PROGRAMA EXPERIMENTAL DE QUÍMICA …depa.fquim.unam.mx/amyd/archivero/manual_20112_14431.pdf · 3 programa teÓrico para la asignatura de quÍmica orgÁnica iii (1521) unidad 1 carbohidratos

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PROGRAMA EXPERIMENTAL DE QUÍMICA ORGÁNICA III (1521)

PARA QFB

No. EXPERIMENTO

- MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO

1 Hidrólisis de Carbohidratos

2 Aislamiento de Aceite de Almendras Dulces

3 Obtención de Emulsina

4 Reacciones de Adición a Dobles Ligaduras

Determinación del grado de insaturación de un aceite

5 Seminario de Discusión

6 Síntesis de Pirroles:

Obtención del 1-Fenil-2,5-dimetilpirrol

7 Formación de Indoles.

a) Síntesis de Fischer: Obtención de 1,2,3,4-Tetrahidrocarbazol

b) Obtención de índigo 2-(1,3-Dihidro-3-oxo-2H-indol-2-ilid-eno)-1,2-dihidro-3H-

indol-3-ona

8 Formación de Piridinas. Síntesis de Hantzsch

Obtención de 3,5-Dicarbetoxi-2,6-dimetil-1,4-dihidropiridina.

9 Formación de Cumarinas. Reacción de Pechmann- Duisberg

Obtención de la -Metilumbeliferona ó 7-Hidroxi-4-metilcumarina

10 Formación Imidazoles:

Obtención de la alantoína (2,5-dioxo-4-imidazolidinil urea)

11 Aislamiento de la cafeína a partir de:

- té negro,

- bebidas de cola y energéticas,

- Café tostado.

12 Seminario de Discusión

13 REPOSICION

2

Materia: QUÍMICA ORGÁNICA III (1521)

Licenciatura : QUÍMICA FARMACÉUTICA - BIOLÓGICA

Asignatura: Obligatoria

Semestre:

Quinto

Tipo de asignatura:

Teórica-práctica

Número de horas: Teoría 3 horas

Laboratorio 3 horas

CRÉDITOS: 10

PROGRAMA TEÓRICO DEL CURSO DE

QUÍMICA ORGÁNICA III DE QFB

UNIDAD 1. CARBOHIDRATOS

10 h

UNIDAD 2. AMINOÁCIDOS, PÉPTIDOS Y PROTEÍNAS

7 h

UNIDAD 3. LÍPIDOS

6 h

UNIDAD 4. COMPUESTOS AROMÁTICOS HETEROCÍCLICOS

25 h

El material escrito fue elaborado por las alumnas Rocío Rivera Nápoles y Ana Silvia Ochoa

Miramontes como parte de su Servicio Social. Ambas alumnas han optimizado las técnicas

experimentales.

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PROGRAMA TEÓRICO PARA LA ASIGNATURA

DE QUÍMICA ORGÁNICA III (1521)

UNIDAD 1 CARBOHIDRATOS (10 h)

1.1 OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad, los alumnos:

- Definirán los compuestos mono, di y polisacáridos.

- Predecirán sus reacciones y mecanismos de transformación.

1.2 CONTENIDO

1.2.1. Clasificación de los carbohidratos.

1.2.2. Nomenclatura y estereoquímica de los monosacáridos.

1.2.3. Estructuras cíclicas.

1.2.3.1. Formación de hemiacetales.

1.2.3.2. Proyecciones de Fischer y Hawort de las estructuras de piranosa y furanosa.

1.2.3.3. Anómeros.

1.2.4. Mutarrotación.

1.2.5. Glicósidos.

1.2.6. Reacciones químicas de monosacáridos.

1.2.6.1. Oxidación.

a) Obtención de ácido aldónico y aldárico.

b) Oxidación con el reactivo de Tollens, Fehling y Benedict.

c) Oxidación con HIO4.

1.2.6.2. Reducción.

1.2.7. Adición nucleofílica. (Obtención de osazonas, fenilhidrazonas, cianohidrinas).

1.2.8. Alargamiento de la cadena.

1.2.9. Disminución de la cadena.

1.2.10. Determinación del tamaño del anillo.

1.2.11. Monosacáridos de interés biológico.

1.2.12. Disacáridos.

1.2.12.1. Estructuras más importantes.

1.2.12.2. Estereoquímica y nomenclatura.

1.2.12.3. Hidrólisis.

1.2.12.4. Azúcares reductores.

1.2.13. Polisacáridos.

1.2.13.1. Estructuras más importantes.

1.2.13.2. Estereoquímica y nomenclatura.

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1.2.13.3. Importancia.

UNIDAD 2 AMINOÁCIDOS, PÉPTIDOS Y PROTEÍNAS (5 h)

2.1. OBJETIVOS


- Desarrollarán el criterio para comprender y predecir las propiedades

físicas y químicas de los aminoácidos presentes en los procesos

biológicos.

2.2. CONTENIDO

2.2.1. Aminoácidos.

2.2.1.1. Estructura de los aminoácidos naturales.

2.2.1.2. Nomenclatura de los aminoácidos.

2.2.1.3. Aminoácidos esenciales.

2.2.1.4. Los aminoácidos como iones dipolares.

2.2.1.5. Síntesis de aminoácidos.

2.2.1.6. Reacciones químicas de los aminoácidos.

2.2.1.7. Identificación por cromatografía.

2.2.2. Péptidos.

2.2.2.1. Características del enlace peptídico.

2.2.2.2. Determinación de la estructura primaria de los péptidos.

2.2.2.3. Síntesis de péptidos.

2.2.2.4. Péptidos activos fisiológicamente.

2.2.3. Proteínas.

2.2.3.1. Peso molecular.

2.2.3.2. Estructuras de las proteínas.

2.2.3.3. Métodos para determinar las estructuras de las proteínas.

2.2.3.4. Estructura de algunas proteínas importantes: insulina, glucagón, oxitocina,

vasopresina, A.C.T.H., angiotensina.

UNIDAD 3 LÍPIDOS (6 h)

3.1. OBJETIVOS


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- Desarrollarán el criterio para comprender, analizar y predecir las

propiedades físicas y químicas de los lípidos presentes en los procesos

biológicos.

3.2. CONTENIDO

3.2.1. Lípidos.

3.2.1.1. Aceites.

3.2.1.2. Grasas.

3.2.1.3. Ceras.

3.2.2. Reacciones químicas características de lípidos.

4.2.2.1. Hidrólisis.

4.2.2.2. Saponificación.

4.2.2.3. Oxidación.

4.2.2.4. Hidrogenación catalítica.

3.2.3. Derivados de los lípidos.

4.2.3.1. Ácidos grasos.

4.2.3.2. Feromonas.

4.2.3.3. Terpenos.

4.2.3.4. Prostaglandinas.

UNIDAD 4 COMPUESTOS AROMÁTICOS

HETEROCÍCLICOS (25 h)

4.1. OBJETIVOS

Al finalizar esta unidad el alumno deberá ser capaz de:

- Identificar y clasificar las reacciones de los compuestos aromáticos

heterocíclicos.

- Utilizar adecuadamente la nomenclatura de los términos más comunes.

- Describir las propiedades y uso de los compuestos más importantes.

- Representar gráficamente las especies involucradas, los mecanismos y

productos de reacciones en que participan los compuestos aromáticos

heterocíclicos.

4.2. CONTENIDO

4.2.1. Introducción: importancia de las reacciones de los compuestos aromáticos heterocíclicos.

Nomenclatura. Aromaticidad.

4.2.2. FURANO

4.2.2.1. Métodos de Síntesis. Paal-Knorr.

4.2.2.2. Reacciones de Sustitución Electrofílica Aromática (SEA).

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4.2.2.3. Reacciones de Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

4.2.2.4. Ejemplos.

4.2.3. PIRROL 4.2.3.1. Método de Síntesis: Paal Knorr.



4.2.3.4. Ejemplos.

4.2.4. TIOFENO 4.2.4.1. Métodos de Síntesis: Paal-Knorr y Hinsberg.



4.2.4.4. Ejemplos.

4.2.5. INDOL 4.2.5.1. Métodos de Síntesis: Fischer y Bischler.


4.2.5.3. Ejemplos.

4.2.6. BENZOFURANO 4.2.6.1. Nomenclatura.

4.2.6.2. Método de Síntesis: por medio de la ciclización de 2-fenoxicetonas.

4.2.6.3. Método de Síntesis: por medio de una condensación aldólica.


4.2.6.5. Ejemplos.

4.2.7. 1,2-AZOLES 4.2.7.1. Estructura del isoxazol, del isotiazol y del pirazol.

4.2.7.2. Nomenclatura.

4.2.7.3. Métodos de síntesis para formar isoxazol y pirazol:

A partir de compuestos 1.3 dicarbonílicos.

A partir de compuestos carbonílicos α,β insaturados.



4.2.7.6. Ejemplos.

4.2.8. 1,3-AZOLES 4.2.8.1. Estructura del oxazol, del tiazol y del imidazol.


4.2.8.3. Método de Síntesis: Robinson-Gabriel.

4.2.8.4. Método de Síntesis: Hantzsch.



4.2.8.7. Importancia Biológica del Imidazol.

4.2.8.8. Ejemplos.

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4.2.9. PIRIDINA 4.2.9.1. Aromaticidad.

4.2.9.2. Estructura de la piridina.


4.2.9.4. Propiedades Básicas.

4.2.9.5. Método de Síntesis de Hantzsch: por medio de una oxidación de las 1,4-

dihidropiridinas correspondientes.

4.2.9.6. Método de Síntesis: a partir de compuestos 1,5-dicarbonílicos.

4.2.9.7. Métodos de Síntesis de Güareschi-Thorpe.



4.2.10. N-ÓXIDOS

4.2.10.1. Formación.



4.2.10.4. Ejemplos.

4.2.11. QUINOLINAS 4.2.11.1. Estructura, analogía con las piridinas.

4.2.11.2. Método de síntesis de Skraup.

4.2.11.3. Método de síntesis de Doebner von Miller.



4.2.11.6. Ejemplos.

4.2.12. ISOQUINOLINAS

4.2.12.1. Estructura.


4.2.12.3. Método de síntesis de Bischler-Napieralski.

4.2.12.4. Método de síntesis de Pictet-Spengler.



4.2.12.7. Ejemplos.

4.2.13. PIRIDAZINAS 4.2.13.1. Estructura.

4.2.13.2. Método de síntesis: a partir de compuestos 1,4-dicarbonílicos e hidracina.



4.2.13.5. Ejemplos.

4.2.14. PIRIMIDINAS


4.2.14.2. Método de síntesis a partir de un compuesto 1,3-dicarbonílico y un compuesto

que contenga el fragmento N-C-N:

Urea.

8

Tiourea.



4.2.14.5. Ejemplos.

4.2.15. PIRAZINAS


4.2.15.2. Método de Síntesis por medio de lA autocondensación de una 2-aminocetona.

4.2.15.3. Método de Síntesis a partir de un compuesto 1,2-dicarbonílico y 1,2-diaminas.



4.2.15.6. Ejemplos

BIBLIOGRAFÍA BÁSICA

Fessenden R.J. y Fessenden J.S. Química Orgánica, Grupo

Editorial Iberoamericana, México, 1983.

Pine S.H., Hendrickson J.B., Química Orgánica, Ed. Mc Graw-Hill,

4a. Edición, México, 1982.

Wade, L.G. Jr., Química Orgánica, Ed. Prentice Hall

Hispanoamericana, 2ª. Edición, México, 1993.

McMurry, J., Química Orgánica, Ed. International Thomson

Editores, S.A. de C.V., 5ª. Edición, México, 2001.

Fox, M.A. y Whitesell, J.K., Química Orgánica, Ed. Pearson

Educación, 2ª. Edición, México, 2000.

Gilchrist, T.L., Heterocyclic Chemistry, Ed. Addison-Wesley

Longman, Ltd., 3a. Edición, Inglaterra, 1997.

Joule, J.A. y Mills, K., Heterocyclic Chemistry, Blackwell Science,

4a

. Edición, Inglaterra, 2000.

BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA

Morrison, R.T. y Boyd, R.N., Química Orgánica, Ed. Addison

Wesley Longman, 5ª. Edición, México, 1998.

9

Carey, F.A., Química Orgánica, Ed. McGraw-Hill, 3ª. Edición,

México, 1999.

Smith, M.B. y March, J., March’s Advanced Organic Chemistry,

Ed. John Wiley & Sons, Nueva York, 2001.

Carey, F.A. y Sundberg, R.J., Advanced Organic Chemistry,

Parte A y B, Ed. Kluwer Academic, 4a. Edición, Nueva York,

2001.

Clayden, J., Greeves, N., Warren, S. y Wothers, P., Organic

Chemistry, Ed. Oxford University Press, Nueva York, 2001.

Groutas, W.C., Mecanismos de Reacción en Química Orgánica,

Ed. McGraw-Hill, México, 2002.

Bruice, P.Y., Organic Chemistry, Ed. Prentice Hall, Upper

Saddle River, 3a. Edición, Nueva Jersey, 2001.

Miller, A. y Solomon, P.H., Writing Reaction Mechanisms in

Organic Chemistry, Harcourt Academic Press, 2a. Edición, San

Diego, California, 2000.

Katritzky, A.R. y Pozharskii, A.F., Handbook of Heterocyclic

Chemistry, Ed. Pergamon, 2a

. Edición, Nueva York, 2000.

Pozharskii, A.F., Soldatenkov, A.T. y Katritzky, A.R.,

Heterocycles in Life and Society, John Wiley & Sons Ltd.,Nueva

York, 1997.

Eicher, T. y Hauptmann, S., The Chemistry of Heterocycles, Ed.

Wiley-VCH, Alemania, 2003.

Davies, D.T., Aromatic Heterocyclic Chemistry, Ed. Oxford

University Press, Nueva York, 1992.

SUGERENCIAS DIDÁCTICAS

Resolución de tareas y series de problemas de apoyo que incluyan los conceptos

básicos que se tratan en el curso.

Uso del material didáctico incluido en los libros de texto como CD-ROM y acetatos.

Empleo de modelos moleculares en la impartición de las clases.

FORMA DE EVALUAR

65% la parte teórica, evaluada a través de 3 exámenes parciales y resolución de

series de problemas.

35% la parte experimental, evaluada a través de los resultados obtenidos en el

laboratorio, exámenes semanales e informe semanal.

10

PERFIL PROFESIOGRÁFICO DE QUIENES PUEDEN IMPARTIR LA

ASIGNATURA

El profesorado deberá tener una licenciatura de las que imparte la propia Facultad

de Química y preferentemente estudios de Maestría o Doctorado en Ciencias

Químicas, con una formación orientada hacia la Química Orgánica.

REGLAMENTO INTERNO

DE HIGIENE Y SEGURIDAD

Sección de Química Orgánica

Departamento de Química Orgánica

11

2007

REGLAMENTO INTERNO DE HIGIENE Y SEGURIDAD

PARA LABORATORIOS DE LA SECCIÓN DE QUÍMICA ORGÁNICA

ART. 1. El presente Reglamento es complementario del Reglamento de Higiene y

Seguridad, para laboratorios de la Facultad de Química de la UNAM, aprobado por el H.

Consejo Técnico el 28 de abril de 1994.

Es aplicable a todos aquellos lugares de la sección de Química Orgánica de la

Facultad de Química, en donde se realice trabajo experimental, sea de docencia o de

investigación; estos sitios para efectos del presente Reglamento, serán denominados

laboratorios. Se considerarán también como áreas de laboratorio aquellos anexos donde se

lleven a cabo experimentos.

Su observancia es obligatoria para el personal académico, alumnos y trabajadores

administrativos, y no excluye otra reglamentación que resulte aplicable.

ART. 2. Los laboratorios deberán estar acondicionados, como mínimo, con lo siguiente:

a) Un control maestro para energía eléctrica.

b) Un botiquín de primeros auxilios.

c) Extintores.

d) Un sistema de ventilación adecuado.

e) Agua corriente.

f) Drenaje.

g) Un control maestro para suministro de gas.

h) Señalamientos de protección civil.

i) Manta contra incendios.

j) Guantes de neopreno.

k) Mascarillas de seguridad.

ART. 3. Todas las actividades que se realicen en los laboratorios deberán estar

supervisadas por un responsable. Los responsables nombrados en la Sección de Química

Orgánica son:

a) Responsable: QFB. María Antonieta Rodríguez.

b) Corresponsable: Q. María Reyna Gómez Gómez.

c) Responsable por grupo: profesores del área de Química Orgánica que se

encuentren realizando trabajo experimental en el que participen alumnos.

12

ART. 4. Al realizar actividades experimentales, nunca deberá estar una persona sola en

los laboratorios. El mínimo de personas deberá ser, invariablemente de dos. En el caso de

que uno de ellos sea alumno, deberá haber siempre un profesor como segunda persona.

a) Profesor – profesor.

b) Profesor – alumno.

c) Profesor – laboratorista.

ART. 5 El equipo de protección personal que será usado en los laboratorios y anexos de

laboratorio donde se lleven a cabo trabajos de experimentación será:

ALUMNOS

a) Bata de algodón (100 %).

b) Lentes de seguridad (durante el tiempo que dure el experimento). En caso

de lentes graduados, solicitar a los alumnos que sean de vidrio endurecido

e inastillable, y uso de protectores laterales.

c) El pelo recogido (en las prácticas que se utilice mechero).

d) Guantes en caso de que el experimento lo exija a criterio del profesor.

e) Toalla o lienzo de algodón.

f) Gafete de laboratorio (el color dependerá de la Química Orgánica que se

curse).

PROFESORES



de lentes graduados, solicitar a los alumnos que sean de vidrio endurecido e

inastillable, y uso de protectores laterales.

c) El pelo recogido (en las prácticas que se utilice mechero).

LABORATORISTAS



de lentes graduados, solicitar a los alumnos que sean de vidrio endurecido e

inastillable, y uso de protectores laterales.

c) Guantes, cuando se encuentre en contacto con los reactivos.

Ninguna persona podrá permanecer en el laboratorio si le falta alguno de los implementos

antes descritos y no se admitirá a nadie que llegue extraoficialmente de visita.

ART. 6. En los laboratorios y anexos en donde se realicen experimentos, queda

prohibido fumar, consumir alimentos o bebidas, el uso de lentes de contacto y el uso de

zapatos abiertos (tipo guarache).

ART. 7. Todas las sustancias, equipos, materiales, etc., deberán ser manejados con el

máximo cuidado, atendiendo a las indicaciones de los manuales de uso o de los manuales de

seguridad, según sea el caso.

13

ART. 8. Las puertas de acceso y salidas de emergencia deberán estar siempre libres de

obstáculos, accesibles y en posibilidad de ser utilizadas en cualquier eventualidad. El

responsable del área deberá verificar esto al menos una vez cada semana.

ART. 9. Las regaderas deberán contar con el drenaje correspondiente, funcionar

correctamente, estar lo más alejadas que sea posible de instalaciones o controles eléctricos y

libres de todo obstáculo que impida su correcto uso. El responsable del área deberá

verificar esto, al menos una vez cada semana.

ART. 10. Los controles maestros de energía eléctrica y suministros de gas, agua y vacío,

para cada laboratorio, deberán estar señalados adecuadamente, de manera tal que sea

identificados fácilmente.

ART. 11. En cada laboratorio deberá existir, al alcance de todas las personas que en él

trabajen, un botiquín de primeros auxilios. El responsable del área deberá verificar, al

menos una vez cada semana, el contenido del botiquín, para proceder a reponer los

faltantes y/o enriquecerlos a criterio de los jefes de laboratorio.

ART. 12. Los extintores de incendio deberán ser de CO2, o de polvo químico seco, según

lo determine la subcomisión mixta de higiene y seguridad y/o el departamento de bomberos

de la Universidad; deberá revisarse como mínimo una vez al semestre, y deberán

recargarse cuando sea necesario, de conformidad con los resultados de la revisión o por

haber sido utilizados. Durante el tiempo que el extintor esté vacío, deberá ser removido de

su lugar para evitar confusiones en caso de necesitarlo. El responsable del área deberá

hacer la solicitud correspondiente para que se cumpla con lo establecido en este artículo.

ART. 13. Los sistemas de extracción de gases y campana deberán mantenerse siempre sin

obstáculos que impidan cumplir con su función. Asimismo, deberán ser accionados al inicio

del trabajo experimental, para verificar su buen funcionamiento; en caso contrario, los

responsables de cada área deberán avisar a la coordinación de mantenimiento y servicios

técnicos, para que efectúen el mantenimiento preventivo o correctivo que se requiera.

ART. 14. Los sistemas de suministro de agua corriente y drenaje deberán verificarse a fin

de que estén en buen estado; en caso contrario, los responsables de cada área darán aviso a

la coordinación de mantenimiento y servicios técnicos para recibir el mantenimiento

preventivo o correctivo que se requiera.

ART. 15. Los lugares en que se almacenen reactivos, disolventes, equipos, materiales,

medios de cultivo y todo aquello relacionado o necesario para que el trabajo de los

laboratorios se lleve a cabo, estarán sujetos a este Reglamento en su totalidad. En los

anexos utilizados para guardar cosas personales de los profesores, solo estará prohibido

fumar.

14

ART. 16. Queda prohibido arrojar deshechos de sustancias al drenaje o por cualquier

otro medio, sin autorización del responsable del área correspondiente. Los manuales de

prácticas correspondientes deberán incluir la forma correcta de desechar los residuos.

ART. 17. Para transferir líquidos con pipetas, deberá utilizarse la forma de llenar

correspondiente. Queda prohibido pipetear con la boca.

ART. 18. Al finalizar las actividades en el laboratorio, el responsable de área, Profesor o

Laboratorista (el último en salir del laboratorio), deberán verificar que queden cerradas

las llaves de gas, agua, vacío, tanques de gas y aire, según sea el caso; apagadas las bombas

de vacío, circuitos eléctricos, luces, etc. En caso de requerir que algún equipo trabaje de

manera continua, deberá dejarse en el interior y en el exterior del laboratorio

correspondiente, en forma claramente visible y legible, la información acerca del tipo de

reacción o proceso en desarrollo, las posibles fuentes del problema, la manera de controlar

los eventuales accidentes y la forma de localizar al responsable del equipo.

ART. 19. Cuando se trabaje con sustancias tóxicas, deberá identificarse plenamente el

área correspondiente. Nunca deberán tomarse frascos por la tapa o el asa lateral, siempre

deberán tomarse con ambas manos, una en la base y otra en la parte media. Además se

deberá trabajar en el área con sistema de extracción y equipo de protección personal

(según el manual correspondiente).

ART. 20. En cada laboratorio debe existir, de manera clara, visible y legible, la

información acerca de los teléfonos de emergencia a los cuales llamar en caso de requerirlo.

Estos son:

CENTRAL DE EMERGENCIAS 55

URGENCIAS MÉDICAS 62-20202

SERVICIOS MÉDICOS 62-20140

INFORMACIÓN 62-20142

ANTIRRÁBICO

62-25864

62-25865

62-25866

550-07-31

BOMBEROS

616-15-60

62-20565

62-20566

PROTECCIÓN A LA COMUNIDAD 62-23703

Para activar el Servicio Médico de Urgencias:

a. Identifíquese, proporcionando su nombre y puesto.

b. Ubicación: Dé el mayor número de referencias posibles y las vías

de acceso.

c. Mecanismo de lesión.

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d. Número de lesionados.

e. Apoyo. Especifique si requiere apoyo adicional de Vigilancia o

Bomberos.

ART. 21. Todas aquellas situaciones que no estén específicamente señaladas en el presente

Reglamento, deberán ser resueltas por la Dirección de la Facultad, con la opinión de la

Coordinación de Seguridad, Prevención de Riesgos y Protección civil de la misma.

ART. 22. El cumplimento del presente Reglamento estará supervisado por los responsables

de seguridad de las áreas correspondientes, los jefes de departamento y la Coordinación de

Seguridad, Prevención de Riesgos y Protección Civil.

ART. 23. Cualquier alteración a las condiciones de seguridad o en el cumplimiento del

presente reglamento, deberá ser informado al responsable correspondiente.

ART. 24. Las personas a quienes se sorprenda haciendo mal uso de equipos, materiales,

instalaciones, etc., propias de los laboratorios, de todo aquello mencionado en el artículo 3

del presente Reglamento o de las señalizaciones instaladas para protección civil, serán

sancionadas conforme a la Legislación Universitaria, según la gravedad de la falta

cometida.

ART. 25. En el caso de los alumnos, las sanciones aplicables serán las que decida el H.

Consejo Técnico, conforme a las disposiciones de la Legislación Universitaria.

Este Reglamento será dado a conocer a todos lo alumnos al inicio del semestre

lectivo y una vez recabada su firma de enterado, estará en un lugar visible en cada

laboratorio.

ARTÍCULO TRANSITORIO ÚNICO

El presente Reglamento entrará en vigor al día siguiente de su aprobación por el H.

Consejo Técnico de la Facultad.

RECONOCIMIENTO

Este Reglamento Interno de

Higiene y Seguridad, para

los Laboratorios de la

Sección de Química Orgánica,

fue elaborado por los Maestros

del Departamento de Química Orgánica

M. en C. José Manuel Méndez Stivalet

Jefe del Departamento

16

EXPERIMENTO No. 1

HIDRÓLISIS DE CARBOHIDRATOS

OBJETIVOS

a) Realizar la hidrólisis e inversión de la sacarosa y comprobar ésta mediante

pruebas químicas y utilizando un polarímetro.

b) Hidrolizar almidón, que es un polisacárido, y comprobar su hidrólisis

mediante pruebas químicas.

c) Conocer el fundamento del polarímetro y su manejo

ANTECEDENTES

1. Formación de acetales (adición de alcoholes a carbonilos).

2. ¿Qué grupo funcional está presente en los azúcares reductores y por qué se les

da este nombre?

3. Mencione algunos de los reactivos oxidantes más empleados en el análisis de

azúcares.

4. Ejemplos y definición de disacáridos y polisacáridos.

5. Reacción de hidrólisis ácida que experimenta la sacarosa y el almidón y

productos que se forman.

6. ¿Cuál es la diferencia estructural entre el “almidón soluble” y el “almidón

insoluble”?

7. ¿Cuál es la causa del color que se produce entre el almidón y el yodo?

8. Partes fundamentales de un Polarímetro.

9. Revisar la preparación del reactivo de Benedict

MATERIAL

15 Tubos de ensayo. 1 Espátula.

1 Pipeta de 5 mL. 1 Probeta de 25 mL.

17

1 Erlenmeyer de 125 mL. 1 Vaso de pp. de 400 mL.

1 Gradilla. 1 Pinzas p/tubo de ensayo.

1 Vidrio de reloj. 1 Mechero c/manguera.

1 Anillo metálico. 1 Tela de alambre c/asbesto.

1 Recipiente eléctrico Baño María. 1 Pinza de 3 dedos c/nuez.

1 Recipiente de peltre. 1 Pipeta de 1 mL.

1 Polarímetro.

REACTIVOS

10 mL Solución de sacarosa al 10 %. 1 mL Fenolftaleína en solución.

1 mL Solución de HCl al 20%

preparada por el profesor.

5 mL Solución de NaOH al 2 %. 10 mL Reactivo de Benedict.

2 mL Reactivo de yodo-yoduro. 0.3 g Almidón soluble.

3mL HCl concentrado. 2 mL NaOH al 10%

PROCEDIMIENTO

1- Hidrólisis de la sacarosa (inversión)

Coloque en un tubo de ensaye 3 mL de una disolución de sacarosa al 10 %,

agregue 0.5 mL ácido clorhídrico al 20 % (Nota 1) y caliente en baño maría

durante 10 minutos.

Enfríe la disolución y neutralice con NaOH al 2% usando Fenolftaleína como

indicador (puede utilizar papel pH).

Divida la disolución en 2 partes iguales y haga las siguientes pruebas:

-Prueba de Benedict. Coloque 1 mL de la disolución de Benedict y agregue 1 mL

de la disolución de sacarosa invertida, caliente a ebullición y deje enfriar a

temperatura ambiente, (Nota 2).

Haga la misma prueba para una muestra de la disolución de sacarosa al 10%,

observe las pruebas y anote sus resultados.

2- Determinación de la rotación específica de la sacarosa y del azúcar

invertido

18

Prepare una disolución con 1 g de sacarosa en 10 mL de agua, y úsela para llenar el

tubo del polarímetro de modo que no queden burbujas. Identifique este tubo con la

letra A y mida su rotación óptica.

Prepare otra disolución con 1g de sacarosa en 10 mL de agua destilada y 4 mL de

HCl al 20 %, caliéntela 10 min y úsela para llenar otro tubo del polarímetro

identificado con la letra B. Posteriormente determine su rotación óptica

Prepare una disolución con un gramo de fructuosa en 10 mL de agua y otra con un gramo de

glucosa en 10 mL de agua. Coloque las disoluciones en dos tubos que marcará como C y D

Cálculo:

Para calcular la rotación específica de sus azúcares tome en cuenta la siguiente

información: el ángulo de rotación específica depende del espesor y concentración

de la muestra, de la longitud de onda del rayo incidente y también, aunque en

menor grado, de la temperatura del disolvente utilizado. De modo que la rotación

específica [] de una sustancia se expresa de la siguiente forma:

cl

t

100

Donde representa los grados de rotación medidos en el polarímetro; t es la

temperatura; es la longitud de onda, generalmente se usa la línea D del sodio; l es

el largo del tubo en dm y c la concentración de la sustancia expresada en g/100 mL

de disolución.

Con los datos de rotación específica [] calculados llene la tabla 1, compare

sus resultados con los reportados en la literatura y saque sus conclusiones:

Tabla 1. Valores de rotación específica

Sustancia []20 reportada [] experimental

Sacarosa. + 66.5º

Glucosa. + 52º

Fructosa. -92º

Azúcar Invertido. -19.9º

3- Hidrólisis del almidón

19

En un matraz Erlenmeyer de 125 mL, coloque 0.3 g de almidón, adicione 25 mL

de agua y caliente a ebullición con flama suave, hasta obtener una disolución

opalescente.

Separe 2 mL de esta disolución y divídalos equitativamente en dos tubos de ensayo

para efectuar las pruebas de Benedict y yodo-yoduro que serán las pruebas de

referencia

Al resto de la disolución de almidón, agregue 3 mL de ácido clorhídrico

concentrado y agite, luego distribuya esta disolución en 12 tubos de ensayo,

colocando en cada uno 1 mL. Coloque los doce tubos en un vaso de precipitados

que contenga salmuera a temperatura ambiente. Inicié el calentamiento, verifique

la temperatura del baño y cada 5 minutos saque dos tubos del baño, enfríelos y

realice las pruebas de Benedict y del yodo-yoduro. (Nota 3.)

-Prueba de Benedict. Lleve a pH aproximado de 8 empleando una disolución de

NaOH,al 10% agregue 1 mL de la disolución de Benedict y caliente a ebullición.

Observe el color y anote los resultados. Saque conclusiones al terminar las 6

pruebas.

-Prueba de yodo-yoduro. Al otro tubo se le agregan 2 gotas de la disolución de

yodo-yoduro (Nota 4), observe el color y anote sus resultados. Saque conclusiones

al terminar las 6 pruebas.

NOTAS

Nota 1: El alumno preparará la disolución de HCl al 20% a partir de HCl

concentrado.

Nota 2: La formación de un precipitado rojo y la decoloración de la disolución,

indica prueba positiva para azúcar reductora.

Nota 3: Salmuera: disolución saturada de NaCl.

Nota 4: Para efectuar la prueba del yodo deberá enfriar la muestra ya que el

complejo yodo- almidón se disocia en caliente.

CUESTIONARIO

1. ¿Por qué el azúcar invertido es más dulce que la sacarosa?

2. Explique por qué se le llama inversión a la hidrólisis de la sacarosa.

20

3. En la hidrólisis del almidón qué resultados espera de la prueba de Benedict, de

la prueba yodo-yoduro efectuadas al inicio de la reacción de la hidrólisis y al final

de la misma.

4. Explique porqué la celulosa, que también es un polímero de la glucosa, no se

emplea en lugar del almidón para ejemplificar el experimento de hidrólisis

BIBLIOGRAFÍA

Moore J. A. y Dalrympe D. L. “Experimental Methods in Organic Chemistry” 2ª,

Ed. W. B. Saunders Co. Pág 259-269.

Jacobs T.L., Truce W. E. Y Robertson G. Ross., “Laboratory Practice of Organic

Chemistry”, 5ª Ed., Mac Millan Pub. Co. Inc., U.S.A. 1974. Pág. 311-316

Hudlicky, “Experiments in Organic Chemistry”, 3ª Ed. Avery Publishing Group,

Inc. U.S.A., 1985, Pág. 104-106

P.M. Collins, V.R.N Munasinghe “Carbohidrates” London, Chapman & Hall

1987, pag. 719

Royston M. Roberts, John C. Gilbert, Stephen F. Martin, Experimental Organic

Chemistry (A miniscale approach). U.S.A., Ed. Saunders College Publishing, 1994,

Pág. 641-651.

.

EXPERIMENTO No. 2

OBTENCIÓN DE ACEITE DE ALMENDRAS DULCES

OBJETIVOS

21

a) Empleando una técnica extractiva, separar el aceite de almendras de una

muestra de almendras dulces.

b) Preparar las almendras desengrasadas que se emplearán para la extracción de

la emulsina.

ANTECEDENTES

1. ¿Qué son los lípidos y qué propiedades físicas tienen en común?

2. ¿En qué se diferencía un aceite esencial de una grasa?

3. Métodos de extracción de aceites y grasas.

4. Composición del aceite de almendras dulces.

5. Uso del aceite de almendras dulces.

6. Métodos de análisis de aceites y grasas: FEUM 8ª y USP 28 a 30.

5. ¿Qué es la emulsina y qué factores pueden afectar su actividad?

6. Traer una tabla con la polaridad de los disolventes utilizados

MATERIAL

1 Vaso de pp. de 400 mL. 1 Büchner c/ alargadera.

2 Matraz Erlenmeyer de 125mL. 1 Pinza de 3 dedos c/nuez.

1 Tapón horadado. 1 Vidrio de reloj.

1 Refrigerante QF c/manguera. 1 Probeta de 25 mL.

1 Recipiente para baño maría. 1 Agitador de vidrio.

1 Colector QF. 1 T de destilación QF.

1 Porta termómetro c/rosca. 1 Termómetro.

1 Parrilla de calentamiento. 1 Kitasato con manguera.

REACTIVOS

30 g Almendras peladas y molidas.

100 mL Hexano.

PROCEDIMIENTO

22

Coloque 30 g de las almendras peladas y molidas (Nota1) en un matraz

Erlenmeyer de 125 mL al que se le adapta un tapón horadado, añadir 40 mL de

hexano al matraz y adaptar el refrigerante en posición de reflujo para realizar la

extracción del aceite a temperatura ambiente, o a reflujo como a continuación se

indica:

Extracción a temperatura ambiente

Inicie la agitación manual, no caliente y mantenga estas condiciones por 15

minutos, suspenda la agitación y filtre las almendras con ayuda del vacío. Lave con

10 mL de hexano. Si desea obtener un mayor rendimiento de aceite repita la

extracción con hexano, en las mismas condiciones.

Extracción a reflujo

Conecte las mangueras al refrigerante y permita la circulación de agua dentro del

mismo, e inicie la agitación manual (ocasional) y un calentamiento suave hasta

llegar a la temperatura de reflujo del disolvente, mantenga estas condiciones por 15

minutos. Después de este tiempo suspenda la agitación y el calentamiento, deje

enfriar y filtre las almendras con ayuda del vacío y lave con 10 mL de hexano. Si

desea obtener un mayor rendimiento de aceite repita la extracción en las mismas

condiciones.

Recuperación del aceite de almendras

Trasvase su extracto hexánico procedente de la extracción a temperatura ambiente

o a reflujo, a un matraz Q.F. de fondo plano (previamente pesado) de 125 mL y

adapte un sistema de destilación para separar el disolvente del aceite de almendras

(Nota2).

Pese el aceite de almendras que queda como residuo en el matraz Erlenmeyer,

calcule el rendimiento y guarde su muestra para emplearla posteriormente.

Extienda las almendras desengrasadas sobre un vidrio de reloj y permita que se

sequen en la campana, ya secas deberán pesarse y guardarse para aislar

posteriormente la emulsina.

NOTAS

23

Nota 1: Si no se trajeron las almendras peladas y molidas, siga el posterior

procedimiento:

Coloque las almendras en un vaso de precipitados de 400 mL, agregue 100 mL de

agua caliente y deje remojar durante 15 minutos, después de este tiempo pele y

muela finamente las almendras en una picadora o licuadora.

Nota 2: Pese previamente su matraz Erlenmeyer que deberá estar seco y limpio.

CUESTIONARIO

1. Además del hexano, ¿qué otros disolventes podría utilizar para extraer el aceite

de almendras y por que?

2. ¿Qué efectos puede tener la temperatura de extracción sobre el rendimiento y la

calidad del aceite?

3. Busque qué son las enzimas y qué factores las desnaturalizan, para que pueda

explicar sí la temperatura de extracción del aceite puede afectar la calidad de la

emulsina que se obtendrá a partir de la almendra desengrasada.

4. ¿Qué otras aplicaciones podrían dar a la técnica de extracción que empleó en

este experimento?

5. ¿Qué diferencia existe entre un aceite volátil (esencial) y un glicérido (aceite

fijo)?

BIBLIOGRAFÍA

Giral y Rojahn, Productos Químicos y Farmacéuticos, México, 1966

Domínguez, Xorge A., Métodos empleados en Fotoquímica, Editorial

Limusa, Mex. 1982.

24

EXPERIMENTO No. 3

OBTENCIÓN DE EMULSINA

OBJETIVOS

a) Obtener una enzima, la emulsina, a partir de almendras dulces.

b) Comparar la actividad de la emulsina obtenida, bajo dos diferentes

temperaturas por acción sobre el p-nitrofenil--D- glucósido.

ANTECEDENTES

1. ¿Qué son los péptidos y las proteínas, y de que están compuestos?

2. ¿Cuántos tipos de estructuras proteícas se conocen? Menciónelas brevemente.

3. ¿Qué son las enzimas y qué factores las desnaturalizan?

4. ¿De qué productos naturales se puede aislar la emulsina y para qué se usa?

5. ¿Qué son y cómo se forman las uniones glucosídicas y ?

6. Mencione un ejemplo de cada una.

MATERIAL

1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL. 1 Agitador de vidrio.

1 Vidrio de reloj. 1 Probeta de 25 mL.

1 Embudo de vidrio. 1 Recipiente de peltre.

1 Pinzas de 3 dedos c/ nuez. 1 Frasco vial.

1 Agitador magnético. 1 Barra magnética.

1 Espátula

REACTIVOS

10 g Almendras desengrasadas. 50 mL Acetona.

40 mL Ácido Acético al 1 %. 1 mg p-nitrofenil--D-glucósido.

25

PROCEDIMIENTO

Extracción de la emulsina

Se pesan 10 g de polvo de almendras desengrasadas (Nota1), se colocan en un

matraz Erlenmeyer de 125 mL y se agregan 40 ml de ácido acético al 1%; se

somete la mezcla a una agitación constante durante 15 minutos, cuidando de

sujetar el matraz con una pinza, para evitar que el movimiento lo desplace.

Se suspende la agitación y se filtra por gravedad, la disolución filtrada se enfría en

baño de hielo, y se le añade poco a poco 25 mL de acetona. Se mantiene la

disolución en el baño de hielo durante 10 minutos (Nota2) y se filtra por gravedad.

Comprobación de la actividad enzimática

Tome un poco de la emulsina que se encuentra en el papel filtro y colóquela en un

vidrio de reloj y deje secar. Ya seca, pese 1 mg y colóquela en un frasco vial,

agregue 2 mL de agua destilada, agite y agregue 1 mg del p-nitrofenil--D-

glucósido, agite y observe los cambios y el tiempo en que se producen. Agregue

una gota de la disolución de NaOH al 10% (Nota3)

Compare los resultados obtenidos con las dos muestras de emulsina y haga sus

propias conclusiones.

La emulsina se puede recuperar del papel filtro y guardar, ya seca, en el

refrigerador. Es recomendable hacer una determinación cuantitativa del p-nitro

fenol formado en la reacción con emulsina.

NOTAS

Nota 1: Use, según el caso, las almendras desengrasadas a temperatura ambiente o

las almendras desengrasadas a temperatura de reflujo, que preparó de la práctica

anterior.

Nota 2: Observe que la emulsina precipita como un sólido blanco.

Nota 3: Se agrega un poco de NaOH para observar con mayor claridad la actividad

del p-nitrofenil--D-glucósido, porque en pH básico el color del fenol aumenta

(fenóxido)

26

CUESTIONARIO

1. ¿Con qué otros nombres se conoce a la emulsina?

2. Por su modo de acción, ¿cómo se clasifica esta enzima?

3. Escriba la reacción que se produce entre la enzima y el glucósido empleado en

la práctica.

4. ¿Qué glucósido natural podría emplear para comprobar la actividad de la

enzima?

5. ¿Qué usos podría darle al residuo de las almendras?

5. Proponga un método para hacer la determinación cuantitativa del p-nitrofenol

formado durante la reacción con emulsina

6. El método de extracción que empleaste para la obtención de aceite de

almendras, ¿influye en la actividad de la emulsina? Explique.

BIBLIOGRAFÍA

Giral y Rojahn, Productos Químicos y Farmacéuticos, México (1966)

Quintero Angelina. Facultad de Química. Tesis. México D.F. (1963)

Methods in enzimology, Vol. VIII, pág. 42

Baker, Pardoe, Hapton,“Nature”, 197, 231 (1963)

27

EXPERIMENTO No. 4

REACCIONES DE ADICIÓN SOBRE DOBLES LIGADURAS DETERMINACIÓN DEL GRADO DE INSATURACIÓN DE UN ACEITE

(Técnica de Wijs)

OBJETIVOS

a) Efectuar una reacción de adición electrofílica al doble enlace de una grasa o

aceite.

b) Usar la técnica de Wijs, para determinar en forma cuantitativa el grado de

insaturación de una grasa.

c) Comparar los valores del grado de insaturación experimentales de los

distintos glicéridos analizados y relacionarlos con las recomendaciones

nutricionales.

ANTECEDENTES

1. ¿En qué consiste el método de Wijs para la determinación del grado de

insaturación en las grasas, y qué otros métodos se conocen?

2. Reacción de adición electrofílica de halógenos a dobles ligaduras.

3. Mecanismo de adición electrofílica del reactivo de Wijs a la doble ligadura de

una grasa.

4. Fuentes naturales donde se encuentran las grasas y aceites.

5. Composición de las grasas y los aceites (maíz, soya y almendras).

6. Dé el nombre y estructura de algunos de los ácidos grasos que forman parte de

los glicéridos de los aceites de maíz, soya o almendras.

7. Busque el índice de yodo para algunas grasas y aceites, reportados en la

literatura.

8. Propiedades de los reactivos empleados en el experimento, y sus características

CRETIB.

10. Métodos de disposición de los residuos generados.

11. Proceso para obtener margarina.

12. Consultar la USP 30ª ed. Índice de Yodo. (401), pg 173

28

REACCIÓN

C C

R

R1

R2

R3

+ I-Cl C C

R1

R

R2

R3

I

Cl

CCl4

MATERIAL

1 Vaso de pp. de 250 mL. 1 Matraz de yodo c/tapón.

1 Probeta de 25 mL. 1 Pipeta de 10 mL.

1 Bureta de 50 mL. 1 Pinzas de 3 dedos c/nuez.


1 Agitador de vidrio.

REACTIVOS

3 g Yodo. ** Sol. de tiosulfato de sodio 0.1 M.

50 mL Tetracloruro de carbono. ** Sol. de almidón al 1 %.

200 mL Ácido acético glacial. 50 g Permanganato de potasio.

100 mL Yoduro de potasio al 10 %. 300 ml HCl conc.

100 mL Agua destilada. ** Aceite de soya, maíz o almendras.

** La cantidad necesaria

PROCEDIMIENTO

Método de Wijs para determinación de índice de yodo

Pesar aproximadamente 0.2 g de aceite de maíz o soya, dentro de un matraz de

yodo, limpio y seco de 250 mL con tapón esmerilado, agregar 10 mL de CCl4 y 10

mL del reactivo de Wijs (Nota1), mezclar bien y dejar reposar en la oscuridad por

30 minutos, después de ese tiempo, agregar 10 mL de disolución de yoduro de

potasio, 100 mL de agua destilada y mezclar bien.

Titular el yodo liberado, que estará principalmente en la capa de CCl4, con una

disolución valorada de tiosulfato de sodio, añadir 5 gotas de disolución de almidón

como indicador y titular hasta que el color de yodo se torne amarillo pálido

29

(Nota2). Titular el reactivo de Wijs con la disolución valorada de tiosulfato de

sodio, sin añadir aceite, por lo que no es necesario dejar reposar en la obscuridad;

al volumen de tiosulfato empleado en esta titulación se le llama T2 y se emplea en

el cálculo del índice de yodo.

Cálculo del índice de yodo

El tiosulfato de sodio reacciona con el yodo en la siguiente forma:

2 Na2S2O3 + I2 Na2S4O6 + 2NaI

El índice de insaturación en una grasa se define como el número de gramos

de yodo consumidos por 100 gramos de grasa o aceite, y se puede calcular de la

siguiente forma:

Donde T1 es el volumen de tiosulfato de sodio consumidos en la titulación

del aceite o grasa tratado, T2 es el volumen de tiosulfato de sodio consumido en la

titulación de la solución de reactivo Wijs , M es la molaridad del tiosulfato y W es

la masa del aceite o grasa en gramos.

NOTAS

Nota 1: Debe usar una perilla de seguridad para manejar el reactivo de Wijs.

Nota 2: Emplee agitación magnética durante la titulación.

CUESTIONARIO

1. Defina la expresión índice de yodo.

2. ¿Cómo correlaciona el índice de yodo calculado, con la naturaleza y pureza

de su aceite?

3. ¿Cuál es la reacción de óxido-reducción que se produce al preparar el

reactivo de Wijs?

4. Mencione otros métodos empleados para determinar el grado de insaturación

de un aceite.

5. ¿Qué son los ácidos grasos ω-3 y ω -6?

6. ¿Cómo se les llama a los aceites con índice de yodo superior a 120.

Mencione dos ejemplos.

30

7. ¿Por qué la reacción de adición se lleva a cabo en la oscuridad?

8. ¿Qué reacciones se producen durante el enranciamiento de los aceites?

BIBLIOGRAFÍA

Mehlenbacher, V.C., The Analysis of Fats and Oils, Ed. The Garrard Press,

Champaing Illinois. 1960.

Jekins, C.L, et. al, Química Farmacéutica Cuantitativa, Ed. Atlante,

México, 1951.

THE PHARMACOPEA OF UNITED STATES OF AMERICA. XVIII.

revition 1970, Pág. 905-906.

Producción, Análisis y Control de Calidad de Aceites y Grasas Comestibles,

Ed. Madrid, España 1988.

http://mzinger.sisib.uchile.cl/.../lb/ciencias_quimicas_y_farmaceuticas/shmi

dth/aenergeticos2/grasos/0.5.html

31

SESIÓN EXPERIMENTAL 5:

SEMINARIO

Hidrólisis de Carbohidratos. Aislamiento de aceite de almendras. Obtención

de Emulsina. Reacciones de Adición a dobles ligaduras.

OBJETIVO:

Comprender en su totalidad el experimento mediante la integración de la parte

experimental y la teórica.

Reforzar los conceptos teóricos.

Favorecer la discusión, el trabajo en equipo y el análisis de resultados.

Aprender a organizar e integrar la información que obtienen los alumnos en la biblioteca

y en el laboratorio.

Realizar presentaciones tanto en forma oral como escrita.

METODOLOGÍA:

Para llevar acabo el seminario, se integran 3 equipos de trabajo según el numero de alumnos y

cada grupo presenta una practica teniendo que desarrollar los siguientes puntos:

Análisis de la técnica.

Reacción general.

Mecanismo de la reacción

Importancia de la técnica.

Diferentes formas de síntesis.

Usos del producto obtenido.

Estudio económico.

Análisis de resultados de todo el grupo.

Espectroscopia en IR de reactivos y producto.

Conclusiones.

Bibliografía.

Esta actividad permite que los alumnos realicen conclusiones reales, integrando los resultados y

experiencias de sus compañeros, por lo que es una actividad mas enriquecedora que el análisis

individual.

32

EXPERIMENTO No. 6

REACCIÓN DE PAAL-KNORR: OBTENCIÓN DE

1-FENIL-2,5-DIMETILPIRROL

OBJETIVOS

a) Ilustrar la reacción de Paal-Knorr.

b) Obtener el 1-fenil-2,5-dimetilpirrol a través de una reacción de

condensación, entre un compuesto dicarbonílico y la anilina (o derivados de

la misma).

ANTECEDENTES

1. Fórmula general de los pirroles y de los reactivos utilizados.

2. Importancia farmacéutica de los pirroles.

3. Métodos de obtención de acetonilacetona (2,5-hexanodiona).

4. Importancia de la síntesis de Paal-Knorr.

5. Mecanismo de reacción más probable en la reacción de ciclación.

REACCIÓN

33

MATERIAL

1 Espátula. 2 Pinza de 3 dedos c/nuez.

1 Matraz Erlenmeyer de 50 mL. 1 Probeta de 25 mL.

1 Matraz de fondo redondo de 25 mL. 1 Refrigerante con mangueras.

1 Barra magnética. 1 Recipiente de peltre.

1 Vidrio de reloj. 1 Parrilla con agitación.

1 Matraz Kitasato con manguera. 1 Embudo Büchner con alargadera.

1 Frasco para Cromatografía

REACTIVOS

1 mL 2,5-hexanodiona. gotas HCl conc.

0.8 mL Anilina. 7.5 mL Etanol.

PROCEDIMIENTO

En un matraz de fondo redondo de 25 mL se colocan 0.8 mL de anilina (0.793 g,

8.525mmol), 1 mL de 2,5-hexanodiona (0.973 g, 7.53 mmol), 1 gotas de HCl, 10

mL de etanol y una barra magnética.

Se adapta un refrigerante de agua en posición de reflujo, y se calienta a ebullición

durante 1 hora (Nota1) Se vacía la mezcla de reacción caliente en un matraz

Erlenmeyer de 125 mL que contenga 25 mL de agua y 1.5 mL de HCl concentrado.

El producto formado se aísla por filtración al vacío y se lava con agua. Se purifica

por par de disolventes etanol-agua. Se deja secar a una temperatura de 30-40 C.

Se determina el rendimiento (cercano al 80%) y el punto de fusión.

NOTAS

Nota 1:Colocar el matraz en baño de aire para homogeneizar la temperatura.

CUESTIONARIO

1. ¿Para qué vierte la mezcla de reacción en agua acidulada con HCl?

2. ¿Por qué es importante adicionar las gotas de HCl concentrado al inicio de la

reacción.

3. ¿De qué manera interviene el etanol en esta síntesis?

34

4. ¿Qué cuidados deben observarse en el manejo de este producto considerando

sus propiedades?

5. Proponga el mecanismo de reacción.

6. Dé las estructuras de 3 compuestos con este heterociclo con actividad

farmacológica.

BIBLIOGRAFÍA

Al-awar, R., & Wahl, G, J. Chem. Educ., EU, 1990, 67, 265-266.

Shaw, D., and Word, W., J. Chem. Educ., EU, 1992, 69, A313.

PAQUETTE, L. A, Fundamentos de Química Heterocíclica

ACHESON, R.M., Química Heterocíclica, Ed. Publicaciones Cultural,

México, 1981, Pág 120-121.

35

EXPERIMENTO No. 7

a) SÍNTESIS DE INDOLES DE FISCHER: OBTENCIÓN DE

1,2,3,4-TETRAHIDROCARBAZOL

b) SÍNTESIS DE ÍNDIGO*: 2-(1,3-Dihidro-3-oxo-2H-indol-2-

ilid-eno)-1,2-dihidro-3H-indol-3-ona

OBJETIVOS

a) Preparar 1,2,3,4-tetrahidrocarbazol según la síntesis de índoles de Fischer.

b) Revisar la importancia biológica de los derivados del indol.

c) Obtener un colorante de interés químico.

d) Emplear el colorante obtenido en la tinción de algunas fibras naturales.

ANTECEDENTES

1. Fundamento químico de la síntesis de Fischer.

2. Métodos generales de preparación de índoles.

3. Propiedades físico-químicas de los reactivos y del producto obtenido.

4. Importancia biológica de los derivados del indol.

5. Importancia y usos de los indoles.

6. Mecanismo de reacción más probable en la reacción de ciclación.

7. Describa métodos para la obtención de indoles.

36

a) Síntesis de 1,2,3,4-tetrahidrocarbazol:

REACCIÓN

MATERIAL



1 Matraz de fondo redondo de 25 mL. 1 Refrigerante con mangueras.




2 pipeta de 1 mL. 2 vaso de precipitados de 100 mL.

1 Frasco para Cromatografía 1 Pipeta de 5 mL.

REACTIVOS

Ác. Acético glacial. 2.5 mL

Fenilhidrazina ( =1.099 g/mL). 0.5 mL

Ciclohexanona ( =0.947 g/mL). 0.5 mL

PROCEDIMIENTO

En un matraz de bola de 25mL coloque 0.5 mL (0.4735g, 4825mmol) de

ciclohexanona, 2.5 mL de CH3COOH glacial y 0.5 mL (0.549g, 5081mmol) de

fenilhidrazina (Nota1), coloque la barra magnética, adapte el refrigerante de agua

37

en posición de reflujo y caliente la mezcla de reacción a reflujo, en la parrilla, por

un tiempo aproximado de 20 minutos.

Deje enfriar a temperatura ambiente, separe el sólido formado por filtración con

vacío y lávelo con 3 porciones de agua fría (2.5 mL cada una) y déjelo secar

(Nota2). Determine punto de fusión y calcule el rendimiento.

NOTAS

NOTA 1: La fenilhidrazina es tóxica y puede causar severas quemaduras en la

piel, por lo que debe ser manejada con precaución.

NOTA 2: Si los cristales del producto son blancos, y su punto de fusión es cercano

al del compuesto puro (116C), no requiere recristalización, de otra manera

recristalícelo de metanol.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué ventajas y desventajas tiene este método de preparación de indoles?

2. ¿Qué ocurre durante el calentamiento de la fenilhidrazina con la ciclohexanona?

3. ¿Qué función desempeña el ácido acético en esta reacción?

4. La hidrazina y sus derivados son tóxicos. Cuando es usada como reactivo

¿cómo asegura que toda reaccionó?

5. ¿Puede ser utilizado el clorhidrato de fenilhidrazina y no directamente la

fenilhidracina, en esta síntesis?

6. ¿Cómo puede obtenerse fenilhidrazina y el compuesto carbonílico a partir de

benceno?

BIBLIOGRAFÍA

VOGEL, A. I., Textbook of Practical Organic Chemistry, 4a edición. Ed.

Longmans, Londres. 1978.

WOLTHIUS, E., The Synthesis of Heterocyclic Compounds, J. Chemical

Education, 56 (5), Págs 343-344, 1979.

LEDNICER, D., & MITSCHER, L. A., Organic Chemistry of Drugs

Synthesis, Ed. J. Wiley Sons, New York, 1977.

Hughes D. L., and Zahao D. J. Org. Chem., 1993, 58, 228.

38

b) Síntesis de índigo

REACCIÓN

CHO

NO2

2-nitrobenzaldehído

PM: 151.12

CH3CH3

O

HO-

NH

O

NH

O

2-(1,3-Dihidro-3-oxo-2H-indol-2-ilid-eno)-1,2-dihidro-3H-indol-3-ona

PM: 262.26

2

MATERIAL



1 Matraz Erlenmeyer de 100 mL. 1 Baño maría.




1 Frasco para Cromatografía

REACTIVOS PROCEDIMIENTO A

0.5g 2-Nitrobenzaldehído. 0.3 g Bisulfito sódico.

2.5 mL Acetona. 45 mL Etanol.

2.5 mL NaOH 2 N. Peróxido de hidrógeno.

REACTIVOS PROCEDIMIENTO B

2g 2-Nitrobenzaldehído. 0.3 g Bisulfito sódico.

10 mL Acetona. 10 mL Etanol.

12.5 mL NaOH 2 N. Peróxido de hidrógeno.

39

PROCEDIMIENTO A

Disuelva 0.5 g (3.701x10-3

mol) de o-nitrobenzaldehído (2-nitrobenzaldehído) en

una mezcla de agua (2.5 mL)-acetona (2.5 mL). Agregue 2.5 mL de NaOH gota a

gota mezclando vigorosamente. La reacción es exotérmica y hay un cambio de

color de verde a café. Deje reposar la mezcla por 5 minutos para que sedimente el

precipitado.

Filtre al vacío y lave con etanol (3x15 mL).

Los cristales de indigotina son agujas de color azul oscuro, funden alrededor de

350 C y se puede recristalizar de anilina o cloroformo.

El rendimiento de la reacción es: 46-57%.

PROCEDIMIENTO B

En un Erlenmeyer de 250 mL se disuelven 0.5 g (3.70x10-3

mol) de

2-nitrobenzaldehído en 10 mL de acetona y después se diluye con 17.5 mL de agua

destilada. Ayudado de un agitador magnético se somete esta disolución a una

agitación vigorosa y se añaden lentamente 2.5 mL de NaOH 2 N.

La disolución toma un color amarillo claro y después se oscurece. En unos

segundos empieza a aparecer un precipitado de índigo. Se continúa la agitación 5

minutos más y el precipitado azul se separa por filtración al vacío.

Se lava el precipitado con agua hasta que salga incolora y después con 10 mL de

etanol. Se seca el precipitado en la estufa durante 15 minutos a 100 ºC. Se pesa el

sólido y se calcula el rendimiento.

Tinción

Poner en un vidrio de reloj 200 mg de índigo, añadir algunas gotas de etanol y

mezclar con una espátula hasta obtener una pasta. Poner esta pasta en un

Erlenmeyer de 100 mL, añadir 1 mL de agua y 3 mL de NaOH 2N.

Seguidamente añadir una disolución de 0.3 g de bisulfito de sodio en 20 mL de

agua y poner el Erlenmeyer a calentar en un baño maría a 50 ºC. Cuando la

disolución está amarillo claro añadir 40 mL de agua. En caso de que haya índigo

en exceso se filtra. Introducir la pieza de algodón que se va a teñir y dejar, agitando

de vez en cuando, durante 30 min. a 50 ºC.

40

Después de este tiempo se saca la pieza de algodón y se deja secar al aire durante

30 min. El „revelado‟ puede hacerse más rápidamente introduciendo directamente

la fibra tratada en una solución de agua oxigenada.

CUESTIONARIO

1. Además de los mencionados, ¿qué otro disolvente puede usarse para

recristalizar la indigotina?

2. ¿Cómo se puede calcular el rendimiento de índigo si procede de la

condensación de dos moléculas de 2-nitrobenzaldehído?

3. ¿Por qué cree que el índigo es un producto tan intensamente colorido?

4. En el proceso de tinción, ¿por qué es necesario finalmente „revelar‟ la pieza

que se ha teñido, al aire libre?

5. ¿Qué utilidad tiene el NaOH en la reacción?

6. Proponga el mecanismo de reacción.

BIBLIOGRAFÍA

“Heterocyclic Compounds with Indole and Carbazoles Systems”, “The

Chemistry of Heterocyclic Compounds”,ed. A. Weissberger, Vol.8, Pág 171.

Indigo (Indigotin) and its derivatives”, “Chemistry of Carbon Compounds”,

ed. E.H. Rodd, Vol. IV B, Pág. 1083.

FITTON, A.O. SMALLEY, R.K, Practical Heterocyclic Chemistry, Ed

Academic Press Inc, Inglaterra 1968, Pág 12-13.

A. von Baeyer and V. Drewson, Ber., 1882, 15,Pág 2856.

P.W. Sadler, Journal of Organic Chemistry., 1956, 21, Pág 317.

D.G.O, Sullivan, Journal Chemistry. Soc., 1960, 32, Pág 78.

41

EXPERIMENTO No. 8

FORMACIÓN DE PIRIDINAS: OBTENCION DE

3,5-DICARBETOXI-2,6-DIMETIL-1,4-DIHIDROPIRIDINA.

OBJETIVOS

a) Efectuar la síntesis de Hantzsch con la condensación de compuestos 1,3-

dicarbonílicos y derivados del amoniaco en presencia de un aldehído.

b) Obtener una dihidropiridina mediante esta síntesis.

c) Revisar la importancia bioquímica y farmacéutica de las piridinas.

ANTECEDENTES

1. Métodos generales de obtención de Piridinas.

2. Fundamento químico de la síntesis de Hantzsch y estequiometría de la

misma.

3. Propiedades físico-químicas de los reactivos y productos.

4. Importancia bioquímica y farmacéutica de algunos derivados de la piridina.

REACCIÓN

NH

O

O O

C

O

+ +NH3OH

Acetoacetato de Etilo Formaldehído

3,5-dicarbetoxi-2,6-dimetil-1,4-dihidropiridina

H HO O

O

42

MATERIAL

1 Vaso de pp. de 150 mL. 1 Embudo Büchner con alargadera.

1 Probeta de 25 mL. 1 Pipeta graduada de 1 mL.

1 Kitasato con manguera. 2 Pinzas de 3 dedos c/nuez.


1 Agitador de vidrio. 1 Parilla con agitación.

1 Vidrio de reloj. 1 Recipiente de peltre.

1 Espátula de cromo/níquel. 1 Termómetro 0-100 °C.

1 Vaso pp de 100 mL. 1 Embudo de vidrio.

2 Pipeta graduada de 5 mL. 1 Refrigerante de agua c/mangueras

1 Matraz bola de 25 mL. 1 Frasco para Cromatografía

REACTIVOS

0.35 mL Formaldehído. 4 mL Etanol.

1.25 mL Acetoacetato de etilo. 1.6 mL Disolución de NH4OH conc.

PROCEDIMIENTO

En un matraz redondo de 25 mL adicionar los reactivos en el orden indicado:

0.35 mL (19.34 mmol) de formaldehído acuoso (37%), 1.25mL (1.302 g, 9.806

mmol) acetoacetato de etilo y 1.6 mL de NH4OH concentrado, agite la mezcla de

reacción y observe que la reacción es exotérmica; caliente a reflujo y con agitación

constante durante 30 minutos utilizando una parrilla.

Al término del calentamiento, enfríe la mezcla de reacción usando un baño de hielo

(Nota1).

Filtre la solución resultante y lave el sólido con 2-5 mL de etanol bien frío,

dividido en varias porciones. Se obtienen de 0.5 a 0.75 g de cristales amarillos, el

p.f. debe ser de 183-184 o C; si es necesario, recristalice el producto de etanol.

(Nota2)

43

NOTAS

Nota 1: En este punto el producto debe precipitar completamente, de no ser así

induzca la precipitación.

Nota 2: Se obtiene una segunda cosecha de producto menos puro, agregando agua

a las aguas madres, el sólido se recupera por filtración y se recristaliza de la

manera ya indicada.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué producto obtendría al tratar la dihidropiridina sintetizada con KOH y

después con HNO3 con calentamiento?

2. ¿Por qué es importante adicionar los reactivos en el orden indicado?

Justifique su respuesta.

3. Proponga el mecanismo de reacción para la síntesis de la dihidropiridina.

4. Escriba las estructuras de 3 compuestos con actividad farmacológica que en

su estructura contengan una piridina o dihidropiridina, y su mecanismo de

acción.

BIBLIOGRAFÍA

ACHESON, RM, An Introduction to the Chemistry of Heterocyclic

Compounds, 3° ed, Ed. J. Willey & Sons, Inglaterra, 1976.

CREMLYN, R.J., STILL, R.H., Named and Miscellaneous Reactions in

Practical Organic Chemistry, Ed. Heinemann Educational Books, Inglaterra,

1967.

GATTERMAN, L., Laboratory Methods of Organic Chemistry, Ed.

McMillan, Inglaterra, 1943.

GIRAL, F., ROJAHN, C.A., Productos Químicos y Farmacéuticos, tomo

III, Ed. Atlante, Mexico, 1946.

PAQUETTE, L.A., Principles of Modern Heterocyclic Chemistry, Ed.

Benjamín/Cummings, E.U.A. pc: 225-229

STREITWIESER, A., HEATHCOOK, C.H., Química Orgánica, Ed.

Interamericana, Mexico, 1979.

44

EXPERIMENTO No. 9

FORMACIÓN DE CUMARINAS: OBTENCIÓN DE

7-HIDROXI-4-METILCUMARINA

(-METILUMBELIFERONA)

OBJETIVOS

a) Efectuar la reacción de Pechmann-Duisberg con la condensación de

compuestos 1,3-dicarbonílicos y fenoles en presencia de un catalizador

ácido.

b) Preparar -metilumbeliferona según la reacción de Pechmann-Duisberg.

c) Revisar la importancia biológica y farmacéutica de las cumarinas.

ANTECEDENTES

1. Métodos generales de preparación de cumarinas.

2. Mecanismo de la síntesis de Pechmann-Duisberg.

3. Fundamento químico de la reacción de Pechmann-Duisberg.

4. Propiedades físico-químicas de reactivos y productos.

5. Interés biológico de las cumarinas.

REACCIÓN

45

MATERIAL

2 Matraz Erlenmeyer de 50 mL. 1 Embudo Büchner con alargadera.

1 Probeta de 25 mL. 1 refrigerante de agua c/mangueras.





1 Espátula de cromo/níquel. 1 Termómetro 0-100 °C.


1 Pipeta graduada de 5 mL. 1 Baño maría

1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL. 1 Frasco para Cromatografía

REACTIVOS

2 mL HCl conc. 12.5 mL Etanol.

1 mL Acetoacetato de etilo. 0.825 g Resorcinol.

PROCEDIMIENTO

A un matraz Erlenmeyer de 125mL adicione 1 mL de acetoacetato de etilo y

agregue 0.825 g (7.492mmol) de resorcinol. Enseguida adicione poco a poco los 2

mL de HCl.

Caliente la mezcla de reacción a 30 °C durante 20minutos sin dejar de agitar y

luego de este tiempo vierta la mezcla en forma de chorro fino en 25 mL de agua

helada, agitando constantemente, ya que de lo contrario se forma una pasta

resinosa.

Separe el sólido formado por filtración al vacío y lave con agua helada (no más de

20 mL). Recristalice el producto por par de disolventes (etanol/agua) y seque al

vacío. Determine rendimiento y punto de fusión.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué cumarina se obtiene al utilizar resorcinol, ác. málico y H2SO4

concentrado?

2. ¿Podría utilizar H2SO4 diluido como agente condensante en esta reacción?

Fundamente su respuesta.

46

3. ¿Podría utilizar H2SO4 concentrado con la finalidad planteada en la pregunta

anterior? En caso de ser afirmativa su respuesta, ¿qué precauciones habría que

tomar?

4. De utilizar fenol en lugar de resorcinol, ¿la reacción se vería favorecida? ¿por

qué?

5. ¿Se contrapone la ecología al desarrollo de la química debido al costo que

implica la recuperación o tratamiento de los desechos químicos?

BIBLIOGRAFÍA

ACHESON, R.M., An introduction to the Chemistry of Heterocyclic

Compounds, Ed. J. Willey & Sons, 4a ed., UK, 1976.

GIRAL, F. & ROJAHN, C.A., Productos Químicos y Farmacéuticos, Ed.

Atlante, Tomo III, México, 1946.

STREITWEISER, A.I., A Textbook of Practical Organic Chemistry, Ed.

Longman, UK, 1978.

http://www.elergonomista.com/fitoteriapia/cumarinas.htm

http://es.wikipedia.org/wiki/cumarina

http://www.elergonomista.com/fitoteriapia/cumarinas.htm

http://es.wikipedia.org/wiki/cumarina

47

EXPERIMENTO No. 10

FORMACIÓN DE IMIDAZOLES: SÍNTESIS DE

ALANTOÍNA

OBJETIVOS

a) Sintetizar un compuesto de interés farmacéutico.

b) Revisar la importancia de este compuesto en la industria cosmetológica.

c) Efectuar la formación de un anillo de cinco miembros con 2 heteroátomos de

nitrógeno.

ANTECEDENTES

1. Fundamento químico de la síntesis.

2. Propiedades físico-químicas de reactivos y productos utilizados.

3. Reacciones más importantes de las hidantoínas.

4. Usos e importancia de la alantoína.

PROPIEDADES QUÍMICAS

Fórmula Química: C4H6N4O3

Apariencia: Polvo cristalino blanco

Punto de Fusión: 239 ºC

Solubilidad: 0.5% en agua a 25 ºC, 0.2% en alcohol a 25 ºC

48

REACTIVOS

0.5 g Ácido Úrico 0.3 g KMnO4 en polvo

gotas Ácido Acético conc. 2.5 mL Disolución de NaOH al 20%

MATERIAL

1 Vaso de pp. de 150 mL. 1 Embudo Büchner c/alargadera.






1 Espátula. 1 Termómetro 0-100 °C.


1 Pipeta graduada de 5 mL. 1 Frasco para cromatografía

REACCIÓN

HN

NH

O

O

HN

HN

O

Ácido Úrico PM: 168

NaOH/KMnO4

NH

HNO

O

HN

H2N

O

AlantoinaPM: 158

PROCEDIMIENTO

En un vaso de pp. De 150 mL se colocan 0.5 g de ácido úrico en 20 mL de agua

precalentada (60-75 °C) con agitación mecánica. Posteriormente se agrega gota a

gota disolución de NaOH al 20% (aprox. 2.5 mL) hasta que se disuelva el ácido

úrico completamente, con agitación.

Se enfría empleando hielo; cuando se acerque a 30 °C y sin quitar la agitación, se

agregan, en una sola porción, 0.3 g de KMnO4 en polvo, se continúa con la

agitación por 30 minutos más.

49

Se filtra al vacío y se lava con agua hasta que la disolución salga transparente, y

posteriormente se lleva ésta a pH ácido con ácido acético concentrado.

Se concentra calentando en parrilla con agitación hasta reducir el volumen.

Cristalizar en hielo. Filtrar al vacío hasta secar, determinar punto de fusión y

rendimiento (60-70%) de la reacción.

CUESTIONARIO

1. ¿Por qué es importante adicionar el NaOH gota a gota con agitación?

2. Proponga el mecanismo de la reacción.

3. ¿Para qué se utiliza el KMnO4? ¿Por cuál otro reactivo se puede sustituir?

4. ¿Por qué razón se tiene que llevar a pH ácido la mezcla de reacción?

5. Dé las estructuras de 3 hidantoínas con importancia farmacéutica.

BIBLIOGRAFÍA

Young E.G., Wentworth H.P., Hawkins W.W. (1944). “The absorption and

excretion of allantion in mammals”. J.Pharmacol. Experi. Therapeutics,

81: 1-9

GIRAL, Francisco, Productos Químicos y Farmacéuticos, Vol. 3. Aliciclos,

Heterociclos Naturales, Ed. Atlante, México, 1956.

AVILA, Z., et al, Química Orgánica: Experimentos con un Enfoque

Ecológico, México, Ed: Dirección General de Publicaciones y Fomento

Editorial, UNAM SANABRIA, R., Práctica: Formación de 5,5-difenilhidantoína, Prácticas

de Química Orgánica III para QFB, FES Cuautitlán, UNAM

50

EXPERIMENTO No. 11

AISLAMIENTO DE PURINAS: CAFEÍNA A PARTIR DE TÉ NEGRO, CAFÉ TOSTADO, BEBIDAS DE COLA Y

ENERGÉTICAS

OBJETIVOS

a) Aislar la cafeína a partir de bebidas de consumo cotidiano como son el té

negro, refresco de cola y café, usando una disolución de NaOH y extracción

con diclorometano.

b) Que el alumno revise las propiedades farmacológicas de la cafeína.

c) Comparar el rendimiento y la pureza de la cafeína aislada de diferentes

productos comerciales.

ANTECEDENTES

1. ¿A qué familia de alcaloides pertenece la cafeína y teofilina?

2. Propiedades físicas y químicas de la cafeína.

3. Investigue la fórmula química de la cafeína y explique las semejanzas que

encuentra con la teofilina y teobromina.

4. Principales usos de la cafeína en las industrias alimenticia y farmacéutica.

5. Mencione los principales efectos que causa la cafeína en el organismo e indique

cual es la cantidad de cafeína que está en el café, en el té y en un refresco de cola.

MATERIAL SI SE REALIZAN LAS 3 EXTRACCIONES POR ALUMNO

1 Parrilla con agitación 1 Pinza de 3 dedos c/nuez

1 Embudosde separación con tapón 1 Probeta de 25 mL

1 Espátula de cromo níquel 1 agitador de vidrio

1 Barra magnética 2 vasos de pp. de 100mL

1 Vidrio de reloj 2 vasos de pp. de 250mL

51

REACTIVOS

1 Lata de refresco de cola. 5 sobrecitos de té negro. Diclorometano

5 g Café tostado en polvo. Disolución de NaOH conc. Agua destilada

PROCEDIMIENTO PARA EXTRACCIÓN DE CAFEÍNA DE TÉ NEGRO

Pese las 5 bolsitas del té negro, y anote el peso de éstas en su bitácora,

posteriormente, coloque las bolsitas en un vaso de precipitados de 250 mL (no

rompa los sobres), y vierta aproximadamente 30 mL de agua hirviendo.

Coloque el vaso de precipitados en una parrilla y continué calentando por unos 20

minutos más con agitación.

Verifique el pH de la disolución, si éste es alcalino no agregue nada, pero si el pH

es ligeramente ácido agregue unas gotas de sosa para que el pH sea de 8, ya que a

pH alcalinos se encuentra libre al alcaloide.

Separe la solución y repita el mismo procedimiento dos veces más para recuperar

la mayor cantidad de cafeína para obtener un volumen aproximado de 100 mL.

En la disolución alcalina se encuentra la cafeína libre, dejar que se enfríe para

luego realizar la extracción con unos 10 mL de cloruro de metileno, repita la

extracción dos veces más; se puede formar una emulsión si la agitación es muy

violenta, en cuyo caso deberá esperar más tiempo para la separación de las fases

acuosa y orgánica. Se recolectan las fases orgánicas en un vaso de precipitados de

100 mL y posteriormente se secan con Na2SO4 anhidro. La fase orgánica se

transfiere a un caso de precipitados de 50 mL previamente pesado.

Deje evaporar el disolvente en la campana, se obtendrán agujas blancas de la

cafeína. Se pesa el vaso de precipitados con el producto obtenido y con la

diferencia de pesos se calcula el rendimiento de cafeína. Determine el punto de

fusión.

52

PROCEDIMIENTO PARA EXTRACCIÓN DE REFRESCO DE COLA

Medir con la ayuda de una probeta 50 mL de refresco de cola y trasvasarlo a un

matraz Erlenmeyer, agitar el líquido hasta que se hayan eliminado las burbujas de

CO2. Determine el pH del líquido.

Posteriormente trasvasar el líquido en un embudo de separación y extraer la mezcla

don 10 mL de CH2Cl2; repita la extracción dos veces más.

Colocar los 30 mL, aproximadamente de fase orgánica en un vaso de pp. de 100

mL, seque con Na2SO4 anhidro y vacíe la fase orgánica en otro vaso de pp. de 50

mL previamente pesado para poder calcular el rendimiento de cafeína.

Deje evaporar el disolvente en la campana, determine rendimiento y punto de

fusión del sólido obtenido. Compare las características de este sólido con las

descritas para la cafeína.

PROCEDIMIENTO PARA EXTRACCIÓN DE CAFEÍNA DE CAFÉ TOSTADO

Se pesan 5 g de café tostado el cual debe estar molido y se colocan en un vaso de

precipitados de 250 mL, se colocan aproximadamente 30 mL de agua hirviendo y

se calienta por unos 20 minutos más con agitación constante, pasado este tiempo

verifique el pH y coloque unas gotas de hidróxido de sodio para que el pH sea de 8

(ligeramente alcalino), esto ayuda a liberar el alcaloide.

Realice otras 2 infusiones con otros 30 mL de agua y verifique que el pH sea

alcalino, junte todo el líquido obtenido y como hay residuos de café se tiene que

filtrar con un embudo de vidrio.

Al líquido obtenido se extrae con 10 ml de diclorometano por triplicado y la fase

orgánica es la que contiene mi producto, el vaso de precipitados en el cual se va a

colocar la fase orgánica debe estar previamente pesado para poder calcular el

rendimiento. Luego se deja evaporar el disolvente en la campana, para

posteriormente tomar el punto de fusión y se pesa el vaso con el producto

obtenido.

53

CUESTIONARIO

1. ¿Por qué es importante que el pH de la solución sea alcalino?

2. ¿En cuál de los 3 procedimientos realizados se obtuvo una mayor cantidad

de cafeína (un mayor rendimiento)?

3. ¿Qué otro disolvente se puede utilizar para poder extraer la cafeína?

4. ¿De qué otra forma se puede extraer a la cafeína?

5. Proponga el mecanismo para la síntesis de purinas.

BIBLIOGRAFÍA

IKAN, R, Natural products, Ed. Academia Press, 2ª edición, 1991

MARTÍNEZ, Grau, M. A & CSAKY, A. G, Técnicas Experimentales en

Síntesis Orgánicas, Ed. Síntesis, Madrid, 1998. Capítulo 10.

BADUI, Salvador, Química de los Alimentos, Ed. Alhambra Mexicana,

México, 1990, Pág. 418

FENNEMA, Owen R, Química de los Alimentos, Ed. Acribia, 2ª ed, España,

1993

The Chemistry of Heterocycles: Structure Reactions, Synthesis &

Applications, Ed: Wiley-VCH, Alemania, 2003, Pág 414

MODROÑERO, Roman, Química Fundamental de los Heterociclos, Ed.

Alhambra, México, 1968, Pág 71

http://www.alimentacion-sana.com.ar/informaciones/nutricion/cafeina.htm

http://servicios.laverdad.es/cienciaysalud/6_3_8.html

http://marc.pucpr.edu/edu/facultad/santos/bioquimica446/CAP14%20Metab

olismo%20de%20amino%20acidos%20y%20nucleotidos.pdf

BIBLIOGRAFÍA

IKAN, R, Natural products, Ed. Academia Press, 2ª edición, 1991

MARTÍNEZ, Grau, M. A & CSAKY, A. G, Técnicas Experimentales en

Síntesis Orgánicas, Ed. Síntesis, Madrid, 1998. Capítulo 10.

BADUI, Salvador, Química de los Alimentos, Ed. Alhambra Mexicana,

México, 1990, Pág. 418

FENNEMA, Owen R, Química de los Alimentos, Ed. Acribia, 2ª ed, España,

1993

The Chemistry of Heterocycles: Structure Reactions, Synthesis &

Applications, Ed: Wiley-VCH, Alemania, 2003, Pág 414



http://marc.pucpr.edu/edu/facultad/santos/bioquimica446/CAP14%20Metabolismo%20de%20amino%20acidos%20y%20nucleotidos.pdf


54

MODROÑERO, Roman, Química Fundamental de los Heterociclos, Ed.

Alhambra, México, 1968, Pág 71



http://marc.pucpr.edu/edu/facultad/santos/bioquimica446/CAP14%20Metab

olismo%20de%20amino%20acidos%20y%20nucleotidos.pdf





55

SESIÓN EXPERIMENTAL 12

2° SEMINARIO

Síntesis de Pirroles. Formación de Indoles. Formación de Piridinas.

Formación de Cumarinas. Aislamiento de Cafeína. Síntesis de Quinolinas.

OBJETIVO:

Comprender en su totalidad el experimento mediante la integración de la parte

experimental y la teórica.

Reforzar los conceptos teóricos.

Favorecer la discusión, el trabajo en equipo y el análisis de resultados.

Aprender a organizar e integrar la información que obtienen los alumnos en la biblioteca

y en el laboratorio.

Realizar presentaciones tanto en forma oral como escrita.

METODOLOGÍA:

Para llevar acabo el seminario, se integran 3 equipos de trabajo según el numero de alumnos y

cada grupo presenta una practica teniendo que desarrollar los siguientes puntos:

Análisis de la técnica.

Reacción general.

Mecanismo de la reacción

Importancia de la técnica.

Diferentes formas de síntesis.

Usos del producto obtenido.

Estudio económico.

Análisis de resultados de todo el grupo.

Espectroscopia en IR de reactivos y producto.

Conclusiones.

Bibliografía.

Esta actividad permite que los alumnos realicen conclusiones reales, integrando los resultados y

experiencias de sus compañeros, por lo que es una actividad más enriquecedora que el análisis

individual.

56

EXPERIMENTO No. 13

OBJETIVOS

d) Sintetizar un compuesto de interés farmacéutico.

e) Revisar la importancia de este compuesto en la industria cosmetológica.

f) Efectuar la formación de un anillo de cinco miembros con 2 heteroátomos de

nitrógeno.

ANTECEDENTES

1. Fundamento químico de la síntesis.

2. Propiedades físico-químicas de reactivos y productos utilizados.

3. Reacciones más importantes de las hidantoínas.

4. Usos e importancia de la alantoína.

PROPIEDADES QUÍMICAS

Fórmula Química: C4H6N4O3

Apariencia: Polvo cristalino blanco

Punto de Fusión: 239 ºC

Solubilidad: 0.5% en agua a 25 ºC, 0.2% en alcohol a 25 ºC

57

REACTIVOS

0.5 g Ácido Úrico 0.3 g KMnO4 en polvo

gotas Ácido Acético conc. 2.5 mL Disolución de NaOH al 20%

MATERIAL

1 Vaso de pp. de 150 mL. 1 Embudo Büchner c/alargadera.






1 Espátula. 1 Termómetro 0-100 °C.


1 Pipeta graduada de 5 mL. 1 Frasco para cromatografía

REACCIÓN

HN

NH

O

O

HN

HN

O

Ácido Úrico PM: 168

NaOH/KMnO4

NH

HNO

O

HN

H2N

O

AlantoinaPM: 158

PROCEDIMIENTO

En un vaso de pp. De 150 mL se colocan 0.5 g de ácido úrico en 20 mL de agua

precalentada (60-75 °C) con agitación mecánica. Posteriormente se agrega gota a

gota disolución de NaOH al 20% (aprox. 2.5 mL) hasta que se disuelva el ácido

úrico completamente, con agitación.

Se enfría empleando hielo; cuando se acerque a 30 °C y sin quitar la agitación, se

agregan, en una sola porción, 0.3 g de KMnO4 en polvo, se continúa con la

agitación por 30 minutos más.

Se filtra al vacío y se lava con agua hasta que la disolución salga transparente, y

posteriormente se lleva ésta a pH ácido con HCL.

58

Se concentra calentando en parrilla con agitación hasta reducir el volumen.

Cristalizar en hielo. Filtrar al vacío hasta secar, determinar punto de fusión y

rendimiento (60-70%) de la reacción.

CUESTIONARIO

6. ¿Por qué es importante adicionar el NaOH gota a gota con agitación?

7. Proponga el mecanismo de la reacción.

8. ¿Para qué se utiliza el KMnO4? ¿Por cuál otro reactivo se puede sustituir?

9. ¿Por qué razón se tiene que llevar a pH ácido la mezcla de reacción?

10. Dé las estructuras de 3 hidantoínas con importancia farmacéutica.

BIBLIOGRAFÍA

Young E.G., Wentworth H.P., Hawkins W.W. (1944). “The absorption and

excretion of allantion in mammals”. J.Pharmacol. Experi. Therapeutics,

81: 1-9

GIRAL, Francisco, Productos Químicos y Farmacéuticos, Vol. 3. Aliciclos,

Heterociclos Naturales, Ed. Atlante, México, 1956.

AVILA, Z., et al, Química Orgánica: Experimentos con un Enfoque

Ecológico, México, Ed: Dirección General de Publicaciones y Fomento

Editorial, UNAM SANABRIA, R., Práctica: Formación de 5,5-difenilhidantoína, Prácticas

de Química Orgánica III para QFB, FES Cuautitlán, UNAM

59

APENDICE A: DERIVADOS DE INTERÉS BIOLÓGICO

CUADRO DE RESULTADOS EJEMPLO:

Reacción OH

O

OH

H2N NH2

O

Ac2O

HN

NH

O

O

PM 228.122g/mol 60.66g/mol 252.27g/mol volumen --- --- 1.05mL --- gr (agreg.) 1.1535 g 0.6 g P.freportado=296°C densidad --- --- Wprod= 0.7314g moles 5.056x10-3 9.8912x10-3 2.8993x10-3 R.L. +++

gmolx molg .2755.127.25210056.5 3 de: 5,5-Difenilhidantoína (teóricos)

Rendimiento de la reacción:

%34.57

108993.2

%10010056.5

3

3

X

Xmolx

molx

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DE LAS HIDANTOINAS:

HNNH

O

O

FENITOÍNA: es el éster fosfato disódico de 3-hidroximetil-5-5 difenilhidantoína. Antiepileptico, anticonvulsivo.

N

NH HISTAMINA

NH2

Aminoácido

N

NH

OH

NH2

O

HISTIDINA

Amina biógena derivada de la histidina. Vasodilatador. Aumenta la concentración de HCl en estómago.

NH

N

O

O

ETOTOÍNA Antiepiléptico

N

N

O2N

METRONIDAZOL

OH Antiparasitario, antibacteriano

NH

NH

OO

NIRVUNOL

Ar

Hipnótico, sedante

60

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DE LAS CUMARINAS

O OHO

UMBELIFERONA Filtro solar, indicador fluorescente

OO

O

FURANOCUMARINA Fotosensibilizador de piel

O O O

PIRANOCUMARINA Antiespasmódico y vasodilatador

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DE ISOXAZOLES:

N

O

HO

O

NH3

O

Acido Iboténico

1.-

N

O

O

NH3

Muscimol

2.-

N

O

4,5-Dimetilisoxasol

4.-

TIENEN ACTIVIDAD INSECTICIDA Y ACTIVIDAD DEPRESORA DEL SISTEMA NERVIOSO

CENTRAL DEBIDO A QUE SU ESTRUCTURA ES MUY SIMILAR A LA SEROTONINA

(NEUROTRANSMISOR) AISLADOS DE AMANITA MUSCARIA, A. PANTHERINA, A. COTHURNATA.

HA SIDO DETECTADO EN LOS ACEITES

DE JUGO DE TOMATE, Y EN EL DE

LECITINA DE SOYA. ES VOLATIL

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DE PIRAZOLES:

3-amina-4,5-dihidro-1-(3-(trifluorometil)-fenilpirazol

NN

F3C

NH2

Betazol: 3-(beta-Aminoetil)pirazol

4-Metilpirazol

N

HN

O

O

ON C

H N

N

O

FENPIROXIMATO

H2N C C

CH3

OH

ON

N

Un inhibidor doble tanto de la vía de la ciclooxigenasa como de la lipoxigenasa. Ejerce un efecto antiinflamatorio al inhibir la formación de prostaglandinas y leucotrienos. La droga también incrementa la vasoconstricción pulmonar hipóxica y tiene efecto protector sobre la isquemia miocárdica.

Un agonista del receptor H2 de la histamina utilizado clínicamente para probar la función secretora gástrica.

Antídoto usado en la intoxicación por entilenglicol. potente inhibidor de la alcohol-deshidrogenasa(ADH), es de la clase de antídotos que contrarrestan la formación de metabolitos tóxicos

Acaricida de uso agrícola en las plantaciones de café, cítricos, y palmeras.

Uno de los primeros pirazoles. Encontrado en las semillas de la sandía.

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DEL BENCIMIDAZOL:

MEBENDAZOL: El mebendazol, es un medicamento lombricida, que mata parásitos. Se usa para tratar los casos de parasitosis por lombrices intestinales (nematodos), uncinarias (anquilostoma), oxiuros, tricocéfalos y otro tipo de parásitos (VERMOX)

NH

N

N

S

Tiabendazol Antihelmintico: nematodos Fungicida

NH

NS

N

O

Omeprazol Inhibidor de la bomba de H+ en estomago, intestino: funciona al disminuir la cantidad de ácido producido por el estómago., se usa para tratar las úlceras; reflujo gastroesofágico (condición en que el reflujo del ácido del estómago causa pirosis (acidez o calor estomacal) y lesiones en el esófago; condiciones donde el estómago produce demasiado ácido, como el síndrome de Zollinger-Ellison; se usa en combinación con otros medicamentos para eliminar la bacteria H. pylori, que provoca úlceras; también se usa para tratar la laringitis

61

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO DE PIRIDINAS

N

N

O

ÁCIDO NICOTÍNICO Componente celular

NF3C CHF2

O

O

O

N

R3

R4

R2R1

IMIDATO CICLICOHERBICIDA

N F

CF3OCH2Ph

Piridina con actividad contra Candida albicans

CUADRO DE RESULTADOS PARA EL CARBAZOL:

Reaccion

HN

NH2

fenilhidrazina

O

ciclohexanona

Ac.Acetico

HN N

fenilhidrazona

H+

HN

1,2,3,4-tetrahidro carbazol

PM 108 g/mol 98 g/mol

Intermediario de Reacción no aislado

171 g/mol densidad 1.099 g/mL 0.947 g/mL P.fobservado=118°-120°C volumen 0.75mL 0.8mL P.fexperim= 116°C gr (agreg) 0.8242 0.7576 1.075g obtenidos moles 7.632x10-3 7.731x10-3 6.286x10-3

Reac.Limit +++

DERIVADOS DE INTERES BIOLOGICO

NH

OH

O

TRIPTOFANO

NH

NH2

HO

SEROTONINA NH

OH

O

AC. 3-INDOLIL ACETICO

62

APENDICE B: TABLAS DE POLARIDAD

TABLA 28-2. Propiedades de las fases móviles cromatográficas más comunes

Índice de

refraccióna Viscosidad,

cPb Punto de

ebullición ºC Índice de de polaridad, P'

Fuerza eluyentec Disolvente

Fluoroalcanosd 1,27-1,29 0,4-2,6 50-174 <-2 -0.25

Ciclohexano 1.423 0.90 81 0.04 -0.2

n-Hexano 1.372 0.30 69 0.1 0.01

1-Clorobutano 1.400 0.42 78 1.0 0.26

Tetracloruro de carbono

1.457 0.90 77 1.6 0.18

iso-Propileter 1.365 0.38 68 2.4 0.28

Tolueno 1.494 0.55 110 2.4 0.29

Dietileter 1.350 0.24 35 2.8 0.38

Tetrahidrofurano 1.405 0.46 66 4.0 0.57

Cloroformo 1.443 0.53 61 4.1 0.40

Etanol 1.359 1.08 78 4.3 0.88

Acetato de etilo 1.370 0.43 77 4.4 0.58

Dioxano 1.420 1.2 101 4.8 0.56

Metanol 1.326 0.54 65 5.1 0.95

Acetonitrilo 1.341 0.34 82 5.8 0.65

Nitrometano 1.380 0.61 101 6.0 0.64

Etilenglicol 1.431 16.5 182 6.9 1.11

Agua 1.333 0.89 100 10.2 Grande

a= a 25°C b El centipoise es una unidad típica de viscosidad; en unidades del SI, 1cP = 1mN Ã— sÃ—Â m

-2.

c En AI2O3. Multiplicando por 0,8 se obtiene el e0 para la SiO2.

d Las propiedades dependen de la masa molecular. Se da un intervalo de datos.

63

TABLA DE PROPIEDADES FISICO-QUIMICAS Y CARACTERÍSTICAS

CRETIB

PRACTICA # 1

PRACTICA # 2

PRACTICA # 3

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERISTICAS

CRETIB

Sacarosa

Acido clorhídrico

Hidróxido de

sodio

Yodo – Yoduro

Fenoftaleína

Fehling

Benedict

Almidón

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Almendras

Hexano

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Ácido Acético

Acetona

P-Nitro-Fenil-D-

Glucósidos

64

PRACTICA # 4

PRACTICA # 6

PRACTICA # 7

PRACTICA # 8

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Tetracloruro de

Carbono

Yoduro de Potasio

Solución de

tiosulfato de sodio

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

2,5-hexanodiona

Etanol

Anilina

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Fenilhidrazina

Ciclohexanona

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

2-Nitrobenzaldehído

Bisulfito sódico

Peróxido de

hidrógeno

65

PRACTICA # 9

PRACTICA # 10

PRACTICA # 11

PRACTICA # 12

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Formaldehído

Acetoacetato de etilo

Disolución de

NH4OH

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Resorcinol

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Agua Destilada

Diclorometano

Cloruro de Metileno

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Ácido Tartárico

Bisulfato de Potasio

Benzaldehído

Ácido Pirúvico

66

PRACTICA # 13

REACTIVO DE FEHLING

REACTIVO DE BENEDICT

REACTIVO DE YODO-YODURO (WIJS)

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Ácido úrico

Permanganato de

Potasio

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Sulfato Cúprico

Tartrato de Sodio y

Potasio

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Citrato de Sodio

Carbonato de

Sodio

SUSTANCIA PESO

MOLECULAR

P. EB.

(°C)

P. FUS.

(°C)

MÉTODOS DE

DISPOSICIÓN.

CARACTERÍSTICAS

CRETIB

Yoduro de Potasio

Documents

PROGRAMA EXPERIMENTAL DE QUÍMICA …depa.fquim.unam.mx/amyd/archivero/manual_20112_14431.pdf · 3 programa teÓrico para la asignatura de quÍmica orgÁnica iii (1521) unidad 1 carbohidratos