Upload
others
View
6
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
1
REVISIÓN DE PLANTAS Y DOSIS UTILIZADAS PARA EL CONTROL BIOLÓGICO DE MOSQUITOS.
LAURA CAMILA RAMOS CHACÓN
ANGELA DANIELA SALGADO RUBIANO
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL BOGOTA D.C
2021
2
REVISIÓN DE PLANTAS Y DOSIS UTILIZADAS PARA EL CONTROL BIOLÓGICO DE MOSQUITOS.
Laura Camila Ramos Chacón
cód.20171085030 Angela Daniela Salgado Rubiano
Cód.20171085002
Proyecto de grado en modalidad Monografía presentado como requisito parcial para optar
por el título de Tecnólogas en Saneamiento Ambiental
Diego Tomas Corradine Mora
Médico Veterinario – MSc. Salud Pública Director
Universidad Distrital Francisco José de Caldas
Facultad del Medio Ambiente y Recursos Naturales Tecnología en Saneamiento Ambiental
Bogotá D.C 2021
3
DEDICATORIA.
Dedico este logro alcanzado en primer lugar a Dios, por permitir que cada paso de este proceso
personal y profesional lo pudiera dar, por brindarme paciencia, fortaleza y salud para poder
culminar este proyecto de la mejor manera.
A las personas que hicieron todo en la vida para que yo pudiera alcanzar mis sueños, mis padres
Anibal Ramos Herrera y Cielo Chacón Esquivel, gracias por siempre darme la mano.
A mi familia: Julieth Natalia, Valery Juliana y Yensi Liliana por siempre estar a mi lado y
motivarme siempre.
A Angela por pasar este proceso junto a mi puesto que hubiera sido más aburrido y tedioso sin
ella.
Finalmente, a mi pequeño Gabriel, por ser ese motor diario desde hace 7 meses y por darme
las fuerzas necesarias para culminar con éxito mi proceso.
Laura Camila Ramos Chacón.
4
DEDICATORIA.
El presente logro se lo dedico en primera instancia, a mi mamá Pilar Rubiano, es ella quien
merece este avance en mi proceso educativo dado que es la persona que instruye mi vida, me
motiva a mejorar y lograr mis metas.
A Nalla y Doggy por darme el amor más leal que en mis días existe y a mis hermanos Miguel y
Camila, por ser mi compañía.
A Laura Ramos Chacón, por ser mi amiga más que mi compañera de monografía, ser paciente
y ayudarme mientras espera a su bebé.
Ángela Daniela Salgado Rubiano
5
AGRADECIMIENTOS Agradecemos a nuestros padres por apoyar nuestros sueños, por confiar y siempre creer en
nosotras, por los valores y principios enseñados.
Agradecemos al docente Diego Tomas Corradine Mora, director de nuestro proyecto de grado
en la modalidad de monografía quien compartió con nosotras su conocimiento, nos guio con
paciencia.
Ángela Daniela Salgado Rubiano y Laura Camila Ramos Chacón.
6
Tabla de contenido
Resumen
Abstract
1. Introducción ..................................................................................................................... 10
2. Problema o pregunta de investigación ............................................................................. 11
3. Antecedentes y justificación ............................................................................................ 11
4. Objetivos ......................................................................................................................... 12
4.1. Objetivo general ........................................................................................................... 12
4.2. Objetivos específicos ................................................................................................... 12
5. Marco Teórico ................................................................................................................. 12
5.1. Mosquitos .................................................................................................................... 12
5.1.1 Etapas del ciclo vital ...................................................................................................... 14
5.1.2 Control de mosquitos ..................................................................................................... 17
5.1.3 Extractos botánicos ....................................................................................................... 19
6. Metodología .................................................................................................................... 19
7. Desarrollo de la propuesta .............................................................................................. 20
7.1 Inhibición de la Oviposición .......................................................................................... 20
7.2 Control de Larvas ........................................................................................................ 22
7.3 Control de Adultos ....................................................................................................... 38
8. Analisis de resultados...................................................................................................... 42
8.1. Analisis de resultados inhibición de la oviposicion. ...................................................... 42
8.2. Analisis de resultados control de larvas. ...................................................................... 43
8.3. Análisis de resultados control de adultos. .................................................................... 45
9. Conclusiones ................................................................................................................... 47
10. Bibliografía ................................................................................................................... 48
7
Índice de Tablas
Tabla 1. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra
Mosquitos de la familia Anopheles.
Tabla 2. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra
Mosquitos de la familia Aedes.
Tabla 3. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra
Mosquitos de la familia Culex.
Tabla 4. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de
la familia Anopheles.
Tabla 5. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de
la familia Aedes.
Tabla 6. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de
la familia Culex.
Tabla 7. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de
la familia Anopheles.
Tabla 8. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de
la familia Aedes.
Tabla 9. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de
la familia Culex.
8
Resumen
Los mosquitos son insectos que ocupan una categoría importante como transmisores de enfermedades,
los cuales tienen una importancia económica y social alrededor del mundo, en donde el hombre es el
más afectado.
El uso de insecticidas comerciales, los cuales incluyen la aplicación de productos agroquímicos
sintéticos, ocasiona consigo problemas para la salud humana, los ecosistemas agrícolas, el medio
ambiente en su sentido más amplio y resistencia a los mismos; por ende, teniendo en cuenta lo
mencionado anteriormente, surgen preocupaciones frente al objetivo de lograr la mitigación de los
peligros que representa el uso de dichos insecticidas. El hecho de emplear alternativas basadas en
extractos naturales es una opción viable, teniendo en cuenta que obtenemos una alta efectividad en el
control biológico de los mosquitos, evitando la aparición de efectos secundarios que sean nocivos para
el entorno y los individuos que en él encontramos. En la presente monografía se realizó una revisión
exhaustiva de alrededor de 115 artículos científicos y reportes de investigación en donde se logró
categorizar la información sobre el control biológico de mosquitos, de los cuales 7 se clasifican en
repelentes para la oviposición,8 ovicidas,96 para larvicida , 1 para otro tipo de efecto ,9 para insecticida
y 15 para repelente, empleando extractos botánicos, los cuales fueron evaluados previamente y con los
que podemos evidenciar su uso como repelente o insecticida, verificando la efectividad de los mismos
en etapas correspondientes a la inhibición de la oviposición, larvas y adultos.
Palabras claves: Mosquitos, insecticidas, extractos botánicos, control biológico,
repelente, insecticida, oviposición, larvas.
9
Abstract
Mosquitoes are insects that occupy an important category as transmitters of diseases, which have an
economic and social importance around the world, where man is the most affected.
The use of commercial insecticides, which include the application of synthetic agrochemical products,
causes problems for human health, agricultural ecosystems, the environment in its broadest sense and
resistance to them; therefore, taking into account the aforementioned, concerns arise regarding the
objective of achieving mitigation of the dangers represented by the use of said insecticides. The fact of
using alternatives based on natural extracts is a viable option,
taking into account that we obtain a high effectiveness in the biological control of mosquitoes, avoiding
the appearance of side effects that are harmful to the environment and the individuals that we find in it.
In this monograph an exhaustive review of around 115 scientific articles and research reports was carried
out in which it was possible to categorize the information on the biological control of mosquitoes, of which
7 are classified as repellants for oviposition, 8 ovicides, 96 for larvicide, 1 for another type of effect, 9 for
insecticide and 15 for repellent, using botanical extracts, which were previously evaluated and with which
we can evidence their use as a repellent or insecticide, verifying their effectiveness in stages
corresponding to the inhibition of oviposition, larvae and adults.
Keywords: Mosquitoes, insecticides, botanical extracts, biological control, repellent, insecticide,
ovipositi,larvae.
10
1. Introducción
Dado que los mosquitos representan una amenaza para la salud del hombre y de los animales debido a
que actúan como vectores de distintas enfermedades, se hace evidente que el control de estos
organismos es esencial en temas de salud pública; es por ello, que los plaguicidas se han convertido en
una parte indispensable de los programas mundiales de gestión integrada de vectores. (Morner et al.,
2002)
Los mosquitos son el principal vector de transmisión de malaria, dengue, fiebre amarilla, filariasis,
esquistosomiasis, etc., causando millones de muertes cada año; también causan respuestas alérgicas
en humanos que incluyen piel local y reacciones sistémicas como angioederma (Organización Mundial
de la Salud. 2020)
El control de mosquitos se ha vuelto cada vez más difícil debido a los usos indiscriminados de
insecticidas químicos, los cuales producen un impacto adverso en el medio ambiente generando así una
perturbación en el equilibrio biológico ya que no son fácilmente degradables y se propagan tóxicos
efectos; en el caso puntual de los mosquitos, el hecho de aplicar insecticidas en estanques, pozos y
otros cuerpos de agua pueden causar peligros para la salud de seres humanos y animales. (Devine et
al., 2008).
Debido a la problemática mencionada anteriormente es necesario desarrollar nuevas estrategias para
el control selectivo de mosquitos con el fin de lograr la prevención de las enfermedades; en
consecuencia, una alternativa es el control biológico, en donde se utiliza un agente para reducir el
tamaño de una población de insectos vectores o plagas, de allí surge el concepto de manejo integrado
de plagas, incluyendo controladores biológicos y la implementación de insecticidas de origen vegetal,
los cuales proporcionan modos de acción novedosos y reducen el impacto ambiental. (Organización
Mundial de la Salud. 2013)
Se hace necesario evaluar insecticidas vegetales que no presenten riesgo alguno para el ser humano,
sean efectivos en el control de mosquitos, no generen impactos al medio ambiente y en los que los
costos no sean demasiado elevados; es por ello, que se realizará un compendio de bibliografía en la
cual podremos encontrar las plantas que han sido evaluadas para el control de la oviposición y acción
insecticida en larvas y adultos de Aedes, Anopheles y Culex.
Los extractos o aceites esenciales de plantas son alternativas viables ya que no son tóxicos, presentan
una disponibilidad inmediata y son potencialmente adecuados para el control de larvas de mosquitos,
11
además de que tienen menos efectos nocivos en terceros ya que son selectivos y, por otra parte, los
componentes defensivos de las plantas son biodegradables, por lo que no se van a presentar efectos
residuales sobre el medio biológico. (Leyva et al., 2017).
2. Problema o pregunta de investigación
¿Qué extractos botánicos son eficientes para el control biológico de mosquitos?
3. Antecedentes y justificación
Los mosquitos se encuentran en el centro de la investigación entomológica mundial debido a su
importancia, ya que afectan tanto a humanos como a animales. Más de la mitad de la población
mundial vive bajo el riesgo de infectarse con mosquitos que transmiten los agentes causantes de
enfermedades como la malaria, el dengue, chikunguña, fiebre del Nilo Occidental, encefalitis japonesa
o filariasis linfáticas. (Murugesan y Thilagavathy, 2008).
Las valoraciones realizadas por la Organización Mundial de la Salud (OMS) muestran que, en 2006, las
personas que tuvieron enfermedades transmitidas por mosquitos corresponden a 247 millones, de las
cuales murieron alrededor de un millón de personas. (Organización Mundial de la Salud, 2020).
El control vectorial es un aspecto necesario para evitar y disminuir la propagación de enfermedades
transmitidas por mosquitos, gracias a su efectividad es la primera línea de acción en cuanto a defensa
de las mismas; pero es necesario resaltar que el uso continuo de insecticidas sintéticos puede conducir
a un desarrollo de resistencia a los mismos y causando afectaciones permanentes en el entorno,
resultando perjudicial para animales y humanos a largo plazo. Teniendo en cuenta lo anterior, es
importante buscar insecticidas alternativos, los cuales sean fácilmente degradables, para controlar los
mosquitos vectores y cuidar el entorno; de forma tal, que puedan ser empleados dentro y alrededor de
una habitación en donde se encuentren otros individuos y no se vean afectados. Diversas fuentes
determinan que el uso de algunos extractos naturales, presentan componentes biológicamente activos
que ejercen control en los mosquitos, siendo biodegradables. El presente documento, tiene como fin
recopilar la información de aquellas plantas que poseen un potencial eficiente para el control de
mosquitos vectoriales, gracias a los componentes defensivos presentes en las mismas; esto con el fin
de encontrar y aplicar alternativas viables para el medio ambiente, mediante la mitigación de agentes
químicos residuales presentes en insecticidas convencionales encontrados en el mercado y evitar los
efectos secundarios generados por los mismos en la salud de humanos y animales.
12
4. Objetivos
4.1. Objetivo general
Llevar a cabo un compendio de información basado en el estudio de extractos botánicos para el
control biológico de mosquitos, que presentan afectaciones en el área de la salud pública.
4.2. Objetivos específicos
● Investigar información de contenido científico-técnico, libros, bases de datos y literatura
precisa y oportuna sobre la aplicación de extractos esenciales de origen vegetal para el
control biológico de mosquitos.
● Categorizar la efectividad de los extractos naturales como estrategias de control, aplicados
en mosquitos adultos, larvas e inhibición de oviposición.
● Realizar la compilación de la información obtenida a lo largo de la investigación
identificando las plantas con mejor efectividad comprobada.
5. Marco Teórico
5.1. Mosquitos
Los mosquitos (nombre científico Dípteros que en griego significa "dos alas") son aquellos
insectos caracterizados, en el estado adulto, por la presencia de un solo par de alas, que
funcionan como órganos de propulsión aérea, las alas posteriores están presentes en el tercer
segmento torácico, las cuales transformadas en pequeños órganos claviformes (balancines o
halterios) tienen como función estabilizar el vuelo (Savat, 1968).
Los mosquitos son insectos, es decir, que al igual que otros grupos de animales como los
crustáceos (bichos bolita, langostinos, camarones, cangrejos), quilópodos (ciempiés) y arácnidos
(arañas, ácaros, garrapatas y escorpiones) pertenecen al grupo de los artrópodos (”patas
articuladas”). Se caracterizan por presentar apéndices del cuerpo como patas y antenas,
divididos en segmentos articulados entre sí y su característica más llamativa es el exoesqueleto
o cutícula articulado, secretado por la epidermis subyacente. Este esqueleto externo es protector;
a menudo impermeable y brinda puntos de inserción a los músculos; éste no crece, y, por lo
tanto, a medida que el animal progresa y se desarrolla debe descartarlo y volver a formarlo,
proceso conocido como muda; al exoesqueleto descartado se lo denomina exuvia. (Rossi, G. &
Almiron, W. 2004).
13
Los artrópodos, al igual que muchos otros animales, presentan una simetría bilateral, de modo
que tienen una línea media del cuerpo la cual lo divide en dos mitades (derecha e izquierda) más
o menos equivalentes; se considera que la simetría bilateral es una adaptación a la movilidad.
En estos animales, el extremo anterior o frontal por lo general tiene una cabeza, donde se
concentran los órganos de los sentidos; de este modo, la cabeza puede recibir la mayor parte de
los estímulos del ambiente, en tanto que el extremo posterior puede estar dotado de estructuras
especializadas para la locomoción. Los mosquitos adultos, como los insectos en general,
presentan el cuerpo dividido en tres regiones (cabeza, tórax y abdomen), poseen un par de
antenas, dos pares de alas y tres pares de patas. Los mosquitos pasan por cuatro estados
durante su ciclo biológico: HUEVO, LARVA, PUPA y ADULTO. Los estados inmaduros (huevo,
larva y pupa) son acuáticos, en tanto que el adulto es de vida terrestre y se denomina criadero a
todo ambiente acuático donde viven y se desarrollan las formas inmaduras de mosquitos. (Rossi,
G. & Almiron, W. 2004).
● Importancia en la Salud pública
Enfermedades humanas son transmitidas por vectores, tales como: paludismo, dengue,
filariasis linfática, enfermedad de Chagas, leishmaniasis, fiebre chikunguña, zika, fiebre
amarilla y esquistosomiasis; dichas enfermedades corresponden a un aproximado del 17% de
la carga mundial y afectan a las poblaciones más pobres, debido a que factores sociales,
demográficos y medioambientales son determinantes para la propagación de los patógenos
de transmisión vectorial.
Gran parte de las enfermedades transmitidas por vectores se pueden prevenir empleando un
control sobre los mismos, siempre y cuando dicho control se realice correctamente, esto
incluye un firme compromiso político y financiero en donde se implementen intervenciones
adaptadas a las situaciones locales.
Es por ello que en respuesta a la necesidad, se requiere el desarrollo de recursos y competencias
entomológicas (y malacológicas) en el ámbito de la salud pública, la adopción de un programa
nacional de investigación adecuadamente definido, una mejor coordinación intrasectorial e
intersectorial, la participación de la comunidad en el control de vectores, el fortalecimiento de los
sistemas de monitoreo y la implementación de intervenciones innovadoras de eficacia
demostrada (Organización Mundial de la Salud. 2017)
● Importancia sanitaria de Culicidae
14
Los mosquitos requieren una particular atención en todo el mundo debido a su importancia
sanitaria como reservorios y vectores de importantes enfermedades. El papel que desempeñan
como vectores de enfermedades humanas es perfectamente conocido y, en consecuencia, el
patógeno, el mosquito vector y el hombre susceptible son los tres eslabones de la cadena
epidemiológica que se deben tener en cuenta en los estudios relacionados con estos insectos de
interés sanitario. Su interferencia en el trabajo de campo, en la cría de ganado y en su producción
se ve reflejada en las pérdidas que provocan y los daños ocasionados en la ganadería pueden
expresarse como reducción de la producción de leche y pérdida de peso del ganado. La
transmisión de patógenos al ganado es también digna de tener en cuenta; los vectores más
importantes de enfermedades, respecto a patologías animales, son las garrapatas, en segundo
lugar, los mosquitos y luego los flebótomos, simulium y tábanos. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
5.1.1 Etapas del ciclo vital
● Oviposición
La oviposición es la última fase de reproducción de los insectos, los mosquitos hembras tienen
una oviposición aproximada entre 50 y 500 huevos en un promedio de 2 a 4 días (o más en
climas templados fríos) después de la ingesta de sangre. Por lo general, los mosquitos se pueden
dividir en dos grupos según su comportamiento de puesta de huevos 6 y si los embriones entran
o no en un período de latencia (período de descanso activado externamente) o diapausa (período
de descanso genéticamente determinado) (Becker et al., 2003).
La oviposición en mosquitos (puesta de huevos), no se evidencia con mucha frecuencia en
condiciones naturales; generalmente, las hembras realizan la oviposición en horas del día que
haya baja luminosidad o en la noche. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
Los huevos constan de una cubierta llamada corion y por lo general es de color claro en el
momento de la puesta, luego de unas horas tienden a presentar una apariencia más oscura.
Respecto al tamaño de los huevos, éste varía según la especie de mosquito, pero en términos
generales no alcanzan el milímetro de longitud, presentan tendencias entre 0,6 y 0,8 mm. (Rossi,
G. & Almiron, W. 2004).
En cuanto a la eclosión, los huevos pueden ser divididos en dos categorías: 1) aquellos que
eclosionan inmediatamente después del desarrollo embrionario, como ocurre en Anopheles,
Culex, Mansonia, Uranotaenia; 2) aquellos que presentan un período de reposo luego del
15
desarrollo embrionario y que antecede a la eclosión, como ocurre en Aedes, Ochlerotatus y
Psorophora. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
Los programas de control de mosquitos para que sean efectivos no se pueden ejecutar sin
realizar una inspección, en donde se ubiquen los principales sitios de crianza de los mosquitos,
para definir las zonas más importantes a tratar ante esta problemática, reduciendo los niveles de
enfermedades contagiadas por estos vectores (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
● Larva
La larva es la fase en la que el mosquito deja el huevo. Esta vive en el agua, aunque sube a la
superficie para respirar; son tubulares y ágiles, con cabeza redondeada, mudan su piel cuatro
veces aumentando de tamaño es por ello que se consideran cuatro estadios larvarios, se
alimentan de microorganismos y materia orgánica presentes en el agua, cuentan con un sifón
presente en la parte posterior del cuerpo, que les facilita la respiración, para ello es necesario la
suspensión en la superficie del agua cada cierto tiempo (Montaño, 2002).
Las larvas de mosquitos generalmente son acuáticas y poseen una gran movilidad con un cuerpo
que se divide en: cabeza, tórax y abdomen; su alimentación se basa en microorganismos
(bacterias, hongos, protozoos) y detritos orgánicos (animales y vegetales) los cuales encuentran
en el agua y pueden consumir gracias a los cepillos bucales que poseen. (Rossi, G. & Almiron,
W. 2004).
En el caso de las larvas de Anopheles, éstas pueden rotar su cabeza 180° para así buscar el
alimento en la superficie del agua, mientras que los demás mosquitos obtienen su alimento en
diferentes profundidades del agua; existen también larvas depredadoras, en las cuales los
cepillos bucales toman forma de garras para atrapar a las presas, entre ellas se pueden citar las
siguientes especies: Toxorhynchites, Psorophora y Culex. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
En cuanto a la respiración en larvas, estas se dirigen periódicamente a la superficie con el fin de
llevar a cabo dicha acción, aunque cabe aclarar que estando sumergidas el proceso de
respiración continúa, efectuándose por medio del tegumento. (Montaño, 2002).
El abdomen posee un par de espiráculos (orificios respiratorios) en el extremo posterior, situados
dorsalmente en el octavo segmento (como en Anopheles) o bien en el extremo del sifón dorsal
(Aedes, Culex, Haemagogus, Limatus, Ochlerotatus, Psorophora, Toxorhynchites y Uranotaenia,
16
entre otros). Debe tenerse en cuenta que el sifón se encuentra ubicado dorsalmente y queda
perpendicular al eje del cuerpo de la larva (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).
● Pupa
El estado de pupa es un período de transición en el que ocurren profundas transformaciones que
llevan a la formación del adulto y al cambio del hábitat acuático por el terrestre. Durante este
estado el individuo no se alimenta, por lo que los cambios que ocurren son posibles gracias a la
energía acumulada durante el estado larval. La cabeza y el tórax constituyen una estructura
única, llamada cefalotórax, en la que se destacan las trompetas respiratorias (estructuras
tubulares para la respiración). Los movimientos de la pupa están limitados al abdomen, siendo
éstos muy enérgicos y activos, aunque tienden a permanecer inmóviles, colocando la abertura
de las trompetas respiratorias en contacto con la superficie del agua para respirar. Como
mencionamos anteriormente, las pupas de Mansonia se fijan por medio de las trompetas
respiratorias a las raíces y tallos de plantas acuáticas, de donde obtienen oxígeno y están
protegidas de los depredadores. Dentro de cada especie, las pupas de los machos son de menor
tamaño que las de las hembras. Al final del estado de pupa, y en preparación para la emergencia
del adulto, las pupas extienden el abdomen casi paralelo a la superficie del agua. En general, la
duración del estado pupal es de alrededor de dos días en condiciones favorables. (Rossi, G. &
Almiron, W. 2004).
● Adulto
La última fase del ciclo de vida de los mosquitos es la adulta. Se caracterizan por tener una
cabeza pequeña, semiesférica, ojos reniformes, con facetas de igual tamaño, similares en ambos
sexos, sin ocelos. Poseen antenas con escapo muy pequeño, pedicelo agrandado, globoso y 13
flagelos largos y finos. Cada flagelómero con un mechón de pelos que son mucho más largos y
abundantes en el macho en relación con los de la hembra. Tórax ovoide, ensanchado
dorsalmente, por lo general muy escamoso dorsalmente menos en las partes laterales (Vargas,
1998).
Los adultos de los mosquitos tienen una apariencia de insectos pequeños, con un porte delgado
y patas largas, por dicho motivo son conocidos comúnmente como zancudos; por lo general, los
machos tienden a ser de menor tamaño que las hembras y dependiendo de las especies, el largo
del cuerpo de las hembras oscila entre 0,5 y 2 cm. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)
17
Los mosquitos adultos generalmente procuran estar en lugares húmedos y sin corrientes de aire
en donde permanecen en reposo, como: arbustos, hojas, raíces y troncos huecos; también
pueden ser encontrados debajo de piedras, en excavaciones, habitaciones, etc. (Rossi, G. &
Almiron, W. 2004)
Respecto a la alimentación en mosquitos, los machos se alimentan de sustancias azucaradas
como néctar de frutos y de éstos obtienen la energía necesaria para volar hasta encontrarse con
hembras de su especie y aparearse; las hembras por otra parte, también ingieren sustancias
azucaradas, pero a diferencia de los machos necesitan ingerir sangre (hematofagia) para poder
desarrollar los huevos. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)
Cuando un mosquito hembra pica al hospedador buscando una fuente de sangre, primero inyecta
saliva en el lugar de la picadura, ésta tiene efecto anestésico, anticoagulante e histamínico, de
modo que el hospedador no perciba al mosquito mientras pica, la sangre no coagule como
producto de la lesión ocasionada, y mucha sangre llegue rápidamente a la zona para que el
mosquito esté el menor tiempo posible en contacto con el hospedador; luego de ingerir sangre,
buscan un refugio donde descansar y así ciertas especies tienden a permanecer en las
habitaciones. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)
La longevidad de los mosquitos adultos está sujeta a condiciones climáticas y numerosos
infortunios a los que los individuos están expuestos en la naturaleza; también está relacionada
con el sexo, siendo las hembras más longevas que los machos. Observaciones sobre Aedes y
Anopheles indican un período de vida de aproximadamente dos semanas; Aedes aegypti vive en
promedio un mes o más, aunque estudios en laboratorio permitieron mantener hembras por
dieciséis y diecisiete semanas. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)
Las principales funciones del estado adulto son la reproducción y la dispersión; en general, se
considera que una hembra puede poner entre 100 y 300 huevos luego de una comida sanguínea.
A partir de la sangre ingerida, la hembra formará las reservas nutritivas de los huevos que
permitirán el desarrollo de los embriones. Cabe recordar que, a lo largo de su vida, una hembra
puede alimentarse varias veces con sangre y en consecuencia puede depositar una cantidad
importante de huevos. Para Aedes aegypti se han registrado hasta 750 huevos colocados por
una hembra. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)
5.1.2 Control de mosquitos
● Insecticidas
18
Los insectos son considerados portadores de enfermedades, como lo son las especies que
transmiten el dengue o la fiebre amarilla, para lograr un control de estos existen los insecticidas,
son sustancias destinadas a la prevención, destrucción y control de insectos; El producto en
general presenta grandes desventajas, pero tiene una gran importancia en los seres humanos
ya que son capaces de controlar las plagas que suele haber en la apicultura o la agricultura y en
los hogares en el día a día (Del Puerto Rodríguez, A.-M., etal, 2014).
Cuando millones de seres humanos mueren o quedan incapacitados anualmente por
enfermedades transmitidas por vectores, y el daño global por insectos, enfermedades
transmitidas por vectores, malezas y roedores se estima en > $ 100 mil millones anuales, se hace
evidente que el control de varios organismos nocivos es esencial para el desarrollo futuro de la
salud humana, la agricultura y la industria. En el proceso de dar cabida a estas necesidades
humanas vitales, los plaguicidas se han convertido en consecuencia en una parte indispensable
de los programas mundiales de gestión integrada de vectores. (Becker etal 2010).
- Insecticidas químicos
El objetivo de los métodos de control químicos consta de reducir la densidad y longevidad en los
mosquitos. Para llevar a cabo este método, se aplican insecticidas en las superficies y el entorno,
obteniendo así un efecto residual. (Organización Panamericana de la salud OPS, 2011).
- Insecticidas naturales
Los insecticidas de origen biológico nos brindan una acción novedosa, mientras se reduce el
riesgo de que exista resistencia por parte de los mosquitos; la aplicación de éstos es una
alternativa viable ya que son biodegradables y presentan una disponibilidad inmediata, además
de un bajo costo, sin necesidad de emplear metodologías complejas (Torres, Henao, & Pajon,
2007).
● Repelentes
Son sustancias que, por su olor o naturaleza, ofrecen protección contra las picaduras de insectos.
Se aplican sobre las diversas zonas expuestas del cuerpo mediante diferentes sistemas:
lociones, cremas, vaporizadores, roll-on, stick-gel, toallitas impregnadas, etc., a través de los
cuales los principios activos son depositados sobre la piel. Generalmente aseguran una
19
protección de 4 a 8 horas después de su utilización. No matan al insecto, pero lo mantienen
alejado de la zona donde se ha aplicado el repelente (Ministerio de salud, 2009).
La mayoría de repelentes o insecticidas que se encuentran en el mercado contienen
componentes químicos que pueden llegar a afectar tanto el entorno como la salud de las
personas para esto se deben buscar métodos como el control biológico, este se basa en la
introducción de organismos que depreden o parasiten las poblaciones de las especies que se
pretende controlar, que compitan entre ellas o las reduzcan de algún modo (OMS, 2020).
5.1.3 Extractos botánicos
Los extractos botánicos son métodos de control biológico, los cuales están compuestos de la
obtención de sustancias biológicamente activas presentes en los tejidos de plantas, por el uso
de un solvente (alcohol, agua, mezcla de estos u otro solvente selectivo) y un proceso de
extracción adecuado; de una misma planta, dependiendo de la parte de ella utilizada, del solvente
y de la técnica de extracción, podremos obtener una diferente gama de sustancias (Santamaría,
C. A, et al., 2015).
6. Metodología
● Fase I: Se buscó información en documentos hallados de bases de datos como
Science Direct, Oxford, Springer Nature, Proquest. También se hizo uso del buscador
académico de Google (Google Scholar), además se amplió la búsqueda con el RIUD
de la Universidad Distrital y en diversos textos científicos, con estudios descriptivos y
observacionales referentes a los extractos esenciales de origen vegetal para el control
biológico de mosquitos.
● Fase II: Se clasifico la información encontrada sobre los efectos de los extractos
naturales de diversas plantas según su evaluación bien sea como insecticidas en
adultos, repelentes, larvicidas o inhibidores de la oviposición.
● Fase III: Se analizó y seleccionó la información sobre cuales extractos esenciales de
origen vegetal demostraron efectividad para ser utilizados en el control biológico,
agrupándolos por tipo de plantas, diferentes partes de la planta, efectos y dosis
recomendados con mejor eficiencia en cada investigación. Después de esto se
realizaron las conversiones adecuadas unificando unidades de los efectos que causan
dejando todas en partes por millón (ppm).
● Fase IV: Con base a los resultados obtenidos en las fases anteriores se organizó la
20
información mediante el desarrollo de cuadros resumen de las revisiones hechas.
7. Desarrollo de la propuesta
7.1 Inhibición de la Oviposición
La Tabla 1, se presenta la información recopilada en cuanto a la planta y parte utilizada, así como la
concentración empleada para lograr su efectividad en la repelencia o inhibición de la oviposición sobre
mosquitos Anopheles stephensi.
Se encontraron cuatro artículos, en donde se emplean cuatro diferentes plantas con efectos ya sea de
repelente de la oviposición u ovicida especificados por colores (rojo y azul respectivamente) y
posteriormente se encontrará la fuente bibliográfica consultada.
Tabla 1. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Anopheles.
Anopheles
Planta Parte
de la planta
Mosquito Repelente de la
oviposición/Ovicida
Bibliografía
Cassia fistula. Hoja Anopheles
stephensi
200 ppm = sin eclosión durante
18 horas
Govindarajan
et al, 2008.
Cassia obtusifolia. Hoja Anopheles
stephensi
92,5% de disuasión de la
oviposición a 400 ppm
Rajkumar y
Jebanesan,
2009.
Citrullus vulgaris Hoja Anopheles
stephensi
0% de incubabilidad = 300 ppm,
tiempo de protección de 119-
388 min = 1-5 mg ext. /cm 2,
regulación del crecimiento.
Mullai et al,
2008.
Sapindus
emarginatus
Semilla Anopheles
stephensi
96 h de exposición: CL50 =
1100 ppm
Koodalingam
et al,2009
En cuanto a las plantas eficaces para encontrar una acción ovicida o de repelencia en la Oviposición de
mosquitos pertenecientes a la familia Aedes, los cuales para este caso son: Aedes aegypti y Aedes
albopictus; se encontraron cinco artículos evidenciados en la Tabla 2, en donde se evalúa la acción de
21
cinco plantas especificando la parte que se utilizó en cada uno de los estudios realizados y haciendo
énfasis en las concentraciones empleadas por los autores, con el fin de demostrar la concentración en
la que el extracto empleado tendrá una mayor efectividad, además se especifica por colores si es
repelente de la oviposición u ovicida especificados (rojo y azul respectivamente) .
Tabla 2. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Aedes.
Aedes
Planta Parte de la planta
Mosquito Repelente de la oviposición/Ovicida
Bibliografía
Cassia fistula (Lluvia de oro)
Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 120 ppm Govindarajan, 2009.
Cassia fistula (Lluvia de oro)
Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 140 ppm. Govindarajan,2009.
Cassia fistula (Lluvia de oro)
Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 160 ppm. Govindarajan, 2009.
Melia azedarach. (Cinamomo)
Hoja senescente
Aedes aegypti 1000 ppm = 100% disuasión de oviposición.
Coria et al, 2008.
Pemphis acidula (Lovinjo)
Hoja Aedes aegypti Sin eclosión 450 ppm. Magadula, 2009.
Pemphis acidula (Lovinjo)
Hoja Aedes aegypti 18.8% de eclosión a 500 ppm. Magadula, 2009.
Pemphis acidula (Lovinjo).
Hoja Aedes aegypti Sin eclosión a 500 ppm. Magadula, 2009.
Swertia chirata (Genicana India).
Toda la planta
Aedes aegypti 1000 ppm = 11.4 (0-6 h),17.8 (6-12 h), 23.4 (12-18 h) % incubabilidad
Balaraju, 2009.
Syzygium aromaticum
Capullo de la flor
Aedes albopictus
CE50 ovídica = 200 ppm
Bhat y Kempraj, 2009.
Syzygium aromaticum
Hoja Aedes albopictus
CE50 ovídica = 370 ppm
Bhat y Kempraj, 2009.
Se encontraron un total de nueve artículos referentes a la acción ovicida o repelente de la oviposición
en mosquitos Culex quinquefasciatus, en donde se evaluaron once plantas cuya información se
encuentra consolidada en la Tabla 3, especificando así la parte de la planta utilizada y la concentración
en la que se debe emplear el extracto de la misma, con el fin de obtener resultados eficientes según los
22
autores de la bibliografía consultada además se especifica por colores si su efecto es repelente de la
oviposición u ovicida (rojo y azul respectivamente).
Tabla 3. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Culex.
Culex
Planta Parte de la planta Mosquito
Repelente de la oviposición/Ovicida Bibliografía
Cassia fistula. (Caña Fìstula) Hoja
Culex quinquefasciatus
200ppm = sin eclosión durante 12 h, 39% eclosión después de 12-18 h (ctrl: eclosión en 3 h)
Govindarajan et al,2008.
Cucurbita colocynthis (Coloquintida) Hoja
Culex quinquefasciatus 0% eclosión = 450 ppm ext.
Mullai y Jebanesan,2007.
Cucurbita maxima (Calabaza/Zapallo) Hoja
Culex quinquefasciatus 0% eclosión = 600 ppm ext.
Mathew et al,2009.
Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión > 350ppm
Samidurai,2009.
Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión > 400ppm
Samidurai,2009.
Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión >450 ppm
Samidurai,2009.
Sapindus emarginatus Semilla
Culex quinquefasciatus
96h de exposición: LC50 = 1300ppm
Koodalingam et al,2009.
Satureja hortensis. (La ajedrea de Jardìn)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
200ppm= 100% disuasión de oviposición
Pavela,2009.
Swertia chirata Toda la planta
Culex quinquefasciatus
1000 ppm = 12,6 (0-6 h), 20,4 (6-12 h), 25,4 (12-18 h) % de incubabilidad
Balaraju,2009.
Thymus saturejoides (Tomillo, Serpol) Hierba
Culex quinquefasciatus
200ppm= 100% disuasión de oviposición
Pavela,2009.
Thymus vulgaris. (Tomillo)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
200ppm = 100% disuasión de oviposición
Pavela et al,2009.
Thymus vulgaris., Satureja hortensis.
Culex quinquefasciatus
Disuasión 100% de oviposición (repelencia)
Pavela,2009.
Piper marginatum Aceite de hojas y tallos
Culex quinquefasciatus
Efecto disuasorio de la oviposición a 50 y 100 ppm (<50%)
Autran et al,2008.
7.2 Control de Larvas
Para el caso del control biológico mediante extractos de plantas empleados contra las larvas de
mosquitos de la familia Anopheles plasmado en la Tabla 4 , se encontraron 16 artículos, en donde se
23
evaluó la efectividad de 38 plantas que presentaron acción larvicida y se incluyó la parte de la planta
utilizada en cada estudio, así como la concentración empleada por los autores con el fin de lograr una
mayor efectividad en el control larvario de dichos mosquitos, también se especifica por colores si su
efecto es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde respectivamente).
Tabla 4. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de la familia
Anopheles.
Anopheles
Planta Parte de la planta
Mosquito Estadio Larvicida/otro efecto Bibliografía
Andrographis paniculata
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio LC50 = 67.2 ppm Elango et al,2009.
Annona cherimola
Semilla Anopheles sp.
4 estadio CL50= 120 ppm Bobadilla et al,2002.
Annona muricata
Semilla Anopheles sp.
4 estadio CL50= 40 ppm Bobadilla et al,2002.
Annona squamosa. (Anón)
Corteza de tallo, Corteza de raíz
Anopheles gambiae sp
Estadios 24 h LC50 = 13-50 ppm Kihampa et al,2009.
Annona squamosa.
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio LC50 = 17.5 ppm Bagavan et al,2009.
Apium graveolens. (APIO)
Anopheles dirus
4 estadio LC50= 59.4 ppm LC95= 112 ppm
Pitasawat,2007.
Asteranthe lutea
Corteza de raíz
Anopheles gambiae sp
Estadios 24 h LC50 = 59 ppm Kihampa et al,2009.
Carum carvi.(alcaravea)
Anopheles dirus
4 estadio LC50=72.3 ppm LC95=105 ppm
Pitasawat,2007.
Cassia auriculata.
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 44.2 ppm
Kamaraj et al,2009.
Cassia auriculata.
Flor Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 44.7 ppm
Kamaraj et al,2009.
Cassia fistula. Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 18.0 ppm LC90 = 31.7 ppm
Govindarajan et al,2008.
Cassia obtusifolia.
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 52.2 ppm LC90 = 109 ppm
Rajkumar y Jebanesan,2009.
24
Centella asiatica
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 26.6 ppm
Bagavan et al,2009.
Citrullus vulgaris
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 18.6 ppm LC90 = 39.1 ppm
Mullai et al,2008.
Citrullus vulgaris
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 48.5 ppm LC90 = 99.4 ppm
Mullai et al,2008.
Citrullus vulgaris
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 49.6 ppm LC90 = 91.4 ppm
Mullai et al,2008.
Citrullus vulgaris
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 = 50.3 ppm LC90 = 95.4 ppm
Mullai et al,2008.
Clitoria ternatea.
Semilla Anopheles stephensi
Estadios
LC50 = 65.2 ppm
Mathew et al,2009.
Curcuma zedoaria
Anopheles dirus
4 estadio LC50=29.7 ppm LC95=40.2 ppm
Pitasawat,2007.
Eclipta prostrata
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 78.3 ppm
Elango et al,2009.
Eucalyptus tereticornis
Hoja Anopheles stephensi
1 - 4 estadio 160 ppm de EO mata: 90-
95% de estadios
Nathan,2007.
Eucalyptus tereticornis
Hoja Anopheles stephensi
1 estadio LC50 = 18.3 ppm LC90 = 51.6 ppm
Nathan,2007.
Eucalyptus tereticornis
Hoja Anopheles stephensi
2 estadio LC50 = 23.8 ppm LC90 = 63.9 ppm
Nathan,2007.
Foeniculum vulgare (hinojo)
Anopheles dirus
4 estadio LC50=35.3 ppm LC95=38.8 ppm
Pitasawat,2007.
Gloriosa superba.
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 18.4 ppm
Bagavan et al,2009.
Lettowianthus stellatus
Corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 93 ppm
Kihampa et al,2009.
Leucas aspera Flor Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 53.2 ppm
Kamaraj el al,2009.
Ocimum basilicum.
Hoja Anopheles stephensi
Estadios LC50 (24 / 48 h) = 8.3 / 4.6 ppm
Maurya et al,2009.
Pergularia daemia
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 34.1 ppm
Bagavan et al,2009.
Polyalthia tanganyikensis
Corteza de raíz
Anopheles gambiae
Estadios
24 h LC50 = 96 ppm
Kihampa et al,2009.
25
Pongamia glabra
Anopheles stephensi
4 estadio
LC50 = 2100ppm
Shanmugasundaram et al,2008.
Rhinacanthus nasutus
Flor Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 41.1 ppm
Kamaraj el al,2009.
Sapindus emarginatus
Grano de semilla
Anopheles stephensi
1-4 estadio
24h / 48 h LC50 = 1600 – 3300 ppm / 1500 – 3100 ppm
Koodalingam et al,2009.
Solanum torvum
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 35.3 ppm
Kamaraj et al,2009.
Solanum torvum
Semilla Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 28.9 ppm
Kamaraj et al, 2009.
Tessmannia martiana var. Pauloi
Corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios 83 deformidades en forma de cola causadas
Kihampa et al,2009.
Uvaria faulknerae
Corteza de raíz, corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 27-82 ppm
Kihampa et al,2009.
Uvaria kirkii Corteza de raíz, corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 48-95 ppm
Kihampa et al,2009.
Uvaria leptocladon
Corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 88 ppm
Kihampa et al,2009.
Uvaria lungonyana
Corteza de tallo
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 93 ppm
Kihampa et al,2009.
Uvariodendron pycnophyllum
Corteza de tallo, corteza de raíz
Anopheles gambiae sp
Estadios
24 h LC50 = 56 ppm
Kihampa et al,2009.
Valeriana jatamansi
Raíz Anopheles culicifacies
Estadios
LC50 = 42.8 ppm
Dua et al,2008.
Valeriana jatamansi
Raíz Anopheles stephensi
Estadios
LC50 = 68.1 ppm
Dua et al,2008.
Vitex negundo.
Hoja Anopheles subpictus
4 estadio
LC50 = 44.4 ppm
Kamaraj el al,2009.
Zanthoxylum armatum
Raíz Anopheles stephensi
3 estadio
LC50 = 58 ppm
Tiwary et al,2007.
Zanthoxylum limonella
Anopheles dirus
4 estadio LC50=57.2 ppm LC95= 76.2 ppm
Pitasawat,2007.
26
En el caso de la acción larvicida encontrada en extractos botánicos contra la familia Aedes, se indagó
en 70 artículos, de los cuales encontramos efecto con 103 plantas. De las plantas empleadas se
utilizaron diferentes partes, las cuales se especifican en la Tabla 5, junto con los estadios en los que
cada una realizan el efecto en concentraciones precisas, según el estudio realizado por cada autor
citado, igualmente se especifica por colores si su efecto es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde
respectivamente).
Tabla 5. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de la familia
Aedes.
Aedes
Planta Parte de la planta
Mosquito Estadio Larvicida/Otro efecto Bibliografía
Agave sisalana Hoja Aedes aegypti
Estadios CL50=322 ppm Pizarro et al,1999.
Anacardium humile
Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL50 = 20.9 ppm Porto et al,2008.
Anacardium humile
Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL 50 = 20,9 ppm 24 h Porto et al,2008.
Annona cherimola
Semilla Aedes aegypti
4 estadio LC100=200 ppm Beltran y Viasus, 2015.
Annona cherimola
Semilla Aedes aegypti
4 estadio LC100=250 ppm Beltran y Viasus, 2015.
Annona crassiflora
Corteza de la raíz, madera de raíz y tallo
Aedes aegypti
4 estadio CL50 <200 ppm Omena et al,2007.
Annona crassiflora
Raíz de corteza
Aedes aegypti
Estadios LC50=710 ppm Omena et al,2007.
Annona glabra Semilla Aedes aegypti
Estadios LC50=60 ppm Omena et al,2007.
Annona muricata
Semilla Aedes aegypti
4 estadio 96% letalidad=500ppm Cardenas y Vargas, 2014.
Annona muricata
Semilla Aedes aegypti
4 estadio 38.5 %letalidad=100ppm Cardenas y Vargas, 2014.
Annona muricata
Material vegetal seco
Aedes aegypti
Estadios
LC50 = 900 ppm
Parra et al,2007.
27
Annona muricata
Semilla Aedes aegypti
4 estadio CL50= 20 ppm 48 H Bobadilla et al,2004.
Annona squamosa
Semilla Aedes aegypti
4 estadio 98.7% letalidad= 500ppm Martínez y Zamora,2014.
Apium graveolens
Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 42.1 ppm LC95 = 99.1 ppm
Pitasawat et al,2007.
Argemone subfusiformis
Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL50=6,24 ppm Vidal et al,2009.
Artemisia abrotanum
Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50= 193 ppm Leyva et al,2008.
Auxema glazioviana
Fibra leñosa
Aedes aegypti
Estadios LD100 = 502,98 ppm Costa et al,2004.
Azadirachta indica (Neem)
Fruto Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 2.900 ppm Shanmugasundaram et al,2008.
Azadirachta indica (Neem) con Pongamia glabra
Fruto Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 2900 ppm Shanmugasundaram et al,2008.
Cananga odorata
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 52,9 ppm Smith et al,2014.
Cananga odorata
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 52,9 ppm Smith et al,2014.
Carica papaya Semilla Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 48,8 ppm Gomez,2015.
Carum carvi (Alcaravea)
Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 54.6 ppm LC95 = 90.1 ppm
Pitasawat et al,2007.
Cassia fistula Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 = 10.7 ppm LC90 = 20.5 ppm
Govindarajan,2009.
Cassia fistula Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 = 18.3 ppm LC90 = 35.7 ppm
Govindarajan,2009.
Cassia fistula Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 = 24.0 ppm LC90 = 47.1 ppm
Govindarajan,2009.
Chamaecyparis formosensis
Duramen
Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 = 38.6 ppm LC90 = 97.2 ppm
Kuo et al,2007.
Chamaecyparis formosensis
Duramen
Aedes albopictus
Estadios LC50 = 34.9 ppm LC90 = 73.6 ppm
Kuo et al,2007.
Citrus sinensis Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 20,6 ppm Smith et al,2014.
Clitoria ternatea.
Semilla Aedes aegypti
Estadios LC50 = 154 ppm Mathew et al,2009.
28
Cordia curassavica
Hoja Aedes aegypti
3 estadio LC50= 97,7 ± 1,0 ppm Santos et al,2006.
Cordia leucomalloides
Hoja Aedes aegypti
3 estadio LC 50 = 63,1 ± 0,5 ppm Santos et al,2006.
Coriandrum sativum
Toda la planta
Aedes aegypti
4 estadio LC50=438ppm Patiño, Salgado y Vega,2015.
Croton heliotropiifolius
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50=544 ppm Doria et al,2010.
Croton pulegiodorus
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC50=159 ppm Doria et al,2010.
Croton rhamnifolioides
Hoja Aedes aegypti
Estadios LC50=122.35 ppm Santos et al,2014.
Croton zenhtneri
Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50 = 28 ppm Morais et al,2006.
Curcuma aromatica
Aedes aegypti
4 estadio CL50 de 57.15 ppm Rueda et al,2010.
Curcuma longa Rizoma Aedes aegypti
3 estadio CL50= 25 ppm Leyva et al,2008.
Curcuma zedoaria (Zedoaria)
Rizoma Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 33.5 ppm LC90 = 83.4 ppm
Champakaew et al,2007.
Cymbopogon flexuosus
Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 17,1 ppm Smith et al,2014.
Eucalyptus camaldulensis
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50=26.8 ppm Lucia et al,2008.
Eucalyptus dunnii
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50= 25.2 ppm Lucia et al,2008.
Eucaliptus grandis
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50=32. 4 ppm Lucia et al,2007.
Eucaliptus globulus
Tallo y hojas
Aedes aegypti
4 estadio 1000 ppm = 87% de mortalidad
Arias,2015.
Eucaliptus globulus
Tallo y hojas
Aedes aegypti
4 estadio 100 ppm = 9% mortalidad Arias,2015.
Eucaliptus globulus
Hojas secas
Aedes aegypti
Estadios CL50= 5.856 ppm Rueda et al,2010.
Eucaliptus globulus
Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL50= 5.856ppm Yáñez et al,2010.
Eucalyptus gunnii
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50=21.1 ppm Lucia et al,2008.
Eucalyptus saligna
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50=22.2 ppm Lucia et al,2008.
Eucalyptus tereticornis
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50=22.1 ppm Lucia et al,2008.
29
Eugenia brejoensis
Hoja Aedes aegypti
4 estadio LC 50=214,7 ppm Gomes et al,2015.
Eugenia piauhiensis
Hoja Aedes aegypti
3 estadio LC 50=230 ppm Gomes et al,2015.
Eugenia triquetra
Hoja Aedes aegypti
3 estadio LC 50 = 64,8 ± 5,6 ppm Mora et al,2010.
Eupatorium microphyllum
Material vegetal (tallos, hojas, flores y raíces)
Aedes aegypti
4 estadio CL50=37,722 ppm Rozo et al,2008.
Euphorbia tirucalli (Árbol de los dedos)
Corteza de tallo
Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 4.25 ppm Rahuman et al,2008.
Foeniculum vulgare (Hinojo)
Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 49.3 ppm LC95 = 62.1 ppm
Pitasawat et al,2007.
Guarea humaitensis
Ramas Aedes aegypti
3 estadio LC (50) = 48.6 ppm Magalhães et al,2010.
Guarea scabra Hojas Aedes aegypti
3 estadio LC (50) = 98.6 ppm Magalhães et al,2010.
Guarea silvatica
Hojas Aedes aegypti
3 estadio LC (50) =117.9 ppm Magalhães et al,2010.
Guatteria blepharophylla
Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
LC50 = 58.72 ppm 24 H Aciole et al,2011.
Guatteria friesiana
Hojas Aedes aegypti
3 -4 estadio
LC50 = 52,60 ppm 24 H Aciole et al,2011.
Guatteria hispida
Hojas Aedes aegypti
3 -4 estadio
LC50 = 85,74 ppm 24 H Aciole et al,2011.
Hyptis martiusii Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50=18,2 ppm Costa et al,2005.
Jatropha curcas. (Coquillo)
Hoja Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 8.79 ppm Rahuman et al,2008.
Kaempferia galanga. (Galanga)
Rizoma Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 53.6 ppm LC95 = 66.7 ppm
Sutthanont et al,2010.
Lippia alba Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 42,2 ppm Smith et al,2014.
Lippia origanoides
Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 53,3 ppm Smith et al,2014.
Lippia sidoides Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50=19,5 ppm Costa et al,2005.
Melaleuca leucadendron
Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50= 41 ppm Leyva et al,2008.
30
Melaleuca quinquenervia
Hoja Aedes aegypti
Estadios LC50=47 ppm Leyva et al,2016.
Melaleuca quinquenervia
Hoja Aedes Albopictus
Estadios LC50=49 ppm Leyva et al,2016.
Melia azedarach. (Cinamomo)
Hoja senescente
Aedes aegypti
Estadios LC50 = (96 h) 760 ppm Coria et al,2008.
Moringa oleifera
Semillas Aedes aegypti
3 estadio CL 50 =1260 ppm Ferreira et al,2009.
Myracrodruon urundeuva
Hojas Aedes aegypti
Estadios LC 50 = 433 ppm Souza et al,2011.
Ocimum americanum
Hoja Aedes aegypti
Estadios LC50 = 67 ppm Cavalcanti et al,2004.
Ocimum basilicum
Tallos, hojas y flores
Aedes aegypti
4 estadio mortalidad acumulada de 95%= 1500 ppm
Mejia y Perez,2018.
Ocimum gratissimum
Hoja Aedes aegypti
Estadios LC50=60 ppm Cavalcanti et al,2004.
Pemphis acidula (Lovinjo)
Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 22.1 / 43.7
Magadula et al,2009.
Pemphis acidula (Lovinjo)
Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 44.0 / 84.9
Magadula et al,2009.
Pemphis acidula (Lovinjo)
Hoja Aedes aegypti
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 57.7 / 107
Magadula et al,2009.
Pimenta pseudocaryophyllus
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
CL 50 = 44,09 ppm Aciole,2009.
Pinus caribaea Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50= 51 ppm Leyva et al,2009.
Pinus caribaea (Pino macho)
Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC50 = 92 ppm Mullai et al,2007.
Pinus tropicalis Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50= 42 ppm Leyva et al,2009.
Piper aduncum Hoja Aedes aegypti
3-4 estadio
LC 50 = 289,9 ppm Marinho,2010.
Piper auritum Hojas Raíz, Corteza
Aedes aegypti
Estadios CL50=17 ppm Leyva et al, 2009.
Piper betle. (pimienta)
Hoja Aedes aegypti
Estadios LD50 = 86 ppm LD50 = 48 ppm
Gleiser et al,2007.
Piper marginatum
Hidrodestilación de hojas,
Aedes aegypti
Estadios LC100 =16 ppm Autran et al,2008.
31
tallos e inflorescencias
Piper marginatum (Cordoncillo negro)
Hoja, tallo, inflorescencia
Aedes aegypti
Estadios LC50 = 19-24 ppm Autran et al,2009.
Polygonum hydroperoides
Tallos
Aedes aegypti
4 estadio 60% mortalidad acumulada=2000ppm
Chiguasuque y Laverde,2015.
Pongamia glabra (Haya india)
Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 1500ppm Shanmugasundaram et al,2008.
Porophylum ruderale
Flor y Hoja
Aedes aegypti
2 estadio LC50=774,82 ppm Fontes et al,2012.
Ricinus Communis
Semilla Aedes aegypti
4 estadio LC50=725,906ppm Castellanos y Molano,2014.
Ricinus. communis
Material vegetal seco
Aedes aegypti
Estadios LC50=860 ppm Parra et al,2007.
Rollinia leptopeptala
Hoja Aedes aegypti
3 estadio LC50=104.7 ± 0.2 ppm Feitosa et al,2009.
Rollinia leptopeptala
Tallo Aedes aegypti
3 estadio LC50= 34.7 ± 0.3 ppm Feitosa et al,2009.
Rosmarinus officinalis
Aedes aegypti
4 estadio LC100=3000ppm Espinosa y Gomez,2013.
Ruta Graveolens
Tallo, Hojas y flores
Aedes aegypti
4 estadio LC50=52,875 ppm
Galeano y Calvo. 2014.
Ruta Graveolens
Hojas, tallos y flores
Aedes aegypti
estadio LC50=477,037ppm Castellanos y Molano,2014.
Scoparia dulcis Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL 50 = 83,426 ppm CL 90 = 158.829 ppm
Dos Santos et al,2012.
Spondias purpurea
Hojas Aedes aegypti
3 estadio LC 50 = 39.7 ± 1.8 ppm 24 H
Lima et al,2011.
Swertia chirata (Genicana India)
Toda la planta
Aedes aegypti
1-4 estadio
LC50 = 193-339 ppm Balaraju et al,2009.
Swinglea glutinosa
Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 65,7 ppm Smith et al,2014.
Syzygium aromaticum
Todo el clavo
Aedes aegypti
4 estadio 400ppm= 100% mortalidad
Manrique y Suares,2015.
Syzigium aromaticum
Hoja Aedes aegypti
3 estadio CL50=21,4 ppm Costa et al,2005.
Syzygium aromaticum
Capullo de la flor
Aedes albopictus
4 estadio LC50 = 17.8 ppm LC95 = 24000 ppm
Bhat et al,2009.
32
(Árbol del clavo)
Syzygium aromaticum (Árbol del clavo)
Hoja Aedes albopictus
4 estadio LC50 = 5300 ppm LC95 = 7000 ppm
Bhat et al,2009.
Tabernaemontana cymosa
Semilla Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50= 35,1 ppm Díaz et al,2012.
Tagetes erecta Raíces y flores
Aedes aegypti
3 estadio CL50 = 79,78 ppm Marques et al,2011.
Tagetes elliptica
Hojas Aedes aegypti
3 estadio LC 50 = 111,0 ppm Ruiz et al,2011.
Tagetes filifolia Hojas Aedes aegypti
3 estadio LC 50 = 47,7 ppm Ruiz et al,2011.
Tagetes lucida Hojas Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50 = 66,2 ppm Smith et al,2014.
Tagetes patula Hoja Aedes aegypti
4 estadio CL50=72,21 ppm Vidal et al,2009.
Trichilia hirta Semilla Aedes aegypti
3-4 estadio
CL50= 219,22 ppm Díaz et al,2012.
Valeriana jatamansi (Valeriana)
Raíz Aedes aegypti
Estadios LC50 = 51.2 ppm Dua et al,2008.
Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)
Raíz Aedes albopictus
Estadios LC50 = 53.8 ppm Dua et al,2008.
Zanthoxylum armatum (Fresno espinoso alado)
Semilla Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 54 ppm Tiwary et al,2007.
Zingiber zerumbet (Jengibre amargo)
Rizoma Aedes aegypti
4 estadio LC50 = 48.9 ppm LC95 = 62.2 ppm
Sutthanont et al,2010.
En la Tabla 6 se plasma la recopilación de 34 artículos, en los cuales se evaluaron un total de 50 plantas,
las cuales presentan un efecto larvicida en mosquitos de la familia Culex; se consolida la información
respecto a la parte de la planta empleada para el extracto, así como la concentración que resulta eficaz
para el control larvario según los autores consultados, así mismo se especifica por colores si su efecto
es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde respectivamente).
Tabla 6. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de la familia
33
Culex.
Culex
Planta Parte de la planta
Mosquito Estadio Larvicida/otro efecto Bibliografía
Aegle marmelos (Membrillo)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 99.0 ppm Elango et al,2009.
Agave sisalana Hojas Culex quinquefasciatus
Estadios CL50=183 ppm Pizarro et al,1999.
Annona muricata (guanábana)
Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio LC50 = 56.5 ppm Magadula et al,2009.
Annona muricata
Semilla Culex quinquefasciatus
1 estadio LC100=100ppm Cortez y Parra,2011.
Annona muricata
Semilla Culex quinquefasciatus
2 estadio LC100=500ppm Cortez y Parra,2011.
Annona muricata
Semilla Culex quinquefasciatus
3 estadio LC100=250ppm Cortez y Parra,2011.
Annona muricata
Semilla Culex quinquefasciatus
4 estadio LC100=500ppm Cortez y Parra,2011.
Annona senegalensis (Chirimoya africana)
Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio LC50 = 23.4 ppm Magadula et al,2009.
Annona squamosa
Semilla Culex quinquefasciatus
4 estadio CL50 = 2,5 ppm Pérez et al,2004.
Annona squamosa (Nonita, Chirimoya)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 63.8 ppm LC50 = 60.0 ppm
Bagavan et al,2009.
Annona squamosa (Anon)
Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio LC50 = 11.0 ppm Magadula et al,2009.
Capsicum annuum
Semilla
Culex quinquefasciatus
4 estadio
250 ppm = 76% mortalidad
Reyes et al,2015.
Capsicum annuum
Semilla
Culex quinquefasciatus
4 estadio
500ppm= 84% mortalidad Reyes et al,2015.
34
Capsicum annuum
Semilla
Culex quinquefasciatus
4 estadio
750ppm= 96% mortalidad Reyes et al,2015.
Capsicum annuum
Semilla
Culex quinquefasciatus
4 estadio
1000 ppm = 96% de mortalidad
Reyes et al,2015.
Capsicum annuum
Semilla
Culex quinquefasciatus
4 estadio
1250 ppm = 100% de mortalidad
Reyes et al,2015.
Cassia auriculata (Senna, Matura árbol de té)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
Estadios LC50 = 69.8 ppm Kamaraj et al,2009.
Cassia auriculata (Senna, Matura árbol de té)
Flor Culex tritaeniorhynchus
Estadios LC50 = 51.3 ppm Kamaraj et al,2009.
Cassia fistula (Caña Fìstula)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 20.6 ppm LC90 = 39.9 ppm
Govindarajan et al,2008.
Citrullus colocynthis Schrad. (Tuera)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50(ppm)=61.7 Mullai y Jebanesan,2007.
Clitoria ternatea (Conchita azul)
Semilla Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 54 ppm Mathew et al,2009.
Cucurbita maxima (Calabaza/Zapallo)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 75.9 ppm Mathew et al,2009.
Erythrina americana
Semilla Culex quinquefasciatus
4 estadio CL50= 225 ppm García et al,2004.
Eucalyptus globulus
Corteza Culex quinquefasciatus
4 estadio LD50=100ppm Bolivar y Mosquera,2014.
Eucalyptus globulus
Corteza Culex quinquefasciatus
4 estadio LD50=1000ppm Bolivar y Mosquera,2014.
Eucalyptus globulus
Corteza Culex quinquefasciatus
4 estadio LD50=5000ppm Bolivar y Mosquera,2014.
Euphorbia tirucalli (Arbusto de los dedos, árbol de goma)
Corteza de tallo
Culex quinquefasciatus
4 estadio LC50 = 5.52 ppm Rahuman et al,2008.
35
Hyptis martiusii Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio CL50=27,5 ppm Costa et al,2005.
Jatropha curcas (Coquillo)
Hoja Culex quinquefasciatus
4 estadio LC50 = 11.3 ppm Rahuman et al,2008.
Leucas aspera (Thumbai o Thumba)
Flor Culex tritaeniorhynchus
Estadios LC50 = 81.2 ppm Kamaraj et al,2009.
Lippia sidoides Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio CL50= 16,6 ppm Costa et al,2005.
Lippia turbinata (Poleo)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 74.9 ppm LC90 = 125 ppm
Gleiser y Zygadlo,2007.
Melaleuca quinquenervia
Hoja Culex. Quinquefasciatus
Estadios LC50=21ppm Leyva et al,2016.
Melissa officinalis (toronjil)
Flor Biotipo molestus de Culex pipiens
3 - 4 estadio
48h LC50 =61.3 ppm LC90=88.6 ppm
Koliopoulos et al,2010.
Ocimum basilicum (Albahaca)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 (24 / 48 h) ppm = 10.1 / 6.1
Maurya et al,2009.
Ocimum basilicum (Albahaca)
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 (24 / 48 h) ppm = 63.5 / 53.8
Maurya et al,2009.
Pemphis acidula
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 10.8 / 20.6
Samidurai et al,2009.
Pemphis acidula
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 41.1 / 81.9
Samidurai et al,2009.
Pemphis acidula
Hoja Culex quinquefasciatus
Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 53.2 / 105
Samidurai et al,2009.
Pergularia daemia (Pergularia)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 31.9 ppm Bagavan et al,2009.
Phyllanthus emblica (Emblica)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 69.1 / LC90 = 54.8 ppm
Bagavan et al,2009.
Pongamia glabra
Hoja Culex quinquefasciatus
4 estadio LC50 = 2600 ppm de aceite en la torta
Shanmugasundaram et al,2008.
Pseudocalymma alliaceum
Hoja Culex quinquefasciatus
estadios LC50=267.33 ppm Granados et al,2014.
36
Rhinacanthus nasutus (Flor de grúa blanca)
Flor Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 71.8 ppm Kamaraj et al,2009.
Ricinus communis
Semilla Culex quinquefasciatus
1 estadio LC100=1000 ppm Cardenas y Vargas,2014.
Ricinus communis
Semilla Culex quinquefasciatus
2 estadio LC100=1250 ppm Cardenas y Vargas,2014.
Ricinus communis
Semilla Culex quinquefasciatus
3 estadio LC100=1500 ppm Cardenas y Vargas,2014.
Ricinus communis
Semilla Culex quinquefasciatus
4 estadio LC100=1700 ppm Cardenas y Vargas,2014.
Ricinus communis
Semillas Culex sp 3 - 4 estadio
1000ppm= Letalidad 65% Población
Corradine et al,2014.
Salvia fruticosa Flor Biotipo molestus de Culex pipiens
3 - 4 estadio
48h LC50 =91.5 ppm/ LC90 =139 ppm
Koliopoulos et al,2010.
Salvia pomifera subsp. calycina Hayek
Flor Biotipo molestus de Culex pipiens
3 - 4 estadio
48h LC50 =81.7 ppm LC90=96.8 ppm
Koliopoulos et al,2010.
Salvia pomifera subsp. pomifera
Flor Biotipo molestus de Culex pipiens
3 - 4 estadio
48h LC50 =79.5 ppm LC90 =98.5 ppm
Koliopoulos et al,2010.
Satureja hortensis (La ajedrea de Jardìn)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
4 estadio LC50 = 36.1 ppm LC90 = 45.5 ppm, 16.0% emergencia adulta
Pavela,2009.
Satureja montana
Tallo, hoja, flor (fresca)
Biotipo molestus de Culex pipiens
Estadios LC50 = 37.7 ppm LC95 = 58.7 ppm
Michaelakis et al,2007.
Satureja parnassica subsp. parnassica
Tallo, hoja, flor (fresca)
Biotipo molestus de Culex pipiens
Estadios LC50 = 52.1 ppm LC95 = 65.6 ppm
Michaelakis et al,2007.
Satureja spinosa
Tallo, hoja, flor (fresca)
Biotipo molestus de Culex pipiens
Estadios LC50 = 56.1 ppm LC95 = 76.4 ppm
Michaelakis et al,2007.
Satureja thymbra
Tallo, hoja, flor (fresca)
Biotipo molestus de Culex pipiens
Estadios LC50 = 44.5 ppm LC95 = 55.6 ppm
Michaelakis et al,2007.
37
Solanum nigrum (La hierba mora)
Fruto seco
Culex quinquefasciatus
3 - 4 estadio
LC50 = 12.3 ppm LC90 = 56.2 ppm
Raghavendra et al,2009.
Solanum torvum (Hierba Sosa, Berenjenita cimarrona, o Pendejera)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 44.4 ppm Kamaraj et al,2009.
Solanum torvum (Hierba Sosa, Berenjenita cimarrona, o Pendejera)
Semilla Culex tritaeniorhynchus
4 estadio LC50 = 84.5 ppm Kamaraj et al,2009.
Swertia chirata Fruto seco
Culex quinquefasciatus
1-4 estadio
LC50 = 165-326 ppm Balaraju et al,2009.
Syzigium aromaticum
Hoja Culex quinquefasciatus
3 estadio CL50=14,5 ppm Costa et al,2005.
Thymus saturejoides (Tomillo, Serpol)
Hierba Culex quinquefasciatus
4to estadio
LC50 = 43.6 / LC90 = 81.5 ppm, 15.3% emergencia adulta
Pavela,2009.
Thymus vulgaris (Tomillo)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
4to estadio
LC50 = 33, LC90 = 99,1 ppm, 12,3% emergencia adulta
Pavela et al,2009.
Thymus vulgaris (Tomillo)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
3er - 4to estadio
LD50 = 14.2-32.9ppm, emergencia adulta baja
Pavela et al,2009.
Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)
Raíz Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 80.6 ppm Dua et al, 2008.
Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
4to estadio
LC50 = 65.4 ppm Karunamoorthi et al,2008.
Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India)
Hoja Culex tritaeniorhynchus
Estadios LC50 = 2.49, LC90 = 5.19 ppm
Karunamoorthi et al, 2008.
38
Zanthoxylum armatum (Fresno espinado alado)
Semilla Culex quinquefasciatus
3er estadio
LC50 = 49 ppm Tiwary et al,2007.
Zingiber officinale (Jengibre)
Rizoma Culex quinquefasciatus
Estadios LC50 = 50.8, LC90 = 94.0 ppm
Pushpanathan et al,2008.
7.3 Control de Adultos
En cuanto a los extractos botánicos de las plantas que han sido objeto de estudio, para encontrar una
acción ya sea insecticida o de repelencia en mosquitos adultos de la familia Anopheles, se encontraron
un total de 10 plantas por medio de 7 artículos consultados en la Tabla 7; obteniendo así, datos
referentes a la parte de la planta utilizada y la concentración que se suministró para obtener los efectos
esperados ,de la misma manera se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y
rojo respectivamente).
Tabla 7. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de la familia
Anopheles.
Anopheles
Planta Parte de la planta Mosquito Insecticida/Repelente Bibliografía
Corymbia citriodora (Hook.) Toda la planta
Anopheles arabiensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.
Corymbia citriodora (Hook)
Anopheles darlingi & otras especies de mosquitos
Formulación PMD / LGEO: Pruebas de campo en Perú, Guatemala> 95% de protección durante 6 h ≥ 15-20% DEET Moore et al,2007.
Cymbopogon citratus Hoja
Anopheles albimanus CL 50 = 7.000ppm Cárdenas et al, 2013.
Cymbopogon nardus Hoja
Anopheles albimanus CL 50 = 1z8.600ppm Cárdenas et al, 2013.
Eucalyptus camaldulensis Toda la planta
Anopheles pharoensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.
Eucalyptus tereticornis Hoja
Anopheles stephensi
160 ppm de EO mata 75% de adultos. Nathan,2007.
Lantana Hoja Anopheles LD50 = 0.06 / LD90 = 0.10 Dua et al,2010.
39
camara stephensi mg/cm2, KD50 = 14 / KD90 = 23 min
Lantana camara Hoja
Anopheles fluviatilis
LD50 = 0.05 / LD90 = 0.09 mg/cm2, KD50 = 12 / KD90 = 18min Dua et al,2010.
Lantana camara Hoja
Anopheles culicifacies
LD50 = 0.05 / LD90 = 0.09 mg/cm 2, KD50 = 15 / KD90 = 25 min Dua et al,2010.
Ocimum basilicum Toda la planta
Anopheles arabiensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.
Ocimum gratissimum (albahaca de clavo) Hierba
Anopheles gambiae sp
Letal para los mosquitos urbanos, no rurales
Oparaocha et al,2010.
Ocimum suave Toda la planta
Anopheles arabiensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.
Valeriana jatamansi Raíz
Anopheles stephensi
LC50 = 0.14ppm, LC90 = 0.24 ppm, KT50 = 13, KT90 = 24 min Dua et al, 2008.
En el caso de los mosquitos de la familia Aedes, se encontraron 13 artículos, en los cuales se realizó la
evaluación de 17 extractos botánicos en los que se encontró efectividad frente a acción insecticida o de
repelencia; dicha información se presenta en la Tabla 8, en donde se evidencia la parte de la planta que
se empleó en cada caso y la concentración que se empleó por cada autor con el fin de lograr dicha
efectividad, en esta se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y rojo
respectivamente).
Tabla 8. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de la familia
Aedes.
Aedes
Planta Parte de la planta Mosquito Insecticida/Repelente Bibliografía
Aloysia citriodora Toda la planta Aedes aegypti
%protección concentración 20%=100%.
Devia y Rodríguez, 2016.
Aloysia citriodora Hoja Aedes aegypti
Concentración (20%) = 100% protección
Devia y Rodriguez,2016.
Aloysia citriodora (Cedrón) Aedes aegypti
12.5-50% EO repelencia 70-90 min Gillij et al, 2008.
Azadirachta indica (Nimbo de la India)
Aedes albopictus
Repelencia ED50 = 0.579% ext. Chio y Yang, 2008.
Baccharis spartioides (Pichana) Aedes aegypti
12.5-50% EO repelencia por 90 min Gillij et al, 2008.
40
Cassia fistula (Lluvia de oro) Hoja Aedes aegypti
5.0 mg/cm 2 = 6.0 h 100% repelencia Govindarajan, 2009.
Cassia fistula (Lluvia de oro) Hoja Aedes aegypti
5.0 mg/cm 2 = 5.0 h 100% repelencia Govindarajan, 2009.
Cassia fistula (Lluvia de oro) Hoja Aedes aegypti
5.0 mg/cm 2 = 4.3 h 100% repelencia Govindarajan, 2009.
Chenopodium spp (Cenizo) Semilla
Aedes albopictus
Repelencia ED50 = 0.93% ext. Chio y Yang, 2008.
Chenopodium spp (Cenizo) Hoja
Aedes albopictus
Repelencia ED50 = 0.532% ext. Chio y Yang, 2008.
Cymbopogon citratus Hoja Aedes aegypti
Concentración 60%= protección 90 min-120 min Gomez,2015.
Cymbopogon citratus Hojas y tallos Aedes aegypti
Concentración de 40%= protección máxima de 1 hora y 30 minutos (90 minutos)
Molina y Mendez,2018.
Cymbopogon citratus Hoja Aedes aegypti CL 50 = 107000000ppm
Cárdenas et al, 2013.
Cymbopogon nardus Hoja Aedes aegypti CL 50 = 107000000ppm
Cárdenas et al, 2013.
Eucaliptus globulus Hoja Aedes aegypti
Concentración 0.6%= 100% repelencia
Zubieta y Morales,2015.
Lantana camara (Lantana o cinco negritos) Hoja Aedes aegypti
LD50 = 0.06 / LD90 = 0.10 mg/cm2, KD50 = 20 / KD90 = 35 min Dua et al, 2010.
Lavandula spp Flor Aedes aegypti
Concentración de 60%= Protección 90 min – 120 min Gomez et al,2015.
Ocimum basilicum Hoja Aedes aegypti
Concentración de 60%=Protección de 90 min a 120 min Gomez et al,2015.
Platycladus orientalis Hoja Aedes aegypti
Concentración 0.6%=100% repelencia
Zubieta y Morales,2015.
Rosmarinus officinalis (catalán) Flor Aedes aegypti
12.5-50% EO repelencia por 60-90 min Gillij et al, 2008.
Syzygium aromaticum Hoja Aedes aegypti
Concentración óptima 40%, = efecto de repelencia de 2 horas Abril et al,2018.
Valeriana jatamansi (Valeriana) Raíz Aedes aegypti
LC50 = 0.09ppm, LC90 = 0.25ppm, KT50 = 12, KT90 = 21 min Gillij et al, 2008.
Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) Raíz
Aedes albopictus
LC50 = 0.08ppm, LC90 = 0.21ppm, KT50 = 13, KT90 = 20min Chio y Yang, 2008.
41
La Tabla 9 consolida la información recopilada respecto a 5 artículos, en los que se realizó la evaluación
de 14 plantas las cuales mostraron efecto insecticida o repelente sobre mosquitos de la familia Culex,
allí se plasma la concentración en la que realizó el estudio de los autores, con el fin de obtener resultados
satisfactorios y se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y rojo
respectivamente).
Tabla 9. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de la familia
Culex.
Culex
Planta Parte de la planta Mosquito Insecticida/Repelente Bibliografía
Aloysia triphylla Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 100.0 Estrada, 2014.
Annona Muricata
Semilla
Culex quinquefasciatus
LC100=20.000ppm Barrios,2011.
Bursera linaloe Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 82.0 Estrada, 2014.
Lantana camara (Carrasposa) Hoja
Culex quinquefasciatus
LD50 = 0.05 / LD90 = 0.10 mg/cm2, KD50 = 18 / KD90 = 28 min Dua et al, 2010.
Lantana camara Linnaeus Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 94.40 Estrada, 2014.
Lippia turbinata. (Poleo) Hoja
Culex quinquefasciatus
LC50 = 90.5 ppm / LC90 = 197 ppm Dua et al, 2010.
Litsea glaucencens Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 69.90 Estrada, 2014.
Piper auritum Hoja Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 42.50 Estrada, 2014.
Porophyllum tagetoides Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 90.40 Estrada, 2014.
Satureja macrostema Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 73.0 Estrada, 2014.
Tagetes lucida Hoja
Culex quinquefasciatus
Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 63.7 Estrada, 2014.
Thymus Parte superior Culex Actividad fumigante: LC50 = Pavela et al, 2009.
42
vulgaris (Tomillo)
floreciente quinquefasciatus 1.1-1.8 ppm
Thymus vulgaris (Tomillo)
Parte superior floreciente
Culex quinquefasciatus
Prueba de tarso: LD50 = 44, LD90 = 63 μg / cm2 Pavela et al, 2009.
Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) Raíz
Culex quinquefasciatus LD = 0.28 mg/cm2 Pavela et al, 2009.
Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India) Hoja
Culex tritaeniorhynchus
Repelente de artículos de tela 2,0 mg ext./cm2 protección completa para 8 h
Karunamoorthi et al, 2008.
Zingiber officinale (Jengibre) Rizoma
Culex quinquefasciatus
4 mg / cm2 = 100% de repelencia durante 2 h Pavela et al, 2009.
8. Analisis de resultados
8.1. Analisis de resultados inhibición de la oviposicion.
● Análisis Tabla 1: inhibición de la oviposición Anopheles.
- Repelente de la oviposicion.
En cuanto a la repelencia de la oviposición en mosquitos Anopheles, se encontró que
la planta con mejor efecto es Citrullus vulgaris, ya que se encuentra un 0% de la
incubabilidad; por otra parte, encontramos que Cassia obtusifolia es la planta menos
efectiva ya que proporciona un 92,5% de disuasión de la oviposición pero deja un
7,5% libre.
- Ovicida.
Para el caso de las plantas evaluadas con acción Ovicida en Anopheles, se encuentra
que la que mejor acción presenta corresponde a Cassia fistula ya que usa 200 ppm =
sin eclosión durante 18 horas, así que no requiere demasiada concentración a fin de
cumplir con el objetivo de ovicida; cabe mencionar, que en el caso de Sapindus
emarginatus. 96 h de exposición: CL50 = 1100 ppm, se encuentra la menor efectividad
reportada, ya que se requiere demasiada concentración del producto y se obtiene una
acción ovicida en solamente la mitad de los huevos.
● Análisis Tabla 2: inhibición de la oviposición Aedes.
- Repelente de la oviposición.
Melia azedarach (Cinamomo), Corresponde a la planta con mayor efectividad
43
reportada cuando de repelencia de oviposición en Aedes se trata, esto debido a que
obtenemos una disuasión de oviposición del 100% al emplear su extracto en 1000
ppm; en el caso de Swertia chirata. (Genicana India) se encuentra la menor
efectividad reportada en los extractos botánicos, dado que se obtienen porcentajes
de protección menores de 50%, 11.4 % de 0 a 6 horas ,17.8% de 6 a 12 horas y
23.4% de 12 a 18 horas incubabilidad.
- Ovicida.
En el caso de las plantas evaluadas como ovicidas para Aedes, se encuentra que
Cassia fistula (Lluvia de oro) contiene una mejor efectividad ya que no da eclosión a
un valor de 120 ppm, lo que corresponde a una baja concentración y óptimos
resultados. Caso contrario al que se evidencia al emplear Pemphis acidula (Lovinjo),
ya que permite un 18.8% de eclosión a 500 ppm.
● Análisis Tabla 3: inhibición de la oviposición Culex.
- Repelente de la oviposición.
Con el fin de lograr una mejor efectividad en repelencia de oviposición para Culex, el
extracto con resultado deseado corresponde a Thymus vulgaris, Satureja hortensis
ya que tiene una disuasión del 100% de la oviposición. Swertia chirata. es la planta
cuyo resultado obtenido es el más bajo en cuanto a la efectividad esperada para
repeler la oviposición, evidenciando así que sus porcentajes de protección son
menores de 50% 12,6 % de 0 a 6 horas, de 20,4% de 6 a 12 horas y 25,4% de 12 a
18 horas de incubabilidad.
- Ovicida.
Cassia fistula (Caña Fìstula), corresponde a la planta utilizada con mayor efectividad
Ovicida en Culex, con el dato reportado de: 200 ppm = sin eclosión durante 12 h. La
planta que menor rendimiento demostró en las investigaciones frente a su acción
ovicida es Sapindus emarginatus, obteniendo así que en 96h de exposición: LC50 =
1300ppm.
8.2. Analisis de resultados control de larvas.
● Análisis Tabla 4: Control de larvas Anopheles.
- Otro efecto.
44
Referente a la planta Tessmannia martiana var. Pauloi, se evidencia que el efecto
encontrado en la misma es diferente a los demás, ya que dicho extracto ocasiona
deformidades en la forma de la cola, pero no actúa como larvicida.
- Larvicida.
Se obtienen resultados positivos al emplear Annona squamosa (Anón) & Ocimum
basilicum, ya que LC50=13-50 ppm & LC50 = 8.3 ppm respectivamente, con lo que
se evidencia una concentración considerablemente más baja que en las demás. Caso
contrario se evidencia con Sapindus emarginatus & Pongamia glabra, en donde las
concentraciones letales corresponden a: LC50 = 1600 – 3300 ppm & LC50 = 2100
ppm respectivamente, requiriendo concentraciones demasiado elevadas de los
extractos botánicos a fin de obtener la acción larvicida esperada.
Los resultados más eficientes respecto a concentraciones letales de 90 corresponden
a Cassia fistula con un LC 90 de 31.7 ppm & Citrullus vulgaris. Con un LC90 de 39.1
ppm; mientras que, se obtuvieron resultados de baja eficiencia en los extractos de
Cassia obtusifolia con un LC90 = 109 ppm & Apium graveolens (APIO) con un LC95=
112 ppm, requiriendo en ellas concentraciones muy elevadas.
● Análisis Tabla 5: Control de larvas Aedes.
- Larvicida.
Respecto a la información recopilada de los extractos botánicos utilizados como
larvicidas para Aedes, se encontró que los que presentan una mayor eficiencia son:
Euphorbia tirucalli (Árbol de los dedos) con una LC50 de 4.25 ppm & Argemone
subfusiformis con la cual se obtiene una LC50 a partir de 6,24 ppm, lo que nos indica
que son concentraciones bajas, haciendo eficiencia en un 50% del muestreo. Lo
anterior, es el caso contrario a las plantas Eucaliptus globulus CL50 de 5.856ppm &
Syzygium aromaticum (Árbol del clavo) LC50 de 5300 ppm, las cuales requieren
concentraciones elevadas, con el fin de obtener el efecto deseado.
En el caso de las plantas con mejor eficiencia correspondiente al LC90 larvicida para
Aedes, se encuentran Cassia fistula con un LC90 = 20.5 ppm & Piper marginatum con
un LC100 de 16 ppm, lo cual corresponde a una eficiencia total con una concentración
pequeña del extracto; por otra parte, las plantas Syzygium aromaticum (Árbol del
clavo) con un LC95 24000 ppm & Syzygium aromaticum (Árbol del clavo) con un LC95
45
= 7000 ppm, requieren una concentración demasiado elevada del extracto, para lograr
la obtención de los resultados esperados.
● Análisis Tabla 6: Control de larvas Culex.
- Larvicida.
Respecto al control de larvas Culex, las plantas con mayor eficiencia en LC50
corresponden a Euphorbia tirucalli (Arbusto de los dedos, árbol de goma) con un LC50
de 5.52 ppm & Annona squamosa con un LC50 de 2.5 ppm. En cuanto a las plantas
cuyo extracto es significativamente menor en efectividad de larvicida con LC50
tenemos Eucalyptus globulus LD50=5000ppm, Eucalyptus globulus LD50=1000ppm
& Pongamia glabra LC50 = 2600 ppm, las cuales requieren dosis demasiado
concentradas para lograr la efectividad de larvicida.
Para lograr una mayor efectividad en cuanto a letalidad en larvas de Culex, se
encuentra que aquellos extractos de plantas con los que se obtiene una mejor
respuesta corresponden a Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la
India) LC90 = 5.19 ppm & Pemphis acidula LC90=20.6, con las que no se requiere
una concentración tan elevada del extracto para obtener un control efectivo. Aquellos
extractos que no brindan un control acertado ya que se requiere demasiada
concentración, son: Ricinus communis, la cual para obtener un LC 100 requiere 1500
ppm y 1700 ppm & Capsicum annuum con una CL100=1250 ppm.
8.3. Análisis de resultados control de adultos.
● Análisis Tabla 7: control de adultos Anopheles.
- Repelente.
El extracto botánico cuya eficiencia de repelencia es mejor corresponde a Corymbia
citriodora (Hook.), con el que se obtiene un 95% de protección (repelencia) y en
cuanto a los restantes se evidencia una eficiencia menor, resaltando: Corymbia
citriodora (Hook.), Eucalyptus camaldulensis, Ocimum basilicum & Ocimum suave los
cuales tienen el mismo valor 65-73% en efectividad de repelencia.
- Insecticida.
Para obtener efectos de insecticida sobre los mosquitos Anopheles, según los
artículos consultados, se encuentra que el extracto con mayor eficiencia corresponde
al de Valeriana jatamansi ya que para su LC50 solo usa 0.14 ppm; por otra parte, se
encuentra que aquel extracto cuya eficiencia no es muy buena debido a la alta
46
concentración que se requiere para su efecto insecticida corresponde a Cymbopogon
nardus con LC50 de 18.600ppm
En este análisis no se tuvo en cuenta el valor del extracto de Lantana camara ya que
no se obtiene un valor exacto de la concentración empleada para la dosis letal.
● Análisis tabla 8: control de adultos Aedes.
- Repelente
Para acción repelente de mosquitos Aedes, se encuentra la Cassia fistula (Lluvia de
oro) con valores de 5.0 mg/cm 2 = 6.0 h 100% repelencia ,5.0 mg/cm 2 = 5.0 h 100%
repelencia y 5.0 mg/cm 2 = 4.3 h 100% repelencia, esta no se toma en cuenta ya que
no da valores de una dosis exacta.
El extracto ideal corresponde al Eucaliptus globulus & Platycladus orientalis con
concentración de 0.6%= 100% repelencia y en cuanto a los que encontramos peor
eficacia corresponden a Lavandula spp, Cymbopogon citratus Y Ocimum basilicum
con concentración de 60%=Protección de 90 min a 120 min
Para la acción repelente de mosquitos Aedes se encuentra una dosis efectiva en el
50% del muestreo cuando se trabaja con Chenopodium spp (Cenizo), cuando se
emplea la hoja del mismo, obteniendo así una repelencia con ED50 = 0.532% ext. En
el caso de Chenopodium spp (Cenizo) en donde la parte usada corresponde a la
semilla, se encuentra una repelencia ED50 = 0.93% ext, siendo así el que menor
efectividad nos brinda.
- Insecticida.
La acción insecticida más eficiente para los adultos de Aedes, se encuentra en el
extracto botánico de Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) con la que se obtiene
un LC50 empleando 0.08ppm; caso contrario es el de los extractos de Cymbopogon
nardus y Cymbopogon citratus ya que para la intención de la CL50 se requieren
107000000 ppm.
En el análisis no se tuvo en cuenta el valor de Lantana camara (Lantana o cinco
negritos) ya que no se evidencia un valor exacto respecto a la dosis letal.
● Análisis tabla 9 control de adultos Culex.
47
- Repelente.
En el caso de los mosquitos Culex, cuando de repelencia se trata, la planta que mejor
efectividad nos brinda con su extracto corresponde a Aloysia triphylla, ya que a una
concentración del 50% se obtiene un porcentaje de protección del 100.0%; en el caso
del extracto de Piper auritum se encuentra la más baja efectividad ya que a una
concentración del 50% da un porcentaje de protección de 42.50%
Para este análisis no se tuvieron en cuenta los valores de Vitex negundo (sauzgatillo
chino y negundo macho de la India) & Zingiber officinale (Jengibre), debido a que no
ofrecen un valor exacto para repelencia.
- Insecticida.
En el caso de los artículos en donde se evalúan extractos empleados como
insecticidas, se obtiene que el más eficaz corresponde al de Thymus vulgaris
(Tomillo) ya que para LC50 usan 1.1-1.8 ppm. Por otra parte, el extracto de Lippia
turbinata contiene la más baja efectividad debido a que para su LC50 se emplean
90.5 ppm, lo que nos indica que requiere una concentración mucho más elevada.
Para este análisis no se tuvieron en cuenta los valores de Lantana camara
(Carrasposa), Thymus vulgaris (Tomillo) & Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)
ya que no se obtiene un valor exacto de dosis.
9. Conclusiones
● Basados en los artículos revisados para obtener la recopilación de extractos
botánicos, según los resultados obtenidos se realiza la clasificación de 6 maneras,
las cuales corresponden a: repelentes en la oviposición, ovicidas, larvicidas, otro
efecto, repelentes e insecticidas.
● En los artículos consultados se encuentra que el efecto de los extractos generados
para el control biológico de mosquitos a partir de plantas, se distribuye de la siguiente
manera: 19% para inhibición de oviposición y ovicidas, 62% se aplican a control
larvario y 19% son efectivos en control de mosquitos en estado adulto.
● Teniendo en cuenta los resultados de los artículos consultados, se encuentra que es
más efectivo el control de los mosquitos, cuando están en su estado larvario
empleando extractos naturales.
48
● Es necesario emplear medidas alternativas para el control de mosquitos, las cuales
conlleven un menor impacto al medio ambiente y que no altere a terceros como ocurre
con los insecticidas químicos, por ello se plantea llevar a cabo el control biológico de
los mosquitos con extractos botánicos, evidenciando resultados positivos basados en
gran cantidad de estudios y en una diversidad de plantas encontradas en los mismos.
10. Bibliografía (1) Abril, J. V, Mejia. L, Forero. 2018. EFECTO REPELENTE DEL EXTRACTO ETANÓLICO DE
Syzygium aromaticum SOBRE ADULTOS DE Aedes aegypti CEPA ROCKEFELLER EN
49
CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia. 60 páginas.
(2) Aciole SDG, Piccoli CF, Duquel JE, Costa EV, Navarro-Silva MA, Marques FA, Maia BLNS,
Pinheiro MLB, Rebelo MT. 2011. Insecticidal activity of three species of Guatteria (Annonaceae)
against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Revista Colombiana Entomología. Colombia.
(3) Aciole SDG. 2009. Avaliação da atividade inseticida dos óleos essenciais das plantas
amazônicas Annonaceae, Boraginaceae e de mata atlântica Myrtaceae como alternativa de
controle às larvas de Aedes aegypti (Linnaeus, 1762) (Diptera: Culicidae). Tesis para obtener el
grado de mastría en biología humana y ambiente. University of Lisbon. Lisboa. Portugal.
Disponible en: URL:
https://www.google.com.mx/l?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved
=0ahUKEwiSiPDdlsfWAhWD4CYKHUdIATEQFggpMAA&url=http%3A%2F%2Frepositorio.ul.pt
%2Fbitstream%2F10451%2F1418%2F1%2F20478_ulfc080628_tm.pdf&usg=AFQjCNEwcrkKK
JpCyebdxSxLnQWkRcvKEQ.
(4) Arias, Y. 2015. EVALUACION DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO ACETÓNICO DE
Eucaliptus globulus EN DIFERENTES CONCENTRACIONES EN LARVAS DE IV ESTADIO DE
Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de
Caldas. Bogotá, Colombia.
(5) Autran ES, Neves IA, Silva CSB, Santos GKN, Câmara CAG, Navarro DMAF. 2009. Chemical
composition, oviposition deterrent and larvicidal activities against Aedes aegypti of essential oils
from Piper marginatum Jacq. (Piperaceae). Bioresource Technol.
(6) Bagavan A, Kamaraj C, Elango G, Zahir AA, Rahuman AA. 2009. Adulticidal and larvicidal
efficacy of some medicinal plant extracts against tick, fluke and mosquitoes. Veterinary Parasitol.
(7) Balaraju K, Maheswaran R, Agastian P, Ignacimuthu S. 2009. Egg hatchability and larvicidal
activity of Swertia chirata Buch. - Hams. ex Wall. against Aedes aegypti L. and Culex
quinquefasciatus Say. Indian J Sci Technol.
(8) Baquero, M. C, Mesa. 2018. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ETANÓLICO DE Zingiber officinale (jengibre) SOBRE LARVAS DE CUARTO ESTADIO DE
Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de
Caldas. Bogotá, Colombia. 45 páginas.
(9) Barr AR .1958. The Mosquitoes of Minnesota (Diptera: Culicidae). Univ Minn Agric Exp Stn Tech
Bull. Pág. 154.
(10) Barrios, L. A, Florian. N, Ramírez. 2011. EVALUACION INSECTICIDA DE ESTRACTOS DE
SEMILLA DE Annona muricata (Magnoliales: Annonaceae) EN MOSQUITOS ADULTOS DEL
GÉNERO Culex quinquefasciatus Say 1926. (Diptera: Culicidae).
(11) Becker, N. D, Petric. M, Zgomba. C, Boase. C, Dahl. M, Madon. A, Kaiser. 2010. Mosquitoes
and their control. Segunda edición. Springer Heidelberg Dordrecht. Nueva York
(12) Beltrán, I. Y, Corredor. D, Moreno. 2010. EFICIENCIA DEL EXTRACTO NATURAL DE RICINUS
COMMUNIS PARA EL CONTROL DE MOSQUITO CULEX EN EL HUMEDAL DE TECHO.
(13) Beltran, M. B, Viasus. 2015. DETERMINACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ETANÓLICO DE SEMILLAS DE Annona cherimola Mill, EN LARVAS EN ESTADIO IV DE
DESARROLLO DEL MOSQUITO Aedes aegypti (Linnaeus 1762) EN CONDICIONES DE
LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia. 66 páginas.
(14) Benelli, G; G Flamini; G Fiore. 2012. Larvicidal and repellent activity of the essential oil of
Coriandrum sativum L. (Apiaceae) fruits against the filariasis vector Aedes albopictus Skuse
(Diptera: Culicidae). Verlag Berlin Heidelberg
(15) Bhat SK, Kempraj V. 2009. Biocidal potential of clove oils against Aedes albopictus – a
comparative study. African J Biotech.
50
(16) Bobadilla M, Zavala F, Sisniegas M, Zavaleta G, Mostacero J, Taramona L. 2004. Evaluación
larvicida de suspensiones acuosas de Annona muricata Linnaeus «guanábana» sobre Aedes
aegypti Linnaeus (Diptera, Culicidae). Rev peruana Biologia. Lima, Perú.
(17) Bobadilla-Alvarez M, Zavaleta-Espejo G, GilFranco F, Pollack-Velásquez L, Sisniegas-Gonzáles
M. 2002. Efecto bioinsecticida del extracto etanólico de las semillas de Annona cherimolia Miller
(chirimoya) y A. muricata Linnaeus (guanábana) sobre larvas de IV estadio de Anopheles sp.
Revista Peruana Biología. Perú.
(18) Bolivar, L. O, Mosquera. 2014. EVALUACIÓN DEL EFECTO INSECTICIDA DEL EXTRACTO
NATURAL ETANÓLICO DE LA CORTEZA DEL Eucalyptus globulus SOBRE LARVAS DE
CUARTO ESTADIO DE MOSQUITOS DE LA ESPECIE Culex quinquefasciatus. Universidad
Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia.
(19) Canal, A. E, Manrique. 2016. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ACETÓNICO DE Rosmarinus officinalis (ROMERO) SOBRE Aedes aegypti, MEDIANTE DOS
MÉTODOS DE EXTRACCIÓN. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia.
(20) Cárdenas E, Riveros I, Lugo L. 2013. Efecto insecticida de cuatro aceites esenciales sobre
adultos de Aedes aegypti y Anopheles albimanus en condiciones experimentales.
Entomotropica.
(21) Cardenas, E. S, Vargas. 2014. EVALUACIÓN BIOINSECTICIDA DEL EXTRACTO ETANÓLICO
DE LA SEMILLA DE Annona muricata (GUANÁBANA) SOBRE LARVAS DE IV ESTADIO DE
Aedes aegypti A CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de
Caldas. Bogotá, Colombia.
(22) Castellanos, A. J, Molano. 2014. EVALUACIÓN DE EFECTO LARVICIDA DE EXTRACTOS
ETANÓLICOS DE LAS SEMILLAS DE HIGUERILLA (Ricinus communis) Y HOJAS, TALLOS Y
FLORES DE RUDA (Ruta graveolens) SOBRE LARVAS DE IV ESTADIO DE MOSQUITOS
Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de
Caldas. Bogotá, Colombia.
(23) Cavalcanti ESB, Morais SM, Lima MAA, Santana EWP. 2004. Larvicidal activity of essential oils
from Brazilian plants against Aedes aegypti L. Mem Inst Oswaldo Cruz.
(24) Champakaew D, Choochote W, Pongpaibul Y, Chaithong U, Jitpakdi A, Tuetun B, et al. 2007.
Larvicidal efficacy and biological stability of a botanical natural product, zedoary oil-impregnated
sand granules, against Aedes aegypti (Diptera, Culicidae). Parasitol Res.
(25) Chiguasuque, H. C, Laverde. 2015. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ETANOLICO DEL TALLO DE Polygonum hydroperoides Michx (Polygonaceae); SOBRE
LARVAS DE IV ESTADIO DE Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) EN CONDICIONES DE
LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia.
(26) Chio EH, Yang E-C. 2008. A bioassay for natural insect repellents. J Asia-Pacific Entomol.
(27) Coria C, Almiron W, Valladares G, Carpinella C, Ludueña F, Defago M, et al. 2008. Larvicide
and oviposition deterrent effects of fruit and leaf extracts from Melia azedarach L. on Aedes
aegypti (L.) (Diptera: Culicidae). Bioresource Technol.
(28) Corradine-Mora, D. T., Beltrán-Sastoque, I. M., Corredor-Páramo, Y., & Moreno-Aguilera, D. C.
2014. Eficiencia del extracto de Ricinus communis para el control del mosquito Culex-Efficiency
of Ricinus communis by the mosquito Culex control. Revista científica, 2(19), 86-92.
https://doi.org/10.14483/23448350.6496
(29) Cortez, K. G, Parra. 2011. EVALUACIÓN DE LA EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ETANÓLICO
NATURAL DE LA SEMILLA DE Annona muricata (GUANÁBANA) PARA EL CONTROL DE
MOSQUITOS Culex quinquefasciatus EN ESTADO LARVARIO A CONDICIONES DE
LABORATORIO DE ZOONOSIS. Universidad Distrital Francisco José de Caldas.
51
(30) Costa JGM, Pessoa ODL, Menezes EA, Santiago GMP, Lemos TLG. 2004. Composition and
larvicidal activity of essential oils from heartwood of Auxemma glazioviana Taub. (Boraginaceae).
Flavour Fragr. http://dx.doi.org/10.1002/ ffj.1332.
(31) Costa JGM, Rodrigues FFG, Angélico EC et al. 2005. Chemical biological study of the essential
oils of Hyptis martiusii, Lippia sidoides and Syzigium aromaticum against larvae of Aedes aegypti
and Culex quinquefasciatus. Rev bras farmacogn.
(32) Del Puerto Rodríguez, A.-M., Suarez, S., & Palacio, D.-E. 2014. Efectos de los plaguicidas sobre
el ambiente y la salud. Revista Cubana de Higiene y Epidemiología. La Habana, Cuba.
https://www.redalyc.org/pdf/2232/223240764010.pdf.
(33) Devia, Z, & Rodríguez, L. 2016. EVALUACION DE LA EFICACIA DEL EXTRACTO NATURAL
DE Aloysia citriodora (Lamiliales: Verbenaceae) COMO REPELENTE NATURAL CONTRA
MOSQUITOS ADULTOS DE LA ESPECIE Aedes aegypti (Tesis de pregrado). Universidad
Distrital Francisco José de Caldas, Bogota, Colombia.
(34) Devine, G. E, Dominique. E, Ogosuku. M, Furlong. 2008. Uso de insecticidas: contexto y
consecuencias ecológicas. Revista peruana de medicina experimental y salud pública. Lima,
Perú.
(35) Díaz F, Morelos S, Carrascal M, Pájaro Y, Gómez H. 2012. Actividad larvicida de extractos
etanólicos de Tabernaemontana cymosa y Trichilia hirta sobre larvas de estadio III y IV de Aedes
aegypti (Diptera: Culicidae). Rev cubana Plant Med. La Habana, Cuba
(36) Doria GAA, Silva WJ, Carvalho GA, Alves PB, Cavalcanti SCHA. 2010. Study of the larvicidal
activity of two Croton species from northeastern Brazil against Aedes aegypti. Pharm Biol. Brasil.
http://dx.doi.org/10.3109/13880200903222952.
(37) Dos Santos E, de Carvalho C, Costa A, Conceica, Prado F, Goulart, AE. 2012. Bioactivity
evaluation of plant extracts used in indigenous medicine against the snail, Biomphalaria glabrata,
and the larvae of Aedes aegypti. Evid-Based Complem Alternat Med. http://dx.doi.
org/10.1155/2012/846583
(38) Dua VK, Alam MF, Pandey AC, Rai S, Chopra AK, Kaul VK, et al. 2008. Insecticidal activity of
Valeriana jatamansi (Valerianaceae) against mosquitoes. J Amer Mosq Ctrl Assoc.
(39) Dua VK, Pandey AC, Dash AP. 2010. Adulticidal activity of essential oil of Lantana camara leaves
against mosquitoes. Indian J Med Res.
(40) Dugassa S, Medhin G, Balkew M, Seyoum A, Gebre-Michael T. 2009. Field investigation on the
repellent activity of some aromatic plants by traditional means against Anopheles arabiensis and
An. pharoensis (Diptera: Culicidae) around Koka, central Ethiopia. Acta Tropica.
(41) E.S. Autran, I.A. Neves, C.S.B. da Silva. 2008. Chemical composition, oviposition deterrent and
larvicidal activities against Aedes aegypti of essential oils from Piper marginatum Jacq.
(Piperaceae). Departamento de Química Fundamental, Universidade Federal de Pernambuco.
Brasil
(42) Elango G, Rahuman AA, Bagavan A, Kamaraj C, Zahir AA, Venkatesan C. 2009. Laboratory
study on larvicidal activity of indigenous plant extracts against Anopheles subpictus and Culex
tritaeniorhynchus. Parasitol Res.
(43) Espinosa, J. G, Gomez. 2013. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO DE
Rosmarinus officinalis (ROMERO) SOBRE Aedes aegypti EN CONDICIONES DE
LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia.
(44) Espitia, J. 2017. Control biológico de larvas de Culex sp. mediante el uso de náyades de Odonata
en condiciones de laboratorio. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia.
(45) Estrada G. 2014. Repelencia y composición química de aceites esenciales de plantas
etnorepelentes a mosquitos en comunidades de Oaxaca, México. Tesis para optar por el grado
52
académico de Maestra en Ciencias. Instituto Politécnico Nacional Centro Interdisciplinario de
Investigación para el Desarrollo Integral Regional. Oaxaca. Mexico.
(46) Feitosa EMA, ArriagaAMC, SantiagoGMP, Lemos TLG, OliveiraMCF, Vasconcelos JN, et al.
2009. Chemical composition and larvicidal activity of Rollinia leptopetala (Annonaceae). J Braz
Chem Soc.
(47) Ferreira P, Carvalho A, Farias D, Cariolano N, Melo V, Queiroz M et al. 2009. Larvicidal activity
of the water extract of Moringa oleifera seeds against Aedes aegypti and its toxicity upon
laboratory animals. An Acad Bras Cienc.
(48) Fontes UR Jr, Ramos CS, Serafín MR, Cavalcanti SCH, Alves PB, Lima GM et al. 2012.
Evaluation of the lethality of Porophyllum ruderale essential oil against Biomphalaria glabrata,
Aedes aegypti and Artemia salina. Afr J Biotechnol.
(49) Galeano, C. D, Calvo. 2014. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DE EXTRACTOS
ACETÓNICOS DE Ruta graveolens (RUDA), SOBRE LARVAS DE IV ESTADIO DEL
MOSQUITO Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital
Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia. 74 páginas.
(50) García-Mateos R, Pérez- Pacheco R, Rodríguez Hernández C, Soto-Hernández M. 2004.
Toxicidad de alcaloides de Erythrina americana en larvas de mosquito Culex quinquefasciatus.
Rev Fitotec Mex.
(51) Gillij YG, Gleiser RM, Zygadlo JA. 2008. Mosquito repellent activity of essential oils of aromatic
plants growing in argentina, Bioresour Technol. Argentina.
(52) Gleiser RM, Zygadlo JA. 2007. Insecticidal properties of essential oils from Lippia turbinata and
Lippia polystachya (Verbenaceae) against Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae). Parasitol
Res.
(53) Gomes da Silva A, Corrêa Alves RC, Bezerra Filho CM, Bezerra-Silva PC, Morais dos Santos
LM, Foglio MA et al. 2015. Chemical composition and larvicidal activity of the essential oil from
leaves of Eugenia brejoensis Mazine (Myrtaceae). J Essent Oil Bear Plants. Http://dx.doi.org
/10.1080/0972060X.2014.1000390
(54) Gomez, M. M, Grisales. D, Tellez. 2015. EVALUACIÓN DE LA EFICACIA DE LOS EXTRACTOS
NATURALES DE CITRONELLA (Cymbopogon citratus), ALBAHACA (Ocimum basilicum) y
LAVANDA (Lavandula spp.) COMO REPELENTE NATURAL CONTRA MOSQUITOS
ADULTOS DE LA ESPECIE Aedes aegypti. Universidad Distrital Francisco José de Caldas.
Bogotá, Colombia.
(55) Gomez, N. 2015. EVALUACIÓN LARVICIDA DEL EXTRACTO ETANOLICO DE LA SEMILLA
DE Carica papaya SOBRE LARVAS DEL IV ESTADIO DE Aedes aegypti (DIPTERA:
CULICIDAE) EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de
Caldas. Bogotá, Colombia.
(56) Govindarajan M, Jebanesan A, Pushpanathan T. 2008. Larvicidal and ovicidal activity of Cassia
fistula Linn. leaf extract against filarial and malarial vector mosquitoes. Parasitol Res.
(57) Govindarajan M. 2009. Bioefficacy of Cassia fistula Linn. (Leguminosae) leaf extract against
chikungunya vector, Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Eur Rev Med Pharmacol Sci.
(58) Granados-Echegoyen C, Pérez-Pacheco R, SotoHernández M, Ruiz-Vega J, Lagunez-Rivera L,
Alonso-Hernandez N. Gato-Armas R. 2014. Inhibition of the growth and development of mosquito
larvae of Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae) treated with extract from leaves of
Pseudocalymma alliaceum (Bignonaceae). Asian Pac J Trop Med. http://dx.doi.org/10.1016/
S1995-7645(14)60101-2.
(59) Jaramillo, A. Y, Ramirez. L, Sandoval. 2014. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL
EXTRACTO DE Ricinus communis "HIGUERILLA" SOBRE LARVAS DEL ESTADIO III Y IV DE
53
LA FAMILIA Culicidae EN RESERVORIOS ARTIFICIALES DE AGUA EN EL MUNICIPIO DE
VILLAVICENCIO, META.
(60) Kamaraj C, Bagavan A, Rahuman AA, Zahir AA, Elango G, Pandiyan G. 2009. Larvicidal
potential of medicinal plant extracts against Anopheles subpictus Grassi and Culex
tritaeniorhynchus Giles (Diptera: Culicidae). Parasitol Res.
(61) Karunamoorthi K, Ramanujam S, 2008. Rathinasamy R. Evaluation of leaf extracts of Vitex
negundo L. (Family: Verbenaceae) against larvae of Culex tritaeniorhynchus and repellent
activity on adult vector mosquitoes. Parasitol Res.
(62) Kihampa C, Joseph CC, Nkunya MHH, Magesa SM, Hassanali A, Heydenreich M, et al. 2009.
Larvicidal and IGR activity of extract of Tanzanian plants against malaria vector mosquitoes. J
Vector Borne Dis.
(63) Koliopoulos G, Pitarokili D, Kioulos E, Michaelakis A, Tzakou O. 2010. Chemical composition
and larvicidal evaluation of Mentha, Salvia, and Melissa essential oils against the West Nile virus
mosquito Culex pipiens. Parasitol Res.
(64) Koodalingam A, Mullainadhan P, Arumugam M. 2009. Antimosquito activity of aqueous kernel
extract of soapnut Sapindus emarginatus: impact on various developmental stages of three
vector mosquito species and nontarget aquatic insects. Parasitol Res.
(65) Kuo P-M, Chu F-H, Chang S-T, Hsiao W-F, Wang S-Y. 2007. Insecticidal activity of essential oil
from Chamaecyparis formosensis Matsum. Holzforschung.
(66) Leyva M, French-Pacheco L, Quintana F, Montada D, Castex M, Hernandez A, Marquetti MM.
2016. Melaleuca quinquenervia (Cav.) S.T. Blake ((Myrtales: Myrtaceae): Natural alternative for
mosquito control. Asian Pacific Journal of Tropical Medicine.
(67) Leyva, M. L, French. O, Pino. D, Montada. G, Morejon. M, Marquetti. 2017. Plantas con actividad
insecticida: una alternativa natural contra mosquitos. Revista biomédica. Instituto Medicina
Tropical Pedro Kourí. La Habana, Cuba
(68) Leyva M, Marquetti MC, Tacoronte JE, Scull R, Tiomno O, Mesa A, Montada D. 2009. Actividad
larvicida de aceites esenciales de plantas contra Aedes aegypti (L) (Díptera: Culicidae). Revista
Biomedica.
(69) Leyva M, Tacoronte JE, Marquetti MC, Scull R, Montada D, Rodríguez Y, Bruzón R. 2008.
Actividad insecticida de aceites esenciales de plantas en larvas de Aedes aegypti (Diptera:
Culicidae). Rev cubana Med Trop.
(70) Leyva M, Tacoronte JE, Marquetti MC, Scull R, Tiomno O, Mesa A, Montada D. 2009. Utilización
de aceites esenciales de pinaceas endemicas como una alternativa de control en Aedes aegypti.
Rev Cub Med Trop.
(71) Lima MAA, Oliveira FFM, Gomes GA et al. 2011. Evaluation of larvicidal activity of the essential
oils of plants species from Brazil against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Afr J Biotechnol.
(72) Lucia A, Audino PG, Seccacini E, Licastro S, Zerba E, Masuh H. 2007. Larvicidal effect of
Eucalyptus grandis essential oil and turpentine and their major components on Aedes aegypti
larvae. J Am Mosq Control Assoc.
(73) Lucia A, Licastro S, Zerba E, Masuh H. 2008. Yield hemical composition, and bioactivity of
essential oils from 12 species of Eucalyptus on Aedes aegypti larvae. Entomol Exp Appl.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1570-7458.2008. 00757.x
(74) M.C. de Omena, D.M.A.F. Navarro, J.E. de Paula. 2007. Larvicidal activities against Aedes
aegypti of some Brazilian medicinal plants. Instituto de Quı´mica e Biotecnologia, Universidade
Federal de Alagoas. Brasil
(75) Magadula JJ, Innocent E, Otieno JN. 2009. Mosquito larvicidal and cytotoxic activities of 3
Annona species and isolation of active principles. J Med Plant Res.
54
(76) Magalhães LAM, Lima MP, Marques MOM, Facanali R, Pinto ACS, Tadei WP. 2010. Chemical
composition and larvicidal activity against Aedes aegypti larvae of essential oils from four Guarea
species. Molecules. http://dx.doi.org/10.3390/molecules15085734.
(77) Manrique, L. E, Suares. 2015. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ETANÓLICO DE Syzygium aromaticum (CLAVO DE OLOR) SOBRE LARVAS DE CUARTO
ESTADIO DE Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital
Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia.
(78) Marinho SC. 2010. Chemical study electrochemical evaluation and larvicidal activity of essential
oil from leaves of Pimenta dioica Lindl front of Aedes aegypti (Linnaeus, 1762). Tesis de
doctorado en química analítica. Federal University of Paraíba. Paraíba. Brasil. Disponible en:
URL:
https://www.google.com.mx/l?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=3&cad=rja&uact=8&ved
=0ahUKEwidv_KDlcfWAhWHMSYKHZ04CrQQFgg2MAI&url=http%3A%2F%2Fwww.quimica.u
fb.br%2Fppgq%2Fcontents%2Fdocumentos%2Ftsesedissertacoes%2Fteses%2F2010%2FTes
e_Silvio_C_Marinho.pdf%2F%40%40download%2Ffile%2FTese_Silvio_C_Marinho.pdf&usg=A
FQjCNF6sB9qxmQZGCBdycnjmIb5b6Cqsg.
(79) Marques M, Morais SM, Vieira ÍGP, Vieira MGS, Silva AR, De Almeida R. et al. 2011. Larvicidal
Activity of Tagetes erecta against Aedes aegypti. J Am Mosq Control Assoc. http://dx.doi.
org/10.2987/10-6056.1
(80) Martínez, M. Y, Zamora. 2014. EVALUACION BIOINSECTICIDA DEL EXTRACTO ETANÓLICO
DE LA SEMILLA DE Annona squamosa “ANÓN” SOBRE LARVAS DEL IV ESTADIO DE Aedes
aegypti Lineaeus (DIPTERA CULICIDAE) EN CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad
Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia.
(81) Mathew N, Anitha MG, Bala TSL, Sivakumar SM, Narmadha R, Kalyanasundaram M. 2009.
Larvicidal activity of Saraca indica, Nyctanthes arbor-tristis, and Clitoria ternatea extracts against
three mosquito vector species. Parasitol Res.
(82) Maurya P, Sharma P, Mohan L, Batabyal L, Srivastava CN. 2009. Evaluation of the toxicity of
different phytoextracts of Ocimum basilicum against Anopheles stephensi and Culex
quinquefasciatus. J Asia-Pacific Entomol.
(83) Maurya P, Sharma P, Mohan L, Batabyal L, Srivastava CN. 2009. Evaluation of larvicidal nature
of fleshy fruit wall of Momordica charantia Linn. (family: cucurbitaceae) in the management of
mosquitoes. Parasitol Res.
(84) Michaelakis A, Theotokatos SA, Koliopoulos G, Chorianopoulos NG. 2007. Essential oils of
Satureja species: insecticidal effect on Culex pipiens larvae (Diptera: Culicidae). Molecules.
(85) Ministerio de salud. 2009. recomendaciones para la utilización de repelentes. Gobierno de la
ciudad de Buenos Aires. 3 pág.
(86) Molina, A. L, Mendez. 2018. COMPARACIÓN DE LA EFICACIA DEL EXTRACTO CITRONELLA
(Cymbopogon citratus) COMO REPELENTE NATURAL EN BASE OLEOSA Y UN REPELENTE
COMERCIAL EN BASE ETANÓLICA CONTRA MOSQUITOS ADULTOS DE LA ESPECIE
Aedes aegypti”. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá, Colombia. 61 páginas.
(87) Montaño, J. (2002). Montañismo y exploración. Recuperado a partir de
http://montanismo.org/2002/los_mosquitos/
(88) Moore SJ, Darling ST, Sihuincha M, Padilla N, Devine GJ. 2007. A low-cost repellent for malaria
vectors in the Americas: results of two field trials in Guatemala and Peru. Malaria J.
(89) Mora F, Avila J, Rojas L, Silva B. 2010. Chemical composition and larvicidal activity of Eugenia
triquetra essential oil from Venezuelan Andes. Nat Prod Commun.
55
(90) Morais SM, Cavalcanti ESB, Bertini LM, Oliveira CLL, Rodrigues JRB, et al. 2006. Larvicidal
activity of essential oils from Brazilian Croton species against Aedes aegypti L. J Am Mosq
Control Assoc. http://dx.doi.org/10.2987/8756- 971X (2006)22[161: LAOEOF]2.0.CO;2
(91) Morner, J. R, Bos. M, Fredrix. 2002. Reducción y eliminación del uso de plaguicidas orgánicos
persistentes. Programa interinstitucional para la gestión racional de las sustancias químicas.
Ginebra, Suiza.
(92) Mullai K, Jebanesan A, Pushpanathan T. 2008. Mosquitocidal and repellent activity of the leaf
extract of Citrullus vulgaris (cucurbitaceae) against the malarial vector, Anopheles stephensi
liston (diptera culicidae). Eur Rev Med Pharmacol Sci.
(93) Mullai K, Jebanesan A. 2007. Larvicidal, ovicidal and repellent activities of the leaf extract of two
cucurbitacious plants against filarial vector Culex quinquefasciatus (Say) (Diptera: Culicidae).
Trop Biomed.
(94) Murugesan, S. D, Thilagavathy. 2008. Evaluation of certain insecticidal plants for the control of
vector mosquitoes viz. Culex quinquefasciatus, Anopheles stephensi and Aedes aegypti.
Departamento de Biología, Instituto Rural Gandhigram. India. Pág. 57 - 63.
(95) Nathan SS. 2007. The use of Eucalyptus tereticornis Sm. (Myrtaceae) oil (leaf extract) as a
natural larvicidal agent against the malaria vector Anopheles stephensi Liston (Diptera:
Culicidae). Bioresource Technol.
(96) Noleto Dias C, Lima Alves LP, da Franca Rodrigues KA, Aranha Brito MC, dos Santos C,
Mendonça do Amaral FM, et al. 2015. Chemical composition and larvicidal activity of essential
oils extracted from brazilian legal amazon plants against Aedes aegypti L. (Diptera: Culicidae)
Hind Publish Corp. EvidenceBased Complem Alter Med. http://dx.doi. org/10.1155/2015/490765
(97) Oparaocha ET, Iwu I, Ahanaku JE. 2010. Preliminary study on mosquito repellent and
mosquitocidal activities of Ocimum gratissimum (L.) grown in eastern Nigeria. J Vector Borne
Dis.
(98) OPS Organización Panamericana de Salud. División de epidemiología. 2011. Uruguay.
Recuperado de:,
dehttp://www.msp.gub.uy/sites/default/files/archivos_adjuntos/Manual%20de%20Vigilancia%20
y%20Control%20de%20Aedes%20aegypti%202011_0.pdf.
(99) Salud, I. N. (2014). Vectores de Dengue, Chilunguña, estado actual. Colombia: Ministerio de
Salud y Protección Social.
(100) Organización Mundial de la Salud. 2005. GUIDELINES FOR LABORATORY AND FIELD
TESTING OF MOSQUITO LARVICIDES. WORLD HEALTH ORGANIZATION. 41 pág.
(101) Organización Mundial de la Salud. 2013. Lucha contra el dengue. Obtenido de:
https://www.who.int/denguecontrol/control_strategies/es/
(102) Organización Mundial de la Salud. 2020. Enfermedades transmitidas por vectores.
Obtenido de: https://www.who.int/es/news-room/fact-sheets/detail/vector-borne-diseases
(103) Organización Mundial de la Salud. 2020. Lucha contra el dengue, control biológico.
Organización Mundial de la Salud.
(104) Parra GJ, García CM, Cotes JM. 2007. Actividad insecticida de extractos vegetales sobre
Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) vector del dengue en Colombia. Rev CES Med
(105) Patiño, I. C, Salgado. J, Vega. 2015. VALORACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL
EXTRACTO ACETONICO DE Coriandrum sativum, SOBRE LARVAS DE Aedes aegypti EN
CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia.
(106) Pavela R, Vrchotová N, Tríska J. 2009. Mosquitocidal activities of thyme oils (Thymus
vulgaris L.) against Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae). Parasitol Res.
56
(107) Pavela R. 2009. Larvicidal property of essential oils against Culex quinquefasciatus Say
(Diptera: Culicidae). Industrial Crops Prod.
(108) Pérez-Pacheco R, Rodríguez C Lara-Reyna J, Montes R, Ramírez G. 2004. Toxicidad de
aceites, esencias y extractos vegetales en larvas de mosquito Culex quinquefasciatus Say
(Diptera: Culicidae). Acta Zoológico. México.
(109) Phasomkusolsil, S and M, Soonwera. 2011. EFFICACY OF HERBAL ESSENTIAL OILS
AS INSECTICIDE AGAINST AEDES AEGYPTI (LINN.), CULEX QUINQUEFASCIATUS (SAY)
AND ANOPHELES DIRUS (PEYTON AND HARRISON). Entomology and Environment
Program, Plant Production Technology Section, King Mongkut’s Institute of Technology Lat
Krabang, Lat Krabang, Bangkok, Thailand
(110) Pitasawat B, Champakaew D, Choochote W, Jitpakdi A, Chaithong U, Kanjanapothi D, et
al. 2007. Aromatic plant-derived essential oil: An alternative larvicide for mosquito control.
Fitoterapia.
(111) Pizarro AP, Oliveira A, Parente J, Melo M, dos Santos CE. 1999. Utilization of the waste
of sisal industry in the control of mosquito larvae. Rev Soc Bras Med Trop. Lima, Perú.
(112) Porto KRA, Roel AR, Silva MM, Coelho RM, Scheleder EJD, Jeller AH. 2008. Larvicidal
activity of Anacardium humile Saint Hill oil on Aedes aegypti (Linnaeus, 1762) (Diptera,
Culicidae). Rev Soc Bras Med Trop.
(113) Porto KRA, Roel AR, Silva MM, Coelho RM, Scheleder EJD, Jeller AH. 2008. Atividade
larvicida do óleo de Anacardium humile Saint Hill sobre Aedes aegypti (Linnaeus, 1762) (Diptera,
Culicidae). Revista Sociedad Brasileña Medicina Tropical. Brasil.
(114) Pushpanathan T, Jebanesan A, Govindarajan M. 2008. The essential oil of Zingiber
officinalis Linn. (Zingiberaceae) as a mosquito larvicidal and repellent agent against the filarial
vector Culex quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae). Parasitol Res.
(115) Raghavendra K, Singh SP, Subbarao SK, Dash AP. 2009. Laboratory studies on mosquito
larvicidal efficacy of aqueous & hexane extracts of dried fruit of Solanum nigrum Linn. Indian J
Med Res.
(116) Rahuman AA, Gopalakrishnan G, Venkatesan P, Geetha K. 2008. Larvicidal activity of
some Euphorbiaceae plant extracts against Aedes aegypti and Culex quinquefasciatus (Diptera:
Culicidae). Parasitol Res.
(117) Rajkumar S, Jebanesan A. 2009. Larvicidal and oviposition activity of Cassia obtusifolia
Linn. (Family: Leguminosae) leaf extract against malarial vector, Anopheles stephensi Liston
(Diptera: Culicidae). Parasitol Res.
(118) Reyes, K. A, Murcia. J, Forero. 2015. EVALUACIÓN BIOCIDA DEL EXTRACTO
ETANÓLICO DE LA SEMILLA DE Capsicum annuum Linnaeus (Solanales, Solanaceae) “AJÍ”
SOBRE LARVAS DE IV ESTADIO DE Culex quinquefasciatus Say (Díptera: Culicidae) EN
CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia. 58 páginas.
(119) Rossi, G. & Almiron, W. 2004. Clave ilustrada para la identificación de larvas de mosquitos
de interés sanitario encontradas en criaderos artificiales en la Argentina. Fundación mundo sano.
Ciudad de Buenos Aires, República Argentina. 49 pág. Obtenido de:
https://www.mundosano.org/download/bibliografia/Monografia%205.pdf
(120) Rozo Á, Zapata C, Bello, F. 2008. Evaluación del efecto tóxico de extractos de Eupatorium
microphyllum L.F. (Asteraceae) sobre larvas de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) en
condiciones de laboratorio. Rev Cienc Salud. Bogotá Colombia.
(121) Rueda, Y; X. Pérez. H. Meza. 2010. Actividad larvicida del aceite esencial foliar de
Eucaliptus globulus contra Aedes aegypti Linnaeus. Revista Bistua. Facultad de Ciencias
Basicas. Universidad de Pamplona. Pamplona-Colombia
57
(122) Ruiz C, Cachay M, Domínguez M, Velásquez C, Espinoza G, Ventosilla P. et al. 2011.
Chemical composition, antioxidant and mosquito larvicidal activities of essential oils from
Tagetes filifolia, Tagetes minuta and Tagetes elliptica from Perú. Planta Med.
http://dx.doi.org/10.1055/s- 0031- 1282361
(123) Ruiz, Y. K, Villamarin. 2012. DISEÑO E IMPLEMENTACIÓN DE UN PLAN DE MANEJO
INTEGRAL DEL MOSQUITO Culex quinquefasciatus EN LAS INSTALACIONES DEL JARDÍN
BOTÁNICO DE BOGOTÁ JOSÉ CELESTINO MUTIS. Bogotá, Colombia.
(124) Samidurai K, Jebanesan A, Saravanakumar A, Govindarajan M, Pushpanathan T. 2009.
Larvicidal, ovicidal and repellent activities of Pemphis acidula Forst. (Lythraceae) against filarial
and dengue vector mosquitoes. Acad J Entomol.
(125) Santamaría, C. A, Martín. F, Astorga. 2015. Extractos vegetales para la reducción del
estrés. European Natural Additives. Pág. 75-80.
(126) Santos G, Dutra K, Lira C, Lima B, Napoleão Th, Paiva P et al. 2014. Effects of Croton
rhamnifolioides Essential oil on Aedes aegypti oviposition, larval toxicity and trypsin activity.
Molecules. http://dx.doi.org/10.3390/molecules191016573.
(127) Santos RP, Nunes EP, Nascimento RF, Santiago GMP, Menezes GHA, Silveira ER,
Pessoa ODL. 2006. Chemical composition and larvicidal activity of the essential oils of Cordia
leucomalloides and Cordia curassavica from the northeast of Brazil. J Braz Chem. Soc.
http://dx.doi.org/10.1590/S010350532006000500030
(128) Savat, M. 1968. Enciclopedia SALVAT de las Ciencias. Tomo IV. Salvat, S.A de ediciones.
Pamplona, España.
(129) Shanmugasundaram R, Jeyalakshmi T, Dutt MS, Murthy PB. 2008. Larvicidal activity of
neem and karanja oil cakes against mosquito vectors, Culex quinquefasciatus (Say), Aedes
aegypti (L.) and Anopheles stephensi (L.). J Environ Biol.
(130) Smith Vera S, Zambrano DF, Méndez-Sanchez SC, Rodríguez-Sanabria F, Stashenko E,
Duque Luna JE. 2014. Essential oils with insecticidal activity against larvae of Aedes aegypti
(Diptera: Culicidae). Parasitol Res. http://dx.doi.org/10.1007/s00436-014-3917-6.
(131) Souza TM, Farias DF, Soares BM, Viana MP, Lima GPG, Machado LKA et al. 2011.
Toxicity of brazilian plant seed extracts to two strains of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) and
nontarget animals. J. Med Entomol.
(132) Sutthanont N, Choochote W, Tuetun B, Junkum A, Jitpakdi A, Chaithong U, et al. 2010.
Chemical composition and larvicidal activity of edible plant-derived essential oils against the
pyrethroid-susceptible and -resistant strains of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). J Vect Ecol.
(133) Tiwary M, Naik SN, Tewary DK, Mittal PK, Yadav S. 2007. Chemical composition and
larvicidal activities of the essential oil of Zanthoxylum armatum DC (Rutaceae) against three
mosquito vectors. J Vect Borne Dis.
(134) Torres, D. P, Ardila. 2015. EVALUACION DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
DE Ricinus communis (Malpighiales: Euphorbiaceae) SOBRE LARVAS DE IV ESTADIO DE
Culex quinquefasciatus (Díptera: Culicidae). Universidad Distrital Francisco José de Caldas.
Bogotá, Colombia.
(135) Torres, J. M., Henao, G. J., & Pajon, C. M. (2007). Actividad insecticida de extractos
vegetales sobre Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) vector del dengue en Colombia. Instituto
Colombiano de Medicina (CES Medicina). Colombia.
(136) Vargas, M. V. (1998). El mosquito. Alianza Editorial.
(137) Vega, P. B, Perilla. 2016. EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DEL EXTRACTO
ETÉREO DE Allium sativum (ajo) SOBRE LARVAS DE Culex quinquefasciatus EN
CONDICIONES DE LABORATORIO. Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Bogotá,
Colombia. 54 páginas.
58
(138) Vidal J, Carbajal A, Sisniegas M, Bobadilla M. 2009. Efecto tóxico de Argemone
subfusiformis Ownb. y Tagetes patula Link sobre larvas del IV estadio y pupas de Aedes aegypti
L. Rev. Peru. Biol.
(139) Yáñez X, Pérez O, Meza H. 2010. Actividad larvicida del aceite esencial foliar de
Eucaliptus globulus contra Aedes aegypti Linnaeus. Bistua.
(140) Zubieta, L, & Morales, J. (2015). EVALUACIÓN DE LA EFICACIA DE LOS EXTRACTOS
NATURALES DE Eucaliptus globulus y Platycladus orientalis COMO REPELENTE NATURAL
CONTRA MOSQUITOS ADULTOS DE LA ESPECIE Aedes aegypti (tesis de pregrado).
Universidad Distrital Francisco José de Caldas, Bogotá, Colombia.