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PLAN DE CAMPAÑA

♦ Tipo: Estudio multidisciplinar del ecosistema bentopelágico de talud ♦ Zona: Mallorca (unidad geográfica CGPM nº 5: Balearic Islands) ♦ Duración: 11 a 30 de julio de 2010 (20 días) ♦ Barcos: B/O Sarmiento de Gamboa (Teléfono: 679510317, (+34) 931845900; e-mail:

capitan@sdgamboa.cmima.csic.es); http://www.utm.csic.es/sarmiento.asp ♦ B/P Punta d’es Vent (Teléfono: 608333170) ♦ Datos y muestreos: hidrografía, micro-, meso- y macrozooplancton, micro- y

macronecton, comunidades nectobentónicas y epibentónicas, sedimentos, capas de reflexión profunda.

♦ Equipamiento: CTDs, redes plancton (p.e. Calvet, WP2, RMT, MOCNESS, Multinet),

artes de arrastre pelágico con multi-sampler y de arrastre de fondo, patín epibentónico y supra-bentónico, red suprabentos, draga shipeck, ecosonda científica y perfilador de corrientes.

♦ Responsables de campaña:

♦ B/O Sarmiento de Gamboa: M. Pilar Olivar (CSIC)

♦ B/P Punta d’es Vent: Francesc Ordines (IEO) ♦ Personal científico: 44 participantes (ICM, IEO Baleares, IEO Vigo, IGMAN, UIB,

IMEDEA, ULPGC) ♦ Proyecto: IDEADOS (Estructura y dinámica del ecosistema bentopelágico de talud en

dos zonas oligotróficas del Mediterráneo occidental: una aproximación multidisciplinar y a distintas escalas temporales en las Islas Baleares), financiado por el Plan Nacional 2008-20011 (CTM2008-04489-C03-01/MAR, -02/MAR y 03/MAR).

♦ Otras campañas en la zona: CIRBAL, QUIMERA, IDEA, TUNIBAL, RADMED,

BALAR, MEDITS.

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IDEADOS0710

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1. ANTECEDENTES Y OBJETIVOS

El proyecto IDEADOS es un proyecto coordinado entre el Instituto Español de

Oceanografía (IEO), el Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC) y la Universitat de les Illes Balears (UIB), financiado por el Plan Nacional de I+D+I 2008-2011 (CTM2008-04489-C03-01/MAR, CTM2008-04489-C03-02/MAR y CTM2008-04489-C03-03/MAR, respectivamente). Su objetivo global consiste en determinar las relaciones entre las condiciones medioambientales y las comunidades nectobentónicas de talud en dos zonas oligotróficas del Mediterráneo occidental (subcuencas balear y argelina), con distintas características geomorfológicas e hidrodinámicas. Pretende poner especial énfasis en el estudio del acoplamiento trófico de los organismos demersales de estas comunidades y las poblaciones del dominio meso- y batipelágico, y analizar distintas escalas temporales y diferentes niveles de organización (población, comunidad y ecosistema). Para ello se debe abordar, de manera simultánea y en el marco de la hidrodinámica de la zona, el estudio del dominio pelágico (micro-, meso- y macrozooplancton, micro- y macronecton) y de las poblaciones y comunidades epibentónicas de talud.

Mallorca

Para llevar a cabo este objetivo, una de las principales actividades del proyecto es la recogida de datos y muestras en el mar, a partir de dos campañas multidisciplinares (otoño y verano), que para optimizar la toma de muestras se realizarán, de manera simultánea, a bordo del B/O Sarmiento de Gamboa y un B/P de arrastre. El muestreo incluirá dos áreas, al oeste y sur de Mallorca, situadas en las subcuencas balear y argelina, respectivamente, que presentan características geomorfológicas y oceanográficas bien diferenciadas. Al oeste de Mallorca, la primera parte del talud es de pendiente suave, llega hasta 1800 m de profundidad máxima y se continúa con el talud peninsular. Su hidrodinámica está determinada por la variabilidad intra e interanual en el giro ciclónico que forman los frentes del talud peninsular y del norte de Mallorca (Pinot et al., 2002). Al sur de Mallorca el talud es más irregular, con una zona de pendiente suave, hasta 1100 m de profundidad máxima, y otra con numerosos pináculos volcánicos y un escarpe muy pronunciado hasta 2600 m de profundidad, surcado por pequeños cañones submarinos e influenciada por el monte submarino Emile Baudot, (Acosta et al., 2002). Su hidrodinámica está menos definida, debido a su mayor distancia de las áreas donde se originan las aguas intermedias y profundas del Mediterráneo noroccidental y también a la menor presencia de constricciones batimétricas. Es una región bajo la influencia de los remolinos desgajados de la corriente de entrada de aguas atlánticas, que fluye hacia el este a lo largo del margen continental africano (Millot, 1999).

La campaña IDEADOS0710 corresponde a la segunda de estas campañas, a realizar durante el verano. Un período caracterizado por una fuerte estratificación en la columna de agua, altas temperaturas, baja producción en las capas superficiales y presencia del máximo profundo de clorofila. Además, corresponde con la época de puesta de la gamba roja de la

Cabrera

Fuente: Acosta et al. (2002)

EBEB: Emile Baudot

OESTE

SURÁreas estudio

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gamba roja (Aristeus antennatus), que junto con la merluza (Merluccius merluccius) es una de las especies objetivo del proyecto.

2. OBJETIVOS

Se propone llevar a cabo una campaña con un grado de multidisciplinariedad muy elevado, en la que participarán equipos científicos numerosos y se aplicarán metodologías muy diversas. De esta forma, se pretende abarcar el estudio, de manera simultánea, de diversos dominios y compartimentos marinos (micro-, meso- y macrozooplancton, micro- y macronecton y epibentos), la dinámica poblacional y condición de las principales especies nectobentónicas y la dinámica trófica de las comunidades bentopelágicas.

IMÁ

GE

NE

S S

AT

ÉL

ITE

COMUNIDAD NECTOBENTÓNICA RED MEGAFAUNAÓPTICA

ECOSISTEMA MESOPELAGICO

REDES NÉCTON

ACÚSTICA

ANALISIS SEDIMENTO

COMUNIDAD EPIBENTÓNICA Y SUSTRATOACÚSTICA

CAMPAÑAS MULTIDISCIPLINARES

HID

RO

DIN

ÁM

ICA

HIDROLOGÍA PRODUCTIVIDAD

ECOSISTEMAS DEMERSALES -MEDIOAMBIENTE

REDES ZOOPLANCTON

TROFISMO ESPECIES CLAVEMOVIMIENTOS DIARIOS

TROFISMO ESPECIES CLAVE

El objetivo es el análisis de las relaciones entre las condiciones medioambientales y la fauna nectobentónica de profundidad, en el talud de las dos áreas de estudio, al oeste y sur de Mallorca. Para ello, se realizará toma de datos y muestreos de hidrografía, zooplancton, ictioplancton, comunidades necto- y epibentónicas, fotogrametría, capas de reflexión profundas, relaciones tróficas, recolección de otolitos de merluza y de imágenes de satélite.

3. METODOLOGÍA

Se utilizarán simultáneamente el B/O Sarmiento de Gamboa (eslora: 70.5 m; manga: 15.5 m), dedicado a la campaña oceanográfica de toma de datos hidrográficos, muestreos de plancton y necton, localización y muestreos de capas de reflexión profunda y muestreos con fotogrametría profunda, y el arrastrero comercial alquilado B/P Punta d’es Vent (eslora: 22 m; arqueo: 59 GT; potencia nominal: 365 CV), dedicado a la prospección de comunidades demersales.

Las áreas de estudio serán zonas de talud, situadas frente a la costa oeste y sur de Mallorca. En éstas, se localizan los caladeros de Cabrera (CA) y Sóller (SO), respectivamente. Dos de las principales áreas donde se desarrolla la pesquería de arrastre de talud en las Islas Baleares.

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3.1. Campaña oceanográfica (B/O Sarmiento de Gamboa; 18 días)

El trabajo a bordo se realizará tanto de día como de noche. El 10-11/07/2010 se embarcará el personal, los equipos y el material, en Barcelona y Palma, respectivamente. La campaña se iniciará a las 18:00 del 11/07/2010, para realizar pruebas con el arte de arrastre pelágico en la bahía de Palma, sobre fondos de 150-250 m, y un muestreo con IKMT en superficie, para realizar experimentos de densidad. El 12/07/2010 se dedicará a la calibración de ecosondas en la misma bahía y el 13/07/2010 se continuará con las pruebas con el arte de arrastre pelágico, preferiblemente en una estación de 600 m de SO (BBL a 600 m, DSL a 400 m y superficie). Posteriormente, se cubrirán las dos áreas de estudio, (SO y CA) donde se repetirán, en cada una de ellas, las operaciones de plancton, hidrografía y prospección de capas de reflexión profunda. Se prevé cubrir primero el área de SO y después CA, aunque ello se decidirá durante la misma campaña, en función de la previsiones meteorológicas. Finalmente el día 30 se descargará el material y personal en el puerto de Palma, y continuación navegará hacia Barcelona, dónde se estima descargar el material y personal el 31 por la mañana.

El muestreo de zooplancton, para el que se ha previsto 4 días por zona, se realizará en dos estaciones fijas, situadas a 200 y 900 m de profundidad, para cada una de las dos áreas (ver Anexo I). Se prevé realizar dos ciclos de 48 horas, durante los cuales se realizarán los muestreos que se detallan a continuación. Cabe señalar que en algunas estaciones, denominadas completas, se realizarán todas las operaciones, en otras sólo se realizarán las pescas de IKMT y Mocness.

- Pescas verticales, de biomasa de plancton, en los primeros 200 m de la columna de agua, con red Calvet (2 redes de 53 µm para microzooplancton) y WP2 (3 redes de

Sarmiento de Gamboa

Punta d’es Vent

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200 µm para mesozooplancton), a barco parado. Las velocidades de bajada y subida serán de 1 m/s. Estos muestreos se realizarán por el costado de estribor.

Trabajo en laboratorio B/O: Una muestra de micro y otra de meso se fijarán en formol y otra se filtrará y secará en el propio barco. La tercera muestra de la WP2 se congelará y cuando el tiempo lo permita se separarán algunas muestras para análisis posteriores.

- Pesca oblicua, de mesozooplancton (300 µm) y macrozooplancton (1.5 mm), con red

Mocness a 2-3 nudos de velocidad y siguiendo las isobatas de 200 y 900 m, en cada estación. Se muestrearán 7 estratos de mesozooplancton (diferenciando capa de mezcla, termoclina y estratos inferiores hasta llegar la Deep Scattering Layer o DSL) y dos estratos de macrozooplancton (DSL e integrado entre DSL y superficie). La velocidad de largado y virado será de 20 m/min. Estos muestreos se realizarán por la popa.

Trabajo en laboratorio B/O: Las muestras de mesozooplancton se fijarán en formol al 5%, tamponado con bórax. Las muestras del macrozooplancton se separaran a bordo mediante una lupa binocular, y se fijarán en alchol o formol dependiendo de los grupos.

- Pesca oblicua, de micronecton, con IKMT (3 mm) en la DSL. Con el barco casi

parado se bajará la red a la profundidad de la DSL. En este nivel, se muestreará durante 30 minutos, a una velocidad de 3-3,5 nudos. Con la red IKMT se utilizará un sensor SCANMAR para controlar la profundidad durante la operación de muestreo. Una vez pasado este tiempo, la red se virará tan deprisa como lo permita la maquinilla. Estos muestreos se realizaran por la popa.

Trabajo en laboratorio B/O: Las muestras se separaran a bordo mediante una lupa binocular, y se fijarán en alcohol o formol dependiendo de los grupos. Algunas serán congeladas para isótopos.

- Pesca oblicua, de meso- y macro-zooplancton, con una WP2-fondo de un sola red de

500 µm, en la BBL (Benthic Boundary Layer) próxima al fondo, a una velocidad de 2 nudos. Con esta red se utilizará también un sensor SCANMAR, para controlar la profundidad durante la operación de muestreo. La red se largará por estribor, con el barco prácticamente parado, y una vez llegue al fondo deseado se arrastrará durante 15 minutos. A continuación se estrangulará la red, mediante un sistema mecánico de cierre, y se virará a una velocidad de 1 m/s.

Trabajo en laboratorio B/O: Las muestras se fijarán en formol.

La toma de datos hidrográficos, para la que se ha previsto 1 día y medio por zona, se

realizará en una red de unas 60 estaciones (ver Anexo II), que también incluye indicaciones sobre la toma de datos y muestras) situadas en 11 radiales (6 de 5 estaciones, excepto un radial que tiene 6 estaciones, en SO y 5 de 6 estaciones en CA), además de 12 estaciones opcionales (en rosa). Aparecen las estaciones añadidas (en verde, Cabrera este y Sóller Sur) respecto a la campaña de invierno. Así como, se prevé la realización de algún muestreo adicional asociado a las pescas. En cada estación se tomarán registros del perfil vertical de presión, temperatura, salinidad, oxígeno disuelto, fluorescencia, turbidez y corriente con CTD y ADCP.

En una estación próxima a los fondeos de instrumentos (e.g. 17 ó 18 en SO y 37 ó 38 en CA; ver Anexo III) se tomarán muestras de agua (~3 litros) con botella hidrográfica y de sedimento con draga Shipeck, para posteriores análisis de isótopos.

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La prospección de las capas de reflexión profunda (DSL y/o BBL), para lo que se ha previsto 2 días por zona, se realizará con ecosonda científica EK60 (con frecuencias 18, 38, 70, 120 y 200 kHZ) y muestras biológicas recogidas con red de arrastre pelágico, IKMT y MOCNESS (de 1.5 mm). Se propone realizar 2 radiales, de 10 millas de longitud cada uno, situados a 200 y 900 m de profundidad, siguiendo la estrategia que se detalla a continuación:

- Primer día:

o Horario diurno (12 horas; p.e. de 08:00 a 20:00)

- Prospección acústica del radial de 900 m (1 hora).

- Muestreo con arte de arrastre pelágico (30 minutos por muestra) de la DSL a ~400, ~200 y ~60 m de profundidad (4 horas).

- Navegación entre radiales (1 hora).

- Prospección acústica del radial a 200 m (1 hora).

- Muestreo con arte de arrastre pelágico (30 minutos por muestra) de la

DSL a ~200, ~100 y ~60 m de profundidad (3 horas).

- Muestreos de superficie con IKMT y MOCNESS en el radial de 200 m (2 horas), para realizar experimentos de densidad (ver Anexo IV)

o Puesta del sol (2 horas; p.e. de 20:00 a 22:00): muestreos por determinar.

o Horario nocturno (8 horas: p.e. 22:00-06:00):

- Muestreos (30 minutos por muestra): dos con IKMT y uno con

MOCNESS en la DSL a ~200 y ~60 m, del radial de 200 m (3 horas).

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- Navegación entre radiales (1 hora).

- Muestreos (30 minutos por muestra): dos con IKMT y uno con

MOCNESS en la DSL a ~400 y ~60 m, del radial de 900 m (4 horas).

- Segundo día:

o Salida del sol (2 horas; p.e. de 06:00 a 08:00): muestreos por determinar.

o Horario diurno (12 horas; p.e. de 08:00 a 20:00)

- Muestreos (30 minutos por muestra): tres con IKMT y dos con MOCNESS en la DSL a ~400, ~200 y ~60 m, del radial de 900 m (6 horas).

- Navegación entre radiales (1 hora).

- Muestreos (30 minutos por muestra): tres con IKMT y dos con

MOCNESS en la DSL a ~200, ~100 y ~60 m del radial de 200 m (5 horas).

o Puesta del sol (2 horas; p.e. de 20:00 a 22:00): muestreos por determinar.

o Horario nocturno (8 horas: p.e. 22:00-06:00):

- Muestreo con arte de arrastre pelágico (30 minutos por muestra) de la

DSL a ~200, ~100 y ~60 m de profundidad (3 horas).

- Navegación entre radiales (1 hora).

- Muestreo con arte de arrastre pelágico (30 minutos por muestra) de la DSL a ~400, ~200 y ~60 m de profundidad (4 horas).

Trabajo en laboratorio B/O: El muestreo del arte de arrastre pelágico se realizarán siguiendo el mismo protocolo que el aplicado a la captura del arte de arrastre de fondo (lista faunística y distribución de tallas). En el caso de eufausiaceos, se medirá (en fresco) la longitud cefalotorácica y total de una muestra respresentativa. Las especies de menor tamaño (principalmente crustáceos y cefalópodos), se guardarán en formol, alcohol o congeladas, debidamente etiquetadas, para su posterior análisis en el laboratorio.En el caso de cefalópodos serán todos congelados debidamente etiquetados y enviados al COB. En cada pesca se guardarán algunos ejemplares de las diversas especies de peces meso y batipelágicos, para el posterior análisis de contenidos estomacales en el laboratorio.

Se realizará también un experimento de densidad, a partir de las muestras capturadas en

superficie (Anexo III).

3.2. Campaña comunidades demersales (B/P Punta d’es Vent; 10 días)

En cada área de estudio (SO y CA) se realizarán 3 estaciones a 250, 650 y 850 m de profundidad (ver Anexo V). En cada una de ellas se realizarán 3 muestreos con arte de arrastre de fondo comercial con puertas y patín epi-bentónico.

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En ambos casos, se acoplará un CTD de pequeñas dimensiones, modelo SBE 37-SM, para la adquisición de datos de temperatura, salinidad y presión durante la realización de las pescas, tanto a lo largo de la columna de agua como sobre el fondo. En los muestreos con arte de arrastre se usará un sistema SCANMAR, para estimar la distancia entre puertas, así como la abertura vertical y horizontal de la red de arrastre, su profundidad, velocidad de filtrado en la boca y simetría. Este sistema también se utilizará en los muestreos con patín epibentónico, para controlar su profundidad y distancia al fondo.

Al patín epibentónico se le acoplará en el marco superior una red de captura del suprabentos, con una luz de malla de 500 µm, por ello las capturas se realizarán en las mismas estaciones del patín epi-bentónico (Anexo V). El objetivo es medir abundancia y biomasa de los grupos que conformen este compartimento, en los que se manifiesta una elevada abundancia de larvas de decápodos natantia sin identificar, eufausáceos (Euphausia krohni, Nematoscelis megalops) y misidáceos (Boreomysis árctica, Boreomysis megalops). De estos grupos se seleccionaran las especies clave del suprabentos de la zona de estudio, por su abundancia, biomasa o ecología trófica. Estas especies podrían ser las especies objetivo de análisis nutricionales y metabólicos (respiración). En cada muestra se seleccionarán 5 individuos de las especies clave (como mucho son 3) y se congelarán a -80ºC inmediatamente después de ser capturadas. Su trasporte hasta el laboratorio de análisis se realizará mediante un contenedor con nitrógeno líquido.

La duración efectiva de estos muestreos (con la red o el patín sobre el fondo y red suprabentos) será de 60 y 15 minutos, respectivamente. La velocidad será de 2.5-3.0 nudos en los muestreos con arte de arrastre y 1.5-2.0 nudos en los muestreos con patín epi-bentónico. En cada uno de los lances se tomarán los siguientes datos:

- Características del lance: situación, profundidad, rumbo, velocidad, cable y malletas, dirección y velocidad viento, estado del mar, así como cualquier otro parámetro relevante (p.e. comportamiento red, registro ecosonda).

- Lista faunística: número y peso (g) de todas las especies.

- Distribuciones de tallas: medición de todos los peces (comerciales o no), crustáceos

decápodos y cefalópodos. En caso de que la captura sean pocos individuos, de los

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que se tenga que realizar muestreo biológico, se llevarán al Centro Oceanográfico de Baleares (COB), debidamente etiquetados, sin haber realizado el muestreo de tallas.

- Todas las medidas se tomarán a la unidad inferior, de acuerdo con la siguiente tabla:

Talla total Talla anal Cefalotórax Manto

cm cm mm mm ½ cm

Sexo No sexo Sexo No sexo Sexo No sexo

Condríctios

Quimeras

Macrúridos y notacántidos

Osteíctios

Decápodos objetivo

Cefalópodos objetivo

Las especies objetivo de estudio del contenido estomacal (ver Anexo V) serán analizadas

en el COB en su mayoría, se escogerán 10 individuos por especie y rango de talla, otras serán congeladas para estudiarse más adelante. Las especies objetivo para muestreo biológico (ver Anexo VI) y especies difíciles de determinar a bordo, tanto peces (en particular Stomiiformes y Mictofiformes) como invertebrados (crustáceos y moluscos de pequeño tamaño), capturados con el arte de arrastre, se guardarán debidamente referenciados, para su traslado al COB, donde se muestrearán. La totalidad de la muestra del patín epibentónico, será guarda en bolsas debidamente etiquetadas y cada una de ellas en una caja de porexpan congelada, para realizar su posterior análisis en el ICM, dónde se recogerán muestras de las presas para el análisis de isótopos (se transportarán en el Sarmiento). Para los muestreos biológicos deberán realizarse de 50 individuos por especie/zona/estrato y en el caso de las especies separadas por sexo se realizaran 30 individuos por especie/zona/estrato/sexo. En esta campaña los crustáceos más abundantes (gamba y cigala) serán muestreados, en cambio, los otros se congelarán todos para realizarse más adelante por especialistas. En el caso de cefalópodos, los que no aparezcan en la lista de muestreo de cefalópodos (Anexo XII) serán congelados en bolsas debidamente etiquetadas.

En el laboratorio de disección del COB, se realizará el triado de las especies restantes y se completarán las listas faunísticas y las distribuciones de tallas de las especies de peces, crustáceos decápodos y cefalópodos, de acuerdo con la tabla anterior. Posteriormente se realizarán los muestreos biológicos, la extracción de partes duras, análisis de contenidos estomacales y recolección de otras muestras.

- Muestreos biológicos: Para cada ejemplar se anotará su número de referencia (empezando en cada pesca por 1), talla (cefalópodos y peces: al mm, crustáceos al 0.1 mm), peso total y eviscerado (0.1 g), peso hígado o hepatopáncreas y gónadas (0.1 g), sexo y estado de madurez de las gónadas (ver Anexos VIII, IX, X y XI).

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- Extracción de partes duras: Se recogerán otolitos de merluza, para posteriores análisis de su micro-química. De los ejemplares previamente muestreados, se recogerán los otolitos de un mínimo de 50 juveniles (<18 cm; 25 por área de estudio: SO y CA) y 5 adultos a partir de más de 18 cm por clase de talla y área de estudio (SO y CA) (Anexo XIII). La extracción de los otolitos se realizará con pinzas de teflón y se guardarán en tubos de plástico, debidamente referenciados (especie, número de muestra, fecha y número de referencia del ejemplar), para evitar la contaminación. Asimismo se recogerán (5 por clase de talla y área de estudio) otolitos de Micromesistius poutassou y Mullus spp. e ilicios de Lophius spp. (ver esquema adjunto).

10 cm

- Análisis de contenidos estomacales: Se muestrearán 10 ejemplares por especie o grupos de tallas de especie por lance, aplicando la metodología que ha desarrollado el equipo de trofismo del IEO Santander (Olaso & Rodríguez-Marín, 1995). Además, de cada individuo se obtendrá la talla (cm ó mm inferior), sexo y estado de madurez de las gónadas. Para detectar los estómagos regurgitados o vacíos se examinará el estado de la vesícula biliar (Velasco et al., 1996). Este método no es efectivo para especies como Micromesistius poutassou, Scyliorhinus canicula y Galeus melastomus. Sin embargo, la escasa presencia de estómagos evaginados en estas especies sugiere que la regurgitación no es muy importante.

- Recolección de otras muestras: En las mismas especies en que se realiza el análisis

de contenidos estomacales, se recogerán un trozo de musculatura (1cm2), se harán tres réplicas por especie, por rango de talla, por estrato batimétrico y por zona, que se guardarán congelados debidamente referenciados (especie, número de muestra, fecha y número de referencia del ejemplar), para posteriores análisis de isótopos en el laboratorio. Se recogerán también estómagos de cefalópodos, que se guardarán en etanol para su posterior estudio en el laboratorio. Se continuará con la colección de referencia de especies (p.e. otolitos, picos, telson y otras partes de crustáceos) para la identificación y cuantificación de las presas.

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4. DESARROLLO PREVISTO

A continuación se presenta un plan de actividades de la campaña. Sin embargo, debe

considerarse la posibilidad que, según las incidencias que puedan surgir durante la misma, el calendario previsto pueda ser modificado.

B/O Sarmiento de Gamboa

Lugar Período Actividad

Puerto Barcelona 10/07/2010 Embarque personal y estiba material

Navegación 10-11/07/2010 Tránsito de Barcelona a Palma (noche)

Puerto Palma 11/07/2010

Embarque personal y estiba material

Bahía Palma Prueba arte arrastre pelágico (BBL) y muestras con IKMT en superficie (desde 18:00)

Bahía Palma 12/07/2010 Calibración eco-sonda

SO 13/07/2010 Pruebas arte de arrastre pelágico (BBL a 600 m, DSL a 400 m y superficie)

SO 14-17/07/2010 Muestreo zooplancton

SO 18-19/07/2010 Estaciones hidrográficas

SO 20-21/07/2010 Prospección capas reflexión profunda (acústica y muestreos)

W y S Mallorca 22/07/2010

Cambio personal1 (08:00) y navegación CA→SO (mañana)

CA Muestreo zooplancton (tarde)

CA 23-25/07/2010 Muestreo zooplancton

CA 26/07/2010 Muestreo zooplancton (mañana)

Estaciones hidrográficas(tarde)

CA 27/07/2010 Estaciones hidrográficas

CA 28-29/07/2010 Prospección capas reflexión profunda (acústica y muestreos)

Puerto Palma 30/07/2010 Desembarco material y personal

Navegación 30-31/07/2010 Tránsito de Palma a Barcelona (noche)

Puerto Barcelona 31/07/2010 Desembarco material y personal

B/P Punta d’es Vent

Lugar Período Actividad

Andratx 14/04/2010 (tarde) Embarque y estiba material

Andratx-SO-Andratx 15/07/2010 Embarque, estiba material, navegación y muestreos patín

SO 16-17/07/2010 Muestreos arte arrastre y patín

SO 19/07/2010 Muestreos arte arrastre y patín

SO y Palma 20/07/2010 Muestreos patín, navegación y cambio personal

Palma y CA 21/07/2010 Embarque, navegación y muestreos patín

CA 22-24/07/2010 Muestreos arte arrastre y patín

CA y Palma 26/07/2010 Muestreos patín, navegación y desembarco material

1 Se realizará en la bahía de Santa Ponça, mediante trasbordo con embarcación auxiliar.

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5. PERSONAL

A continuación se detalla una lista preliminar de participantes y sus tareas, que podrá estar sujeta a algunos cambios, sustituciones o nuevas incorporaciones.

B/O Sarmiento de Gamboa (cambios de personal) Responsabilidad 11/07/10-22/07/10 22/07/10-30/07/10

1 Planificación, Zooplancton 1 y Pescas pelágicas M. Pilar Olivar (CSIC-ICM)

2 Hidrografía; Imágenes satélite Rosa Balbín (IEO Baleares) José Luis. López-Jurado (IEO Baleares)

3 Hidrografía; Imágenes satélite Ángel Amores (CSIC/UIB-IMEDEA)

4 Acústica/Hidrografía; Imágenes satélite Joan Miquel Batle (IEO Baleares) Sebastià Montserrat (CSIC-UIB)

5 Acústica Arturo Castellón (CSIC-UTM1)

6 Acústica Isabel Loureiro (IEO Vigo)

7 Acústica Alberto Aparicio (IEO Baleares) Pilar Tugores (IEO Baleares)

8 Acústica Maria Ángeles Peña (IEO Baleares)

9 Acústica Manuel González (CSIC-UTM2)

10 Muestreo zooplancton 2 y Pescas pelágicas Balbina Molí (CSIC-ICM)

11 Muestreo zooplancton 3 y Pescas pelágicas Mari Luz Fernández (IEO Baleares)

12 Muestreo zooplancton 4 y Pescas pelágicas Angel López (CSIC-ICM)

13 Muestreo zooplancton 5 y Pescas pelágicas Aida Artisó (CSIC-ICM)

14 Muestreo zooplancton 6 y Pescas pelágicas Asvin Pérez (IEO Baleares)

15 Muestreo zooplancton 7 y Pescas pelágicas Aiona Bernal (CSIC-ICM)

16 Muestreo zooplancton 8 y Pescas pelágicas Adam Gouraguine (IEO Baleares)

17 Muestreo zooplancton 9 y Pescas pelágicas Pere Abelló (CSIC-ICM) Por determinar

18 Muestreo zooplancton 10 y Pescas pelágicas Alicia Herrera (ULPGC)

19 Muestreo zooplancton 11 y Pescas pelágicas Patricia Reglero (IEO Baleares) Simone Taglialatela (CSIC-IGMAN)

20 Muestreo zooplancton 12 y Pescas pelágicas Por determinar Nahia Uxua Esparza (UIB)

21 Informática Por determinar (CSIC-UTM3)

22 Equipos Por determinar (CSIC-UTM4)

23 Equipos Por determinar (CSIC-UTM5)

24 Equipos Por determinar (CSIC-UTM6)

25 Equipos; Cubierta Por determinar (CSIC-UTM7)

26 Equipos; Cubierta Por determinar (CSIC-UTM8)

B/P Punta d’es Vent (cambios de personal) Responsabilidad 15-17/07/10 y 19-20/07/10 21-24/07/10 y 26/07/10

1 1: Planificación; 2: CTD; 3: Embarque Francesc Ordines (IEO Baleares)

2 4: Lista faunística; 5: Muestreo tallas; 3:Embarque Carmen Barbera (IEO Baleares)

3 2: CTD;4: Lista faunística; ·3:Embarque Antoni Quetglas (IEO Baleares)

4 5: Muestreo tallas; 4: Lista faunística; 3: Embarque Eva María Vidal(IEO Baleares)

5 7: Muestreo contenidos estomacales Maria Valls (IEO Baleares)

6 6: Muestreo biológico; 3: Embarque Natalia González (IEO Baleares)

7 6: Muestreo biológico; 3: Embarque Marta Sales (IEO Baleares)

8 6: Muestreo biológico; 3:Embarque Lucía Rueda (IEO Baleares)

9 6: Muestreo biológico Anabel Caballero (sólo tardes) (UIB)

10 6: Muestreo biológico Silvia Pérez/Itziar Álvarez (CSIC-IMEDEA)

11 7: Muestreo contenidos estomacales Aurora Alcover (UIB)

12 6: Muestreo biológico Aina de Mesa (IEO Baleares) Rafael Vives (UAB)

13 6: Muestreo biológico; 3:Embarque Natalia Comalada (UIB) Por determinar

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6. EQUIPAMIENTO

A continuación se detalla el material y equipamiento necesario para el desarrollo de la campaña. Entre paréntesis se indica la propiedad de los equipos (IEO-COB: IEO Baleares; IEO-S: IEO Santander; ICM: Institut de Ciències del Mar; UIB: Universitat de les Illes Balears; SG: B/O Sarmiento de Gamboa; PV: B/P Punta d’es Vent).

B/O Sarmiento de Gamboa

Equipos acústica y pesca

Ecosonda científica EK60 (frecuencias: 18, 38, 70, 120 y 200 kHz) y redes de arrastre pelágica con puertas y sensores (SG); puertas repuesto red pelágica (IEO-COB).

Equipos hidrografía y otros

Roseta con CTD y botellas de 2 litros (SG); estación meteorológica y LADCP (SG); CTD SB 911+ (IEO-COB); salinometro portátil, termo-salinómetro y fluorímetro en continuo (SG); ecosonda hidrográfica EA-600, correntímetro Doppler (frecuencias: 75 y 150 kHz) y perfilador paramétrico (SG)

Equipos muestreo plancton

- Redes Mocness e IKMT (SG); microscopio y 2 lupas binoculares (SG),.2 lupas binoculares (IEO-COB); red Calvet con mallas de 50 y 200 µm, red Triple-WP-2 (IEO_B); red WP2-Fondo malla de 500 µm y sistema de cierre automático (ICM), RMT (ICM),; Multinet Hidrobios, (IEO-COB)

- Estructuras redes (ICM): AROS WP2_Fondo y sus bridas y depresor; Depresores; RMT

- Disparador WP2: pieza apertura y cierre (ICM) y 2 mensajeros - Caja herramientas (ICM) - Cubiletes y filtradores: Cubiletes de WP2-Fondo (4); 2 filtradores para meso (malla

de 200) (ICM) más el sistema de jarras de filtrado para micro y meso desde 50 a 1000 de Mª Luz(IEO_B)

- Material de laboratorio plancton (ICM): Pie de bureta y Aro; 1 Sulfatador; Embudos (2 uno pequeño y otro mediano); Dispensador de formol (pipeta); Botella dispensador formol; Jeringuilla y goma para dosificar borax; Corcho blanco para poner dosificador y bórax; Jarras de 1000 ml (3); Dosificadores plástico (1 formol y 1 agua y 1 alcohol. Plankton Spliter.

- Material de laboratorio plancton (IEO-COB): Equipo de filtrado (bomba de succión, copas etc). 2 difusores agua.

- Material para triado de ejemplares (ICM): Bandejas 2 blanca pequeña; Bandeja grande 1; Bandeja vidrio 1; Goma negra; Bolsas y bolsitas con cierre transparente para los bidones. Placas de Petri de vidrio.

- Material criogenización (ICM): Crioviales esteriles 8 bolsitas de 25x; 3 cajas de crioviales; Placas Petri 4 parejas grans 3 pequeñas; Fiambrera Pirex; Pipetas Pasteur; Papel de manos (1 rollo); Dosificares plástico

- Material disección (ICM): Pinzas (3); Tijeras; Agujas (Varias); Bisturí; Pinzas, agujas, papel indicador; Caja pinzas Nacho; Gradillas corcho para tubos 4 ml; Bombilla extra para lupa; Ph-metro; Cinta etiquetar; Cronómetro (nuevo); Hilo y aguja; Trozos de red para cubiletes

- Cajas muestras (ICM): CAJAS tipo fruta para botes de 250 ml - Botes de 250 ml para muestras de plancton (Se ocupará IEO-COB) - Rampas filtración (IEO-COB y ICM): dos sistemas por si una falla. Rampa; Copas;

Tubo; Filtros Equipos informáticos IEO-COB: 1 Ordenador portátil con impresora; CDs; Disco duro externo; memoria USB;

altavoces. ICM: 1 PC portátil, 1 Scanner y Memorias externas.

Otros Arcones congeladores -80ºC (SG), sistemas de agua en continuo, destilada y ultrapura (SG); trito-procesador, baño termostático, horno de mufla y 2 bombas (SG); sistema

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SCANMAR con sensores de red y profundidad (SG); posicionamiento USBL (SG);; draga Shipeck (IEO-COB); multicorer (SG); estadillos puente, estaciones hidrográficas y plancton, listas faunísticas, muestreo de tallas (completo y reducido), biológico, contenidos estomacales y de control de muestras (IEO-COB); cámaras fotográficas digitales (IEO-COB, ICM); trajes de agua, botas y zapatos de seguridad (IEO-COB, ICM); neveras para transporte muestras; chuletas escalas maduración peces y crustáceos (IEO-COB); caja material sujeción (IEO-COB); bandejas y cajas FICOPEMA (IEO-COB).

Bibliografía ICM: Whitehead et al. (1984), Manual de planctologie_Tregouboff Mercader& Lloris Scanneados varios

Material fungible Bolsas plástico para muestras (200 no herméticas y hermeticas de varios tamaños en abundancia); 1000 microtubos pequeños; 10 botes de 1 o 1,5 litros y 1 bidón muestras (IEO-COB); 10 placas de Petri de vidrio de 8 cm de diámetro (ICM) y otras tantas de plástico (IEO-COB); bandejas grandes, medianas y pequeñas (ICM); alcohol 96% 20L (IEO-COB); formol al 96% (20L) (ICM); Formiato (2 botellas de 500 ml) y Borax polvo (ICM); guantes plástico, 400 Botes vidrio 25ml y sus cajas de cartón (IEO-COB), viales pequeños de diferentes volúmenes (IEO-COB).

Material escritorio ICM: planillas; gomas elásticas; carpetas plástico; archivadores y carpetas separadoras; papel escritorio (2 paquetes folios); lápices; rotuladores permanentes F y M (2 cajas); rotuladores permanentes S (1 caja); rotuladores permanentes edding 3000 (1 caja); rotuladores de varios colores; bolígrafos de varios colores; sacapuntas (2); gomas (6); taladradora (1); tijeras papel (1); clips (1 caja nº2 y 1 caja nº3); pegamento (1 tubo); grapadora y grapas; pritt (2); pilas (2 tamaños y las del pie de rey); papel vegetal; (2) calculadoras; red antideslizante blanca y color; carpeta anillas para estadillos; Material escritorio; Placa escribir; Papel Vegetal; Etiquetas; Celo; Estadillos; Carteles; Tijeras; Rollo cabo blanco redes

Material limpieza ICM: Rollos papel laboratorio (6+tubo); bolsas basura (4 paquetes); bolsas plástico (1 paquete 100 unidades 50x60); detergente (mistol 5 litros con pulverizador y jabón manos 1+4); cepillos (2); estropajos (1 rollo 6 m, 4 pequeños); bayeta (1 rollo 6 m)

B/P Punta d’es Vent

Equipos muestreo Arte arrastre comercial con puertas y malletas y copo de 20 mm y maquinilla de pesca (PV); un sobrecopo de la red de arrastre (IEO-COB); patín epi-bentónico (IEO-COB); 2 magas supra-bentos de 500µm acoplada en la parte superior del patín (IEO-COB); sistema SCANMAR con sensores de simetría, abertura vertical y horizontal, puertas y profundidad (IEO-COB); 1 CTDs SBE-37 (IEO-COB)

Equipos informáticos Ordenador portátil con impresora y antena GPS portátil (IEO-COB) Estadillos pesca Puente, estaciones CTD, lista faunística, tallas, tallas (completo y reducido) y control

muestras (IEO-COB) Equipos y material muestreo

Básculas POLS escala marina de 100 g – 40 Kg y 0.1 g - 5 Kg (IEO-COB); ictiometros (2 de 1m, 2 de 0.5m y 2 de 0.3m) (IEO-COB); generador eléctrico (IEO-COB); Convertidor eléctrico (IEO-COB); congelador eléctrico (IEO-COB); congelador eléctrico (IMEDEA); 4 neveras transporte muestras (IEO-COB); Contenedor con nitrógeno líquido (Univ. de las Palmas de Gran Canaria).; pies de rey electrónico y manual (IEO-COB); bolsas plástico y botes para muestras (IEO-COB); 10 cajas blancas pescado (IEO-COB); cajas porexpan (Punta d’es Vent), bandejas grandes, medianas y pequeñas y cestos rejilla (IEO-COB); alcohol (IEO-COB); guantes látex y piel (IEO-COB); botes muestras suprabentos (IEO-COB); etiquetas PVC identificadoras del lance y dos portaminas gruesos (escribir sobre PVC) con minas; viales muestras suprabentos nutrición-respiración(IEO-COB), bolsas zip diferentes tamaños (IEO-COB), material de disección (IEO-COB) y bolsas escombros (IEO-COB).

Otros Cámara fotográfica digital (IEO-COB); caja herramientas material sujeción (cable tensor,

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cinta, tirantes, torniquetes y bridas plástico), porta-rollos y cinta PVC, cabo y clavos, rejilla antideslizante, 2 alargadores eléctricos y 2 triples (IEO-COB); balsa salvavidas portátil (IEO-COB); estadillos puente, faunísticas y tallas (IEO-COB) y 3 cascos (IEO-COB).

Material escritorio Planillas (4); gomas elásticas (10); carpetas plástico (4); archivadores (2) y carpetas separadoras (1 caja); gomas, portaminas, minas y rotuladores permanentes; papel vegetal;(1) calculadoras; redes antideslizantes

Material limpieza Rollo papel laboratorio (2+tubo); bolsas basura (1 paquete);bolsas escombros transparentes; bolsas plástico (100); detergente, cepillos, estropajos y bayeta

Laboratorio Disección (Centre Oceanogràfic de les Balears)

Equipos muestreo biológico y contenidos estomacales

Báscula de precisión 0.01-200 g (IEO-COB); ictiómetros (2 de 1 m, 3 de 0.5 m y 2 de 0.3 m) (IEO-COB); bandejas grandes, medianas y pequeñas; y cestas (IEO-COB) Contenidos estomacales (IEO-COB): gradillas, viales, placas petri, bolsas minigrip, lupas de brazo articulado, dos trofómetros, sargentos, tacos para sargentos, bases para las lupas, dosificador de alcohol, calibre, material de disección (caja practicante, pinzas, tijeras, bisturíes, hojas de bisturíes, agujas enmangadas, cucharas acanaladas, ampollas de plástico, cartulina milimetrada, jeringuillas, cinta métrica), formol 10%

Extracción otolitos merluza (IMEDEA)

2 ud. bidón 10L agua Milli-Q; 1 ud. botella dispensadora 500ml; 2 ud. cuchillos + 1 ud. tijeras disección; 2 ud. bandeja plástico acid-clean (en 2 bolsas separadas);2 ud. placas petri vidrio acid-clean (en 2 bolsass separadas); 4 ud. pinzas teflón acid-clean (en 2 bolsas separadas); 100 ud. tubos acid-clean (en 2 bolsas separadas de 50 ud. c/u); bolsas zip diversos tamaños;papel absorbente de sobremesa

Equipos informáticos 1 Ordenador con impresora; CDs; Disco duro externo; memoria USB Otros Arcones congeladores -80ºC y -18ºC. Estadillos biológico, contenidos estomacales y de control

de muestras (IEO-COB); cámaras fotográfica digital (IEO-COB); material disección (6 pinzas finas, 6 pinzas normales, 6 tijeras punta roma, 6 tijeras punta fina, 6 cuchillos pequeños, 2 cuchillos mediano, 2 cuchillos grande); trajes de agua y botas; chuletas escalas maduración peces y crustáceos;

Bibliografía IEO-COB: Flora y fauna del Mar Mediterráneo (Riedl, 1986); El ecosistema marino mediterráneo (Calvín, 1995); Crustáceos Decápodos Ibéricos (Zariquiey, 1968); Bello G. (1995) Bull. Inst. océanogr., Monaco, nº 16: 41-55; Fauna Ibérica. Cephalopoda (Guerra, 1992); Fauna d’Italia Echinodermata (Tortonese, 1965); Guida alle conchiglie Mediterranee (D’Angelo and Gargiullo, 1991); Fiches FAO Identification des especes. 2 Vols.(Fischer et al., 1987); F.N.A.M. 3 Vols. (Whitehead et al., 1984); Fishes of the North-eastern Atlantic and the Mediterranean, F.N.A.M. 3 Vols. (Whitehead et al., 1984); British Seashells (Tebble, 1966); European Seashells. Vols. I-II. (Poppe & Goto, 1991); Nudibranchi del Mediterraneo (Trinito, 2005); entre otros.

Material fungible IEO-COB: Botes y cajas otolitos e isótopos (1000); bolsas plástico para muestras500 microtubos pequeños; 10 botes de 1 o 1,5 litros y 1 bidón muestras; 10 placas de Petri de vidrio, de 8 cm de diámetro y otras tantas de plástico; 5 bandejas grandes, 5 medianas y 20 pequeñas; alcohol 96%(110 litros); formol al 96% (20L); Formiato (2 botellas de 500 ml) y Borax polvo; guantes plástico (3 cajas P, 2M y 1L); mandiletas PVC (8)

Material escritorio IEO-COB: pizarra y rotuladores; planillas (10); gomas elásticas; carpetas plástico (6); archivadores (4) y carpetas separadoras (1 caja); bandejas de archivo (2 packs); papel escritorio (2 paquetes folios); lápices; rotuladores permanentes F y M (2 cajas); rotuladores permanentes S (1 caja); rotuladores permanentes edding 3000 (1 caja); rotuladores de varios colores; bolígrafos de varios colores; sacapuntas (2); gomas (6); taladradora (1); tijeras papel (1); clips (1 caja nº2 y 1 caja nº3); pegamento (1 tubo); grapadora y grapas; pritt (2); pilas (2 tamaños y las del pie de rey); papel vegetal; (2) calculadoras; red antideslizante blanca y color.

Material limpieza IEO-COB: Rollos papel laboratorio (12+tubo); bolsas escombros transparentes; bolsas basura (4 paquetes); bolsas plástico (1 paquete 100 unidades 50x60); detergente (mistol 5 litros con pulverizador y jabón manos 1+4); cepillos (2); estropajos (1 rollo 6 m, 4 pequeños); bayeta (1 rollo 6 m); cepillo limpia-uñas (2); 1 karcher para limpieza cajas muestreo

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7. BIBLIOGRAFÍA

Acosta A., M. Canals, J. López-Martínez, A. Muñoz, P. Herranz, R. Urgeles, C Palomo and

J.L. Casamor.- 2002. The Balearic Promontory geomorphology (western Mediterranean): morphostructure and active processes. Geomorphology, 49: 177-204.

Carbonell A., M. Carbonell, S. Monserrat, A. Grau and M. Demestre.- 1999. The red-shrimp

Aristeus antennatus (Risso, 1816) fishery and biology in the Balearic Islands, Western Mediterranean. Fisheries Research, 44: 1-13.

Millot C.- 1999. Circulation in the Western Mediterranean Sea. Journal of Marine Systems,

20: 423-442. Olaso I. y E. Rodríguez-Marín.- 1995. Alimentación de veinte especies de peces demersales

pertenecientes a la división VIIIc del ICES. Otoño 1991. Inf. Téc. Inst. Esp. Oceanogr., 157: 56 pp.

Pinot J.-M., J.L. López-Jurado and M. Riera.- 2002. The CANALES experiment (1996–1998).

Interannual, seasonal, and mesoscale variability of the circulation in the Balearic Channels. Progress in Oceanography, 55: 335-370.

Reñones O., E. Massutí and P. Oliver.- 1995. Some aspects of the reproduction pattern of

hake (Merluccius merluccius) in the Balearic Islands. Rapp. Comm. Int. Mer Médit., 34: 255.

Velasco F., I. Olaso y F. de la Gándara.- 1996. Alimentación de ventidós especies de peces

demersales de la división VIIIc del ICES. Otoños 1992 y 1993. Inf. Téc. Inst. Esp. Oceanogr., 164: 62 pp.

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Anexo I.- Situaciones geográficas de las estaciones de muestreo de zooplancton a realizar durante la campaña IDEADOS0710, a bordo del B/O Sarmiento de Gamboa. Se indica su profundidad (P) aproximada Anexo II.- Situaciones geográficas de las estaciones hidrográficas a realizar durante la campaña IDEADOS0710, a bordo del B/O Sarmiento de Gamboa. Se indica su profundidad (P) aproximada. Estación Lat G Lat M Lon G Lon M Prof (m)

FIJAS 1 39 45,22 2 29,80 95 2 39 47,28 2 27,71 325 3 39 49,13 2 25,27 675 4 39 51,09 2 23,03 900 5 39 52,85 2 20,97 980 6 39 54,62 2 18,91 1140 7 39 52,03 2 15,06 975 8 39 50,27 2 17,12 175 9 39 48,51 2 19,18 600

10 39 46,55 2 21,42 500 11 39 44,70 2 23,86 120 12 39 42,64 2 25,95 85 13 39 40,29 2 21,83 100 14 39 42,11 2 19,40 125 15 39 44,05 2 17,12 325 16 39 45,84 2 15,37 575 17 39 47,60 2 13,32 750 18 39 49,37 2 11,25 850 19 39 46,90 2 7,30 800 20 39 45,13 2 9,36 700 21 39 43,37 2 11,42 600 22 39 41,58 2 13,17 400 23 39 39,64 2 15,44 130 24 39 37,82 2 17,89 90 25 39 35,47 2 14,01 125 26 39 37,35 2 11,65 125 27 39 39,32 2 9,37 300 28 39 41,23 2 7,17 575 29 39 42,66 2 5,41 750 30 39 44,42 2 3,35 900 31 39 7,15 2 52,16 125 32 39 3,95 2 48,29 150 33 39 0,93 2 44,22 175 34 38 57,41 2 40,47 650 35 38 54,29 2 36,48 750 36 38 51,18 2 32,50 800 37 38 53,88 2 28,79 750 38 38 57,00 2 32,77 700 39 39 0,11 2 36,75 400 40 39 3,63 2 40,56 300 41 39 6,65 2 44,57 250 42 39 9,85 2 48,43 110 43 39 12,56 2 44,71 100 44 39 9,36 2 40,84 300 45 39 6,34 2 36,84 500 46 39 2,82 2 33,03 650 47 38 59,70 2 29,05 880 48 38 56,58 2 25,07 950

49 38 59,29 2 21,36 780 50 39 2,40 2 25,33 900 51 39 5,52 2 29,31 800 52 39 8,76 2 33,29 600 53 39 12,06 2 37,12 300 54 39 15,26 2 40,98 100 55 39 17,91 2 37,15 90 56 39 14,76 2 33,39 200 57 39 11,46 2 29,57 440 58 39 8,22 2 25,59 700 59 39 5,11 2 21,61 900 60 39 2,00 2 17,64 990

OPCIONALES 61 39 12,68 2 18,59 650 62 39 15,56 2 22,53 500 63 39 19,14 2 25,79 250 64 39 22,72 2 29,13 100 65 39 27,66 2 21,15 100 66 39 24,84 2 16,83 100 67 39 21,73 2 12,81 125 68 39 18,85 2 8,56 150 69 39 29,92 2 0,46 800 70 39 29,89 2 6,08 275 71 39 30,10 2 11,70 100 72 39 30,24 2 17,32 100

AÑADIDAS CAMPAÑA JULIO 90 39 4,44 2 55,86 110 91 39 1,26 2 52,02 150 92 38 58,20 2 47,94 170 93 38 54,72 2 44,16 230 94 38 51,60 2 40,20 520 95 38 48,48 2 36,18 725 96 39 1,74 2 59,58 150 97 38 58,56 2 55,74 400 98 38 55,50 2 51,66 600 99 38 52,02 2 47,88 1100

100 38 48,90 2 43,92 1400 101 38 45,78 2 39,90 1100 102 39 41,94 1 59,40 900 103 39 40,20 2 1,44 800 104 39 38,76 2 3,24 700 105 39 36,84 2 5,40 400 106 39 34,86 2 7,68 150 107 39 33,00 2 10,08 130

73 38 59,57 2 29,06 865 74 39 49,52 2 12,72 900

Estación Latitud (N) Longitud (E) P (m) S200 39º41,273 002º13,467 200 S900 39º44,850 002º03,257 900 C200 39º05,242 002º42,674 200 C900 39º00,132 002º25,461 900

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Anexo III.- Situaciones geográficas aproximadas y características de los líneas de instrumentos oceanográficos durante el proyecto IDEADOS, se fondearon el 13 y 14 de Noviembre de 2009, a bordo del B/O Odón de Buen. Los puntos están situados en dos zonas al Oeste i Sur de Mallorca, situadas por fuera de los caladeros de gamba roja de Sóller y Cabrera, respectivamente (ver mapa):

- Sóller: situación geográfica 39º49.127’N i 002º12.587’E, a una profundidad aproximada de 900 m.

- Cabrera: situación geográfica 38º57.401’N

i 002º30.870’E, a una profundidad aproximada de 850 m.

Cada una de estas líneas de fondeo se levanta más de 500 m sobre el fondo marino y esta formada per un peso, un liberador acústico, una trampa de sedimentos, 4 bati-sondas colocados a profundidades diferentes, un correntómetro, diversas boyas de sustentación y una de cabecera, dotada de una baliza ARGOS (ver esquema).

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Anexo IV: Protocolo de experimentos para cálculo de densidades acústicas Durante la campaña IDEADOS 2009 se muestrearon diferentes especies de mictófidos, cuya respuesta acústica no es del todo conocida. La bibliografía muestra diferencias entre especies e incluso intra-específica en función de la zona, diferencias muy importantes en la lectura de ecogramas. Los modelos de TS existentes en la literatura incluyen siempre tres parámetros: un parámetro de tamaño (a), uno de diferencia de densidad respecto al medio (g) y un tercero de diferencia en velocidad de sonido respecto al medio (h). Un ejemplo de modelo acústico sería:

; donde g= ρf/ρw (densidad), h= cf/cw= tw/tf (velocidad del sonido), a= tamaño. Con el presente experimento nos limitaremos a estimar el parámetro de densidad, con el fin de evaluar posibles diferencias acústicas entre las especies más abundantes de mictófidos principalmente. Previamente, se habrá analizado la existencia o no de gas en la vejiga natatoria. Para ello se analizarán los individuos provenientes de las pescas de superficie, tanto de pesca pelágica como de redes de plancton. Se evaluarán 30 individuos mínimo por especie, a distintas clases de edad y sexo, de las siguientes especies: Ceratoscopelus maderensis, Lampanyctus crocodiles, Lampanyctus pusillus, Notoscopelus bolini, Lobianchia dofleini, Benthosema glaciale, Maurolicus muelleri y Cyclothone braueri. Estas fueron las especies más importantes (en número) de la campaña IDEADOS 2009, pero se considerarán otras especies que puedan aparecer en la presente campaña. Es especialmente importante estudiar las diferencias de las especies de Lampanyctus que mostraron comportamientos diferentes en la campaña anterior (permaneciendo durante la noche en capas pegadas al fondo). El material necesario para la realización del experimento aparece esquematizado en la siguiente figura:

Los cilindros deben ser lo suficientemente grandes para el tamaño del pez (tallas máximas de mictófidos 61mm), es decir unos 10cm de diámetro. Además la glicerina es bastante

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pegajosa y el densímetro se pega a los lados del cilindro si este es pequeño. El densímetro está graduado de 1.0 a 1.100 g/cm3 para 20º de temperatura (será suficiente mantener la sala a esta temperatura con el aire acondicionado). Es necesario mantener peces y mezclas a una misma temperatura. El protocolo se detalla a continuación:

• Anotar talla y peso del pez.

• Observación de presencia/ausencia de gas en la vejiga. Descripción en lo posible de la misma.

• Observación de presencia de gotas de aceite

• Eliminación de gas por disección bajo el agua y con microscopio (hasta que no

salgan burbujas). Puede aparecer gas además de en la vejiga en zonas de cabeza, corazón, ojos. Es importante que no quede nada. (Los peces hacha tienen gran cantidad).

• Preparación de las 14 mezclas con densidad entre 1.025 y 1.090 (más de lo que

cabe en el cilindro).

• Echar mezclas en cilindros, mezclar, medir con densímetro, ajustar densidad con más agua o glicerina (requiere cuchara por densidad tipo miel).

• Echar pez en cada uno de los cilindros desde la densidad menor hasta que deje de

hundirse. La densidad será la media entre la densidad del cilindro donde dejó de hundirse y la del cilindro en la que empiece a flotar. Esto debe hacerse durante un periodo de 1mn o así. El pez siempre acaba flotando por mezcla de fluidos.

• Apuntar cualquier incidencia de medición.

Nota: asume que el ratio ρf/ρw no cambia con T o P.

Anexo V.- Situaciones geográficas de las estaciones de muestreo con arte de arrastre de fondo, patín epibentónico y red de suprabentos (adosada al marco superior del anterior patín) a realizar durante la campaña IDEADOS0710, a bordo del B/P Punta d’es Vent. Se indica su profundidad (P) aproximada.

Estación Latitud (N) Longitud (E) P (m)

S250 39º41,434 002º12,351 250

S650 39º42,788 002º06,88 650

S850 39º44,397 002º04,004 850

C250 39º04,918 002º42,223 250

C650 39º02,437 002º38,364 650

C850 39º01,211 002º30,307 850

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Anexo VI.- Especies objetivo para la realización de contenido estomacal durante la campaña IDEADOS0710 y posteriores análisis de isótopos. Las especies han sido seleccionadas a partir de las que representaron el mayor porcentaje (en número y biomasa) de las capturas realizadas con arte de arrastre de fondo en estas mismas estaciones, durante al proyecto IDEA. En cada lance de arrastre se analizarán 10 individuos por especie objetivo y rango de talla. De cada depredador se registrará la talla total, sexo de cada predador, estado de madurez sexual y situación de la vesícula biliar para determinar si el estómago estaba vacío o había regurgitado alimento, clasificándose los estómagos como llenos, vacíos o regurgitados. Los contenidos estomacales de los estómagos con alimento serán analizados volumétricamente en el laboratorio utilizando un instrumento calibrado (trofómetro). Los estómagos de las especies planctófagas se guardaran con etanol para ser analizados posteriormente por especialistas. Peces, crustáceos decápodos y moluscos, se determinarán al taxón más bajo posible (especie) en función del estado de digestión; el resto de grupos presa se combinan en mayores taxones, y si son presas características se analizarán a nivel de especie en el laboratorio. Por cada taxón presa se registrará porcentaje de contribución al bolo alimenticio, número de organismos y estado de digestión.

Especies objetivo Muestreo COB Guardar Rangos tallas Osteictios

Alepocephalus rostratus X 1 Argentina sphyraena X 1 Caelorinchus caelorhincus X 1 Capros aper X 1 Centrolophus niger X 1 Chauliodus sloani X 1 Conger conger X 1 Etmopterus spinax X 1 Gadiculus argenteus X 1 Galeus melastomus X 2 Glossanodon leioglossus X 1 Helicolenus dactylopterus X 1 Hoplostethus mediterraneus X 1 Hymenocephalus italicus X 1 Lampanyctus crocodilus X 1 Lepidion lepidion X 1 Lepidorhombus boscii X 1 Lepidotrigla cavillone X 1 Lophius budegassa X 2 Merluccius merluccius X 3 Micromesistius poutassou X 2 Mora moro X 1 Nettastoma melanurum X 1 Nezumia aequalis X 1 Notacanthus bonapartei X 1 Notolepis risso X 1 Phycis blennoides X 2 Raja clavata X 2 Scyliorhinus canicula X 2 Trachurus sp. X Trigla lyra X 1

CrustáceosAristeus antennatus X 1 Aristeomorpha foliacea X 1 Geryon longipes X 1 Parapenaeus longirostris X 1 Plessionika martia X 1

Cefalópodos X

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Obtención de muestras para isotopía estable: El procedimiento de obtención de muestras biológicas para el análisis de isotopía estable y su preparación se hará de la siguiente manera:

1. Recolección de 3 ejemplares de cada especie de pez (sirven los mismos individuos que se utilizan para analizar el contenido estomacal);

2. De cada ejemplar se extraerá un trozo de musculatura del lomo, preferiblemente de

la parte posterior a la aleta dorsal. El trozo se extraerá con un bisturí y debe ser de un tamaño aproximado de 3-4 cm;

3. Cada muestra se introducirá en un vial debidamente etiquetado;

4. Todas las muestras extraídas se congelarán a -20ºC. En la etiqueta debe figurar: 1º

campaña, 2º número de lance, 3º nombre especie (abreviado) y 4º número de individuo. A modo de ejemplo: Ideados0710 L 1_Merl_ nº 2.

Asimismo, es importante obtener muestras de las principales presas de los peces para analizar su contenido energético (carbohidratos, proteínas, lípidos): eufausiáceos, misidáceos, anfípodos, gambas bentopelágicas (Pasiphaea, Acanthephyra, Systellaspis, Sergestes, Sergia), otros crustáceos bentónicos (braquiuros, natantia), poliquetos, peces bentónicos. En este caso, es mejor obtener muestras de individuos frescos, no digeridos, que salgan en otros muestreadores (trineo suprabentónico, WP2, patín epi-bentónico). Para ello habrá que coordinarse con los equipos que utilicen dichos muestreadores.

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Anexo VII.- Especies objetivo para la realización de muestreos biológicos y de contenido estomacal durante la campaña IDEADOS0710. En las estaciones a 250 y 650 m de profundidad, han sido seleccionadas a partir de las especies que representaron el 95% (en número y biomasa) de las capturas realizadas con arte de arrastre de fondo en estas mismas estaciones, durante al proyecto IDEA.

Estaciones (profundidad, m) 250 650 850

Eledone cirrhosa Acanthephyra spp. Acantephyra spp. Illex coindetii Aristaeomorpha foliacea Aristeus antennatus Lepidorhombus spp. Aristeus antennatus Pasiphaea spp. Loligo forbesi Bathypolypus sponsalis Plesionika spp. Lophius spp. Centrolophus niger Histioteuthis spp. Merluccius merluccius Centrophorus granulosus Todarodes sagittatus Micromesistius poutassou Conger conger Sepiolidae Raja clavata Dalatias licha Resto cefalópodos Scyliorhinus canicula Etmopterus spinax Galeus melastomus Trachurus spp. Galeus melastomus Etmopterus spinax Trigla lyra Geryon longipes Resto elasmobranquios Hoplostethus mediterraneus Chimaera monstrosa Hymenocephalus italicus Alepocephalus rostratus Lampanyctus crocodilus Bathypterois mediterraneus Lepidion lepidion Gadidae Lophius spp. Lampanyctus crocodilus Merluccius merluccius Macrouridae Micromesistius poutassou Moridae Mora moro Notacanthidae Nephrops norvegicus Nezumia aequalis Notacanthus bonapartei Paromola cuvieri Pasiphaea spp. Phycis blennoides Plesionika spp. Polycheles typhlops Processa canaliculata Symphurus spp. Sergia robustus Todarodes sagittatus

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Anexo VIII.- Clave de madurez sexual para peces teleósteos.

Código Estado Sexo Características

10 In

mad

uro ♀ Ovarios pequeños, alargados, blanquecinos y traslúcidos.

Sin signos de desarrollo.

♂ Testículos en cintas muy finas y traslúcidas, a lo largo de un vaso sanguíneo no ramificado. Sin signos de desarrollo.

11

Rep

oso ♀ Ovarios firmes, no traslúcidos y no desarrollados.

♂ Testículos firmes, no traslúcidos y no desarrollados.

2

En

mad

urac

ión ♀

El desarrollo ha comenzado. Los huevos van engrosando y los ovarios ocupan cada vez más cavidad abdominal. Los huevos no pueden ser pulsados con una presión moderada. Huevos opacos.

♂ El desarrollo ha comenzado, el color evoluciona progresivamente hacia el blanco crema, los testículos ocupan cada vez más cavidad abdominal. El esperma no puede ser expulsado con una presión moderada. Al cortar el testículo hay esperma.

3

Mad

uro/

Pue

sta ♀

Los huevos pueden ser expulsados por una presión moderada del abdomen o evacuarse libremente, quedando algunos huevos en la gónada. Huevos transparentes.

♂ El esperma puede ser expulsado con una presión moderada del abdomen o salir libremente, quedando un poco de esperma en la gónada.

4

Pos

t-pue

sta ♀ Ovarios retraídos con pocos huevos residuales pero mucho

mucus.

♂ Testículos retraídos con un poco de esperma en las gónadas pero a menudo todavía en los gonoductos, pudiendo ser expulsado con una ligera presión.

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Anexo IX.- Clave de madurez sexual para peces condrictios.

Código Estado Sexo Características

10 In

mad

uro ♀

Ovario apenas distinguible, con huevos pequeños isodiamétricos. Los oviductos no contienen huevos. Partes distales de los oviductos de paredes compactas y blanquecinas. Glándulas nidamentales poco evidentes.

♂ Pterigópodos pequeños y flácidos, que no alcanzan el borde posterior de las aletas pélvicas. Los espermiductos no son diferenciables. El testículo es pequeño y fino.

2

En

mad

urac

ión ♀

Huevos blanquecinos en maduración visibles en el ovario. Parte distal de oviductos (útero) bien desarrollada pero vacía. Glándulas nidamentales pequeñas.

♂ Pterigópodos más grandes, pero no osificados. Se extienden hasta el borde posterior de las aletas pélvicas. Espermiductos bien desarrollados, que comienzan a curvarse.

3

Mad

uro/

Pue

sta ♀

Ovarios con huevos amarillos. Glándulas nidamentales ensanchadas y oviductos distendidos. Cuando se acerca la puesta las paredes del ovario se vuelven transparentes y aparecen cápsulas más o menos formadas en los oviductos.

♂ Pterigópodos se extienden por detrás del borde posterior de las aletas pélvicas y con estructura interna dura y osificada. Testículos ensanchados, espermiductos formando meandros y al final del periodo el esperma fluye al presionar la cloaca.

4

Pos

t-pue

sta

y R

epos

o ♀ Paredes de los ovarios transparentes. Oocitos de diferentes tamaños, blancos o amarillos. Los oviductos, aunque vacíos, son más anchos en toda su longitud, en contraste con el estado 1 ó 2. Diámetro de las glándulas nidamentales reducido.

♂ Los pterigópodos tienen el mismo aspecto que cuando el animal está maduro, pero los espermiductos están vacíos y fláccidos.

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Anexo X.- Clave de madurez sexual para crustáceos decápodos.

- Aristeus antennatus Código Estado Sexo Características

1 Inmaduro (virgen)

♀ Ovario muy fino y translúcido. Se puede encontrar todo el año. Hembras jóvenes <27-26 mm CTL.

♂ Rostro todavía largo. El petasma separado y los espermatóforos que aún no han terminado su desarrollo.

2 En reposo ♀ Ovario blanquecino. Desde septiembre-octubre hasta abril-mayo. Hembras adultas >27 mm CTL.

2 Maduro ♂ Rostro corto. El petasma unido y los espermatóforos bien desarrollados.

3 Inicio maduración ♀ Ovario rosado y más visible. Desde abril hasta septiembre

(principalmente abril-mayo).

4 Maduración ♀ Ovario lila. Desde abril hasta septiembre, aunque más abundante a partir de mayo.

5 Maduración avanzada ♀ Ovario morado y más grande. Desde abril hasta septiembre. Más

abundante a partir de junio.

6 Pre-puesta (ovario maduro) ♀

Ovario morado, que ocupa toda la cavidad torácica (muy voluminoso). Generalmente a partir de finales de junio hasta septiembre.

7 Post-puesta (ovario degenerado) ♀

Ovario con una textura más rugosa, con colores diferentes, blanquecino y rosado (restos del ovario maduro). No es muy frecuente ver este ovario. Generalmente a partir de septiembre.

- Parapenaeus longirostris

Código Estado Sexo Características

1 Inmaduro (virgen)

♀ Gónada muy pequeña y translúcida, apenas visible. Individuos inmaduros o a los que, una vez realizada la puesta, mantienen la gónada en estado de reposo.

♂ Petasma separado. No se observan ámpulas terminales en la base del último par de pereiópodos del cefalotórax. Prácticamente la totalidad de la captura comercial se halla en este estadio.

2 En desarrollo ♀ Gónada de mayor dimensión que el estado anterior. Perfectamente visible tanto en el cefalotórax como en el abdomen, si bien los lóbulos son aún bastantes finos. Comienza a adquirir tonalidades oscuras aunque no a lo largo de todo el lóbulo posterior.

2 Maduro-adulto ♂ Petasma unido. Se observan ámpulas terminales en la base del último par de pereiópodos del cefalotórax. Prácticamente la totalidad de la captura comercial se halla en este estadio.

3 Activo o desarrollado ♀ Gónada de intenso color morado oscuro. Recubre gran parte del

cefalotórax, siendo muy patente a lo largo de todo el abdomen.

4 Pre-puesta o puesta ♀

Gónadas de mayor tamaño que el estado anterior, con una coloración similar, si bien se aprecia ensanchamiento del lóbulo posterior a su paso por el segmento abdominal.

- Nephrops norvegicus (♀♀)

Código Estado Características 1 Inmaduro o reposo Ovario blanco 2 Madurando Ovario gris 3 Maduro Ovario verde oscuro 4 Puesta Huevos visibles

- Plesionika martia (♀♀)

1. Virgen (V): Sin huevos, ovario no visible. 2. OA: Ovario visible, azul. 3. OAHA: Ovario visible y huevos presentes, del mismos color que el ovario. 4. HA: Ovario no visible, huevos azules. 5. OAHO: Ovario visible, de color azul; Huevos oscuros. 6. HO: Restos de huevos oscuros.

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Anexo XI.- Clave de madurez sexual para cefalópodos. Código Nombre Sexo Características

1

Inm

adur

o ♀ Huevos muy pequeños o no visibles.

♂ Sin esperma ni espermatóforos en la bolsa de Needham.

2

En

mad

urac

ión ♀

Gónada y huevos progresivamente más grandes. Color de la gónada blanco uniforme y con huevos opacos (reticulados)

♂ Esperma en la bolsa de Needham, pero todavía sin espermatóforos

3

Mad

uro

♀ Ovario muy voluminoso de color amarillento y, al menos, algunos huevos transparentes (no reticulados).

♂ Espermatóforos en la bolsa de Needham.

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Anexo XII: Muestreo cefalópodos.

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Anexo XIII.- Protocolo extracción otolitos para micro-química

1. Introducción La extracción de muestras biológicas para el posterior estudio de su composición química, es un proceso que debe llevarse a cabo con la máxima pulcritud y limpieza posibles. Con los otolitos obtenidos en esta campaña IDEA-DOS, se pretende estudiar su composición química mediante técnicas analíticas muy precisas y de un elevado poder de resolución, de manera que se pretenden detectar elementos que se encuentran a bajísimas concentraciones en los otolitos. La posibilidad de contaminación de este tipo de muestras es muy sencilla puesto que el ambiente que nos rodea está cargado de contaminantes, algunos de los cuales pueden interferir en nuestros resultados. Es especialmente importante que todo el material que esté directamente en contacto con los otolitos (pinzas, tubos, bandejas, placas de petri) haya sido lavado previamente con ácido y enjuagado con agua Milli-Q, con el fin de eliminar todas las impurezas. Este material, lavado previamente en el IMEDEA, es etiquetado como ACID CLEAN y está empaquetado en doble bolsa zip. Además, el material que contacta con los otolitos no puede ser metálico, es por ello, que los tubos son de plástico y las pinzas de teflón. El resto de material (cuchillos, tijeras, dispensadores de agua Milli-Q), que no entra directamente en contacto con los otolitos, no es limpiado con ácido, pero sí que es enjuagado con agua destilada. El objetivo de todo ello es impedir al máximo la posibilidad de contaminación de los otolitos. Si bien este objetivo es importante y hay que tenerlo en mente en todo momento, no cabe agobiarse, puesto que una vez en el laboratorio, los otolitos son lavados en un brevísimo baño de ácido y enjuagados con agua Milli-Q, con el fin de asegurar su extrema limpieza.

2. Otolitos “diana” Los otolitos que deben guardarse en esta campaña IDEADOS pertenecen a los siguientes peces capturados: (i) 25 merluzas juveniles de la zona de Cabrera TL <18cm y edad <1 años; (ii) 25 merluzas juveniles de la zona de Sóller TL <18cm y edad <1 años; (iii) 5 merluzas por rango de talla a partir de TL >18cm hasta la talla máxima capturada, de la zona de Cabrera; (iv) 5 merluzas por rango de talla a partir de TL >18cm hasta la talla máxima capturada, de la zona de Sóller; (v) si se obtienen muchas larvas y sobran algunas de las que se utilizarán para hacer los estudios de edad, sería interesante guardar algunas de ellas para poder hacer micro-química con sus otolitos. Éstas pueden congelarse directamente si la extracción de los otolitos a bordo es complicada.

3. Protocolo de extracción Antes de empezar, es importante mantener la máxima limpieza posible en todo el proceso de extracción de los otolitos. Para ello, se intentará disponer de guantes de látex, papel absorbente de sobremesa (especialmente si las poyatas del laboratorio son metálicas), y mantener todo el material etiquetado como ACID CLEAN en su bolsa hasta que deba usarse. Se dispondrá de agua Milli-Q en la botella dispensadora de 500 ml para rellenar las placas de petri y también se tendrán las bandejas acid clean preparadas, junto con el resto del

30

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material. Los peces a los que se vaya a extraer los otolitos, serán medidos (TL), pesados, sexados y determinado su estado de maduración, además de identificados con un ID. La extracción de otolitos se hará de la siguiente manera:

- Hacer un corte en la cabeza del pez a la altura del opérculo. 

- Tirar suavemente la cabeza hacia abajo de manera que ésta se separe parcialmente del cuerpo, en ese momento aparecerán los otolitos en la zona de la “nuca” del pez, dentro de la cavidad ótica.

- Coger los otolitos con las pinzas de teflón y ponerlos en una placa petri con agua

Milli-Q.

- Limpiarlos de sangre y tejidos, utilizando pinzas de teflón.

- Pasarlos a otra placa de petri con agua Milli-Q y enjuagarlos bien.

- Colocarlos sobre una bandeja de plástico acid clean y dejarlos secar unos minutos.

- Colocarlos en un tubo acid clean identificado con un ID.

- Guardar todos los tubos en bolsas “zip”.

4. Recomendaciones: Se recomienda trabajar en parejas. Un miembro se puede encargar del trabajo “sucio” (e.g. coger el pez y corte de la cabeza) y el otro del trabajo “limpio”, de manera que evite tocar el pescado con las manos (extracción, limpieza e introducción de los otolitos en los tubos). Una vez haya acabado la extracción de los otlitos de los ejemplares que se tienen en aquel momento, se deberán enjuagar las pinzas, bandejas y placas de petri con agua Milli-Q, dejarlas secar y guardarlas de nuevo en su doble bolsa zip. El resto de material (cuchillos, tijeras), pueden lavarse normalmente, enjuagarlos con agua destilada y guardarlos hasta su posterior uso. La botella dispensadora de 500 ml, cuando no se esté usando, debería guardarse en una bolsa zip para evitar la contaminación del agua Milli-Q en ella contenida.