Reacción en Cadena de La Polimerasa (PCR) a Tiempo Real

FORMACIÓN MÉDICA CONTINUADA

Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) a tiempo realJosep Costa

Servicio de Microbiología. Hospital Clínic i Provincial. Barcelona. España.

La PCR convencional en el contexto de la microbiología clínica

El proceso de detección de un agente infeccioso por am-plificación genética se desarrolla de manera habitual entres etapas. La primera consiste en la extracción y purifi-cación de los ácidos nucleicos del microorganismo de lamuestra biológica, seguido de la amplificación de un seg-mento seleccionado del genoma del microorganismo me-diante reacción en cadena de la polimerasa, es decir, laPCR propiamente dicha. Finalmente, en la tercera etapase lleva a cabo la detección de los fragmentos amplifica-dos en la PCR (amplicones) por electroforesis en gel deagarosa y tinción con bromuro de etidio, o mediante hibri-dación con sondas específicas. En general todo este proce-so suele durar aproximadamente 24 h.

En el ámbito de la microbiología clínica, la PCR se haaplicado en tres grandes campos:

1. Diagnóstico etiológico. La PCR es sobre todo útil enausencia de métodos de diagnóstico alternativos o cuandoéstos son muy complejos, para mejorar la eficacia diagnós-tica complementando métodos convencionales o si se re-quiere un diagnóstico rápido y precoz del agente etiológi-co para poder iniciar el tratamiento específico lo antesposible.

2. Control del tratamiento con antimicrobianos. LaPCR se utiliza tanto para la selección de los pacientes quedeben ser tratados como para, una vez iniciado el trata-miento, comprobar su eficacia, siendo importante para ellodisponer de métodos cuantitativos.

3. Caracterización genética de agentes infecciosos. Ge-notipificación; identificación de mutaciones determinantesde resistencias a fármacos o de virulencia; epidemiologíamolecular; etc.

En los últimos 10 años se han desarrollado innumerablesaplicaciones de la PCR en microbiología clínica. No obs-tante, desde el punto de vista asistencial, la PCR sólo se haconsolidado como un procedimiento realmente útil en viro-logía, al ser una buena alternativa al aislamiento por culti-vo celular. Salvo algunas excepciones, la introducción dela PCR en la rutina asistencial en otros campos de la mi-crobiología clínica ha sido muy limitada y su aplicación seha restringido a aquellos microorganismos que no crecen ocrecen mal en los medios de cultivo convencionales y aúnen ese grupo, la implementación real de esta metodologíaha sido muy escasa. En términos generales, puede decirseque la aplicación de la PCR en el laboratorio de microbio-logía asistencial se ha restringido a un pequeño grupo deagentes infecciosos con gran interés económico para lasempresas de diagnóstico microbiológico, como por ejemplovirus de la inmunodeficiencia humana (VIH), de la hepati-tis C (VHC), de la hepatitis B (VHB) o citomegalovirus,

Hoy en día, la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) se

utiliza normalmente en la rutina asistencial de la mayoría de

nuestros laboratorios, pero su empleo se ha limitado, con

pocas excepciones, al campo de la virología y en especial a

un reducido grupo de virus con gran interés económico,

para los que se dispone de ensayos comerciales bien

estandarizados. Por diversas razones, la PCR convencional

se ha implementado poco en el diagnóstico de otras

muchas enfermedades infecciosas a pesar de aportar

indudables ventajas. La PCR a tiempo real combinada con

los nuevos sistemas automáticos para la purificación de

ácidos nucleicos, ofrece una plataforma ideal para el

desarrollo de una gran variedad de pruebas moleculares

para la identificación y cuantificación de los agentes

infecciosos de interés clínico. Debido a sus indudables

ventajas, como la facilidad de empleo, la mayor rapidez o el

menor riesgo de contaminación, la PCR a tiempo real, irá

reemplazando la PCR convencional y se extenderá a un

amplio abanico de aplicaciones microbiológicas.

Palabras clave: PCR a tiempo real. Diagnóstico molecular.

Sondas fluorogénicas.

Real-time PCR

PCR based assays are currently used routinely in most

microbiology laboratories. But, with few exceptions, they

are restricted to the field of virology, especially to a limited

number of viral targets with important economical interest

for which commercially well standardized assays are

available. For several reasons, it has had a poor

implementation of the PCR assays into routine diagnostics

for other infectious diseases despite they are

advantageous. Combined with automated sample

isolation of nucleic acids, real-time PCR gives an ideal

platform for the development of molecular assays for a

wide range of infectious agents with clinical interest.

Because of its advantages, as simplicity, rapidity and

minor risk of contamination, real-time PCR will go replace

conventional PCR assays and its use will extend to a wide

range of applications in clinical microbiology.

Key words: Real-time PCR. Molecular diagnostics.

Fluorogenic probes.

Correspondencia: Dr. J. Costa.Servicio de Microbiología. Hospital Clínic i Provincial.Villarroel, 180. 08025 Barcelona. España.Correo electrónico: [email protected]

Manuscrito recibido el 9-2-2004; aceptado el 12-2-2004.

Enferm Infecc Microbiol Clin 2004;22(5):299-305 29900

Documento descargado de http://www.elsevier.es el 24/08/2012. Copia para uso personal, se prohíbe la transmisión de este documento por cualquier medio o formato.

para los que se han comercializado sistemas bien estanda-rizados y, en mayor o menor medida, automatizados. Paraotros agentes infecciosos con menor interés económico,para los que no hay kits comerciales para llevarlos a cabo o,si los hay, no son de fácil aplicación, se emplean métodosno comercializados, optimizados en los propios laborato-rios, aunque, en general, su uso se ha limitado a centrosde referencia o a grandes hospitales. El empleo generali-zado de esos métodos “caseros” no parece muy aconsejable,ya que diversos estudios efectuados hace algunos añospara evaluar su calidad revelaron graves deficiencias dereproducibilidad, sensibilidad y especificidad en la mayoríade los laboratorios participantes. Las causas de estas de-ficiencias son múltiples. Por ejemplo, la gran heteroge-neidad de las muestras que llegan al laboratorio y de losagentes infecciosos que deben ser identificados obliga a dis-poner de diferentes métodos de extracción, en algunos ca-sos muy complejos y laboriosos. La aparición, hace algu-nos años, de métodos comerciales basados en columnas conmatrices de silicatos y la reciente irrupción de robots quellevan a cabo la extracción de ácidos nucleicos de maneraautomatizada, en algunos tipos de muestras, representanuna mejora considerable. La presencia en algunas mues-tras de sustancias que inhiben la PCR origina falsos nega-tivos, siendo recomendable introducir controles internos enlas reacciones de amplificación para detectarlas. Aunquelos problemas más importantes de la PCR en microbiologíaafectan sobre todo a la especificidad. Debido a la elevadasensibilidad del método, el riesgo de contaminación cruza-da entre muestras es considerable. La fuente de contami-nación más común son los fragmentos de ADN amplifica-dos previamente en el laboratorio (amplicones) que puedencontaminar reactivos, superficies y materiales y producirresultados falsos positivos. Para disminuir el riesgo decontaminación hay que tomar y respetar rigurosamenteuna serie de precauciones de diversa índole1, que inclu-yen una distribución del laboratorio en distintas áreas detrabajo (pre y post-PCR), la adopción de tediosos hábitosde trabajo que minimizan el riesgo, el uso de material es-pecial o el empleo de sistemas anticontaminación, como lairradiación de superficies y reactivos con luz ultravioletao los sistemas químicos como la isopsoralina2 o la uracil-N-glucosilasa (UNG)3.

Además, la cuantificación del ADN diana en la muestrapor PCR resulta complicada. La dificultad principal radicaen que la eficacia de amplificación de la PCR va disminu-yendo con el tiempo, hasta que la reacción llega a una fasede saturación en la que ya no se produce incremento deADN. Puesto que los fragmentos amplificados se detectanal final de la PCR cuando la mayoría de reacciones hanalcanzado ya la fase de saturación, la cantidad de ADN ob-tenido no suele guardar mucha relación con la concentra-ción inicial de ADN en la muestra. Además, al ser la PCRuna reacción de tipo exponencial, pequeñas oscilaciones enla eficacia de amplificación para cada muestra se traducenen importantes variaciones en la cantidad de ADN obte-nido al final del proceso. Para superar este escollo se handesarrollado diversas estrategias. La más común consisteen hacer que el ADN diana compita durante la amplifica-ción con una cantidad conocida de control interno añadi-da antes de iniciar el proceso (PCR competitiva). Sin em-bargo, esos métodos son laboriosos, poco precisos y suelentener un rango de cuantificación limitado.

La PCR a tiempo realEn la PCR a tiempo real, los procesos de amplificación y

detección se producen de manera simultánea en el mismovial cerrado, sin necesidad de ninguna acción posterior.Además, mediante detección por fluorescencia se puedemedir durante la amplificación la cantidad de ADN sinte-tizado en cada momento, ya que la emisión de fluorescen-cia producida en la reacción es proporcional a la cantidadde ADN formado. Esto permite conocer y registrar en todomomento la cinética de la reacción de amplificación4.

Los termocicladores para llevar a cabo la PCR a tiemporeal incorporan un lector de fluorescencia y están diseña-dos para poder medir, en cualquier momento, la fluores-cencia emitida en cada uno de los viales donde se realice laamplificación. Los sistemas de detección por fluorescenciaempleados en la PCR a tiempo real pueden ser de dos ti-pos: agentes intercalantes y sondas específicas marcadascon fluorocromos, diseñadas, como veremos más adelante,de manera especial.

Agentes intercalantesSon fluorocromos que aumentan notablemente la emi-

sión de fluorescencia cuando se unen a ADN de doble héli-ce. El más empleado en PCR a tiempo real es el SYBR Gre-en I. El incremento de ADN en cada ciclo se refleja en unaumento proporcional de la fluorescencia emitida. Este sis-tema de detección tiene la ventaja de que la optimizaciónde las condiciones de la reacción es muy fácil y además, esmás barato que las sondas específicas. El principal incon-veniente de los agentes intercalantes es su baja especifici-dad, debido a que se unen de manera indistinta a produc-tos generados inespecíficamente o a dímeros de cebadores,muy frecuentes en la PCR. Para mejorar la especificidad sedeben emplear condiciones de reacción óptimas y una se-lección cuidadosa de los cebadores para disminuir el ries-go de formación de dímeros. Además. es recomendable ini-ciar la reacción de síntesis de ADN a temperaturaselevadas (hot-start PCR) lo cual disminuye de forma nota-ble el riesgo de amplificaciones inespecíficas. Para ello sepueden usar polimerasas recombinantes modificadas quesólo funcionan después de ser activadas a temperaturaselevadas5 o anticuerpos que bloquean el centro activo de lapolimerasa hasta que la reacción alcanza temperaturas al-tas en las que el anticuerpo se desnaturaliza liberando lapolimerasa y permitiendo su actividad6. Además, la mayo-ría de los equipos para PCR a tiempo real tienen la posibi-lidad de determinar la temperatura de fusión de los frag-mentos amplificados (Tm = temperatura a la que el 50%del ADN de la molécula está desnaturalizado). Cada frag-mento amplificado tiene una Tm característica, que depen-de sobre todo de su longitud y de la composición de susbases. Esta aplicación permite comprobar, aunque nosiempre con absoluta garantía, la especificidad de los frag-mentos detectados en la PCR. Por otra parte, los agentesintercalantes no permiten la identificación de polimorfis-mos en la secuencia diana.

Sondas de hibridación específicasSon sondas marcadas con dos tipos de fluorocromos, un

donador y un aceptor. El proceso se basa en la transferen-cia de energía fluorescente mediante resonancia (FRET)entre las dos moléculas. Las más utilizadas son las sondas

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de hidrólisis, denominadas también sondas TaqMan, lassondas molecular beacons y las sondas FRET.

1. Sondas de hidrólisis. Son oligonucleótidos marcadoscon un fluorocromo donador en el extremo 5’ que emite fluo-rescencia al ser excitado y un aceptor en el extremo 3’ queabsorbe la fluorescencia liberada por el donador. Para queesto ocurra, las moléculas donadora y aceptora deben estarespacialmente próximas. Además, el espectro de emisión dela primera se ha de solapar con el espectro de absorciónde la segunda. En la tabla 1 se relacionan los fluorocromosmás empleados y sus espectros de excitación y emisión.Mientras la sonda está intacta, la fluorescencia emitidapor el donador es absorbida por el aceptor. Sin embargo, du-rante la amplificación de ADN diana, la sonda se hibridacon su cadena complementaria. Al desplazarse a lo largode la cadena, en su acción de síntesis, la ADN polimerasa deThermus aquaticus, que tiene actividad 5’ exonucleasa, hi-droliza el extremo libre 5’ de la sonda, produciéndose la li-beración del fluorocromo donador7. Como donador y aceptorestán, ahora, espacialmente alejados, la fluorescencia emi-tida por el primero es captada por el lector (fig. 1).

2. Molecular beacons. Son sondas parecidas a las ante-riores. Tienen una molécula donadora en el extremo 5’ yuna aceptora en el extremo 3’ pero, además, presentan

una estructura secundaria en forma de asa, en la que re-side la secuencia de unión específica con el ADN diana.Los extremos permanecen plegados cuando la sonda noestá hibridada, lo que conlleva que donador y aceptor es-tén muy cerca uno de otro. En esta conformación la fluo-rescencia emitida por el donador es absorbida por el acep-tor y no es captada por el lector del equipo. Sin embargo, alhibridar con el ADN diana la sonda se abre, alejándose do-nador y aceptor, pudiendo ser detectada la fluorescenciaemitida por el primero8 (fig. 2).



TABLA 1. Principales moléculas fluorescentes empleadas como marcadores en la PCR a tiempo real

Fluorocromo Máx �abs (nm) Máx �em (nm)

Cascade blue (varios) 374-403 422-430YOYO-1 491 509Bodipy 503 512Fluoresceína (FITC) 494 520SYBR Green I 497 520TOTO-1 513 532FAM 495 535Luciferina 430 540TET 522 550JOE 525 555HEX 530 560Cy3 552 565POPO-3 534 570Rodamina 540 570NED 553 575TAMRA 560 580Naranja de acridina 460,502 526,650Cy5 643 667Quantum Red/Red 670 480,565 670Bromuro de etidio 526 605ROX 580 605Red 613 480,565 613Rojo de Tejas 596 615Homodímero de etidio 534 616Yoduro de propidio 536 617IRD 700 685 705Cy7 743 767IRD 800 795 849

PCR: reacción en cadena de la polimerasa.

A

B

C

Figura 1. Mecanismo de las sondas de hidrólisis.

ADN diana

Hibridación

Sonda

Figura 2. Molecular beacons.


3. Sondas FRET. El sistema se compone de dos sondasque se unen a secuencias adyacentes del ADN diana. Unade las sondas lleva un donador en el extremo 3’ y la otraun aceptor en el extremo 5’. Cuando las sondas están hi-bridadas, los dos fluorocromos están próximos. Al ser exci-tado, el donador transfiere su energía al aceptor que, a suvez, emite la fluorescencia que detecta el lector del equipo(fig. 3).

En todos estos sistemas, el incremento de ADN en cadaciclo se corresponde con un aumento de hibridación de lassondas, lo que conlleva un aumento en la misma propor-ción de fluorescencia emitida. El empleo de sondas garan-tiza la especificidad de la detección y permite identificarpolimorfismos o mutaciones puntuales, pero su coste es

más elevado que el SYBR Green y la optimización de lascondiciones de la reacción resulta más difícil.

Equipos para PCR a tiempo realEn la tabla 2 se describen los equipos para llevar a cabo

la PCR a tiempo real y sus fabricantes. Están compuestospor un termociclador y por un lector de fluorescencia y dise-ñados para poder efectuar la lectura de la fluorescencia emi-tida en cada uno de los viales usados y en cualquier momen-to de la reacción. Los más utilizados son los equiposfabricados por Applied Biosystems y Roche Diagnostics,pero en general todos los modelos actuales permiten todaslas aplicaciones que se detallan en el capítulo siguiente. Lasdiferencias más importantes entre estos equipos hacen re-ferencia a la rapidez y al número de muestras que se puedenprocesar al mismo tiempo. El número de canales de lecturaque presentan los equipos también es importante. Disponerde varios canales de lectura permite detectar la emisión dedistintos fluorocromos a la vez. De esa manera, se puedenusar varias sondas marcadas con distintos fluorocromos,para identificar diferentes tipos de ADN diana en la mismareacción (PCR múltiple) o incorporar controles internos a lareacción, para detectar la presencia de inhibidores.

Opciones de los equipos de PCR a tiempo realLos programas de los equipos de PCR a tiempo real tie-

nen diversas opciones:

1. Amplificación y detección de ADN o ARN diana en lamuestra.

2. PCR múltiple.3. Cuantificación del ADN o ARN diana en la muestra9.

Se puede cuantificar la concentración inicial de ADN (oARN) diana en la muestra de manera muy sencilla, aña-diendo simplemente unos controles externos con concen-traciones conocidas y crecientes de ADN diana (curva pa-trón) en la tanda de amplificación. En la PCR a tiempo realel programa informático va registrando el incremento defluorescencia (proporcional al aumento de ADN) en cada ci-clo, y esta información se refleja gráficamente en curvasde cinética de la reacción para cada una de las muestras ycontroles (fig. 4). Por lo tanto, se puede controlar la ampli-ficación en las fases iniciales, cuando la concentración delos reactivos todavía no es limitante y el efecto de la varia-bilidad en la eficiencia de amplificación es menos impor-tante. Para cada muestra el programa informático calculael número de ciclo en el que el lector empieza a detectarun incremento de fluorescencia significativo, con respecto ala señal de base. El ciclo en el que se empieza a detectar elaumento de fluorescencia se denomina punto de corte (Cp,de crossing point) o ciclo umbral (Ct, de threshold cycle) yes inversamente proporcional a la concentración inicial deADN diana presente en la muestra. Con las concentracio-nes previamente conocidas de los controles externos y susCp correspondientes se dibuja una curva patrón. Interpo-lando en ella los valores de los Cp de cada muestra proble-ma se puede inferir su concentración de ADN inicial.

4. Análisis de curvas de disociación. Se basa en la apli-cación de un gradiente de temperaturas creciente despuésde la PCR para monitorizar la cinética de disociación de losfragmentos amplificados. Mediante esta aplicación se pue-de determinar la Tm de los amplicones para comprobar suespecificidad. También permite el análisis de mutaciones



Lector

A

B

Figura 3. Sondas FRET.

TABLA 2. Equipos para PCR a tiempo real

Instrumento Fabricante Sistema Tiempo Capacidadtérmico de reacción

Serie GeneAmp Applied Convencional 2 h 96Serie AbiPrism Biosystems

ICycler iQ BioRad Convencional 2 h 96-384

LightCycler Roche Aire 20-60 min 32Diagnostics

SmartCycler Cepheid Placa cerámica 40-60 min 16-96

MX4000 Stratagene Convencional 90 min 96

Rotor Gene Corbett Aire 50 min 32Research

PCR: reacción en cadena de la polimerasa.


puntuales, que se puede abordar de diferentes maneras. Unenfoque sencillo consiste en usar una sonda complementa-ria con el ADN diana de tipo salvaje, que abarque la posi-ción del polimorfismo. El híbrido formado entre sonda yADN de tipo salvaje tendrá una estabilidad mayor que elformado entre la sonda y el ADN mutado, puesto que eneste caso la complementariedad no es absoluta. La mayorestabilidad de la unión entre la sonda y el ADN salvaje sereflejará en una Tm superior. Las diferencias en la tempe-ratura de disociación de los híbridos nos permitirá discrimi-nar perfectamente entre el ADN de tipo salvaje y el de tipomutado, pudiéndose establecer además, de forma relativa,la cantidad de ADN de tipo salvaje y la de tipo mutadocuando ambos están presentes en la misma muestra (fig. 5).

Ventajas de la PCR a tiempo realLa primera gran ventaja de la PCR a tiempo real es su

rapidez, puesto que no se necesita ningún proceso adicio-nal de detección. Si el equipo empleado es el Light Cyclero equivalente, esta ventaja todavía es más acusada, pu-diéndose completar el proceso de amplificación y detecciónen 30-40 min. Además, gracias a su rapidez, estos equi-pos se pueden rentabilizar al máximo, permitiendo un flu-jo mucho mayor de muestras y de ensayos. Otra ventajamuy importante de la PCR a tiempo real es que al utili-zar sistemas cerrados, el riesgo de contaminación dismi-nuye de forma muy importante. Los sistemas a tiemporeal permiten cuantificar la concentración inicial de ácidonucleico presente en las muestras de manera mucho mássencilla, más precisa y sobre todo en un rango mucho ma-yor (5-6 log) que en los procedimientos convencionales(2-4 log). Asimismo, la determinación de mutaciones pun-tuales que pueden estar relacionadas con resistencias amedicamentos antimicrobianos o con factores de virulen-cia, es mucho más fácil. Los equipos para PCR a tiemporeal tienen una capacidad muy elevada ya que en el mis-mo instrumento se pueden llevar a cabo ensayos cualitati-vos, cuantitativos, determinación de mutaciones, PCRmúltiple, etc., mientras que para los procedimientos con-vencionales se requieren múltiples equipos.

Aplicaciones de la PCR a tiempo real en la microbiología clínica

Las aplicaciones de la PCR a tiempo real en el campode la microbiología clínica no difieren de las que ya se hancomentado al principio de esta revisión para la PCR con-vencional. No obstante, es previsible que gracias a sus in-dudables ventajas y a la sencillez de su empleo, la PCR atiempo real vaya reemplazando la PCR clásica, y que suaplicación se extienda a un número cada vez mayor deagentes infecciosos, implementándose progresivamente enla rutina asistencial. Algunas empresas de diagnóstico(Roche Diagnostics, Artus, Abbott, Celera) han hecho yauna apuesta decidida por la nueva tecnología y tienen dis-ponibles, o los tendrán en breve, kits para el diagnósticode los agentes infecciosos de mayor interés comercial me-diante sistemas de PCR a tiempo real (VIH, VHB, VHC,citomegalovirus). Sin embargo, hay muchas enfermedadesinfecciosas, con menor interés comercial, en las que el usode métodos moleculares de diagnóstico aporta indudablesventajas. La PCR a tiempo real, combinada con los nue-vos sistemas automáticos para la preparación de las mues-tras, ofrece una plataforma ideal para el desarrollo de una

gran variedad de pruebas moleculares para la identifica-ción o cuantificación de esos agentes infecciosos. Es el casode muchos virus10,11 (familia de los Herpesvirus, virus res-piratorios, enterovirus, virus JC, virus BK, etc.) o de bac-terias que no crecen en medios de cultivo como Trophery-ma wippeli12, o que crecen mal como Bordetella pertussis13

o Bartonella14 o muy lentamente como Mycobacterium tu-berculosis15. También, de micosis invasivas16, especial-mente por Aspergillus ssp. o de infecciones parasitariascomo las ocasionadas por Toxoplasma gondii17 en líquidoamniótico o en líquido cefalorraquídeo (LCR).

Otro campo potencial de aplicación de la PCR a tiemporeal es en la identificación de organismos fácilmente cul-tivables, cuya detección rápida sea beneficiosa por algúnmotivo. Por ejemplo, la identificación de Streptococcus delgrupo B (S. agalactiae) en frotis vaginales18. La coloniza-ción del tracto genital de mujeres parturientas por esteagente se relaciona con un mayor riesgo de infección neo-natal grave. El tiempo necesario para el aislamiento deesta bacteria mediante cultivo es de 1-2 días, mientras que



50 10 15 20 25 30 35 40 45

Ciclos

F 105

104

103

102

101

Figura 4. Curva patrón para cuantificación.

0

Temperatura

F

Tipo mutado

Tm: 56 Tm: 59

Tipo salvaje

Figura 5. Determinación de mutaciones puntuales mediante análisis de cur-vas de disociación.


por PCR a tiempo real su identificación se puede llevar acabo en 30 min. La reducción del tiempo de diagnósticopuede mejorar la prevención de esas infecciones en reciénnacidos. En otros casos, como la sepsis, la supervivenciadel enfermo puede depender de un diagnóstico precoz delagente causal que permita establecer el tratamiento anti-biótico específico en etapas tempranas del proceso. Proba-blemente en pocos años se habrán optimizado protocolosde PCR múltiple a tiempo real para la identificación de los10 o 20 agentes más frecuentes de la sepsis en unas pocashoras. Lógicamente, la PCR a tiempo real no va a reem-plazar al hemocultivo, porque la sepsis puede estar ocasio-nada por una variedad de microorganismos mucho másamplia, pero la demora en el tratamiento se podrá reduciren un número considerable de casos, lo que sin duda pue-de mejorar el pronóstico de este grave proceso.

El éxito de un tratamiento no sólo se basa en un diag-nóstico etiológico precoz, sino que en muchas ocasiones ladeterminación rápida de la sensibilidad del agente causal alos fármacos antimicrobianos puede ser determinante. LaPCR a tiempo real proporciona métodos ágiles y sencillospara la identificación de mutaciones puntuales asociadascon resistencias a fármacos antimicrobianos. Por ejemplo,en apenas una hora se puede determinar la presencia enheces de enterococos resistentes a vancomicina19, facilitan-do el control de la transmisión de este patógeno en los cen-tros sanitarios. En los últimos años se han desarrollado mé-todos sencillos para la detección rápida de mutacionesasociadas con resistencias a meticilina20 en Staphylococcusaureus y a rifampicina y a isoniacida en Mycobacteriumtuberculosis21. También se han descrito procedimientospara la identificación de mutaciones asociadas con resis-tencia a agentes antivíricos, como la lamivudina22 en VHB.

Hoy día ya están disponibles kits comerciales para algu-nas aplicaciones comentadas en este apartado y en el futu-ro irán apareciendo muchos otros. Incluso para las enfer-medades infecciosas menos frecuentes están, o estarándisponibles, protocolos bien optimizados, sencillos y rápidospara que puedan ser implementados en la rutina asisten-cial. No obstante, hay que hacer hincapié en que esta poten-te metodología sólo será útil si los laboratorios de microbio-logía clínica participan en programas de control de calidadbien definidos como el Quality Control for Molecular Diag-nostics (QCMD; http://www.qcmd.org) desarrollado por TheEuropean Society for Clinical Virology y The European So-ciety for Microbiology and Infectious Disease o el programade control de calidad de la Sociedad Española de Enferme-dades Infecciosas y Microbiología Clínica (SEIMC).

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Los artículos publicados en la sección “Formación Médica Continuada” forman parte de grupostemáticos específicos (antibiograma, antimicrobianos, etc.). Una vez finalizada la publicación decada tema, se irán presentando al Sistema Español de Acreditación de la Formación Médica Conti-nuada (SEAFORMEC) para la obtención de créditos.

Una vez concedida la acreditación, ésta se anunciará oportunamente en la revista y se abrirá unperíodo de inscripción gratuito durante 3 meses para los socios de la SEIMC y suscriptores de laRevista, al cabo del cual se iniciará la evaluación, durante 1 mes, que se realizará a través de la webde Ediciones Doyma.

NOTA




ANEXO 1. Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) a tiempo real

1. El bromuro de etidio se utiliza habitualmente en:a) La hibridación molecular.b) El proceso de amplificación de ADN.c) La detección de productos de PCR.d) La extracción de ácidos nucleicos.e) La PCR a tiempo real.

2. El punto de corte (Cp) esa) La temperatura de fusión de los amplicones.b) Es el ciclo en el que se alcanza la saturación de la reacción.c) Es el ciclo en el que se empieza a detectar un incremento de fluorescencia significativo por encima de la basal.d) Es la temperatura a la que se efectúa la lectura de fluorescencia en cada ciclo.e) Ninguna de las anteriores respuestas es cierta.

3. Habitualmente la identificación por PCR a tiempo real con el sistema LightCycler suele durar aproximadamente:a) 2 h.b) 4 h.c) 24 h.d) 30-40 min.e) 10 min.

4. Se puede disminuir la amplificación inespecífica mediante:a) Una selección adecuada de los cebadores.b) La detección de los amplicones en gel de agarosa.c) La detección con sondas de hidrólisis.d) “Hot start PCR”.e) Las respuestas a) y d) son correctas.

5. Se puede aumentar la especificidad de la detección de agentes infecciosos por PCR:a) Con una selección adecuada de los cebadores.b) Con una temperatura de desnaturalización menor.c) Con la detección de los amplicones mediante sondas moleculares.d) Con “hot start PCR”.e) a), c) y d) son correctas.

6. En las sondas FRET:a) La fluorescencia emitida por el donador es absorbida por el aceptor cuando están libres en la solución.b) La fluorescencia que detecta el fluorímetro es emitida por el aceptor.c) La fluorescencia que detecta el fluorímetro es la emitida por el donador.d) La fluorescencia no se detecta cuando las sondas están hibridadas con el ADN diana.e) Las sondas FRET no son fluorogénicas.

7. Una ventaja importante de la PCR a tiempo real con respecto a la convencional es:a) Posibilidad de usar un solo cebador para la reacción de amplificación.b) Menor riesgo de contaminación.c) Menor coste.d) Mayor especificidad.e) Ninguna de las anteriores es correcta.

8. El análisis de curvas de disociación permite:a) Confirmar la especificidad de los fragmentos amplificados.b) Cuantificar la concentración de ADN diana en la muestra.c) Aumentar la sensibilidad de la reacción.d) Reducir el tiempo de amplificación.e) Determinar la concentración de adenina en la muestra diana.

9. En la PCR a tiempo real la detección de los productos amplificados:a) Se lleva a cabo simultáneamente con la amplificación.b) Se lleva a cabo mediante electroforesis en gel de agarosa.c) Se lleva a cabo por hibridación molecular en filtros de nitrocelulosa.d) No es necesaria.e) Ninguna de las anteriores respuestas es cierta.

10. El uso de uracil-N-glucosilasa (UNG) sirve:a) Para mejorar la sensibilidad de la PCR.b) Disminuir el riesgo de contaminación.c) Reducir el tiempo de reacción.d) Detectar mutaciones puntuales.e) Reducir la fluorescencia de base.


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Reacción en Cadena de La Polimerasa (PCR) a Tiempo Real