PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DE VALPARAÍSO FACULTAD DE CIENCIAS DEL MAR Y GEOGRAFÍA

ESCUELA DE CIENCIAS DEL MAR

Tasa de remoción de nitrógeno amoniacal total en biofiltros aeróbicos

para tres tipos diferentes de bioportadores

Proyecto para optar al título de Ingeniero Acuicultor

por

Carolina Andrea Pizarro Ramírez

Valparaíso

2015

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Comité de Titulación:

Profesor Guía : Sr. Jaime Orellana Hurtado

Profesor : Sr. Dante Queirolo Palma

Profesor : Sr. Carlos Hurtado Ferreira

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AUTORIZACIÓN DE USO

Al presentar este Proyecto como último requisito para la obtención del título de Ingeniero

Acuicultor, autorizo a la biblioteca de la Escuela de Ciencias del Mar de la Pontificia

Universidad Católica de Valparaíso, para que disponga libremente de ella. Autorizo además

reproducciones parciales o totales de este Proyecto sólo con fines académicos.

____________________________ Carolina Andrea Pizarro Ramírez

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DEDICATORIA

Con mucho cariño dedico este trabajo a mis padres y hermanas que me brindaron incondicionalmente su apoyo durante este largo proceso. Por último y con todo mi corazón, una especial dedicatoria a mis abuelitos que día a día me iluminan y me acompañan en mi camino.

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AGRADECIMIENTOS

En primer lugar quiero agradecer todo el apoyo de mi familia, en especial a mis padres

David Pizarro y Jimena Ramírez por entregarme toda su confianza en este desafío que emprendimos juntos. A mis hermanitas Claudia y Carla Pizarro por entregarme el apoyo, el cariño y la amistad como nadie más sabe hacerlo. Gracias familia por hacerme una mujer inmensamente feliz y agradecida de la vida.

A Frêdêric Gaumet (Anox Kaldnes), agradezco por facilitar los bioportadores que fueron necesarios para la ejecución del sistema de biofiltración y a Tecpes por poner a disposición recursos para la ejecución del experimento. Agradezco también al laboratorio de Genética aplicada por utilización de los implementos de laboratorio y al laboratorio experimental de acuicultura (LEDA) por permitir un espacio físico para la implementación del sistema de biofiltros.

A la comisión de profesores Carlos Felipe Hurtado, Dante Queirolo y en especial a Jaime Orellana, que como profesor guía de esta tesis, me ha orientado, apoyado y corregido mi trabajo durante estos dos años, pero por sobre todo le agradezco por entregarme su confianza, desde el día que me permitió ser su primera alumna tesista, sin tener referencias de mi rendimiento como estudiante.

A todo el personal de la escuela Ciencias del Mar, gracias por sus atenciones y buenas intenciones para ayudarme a conseguir mis objetivos. Gracias por hacer que mis días en la escuela fuesen más agradables y entretenidos.

A las verdaderas amistades que conocí en mi puerto querido, gracias por esas tardes de estudio, por esas noches locas de salidas, gracias por compartir conmigo sus más profundas penas y alegrías. Con todo mi cariño les agradezco en el alma por haber formado parte de lo que yo llamo “mi familia porteña”.

Finalmente, todos los días y en todo momento, agradezco al creador de todas las cosas, el que me ha recogido mil veces y al que se encarga de mantener mi espíritu positivo, gracias por escucharme y hacerme ver que las cosas en la vida no pasan por una simple coincidencia, humildemente muchas gracias.

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ÍNDICE

RESUMEN ix ABSTRACT x 1. INTRODUCCIÓN 1 2. OBJETIVOS 3

2.1 Objetivo general 3 2.2 Objetivos específicos 3 2.3 Problemática identificada 3

3. ANTECEDENTES 4 3.1 Funcionamiento de los sistemas de recirculación para la acuicultura (RAS) 4 3.2 Biofiltración 5

3.2.1 Necesidad de remover compuestos nitrogenados 5 3.2.2 Biofiltro 5 3.2.3 Nitrificación biológica 6 3.2.4 Activación del biofiltro 6

3.3 Factores que afectan la biofiltración 8 3.3.1 Concentración Amoniaco 8 3.3.2 Temperatura 8 3.3.3 Concentración de oxígeno 8 3.3.4 pH 9 3.3.5 Salinidad 9 3.3.6 Alcalinidad 10 3.3.7 Materia orgánica disuelta 10

3.4 Tipos de biofiltro 10 3.4.1 Biofiltros de película fija 11 3.4.2 Biofiltros Emergentes 11 3.4.3 Biofiltros Sumergidos 12

3.5 Biofiltros Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR) 12 3.6 Cinética de biofiltros MBBR 13

4. METODOLOGÍA 14 4.1 Configuración Experimental 14

4.1.1 Estación de Biofiltración 14 4.1.2 Flujo de agua del sistema 15 4.1.3 Sistema de aireación 16 4.1.4 Bioportadores 16

4.2 Solución nutriente para activación del biofiltro 17 4.3 Solución nutriente para experimentos de remoción de los biofiltros 17

4.3.1 Rendimiento de los biofiltros 18 4.4 Registro de calidad de agua 18 4.5 Puntos de medición de los parámetros físico - químicos del agua 19

4.5.1 Alcalinidad 19 4.5.2 Dureza 19

4.6 Puntos de medición de los compuestos nitrogenados inorgánicos 20

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4.7 Métodos de determinación de los compuestos nitrogenados inorgánicos 20 4.7.1 Determinación de la concentración de nitrógeno amoniacal total (TAN) 20 4.7.2 Determinación de la concentración de nitrito-nitrógeno (NO2

--N) 20 4.7.3 Determinación de la concentración de nitrato-nitrógeno (NO3

--N) 21 4.8 Análisis estadístico 21

5. RESULTADOS 22 5.1 Maduración de biofiltros 22

5.1.1 Parámetros de calidad de agua 24 5.2 Biofiltración 24

5.2.1 Parámetros de calidad de agua 24 5.2.2 Remoción de TAN 29 5.2.3 Rendimiento 35 5.2.4 Cinética de remoción de TAN 37

5.3 Análisis estadístico 41 5.3.1 ANOVA prueba 1 41 5.3.2 ANOVA prueba 2 41

6. DISCUSIÓN 43 6.1 Maduración o activación de los biofiltros 43 6.2 Rendimiento de los biofiltros 44

7. CONCLUSIONES 47 8. BIBLIOGRAFÍA 48

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ÍNDICE DE FIGURAS Fig. 1. Principio de los moving bed biofilm reactor (MBBR) 2 Fig. 2. Unidades de operaciones de un RAS 4 Fig. 3. Conversiones químicas básicas durante la oxidación de TAN 6 Fig. 4. Comportamiento de un biofiltro en proceso de activación 7 Fig. 5. Clasificación de biofiltros 11 Fig. 6. Representación gráfica de la ecuación de Michaelis-Menten 13 Fig. 7. Componentes de la estación de biofiltración 14 Fig. 8. Esquema del sistema de biofiltración y sus componentes 15 Fig. 9. Biomedios ocupados en los tres sistemas de biofiltración 16 Fig. 10. Concentración de TAN y NO₂⁻-N (mg/L), para cada biofiltro (E1, E2, E3) durante el proceso de maduración. Se detalla el bioportador utilizado en cada reactor 22 Fig. 11. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 2 mg/L de TAN, para caudales de 2 L/min y 10 L/min 29 Fig. 12. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 5 mg/L de TAN, para caudales de 2 L/min y 10 L/min 30 Fig. 13. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 10 mg/L de TAN, para caudales de 2 L/min y 10 L/min 31 Fig. 14. Remoción de TAN en el biofiltro E1 (Anox K5) para caudales de 2 L/min y 10 L/min a diferentes concentraciones de solución nutriente (2, 5 y 10 mg/L de TAN) 33 Fig. 15. Remoción de TAN en el biofiltro E2 (BiofilmChip™ P) para caudales de 2 L/min y 10 L/min a diferentes concentraciones de solución nutriente (2, 5 y 10 mg/L de TAN) 34 Fig. 16. Remoción de TAN en el biofiltro E3 (BiofilmChip™ M) para caudales de 2 L/min y 10 L/min a diferentes concentraciones de solución nutriente (2, 5 y 10 mg/L de TAN) 35 Fig. 17. Máxima tasa de remoción volumétrica observada en cada reactor (E1, E2, E3) con caudales de 2 L/min y 10 L/min 36 Fig. 18. Tasa de remoción de los biofiltros E1, E2, E3 con caudales de 2 L/min (0,12 m³/ h) 38 Fig. 19. Tasa de remoción de los biofiltros E1, E2, E3 con caudales de 10 L/min (0,6 m³/ h) 39

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ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1. Características de los biomedios evaluados en el estudio 16 Tabla 2. Composición de solución nutriente para la activación del biofiltro 17 Tabla 3. Composición de solución nutriente para la evaluación de remoción de los biofiltros 18 Tabla 4. Concentración de compuestos nitrogenados (mg/L) para cada biofiltro durante la experimentación 23 Tabla 5. Tiempo en días (N) hasta alcanzar la maduración para cada tipo de bioportador 23 Tabla 6. Parámetros de calidad de agua durante 66 días de experimentación 24 Tabla 7. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores por tres días (n=3) con un caudal de 2 L/min 25 Tabla 8. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores por tres días (n=3) con un caudal de 10 L/min 26 Tabla 9. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores con un caudal de 2 L/min 27 Tabla 10. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores con un caudal de 10 L/min 28 Tabla 11. Tasas de remoción volumétricas (VTR) obtenidas en los reactores 36 Tabla 12. Datos utilizados en la cinética de remoción de MBBR 40 Tabla 13. Resumen ANOVA y criterios de evaluación 41 Tabla 14. ANOVA de comparaciones múltiples (α = 0,05) 42 Tabla 15. ANOVA de comparaciones múltiples (α = 0,1) 42

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RESUMEN

En el presente trabajo, se determinó el tiempo de maduración y la tasa de remoción de

nitrógeno amoniacal total (TAN) en biofiltros aeróbicos de cama en movimiento MBBR (moving bed bio reactor), para tres tipos diferentes de bioportadores plásticos en agua de mar. Cada bioportador presentaba diferente área de superficie específica: Anox K5 (800 m2/m3), BiofilmChip™ P (900 m2/m3) y BiofilmChip™ M (1200 m2/m3). Cada biofiltro fue operado como un sistema independiente, donde se evaluó la remoción de cada bioportador aplicando diferentes concentraciones de TAN de entrada (2, 5 y 10 mg/L), así como dos condiciones diferentes de caudal (2 y 10 L/min). La eficiencia de remoción de cada biofiltro, se evaluó utilizando la tasa de remoción volumétrica de TAN (VTR). Las pruebas se llevaron a cabo en una sala de ambiente controlado, por lo que los factores de calidad de agua se mantuvieron estables en todos los biofiltros a lo largo del tiempo. El rango de trabajo para la calidad de agua estuvo dentro de lo recomendado para sistemas de recirculación (RAS). Los resultados experimentales indicaron que el tiempo de maduración fue alcanzado al día 63 para Anox K5, al día 59 para BiofilmChip™ P y al día 62 para BiofilmChip™ M. La VTR que presentaron los bioportadores no registró diferencias de remoción entre ellos, pese a su distinta superficie específica. No obstante, la VTR fue más eficiente a mayores caudales i.e. a menores tiempos de retención hidráulica. Esta experiencia reporta el tiempo de maduración y la cinética de remoción de tres nuevos bioportadores operados en agua de mar. Los resultados obtenidos significan una herramienta útil para el dimensionamiento y diseño de MBBR. Además, los datos permitirán establecer estrategias operacionales de biofiltros en un RAS marino, para la optimización de la de remoción de TAN en sistemas comerciales.

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ABSTRACT

This work determined the start-up time and the removal rate of total ammonia nitrogen

(TAN) in aerobic MBBR (moving bed bio reactor) biofilters, for three different bio-carriers in sea water. Each bio-carrier had different specific surface area: Anox K5 (800 m2/m3), BiofilmChip™ P (900 m2/m3) y BiofilmChip™ M (1200 m2/m3). All biofilters were operated as an independent system, where the TAN removal was evaluated for each bio-carrier for three different inlet TAN concentrations (2, 5 y 10 mg/L), as well as two different flows (2 y 10 L/min). The removal efficiency of each biofilter was evaluated using the volumetric TAN removal (VTR). The experiment was carried out in an air-conditioned room to maintain stable water quality factors over time. The working range for water quality was within recommended values for recirculating systems (RAS). The experimental results indicated that the start-up time for maturation was reached at day 63 for Anox K5, at day 59 for BiofilmChip™ P, and at day 62 for BiofilmChip™ M. The VTR of the bio-carriers showed no difference between them, despite of its unequal specific surface. Nevertheless, the VTR was efficient at higher flows i.e. lower hydraulic retention times. This experience reports the start-up time and the removal kinetics for three new bio-carriers operated with sea water. The results obtained are a useful tool for the dimensioning and design of MBBR’s. Moreover, the data allows establishing operational criteria for biofilters in a marine RAS, for the optimization of TAN removal in commercial systems.

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1. INTRODUCCIÓN

Los sistemas de recirculación para la acuicultura (RAS) son la tecnología que ofrecen

la necesaria bioseguridad de los cultivos. Estos sistemas de alta tecnología permiten el cultivo en tierra de especies de alto interés comercial manteniendo un mayor control de calidad de agua y descarga de residuos, pudiendo funcionar con menos del 1% de renovación de agua por día (Orellana et al., 2014). Estos sistemas son por naturaleza capaces de proveer a la industria de una manera sustentable de producción.

Los RAS operan con diferentes pasos de filtrado en donde las aguas de cultivo son

tratadas por medio de procesos físicos, químicos y biológicos. El filtro biológico es la parte vital de los sistemas de recirculación (Suhr & Pedersen, 2010). Estos se utilizan comúnmente para la extracción del amonio en los RAS a través de la nitrificación biológica que convierte el amonio a nitrato (Chen et al., 2006).

En los RAS, el nitrógeno amoniacal total (TAN) se origina a partir de la excreción

animal y la descomposición de materia orgánica sólida como heces fecales y alimento no consumido (Kuhn et al., 2010; Stewart et al., 2006). El TAN es el parámetro de calidad del agua más crítico en el cultivo de peces (Díaz et al., 2012), por lo que se usa a menudo como un parámetro de calidad de agua limitante en diseño y operación de sistemas intensivos de acuicultura.

La oxidación de amonio a nitrito y nitrito a nitrato (nitrificación) es realizada por

bacterias autotróficas (Ebeling et al., 2006). Este proceso se lleva a cabo en un film biológico fijado a sustratos en un biofiltro (Sandu et al., 2002; Guerdat et al., 2010).

Actualmente existen muchas variedades de filtros biológicos utilizados en los sistemas

RAS. Sin embargo, una adecuada selección de sustrato y tamaño de biofiltro es crítico para el éxito operacional y comercial de un RAS (Malone & Pfeiffer, 2006).

El reciente desarrollo en biofiltros ha dado lugar al uso de reactores de película

biológica de lecho móvil (MBBR), debido a su éxito comercial a gran escala en plantas de tratamientos de aguas residuales y con costos relativamente bajos para su fabricación (Ling, 2005; Rusten et al., 1995; Rusten et al., 2006).

Los MBBR son reactores que operan en su interior con portadores de plástico de

diseño único. En la superficie de los portadores es donde ocurre el crecimiento de la película biológica, que en condiciones aeróbicas, dan paso a la nitrificación (Rusten et al., 2006; Timmons et al., 2002). Los reactores mantienen en suspensión y constante agitación a los portadores en la columna de agua por medio de un difusor de aire. El difusor de aire se encuentra ubicado en el fondo del biofiltro proporcionando a los portadores un patrón de movimiento toroidal. El flujo de surgencia central proporcionado por el difusor sirve también para remover el exceso de film biológico de los portadores manteniendo una óptima capa fina para una máxima eficiencia de nitrificación. El levantamiento de los portadores por la columna

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central del biofiltro, provoca que estos alcancen la superficie y que luego retornen hacia al fondo de la unidad cerca del difusor, donde el patrón de movimiento se vuelve a repetir (Pfeiffer & Willis, 2011) (Fig. 1).

Fig. 1. Principio de los moving bed biofilm reactor (MBBR). Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Rusten et al. (2006).

Las bacterias que se fijan al sustrato necesitan de un tiempo de iniciación o puesta en

marcha (start-up). La puesta en marcha típica de un biofiltro se da cuando las concentraciones de amonio y nitrito llegan a una capacidad máxima, donde una caída del nivel del nitrito indicaría que el reactor está totalmente activado (Timmons et al., 2002). A su vez esto indicará que las comunidades de bacterias se encuentran establecidas a los portadores y listas para comenzar el proceso de nitrificación. A pesar que esta información es fundamental para la puesta en marcha de un proceso productivo en RAS, pocos son los estudios que han definido este tiempo de iniciación de forma exacta en un sistema marino, señalando tiempos de 5 semanas hasta 70 días (Zhu & Chen 1999; Kumar, 2011).

El presente estudio propone determinar la eficiencia de nitrificación por medio del

indicador de rendimiento de tasas de remoción volumétrica (VTR) para tres nuevos tipos de bioportadores plásticos en biofiltros MBBR en agua de mar: Anox K5, BiofilmChip™ P y BiofilmChip™ M. Se establecerá el tiempo de iniciación o “start-up” para cada biofiltro y luego se determinará la cinética de remoción para los diferentes bioportadores.

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1. OBJETIVOS

2.1 Objetivo general

Determinar la tasa de remoción de amonio para tres nuevos tipos de bioportadores en biofiltros MBBR.

2.2 Objetivos específicos Determinar los tiempos de maduración para cada biofiltro MBBR.

Determinar y analizar las tasas de remoción volumétricas (VTR) de los biofiltros a

distintas concentraciones de TAN y a diferentes tiempos de retención hidráulica (TRH).

2.3 Problemática identificada Dado que cada bioportador posee una geometría única y por ende diferente superficie

específica (m2 de superficie disponible para el asentamiento de bacterias por m3 del material), se espera que la eficiencia de las bacterias nitrificantes asentadas en los biomedios no sean idénticas. En relación a lo anterior se plantea la siguiente hipótesis:

El tiempo de maduración y la tasa de remoción volumétrica de tres nuevos tipos de

sustratos plásticos para biofiltros “moving bed biofilm reactor” (MBBR) son diferentes.

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3. ANTECEDENTES

3.1 Funcionamiento de los sistemas de recirculación para la acuicultura (RAS)

En los sistemas de recirculación para la acuicultura (RAS), se reutiliza el agua de salida de los estanques de peces en lugar de ser liberadas a un cuerpo de agua receptor. El agua de salida de los estanques es tratada dependiendo de los requisitos de calidad de agua de la especie que esté siendo cultivada (Lekang, 2007). El agua sigue circulando a través del sistema, y solamente un pequeño porcentaje de ésta es remplazado diariamente (Timmons et al., 2002).

Para mantener la calidad de agua de un sistema de recirculación, es necesario un gran

número de componentes y tener una sólida comprensión de los procesos físicos, químicos y biológicos que ocurren en las unidades de tratamientos de agua. Entre estos se encuentran, los sistemas de oxigenación, remoción de sólidos, desgasificación de CO2 y biofiltración de los compuestos nitrogenados, entre otros (Parker, 2002) (Fig. 2).

Fig. 2. Unidades de operaciones de un RAS. Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Parker (2002) y Timmons et al. (2002).

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3.2 Biofiltración

3.2.1 Necesidad de remover compuestos nitrogenados

El nitrógeno es para la acuicultura la principal preocupación como componente de los residuos generados por los peces. Los peces excretan varios productos nitrogenados por difusión e intercambio iónico a través de las branquias, orina y heces (Timmons et al., 2002). Los residuos nitrogenados proceden de la degradación de la proteína mal digerida o sin digerir (Breton, 2007), siendo el amoniaco no ionizado (NH3) el principal producto final del catabolismo de la proteína excretado por los peces (Timmons et al., 2002).

El NH3 presente en el agua interactúa con los iones hidrógenos, convirtiendo este

compuesto en amonio ionizado o simplemente amonio (NH4+) (Wedemeyer, 1996). Ambas

formas son tóxicas para los peces, pero el amoniaco o amonio no ionizado (NH3) es el más tóxico a bajas concentraciones (Chen et al, 2006). El equilibrio entre ambas formas de amoniaco en la columna de agua es una función principalmente del pH, la temperatura y en menor medida, la salinidad (Atland, 2009; Timmons et al., 2002). La suma de las dos formas, NH3 y NH4

+, llamado nitrógeno amoniacal total (TAN), se utilizan a menudo como un parámetro de calidad de agua limitante en la acuicultura intensiva de diseño y operación de sistemas (Lemarié et al., 2004; Colt, 2006; Eshchar et al., 2006).

3.2.2 Biofiltro

Los RAS son sistemas de producción que se caracterizan por contar con la presencia de un biofiltro. Casi todos los biofiltros utilizados en un sistema de recirculación son de película fija, donde las bacterias nitrificantes crecen sobre la superficie de un sustrato (bioportador) sólido húmedo o sumergido (Timmons et al., 2002). Pfeiffer & Malone (2006) lo definen como una capa de película bacteriana constante, necesaria para la oxidación biológica de amoníaco.

La difusión de nutrientes a través de un biofiltro es muy importante para la actividad y

crecimiento del biofilm. El biofilm o película biológica, es la estructura total de bacterias autotróficas y heterotróficas en conjunto con el resto de los organismos que crecen sobre el bioportador (Atland, 2009).

Las bacterias nitrificantes autotróficas (bacterias que utilizan CO2 como fuente de

carbono para su crecimiento) serán vulnerables a competir con las bacterias heterotróficas (bacterias que usan carbono orgánico para su crecimiento, cuando existe disponibilidad de materia orgánica) (Atland, 2009).

Las bacterias heterotróficas suelen tener una tasa de crecimiento de cinco veces más

que las autótrofas y rendimientos de dos a tres veces mayor que las nitrificantes (Grady & Lim, 1980). Por esto, las heterotróficas prevalecen por sobre las bacterias nitrificantes compitiendo por espacio y oxígeno en los biofiltros cuando las concentraciones de materia orgánica disuelta y particulada son altas, por lo que es imperativo que la fuente de agua para

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los biofiltros sea mantenida tan limpia como sea posible con la mínima concentración de sólidos totales (Timmons & Ebeling, 2010).

3.2.3 Nitrificación biológica En los biofiltros es donde se lleva a cabo el proceso de la nitrificación biológica, que consiste en la sucesiva oxidación del amoniaco a nitrato (Timmons et al., 2002). Las tasas de nitrificación están influenciadas por la carga orgánica, la concentración de oxígeno disuelto en el reactor, la concentración del nitrógeno amoniacal total (TAN), la temperatura, el pH, la alcalinidad y la historia previa de la biopelícula (Rusten et al., 2006).

En el proceso de la nitrificación, el amoníaco se oxida primero en nitrógeno nitrito (NO2-N) por varios géneros de bacterias autótrofas, las más importantes son Nitrosomonas; luego el nitrito nitrógeno se oxida a nitrato nitrógeno que es mucho menos tóxico (NO3-N) por varios otros géneros de bacterias, donde la mayoría y las más importantes son Nitrobacter (Chen et al., 2006) (Fig. 3). El nitrito nitrógeno es un tanto menos tóxico que el amoniaco y el nitrato nitrógeno es considerado relativamente no tóxico para la mayoría de los organismos acuáticos (Breton, 2005).

Fig. 3. Conversiones químicas básicas durante la oxidación de TAN. Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Chen et al. (2006) y Timmons et al. (2002).

3.2.4 Activación del biofiltro

Los biofiltros necesitan de un tiempo de activación, que es el tiempo que requieren las bacterias para aclimatarse y establecer sus comunidades en el sustrato plástico para comenzar con el proceso de nitrificación. A este proceso se le llama también tiempo de maduración o “start up”. Este tiempo de aclimatación es fundamental para dar inicio a la colección de datos, el cual se establece cuando el biofiltro alcanza una condición de “estado estacionario”. El estado estacionario es alcanzado cuando el TAN en el efluente se estabiliza y una línea recta horizontal puede ser apreciada frente a un gráfico de tiempo (Colt et al., 2006). Otros artículos definen que un biofiltro se encuentra totalmente aclimatado cuando en su condición de estado estacionario, es capaz de mantener niveles de TAN y NO2-N por debajo de los 0,7 mg/L, en condiciones de carga de 8,64 g/día de TAN durante 7 días consecutivos (Sandu et al., 2002).

Nitrosomonas NH4+ + 1,5 O2 NO2

--N + 2 H+ + H2O

Nitrobacter NO2⁻-N + 0,5 O2 NO3

--N

Global NH4+ + 2 O2 NO3

--N + 2 H+ + H2O

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Timmons et al. (2002) y Wheaton (1982), exponen un gráfico en el que se describe el comportamiento típico de un biofiltro antes de su puesta en marcha (Fig. 4).

Dicho proceso se caracteriza por la acumulación y posterior reducción de TAN y nitrógeno nitrito, así como la acumulación continua de nitrógeno nitrato. Este comportamiento se debe a que al inicio, el biofiltro no cuenta con una población de bacterias nitrificantes bien establecidas. Al aumentar la población de Nitrosomonas ocasionan un aumento en la concentración de nitrito. La concentración de nitrito alcanza su máximo y empieza a disminuir al irse estableciendo la población de Nitrobacter y convertirse el nitrito a nitrato (Wheaton, 1985). Timmons et al. (2002), indica que no se deben introducir peces al sistema sin antes observar una caída del nivel de nitrito, ya que esto es un indicador de que el biofiltro está totalmente activado.

Fig. 4. Comportamiento de un biofiltro en proceso de activación. Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Lekang (2013).

Al iniciarse un biofiltro, éste puede tardar varias semanas en alcanzar su estado estacionario dependiendo de las condiciones de agua del sistema, particularmente si se trata de ambientes marinos. Normalmente se puede esperar que tiempos de activación sean del orden de 2 a 3 semanas para los sistemas de agua dulce (Masser et al., 1999). Sin embargo los sistemas marinos con frecuencia parecen detener la nitrificación en la etapa de activación. Zhu & Chen (1999), reportaron que 5 semanas de alimentación continua de TAN se requirieron para lograr la activación del biofiltro con aguas marinas; mientras que Kumar (2011) registró en sus experiencias un tiempo de maduración de 70 días.

TAN

NO₂-N

NO₃-N

Con

cent

raci

ón

Tiempo

8

3.3 Factores que afectan la biofiltración

En los sistemas RAS se debe tener bajo control ciertos factores de calidad del agua para lograr una óptima eficiencia de las bacterias en el biofiltro. Los factores que pueden afectar el funcionamiento de un biofiltro son: concentración de amoniaco, temperatura, concentración de oxígeno, pH, salinidad, alcalinidad y presencia de materia orgánica.

3.3.1 Concentración Amoniaco

La concentración de amoniaco como tal puede afectar directamente las tasas de nitrificación. En general la capacidad del biofiltro para oxidar nitrógeno aumenta proporcionalmente con el aumento de la concentración del amoniaco en un rango limitado de concentraciones.

Estudios realizados por Díaz et al. (2012), muestran que la tasa de eliminación de

amoníaco aumenta hasta una concentración máxima y, para concentraciones más altas en la entrada, la tasa de eliminación de amoníaco es constante e independiente de la concentración en la entrada. Si la concentración de amoníaco comienza a aumentar, el biofiltro no puede funcionar correctamente si la tasa de alimentación o de producción de nitrógeno amoniacal es más alta que la capacidad de diseño del biofiltro (Masser et al., (1999). Timmons & Ebeling (2010), asumen que la relación proporcional existe en el rango de 0 hasta al menos 3 mg/L de TAN.

3.3.2 Temperatura

La temperatura juega un rol significativo en la velocidad de reacción de la nitrificación como lo hace en todas las reacciones químicas y biológicas. Generalmente los biofiltros operan según la temperatura requerida por la especie y no a las necesidades del biofiltro ya que las poblaciones bacterianas podrían adaptarse a un amplio rango de temperatura si se aclimatan lentamente (Timmons & Ebeling, 2010).

En el ambiente bacteriano de un biofiltro, las bacterias heterótrofas toleran mejor las

bajas temperaturas que las autótrofas nitrificantes, por lo que tienen la ventaja de sobrevivir cuando hay cambios bruscos de temperatura (Atland, 2009). Una disminución de 10°C en la temperatura de operación, resulta en un 50% de reducción de tasa de remoción (Timmons & Ebeling, 2010).

3.3.3 Concentración de oxígeno

El oxígeno es un factor principal en la limitación del proceso de nitrificación, su impacto se hace aún más significativo a medida que aumenta la carga orgánica en el reactor, permitiendo que las bacterias heterótrofas de crecimiento rápido compitan con bacterias nitrificantes por el límite de oxígeno (Ling, 2005).

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Por esta razón es importante mantener las concentraciones de oxígeno en el biofiltro para una máxima eliminación de amoníaco y nitrito. Masser et al. (1999), indica que las bacterias nitrificantes son ineficientes con concentraciones de oxígeno inferiores a 2 ppm.

3.3.4 pH

El pH controla una amplia variedad de reacciones de equilibrio y solubilidad. Este parámetro afecta tanto la velocidad de nitrificación como la relación entre las formas de nitrógeno amoniacal ionizado y no ionizado. Un aumento del pH, aumenta la proporción de la forma no ionizada (NH3) del nitrógeno amoniacal (Timmons et al., 2002).

El pH tiende a disminuir con la nitrificación bacteriana ya que produce ácidos y

consume alcalinidad. Además el dióxido de carbono generado por los peces y microorganismos reacciona con el agua para formar ácido carbónico que impulsa el pH hacia abajo. (Masser et al., 1999).

Los cambios rápidos de pH también tienen efecto sobre el comportamiento de los

biofiltros, si éstos son de más de 0,5 a 1 unidades de pH en un minuto, las poblaciones bacterianas se estresan y requieren un tiempo para la adaptación a las nuevas condiciones ambientales (Timmons et al., 2002). La literatura indica que el intervalo de pH óptimo para las bacterias de biofiltros es de 7.0 a 8.0 (Masser et al., 1999).

3.3.5 Salinidad

En literatura existe limitada información del impacto de la salinidad en la nitrificación. Timmons & Ebeling (2010), plantean que las bacterias tienen un comportamiento similar a el descrito por parámetros como temperatura y pH, ya que las bacterias nitrificantes pueden aclimatarse a casi cualquier rango de salinidad con el tiempo suficiente.

Varios autores han señalado que el promedio de la velocidad de remoción se reduce en

agua salada en comparación con el agua dulce. Lekang (2013) menciona que la salinidad afecta las tasas de nitrificación debido a que los iones de cloro (NaCl) inhiben el crecimiento bacterial, lo que produce que la nitrificación sea más rápida en agua dulce que en agua salada. Chen et al. (2006), reporta que muchas empresas de ingeniería a escala piloto y experimentos a largo plazo con sistemas de recirculación de agua dulce y marina, sugieren que la tasa de eliminación media de TAN se reduce aproximadamente en un 37% en agua salada en comparación con el agua dulce.

Abruptos cambios en la salinidad de más de 5 g/L, producen una descarga de bacterias

nitrificantes y disminuye la velocidad de reacción, tanto para la eliminación de amoniaco y de nitrito (Timmons & Ebeling, 2010; Díaz et al., 2012).

10

3.3.6 Alcalinidad

La alcalinidad es una medida de la capacidad de amortiguación del pH (tampón) de un sistema acuático. Se define también como la cantidad total de bases titulables en el agua expresadas como mg/L o equivalente de carbonato de calcio (CaCO3) (Timmons et al., 2002).

La nitrificación es un proceso de formación de ácido, y si los sistemas de biofiltro están

mal tamponados el pH del sistema bajará impactando el desempeño del biofiltro. Timmons et al. (2002) plantea que es necesario 7,14 g de alcalinidad por cada gramo de nitrógeno amoniacal reducido a nitrito, además menciona que la pérdida de alcalinidad puede ser remplazada con la adición de bicarbonato de sodio (NaHCO3).

3.3.7 Materia orgánica disuelta

El impacto más importante de la materia orgánica en la nitrificación, se debe a la contribución de la demanda de oxígeno adicional. Cuando las concentraciones de materia orgánica disuelta y particulada son muy altas, las bacterias heterotróficas prevalecen por sobre las nitrificantes compitiendo por espacio y oxígeno en el biofiltro. Con un aumento de la biomasa heterotrófica bacteriana, la habilidad de biofiltro para transformar materia orgánica aumentará pero la capacidad de nitrificación se verá reducida (Atland, 2009).

3.4 Tipos de biofiltro

Actualmente existe una gran variedad de biofiltros que se usan en los RAS intensivos. Su adecuada selección y dimensionamiento es una tarea complicada debido a las diferentes expectativas de calidad de agua y condiciones ambientales que presentan los diferentes RAS. De todos los diseños de biofiltros existentes, los desafíos de ingeniería se han enfocado principalmente en lograr maximizar el área de superficie específica para proporcionar una elevada superficie protegida para el crecimiento bacteriano. Mientras mayor sea el área de superficie especifica de un medio, mayor biomasa bacteriana puede desarrollarse por unidad de volumen de relleno de filtro (Timmons et al., 2002).

Malone & Pfeiffer (2006), establecen un “árbol de decisión” que muestra las

numerosas opciones de biofiltros (Fig. 5).

11

Fig. 5. Clasificación de biofiltros. Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Malone & Pfeiffer (2006) y Timmons et al. (2010).

3.4.1 Biofiltros de película fija

En los RAS tradicionales de producción intensiva, se utilizan biorreactores de película fija los cuales se basan en la nitrificación del nitrógeno amoniacal a nitratos por medio de bacterias oxidantes de amonio (AOB) y bacterias oxidantes de nitrito (NOB). En un biofiltro de película fija se forma una delgada capa de biomasa bacteriana en los biomedios, donde los nutrientes y oxígeno disuelto son transportados por difusión simple en el biofilm (Timmons & Ebeling, 2010).

3.4.2 Biofiltros Emergentes

Están diseñados para maximizar la transferencia de oxígeno por medio de un derrame de agua directamente sobre los biomedios. El biofilm excesivo se gestiona a través del proceso de desprendimiento de película o vertimiento, que exige una porosidad relativamente alta para evitar la obstrucción de los biomedios del filtro con el material de la película desprendida. Estos filtros proporcionan un beneficio secundario de aireación y liberación del dióxido de carbono y tienen una reducida área superficie específica (Timmons & Ebeling, 2010). En este grupo se encuentran los biofiltros percoladores y los contactores biológicos rotatorios.

Biofiltros

Crecimiento suspendido

Película fija

Emergentes Contactores biológicos rotatorios

Biofiltros percoladores

Sumergidos

Camas estáticas

Expandibles

Expansión

Roca sumergida

Camas estáticas plásticas

Filtros de concha

Filtros de espuma

Filtro de grano

Filtro de arena de flujo ascendente

Arena fluidizado

Micro grano de flujo descendente

Película biológica de lecho móvil (MBBR)

12

3.4.3 Biofiltros Sumergidos

Los filtros sumergidos presumen que suficiente oxígeno puede ser transportado con el agua que circula a través del filtro. Esta presunción está normalmente asegurada por el uso de altas tasas de recirculación, reciclaje interno o enriqueciendo con oxígeno las aguas afluentes. Estos filtros se distinguen por las diferentes estrategias que utilizan para gestionar la acumulación biofilm (Malone & Pfeiffer, 2006), por lo que se dividen en tres categorías: biofiltros de camas estáticas, expandibles y de expansión.

Los biofiltros de camas estáticas no tiene biomedios activos para gestionar la

acumulación del biofilm y de los sólidos. Estos filtros poseen baja área de superficie específica y se utilizan en los sistemas de carga ligera y funcionan de buena forma hasta que la sobrealimentación y la acumulación de sólidos en la cama estática, es la causa del crecimiento bacteriano excesivo, lo que limita la penetración de agua (Timmons & Ebeling, 2010).

El segundo tipo de biofiltro sumergido emplea camas estáticas que son

intermitentemente expandibles. Los movimientos de la cama estática son inducidos por fuerzas hidráulicas, mecánicas o neumáticas lo que produce frotes de los biomedios entre sí controlando el crecimiento de la biopelícula. Estos filtros utilizan biomedios más pequeños limitándose al uso de arenas gruesas o granos más grandes que tienen la masa capaz de generar el impulso necesario durante un evento de limpieza de corta duración. La baja área de superficie específica que poseen éstos biomedios por ser pequeños, se compensa con la flexibilidad de gestión proporcionada por la estrategia de lavado a contracorriente (Malone & Pfeiffer, 2006).

La tercera clasificación de filtros sumergidos abandona el lecho estático a un medio en

constante movimiento. Los filtros de expansión desgastan continuamente el biofilm por medio de fuerzas hidráulicas o neumáticas cuya tasa de pérdida del biofilm suele estar determinado por los tipos de biomedios seleccionados. Por otra parte los medios utilizados en este tipo de filtros poseen áreas de superficie específica extremadamente altas (Malone & Pfeiffer, 2006).

3.5 Biofiltros Moving Bed Biofilm Reactor (MBBR)

Los reactores MBBR corresponden a la categoría de filtros sumergidos de expansión. Estos han sido un gran éxito para el tratamiento biológico en los cultivos de peces. Los MBBR utilizan portadores de biofilm plásticos de un diseño único, para maximizar el área de superficie del biofilm activo en los reactores. Estos reactores tienen una insignificante pérdida de carga, no necesitan de un retrolavado periódico y no son susceptibles a la obstrucción (Rusten et al., 2006).

La biomasa bacterial crece en los biomedios y se mueve libremente en el volumen de

agua del reactor. Para la nitrificación, los medios son mantenidos en circulación constante a través de un sistema de burbujas de aire por aireación para crear condiciones aeróbicas. Los biomedios por lo general ocupan hasta un 70% del volumen del reactor (llenado normalmente

13

50%) ya que mayor porcentaje de relleno reduce la eficiencia del mezclado. (Timmons & Ebeling, 2010).

3.6 Cinética de biofiltros MBBR

La cinética es el estudio de las velocidades de reacción y los principios que permiten comprender como suceden las reacciones. La cinética de nitrificación de un biofiltro puede ser explicada a través de un modelo de cinética enzimática, como lo explica el modelo propuesto por Henri-Michaelis-Menten, el cual da a conocer una relación hiperbólica entre la tasa de reacción (V0) y la concentración de sustrato presente [S] (Fig. 6) (Bohinski, 1991).

Fig. 6. Representación gráfica de la ecuación de Michaelis-Menten. Fuente: Elaboración propia, modificada a partir de Bohinski (1991), donde:

V0: Tasa de reacción Vmáx: Velocidad máxima de reacción Km: Constante de saturación media S: Concentración de sustrato

Sin embargo, un modelo para predecir las tasas de nitrificación para biofiltros MBBR fue desarrollado por Rusten et al. (1995), utilizando el nitrógeno amoniacal total (TAN) como sustrato limitante de la velocidad como se muestra en la ecuación 1:

(1)

Donde: rn: Tasa de nitrificación de TAN (g/m3/día). k: Velocidad de reacción constante (1,3). Sn: Concentración de TAN en el reactor (g/m3). n: Orden de reacción constante (0,7)

14

4. METODOLOGÍA

4.1 Configuración Experimental

4.1.1 Estación de Biofiltración

La estación de biofiltración fue instalada en las dependencias del Laboratorio Experimental de Acuicultura (LEDA) de la Escuela Ciencias del Mar. Esta estación consistió en tres sistemas idénticos e independientes dispuestos sobre un rack de fierro recubierto en plástico. Cada sistema de biofiltración contó con: una bomba dosificadora, un contenedor de 20 L (volumen útil 17 L), un compresor de aire con flujómetro, un estanque cilíndrico de fibra de vidrio de 80 L (volumen útil 50 L), un acopio de 60 L (volumen útil 30 L) y una bomba de agua (Fig. 7).

Fig. 7. Componentes de la estación de biofiltración: (1) Bomba dosificadora, (2) contenedor solución nutriente, (3) compresor de aire con flujómetro, (4) biofiltro, (5) Acopio y, (6) bomba de agua. Fuente: Elaboración propia.

15

El agua utilizada durante la experiencia correspondió a agua de mar proveniente de las costas de Valparaíso, la que al ingresar al sistema de agua de mar del LEDA, fue sometida a tratamiento de filtración mecánica para eliminar material orgánico particulado. Finalmente el agua tratada por el LEDA fue la que se utilizó para el llenado inicial de los biofiltros y renovación de las pérdidas (muestras). Para el proceso de aclimatación de los biofiltros, el Tiempo de Retención Hidráulica (THR) se aplicó según lo descrito por Malone (2006), donde indica que para evitar problemas asociados a la acumulación de los productos químicos dosificados y/o sales, se debe asegurar un THR=10 días. El agua de reposición correspondiente a las pérdidas y a los recambios fue ingresada a cada acopio permitiendo igualar las entradas y salidas del sistema.

4.1.2 Flujo de agua del sistema

El flujo de agua de cada sistema circuló de la siguiente forma: el agua del biofiltro desembocó por un costado inferior de la unidad, cuya zona de descarga se conectó a una guillotina de 32 mm de diámetro dirigiendo el flujo a un acopio. En el interior del acopio se dispuso de una bomba sumergible (Marca ATMAN, modelo AT-102) la cual retornaba el agua al biofiltro por medio de una tubería PVC de 20 mm. La salida de agua se realizó por medio de un sistema de rebalse en el interior del acopio (Fig. 8).

Fig. 8. Esquema del sistema de biofiltración y sus componentes. Fuente: Elaboración propia.

Acopio

Agua de mar

MBBR

Solución Nutriente MBBR: Moving Bed Biofilm Reactor

Compresor de aire

Válvula de Bola

Bomba

Bomba dosificadora

Flujómetro de aire

16

4.1.3 Sistema de aireación

Cada biofiltro contó con un compresor de aire externo (Marca Sunsun, modelo HT-500) de 0,3 bar de presión con un flujómetro de aire, cuyo flujo fue regulado por una válvula de bola fijándolo en 3 m3/h. El flujo de aire era dirigido a un difusor ubicado en el fondo del biofiltro. Este difusor consistió en una manguera transparente en forma de caracol con orificios de 3 mm de diámetro proporcionando en el interior del reactor una aireación homogénea en toda la columna de agua, conservando el continuo patrón de movimiento.

4.1.4 Bioportadores

En este estudio se operó con tres MBBR, cada uno con un tipo diferente de bioportador de PE, todos ellos de una densidad próxima a 0,95 g/cm3 y de configuraciones diferentes (Tabla 1), siendo éstos: Anox K5, BiofilmChip™ P, BiofilmChip™ M. Sus respectivas configuraciones son descritas por la Sociedad AnoxKaldnes y por McQuarrie & Boltz (2011) (Fig. 9). Cada Biofiltro fue llenado con 30 L de bioportadores.

Fig. 9. Biomedios ocupados en los tres sistemas de biofiltración: a) Anox K5, b) BiofilmChip™ P, c) BiofilmChip™ M. Tabla 1. Características de los biomedios evaluados en el estudio.

Biomedio Material Superficie específica [m2/m3]

Diámetro Grosor [mm]

BiofilmChipTM M PE 1200 48 2 BiofilmChipTM P PE 900 45 3 Anox K5 PE 800 25 4

17

4.2 Solución nutriente para activación del biofiltro

Con el objeto de simular aquellos compuestos nitrogenados que en condiciones de cultivo son aportados por la excreción de peces y alimento no consumido, se incorporó al sistema durante el proceso de maduración de los biofiltros, una solución nutriente. Esta solución se compuso de cloruro de amonio (NH4

+Cl), carbonato de amonio ((NH4)2CO3) y sacarosa (C12H22O11) como fuente principal de carbono (Tabla 2). Con la solución depositada en los contenedores ubicados en la bandeja superior del rack, se alimentó a cada biofiltro en forma continua por medio de una bomba dosificadora (Marca HANNA, Modelo BL 1.5-2), entregando 0,3 L/h de solución por estanque.

Estudios realizados por Zhu y Chen, (2001) indican que una alimentación de producto

químico debe mostrar una relación fija de carbono/nitrógeno (C/N), señalando que una relación C/N=0 induce una nitrificación falsamente alta por ausencia de material orgánico, mientras que C/N=2 representa una condición típica en un RAS. Tabla 2. Composición de solución nutriente utilizada para la activación del biofiltro.

Ingrediente Cantidad Unidad NH4

+Cl 2 mg/L ((NH4)2CO3) 6,9 mg/L (C12H22O11) 4,8 mg/L

4.3 Solución nutriente para experimentos de remoción de los biofiltros El rendimiento de remoción de los biofiltros, se evaluó aplicando en cada sistema, tres soluciones nutrientes que contenían diferentes concentraciones de TAN (2, 5 y 10 mg/L de TAN), además para cada una de estas concentraciones, se aplicaron tiempos de retención hidráulicos (TRH) diferentes (Tabla 3). Los TRH aplicados fueron: TRH = 30 min, entregando al biofiltro un caudal de 2 L/min. TRH = 5 min, entregando al biofiltro un caudal de 10 L/min.

18

Tabla 3. Composición de solución nutriente para la evaluación de remoción de los biofiltros. Cada experiencia evaluada con un estanque, bajo una determinada concentración de TAN y condición de caudal, fue realizada durante tres días (n=3).

4.3.1 Rendimiento de los biofiltros El rendimiento de los biofiltros se obtuvo utilizando la tasa de remoción volumétrica (VTR) (Colt et al., 2006). El VTR indica la conversión de gramos de TAN por m3 de medio filtrante por día, explicado en la ecuación 2.

(2)

Donde:

QR: Tasa de flujo a través del biofiltro (L/min). KC: Factor de conversión de 1,44 unidades para convertir mg/min a g/día. TANI: Afluente de TAN en el biofiltro (mg/L). TANE: Efluente de TAN en el biofiltro (mg/L). Vb: Volumen de medios en el biofiltro (m3).

Luego se utilizó el modelo de cinética de MBBR (Ec. 1), para predecir las tasas de

nitrificación de los tres biofiltros (ver 3.6).

4.4 Registro de calidad de agua

La medición en el agua de la temperatura, pH, salinidad, oxígeno disuelto y saturación de oxígeno, se realizaron todos los días a las 9:00, 17:00 y 21:00 hrs durante el proceso de maduración de los biofiltros. Una vez madurado los biofiltros fue necesario registrar estos datos onces veces al día cada una hora para obtener el análisis de la cinética de nitrificación.

E1 E1_C2_Q2 E1_C2_Q10E2 E2_C2_Q2 E2_C2_Q10E3 E3_C2_Q2 E3_C2_Q10E1 E1_C5_Q2 E1_C5_Q10E2 E2_C5_Q2 E2_C5_Q10E3 E3_C5_Q2 E3_C5_Q10E1 E1_C10_Q2 E1_C10_Q10E2 E2_C10_Q2 E2_C10_Q10E3 E3_C10_Q2 E3_C10_Q10

Exp.2 C5: 5 mg/L Q2: 2 L/min

Q10: 10 L/min

Exp.3 C10: 10 mg/L Q2: 2 L/min

Q10: 10 L/min

Experiencia Estanques (E)Concentración

de TAN (C)Caudal (Q)

Nomenclatura de experiencias aplicadas

Exp.1 C2: 2 mg/L Q2: 2 L/min

Q10: 10 L/min

19

4.5 Puntos de medición de los parámetros físico - químicos del agua

El oxígeno disuelto, saturación de oxígeno, temperatura, salinidad y pH fueron monitoreados en el interior de cada biofiltro y de cada acopio. Las mediciones se realizaron con sondas (Marca HACH®) y un equipo multiparámetros (Marca HACH®, Modelo HQ 40d) y la salinidad con un refractómetro (Marca VETO, Modelo R0081001), expresando su lectura en partes por millón (ppm).

4.5.1 Alcalinidad

Durante el proceso de maduración la alcalinidad total del agua fue medida todos los días a las 9:00 hrs, una vez activos los filtros la alcalinidad fue medida a las 9:00 hrs y a las 19:00 hrs. Para su determinación se empleó el Método Colorimétrico TNTplus™ 870 (Hach® Method 10239), cuyo método emplea tubos codificados (vial) para el análisis de la muestra a través de un espectrofotómetro HACH® DR/2800. El análisis implica los siguientes pasos:

1. Con una pipeta se extrajeron 2 ml de solución “A” que se ingresaron al vial. 2. Se vaciaron 0,5 ml de muestra en el vial. 3. Tapado el vial, éste se invirtió para lograr que los contenidos se mezclaran. Mediante

un temporizador el tubo se dejó reposar 5 minutos. 4. Pasado los cinco minutos, se limpió el vial y se insertó en el soporte del

espectrofotómetro portátil HACH® DR/2800. Los resultados son expresados en mg/L de CaCO3.

4.5.2 Dureza

La dureza del agua fue medida a las 9:00 y 21:00 hrs durante el proceso de maduración. Posteriormente, los biofiltros ya maduros fue determinada a las 9:00 y 19:00 horas. Para la determinación de la dureza del agua se empleó el Método Colorimétrico Calmagita (HACH® Method 8030), que forma un color púrpura-azul en una solución fuertemente alcalina y cambia a rojo cuando reacciona con el calcio o magnesio libre. El análisis implica los siguientes pasos:

1. Se inició el programa 225 Dureza, Mg. 2. Se vertieron 100 ml de muestra en un matraz de Erlenmeyer de 100 ml de mezclado. 3. Con un gotero se añadió 1 ml de la Solución Indicadora Calcio Magnesio y 1 ml de la

Solución Alcalina para test Calcio Magnesio, mezclando ambas soluciones. 4. Luego se vertieron 10 ml de la solución en tres celdas diferentes para la preparación

de: Un blanco (con 1 M de solución EDTA), muestra de magnesio (con 1 M de solución EGTA) y una muestra de calcio utilizando el programa 220 Dureza Ca.

5. Las celdas se insertaron el soporte del Hach donde la lectura se expresó en mg/L de CaCO3.

20

4.6 Puntos de medición de los compuestos nitrogenados inorgánicos

De cada biofiltro se obtuvieron muestras de agua para determinar las concentraciones de nitrógeno amoniacal total (TAN), nitrógeno nitrito (NO2

--N) y nitrógeno nitrato (NO3--N).

Las muestras fueron tomadas tres veces al día a las 9:00, 15:00 y 21:00 hrs durante el proceso de maduración de los biofiltros. Madurado los biofiltros las muestras de agua fueron tomadas cada una hora en la entrada y salida de los tres reactores para la obtención de los datos de remoción de TAN.

4.7 Métodos de determinación de los compuestos nitrogenados inorgánicos

Las mediciones fueron analizadas con un espectrofotómetro HACH® DR/2800 que opera con celdas de cuarzo de 10 ml. Se utilizaron kits de prueba HACH® empleando el Método de Nessler (HACH® método 8038) para la medición de TAN, (Hach® método 8507) para la medición de NO2

--N y (Hach® método 8039) para la medición de NO3--N.

4.7.1 Determinación de la concentración de nitrógeno amoniacal total (TAN)

Para determinar la concentración de nitrógeno amoniacal total (TAN) se utilizó el método de Nessler (HACH® método 8038). Este método forma un color amarillo proporcionalmente a la concentración de amoniaco presente en la muestra. El análisis implica los siguientes pasos:

1. Se inició el programa 380 N, Ammonia Ness. 2. Se llenaron dos probetas graduadas de 25 ml, una con la muestra y otra con agua

desionizada (blanco), agregando a cada una 3 gotas de mineral estabilizador, 3 gotas de alcohol de polivinilo y 1 ml de Reactivo de Nessler.

3. Luego se invirtieron las probetas para su mezclado, dejando un tiempo de reacción de 1 minuto.

4. Se vertieron 10 ml de solución de cada probeta en una celda por separado. 5. Se insertaron por separado ambas celdas en el soporte Hatch, donde las lecturas se

expresaron en mg/L de NO3--N.

4.7.2 Determinación de la concentración de nitrito-nitrógeno (NO2--N)

Para determinar la concentración de nitrito-nitrógeno (NO2

--N) se utilizó el método de diazotización (HACH® método 8507) con almohadas en polvo. Este método produce un complejo de color rosa directamente proporcional a la cantidad de nitrito presente en la muestra. El análisis implica los siguientes pasos:

1. Se inició el programa 371, Nitrito LR PP. 2. Se llenó una celda con 10 ml de muestra añadiendo una almohadilla en polvo NitriVer

3, luego se agitó para la mezcla de los reactivos. 3. Se inició el instrumento temporizador para una reacción de 20 minutos.

21

4. Se preparó un blanco llenando una segunda celda con 10 ml de muestra. 5. Se insertaron por separado ambas celdas en el soporte Hatch, donde las lecturas se

expresaron en mg/L de NO2--N.

4.7.3 Determinación de la concentración de nitrato-nitrógeno (NO3--N)

Para determinar la concentración de Nitrato-nitrógeno (NO3--N) se utilizó el método de

reducción de cadmio (HACH® método 8039) con almohadas en polvo. Este método forma una solución de color ámbar cuya tinción es directamente proporcional a la cantidad de nitrato presente en la muestra. El análisis implica los siguientes pasos:

1. Se inició el programa 355N, PP Nitrato HR. 2. Se preparó una celda con 10 ml de muestra, luego se agregó cuidadosamente la

almohada en polvo. Se agitó la celda durante un minuto. 3. Se inició el instrumento temporizador para una reacción de 5 minutos. 4. Se preparó un blanco, llenado una segunda celda con 10 ml de muestra. 5. Se insertaron por separado ambas celdas en el soporte Hatch, donde las lecturas se

expresaron en mg/L de NO3--N.

4.8 Análisis estadístico

Para el análisis estadístico de los datos se utilizó un modelo de análisis de varianza de

un factor (ANOVA). Este modelo mide la significancia estadística de la diferencia entre las medias de los grupos determinados en la variable dependiente (VD) por los valores de la variable independiente (VI) (Pérez, 2009). Para efectos de cálculo se utilizó el software estadístico SPSS® versión 21.

Para analizar el efecto de los factores sobre la tasa de remoción volumétrica de TAN

(VTR), se tomaron como VI: caudales (2 L/min - 10 L/min) y concentración de TAN (2, 5 y 10 mg/L) y VD: indicador de rendimiento VTR.

El estadísticos de prueba ocupado para evaluar el ANOVA fue el valor de FCalculado

(FC), el cual se compara con el valor inverso o FTabla (FT), cuyo criterio utilizado para rechazar la hipótesis de nulidad (Ho) es que FC>FT.

Además, se utilizó el p-valor como criterio de decisión para la aceptación de Ho, esto

es, si p < α se rechaza la hipótesis. Para efectos de cálculo se utilizó un α del 5%, es decir, finalmente p < 0,05.

Debido a que el estadístico F de ANOVA únicamente nos permite contrastar la hipótesis general (las medias comparadas son iguales), se realizó un segundo análisis ANOVA de comparaciones múltiples o post hoc donde se utilizó el método de “Tukey”. Este análisis se efectuó para reducir la posibilidad de error y detectar concretamente, si alguno de los estanques podría presentar diferencias de remoción de TAN en relación a los otros, para las mismas condiciones de caudal y concentración de TAN en el agua de ingreso.

22

5. RESULTADOS

5.1 Maduración de biofiltros

En la Fig. 10, se muestra el comportamiento e interacción de los compuestos nitrogenados TAN y NO2-N de los tres biofiltros (E1, E2, E3) durante el proceso de maduración. El tiempo de maduración fue alcanzado el día 63 para el E1, el día 59 para el E2 y el día 62 para el E3.

Fig. 10. Concentración de TAN y NO₂-N (mg/L), para cada biofiltro (E1, E2, E3) durante el proceso de maduración. Se detalla el bioportador utilizado en cada reactor.

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70

Conc

entra

ción d

e NO₂

-N (m

g/L)

Conc

entra

ción d

e TAN

(mg/

L)

E1

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70

Conc

entra

ción d

e NO₂

-N (m

g/L)

Conc

entra

ción d

e TAN

(mg/

L)

E2

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

02468

1012141618202224

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70

Conc

entra

ción d

e NO₂

-N (m

g/L)

Conc

entra

ción d

e TAN

(mg/

L)

Tiempo (Días)

E3

TAN NO₂⁻-N

Anox K5

BiofilmChip™ P

BiofilmChip™ M

23

Las primeras dos semanas se puede observar que los tres biofiltros presentaron concentraciones de TAN por debajo de los 2 mg/L. Posteriormente estas concentraciones incrementaron hasta llegar a un valor máximo de 17,5 mg/L para el E1, 21,2 mg/L para el E2 y 14,4 mg/L para el E3. Alcanzado estos valores, las concentraciones de TAN fueron disminuyendo de forma irregular presentando variadas fluctuaciones hasta el término de la etapa de maduración (Tabla 4).

Inicialmente el NO2-N presentó concentraciones por debajo de los 0,01 mg/L en los

tres biofiltros. Luego se observa que estos valores incrementaron constantemente a lo largo de la experiencia, alcanzando concentraciones máximas de 0,68 mg/L el día 63 para el E1, 0,61 mg/L el día 59 para el E2 y de 0,61 mg/L el día 62 para el E3 (Tabla 4). Ocurrido este máximo, se observa que la concentración de NO2-N de los tres bioflitros disminuyó de forma acentuada, registrando las últimas mediciones en cada reactor de 0,43, 0,09 y 0,38 mg/L de NO2-N respectivamente (Fig. 10).

La concentración de NO₃-N registrada para los tres reactores, mostró leves aumentos a

lo largo de la etapa de maduración, alcanzando valores máximos de 2,7 mg/L en el E1, 2,9 en el E2 y 2,6 mg/L en el E3 (Tabla 4). El tiempo que demoraron en alcanzar la maduración los bioportadores ocupados en E1, E2 y E3 se detalla en la Tabla 5. Tabla 4. Concentración de compuestos nitrogenados (mg/L) para cada biofiltro durante la experimentación.

Tabla 5. Tiempo en días (N) hasta alcanzar la maduración para cada tipo de bioportador.

Biofiltro E1 E2 E3 E1 E2 E3 E1 E2 E3Bioportador Anox K5 BiofilmChip™ P BiofilmChip™ M Anox K5 BiofilmChip™ P BiofilmChip™ M Anox K5 BiofilmChip™ P BiofilmChip™ MMáx 17,5 21,2 14,4 0,7 0,6 0,6 2,7 2,9 2,6Mín 0,3 0,3 0,2 0,0 0,0 0,0 0,7 0,6 0,8Media 5,1 5,9 3,5 0,2 0,2 0,2 1,4 1,6 1,4DS 4,2 4,8 3,4 0,2 0,2 0,2 0,6 0,7 0,5

NO₃-N (mg/L)NO₂-N (mg/L)TAN (mg/L)

Biofiltro E1 E2 E3Bioportador Anox K5 BiofilmChip™ P BiofilmChip™ MN 63 59 62

Tiempo de Maduración de los biofiltros

24

5.1.1 Parámetros de calidad de agua

En los registros de los parámetros de calidad de agua obtenidos durante el proceso de maduración, se puede observar que las medias de éstos parámetros, se mantuvieron estables entre los reactores E1, E2 y E3 durante los días del proceso de maduración (Tabla 6). Tabla 6. Parámetros de calidad de agua durante 66 días de experimentación.

5.2 Biofiltración

5.2.1 Parámetros de calidad de agua

Durante el experimento de remoción de TAN los parámetros de calidad de agua fueron medidos 11 veces al día cada una hora, utilizando caudales de 2 y 10 L/min. En las Tablas 7 y 8 se observa que los parámetros registrados en los biofiltros E1, E2 y E3, presentaron medias similares al ser tratados con concentraciones de TAN de 2, 5 y 10 mg/L (C2, C5, C10). Además tampoco se observan mayores variaciones en las medias de los parámetros de calidad de agua resultantes de un solo biofiltro tratado con C2, C5 y C10.

Parámetro Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS)O2 (mg/L) 11,6 7,8 9,1 ± 0,7 11,5 7,7 9,1 ± 0,8 11,5 7,8 9,1 ± 0,8%SAT 119,6 83,2 93,8 ± 6,4 120,0 74,5 93,1 ± 7,8 117,6 71,7 96,2 ± 7,8T°C 19,9 15,5 17,4 ± 1,0 19,9 15,6 17,6 ± 1,0 19,8 15,5 17,5 ± 1,0pH 8,7 7,2 8,4 ± 0,2 8,7 7,6 8,4 ± 0,2 8,6 7,6 8,4 ± 0,2Salinidad (mg/L) 41,7 35,0 39,2 ± 2,0 42,7 35,0 39,4 ± 2,0 45,0 35,7 40,0 ± 2,3Alcalinidad (mg/L) 225,0 117,0 171,2 ± 20,7 220,0 118,0 169,8 ± 20,2 212,0 122,0 172,4 ± 17,6Dureza (mg/L) 335,0 163,8 256,9 ± 39,6 353,8 161,3 282,6 ± 56,1 330,0 157,5 263,7 ± 54,1

BIOFILTROE1 E2 E3

25

Tabla 7. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores por tres días (n=3) con un caudal de 2 L/min. Se indican los valores máximos, mínimos y medias (±DS) correspondientes a las mediciones cada una hora (n=11), donde E: estanque (E1, E2, E3), C: concentración (mg/L) solución nutriente (C2, C5, C10) y Q: caudal (L/min) aplicado en la experiencia (Q2).

Parámetro Máx Mín Media Máx Mín Media Máx Mín MediaO2 (mg/L) 9,2 8,2 8,5 ± 0,3 8,7 8,0 8,3 ± 0,1 8,6 8,1 8,2 ± 0,1

%SAT 101,1 95,3 96,9 ± 1,1 98,5 95,4 96,4 ± 0,7 99,0 95,3 96,3 ± 0,7T°C 24,2 19,1 22,1 ± 1,5 24,9 22,0 23,6 ± 0,6 24,7 22,3 23,7 ± 0,5ph 8,9 8,2 8,5 ± 0,2 8,7 8,3 8,5 ± 0,1 8,7 8,4 8,5 ± 0,1Salinidad (mg/L) 31,0 30,0 30,1 ± 0,3 32,0 30,0 30,6 ± 0,6 32,0 30,0 30,6 ± 0,7ParámetroO2 (mg/L) 9,3 8,3 8,7 ± 0,2 9,2 8,4 8,5 ± 0,2 9,3 8,3 8,5 ± 0,2

%SAT 103,1 94,9 99,3 ± 1,6 104,1 94,5 98,5 ± 1,5 104,1 97,8 99,4 ± 1,4T°C 23,6 20,9 22,7 ± 0,7 23,6 21,2 23,1 ± 0,6 24,2 21,3 23,4 ± 0,7ph 9,2 8,1 8,5 ± 0,2 8,7 8,2 8,4 ± 0,1 8,7 8,3 8,5 ± 0,1Salinidad (mg/L) 32,0 30,0 30,5 ± 0,6 32,0 30,0 30,9 ± 0,7 31,0 30,0 30,5 ± 0,5ParámetroO2 (mg/L) 9,2 8,7 8,9 ± 0,2 9,7 8,6 8,9 ± 0,5 8,6 8,5 8,6 ± 0,0

%SAT 102,2 98,5 100,5 ± 1,3 101,3 100,7 101,1 ± 0,2 102,1 100,0 101,2 ± 0,6T°C 22,2 21,2 22 ± 0,3 24,6 23,3 23,7 ± 0,4 24,9 24,0 24,4 ± 0,2ph 8,5 8,2 8,3 ± 0,1 8,6 8,3 8,4 ± 0,1 8,5 8,4 8,4 ± 0,1Salinidad (mg/L) 30,0 30,0 30 ± 0,0 30,0 30,0 30 ± 0,0 30,0 30,0 30 ± 0,0

Caudal (Q): 2 L/minEstanque (E) /Concentración (C)

E1/C2 E2/C2 E3/C2

E1/C5 E2/C5 E3/C5

E1/C10 E2/C10 E3/C10

26

Tabla 8. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores por tres días (n=3) con un caudal de 10 L/min. Se indican los valores máximos, mínimos y medias (±DS) correspondientes a las mediciones cada una hora (n=11) donde E: estanque (E1, E2, E3), C: concentración (mg/L) solución nutriente (C2, C5, C10) y Q: caudal (L/min) aplicado en la experiencia (Q10).

En las Tablas 9 y 10 se observan datos de alcalinidad, dureza, nitrógeno nitrito y

nitrógeno nitrato, los que fueron medidos solo dos veces al día (m1: primera medición y m2: segunda medición), utilizando caudales de 2 y 10 L/min. La alcalinidad y dureza registrada en los biofiltros E1, E2 y E3, bajo concentraciones de TAN de 2, 5 y 10 mg/L (C2, C5, C10), presentaron una mayor variación de medias entre m1 y m2. En cuanto al los registros de NO₂-N y NO₃-N las medias resultaron ser más bien similares entre las dos mediciones realizadas durante el día.

Parámetro Máx Mín Media Máx Mín Media Máx Mín MediaO2 (mg/L) 9,3 8,3 8,9 ± 0,2 9,1 8,4 8,7 ± 0,1 9,0 8,4 8,6 ± 0,1

%SAT 104,6 102,0 103,4 ± 0,6 105,1 102,0 103,1 ± 0,8 104,0 101,8 102,4 ± 0,5T°C 23,9 22,0 23 ± 0,6 25,8 22,4 24,2 ± 0,6 25,4 22,5 24,3 ± 0,6ph 8,9 8,4 8,5 ± 0,2 8,9 8,4 8,5 ± 0,1 8,9 8,4 8,5 ± 0,1Salinidad (mg/L) 35,0 31,0 31,7 ± 0,9 34,0 31,0 31,6 ± 0,7 31,0 30,0 30,9 ± 0,3ParámetroO2 (mg/L) 9,9 8,9 9,1 ± 0,3 8,9 8,7 8,8 ± 0,1 8,8 8,7 8,7 ± 0,0

%SAT 104,7 102,1 103,7 ± 0,7 104,8 102,9 103,7 ± 0,5 103,2 102,0 102,5 ± 0,3T°C 22,8 22,0 22,4 ± 0,3 24,5 23,0 23,8 ± 0,4 23,9 23,0 23,5 ± 0,2ph 8,6 8,4 8,5 ± 0,1 8,6 8,5 8,6 ± 0,0 8,8 8,5 8,6 ± 0,1Salinidad (mg/L) 30,0 30,0 30 ± 0,0 30,0 30,0 30 ± 0,0 30,0 29,0 30 ± 0,2ParámetroO2 (mg/L) 9,1 9,0 9,1 ± 0,1 9,0 8,7 8,8 ± 0,1 8,8 8,7 8,7 ± 0,1

%SAT 104,6 102,9 103,8 ± 0,7 105,0 102,9 104 ± 0,7 103,8 102,7 103,3 ± 0,4T°C 22,4 22,0 22,2 ± 0,1 24,2 23,3 23,9 ± 0,3 24,3 23,6 24,1 ± 0,2ph 8,6 8,3 8,5 ± 0,1 8,6 8,4 8,5 ± 0,1 8,6 8,4 8,5 ± 0,1Salinidad (mg/L) 32,0 32,0 32 ± 0,0 31,0 30,0 30,9 ± 0,3 30,0 30,0 30 ± 0,0

Caudal (Q): 10 L/minEstanque (E) /Concentración (C)

E1/C2 E2/C2 E3/C2

E3/C10

E1/C5 E2/C5 E3/C5

E1/C10 E2/C10

27

Tabla 9. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores con un caudal de 2 L/min, donde E: estanque (E1, E2, E3), C: concentración (mg/L) solución nutriente (C2, C5, C10) y Q: caudal (L/min) aplicado en la experiencia (Q2). Se indican los valores máximos, mínimos y medias (±DS) correspondientes a tres días de medición n=3. Se realizaron dos mediciones al día donde: m1 indica la primera medición (09:00); m2: indica la segunda medición (19:00). Para la C10 solo se obtuvo un día de medición n=1.

Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 145,0 125,0 136 ± 10,1 150,0 134,0 141,3 ± 8,08 Alcalinidad (mg/L) 139,0 133,0 136,3 ± 3,1 150,0 140,0 143,7 ± 5,5Dureza (mg/L) 317,5 277,5 300 ± 20,5 302,5 257,5 283,3 ± 23,3 Dureza (mg/L) 362,5 317,5 339 ± 22,5 325,0 320,0 322,5 ± 2,5N-NO2 (mg/L) 0,6 0,03 0,2 ± 0,3 0,10 0,05 0,07 ± 0,03 N-NO2 (mg/L) 0,63 0,43 0,5 ± 0,1 0,68 0,50 0,6 ± 0,1N-NO3 (mg/L) 0,9 0,6 0,7 ± 0,2 1,3 1,1 1,2 ± 0,1 N-NO3 (mg/L) 2,40 1,80 2,1 ± 0,3 2,9 2,4 2,6 ± 0,3

Parámetro ParámetroAlcalinidad (mg/L) 170,0 152,0 158,7 ± 9,9 155,0 137,0 146 ± 9,0 Alcalinidad (mg/L) 154,0 130,0 143 ± 12,1 164,0 133,0 148,7 ± 15,5Dureza (mg/L) 275,0 257,5 268,3 ± 9,5 352,5 332,5 343,3 ± 10,1 Dureza (mg/L) 332,5 297,5 317,9 ± 18,2 345,0 335,0 340 ± 15,0N-NO2 (mg/L) 0,0 0,0 0,0 ± 0,0 0,48 0,05 0,3 ± 0,2 N-NO2 (mg/L) 0,42 0,35 0,4 ± 0,04 0,68 0,53 0,6 ± 0,1

N-NO3 (mg/L) 1,2 0,8 1,0 ± 0,2 1,4 1,2 1,3 ± 0,1 N-NO3 (mg/L) 2,6 2,0 2,3 ± 0,3 3,1 2,8 3,0 ± 0,2

m1 m2 Media (± DS) m1 m2 Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 130,0 129,0 129,5 ± 0,7 Alcalinidad (mg/L) 136,0 134,0 135 ± 1,4Dureza (mg/L) 280,0 265,0 272,5 ± 10,6 Dureza (mg/L) 315,0 322,5 318,8 ± 5,3N-NO2 (mg/L) 0,0 0,35 0,2 ± 0,2 N-NO2 (mg/L) 0,4 0,45 0,4 ± 0,04

N-NO3 (mg/L) 0,8 1,3 1,1 ± 0,4 N-NO3 (mg/L) 1,8 2,4 2,1 ± 0,4

Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 143,0 130,0 135,3 ± 6,8 153,0 136,0 143,3 ± 8,7

Dureza (mg/L) 332,5 290,0 311,7 ± 21,3 342,5 302,5 324,2 ± 20,2

N-NO2 (mg/L) 0,78 0,15 0,4 ± 0,4 0,3 0,2 0,2 ± 0,1

N-NO3 (mg/L) 2,0 0,9 1,3 ± 0,6 2,3 1,5 1,8 ± 0,4Parámetro

Alcalinidad (mg/L) 152,0 126,0 139,3 ± 13,0 166,0 131,0 148,7 ± 17,5

Dureza (mg/L) 335,0 300,0 320 ± 18,0 317,5 312,5 315 ± 2,5

N-NO2 (mg/L) 0,33 0,30 0,3 ± 0,02 0,48 0,35 0,4 ± 0,1

N-NO3 (mg/L) 1,8 1,6 1,7 ± 0,1 2,0 1,9 1,9 ± 0,1

m1 m2 Media (± DS)

Alcalinidad (mg/L) 140,0 137,0 138,5 ± 2,1

Dureza (mg/L) 302,5 305,0 303 ± 1,8

N-NO2 (mg/L) 0,2 0,45 0,3 ± 0,2

N-NO3 (mg/L) 1,1 1,8 1,5 ± 0,5

Caudal (Q): 2 L/min

m1: E2/C2 m2: E2/C2

m2: E3/C2

Caudal (Q): 2 L/minEstanque (E) /Concentración (C)

Parámetro

m1: E2/C5 m2: E2/C5

E2/C10Parámetro

m2: E1/C2

Caudal (Q): 2 L/minEstanque (E) /Concentración (C)

Parámetro

m1: E1/C5 m2: E1/C5

m1: E1/C2Estanque (E) /Concentración (C)

E1/C10Parámetro

ParámetroE3/C10

m1: E3/C5 m2: E3/C5

m1: E3/C2Parámetro

28

Tabla 10. Registro de parámetros de calidad de agua monitoreados en los reactores con un caudal de 10 L/min, donde E: estanque (E1, E2, E3), C: concentración (mg/L) solución nutriente (C2, C5, C10) y Q: caudal (L/min) aplicado en la experiencia (Q10). Se indican los valores máximos, mínimos y medias (±DS) correspondientes a tres días de medición n=3. Se realizaron dos mediciones al día donde: m1 indica la primera medición (09:00); m2: indica la segunda medición (19:00). Para la C10 solo se obtuvo un día de medición n=1.

Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 188,0 140,0 164 ± 24 183,0 175,0 179 ± 4,0 Alcalinidad (mg/L) 182,0 131,0 156,5 ± 25,5 172,0 165,0 168,5 ± 3,5Dureza (mg/L) 335,0 310,0 322 ± 12,5 327,5 320,0 323,8 ± 3,8 Dureza (mg/L) 347,5 325,0 336,3 ± 11,3 325,0 315,0 320 ± 5,0N-NO2 (mg/L) 0,03 0,0 0,01 ± 0,01 0,03 0,0 0,01 ± 0,01 N-NO2 (mg/L) 0,15 0,08 0,1 ± 0,04 0,20 0,08 0,1 ± 0,1N-NO3 (mg/L) 1,2 0,1 0,7 ± 0,6 1,4 1,0 1,2 ± 0,2 N-NO3 (mg/L) 1,4 1,2 1,3 ± 0,1 1,4 1,4 1,4 ± 0,0

Parámetro ParámetroAlcalinidad (mg/L) 181,0 180,0 180,3 ± 0,6 157,5 134,0 148,8 ± 12,9 Alcalinidad (mg/L) 172,0 170,0 171,3 ± 1,2 150,0 130,0 141,7 ± 10,4Dureza (mg/L) 330,0 325,0 328,3 ± 2,9 316,3 307,5 310,4 ± 5,1 Dureza (mg/L) 355,0 340,0 350 ± 8,7 355,0 340,0 347,5 ± 7,5N-NO2 (mg/L) 0,02 0,0 0,01 ± 0,01 0,07 0,00 0,03 ± 0,04 N-NO2 (mg/L) 0,03 0,02 0,02 ± 0,003 0,03 0,02 0,02 ± 0,001

N-NO3 (mg/L) 0,9 0,8 0,8 ± 0,1 1,2 1,0 1,1 ± 0,1 N-NO3 (mg/L) 1,4 1,1 1,2 ± 0,2 1,6 1,5 1,5 ± 0,1

m1 m2 Media (± DS) m1 m2 Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 128,0 134,0 131 ± 4,2 Alcalinidad (mg/L) 114,0 135,0 124,5 ± 14,8Dureza (mg/L) 302,5 325,0 313,8 ± 15,9 Dureza (mg/L) 340,0 337,5 338,8 ± 1,8N-NO2 (mg/L) 0,01 0,05 0,03 ± 0,03 N-NO2 (mg/L) 0,06 0,11 0,1 ± 0,03

N-NO3 (mg/L) 1,3 1,4 1,4 ± 0,1 N-NO3 (mg/L) 1,3 1,3 1,3 ± 0,0

Máx Mín Media (± DS) Máx Mín Media (± DS)

Alcalinidad (mg/L) 219,0 183,0 201 ± 18 176,0 173,0 274,5 ± 1,5Dureza (mg/L) 337,5 322,5 330 ± 7,5 312,5 305,0 308,8 ± 3,8N-NO2 (mg/L) 0,18 0,15 0,2 ± 0,01 0,13 0,0 0,1 ± 0,1N-NO3 (mg/L) 1,4 1,4 1,4 ± 0,0 1,7 1,4 1,6 ± 0,1

ParámetroAlcalinidad (mg/L) 120,0 117,0 118 ± 1,7 117,0 114,0 115,3 ± 1,5Dureza (mg/L) 335,0 320,0 330 ± 8,7 340,0 330,0 334,2 ± 5,2N-NO2 (mg/L) 0,01 0,00 0,003 ± 0,01 0,02 0,01 0,01 ± 0,01

N-NO3 (mg/L) 1,0 0,8 0,9 ± 0,1 1,3 1,1 1,2 ± 0,1

m1 m2 Media (± DS)Alcalinidad (mg/L) 122,0 125,0 123,5 ± 2,1Dureza (mg/L) 335,0 322,5 328,8 ± 8,8N-NO2 (mg/L) 0,04 0,06 0,05 ± 0,01

N-NO3 (mg/L) 0,9 1,3 1,1 ± 0,3

Caudal (Q): 10 L/min

Caudal (Q): 10 L/min

m2: E3/C5m1: E3/C5

E3/C10

Estanque (E) /Concentración (C)m1: E3/C2 m2: E3/C2

Parámetro

Parámetro

Parámetro

Parámetro

m2: E2/C5

Caudal (Q): 10 L/minEstanque (E) /Concentración (C)

m1: E1/C2 m2: E1/C2

m1: E1/C5 m2: E1/C5

Estanque (E) /Concentración (C)m1: E2/C2 m2: E2/C2

m1: E2/C5

E1/C10 E2/C10

Parámetro

Parámetro

29

5.2.2 Remoción de TAN

El curso durante el día de la concentración de TAN muestra la remoción obtenida en el tiempo (hora) en los tres biofiltros E1, E2 y E3, aplicando en una primera experiencia, un caudal de 2 L/min y en una segunda experiencia, un caudal de 10 L/min. Para cada condición de caudal, se grafica la remoción de los tres biofiltros con diferentes concentraciones de solución nutriente, usando inicialmente una concentración 2 mg/L, luego de 5 y 10 mg/L de TAN (Figs. 11, 12 y 13).

Fig. 11. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 2 mg/L de TAN (C2), para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10).

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

C2_Q2

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

C2_Q10

E1 E2 E3

30

Con un caudal de 2 L/min, E2 presentó una mayor remoción a la Hr1 siendo de 0,92 mg/L, mientras que el E1 y E3 registraron a esta misma hora una remoción de 1,25 y 1,33 mg/L respectivamente. A lo largo de la experiencia, en la Hr2, Hra5 y Hr6, el E2 mostró tres alzas de 1 mg/L de TAN, obteniendo concentraciones menores a esta cantidad a partir de la Hr7, mientras que el E1 y E3 alcanzaron estos niveles en la Hr8. Para la última medición realizada a la Hr10 el E1, E2 y E3 registraron valores de remoción de 0,83, 0,5 y 0,75 mg/L de TAN respectivamente.

Con un caudal de 10 L/min, se observó que los estanques E1, E2 y E3 registraron altos

valores de remoción a la Hr1 siendo estos de 0,88, 0,88 y de 1 mg/L de TAN. Concentraciones menores a 1 mg/L se alcanzaron partir de la Hr3 para el E1, Hr4 para el E2 y Hr2 para el E3. Finalmente para la última medición realizada a la Hr10, los valores de remoción en los tres biofiltros (E1, E2, E3) fue de 0,63, 0,75 y 0,83 mg/L de TAN respectivamente.

Fig. 12. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 5 mg/L de TAN (C5), para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10).

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entra

ción

TAN

(mg/

L)

C5_Q2

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

C5_Q10

E1 E2 E3

31

Con un caudal de 2 L/min se observa que los biofiltros E1, E2 y E3 registraron remociones a la Hr1, siendo estas de 2,5, 2,33 y 2,25 mg/L de TAN respectivamente. Concentraciones alrededor de los 2 mg/L de TAN se mantuvieron por varias horas, alcanzando niveles inferiores a este, a la Hr10 en el E1 y a la Hr9 en el E2 y E3. Las últimas concentraciones registradas a la Hr10 en los tres biofiltros fueron de 1,58, 1,17 y 1,5 mg/L de TAN respectivamente.

Con un caudal de 10 L/min, a la Hr1 se registró en el E1 una remoción de 2 mg/L de

TAN, mientras que a la misma hora el E2 y E3 ya registraban valores menores a los 2mg/L, siendo de 1,63 y 1,71 respectivamente. Después de la Hr1 hasta la Hr9 los tres estanques mantenían concentraciones alrededor de 1mg/L. Finalmente a la Hr10 los tres biofiltros registraron concentraciones de 0,75, 0,88 y 0,75 mg/L de TAN respectivamente.

Fig. 13. Remoción de TAN en los biofiltro E1, E2 y E3 con concentración iniciales de 10 mg/L de TAN (C10), para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10).

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

C10_Q2

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

C10_Q10

E1 E2 E3

32

Con un caudal de 2 L/min los biofiltros a la Hr1 obtuvieron remociones de 6, 6,5 y 6,25 mg/L de TAN. Sin embargo se observó que los tres biofiltros mantuvieron registros de remoción entre los 4 y 3 mg/L de TAN desde la Hr2 a la Hr10. Se observó que el E1 no logró establecerse en un valor de remoción, mostrando desde la Hr2 y Hr10 fluctuaciones entre los 4,5 y 3,25 mg/L de TAN, mientras que el E2 y E3 lograron niveles inferiores a los 4 mg/L de TAN a la Hr9 y Hr10 respectivamente. Las concentraciones registradas en la última medición realizada a la Hr10 para los tres biofiltros, fueron de 4, 3,75 y 3,25 mg/L de TAN respectivamente.

Con un caudal de 10 L/min, a la Hr1 se registraron en los biofiltros valores de remoción de 3, 3 y 3,25 mg/L de TAN. Las remociones a lo lago de la experiencia en el E1 fluctuaron entre los 3 y 2,5 mg/L de TAN, en el E2 entre los 3 y 2,25 mg/L de TAN y en el E3 entre los 3,25 y 2,5 mg/L de TAN. La última medición registró concentraciones para el E1, E2 y E3 de 2,75, 3 7 2,75 mg/L de TAN, respectivamente.

Las Figs. 14, 15 y 16, muestran la remoción obtenida en el tiempo por los tres biofiltros E1, E2 y E3 para una experiencia con caudal de 2 L/min y otra de 10 L/min. Cada gráfica explica el comportamiento de un biofiltro a diferentes concentraciones de solución nutriente.

En la Fig. 14 se muestra que el biofiltro E1 que operaba con bioportadores Anox K5,

logró remover en menor tiempo las diferentes concentraciones de TAN (2, 5 y 10 mg/L) al aplicar un mayor caudal en el E1. Con un caudal de 2 L/min se observó que las remociones obtenidas con concentraciones iniciales de TAN (C2, C5, C10), se estabilizaron alrededor de la Hr7, Hr8 y Hr9 respectivamente, mientras que con un caudal de 10 L/min las remociones con C2, C5 y C10 se muestran estables a la Hr4, Hr2 y Hr2 respectivamente.

33

Fig. 14. Remoción de TAN en el biofiltro E1 (Anox K5) para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10) a diferentes concentraciones de solución nutriente de 2, 5 y 10 mg/L de TAN (C2, C5 y C10 respectivamente).

En la Fig. 15 se muestra que el biofiltro E2 que operaba con bioportadores BiofilmChipTM P, logró remover en menor tiempo las diferentes concentraciones de TAN (2, 5 y 10 mg/L) al aplicar un mayor caudal en el E2. Con un caudal de 2 L/min se observó que las remociones obtenidas con concentraciones iniciales de TAN (C2, C5, C10), se estabilizaron alrededor de la Hr7, Hr9 y Hr8 respectivamente, mientras que con un caudal de 10 L/min las remociones con C2, C5 y C10 se muestran estables a la Hr5, Hr7 y Hr3 respectivamente.

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

E1_Q2

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

E1_Q10

C2 C5 C10

Anox K5

34

Fig. 15. Remoción de TAN en el biofiltro E2 (BiofilmChip™ P) para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10) a diferentes concentraciones de solución nutriente de 2, 5 y 10 mg/L de TAN (C2, C5 y C10 respectivamente).

En la Fig. 16 se muestra que el biofiltro E3 que operaba con bioportadores BiofilmChipTM M, logró remover en menor tiempo las diferentes concentraciones de TAN (2, 5 y 10 mg/L) al aplicar un mayor caudal en el E3. Con un caudal de 2 L/min se observó que las remociones obtenidas con concentraciones iniciales de TAN (C2, C5, C10), se estabilizaron alrededor de la Hr8, Hr9 respectivamente, mientras que con una concentración de TAN (C10) no se estableció claramente una tendencia de remoción de TAN. Por otra parte, con un caudal de 10 L/min las remociones con C2, C5 y C10 se mostraron estables a la Hr3, Hr8 y Hr4 respectivamente.

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

E2_Q2

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

E2_Q10

C2 C5 C10

BiofilmChip™ P

35

Fig. 16. Remoción de TAN en el biofiltro E3 (BiofilmChip™ M) para caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min (Q10) a diferentes concentraciones de solución nutriente de 2, 5 y 10 mg/L de TAN (C2, C5 y C10 respectivamente).

5.2.3 Rendimiento

Se observó que el comportamiento de las VTR de los biofiltros E1, E2 y E3 con caudales de 2 L/min (Q2) registraron menores remociones de TAN que las experiencias realizadas con caudales de 10 L/min (Q10), aplicando en ambos casos, concentraciones iniciales de TAN de 2, 5 y 10 mg/L (C2, C5 y C10) (Fig. 17). Para la experiencia realizada con Q2_C2 la mayor remoción de TAN se registró en el biofiltro E2 (160 g/m³/día) al igual que con Q2_C5 (376 g/m³/día). En la experiencia con Q2_C10 la mayor remoción de TAN se observó en los biofiltros E1 y E3 (648 g/m³/día). Para la experiencia realizada con Q10_C2 la mayor remoción de TAN se registró en el E3 (740 g/m³/día), mientras que con Q10_C5 la mayor remoción se obtuvo en los biofiltros E1 y E3 (2040 g/m³/día). Finalmente la máxima remoción se observó con Q10_C10 en el biofiltro E2 (3720 g/m³/día) (Tabla 11).

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

E3_Q2

0,00

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

12,00

Hr0 Hr1 Hr2 Hr3 Hr4 Hr5 Hr6 Hr7 Hr8 Hr9 Hr10

Conc

entr

ació

n TA

N (m

g/L)

Tiempo (hrs)

E3_Q10

C2 C5 C10

BiofilmChip™ M

36

Fig. 17. Máxima tasa de remoción volumétrica observada en cada reactor (E1, E2, E3) con caudales de 2 L/min (Q2) y 10 L/min Q10).

Tabla 11. Tasas de remoción volumétricas (VTR) obtenidas en los reactores. Los valores corresponden a la tasa máxima obtenida a partir de tres días de medición (n=3) de cada reactor.

01000200030004000

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tasa

de

rem

oció

n TA

N (g

/m³/

día)

Concentración de TAN (g/m³)

VTR: E1

Q2 Q10

01000200030004000

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10Concentración de TAN (g/m³)

VTR: E2

Q2 Q10

0

1000

2000

3000

4000

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tasa

de

rem

oció

n TA

N (g

/m³/

día)

Concentración de TAN (g/m³)

VTR: E3

Q2 Q10

E1 E2 E32 120 160 1285 328 376 344

10 648 624 6482 700 660 7405 2040 1980 2040

10 3600 3720 3600

VTR máximo (g/m³/día)

10

EstanquesConcenración TAN (g/m³)

Caudal Q L/min

2

37

5.2.4 Cinética de remoción de TAN

En las Figs. 18 y 19, se muestra la cinética de remoción. Se puede observar que las remociones obtenidas en los tres biofiltros (E1, E2, E3) con concentraciones iniciales de 2 mg/L de TAN (carga total diaria del biofiltro 192 g/m3) y caudal de 2 L/min (0,12 m3/h), fueron inferiores que las obtenidas por el modelo estimado, luego este comportamiento cambia cuando las concentraciones de TAN en el reactor son de 5 mg/L (carga total diaria del biofiltro 480 g/m3) donde los datos de remoción son similares, obteniendo mayores remociones con los valores reales que las registradas por el modelo.

Finalmente, con concentraciones iniciales de TAN de 10 mg/L (carga total diaria del

biofiltro 960 g/m3) se puede observar que la remoción obtenida de los datos reales aumenta notoriamente con respecto a los valores de remoción registrados por el modelo. El mismo comportamiento se refleja en los gráficos de cinética operados con un caudal de 10 L/min (0,6 m3/h) a diferentes concentraciones iniciales de TAN.

Por otra parte al comparar las remociones obtenidas entre los estanques tratados con

caudales de 2 L/min (0,12 m3/h) y de 10 L/min (0,6 m3/h), se observa que las mayores remociones de TAN fueron logradas en aquellos biofiltros operados con mayores caudales de entrada, presentando este comportamiento en todos los casos de concentraciones iniciales de TAN en el reactor (Tabla 12).

38

Fig. 18. Tasa de remoción de los biofiltros E1, E2, E3 con caudales de 2 L/min (0,12 m³/ h). El gráfico muestra los valores reales obtenidos de cada biofiltro y los obtenidos por el modelo de cinética para MBBR.

0

100

200

300

400

500

600

700

0 500 1000 1500

Tasa

de

re

mo

ció

n d

e T

AN

(g

/m³/

día

)

Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E1

Modelo MBBR

0

100

200

300

400

500

600

700

0 500 1000 1500Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E2

Modelo MBBR

0

100

200

300

400

500

600

700

0 500 1000 1500

Tasa

de

re

mo

ció

n d

e T

AN

(g

/m³/

día

)

Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E3

Modelo MBBR

39

Fig. 19. Tasa de remoción de los biofiltros E1, E2, E3 con caudales de 10 L/min (0,6 m³/ h). El gráfico muestra los valores reales obtenidos de cada biofiltro y los obtenidos por el modelo de cinética para MBBR.

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

0 2000 4000 6000

Tasa

de

re

mo

ció

n d

e T

AN

(g

/m³/

día

)

Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E1

Modelo MBBR

0500

1000150020002500300035004000

0 2000 4000 6000Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E2

Modelo MBBR

0500

1000150020002500300035004000

0 2000 4000 6000

Tasa

de

re

mo

ció

n d

e T

AN

(g

/m³/

día

)

Carga de TAN (g/m³)

Biofiltro E3

Modelo MBBR

40

Tabla 12. Datos utilizados en la cinética de remoción de MBBR. Se registran los datos de: Carga Biofiltro (carga inicial de TAN en el biofiltro), Remoción Biofiltro (valores reales observados en los biofiltros), Modelo Estimado MBBR (remociones predichas por el modelo). Se presentan los “k” obtenidos y ajustados para cada modelo de cinética según biofiltro ocupado y la correlación (R2) resultante de los datos experimentales con los estimados según:

.

E1_C2 192 112,3 152,6E1_C5 480 328,3 289,9E1_C10 960 576,0 470,9E2_C2 192 151,7 164,1E2_C5 480 367,7 311,6E2_C10 960 600,0 506,1E3_C2 192 120,0 168,4E3_C5 480 343,7 319,7E3_C10 960 648,0 519,4

E1_C2 960 657,6 922,2E1_C5 2400 1800,0 1751,3E1_C10 4800 3600,0 2845,0E2_C2 960 657,6 942,6E2_C5 2400 1977,6 1790,2E2_C10 4800 3600,0 2908,2E3_C2 960 657,6 949,8E3_C5 2400 2040,0 1803,9E3_C10 4800 3600,0 2930,4

Caudal (0,12 m³/h)

Caudal (0,6 m³/h)

7,54 0,99

7,7 0,99

3,85 0,99

Carga Biofiltro (x) g/m³

Remoción Biofiltro (y) g/m³/día

Modelo Estimado MBBR

k R²

Carga Biofiltro (x) g/m³

Remoción Biofiltro (y) g/m³/día

Modelo Estimado MBBR

7,76 0,99

4,25 0,99

4,14 0,99

k R²

41

5.3 Análisis estadístico

5.3.1 ANOVA prueba 1

El análisis ANOVA realizado, mostró que los indicadores de rendimiento (VTR) obtenidos de los estanques E1 (Anox K5), E2 (BiofilmChip™ P), y E3 (BiofilmChip™ M), no registraron diferencias estadísticamente significativas de remoción de TAN entre los reactores. El p-valor obtenido resultó ser mayor que alfa (0,05), con un FC menor a FT, por lo que la hipótesis de nulidad (Ho) se debe aceptar.

Al analizar el rendimiento de las VTR de los biofiltros E1, E2 y E3 tratados con diferentes caudales (Q: 2 L/min y Q: 10 L/min) y con distintas concentraciones iniciales de TAN (C2, C5 y C10 mg/L), el análisis ANOVA mostró que el factor caudal y concentración de TAN presentaron un p < α menor que alfa y que además en ambos casos, el valor de FC resultó ser mayor que FT. Estos criterios de evaluación indicarían que Ho debe ser rechazada, con lo cual se confirma que existe evidencia estadísticamente significativa de que el factor caudal y concentración de TAN explicarían la variación de remoción de los biofiltros (Tabla 13). Tabla 13. Resumen ANOVA y criterios de evaluación.

5.3.2 ANOVA prueba 2

El ANOVA de comparaciones múltiples o post hoc (Tukey), aplicado con un alfa del 5%, señaló que sólo el grupo tratado con un caudal de 2 L/min y concentración de 5 mg/L de TAN, evidenció diferencias estadísticamente significativas, donde el estanque E1 presentó igualdad de medias con el estanque E3 y no así con el estanque E2, mientras que el E2 presentó igualdad de medias solo con el E3. Para el resto de los grupos el p-valor resultó ser mayor que alfa, por lo que no resultaron presentar diferencias significativas entre sí (Tabla 14).

Se puede observar que el p-valor obtenido en los estanques tratados con C2_Q2, fue de

0,072, valor muy cercano al valor crítico (0,05), por lo que a modo de análisis de comparación, se aplicó un nuevo ANOVA post hoc utilizando un alfa del 10% (Tabla 15) el

FC FT valor-p

3,26 0,001

Acepto Ho, no hay diferencias estadísticamente significativas

Rechazo Ho, existe diferencias estadísticamente significativasRechazo Ho, existe diferencias estadísticamente significativas

Decisión finalPruebas ANOVASEstadísticos

97,28 4,11 0,001

Estanques: (E1, E2, E3)

0,003 3,26 0,997

Caudal: L/min (Q2, Q10)

Concentración: mg/L (C2, C5, C10)

34,97

42

cual resultó presentar para este grupo, diferencias significativas entre los estanques, a diferencia del análisis aplicado con un alfa del 5%.

El análisis realizado con un alfa del 10%, también presentó cambios en el grupo de

estanques tratados con C5_Q2, dando a conocer mayor evidencia de diferencias significativas entre los estanques, donde el estanque E2 difiere del E1 y E3.

Los análisis realizados con un alfa del 5% y 10%, no afectaron los resultados obtenidos entre los estaques tratados con C2_Q10 y C5_Q10, presentando en ambas pruebas, la aceptación de la hipótesis nula como decisión final. Tabla 14. ANOVA de comparaciones múltiples (α = 0,05).

Tabla 15. ANOVA de comparaciones múltiples (α = 0,1).

Las Tablas 14 y 15 no presentan el análisis de los estanques operados con concentraciones de 10 mg/L de TAN, ya que bajo estas concentraciones los bioflitros se encontraron subdimensionados y solo se tomó un día de muestra, por lo que un ANOVA de comparaciones múltiples no tendría significancia.

FC FT p-valorE1_C2_Q2 E1=E2E2_C2_Q2 E2=E3E3_C2_Q2 E3=E1E1_C5_Q2 E1≠E2E2_C5_Q2 E2=E3E3_C5_Q2 E3=E1E1_C2_Q10 E1=E2E2_C2_Q10 E2=E3E3_C2_Q10 E3=E1E1_C5_Q10 E1=E2E2_C5_Q10 E2=E3E3_C5_Q10 E3=E1

Pruebas ANOVA

Estadísticos Decisión FinalRelación

(R²=0,98)

(R²=0,99)

4,2 5,14 0,072Acepto Hₒ, no hay diferencias

estadísticamente significativas

9,33 5,14 0,014Rechazo Hₒ, existe diferencias estadísticamente significativas

Acepto Hₒ, no hay diferencias estadísticamente significativas

3,0 5,14 0,125Acepto Hₒ, no hay diferencias

estadísticamente significativas

(R²=0,97) 0,255 5,14 0,783

FC FT p-valorE1_C2_Q2 E1≠E2E2_C2_Q2 E2=E3E3_C2_Q2 E3=E1E1_C5_Q2 E1≠E2E2_C5_Q2 E2≠E3E3_C5_Q2 E3=E1E1_C2_Q10 E1=E2E2_C2_Q10 E2=E3E3_C2_Q10 E3=E1E1_C5_Q10 E1=E2E2_C5_Q10 E2=E3E3_C5_Q10 E3=E1

Pruebas ANOVA

Relación Estadísticos Decisión Final

Rechazo Hₒ, existe diferencias estadísticamente significativas

(R²=0,99) 9,33 3,46 0,014Rechazo Hₒ, existe diferencias estadísticamente significativas

(R²=0,98) 4,2 3,46 0,072

Acepto Hₒ, no hay diferencias estadísticamente significativas

3,0 3,46 0,125Acepto Hₒ, no hay diferencias

estadísticamente significativas

(R²=0,97) 0,255 3,46 0,783

43

6. DISCUSIÓN

6.1 Maduración o activación de los biofiltros La literatura menciona que es necesario que un biofiltro alcance su condición de estado estacionario para su posterior colección de datos. Timmons et al. (2002) indica que no se deben introducir peces a un sistema RAS sin antes observar una caída del nivel de nitrito, ya que esto es un indicador de que el biofiltro está totalmente activado o maduro. Por otra parte, Colt et al. (2006) establece que el estado estacionario es alcanzado cuando el TAN en el efluente se estabiliza y una línea recta horizontal puede ser apreciada frente a un gráfico de tiempo. En el proceso de activación de los biofiltros durante la presente experiencia, las concentraciones de TAN en el efluente fueron incrementando con el tiempo alcanzando un máximo de 17,5 mg/L para el E1; 21,2 mg/L para el E2 y 14,4 mg/L para el E3. Después de estos valores máximos, las concentraciones de TAN fueron disminuyendo, pero no mostraron un comportamiento estable, por lo que no se pudo apreciar una línea recta horizontal en un gráfico de tiempo como lo describe Colt et al. (2006).

Se consideró que los biofiltros se encontraban activados por la condición de estado estacionario descrita por Timmons et al. (2002) quien se refiere al nitrito como indicador de biofiltro maduro. En la experiencia se registró un aumento constante de las concentraciones de NO2

--N en los tres biofiltros alcanzando concentraciones máximas alrededor de los dos meses. Posteriormente el NO2

--N presentó una drástica caída, por lo que se consideró que los biofiltros se encontraban maduros. Rusten et al. (2006) indicó en su experiencia, que a los 60 días de activación del biofiltro, se comenzaron a registrar concentraciones de nitrito por debajo de los 0,05 mg/L.

En la experiencia realizada, la maduración de los tres biofiltros se vio reflejada por la fuerte caída del nitrito, lo cual se observó en el E1 el día 63, E2 el día 59 y en el E3 el día 62, por lo que después de 66 días se consideró que los reactores se encontraban bajo las condiciones necesarias para comenzar con la colección de datos de rendimiento. Zhu & Chen (1999), reportaron que se requieren de 5 semanas para tener un biofiltro maduro, mientras que Kumar (2011) reportó tiempos de maduración de 70 días.

La diferencia de maduración entre biofiltros fue de 4 días entre E1 y E2, de 3 días entre E2 y E3, y de 1 día entre E1 y E3. El hecho de que E2 haya alcanzado la maduración días antes que E1 y E3, podría deberse a diferencias de parámetros de calidad de agua presentados en cada sistema. Sin embargo se registraron para el oxígeno, saturación de oxígeno, temperatura, pH y salinidad, medias similares en los tres reactores, a diferencia de los parámetros de alcalinidad y dureza. Chen et al. (2006) menciona que la conversión de amoniaco a nitrato consume alcalinidad ya que la alcalinidad en el forma de carbonato y bicarbonato es un elemento nutriente para bacterias nitrificantes. Rusten (2006) en su experiencia con MBBR muestra como la alcalinidad se reduce con la nitrificación en un

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sistema con baja renovación de agua. La diferencia en el alcance de maduración entre los reactores E1, E2 y E3 podría deberse a los diferentes registros de alcalinidad que presentó cada sistema. Con respecto a la dureza, la literatura no describe una relación o efecto de este parámetro en el proceso de nitrificación.

6.2 Rendimiento de los biofiltros

Las remociones de TAN en función del tiempo (hora) obtenidas por los biofiltros mostraron que las concentraciones iniciales de 2, 5 y 10 mg/L de TAN presentes en los reactores, fueron removidas en un menor lapso de tiempo al operar con caudales mayores, en este caso con 10 L/min, en comparación a las remociones presentadas con caudales de 2 L/min.

Stoodley et al. (1997) investigó la relación entre los coeficientes de transferencia de las

masas y la velocidad del fluido en biopeliculas heterogéneas, encontrando que los efectos de transporte masivo en las biopeliculas, dependían en gran medida de las velocidades de flujo. Rusten et al. (2006), menciona que la turbulencia en el reactor es de gran importancia, tanto para el transporte de los sustratos a la biopelícula como para mantener un espesor mínimo de la biopelícula por cizallamiento fuerzas. Además Zhu & Chen (2001) investigaron la relación entre las tasas de remoción de TAN y el número de Reynolds (Re) en un biofilm de nitrificación de lecho fijo en estado estacionario y observaron que el número de Reynolds del flujo, tuvo un impacto significativo en la tasas remoción de amonio, demostrando que la condición hidráulica de la superficie del biofilm es un factor importante que afecta las tasas de eliminación TAN. En términos de rendimiento de las VTR máximas, también se pueden observar claramente el impacto que tuvieron las diferentes condiciones de flujo sobre las remociones de amonio en los biofiltros (Fig. 17). El flujo de aire ocupado en los biofiltros fue de 3 m³/h, Timmons (2010), indica que los requisitos para la aireación y mezclado en biofiltros MBBR deben ser aproximadamente 5 veces el volumen del reactor en m³/h de aire, más un 50% adicional.

El análisis estadístico realizado (Tabla 13) indica que no existen diferencias significativas de remoción entre los tres reactores, que por lo demás, operaban con diferentes biomedios. Los biomedios empleados: Anox K5 para el E1, BiofilmChip™ P para el E2 y BiofilmChip™ M para el E3, tienen diferentes áreas de superficie específica disponibles para el asentamiento de bacterias, descritas por la Sociedad AnoxKaldnes y por McQuarrie & Boltz (2011), con Anox K5: 800 m2/m3; BiofilmChip™ P: 900 m2/m3; BiofilmChip™ M: 1200 m2/m3. Timmons et al. (2002), indica que la capacidad de remoción de amoniaco de los biofiltros es ampliamente dependiente de la superficie total disponible para el desarrollo de las bacterias nitrificantes y que para una eficiencia máxima, el medio de soporte usado debe balancear una alta superficie específica (superficie por unidad de volumen) con una suficiente fracción de hueco para un adecuado comportamiento hidráulico. Contrariamente no se obtuvo diferencias entre las tasas de remoción volumétricas resultantes de cada biofiltro.

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Para entender de mejor forma la igualdad de remoción presentada por estos tres biomedios, a pesar de que poseían configuraciones diferentes, se estima necesario realizar mayores investigaciones con respecto al tipo y cantidad de bacterias que fueron encontradas en estos sustratos, con lo que también se podría conocer si estas poblaciones son capaces de asentarse de mejor forma a determinadas configuraciones de biomedios, independientemente de la mayor o menor superficie que presenten los medios para la fijación bacterial.

Cabe destacar que BiofilmChip™ M (E3), fue el bioportador que presentaba mayor

área de superficie específica. Sin embargo durante la experiencia se observó que varias piezas de este medio se quebraron dentro del biofiltro en funcionamiento, lo cual podría implicar una reducción importante del área de superficie específica disponible para el asentamiento bacterial influyendo directamente en las tasas de remoción (Anexo I). De acuerdo a las piezas rotas encontradas dentro del reactor, se podría decir que estas eran aproximadamente entre un 15%-20% del total de las piezas del biofiltro.

A pesar que el análisis estadístico no mostró diferencias de remoción entre los reactores, este indicó que existe evidencia estadísticamente significativa de que el factor caudal y concentración de TAN explicarían la variación de remoción entre los biofiltros. Kumar (2011), da a conocer este misma relación de remoción, ocupando concentraciones iniciales 2, 5 y 10 mg/L de TAN con caudales de 250, 750, 1500 y 2500 L/h, registrando mayores remociones a mayores caudales e indicando que el aumento de remoción de TAN con caudales altos se debe a que una mayor turbulencia produce una mayor transferencia de amonio a los biomedios del reactor. De acuerdo a esto, los VTR obtenidos de los reactores E1, E2 y E3 tratados con diferentes concentraciones iniciales de TAN, fueron mayores o menores según el caudal de operación, obteniendo remociones más altas con caudales de 10 L/min que con caudales de 2 L/min.

Tomando en cuenta de que las diferentes concentraciones iniciales de TAN y caudales

estarían explicando la variación de VTR entre los biofiltros, los análisis de comparaciones múltiples mostraron aquellos subconjunto de reactores que tratados bajo las mismas condiciones, presentarían variaciones. Estas diferencias se pudieron identificar en el subconjunto de E1, E2 y E3 tratados con C5_Q2 (Tabla 14), lo cual también se vio reflejado en el subconjunto de estanques tratados con C2_Q2, al cambiar el nivel crítico de decisión (Tabla 15).

Se cree que estos contrastes de remoción presentados en algunos de los subconjuntos

de reactores, pueden haberse visto influenciadas por pequeñas variaciones de los parámetros de calidad de agua que se registraron a lo largo de las 11 mediciones realizadas cada una hora en el día. Sin embargo, al revisar los registros de parámetros de calidad de agua, se observa a simple vista que las medias dadas por el oxígeno, saturación de oxígeno, temperatura, pH, salinidad, alcalinidad y dureza entre los reactores, resultaron ser similares. Dado esto, se debiesen realizar análisis posteriores para corroborar y especificar el nivel de impacto que pueden llegar a producir las mínimas fluctuaciones de estos parámetros en la VTR de los tres biofiltros estudiados, acorde a que las condiciones de calidad de agua efectivamente afectan las tasas de remoción en los biofiltros (Rusten et al., 2006; Ling & Chen 2005; Timmons et al., 2010).

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Las remociones de TAN obtenidas a partir de los datos reales observados, mostraron un comportamiento de remoción cercano al calculado por el modelo cinético teórico para MBBR (Rusten et al., 1995), cuando las concentraciones de TAN iniciales en los reactores eran de 2 y 5 mg/L, para ambas condiciones de caudales (2 y 10 L/min). Sin embargo, para las concentraciones de 10 mg/L, este comportamiento cambia, registrando remociones mayores con los datos reales que con los valores calculados con el modelo (Figs. 18 y 19).

Se sabe que el modelo de cinética para MBBR propuesto por Rusten et al. (1995)

incluye una constante (k) que representa la velocidad de reacción de remoción, la cual se encuentra estandarizada por Timmons et al. (2010) con un valor de 1,3. No obstante, Rusten et al. (2006), menciona que el valor de (k) dependerá de las características de los parámetros de agua que puedan influir en el crecimiento de los organismos nitrificantes, indicando que un aumento de materia orgánica o una disminución de alcalinidad y una disminución de pH, provocarán que la constante k adquiera valores menores ya que el sistema no se encontraría funcionando en las mejores condiciones para una óptima nitrificación. Por esta razón el modelo de cinética obtenido en la experiencia de Rusten et al. (1995), ajustó una constante de velocidad de reacción de k=0,5 con R2=0,96, planteando que las condiciones de calidad de agua obtenidas en su sistema no eran las más óptimas.

Tomando en cuenta estas referencias, se alude a que las remociones obtenidas por los

datos reales, mostraron probablemente un diferente comportamiento de remoción respecto a los valores calculados por el modelo ya que este último, se ve influenciado por la variación de la constante (k). Sin embargo se pueden observar que los valores k obtenidos en los tres biofiltros, bajo determinadas condiciones de concentraciones de TAN y caudal, resultaron ser bastante altos y con significativas correlaciones de datos (R2) (Tabla 12), por lo que se puede inferir que los valores k fueron mayores en esta experiencia, debido a que los parámetros de calidad de agua de cada sistema se mantuvieron estables y dentro de los rangos recomendados para alcanzar óptimas tasas de nitrificación. Además en la experiencia no se trabajó con especies en cultivo, por lo que la materia orgánica presente en los sistemas, era la aportada exclusivamente por el agua de mar ingresada a los biofiltros, que por lo demás se encontraba previamente filtrada, por lo que se puede considerar un aporte de carga orgánica muy bajo.

Por otra parte, a pesar de que no existe evidencia por literatura de VTR para los bioportadores evaluados, existen medios granulares y de arena con superficies específicas sobre los 500 (m2/m3), con VTR de 600 a 700 g/m3/día, como los reportados por Timmons et al. (2010). Suhr & Pedersen (2010), obtuvieron con MBBR de superficie específica de 850 (m2/m3) y con concentraciones iniciales de TAN de 2,89 mg/L, tasas de remoción volumétrica de 231 g/m3/día. Pfeiffer et al. (2011), muestra en su experiencia VTR de 186 g/m3/día, utilizando MBBR de superficie específica de 604 (m2/m3) con concentraciones TAN inferiores a 2 mg/L.

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7. CONCLUSIONES

El tiempo de maduración de los biofiltros E1, E2 y E3 fue de 63, 59 y 62 días respectivamente. No se observó una gran diferencia, para el número de días transcurridos hasta la maduración, entre los biofiltros.

La tasa de remoción volumétrica (VTR) máxima, con un caudal de 2 L/min (Q2) y

concentraciones iniciales de TAN de 2, 5 y 10 mg/L (C2, C5 y C10), fueron para E1 de 120, 328 y 648 (g/m³/día), para E2 de 160, 376 y 624 (g/m³/día) y para E3 de 128, 344 y 648 (g/m³/día) respectivamente. Con un caudal de 10 L/min (Q10) con concentraciones C2, C5 y C10, las VTR máximas fueron para E1 de 700, 2040 y 3600 (g/m³/día), para E2 de 660, 1980 y 3720 (g/m³/día) y para E3 de 740, 2040 y 3600 (g/m³/día) respectivamente. Para cada biofiltro tratado bajo las mismas condiciones de concentración y caudal, no se observó una diferencia estadisticamente significativa.

Se determinó que la mayor eficiencia de remoción, al aplicar concentraciones iniciales

de TAN de 2, 5 y 10 mg/L, se logró con un tiempo de retención hidraulico (TRH) de 5 min, correspondiente a un caudal de entrada de 10 L/min.

Los bioportadores utilizados en esta experiencia, Anox K5 para E1, BiofilmChip™ P en E2 y BiofilmChip™ M en el biofiltro E3, presentaron rendimientos de VTR razonables y conforme a otros tipos de bioportadores que poseen características similares y que han sido utilizados en estudios reportados en la literatura científica.

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ANEXOS

ANEXO I Piezas quebradas de BiofilmChip™ M encontradas en el biofiltro (E3) durante la experiencia.