prácticas de laboratorio de remediación de suelos y acuíferos

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA DE

BIOTECNOLOGÍA

PRÁCTICAS DE LABORATORIO

DE REMEDIACIÓN DE SUELOS Y ACUÍFEROS

Elaborado por:

IBT. Sonia Michel González Baños

M. en C. Cinthya Pamela Del Río Galván

Dra. Claudia Guerrero Barajas

México, D.F. Agosto de 2011

Remediación de suelos y acuíferos UPIBI-IPN

ÍNDICE

INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... 4

CONDICIONES INTERNAS DE TRABAJO ............................................................................. 5

EVALUACIÓN DEL CURSO PRÁCTICO ................................................................................ 8

1 PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE UNA MUESTRA REPRESENTATIVA DE SUELO ...................................................................................................................................... 10

2 CLASIFICACIÓN GLANULOMÉTRICA DEL SUELO ........................................................... 15

DETERMINACIÓN DE TEXTURA DEL SUELO POR EL MÉTODO DE BOUYOUCOS 15

3 DETERMINACIÓN DE CARBONO, NITRÓGENO, FÓSFORO Y MICROORGANISMOS DEL SUELO............................................................................................................................ 21

3.1 DETERMINACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA DEL SUELO 21

3.2 DETERMINACIÓN DE NITRÓGENO TOTAL DEL SUELO 25

3.3 DETERMINACIÓN DE FÓSFORO ASIMILABLE DEL SUELO 29

3.4 CUENTA DE MICROORGANISMOS VIABLES POR DILUCIÓN EN PLACA 33

4 ANÁLISIS FISICOQUÍMICO DEL SUELO ......................................................................... 38

4.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD DEL SUELO 38

4.2 DETERMINACIÓN DE pH DEL SUELO 42

4.3 DETERMINACIÓN DE SÓLIDOS VOLÁTILES 46

4.4 DETERMINACIÓN DE CONDUCTIVIDAD DEL SUELO 49

4.5 DETERMINACIÓN DE PERMEABILIDAD DEL SUELO 52

5 REMEDIACIÓN DE UN SUELO HIPERSALINO ................................................................ 59

LAVADO DE SUELOS SALINOS 59

6 AISLAMIENTO DE BACTERIAS HIDROCARBONOCLASTAS ............................................. 65

7 ISOTERMA DE ADSORCIÓN DE UN CONTAMINANTE EN AGUA EN CARBÓN ACTIVADO ...................................................................................................................................... 71

8 IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE HIDROCARBUROS EN SUELOS CONTAMINADOS ...................................................................................................................................... 76

9 PRUEBA DE BIODEGRADABILIDAD DE CONTAMINANTES AMBIENTALES ..................... 80

ACTIVIDAD DESHIDROGENASA EN SUELOS 80

10 TRATAMIENTO EX SITU DE UN SITIO CONTAMINADO ............................................... 86

PROPUESTA DE REMEDIACIÓN DE UN SITIO CONTAMINADO 86

González Baños, Del Río Galván, Guerrero Barajas, Agosto 2011 2


11 ENSAYO TÓXICO DE UN SUELO CONTAMINADO ANTES Y DESPUÉS DEL TRATAMIENTO ...................................................................................................................................... 90

ANEXO I ....................................................................................................................... 104

ANEXO 2 ...................................................................................................................... 106

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1 Toma de muestra de suelo. .................................................................................... 12 Figura 2 Procedimiento para determinar manualmente la textura del suelo. ..................... 18 Figura 3 Triángulo de texturas del sistema de clasificación de la USDA (Departamento de Agricultura de Estados Unidos de América). ........................................................................ 19 Figura 4 Tipos de suelos según valor de pH .......................................................................... 42 Figura 5 Permeámetro de carga variable ............................................................................. 54 Figura 6 Reacción química del yeso. ..................................................................................... 60 Figura 7 Resumen de las condiciones recomendadas para las pruebas de toxicidad con Lactuca savita L. ................................................................................................................... 95 Figura 8 Esquema de L. sativa al finalizar el periodo de exposición ..................................... 98 Figura 9 Estadios por los que atraviesa la semilla durante el ensayo de germinación y elongación. ........................................................................................................................... 98 ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1 Evaluación del curso .................................................................................................. 8 Tabla 2 Evaluación del informe escrito ................................................................................... 9 Tabla 3 Apariencia física del suelo ........................................................................................ 13 Tabla 4 Gasto volumétrico de FeSo4 ..................................................................................... 23 Tabla 5 Gasto volumétrico de HCl y cálculo de % Nitrógeno ................................................ 27 Tabla 6 Absorbancia obtenidas para la curva patrón y muestras de suelo. ........................ 31 Tabla 7 Peso en (g) del suelo húmedo y suelo seco .............................................................. 40 Tabla 8 Resultados de pH de la muestra de suelo ................................................................ 44 Tabla 9 Resultados de conductividad de la muestra de suelo. ............................................. 50 Tabla 10 Resultados de hipersalinidad de la muestra de suelo............................................ 63 Tabla 11 Medio mineral basal .............................................................................................. 67 Tabla 12 Solución mineral .................................................................................................... 68 Tabla 13 Gasto de NaOH en mililitros .................................................................................. 73 Tabla 14 Resultados en moles de CH3COOH ......................................................................... 74 Tabla 15 Resultados de la isoterma de adsorción ............................................................... 74 Tabla 16 Resultados de Hidrocarburos totales del Petróleo. ............................................... 78 Tabla 17 Mecanismo de reacción de la enzima Deshidrogenasa ......................................... 81



INTRODUCCIÓN

Las prácticas se diseñaron para el curso de licenciatura de Remediación de

Suelos y Acuíferos. El contenido del curso práctico abarca los conocimientos

básicos de muestreo y caracterización de suelos así como de microbiología de

suelo y algunos conocimientos básicos sobre actividad enzimática. Se presenta el

protocolo de 17 prácticas en total.

La contaminación de suelos y sedimentos es uno de los problemas ambientales

más acuciantes por resolver. Su solución implica establecer una estrategia de

tratamiento que englobe diferentes aspectos, estudiando tanto las características

físico-químicas del contaminante como la localización del mismo, evaluando la

posible aplicación de tratamientos físico-químico como biológicos. Por todo ello, el

presente curso se ha elaborado en función de los siguientes aspectos básicos:

I. Aspectos generales (Prácticas 1,3.4)

II. Procesos físico-químicos (Prácticas 4.0-4.5)

III. Remediación (Prácticas 5-11)



CONDICIONES INTERNAS DE TRABAJO

Las prácticas de este curso se realizan en el laboratorio de tecnología ambiental,

en campo y en gabinete. Para el caso de las sesiones a realizarse en el

laboratorio, debe cumplirse con el Reglamento General para Laboratorios de la

Unidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología. A continuación se

transcriben los Artículos que necesariamente debe de conocer el alumnado que

hará uso del laboratorio de Tecnología Ambiental.

CAPITULO I Disposiciones Generales

Artículo 2.- Los usuarios de laboratorio serán alumnos/as, profesores/as,

investigadores/as y todas aquellas personas de la comunidad politécnica con

autorización, que requieran de las instalaciones, ya sea para el cumplimiento

programático de los planes de estudio, servicio social, el desarrollo de actividades

de investigación o de servicio externo.

Artículo 4.- Los usuarios de laboratorio trabajaran bajo sistemas de registro y

control para el uso de las instalaciones, equipo, materiales y reactivos, que

conforman los laboratorios de la UPIBI, que permitan elaborar planes de trabajo,

programas de mantenimiento, requerimientos de insumos y estadísticas de

control. Dichos documentos están disponibles en el manual para el manejo de

sustancias peligrosas.

Artículo 5.- La supervisión del uso adecuado de los laboratorios estará a cargo de

los técnicos designados y en su caso del profesorado responsable de cada

asignatura.



Artículo 6.- Los laboratorios tendrán que contar con los señalamientos, manuales

y procedimientos para realizar las actividades que correspondan a la práctica

docente y de investigación.

CAPITULO II Del uso de los laboratorios

Artículo 10.- Los laboratorios estarán disponibles de acuerdo a los horarios de

clase y a las necesidades académicas y de investigación del departamento que

corresponda. Para su uso en días no laborables (sábados, domingos, días festivos

y vacaciones) se requerirá del permiso correspondiente tramitado con las

autoridades correspondientes de esta unidad.

Artículo 11.- Todos los usuarios tienen la obligación de portar bata y el equipo

necesario para realizar un trabajo seguro tomando en cuenta lo que estipule el

manual para el manejo de sustancias peligrosas. Usar zapato cerrado. Para

personas con cabello largo, traerlo recogido hasta finalizar el trabajo dentro del

laboratorio.

Artículo 12.-Los usuarios de los laboratorios tienen la obligación de llenar los

formatos a que se refiere el artículo 4 del presente reglamento, correspondientes a

la solicitud de material y reactivos, uso de equipo e instalaciones y entregarlos al

persona a cargo.

Artículo 13.- Todos los usuarios serán responsables del buen estado, limpieza y

condiciones óptimas de seguridad del laboratorio. Por lo que deberá reportarse al

jefe de laboratorio o al jefe de departamento, de inmediato cualquier desperfecto o

irregularidad que se observe.



Artículo 14.- El alumnado que realice prácticas en los laboratorios tiene la

obligación de portar su credencial, instructivos del equipo solicitado o guías de la

práctica a realizar.

Artículo 15.- Cuando un equipo requiera estar prendido durante un cierto periodo,

se deberá avisar al responsable de laboratorio, registrar el trabajo en la bitácora y

colocar una etiqueta en un lugar visible indicando: el periodo por el cual

permanecerá prendido dicho aparato, las condiciones de uso, el nombre del

responsable, el nombre del usuario, el nombre de la unidad de aprendizaje o

proyecto y la fecha y hora.

Artículo 16.- Todo material que se deje almacenado en el refrigerador, congelador

u otra parte del laboratorio deberá ser debidamente etiquetado indicando: nombre,

fecha material y sustancia almacenada. Todo material que no cumpla con estas

condiciones será desechado.

Artículo 19.- El alumnado que dañe instalaciones y equipo o incurra en alguna

falta de acuerdo al Artículo 68 del Reglamento de Estudios Escolarizados para los

Niveles Medio y Superior del IPN, será sancionado conforme al Artículo 69 del

mismo reglamento.

Artículo 20.- El profesorado que efectúe alguna práctica de laboratorio o dirección

de proyecto de investigación deberá estar al pendiente de sus estudiantes y

experimentos.

En caso de extravío, daños accidentales o por descuido del alumnado, tanto el

profesor/a responsable como el alumnado recuperarán el material dañado o

cubrirán la reparación del equipo o en su caso el costo del material o equipo,

según lo establezca el departamento de inventarios o de compras (según sea el

caso) en un plazo no mayor a 20 días calendario.



Artículo 21.- Queda estrictamente prohibido:

- Consumir cualquier tipo de alimento o bebida dentro de los laboratorios.

- Fumar dentro de las instalaciones. - Cometer actos de indisciplina o desorden. - Utilizar o manipular cualquier instrumento, equipos y reactivos sin

autorización del personal a cargo del laboratorio, así como sin conocimiento de su funcionamiento.

- Dejar desechos dentro de las instalaciones. - El uso de teléfonos celulares. - Recibir visitas en el horario de trabajo en los laboratorios. - El uso de objetos y prendas que puedan ocasionar accidente en el

laboratorio.

Articulo 22.- Reportar cualquier incidente o accidente que ocurra durante el

desarrollo de las prácticas de laboratorio, al profesor/a responsable del mismo o al

jefe/a del laboratorio o al jefe/a de departamento.

EVALUACIÓN DEL CURSO PRÁCTICO

Tabla 1 Evaluación del curso

ASPECTO A EVALUAR PORCENTAJE (%)

Asistencia (debe cubrir por parcial y global) 80 Trabajo en laboratorio 20 Discusión y presentación de resultados 30 Informe escrito 50



Tabla 2 Evaluación del informe escrito

ASPECTO A EVALUAR PORCENTAJE (%)

Introducción 10 Resultados 15 Análisis y discusión 40 Conclusiones 20 Cuestionario 15



1 PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE UNA MUESTRA REPRESENTATIVA DE SUELO

Objetivos

• El alumno conocerá cuales son los diferentes tipos de muestreo de suelo.

• El alumno explicará la relación y la importancia de cada una de las técnicas

de muestreo de suelos contaminados para la remediación de los mismos.

Introducción

El suelo es un cuerpo heterogéneo en sus sentidos longitudinal, lateral y en

profundidad. El propósito de la obtención de muestras es hacer una inferencia

acerca del valor medio (parámetro de la población) de una característica química o

física del suelo.

El volumen de suelo está compuesto por un número infinito de pequeñas

unidades, que en conjunto componen una población. Es posible hacer una

inferencia acerca de alguna característica de esa población mediante la extracción

y análisis de un número dado de muestras. Mientras mayor sea el número de

muestras mayor será la precisión de la estimación; aún cuando desde un punto

de vista práctico y económico no es conveniente aumentarlo indiscriminadamente.

La muestra compuesta debe estar representada proporcionalmente por todas las

submuestras, esto es, el volumen con que participa cada una de ellas debe ser el

mismo. La muestra compuesta es eficiente, reduce el tiempo de trabajo y los

costos (Tah Iuit, 1987).

Para la remediación de un suelo contaminado, es necesario, en primer lugar, llevar

a cabo su caracterización. La caracterización de un sitio, implica actividades de

muestreo y análisis que tienen como finalidad determinar la extensión y naturaleza



de la contaminación; asimismo, provee las bases para adquirir la información

técnica necesaria para desarrollar, proyectar, analizar y seleccionar las técnicas

de limpieza más apropiadas.

El objetivo principal de cualquier operación de muestreo es colectar muestras

representativas del medio que se está investigando. Más específicamente, el

propósito del muestreo en un sitio contaminado es adquirir información que ayude

a determinar la presencia e identidad de los contaminantes presentes y el grado

en el que estos podrían entrar en el ambiente circundante. (Volke, Velasco, 2005)

El diseño de un muestreo puede ser de dos tipos:

1. A juicio (no probabilístico)

2. Aleatorio simple, estratificado o sistemático (probabilístico)

Material, reactivos y equipo

• Pala

• Bolsa plástica

• Palangana

• Etiquetas

• Plumón

• Barrenador

• Kit de jardinería

• Cordón

• Cámara fotográfica

• Tamiz de 5mm de diámetro de malla.




Metodología

El análisis de suelos será tan bueno como la calidad de las muestras tomadas. La

muestra enviada al laboratorio, debe de ser de 0,5 a 1,0 kg.

1. Recorra el área a muestrear y haga un plano o croquis sencillo de las

superficies más o menos homogéneas.

2. Recorra los lotes al azar en forma de zig-zag y cada 15 o 30 pasos (si el

área a muestrear es pequeña cada 15 o 30 cm), tome una submuestra

limpiando la superficie del terreno y depositándola en la palangana (vea

Figura 1). Las submuestras deben ser tomadas entre 20 y 30 cm de

profundidad. Luego de tener todas las submuestras en la palangana se

mezclan homogéneamente y se toma 1 kg aproximadamente.

Figura 1 Toma de muestra de suelo.

Haga un hueco en forma V de 2 a 30 cm de profundidad. De uno de sus lados tome una tajada de dos o tres centímetros de espesor. Con la espátula quite los bordes, dejando una

parte de 5 cm de ancho.


3. Para identificar la muestra se debe colocar: Nombre, nombre del lugar,

ubicación geográfica, número de muestra y lote.

4. Recomendaciones cuando se tomen muestras para análisis de suelos:

Evite muestrear suelos muy mojados.

Use bolsas plásticas nuevas y limpias, no de papel.

No fume durante la recolección de muestras, para evitar contaminarlas

con las cenizas del cigarro, ricas en potasio.

No tome muestras en: áreas recién fertilizadas, sitios próximos a

viviendas, corrales, cercas, caminos, lugares pantanosos o erosionados,

áreas quemadas, lugares donde se amontonan estiércol, fertilizantes,

cal u otras sustancias que pueden contaminar la muestra

Resultados

⇒ Registre la información solicitada en la siguiente tabla:

Tabla 3 Apariencia física del suelo

CRITERIO RESULTADO

Apariencia física

Clase de manejo recibida

anteriormente

Coloración del suelo

Arenoso o pesado

Partes altas o bajas, planas o

inclinadas

Vegetación alta, media o baja

⇒ Anexe fotografías satelitales de la ubicación de la zona de muestreo

⇒ Anexe fotografías de la zona y de la realización del muestreo.



Cuestionario

1. ¿Cuál es la importancia del muestreo de suelo?

2. Mencione brevemente los diferentes tipos de muestreo y en qué consiste cada

uno

3. ¿Por qué se empleó el método de zig-zag en esta práctica?

4. ¿Qué ventajas presenta el muestreo del zig-zag frente a los otros métodos de

muestreo?

5. ¿Qué consideraciones previas al muestreo deben de tomarse encuentra para el

muestreo de un sitio contaminado? Plantee todas las posibilidades

Conclusiones

Con base a los objetivos y sus resultados, analice y concluya en máximo 1

cuartilla.

Referencias

1. Coraspe, H.M y Tejera, S. Procedimiento para la toma de muestras de

suelos, TAI FONAIAP Estación Experimental Trujillo, Pampanito.

2. Franco, O. y Juárez, M. (2006) Manual de prácticas de química ambiental II,

UPIBI-IPN. México.

3. Tah Iuit, J.F. (1987) El análisis químico de suelos. Universidad Autónoma

de Chapingo. México

4. Volke Sepúlveda, Tania; Velasco Trejo, Juan Antonio y De la Rosa Pérez,

David.(2005). Suelos contaminados por metales y metaloides: muestreo y

alternativas para su remediación, Instituto Nacional de Ecología, México.

5. NOM-021-SEMARNAT-2000 “Establece las especificaciones de fertilidad,

salinidad y clasificación de suelos, estudio, muestreo y análisis”



2 CLASIFICACIÓN GLANULOMÉTRICA DEL SUELO DETERMINACIÒN DE TEXTURA DEL SUELO POR EL MÉTODO DE BOUYOUCOS Objetivos

• El alumno determinará la composición textural de una muestra de suelo

contaminado.

• El alumno relacionará el efecto de la textura con el contaminante de la

muestra.

Introducción

Los suelos se clasifican en función de su tamaño de partícula, siendo sus tres

principales componentes las arcillas (< 0.002 mm), los limos (0.002 - 0.05 mm) y

las arenas (0.05 - 2.0 mm). Es importante considerar esta propiedad, ya que la

relación área/volumen de los diferentes tipos de partícula, tienen un impacto

directo sobre las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo, y por

consiguiente en las tecnologías de remediación. En general, los materiales no

consolidados (arenas y gravas finas) son más fáciles de tratar (Van Deuren et al.

1997, Eweis et al. 1998)

El método de Bouyoucos es el más usado en la determinación de texturas y está

basado en el cálculo de la velocidad de sedimentación de las partículas, utilizando

el principio de la ley de Stokes que establece lo siguiente: “la densidad de una

solución acuosa en reposo varía directamente con la cantidad de partículas en

suspensión que se van asentando de acuerdo a su diámetro y al tiempo

transcurrido”



Materiales, reactivos y equipo

• Muestra de suelo seco

• Balanza

• Agitador mecánico

• Pipeta de 10 ml

• Probeta de Bouyoucos o de 1000 ml

• Hidrómetro de Bouyoucos

• Termómetro

• Cronómetro

• Solución de metasilicato de sodio al 5%.

• Solución de oxalato de sodio al 5%.

• Solución de peróxido de hidrógeno al 10%.

• Solución de ácido clorhídrico al 20%

NOTA: Los reactivos de sodio para la determinación de textura pueden ser

sustituidos al agregar 10 ml de una solución de hexametafosfato de sodio

((NaPO3)6) al 10%.

Metodología Método de Bouyoucos

1. Para eliminar la materia orgánica tratar al suelo con la solución de peróxido

de hidrógeno en una proporción de 15 ml de reactivo por cada 50 g de

suelo, dejándolo secar durante 24 horas a una temperatura de 80ºC antes

de la determinación de la textura.



2. Si el suelo es rico en carbonatos (más de 2%), tratarlo con la solución de

ácido clorhídrico diluido agregando el reactivo en pequeñas proporciones

hasta eliminar la efervescencia provocada por la liberación de burbujas de

CO2.

3. Pesar 50 g de suelo libre de materia orgánica y carbonatos.

4. Colocar en el vaso del agitador mecánico.

5. Agregar 5 ml de la solución de meta silicato de sodio y 5 ml de solución de

oxalato de sodio.

6. Aforar con agua de la llave hasta la segunda ranura del vaso.

7. Agitar durante 10 minutos en el agitador mecánico.

8. Pasar la solución a la probeta de 1000 ml.

9. Aforar a 1000 ml con agua de la llave.

10. Agitar 1 minuto el suelo en la probeta.

11. Dejar reposar 40 segundos y tomar la primera lectura con el hidrómetro.

12. Medir la temperatura.

13. Dejar reposar 2 horas y tomar la segunda lectura.

14. Medir nuevamente la temperatura.

15. De acuerdo a los valores de temperatura registrados, agregar 0.2 a las

lecturas por cada grado centígrado después de 20ºC, o restárselos en caso

contrario.

Determinación manual de textura del suelo

Otra técnica para la determinación de la textura del suelo en campo puede

realizarse de manera sencilla aplicando un poco de agua al suelo y manipulándolo

tal como se indica en la Figura 2.



Figura 2 Procedimiento para determinar manualmente la textura del suelo.

Resultados Método de Bouyoucos

⇒ Las lecturas realizadas del hidrómetro corresponderán a lo siguiente:

% de limos + % de arcillas = (1ª lectura / g de suelo) * 100

% de arenas = 100 – (% de limos + % de arcillas)

% arcilla = (2ª lectura / g de suelo ) * 100

% de limos = (% de limos + % de arcillas) - % de arcillas

⇒ Con los porcentajes obtenidos determinar la clase textural que le

corresponde al suelo, de acuerdo al triángulo de texturas.



⇒ Reportar el porcentaje de arena, limo y arcilla del suelo trabajado así como

la composición textural a la que corresponde.

⇒ De acuerdo al diagrama mostrado en la Figura 3, reportar la composición

textural a la que corresponde el suelo analizado.

Figura 3 Triángulo de texturas del sistema de clasificación de la USDA (Departamento de Agricultura de Estados Unidos de América). Determinación manual de textura del suelo

⇒ De acuerdo al diagrama mostrado en la Figura 2, reportar la composición

textural a la que corresponde el suelo analizado.



⇒ Analizar la composición textural relacionándolo con el contaminante de la

muestra de suelo por ambos métodos.

Cuestionario

1. ¿En qué consiste la técnica de determinación de granulometría del suelo y

cuál es su utilidad?

2. ¿Cuál la importancia de conocer la textura del suelo en los procesos de

remediación?

3. ¿Cuál es el impacto que tiene la composición textural del suelo sobre la

selección y efectividad de las tecnologías de remediación?

4. ¿Qué relación existe entre la textura del suelo y parámetros como la

humedad y la aireación del suelo?

Conclusiones Con base a las preguntas anteriores, los objetivos y sus resultados, analice y

concluya en máximo 1 cuartilla.

Referencias

1. Eweis, J.B., Ergas, S.J., Chang, D.P.Y., Schroeder, E.D. 1999. Principios de

biorrecuperación. Ed. Mc Graw-Hill. España.

2. Muñoz, I.D., C.A. Mendoza, G.F. López, A.A. Soler, M.M. Hernández. 2000.

Manual de métodos de análisis de suelos. UNAM-Iztacala. México, D.F.

3. Volke-Sepulveda, T. y Velasco-Trejo, J.A. 2002. Tecnologías de

remediación para suelos contaminados. Secretaría de Medio Ambiente y

Recursos Naturales-Instituto Nacional de Ecología (SEMARNAT-INE).

México.



3 DETERMINACIÓN DE CARBONO, NITRÓGENO, FÓSFORO Y MICROORGANISMOS DEL SUELO 3.1 DETERMINACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA DEL SUELO

Objetivos

• El alumno determinará el porcentaje de materia orgánica contenida de una

muestra de suelo contaminado.

• Explicará la importancia de la determinación de la materia orgánica en el

análisis de suelos para la remediación del mismo.

Introducción

El elemento más importante en el reino biológico que sirve como piedra angular de

la estructura celular es el carbono. Aún cuando la fuente principal de carbono, el

CO2, existe siempre en cantidades pequeñas (sólo el 0.03% de la atmósfera

terrestre), los tejidos vegetales y las células microbianas contienen grandes

cantidades de carbono (40-50% de su peso seco) (Alexander, 1994).

En sus formas más simples, el ciclo del carbono gira en torno al CO2, su fijación y

regeneración. Las plantas verdes utilizan este gas como única fuente de carbono y

la materia carbonada sintetizada de esta manera sirve para abastecer al mundo

animal con carbono orgánico prefijado. El metabolismo microbiano ocupa el papel

principal en la secuencia cíclica después de la muerte de las plantas o animales.

Los tejidos muertos son descompuestos y transformados en células microbianas y

en un amplio conjunto heterogéneo de compuestos carbonados, que se conocen

como humus o fracción orgánica del suelo. El ciclo se completa y el carbono se

hace disponible nuevamente, con la descomposición final y la producción de CO2

a partir del humus y tejidos en descomposición (Alexander, 1994).



La materia orgánica sujeta al efecto degradador microbiano en el suelo, proviene

de varias fuentes. Las grandes cantidades de restos vegetales que se

descomponen sobre la superficie, así como porciones subterráneas y tejidos

vegetales aéreos incorporados mecánicamente al suelo, se transforman en

alimento para la microflora. Los tejidos animales y productos de excreción también

están sujetos al ataque. En suma, las células de los microorganismos sirven como

fuente de carbono para las generaciones posteriores de la comunidad

microscópica (Alexander, 1994).



• Balanza

• 1 matraz Erlenmeyer de 250 ml por cada muestra a analizar

• Pipetas

• 1 bureta

• soporte universal

• Solución de dicromato de potasio.

• Solución de FeSO4 0.5 N.

• Solución indicadora.

• Campana de extracción

Metodología

1. Pesar 0.5 g de muestra de suelo (0.2 g si el color es muy obscuro)

2. Adicionar 5 ml de dicromato de potasio

3. Adicionar 10 ml de H2SO4 concentrado y agitar.

4. Dejar reposar 30 min.

5. Agregar 100 ml agua destilada



6. Adicionar 5 ml H3PO4

7. Agitar por aprox. 1 min.

8. Poner 5 gotas de difenilamina

9. Titular con FeSO4 0.5 N

10. Para el blanco agregar los reactivos a partir del punto 2.

11. Realizar el procedimiento por duplicado

Resultados

⇒ Registrar el gasto de FeSO4 (ml) en la siguiente tabla:

Tabla 4 Gasto volumétrico de FeSo4

Número de muestra Gasto de FeSO4 (ml)

⇒ Reportar el promedio de dos mediciones así como la desviación estándar.

⇒ Obtener el porcentaje de materia orgánica de cada muestra de acuerdo a la

siguiente ecuación:

42

1

V *10*5-

V% de mat org = *0.69

m

FeSON⎛ ⎞⎜ ⎟⎝ ⎠

Donde:

V1 = Gasto de FeSO4 en el blanco (ml)

V2 = Gasto de FeSO4 en la muestra (ml)

NFeSO4 = Normalidad del FeSO4 (meq/ml)

m = Masa de la muestra (mg)

0.69 = Factor de conversión de carbono orgánico a materia orgánica



Cuestionario

1. Realizar un esquema del ciclo del carbono en el suelo y explicar su

importancia.

2. Investigar cómo se clasifican los suelos de acuerdo al porcentaje de materia

orgánica que contienen.

3. ¿Cuál es la relación entre la materia orgánica contenida en el suelo y otros

parámetros físico-químicos del suelo?

4. ¿Cómo influye la cantidad de materia orgánica en la selección y aplicación

de estrategias de remediación de un sitio contaminado?



Referencias

1. Alexander, M. 1994. Introducción a la microbiología del suelo. AGT Editor,

S.A. México.

2. Muñoz, I.D., C.A. Mendoza, G.F. López, M.M. Hernández. 2000. Manual de

métodos de análisis de suelos. UNAM-Iztacala. México, D.F.



3.2 DETERMINACIÓN DE NITRÓGENO TOTAL DEL SUELO Objetivos

• El alumno cuantificará la cantidad de nitrógeno presente de una muestra de

suelo contaminado.

• El alumno a analizará la importancia de la determinación en la muestra de

suelo contaminado.

Introducción

La determinación analítica de los nutrimentos en el suelo constituye un problema

“debido a ciertos problemas químicos asociados con los mismos. El método

común para determinar nitrógeno es el Kjeldahl y cuantifica el total del elemento

presente donde el nitrógeno es asimilado generalmente en forma nítrica, misma

que está sujeta a lixiviación por su solubilidad en el agua.

La bioquímica del nitrógeno se discute en términos de los microorganismos que

son responsables de las múltiples etapas de su oxidación y reducción. Por ejemplo

el nitrato y el nitrito son fuentes de nitrógeno eficaces para el metabolismo

oxidativo (aerobio) como se trata de compuestos oxidados, estos compuestos

pueden proporcionar oxígeno y nitrógeno (Departamento del distrito Federal

1976).


• Equipo Kjeldahl

• Matraces Kjeldahl

• Matraces Erlenmeyer de 1000 ml

• Acido salicílico

• Tiosulfato de sodio

• 0.1 g de rojo de metilo



• Sulfato de cobre

• Acido bórico al 4%

• NaOH 10 N

• Sulfato de potasio

• 0.5 g de verde de bromocresol

• Granalla de zinc y perlas de vidrio

• Indicador mixto

• Vasos de precipitado de 100 ml

• Refrigerantes

• Bomba de recirculación

• Pinzas de tras dedos

• Soporte universal

• Mangueras de latex

• Papel arroz

• Balanza electrónica o granataria

Metodología

DIGESTIÓN

1. Pesar el papel arroz y registrar el peso.

2. Pesar sobre el papel arroz 40 mg de muestra de suelo y 0.1 g de ácido

salicílico, registrar el peso final y envolver cuidadosamente.

3. Para el control se deberá pesar 20 mg de albúmina.

4. Colocar el paquetito en el matraz Kjeldahl

5. Adicionar 3ml de ácido sulfúrico.

6. Agitar hasta que la muestra se haya incorporado totalmente.

7. Dejar reposar durante 5 min.

8. Agregar 1g de tiosulfato de sodio. Agitar hasta que se disuelva.

9. Dejar reposar durante 5 min.

10. Calentar hasta que no exista desprendimiento de humo.



11. Agregar 1g de K2SO4 y 0.1g de CuSO4*5 H20, seguir calentando hasta que

se obtenga una solución clara cuando se obtenga la solución clara

continuar calentando durante 2 h.

12. Dejar enfriar el matraz.

DESTILACIÓN

13. Lavar el matraz con 15 ml de agua destilada y verter el contenido en un

matraz erlenmeyer de 1L.

14. Añadir granalla de zinc y perlas de vidrio

15. En el embudo de destilación poner 15 ml de NaOH 10N, tapar el matraz y

lentamente abrir la llave del embudo, dejando un tapón de NaOH.

16. Recibir el destilado con 5 ml de ácido bórico al 4% más tres gotas de

indicador.

17. Destilar hasta obtener un volumen aproximado de 40-45 ml.

18. Titular con HCl 0.1 N hasta que vire a rosa.

Resultados

⇒ Registrar el gasto de HCl (ml) y el % Nitrógeno en la siguiente tabla:

Tabla 5 Gasto volumétrico de HCl y cálculo de % Nitrógeno

MUESTRA GASTO DE HCl (ml) % NITROGENO

Blanco

Calcular el contenido de nitrógeno en la muestra de suelo aplicando la siguiente

ecuación:



%N total = 0.014 x G x N x 100

W

0.014 = Factor de corrección según el origen de la proteína

G = Gasto de HCL durante la titulación (en ml)

N = Normalidad del HCl

W = Peso de la muestra de suelo (en g)

Cuestionario

1. ¿Cuáles son las principales formas de nitrógeno que hay en el suelo?

2. ¿Cuántos métodos existen para determinar Nitrógeno en muestras de

suelo? Explícalos brevemente y menciona las ventajas de cada uno de

ellos.

3. Analiza la importancia de determinar nitrógeno en suelos contaminados.

4. Menciona 3 fuentes de nitrógeno que sean utilizadas en la remediación de

suelos contaminados



Referencias

1. Departamento del Distrito Federal (1976) Manual de operación laboratorio

planta industrializadora de desechos sólidos. México, D.F.



3. Ortega, E. Química de suelos. Universidad Autónoma de Chapingo. México.



3.3 DETERMINACIÓN DE FÓSFORO ASIMILABLE DEL SUELO

Objetivos

• El alumno determinará la concentración de fósforo asimilable de una

muestra de suelo

• El alumno explicará la importancia de la determinación de fósforo asimilable

en el análisis de suelos para la remediación del mismo.

Introducción

El fósforo se encuentra en el suelo, plantas y microorganismos en cierto número

de compuestos orgánicos e inorgánicos. Después del nitrógeno, es el segundo de

los nutrientes inorgánicos requeridos tanto por las plantas como por

microorganismos. Su principal función fisiológica radica en algunos pasos

esenciales en la acumulación y liberación de energía durante el metabolismo

celular. Este elemento puede agregarse al suelo en forma de fertilizantes químicos

o puede ser incorporado como hojarasca, residuos vegetales o restos animales.

De esta manera, el fósforo ocupa una posición crítica, tanto en el crecimiento

vegetal como en la biología del suelo (Alexander, 1994).

Del 15 al 85% del fósforo total en el suelo es orgánico. La cantidad absoluta de

fósforo orgánico generalmente desciende cuando aumenta la profundidad. Al

mismo tiempo, la proporción total de fósforo orgánico es mayor en la superficie

que en los horizontes inferiores. En los minerales donde el fosfato es parte de su

estructura se presentan grandes cantidades de formas inorgánicas, tales como

fosfatos insolubles, de calcio, hierro o aluminio (Alexander, 1994).



Materiales, reactivos y equipos


• Balanza

• Detergente libre de fosfatos

• 2 tubos de precipitado por cada muestra a analizar

• Pipetas (10 ml y 5 ml)

• Espectrofotómetro UV-Vis

• Solución madre de NH4F 1 N

• Ácido clorhídrico 0.5 N

• Ácido clorhídrico 10 N

• Solución molibdato de amonio-HCl.

• Solución madre de SnCl2

• Solución SnCl2 diluida

• Solución tipo fosfatos

• NOTA: Todo el material a utilizar debe estar libre de fosfatos (lavarlo con

detergente libre de fosfatos y enjuagar con agua destilada)

Metodología Tratamiento de la muestra

1. Pesar 1g de suelo y agregar 7 ml de solución extractora, agitar

vigorosamente y filtrar. Si queda turbio, volver a filtrar hasta que quede

transparente (medir el filtrado con probeta o colectar en probeta)

2. Tomar 1 ml de filtrado, agregar 6 ml de agua y 2 ml de molibdato de amonio

y mezclar bien.

3. Agregar 1 ml de SnCl2 y agitar. Leer a 640 nm después de 10 min.

4. Para el blanco, tomar 2 ml de solución extractora, agregar 5 ml de agua y 2

ml de molibdato de amonio. Mezclar bien y agregar 1 ml de la solución de

SnCl2. Mezclar y calibrar el espectrofotómetro a cero.

5. Realizar el procedimiento por duplicado



Elaboración de la curva patrón

1. Tomar 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 y 10 ml de la solución tipo de fosfatos y aforar

a 100 ml, con lo cual se obtienen soluciones desde 1 hasta 10 ppm.

2. Tomar 1 ml de cada dilución. Agregar 1 ml de solución extractora, 5 ml de

agua y 2 ml de molibdato de amonio. Agitar bien.

3. Agregar 1 ml de SnCl2 diluido. Mezclar y leer en espectrofotómetro a 640

nm después de 10 min.

NOTA: Todas las lecturas deberán ser leídas antes de 20 min. Por cada lote leído

se prepara un blanco.

Resultados

⇒ Realizar la gráfica de la curva patrón y ajustarla a una línea recta. Obtener

la ecuación de dicha recta.

⇒ Registra la lectura obtenida de absorbancia en la siguiente tabla:

Tabla 6 Absorbancia obtenidas para la curva patrón y muestras de suelo.

Número de muestra Abs (nm)



⇒ Reportar la concentración del fósforo asimilable en la muestra en unidades

de ppm (1 ppm = 1 mg/kg)

⇒ Interpolar los valores de absorbancia obtenidos en la curva patrón para

obtener la concentración de fósforo.

⇒ Reportar el promedio de dos mediciones así como la desviación estándar.

Cuestionario

1. ¿Por qué es importante el fósforo para la microflora del suelo?

2. ¿Cómo influye la cantidad de fósforo en la selección y aplicación de

estrategias de remediación de un sitio contaminado?

3. Mencione 3 componentes o compuestos que se puedan emplean en la

remediación de sitios contaminados como fuente de fósforo



Referencias

1. Alexander, M. 1994. Introducción a la microbiología del suelo. AGT Editor,

S.A. México.

2. Muñoz, I.D., C.A. Mendoza, G.F. López, M.M. Hernández. 2000. Manual de

métodos de análisis de suelos. UNAM-Iztacala. México, D.F.



3.4 CUENTA DE MICROORGANISMOS VIABLES POR DILUCIÓN EN PLACA Objetivos

• El alumno realizará el conteo en placa de las colonias de bacterias y de

hongos a partir de una muestra de suelo.

• El alumno analizará la importancia de la determinación de microorganismos

viables en muestras de suelo contaminado para la propuesta de

remediación.

Introducción

El suelo está formado por cinco componentes principales: materia mineral, agua,

aire, materia orgánica y organismos vivos. La porción viviente del suelo constituye

menos del 1% del volumen total; aún así, esta porción es indudablemente esencial

para el funcionamiento del ecosistema (Alexander, 1994).

El suelo contiene cinco grupos principales de microorganismos: bacterias,

actinomicetos, hongos, algas y protozoarios. El suelo, como ecosistema, incluye a

estos grupos microbianos así como a los constituyentes orgánicos e inorgánicos

de un determinado lugar.

Debido al diminuto tamaño de las bacterias y a que los otros cuatro grupos poseen

células grandes o filamentos extensos, las bacterias representan mucho menos de

la mitad de la masa celular microbiana total. En suelos aireados adecuadamente

predominan bacterias y hongos, mientras que en los ambientes que contienen

poco o nada de oxígeno, sólo las bacterias son responsables de casi todos los

cambios químicos y biológicos. Aunque los otros grupos llevan a cabo muchas

transformaciones similares a las que realizan las bacterias, éstas sobresalen



porque son capaces de crecer rápidamente y de descomponer una gran variedad

de sustratos (Alexander, 1994).

Se han desarrollado varias técnicas para el estudio de la biomasa microbiana,

principalmente para bacterias y hongos, cada una con ventajas propias. Sin

embargo, ningún procedimiento aislado describe por completo y en forma

adecuada la composición genérica de la flora. La técnica usada con más

frecuencia para contar los microorganismos del suelo es el recuento en placa en el

cual se colocan diluciones de un suelo sobre un medio de agar adecuado.


• Muestra de suelo

• Tubos de vidrio de 15 ml con 9 ml de solución salina estéril al 0.85%

• Balanza

• Micropipetas de 1 ml y de 20 µl (con punta)

• Vórtex

• Espátula

• Campana de flujo laminar o área estéril

• Papel aluminio estéril

• Cajas Petri con medio de cultivo (agar nutritivo y agar papa dextrosa PDA)

• Incubadora

• Autoclave

• Parrilla de agitación



Metodología

1. En condiciones estériles agregar 1 g de suelo a un tubo que contenga 9 ml

de solución salina estéril. Agitar dicho tubo con vórtex por alrededor de 1

minuto.

2. Tomar 1 ml de ese tubo y transferirlo a otro que contenga 9 ml de la

solución salina y agitarlo en vórtex

3. Repetir el procedimiento de manera sucesiva hasta alcanzar la dilución 10-7

asegurándose de utilizar una punta de micropipeta diferente entre cada

dilución.

4. Tomar 20 μl de las diluciones 10-2 a 10-7 e inocular en las placas con agar.

Cada dilución se colocará en una cuarta parte de la caja Petri, previamente

etiquetada.

5. Para el conteo de bacterias, se utilizará agar nutritivo y para el conteo de

hongos se utilizará agar papa dextrosa (PDA)

6. Una vez inoculadas las placas con agar, dejar que se seque la gota

depositada para evitar que el líquido se desplace por la caja y se mezcle

con las otras diluciones depositadas en la misma placa.

7. Cada dilución se sembrará por duplicado en cada medio de cultivo.

8. Incubar de manera invertida las placas en la incubadora. Las de agar

nutritivo por 24 horas a 37ºC y las de PDA por 48 horas a 28ºC.

9. Transcurrido el tiempo de incubación realizar el conteo de las colonias

donde sea posible y registrar el número de colonias y la dilución

correspondiente.



Resultados

⇒ Los datos se reportan en UFC/g ss (unidades formadoras de colonias por

gramo de suelo seco), por lo que es necesario realizar el cálculo a partir del

volumen inoculado en la placa. Por lo tanto, se tiene lo siguiente:

FHPVFD

NCosuelogUFC

∗

∗∗=

11

sec__/

Donde:

NC = Número de colonias contadas en la placa

FD = Factor de dilución correspondiente al tubo de donde se tomó la alícuota (10-2

a 10-7)

V = Volumen de la alícuota inoculada (en ml)

P = Peso de la muestra de suelo (aprox. 1 g)

FH = Factor de corrección de humedad

100___%1 suelodelhumedadFH −=

⇒ Reportar las UFC/g ss del promedio de los 2 conteos realizados, así como

la desviación estándar de cada uno, tanto para bacterias como para

hongos.

Cuestionario

1. ¿Cuál es la importancia de la actividad microbiológica del suelo en un

tratamiento biológico de remediación?

2. ¿Qué elementos requieren los microorganismos para su desarrollo y

proliferación?



3. ¿Qué factores ambientales influyen y de qué manera, en los tratamientos

biológicos de remediación?

4. ¿Qué tan relevante es el número de microorganismos presentes en el suelo

si se desea aplicar una tecnología de biorremediación? Explicar la

respuesta.

Conclusiones Con base a los objetivos y sus resultados, analice y concluya en máximo 1

cuartilla.

Referencias

1. Alexander, M. (1994). Introducción a la microbiología del suelo. AGT Editor,

S.A. México.

2. Eweis, J.B., Ergas, S.J., Chang, D.P.Y., Schroeder, E.D. (1999). Principios

de biorrecuperación. Ed. Mc Graw-Hill. España.

3. Fernández, L.C., Rojas, N.G., Roldán, T.G., Ramírez, M.E., Zegarra, H.G.,

Uribe, R., Reyes, R.J., Flores, D., Arce, J.M. (2006) Manual de técnicas de

análisis de suelos aplicadas a la remediación de sitios contaminados. IMP,

SEMARNAT, INE. México

4. Volke-Sepulveda, T. y Velasco-Trejo, J.A. (2002). Tecnologías de



México.



4 ANÁLISIS FISICOQUÍMICO DEL SUELO 4.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD DEL SUELO Objetivos

• El alumno determinará el porcentaje de humedad de una muestra de suelo

contaminado.

• El alumno analizará la importancia de determinar la humedad del suelo

contaminado para la remediación del mismo.

Introducción

El agua del suelo proviene de la precipitación atmosférica, por lo que el

abastecimiento es muy variable y, como regla general de la naturaleza, hay

marcadas fluctuaciones en el contenido de agua del suelo dependiendo de las

regiones y de la época del año. El agua que se mueve por la fuerza de gravedad

se llama agua libre o gravitacional. Parte del agua se retiene contra la fuerza de

gravedad como resultado de la atracción entre el agua y los otros constituyentes

del suelo. No toda el agua del suelo es aprovechable biológicamente y sólo una

parte de esta porción retenida puede usarse por los sistemas vivientes (Alexander,

1994).

La humedad del sitio a tratar es un factor importante para la elección de una

tecnología en particular. Una alta humedad puede impedir el movimiento de aire a

través del suelo, lo que afecta los procesos de biorremediación, así como provocar

problemas durante la excavación y transporte, además de aumentar costos

durante el uso de métodos de remediación térmicos (Van Deuren et al. 1997).

La humedad del suelo se calcula por la diferencia de peso de una misma muestra

húmeda y secada en la estufa hasta obtener peso constante.





• Cápsulas de porcelana

• Estufa

• Desecador

• Balanza analítica

• Pinzas para crisol

Metodología

1. Utilizar una cápsula de porcelana a peso constante. Para ello se coloca en

la estufa a 100ºC durante 24 horas. Posteriormente colocar en un

desecador para que se enfríe.

2. Pesar, en balanza analítica, la cápsula de porcelana que esté a peso

constante y registrar el peso

3. Tarar la balanza y agregar a la cápsula de porcelana aprox. 2 g de suelo.

Registrar el peso exacto del suelo agregado a la cápsula.

4. Dejar en un horno a 100°C por 24 h. Posteriormente colocar en un

desecador para que se enfríe y pesar. Registrar el peso.

Realizar el procedimiento por duplicado



Resultados

⇒ Registrar los resultados obtenidos en la siguiente tabla:

Tabla 7 Peso en (g) del suelo húmedo y suelo seco Muestra 1 Muestra 2 Promedio

Peso de la cápsula

(g)

Peso del suelo

húmedo (g)

Peso de la cápsula

+ suelo seco (g)

⇒ Obtener el peso del suelo seco mediante la diferencia de peso de la

siguiente manera:

Peso del suelo seco = (Peso de la cápsula + suelo húmedo) – (Peso de la cápsula

+ suelo seco)

100*__

sec_________% ⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛ −=

húmedosueloPesoosueloPesohúmedosueloPesosuelodelperdidahumedadde

⇒ El porcentaje de humedad del suelo se obtiene de la siguiente manera:

% humedad del suelo = 100 - % humedad perdida del suelo

⇒ Reportar el porcentaje de humedad del suelo promediando los valores

obtenidos de las 2 muestras. Reportar también la desviación estándar.



Cuestionario

1. Discutir la influencia de la humedad del suelo en un proceso de

remediación.

2. ¿Qué relación existe entre el porcentaje de humedad del suelo y la

aireación del mismo?

3. ¿Qué relación existe entre la humedad de los suelos y su contenido de

materia orgánica?



Referencias

1. Eweis, J.B., Ergas, S.J., Chang, D.P.Y., Schroeder, E.D. (1999). Principios

de biorrecuperación. Ed. Mc Graw-Hill. España.

2. Muñoz, I.D., C.A. Mendoza, G.F. López, A.A. Soler, M.M. Hernández(2000).

Manual de métodos de análisis de suelos. UNAM-Iztacala. México, D.F.

3. Volke-Sepulveda, T. y Velasco-Trejo, J.A. (2002). Tecnologías de



México.



4.2 DETERMINACIÓN DE pH DEL SUELO

Objetivos

• El alumno determinará el pH de la muestra de suelo contaminado.

• El alumno explicará la relación entre la disponibilidad de nutrientes y el

pH como factor para la remediación del suelo.

Introducción

El pH es la medida de la concentración de iones de hidrógeno [H+]. Un suelo

puede ser ácido, neutro o alcalino, según su valor de pH.

La Figura 4 muestra la relación entre la escala de pH y el tipo de suelo. El intervalo

de pH de 5.5 a 7.5 incluye la mayoría de las plantas; pero algunas especies

prefieren suelos ácidos ó alcalinos. Sin embargo, cada planta necesita un intervalo

específico de pH, en el que poder expresar mejor su potencialidad de crecimiento.

Figura 4 Tipos de suelos según valor de pH



El pH tiene una gran influencia en la disponibilidad de nutrientes y la presencia de

microorganismos y plantas en el suelo.

Por ejemplo, los hongos prefieren condiciones ácidas mientras que la mayoría de

las bacterias, especialmente aquellas que facilitan nutrientes a las plantas, tienen

preferencia por suelos moderadamente ácidos o ligeramente alcalinos. De hecho,

en condiciones de fuerte acidez, la fijación de nitrógeno y la mineralización de

residuos vegetales se reducen.

Las plantas absorben los nutrientes disueltos en el agua de suelo y la solubilidad

de los nutrientes depende en gran medida del valor pH. Por este motivo, la

disponibilidad de elementos es diferente a diferentes niveles de pH (Hanna

Instruments, 2000).

La determinación de pH es una de las más sencillas, sin embargo existen

consideraciones como el secado de la muestra y las relaciones suelo-agua-suelo

que deben tomarse en cuenta (Tah Iuit, 1987).


• Potenciómetro


• Espátula

• Agitador de vidrio ó magnético

• Probeta de 50 ml

• Vaso de precipitado de 250 ml

• Agua destilada

• Soluciones reguladoras de pH 4 y pH7



Metodología

1. Pesar en la balanza analítica con la ayuda de la espátula 15 g de suelo.

2. Colocar el suelo en el vaso de precipitado.

3. Adicionar 37.5 ml de agua destilada.

4. Agitar durante 5 minutos con la ayuda de la varilla de vidrio

5. Si el potenciómetro esta previamente calibrado, enjuagar el electrodo con

agua destilada e introducir en la muestra y cuando la lectura se mantenga

constante registrar el valor de pH.

6. Sacar el electrodo de la muestra y enjuagar con agua destilada.

Resultados

⇒ Registre los resultados en la siguiente tabla:

Tabla 8 Resultados de pH de la muestra de suelo

Fuente de extracción de suelo

pH

Textura de suelo muestreado de

acuerdo al triangulo de

texturas

Clasificación de acuerdo a la

NOM-021.

Cuestionario

1. ¿A qué factores se debe a la acidez del suelo?

2. ¿De qué manera favorece al suelo un pH inferior a 7?

3. Menciona y describe brevemente los dos métodos para determinar pH

4. Menciona al menos dos de los factores que influyen sobre los resultados de

las determinaciones de pH en el suelo

5. Explica la relación entre la disponibilidad de nutrientes y el pH como factor

para la remediación del suelo.



Conclusiones

Con base a los objetivos y sus resultados, analice y concluya en máximo 1

cuartilla.

Referencias

1. Aguilar-Santelises, A., Etchevers-Barra, J., Castellanos-Ramos, J. (1987).

Análisis químico para evaluar la fertilidad del suelo. Sociedad Mexicana de

la ciencia del suelo. México

2. Hanna Instruments. Versión comprimida Diciembre 2000. Manual y análisis

de suelo. Ciencia y Gestión del suelo, Versión 12, pp.5-7.Disponible en:

h t t p : / / w w w . h a n n a a r g . c o m





4.3 DETERMINACIÓN DE SÓLIDOS VOLÁTILES

Objetivos

• El alumno determinará los sólidos volátiles de la muestra de suelo

contaminado.

• El alumno explicará la relación la importancia de los sólidos volátiles

como factor para la remediación del suelo.

Introducción

Los sólidos volátiles son la porción de la materia orgánica que puede eliminarse o

volatilizarse cuando una materia orgánica se quema en un horno mufla a una

temperatura de 550ºC.

Los sólidos volátiles Biodegradables son: La porción de sólidos volátiles de

materia orgánica que son biodegradables.

La determinación de sólidos volátiles es de gran utilidad en modelos de

compostaje y otros métodos de biorremediación para el tratamiento de residuos

que contengan materia orgánica por medio del cual se dispone un residuo.


• Suelo seco

• Balanza analítica, con sensibilidad de 0.0001 g

• Estufa eléctrica

• Mufla

• Desecador

• Cápsulas de porcelana




Metodología

1. Tomar una muestra de suelo y retirar los fragmentos grandes, pulverizar si

es necesario.

2. Con la ayuda de las pinzas para crisol tomar del desecador una cápsula de

porcelana que esta a peso constante, registrar el peso.

3. Colocar la capsula en la balanza analítica, tarar la balanza y pesar 3 g de

suelo.

4. Introducir las cápsulas de porcelana en la estufa a una temperatura de

105ºC, por 24 h.

5. Colocar la cápsula de porcelana en el desecador, dejar que enfríe y pesar.

6. Llevar la cápsula a la mufla a una temperatura de 550ºC durante 1 h.

7. Dejar enfriar, sacar la cápsula colocarla en el desecador y determinar su

masa.

Resultados

Realizar los cálculos correspondientes de acuerdo a la siguiente ecuación:

( )*100%

A DSSV

A B−

=−

Donde:

%SSV = Sólidos Suspendidos Volátiles

A = Peso del suelo seco + placa (mg)

B = Peso de la placa (mg)

D = Peso del suelo + placa después de ignición (mg)



Cuestionario

1. ¿Qué es la materia orgánica?

2. ¿Cuál es la importancia y cómo favorece la presencia de materia orgánica

en el suelo?

3. ¿Qué son los sólidos volátiles y cuál en la importancia de la determinación

de los mismos?

4. ¿De qué manera influyen los sólidos volátiles en un proceso de remediación

de suelo?



Referencias

1. Apha-Awwna-Wpcf., Métodos Normalizados para el análisis de aguas

potables y residuales. Ediciones Díaz de Santos, S.A, pp 2-87.


UPIBI-IPN. México.



4.4 DETERMINACIÓN DE CONDUCTIVIDAD DEL SUELO

Objetivos

• El alumno determinará la conductividad de un suelo contaminado.

• El alumno explicará la importancia de la determinación de la

conductividad eléctrica en el análisis de suelos para la remediación el

mismo.

Introducción La determinación de la conductividad eléctrica se utiliza normalmente para indicar

la concentración total de los componentes ionizados en las soluciones.

Las sales solubles en el suelo determinan la presencia en solución de una serie de

combinaciones de los cationes: calcio, magnesio, sodio, potasio y de los aniones:

carbonatos, bicarbonatos, cloruros, sulfatos, etc. El valor de la conductividad está

relacionado con la suma de los cationes (o aniones) y en general tienen

correlación con los sólidos totales disueltos. El origen de estas sales solubles en la

meteorización de los minerales primarios, pero la presencia de sales en grandes

cantidades es debida a procesos concretos como: drenaje oblicuo, intrusión salina,

condiciones topográficas, etc.

La conductividad eléctrica (CE) del suelo se determina en el extracto que se

obtiene de la suspensión suelo-agua 1:1 empleada para determinación del pH, y

se expresa en microohmios por centímetro a 25°C (3).




• Conductímetro

• Agitador de vidrio ó magnético


• Vaso de precipitado de 100 ml

• Agua destilada

Metodología 1. Pesar en la balanza analítica con la ayuda de la espátula 100 g de

suelo.

2. Colocar el suelo en el vaso de precipitado.

3. Adicionar suficiente agua destilada hasta observar 2mm de agua por

encima de la superficie del suelo teniendo precaución de no hacer

espuma y tapar con papel aluminio

4. Dejar reposar durante 24 h.

5. Decantar el agua.

6. Medir la conductividad en milisiemens (ms).

7. Registrar los resultados en la siguiente tabla:

Resultados

⇒ Registre los resultados obtenidos en la siguiente tabla:

Tabla 9 Resultados de conductividad de la muestra de suelo

FUENTE DE EXTRACCIÓN

DE SUELO

CONDUCTIVIDAD (ms)



Cuestionario

1. ¿Cuáles son los constituyentes inorgánicos del suelo que son

apreciablemente solubles en el agua?

2. ¿Cuáles son las especies más comunes de aniones en la solución de

suelo?

3. ¿Cuáles son las especies más comunes de cationes en la solución de

suelo?

4. ¿Cuál es la utilidad de la información que proporciona la determinación de

las sales solubles en el suelo?



Referencias

1. Aguilar-Santelises, A., Etchevers-Barra, J., Castellanos-Ramos, J. (1987).

Análisis químico para evaluar la fertilidad del suelo. Sociedad Mexicana de

la ciencia del suelo. México


UPIBI-IPN. México.





4.5 DETERMINACIÓN DE PERMEABILIDAD DEL SUELO

Objetivos

• El alumno determinará la capacidad de permeabilidad de un suelo a través

del cálculo del coeficiente de permeabilidad k y de la velocidad media de

filtración.

• El alumno explicará la importancia de la determinación del coeficiente de

permeabilidad en el análisis de suelos para la remediación del mismo.

Introducción

La permeabilidad se define como la capacidad de un material para permitir que un

fluido lo atraviese sin alterar su estructura interna. Se afirma que un material es

permeable si deja pasar a través de él una cantidad apreciable de fluido en un

tiempo dado, e impermeable si la cantidad de fluido es despreciable.

La velocidad con la que el fluido atraviesa el material depende de tres factores

básicos:

• La porosidad del material;

• La densidad del fluido considerado, afectada por su temperatura;

• La presión a que está sometido el fluido.

Para ser permeable, un material debe ser poroso, es decir, debe contener

espacios vacíos o poros que le permitan absorber fluido. A su vez, tales espacios

deben estar interconectados para que el fluido disponga de caminos para pasar a

través del material

La permeabilidad en el suelo tiene un efecto sobre el costo de excavación,

construcción y trabajos de remediación, haciendo más o menos redituable dichas

operaciones de acuerdo a la capacidad de permeado del suelo.


http://es.wikipedia.org/wiki/Fluido

http://es.wikipedia.org/wiki/Porosidad

http://es.wikipedia.org/wiki/Densidad

http://es.wikipedia.org/wiki/Temperatura

http://es.wikipedia.org/wiki/Presi%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Poro


Ley de Darcy

El flujo de agua a través de un medio poroso está gobernado por la Ley de Darcy:

Coeficiente de permeabilidad

Los estudios de Darcy utilizan un valor de velocidad v, dicha velocidad es la

velocidad de descarga que se define como la cantidad de agua que circula en una

unidad de tiempo a través de una superficie perpendicular a la línea de filtración.

La velocidad v puede ser determinada por:



= Peso específico del agua (KN/m3)

El valor de k expresado en cm/s, puede ser considerado como la velocidad del

agua a través de un suelo cuando está sujeta a un gradiente hidráulico unitario.

Permeámetro de Carga Variable En este permeámetro, la cantidad de agua escurrida es medida en forma indirecta,

por medio de la observación entre la caída del nivel de agua en un tubo recto

colocado sobre la muestra y el tiempo transcurrido.

Figura 5 Permeámetro de carga variable




• Permeámetro

• Celda del permeámetro

• Cuba hidráulica

• Bomba de recirculación *Depende del tipo de permeámetro


• Flexómetro

• Termómetro

• Cronómetro

• Balanza Granataria

• Agua


• Suelo poroso (material de empaque)

Metodología

1.- Ensamblar el permeámetro y verificar que todas las conexiones se encuentren

correctamente, ya sea un experimento a carga variable o carga constante.

2.- Tomar las dimensiones de la celda (Diámetro interno y longitud total)

3.- Colocar material de empaque en la base de la celda del permeámetro

aproximadamente 1.5 cm de longitud.

4.- Pesar la muestra de suelo y colocarla en la celda hasta aproximadamente 2.5

cm antes del borde.

5.- Colocar material de empaque arriba de la muestra de suelo aproximadamente

1.5 cm después de este y presionar un poco para eliminar aire del interior.

6.- Medir las longitudes de los empaques en la cara superior e inferior en la celda,

así como la longitud que ocupa la muestra de suelo dentro de la celda.

7.- Colocar la tapa de la celda correctamente y volver a presionar un poco.

8.- Llenar el depósito de agua hasta la marca y colocar la pinza para evitar que

circule por el momento.



9.- Colocar el depósito de agua a una altura aproximada de 1.7 m, la celda del

permeámetro a 1 m del suelo y el recipiente para la recepción de agua a una

altura media entre el depósito de agua y la celda del permeámetro.

10.- Permitir el paso de agua a través de la muestra, abriendo la pinza

correspondiente, verificando que no quede aire en las conexiones de la manguera

y regulando la cantidad de agua que pasa hacia la celda para que no haya un

contraflujo y se desprenda la tapa de la celda.

11.- Mantener constante el nivel de agua en el depósito de agua a través de la

cuba y la bomba.

12.- Cuando el caudal sea uniforme, iniciar la recolección de agua en el depósito y

al desbordarse este, comenzar a medir el flujo obtenido con la probeta y el

cronómetro.

13.- Tomar las medidas de alturas de trabajo correspondientes y registrarlas.

14.- Al terminar, recircular agua por el permeámetro para lavarlo y limpiarlo.

Resultados

⇒ Realizar los cálculos para obtener el valor de k y de Vmf a partir de la Ley

de Darcy.

⇒ Realizar y anexar al informe la memoria de cálculo a mano.

Carga Variable:

Vmf = V/n



Donde:

Q = Caudal filtrado

n = Porosidad del suelo

a = Área de la manguera (m2)

L = Longitud de empaque (m)

h1 = Altura 1 en un tiempo 1(m)

t1 = Tiempo 1 (s)

h2 = Altura 2 en un tiempo 2 (m)

t2 = Tiempo 2 (s)

k = Coeficiente de permeabilidad (cm/s)

V = Velocidad final del permeado (m/s)

Vmf = Velocidad media de avance del agua

Cuestionario

1. Menciona algunos ejemplos de roca permeable.

2. ¿Cuáles son los factores que influyen en el coeficiente de permeabilidad de

suelo contaminado?

3. Reporta los coeficientes de permeabilidad de distintos suelos.

4. ¿Qué es un permeámetro?

5. Explica la importancia de la determinación del coeficiente de permeabilidad

en el análisis de suelos para la remediación el mismo.



Conclusiones Concluya con respecto a los objetivos planteados y sus resultados, máximo media

cuartilla.

Referencias

1. Angelote, S. (2006) Permeabilidad de suelos, Geología y Geotecnia.

Universidad Nacional del Rosario, Facultad de ciencias exactas, Ingeniería

y Agrimensura. Argentina. Págs. 3 – 26.

2. Sánchez-San Román, F.J. (2009) Flujo en medios porosos: Ley de Darcy.

Artículo T080. Universidad de Salamanca, España Pág.3.

3. Rodríguez, N.J. (2008) Trabajo práctico de laboratorio Núm. 5.

Permeabilidad. U.N.N.E, Facultad de Ingeniería. Cátedra de Geotecnia.

México. Págs. 1 - 4.



5 REMEDIACIÓN DE UN SUELO HIPERSALINO LAVADO DE SUELOS SALINOS Objetivos

• El alumno propondrá un proceso de lavado para remediación de un suelo

hipersalino en base a las propiedades físico-químicas de la muestra de

suelo.

• El alumno determinará la concentración y tipo de solución a preparar para

suministrar al suelo y después del tratamiento del mismo repetirá las

determinaciones correspondientes al suelo para demostrar que el

tratamiento resultó efectivo.

Introducción

Cualquier acción encaminada a la recuperación de suelos salinos pasa por un

lavado del suelo, hasta alejar las sales de la esfera de absorción de las raíces,

además de tratar de evitar la entrada incontrolada de nuevas sales.

Este proceso no presenta dificultad cuando el suelo es permeable y el manto

freático está suficientemente profundo. Cuando la circulación del agua está

restringida a algunas direcciones preferentes de flujo, es necesario que las sales

del suelo se difundan hacia los canales de circulación del agua. En el caso de

suelos arcillosos profundos requerirán un tiempo largo y el establecimiento de un

drenaje artificial, lo que solo es posible en aquellos cuya potencialidad productiva

posterior sea suficiente para sufragar el coste inicial.

Cuando existen aportes subterráneos de aguas salinas procedentes de las zonas

circundantes, será necesario establecer un sistema de drenes de contorno que

impidan el paso de tales aguas al terreno que se está recuperando.



El control de salinidad de una zona elevada debe realizarse de una forma

suficientemente lenta, pues hay que evitar que los vertidos al río principal eleven

su salinidad, de tal forma que se vean afectados los terrenos ubicados aguas

abajo. Siempre se producirá una exportación de sales hacia ellos, máxime

teniendo en cuenta que puede ser necesario eliminar más de 10 mg/Ha de sales.

La evapotranspiración provoca una concentración del agua eliminada, y si a ello le

sumamos la posible precipitación de carbonatos cálcico y magnésico, el RAS del

agua puede elevarse considerablemente.

Cuando la salinidad va asociada a la cantidad de sodio el problema es mayor pues

es necesario, además del lavado, la sustitución del sodio presente en el complejo

de cambio por calcio. Cuando el suelo contiene yeso puede bastar con inundarlo,

tras haber establecido un sistema de drenaje que favorezca la percolación del

agua. Si el suelo no posee yeso, la inundación provoca la dispersión de los

coloides y disminuye la permeabilidad de la capa superficial, con lo cual no hay

lavado posible.

Una forma de prevenir esta dispersión es favorecer la permanencia de una gran

cantidad de sales, que por efecto de la alta presencia iónica mantenga los coloides

floculados y no se destruya la estructura, lo que favorecerá la penetración del

agua. Por ello en la primera etapa del lavado de sodio intercambiable es muy

aconsejable inundar con aguas salinas, además de adicionar yeso si el suelo no lo

contiene. Las reacciones que lleva a cabo el yeso se puede observar en la Figura

6.

Figura 6 Reacción química del yeso.



La mayor parte de los suelos sódicos presentan una fuerte impermeabilidad

superficial, por ello es necesario ir estabilizando la capa superficial y mejorando su

drenaje, para continuar avanzando en profundidad con la capa estabilizada. Para

ello se añade yeso y se realizan varios ciclos de humedecimiento y secado; en los

suelos más ligeros puede adicionarse estiércol o compost para facilitar la

formación de una estructura estable en los primeros centímetros. Una vez creada esa estructura ya es posible inundar el suelo para que el yeso vaya penetrando

hasta las capas más profundas. Cuando existen capas compactadas, puede ser

conveniente realizar una labor muy profunda que exponga estas capas en la

superficie, en donde pueda fragmentarse por el mismo procedimiento de

humedecimiento y secado realizado en la primera fase (Fassbender y Bornemsza,

1994).

La segunda operación es establecer una cubierta vegetal sobre el suelo para

favorecer que las raíces de las plantas vayan favoreciendo el paso del agua, una

planta muy indicada para esto es el arroz que puede sobrevivir en terrenos

encharcados y que tiene una buena resistencia a la salinidad. Algunas especies

de Melilotus o de Trifolium, pueden resultar también muy eficaces, junto con

algunas gramíneas e incluso alfalfa. Todos estos cultivos se entierran como abono

verde que ayuda a incorporar al suelo, fósforo, hierro, manganeso y cinc de los

que estos suelos suelen presentar carencias importantes.

Nota: El cálculo del yeso necesario no debe hacerse en función del sodio a eliminar, por la dificultad que entraña conocer el valor del sodio de cambio en un suelo, en presencia de sales sódicas, por ello es preferible basar el cálculo en las necesidades de calcio para saturar el suelo en este elemento.



Materiales, reactivos y equipos

Los materiales, reactivos y equipos que se requieren para cada una de las

determinaciones se encuentran detalladamente en el Anexo 2.

Metodología

Para la muestra de suelo a tratar llevar a cabo las siguientes determinaciones:

pH

calcio Ca 2+

magnesio Mg+2

sodio Na+

potasio K+

carbonatos CO3-2

bicarbonatos HCO3-

cloruro Cl-

sulfato SO4-2

conductividad

Los procedimientos para las determinaciones requeridas en la lista se encuentran

detallados en el Anexo 2 de las Prácticas de Laboratorio.

Recomendaciones

El tipo de sales presentes en cada muestra de suelo va a condicionar las

posibilidades de recuperación de acuerdo a los siguientes factores que es

conveniente tomar en cuenta:

1. Para los cloruros sódicos el lavado es relativamente fácil en suelos con

yeso, en los que el Ca2+ que se libera no permite que el Na+ pase a forma

intercambiable.



2. La eliminación del cloruro magnésico y del sulfato magnésico del suelo es

difícil, ya que el magnesio, debido a su alta densidad de carga tiende a

ocupar las posiciones de intercambio, desplazando a los iones

monovalentes durante el lavado; por lo que su lavado requeriría enmiendas

cálcicas.

Resultados

⇒ Calcular la salinidad efectiva de la muestra de suelo contaminado.

⇒ Reportar en la Tabla 10 las condiciones iniciales y finales del suelo y

elaborar las conclusiones sobre la efectividad del tratamiento elegido.

Tabla 10 Resultados de hipersalinidad de la muestra de suelo

pH

Ca+2

Mg+2

Na+

K+

CO3-2

HCO3-

Cl-

SO4-2

conductivid

ad

Características

del

Suelo iniciales

Características

del

Suelo finales



Cuestionario 1. ¿Qué características del suelo controlan la eficiencia de una tecnología de

remediación?

2. ¿Cuáles son las características de un suelo salino?

3. ¿Cuáles son las características de un suelo sódico?

4. ¿Cuál característica del suelo determina el grado de salinidad de un suelo?

5. Mencione la clasificación de las tecnologías de remediación.

6. ¿Cuáles son las ventajas y desventajas de los tratamientos físico-químicos?

7. Mencione algunas tecnologías de remediación físico-químicas

8. Mencione algunas aplicaciones y limitaciones del tratamiento de remediación

por lavado de suelos.

9. Mencione algunos contaminantes que son removidos del suelo mediante

lavados.

Referencias 1. Richards L. A., y Colaboradores. (1982). Diagnóstico y Rehabilitación de

Suelos Salinos y Sódicos. Editorial Limusa. 4ª Ed. 172 p.

2. LaGrega Michael D. Phillip L. Buckinghan, y Jeffrey C. Evans. Gestión de

Residuos Tóxicos Vol. I y 1ª edición de Mc Graw Hill México 1996. 642 p.

3. LaGrega Michael D. Phillip L. Buckinghan, y Jeffrey C. Evans. Gestión de

Residuos Tóxicos Vol. II y 1ª edición de Mc Graw Hill México 1996. 1316 p.

4. Fassbender, H.W. y Bornemsza, E. (1994). Química de suelos con énfasis en

suelos de América Latina. Centro Interamericano de Documentación e Información

agrícola. IICA. Turrialba, Costa Rica. 420 p.

5. Fernández Linares Luis, Rojas Norma Gabriela y colaboradores (2006). Manual

de técnicas de análisis de suelos aplicadas a la remediación de sitios

contaminados. Instituto Nacional de Ecología (INE-SEMARNAT). México, D.F.

6. Volke Sepúlveda, T y Velasco Trejo, J.A. Tecnologías de remediación para

suelos contaminados. (2002). Instituto Nacional de Ecología (INE-SEMARNAT).

México, D.F.



6 AISLAMIENTO DE BACTERIAS HIDROCARBONOCLASTAS Objetivos

• El alumno identificará y aislará bacterias Hidrocarbonoclastas de la muestra

de suelo contaminado.

• El alumno propondrá un método de remediación de suelo contaminado con

hidrocarburos empleando bacterias Hidrocarbonoclastas.

Introducción

En los sitios contaminados con hidrocarburos es posible encontrar

microorganismos que se desarrollan en el medio. Dichos microorganismos son

capaces de sobrevivir en el sitio contaminado debido a que han desarrollado

mecanismos fisiológicos y enzimáticos que les permiten utilizar los hidrocarburos

como sustrato (Atlas et al., 1991). Los organismos capaces de utilizar

hidrocarburos como fuente de carbono y energía se denominan

Hidrocarbonoclastas.

Los microorganismos Hidrocarbonoclastas tienen una aplicación muy importante

en la degradación de contaminantes en sitios contaminados. La cuenta microbiana

provee evidencia de la presencia de grupos determinados de microorganismos

cuando se utiliza un medio de cultivo específico y es usado como indicador del

potencial de biodegradación de un suelo en particular (Bossert y Bartha, 1984).

Atlas et al., 1991 reportaron que las bacterias que degradan hidrocarburos

pertenecen a los géneros siguientes (en orden decreciente): Pseudomonas,

Achromobacter, Flavobacterium, Nocardia, Arthrobacter y otros coreniformes,

Vibrio, Bacillus, Micrococus y Acinetobacter. Otros géneros de bacterias que

pueden degradar hidrocarburos incluyen Actinomyces, Aeromonas y Alcaligenes

(Atlas y Cerniglia, 1995)




• Agua destilada

• Cajas petri

• Matraces Erlenmeyer de 1L

• Espátula


• Agitador magnético

• Varilla para expandir

• Papel filtro estéril

• Autoclave

• Campana de flujo laminar

• Agar noble (libre de impurezas)

• Medio mineral basal (Tabla 11)

Metodología (Fernández et al., 2006)

1) Preparar el medio de cultivo con los componentes de la Tabla 11,

disolviéndolas en el orden señalado en un litro de agua destilada.

Nota: la solución mineral se agrega después de esterilizar.



Tabla 11 Medio mineral basal Componente Cantidad

Agua destilada 1 L

Fosfato de potasio

monobásico

KH2PO4 0.4 g

Fosfato de potasio dibásico K2HPO4 1.6 g

Cloruro de amonio NH4Cl 1.5 g

Cloruro de magnesio

sextahidratado

MgCl2.6H2O 0.17 g

Sulfato de sodio

heptahidratado

NaSO4 7H2O 1.5 g

Cloruro de calcio dihidratado CaCl2 2H2O 0.045 g

Solución mineral* 1.0 ml

*la solución mineral se agrega después de esterilizar

2) Ajustar el pH a 7.0, después adicionar 15 g de agar puro (Agar Noble).

3) Esterilizar a 15 lb/15 min. Dejar enfriar, cuando el medio se encuentre a

50ºC aproximadamente, añadir la solución mineral estéril previamente

preparada (1 mL por L de medio) (Tabla 12).



Tabla 12 Solución mineral

Componente Cantidad

Agua destilada 1 L

Cloruro de calcio dihidratado MgCl2H2O 5.1 g

Cloruro de manganeso

monohidratado

MnCl2.H2O 0.66 g

Cloruro de sodio NaCl 1.0 g

Cloruro férrico sextahidratado FeCl3.6H2O 1.0 g

Cloruro de calcio dihidratado CaCl2.2H2O 0.1 g

Cloruro de cobre CuCl2 0.01 g

Cloruro de zinc ZnCl2 0.08 g

Cloruro de aluminio AlCl3 0.05 g

Acido bórico H3BO3 0.01 g

Molibdato de sodio dihidratado Na2MoO4.2H2O 0.04 g

4) Vaciar el medio en cajas de Petri en condiciones estériles, esperar a que

gelifique.

5) En un disco de papel filtro estéril impregnar el petróleo crudo ligero estéril

y colocarlo en la parte interna de la tapa de la caja Petri. El hidrocarburo

que se volatiliza servirá como fuente de carbono y energía.

6) Preparar la muestra de suelo y diluciones, e inocular cada caja como se

indica en la práctica 3.4. Incubar las cajas de forma invertida a la

temperatura que se considere óptima en función del suelo y la

localización del sitio.

7) Después de 5 días de incubación, proceder al conteo de colonias.



8) Para el cálculo final de unidades formadoras de colonias (UFC) se debe

considerar la dilución con que se inoculó la caja, la cantidad de inóculo

(0.1 ml) y la humedad de la muestra.

Resultados

⇒ Para realizar los cálculos de UFC/ g s.s. seguir el mismo procedimiento de

la práctica 3.4.

⇒ Reportar las correspondientes tablas de resultados.

Cuestionario

1. ¿Cuál es la aplicación de aislar bacterias hidrocarbonoclastas en un suelo

contaminado?

2. ¿Además de bacterias, existe otro tipo de organismo capaz de degradar

hidrocarburos? Explique

3. Investigue los mecanismos de degradación de hidrocarburos alifáticos y

aromáticos

Conclusiones

Concluya de acuerdo a los resultados obtenidos y los objetivos planteados,

máximo media cuartilla.



Referencias

1. Atlas, R.M. and Cerniglia, C. E. 1995. Bioremediation of petroleum

pollutants. BioScience. 45, 332–338.

2. Atlas, M.R., Horowitz, A., Krichevky, M., Bej, K.A. 1991. Response of

microbial population to environmental disturbance. Microbiol. Ecol., 22, 249–

256.

3. Bossert I., and Bartha R. 1984. The fate of petroleum in soil ecosystems. In:

Petroleum microbiology. Edited by R. M. Atlas, New York.

4. Bossert I. D. and Kosson D. S. 1996. Measurement of hydrocarbon

degradation in soils. In: Manual of environmental microbiology. Edited by C.

J. Hurst, G. R. Knudsen, M. J. McInerney, L. D. Stetzenbach, M. V. Walter.

American Society for Microbiology Press, p. 738-752.

5. Fernández, L.C., Rojas, N.G., Roldán, T.G., Ramírez, M.E., Zegarra, H.G.,

Uribe, R., Reyes, R.J., Flores, D., Arce, J.M. (2006) Manual de técnicas de

análisis de suelos aplicadas a la remediación de sitios contaminados. IMP,

SEMARNAT, INE. México.



7 ISOTERMA DE ADSORCIÓN DE UN CONTAMINANTE EN AGUA EN CARBÓN ACTIVADO

Objetivos

• El alumno estudiará la adsorción sobre el carbón activado de un soluto en

disolución acuosa.

• Determinar la relación existente de ácido acético adsorbido por carbón

activado y la concentración de equilibrio del ácido acético en la fase

acuosa.

• Determinar el área superficial del carbón vegetal (activado) aplicando las

isotermas de Freundlich, Langmuir y B.E.T.

Introducción La adsorción es un proceso por el cual los átomos en la superficie de un sólido,

atraen y retienen moléculas de otros compuestos. Estas fuerzas de atracción son

conocidas como “Fuerzas de Van Der Waals”.

Los experimentos sobre adsorción, que con más frecuencia se realizan, consisten

en la medida de la relación entre la cantidad de gas o líquido adsorbido, sobre una

determinada cantidad de adsorbente. Estas medidas se realizaran a una

temperatura constante y los resultados se representan gráficamente en las

llamadas Isotermas de Adsorción. Lo que se mide experimentalmente es el

volumen del líquido o gas adsorbido por una cantidad de adsorbente, o la

variación del peso que experimenta el adsorbente cuando ha estado en contacto

con el adsorbato.

Para cumplir con los objetivos previamente expuestos se realizará la parte

experimental de la cual se obtendrán los datos y valores correspondientes para la

realización de las gráficas de c/x vs. c, log v vs. log c y 1/v vs. 1/c.




• 3 Buretas

• 9 Matraces Erlenmeyer de 250 ml

• 6 Embudos

• 6 Tapones de vidrio

• Agitador de vidrio

• Termómetro

• Espátula

• Vasos precipitados

• Papel filtro

• Pipetas aforadas de 5 y 10 ml

• Agua Destilada

• Ácido Acético Glacial, CH3COOH

• Carbón Activado pulverizado

• Hidróxido de Sodio, NaOH 0.4 M

• Fenoftaleína

Metodología

1. Enumerar y etiquetar 6 matraces Erlenmeyer

2. Pesar cada matraz con su respectivo tapón

3. Prepara las buretas, una con ácido acético glacial y la otra con agua

destilada.

4. Colocar en cada erlenmeyer 2 g de carbón vegetal pulverizado.

5. Pesar nuevamente los matraces con el carbón

6. Adicionar a cada matraz erlenmeyer lo siguiente :

1: 100ml CH3COOH, al

2: 80ml CH3COOH, y 20 ml de H2O, al






6: 10ml CH3COOH, y 90 ml de H2O

7. Agitar los matraces por una hora

8. Anotar la temperatura ambiente

9. Filtrar cada solución en otro matraz seco

10. Anotar la temperatura en la mezcla en caso de que se torne transparente

debido al cambio de sistema heterogéneo en homogéneo.

11. Tomar una alícuota de 2.5 ml de los matraces #1 y #2, de 5ml para el #3 y

#4 y de 10 ml para el #5 y #6.

12. Titular cada alícuota con NaOH al 40%.

Resultados

⇒ Registrar los resultados obtenidos en la siguiente tabla:

Tabla 13 Gasto de NaOH en mililitros

Matraz Cantidad de carbón

activado (g)

NaOH gastado en

la titulación (ml)

1

2

3

4

5

6



⇒ Calcular y anotar los resultados en las siguientes tablas:

Tabla 14 Resultados en moles de CH3COOH

Matraz (mol/l) moles iniciales moles finales [CH3COOH]

1

2

3

4

5

6

Tabla 15 Resultados de la isoterma de adsorción

c/x 1/ v 1/ c log v log c

Cuestionario

1. ¿A qué se le denomina isoterma de adsorción?

2. ¿Qué aplicaciones tiene una isoterma de adsorción?

3. ¿Qué factores pueden afectar el comportamiento de la isoterma?

4. ¿Qué tipos de isotermas existen?

5. ¿Qué sugiere una isoterma de B.E.T?

6. ¿Qué sugiere una isoterma de Langmuir y una isoterma de Freundlich?



Conclusiones Concluir con respecto a los objetivos planteados y los resultados, máximo media

cuartilla.

Referencias:

1. LaGrega Michael D. Phillip L. Buckinghan, y Jeffrey C. Evans Gestión de

Residuos Tóxicos Vol. I y 1ª edición de Mc Graw Hill México, 1996, 642 p.

2. LaGrega Michael D. Phillip L. Buckinghan, y Jeffrey C. Evans Gestión de

Residuos Tóxicos Vol. II y 1ª edición de Mc Graw Hill México, 1996, 1316 p.

3. Tasker, I.R. Environmental Remediation. Editores G.F. Vandegrift, American

Chemical Society. E.U.A. 1992. 275 p.



8 IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE HIDROCARBUROS EN SUELOS CONTAMINADOS Objetivos

• El alumno determinará los hidrocarburos totales de petróleo presentes en

una muestra de suelo.

• El alumno explicará la importancia de la determinación de Hidrocarburos

Totales del Petróleo (HTP´s) en el análisis de suelos para la remediación el

mismo.

• El alumno comparará los resultados obtenidos con la NOM-138-SEMARNAT,

2003) para determinar si están dentro de los límites máximo permisibles.

Introducción Los derrames de hidrocarburos, por las sustancias que involucran, pueden poner

en peligro los lugares donde se producen, la integridad de los ecosistemas, así

como la preservación de los recursos naturales.

La restauración de suelos contaminados por derrames de hidrocarburos constituye

uno de los principales factores de incertidumbre sobre la efectividad de los

resultados de la remediación (NOM-138-SEMARNAT, 2003).

La determinación de los HTP´s se utiliza como material extractable hexano, para

muestras de lodo, sedimento y sólidos. Se usa para cuantificar concentraciones de

grasas y aceites en suelo, sedimentos, lodos y otros materiales sólidos.

Específicamente el método se emplea para extraer hidrocarburos no volátiles,

aceites y vegetales, grasas, lípidos biológicos, grasa animal, jabones, ceras y

materiales relacionados (Reyes y Salvador).



Desarrollo experimental Materiales, reactivos y equipo

• Matraz bola fondo plano de 250 ml

• Soxhlet

• Mantillas

• Hexano


• Desecador


• Recirculador de agua fría.


• Rotavapor

Metodología

1. Poner los matraces bola en la estufa por 24 h a 105°C para obtener el

peso constante.

2. Dejar enfriar por una hora en el desecador.

3. Pesar el matraz en la balanza analítica y registrar el peso.

4. Pesar los cartuchos de celulosa destinados.

5. Colocar en los cartuchos 10 g de suelo, previamente homogenizado y

10g de silicato de sodio anhidro.

6. Mezclar ambas sustancias y el cartucho se coloca en el soxlet.

7. Medir en una probeta 65 ml de hexano los cuales se procede a depositar

en el matraz bola, realizar este paso en la campana de extracción y con

mascarilla de seguridad.

8. Encender el recirculador de agua fría.

9. Conectar el soxhlet con el matraz y el refrigerante y encender la mantilla

de calentamiento.



10. Cubrir 80 ciclos de extracción, donde cada ciclo comprende el llenado

del soxhlet con el hexano que se condensa y vaciado de este mismo.

11. Al término de los 80 ciclos se procede a apagar la mantilla de

calentamiento y se deja enfriar el sistema aproximadamente 20 min.

12. Posteriormente desmontar el equipo y tomar el matraz con cuidado.

13. Conectar el matraz en el rotavapor para evaporar la mayoría del hexano.

14. Calentar aproximadamente 55°C a 35 rpm.

15. Cuando se consuma el hexano desmontar el matraz y meterlo a la

estufa por 2 h.

16. Dejar enfriar por una hora en el desecador.

17. Pesar y registrar el peso.

18. Por diferencia de peso se obtiene la cantidad de hidrocarburos

presentes en el suelo.

Resultados

Cálculo de Peso de Hidrocarburos totales del Petróleo. Peso final de matraz (g)- Peso inicial del matraz (g) = Peso del hidrocarburo

extraído.

Cálculo de peso del suelo seco (100-%Humedad) Peso de suelo húmedo (g) = Peso de suelo seco (g)

100

Cálculo de partes por millón de hidrocarburo Peso de hidrocarburo extraído (g) 1000 (mg) 1000 (gr) =

Peso de suelo sedo (g) 1(gr) 1 Kg

Tabla 16 Resultados de Hidrocarburos totales del Petróleo

HT SS ppm H

ppm de hidrocarburos (mg/kg)



Cuestionario

1. ¿Cuáles son las limitaciones de este método para determinar HTP´s en

suelo?

2. Mencione y explique brevemente otros métodos para determinar HTP´s?

3. Enliste las ventajas y las desventajas de los diferentes métodos para la

determinación de HTP´s.

4. ¿Qué efectos adversos pueden causar los hidrocarburos en suelos y aguas

subterráneas?

Conclusiones Concluya de acuerdo a los resultados obtenidos y los objetivos planteados,

máximo media cuartilla.

Referencias

1. Norma Oficial Mexicana NOM-138-SEMARNAT/SS-2003, Límites máximos

permisibles de hidrocarburos en suelos y las especificaciones para su

caracterización y remediación.

2. Reyes, D. y Salvador, E. Efecto de algunas variables sobre el consumo de

potencia y la eficiencia de lavado de un suelo contaminado por

hidrocarburos de petróleo.



9 PRUEBA DE BIODEGRADABILIDAD DE CONTAMINANTES AMBIENTALES ACTIVIDAD DESHIDROGENASA EN SUELOS

Objetivo El alumno determinará la actividad deshidrogenasa en diferentes muestras de

suelos.

Introducción Las deshidrogenasas son enzimas involucradas en todos los organismos vivos.

Estas enzimas, las cuales tienen un sitio activo marcadamente conservado, actúan

en muchas reacciones involucrando la transferencia de pares de electrones.

En reacciones catabólicas, por ejemplo en reacciones que involucran la

transformación de complejos o compuestos de alta energía para convertirlos en

compuestos más simples o de menor energía, las deshidrogenasas catalizan la

transferencia de pares de electrones de algún substrato a NAD+ formando NADH.

El NADH transfiere los electrones a otro compuesto sirviendo de este modo como

un intermediario que transfiere electrones. En reacciones anabólicas (lo contrario

a reacciones catabólicas), se forma NADP+. Dos átomos de hidrógeno se

“adhieren” para mantener el balance de cargas y son los electrones que están

siendo transferidos. Como las deshidrogenasas también toman parte en la

transferencia de electrones de organismos aerobios, la actividad de estas

enzimas es una medida de la respiración y al mismo tiempo de la actividad

metabólica general. Sin embargo, evidencia de lo apropiado que puede ser una

prueba de actividad de deshidrogenasa para evidenciar la actividad microbiana es

discutible. Se cree que las deshidrogenasas no son activas en suelo como



enzimas extracelulares (Skujins, 1967). El mecanismo de reacción está descrito a

continuación:

Tabla 17 Mecanismo de reacción de la enzima Deshidrogenasa

Coenzima +

NAD+

Substrato

R-CHOH-R’

Enzima

→

←

deshidrogenasa

coenzima hidrogenada +

NADH

Producto

R-CO-R’

2 electrones + NAD+

deshidrogenasa

NADH

2,3,5 Cloruro de

Trifeniltetrazolio

(TTC) + 2 electrones

deshidrogenasa

Trifenil

formazan (TPF)

El método más usado para un ensayo sobre actividad de deshidrogenasa es el

método de Casida (1964). Muchos otros métodos para ensayos de

deshidrogenasa en suelos pueden encontrarse en Tabatabai (1982). El ensayo de

Casida generalmente incluye incubar el suelo con un inhibidor de NAD+ como el

cloruro de 2,3,5 trifenil tetrazolio (TTC) recipientes cerrados para evitar la entrada

de oxígeno.

Si el suelo es fértil no es necesario agregar substrato para llevar a cabo el ensayo,

pero si el suelo no es muy fértil, como podría ser suelo del desierto, la adición de

algún compuesto orgánico ayuda a realizar el ensayo de actividad de la

deshidrogenasa.



Después de la incubación, extracciones con metanol o con mezclas de acetona y

cloroformo recuperan todo el TPF (Trifenil formazán) del suelo y éste se determina

por espectrofotometría a una longitud de onda de 485 nm. Previo al análisis, una

curva estándar de TPF se realiza en el espectrofotómetro para el intervalo de

concentraciones de TPF en suelo. La curva tiene un intervalo de concentraciones

de TPF de 0 a 30 µg/ml


• 24 g de suelo seco para cada tipo de suelo a usar.

• 1 tubo de plástico con tapa (para el blanco)

• 4 tubos de plástico con tapa por cada tipo de suelo.


• Espátulas

• Agua desionizada

• 1 ml 3% (w/v) TTC para cada tubo de plástico

• Pipeta de 1 ml

• Metanol

• Campana de extracción


• 1 embudo por cada tubo

• Papel filtro

• Matraces aforados de 25,50, 100,150 y 200 ml

• Matraces aforados y pipetas volumétricas para diluciones

• Pipeta de 5 ml

• Espectrofotómetro a λ=485 nm

• Recipientes para los desechos



Metodología PRIMERA ETAPA

1. Para cada suelo, pesar 6 g de suelo (en seco) y ponerlos en cada tubo. A

dos de los tubos, añadir 0.5 % de glucosa (base seca). Dos tubos no llevan

glucosa. Prepare un blanco sin añadir suelo. Esto resulta en 4 tubos para

cada tipo de suelo y un tubo como blanco.

2. Añadir 1 ml de 3% TTC y 2.5 ml de agua desionizada a cada tubo

incluyendo en blanco. Mezcle el líquido con el suelo con un agitador de

vidrio. Tapar cada tubo. Una pequeña porción de líquido sobresaldrá del

suelo en cada tubo. Incubar los tubos por una semana a 27°C.

SEGUNDA ETAPA

1. A cada tubo añadir 10 ml de metanol, agitar y transferir cuantitativamente a

través del embudo con papel filtro. Colectar el filtrado en un matraz

Erlenmeyer de 250 ml.

2. Lavar el tubo y el embudo conteniendo el suelo con dos porciones más de

10 ml de metanol hasta que el filtrado esté libre de color rojo.

Cuantitativamente, transfiera el contenido del filtrado a un matraz aforado

de tamaño adecuado y diluya hasta la marca con metanol. Anote el

volumen total del extracto incluyendo el volumen de metanol que se añadió

para llegar a la marca del matraz aforado. Repita el procedimiento con cada

muestra.

3. Transfiera 5 ml de cada muestra a una celda de espectrofotómetro y

registre el valor de la transmitancia (como %T) de cada muestra a λ de 485



nm usando su blanco como cero. Convierta los valores a absorbancia.

Enjuague la celda con 1 o 2 ml de metanol entre cada lectura.

4. Para llevar a cabo los cálculos de esta práctica se usará la siguiente

ecuación derivada de realizar la curva estándar de TPF en el

espectrofotómetro. X = (A – 0.00629)/(0.0415), para la cual el coeficiente

de correlación r2 = 1.000. Donde A es la absorbancia obtenida en el

espectrofotómetro, X = la concentración de TPF en la solución analizada en

el espectrofotómetro en µg/mL. La curva estándar fue realizada en el

siguiente intervalo de concentraciones de TPF (µg /mL): 0.00 a 30.

Resultados

⇒ Exprese sus resultados como g TPF /g suelo seco. Reporte el promedio de

los duplicados.

⇒ Presente sus datos en una tabla mostrando los valores de cada suelo por

tratamiento.

Cuestionario

1. Reporte la actividad de la deshidrogenasa para cada uno de los suelos para los

diferentes tratamientos (con y sin glucosa).

2. ¿Qué es la enzima deshidrogenasa?

3. ¿Cómo se vieron influenciados los resultados con la glucosa? ¿Cuál podría ser

el resultado usando otro tipo de compuesto orgánico? ¿Qué función desempeña la

glucosa o el compuesto orgánico en este caso?

4. ¿Cómo se ven afectados los resultados por el tipo de suelo?

5. ¿Es posible que las enzimas existan en el suelo fuera de los microorganismos?

6. ¿Cómo interpretaría sus resultados en vista de que se utilizó glucosa para el

suelo? ¿La glucosa es un suplemento adecuado para determinar la actividad de la

deshidrogenasa in situ?



7. ¿Cuáles son algunos de los errores que pudieron haber ocurrido en este

análisis?

Conclusiones Concluir con respecto a los objetivos y los resultados obtenidos, máximo media

cuartilla.

Referencias

1. Casida, L.E. Jr. (1977). Microbial metabolic activity in soil as measured by

dehydrogenase determination. Applied and Environmental Microbiology. 34,

630-636.

2. Casida, L. E., Jr., Klein, D.A., and Santoro, T. (1964). Soil dehydrogenase

activity. Soil Science. 98, 371-376.

3. Klein, D.A., Loh, T.C. and Goulding, R.L. (1971) A rapid procedure to

evaluate the dehydrogenase activity of soils low in organic matter. Soil

Biology and Biochemistry. 3, 385-387.

4. Skujins, J.J. (1967) Enzymes in soil. Soil Biochemistry. Mc Laren, A.D.,

Peterson, G.H., editors. 371-414. Marcel Dekker, New York.

5. Tabatabai, M.a. (1982). Soil enzymes. Pp. 903-947 in: Methods of Soil

Analysis, Part 2: Chemical and Microbiological Properties. 2nd edition.

Page, A.L., editor American Society of Agronomy, Inc., Soil Science Society

of America, Inc., Madison.



10 TRATAMIENTO EX SITU DE UN SITIO CONTAMINADO PROPUESTA DE REMEDIACIÓN DE UN SITIO CONTAMINADO

Objetivo

El alumno realizará una propuesta de tecnología de remediación de un sitio

contaminado de acuerdo a los resultados obtenidos de la caracterización del suelo

a lo largo del curso de remediación de suelos.

Introducción

La Ley General para la Prevención y Gestión integral de los Residuos define a la

remediación como un conjunto de medidas a las que se someten los sitios

contaminados para eliminar o reducir los contaminantes hasta un nivel seguro

para la salud y el ambiente o prevenir su dispersión en el ambiente sin

modificarlos.

En México existe actualmente una gran cantidad de sitios contaminados con

diferentes tipos de compuestos, tanto orgánicos como inorgánicos, debido

principalmente a las actividades de la industria minera y petroquímica, además de

la disposición clandestina y derrames de residuos peligrosos. Antes de considerar

el uso de una tecnología de remediación para un sitio en particular, es

indispensable contar con información del sitio y llevar a cabo su caracterización,

así como la del contaminante a tratar. Posteriormente, la tecnología puede

elegirse con base en sus costos y a la disponibilidad de materiales y equipo para

realizar el tratamiento (Suárez y Ramírez, 2006).



En la actualidad existe una gran variedad de tecnologías de remediación

disponibles para aplicar de acuerdo a la naturaleza del contaminante y las

características del suelo, tales como métodos físicos, químicos, biológicos y

térmicos, los cuales pueden ser in-situ, ex-situ u on-site.

Para la selección adecuada de una tecnología de remediación con buenas

perspectivas de éxito, es indispensable considerar tanto las propiedades del

contaminante como las del sitio contaminado. En general, dentro de los factores a

considerar se encuentran los siguientes: (i) procesos químicos (reacciones de

hidrólisis, oxidación, reducción, fotólisis); (ii) procesos físicos o de transporte

(sorción, advección, dispersión, difusión) (Volke y Velasco, 2002)


• Resultados de las prácticas 2-4 (caracterización del suelo)

• Información referenciada

Metodología

1. Asignar a cada equipo un contaminante problema. Se recomienda sean los

principales contaminantes con los que se presenta el mayor número de

casos en México, tales como petróleo y sus derivados, metales pesados,

agroquímicos, entre otros.

2. De acuerdo a los resultados obtenidos de la caracterización del suelo

(llevada a cabo en las prácticas 2-4, realizar una propuesta para la

remediación del suelo caracterizado si se encontrara contaminado con el

compuesto asignado.



Resultados

Entregar por escrito un reporte que contenga los siguientes puntos:

⇒ Introducción (fuentes de contaminación, características del contaminante)

⇒ Antecedentes (sitios en México contaminados por el compuesto asignado,

tecnologías de remediación aplicadas históricamente al tipo de

contaminante asignado)

⇒ Tabla resumen con resultados de caracterización del suelo, incluyendo los

datos de sólidos volátiles (como carbono), pH, humedad, conductividad,

permeabilidad, textura, cuenta de microorganismos viables (hongos y

bacterias)

⇒ Análisis de resultados (señalar las posibles interacciones de las

características obtenidas del suelo y el tipo de contaminante, considerando

fenómenos como adsorción, lixiviación, etc.)

⇒ Tecnología de remediación propuesta (justificar la tecnología elegida desde

el punto de vista técnico, económico, ambiental, social, legal y destacar las

ventajas respecto a otras tecnologías que podrían ser aplicadas)

Cuestionario 1. ¿Cuáles son los criterios que deben considerarse para seleccionar una

tecnología de remediación de un sitio contaminado?

2. ¿Por qué es importante la etapa de caracterización del suelo antes de

aplicar un tratamiento de remediación?

Conclusiones Concluir con respecto a los objetivos y los resultados obtenidos, máximo media

cuartilla.



Referencias

1. Ley General para la Prevención y Gestión Integral de los Residuos

(LGPGIR) 2006. México.

2. Suárez-Herrera, M.A. y Ramírez-Lara, E. (2006) Tecnologías utilizadas en

la remediación de sitios contaminados. Revista salud pública y nutrición.

Edición Especial No. 11. II Congreso de Ciencias Farmacéuticas de la

Conferencia Hispanoamericana de Facultades de Farmacia (COHIFFA) y el

VIII Congreso Regional de Químicos Fármaco Biólogos. México.

3. Volke-Sepulveda, T. y Velasco-Trejo, J.A. 2002. Tecnologías de



México.



11 ENSAYO TÓXICO DE UN SUELO CONTAMINADO ANTES Y DESPUÉS DEL TRATAMIENTO

Objetivo

El alumno evaluará la toxicidad de un suelo a través del cultivo de semillas de

lechuga para conocer el efecto de pesticidas u otros compuestos tóxicos

empleados en la muestra de suelo.

Introducción

El bioensayo de toxicidad con semillas de lechuga (Lactuca sativa L) es una

prueba estática de toxicidad aguda (120 h de exposición) en la que se pueden

evaluar los efectos fitotóxicos de compuestos puros o de mezclas complejas en el

proceso de germinación de las semillas y en el desarrollo de las plántulas durante

los primeros días de crecimiento. Como puntos finales para la evaluación de los

efectos fitotóxicos, se determina la inhibición en la germinación y la inhibición en la

elongación de la radícula y del hipocotilo. Es importante destacar que durante el

periodo de germinación y los primeros días de desarrollo de la plántula ocurren

numerosos procesos fisiológicos en los que la presencia de una sustancia tóxica

puede interferir alterando la supervivencia y el desarrollo normal de la planta,

siendo por lo tanto una etapa de gran sensibilidad frente a factores externos

adversos. Por otra parte, muchas de las reacciones y procesos involucrados son

generales para la gran mayoría de las semillas, por lo que la respuesta de esta

especie y los datos obtenidos a partir de la aplicación de esta prueba son en gran

medida representativos de los efectos en semillas o plántulas en general. El éxito

o aptitud de una plántula para establecerse en un ambiente determinado es

relevante para garantizar la supervivencia de la especie. La evaluación del

desarrollo de la radícula y del hipocotilo constituyen indicadores representativos

para determinar la capacidad de establecimiento y desarrollo de la planta.



A diferencia de la prueba tradicional de germinación de semillas, la evaluación del

efecto en la elongación de la radícula y del hipocotilo de las plántulas permite

ponderar el efecto tóxico de compuestos solubles presentes en niveles de

concentración tan bajos que no son suficientes para inhibir la germinación, pero

que sin embargo pueden retardar o inhibir completamente los procesos de

elongación de la radícula o del hipocotilo, dependiendo ello del modo y sitio de

acción del compuesto. De esta manera, la inhibición en la elongación de la

radícula e hipocotilo constituyen indicadores subletales muy sensibles para la

evaluación de efectos biológicos en vegetales, aportando información

complementaria a la proporcionada al estudiar el efecto en la germinación. Este

ensayo puede ser aplicado para la evaluación de la toxicidad de compuestos

puros solubles, de aguas superficiales (lagos, ríos), aguas subterráneas, aguas

para consumo humano, aguas residuales domésticas e industriales, además de

lixiviados de suelos, sedimentos, lodos u otras matrices sólidas (Bowers et al.,

1997; Cheung et al., 1989; Dutka, 1989). A diferencia de otras pruebas en las que

se consideran algas o plantas acuáticas sumergidas como organismo diagnóstico,

el bioensayo con semillas permite evaluar la fitotoxicidad de muestras coloreadas

o con elevada turbiedad de manera directa y sin necesidad de filtración previa,

reduciéndose así las interferencias debidas al pre-tratamiento, además de

simplificar el procedimiento de prueba efectivamente.

Este bioensayo de toxicidad ha sido recomendado y aplicado por diferentes

organismos de protección ambiental para la evaluación ecotoxicológica de

muestras ambientales y compuestos puros, además de la evaluación del efecto

fitotóxico de plaguicidas sobre especies no blanco necesarios para el registro de

pesticidas(OECD, 1984; Wang, W. 1987; US EPA, 1989; Boutin et al., 1993).




• Material biológico: semillas de lechuga (Lactuca sativa L var. mantecosa).

• Agua dura reconstituida (APHA, 1992). Para su preparación se recomienda

utilizar reactivos Grado ACS y agua destilada en vidrio o Millipore Supera Q.

• Cápsulas de Petri de 100 mm de diámetro.

• Papel de filtro Whatman núm. 3 (o equivalente), 90 mm de diámetro. El

papel de filtro que se seleccione como sustrato de germinación debe tener

las siguientes características:

a) Trama amplia y porosa que asegure una buena capacidad de retención de

líquido.

b) Resistencia de la fibra del papel para que las radículas crezcan por su

superficie sin atravesarlo, situación que dificultaría la remoción de las

plántulas sin dañarlas.

c) Ausencia de residuos tóxicos (ej. blanqueadores).

d) Que no promueva el desarrollo de hongos (no asociados a las semillas).

• Matraces aforados de 50 mL.

• Pipetas volumétricas de 1, 2, 5 y 10 mL.

• Regla u otro elemento de medición.

• Pinzas.

• Toallas de papel.

• Bolsas de plástico.

• Cámara oscura termostatizada (22± 2 °C).

Obtención, control y conservación de las semillas

• La obtención de semillas de lechuga (L. sativa L var. mantecosa) se realiza

en semillerías locales, procurando que sean semillas sin curar (sin

fungicidas o plaguicidas).



• Las semillas seleccionadas se almacenan fraccionadas a 4 °C, en

oscuridad y en ambiente seco. Conservadas en estas condiciones

mantienen su vigor al menos durante dos años. Un indicador de la

reducción de la vitalidad y envejecimiento de las semillas es la reducción en

el poder germinativo y el aumento en la variabilidad de las medidas de

elongación de radícula e hipocotilo en el control negativo. En este caso se

recomienda realizar las pruebas de toxicidad utilizando un nuevo lote de

semillas.

Preparación de las diluciones

• Para realizar una curva dosis-respuesta se recomienda preparar un mínimo

de cinco o seis diluciones de la muestra o compuesto a estudiar, de manera

que se obtengan valores de toxicidad intermedios entre el 100 y 0%.

• Para las muestras ambientales se recomienda el uso de un factor de

dilución de 0.3 o 0.5 para la preparación de la serie de diferentes

concentraciones. El uso de un factor de 0.3 permite evaluar la toxicidad

considerando el intervalo entre el 100 y 1% de la muestra realizando cinco

diluciones (100, 30, 10, 3 y 1%).

• Al aplicar un factor de dilución de 0.5, es necesario utilizar mayor número

de diluciones para abarcar el mismo intervalo de concentraciones (100, 50,

25, 12, 6, 3 y 1,5%), pero se obtiene mayor precisión en los resultados.

• Para la preparación de cada dilución se utiliza agua dura reconstituida (es

posible el uso de agua mineral dura para consumo humano), realizando el

control negativo con el agua de dilución empleada.

• Para el caso de las muestras cuya toxicidad es desconocida, previo a la

realización de la prueba definitiva, se sugiere hacer una prueba presuntiva

(ensayo preliminar) utilizando diluciones logarítmicas (100; 10; 1; 0.1; 0.01)

que permitan establecer el intervalo de concentración conveniente para

obtener valores de efecto entre 100 y 0% necesarios para calcular la CI50.



• Con el fin de controlar la sensibilidad de las semillas, simultáneamente a la

evaluación de la toxicidad de una muestra debe realizarse un control

positivo, utilizando, por ejemplo, una sal de Zn (II) como tóxico de

referencia. La concentración de prueba de este control es la

correspondiente a la CI50 para el lote de semillas en uso.

Protocolo de ensayo

En la Figura 7 se resume el procedimiento del ensayo de toxicidad aguda con

semillas:

1. Colocar en cada caja de Petri un disco de papel de filtro.

2. Marcar correctamente cada caja con la dilución correspondiente, así como

la fecha y hora de inicio y término del bioensayo.

3. Saturar el papel de filtro con 4 o 5 mL de la dilución evitando que se formen

bolsas de aire.



Figura 7 Resumen de las condiciones recomendadas para las pruebas de toxicidad con Lactuca savita L.



1 Tipo de ensayo Eslático 2 Temperatura 22± 2 °C 3 Calidad de luz Oscuridad 4 Volumen de solución de prueba 4 mL 5 Agua de dilución Agua dura reconstituida 6 Número de semillas por réplica Veinte 7 Número de rélicas Tres 8 Duración de la prueba 120 h 9 Efecto medido Inhibición en elongación

de la radicula e hipocotilo. Inhibición en la germinación

10 Resultado final CE50 o Cl50 0% inhibición

11 Aceptabilidad de los resultados Germinación > 90% Control positivo y negativo de acuerdo con los valores: admitidos en las cartas control

12 Control positivo Zn (II)

4. Con la ayuda de una pinza, colocar cuidadosamente veinte semillas,

dejando espacio suficiente entre ellas para permitir la elongación de las

raíces.

5. Tapar las cajas y colocarlas en bolsas plásticas para evitar la pérdida de

humedad. Dado que algunas variedades de semillas de lechuga requieren

oscuridad para que se produzca la germinación (semillas fotoblásticas

negativas), las cajas de Petri deben cubrirse de la luz inmediatamente

después de colocarlas en las cápsulas y durante el periodo de ensayo.

Incubar durante 120 h (cinco días) a una temperatura de 22± 2 °C.

6. Realizar repeticiones para cada dilución ensayada.



Medida de los puntos finales de evaluación de la fitotoxicidad

1. Cada punto final se evalúa comparando el efecto generado en los

organismos expuestos a la muestra con respecto a la respuesta en los

organismos del control negativo sujetos a las mismas condiciones de

ensayo, excepto por la ausencia de muestra.

2. Terminado el periodo de exposición (120 h), se procede a cuantificar el

efecto en la germinación y en la elongación de la radícula y del hipocotilo.

Efecto en la germinación

1. Registrar el número de semillas que germinaron normalmente,

considerando como criterio de germinación la aparición visible de la

radícula.

Efecto en la elongación de la radícula e hipocotilo

1. Utilizando una regla o papel milimétrico, medir cuidadosamente la longitud

de la radícula y del hipocotilo de cada una de las plántulas

correspondientes a cada concentración de tóxico o dilución de muestra y

a los controles. La medida de elongación de la radícula se considera

desde el nudo (región más engrosada de transición entre la radícula y el

hipocotilo) hasta el ápice radicular. La medida de elongación del hipocotilo

se considera desde el nudo hasta el sitio de inserción de los dos

cotiledones. En la Figura 8 y Figura 9 se muestra los distintos estadios de

la semilla durante la prueba de germinación y elongación.



Figura 8 Esquema de L. sativa al finalizar el periodo de exposición

Figura 9 Estadios por los que atraviesa la semilla durante el ensayo de germinación y elongación.

2. Antes de retirar las plántulas de las cápsulas de Petri para evaluar el

efecto en los puntos finales anteriormente mencionados, es importante

realizar una observación detallada del estado general de las mismas y del

crecimiento de la radícula sobre el papel de filtro. Informar cualquier

indicador de fitotoxicidad o de crecimiento anormal en las plántulas

tratadas y en los controles (ápices radiculares con necrosis, pelos

absorbentes poco desarrollados, radículas con crecimiento ensortijado,

necrosis en los cotiledones, etcétera).

3. La necrosis (presencia de tejido muerto) se evidencia como manchas

localizadas de coloración parda, blanca o marrón.

4. Al evaluar el efecto en la germinación, consignar además aquellas

semillas con germinación anormal (emergencia de cotiledones o

cotiledones e hipocotilo solamente, pero sin emergencia de la radícula) o

con desarrollo de hongos.



Un procedimiento factible de realizar para facilitar la medición de la radícula e

hipocotilo, es proceder a congelar las cajas de Petri correspondientes a todos los

tratamientos y descongelarlas a medida que se van midiendo (no conservar el

material luego de ser descongelado). De esta manera, las plántulas

descongeladas adquieren una consistencia blanda, favoreciendo la medición. Si

se procede a evaluar el efecto sobre las plantas descongeladas es importante

proceder de igual manera con todas las réplicas de la prueba. Este procedimiento

reduce la variabilidad en las medidas, principalmente cuando el crecimiento de las

radículas es ensortijado o no es parejo. Por otro lado, antes de congelar el

material se debe realizar previamente la observación general de efectos fitotóxicos

en las plantas vivas al finalizar el periodo de exposición.

Control de calidad de la prueba

El ensayo deberá repetirse en caso de que los controles presenten:

En el control negativo:

Porcentaje de germinación inferior al 90%.

Alta variabilidad en la elongación de la radícula (CV>30%).

En el control positivo:

1. Porcentaje de germinación inferior al 90%.

2. Variación de la sensibilidad de las semillas fuera de lo permitido por las cartas

control. (Posibles interferencias en el proceso normal de germinación o

desarrollo de las plántulas en los controles)

3. Toxicidad del sustrato: cuando se reemplaza el papel utilizado por otras

marcas más económicas o se utiliza papel de filtro cualitativo en planchas, hay

que tener en cuenta los posibles efectos tóxicos del papel. Si se han tenido

buenos resultados con una marca o calidad determinada de papel, es

conveniente no variar el sustrato de ensayo.

4. Suciedad de las cápsulas: si no es posible utilizar material descartable, es

importante asegurar un enjuague minucioso del material para evitar la

presencia de residuos de detergente u otra solución de limpieza.



5. Exceso de agua o de muestra utilizada para embeber el papel; esto determina

una baja disponibilidad de oxígeno necesario para el normal desarrollo del

proceso de germinación.

6. El papel de filtro utilizado como sustrato de germinación de las semillas debe

estar bien mojado, con sobrante de líquido para evitar la desecación, pero en

ningún caso las semillas deben quedar sumergidas.

7. Déficit hídrico durante el periodo de exposición: se recomienda envolver las

cajas con una bolsa plástica para evitar que el papel de filtro de las mismas

pierda agua durante el ensayo.

8. Si se está experimentando con compuestos volátiles, no deben colocarse en

una misma bolsa cápsulas que correspondan a diferentes concentraciones de

ensayo. También se puede colocar dentro de la cámara de cultivo un

recipiente con agua para generar un ambiente húmedo, reduciendo así la

evaporación.

9. Hay que tener en cuenta que la pérdida de humedad de las cápsulas genera

una concentración del tóxico cuya toxicidad estamos evaluando y, por lo tanto,

las conclusiones a las que arribaremos serán erróneas.

10. Exposición a la luz durante el proceso de imbibición: inmediatamente después

de colocar las semillas sobre el papel de filtro, se recomienda tapar y envolver

las cajas de Petri cubriéndolas de la luz (para el caso de semillas fotoblásticas

negativas).

11. Temperatura de ensayo: las semillas de L. sativa expuestas a una temperatura

superior (apenas unos grados) a la óptima para la germinación, no germinarán

aunque se les coloque posteriormente a temperaturas inferiores

(termodormancia o dormancia inducida por la temperatura).



Resultados

Realizar los siguientes cálculos:

1. Promedio y desviación estándar de la elongación de la radícula y del

hipocotilo de las plántulas de cada repetición.

2. Porcentaje de inhibición del crecimiento de la radícula y del hipocotilo, con

el promedio de elongación para cada dilución respecto del promedio de

elongación del control negativo.

3. Porcentaje de inhibición en la germinación.

4. Elaborar la gráfica dosis-respuesta colocando en la ordenada el porcentaje

de inhibición y en la abscisa, la concentración. Mediante un método gráfico

o el uso de programas estadísticos, calcular la concentración que produce

el 50% de inhibición (CI50/CE50) para cada punto final evaluado. Para el

caso de muestras en donde la inhibición es inferior al 50%, o para

determinar el valor correspondiente al NOEC o LOEC, se realiza el análisis

de comparación de medias (t Student, Dunnett) para verificar la

significancia estadística en el porcentaje de efecto.

Reportar de acuerdo a las siguientes observaciones:

1. Los efectos cuantificados sobre la elongación de la radícula o del hipocotilo

son efectos subletales.

2. La inhibición en la germinación podría considerarse como un efecto letal,

siempre y cuando podamos corroborar que finalizada la exposición a una

muestra las semillas no germinaron por muerte del embrión, y que no existe

simplemente un retraso en el proceso de germinación, manteniéndose la

viabilidad de la semilla.

3. Al evaluar la fitotoxicidad de muestras ambientales complejas o con

compuestos volátiles, en algunos casos se ha observado que al finalizar el

periodo de exposición, la inhibición en la germinación es elevada, pero si se

extiende el periodo de ensayo, sin renovar la exposición a la muestra, las

semillas comienzan a germinar.



4. La vitalidad de las semillas que no han germinado es posible verificarla

mediante la prueba de tetrazolium para viabilidad (Ellis et al., 1985),

pudiendo de esta manera asignarle con certeza a la inhibición de la

germinación, el valor e importancia de un efecto letal. No obstante esto, la

inhibición en la germinación registrada al finalizar la prueba, se considera

fitotoxicidad, aunque el efecto en la germinación sea reversible.

5. Otro aspecto a considerar es el mayor desarrollo en la elongación de la

radícula o el hipocotilo en algunas muestras con respecto al control. La

exaltación en un punto final u hormesis no debe ser interpretada como un

efecto favorable o estimulante. Si bien es posible que muchos compuestos

(ej.: Cu, Zn) a bajas concentraciones produzcan exaltación por ser

micronutrientes vegetales, esta respuesta debe ser evaluada de manera

conjunta con los efectos registrados en otras pruebas.

6. En la aplicación de la prueba con semillas a muestras ambientales,

conjuntamente con otros organismos como parte de una batería, se ha

detectado en diferentes ocasiones que la exaltación en la respuesta en el

hipocotilo y/o radícula se corresponde con toxicidad frente a otros ensayos

de la batería.

Cuestionario

1.- Mencione algunas de las aplicaciones que tiene esta prueba e incluya algunas

ventajas y desventajas del ensayo.

2.- ¿Qué otras pruebas de toxicidad se utilizan comúnmente?

3.- ¿Al final del ensayo que información valiosa se obtiene y en qué puede

aplicarse?.

4.- ¿Principalmente para qué tipo de contaminantes está indicado este ensayo?.



Referencias

1. APHA-AEEA-WPCF, 1992, Métodos normalizados para el análisis de aguas

potables y residuales, Editorial Díaz de Santos, S.A., Madrid, 1576 pp.

2. Bowers, N., Pratt, J.R., Beeson D. & Lewis M., 1997, "Comparative Evaluation

of Soil Toxicity using Lettuce Seeds and Soil Ciliates", Environmental Toxicology

and Chemistry 16 (2), 207-213.

3. Cheung, Y.H., Wong, M.H. & Tam, N.F.Y.; 1989, "Root and Shoot Elongation as

an Assessment of Heavy Metal Toxicity" and "Zn Equivalent Value' of Edible

Crops", Hydrobiologia 188/189, 377-383.

4. Dutka, B., 1989, Short-Term Root Elongation Toxicity Bioassay. Methods for

Toxicological Analysis of Waters, Wastewaters and Sediments, National Water

Research Institute (NWRI), Environment Canada.

5. Ellis, R.H., Hong, T.D. & Roberts, E.H., 1985, Handbook of Seed Technology

for Genebanks, Vol.1 Principles and Methodology, International Board of Plant

Genetic Resources, Rome, 210 pp.

6. Organization for Economic Cooperation and Development, 1984, Terrestrial

Plants: Growth Test. Guideline for Testing of Chemicals N °208, OECD

Publications Service, Paris.

7. US EPA, 1989, Protocols for Short Term Toxicity Screening of Hazardous

Waste Sites, US Environmental Protection Agency, 600/3-88/029, Corvallis.

8. Wang, W., 1987, "Root Elongation Method for Toxicity Testing of Organic an

Inorganic Pollutants","Environmental Toxicology & Chemistry 6, 409-414.



ANEXO I PRÁCTICA 2. DETERMINACIÓN TEXTURAL DEL SUELO

• Solución de meta silicato de sodio al 5%. Pesar 5 g de meta silicato de

sodio monohidratado (Na2SiO3⋅9H2O), disolverlo en agua destilada y aforar

a 100 ml.

• Solución de oxalato de sodio al 5%. Pesar 5 g de oxalato de sodio

((COONa)2), disolverlo en agua destilada y aforar a 100 ml.

• Solución de peróxido de hidrógeno al 10%. Diluir 33 ml de peróxido de

hidrógeno concentrado (H2O2) hasta completar un volumen de 100 ml con

agua destilada. Esta solución debe ser conservada en refrigeración.

• Solución de ácido clorhídrico diluido. Diluir 20 ml de ácido clorhídrico

concentrado (HCl) hasta completar un volumen de 100 ml con agua

destilada.

• Solución de hexametafosfato de sodio ((NaPO3)6) al 10%. Pesar 10 g del

reactivo y diluirlo en 100 ml de agua destilada.

PRÁCTICA 3.1 DETERMINACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA DEL SUELO

• Solución de dicromato de potasio. Pesar 49.04 g (previamente seco 105°C,

3 h) en 1 l de agua

• FeSO4 0.5 N. Pesar 139 g (FeSO4·7H2O) en 500 ml de agua y 45 ml H2SO4,

enfriar y aforar a 1 l con agua.

• Solución indicadora. Disolver 0.5 g de difenilamina en 20 ml de agua

destilada + 100 ml H2SO4 concentrado



PRÁCTICA 3.3 DETERMINACIÓN DE FÓSFORO ASIMILABLE DEL SUELO

• Solución madre de NH4F 1 N. 37 g de NH4F en agua destilada y aforar a 1 l.

guardar en un recipiente de polipropileno.

• Ácido clorhídrico 0.5 N. Diluir 20.2 ml de HCl concentrado en 0.5 l de agua

• Solución extractora. Agregar 460 ml de agua a 15 ml de solución madre de

NH4F y 25 ml de HCl 0.5 N. Almacenar en recipiente de polipropileno. Se

conserva hasta por un año.

• Ácido clorhídrico 10 N. Disolver 404 ml HCl concentrado hasta completar

500 ml con agua destilada

• Solución molibdato de amonio-HCl. Disolver 15 g de molibdato de amonio

tetrahidratado en 350 ml de agua destilada. Añadir lentamente y con

agitación constante 300 ml de HCl 10 N. Enfriar a temperatura ambiente y

aforar a 1 l con agua destilada. Guardar en frasco ámbar con tapón

esmerilado. Debe prepararse cada 2 meses.

• Solución madre de SnCl2. Pesar 5 g de SnCl2·2H2O y disolver en 12.5 ml de

HCl concentrado. Calentar en baño María hasta completa disolución.

Guardar en frasco ámbar con tapón esmerilado y en refrigeración. Dura 6

semanas.

• Solución SnCl2 diluida. Agregar 0.1 ml de solución madre de SnCl2 a 33 ml

de agua destilada. Preparar cada 4 h.

• Solución tipo fosfatos. Pesar 0.4389 g de KH2PO4. Disolver en agua

destilada y aforar a 1 l. Concentración 100 mg/ml (cada ml tiene 100 ppm)

PRÁCTICA 6. AISLAMIENTO DE BACTERIAS HIDROCARBONOCLASTAS

• Solución mineral (Tabla 12). Disolver en un litro de agua destilada cada uno

de los componentes de la Tabla 8 y esterilizar por filtración.

• Petróleo crudo ligero estéril. Esterilizar el petróleo crudo 3 veces a 110oC

durante 1 h, dejando entre cada esterilización un día a temperatura

ambiente.



• Solución de hidrocarburos puros: hacer una solución del hidrocarburo de

interés (ej, fenantreno, dibenzotiofeno, eicosano, antraceno, etc.) en hexano

en una concentración de 1 g L-1. El petróleo crudo o hidrocarburo utilizado

para este método debe ser ligero (volátil), ya que el acceso de esta fuente

de carbono y energía es a través de los vapores que se generen de ella.

ANEXO 2

PRÁCTICA 5. REMEDIACIÓN DE UN SUELO HIPERSALINO

Consultar el manual de Técnicas de análisis de suelos para las siguientes

determinaciones:

Determinación de sulfatos

Manual de Técnicas de análisis de suelos, Capitulo 4. Análisis físicos y químicos

en suelo, pp. 29-33, www.ine.gob.mx/publicaciones/libros/509/analisis.pdf

Determinación de Ca, Mg, Na, K Manual de Técnicas de análisis de suelos, Capitulo 4. Análisis físicos y químicos

en suelo, pp. 51-62, www.ine.gob.mx/publicaciones/libros/509/analisis.pdf

Determinación de cloruros (Mohr). Volumetría de precipitación

La determinación de cloruros por este método se basa en las distintas

solubilidades del AgCl y el Ag2CrO4.



Metodología

PREPARACIÓN DE LA MUESTRA:

1. Se toma una muestra de tierra de 10 g pesada exactamente en balanza

analítica.

2. Se trata con agua fría, previamente hervida, en la cual se disolverán los

cloruros.

3. Se filtra y se lava repetidas veces levando la disolución de un volumen de

200ml.

MÉTODO DE ANÁLISIS

1. Se toma con pipeta una muestra de 50ml. de la disolución de los cloruros,

se pone en un matraz Erlenmeyer de 250ml.

2. Se ajusta el pH entre 7 y 8.3 con CaCO3 ó CH3COOH, según convenga.

3. Añadir 5 ó 6 gotas de indicador (cromato potásico), y valorar con la

disolución de Ag NO3 0,001N hasta la aparición de precipitado rojo. El punto

final se observa mejor con luz difusa.

Cálculos

Cl- en ppm = V x N x 35,5 x

Donde: V y N, el volumen en ml. de Ag NO3 consumido en la valoración y la

concentración del mismo, respectivamente.

Cl en ppm = 0,1 x 0,5 x 35,5 x



Determinación de Carbonatos y Bicarbonatos. PREPARACION DE LA MUESTRA.

1. Se toma una muestra de tierra de 10 g pesada exactamente en balanza

analítica.

2. Se filtra y se lava con agua repetidas veces llevando la disolución a un volumen

de 200 ml.

3. Cuando se le agrega a la muestra de agua de lavado indicador de fenolftaleína

y aparece un color rosa, esto indica que la muestra tiene un pH mayor que 8.3 y

es indicativo de la presencia de carbonatos.

4. Se procede a titular con HCl valorado, hasta que el color rosa cambie a incoloro,

con esto, se titula la mitad del CO3-2.

5. En seguida se agregan unas gotas de indicador de azul de bromofenol,

apareciendo una coloración azul y se continúa titulando con HCl hasta la aparición

una coloración azul y se continúa titulando con HCl hasta la aparición de una

coloración verde. Con esto, se titula los bicarbonatos (HCO3-) y la mitad restante

de los carbonatos (CO3-2).


• Matraz Erlenmeyer

• 5 jeringas de insulina

• 15 tubos de ensaye

• Gradilla

• Fenolftaleína

• HCl 0.01N

• Bromo fenol

• Agua




Metodología 1. Se colocan 5 ml de muestra de agua en un matraz Erlenmeyer de 125 ml.

2. Se agregan 3 gotas de indicador fenolftaleína al 0.25%.

3. Se calcula CO3=.

4. Se agregan 3 gotas de azul de bromo fenol 0.04% al mismo matraz apareciendo

un color azul.

5. Se continua titulando con HCl 0.01N hasta la aparición de un color azul.

6. Se continua titulando con HCl 0.01N hasta la aparición de un color verde.

7. Se calcula HCO3.

Cálculos meq / l de HCO3 = T x N x 1000/ ml de muestra Donde: T = ml. de HCl gastados en dos titulaciones.

V = ml. Gastados en la primera titulación.

N = Normalidad de HCl

Referencias Contreras C. D., Fuentes. D. N., Sauco. M. C. (2004) Análisis y determinación de

la composición de un suelo.

http://www.ubu.es/investig/aulavirtual/trabajos_06/Analisis_y_determinacion_comp

osicion_suelo.pdf 3/6/07.

Documents

prácticas de laboratorio de remediación de suelos y acuíferos