculas que generan mayor información sobre el estado fisiológico de las mismas son las proteínas y los ácidos nucleicos: Ácido Desoxirribonucléico (ADN) y Ácido Ribonucléico (ARN) (nos referiremos únicamente al primero para la presente práctica). Para obtener estas macromoléculas, es menester romper las células y los organelos contenidos en ellas, especialmente el núcleo, para que éstas sean liberadas al sobrenadante (medio circundante en el que se encuentran las células). La lisis celular es un procedimiento que es particular para los tipos de barreras que tienen las células eucariotas. Por ejemplo, las plantas por presentar una pared celular requieren de mayores esfuerzos para su ruptura en comparación con las células de origen animal que no tienen una pared, por lo que los protocolos para dicho fin son diferentes. Para la lisis se emplean detergentes aniónicos, como el dodecil sulfato de sodio (SDS), además de sales de sodio o de fosfato, para crear un ambiente iónico favorable para las macromoléculas, o de citrato, para precipitar contaminantes, como los carbohidratos. Es necesaria una fuerte agitación o maceración con perlas de vidrio para favorecer el rompimiento celular. Durante la lisis se desintegran las membranas, tanto la plasmática de las células como las de los organelos internos. Al mismo tiempo, se liberan de los lisosomas y peroxisomas, entre los más importantes, las enzimas que degradan a las macromoléculas de interés. Para evitarlo, se usan inhibidores de proteasas y nucleasas, agentes caotróficos (tiocianato de guanidina), quelantes (quienes capturan iones divalentes como el Mg2+ y Ca2+, útiles para la correcta actividad de las enzimas degradadoras) y se baja la temperatura para establecer condiciones desfavorables para la actividad enzimática. Es importante señalar que durante todo el procedimiento de extracción, particularmente para ácidos nucléicos, es necesario trabajar con el material libre de ADNasas. Esta condición se logra tratándolo con dietilpirocarbonato (DEPC) al 0.1 % y esterilizándolo a 121 °C por 15 min para su desnaturalización, o usando material nuevo libre de ADNasas que se puede adquirir comercialmente. Después de la liberación de las proteínas y los ácidos nucléicos de las células, éstos se deben separar de los restos celulares (detritus) y entre ellos mismos. Lo anterior se logra por medio de centrifugaciones diferenciales y, principalmente, empleando sus características físico-químicas. Se usan solventes (cloroformo, fenol, alcohol isoamílico) para separar los componentes orgánicos, es decir, las proteínas, lípidos y carbohidratos, quedando el ADN disuelto en la fase superior acuosa líquida (menos densa) y las proteínas en la fase orgánica inferior (más densa que la fase líquida). Finalmente, y después de separar cada una de las fases, se usan alcoholes (etanol absoluto) para favorecer la precipitación de ambas macromoléculas.


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La cantidad de proteínas y ácidos nucléicos que se pueden obtener de las células eucariotas dependerá del origen del tejido del que formen parte, del número de células contenidas en la muestra procesada y de la cantidad de agua presente en ella. Su cuantificación exacta se logra por métodos espectrofotométricos empleando colorantes que se unen a la estructura de las proteínas (método de Bradford o Lowry) o de nuevo haciendo uso de las características fisicoquímicas de los ácidos nucleicos. El ADN presenta un pico máximo de absorción a 260 nm. Una densidad óptica de 1 a 260 nm corresponde a aproximadamente 50 µg/mL para ADN de doble cadena, 40 µg/mL para ADN de una cadena y para ARN, y 20 µg/mL para oligonucleótidos (Maniatis et al., 1982). Por espectrofotometría, también es posible determinar la pureza del ADN separado, estimando la proporción entre la Absorbancia (A) a 260 nm con respecto a la Absorbancia a 280 nm, que corresponde, ésta última, al pico máximo de absorción de las proteínas. La razón A260/A280 debe ser mayor a 1.8 y no pasar el valor de 2.0 para el ADN, lo que significa que la muestra presenta una cantidad pequeña o nula de proteínas y daría cuenta de lo eficiente del protocolo de extracción para la macromolécula. En relación con el estudio de los ácidos nucléicos, está la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), transcripción reversa PCR (RT-PCR), y el análisis de expresión de genes, entre otras. Todas estas reacciones se ven inhibidas por impurezas contenidas en el ADN procedentes del proceso de extracción y remanentes del tejido original. La integridad de las moléculas extraídas es de igual forma determinante para llevar a cabo algunas técnicas moleculares para los ácidos nucleicos y durante la identificación de las proteínas. Para ADN, ésta se evalúa por electroforesis en geles de agarosa, un polisacárido altamente purificado obtenido del agar. 2. OBJETIVO Extraer ADN a partir de fresas frescas. 3. EQUIPO, REACTIVOS Y MATERIAL POR EQUIPO



Cantidad (pza)

1 Fresas frescas 25 g 7 Sal de grano 5 g

2 Probeta (100 mL) 1 8 Detergente líquido para trastes (salvo verde)

30

3 Tubos de ensaye (16 X 150 mm) 4 9 Ablandador de carnes 2 g

4 Vaso de precipitados (250 mL) 1 10 Baño de hielo 1

5 Gradilla 1 11 Licuadora 1

6 Alcohol etílico comercial 100 mL 12 Agua desionizada necesaria


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4. PROCEDIMIENTO 4.1. Calentar la varilla de vidrio y hacerle espículas en una punta ayudándose con otra varilla más

pequeña. 4.2 En tanto se prepara la varilla, colocar 100 mL de alcohol en un baño de hielo. 4.3 Lavar la muestra con agua corriente. 4.4 Licuar la muestra con aproximadamente 100 ml de agua desionizada y unos granos de sal

durante 45 segundos. 4.5 Filtrar la solución y exprimir la gasa. Recuperar la solución. 4.6 A la solución anterior, adicionar 30 ml de detergente líquido para trastes, mezclar suavemente. 4.7 Dejar reposar 10 minutos. 4.8 Pasar la solución a los tubos de ensaye resbalando por las paredes ocupando un tercio de su

capacidad. 4.9 Adicionar a cada tubo una pequeña porción de ablandador de carne y mezclar suavemente. 4.10 Posteriormente, adicionar un volumen de alcohol frío resbalando por las paredes. 4.11 En la interfase se observa un precipitado de aspecto mucoso. 4.12 Recuperar el precipitado que contiene el ADN con la varilla de vidrio.

5. RESULTADOS

Hacer un registro detallado de lo observado. 6. CUESTIONARIO

6.1 Si para la extracción de ADN se utiliza una muestra de origen animal y otra de origen vegetal, ¿en cuál de las dos se obtendrían mejores resultados y por qué?

6.2 ¿Se obtiene ADN puro? 6.3 ¿Qué puede hacerse para caracterizar al ADN y demostrar que en realidad es eso? 6.4 ¿Cómo puede purificarse la muestra de ADN? 6.5 ¿Es posible aplicar electroforesis para esta práctica? ¿Por qué? 6.6 ¿Qué aplicaciones en Biotecnología Ambiental puede tener la extracción del ADN?

7. ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

7.1 Explicar cuál es la función de la sal durante el macerado de la muestra. 7.2 ¿Cuál es la utilidad del detergente líquido? 7.3 Explicar por qué se utilizó ablandador de carne y etanol.


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8. CONCLUSIONES Elaborar las conclusiones con base en la discusión de los resultados obtenidos y los objetivos planteados. 9. BIBLIOGRAFÍA

9.1. SUGERIDA, NO LIMITATIVA Maniatis T, Fritsch EF y Sambrook J. 1982. Molecular cloning. A manual laboratory. 13a. reimp. Ed. Cold Spring Harbor Laboratory. Nueva York. 545 pp.



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PRÁCTICA 9

MITOSIS EN MERISTEMO DE CEBOLLA

1. INTRODUCCIÓN El ciclo celular consiste en tres fases: Interfase, mitosis y citocinesis. Antes de que una célula eucariótica pueda comenzar la mitosis y dividirse efectivamente, debe duplicar su ADN, sintetizar histonas y otras proteínas asociadas con el DNA de los cromosomas, producir una reserva adecuada de organelos para las dos células hijas y ensamblar las estructuras necesarias para que se lleven a cabo la mitosis y la citocinesis.

La fase M o Mitosis, es el proceso de división nuclear, el cual es dividido convencionalmente en cuatro fases: Profase, metafase, anafase y telofase. Durante este proceso se efectúa la distribución de los cromosomas replicados en la interfase, fase en la cual los cromosomas aparecen como filamentos enrollados, denominados cromatina. REALIZAR EL DIBUJO O ESQUEMA A COLOR DE LA MITOSIS, SEÑALANDO CADA UNO DE SUS EVENTOS.


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La profase Al iniciar la profase se encuentran presentes dos pares de centriolos (a excepción de las plantas superiores), a un lado del núcleo. Durante esta fase, los pares de éstos se separan por la formación entre ellos de fibras del huso. En algunas células se forman pequeños filamentos, llamados áster, que salen de cada par de centriolos como si fueran rayos. Al finalizar la profase, los centriolos se encuentran dispuestos en los polos opuestos de la célula y la envoltura nuclear ha desaparecido totalmente. Al inicio de la metafase,

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______________________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________________

En la anafase ______________________________________________________________________________________

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Cuando se inicia la telofase, ______________________________________________________________________________________

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La citocinesis consiste en la formación de una barrera entre las dos nuevas células hijas, permitiendo la distribución más o menos homogénea del citoplasma y la separación de los núcleos hijos. En las células animales y algunos protoctistas, la citocinesis comienza con la invaginación de la membrana sobre la línea media donde se formó el huso, pero de manera perpendicular a éste, los cambios dan inicio durante la telofase y el proceso recibe el nombre de formación del surco o segmentación. La constricción en la línea media es generada por la contracción de filamentos de actina y miosina que se ensamblan en un anillo contráctil actuando como cordón que cierra la célula. 2. OBJETIVOS

2.1. Estudiar la Mitosis en la raíz de la cebolla. 2.2. Identificar las fases de la Mitosis.


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3. MATERIAL



Cantidad (pza)

1 Microscopio óptico 1 7 Un clip 3

2 Portaobjetos 5 8 Bulbo de cebolla con raíces 1

3 Cubreobjetos 5 9 Papel absorbente -

4 Tubo de ensayo (16 x 150 mm) 3 10 Baño María a 60°C 1

5 Bisturí 1 11 Orceína acética 5 gotas

6 Pinzas para tubo 2 12 HCl (1N) 15 mL

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Colocar una cebolla sobre el borde de un vaso con agua a manera que la zona radicular de la cebolla quede a un centímetro de la superficie del agua y dejar el vaso en un sitio con luz natural.

4.2. Esperar alrededor de diez- quince días, hasta que las raicillas tengan unos cuantos centímetros de largo y una hora previa al desarrollo de la práctica, colocar la cebolla en agua con hielo, sumergiendo con cuidado las raicillas y traerlas así a la unidad.

4.3. Revisar el aspecto de las raíces, el extremo debe presentar un aspecto lechoso al revisar a contra luz.

4.4. Corta un centímetro de raíz y coloca varios segmentos de éstas en un tubo de ensayo conteniendo 5 ml de HCl 1N.

4.5. Calentar el tubo en un Baño María a 60° durante 2 minutos. 4.6. Decantar el contenido del tubo y sobre un papel secante colocar las raicillas. 4.7. Colocar las raíces en un portaobjetos y cortar los 5 mm correspondientes al ápice, eliminando

el resto.

NOTA: EL PORTAOBJETOS DEBE ESTAR SOBRE PAPEL SECANTE.

4.8. Depositar sobre la muestra una gota de orceína acética y colocar un cubreobjetos. 4.9. Ejercer presión sobre la muestra y extenderla utilizando un clip. 4.10. Observar la preparación al microscopio, a diferentes aumentos.

5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES Identificar y esquematizar o fotografiar las células en las diferentes fases del ciclo celular y de la mitosis (interfase, profase, metafase, anafase, telofase y citocinesis).


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6. ANÁLISIS DE RESULTADOS Y DISCUSIÓN

CUESTIONARIO

6.1. ¿Qué fases de la mitosis se observaron y que ocurre en cada una de ellas? 6.2. ¿Por qué los cromosomas se tiñen de rojo? 6.3. ¿Se ha observado el proceso de citocinesis? En caso afirmativo, describirlo. 6.4. ¿En qué se basa la técnica de tinción con Orceína Acética? 6.5. ¿Por qué se utilizó raíz de cebolla?

7. CONCLUSIONES

Elabora las conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones, los resultados obtenidos y el análisis efectuado.

8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFIA SUGERIDA, NO LIMITATIVA Audesirk, Teresa. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp. Gutiérrez Barba BE, Vivero Santos JM, Sánchez García ML, Herrera Colmenero NI, Macías Arredondo JM y Mora Ramírez R. 1996. Manual de prácticas de laboratorio de Biología General. Instituto Politécnico Nacional. México. 98 pp. Lodish, Harvey. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp. Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804 pp.

8.2. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA _______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________


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PRÁCTICA 10

OBSERVACIÓN DE HONGOS

1. INTRODUCCIÓN La reproducción es un proceso común de los organismos vivientes que ha sido calificado como “esencia de la vida” y que puede definirse como la capacidad de los seres vivos para perpetuar la especie a través del tiempo y el espacio. La supervivencia de cada especie, requiere que cada uno de sus miembros se multiplique, que produzcan nuevos individuos fértiles para substituir a los muertos por la acción de depredadores, parásitos o por la edad avanzada. La reproducción asexual supone un progenitor único el cual se divide, germina o se fragmenta para formar dos o más descendientes, sin necesidad de la unión de dos gametos, cuyos caracteres hereditarios son idénticos a los del progenitor. Este proceso reproductivo es común en bacterias, algas, hongos, musgos, traqueofitas, protozoarios, celenterados, briozoos y tunicados. La reproducción asexual requiere de una estructura denominada espora y puede llevarse a efecto por diversos métodos específicos, uno de ellos es la gemación, la cual consiste en que una pequeña parte del cuerpo del progenitor crece y se convierte en un nuevo individuo. Puede permanecer unida, o bien, puede separarse de la célula progenitora y ser un miembro más o menos independiente de la colonia. La gemación difiere de la fisión binaria, en que las dos partes producidas no son de igual tamaño (división asimétrica). Los hongos pertenecen al reino Fungi, existen hongos unicelulares como las levaduras y multicelulares que sin llegar a formar tejidos, se agrupan formando colonias. Los hongos se alimentan de materia orgánica en descomposición, razón por la cual es frecuente observarlos en alimentos contaminados, por ejemplo con el género Penicillium, sin embargo también existen hongos macroscópicos que se utilizan como alimento, ejemplo de ellos son los champiñones y las setas. También son muy utilizados en la producción de medicamentos como los antibióticos y algunos otro metabolitos de uso industrial. Los hongos filamentosos (mohos) pueden formar estructuras que les permiten obtener nutrientes y adherirse a alguna superficie. Estas estructuras se conocen como hifas, que al agruparse dan lugar al micelio. El micelio aéreo es el que sobresale del medio de cultivo o del soporte donde crece el moho y contiene las estructuras reproductoras, motivo por el cual se denomina también micelio reproductor. El micelio que se encuentra en contacto con el medio, se denomina micelio vegetativo y es el encargado de obtener los nutrientes necesarios, así como agua. Los hongos tienen una enorme importancia para la vida ya que al descomponer la materia orgánica, facilitan el crecimiento de otros organismos formando incluso algunas relaciones simbióticas.


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Describe la forma de reproducción de las levaduras e hidras:

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Describe las estructuras de reproducción de los hongos:

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2. OBJETIVOS 2.1. Observar y dibujar o fotografiar las características de la reproducción asexual por gemación que

presentan las levaduras como representantes de los hongos unicelulares. 2.2. Comparar los diferentes tipos de estructuras reproductivas presentes en los mohos

filamentosos. 2.3. Dibujar o fotografiar las estructuras de reproducción en hongos microscópicos, hongos

macroscópicos y líquenes. 3. MATERIAL



Cantidad (pza)

1 Microscopio óptico 1 8 Ejemplares de hongos macroscópicos

Varios

2 Microscopio estereoscópico 1 9 Ejemplares de líquenes Varios

3 Portaobjetos 5 10 Alimentos contaminados con mohos (en pan, tortilla, fruta, etc.)

Varios

4 Cubreobjetos 5 11 Levadura Necesaria

5 Asa microbiológica para hongos 2 12 Agua destilada con un poco de azúcar (sacarosa)

Necesaria

6 Aguja de disección 2 13 Azul de algodón lactofenol 10 gotas

7 Navaja de un solo filo o bisturí 1 14 Barniz de uñas (transparente) Necesario


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4. PROCEDIMIENTO

4.1. PARA LA LEVADURA 4.1.1. Disolver un poco de levadura en un tubo de ensaye que contenga 1 mL de agua,

ligeramente azucarada, e incuba durante 20 minutos a 35ºC. 4.1.2. Depositar tres gotas de ésta suspensión en un portaobjetos, colocar un cubreobjetos y

observa en el microscopio óptico a seco débil (10X) y seco fuerte (40X). 4.1.3. Dibujar o tomar fotografías de las estructuras observadas e identificarlas en cada uno

de los esquemas. 4.1.4. Repetir el paso anterior mezclando sobre el portaobjetos la suspensión de levadura

con una gota de azul de algodón.

4.2. PARA EL MOHO MICROSCÓPICO EN MUESTRA DE PAN, TORTILLA O FRUTA 4.2.1. Describir la morfología colonial del moho como: Color y aspecto (aterciopelado,

pulverulento o algodonoso) del micelio. Observar si difunde pigmento al medio. 4.2.2. Realizar una preparación temporal de los cultivos de moho e identificar el tipo de hifas y

las estructuras reproductivas que presenten. 4.2.3. Introducir el asa microbiológica en la flama de un mechero, hasta “rojo vivo”, dejarla

enfriar y con ella tomar una pequeña muestra del moho de la muestra. 4.2.4. Colocarlo sobre un portaobjetos que contenga una gota de azul de algodón y volver a

esterilizar el asa en el mechero. 4.2.5. Colocar cuidadosamente un cubreobjetos sobre la preparación 4.2.6. Seca el remanente de colorante con papel absorbente y sella la preparación con barniz

de uñas transparente. 4.2.7. Observar las preparaciones a seco débil (10X) y seco fuerte (40X), dibujar o tomar

fotografías de las estructuras observadas. 4.2.8. Con ayuda de la bibliografía, identificar de qué moho se trata.

4.3. PARA OBSERVAR EL HONGO MACROSCÓPICO

4.3.1. Describir las características macroscópicas del hongo (champiñón o seta). 4.3.2. Hacer esquemas o tomar fotografías de lo observado. 4.3.3. Realizar un corte fino del cuerpo fructífero de un ascomiceto, colocarlo en un

portaobjetos para hacer una preparación temporal. 4.3.4. Observar con el objetivo seco débil y luego con el seco fuerte, localizando las hifas y

las estructuras de reproducción. 4.3.5. Hacer esquemas o tomar fotografías de lo observado.

4.4. PARA OBSERVAR LOS LÍQUENES

4.4.1. Observar los líquenes, describiendo su forma y color, utilizando un microscopio estereoscópico.

4.4.2. Hacer una preparación temporal de un corte fino del líquen y observarlo en el microscopio.

4.4.3. Esquematizar o tomar fotografías de las observaciones.


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5. RESULTADOS Y OBSERVACIONES

5.1. Hacer esquemas o tomar fotografías de cada una de las observaciones hechas en el microscopio y organizarlas de la forma que indican los siguientes cuadros:

Organismo En suspensión acuosa con agua azucarada En suspensión con azul de algodón

lactofenol

Levadura

Observaciones de hongos filamentosos (mohos)

Morfología colonial Organismo en:

Cultivo Pan Tortilla o frutas

Color del micelio vegetativo y reproductor.

Tipo de hifas y esporas

Observaciones a 10X y 40X

Nombre del moho

Información guía para el reporte de observaciones de hongos macroscópicos

Ascomiceto

Color de: Píleo Estípite Láminas Poros o Dientes

Cuerpo fructífero

Tipo de: Hifa Asca Ascospora

Basidiomiceto

Color de: Píleo Estípite Láminas Poros o dientes

Cuerpo fructífero

Tipo de: Hifa Basidios Basidiosporas.

Observaciones de líquenes

Aumento: Aumento: Observaciones

Microscopio estereoscópico

Microscopio compuesto


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6.1. ¿Por qué debe colocarse la muestra de levadura en agua azucarada? 6.2. ¿Por qué debe calentarse el asa al rojo vivo antes y después de utilizarla? 6.3. ¿Cuál es el fundamento de la tinción con azul de algodón lactofenol? 6.4. ¿Qué diferencias estructurales observa en todas la muestras que utilizó 6.5. Describa la clasificación taxonómica de cada hongo identificado. 6.6. ¿Cuál es la utilidad de los hongos en Ingeniería Ambiental?

7. CONCLUSIONES Elabora tus conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones, los resultados obtenidos, y el análisis efectuado.

8. BIBLIOGRAFÍA

8.1. BIBLIOGRAFÍA SUGERIDA, NO LIMITATIVA Audesirk, Teresa. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp. Lodish, Harvey. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp. Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804 pp.



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PRÁCTICA 11

OBSERVACIÓN DE ALGAS Y PROTOZOARIOS

1. INTRODUCCIÓN En el Reino Protoctista se sitúan los microorganismos eucariontes y sus descendientes inmediatos: Las algas nucleadas (incluyendo las multicelulares); los hongos acuáticos; los undulipodiados (antes conocidos como flagelados) y; los protozoarios. Todos los protoctistas son acuáticos, algunos son de agua dulce, otros son principalmente marinos y otros viven en los tejidos con alto contenido de agua de otros organismos. Los organismos pluricelulares de este grupo no llegan a formar tejidos diferenciados, pueden ser autótrofos o heterótrofos, con vida libre, parasitaria, móviles o sésiles. Los organismos pertenecientes a este reino presentan una gran diversidad en cuanto a su organización celular, a su tipo de división celular, a su ciclo vital y a su forma de nutrición. Las algas están formadas por células eucariotas y podemos encontrar individuos unicelulares o pluricelulares. Todas son autótrofas, esto es, forman materia orgánica a partir de materia inorgánica, utilizando la luz como fuente de energía por medio de la fotosíntesis. Las algas se utilizan en la industria alimentaria como espesantes de mermeladas y salsas. En medicina se utilizan para hacer los medios de cultivo para las bacterias, también se extraen de ellas sustancias para producir medicamentos. La mayoría poseen pared celular, que contiene carbonato de sílice. Su color varía, las hay verdes (clorofitas), rojas (rodofitas), doradas (crisofitas) y cafés (feofitas). Las tres últimas, su color se debe a los pigmentos accesorios, que le dan esa característica a las algas para poder atrapar la luz solar a distintas profundidades. Las algas pueden llegar a ser importantes constituyentes de la flora del suelo y pueden existir incluso en situaciones tan extremas como sobre la nieve, entre las arenas del desierto o en aguas termales cuya temperatura está por sobre los 80ºC. Sin embargo, su mayor desarrollo y diversidad se ha logrado en el mar. Allí viven en dos tipos de situaciones muy distintas: algunas viven flotando en las capas más superficiales de agua, son generalmente unicelulares y se les reconoce con el nombre general de algas planctónicas. Otro grupo vive adherido a rocas, piedras y bolones, y se les conoce como algas bentónicas. Ambos grupos son los productores más importantes en el mar y la base de todas las cadenas tróficas allí existentes; sin embargo, sólo las algas bentónicas tienen importancia económica directa. Las algas se clasifican en unicelulares y multicelulares. Las primeras son seres formados por una sola célula, pueden vivir libres, como es el caso de la Euglena. También pueden asociarse y formar colonias, como es el caso de Volvox. Algunas algas unicelulares se agrupan unidas por mucílagos formando un cenobio. De entre ellos es posible distinguir:

Unicelulares móviles por flagelos. Unicelulares inmóviles. Ameboides (no tienen pared celular).


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Las algas multicelulares se agrupan formando tejidos filamentosos, acintados, cenocíticos y septados, en forma de "hojas" (talo). Poseen pigmentos accesorios tales como la ficobilina, la xantofila y los carotenos. Tienen clorofila A, B, C, D, E y la combinación de éstas, es decir, A1, B2, E2, etcétera. Los tipos de algas están dadas por su pigmentación. Todas poseen sustancias de reserva (almacenan la energía producida por el desdoblamiento de algunos organelos (ATP). Estas sustancias de reserva son almidón, paramilo, almidón de florideas, sicolaminina, glucosa y aceites. Su movimiento se debe a los undulipodios, que están formados por microtúbulos, 2 centrales y 9 periféricos. Su tamaño va desde unas micras hasta unos 100 m de largo. El crecimiento de las algas puede ser generalizado (se divide por completo) o localizado (tiene la capacidad de dividirse solo una parte en un sitio determinado). El grupo de las algas se divide en los siguientes phyla:

Phylum Clorophyta (algas verdes): Está compuesto por organismos unicelulares que viven en agua dulce, asociados con los hongos, forman líquenes. Poseen cloroplastos, por lo que están capacitados para realizar fotosíntesis y producir almidón, el cual almacenan como sustancias de reserva.

Phylum Crisophyta (algas doradas): El nombre común de algas doradas, se les asigna por la

presencia de un pigmento café amarillento. Están provistos de clorofila, por lo que llevan a cabo la fotosíntesis. Se hallan tanto en agua dulce como en agua marina.

Phylum Feophyta (algas pardas): El nombre de algas pardas, se debe a la presencia de un

pigmento de color pardo, llamado fucoxantina. Los organismos de este phylum son pluricelulares fotosintéticos.

Phylum Rodophyta (algas rojas): Los organismos componentes de este phylum presentan un

pigmento llamado ficoeritrina, que es de color rojo. Poseen clorofila y son organismos pluricelulares que habitan en el mar, a profundidades que varían entre 100 y 200 m.

Los protozoos son un grupo de transición que tiende a ser considerado más cercano a los animales, ya que su actuación general respecto a la fisiología de su nutrición, locomoción y otras características más, así lo indica. Este tipo de organismos se encuentra generalmente en formas libres o como parásitos del hombre y demás los animales. El grupo de los protozoarios es dividido como se indica a continuación.

A. Sarcodinos

Son considerados como los protozoarios más sencillos y presentan las siguientes características: a) Organismos que habitan tanto en medios dulceacuícolas como en medios marinos.


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b) Poseen movimiento por medio de prolongaciones formadas distintivamente en la membrana y en el material citoplasmático llamadas pseudópodos, mismos que son utilizados también para atrapar partículas alimenticias, las cuales, con las enzimas digestivas producidas en su interior, son transformadas en substancias que son absorbidas, expulsando después los desechos por exocitosis, al exterior de la célula.

c) Su forma de respiración se reduce a un simple intercambio gaseoso por difusión a través de la membrana citoplasmática.

d) Su reproducción es por bipartición, es decir, el organismo alcanza un grado de madurez y se divide en dos células con las mismas características.

B. Ciliados

Reciben este nombre por la presencia de cilios o pestañas vibrátiles que rodean, total o parcialmente, la superficie de su cuerpo. A continuación se señalan las características que distinguen a ésta clase. a) Presentan dos núcleos con diferentes funciones, que son:

Micronúcleo: Contiene cromosomas y realiza la función de reproducción sexual y

asexual del organismo. Macronúcleo: Realiza funciones metabólicas relacionadas con su desarrollo y el

crecimiento.

b) Viven en aguas dulces o saladas, generalmente como parásitos. c) Respiran por difusión, como todos los protozoarios. d) Se reproducen asexualmente por medio de bipartición y sexualmente por conjugación,

que comprende un intercambio de porciones del micronúcleo. Un ejemplo muy común de los ciliados es el Paramecium, en el cual pueden observarse órganos especializados para desempeñar funciones básicas.

C. Suctorios Está constituido por organismos íntimamente relacionados con los ciliados, sus características presuponen una distinción evolutiva importante. Se caracterizan principalmente por:

a) La presencia de cilios solamente durante la fase inmadura de su ciclo vital, mismos que son reemplazados más tarde por tentáculos.

b) Son organismos sésiles, es decir, permanecen fijos en el medio acuático. c) Se reproducen por fisión binaria y por medio de conjugación.

Un ejemplo de este grupo es el género Podophyra, que permanece fijo por medio de un pedicelo, irradiando sus tentáculos desde la porción central de su cuerpo.


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D. Esporozoarios Este tipo de seres se encuentran en toda la biosfera, por el hecho de que las esporas son capaces de soportar diversas condiciones ambientales desfavorables. El nombre de esporozoarios obedece a que en una parte de su ciclo vital, y obligados por circunstancias especiales, dividen su cuerpo en numerosos fragmentos (esporas o merozoítos), resultado de la reproducción asexual. En los esporozoarios, la carencia de movimiento y su forma de reproducción, son características taxonómicas importantes. Uno de los géneros más conocidos de los esporozoarios es el Plasmodium vivax, responsable en el hombre de la malaria o paludismo por intermedio del mosquito.

2. OBJETIVO

Identificar las características de diferentes organismos pertenecientes al Reino Protoctista. 3. EQUIPO, REACTIVOS Y MATERIAL POR EQUIPO



Cantidad (pza)

1 Microscopio óptico 1 5 Cubreobjetos 10

2 Microscopio estereoscópico 1 6 Pipetas Pasteur 2

3 Cajas de Petri 3 7 Muestras de agua estancada Varias

4 Portaobjetos 10 8 Frascos gotero 1

4. PROCEDIMIENTO

4.1. Con una pipeta Pasteur tomar una muestra de agua estancada. Hacer una preparación temporal con las muestras y observarlas al microscopio óptico, identificando los organismos encontrados, con la ayuda de los anexos proporcionados y la asesoría del docente.

4.2. Tomar fotografías o esquematizar a color las observaciones efectuadas a 10X y 40 X. 5. OBSERVACIONES Y RESULTADOS

Esquematizar las observaciones efectuadas, señalando y describiendo los diferentes tipos de organismos que se encuentren, indicando el nombre científico o el grupo (Género, Familia, Orden, Clase, etc.) de cada ejemplar.


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Elaborar un cuadro comparativo de los ejemplares observados, indicando las características que presentan y las diferencias existentes entre cada uno de ellos.

7. CONCLUSIONES

Elaborar las conclusiones con base en los objetivos establecidos, las observaciones realizadas y el análisis efectuado.

8. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA, NO LIMITATIVA Alonso Tejeda ME. 2003. Biología: un enfoque integrador. McGraw Hill Interamericana. México. 279 pp. Audesirk T. 2003. Biología. La vida en la Tierra. Pearson Education. México. 790 pp. Lodish H. 2002. Biología celular y molecular. Médica Panamericana. España. 1053 pp. Starr C y Taggart R. 2004. Biología: La unidad y diversidad de la vida. Thomson Learning. México. 804 pp.

8.2. BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA ____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

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MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE … Didactico/biologia... · interesante como es el de los hongos, el Reino Fungi. Finalmente, la práctica 11 involucra el trabajo con organismos