RESULTADOS DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA …bibliotecagbs.com/archivos/informe_inter_febrero2005.pdf · gas másicas y a edades de fango relativamente filamentos entrelazados

RESULTADOS DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA

FANGOS ACTIVOS (Enero 2005)

GRUPO DE NEMATOLOGÍA Y RECURSOS NATURALES (RNM-310), línea GBS

INFORME "EJERCICIO INTERLABORATORIOS DE Enero 2005" 1

ÍNDICE

1. Introducción

2. Participantes

3. Resultados

4. Análisis de datos

Caracterización macroscópica y microscópica del fango activado (IF)

Identificación y cuantificación de bacterias filamentosas

Caracterización de la microfauna

Otros parámetros de interés

5. Conclusiones

• Generales

• Valoración de la muestra

6. Consideraciones para los próximos ejercicios interlaboratorios

7. Agradecimientos

8. Bibliografía

Anexo fotográfico (se adjunta en un documento aparte debido a su gran tamaño)


1. INTRODUCCIÓN

Con el objetivo de unificar criterios en los análisis de tipo microbiológico de fangos activos ("evaluación del fango: características macro- y microscópicas" y "evaluación de la microfauna: filamentos y protozoos"), GBS organiza ejercicios interlaboratorio con muestras de distintas características. Estos ensayos ofrecen la oportunidad de comparar los resultados y métodos con los demás laboratorios participantes, con objeto de detectar errores sistemáticos.

El ejercicio del día 18 de Enero de 2005 se realizó sobre una muestra puntual de Fango Activo, distribuida desde el Laboratorio de la EDAR Quart-Benager (Valencia), UTE Avsa-Egevasa, junto con los formatos de remisión de datos. En este ejercicio se han adjuntado las nuevas hojas de trabajo, que incorporan parámetros tales como la concentración de sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM), sólidos en suspensión volátiles (SSVLM), ensayo de decantabilidad en probeta o V30, índice volumétrico de fangos (IVF) y la cuantificación de las bacterias filamentosas en disolución con la asignación de una categoría numérica. También quedan recogidas algunas observaciones relacionadas con el estudio de la microfauna: densidad de amebas desnudas, larvas telotrocas, etc.

La metodología de trabajo está descrita en el “Manual de trabajo” de GBS disponible en la web www.grupobioindicacionsevilla.com.

2. PARTICIPANTES

Durante este ejercicio, el total de participantes ha sido de 12. Aunque el número de laboratorios participantes se ha mantenido respecto a ejercicios anteriores, la experiencia de éstos en cuanto a la aplicación de las técnicas descritas en el manual de GBS es bastante variable. Así, a este ejercicio se han incorporado 5 participantes que no habían trabajado con anterioridad con este tipo de metodología, 3 poseen un nivel medio de experiencia al haber participado anteriormente en otros interlaboratorios y 4 han empleado ampliamente esta metodología.

Sin embargo, una cuestión que nos gustaría resaltar para la mejor interpretación de algunos de los resultados que se mostrarán posteriormente es el período transcurrido desde la toma de muestras hasta su análisis (Tabla 1).


Tabla 1. Días transcurridos en el análisis de la muestra desde su toma.

P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 P8 P9 P10 P11 P14 1 1 2 2 2 1 1 2 1 1 1 1

Pi= Participante 1-14

3. RESULTADOS

Los resultados más relevantes del análisis microscópico de la muestra, para cada uno de los participantes, se recogen en la Tabla 2:

Tabla 2 (I). Resultados aportados por los participantes 1, 2, 3, 4 y 5.

PARTICIPANTE 1 2 3 4 5MACROSCOPÍA 16,5 12 16,5 7,5 24MICROSCOPÍA 34 44 34 37 34

ÍNDICE DE FANGOS 50,5 56 50,5 44,5 58C. DE FILAMENTOS 5 4 5 4 4

FILAMENTO DOMINANTE Nocardia sp. Nocardia sp., T 021N, T 0041 Nocardia sp. Nocardia sp. Nocardia sp.FILAMENTO 2ario Nostocoida limicola I y II N. limicola, H. hydrossis Nostocoida limicola III Tipo 0092 Nostocoida limicola

EFECTO FLÓCULO Nocardia sp. disgregación y Nostocoida (puentes) Disgregación, puentes interfl., esponjamiento Disgregación y puentes interfloc. Disgregación y puentes interfloc. Disgregación y puentes interfloc.OTROS FILAMENTOS T 021N, Nostocoida limicola III, Thiothrix Beggiatoa sp. Tipo 021N, helicoidales NO Microthrix parvicella

FILAMENTOS DISOLUC. No - Nostocoida limicola III Tipo 0092 NoCORTES DIAGONAL - 1,6 2,03 - -m/mL FILAMENTOS 1244 - 528,96 3192DENSIDAD ( org/L) 2.920.000 1.020.000 1.036.000 > 1.000.000

ÍNDICE DE SHANON 2,06 2,47 2,27 2,29 2,38NIVEL TELOTROCOS 0 - 0 0

NIVEL AMEBAS DESNUD 0 - 0 0ÍNDICE DE MADONI 8 6 6 7 9

CLASE MADONI I II II II INÚMERO DE ESPECIES 10 7 7 5 10

GRUPO DOMINANTE Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas

SSLM 2561 2193 2310 2376 2816SSVLM 2161 1860 - - 2232

V30 535 500 530 430 510IVF 209 227,9 229 181 181,1

Categoría del fango regular. Estructura flocu- Fango de baja decantabilidad, se puede La calidad del fango es regular, pudiendo in- Ambos tipos filamentosos provocan disgregación Aunqure no sedimenta correctamente, es sig-lar abierta con disgregación flocular debido al observar un flóculo muy mineralizado, con dicar un clarificado con un rendimiento en tor- flocular, hecho que se observa en las característi- nificativo que el clarificado es muy claro y queefecto de Nocardia sp.. Colonización protozoaria bajo contenido en nutrientes. Alta densidad no al 80-85%. El resultado del IVF es bastan- cas macroscópicas y microscópicas. los flóculos están muy disgregados, lo que

OBSERVACIONES muy buena. Filamentos asociados a bajas car- de bacterias filamentosas. Manojos de te alto, lo que nos puede estar indicando que Valoración calidad fango: regular, valoración agua nos indica que puede que haya un problemagas másicas y a edades de fango relativamente filamentos entrelazados provocando puen- es posible la existencia de esponjamiento del de salida: regular y valoración estabilida sistema: de Nocardia sp..altas. Disgregación flocular debida a Nocardia sp.. tes que dan lugar a disgregación, estructu- fango. Análisis efectuado el día 19. regular. Se confirma la presencia de Nocardia sp. que en También se observan manojos de filamentos ra difusa y abierta. Filamentos: bajos nive- La presencia de estos filamentos podría estar Las condiciones de anoxia de la muestra provoca- esta muestra es muy abundante y al airear laque provocan puentes o disgregación flocular, les de oxígeno disuelto y baja carga mási- ocasionando espumas en el reactor biológi- ron una gran dificultad en la identificación de los misma se evidencia que se producen las espu-que ayuda a que exista un ligero esponjamiento ca. La población de protozoos es escasa co además de una disgregación flocular que distintos protozoos. mas marrones grasientas que caracterizan a flocular (IVF ligeramente alto). Aparecen pe- en cuanto a su concentración y divresifica- sería la responsable de la turbidez y de la este filamento.queños microflóculos en el clarificado cuyo nú- ción. existencia de flóculos en suspensión produ- Pese a que la muestra me llegó 2 días tarde,cleo lo compone Nocardia sp.. Valoración de la calidad del fango: regular cidos estos también por la formación de no se observan signos evidentes de falta deFango estable y bien colonizado, excelente puentes interfloculares que origina la T 021N. oxígeno, aunque se dificulta un poco la obser-actividad biológica, buen funcionamiento. Aunque el IF no se muy bueno, estamos ante vación de los pedunculados que aparecen algoBuenas calidades del agua de salida, siempre un fango bien colonizado, por tanto aunque cerrados con lo que ahí se puede fallar más.y cuando no existan cambios de caudal muy sea posible la existencia de espumas, la cali- Valoración calidad fango: regular, valoraciónbruscos (fuga de microflóculos). dad del efluente no se verá muy alterada, ade- calidad agua de salida: buena, Valoración cali-

más el g. dominante son los c.peritricos que dad de la estabilidad del sistema: regular.tienen una gran capacidad depuradora y de


Tabla 2 (II). Resultados aportados por los participantes 6, 7, 8*, 9* y 10.

*Los valores de la V30 de los participantes 8 y 9 aparecen corregidos en el estudio estadístico

PARTICIPANTE 6 7 8 9 10

MACROSCOPÍA 18 30 21 12 16,5MICROSCOPÍA 50 32 36 37 29

ÍNDICE DE FANGOS 68 62 57 49 45,5C. DE FILAMENTOS 5 4 5 5 5

FILAMENTO DOMINANTE Nocardia sp. Nostocoida limicola I Nostocoida limicola I/ Nocardia Nocardia sp./Nostocoida limicola I Nocardia sp./Nostocoida limicola IFILAMENTO 2ario Tipo 0581, quizás M. parvicella Tipo 021N Tipo 021N, Tipo 1701 Tipo 021N/ Tipo 1701 Tipo 021N, Tipo 1701

EFECTO FLÓCULO Nocardia sin efectos esponjamiento, 0581 puentes Disgregación flocular Disgregación flocular Disgregación DisgregaciónOTROS FILAMENTOS Tipo 0041 Nocardia sp. Thiothrix II/T 1702/ H. hydrossis/T 0675/T 0914 Thiothrix II Thiothrix II

FILAMENTOS DISOLUC. 0 1 Nocardia sp. (pequeños filamentos) Nostocoida/Nocardia Nocardia sp.CORTES DIAGONAL - 3 - - -m/mL FILAMENTOS - - 1466 1206,4 -DENSIDAD ( org/L) 3.975.000 1.320.000 1.580.000 1.280.000 900.000

ÍNDICE DE SHANON 3,26 1,44 3,18 2,31 2,15NIVEL TELOTROCOS 0 pocos inexistentes - 0

NIVEL AMEBAS DESNUD 1 alto muchas - 1ÍNDICE DE MADONI 10 7 10 9 8

CLASE MADONI I II I I INÚMERO DE ESPECIES 12 9 13 8 6

GRUPO DOMINANTE Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas

SSLM 3680 2720 2540 2700 -SSVLM 3091 2339 2159 2592 -

V30 510 540 770 750 550IVF 139 199 303 278 -

OBSERVACIONES Valoración de la calidad del fango: buena Fango de categoría regular con una ligera turbi-Valoración agua de salida: buena dez presente en el clarificado, que no llega a la Valoración estabilidad sistema: regular categoría media. Presencia de flóculos en suspen-Parámetros de explotación: agua de buena sión de muy pequeño tamaño, formados porcalidad porque la turbidez es baja y no restos de Nocardia. Aparición de pequeños fla-hay espumas gelados en el clarificado, no muy abundantes.Parámetros de depuración: discreta efica- Efecto de Nocardia sobre el flóculo prácticamcia depurativa por SBI = 7 desapercibido; sin embargo, Nostocoida gene-

ra ruptura flocular y disgregación por su granvolumen. Se detectan problemas en el recuen-to de Nocardia, dadas sus elongaciones. Lasbacterias presentes están asociadas a baja car-ga másica comúnmente. Valoración calidad fango: maloValoración agua de salida: regularValoración estabilidad sistema: malaMicrofauna: alta diversidad de organismos, re-presentados casi todos los grupos, pero da


Tabla 2 (III). Resultados aportados por los participantes 11 y 14.

PARTICIPANTE 11 14MACROSCOPÍA 21 21MICROSCOPÍA 34 41

ÍNDICE DE FANGOS 55 62C. DE FILAMENTOS 4 4

FILAMENTO DOMINANTE N. limicola III/Nocardia sp. Nostocoida limicola IIFILAMENTO 2ario Tipo 021N, Thiothrix II Nocardia sp.

EFECTO FLÓCULO Disgregación flocular DisgregaciónOTROS FILAMENTOS N. limicola III/ T 0041/ H. hydrossis/ T 1702 Tipo 021N, Tipo 1701, H. hydrossis

FILAMENTOS DISOLUC. Nostocoida limicola III -CORTES DIAGONAL 2,4 -m/mL FILAMENTOS - -DENSIDAD ( org/L) 980.000 820.000

ÍNDICE DE SHANON 3,02 3,28NIVEL TELOTROCOS 0 0

NIVEL AMEBAS DESNUD Medio 0ÍNDICE DE MADONI 9 9

CLASE MADONI I INÚMERO DE ESPECIES 12 11

GRUPO DOMINANTE Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas Cil reptantes+Sésiles+y/o tecamebas

SSLM - -SSVLM - -

V30 510 510IVF - -

OBSERVACIONES Fango de categoría "regular". Turbidez baja,cercana a la categoría media. Presencia de

microflóculos en el clarificado. Olor indicativode una depuración insuficiente, aunque correcto

por ausencia de signos de septicidad, etc.Presente metabolismo del azufre en 021N

in situ y en Thiothrix II. Los organismos mayo-ritarios son N. limicola II y Nocardia sp.

aunque se han observado algunos flóculoscolonizados exclusivamente por Nocardia,

correspondientes a flóculos recirculados en elsistema de mayor edad de fangos, probablem. Sistema escasamente poblado aunque muy di-versificado, en el que el grupo funcional domi-nante son los sésiles y en una proporción im-portante las Vorticellas, situación que pone en

entredicho la estabilida del sistema.


4. ANÁLISIS DE DATOS

En este apartado se realizará un análisis estadístico de los valores obtenidos en cada uno de los puntos en los que está dividido el análisis de fangos activos. Los parámetros estadísticos seleccionados son:

El cálculo de la media nos informa sobre el valor más probable de la variable a estudiar. Es afectada fuertemente por los valores extremos de la población.

La desviación estándar muestra como de agrupados o dispersos se encuentran los valores. Si la varianza tiende a cero, quiere decir que la dispersión de los datos es muy baja y se encuentran concentrados en torno a la media.

Dada la dispersión natural de los datos biológicos, y más aún de este tipo de análisis que no presentan capacidad de contraste con un patrón, hemos preferido realizar una invalidación de medidas que se ha determinado mediante el test de la Q de Dixon. Dicho test tiene en cuenta la diferencia de los valores máximos y mínimos respecto a la media, inhabilitando aquéllos que superen el valor preestablecido para este estimador.

La discusión de estos resultados, se realiza en apartados posteriores.


CARACTERIZACIÓN MACRO- Y MICROSCÓPICA DEL FANGO ACTIVO

- MACROSCOPÍA

Figura 1. Características macroscópicas de la muestra ("totales" ∑[turbidez, flóculos en suspensión,sedimentabilidad y olor]) para cada uno de los participantes, así como la media y varianzacalculadas. Se descarta el participante 7 según el test de la Q de Dixon.

1 16,52 123 16,54 7,55 246 187 308 219 12

10 16,511 2114 21

MEDIA 18,0VARIANZA 6,00

INTERV CONF

PARTICIP DESCARTADO 7MEDIA CORREG 17VAR CORREG 5

MACROSCOPÍA

CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS

05

1015202530

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

MACROSCOPÍA MEDIA

Tabla 3. Características macroscópicas de la muestra (turbidez, flóculos en suspensión,sedimentabilidad y olor) para cada uno de los participantes. Se resaltan en color najaranja losparticipantes que realizaron el análisis de la muestra con un día de retraso respecto a los demás (3-5) y en color verde el participante descartado según el Test de la Q de Dixon.

PARTICIPANTE TURBIDEZ FLÓCULOS EN SUSPENSIÓN SEDIMENTABILIDAD OLOR1 Media Media Media Correcto2 Media Media Baja Correcto3 Media Media Media Correcto4 Alta Alta Media Correcto5 Baja Baja Media Correcto6 Media Baja Media Incorrecto7 Baja Baja Alta Correcto8 Baja Baja Baja Correcto9 Media Media Baja Correcto

10 Media Media Media Correcto11 Baja Baja Baja Correcto14 Baja Baja Baja Correcto

participante descartado según el Test de la Q de Dixon participantes que realizaron el análisis con 24 horas de retraso respecto al resto


- MICROSCOPÍA

Figura 2. Características microscópicas de la muestra (totales) para cada uno de losparticipantes, así como la media y varianza calculadas. Descartado el participante 6.

Tabla 4. Características microscópicas de la muestra (forma, tamaño, estructura, textura y cobertura flocular,filamentos en flóculos y en disolución, diversidad de especies) para cada uno de los participantes.

1 342 443 344 375 346 507 328 369 3710 2911 3414 41


INTERV CONF

PARTICIP DESCARTADO 6MEDIA CORREG 33VAR CORREG 4,13

MICROSCOPÍA

CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS

0

10

20

30

40

50

60

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14participantes

MICROSCOPÍA MEDIA

PARTICIPANTE FORMA TAMAÑO ESTRUCTURA TEXTURA COBERTURA FIL EN FLÓC. FIL EN DIS. DIV PROTOZ1 Irregular Medio Abierta Fuerte 10-50% > 20 fil./flóc. Baja > 7 sp.2 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja 4-7 sp.3 Regular Medio Media Débil 10-50% > 20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.4 Irregular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.5 Irregular Pequeño Abierta Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta > 7 sp.6 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Baja > 7 sp.7 Irregular Medio Abierta Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta > 7 sp.8 Irregular Medio Media Débil 10-50% > 20 fil./flóc. Alta > 7 sp.9 Irregular Medio Media Débil 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.10 Irregular Medio Abierta Fuerte 10-50% > 20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.11 Irregular Medio Abierta Fuerte 10-50% > 20 fil./flóc. Baja > 7 sp.14 Irregular Medio Media Fuerte 10-50% 5-20 fil./flóc. Alta 4-7 sp.

participante descartado según el Test de la Q de Dixon participantes que realizaron el análisis con 24 horas de retraso respecto al resto


- ÍNDICE DE FANGO

CATEGORÍA1 50,5 Regular2 56 Regular3 50,5 Regular4 44,5 Regular5 58 Regular6 68 Bueno7 62 Bueno8 57 Regular9 49 Regular

10 45,5 Regular11 55 Regular14 62 Bueno


ÍNDICE DE FANGO ( IF)

ÍNDICE DE FANGO (IF)

01020304050607080

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14participante

ÍNDICE DE FANGO ( IF) MEDIA

Figura 3. IF (sumatorio de las características macro- y microscópicas) para cada uno de los participantes, así como la media y varianza calculadas. Ningún participante descartado.


IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS

- ABUNDANCIA DE BACTERIAS FILAMENTOSAS (CATEGORÍA NUMÉRICA)

Dado que el valor medio calculado para la categoría numérica de bacterias filamentosas es de 4,6, por aproximación se ha tomado la categoría 5, es decir, "abundantes" (filamentos en todos los los flóculos a densidad alta).

A continuación, en las Tablas 5 y 6, se recogen los resultados referentes a "otros procedimientos de cuantificación de organismos filamentosos". La mayoría de participantes que aportó este dato, empleó la técnica basada en el cálculo de los "m/mL filamentos" (6 participantes) y 4 participantes emplearon la técnica de "cortes con la diagonal".

Con relación a la primera técnica, el análisis de los datos indicó que los participantes a descartar debían ser los números 4 y 5 (Tabla 5). En cuanto a la segunda técnica, los escasos resultados han sido estudiados estadísticamente de igual forma, y ningún participante ha sido descartado (Tabla 6).

Figura 4. Abundancia de bacterias filamentosas (categoría numérica) para cada uno de losparticipantes, así como la media y varianza calculadas. Ningún participante descartado.

1 52 43 54 45 46 57 48 59 510 511 514 4


CATEGORÍA BACTERIANA ABUNDANCIA FILAMENTOS (CATEGORÍA)

0

1

2

3

4

5

6

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

CATEGORÍA BACTERIANA MEDIA


Tabla 5. Cuantificación de los filamentos de la muestra como "m/mL filamentos". Descartadoslos participantes 4 y 5.

Tabla 6. Cuantificación de los filamentos de la muestra como "cortes con la diagonal".Ningún participante descartado según el Test de la Q de Dixon.

1 12442 ---3 528,964 187,55 31926 ---7 ---8 1466,249 1206,4

10 ---11 ---14 ---


PARTICIP DESCATADO 4 Y 5MEDIA CORREG 740,9

VARIANZA CORREG 404,87

RECUENTO FILAMENTOS (m/mL filamentos)

1 ---2 1,63 2,034 ---5 ---6 ---7 38 ---9 ---

10 ---11 2,414 ---


RECUENTO FILAMENTOS (CORTES DIAGONAL)


- IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS

De la información recogida en la Tabla 7 se extrae que la mayoría de los participantes situó a las bacterias Nocardia sp. y Nostocoida limicola entre los organismos dominantes o, al menos, uno de estos dos estuvo incluido en tal categoría. Entre los filamentos secundarios hubo mayor discrepancia, pues dada la diversidad bacteriana de la muestra, hubo participantes que recogieron a los tipos 021N, 1701, Thiothrix II o Haliscomenobacter hydrossis; otros, en cambio, recogieron aquí a Nocardia sp. o Nostocoida limicola. Tan sólo dos participantes identificaron al Tipo 0092 y al Tipo 0581 como organismos secundarios

En el Anexo fotográfico, láminas 15-19, están ilustrados algunos de los microorganismos recogidos en los partes de resultado de los distintos laboratorios.

El principal efecto del crecimiento filamentoso detectado por la mayoría de los participantes se ha considerado que es la "disgregación flocular".

En la Tabla 8 se recoge la cuantificación de los filamentos en disolución por el total de participantes. En este apartado, buena parte de los participantes han identificado a los organismos en disolución como los mismos filamentos dominantes que se desarrollan en el flóculo. Es decir, a Nostocoida limicola y a Nocardia sp. Sería positivo, en vistas a próximos ejercicios, que la totalidad de laboratorios aportara el/los nombre/s de los filamentos en disolución.

PARTICIPANTE FILAMENTO DOMINANTE F. SECUNDARIO OTROS FILAMENTOS

1 Nocardia sp. Nostocoida limicola I y II T 021N, Nostocoida limicola III, Thiothrix sp.

2 Nocardia sp., T 021N, T 0041 N. limicola, Haliscomenobacter h. Beggiatoa sp.

3 Nocardia sp. Nostocoida limicola III T 021N

4 Nocardia sp. Tipo 0092 --

5 Nocardia sp. Nostocoida limicola Microthrix parvicella

6 Nocardia sp. Tipo 0581 Tipo 0041

7 Nostocoida limicola I Tipo 021N Nocardia sp.

8 Nostocoida limicola I / Nocardia sp. Tipo 021N/ Tipo 1701 Thiothrix II, T 1702, Haliscomenobacter h., T 0675, T 0914

9 Nocardia sp. / Nostocoida limicola I Tipo 021N / Tipo 1701 Thiothrix II

10 Nocardia sp. / Nostocoida limicola I Tipo 021N, Tipo 1701 Thiothrix II

11 Nostocoida limicola II / Nocardia sp. Tipo 021N / Thiothrix II N. limicola III, T 0041, H. hydrossis, Tipo 1702

14 Nostocoida limicola II Nocardia sp. T 021N, T 1701, Haliscomenobacter hydrossis

Tabla 7. Filamentos dominante, secundario y "otros filamentos" según el criterio de cada participante.


Puesto que este apartado ha sido incorporado recientemente en las "hojas de trabajo", nos gustaría aclarar brevemente que son tres las categorías definidas para filamentos en disolución: "0: pocos", "1: medio" y "2: muchos". Tales categorías no deben confundirse con aquellas definidas para los filamentos en el flóculo, cuyos valores numéricos oscilan entre 0 y 6. Este último ha sido el caso del participante 5.

1 POCOS 02 - -3 MEDIO 14 MEDIO 15 46 POCOS 07 MEDIO 18 MEDIO 19 MEDIO 1

10 MEDIO 111 MEDIO 114 MUCHOS 2

FILAMENTOS EN DISOLUCIÓN

Tabla 8. Densidad de filamentos en disolución. El participante 2 no aporta este dato y el 5,probablemente, confundió esta información con la de "filamentos asociados al flóculo".


CARACTERIZACIÓN DE LA MICROFAUNA

- DENSIDAD PROTOZOARIA

- ÍNDICE DE SHANNON

Para esta población de datos no se aplica el test de invalidación, pues se entiende que la diversidad de la muestra, además de a factores como la conservación de la suspensión, está relacionada con la experiencia del analista.

Figura 5. Densidad de microorganismos (protozoos y metazoos) para cada uno de los participantes,así como la media y varianza calculadas. Descartado el participante 6 según el Test de la Q de Dixon.

Figura 6. Índice de Shannon (medida de la diversidad de la muestra) para cada uno de losparticipantes, así como la media y varianza calculadas.

1 2,922 1,023 1,364 1,165 2,356 3,977 1,328 1,589 1,28

10 0,9011 0,9814 0,82


INTERV CONF

PARTICIP DESCARTADO 6MEDIA CORREG 1,3VAR CORREG 0,65

DENSIDAD PROTOZOARIA (10 exp 6)DENSIDAD DE PROTOZOOS

0112233445

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

DENSIDAD PROTOZOARIA (10 exp 6) MEDIA

1 2,062 2,473 2,264 2,295 2,386 3,267 1,448 3,189 2,3110 2,1511 3,0214 3,28


ÍNDICE DE SHANNONÍNDICE DE SHANNON

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14participante

ÍNDICE DE SHANNON MEDIA


- ÍNDICE DE MADONI

Figura 7. Índice de Madoni (1-10) para cada uno de los participantes, así como la media y varianzacalculadas. Ningún participante descartado.

Figura 8. Clase Madoni (I-IV) definida por el total de participantes.

ÍNDICE DE MADONI

0

2

4

6

8

10

12

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

ÍNDICE DE MADONI MEDIA

CLASE MADONI

67%

33%

0%

0%

Clase IClase IIClase IIClase IV

ÍNDICE DE MADONI CLASE1 8 I2 6 II3 6 II4 7 II5 9 I6 10 I7 7 II8 10 I9 9 I

10 8 I11 9 I14 9 I

MEDIA 8 VARIANZA 1,40


- Nº ESPECIES PROTOZOARIAS

Con relación a estos datos, sería conveniente recordar que los participantes 3, 4 y 5 efectuaron el análisis de la muestra con 24 horas de retraso respecto a los demás.

- GRUPO FUNCIONAL DOMINANTE (PROTOZOOS)

Nº ESPECIES (MICROFAUNA)

02468

101214

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

Nº DE ESPECIES (MICROFAUNA) MEDIA

Figura 9. Número de especies protozoarias identificadas por cada uno de los participantes, así comola media y varianza calculadas. Ningún participante descartado.

Tabla 9. Grupo funcional dominante para cada uno de los participantes.

1 102 73 74 45 106 127 98 139 810 611 1214 11


PARTICIP DESCARTADO 4MEDIA CORREG 8,8VAR CORREG 2,34

Nº DE ESPECIES (MICROFAUNA)

1 Bacterívoros sésiles2 Bacterívoros reptantes3 Bacterívoros sésiles4 Bacterívoros sésiles5 Bacterívoros sésiles6 Bacterívoros sésiles7 Bacterívoros sésiles8 Bacterívoros sésiles9 Bacterívoros sésiles

10 Bacterívoros sésiles11 Bacterívoros sésiles14 Bacterívoros sésiles

GRUPO DOMINANTE


- LISTADO DE ESPECIES DE PROTOZOOS

En la Tabla 10 se recogen, por grupos funcionales, las especies de protozoos y los grupos de metazoos observados por la totalidad de participantes.

Tabla 10. Protozoos y grupos de metazoos observados por el total de participantes. Especies de protozoos y Grupos de metazoos

Pequeños flagelados Ausentes Grandes flagelados Presentes sin especificar sp. Amebas desnudas Presentes Amebas testáceas Arcella sp., Arcella hemisphaerica, Presentes sin especificar sp.,

Vahlkampfia sp., Thecamoeba sp. Carnívoros nadadores Litonotus sp.

Carnívoros suctores Acineta sp., Podophrya sp., Tokophrya sp.

Uronema sp., Colpidium sp., Paramecium sp., Oxitricha sp. Bacterívoros nadadores

Otros bacterívoros nadadores sin identificar Bacterívoros reptantes Aspidisca sp., Euplotes sp., Euplotes affinis, Acineria sp. (Trachelophyllum sp.)

Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria, Complejo V. aquaduicis,

Bacterívoros sésiles Complejo V. microstoma, Complejo V. infusionum, V. campanula, Opecularia sp. Otros ciliados peritricos sin identificar

Nematodos Metazoos Rotíferos

Como se deduce de la Tabla 10, se trata de una muestra de buena diversidad, con siete o más especies observadas por cada participante (Figura 9), y con una densidad de población que se sitúa dentro de los límites planteados por Madoni (1994) en el cálculo del SBI. Es decir, la población media calculada es superior al millón de individuos por litro (Figura 5).

Como se comentaba anteriormente, para el caso de aquellos participantes que recepcionaron la muestra más tarde, el deterioro de la misma contribuyó, adicionalmente, a dificultar el análisis de la microfauna. La experiencia, obviamente, también es un factor que influye en este sentido, con ejemplos tan claros como las identificaciones dentro del género Vorticella.

En la Tabla 11 se recoge el total de especies observado por cada uno de los participantes.

En las láminas 4-13 del Anexo fotográfico, se incluyen ilustraciones de algunos de los organismos constituyentes de la microfauna, presentes en la muestra.


Tabla 11. Especies observadas por cada uno de los participantes.

PARTICIPANTE ESPECIES OBSERVADAS

A. testácea sin identif., Litonotus sp., Acineta sp., Aspidisca sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo V. convallaria, Complejo V. aquadulcis,

1 Complejo V. microstoma, Complejo V. infusionum, Nematodos

G. flagelados sin identif., Amebas desnudas, Litonotus sp., Uronema sp., Aspidisca sp., Trachelophyllum sp., Complejo Vorticella microstoma

2

Arcella sp., Podophrya sp., Aspidisca sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Vorticella campanula, Complejo Vorticella microstoma

3

A. testácea sin identif., Colpidium sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella microstoma

4

Arcella sp., Amebas desnudas, Acineta sp., Colpidium sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Opercularia sp., Complejo Vorticella aquadulcis, Complejo

5 Vorticella microstoma

Arcella sp., A, desnudas (Vahlkampfia, Thecamoeba), Podophrya sp., Paramecium sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Euplotes sp., Opercularia sp.,

6 Epistylis sp., C. Vorticella convallaria, C. Vorticella aquadulcis, Peritricos sin identif., C. V. microstoma y C. V. infusionum, Rotíferos, Nematodos

Grandes flagelados, A. testáceas, Bacterívoro nadador sin identificar, Aspidisca sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella convallaria,

7 Complejo Vorticella microstoma, Complejo Vorticella infusionum

Euglena sp., Arcella hemisphaerica, Tokophrya sp., Uronema sp., Nadador sin identif., Aspidisca sp., Acineria sp., Oxitricha sp., Epistylis sp.,

8 Complejo Vorticella aquadulcis, Vorticella sp., Complejo Vorticella microstoma, Complejo Vorticella infusionum, Rotíferos

Paramecium sp., Aspidisca sp., Acineria sp., Oxithricha sp., Epistylis sp., Otros peritricos sin identif., Complejo Vorticella microstoma, Rotíferos, 9 Nematodos

Aspidisca sp., Acineria sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella aquadulcis, Otros peritricos sin identif.

10

Arcella hemisphaerica. Arcella sp., Litonotus lamella, Tokophrya sp., Uronema sp., Paramecium bursaria, Aspidisca cicada, Acineria uncinata,

11 Euplotes affinis, Epistylis sp., Complejo V. aquadulcis, Complejo Vorticella microstoma, Complejo V. infusionum, Rotíferos, Nematodos

Amebas testáceas, Paramecium sp., Uronema sp., Aspidisca sp., Euplotes sp., Epistylis sp., Complejo Vorticella aquadulcis, Otros

14 ciliados peritricos, Rotíferos, Nematodos

- RELACIÓN DE PORCENTAJES DE PROTOZOOS

En la Tabla 12 se recoge la abundancia relativa de cada grupo funcional estimada por cada participante.

Tabla 12. Porcentajes de abundancia de los distintos grupos funcionales obtenidos por cada uno de losparticipantes. G. FLAG: grandes flagelados; AMEBAS: amebas desnudas; C. NADAD: carnívorosnadadores; C. SUCTOR: carnívoros suctores; B. NADAD: bacterívoros nadadores; B.REP: bacterívorosreptantes; B. SÉSIL: bacterívoros sésiles; METAZOOS: metazoos.

PARTICIPANTE G. FLAG (%) AMEBAS (%) A. TESTÁCEAS (%) C. NADAD (%) C. SUCTOR (%) B. NADAD (%) B. REPT (%) B. SÉSIL (%) METAZOOS (%)1 0 0 2 1 1 0 6 88 12 0 0 25 14 0 12 33 16 03 0 0 22 0 6 0 10,3 61,8 04 0 0 33 0 0 26 0 41 05 0 2,3 12,6 0 1,1 1,1 16,1 65,5 1,16 0 19 3 0 2 1 11 62 27 3 0 18 0 0 3 9 66 08 1 0 22 0 1 8 15 49 49 0 0 0 0 0 3 14 80 3

10 0 0 0 0 0 0 47 53 011 0 0 4 2 2 12 14 59 614 0 0 29 5 0 5 20 32 10


OTROS PARÁMETROS DE INTERÉS

En la Figura 10 se recogen los resultados referentes al ensayo de decantabilidad en probeta (V30), la concentración de sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM), sólidos en suspensión volátiles (SSVLM) e índice volumétrico de fangos (IVF).

PARTICIPANTE V30 (mL/L) SSLM (mg/L) SSVLM (mg/L) IVF (mL/g) 1 535 2561 2161 209 2 500 2193 1860 227,9 3 530 2310 - 229 4 430 2376 2120 181 5 510 2816 2232 181,1 6 510 3680 3091 139 7 540 2720 2339 199 8 570 2540 2159 303 9 550 2700 2592 278 10 550 - - - 11 510 - - - 14 510 - - -

MEDIA 520,4 2.655,1 2.319,3 243,4 VARIANZA 35,58 435,20 374,04 50,54

PARTICIP DESCART. - 6 6 -

MEDIA CORREG - 2246,2 1939,9 - VAR CORREG - 218,26 223,1 -

Ensayo de sedimentabilidad en probeta

0100200300400500600700800900

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

mL/

L

V30 (mL/L) Media

Índice volumétrico de fangos (IVF)

0

50

100

150

200

250

300

350

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

mL/

g

IVF (mL/g) Media

Sólidos en suspensión del licor mixto (SSLM) y sólidos en suspensión volátiles (SSVLM)

0

600

1200

1800

2400

3000

3600

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 14

participante

mg/

L

SSLM (mg/L) SSVLM (mg/L)

Media (SSLM) Media (SSVLM)

Figura 10. V30, sólidos en suspensión y sólidos ensuspensión volátiles, así como IVF para cada uno delos participantes, incluidas las medias y varianzascalculadas antes y después de aplicar el Test de la Qde Dixon y rechazados los datos aportados poralgunos participantes.


5. CONCLUSIONES

■ VALORES MEDIOS ESTIMADOS DE LA MUESTRA ANALIZADA

En la Tabla 13 se recogen los valores "medios" de los principales parámetros que definen la calidad de la muestra estudiada, extraídos entre el total de datos aportados por los participantes.

RESULTADOS MEDIOS ESTIMADOS DE LA MUESTRA

ÍNDICE DE FANGO Categoría "Regular" (55)

CATEGORÍA BACTERIANA 5

IDENTIFICACIÓN DE FILAMENTOS Nocardia sp. y Nostocoida limicola EFECTOS DE LOS FILAMENTOS Disgregación del flóculo DENSIDAD PROTOZOARIA APROXIMADA 1,6 ÍNDICE DE MADONI 8 CLASE MADONI I Nº DE ESPECIES ENCONTRADAS 9 GRUPO DOMINANTE Bacterívoros sésiles RENDIMIENTO SEGÚN MADONI Muy buen funcionamiento V30 estimada 520 mL SSLM 2527 mg/L IVF 243 mL/g

■ CONCLUSIONES GENERALES

Las presentes conclusiones se han obtenido como compendio de las observaciones realizadas por los distintos participantes.

- Calidad previsible del agua tratada: regular.

La presencia de microflóculos en suspensión, originados como consecuencia del desarrollo de bacterias filamentosas, indican que sería conveniente controlar dicho crecimiento filamentoso. La presencia de espumas en superficie de origen biológico, sin duda, es causa de empeoramiento de la calidad del efluente final.

En la evaluación de la turbidez del clarificado algunos analistas relacionaron esta característica macroscópica con la presencia de organismos filamentosos en disolución. Mientras que la mayoría de participantes

Tabla 13. Valores medios estimados de la muestra analizada a partir de los resultadosobtenidos por el total de participantes.


identificaron a Nocardia sp. como principal filamento en disolución, otros han identificado a Nostocoida limicola como el más abundante.

Para otros participantes, "la muestra presentaba un clarificado de buena calidad, aunque de sedimentabilidad escasa; en caso de sobrecarga hidráulica, se producirá una salida masiva de SS en el efluente". Esta misma opinión ha sido confirmada por otros analistas, quienes además han relacionado la reducida sedimentabilidad de la suspensión con el hecho de tratarse de un fango joven.

La deficiente estructuración flocular ha sido una observación frecuente que los participantes han relacionado con el desarrollo filamentoso de organismos de crecimiento de efecto disgregador. Comúnmente al total de participantes (con excepción del 7), la sedimentabilidad ha sido definida en el rango media-baja y relacionada, en muchas ocasiones, con el estado de mala formación flocular.

En líneas generales, los participantes han reconocido un fango joven, poco mineralizado, en estado de formación y mal estructurado, con presencia abundante de Zoogloea sp. El color del fango también ha sido recogido como una observación más que confirmaba el carácter de fango joven (lámina 1 del Anexo fotográfico).

Uno de los participantes recogió en su informe la presencia de un olor de la muestra tipo "picante", que matiza con la siguiente explicación: "olor picante, indicativo de depuración insuficiente, quizás ante una sobrecarga orgánica que el sistema no ha sido capaz de asimilar". Con excepción de un participante, que recogió en su informe la opción "olor incorrecto", el resto de participantes caracterizaron la muestra con "olor correcto".

- Valoración de la calidad del fango y de la estabilidad del sistema: regular.

Como ya se comentaba en apartados anteriores, la densidad de población media (microfauna), extraída del total de participantes, indica que el fango activo estudiado se encuentra dentro de los límites establecidos por el Método Madoni (>106 individuos/litro). El grupo de los ciliados sésiles, con Vorticella sp. como principal representante, ha sido el mayoritario.

Pese a la importante diversidad de la suspensión, con valores del Índice de Shannon superiores a 2 en la mayoría de los casos, buena parte de los participantes ha valorado la estabilidad del sistema como "regular". Esta situación es contradictoria con el valor del SBI calculado, en el que el valor medio extraído del conjunto de datos es de 8 (clase I). Sin embargo, apunta hacia


una actitud muy positiva por parte del analista, que ha valorado la información que se deriva de la aplicación de índices bióticos con la información aportada por otras fuentes: estado estructural del fango, otros índices, conocimientos previos, etc.

Es sabido que condiciones de transitoriedad en las instalaciones pueden dar lugar a incrementos en la densidad de población de los ciliados del grupo de Vorticella. Tales condiciones son: rápido aumento de la carga másica debido a pérdidas o extracciones de fangos, carga orgánica introducida de modo discontinuo, etc. (Madoni, 1994).

En esta muestra, la amplia colonización por parte del grupo de Vorticella, con predominio de las "Vorticellas pequeñas" (el peristoma de menor diámetro que la anchura del cuerpo: Complejo Vorticella microstoma, Complejo V. infusionum, Complejo V. aquadulcis, V. octava), indica la presencia abundante de bacterias en disolución y una DBO5 elevada. De hecho, nos encontramos ante una población de vorticelas muy diversa (láminas 10-11) debido a la falta de presión competitiva por una concentración de "alimento" en exceso. En menor proporción, las "Vorticellas grandes" (con el diámetro igual o mayor que la anchura del cuerpo: Complejo Vorticella convallaria y V. campanula), también pudieron ser observadas.

Es de esperar que si las condiciones ambientales evolucionan permitiendo la estabilidad del sistema, la población de vorticelas quede reducida a favor de un menor número de especies, más especializadas en las condiciones ambientales finalmente establecidas.

Si bien el valor del índice determinado según Madoni se incluye en la Clase I, sería necesario tener en cuenta la presencia del Complejo Vorticella microstoma que, en la mayoría de los casos, se presentó con un porcentaje de abundancia superior al 14%, indicativo de un empeoramiento del estado del sistema.

Son varios los participantes que recogen en su parte de resultados dicha observación sobre un posible "empeoramiento" del estado del sistema. De hecho, como algunos analistas han indicado, se trata éste de un fango con tendencia al empeoramiento por una mala estructuración del flóculo, la cual ha quedado también reflejada en el resto de componentes de la microfauna. Así, han sido observados tanto organismos específicos de buenas calidades: Vorticella convallaria, Euplotes sp., Oxytricha sp., Carchesium sp., Aspidisca cicada, etc., como organismos propios del estado "tendente" del fango, es decir, organismos habituales en las primeras fases de colonización (que aparecen en fangos maduros ante desequilibrios ambientales), consumidores de bacterias libres, o de


un fango desestructurado: Paramecium sp., ciliados nadadores sin identificar o Uronema sp.

- Tiempos de retención celular pequeños y carga entrante elevada o intermitente.

Estas observaciones han sido recogidas en los partes de resultado de algunos participantes, quienes han considerado que un control de la edad de fangos del sistema favorecería no sólo la microfauna que se desarrolla en él sino un mejor estado de formación del mismo.

En cuanto a la carga orgánica entrante, varios participantes han reconocido indicios en esta muestra para considerar que la depuración es insuficiente y que el sistema se encuentra en una situación "poco estable" y relacionada, probablemente, con intermitencias en la carga orgánica entrante al sistema.

■ CONCLUSIONES DE CADA APARTADO

ÍNDICE DE FANGO

Los resultados obtenidos en cuanto a características macroscópicas han presentado dispersión en los parámetros turbidez, flóculos en suspensión y sedimentabilidad, que comúnmente han quedado definidos atendiendo a dos categorías: "media" y "baja" para la turbidez, "baja" y "media" para los flóculos en suspensión y "media" y "baja" para la sedimentabilidad. En el caso del olor, con excepción del participante 6, todos los participantes definieron la misma categoría: olor "correcto".

Puesto que desconocemos si esta dispersión se debe a la distinta evolución que siguieron las muestras de cada uno de los participantes o, si por el contrario, ésta ha sido debida a la falta de dominio de los conceptos aplicados en cada caso, señalamos lo siguiente:

- Para la definición de la turbidez es necesario colocar en la parte posterior de la probeta un objeto (un bolígrafo, por ejemplo), cuyo grado de definición a través del clarificado nos permitirá catalogar la turbidez. Si la forma del objeto se observa claramente e incluso podemos distinguir detalles en particular como por ejemplo las letras escritas sobre él, la turbidez será definida como "baja". Si los contornos del objeto se aprecian pero no es posible observar el dibujo de la superficie, hablamos de turbidez "media". Por último, si no es posible distinguir los contornos del objeto o incluso si éste no es visible, definimos turbidez "alta".


Es cierto que en esta muestra en particular han habido participantes que han considerado que la muestra presentaba turbidez "baja", muy próxima a la categoría "media". Sin embargo, la categoría que se seleccione ha de ser la predominante. Como hemos señalado en otros ejercicios, agradeceríamos que aquellos participantes que dispongan de turbidímetro adjunten esta medida. Sería de gran utilidad poder disponer de datos suficientes con los que realizar un estudio comparativo entre la medida con el equipo de medida de turbidez y la valoración "personal" que se realiza en el IF.

- Para la definición de la sedimentabilidad es necesario hacer lecturas de la V30 a los 10, 20 y 30 minutos. Sólo de esta forma tendremos criterio suficiente para saber si la manta de fangos ha decantado mayoritariamente a los 10, 20 o 30 minutos.

En la siguiente tabla se recogen tres ejemplos para ilustrar este concepto:

Ejemplo 1: Sedimentabilidad "media"

Vol. decantado a los 10 min (mL/L) 700 1(300/700=0,42)

Vol. decantado a los 20 min (mL/L) 400 2(600/700=0,85)

V30 (mL/L) 300 3(700/700=1)

Ejemplo 2: Sedimentabilidad "alta"

Vol. decantado a los 10 min (mL/L) 450 (550/760=0,72)


V30 (mL/L) 240 (760/760=1)

Ejemplo 3: Sedimentabilidad "baja"



V30 (mL/L) 550 (450/450=1)

1 2

3

min 30 t 0t

min 10 t 0 t

aVolumen -aVolumen aVolumen - aVolumen

==

==

min 30 t 0t

min 02 t 0 t

aVolumen -aVolumen aVolumen - aVolumen

==

==

1aVolumen - aVolumen aVolumen - aVolumen

min 30 t 0t

min 03 t 0 t=

==

==


Los valores representados entre paréntesis, bajo el volumen de fango decantado, se han calculado para aclarar el concepto sedimentabilidad y tener un dato medianamente representativo que nos ayude a discriminar la "categoría". Pero dichos cálculos no responden a ninguna expresión de interés o en particular del concepto "sedimentabilidad". Simplemente ha tratado de buscarse una relación entre el volumen de fango compactado a un tiempo determinado (10 o 20 min), con respecto al volumen compactado a los 30 min. Como es lógico, a los 30 min de espera, el valor de esta relación es 1. El criterio adoptado es que la sedimentabilidad será alta si a los 10 min este valor es mayor o igual a 0,5. Si han de transcurrir 20 min para que el valor de esta relación se aproxime o sea superior a 0,5, la sedimentabilidad será media. Si ni siquiera a los 20 min el valor de esta relación alcanza el valor 0,5, la sedimentabilidad de la muestra será baja.

Como se observa en el ejemplo 1, han de transcurrir 20 min para que el volumen de fango decantado se aproxime al valor de la V30. En este caso, el cociente calculado es mayor a 0,5 y próximo a 1. La sedimentabilidad es media.

En el ejemplo 2, a los 10 min de comenzado el ensayo de sedimentabilidad en probeta, el volumen decantado se aproxima al valor final de la V30. En este caso, el cociente es mayor a 0,5 y próximo a 1 a los 10 min. La sedimentabilidad es alta.

En el ejemplo 3, el valor de la relación calculada no alcanza el valor de 0,5 ni siquiera a los 20 min de espera. La sedimentabilidad es baja.

En el Anexo fotográfico (lámina 3) se recogen imágenes fotográficas del ensayo de sedimentabilidad de la muestra estudiada.

- Para la definición del concepto flóculos en suspensión no contamos con ejemplos tan claros como los anteriores. Tan sólo podemos ceñirnos a las definiciones de cada uno de las categorías: "alta", abundancia de microflóculos; "media", presencia de microflóculos; "baja", prácticamente ausencia de microflóculos.

En cuanto a las características microscópicas, se ha encontrado que los parámetros forma del flóculo, tamaño del flóculo y cobertura, fueron los que presentaron menor dispersión, con coincidencia absoluta para todos los participantes salvo uno en cada caso.

Los parámetros estructura del flóculo, textura del flóculo, filamentos en flóculo, filamentos en disolución y diversidad de protozoos, han estado repartidos, prácticamente, entre dos categorías: "media" y "abierta" (estructura), "fuerte" y "débil" (textura), "5-20 filamentos/flóculo" y "> 20 filamentos/flóculo"


(filamentos en flóculo), "baja" y "alta" (filamentos en disolución) y "4-7 especies" y "> 7 especies" (diversidad microfauna).

Por esta razón, no es posible determinar unas categorías "medias" de las distintas características microscópicas que definen la muestra, pues ésta habría de quedar definida en algunos parámetros con las dos categorías predominantes.

Sin embargo, sí nos gustaría recoger en este informe que nuestra experiencia nos indica que la evolución de los fangos jóvenes es más acusada que la de aquellas suspensiones tomadas en sistemas con edades de fango más avanzadas (como caso extremo de estabilidad de una muestra estaría la de un sistema de aireación prolongada). En este sentido, el tiempo transcurrido desde la toma de muestra ha influido en la evolución de las características estructurales de la suspensión, dando lugar a que algunos analistas se decanten por una categoría y otros definan otra. Características especialmente sensibles a esta evolución son la estructura, textura, filamentos en disolución y diversidad de protozoos. Entre las características macróscopicas, los parámetros más afectados por esta evolución posterior a la toma de muestras son la turbidez y los flóculos en suspensión.

Sí nos gustaría recoger algunas observaciones que pensamos pueden contribuir a disminuir la dispersión de los datos en próximos ejercicios:

- Es necesario contrastar la categoría "filamentos en flóculo", definida en el IF, con la seleccionada posteriormente en la "hoja de trabajo", destinada al estudio de las bacterias filamentosas. Probablemente, el análisis más detallado de la población de bacterias filamentosas en esta segunda "hoja de trabajo", nos permita ser más precisos en la categoría seleccionada en el IF para la presencia de estos microorganismos en el flóculo.

- Características como tamaño del flóculo, estructura, textura y filamentos en disolución, normalmente, no están recogidos en una muestra con una única categoría. Es por esto que es necesario ver distintos campos y distintas réplicas de una misma muestra antes de extraer la clase predominante de la característica que se esté evaluando (tamaño de flóculo, estructura, textura...).

En el apartado "observaciones" correspondiente a la primera "hoja de trabajo", han sido varios los participantes que han recogido la presencia abundante de Zoogloea sp. (lámina 15 del Anexo fotográfico) y la han relacionado con la circunstancia de un "fango joven y en formación". Sin embargo, la presencia de este organismo, típico formador de flóculo en el sistema de fangos activos, está asociada a otras circunstancias en el reactor biológico, por lo que adjuntamos la siguiente información, extraída de Jenkins et al. (2004):


"La presencia de colonias de Zoogloea (amorfas o en forma de "dedo") puede ser indicativa de varias condiciones en el reactor. Ambos tipos son frecuentemente observados en sistemas en los que la relación F/M ("food/microorganisms") es elevada, especialmente si el agua residual contiene compuestos fácilmente biodegradables, compuestos orgánicos solubles o un pH bajo. Por estas razones, Zoogloea (especialmente en forma no ramificada, amorfa) con frecuencia se desarrolla en fangos activos dotados de un sistema selector. Las zoogloeas son comunes en fangos activos que tratan aguas con elevadas concentraciones de ácidos grasos volátiles y no están asociadas a deficiencias nutricionales".

DENSIDAD Y DIVERSIDAD DE PROTOZOOS

En líneas generales podría calificarse a ésta muestra como muy diversa y con una densidad de población no muy alta, pero dentro de los límites establecidos dentro del método Madoni (1994). Esta última circunstancia constituye un obstáculo a la correcta identificación taxonómica.

Una importante proporción de participantes ha detectado una alta diversidad de protozoos, que en la mayor parte de los casos se ha situado en torno a 9 especies identificadas. Si bien el número de identificaciones está en relación con la experiencia del analista, la diversidad de algunos participantes fue escasa dado el retraso en el estudio de la misma (participantes 3-5).

La determinación del grupo funcional dominante (Método Madoni) ha sido coincidente al 100%, resultando ser el de los "ciliados sésiles+ciliados reptantes y/o amebas testáceas". El total de participantes, a excepción del 2, determinó que el grupo de protozoos dominantes era el de los ciliados sésiles.

La densidad de protozoos no ha sido especialmente homogénea. El valor medio calculado entre el total de datos aportados ha sido de 1,3 x 106 individuos por litro. Algunos valores de densidad han sido más elevados- participantes 1, 5 y 6- y en el caso concreto del participante 6, su dato resultó invalidado por el Test de la Q de Dixon.

Nos pusimos en comunicación con dicho participante 6 para tratar de conocer la razón de la disparidad de este dato. En cuanto a la metodología seguida, nos explicaba este participante que el volumen de fango observado había sido tomado mediante un asa de siembra aforada y no mediante micropipeta automática. Como bien nos comentó, el método no es tan preciso como el de la micropipeta, pero los medios de los que dispone el laboratorio son los que priman. De todas formas, nos exponía también que con el empleo de una


báscula y de agua, había comprobado que el procedimiento era bastante preciso. Conocida esta información, consideramos que la discrepancia pueda residir en la conservación de muestras que realizó este analista, más que en el método de medida del volumen de fango analizado. La razón está en que este participante pudo recoger su muestra instantes después de la toma de muestras y seguir el protocolo de conservación que GBS puso en conocimiento de todos. Esta circunstancia evitó las 24 horas de anoxia a las que las muestras del resto de participantes fueron sometidas tras su toma, marcando dicha diferencia.

Aunque el participante asegura la fiabilidad de esta técnica, otra posibilidad es la pesada en una balanza de precisión del volumen de fangos deseado (25 µL).

Principales grupos de organismos observados y notas sobre su morfología

Las notas sobre las características morfológicas de los organismos aquí expuestas y otras consideraciones sobre el SBI, han sido tomadas de la siguiente bibliografía:

Foissner, W. y Berger, H. (1996). A user-friendly guide to the cilates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology. Freshwater Biology 35, 375-482.

Foissner, W., Berger, H. y Kohmann, F. (1992). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band II: Peritrichia, Heterotrichida, Odontostomatida. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H. y Kohmann, F. (1994). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band III: Hymenostomata, Prostomatida, Nassulida. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H., Blatterer, H. y Kohmann, F. (1991). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band I: Cyrtophorida, Oligotrichida, Hypotrichia, Colpodea. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.

Foissner, W., Berger, H., Blatterer, H. y Kohmann, F. (1995). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band IV: Gymnostomatea, Loxodes, Suctoria. Informationsberichte des Bayerischen Landesamtes für Wasserwirtschaft. München.


Madoni, P. (1994). A sludge biotic index (SBI) for the evaluation of the biological performance of activated sludge plants based on the microfauna analysis. Wat. Res. 28, 1, 67-75.

Streble, H. y Krauter, D. (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La vida en una gota de agua. Ed. Omega, Barcelona.

Warren, A. (1986). A revision of the genus Vorticella (Ciliophora: Peritrichida). Bull. Br. Mus. Nat. Hist. (Zool). 50, 1, 1-57.

Web: http://hosting.uaa.alaska.edu/afeam/E_Mitchell_Home/testate_amoebae.htm

Amebas testáceas:

Algunas notas relacionadas con la morfología de posibles especies de amebas testáceas presentes en la muestra, apuntadas por los distintos participantes (Tablas 10-11), son:

Arcella vulgaris: Testa redondeada de color amarillo-marrón, 100-145 µm de diámetro, 50-80 µm de altura, pseudoestoma 30-50 µm.

Arcella hemisphaerica: Muy parecida a vulgaris respecto al tamaño, 100-150 µm, pero con la testa casi semiesférica.

Es importante que en el cómputo de organismos totales no queden incluidas las testas vacías. Esta cuestión puede tener efectos, entre otros, sobre la densidad total de individuos calculada y sobre el reparto de abundancia entre los distintos grupos funcionales definidos por el Método Madoni. Aunque el color amarillo hace presuponer su inactividad en la mayoría de los casos, realizamos tres recuentos de amebas testáceas tras aplicar la tinción con Rosa de Bengala, resultando en una única testa activa (láminas 4 y 5 del Anexo fotográfico). El resto fue material biológico inactivo, restos pasados del reactor.

En el Anexo fotográfico se aportan imágenes fotográficas realizadas sobre una muestra tratada según el protocolo de tinción con Rosa de Bengala. Aunque no es el caso de esta muestra, en la que la presencia de amebas testáceas resultó reducida, es recomendable aplicar este ensayo en el caso de que la presencia de este grupo sea abundante en la muestra.

Amebas desnudas

La presencia de amebas desnudas ha sido recogida por varios participantes. Tan sólo un analista aportó información sobre la identificación de estos organismos: Vahlkampfia sp. y Thecamoeba sp.


Bacterívoros reptantes:

Algunos de los ciliados reptantes identificados dentro de este grupo funcional han sido:

Género Oxytricha: cuerpo elipsoidal con extremo posterior redondeado. Cirros marginales derechos e izquierdos en dos filas que se juntan en el extremo posterior. Núcleo dispuesto en dos porciones. ZAM (zona anterior de membranelas) bien desarrollada en la zona anterior del cuerpo. Tamaño dependiente de la especie: O. setigera (60-80 µm) y O. fallax (130-180 µm).

Aspidisca cicada: cuerpo redondeado con costillas en el lado dorsal y cirros en el lado ventral. Son característicos los cirros transversos que emplea para desplazarse como si fueran "patas". Tamaño de 25- 40 µm.

Acineria uncinata: forma corporal lanceolada con una pequeña torsión del extremo anterior hacia el lado izquierdo. Dos macronúcleos en la parte media y una vacuola contráctil en el polo anterior. Tamaño de 30-60 µm de longitud. Puede confundirse in vivo con la especie Trachelophyllum pusillum, por lo que es necesario recurrir a técnicas de impregnación argéntica para efectuar su correcta identificación. Sin embargo, T. pusillum no es frecuente en fangos activos y hasta muy recientemente su identificación se ha venido realizando de forma errónea.

Euplotes affinis: cuerpo aplanado dorsoventralmente, con la parte dorsal convexa. Movimientos deslizantes con cambios bruscos en la dirección del desplazamiento y en ocasiones rotatorios. Área peristomial y ZAM muy desarrolladas, alcanzando el tercio posterior del cuerpo. Tamaño comprendido entre 40-70 µm. Costillas en la superficie dorsal.

Ilustrados en la lámina 6 del Anexo fotográfico.

Ciliados sésiles bacterívoros:

La presencia de esta población fue mayoritaria en la muestra, como así ha quedado recogido por prácticamente el total de participantes (Tabla 7), a excepción del número 2, que determinó el grupo de los reptantes como dominante. Sin embargo, el grupo funcional para la determinación del Índice Madoni fue el grupo de "ciliados reptantes + sésiles + y/o tecamebas" para todos.

A continuación se muestran algunas características morfológicas con relación a los microorganismos sésiles detectados por los distintos participantes:

V. campanula: zooide de 50-157 µm de largo (media 68 µm) y 35-99 µm de ancho (media 58 µm) con forma de campana invertida; constricción bajo el labio peristomial; vacuola contráctil situada en el primer tercio superior de la


célula; macronúcleo en forma de "J", situado longitudinalmente al cuerpo; citoplasma con numerosos gránulos refringentes; pedúnculo estriado y largo (incluso >500 µm).

Complejo Vorticella convallaria: zooide de 22-55 µm de ancho y 40-120 µm de largo con forma de campana esbelta; pedúnculo de 100-500 µm de longitud. Vacuola contráctil situada en el tercio anterior del zooide y abundantes vacuolas alimenticias. Macronúcleo en forma de "J". Labio peristomial de diámetro igual o ligeramente superior al cuerpo.

Complejo Vorticella microstoma: zooide de 22-50 µm de ancho y 35-85 µm de largo, con forma de campana invertida; pedúnculo fino de aproximadamente 6 veces la longitud del cuerpo. Gránulos en el endoplasma, estriación en el borde del peristoma y macronúcleo en "C" fácilmente diferenciable. Es muy característica la constricción en la zona anterior del peristoma, de menor anchura que el cuerpo celular.

Complejo Vorticella aquadulcis: organismos de dimensiones aproximadas de 15-35 µm de ancho y 25-55 µm de largo. Cuerpo piriforme dotado de labio peristomial de menor diámetro que la anchura máxima de la célula. Macronúcleo en "C" situado transversalmente al cuerpo y rodeando la cavidad peristomática. Vacuola contráctil en la zona anterior y próxima al infundíbulo. Estriación transversal aparente de borde convexo. Especie incluida en este complejo:

- Vorticella striata (Complejo V. aquadulcis): cuerpo celular de 20-50 µm de largo y 15-32 µm de ancho. Constricción bajo el labio peristomial de aproximadamente 18 µm; disco convexo. Vacuola contráctil situada justo debajo del peristoma; macronúcleo en forma de "C" situado transversalmente en el centro del cuerpo. Pedúnculo de anchura media 3 µm y longitud media 100 µm.

[Según indicaciones del Profesor Madoni, Vorticella microstoma y Vorticella infusionum están incluidas en el mismo grupo a efectos del SBI. No así para el cálculo del Índice de Shannon, para el que han de ser tenidas en cuenta como especies distintas].

Complejo Vorticella infusionum: zooide de 35-60 µm de largo y 50 µm de ancho con forma de campana invertida con un labio peristomial bien desarrollado de 55 µm de ancho. Vacuola contráctil situada justo debajo del centro del zooide; macronúcleo en forma de "J". Pedúnculo delgado de más de 80 µm de largo.

Carchesium sp.: peritrico colonial de pedúnculo contráctil y espasmonema discontinuo que permite la contracción independiente de los individuos de la colonia. Zooides con forma acampanada y reborde peristomático muy marcado, de 80-140 µm de tamaño. Macronúcleo en "C".


Con relación a Epistylis spp., destacamos la escasa densidad de población con la que estos organismos se presentaron en la muestra, lo cual dificultó la identificación a nivel de especie de los mismos. Comúnmente, han sido varios los participantes que han recogido la presencia de dos especies de Epistylis en la muestra. Por las características morfológicas aportadas por los participantes, suponemos que una de las especies presentes, muy probablemente, se trate de Epistylis rotans.

Epistylis rotans: organismo colonial de zooides acampanados, de tamaño 70-100 µm cada uno. Pedúnculo rígido, no contráctil, estriado longitudinalmente y segmentado. Macronúcleo en "C", situado transversalmente y próximo a la parte superior del cuerpo. Peristoma arqueado.

Sin embargo, destacamos por su caracter "novedoso" y poco habitual, la presencia de una especie poco documentada en la bibliografía: Epistylis epibioticum (Banina, 1983). Este organismo se caracteriza por su fijación a través del pedúnculo a otros organismos sésiles, principalmente de su mismo género, aunque también a otros géneros de ciliados sésiles coloniales (Grupo Bioindicación Sevilla y A. Zornoza, 2005; pendiente de publicación). Este organismo aparece ilustrado en el Anexo fotográfico.

En cualquier caso, nos gustaría resaltar la conveniencia de descartar las grandes colonias de ciliados sésiles (más de 50 individuos, aproximadamente), que aparezcan durante la observación. En ese caso, ese dato habría de ser eliminado y debería realizarse un recuento específico para la especie observada. En el Anexo fotográfico (lámina 13) se ha recogido una colonia de Epistylis de las características anteriormente comentadas.

El género Carchesium fue observado por algunos participantes en el visu preliminar (lámina 9 del Anexo fotográfico). Sin embargo, la escasa densidad de población de éste no permitió que fuera observado en los recuentos a densidad suficiente y ser así incluido en el total de especies presentes en la muestra.

Bacterívoros nadadores:

Han sido varias las especies identificadas dentro de este grupo funcional por el total de participantes: Uronema sp., Paramecium sp., Paramecium bursaria y Colpidium sp.

Las características más importantes para la determinación de estos organismos son las siguientes:


Género Paramecium: cuerpo celular similar al de una "suela de zapato". Vacuolas pulsátiles estrelladas. Cilios caudales más largos que el resto de cilios somáticos. Macronúcleo ovoide y un único micronúcleo. Depresión que se extiende desde el extremo anterior hasta el vestíbulo oral. En el caso de Paramecium caudatum y Paramecium aurelia-complex, la presencia de esta depresión oral es patente. En el caso de Paramecium bursaria, se destacaría la presencia de zooclorelas simbiontes que le aportan color verdoso y la forma del cuerpo celular, que en este caso es ovoidal. Tamaño comprendido entre 90-300 µm de longitud, depende de la especie.

Colpidium sp.: tamaño y forma corporal variables, dependiendo de la especie (redondeada, ovalada, alargada, cilíndrica y arriñonada). Citostoma pequeño, triangular, situado a 1/4 del polo anterior. Macronúcleo esférico. Vacuola contráctil. Tamaño comprendido entre 50-155 µm, dependiendo de la especie.

Uronema sp.: cuerpo ovoide con polo anterior aplanado y carente de ciliación somática. Cilios somáticos largos, de los que destaca el cilio caudal, de mayor longitud que el resto. Vacuola contráctil posterior. Tamaño 30-50 µm.

Carnívoros nadadores:

Aunque la densidad de población de este grupo funcional ha sido escasa (máximo del 14% para un participante), el género comúnmente identificado ha sido Litonotus.

Género Litonotus: cuerpo fusiforme, aplanado lateralmente. Citostoma ventral alargado. Ciliación somática diferente a ambos lados del cuerpo. 2 macronúcleos y un micronúcleo. Tamaño del cuerpo celular: 80-100 µm.

Carnívoros sésiles:

En este grupo se han recogido especies como Tokophrya sp. y Podophrya sp. Dentro del género Tokophrya, han habido participantes que han recogido la presencia de organismos de este género anclados a colonias de Epistylis sp., situación que han razonado como "estrategia para mejorar sus posibilidades de alimentación".


Grandes flagelados:

La presencia de grandes flagelados fue recogida por algunos participantes y a baja densidad. La identificación no se realizó en ningún caso.

Pequeños flagelados:

Los pequeños flagelados han sido recogidos en el parte de resultados de varios participantes, quienes han reconocido a los géneros Hexamitus y Cercomonas.

Una observación realizada por algunos participantes ha sido el incremento del número de pequeños flagelados conforme avanzó el tiempo desde la toma de muestras.

Metazoos:

Dentro de este grupo han sido observados Rotíferos y Nematodos, pero a baja densidad de población.

Una observación recogida por algunos participantes ha sido que "la reducida edad de fangos se correspondió con una también reducida presencia de representantes del grupo de los micrometazoos".

ÍNDICE DE MADONI Y SHANNON

La mayoría de los participantes ha definido la Clase Madoni I (67%) y un 33% la Clase II.

Aunque no ha existido relación directa entre la determinación de la clase de fango y el tiempo transcurrido desde la toma de muestras, el 50% de los participantes que determinaron la clase II habían realizado el análisis con 24 horas de retraso respecto al resto. El otro 50% estuvo formado por el participante 7, que contabilizó pequeños flagelados a una densidad superior a los 50.000 por mililitro, y el participante 2.

En cuanto al Índice de Shannon, los resultados obtenidos por los distintos participantes han resultado más dispersos (Figura 6). En la determinación de este parámetro influye claramente el adiestramiento del participante para distinguir especies y cuantificarlas adecuadamente. Sería conveniente recordar que para el cálculo de este índice se tienen en cuenta todas las especies de microorganismos observadas (protozoos y metazoos), independientemente del tratamiento que se siga con éstas para el Método Madoni.


Aunque es difícil predecir la evolución que podría experimentar la suspensión atendiendo al tiempo transcurrido desde la toma de muestras, nos ha parecido interesante recoger aquí los resultados obtenidos por GBS con distintos protocolos de conservación aplicados sobre esta misma muestra (Tabla 14).

Tabla 14. Evolución de la microfauna para distintos protocolos de conservación de la muestra: temperatura ambiente, frigorífico (4ºC) y con aireación.

Como se deduce de los datos recogidos en la Tabla 14, el sistema menos apropiado para la conservación del estado de la microfauna es el que se realiza en nevera. Sin embargo, el carácter de fango joven probablemente ha interferido en la evolución que hubiera sido esperable en la muestra conservada según un

Especie observada Densidad (ind/L) Porcentaje abundancia Muestra conservada a tª ambiente, transcurridas 48h desde la toma

Euglena sp. 20.000 1% Arcella hemisphaerica 340.000 22%

Tokophrya sp. 20.000 1% Uronema sp. 80.000 5%

Nadador no identif. 40.000 3% Aspidisca cicada 180.000 4% Acineria uncinata 40.000 3%

Oxytricha sp. 20.000 1% Epistylis sp. 220.000 14%

Complejo V. aquadulcis 100.000 6% Complejo V. microstoma 180.000 11%

Vorticella sp. 280.000 18% Rotíferos 60.000 4%

Muestra conservada en el frigorífico, transcurridas 48h desde la toma Arcella hemisphaerica 140.000 9%

Complejo V. convallaria 80.000 5% Vorticella sp. 360.000 23% Nematodos 20.000 1%

Muestra conservada con oxigenación, transcurridas 48h desde la toma Arcella hemisphaerica 100.000 6%

Uronema sp. 60.000 4% Nadador no identif. 20.000 1%

Aspidisca cicada 60.000 4% Acineria uncinata 100.000 6%

Oxytricha sp. 140.000 9% Epistylis sp. 100.000 6%

Complejo V. convallaria 100.000 6% Vorticella striata 20.000 1%

Vorticella sp. 640.000 41% Rotíferos 20.000 1%


sistema y otro, obteniéndose resultados similares para los dos sistemas que no utilizan frío. Nuestra experiencia, sin embargo, para fangos de edades "medias", es que el mejor sistema de conservación de la microfauna es el que emplea un sistema de aireación.

En la Tabla 15 se recoge un resumen de los datos de microfauna recogidos en la Tabla 14, para los distintos tratamientos de conservación:

Tabla 15. Evolución del número de especies, valor del Índice de Shannon, densidad y presencia de amebas desnudas para las muestras tratadas según los distintos protocolos.

Conservación a tª

ambiente Conservación en

frigorífico Conservación con

aireación Número de sp. 13 4 11 Í. de Shannon 3,19 1,09 2,44

Densidad 1,58 0,6 1,36

IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES BACTERIANAS

En la Tabla 16 se recogen conjuntamente las características que describen a los organismos filamentosos más frecuentes en la muestra según la evaluación de los distintos participantes, así como otros filamentos de características similares (Jenkins et al., 1993). La mayoría de estos organismos están recogidos en el Anexo fotográfico.

Nocardia sp. como organismo formador de espumas

El organismo Nocardia sp./Gordona sp. del grupo de los NALO (Nocardia amarae like organisms), consideramos que no presenta dificultades en su identificación, por lo que sus características no aparecen recogidas en la tabla. Sin embargo, nos gustaría resaltar algunos aspectos relacionados con la capacidad de formar espumas de este microorganismo, circunstancia que ha sido ilustrada en el Anexo fotográfico (lámina 2). Nocardia sp. y organismos afines, al igual que otros formadores de espuma como Microthrix sp., presentan paredes celulares especialmente hidrofóbicas. Los organismos filamentosos formadores de espumas tienen la propiedad de producir materiales extracelulares (lípidos, lipopéptidos, proteínas y carbohidratos) que actúan como biosurfactantes. En el proceso de formación de espumas biológicas intervienen procesos bioquímicos y


físico-químicos en el que aire-agua-célula bacteriana quedan unidos. Esta última situación aparece ilustrada en la lámina 2 del Anexo fotográfico, en la que se observan perfectamente las burbujas de aire en el seno de las espumas, de consistencia grasienta.

"Nostocoida limicola" y sus distintos tipos bacterianos

Con relación al grupo de Nostocoida limicola, tal y como se recoge en el resumen de resultados (Tabla 16), han existido diferencias entre los distintos participantes a la hora de establecer el tipo (I, II o III) más abundante. Sin embargo, nos gustaría poner en conocimiento de los distintos participantes la siguiente información (Grupo Biondicación Sevilla y A. Zornoza, 2004-2005):

"La taxonomía de Nostocoida limicola es poco conocida, pero lo que sí que parece claro es que N. limicola I, II y III no son variantes morfológicas de una misma bacteria sino al menos tres bacterias filogenéticamente diferentes, como así lo han demostrado estudios genéticos de la secuencia del ARNr 16S (Seviour et al., 2002). Se sabe que N. limicola I incluye miembros de al menos dos géneros distintos en la división de las bacterias Gram positivas con bajo contenido en G+C. N. limicola II incluye organismos pertenecientes a la división de bacterias Gram positivas con bajo contenido en G+C. N. limicola III es miembro de los Planctomycetales (Seviour et al., 2002). Nostocoida limicola II podría ser un morfotipo de características fisiológicas muy variables (Rius, M., 2004. Comunicación personal)

La principal diferencia entre Nostocoida limicola I, II y III reside en el diámetro celular (Seviour y Blackall, 1999), al existir una gran variabilidad morfológica y reactiva en la bibliografía, recogida por los distintos autores. Así, por ejemplo, para Nostocoida limicola I la respuesta a Neisser según Jenkins et al. (1993) es positiva, mientras que para Seviour y Blackall (1999) es negativa. Para el tipo II, Jenkins et al. (1993) recogen reacciones Gram - y Neisser +, aunque admiten la existencia de reacciones opuestas a éstas. Para este mismo tipo bacteriano, Seviour y Blackall (1999) consideran respuestas variables a Gram y Neisser, aunque reconocen como más frecuentes las reacciones negativas a ambas tinciones. Por último, N. limicola III parece mostrar mayor convergencia en cuanto a reacción a tinciones en la bibliografía, presentándose como Gram + y Neisser +, si bien Jenkins et al. (1993) admiten la posibilidad de respuestas negativas a estos mismos protocolos de tinción. Las discrepancias entre los especialistas, además, se extienden a otros aspectos determinantes en la identificación de estas bacterias tales como la localización del tricoma o la


morfología celular de alguno de los tipos bacterianos (I, II y III) denominados comúnmente como Nostocoida limicola. "

En este sentido, dadas las discrepancias existentes en la bibliografía en cuanto a la morfología, localización del tricoma y reactiva a tinciones de estos tipos filamentosos, entendemos como "razonables" las diferencias en cuanto a identificaciones realizadas por los distintos participantes.

Sin embargo, sí nos gustaría resaltar, como se señalaba anteriormente, la importancia del diámetro celular en la distinción de estos tres tipos celulares. Para esto último es totalmente imprescindible que nuestro equipo de microscopía óptica cuente con un micrómetro calibrado para el objetivo de 100x, que es con el que principalmente se observan y miden los organismos filamentosos.

No obstante, lo que sí parece claro es que, por el momento, las diferencias en cuanto a fisiología, requerimientos nutricionales, condiciones ambientales, etc. de estos tres tipos bacterianos, apenas están diferenciadas en la bibliografía. La información de la que disponemos señala comúnmente a que los tres tipos de Nostocoida limicola se asocian a bajos valores de la carga másica, del oxígeno disuelto y un importante componente industrial de las aguas residuales influentes. En este sentido, podríamos plantearnos si realmente es "necesario" realizar una identificación precisa del tipo bacteriano de N. limicola presente en nuestra muestra pues, a nivel "control biológico en planta", la información sobre las condiciones que potencian el desarrollo de los tres tipos es común y, a nivel molecular, especies bacterianas filogenéticamente distintas están siendo agrupadas bajo un mismo nombre.

Pese a este vacío de información, el propio Profesor Robert Seviour nos señala la importancia de realizar una correcta determinación del tipo bacteriano para el caso de Nostocoida limicola, como única forma de poder contrastar nuestras observaciones con las de otros especialistas (Seviour, 2004. Comunicación personal). En dicha comunicación personal, que reproduciremenos a continuación, el Prof. Seviour también destaca la escasa conveniencia del método Eikelboom en la identificación de estos tipos bacterianos.

Sin embargo, a día de hoy y con la dotación de laboratorio de cualquier EDAR, la clave de identificación de Eikelboom y van Buijsen (1981), o modificaciones posteriores de dicha clave realizada por otros autores (Jenkins et al., 2004), constituyen el único protocolo factible para la caracterización de los microorganismos filamentosos a nivel de género o "tipo".


Probablemente, los importantes avances en el campo de la biología (genética molecular y microbiología, en general), pronto aportarán luz suficiente sobre la identidad y fisiología de lo que en los laboratorios de aguas residuales agrupamos bajo un mismo nombre: "Nostocoida limicola". Estamos convencidos de que el mismo grupo de Seviour, desde Australia, será uno de los principales pioneros en dar luz en este asunto.

A continuación reproducimos la respuesta a la consulta planteada al Profesor Robert J. Seviour del Biotechnology Research Centre (La Trobe University, Bendigo, Australia), encaminada a conseguir más información sobre la fisiología de estos tipos bacterianos y sobre la "situación filogenética de cada uno".

(...) As a microbiologist I think whether we know if N. limicola I II and II are the same or different bacteria is very important. Otherwise we don't know what we are really talking about and cant communicate sensibly with other microbiologists. In fact we know that they represent quite different bacteria with different phenotypic properties (see Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000, 50, 703-709; Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001, 51, 195-202; Env. Microbiol. 2001 3, 551-560; Water Sci. Technol. 2002, 46 (1-2), 105-110 and other papers there on N. limicola). So we now know that N. limicola II is phylogenetically very divers with representatives in at least 4 different bacterial divisions. It seems to us to be unlikely that each of these would have the same requirements for their growth etc. in activated sludge and so if we ever try to control them, we need to know which bacteria we are actually dealing with. Whether we achieve this is not a question I will answer, except to say that without knowing what the organisms really are, then it becomes impossible. Remember the Eikelboom morphotype based method for identifying these is very flawed (...).

Bob Seviour

Por último, con relación a la presencia de Nostocoida limicola en esta muestra, nos gustaría recoger la lectura realizada por algunos participantes en cuanto a la presencia de la misma y a su relación con Nocardia sp. en el sistema: "Podría suponerse la existencia de un "desfase nutricional" de Nocardia sp. con relación a Nostocoida limicola, debido a un descenso de los niveles de oxígeno que permitiría a N. limicola reemplazar el nicho de Nocardia sp.. El metabolismo fermentativo de N. limicola la hace más competitiva en sistemas dotados de selectores anóxicos, viéndose poco afectada ante variaciones en la concentración de oxígeno disuelto. Tradicionalmente se ha asociado a N. limicola a vertidos


industriales, sin embargo, hay indicios suficientes en esta muestra para pensar que no es éste el caso. Sí es posible que entre en planta material rápidamente degradable que favorezca el crecimiento de ésta (almidón, pulpa, papel, ácidos orgánicos de reboses, etc.)".

Esta interpretación sobre la presencia de los organismos filamentosos en la muestra ha sido recogida, en parte, por otros participantes.

En cualquier caso, nos gustaría poner en conocimiento de los participantes la siguiente información extraída del manual de Jenkins et al. (2004) acerca de la presencia de Nocardia sp. y organismos afines:

Con relación a selectores aerobios:

(...) La experiencia operacional indica que los selectores aerobios son efectivos en el control del foaming de Nocardia en el verano (con una temperatura del agua residual de unos 20º C), cuando el Tiempo de Retención Celular (TRC) se mantiene en un rango de 5-8 días. Sin embargo, las espumas nocardia se producen cuando los TRC sobrepasan los 10 días, aún cuando el selector esté operando. El foaming de Nocardia no ocurre normalmente en verano (con una temperatura del agua residual de menos de 15º C), aún cuando el TRC se mantenga entre 10-15 días. (...)

Con relación a selectores anóxicos:

(...) Estos resultados sugieren que los selectores anóxicos diseñados apropiadamente deberían ser efectivos en el control de las formas nocardias en el fango activo. Éstos son consistentes con los datos tomados sobre cultivos puros de Gordona amarae por Blackall et al. (1991), quienes demostraron que G. amarae no podía tomar acetato en experiencias "batch" bajo condiciones de anoxia y que ésta desnitrificaba a tasas del orden de dos o tres veces menos que Zoogloea ramigera y sólo de forma incompleta hasta NO2-N, más que a nitrógeno gas. (...)

El resto de organismos filamentosos identificados en la muestra

El resto de identificaciones bacterianas más coincidentes entre la mayoría de laboratorios se repartió entre organismos como: Tipo 021N, Thiothrix II y Tipo 1701.

Las características clave en la identificación de estos organismos aparecen recogidas en la Tabla 16. Como puede observarse en dicha tabla, la reactiva a tinciones de estos tres organismos es muy similar: Gram - y Neisser tricoma negativo; tan sólo el Tipo 1701 presenta reacción positiva a la tinción de gránulos


de poli-ß- hidroxibutirato (PHB). En cuanto a la morfología celular y las estructuras especializadas, recordar a los participantes que tan sólo el Tipo 1701 presenta constricciones en los septos celulares y vaina. Comúnmente, ninguno de los tres (Tipo 021N, Thiothrix II y Tipo 1701) presenta crecimiento epifítico. Si bien el diámetro y longitud del tricoma son características distintivas, la presencia de otras inclusiones celulares como gránulos de azufre, son características concluyentes en la determinación y distinción de estos organismos. La presencia de gránulos de S in situ suele ser una característica comúnmente observada en Thiothrix II (lámina 18 del Anexo fotográfico) que lo distingue de los otros tipos bacterianos de características morfológicas similares. La observación de gránulos de S (S-test), tras aplicar una tinción específica de S, pone de manifiesto la presencia de esta inclusión celular tanto en el organismo Thiotrix II como el Tipo 021N. Pero si bien no es frecuente la observación de gránulos de S in situ en el Tipo 021N, ha sido recogida por algunos de los participantes, situación que pone de manifiesto la actividad del metabolismo del S en esta muestra (lámina 17 del Anexo fotográfico).

Otros organismos filamentosos recogidos por los participantes

Otras bacterias recogidas en el informe de algunos participantes fueron los Tipos 0041 y 1702, así como Haliscomenobacter hydrossis, algunas de las cuales han quedado ilustradas en el Anexo fotográfico gracias a la aportación de los participantes que la observaron. En la mayoría de los casos, estos organismos fueron recogidos como "organismos de observación incidental".

Sin embargo, organismos como el Tipo 0092, Microthrix parvicella y el Tipo 0581, tan sólo han sido determinados como filamentos secundarios en el parte de resultados de algunos participantes (un participante para cada uno de estos filamentos). Esta circunstancia nos hace pensar que se haya podido deber a un error en la identificación bacteriana.

En líneas generales y en función a los datos aportados por los participantes, podría concluirse que la muestra analizada es diversa en cuanto a bacterias filamentosas y con una presencia de éstas alta (Figuras 4 y Tabla 7). El valor medio de densidad de organismos filamentosos, extraído del total de los datos, es de 5: "abundantes, filamentos en todos los flóculos a densidad alta". El número medio de especies identificadas ha sido de 5.

El principal efecto de los filamentos sobre la estructura flocular ha sido evaluada como "disgregación".


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6. CONSIDERACIONES PARA LOS PRÓXIMOS EJERCICIOS INTERLABORATORIOS

Nos gustaría hacer saber a todos los participantes que cualquiera de las observaciones que realicen sobre las muestras serán tenidas en cuenta y añadidas al informe final. Sin lugar a dudas, las observaciones enriquecerán al resto de participantes, por lo que rogamos que éstas sean aportadas con el parte de resultados.

También nos gustaría manifestar nuestro interés hacia todas las objeciones, desacuerdos, u observaciones, en general, que los participantes quieran realizar sobre este informe. Serán tenidas en cuenta y discutidas en la jornada final de interlaboratorios.

Respecto al apartado de microfauna ("hoja 3 de trabajo"), destacamos dos observaciones:

1. Es necesario hacer constar el dato de densidad de individuos (individuos por litro) y no simplificar esta información indicando sólamente ">106 ó < 106 ind./L".

2. Siempre que sea posible para el participante, consideramos que sería muy conveniente indicar el nombre de la especie observada y no sólo el género. Si bien es cierto que la determinación a nivel de especie no siempre es posible, en el caso de que así sea, sería un valor añadido al informe final, pues el resto de participantes podría contrastar sus propias identificaciones con la totalidad de laboratorios y no sólo con las especies recogidas en el Anexo fotográfico. En este caso, tan sólo se trataría de añadir un pequeño apartado de "observaciones", en el que se enumerarían las especies totales visualizadas en la muestra (Figura 11). Como queda recogido en el ejemplo, este dato podría recogerse en el informe final y en el caso de que sea posible, podrían realizarse algunas observaciones que probablemente enriquecerían a algunos participantes.

Con relación al material fotográfico, nos gustaría invitar a todos los participantes a aportar dicho material en el caso de que sea posible, tanto en el apartado de microfauna y bacterias filamentosas como de las características macro- y microscópicas del fango activo.

Ponemos en conocimiento de los participantes que el próximo ejercicio interlaboratorios se realizará el día 11 de mayo (miércoles).

Por petición expresa de los participantes en la Jornada final de interlaboratorios del circuito pasado, para el ejercicio del mes de mayo estará


disponible, adicionalmente, una muestra de agua residual industrial para aquel laboratorio que lo solicite.

Figura 11. Ejemplo de la importancia de especificar las especies identificadas en la muestra.

EVALUACIÓN DE LA MICROFAUNA fecha: 18/02/2005 Código de muestra: Interlaboratorios

GRUPO SPP OBS. 1ºcont 2ºcont ind/mL ind/L % ind/L % GRUPO FUNC.Aspidisca 5 4 1 100 100.000 10%Acineria 2 1 1 40 40.000 4%

Bacter reptante Euplotes affinis 14%OxitrichiaStentor

otros

Datos recogidos en la "hoja 3 de trabajo" de un supuesto "participante 1": Observaciones realizadas por el "participante 1" sobre la microfauna de la muestra: (...) dentro de la población de reptantes se ha podido observar a Aspidisca cicada y Acineria uncinata. Tabla que finalmente se recogería en el informe: PARTICIPANTE

... Aspidisca cicada , Acineria uncinata ....1

3... Aspidisca turrita, Acineria uncinata ....

ESPECIES OBSERVADAS

2... Aspidisca lynceus, Acineria uncinata ....

Comentario que podría realizarse sobre los organismos recogidos en la tabla: Aspidisca lynceus puede desarrollar una espina en la zona dorsal cuando se siente amenazado pordepredadores. Por esta razón se la había considerado como una especie distinta: A. turrita. Es decir, losparticipantes 2 y 3, probablemente, hayan observado el mismo organismo.

EJEMPLO


7. AGRADECIMIENTOS

Queremos dejar constancia de nuestro agradecimiento a D. Andrés Zornoza (UTE AVSA-EGEVASA), colaborador de Grupo Bioindicación Sevilla, por su ayuda en la organización de este ejercicio y por el valioso material fotográfico aportado.

A todos los participantes que, pese a los contratiempos surgidos con el servicio de mensajería, han aportado sus datos y han hecho posible este ejercicio.


8 .BIBLIOGRAFÍA

◙ Foissner, W. y Berger, H. (1996). A user-friendly guide to the cilates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology. Freshwater Biology 35, 375-482.

◙ Grupo Biondicación Sevilla y A. Zornoza (2004-2005). Coleccionable de fichas sobre Microbiología del Fango Activo. Tecnología del Agua Octubre 2004-Enero 2005.

◙ Jenkins, D., Richard, M. G. y Daigger, G. T. (1993). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming. WRC, Pretoria y USEPA, Cincinnati.

◙ Jenkins, D., Richard, M. G. y Daigger, G. T. (2004). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming. Lewis Publishers.

◙ Jiménez, C., Fernández, N., de la Horra, J. M., Rodríguez, E., Isac, L., Salas, D. y Gómez, E. (2001). Sistema rápido de estimación de los rendimientos en depuración de una E.D.A.R. en función de las características macroscópicas y microscópicas del fango activado. Tecnología del Agua 216, 40-44.

◙ Madoni, P. (1994). A sludge biotic index (SBI) for the evaluation of the biological performance of activated sludge plants based on the microfauna analysis. Wat. Res. 28, 1, 67-75.

◙ Streble, H. y Krauter, D. (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La vida en una gota de agua. Ed. Omega, Barcelona.

◙ Warren, A. (1986). A revision of the genus Vorticella (Ciliophora: Peritrichida). Bull. Br. Mus. Nat. Hist. (Zool). 50, 1, 1-57.

◙ Web recomendada sobre índices de diversidad:

http://www.mdsg.umd.edu/Education/biofilm/diverse.htm

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RESULTADOS DEL ENSAYO INTERLABORATORIOS PARA …bibliotecagbs.com/archivos/informe_inter_febrero2005.pdf · gas másicas y a edades de fango relativamente filamentos entrelazados