Revista Peruana de Biologia v17n3

Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Universidad nacional Mayor de san Marcos

FacUltad de ciencias Biológicas

volUMen 17 dicieMBre, 2010 núMero 3

LIMA, PERÚ

revista

PerUana de

Biología

2

RectorDr. Luis Izquierdo Vásquez Vicerrectora de Investigación Dra. Aurora Marrou RoldánConsejo Superior de InvestigaciónDr. Armando Yarlequé Chocas Decano de la Facultad de Ciencias BiológicasMag. Martha Valdivia CuyaDirector Instituto de Investigación en Ciencias Biológicas Antonio RaimondiMag. Jaime Descailleaux

La Revista Peruana de Biología es una publicación científica arbi-trada, editada por el Instituto de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú, y auspiciada por el Consejo Superior de Investigación. La Revista aparece con una periodicidad semestral (agosto y diciembre) y esta dedicada a la publicación de artículos científicos originales e inéditos en las áreas de Biodiversidad, Biotec-nología, Manejo ambiental, Ecología y Biomedicina. La Revista publica los trabajos realizados por académicos e investigadores nacionales y extranjeros, en idioma español o inglés. Los trabajos recepcionados son evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento. La Revista es publicada simultáneamente en la página web de la Universidad.

Revista Peruana de Biología - Rev. peru. biol. - ISSN 1561-0837Rev. peru. biol. - ISSN 1727-9933 (on line)http://www.unmsm.edu.pe/revperubiolhttp://www.scielo.org.pehttp://redalyc.uaemex.mx/

Copyright © 2010Facultad de Ciencias Biológicas, UNMSMHecho el Depósito Legal 98-3017

Información adicional a: Revista Peruana de BiologíaFacultad de Ciencias Biológicas UNMSMCiudad Universitaria, Av. Venezuela Cdra. 34 s/n. LimaCasilla Postal: 11-0058 Lima-11, Perú.Teléfono 619-7000-1502 / Telefax 619-7000-1509Editor Jefe, email: [email protected]

revista PerUana de BiologíaÓrgano Oficial de la Facultad de Ciencias Biológicas de la

Universidad Nacional Mayor de San Marcos

Resumida/Indizada (Abstracted/Indexed) en:Periódica (Índice de Revistas Latinoamericanas en Ciencias), LIPECS (Literatura Peruana en Ciencias de la Salud), Zoological Record (BIOSIS), Scielo (Scientific Electronic Library Online), Index to American Botanical Literature (The New York Botanical Garden), BIOSIS Previews, Biological Abstracts (BIOSIS), ProQuest (Biological Science Journals), Redalyc.

Foto en carátula: Volantón de Phytotoma raimondii, © Michael Tweddle

Editor jefe Leonardo Romero

Comité EditorCésar Arana Carlos ParedesRina RamírezCarlos Peña

Comité consultivo en los recientes númerosMaximilian Weigend Freie Universität Berlin- AlemaniaSebastián Barrionuevo Fundación Miguel Lillo- ArgentinaLuis Aguirre Universidad Mayor de San Simón, BoliviaRodney Ramiro Cavichioli Universidade Federal do Paraná- BrasilHélio Ricardo da Silva Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, BrazilCarlos Frederico Duarte da Rocha Universidade do Estado do Rio de Janeiro- BrasilFabrício Rodrigues dos Santos Universidade Federal de Minas Gerais- BrasilSuzete Rodrigues Gomes Instituto Butantan- BrasilDavor Vrcibradic Universidade do Estado do Rio de Janeiro- BrasilStefan Dennenmoser University of Calgary, CanadaRoberto Meléndez Museo Nacional de Historia Natural- ChilePedro Alejandro Orihuela Diaz Universidad de Santiago de Chile- ChileBerta Calonge Camargo Pontificia Universidad Javeriana, Bogotá, ColombiaSergio Solari Universidad de Antioquia- ColombiaJosé María Gutiérrez Universidad de Costa Rica, Costa RicaFinn Borchsenius Aarhus University- DenmarkJulissa Roncal Aarhus University- DenmarkJuan Rigoberto Tejedo Huaman Universidad Pablo de Olavide- EspañaArnaud Bertrand IRD. Institut de recherche pour le développement- Francia

Francis Kahn IRD. Institut de recherche pour le développement, - FranciaJean-Christophe Pintaud Institut de Recherche pour le Développement- FranciaMutsunori Tokeshi Kyushu University - JaponFrancisco Alonso Solís Marín Universidad Nacional Autónoma de México- MéxicoRoss Robertson Smithsonian Tropical Research Institute- PanamáMónica Romo Asociación Peruana para la Conservación de la Naturaleza- PerúRenato Guevara-Carrasco Instituto del Mar del Perú- PerúCésar Náquira Instituto Nacional de Salud- PerúReynaldo Linares-Palomino Universidad Nacional Agraria La Molina- PerúMarcel Gutiérrez-Correa Universidad Nacional Agraria La Molina - PerúGretty K. Villena Universidad Nacional Agraria La Molina - PerúGerardo Lamas Universidad Nacional Mayor de San Marcos- PerúPablo Ramírez Universidad Nacional Mayor de San Marcos- PerúDiana Silva Universidad Nacional Mayor de San Marcos- PerúJuan Tarazona Universidad Nacional Mayor de San Marcos- PerúArmando Yarlequé Universidad Nacional Mayor de San Marcos- PerúManuel Tantaleán Universidad Peruana Cayetano Heredia- PerúNigel Pitman Duke University- USASergio Solari Texas Tech University- USALucia Luna University of Michigan- USAMaria del Carmen Ulloa Ulloa University of Missouri- USABlanca León University of Texas at Austin - USAKenneth Young University of Texas at Austin – USAPaul Velazco American Museum of Natural History, USA

271

(Continúa...)

Revista PeRuana de Biología

Volumen 17 Diciembre, 2010 Número 3Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Contenido

Editorial273 Quiero ser citado Leonardo Romero

Trabajos originales277 Respuestas de los murciélagos a la fragmentación del bosque en Pozuzo, Perú Responses of bats to forest fragmentation at Pozuzo, Peru José Luis Mena

285 Características de una población sobreexplotada de concha navaja, Ensis macha, en Bahía Independencia, Perú, durante el 2004 Overfishing population characteristics of razor clam, Ensis macha, from Independencia Bay, Peru, in 2004 year Roberto Espinoza, Juan Tarazona y Jürgen Laudien

293 Varamientos y captura incidental de tortugas marinas en el litoral de Tumbes, Perú Stranding and incidental catch of sea turtles in the coastal Tumbes, Peru Carlos A. Rosales, Manuel Vera y Jorge Llanos

303 Lista de cigarritas (Hemiptera: Cicadellidae) de Cusco, Perú Checklist of leafhoppers (Hemiptera: Cicadellidae) from Cusco, Peru Juan F. Costa y Pedro W. Lozada

317 Análisis numérico de las especies de Prosopis L. (Fabaceae) de las costas de Perú y Ecuador Numerical analysis of Prosopis L. (Fabaceae) species from the coasts of Peru and Ecuador Alicia D. Burghardt, M. Magdalena Brizuela, M. Pía Mom, Luis Albán y Ramón A. Palacios

325 Diferenciación morfológica y por ISSR (Inter simple sequence repeats) de especies del género Plukenetia (Euphorbiaceae) de la Amazonía peruana: propuesta de una nueva especie

Differentiation morphological and by Inter simple sequence repeats (ISSR) of species of genus Plukenetia (Euphorbiaceae) from Peruvian Amazon: suggestion for a new species

Ángel Rodríguez, Mike Corazon-Guivin, Danter Cachique, Kember Mejía, Dennis Del Castillo, Jean-François Renno y Carmen García-Dávila

331 Medicinal plants used in Peru for the treatment of respiratory disorders Plantas medicinales utilizadas en Perú para el tratamiento de enfermedades respiratorias Rainer W. Bussmann and Ashley Glenn

347 Palmeras usadas por los indígenas Asháninkas en la Amazonía Peruana Palms used by Ashaninka indigenous people in Peruvian Amazon Joanna Sosnowska, Damaso Ramirez y Betty Millán

353 Actividad inhibitoria de plantas in vitro de Drosera capillaris sobre Mycobacterium tuberculosis Inhibitory activity of in vitro plants from Drosera capillaris against Mycobacterium tuberculosis Jimmy Alvarado, Hilda Vásquez, Guillermo E. Delgado, Dalva Trevisan, Oscar Horna, Jurandir Pereira y Consuelo Rojas

359 Prevalencia y distribución de los principales agentes etiológicos que afectan los langostinos silvestres en Tumbes, Perú Prevalence and distribution of the principal etiologic agents that affecting wild shrimps from Tumbes, Peru Rubén Alfaro Aguilera, Mervin Guevara Torres, Isaías Gonzales Chávez

365 Identificación molecular y actividad sobre sustratos cromogénicos de la venombina A del veneno de la serpiente peruana Bothrops atrox Molecular identification and activity upon chromogenic substrates of a venombin A from Bothrops atrox Peruvian snake venom Gustavo A. Sandoval, Fanny Lazo, Edith Rodriguez, Armando Yarlequé y Russolina B. Zingali

Notas científicas371 Toxicidad aguda y crónica del lindano sobre Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae) Acute and chronic toxicity of lindane on Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae) Jorgelina Juárez y Alcira Villagra de Gamundi

272

377 Nuevas evidencias de la presencia del Oso Andino (Tremarctos ornatus) en las Yungas de Puno, el registro más austral de Perú Presence of the Andean Bear’s (Tremarctos ornatus) new evidences in the Yungas of Puno, Peru’s southernmost record Gisella Márquez y Víctor Pacheco

381 Effects of aqueous extract of Origanum vulgare L. (Lamiaceae) on the preimplantational mouse embryos Efecto del extracto acuoso de Origanum vulgare L. (Lamiaceae) en embriones preimplantacionales de ratón Víctor Benavides, Guadalupe D’Arrigo and José Pino

385 Efecto antitumoral del extracto acuoso de Bomarea cornigera (Alstroemeriaceae) en sarcomas inducidos en ratones Antitumoral effect of the aqueous extracts of Bomarea cornigera (Alstroemeriaceae) on the sarcoma induced in mice José Suárez, Christian Villanueva, Claudia Rodríguez, Karito Lavado, Melissa Barbieri, Luis Guzmán, Ricardo Alfaro y José Pino

389 Efecto citoprotector del camu-camu Myrciaria dubia en tres líneas celulares de ratón expuestos in vivo a bromato de potasio Citoprotective effect of camu-camu Myrciaria dubia on three celular lines of mouse exposed in vivo to potassium bromate Alvis Rafael, Pino José, Gonzáles José, Francia Juan C., y Betty Shiga

Fe de errata393 La familia Conidae en el mar peruano The family Conidae from Peruvian Sea Carlos Paredes, Franz Cardoso, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero

394 A fortuitous ant-fern association in the Amazon lowlands of Peru Una asociación fortuita planta-hormiga en la Amazonía baja del Perú Blanca León and Kenneth R. Young

273

Editorial

Rev. peru. biol. 17(3): 273 - 276 (December 2010)

Rev. peru. biol. 17(3): 273 - 276 (Diciembre 2010)© Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM ISSN 1561-0837

Quiero ser citado

EDITORIAL

Leonardo Romero

Editor Jefe, Instituto de Investigación de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Apartado 11-0058, Lima 11, Perú. Email: [email protected]

Publicado impreso: 29/01/2011 Publicado online: 21/01/2011

Después de varios años de ser editor, muchos de mis jefes confunden la revista con el editor, y es común oír cosas como “conferencia a cargo de la revista” o en conversaciones se dirijan a mí para decir “y porque no te citan”, refiriéndose al motivo porqué la Rev peru biol. no es citada por otros trabajos. Apro-vechando ese desquicio, en los siguientes párrafos encarnare a la revista y al editor, en la fusión mágica en la que algunos de mis jefes me imaginan.

¿Alguien me cita?Desde hace varios años intentamos interpretar nuestra si-

tuación como revista, plantear objetivos y ser más eficientes. Escribimos sobre la calidad de los contenidos1; inventamos conceptos como el “anfimercado” para explicar el porqué de las exigencias2, argumentamos la relación de una revista científica con la ciencia y la sociedad3; resaltamos la importancia de la biodiversidad como tema4; analizamos la maraña de conceptos politicológicos de CTyI, desarrollo sustentable y ciencia, todos confundidos en una torre de babel de oscuras lenguas movidas por la ignorancia y conveniencia5. También tratamos de recurrir a la comunidad científica como un soporte para nuestro desarrollo o cómo pensamos sobrevivir6 y reflexionamos sobre la realidad del Perú7. Personas imaginarias nos preguntaron con las miradas y entre las líneas del email que nos enviaban, y respondimos tratando de interpretar buscando alguna solución8. Por último, hemos querido sentirnos bien y nos dimos aliento comparando lo que éramos con lo que somos9. Todos estos escritos fueron momentos, con las intenciones de sentirnos conscientes, expli-cando lo que vemos y tomando decisiones para tratar de mejorar,

pero todas esas conversaciones nos deslumbraron cuando fueron correctas o tenían visos de serlo, y a la vez fueron el velo de algo que no percibimos al inicio, o lo percibimos pero no tomamos conciencia que estaba ahí.

¿Quién lee nuestras páginas, cuántos la leen, cuántos usan el contenido de la revista? Son esas las preguntas que no nos hicimos y que quedaban veladas por el hecho de haber avanzado algo en nuestro crecimiento. Pero llegar a respuestas objetivas puede ser muy difícil, porque la información no es tan fácil de acceder, o simplemente porque no existe.

En un trabajo, la cita es la forma como el autor refrenda su afirmación en otro u otros trabajos a los que el lector puede acudir para investigar o comprobar lo tratado en el artículo. Pero, para que ocurra esta citación, varias cosas deben haber sucedido. La revista debe estar accesible, en la biblioteca o por INTERNET, debe ser fácil de ubicar, algo así como escribir y presionar un botón. Para llegar a ese momento, muchos pro-cesos, y cosas deben de haber pasado; mucho esfuerzo, tiempo y dinero deben haber sido invertidos, casi siempre todo pasa desapercibido.

Explorando la base de datos Scopus10, podemos buscar los artículos que han citado algún trabajo publicado en la Rev peru biol. y tratar de describir lo que ha sucedido en los últimos años. Aunque la Rev peru biol. salió a la luz en 1974, recién a partir de 1998 comenzó una vida continua, y después del año 2005 un incremento continuo de citas hasta el año 2010. Entre los años 1996 y 2010, en Scopus se registran 273 artículos que

Número de citas de trabajos publicados en la Rev peru biol por año en revistas indizadas en la base de datos Scopus. Después del año 1998 la Rev peru biol, adquiere continuidad, incrementa constantemente el número de artículos, la variedad de autores, las instituciones que participan, los artículos en ingles, su distribución y visibilidad.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

1995 2000 2005 2010

Núm

ero

de c

itas

Número de citas por año en Scopus (n= 273)

274

Editorial

Rev. peru. biol. 17(3): 273 - 276 (Diciembre 2010)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

1998 2000 2002 2004 2006 2008 2010

Núm

ero

de c

itas

Año de publicación de artículos de la Rev peru biol. citados en los años 2009 y 2010 en Scopus

2009

2010

citan entre 1 y 4 veces la Rev peru biol. periodo en el que se habían publicado casi 550 artículos. Entre el año 2009 y 2010 encontramos 130 citas, el 47,6% de las citas de todo el periodo 1996 – 2010; estas 130 citas son de 91 artículos de la Rev peru biol., lo que representan aproximadamente el 16% de todos los trabajos publicados desde 1998.

¿Quién me quiere citar?Si analizamos las citas de los años 2009 al 2010, observamos

años en que los artículos publicados tienden a ser más citados, fenómeno que recuerda a un perfil andino. Los artículos pu-blicados el 2003, 2005 y 2007 son más citados, lo que puede ocurrir por lo amplio de la temática de la Rev peru biol. y la falta de mecanismos de difusión para ciertos temas.

Scopus clasifica a sus revistas en áreas y podemos tener infor-mación sobre cómo las citas de la Rev peru biol. se distribuyen en ellas. Debemos tener presente que una revista puede ser clasificada en una o más categorías por lo que las citas pueden duplicarse, por lo que usar el porcentaje de citas sería una opción adecuada. Agricultural and Biological Sciences, Environmental Science y Earth and Planetary Sciences acumulan el 68% de las citas, estas áreas corresponderían principalmente a las nuestras de biodiversidad y ecología, mientras que las de Immunology and Microbiology , Biochemistry, Genetics and Molecular Biology, Medicine, Social Sciences, Pharmacology, Toxicology and Phar-maceutics, Veterinary y Otras corresponderían principalmente a nuestras áreas de biotecnología y biomédicas. Dos temas son necesarios discernir, uno es el de entobiología principalmente botánica cuyos artículos son citados en temas sociales, de medi-cina y farmacia, y otro es el de taxonomía de parásitos, citados en temas de medicina y veterinaria.

Hemos podido registrar 89 títulos de revistas que nos citan entre el año 2009 y 2010. Entre 5 y tres citas en orden decre-ciente están Zootaxa, Journal of Ethnopharmacology, American Museum Novitates, Revista de Biología Marina y Oceanografía, Zoologica Scripta, Applied Microbiology and Biotechnology, Bio-resource Technology, Neotropical Entomology, estas acumulan el 39% de las citas del periodo 2009 – 2010. Un aspecto que parece

resaltar en esta variedad de títulos es el tipo de información que proporciona la Rev peru biol.; descripciones de nuevas especies, reportes de especies, listas de especies, especies endémicas, son la información más citada y útil para otros investigadores y que pueden encontrar en la Rev peru biol.

Qué hacer para que me citenLa única forma para que nos citen es que conozcan lo bueno

que es nuestro trabajo y nos lean. Para eso, nosotros nos podemos citar y publicar (auto-cita, por ejemplo yo me cite 9 veces en este editorial, lástima que no será indizado); que es algo saludable si se realiza correctamente. Otra forma es trabajar en equipo con otros investigadores y que ellos nos citen, lo cual es importante, recomendable y lo más frecuente. Por último, como investigador podemos enviar nuestro trabajo a alguna de las revistas de alto factor de impacto (muy citada) con la esperanza que de todas maneras alguien por ahí nos cite influenciado por el prestigio de la revista. Para que me citen más, como revista tenemos que indexarnos en bases de datos y buscadores, distribuirnos en dife-rentes medios de comunicación, tradicionales (impresos, online), sofisticados (ebook) y de vanguardia (twiter, facebook, blogs, y los que vendrán), y lograr adquirir visibilidad e importancia en la comunidad científica.

Con un poco más de trabajo, podemos buscar en la base de datos de Scopus a los autores de los 273 artículos que citan a la Rev peru biol. en el periodo 1996 – 2010, en busca de posibles autores que se auto-citen. Incluimos a cualquier autor que haya publicado en la Rev peru biol., o miembro de Comité consultivo o Editor. Encontramos que solamente 56 de los 273 (20,5%) aparecen como autor del artículo donde ocurre la cita; casi todos en realidad están en el periodo entre 2007 y 2010. Esto quiere decir que la alternativa de que las citas dependen de la labor de visibilidad de la revista estaría jugando un importante papel en la cantidad de citas.

Entonces ¿Qué hacer para que me citen? Además de esforzar-nos más para tener mejor información que publicar, tenemos que prepararnos para las nuevas necesidades, que como investigadores a su vez son nuestras exigencias. Tener la información arrastrando

Análisis de las citas que recibe la Rev peru biol en los años 2009 y 2010 en las revistas indizadas en la base de datos Scopus. Ambos años coinciden en que los artículos del año 2005 son más citados. En el año 2010 artículos anteriores a 1998 son citados hasta 11 veces.

275

Editorial


0 20 40 60

Agricultural and Biological Sciences

Environmental Science

Earth and Planetary Sciences

Immunology and Microbiology

Biochemistry, Genetics and Molecular Biology

Medicine

Social Sciences

Pharmacology, Toxicology and Pharmaceutics

Veterinary

Otras

Porcentaje de citas por áreas según clasificación de Scopus desde 1998 al 2011

nuestro dedo sobre un touch pad cuando estamos en el campo, o que aparezca en Google Earth cuando lo consultamos a través de nuestro iphone, leerlo en un ebook cuando vamos al trabajo, subirlo a una red social, a un banco de datos o asegurarnos de ser los primeros en algo y decirlo cuanto antes; para toda esas vertiginosas necesidades los autores y las revistas tenemos que aportar, en nuestro caso trabajar más desde los cimientos de nuestra investigación.

Si lo hago ¿me citaran?“Run for your lives! End of the World!” – Electronic publication

of new plant names es el título con el que Sandra Knapp et al.11 nos presenta varios problemas en las publicaciones referidas a taxonomía, nuevos registros y distribución. Afecta a las conocidas como check list, publicaciones que hace una década las revistas prestigiosa no aceptaban, o no daban cabida, mientras que esa información era, y es cada vez mas requerida por la sociedad.

En la actualidad algunas revistas ya han afrontado el reto de publicar esa información que fue despreciada por no constituir investigaciones o un seminal paper. Notable ejemplo son las revistas Check List (http://www.checklist.org.br/index), ZooKeys (http://pensoftonline.net/zookeys/index.php/journal/index), PhytoKeys (http://www.pensoft.net/journals/phytokeys/). Todas ellas dedicadas a la misión de poner en orden la información tax-onómica, hacerla accesible y disponible tan rápidamente como sea posible o soñable (en el universo de posible lo imposible tiene su lugar). Todos esos objetivos con la finalidad de coadyuvar a la toma de decisiones para la conservación de la biodiversidad. Mientras tanto, otras revistas se han ido adecuando de una u otra manera a esos reclamos.

También es exigencia en las normas de las revistas12 brindar toda la información que pudiera ayudar a discutir y refrendar

el trabajo expuesto en el artículo. Así, las revistas alojan bases de datos paralelas y archivos extras al artículo, y son exigencias que las imágenes, material biológico y la información deban ser depositados en repositorios públicos (como museos, en el caso de colectas o bases de datos como el GenBank o el Entrez Gene) e indicar los códigos o vouchers respectivos; algo que nosotros hace algún tiempo denominamos trazabilidad13.

La información que se presenta debe tener un orden y está dado entre otros por los esquemas XML (en su mayoría) que permiten el aprovechamiento de la información organizándola en forma de metadatos o simplemente en protocolos de trans-ferencia de la información. Un esfuerzo bastante aceptado es el Darwin Core (DwC, http://rs.tdwg.org/dwc/index.htm) que permite la asociación de información geográfica y biológica que puede ser fácilmente procesado.

Sandra Knapp et al. también señalan los tiempos de publi-cación como factores importantes para tomar en cuenta en la elección de revistas que se adecuen a la necesidad de publica-ciones de taxonomía y sistemática. De inicio, las que presentan publicación impresa en papel ya tienen demora, sin embargo la preocupación de Sandra Knapp et al. es más porque aun hay reticencia en los miembros de la comunidad para aceptar las publicaciones online de especies nuevas. Una solución propuesta sería un registro de especies nuevas; algo que no es novedoso en botánica (International Plant Names Index (IPNI), http://www.ipni.org/) y que se está llevando a la práctica en zoología (ZooBank, http://zoobank.org/). Los códigos que relacionen toda la información sobre los nombres de las especies, los cre-adores, los documentos de creación e información adicional son la expresión de complejos sistemas, que necesitan el consenso de la comunidad de investigadores para que sean exitoso; es más creemos que solo hay una alternativa, el éxito y por lo tanto el

Clasificación de las revistas indizadas por Scopus y el número de citas a la Rev peru biol. Las revistas en la clasificación de Agricultural and Biological Sciences, Envi-ronmental Science y Earth and Planetary Sciences corresponderían principalmente a las de biodiversidad y ecología en la Rev peru biol., mientras que las de Immunology and Microbiology , Biochemistry, Genetics and Molecular Biology, Medicine, Social Sciences, Pharmacology, Toxicology and Pharmaceutics, Veterinary y Otras corres-ponderían principalmente a las áreas de biotecnología y biomédicas.

276

Editorial


consenso. El consenso de la comunidad será desde los niveles de colecta, para que los protocolos de información sean completos y el producto (la información) tenga la calidad necesaria; podría-mos decir que con información colectada con esa rigurosidad estaremos más cerca de ser citados.

Por otro lado, una buena noticia a fines del año 2010 fue la inclusión de la Rev peru biol. en la Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal, Sistema de Información Científica Redalyc o simplemente Redalyc14; un sistema impulsado por la Universidad Autónoma de Estado de México. Este sistema va más allá de un simple repositorio; integra tecnología que permite dar mayor visibilidad a las revistas que integran su acervo. Muchas revistas que se han integrado a Redalyc han incrementado el número de citaciones gracias a la capacidad de Redalyc de conectarse con redes académicas. Con el tiempo Redalyc incluirá toda la producción de la Rev peru biol. convirtiéndose en un referente de la versión online, por lo que estamos incluyendo el protal de Redalyc como un URL para la divulgación de nuestros artículos. Además, este sistema se retroalimenta con la información que proporciona y presenta un análisis de citas, de lecturas, bibliométricas y de relaciones (de colaboración) entre autores, servicios que permiten el análisis de la actividad científica y editorial, lo cual redunda en el mejor funcionamiento y calidad de las revistas. Redalyc se suma a otras bases de datos como Periódica, LIPECS, Zoologi-cal Record, Scielo, BIOSIS Previews y Biological Abstracts donde la Rev peru biol. esta indizada y que le permiten dar visibilidad a sus artículos, acercándonos también a la deseada meta de ser más citados.

1 RomeroL.2003.LacalidadyelroldelasRevistasCientíficas.Rev peru biol. 10(1): 3 - 4

2 RomeroL.2005.Pinitosdeunapublicacióncientíficaenunescenario de mercados. Rev peru biol. 12(1): 3-4

3 RomeroL.2005.Divulgacióncientíficay labiodiversidad.Rev peru biol. 12(2): 182

4 Romero L. 2005. El difícil mercado de una necesaria publica-cióncientífica.Revperubiol.12(3):339-340

5 Kahn F. 2007. Ciencias empíricas, ética y desarrollo sostenible. Rev peru biol. 13(3): 151- 154

6 RomeroL.2008.Lascomunidadesysusrevistascientíficas.Rev peru biol. 15(supl. 1): 003- 004

7 RomeroL.2009.UnpocodelarealidaddelPerú.Revperubiol. 15(2): 006

8 RomeroL. 2009.Respondiendo preguntas.Rev peru biol.16(1): 003- 004

9 RomeroL.2009.Los35añosdelaRevistaPeruanadeBiología.Rev. peru. biol. 16(2): 145 - 146

10 http://www.scopus.com/home.url11 Sandra Knapp et al. 2010. “Run for your lives! End of the

World!” – Electronic publication of new plant names. TAXON 59(4):1009–1010

12 Revisar los requerimientos de PLoSOne (http://www.plosone.org/static/guidelines.action#requirements)

13 Romero L. 2007. Trazabilidad una característica para un artículo científico.Rev.peru.biol.14(1):003-004

14 http://redalyc.uaemex.mx/

277

Murciélagos y la fragmentación del bosque en Pozuzo



Respuestas de los murciélagos a la fragmentación del bosque en Pozuzo, Perú

José Luis Mena

Responses of bats to forest fragmentation at Pozuzo, Peru

Museo de Historia Natural, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Ricardo Palma, Av. Benavides 5440, Santiago de Surco, Lima 33, Perú. Lima, Perú.

Email: [email protected]

Presentado: 08/06/2010Aceptado: 30/11/2010 Publicado online: 21/01/2011

ResumenLa deforestación y la fragmentación de los bosques son unas de las amenazas más importantes para la super-vivencia de los murciélagos en el Perú. Sin embargo, se conoce muy poco sobre el impacto de estas en sitios o lugares por encima de los 500 m de altitud. En este estudio, considerando la escala de paisaje, analicé las respuestas de los murciélagos (Chiroptera) a la fragmentación en un paisaje perturbado en Pozuzo (Región Pasco). En ese sentido, considerando el rol de los murciélagos como indicadores de perturbación del hábitat, planteé dos hipótesis. Una primera predicción se refirió a que muestras de paisajes altamente fragmentados y con mayor cantidad de bordes presentarán una mayor abundancia de especies frugívoras que prosperan en hábitats perturbados (Stenodermatinae y Carollinae). La segunda predicción se refería a que muestras de paisaje con una mayor cobertura de bosque deberían tener una mayor abundancia de murciélagos del gremio animalívoro (Phyllostominae), ya que estos son sensibles a las perturbaciones y suelen ser más abundantes en bosques maduros y en buen estado de conservación. Encontré evidencia apoyando la predicción sobre el gremio animalívoro pero apoyo parcial para la predicción sobre los frugívoros. Se resalta la importancia de la conservación de los fragmentos de bosque para asegurar la supervivencia de los murciélagos y de los servicios que estos prestan, en especial para la regeneración del bosque en paisajes tropicales modificados por las actividades humanas.

Palabras claves: murciélagos; fragmentación; bosques tropicales; bosque siempreverde subandino del suro-este de la Amazonía; paisajes modificados por el hombre; conservación; Pozuzo; Perú.

AbstractForest fragmentation and deforestation are among the major threats to Peruvian bats conservation. Unfortu-nately, information about the effects of these threats above 500 m elevation is lacking. In this study, I assessed bat responses to fragmentation in Pozuzo (Pasco) at a landscape scale approach. I evaluate two hypotheses regarding the role of bats as indicators of habitat disturbance. The first prediction says that landscapes highly disturbed will show higher abundances of habitat generalist species such as frugivorous bats belonging to the subfamilies Stenodermatinae and Carollinae. The second prediction regards that landscapes with greater forest cover will show higher abundance of habitat specialist species such as animalivorous bat species belonging to the subfamily Phyllostominae, a guild sensitive to forest disturbance. I found evidence supporting the ani-malivorous hypothesis but it was partial to the frugivorous hypothesis. This study highlights the importance of forest fragments to bat conservation in human-modified landscapes.

Keywords: bats; fragmentation; tropical forests; Southwestern Amazon subandean evergreen forest; human-modified landscapes; conservation; Pozuzo; Peru.

IntroducciónA nivel mundial los bosques tropicales están desapareciendo

rápidamente debido a la deforestación y al cambio de uso de la tierra, causando así una tendencia general de reemplazo de los bosques por tierras agrícolas y pastizales para ganado y acoplados con una progresiva pérdida de hábitat y fragmentación (Noss et al. 2006). En cuanto a la fragmentación, su impacto sobre la biodiversidad debe ser analizado a partir del entendimiento de esta perturbación como un proceso, el cual implica cuatro efectos: la reducción en la cantidad del hábitat, el incremento en el número de parches de hábitat, la disminución en el tamaño de los parches y el incremento en el aislamiento de los parches (Fahrig 2003).

La deforestación y la fragmentación producen modificaciones en la disponibilidad y configuración del hábitat, a los cuales las especies pueden o no ajustarse. Por ejemplo, una parte impor-tante de la diversidad de aves terrestres nativas presentes en los bosques tropicales suelen utilizar los campos agrícolas que han surgido luego de la deforestación (Perfecto et al. 2003). Similares resultados han sido encontrados para artrópodos (Perfecto, et al. 2003, Schonberg et al. 2004), algunos grupos de mamíferos terrestres (Daily et al. 2003, Mena & Medellín 2010, Naughton-Treves et al. 2003) y en murciélagos (Castro-Luna et al. 2007, Medellín et al. 2000).

En general, el impacto de la fragmentación incluye cambios en la diversidad y la abundancia, la dinámica del bosque, la es-tructura trófica y otros procesos ecológicos y debe ser analizado en la escala de paisaje (Fahrig 2003, Laurance & Bierregaard 1997). Así, mientras que en la escala de parche se incluyen pa-rámetros como el área, la diversidad de plantas y la estructura de la vegetación; en la escala de paisaje son importantes otros factores tales como el aislamiento y la proximidad entre los tipos de hábitat. Por ejemplo, estudios realizados en la escala de paisaje, revelan la importancia de la cobertura de bosque, el tamaño de los parches y la configuración del paisaje en la diversidad de aves (Graham & Blake 2001). Además, se tienen evidencias de la importancia del uso de diferentes escalas para entender mejor la respuesta de los murciélagos a la fragmentación (Pinto & Keitt 2008).

Debido a su abundancia local, riqueza de especies y diversidad ecológica, los murciélagos han sido reconocidos como un grupo indicador de la perturbación antropogénica (Fenton et al. 1992, Medellín et al. 2000, Wilson et al. 1996). De hecho, algunos estudios revelan que en los fragmentos de bosque tropical, la diversidad y abundancia de murciélagos es influenciada por la distancia entre los parches, las estrategias de forrajeo y el tamaño del espacio vital (Cosson et al. 1999, Estrada et al. 1993). Sin em-

278

Mena


bargo, otros estudios revelan que si bien algunas especies suelen usar campos agrícolas y vegetación secundaria, también prefieren ubicar sus sitios de descanso en el bosque maduro (Evelyn & Stiles 2003), resaltando así el rol de los bosques remanentes en la conservación de estos mamíferos, especialmente en los paisa-jes rurales tropicales formados a partir de la deforestación y el reemplazo de bosques por áreas agrícolas y ganaderas.

El Perú es uno de los países en Sudamérica que cuenta con mayor extensión de bosques primarios pero también con pérdidas importantes debido a deforestación (FAO 2010). Des-afortunadamente, existen pocos estudios que hayan evaluado el impacto de la deforestación o fragmentación sobre la diversidad de murciélagos o la respuesta de ellos ante las perturbaciones an-tropogénicas (excepto Wilson et al. 1996); aunque recientemente se ha analizado la respuesta de los murciélagos a la fragmentación del bosque tropical amazónico (Klingbeil & Willig 2009), no se cuenta con información de otras áreas, especialmente en altitu-des de la vertiente oriental por encima de los 500 m de altitud.

El objetivo de este estudio es analizar como los murciélagos responden a la fragmentación del bosque siempreverde suban-dino del suroeste de la Amazonía, uno de los sistemas ecológicos más diversos pero poco estudiados (Josse et al. 2007). Para este propósito definí dos hipótesis de trabajo que se basaron en varios hallazgos de la respuesta de los murciélagos a las perturbaciones humanas. Por ejemplo, varios estudios han demostrado que por sus requerimientos de dieta, de refugios y hábitat de forrajeo, algunas especies de la subfamilia Stenodermatinae o Carollinae se benefician con cierto grado de perturbación y son abun-dantes en la vegetación secundaria (Castro-Luna, et al. 2007, Galindo-Leal 2004, Medellín, et al. 2000, Schulze et al. 2000). Por otro lado, los murciélagos de la subfamilia Phyllostominae (Phyllostomidae) y en especial aquellos del gremio animalívoro (aquellos que consumen vertebrados e invertebrados, ver Stevens 1996) suelen ser muy sensibles a las perturbaciones de hábitat y

son más abundantes en los bosques maduros (Castro-Luna et al. 2007, Wilson et al. 1996). En este sentido, en la escala de paisaje se puede esperar que muestras de paisajes altamente fragmenta-dos y con un gran efecto de borde deban presentar una mayor abundancia de especies frugívoras oportunistas (principalmente de los géneros Sturnira o Carollia) (Hipótesis 1). Igualmente, se puede predecir una relación positiva entre la cobertura de bosque y la abundancia de murciélagos animalívoros; de este modo, muestras de paisaje con una mayor cobertura de bosque deberían tener una mayor abundancia de estos murciélagos (Hi-pótesis 2). Complementariamente incluí análisis similares con los otros gremios presentes en la comunidad y con las abundancias de las especies en forma individual, además de una descripción general de la comunidad de murciélagos de Pozuzo.

Materiales y métodosÁrea de estudio

El estudio se realizó en el valle de Pozuzo (Provincia de Oxapampa, Región Pasco) (Fig. 1), el cual está caracterizado por la presencia de zonas antrópicas y remanentes de bosque siempreverde subandino del suroeste de la Amazonía. Oxapampa es ampliamente reconocida por su biodiversidad y cuenta con dos áreas protegidas muy importantes: el Parque Nacional Yanachaga Chemillén y la Reserva Comunal Yanesha. La precipitación anual promedio de Pozuzo es aproximadamente de 2300 mm, con una estación lluviosa entre los meses de noviembre y abril, y una estación seca entre los meses de mayo y octubre. La tem-peratura es más o menos uniforme a lo largo del año, con un promedio anual de 22,6 °C. En Pozuzo, predomina un paisaje caracterizado principalmente por actividades humanas, en el cual los bosques remanentes ocurren en fragmentos pequeños o parches (< 50 ha) a lo largo de las zonas de pendientes y en fragmentos grandes (> 100 ha) localizados principalmente en las zonas más alejadas de los centros poblados, ambos inmersos en una matriz de pastizales para ganado y tierras agrícolas (Fig.

Figura 1. Clasificación de la cobertura vegetal del área de estudio, basado en un imagen de satélite LandSat TM (Septiembre 1997), en donde se puede apreciar los bosques remanentes, pastizales de ganado y el arreglo de las muestras de paisaje: Yanahuanca (1), Sereno-Toropampa (2), Río Negro (3), Palmira (4) y Delfín (5).

279



1). En general, los bosques remanentes presentan un dosel compuesto principalmente de especies de las familias Bomba-caceae, Burseraceae, Combretaceae, Euphorbiaceae, Fabaceae, Meliaceae, Moraceae, Polygonaceae, Sapindaceae, Boraginaceae y Arecaceae; un sotobosque con representantes de Melastomata-ceae y Piperaceae; y un estrato herbáceo dominado por Araceae, Cyclanthaceae y Heliconaceae. Los pastizales para ganado están caracterizados por la dominancia del pasto exótico Brachiaria decumbens con algunos árboles asociados; mientras que las tierras agrícolas incluyen cultivos como la yuca, el plátano, la papaya, el maíz, entre otros.

Estimación de la diversidad y abundancia de murciélagos

Entre febrero y agosto de 1996 evalúe 5 localidades (Fig. 1): Delfín (1200 m de altitud), Palmira (900 m), Río Negro (900 m), Sereno-Toropampa (1000 m) y Yanahuanca (1200 m). En cada localidad se colocaron de dos a tres redes de neblina a nivel del suelo (3 x 12 m, ojo de malla de 30 mm), las cuales fueron abiertas desde las 18:00 hasta las 00:00 horas. Se registró el número de metros extendidos y el tiempo en horas que las redes estuvieron abiertas durante cada noche de trabajo. Las redes fueron ubicadas siempre sobre cursos de agua, dentro del bosque, en los bordes del bosque y cerca de los caminos. Luego de la captura se determinó en cuanto fue posible la especie, además se tomaron datos morfológicos externos, el peso corporal y su condición reproductiva. Una parte de los individuos capturados fueron colectados y depositados en la colección de mamíferos del Museo de Historia Natural, de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MUSM). Para la determinación de las especies se reviso especímenes del MUSM, además de revisiones taxo-nómicas para la identificación definitiva del material examinado (Pacheco & Patterson 1991, Simmons & Voss 1998, Velazco 2005). La nomenclatura adoptada en este trabajo se basa en Pacheco et al. (2009), la cual sigue la taxonomía de Wilson y Reeder (2005) y Gardner (2008).

Para cuantificar el esfuerzo de captura se obtuvo para cada localidad el producto del total de metros de red (sumando los de cada noche de evaluación) por el total de horas trabajadas (Medellín 1993), lo cual permitió obtener el total de metros de red por hora (M x H) en cada localidad (Tabla 1). Este valor (M x H) sirvió para estimar la abundancia relativa por especie o por gremio, al dividir el número de animales capturados entre M x H (# de murciélagos por metro de red por hora).

Se elaboraron curvas de acumulación de especies consideran-do el número de especies capturadas y el número total de capturas para evaluar la calidad del inventario (Soberón & Llorente 1993). Siguiendo las recomendaciones de Colwell y Coddington (1994) las curvas fueron afinadas por medio de eventos aleatorios (100

veces) para cada localidad y para el total de especies capturadas en Pozuzo. Para cuantificar la totalidad del inventario se usaron los estimadores no paramétricos Chao2 y Jackniffe 2 en los datos de capturas, los cuales fueron estimados con el programa EstimateS (Colwell 2005). Finalmente, se estimó la riqueza de especies esperada en Pozuzo basado en el modelo de Clench (Soberón & Llorente 1993). La caracterización de los gremios se basó en Kalko y Handley (2001) y Sampaio et al. (2003). Bajo estas definiciones, se identificaron ocho gremios, los cuales se encuentran compuestos por especies que forrajean en hábitats equivalentes y consumiendo alimentos similares (ver Tabla 2). Como animalívoros se agrupa a los gremios de insectívoros y carnívoros acechadores de espacios muy densos (Stevens 1996).

Análisis de paisaje

La medición de las características del paisaje se basó en una clasificación no supervisada de la cobertura del suelo a partir del análisis de una imagen LandSat TM (septiembre de 1997) con el programa ArcGIS 9.2 (Environmental Systems Research Institute Inc, Redlands, CA). Para motivos de éste análisis se identificaron sólo dos clases: bosque y no bosque (matriz). En términos generales, la estructura del paisaje se caracteriza por su composición y por su configuración y ambos aspectos pue-den afectar los procesos ecológicos y a las especies (Bissonette 1997). La composición comprende a la variedad y la abundancia de parches dentro de un paisaje. De hecho, muchas especies de vertebrados requieren de tipos de hábitat específicos (p.ej. bosques), de modo tal que la cantidad total de dicho hábitat

Localidad Metros de red Horas Noches M x H Capturas # especies Chao2 Jack 2

Delfín 168 28 7 4704 35 15 20,1 (74) 26,2 (57)Palmira 216 24 6 5184 135 27 31,2 (87) 37,7 (72)Río Negro 120 20 5 2400 32 11 15,2 (73) 17,9 (61)Sereno-Toropampa 144 24 6 3456 29 13 45,0 (29) 24,5 (53) Yanahuanca 216 24 6 5184 25 16 25,2 (64) 30,4 (53)TOTAL 864 120 30 20928 256 42

Tabla 1. Localidades y esfuerzo de captura en las localidades evaluadas en Pozuzo (Total de metros de red por hora: M x H). También se incluye el número esperado de especies según el modelo de Chao y Jacknife (En paréntesis se presenta el porcentaje respecto a lo obser-vado en cada localidad).

Gremios Descripción N.o de especies

I Insectívoros aéreos de espacios abiertos 2

II Insectívoros aéreos de espacios de fondo denso 6

IV Insectívoros acechadores de espacios muy densos 4

V Carnívoros acechadores de espacios muy densos 1

VII Hematófagos acechadores de espacios muy densos 1

VIII Frugívoros acechadores de espacios muy densos 25

IX Nectarívoros acechadores de espacios muy densos 5

X Omnívoros acechadores de espacios muy densos 2

Tabla 2. Definición de los gremios presentes en Pozuzo de acuerdo a Kalko y Handley (2001) y Sampaio (2003).

280

Mena


probablemente influencie su ocurrencia y abundancia. Por otro lado, la configuración del paisaje se refiere a la distribución física o al arreglo espacial de los parches. En cada localidad (5) se seleccionaron dos muestras circulares de paisaje, una de 500 m y otra de 1000 m de radio (lo cual permitió evaluar alguna asociación que sea dependiente de la escala). La elección de estas dos escalas se basó en lo sugerido en estudios previos (Gorresen & Willig 2004, Klingbeil & Willig 2009). Cada muestra de paisaje fue caracterizada con base en su composición y configuración, considerando las variables descritas en Gorresen y Willig (2004) y Klingbeil y Willig (2009). Así, las variables que caracterizaron la composición del paisaje fueron el porcentaje de la cobertura de bosque (COVER) y la densidad de parches (PD). Mientras que las variables que caracterizaron la configuración fueron la densidad de borde (ED) y el promedio del índice de la forma

de los parches (SHAPE). El valor de estas variables fue obtenido a través de un análisis realizado con el programa Fragstat 3.3 (McGarigal et al. 2002).

Análisis estadístico

La existencia de una relación entre las variables que carac-terizaron la estructura del paisaje con la riqueza de especies, la abundancia de cada especie y la abundancia de los gremios tróficos (N= 5) fue analizada con la prueba no paramétrica de Spearman. Esta prueba es útil con tamaños pequeños de muestra y cuando se desconoce la distribución de los datos; de modo que nos permite determinar si existe una relación monotónica entre dos variables (Ramsey & Schafer 2002). Con esta prueba también se analizó la existencia de correlación entre las variables que caracterizan el paisaje. Estos análisis se realizaron en el pro-grama R 2.10.1 (R Development Core Team 2005).

ResultadosEl muestreo comprendió un total de 864 m de red con 120

horas trabajadas durante 30 noches (Tabla 1). Se capturaron 256 individuos que correspondieron a 42 especies, 23 géneros y 4 familias (Apéndice 1). La familia con más especies fue Phyllos-tomidae (38 especies). Entre los Phyllostomidae, la subfamilia Stenodermatinae (21 especies) fue la más diversa. Palmira fue la localidad donde se registró el mayor número de especies y fue la mejor muestreada según los estimadores Chao2 y Jackniffe2, seguidos de Delfín y Río Negro (Tabla 1). En total, en las 30 noches de trabajo se colectó el 76% de las especies esperadas para Pozuzo según el modelo de Clench (58 especies). Además, la curva de acumulación de las especies capturadas en Pozuzo, sugiere que ésta se aproxima a una asíntota (Fig. 2).

El histograma de abundancia relativa (Fig. 3) revela que existen tres especies dominantes en Pozuzo (Carollia brevicauda, Carollia perspicillata y Platyrrhinus infuscus), las cuales represen-tan cerca del 40% del total de capturas. En cuanto a los gremios tróficos, los frugívoros acechadores de fondo denso fueron el gremio más diverso (54% del total de especies), seguidos de los insectívoros aéreos de espacios de fondo denso (13%) y de los nectarívoros (11%). Pozuzo está caracterizado por especies típicas de tierras bajas como Chiroderma trinitatum, Micronyc-teris minuta y Thyroptera tricolor, así como, de especies de las vertientes orientales de los Andes como Platyrrhinus albericoi, P. masu, P. nigellus y Sturnira erythromos.

Se encontraron relaciones dependientes de la escala entre la abundancia de los murciélagos y la estructura del paisaje. Es decir, algunas variables son importantes en una escala pero no en la otra (Tabla 3). La relación entre la abundancia de Carollia benkeithi y la densidad de borde es la única que pro-vee soporte a la hipótesis 1. Se encontró una relación positiva entre la cobertura de bosque con la abundancia del gremio IV (murciélagos insectívoros acechadores de espacios altamente densos: Micronycteris hirsuta, M. megalotis, M. minuta y Tonatia saurophila) y los animalívoros (Gremios IV y V), lo cual provee soporte a la hipótesis 2.

DiscusiónA pesar de ser una zona altamente perturbada y además

ubicada por encima de los 800 m de altitud, la diversidad de murciélagos de Pozuzo es realmente destacable. En total se docu-mentan 46 especies incluyendo registros adicionales reportados

Figura 2. Curva de acumulación de especies basado en el número de murciélagos capturados en Pozuzo.

Figura 3. Histograma de abundancias de las especies de murcié-lagos capturados en Pozuzo, basado en el número de individuos por metro por hora. Para una mejor apreciación los valores están multiplicados por mil.

281



en Solari et al. (1999) y capturas fuera de los eventos de muestreo (Apéndice 1). Es más, según el modelo de Clench se podría espe-rar hasta 12 especies más. En efecto, la composición de especies es muy similar a la registrada en altitudes similares del Parque Nacional Yanachaga Chemillén con 47 especies (Vivar 2006).

En general, los efectos de la fragmentación sobre la diversi-dad de murciélagos han sido documentados principalmente en bosques de tierras bajas (Bernard & Fenton 2007, Presley et al. 2009). Sus efectos parecen ser dependientes principalmente de los rasgos particulares a nivel de la especie y también de la escala espacial, tal y como ha sido reportado en algunas especies de murciélagos frugívoros de la familia Phyllostomidae (Pinto & Keitt 2008). En Pozuzo, la respuesta de Carollia benkeithi a la fragmentación es concordante con lo esperado para las especies de éste género, las cuales se alimentan principalmente de las fru-tas de Piper (Piperaceae), prosperando en bosques perturbados y en vegetación secundaria (de Lima & dos Reis 2004, Giannini & Kalko 2004). Efectivamente, algunas de las especies de murciéla-gos frugívoros responden significativamente a las características de la composición y configuración del paisaje, incrementando su abundancia en sitios moderadamente fragmentados, explo-tando densidades elevadas de recursos de alimento después de la conversión del bosque a campos agrícolas y también durante la subsecuente sucesión (Klingbeil & Willig 2009).

Varios estudios han demostrado que la mortalidad de árboles y la formación de claros en el dosel se incrementan cerca de los bordes, lo cual modifica la estructura de los gremios y la compo-sición de plantas leñosas (Laurance et al. 2006). Estos cambios implican la pérdida de hábitat de forrajeo y refugio para algunas especies de murciélagos. Por ejemplo, el murciélago frugívoro Artibeus glaucus, que al igual que otras especies pequeñas de Ar-tibeus, suelen usar principalmente el dosel del bosque (Peters et al. 2006, Sampaio et al. 2003) sería una especie potencialmente afectada, como parece ser el caso en Pozuzo. La abundancia de A. glaucus en la escala de 1000 m, parece estar relacionada positivamente con una mayor cobertura de bosque y en escalas menores esta parece estar afectada negativamente por la densidad

de borde y la densidad de parches de bosque (ver Tabla 3). En Perú, esta especie ha sido principalmente capturada en bosques primarios (Hice et al. 2004) aunque también en áreas perturba-das (Pacheco et al. 2007) Probablemente, el pequeño tamaño de esta especie es una limitante para volar grandes distancias entre los fragmentos de bosque.

En áreas con bajos niveles de deforestación, los murciélagos frugívoros suelen cruzar las áreas abiertas o perturbadas en búsqueda de alimento y refugio en los fragmentos de bosque (Bernard & Fenton 2007, Morrison 1980). Sin embargo, con el incremento de las áreas deforestadas, la conectividad de los parches de bosque remanentes disminuye y probablemente pocas especies de frugívoros podrían ser capaces de cruzar las grandes áreas sin cobertura de bosque (Klingbeil & Willig 2009). Por ejemplo, algunos estudios sugieren que la fragmentación influye negativamente en la abundancia de Artibeus obscurus (Faria 2006), aunque otros estudios sugieren que esta especie parece ser menos sensible a la fragmentación que otras especies de Artibeus grandes (Henry et al. 2007) o simplemente no es afectada (Bernard & Fenton 2007). En efecto, A. obscurus fue uno de los frugívoros más abundantes en Pozuzo, tal y como ha sido reportado en otros paisajes fragmentados por la acción del hombre (Bernard & Fenton 2007, Cosson et al. 1999).

En cuanto a los murciélagos animalívoros, estos han sido reconocidos como un grupo sensible al efecto de borde y res-ponden negativamente a la perturbación y a la fragmentación (Medellín, et al. 2000, Wilson, et al. 1996). No obstante, en algunos casos parecen ser favorecidos por la perturbación del hábitat (Klingbeil & Willig 2009). En Pozuzo, los resultados son más consistentes con la hipótesis de sensibilidad a la frag-mentación y a la perturbación del hábitat. Estos murciélagos son sensibles a los cambios en la estructura de los bosques (Clarke et al. 2005, Jiménez-Ortega & Mantilla-Meluk 2008), además están morfológicamente limitados a vuelos de corta distancia, cuentan con ámbitos hogareños reducidos, con sitios de forra-jeo a menudo localizados en el interior del bosque (Bernard & Fenton 2007, Kalko et al. 1999). Al parecer, estos murciélagos

COMPOSICION CONFIGURACIONVariable Escala COVER PD ED SHAPEArtibeus glaucus 1000 m 0,89* -0,89* ns ns

500 m ns ns -0,89* -0,89*Artibeus obscurus 1000 m ns ns ns 0,89*

500 m ns ns ns nsCarollia benkeithi 1000 m ns ns 0,89* ns

500 m ns ns ns nsCarollia brevicauda 1000 m ns ns ns ns

500 m ns ns ns 0,97**Sturnira spp. 1000 m 1,00* ns ns ns

500 m ns ns -1,00* nsCarollia spp. 1000 m ns ns ns ns

500 m ns -0,89* ns nsGremio II 1000 m ns ns ns ns

500 m ns -0,89* ns nsGremio IV 1000 m 1,00* ns ns ns

500 m ns ns -1,00* nsAnimalívoros 1000 m 1,00* ns ns ns

500 m ns ns -1,00* ns* P < 0,05; **P < 0,01

Tabla 3. Relaciones entre características del paisaje con las especies y gremios de murciélagos de Pozuzo. COVER: porcentaje de la cober-tura de bosque, PD: la densidad de parches, ED: densidad de borde y SHAPE: promedio del índice de la forma de los parches. Los valores de significancia corresponden a la prueba de Spearman.

282

Mena


son capaces de sobrevivir en paisajes altamente fragmentados sólo si el grado de aislamiento de los remanentes de bosque es bajo y si hay proximidad espacial a los bosques continuos más grandes (Meyer et al. 2008).

En los últimos años, la conservación fuera de las áreas pro-tegidas ha tomado gran importancia, en la medida que se ha reconocido que las áreas naturales protegidas son por lo general insuficientes para conservar la mayor parte de la biodiversidad. Fuera de las áreas protegidas, las especies nativas pueden con-tinuar viviendo en hábitats que, aunque sujetos a actividades productivas, mantienen la estructura y las funciones básicas de sus ecosistemas originales. Este último es el caso de los murciélagos. Por ejemplo, Artibeus obscurus y otras especies de murciélagos frugívoros como Carollia perspicillata y Sturnira lilium, funcionan como especies clave para el bosque tropical por su rol en la dispersión de semillas y cualquier impacto negativo en sus poblaciones provocarían serios problemas a la conservación y regeneración del bosque en paisajes fragmentados (Aguiar & Marinho-Filho 2007, de Lima & dos Reis 2004). En este caso, la conservación de poblaciones saludables de murcié-lagos en los bosques continuos y en los fragmentos de bosque son fundamentales para asegurar que los servicios que prestan estas especies puedan mantenerse (p.ej. dispersión de semillas o polinización). Desafortunadamente, con los incrementos de la población humana en zonas rurales, la tendencia a la ampliación de la frontera agrícola es cada vez mayor. Por esta razón, es importante conocer la ecología de las especies en los bosques fragmentados, lo cual permitirá contar con información valiosa para el diseño de estrategias de conservación en este tipo de paisajes. Este estudio contribuye con información original sobre el uso de hábitat por los murciélagos en paisajes tropicales modificados por las actividades humanas por encima de los 500 m de altitud, la cual puede ser reevaluada posteriormente, para conocer el impacto de la fragmentación en la supervivencia de estos mamíferos en el mediano y en el largo plazo.

AgradecimientosEste estudio conto con el apoyo de la ONG PROTERRA.

Agradezco de manera especial a todos los asistentes que colabo-raron en la evaluación de campo. Al entonces Instituto Nacional de Recursos Naturales por la emisión de los permisos correspon-dientes para la investigación en Pozuzo. A Sergio Solari por su apoyo en la determinación de los especímenes y asesoramiento para las evaluaciones de campo. A Juan Carlos Riveros por sus valiosos comentarios a una versión anterior de este manuscrito. Armando Mercado colaboró con la clasificación de la imagen satelital de Pozuzo. Al Departamento de Mastozoología del Museo de Historia Natural (MUSM) de la Universidad nacional mayor de San Marcos por su apoyo con el equipo de campo y por brindarme las facilidades para la revisión de los especímenes y la base de datos de la colección de mamíferos.

Literatura citadaAguiar L.M.S. & J. Marinho-Filho. 2007. Bat frugivory in a remnant

of Southeastern Brazilian Atlantic forest. Acta Chiropte-rologica9:251-260.

Bernard E. & M.B. Fenton. 2007. Bats in a fragmented landscape: Species composition, diversity and habitat interactions in savannas of Santarem, Central Amazonia, Brazil. Biolo-gical Conservation 134: 332-343.

Bissonette J.A. 1997.Wildlife and landscape ecology: effects ofpattern and scale. Springer-Verlag.

Castro-Luna A.A., V.J. Sosa & G. Castillo-Campos. 2007. Quanti-fying phyllostomid bats at different taxonomic levels as ecological indicators in a disturbed tropical forest. Acta Chiropterologica9:219-228.

Clarke F.M., L.V. Rostant & P.A. Racey. 2005. Life after logging: post-logging recovery of a neotropical bat community. JournalofAppliedEcology42:409-420.

Colwell R.K. 2005. EstimateS: statistical estimation of species rich-ness and shared species from samples, Ver 7.5.1. Persistent URL <purl.oclc.org/estimates>.

ColwellR.K.&J.A.Coddington.1994.Estimatingterrestrialbiodi-versity through extrapolation. Philosophical Transactions of the Royal Society B. Biological Sciences 345: 101-118.

CossonJ.-F.,J.-M.Pons&D.Masson.1999.Effectofforestfrag-mentation on frugivorous and nectarivorous bats in French Guiana. Journal of Tropical Ecology 15: 515-534.

Daily G.C., G. Ceballos, J. Pacheco, et al. 2003. Countryside biogeography of Neotropical mammals: conservation opportunities in agricultural landscapes of Costa Rica. Conservation Biology 17: 1814-1826.

de Lima, I.P. & N.R. dos Reis. 2004. The availability of Piperaceae and the search for this resource by Carollia perspicillata (Linnaeus) (Chiroptera, Phyllostomidae, Carolliinae) in Parque Municipal Arthur Thomas, Londrina, Paraná, Brazil. Revista Brasileira de Zoologia 21: 371.

EstradaA.,R.Coates-Estrada& J.D.Merritt. 1993.Bat speciesrichness and abundance in tropical rain forest fragmentsand in agricultural habitats at Los Tuxtlas, Mexico. Ecography 16:309-318.

Evelyn M.J. & D.A. Stiles. 2003. Roosting requirements of two frugivorous bats (Sturnira lilium and Artibeus intermedius) in fragmented Neotropical forest. Biotropica 35: 405-418.

Fahrig L. 2003. Effects of Habitat Fragmentation on Biodiversity. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics 34: 487-515.

FAO. 2010. Evaluación de los recursos forestales mundiales 2010: Informe principal.

Faria D. 2006. Phyllostomid bats of a fragmented landscape in the north-eastern Atlantic forest, Brazil. Journal of Tropical Ecology 22: 531-542.

FentonM.B.,L.Acharya,D.Audet,etal.1992.Phyllostomidbats(Chiroptera: Phyllostomidae) as indicators of habitat dis-ruption in the Neotropics. Biotropica 24: 440-446.

Galindo-LealC.2004.Clasificaciónde losmurciélagosde la re-gión de los Tuxtlas, Veracruz, respecto a su respuesta a la fragmentación del hábitat. Acta Zoológica Mexicana (n.s.)20:239-243.

Gardner A.L. (ed.). 2008. Mammals of South America, vol. 1: marsupials, xenarthrans, shrews, and bats. University of Chicago Press.

Giannini N.P. & E.K.V. Kalko. 2004. Trophic structure in a large assemblage of phyllostomid bats in Panama. Oikos 105: 209-220.

Gorresen P.M. & M.R. Willig. 2004. Landscape responses of bats to habitat fragmentation in Atlantic forest of Paraguay. JournalofMammalogy85:688-697.

GrahamC.H.&J.G.Blake.2001.Influenceofpatchandlanscapelevel factors on bird assemblages in a fragmented tropical landscape.EcologicalApplications11:1709-1721.

Henry M., J.-F. Cosson & J.-M. Pons. 2007. Abundance may be a misleading indicator of fragmentation-sensitivity: the case offig-eatingbats.BiologicalConservation139:462-467.

Hice C.L., P.M. Velazco & M.R. Willig. 2004. Bats of the Reserva Na-cional Allpahuayo-Mishana, northeastern Peru, with notes oncommunitystructure.ActaChiropterologica6:319-334.

283



Jiménez-Ortega A.M. & H. Mantilla-Meluk. 2008. El papel de la tala selectiva en la conservación de bosques neotropicales y la utilidad de los murciélagos como bioindicadores de disturbio. Revista Institucional Universidad Tecnológica del Chocó: Investigación, Biodiversidad y Desarrollo 27: 100-108.

Josse C., G. Navarro, F. Encarnación, et al. 2007. Sistemas Ecoló-gicosdelaCuencaAmazónicadePerúyBolivia.Clasifi-cación y mapeo. NatureServe.

Kalko E.K. & C.O. Handley, Jr. 2001. Neotropical bats in the cano-py: diversity, community structure, and implications for conservation.PlantEcology153:319-333.

Kalko E.K.V., D. Friernel, C.O. Handley, Jr. & H.U. Schnitzler. 1999.RoostingandforagingbehavioroftwoNeotropicalgleaning bats, Tonatia silvicola and Trachops cirrhosus (Phyllostomidae). Biotropica 31: 344-353.

KlingbeilB.T.&M.R.Willig.2009.Guild-specificresponsesofbatstolandscapecompositionandconfigurationinfragmentedAmazonian rainforest. Journal of Applied Ecology 46: 203-213.

LauranceW.F.&R.O.Bierregaard (eds.). 1997.TropicalForestRemnants. Ecology, Management, and Conservation of Fragmented Communities. The University of Chicago Press.

Laurance W.F., H.E.M. Nascimento, S.G. Laurance, et al. 2006. Rapid decay of tree-community composition in Amazonian forest fragments. Proceedings of the National Academy of Sciences103:19010.

McGarigal K., S.A. Cushman, M.C. Neel & E. Ene. 2002. FRAGS-TATS: spatial pattern analysis program for categorical maps [online]. Disponible en www.umass.edu/landeco/research/fragstats/fragstats.html [acceso en septiembre del2009].

MedellínR.A.1993.Estructuraydiversidaddeunacomunidaddemurciélagos en el tropico humedo Mexicano. - En: Mede-llín, R. A. and Ceballos, G. (eds.), Avances en el Estudio de los Mamferos de Mexico. Publicaciones Especiales. Asociación Mexicana de Mastozoología, A. C., México D. F. Pp. 333-354.

Medellín R.A., M. Equihua & M.A. Amin. 2000. Bat diversity and abundance as indicators of disturbance in Neotropical rainforests. Conservation Biology 14: 1666-1675.

Mena J.L. & R.A. Medellín. 2010. Small mammal assemblages in a disturbed tropical landscape at Pozuzo, Peru. Mammalian Biology75:83-91.

Meyer C.F.J., J. Fründ, W.P. Lizano & E.K.V. Kalko. 2008. Eco-logical correlates of vulnerability to fragmentation in Neotropicalbats.JournalofAppliedEcology45:381-391.

MorrisonD.W.1980.Foragingandday-roostingdynamicsofcanopyfruitbatsinPanama.JournalofMammalogy61:20-29.

Naughton-Treves L., J.L. Mena, A. Treves, et al. 2003. Wildlife Sur-vival Beyond Park Boundaries: the Impact of Slash-and-Burn Agriculture and Hunting on Mammals in Tambopata, Peru. Conservation Biology 17: 1106-1117.

Noss R., B. Custi & M. J. Groom. 2006. Habitat fragmentation. - En: Groom, M. J. et al. (eds.), Principles of Conservation Biology. Sinauer Associates, Inc., Sunderland, USA. Pp. 213-251.

PachecoV.,R.Cadenillas,E.Salas,etal.2009.Diversidadyen-demismodelosmamíferosdelPerú.RevistaPeruanadeBiología 16: 5-32.

PachecoV.&B.D.Patterson.1991.Phylogeneticrelationshipsofthe New World bat genus Stunira (Chiroptera: Phyllos-tomidae). Bulletin of the American Museum of Natural History 206: 101-121.

Pacheco V., E. Salas, L. Cairampoma, et al. 2007. Contribución al conocimiento de la diversidad y conservación de los mamíferosenlacuencadelríoApurímac,Perú.RevistaPeruanadeBiología14:169-180.

Perfecto I., A. Mas, T. Dietsch & J. Vandermeer. 2003. Conservation of biodiversity in coffee agroecosystems: a tri-taxa compa-rison in southern Mexico. Biodiversity and Conservation 12:1239-1252.

Peters S.L., J.R. Malcolm & B.L. Zimmerman. 2006. Effects of selective logging on bat communities in the southeastern Amazon. Conservation Biology 20: 1410-1421.

Pinto N. & T. H. Keitt. 2008. Scale-dependent responses to forest cover displayed by frugivore bats. Oikos 117: 1725-1731.

PresleyS.J.,M.R.Willig,I.Castro-Arellano&S.C.Weaver.2009.Effects of habitat conversion on temporal activity patterns of phyllostomid bats in lowland Amazonian rain forest. JournalofMammalogy90:210-221.

Ramsey F.L. & D.W. Schafer. 2002. The statistical sleuth: A course in methods of data analysis. Duxbury-Thomson Learning. 742

Sampaio E.M., E.K. Kalko, E. Bernard, et al. 2003. A biodiversity assessment of bats (Chiroptera) in a tropical lowland ra-inforest of Central Amazonia, including methodological and conservation considerations. Studies on Neotropical Fauna and Environment 38: 17-31.

Schonberg L.A., J.T. Longino, N.M. Nadkarni, et al. 2004. Arboreal ant species richness in primary forest, secondary forest, and pasture habitats of a tropical montane landscape. Biotropica36:402-409.

Schulze M.D., N.E. Seavy & D.F. Whitacre. 2000. A comparison of the phyllostomid bat assemblages in undisturbed Neotropi-cal forest and in forest fragments of a slash-and-burn far-ming mosaic in Petén, Guatemala. Biotropica 32: 174-184.

SimmonsN.B.&R.S.Voss.1998.ThemammalsofParacou,FrenchGuiana: a Neotropical rainforest fauna. Part I: Bats. Bulle-tin of the American Museum of Natural History 237: 237.

SoberónJ.M.&J.Llorente.1993.TheUseofspeciesaccumulationfunctions for the prediction of species richness. Conserva-tion Biology 7: 480-488.

SolariS.,V.Pacheco&E.Vivar.1999.NewDistributionrecordsofPeruvianbats.RevistaPeruanadeBiología6:152-159.

StevensR.D.1996.Ecomorphologicalstructureofbatcommunities:alternative models and environmental gradients. A thesis submitted to the Graduate Faculty of Texas Tech University inPartialFulfillmentoftheRequirementsfortheDegreeof Master of Science.

Velazco P.M. 2005. Morphological phylogeny of the bat genus Platyrrhinus Saussure, 1860 (Chiroptera: Phyllostomi-dae) with the description of four new species. Fieldiana Zoology 105: 1-53.

Vivar E. 2006. Análisis de distribución altitudinal de mamíferos pe-queñosenelparquenacionalYanachagaChemillén,Pasco,Perú.Tesis,MagisterenZoologia,menciónSistemáticayEvolución. Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad NacionalMayordeSanMarcos,Lima,Perú.103

Wilson D.E., C.F. Ascorra, S. Solari, D.E. Wilson & A. Sandoval. 1996.Batsasindicatorsofhabitatdisturbance.-En:Manu:The Biodiversity of Southeastern Peru. Smithsonian Ins-titution Press, Lima. Pp. 613-625.

Wilson D.E. & D.M. Reeder (eds.). 2005. Mammal species of the World. Johns Hopkins University Press. 2142

284

Mena


Nombre científico N Peso (g) AB (mm) Reproducción

PHYLLOSTOMIDAESubfamilia Desmodontinae 1. Desmodus rotundus (E. Geoffroy, 1810) 13 33,4 62,0 (4,6)Subfamilia Glossophaginae 2. Anoura caudifer (E. Geoffroy, 1818) 2 9,5 36,0 (1,4) L (08) 3. Anoura cultrata Handley, 1960 2 15 40,5 4. Anoura geoffroyi Gray, 1838 9 12 41,5 (4,0)Subfamilia Lonchophyllinae 5. Lonchophylla handleyi Hill, 1980 2 6. Lonchophylla robusta* Miller, 1912Subfamilia Phyllostominae 7. Chrotopterus auritus (Peters, 1856) 1 71 81 8. Lophostoma silvicolum d’Orbigny, 1836 4 32,5 59,6 (0,71) 9. Micronycteris hirsuta (Peters, 1869) 1 13 4610. Micronycteris megalotis (Gray, 1842) 3 5 33,0 (2,7)11. Micronycteris minuta (Gervais, 1856) 2 7 3712. Phylloderma stenops Peters, 1865 2 54 71,5 (2,1) L (02)13. Phyllostomus elongatus* (E. Geoffroy, 1810)14. Phyllostomus hastatus (Pallas, 1767) 9 94,3 88,7 (3,1) P (02)Subfamilia Carolliinae15. Carollia benkeithi Solari y Baker, 2006 10 11,1 37,7 (7,1)16. Carollia brevicauda (Schinz, 1821) 36 14,8 40,917. Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758) 33 17,1 42,4 (1,3) L (02)Subfamilia Stenodermatinae18. Artibeus anderseni Osgood, 1916 3 21 37,0 (1,4)19. Artibeus cf. cinereus (Gervais, 1856) 3 11 4020. Artibeus glaucus Thomas, 1893 9 12 39,2 (1,5)21. Artibeus lituratus (Olfers, 1818) 4 81,5 74,0 (1,4)22. Artibeus obscurus (Schinz, 1821) 11 36,7 58,5 (2,7) L(02), P(02 y 08)23. Artibeus planirostris (Spix, 1823) 7 66 72,5 (2,1)24. Chiroderma salvini Dobson, 1878 3 39 54 P(02)25. Chiroderma trinitatum Goodwin, 1958 126. Enchistenes hartii (Thomas, 1892) 4 14,5 41,5 (0,7)27. Mesophylla macconelli Thomas, 1901 4 8 32,7 (2,1)28. Platyrrhinus albericoi Velazco, 2005 329. Platyrrhinus incarum (Thomas, 1912) 230. Platyrrhinus infuscus (Peters, 1880) 30 42,8 57,7 (1,6) L y P (02)31. Platyrrhinus masu Velazco, 2005 6 26 50,5 (0,8)32. Platyrrhinus nigellus Gardner y Carter, 1972 4 19,5 45,0 (1,4)33. Sturnira erythromos (Tschudi, 1844) 1 15 4234. Sturnira lilium (E. Geoffroy, 1810) 14 20,3 43,1 (1,7) L (02,08), P (08)35. Sturnira oporaphilum (Tschudi, 1844) 4 20 4636. Uroderma bilobatum Peters, 1866 1 18 4437. Vampyressa thyone Thomas, 1909 1 8 3238. Vampyrodes caraccioli (Thomas, 1889) 3 30,7 52,7 (2,5)THYROPTERIDAE 39. Thyroptera tricolor Spix, 1823 1 5 38MOLOSSIDAE40. Molossus molossus (Pallas, 1766) 2 16,3 36,0 (3,6)41. Molossus rufus E. Geoffroy, 1805 1 46 54VESPERTILIONIDAE42. Eptesicus brasilienis** (Desmarest, 1819)43. Lasiurus blossevillii** (Lesson y Garnot, 1826) 7 4144. Myotis nigricans (Schinz, 1821) 2 5,8 36,0 (3,5) L (02)45. Myotis riparius Handley, 1960 2 5,5 39,0 (0,0)46. Myotis simus Thomas, 1901 1 6 37

Apéndice 1. Lista de especies de murciélagos registrados en Pozuzo. En la columna de peso (en gramos); se señala entre paréntesis la desviación estándar y en la columna de reproducción los meses de febrero (02) y agosto (08). Estado reproductivo L: lactando, P: preñadas. N = número de individuos y AB = Antebrazo. *Reportado por Solari et al. (1999). **Capturas fuera de los eventos de muestreo.

285

Características de una población sobreexplotada Ensis macha



Características de una población sobreexplotada de concha navaja, Ensis macha, en Bahía Independencia, Perú, durante el 2004

Roberto Espinoza1, Juan Tarazona1 y Jürgen Laudien2

Overfishing population characteristics of razor clam, Ensis macha, from Independencia Bay, Peru, in 2004 year

1Laboratorio de Ecología Marina, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad nacional Mayor de San Marcos, Apartado 110058 – Lima 11. Email Juan Tarazona: [email protected].

Email Roberto Espinoza: [email protected]

2 División de Biociencias, Alfred Wegener Institut für Polar und Meeresforschung (AWI)


ResumenMuestreos cuantitativos mensuales, durante el año 2004, fueron realizados para estimar la densidad y biomasa de una población de Ensis macha (Molina 1782) en Morro Quemado, Bahía Independencia. Se estudian las relaciones biométricas, los parámetros de crecimiento y de producción poblacional, utilizando la rutina ELEFAN I y el método de Crisp. Durante el 2004 se encontró valores significativamente mayores de la tasa de explotación (E= 0,69 a-1) y una duplicación de los desembarques mensuales (máximo de 335 t) y esfuerzo pesquero (máximo de 848 viajes). Estos cambios repercutieron en el mismo año con una disminución significativa de la densidad promedio de la población (D = 54,13 ind.m-2) y la reducción a la mitad de los valores de producción somática (P= 81,99 gPSLC m-2 a-1) y tasa P/B (0,38 a-1), respecto a los valores del año anterior. También se observó un incremento significativo de la tasa de mortalidad total (2,84 a-1) y una duplicación de la tasa de mortalidad por pesca (1,97 a-1), respecto al año anterior. Se concluye que la población estudiada de E. macha era un recurso comercial sobreexplotado en el 2003 y que el incremento de la presión pesquera en el 2004, particularmente durante el segundo semestre, intensificó su condición de recurso sobreexplotado.

Palabras clave: Concha navaja, Pesca artesanal, Sobrepesca, Motobombas hidráulicas, producción.

AbstractQuantitative monthly samplings, in 2004, were carried out to estimate the density and biomass of Ensis macha (Molina 1782), from Morro Quemado area, Bay Independence, Pisco. The present study analyzes biometric relationships, growth parameters and somatic production using the ELEFAN I routine and the Crisp’s method. During the year 2004 the rate of exploitation (E= 0.69 y-1) was significantly bigger than the values of 2003 and the monthly landings (maximum of 335 t) and fishing effort (maximum of 848 trips) were twice increased. These changes induced in the same year a significant decrease of population mean density (D= 54.13 ind. m-2) and the halfway reduction of somatic production (P= 81.99 gAFDW m-2 y-1) and P/B rate (0.38 y-1) values, regard-ing the values of the previous year. Also, a significant increment of total mortality rate (2.84 y-1) and the fishing mortality rate (1.97 y-1) were twice increased, regarding the previous year. It is assumed that the population of razor clams already was a overfishing commercial resource in the 2003 and that the increment of fishing pressure in the 2004, particularly during the second semester, intensified its overfishing resource condition.

Keywords: Razor clam, artisanal fisheries, overfishing, clam kicking, production.

IntroducciónEn el Perú la concha navaja, Ensis macha (Molina 1782),

comenzó a ser registrada en la pesquería artesanal desde el año 2000, en el área de Pisco, principalmente en la zona de Morro Quemado en bahía Independencia (14°19'S - 76°07'W). Pos-teriormente fue registrada desde San Juan de Marcona (15°22’S – 75°09’W) hasta bahía Samanco (09°10’S – 78°33’W), y en el 2006 además en bahía Sechura (05°49’S – 81°01’W); siendo considerada en la actualidad como un importante recurso ben-tónico. Desde el año 2003 es reportado el uso de motobombas hidráulicas en la extracción de E. macha, arte que incrementa la extracción hasta en cuatro veces con respecto a la forma tradicional (J. Zavala, comunicación personal). En el año 2005 el Ministerio de la Producción de Perú prohibió el uso de las motobombas (R.M. N°025-2005-PRODUCE, 2 de febrero de 2005) y fueron establecidas vedas con la finalidad de recuperar el recurso en las diferentes áreas de extracción y en particular la po-blación de Morro Quemado (R.M. Nº266-2005-PRODUCE, 6 de octubre de 2005).

Los estudios sobre la biología o ecología de E. macha son escasos en Perú (Espinoza 2006), sin embargo se puede encontrar infor-mación sobre el crecimiento, producción e índices reproductivos de poblaciones en Chile y Argentina (Urban 1996, Aracena et al. 2003; Barón et al. 2004), la cual nos permitirá evaluar el estado

de las poblaciones peruanas, que en la actualidad pueden ser consideradas en colapso.

En el presente trabajo son evaluadas las características de la población E. macha del área de Morro Quemado (bahía Independencia, Pisco, Perú), durante el año 2004; año en la que ocurrió la mayor intensidad de extracción pesquera sobre la concha navaja.

Material y métodosObtención y procesamiento de muestras.- La población de

E. macha fue muestreada mensualmente de enero a diciembre del 2004, en la zona de Morro Quemado, en bahía Independencia (14°19'35”S, 76°07'43”W) (Fig. 1).

Se realizaron dos tipos de muestreos, uno cuantitativo usando un marco cuadrado de 0,5 m de lado, con 5 réplicas en cada una de las estaciones de muestreo, ubicadas a profundidades de 4; 8 y 12 m. Otro muestreo cualitativo, también mensual, consistió en la colecta ad libitum de 40 – 80 ejemplares.

En cada individuo fue determinada la longitud (L= distancia del borde anterior al borde posterior, con un vernier ± 0,05 mm), el peso total (PT), peso húmedo de visceras (PHV) y peso seco de visceras (PSV) con una balanza de ±0,01 g de precisión. El peso seco se obtuvo colocando los tejidos blandos en una estufa

286

Espinoza et al.


(90 °C; 48 h). El peso seco libre de cenizas (PSLC) fue obtenido incinerando las partes blandas y secas de los individuos en una mufla (600 °C; 3 h) y pesadas en una balanza analítica (± 0,0001 g). Adicionalmente, se tomaron datos de temperatura, oxígeno y clorofila a, usando un equipo perfilador CTD.

Análisis de datos y estadística

Pesquería.- Para evaluar la actividad pesquera fueron utili-zadas las estadísticas de desembarques y esfuerzos de pesca del año 2004 para el área de estudio (expresado en número de viajes y buzos dedicados a la extracción de la concha navaja), propor-cionados por el IMARPE (Yamashiro com. pers.).

Estructura poblacional.- Las relaciones longitud–peso total, peso húmedo visceral, peso seco visceral y peso seco libre de cenizas se determinaron utilizando la ecuación de alometría Ps = aLtb, la cual fue ajustada por el método de los mínimos cuadrados. Se determinó el peso estándar mensual y promedio (g PT) para un individuo de longitud de 150 mm, que puede ser considerada la talla comercial (Aracena et al. 1998).

Se analizó la distribución mensual de tallas agrupadas en intervalos de 5 mm, y se hallaron las variables estadísticas de longitud máxima observada, longitud promedio, moda, varianza y desviación estándar.

Dinámica poblacional

Crecimiento y mortalidad. -Para la estimación de los pa-rámetros de crecimiento fueron utilizados los datos mensuales de frecuencia de tallas del 2004, mediante el software FISAT (Gayanilo et al. 1995). ELEFAN I (Pauly & David 1981) per-mitió estimar los parámetros de crecimiento K y L∞ a partir de la frecuencia de tallas, en base a la identificación de grupos de edad en cada muestra, obteniéndose una curva de crecimiento dada

por la función de crecimiento no oscilante de von Bertalanffy:

Lt = L∞ (1–e –K(t–t0)),

donde:

Lt es la longitud de la valva (talla) a la edad t,

L∞ es la media asintótica de la longitud de la valva,

K es la constante de crecimiento en años–1,

t es la edad en años, y

t0 es la edad a la longitud cero.

Para la determinación del valor de t0, que representa el tiempo en que el organismo tiene cero milimetros de longitud, se utilizó la siguiente ecuación de acuerdo a Pauly (1983):

Log(−t0) = − 0,3922 − 0,2752*Log(L∞) − 1,038*Log(K )

Como método de comparación de los parámetros estimados, en base a la relación estadística entre K y L∞, con otros repor-tados en la literatura, fue estimado un índice de rendimiento del crecimiento Φ (Pauly & Munro 1984) usando la ecuación:

Φ = Log(K)+2*Log(L∞)

La mortalidad total Z (año–1) fue estimada a partir de los datos de frecuencia de tallas, mediante el método de curva de captura basada en la conversión de tallas (Pauly 1983). Usando los parámetros de crecimiento del modelo de von Bertalanffy, las longitudes de todas las navajas agrupadas en intervalos de tallas fueron convertidas a edad mediante la ecuación:

Nj/∆tj = N0 e–Ztj

donde:

Nj es el número de individuos en el intervalo de talla j,

∆tj es el tiempo necesario para crecer a través del intervalo j,

N0 es el número de individuos en el tiempo 0.

tj es la edad relativa correspondiente a la talla media del intervalo de j.

La edad tj fue calculada utilizando el modelo de crecimiento de von Bertalanffy inverso:

tj = (1/K) Ln(1 - Lj/ L∞)+ t0,

donde:

Hj es la altura de la valva (talla) a la edad tj.

La mortalidad Z fue finalmente calculada mediante un aná-lisis de regresión lineal de la ecuación:

Ln(Nj/∆tj) = Ln(N0) – Ztj

donde: –b = Z

La mortalidad natural M (año–1) fue estimada de acuerdo a Hewitt y Hoenig (2005), mediante la ecuación:

M = 4,22/Emax

donde Emax es la edad máxima.

La mortalidad por pesca F (año–1) y la tasa de explotación E (año–1), fueron calculadas mediante las ecuaciones:

F = Z – M y E = F / Z

76,5°W 76°W

14,5°S

14°S

13,5°S

Pisco

Bahía Independencia

13,8°S

14,3°S

76,3°W

Morro Quemado

Figura 1. Ubicación del área de muestreo de la concha navaja, Ensis macha, en Morro Quemado, Bahía Independencia durante el año 2004.

287



Donde:

Z: mortalidad total

M: mortalidad natural

Producción secundaria.- La producción somática de la población P (en g PSLC m–2 año–1) fue calculada por el método de la tasa de crecimiento específico en peso (Crisp 1984) usando la distribución de frecuencia de tallas, los parámetros VBGF y las relaciones longitud-PSLC:

P = Σ Ni Wi Gi

donde: Ni= número promedio de ejemplares (Nº Ind∙m–2)

Wi= peso corporal promedio (en g, PSLC) en la clase de longitud i

Gi= tasa de crecimiento específico en peso (año-1):

Gi = b K ((L∞/Li) – 1)

donde b es el exponente de la relación longitud-peso, L∞ y K son los parámetros VBGF y Li es la longitud promedio en la clase de longitud i.

La biomasa promedio anualB (en g PSLC por m2 por año) fue hallada por:

B= Σ Ni Wi

La relación anual P/B fue calculada a partir de la producción somática anual P y de la biomasa media anual B.

ResultadosCondiciones oceanográficas.- Ensis macha habita en los

fondos arenosos del submareal de Morro Quemado y se distri-buye desde 3 a 18 m de profundidad. El 2004 la temperatura de fondo tuvo un promedio de 15,1 ºC (enero-marzo) y de 14,3 ºC (julio-setiembre) durante el verano e invierno, respectivamente. Las concentraciones de oxígeno disuelto cerca al fondo fueron más bajas en el verano, fluctuando entre 0,5 y 1,0 mL.L-1, en relación al resto del año (1,0 – 3,5 mL.L-1). Los valores de clorofila-a fueron altos durante todo el período de estudio, con valores mayores de 10 µg.L–1.

Estructura poblacional

Pesquería, densidad y biomasa.- En el año 2004 se observó una tendencia descendente de la densidad y biomasa poblacional. La densidad disminuyó desde valores máximos en enero (77,87 ind.m–2), hasta valores mínimos en diciembre (22,93 ind.m-2), con promedio de 54,13 ind.m–2. La biomasa fluctuó entre 2,95 kg.m–2 (enero 2004) y 1,35 kg.m–2 (diciembre 2004), con un promedio de 2,51 kg.m-2 (Fig. 2).

Los desembarques registraron una tendencia ascendente desde enero (98,18 t) a diciembre (335,02 t). De igual forma, se observó en el esfuerzo pesquero, con valores de 287 (enero

a b r2 N Relación Localidad Referencia

2,00E-06 3,34 0,75 554 Longitud-PT Bahía Independencia, Perú Espinoza 20062,00E-07 3,73 0,73 474 Longitud-PHV Bahía Independencia, Perú Espinoza 20063,00E-10 4,68 0,69 475 Longitud-PSV Bahía Independencia, Perú Espinoza 20061,00E-05 3,07 0,73 810 Longitud-PT Bahía Independencia, Perú Este estudio3,00E-05 2,75 0,58 389 Longitud-PHV Bahía Independencia, Perú Este estudio6,00E-06 2,73 0,48 386 Longitud-PSV Bahía Independencia, Perú Este estudio2,90E-07 2,93 0,74 718 Longitud-PT Chile Central Aracena et al. 19988,84E-03 3,22 0,99 243 Longitud-PT Chile Central Lépez et al. 19975,32E-03 3,35 0,98 221 Longitud-PT Chile Central Aracena et al. 19981,00E-05 3,12 0,98 662 Longitud-PT Tubul-Chile Universidad Austral de Chile 1998.1,00E-05 3,10 0,98 226 Longitud-PT Corral-Chile Universidad Austral de Chile 1998.1,04E-05 3,03 0,86 270 Longitud-PT Golfo San Matías, Argentina Barón et al. 20043,79E-05 2,66 0,68 270 Longitud-PHV Golfo San Matías, Argentina Barón et al. 2004

Tabla 1. Comparación de los parámetros de la ecuación Longitud = aPesob para la concha navaja Ensis macha en Bahía Independencia durante el año 2004 con valores de la literatura. Peso total (PT), Peso húmedo visceral (PHV) y Peso seco visceral (PSV).

Especie L∞ (mm) K t0 Φ Localidad Método Referencia

E. macha 184,10 0,48 -0,39 4,21 Bahía Independencia, Perú AFT Espinoza 2006E. macha 184,70 0,55 -0,33 4,27 Bahía Independencia, Perú AFT Este estudioE. macha 196,73 0,30 n, d, 4,07 Chile Central AFT Aracena et al. 1998E. macha 189,90 0,21 -0,58 3,88 Chile Central AFT Urban 1996E. macha 216,51 0,25 -0,28 4,07 Chile Central AFT Aracena et al. 1998E. macha 154,00 0,25 -0,08 3,77 Golfo San Matías, Argentina OAC Barón et al. 2004E. macha 153,70 0,20 -0,72 3,67 Golfo San Matías, Argentina OAC Barón et al. 2004E. arcuatus 139,80 0,37 n.d. 3,86 Bahía de Orphir, Irlanda OAC Robinson y Richardson 1998E. arcuatus 166,60 0,26 n.d. 3,85 Bahía de Irlanda, Irlanda OAC Robinson y Richardson 1998E. ensis 131,60 0,57 n.d. 3,99 Gales del Norte, Inglaterra OAC Robinson y Richardson 1998E. siliqua 154,70 0,54 n.d. 4,11 Gales del Norte, Inglaterra OAC Robinson y Richardson 1998E. siliqua 139.60 0.65 n.d. 4,10 Barrinha. Portugal OAC Gaspar et al. 1994

Tabla 2. Parámetros de crecimiento estimados para la navaja Ensis macha en Bahía Independencia durante el año 2004 y comparados con valores obtenidos con otras especies del Ensis. Métodos: análisis de frecuencia de tallas (AFT) y observación de anillos de crecimiento (OAC).

288

Espinoza et al.


0

20

40

60

80

100D

ensi

dad

(Ind.

m-2

)

0

2

4

6

Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic

Bio

mas

a (1

000g

m-2

)

2004Figura 2. Densidad y biomasa promedio mensual de la concha navaja Ensis macha en Morro Quemado, Bahía Independencia durante el año 2004.

y = 0,4663x - 17620

R² = 0,4017 y = 0,1455x - 5264

R² = 0,1148

0

50

100

150

200

250

300

350

400

Des

emba

rque

(t)

y = 0,551x - 20641R² = 0,1831 y = 0,8613x - 32240

R² = 0,3384

0100200300400500600700800900

ene feb mar abr may jun jul ago sep oct nov dic

Esf

uerz

o pe

sque

ro (N

º de

viaj

es)

2004

b

a

Figura 3. Desembarque (a) y esfuerzo pesquero (b) de la concha navaja Ensis macha en Morro Quemado, Bahía Independencia, durante el año 2004.

289



2004) a 848 viajes (diciembre 2004) y de 894 (enero) a 4901 buzos (diciembre) dedicados a la extracción de la concha navaja (Fig. 3a, b).

La actividad pesquera muestra dos etapas bien diferenciadas durante el año 2004; el primer semestre (enero-junio 2004) caracterizado por desembarques menores a 180 t y un esfuerzo menor a 425 viajes (Fig. 3a) y el segundo trimestre (julio-diciembre 2004), con desembarques relativamente altos entre 260 a 335 y una mayor esfuerzo pesquero con valores entre 580 y 850 viajes (Fig. 3b).

Se observó una correlación significativa inversa entre desem-barque y densidad (p= 0,029), pero no con la biomasa. De la misma forma, se evidenció una correlación significativa inversa entre el esfuerzo pesquero (número de viajes y número de buzos) y la densidad mensual para el año 2004 (p<0,05).

Estructura de tallas y relación talla-peso.- La estructura de tallas de la población tuvo un rango entre 90 y 175 mm para el período de estudio, con notoria ausencia de la fracción juvenil. La distribución de tallas fue unimodal (150 mm). La longitud máxima y promedio observada fue de 172 y 146,5 mm + 10,8 (EE), respectivamente.

Figure 4. Curva de crecimiento de la navaja Ensis macha en base a frecuencia de tallas dada por la rutina FISAT, durante el año 2004.

Especie B (g PSLC m-2) Psom (g PSLC m-2 yr-1) P/B (a-1) Período Localidad Referencia

Gari solida 2,69 27,60 0,33 1991-92 Chile Urban & Campos 1994G. solida 189,30 107,90 0,57 1990 Perú Urban & Tarazona 1996G. solida 71,60 21,30 0,30 1992 Perú Urban & Tarazona 1996G. solida 23,50 14,00 0,60 1993 Perú Urban & Tarazona 1996G. solida 14,40 8,60 0,60 1994 Perú Urban & Tarazona 1996Protothaca thaca 2,30 16,90 0,27 1991-92 Chile Urban & Campos 1994Semele solida 1,91 4,80 0,19 1991-93 Chile Urban & Campos 1994Tagelus dombeii 26,70 7,80 0,29 1991-94 Chile Urban 1996Venus antiqua 69,56 40,69 0,59 1994 Chile Clasing et al. 1994V. antiqua 122,00 22,00 0,18 1991-92 Chile Urban 1996E. macha 43,60 9,70 0,22 1991-92 Chile Urban 1996E. macha 275,92 191,07 0,69 2003 Perú Espinoza 2006E. macha 215,14 81,99 0,38 2004 Perú Presente estudio

Tabla 3. Parámetros de la producción secundaria obtenidos de la navaja Ensis macha en Bahía Independencia y comparados con otros valores de bivalvos del Pacífico Sudeste.

0

5

10

15

20

0

2

4

6

8

10

5 25 45 65 85 105 125 145 165

Prod

ucci

ón/in

terv

. cla

se (g

PSL

C)

Den

sida

d m

edia

(Ind

. m-2

)

Longitud (mm)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

Pro

ducc

ión

(g P

SLC

a-1

)

A)

B)

P = 81,99 g PSLC m–2 a–1

B = 215,14 g PSLC m–2

P/B = 0,38 año–1

Figure 5. Producción somática individual y poblacional, y tasa de renovación poblacional (P/B) de la navaja Ensis macha de Morro Quemado, Bahía Independencia, durante el año 2004.

2004

Mar

Abr

May

Ago

Oct

Set

Jun

Feb

Dic

Nov

Ene

175

150

125

100

75

50

25

290

Espinoza et al.


La relación talla-peso fue mejor descrita por una regresión potencial para todos los pesos usando PT, PHV, PSV Y PSLC (Tabla 1). Los pesos promedio de individuos fluctuaron entre 37,89 g (enero 2004) a 58,80 g (diciembre 2004). Se observó una correlación significativa directa entre el peso individual y el desembarque y esfuerzo pesquero (p< 0,05).

El peso estándar promedio calculado para una talla comercial de 150 mm en el 2004 fue de 47,91 g, mientras los pesos es-tándares mensuales fluctuaron entre 41,60 g (noviembre 2004) a 67,08 g (marzo 2004).

Dinámica poblacional

Crecimiento y mortalidad.- Se obtuvo una tasa de creci-miento (K) de 0,55 año–1, una longitud infinita (L∞) de 184,7 mm y un t0= -0,33 (Rn= 0,242) para el período 2004 (Fig. 4; Tabla 2). La curva teórica de crecimiento mostró que la mayor parte de la población estudiada (135 – 150 mm) tuvo una edad entre 2 y 2,75 años para este estudio. La edad máxima y masa máxima fueron calculados en 4,87 años y 6,47 g PSLC, respecti-vamente, correspondiente a una longitud máxima observada de 172 mm. El índice de rendimiento del crecimiento fue estimado en Φ = 4,27 a–1.

La tasa de mortalidad total (Z) estimada por la curva de captura fue de 2,84 a–1. De acuerdo al modelo de Hewitt y Hoenig (2005), la tasa de mortalidad natural fue de 0,87 a–1. La mortalidad por pesca (F) y la tasa de explotación (E) fueron estimadas en 1,97 y 0,69 a–1, respectivamente.

Producción secundaria.- Los estimados de producción fue-ron calculados a partir de una biomasa anual por clase de 215,14 g PSLC m–2 y la regresión longitud-PSLC [y= 1e – 06x3,05 (r2= 0,50; n= 400)]. La producción individual de la concha navaja en el 2004 alcanzó 1,97 g PSLC a–1 a los 125 mm, decreciendo luego paulatinamente en las tallas mayores.

Las navajas comprendidas entre 140 y 160 mm de longitud fueron las más abundantes y por tanto las que aportaron signi-ficativamente a la producción somática poblacional de 81,99 g PSLC m–2 a–1, siendo escasa la contribución de tallas menores a la producción (Fig. 5; Tabla 3). La tasa P/B para el 2004 fue estimada en 0,38 año–1.

DiscusiónLa pesquería de la concha navaja Ensis macha constituye una

actividad artesanal importante debido a su consumo y expor-tación. Sin embargo, en Bahía Independencia esta pesquería disminuyó drásticamente y casi colapsó como consecuencia de la sobreexplotación y falta de regulación pesquera (Mendo & Espinoza 2008).

La densidad promedio de E. macha en Morro Quemado, observada en los años 2002 y 2003 fueron de 150,98 y de 79,7 ind.m–2, respectivamente; posiblemente causadas por las con-diciones oceanográficas favorables, propias del sistema peruano de surgencias costeras, y al estado incipiente de esta pesquería (Espinoza 2006). Durante el año 2004 la densidad promedio decreció hasta 50,6 ind.m–2, principalmente relacionado con el incremento de las capturas y del esfuerzo pesquero.

Aunque la biomasa no mostró una correlación significativa con las variables pesqueras, si disminuyó respecto a los años anteriores, de 2,9 kg.m–2 en el 2003 a 2,5 kg.m–2 en el 2004

(Espinoza 2006). La escasa correlación de la biomasa con las variables pesqueras podría ser explicada por el mayor peso in-dividual estimado en el 2004 y el incremento de biomasa en la etapa de maduración gonádica.

La estructura por tallas de E. macha durante el 2004 en bahía Independencia fue similar al reportado en el 2003, con un rango comprendido entre 90 – 175 mm (Espinoza, 2006), lo que indica que se trataba de una población compuesta sólo de individuos adultos.

La máxima longitud de E. macha observada en el estudio (Lmax,

2004= 172 mm) también fue menor que las reportadas en pobla-ciones de Chile Central (185 – 220 mm; Universidad Austral de Chile 1998). Esta diferencia podría explicarse por la presión pesquera y la falta de un plan de ordenamiento en Perú, en contraste con la pesquería chilena que si contaba con regulación pesquera; pero también, Urban & Tesch (1996) han postulado una posible gradiente latitudinal, con individuos más grandes en latitudes más altas; hipótesis que queda por comprobar.

Por otro lado, la ausencia de tallas pequeñas durante el estudio puede explicarse por muchos factores, como la falta de un des-ove intenso, la alta mortalidad larval, el reducido asentamiento exitoso y fallas en el patrón de dispersión larval y otros efectos debidos al impacto pesquero sobre el recurso.

Consideramos que la hipótesis más factible sería una falla en el patrón de dispersión y asentamiento larval dentro de la bahía, asociados al disturbio del fondo por la intensa actividad extractiva, ya que se han encontrado especímenes juveniles en zonas alejadas de la población estudiada y sin impacto de la pesquería (Espinoza 2006).

La tasa de crecimiento de la navaja peruana de 0,55 en el 2004 resultó similar que lo estimado en el 2003 (K = 0,48, Espinoza 2006), pero mayor que las tasas calculadas para poblaciones chilenas (Canales y Ponce 1995, Urban 1996, Urban y Tesch 1996, Aracena et al. 1998) y argentinas (Barón et al. 2004).

Por otro lado, la edad máxima de 4,87 años, encontrada en el presente trabajo, resultó significativamente menor al de las poblaciones chilenas (10 años, Aracena et al. 1998 y Universidad Austral de Chile 1998; 14 años, Urban 1996), demostrando una mayor tasa de crecimiento en la población peruana de concha navaja, lo que podría ser explicado por las condiciones ambien-tales favorables del ecosistema peruano de surgencias costeras (Tarazona & Arntz 2001). Estos aspectos concordarian con el hecho de que especies de zonas tropicales o subtropicales tienen una tasa de crecimiento mayor y alcanzan la longitud infinita en un menor tiempo, al contrario de las ubicadas en latitudes más altas (Urban & Tesch 1996).

Por otro lado, se estimó una tasa de mortalidad total y de pesca de 2,84 a–1 y 1,97 a–1 en el 2004 que resultaron con-siderablemente mayores que las observadas en el 2003, con valores de 1,94 a–1 y 0,98 a–1 (Espinoza 2006). Esto debido a una alta tasa de explotación en el 2004 (E= 0,69 a–1), que resulta mayor que la estimada en el 2003 (E= 0,60 a–1). Según Caddy y Csirke (1983), una tasa de explotación de 0,5 es la tasa óptima de explotación de una pesquería, por lo cual es una evidencia más de que la población de E. macha en el 2003 ya estaba sobreexplotada y que en el 2004 se intensificó con el cambio de arte de pesca.

291



Las estadísticas de la pesquería de la concha navaja en el 2002 y 2003 demuestran desembarques que variaron entre valores entre 47 y 190 t, y entre 44 y 180 t, respectivamente, que resultaron mayores a los de años anteriores. Mientras que, en el 2004 los valores de desembarque fueron mayores, entre 64 y 335 t, lo cual estuvo también acorde con los más altos valores de esfuerzo pesquero registrados en la bahía. Además, podemos destacar que el número de viajes dedicados a la ex-tracción de la concha navaja en la bahía durante los meses de julio a diciembre del 2004 (entre 582 a 848) fue casi el doble que el del primer semestre (entre 249 a 422). Este importante incremento del esfuerzo pesquero fue debido al cambio de arte de pesca en las embarcaciones pesqueras durante el segundo semestre, cuando se generalizó el uso de un sistema de moto-bomba o “clam kicking” (Mendo & Espinoza 2008, Gaspar et al. 2008). Esta mayor eficiencia del arte permitió mayores capturas del recurso, con lo cual aumentó la presión pesquera en el área (Espinoza 2006), y se incrementó la mortalidad por pesca. De esta forma el mayor impacto pesquero en la estruc-tura poblacional, sobre todo a nivel de densidad y biomasa, se dio en el segundo semestre del 2004.

El cambio de arte de pesca sería también el responsable del incremento de la mortalidad natural, ya que la presión de agua, generada por la motobomba, no sólo mataría directamente los individuos al dañar sus valvas, sino que ademas muchos indi-viduos no serían capaces de enterrarse y quedarían vulnerables a los depredadores o morirían por lesiones o stress, lo cual se traduciría en una importante mortalidad post-pesca, (Gaspar et al. 1994, Robinson & Richardson 1998). Asimismo, Tuck et al. (2000) demostraron el impacto de la presión de agua de las motobombas como un factor físico disturbante sobre el sustrato y la comunidad biológica asociada a Ensis spp.

En cuanto a la producción secundaria, la producción so-mática poblacional de E. macha disminuyó significativamente desde valores de 191,07 g PSLC m–2 a–1 en el 2003 (Espinoza 2006) a 81,99 g PSLC m–2 a–1 en el 2004, evidentemente aso-ciado al incremento de la presión pesquera. Si se postula que la producción poblacional es igualmente dependiente de la tasa de crecimiento de su biomasa (Benke 1993), se puede sugerir que la menor producción en el 2004 estuvo relacionada sobre todo a menores valores de densidad y la ausencia de individuos juveniles. Sin embargo, el valor de producción de la navaja del 2004 fue relativamente más alto que el de otros bivalvos dentro de la región del Pacífico Sudeste (Urban & Tarazona 1996).

Asimismo la tasa P/B durante el año 2003 mostró un valor de 0,69 a–1 (Espinoza 2006), pero decayó significativamente a 0.38 a–1 en el 2004, debido a las bajas densidades y alta mor-talidad por pesca. Sin embargo, estos valores que fueron más altos que los hallado en Chile (0,22 a–1; Urban 1996); y los estimados para otros bivalvos del Pacífico Sudeste, tales como G. solida, Semele solida y Protothaca thaca (Urban & Campos 1994, Urban & Tarazona 1996), Venus antiqua (Clasing et al. 1994), V. antiqua y Tagelus dombeii (Urban 1996). Se ha postu-lado que altos valores de P/B están relacionados a altas tasas de mortalidad total, baja masa promedio y altas tasas de crecimiento (Lomovasky et al. 2002).

Se concluye que la población de concha navaja de bahía Independencia ya mostraba indicios de sobreexplotación en el 2003 y el elevado esfuerzo pesquero y desembarque del recurso

en el año 2004, sobre todo a partir del segundo semestre en que se cambió el arte de pesca, intensificó su condición de recurso sobreexplotado. Es recomendable mantener el seguimiento de los parámetros biológicos y pesqueros de esta población, para establecer medidas efectivas de regulación pesquera y de recu-peración de la población.

AgradecimientosAl Instituto Alfred Wegener para Estudios Marinos y Polares

(Alemania), a la Universidad Nacional Mayor de San Marcos y al proyecto CENSOR, que brindaron el apoyo académico, financiero y logístico para el desarrollo de esta investigación. A los integrantes del Grupo DePSEA, Laboratorio de Ecología Marina, quienes colaboraron en el trabajo de campo, análisis de datos y sugerencias en la elaboración de esta evaluación.

Literatura citadaAracenaO.,M.Carmona&L.Medina.1998.LanavajaenlaVIII

región.DocumentoNº1,ProyectoFONDEFd96/1095.Instituto de Fomento Pesquero, Universidad de Concep-ción, Chile. 14 pp.

Aracena O., I. Lépez, J. Sánchez, A. Carmona, I. Medina & A. Saave-dra. 2003. On two new macroscopic indexes to evaluate the reproductive cycle of Ensis macha (Molina, 1782). JournalofShellfishResearch2(3):675-680.

AvellanalM.,E.Jaramillo,E.Clasing,P.Quijón&H.Contreras.2002. Reproductive cycles of the bivalves Ensis macha (Molina, 1782) (Solenidae), Tagelus tombeii (Lamarck, 1818) (Solecurtidae), and Mulinia edulis (King, 1831) (Mactridae) in southern Chile. The veliger 45(1): 33-44.

Barón P., L. Real L, N. Ciocco & M. Ré. 2004. Morphometry, growth and reproduction of an Atlantic population of the razor clam Ensis macha (Molina, 1782). Scientia Marina, 68(2): 211-217.

BenkeA.C.1993.Conceptsandpatternsofinvertebrateproductionin running waters. Verh Internat. Verein. Limnol. 25: 15-38.

Caddy,J.F.&J.Csirke.1983.Approximationstosustainableyieldfor exploited and unexploited stocks. Océanogr.trop. 18(1):3-15.

ClasingE,T.Brey,R.Stead,J.Navarro,G.Ascencios.1994.Popu-lation dynamics of Venus antiqua (Bivalvia: Veneracea) in theBahíadeYaldad,IsladeChiloé,southernChile.JExpMar Bio Ecol 177:171-186.

CrispD.1984.Energyflowmeasurements. In:N.HolmeandA.McIntyre, eds. Methods for the study of marine benthos. Blackwell, Londres. Pp. 284-372.

Espinoza R. 2006. Estructura y dinámica poblacional de Ensis macha (Molina,1782)enBahíaIndependencia,Pisco,Perú.Tesispara optar el título profesional de Biólogo, Mención en Hidrobiología y Pesquería, Universidad Nacional Mayor deSanMarcos,Perú.61pp.

GasparM.,C.A.Richardson&C.C.Monteiro.1994.Theeffectsdredging on shell formation in the razor clam Ensis siliqua from Barrinha, southern Portugal. J. Mar. Bio. Ass. UK 74:927-938.

Gaspar M.B., R. Constantino, A. Guerra & S. Carvalho. 2008. Ca-pítulo 10: Impactos medioambientales de las pesquerías denavajasylongueironesenfuncióndelastécnicasdepesca y de los hábitos de explotación. En: A. Guerra y C. Lodeiros.Navajasylongueirones:biología,pesqueríasycultivo. Xunta de Galicia, Consellería de Pesca e Asuntos Marítimos.Pp.223-269.

GayaniloF.C.,P.Sparre&D.Pauly.1995.TheFAO-ICLAMStockAssessment Tools (FISAT) User’s Guide. FAO Compute-rized Information. Series Fisheries 6. 126 pp.

292

Espinoza et al.


GuzmánN.,S.Saá&L.Ortlieb.1998.Catálogodescriptivodelosmoluscos litorales (Gastropoda y Pelecypoda) de la zona de Antofagasta, 23ºS (Chile). Estudios Oceanológicos 17: 17-86

Hewitt D.A. & J.M. Hoenig. 2005. Comparison of two approaches for estimating natural mortality based on longevity. Fishery Bulletin US 103: 433–437.

Lépez I.,O.Aracena,A.Carmona, et al. 1997.Caracterizaciónbioeconómica de las pesquerías de huepo (Ensis macha) ynavajuela(Tagelusdombeii)enlaVIIIregión.InformeFinalProyectoFIP95-20A.ConvenioU.deConcepción-FEREPA Bio Bio, Chile. Fondo de Investigación Pesquera, Subsecretaría de Pesca. Ministerio de Fomento, Economía yReconstrucción, Chile. 229 pp. <http://www.fip.cl/FIP/Archivos/pdf/informes/IT%2095-20a.pdf>Acceso:02/03/2010

Lomovasky B., T. Brey, E. Morriconi & J. Calvo. 2002. Growth and production of the venerid bivalve Eurhomalea exalbida in the Beagle Channel, Tierra del Fuego. Journal of Sea Research48:209-216.

Mendo J. & R. Espinoza. 2008. Capítulo 16: Pesquería y algunos aspectosbiológicosdelanavaja(Ensismacha)enPerú.En:A.GuerrayC.Lodeiros.Navajasylongueirones:bio-logía, pesquerías y cultivo. Xunta de Galicia, Consellería dePescaeAsuntosMarítimos.Pp.359-378.

ParedesC.,J.Tarazona,E.Canahuire,L.Romero&O.Cornejo.1988.InvertebradosmacrobénticosdeláreadePisco,Perú.En: H. Salzwedel y A. Landa, eds. Recursos y dinámica delecosistemadeafloramientoperuano.BoletínInstitutodelMar delPerú,Callao,VolumenExtraordinario.Pp.121-132.

PaulyD.&J.L.Munro.1984.Oncemoreongrowthcomparisoninfishandinvertebrates.Fishbyte2:21.

PaulyD.&N.David.1981.ELEFANI,abasicprogramfortheobjective extractionofgrowthparameters from length-frequency data. Meeresforschung 28(4): 205-211.

PaulyD.1983.Algunosmétodossimplesparalaevaluaciónderecur-sospesquerostropicales.Fao,Doc.Tec.Pesca234.49pp.

RobinsonR.F.&C.A.RichardsonCA.1998.Thedirectandindirecteffects of suction dredging on a razor clam (Ensis arcuatus) population.JournalofMarineScience55:970-977

Tarazona, J. & W. Arntz. 2001. The Peruvian Coastal Upwelling System. En: Ecological Studies. Coastal Marine Ecosys-temsofLatinAmerica.U.SeeligerandB.Kjerfve(eds).Berlín,p.229-244.

Tuck I.D., N. Bailey, M. Harding , G. Sangster, T. Howell, N. Gra-ham&M.Breen.2000.Theimpactofwaterjetdredgingfor razor clams, Ensis spp., in a shallow sandy subtidal environment. Journal of Sea Research 43 (1): 65-81.

UniversidadAustral deChile. 1998.Estudio biológico pesquerodelosrecursosalmeja,navajuelayhuepoenlaVIIIyXregiones.ProyectoFIP-IT/96-46. InformeTécnicoFIP.Fondo de Investigación Pesquera, Subsecretaria de Pesca, Ministerio de Fomento, Economía y Reconstrucción, Chi-le.<http://www.fip.cl/FIP/Archivos/pdf/informes/IT%2096-46.pdf>Acceso:02/03/2010.

UrbanH.J.&B.CamposB. 1994.PopulationDynamics of thebivalves Gari solida, Semele solda and Protothaca thaca populationfromasmallbayinChileat36˚S.Mar.Ecol.Prog.Ser.115:93-102.

UrbanH.J.&C.Tesch.1996.Aspectsofthepopulationdynamicsof six bivalve species from Southern Chile. Results of the Victor Hensen Cruise to the Magellan Strait and the BeagleChannelinOctober/November1994.Arch.Fish.Mar. Res. 44: 243-256.

UrbanH.J.&J.Tarazona.1996.EffectsofElNiño/SouthernOscilla-tion on the population dynamics of a Gari solida population (Bivalvia: Psammobiidae) from Bahía Independencia, Perú.Mar.Biol.125:725-734.

UrbanH.J.1996.PopulationdynamicsofthebivalvesVenusantiqua,Tagelus dombeii, and Ensis macha from Chile at 36°S. J. ShellfishResearch15:719-727.

293

Varamientos y captura incidental de tortugas marinas en Tumbes



Varamientos y captura incidental de tortugas marinas en el litoral de Tumbes, Perú

Carlos A. Rosales1, Manuel Vera1 y Jorge Llanos2

Stranding and incidental catch of sea turtles in the coastal Tumbes, Peru

1 IMARPE, Instituto del Mar del Perú – Sede Tumbes, Calle José Olaya S/N, C.P. Nueva Esperanza, Zorritos, Ctralm. Villar, Tumbes.

2 IMARPE, Instituto del Mar del Perú – Sede Lambayeque. Calle Los Pinos S/N, Santa Rosa, Chi-clayo, Lambayeque.

Email Carlos Rosales: [email protected]


ResumenEntre agosto de 2007 y agosto de 2009 se registraron varamientos y capturas incidentales de cuatro especies de tortugas marinas (Chelonia mydas, Lepidochelys olivacea, Dermochelys coriacea y Eretmochelys imbricata) en la Región Tumbes, norte del Perú. Estos registros (52,6% de varamientos y 47,4% de capturas incidentales) ocurrieron todo el año, principalmente en Punta Picos (50,5%), Canoas (20,0%) y Baja de Punta Mero (14,7%). Las especies más abundantes fueron C. mydas (64,2%) y L. olivacea (30,5%), cuyas tallas no presentaron diferencias significativas entre zonas ni entre épocas climáticas. El mayor porcentaje de ejemplares de C. mydas, L. olivacea y D. coriacea se consideraron sub-adultos, incluyendo el único ejemplar de E. imbricata. Todas las capturas incidentales fueron realizadas con redes de enmalle de diferentes tamaños de malla, pero la de mayor frecuencia fue de 8 pulgadas. El alto porcentaje de ejemplares encontrados muertos con signos de ahogamiento (22,2%) se debió al prolongado tiempo de calado (aproximadamente 12 horas). No se encon-traron diferencias significativas de CPUE entre épocas climáticas y no fue evidente ningún patrón estacional. El 14% de ejemplares varados presentaron lesiones causadas posiblemente por ataques humanos o por co-lisión con embarcaciones pesqueras. El 77,8% de ejemplares capturados incidentalmente fueron sacrificados para la comercialización de su carne, y en algunas ocasiones de su caparazón, lo que evidenció la falta de conciencia conservacionista. Estas observaciones indican que el litoral de Tumbes es una importante zona de forrajeo y desarrollo de ejemplares sub-adultos de tortugas marinas, por lo que recomendamos el desarrollo de programas de monitoreo, concienciación y de protección de zonas críticas para lograr la conservación de estos organismos en el Pacífico Oriental.

Palabras clave: Tortuga verde, Tortuga olivácea, Tortuga dorso de cuero, Tortuga carey, Pacífico Oriental Tropical.

Abstract

Strandings and incidental catches of four sea turtles species (Chelonia mydas, Lepidochelys olivacea, Dermo-chelys coriacea and Eretmochelys imbricata) were registered in Tumbes Region since August 2007 to August 2009. These registers (52.6% of strandings and 47.4% of incidental catches) occurred during all year; most frequently in Punta Picos (50.5%), Canoas (20.0%) and Baja de Punta Mero (14.7%). The most registered species were C. mydas (64.2%) and L. olivacea (30.5%); their sizes did not present significant differences between areas and climatic seasons. The higher percentage of C. mydas, L. olivacea and D. coriacea were considered sub-adults, including the only specimen of E. imbricata. The incidental catches were made with gillnets of different mesh sizes, but 8 inches mesh was most frequently. A high proportions of specimens were died with signs of drowning (22.2%) this was due to the prolonged time of soak time of gillnet (approximately 12 hours). No significant differences in CPUE were found between climatic seasons and no seasonal pattern was evident. Lesions in 14% of stranded specimens were caused possibly by human attacks or by collisions with fishing boats. 77.8% of incidental catch specimens were sacrificed for the commercialization of his meat, and sometimes of his shell, this shows the lack of awareness of conservation. These observations indicate that the coast of Tumbes is an important foraging area and development of sub-adult specimens of sea turtles; so it is recomend to develop monitoring, awareness and critical areas protection programs to foment the conservation of these organisms in the Eastern Pacific.

Keywords: Green sea turtle, Olive Ridley, Leatherback turtle, Hawksbill turtle, Tropical Eastern Pacific.

IntroducciónEn la actualidad, las siete especies de tortugas marinas existen-

tes se encuentran en la Lista Roja de Animales Amenazados de la IUCN (2010). De estas especies, cinco usan el mar peruano en sus movimientos migratorios, como áreas de forrajeo y po-siblemente como hábitat de desarrollo de individuos jóvenes, y son: la tortuga laúd o tortuga dorso de cuero Dermochelys coria-cea (Vandelli, 1761), tortuga verde Chelonia mydas (Linnaeus, 1758), tortuga golfina o tortuga pico de loro Lepidochelys oli-vacea (Eschscholtz, 1829), tortuga carey Eretmochelys imbricata (Linnaeus, 1766) y tortuga cabezona Caretta caretta (Linnaeus, 1758) (Hays-Brown & Brown 1982).

Por su ecología y hábitos alimenticios, las tortugas marinas interactúan frecuentemente con diversos artes de pesca lo que da lugar a capturas incidentales (Lezama et al. 2003), eventos reconocidos como factores de alta mortalidad para estos orga-nismos (Oravetz 2000). Varios tipos de artes o aparejos de pesca

son fuentes importantes de daños y mortalidad (redes de arrastre, redes agalleras, palangres pelágicos y de fondo), a esto se suma la mortalidad causada por los desechos de artes de pesca tirados al mar (National Research Council 1990, Oravetz 2000). Por la naturaleza no selectiva de las redes agalleras (de enmalle), es probable que las tortugas marinas sean capturadas tanto en los hábitats pelágicos como en los costeros (Oravetz 2000). Frazier y Montero (1990), estiman que en Chile, la mortalidad de tortugas marinas enmalladas en las redes agalleras es del 80%; además, Eckert y Sarti (1997) consideran que el uso comercial de redes agalleras en Chile y Perú ha contribuido al colapso de la población de tortuga dorso de cuero del Pacífico.

La pesca artesanal es una actividad de captura que emplea técnicas simples con un alto componente de trabajo manual (Crossa et al. 1991). En la región Tumbes, la pesquería artesanal utiliza modalidades de pesca estática, como las redes de enmalle, con tamaños de malla que varían de 2¾ a 12 pulgadas; estas

294

Rosales et al.


redes se colocan en zonas costeras, donde las tortugas marinas forrajean, en estas condiciones suceden las capturas incidentales. Algunos individuos mueren ahogados y otros son capturados vivos, y debido a la falta de conciencia conservacionista de los pescadores, son sacrificados para la comercialización de su carne y caparazón. Además, se registran frecuentes varamientos de tortugas marinas en las playas.

En el presente trabajo se informa sobre la ocurrencia de capturas incidentales de tortugas marinas causadas por las ac-tividades de pesca y de los varamientos observados en el litoral del Tumbes, Perú. Se espera que esta información contribuya en planes de manejo y conservación que mitiguen el impacto ocasionado sobre las tortugas marinas.

Material y métodosÁrea de estudio.- La zona de estudio comprende el lito-

ral de Tumbes, Perú; entre las playas Barrio El 19, La Cruz (3º38’9,5”S – 80º36’2,48”W), y Punta Sal Chico (3º57’21,3”S – 80º57’45,72”W), desde la línea de costa hasta una distancia aproximada de 500 m (Fig. 1). A lo largo de esta zona, de aproxi-madamente 58 km de extensión, se encuentran las localidades de Zorritos, Acapulco, Punta Mero y Cancas, caracterizadas por presentar numerosas quebradas que permanecen activas en épocas de lluvia y secas el resto del año, además de algunas playas amplias, muchas playas pequeñas con sus respectivas puntas, y algunas playas intercaladas con peñas sumergidas en la zona submareal (Ordinola et al. 2010). Las playas amplias en su mayoría son de suave pendiente, con escasa vegetación, de fácil acceso desde el mar, y con caladeros visitados frecuentemente por pescadores artesanales de toda la región. La temperatura superficial del mar (TSM) varía de 25,4 a 30,4 ºC, y la salinidad entre 29,1 y 34,0 ups (Montero et al. 2010).

Colecta de información y muestreos.- Los datos sobre varamientos y capturas incidentales de tortugas marinas fueron

recolectados en los recorridos de playas y exploraciones, entre agosto de 2006 a noviembre de 2007 y en julio, septiembre y octubre de 2008 y agosto de 2009.

En Punta Picos, un observador de campo registró los datos de captura (número de ejemplares) y esfuerzo pesquero (número de redes), por observación directa, por entrevista y diálogo con los pescadores.

Los ejemplares encontrados fueron identificados de acuerdo a Pritchard y Mortimer (2000) y Wyneken (2001) y medidos en su largo curvo del caparazón (LCC) y ancho curvo del caparazón (ACC), con una cinta métrica flexible (graduada en mm). El largo curvo del caparazón registrado en las tortugas de caparazón duro fue el nucal-supracaudal (LCCn-s). Cuando los ejemplares se encontraron intactos o con signos de descomposición inicial, se registró el largo post-cloacal (Bolten 2000). Además, se reali-zaron observaciones detalladas de los ejemplares para encontrar marcas de identificación y posibles causas de mortalidad.

Análisis de datos.- Los datos de LCC permitieron determinar el porcentaje de los estados de madurez aparente (jóvenes, sub-adultos y adultos), considerando la talla promedio de hembras anidantes de acuerdo a Steyermark et al. (1996) para D. coriacea (128 cm LCC), Zárate et al. (2007) para C. mydas (84 cm LCC), Barrientos y Ramírez (2008) para L. olivacea (65 cm LCC), y Miller (1997) para E. imbricata (79 cm LCC).

Los valores de LCC de varamientos y capturas incidentales de las especies más abundantes se compararon entre zonas y entre épocas climáticas con la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis.

Con los datos de capturas incidentales de Punta Picos y Bo-nanza, se calculó la captura por unidad de esfuerzo:

CPUE= número de tortugas registradas / número de redes utilizadas

Figura 1. Ubicación de la zona de estudio (línea punteada), en el litoral de Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

Tumbes

Perú

81,0° W 80,5° W 80,0° W

4,0° S

3,5° S Pto. Pizarro

La CruzZorritos

Punta Picos

Punta MeroCanoas

Punta Sal Chico Ecua

dor

Piura

Tumbes

0 10millas náuticas

295



Los datos de CPUE no se ajustaron a una distribución nor-mal (prueba de Kolmogorov-Smirnov: D= 0,462; p= 0), pero tuvieron igualdad de varianzas (prueba de Levene, W= 0,275; p> 0,05), por lo que se realizó el análisis de varianza (ANOVA) para comparar los valores de CPUE entre épocas climáticas, en el supuesto de que la falta de normalidad no induce necesariamente a rechazar una hipótesis nula cuando existe homogeneidad de varianzas (Underwood 1997).

ResultadosEn la Región Tumbes, desde agosto de 2006 hasta agosto de

2009 se registraron 95 ejemplares de cuatro especies de tortugas marinas, C. mydas (64,2%), L. olivacea (30,5%), D. coriacea (4,2%) y E. imbricata (1,1%); correspondiendo el 52,6% a varamientos y el 47,4 % a capturas incidentales (Fig. 2).

Los mayores registros ocurrieron en la primavera de 2006 y verano e invierno de 2007 (Fig. 3). Ambos eventos se registraron principalmente en Punta Picos (50,5%), Canoas (20,0%) y Baja de Punta Mero (14,7%) (Tabla 1).

El 98,4% de ejemplares de C. mydas se consideraron sub-adultos (64,2 ± 5,4 DS cm LCC; n= 60); el 24,1% de L. olivacea,

adultos (68,1 ± 3,5 DS cm LCC; n= 7); el 100% de D. coria-cea, sub-adultos (115,5 ± 11,0 DS cm LCC; n= 4); y el único ejemplar de E. imbricata, sub-adulto (34,0 cm LCC) (Tabla 2).

Chelonia mydas y L. olivacea fueron las especies más frecuen-tes, y en Punta Picos, Canoas y Baja de Punta Mero (zonas en que se registraron más de dos ejemplares por especie), presentaron promedios de LCC similares durante el estudio (Fig. 4), con un amplio espectro de tamaños. Según la prueba de Kruskal-Wallis, las tallas de estas especies no presentaron diferencias significativas entre zonas de varamientos y capturas incidentales (Tabla 3) ni entre épocas climáticas (Tabla 4).

Varamientos.- Se registraron 50 ejemplares varados: 28 de C. mydas (56,0%), 19 de L. olivacea (38,0%) y tres de D. coriacea (6,0%) (Fig. 2). De estos, dos ejemplares fueron avistados muer-tos flotando cerca a la costa: uno de C. mydas (hembra, 59 cm LCC), en Punta Sal, y otro de L. olivacea (sexo no determinado, 68 cm LCC), en Tres Puntas, los que no presentaron signos de ataque por depredadores o por el hombre (laceraciones, heri-das o marcas de redes). Además, se registraron dos ejemplares moribundos de C. mydas: uno en Nueva Esperanza (sexo no determinado, 62 cm LCC), que no presentó signos de ataques

28

19

3

33

10

1 1

61

29

41

0

10

20

30

40

50

60

70

C. mydas L. olivacea D. coriacea E. imbricata

Nº e

jem

plar

es

Varamiento

Captura incidental

Total

Figura 2. Número de ejemplares registrados por especie de tortuga marina en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

ZonaVaramiento Captura incidental Total

n % n % n %La Cruz 3 6,0 - 0,0 3 3,1Nueva Esperanza 2 4,0 - 0,0 2 2,1Grau 1 2,0 - 0,0 1 1,1Zorritos 2 4,0 - 0,0 2 2,1Contralmirante Villar 1 2,0 - 0,0 1 1,1Bonanza - 0,0 2 4,4 2 2,1Punta Picos 5 10,0 43 95,6 48 50,5Punta Mero 2 4,0 - 0,0 2 2,1Baja de Punta Mero 14 28,0 - 0,0 14 14,7Canoas 19 38,0 - 0,0 19 20,0Punta Sal 1 2,0 - 0,0 1 1,1Total 50 100,0 45 100,0 95 100,0

Tabla 1. Número de ejemplares registrados por evento y zonas de muestreo en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

0

5

10

15

20

25

30

Inv. Pri. Ver. Oto. Inv. Pri. Inv. Pri. Inv.

2006 2007 2008 2009

Nº e

jem

plar

es

Estaciones del año

Varamiento

Captura incidental

Total

Figura 3. Número de ejemplares registrados por evento y estaciones del año en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

296

Rosales et al.


o colisión, y otro en Caleta Grau (sexo no determinado, 66 cm LCC), que presentó el cráneo lesionado y la parte posterior del caparazón quebrada. Asimismo, sólo tres ejemplares varados de L. olivacea presentaron lesiones en el cráneo, plastrón y extremi-dades, que así como el caso anterior habrían sido causadas por ataques humanos o por colisión con embarcaciones pesqueras.

La mayor cantidad de varamientos ocurrieron en verano e invierno de 2007 (Fig. 3) y se registraron principalmente en Canoas (38,0%) y Baja de Punta Mero (28,0%) (Tabla 1). Todos los ejemplares de C. mydas se consideraron sub-adultos (65,0 ± 4,7 DS cm LCC; n= 28); el 21,1% de L. olivacea, adultos (66,8 ± 2,1 DS cm LCC; n= 4); y todos los ejemplares de D. coriacea, sub-adultos (113,7 ± 12,7 DS cm LCC; n= 3) (Tabla 5).

El 36,0% de ejemplares varados (uno moribundo y 17 muer-tos) fueron sacrificados para la comercialización de su carne, y en algunas ocasiones de su caparazón (Tabla 6). El 44,0% se registró muerto y sin signos de descuartizamiento, encontrándose entre ellos los tres ejemplares de D. coriacea.

Capturas incidentales.- Fueron capturados incidentalmente 45 ejemplares de cuatro especies: C. mydas (73,3%), L. olivacea (22,2%), D. coriacea (2,2%) y E. imbricata (2,2%) (Fig. 2). Estos eventos sólo fueron registrados en Punta Picos (43 ejemplares) y Bonanza (dos ejemplares) (Tabla 1), y ocurrieron principalmente en la primavera de 2006 (Fig. 3), los que se registraron en 40 fae-nas de pesca (38 en Punta Picos y dos en Bonanza), con promedio de 1,15 ± 0,36 DS ejemplar/faena. Los ejemplares registrados en Punta Picos correspondieron a C. mydas (31 ejemplares), L. olivacea (10 ejemplares), D. coriacea (un ejemplar) y E. imbricata (un ejemplar); mientras que los dos de Bonanza, a C. mydas. De

Especie EMA n Mín Máx Prom DS

Chelonia mydasSub-adulto 60 53 81 64,2 5,4Adulto 1 90 – – –Total 61 53 90 64,7 6,3

Dermochelys coriaceaSub-adulto 4 99 122 115,5 11,0Total 4 99 122 115,5 11,0

Eretmochelys imbricataSub-adulto 1 34 – – –Total 1 34 – – –

Lepidochelys olivaceaSub-adulto 22 48 63,5 59,9 3,5Adulto 7 65 75 68,1 3,5Total 29 48 75 61,9 4,9

Tabla 2. Estadísticos de tallas (largo curvo del caparazón, LCC, cm) de las especies de tortugas marinas por estados de madurez aparente (EMA) en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

Especie Zona n Prom. ± DS Rango Rango promedio p-valor

Chelonia mydas

Punta Picos 34 64,7 ± 7,3 53 – 90 24,81Canoas 13 66,1 ± 5,3 61 – 79 27,92Baja de Punta Mero 4 66,5 ± 4,9 62 – 73 29,88Total 51 0,700*

Lepidochelys olivacea

Punta Picos 11 61,7 ± 7,0 48 – 75 14,05Canoas 5 60,7 ± 2,9 58 – 65 12,10Baja de Punta Mero 10 61,3 ± 2,5 57 – 65 13,60Total 26 0,893*

Tabla 3. Prueba de Kruskal-Wallis para comparar el LCC (largo curvo del caparazón, cm) de las especies más abundantes entre zonas de registro, con el promedio y rango de tallas, en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

n: tamaño de la muestra; Prom.: promedio; DS: desviación estándar; * no significativo.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

C. mydas L. olivacea

LCC

(cm

)

Punta Picos Baja Punta Mero Canoas

Figura 4. Promedio de longitud curva del caparazón (LCC, cm), y desviación estándar, de las principales especies de tortugas marinas capturadas en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

Inv Pri Ver Oto Inv Pri Inv

CPU

E (e

jem

plar

/red)

Estaciones del año

2006 2007 2008

Figura 5. Valores promedio de CPUE, y desviación estándar, por es-taciones del año en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

n: número de ejemplares; Mín.: LCC mínima; Máx.: LCC máxima; Prom: pro-medio, DS: desviación estándar.

297



La CPUE promedio fue de 0,61 ± 0,22 DS ejemplar/red, con rango entre 0,25 y 1,00 ejemplar/red. Las mayores CPUE se registraron en invierno de 2006 y verano de 2007, cada uno con 0,70 ± 0,27 DS ejemplar/red (Fig. 5). El ANOVA (Tabla 8) no reveló diferencias estadísticamente significativas de CPUE entre las épocas climáticas (F= 0,001; p> 0,05).

El 77,8% de ejemplares capturados incidentalmente fue sacrificado en playa para la comercialización de su carne, y en algunas ocasiones de su caparazón (Tabla 6). Los demás ejemplares capturados fueron hallados muertos (con signos de ahogamiento) y se mantuvieron intactos, encontrándose entre ellos el único ejemplar de E. imbricata.

DiscusiónLa información registrada en el presente trabajo no se recolec-

tó sistemáticamente en tiempo y espacio, debido a la limitación de recursos humanos y económicos. Sin embargo, sirvió de base para conocer la situación actual de las tortugas marinas en la Región Tumbes, así como para efectuar conclusiones prelimi-nares que permitan iniciar futuras investigaciones orientadas a la conservación de estas especies.

Las poblaciones de tortugas marinas se encuentran amena-zadas a nivel mundial. En la actualidad, la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) categoriza a D. coriacea y a E. imbricata como especies en peligro crítico, a C. mydas como especie en peligro y a L. olivacea como especie vulnerable, pues sus tendencias poblacionales están en descenso debido principalmente a la explotación selectiva (recolección de huevos y captura de adultos), la captura incidental en la pesca, la

Especie Época climática n Prom. ± DS Rango Rango promedio p-valor

Chelonia mydasLluviosa 20 66,2 ± 7,3 56-90 35,35

Seca 41 63,9 ± 5,7 53-81 28,88Total 61 0,180*

Lepidochelys olivaceaLluviosa 21 60,9 ± 4,4 48-68 13,93

Seca 8 64,3 ± 5,8 58-75 17,81Total 29 0,271*

Tabla 4. Prueba de Kruskal-Wallis para comparar el LCC (largo curvo del caparazón, cm) de las especies más abundantes entre épocas climáticas, con el promedio y rango de tallas, en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

n: tamaño de la muestra; Prom.: promedio; DS: desviación estándar; * no significativo.


Chelonia mydasSub-adulto 28 57 79 65,0 4,7Total 28 57 79 65,0 4,7

Dermochelys coriaceaSub-adulto 3 99 122 113,7 12,7Total 3 99 122 113,7 12,7

Lepidochelys olivaceaSub-adulto 15 57 63.5 60,5 2,1Adulto 4 65 69 66,8 2,1Total 19 57 69 61,8 3,3

Tabla 5. Estadísticos de tallas (LCC, largo curvo del caparazón, cm) de las especies de tortugas marinas varadas por estados de madurez aparente (EMA) en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

n: tamaño de la muestra; Prom.: promedio; DS: desviación estándar.

Evento Condición anatómica C, mydas D, coriacea E, imbricata L, olivacea Total %

Var

amie

nto

Moribundo con cráneo lesionado 1 – – – 1 2,0Moribundo sacrificado 1 – – – 1 2,0Muerto con caparazón quebrado 1 – – – 1 2,0Muerto con cráneo lesionado – – – 1 1 2,0Muerto con cráneo roto – – – 1 1 2,0Muerto flotando 1 – – 1 2 4,0Muerto intacto 14 3 – 5 22 44,0Muerto con plastrón perforado – – – 1 1 2,0Muerto sacrificado 7 – – 10 17 34,0Muerto sin patas posteriores 2 – – – 2 4,0Sin cabeza 1 – – – 1 2,0Total 28 3 – 19 50 100,0

Cap

tura

in

cide

ntal Muerto intacto 8 – 1 1 10 22,2

Muerto sacrificado 17 1 – 5 23 51,1Vivo sacrificado 8 – – 4 12 26,7Total 33 1 1 10 45 100,0

Tabla 6. Número de ejemplares registrados por evento y condición observada en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

estos, 38 ejemplares fueron sacrificados para aprovechar su carne o comercializar su caparazón: 30 de C. mydas (28 en Punta Picos y dos en Bonanza) y 8 de L. olivacea (todos en Punta Picos). De los ejemplares de C. mydas capturados en Punta Picos, nueve se recuperaron muertos.

El 97% de ejemplares de C. mydas se consideraron sub-adultos (63,6 ± 6,0 DS cm LCC; n= 32); el 30% de L. olivacea, adultos (69,8 ± 4,6 DS cm LCC; n= 3); y los únicos ejemplares de D. coriacea (121,0 cm LCC) y E. imbricata (34,0 cm LCC), sub-adultos (Tabla 7).

Durante el período de estudio, todas las capturas incidentales de tortugas marinas fueron realizadas con redes de enmalle de diferentes tamaños de malla (2¾ a 12 pulgadas), aunque ma-yormente de 8 pulgadas, que tienen como objetivo la captura de langosta verde Panulirus gracilis y algunas especies de rayas y mantas.

298

Rosales et al.


degradación de las playas de anidamiento y las enfermedades y depredación (IUCN 2010), además de la utilización de algunos sub-productos, como la concha de carey en artesanías (Dueñas et al. 2000).

En la Región Tumbes, de acuerdo a los pescadores locales, los varamientos de tortugas marinas parecen ser un fenómeno muy común (Kelez et al. 2003). Al respecto, en el presente trabajo el 52,6% de los ejemplares registrados correspondieron a este evento, la mayoría de los cuales ocurrieron en verano e invierno de 2007, principalmente en Canoas y Baja de Punta Mero. Las especies con mayores varamientos fueron C. mydas y L. olivacea, caracterizadas por presentar hábitos costeros (Hays-Brown & Brown 1982). Eretmochelys imbricata no registró varamientos, posiblemente porque no interactuó con la pesquería costera, ya que ésta presenta hábitos oceánicos (Hays-Brown & Brown 1982).

Una de las causas del declive de las poblaciones de tortugas marinas es la interacción con actividades pesqueras, dado que éstas son incidentalmente capturadas en casi todos los artes y aparejos pesqueros como arrastre, cortina, espinel y cerco (Renaud et al. 1997, Silvani et al. 1999, Lewison et al. 2004). Según De Paz et al. (2004), entre julio de 1999 y junio de 2000, la especie más capturada con redes cortina en el área de Pisco, Paracas, fue C. mydas (67,8%), seguida de L. olivacea (27,7%) y D. coriacea (2,9%). Además, De Paz et al. (2007), indicaron que en la misma área, en el verano de 2005, el 78,3% de ejemplares correspondió a C. mydas; el 16,5%, a L. olivacea y el 5,2%, a D. coriacea. Estas observaciones concuerdan con lo registrado en la presente investigación, excepto que aquí se registró además un ejemplar de E. imbricata (2,2%). Asimismo, Kelez et al. (2008) señalan que, entre enero de 2003 y marzo de 2008, C.


Chelonia mydasSub-adulto 32 53 81 63,6 6,0Adulto 1 90 - – –Total 33 53 90 64,4 7,5

Dermochelys coriaceaSub-adulto 1 121 - – –Total 1 121 - – –

Eretmochelys imbricataSub-adulto 1 34 - – –Total 1 34 - – –

Lepidochelys olivaceaSub-adulto 7 48 63 58,5 5,3Adulto 3 66 75 69,8 4,6Total 10 48 75 61,9 7,3

Tabla 7. Estadísticos de tallas (largo curvo del caparazón, LCC, cm) de las especies de tortugas marinas capturadas incidentalmente por estados de madurez aparente (EMA) en Tumbes, entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

Fuente de variación Suma de cuadrados GL Media

cuadrática F p-valor

Entre grupos 0,000 1 0,000 0,001 0,979*Dentro de los grupos 1,861 38 0,049Total 1,861 39

Tabla 8. Análisis de varianza de una vía (ANOVA) para comparar los valores de CPUE entre épocas climáticas en Tumbes entre agosto de 2007 y agosto de 2009.

n: tamaño de la muestra; Prom.: promedio; DS: desviación estándar.

GL: grados de libertad; * no significativo.

mydas fue la especie más capturada por espineles pelágicos en Perú (52%), seguida de C. caretta (26%), L. olivacea (20%) y D. coriacea (2%). Del mismo modo, Cáceres et al. (2008), afirman que C. mydas fue la especie más observada y capturada durante las actividades de pesca en la Bahía de Sechura, Piura, durante noviembre de 2007 a julio de 2008.

En la zona de Punta Picos, Acapulco, se registró la mayor cantidad de ejemplares de tortugas capturadas incidentalmente, debido a que en este lugar, y durante el periodo de estudio, un observador de campo de IMARPE – Sede Tumbes registró los desembarques realizados por los pescadores “balsilleros”. En esta zona se realizan actividades de pesca netamente costeras y artesanales, dedicándose a ellas aproximadamente 20 pescadores (número que varía dependiendo de la disponibilidad y abun-dancia de recursos en las diferentes épocas del año), utilizando balsillas de palo topa equipadas con una o dos redes cortina de 2¾ a 12 pulgadas de tamaño de malla para la captura de langosta verde Panulirus gracilis, raya coluda Dasyatis longus, y especies netamente costeras como chita Anisotremus sacapularis, y corvina cherela Cynoscion phoxocephalus. Las redes se tienden al atardecer, aproximadamente a las 17:00 h, y se recogen al día siguiente, aproximadamente a las 06:00 h.

Durante el presente estudio se constató que la captura inci-dental de tortugas marinas con redes de enmalle es un problema muy frecuente en la zona de estudio, lo que coincide con lo encontrado por Lezama et al. (2003) para la costa uruguaya. Las capturas incidentales de C. mydas ocurrieron en zonas rocosas poco profundas. La captura de un sólo ejemplar de D. coriacea y otro de E. imbricata, y el no registro de ejemplares de C. caretta, probablemente se deba a que estas especies presentan hábitos de vida no tan costeros como los de las demás especies de tortuga, sino mas bien oceánicos (Hays-Brown & Brown 1982, Lezama et al. 2003). Además, el 73,3% de ejemplares capturados se registraron muertos y con signos de ahogamiento, debido al tiempo de reposo prolongado que los pescadores dan a sus redes.

A pesar que los promedios de la CPUE fueron mayores en invierno de 2006 y verano de 2007, cada uno con 0,70 ± 0,27 DS ejemplar/red, este parámetro tuvo niveles similares de variación entre épocas climáticas. Esto indicaría que el ecosistema marino de la Región Tumbes posee características ambientales estables en todo el año. De esta manera, es probable que los cambios en algunas características físico-químicas de la columna de agua, en especial de los aportes fluviales en la época de verano, no tengan ningún efecto en la dinámica de las poblaciones de tortugas marinas y los valores de CPUE.

En Bonanza sólo se registraron dos ejemplares de tortugas marinas, lo que impidió que los valores de CPUE (ejemplar/red) se compararan por zonas de pesca y épocas climáticas. Sin embargo, la CPUE promedio registrada entre esta zona y Punta Picos (0,61 ± 0,22 DS ejemplar/red) no difirió de lo registrado sólo en Punta Picos (0,60 ± 0,21 DS ejemplar/red), pues el esfuerzo aplicado es el mismo en ambas zonas (en general uno a dos paños por balsilla).

Para reducir la captura incidental de tortugas marinas en las redes de enmalle, Oravetz (2000) manifiesta que el calado de este arte debe ser realizado en áreas donde la presencia de tortugas sea poco probable, además de limitar la profundidad de calado, la longitud de las redes, reducir el tiempo que permanecen caladas

299



y en el que son revisadas, así como utilizar un tamaño de red que reduzca la probabilidad de capturarlas.

La captura incidental no es la única forma de mortalidad. La colisión entre las tortugas y las embarcaciones pesqueras de mayor tamaño (arrastreras y cerqueras), causa igual preocupa-ción, pues algunos ejemplares varados presentaron lesiones de fracturas en el cráneo, caparazón, plastrón y extremidades (14%).

A pesar que en el el Perú, mediante D.S. Nº 034-2004-AG (Ministerio de Agricultura), se prohíbe la captura dirigida y comercialización de productos derivados de tortugas marinas, en la Región Tumbes durante el periodo de estudio, se observó el incumplimiento de esta norma, pues los pescadores artesanales comercializaron la carne y el caparazón de casi todas las tortugas marinas capturadas incidentalmente (77,8%). Asimismo se observó la poca conciencia conservacionista de los pescadores, pues las tortugas encontradas vivas al recoger el arte de pesca (26,7%) fueron sacrificadas para la comercialización de su carne y caparazón. Esta situación, se agrava porque la captura, desem-barque y comercialización de tortugas marinas se realizaron en playas alejadas de los desembarcaderos pesqueros artesanales, donde no existe control de los desembarques.

En general, la carne de tortuga se destina principalmente a los restaurantes de la zona, y en menor proporción se comercializa en los mercados locales de manera clandestina (observ. pers.). A diferencia de algunas otras regiones del país, como Pisco y Paita, donde se realizan operativos inopinados para sancionar la comercialización de productos de tortuga marina, estas acciones son escasas en la Región Tumbes, observándose que en algunas playas y zonas turísticas se comercializan caparazones de estos ejemplares como artesanías y ornamentos. Esta realidad es co-mún en varias partes del mundo tal como lo señalan López et al. (2001), en su estudio del comercio ilegal y formas de uso de las tortugas marinas en Uruguay, quienes indican que algunos pes-cadores procesan y venden los caparazones al turismo generando así una fuente de ingreso alternativa; mientras que en otros casos existe consumo de la carne, práctica ocasional que constituye una fuente suplementaria de alimento para algunas familias.

Los elevados porcentajes de individuos sub-adultos de C. mydas y L. olivacea, presentes en las capturas incidentales y va-ramientos en la Región Tumbes, son preocupantes debido a que son considerados extremadamente valiosos para la recuperación y estabilidad de las poblaciones (Crouse et al. 1987). Sin embargo nuestros valores fueron similares a los registrados en el verano de 2005 por De Paz et al. (2007), en Pisco (100% sub-adultos de C. mydas y 72,7% sub-adultos de L. olivacea). Por su parte, De Paz et al. (2004), indican que, entre julio de 1999 y junio de 2000, en el área de Pisco, existió alta presión de captura sobre sub-adultos de C. mydas (78%) y adultos L. olivacea (83%).

Lezama et al. (2003), afirman que C. mydas se distribuye a lo largo de toda la costa de Uruguay, pero, al igual que en este trabajo, principalmente en regiones donde las algas son más abundantes como zonas rocosas e insulares. Al respecto, López-Mendilaharsu et al. (2003), sugieren que áreas con estas caracte-rísticas representan hábitats de desarrollo y alimentación de C. mydas. En estas condiciones, Lezama et al. (2003), recomiendan que, a partir de estudios de dieta y selección de alimento, así como de patrones migratorios, estas zonas sean áreas prioritarias para futuros esfuerzos de recuperación de esta especie.

En cuanto a L. olivacea, los porcentajes de ejemplares adultos señalados por De Paz et al. (2007), en Pisco (27,3%), y por Kelez et al. (2009), en toda la costa peruana (33%), son similares a los registrados en esta investigación para la Región Tumbes (24,1%). Esto significaría que L. olivacea es una especie común en Perú y que posee un gran componente adulto en aguas costeras.

En nuestras observaciones el LCC promedio de C. mydas (64,7 ± 6,3 DS cm LCC; n= 61) y L. olivacea (61,9 ± 4,9 DS cm LCC; n= 29), fue ligeramente superior al registrado por De Paz et al. (2004) (63,3 cm LCC en C. mydas y 60,9 cm LCC en L. olivacea), lo que podría evidenciar un patrón de distribución latitudinal, incluso en los estados de madurez aparente.

La comparación de LCC entre épocas climáticas y zonas de registro no reveló diferencias significativas en las tallas; además, los ejemplares sub-adultos (inmaduros) de estas especies se capturaron incidentalmente en porcentajes superiores al 70%, valores que atentan contra la capacidad de mantenimiento y regeneración de las poblaciones. Por ello, se debe continuar el monitoreo de este parámetro, toda vez que la captura constante de estas especies, incidental o dirigida, puede impactar negati-vamente en sus poblaciones.

Los registros de D. coriacea en esta investigación (100% sub-adultos), concuerdan con lo señalado por De Paz et al. (2004), entre julio de 1999 y junio de 2000 en Pisco (100%), por De Paz et al. (2007), en el verano de 2005 en la misma localidad (100%), y por Quiñones et al. (2009), en San Andrés, Paracas (86,3%). Respecto a los tamaños de esta especie en la zona de Paracas, Alfaro-Shigueto et al. (2007), mencionan que las tortu-gas capturadas entre 2000 y 2003 fueron en promedio menores (LCC media de 104,8 cm) que las registradas en 1982 (LCC media de 135 cm), y entre 1985 y 1999 (LCC media de 135,7 cm), lo que puede deberse al reducido tamaño de muestra, pero también puede indicar que existen menos adultos grandes en la población debido a la mortalidad asociada con la disminución de la población en los últimos 20 años. Al respecto, Reynolds y Sadove (2000) en su investigación realizada en Nueva York entre 1986 y 1996, encontraron que los ejemplares de C. mydas y D. coriacea, capturados con redes cortina de fondo, no registraron cambios significativos en sus tallas medias (LCC). Además in-dican que durante el verano, el Noreste de EEUU se convierte en una importante área de forrajeo de ejemplares sub-adultos y adultos de estas especies.

Por lo tanto, de acuerdo a lo observado en esta investigación se puede afirmar que el litoral de Tumbes es una importante zona de forrajeo y desarrollo de tortugas marinas, ya que éstas se registraron casi todos los meses del año. Sin embargo, y de acuerdo a las recomendaciones de Barnes et al. (2000), es nece-sario realizar un trabajo más completo para evaluar si la Región Tumbes corresponde a un hábitat importante, especialmente de sub-adultos de C. mydas, L. olivacea y D. coriacea.

Recomendaciones

Que el litoral de Tumbes sea considerada como una impor-tante zona de forrajeo y desarrollo de tortugas marinas, debido a que están presentes durante todo el año.

Deben identificarse las áreas de forrajeo y desarrollo de las tortugas marinas sub-adultas en nuestro litoral a fin de proteger-las y reducir su captura incidental. Para ello se debe desarrollar

300

Rosales et al.


un programa de monitoreo que permita evaluar las condiciones poblacionales de las diferentes especies de tortugas marinas en la región y establecer el real impacto que las pesquerías ocasionan en ellas.

Establecer normas que reduzcan la captura incidental de tortugas marinas con redes de enmalle, limitar el tiempo de calado o prohibir su uso en zonas con alta incidencia de tor-tugas marinas. Estas estrategias deben ser congruentes con las necesidades de recuperación de los recursos y la satisfacción de las necesidades socioeconómicas de las comunidades de usuarios que se benefician de los mismos.

Establecer programas educativos y culturales para concienciar el tema de conservación de las tortugas marinas en esta parte del Perú.

AgradecimientosA los pescadores de las playas de Villar, por su apoyo para el

registro de datos, al Sr. Gonzalo Meneses, por la información brindada sobre ejemplares varados en Playa Canoas, a los Blgos. Nelly de Paz y Percy Montero, por las recomendaciones y bi-bliografía alcanzada, y al Blgo. Francis van Oordt, por su apoyo en la revisión, críticas y recomendaciones en la elaboración del presente trabajo.

Literatura citadaAlfaro-Shigueto J., P.H. Dutton, M. van Bressem & J. Mangel. 2007.

Interactions between leatherback turtles and Peruvian artisanalfisheries.ChelonianConservationandBiology6(1):129–134.

Barnes D.M., H. Miller-Woodson, W.M.D. Webster, et al. 2000. Sea turtles of the Cape Fear River basin (North Carolina, U.S.A.): an important nursery area? In: F.A. Abreu-Grobois,R.Briseño-Dueñas,R.Márquez,F.Silva andL. Sarti, eds. Proceedings of the Eighteenth International Sea Turtle Symposium. U.S. Dep. Commer. NOAA Tech. Memo. NMFS-SEFSC-436. p: 161-163.

Barrientos K. & C. Ramírez. 2008. Estado actual de Lepidochelys olivaceaenelValle,PacíficoChocoano,Colombia.In:S.Kelez, F. van Oordt, N. de Paz and K. Forsberg, eds. Libro deResúmenes. II Simposio deTortugasMarinas en elPacificoSurOriental.p.17-21.<http://www.ecOceanica.org/publicaciones> Acceso 13/05/2010.

Bolten A.B. 2000. Técnicas para la medición de tortugas marinas. In: K.L.Eckert,K.A.Bjorndal,F.A.Abreu-GroboisandM.Donnelly,eds.TécnicasdeInvestigaciónyManejoparalaConservación de las Tortugas Marinas. 2000 (Traducción alespañol). IUCN/CSEGrupoEspecialistaenTortugasMarinas Publicación Nº 4. p. 126-131.

Cáceres C., J. Alfaro-Shigueto & J. Mangel. 2008. Estudio sobre la mortalidad de la tortuga verde Chelonia mydas agassizii enlaBahíadeSechura,Piura–Perú.In:S.Kelez,F.vanOordt,N.dePazandK.Forsberg,eds.LibrodeResúme-nes.IISimposiode tortugasmarinasenelPacíficoSurOriental. p. 61. <http://www.ecOceanica.org/publicacio-nes> Acceso 13/05/2010.

CrouseD.T.,L.B.Crowder&H.Caswell.1987.Astage-basedpo-pulation model for loggerhead sea turtles and implications for conservation. Ecology. 68(5):1412-1423.

CrossaM.,R.Pereiro,J.Pinieiro,etal.1991.Análisisdelaspes-querías artesanales del Uruguay. Centro Cooperativista Uruguayo. Sistema de Programas de Pesca Artesanal. Montevideo. 236 pp.

De Paz N., J.C. Reyes & M. Echegaray. 2004. Capture and trade of marine turtles at San Andres, southern Peru. In: M.S. Coyne and R.D. Clark, eds. Procedings of the Twenty-First Annual Symposium on Sea Turtle Biology and Conservation. NOAA Technical Memorandum NMFS-SEFSC-528. p. 52-54.

DePazN.,J.C.Reyes,M.Echegaray,etal.2007.IdentificaciónymanejodehábitatscríticosdetortugasmarinasenPerú:Paracas, estudio de caso. In: C. Guerra-Correa, A. Falla-brino, P. Bolados-Díaz and C. Turner, eds. VII Simposio Sobre Medio Ambiente. Estado Actual y Perspectivas de la Investigación y Conservación de las Tortugas Marinas enlasCostasdelPacíficoSurOriental.Antofagasta,Chile.p. 28. <http://www.uantof.cl/CREA/simpo%20tortugas.pdf> Acceso 13/05/2010.

DueñasC.,M.Vásquez&C.Hasbún.2000.Conservacióndelastortugas marinas en El Salvador. Sinopsis y perspectivas. In:F.A.Abreu-Grobois,R.Briseño-Dueñas,R.Márquez,F. Silva and L. Sarti, eds. Proceedings of the Eighteenth International Sea Turtle Symposium. U.S. Dep. Commer. NOAA Tech. Memo. NMFS-SEFSC-436. p: 130-132.

EckertS.A.&L.Sarti. 1997.Distantfisheries implicated in theloss of the world’s largest leatherback nesting population. Marine Turtle Newsletter 78:2-7.

FrazierJ.&J.L.B.Montero.1990.Incidentalcaptureofmarineturt-lesbytheswordfishfisheryatSanAntonioChile.MarineTurtleNewsletter49:8-13.

Hays-BrownC.&W.M.Brown. 1982. Status of sea turtles inSoutheasternPacific:EmphasisonPeru.In:K.A.Bjorndal,ed. Biology and Conservation of Sea Turtles. Smithsonian Press, Washington D.C. p. 235-240.

IUCN (International Union for Conservation of Nature). 2010. (en línea). IUCN Red List of Threatened Species. Version 2010.2. <www.iucnredlist.org> Acceso 23/07/2010.

Kelez S., X. Velez-Zuazo & C. Manrique. 2003. Current status of sea turtles along the northern coast of Peru: preliminary results. In: J.A. Seminoff, ed. Proceedings of the Twenty-Second Annual Symposium on Sea Turtle Biology and Conserva-tion. NOAA Technical Memorandum NMFS-SEFSC-503. p. 264-265. <http://www.nmfs.noaa.gov/pr/pdfs/species/turtlesymposium2002.pdf> Acceso 23/06/2010.

Kelez S., X. Velez-Zuazo, C. Manrique, et al. 2008. Captura inciden-taldetortugasmarinasenlapescaconpalangreenPerú.In: S. Kelez, F. van Oordt, N. de Paz and K. Forsberg, eds. LibrodeResúmenes.IISimposiodetortugasmarinasenelPacíficoSurOriental.p.59-61.<http://www.ecOceanica.org/publicaciones> Acceso 13/05/2010.

KelezS.,X.Velez-Zuazo,F.Angulo&C.Manrique. 2009. (enlínea). Olive ridley Lepidochelys olivacea nesting in Peru: ThesouthernmostrecordsintheEasternPacific.MarineTurtleNewsletter126:5-9.<http://www.seaturtle.org/mtn/archives/mtn126/mtn126p5.shtml> Acceso 05/04/2010.

Lewison R.L., S.A. Freeman & L.B. Crowder. 2004. Quantifying theeffectsoffisheriesonthreatenedspecies:theimpactof pelagic longlines on loggerhead and leatherback sea turtles. Ecology Letters 7:221-231.

Lezama C., P. Miller, A. Fallabrino, et al. 2003. Captura incidental de tortugasmarinas por la flota pesquera artesanal enUruguay. C.I.D., Proyecto Karumbé, Tortugas Marinas del Uruguay. 4 pp.

López M., A. Fallabrino, A. Estrades, et al. 2001. Comercio ilegal y formas de uso de las tortugas marinas en Uruguay. Act. VI Jorn. Zool. Uruguay. 50 pp.

López-Mendilaharsu M., A. Fallabrino, A. Bauza, et al. 2003. Re-view and conservation of sea turtles in Uruguay: foraging habitats, distribution, causes of mortality, education and regional integration. Preliminary Report 2001-2002 to BP Conservation. 18 pp.

301



MillerJ.D.1997.Reproductioninseaturtle.In:P.LLutzandJ.A.Musick, eds. The Biology of Sea Turtles. CRC Marine Science Series. Boca de Raton, FL: CRC Press. p. 51–81.

Montero P., M. Vera & I. Gonzales. 2010. Condiciones meteorológi-casyoceanográficasenlaestaciónfijaCaletaLaCruz,Re-giónTumbes,2009.InformeAnual.Inst.MarPerú.10pp.

NationalResearchCouncil.1990.Declineoftheseaturtles:causesand prevention. National Academy Press, Washington D.C.259pp.

Oravetz C.A. 2000. Reducción de la captura incidental en pesquerías. In:K.L.Eckert,K.A.Bjorndal,F.A.Abreu-GroboisandM.Donnelly, eds.Técnicas de investigación ymanejopara la conservación de las tortugas marinas. IUCN/CSE Grupo Especialista en Tortugas Marinas Publicación Nº 4(Traducciónalespañol).p.217-222.

OrdinolaE.,E.López, I.Gonzales, et al. 2010. Identificaciónydelimitación de bancos naturales de invertebrados ma-rinos, zonas de pesca artesanal y áreas propuestas para maricultura en el litoral de la Región Tumbes. Inf. Interno Inst.MarPerú.83pp.<http://www.imarpe.gob.pe/tumbes/noticias/Ident_delimit_B_N_Z_12-04-2010.pdf> Acceso 09/12/2010.

Pritchard P.C.H. & J.A. Mortimer. 2000. Taxonomía, morfología externae identificacióndelasespecies. In:K.LEckert,K.A.Bjorndal,F.A.Abreu-GroboisandM.Donnelly,eds.TécnicasdeInvestigaciónyManejoparalaConservaciónde lasTortugasMarinas.2000(Traducciónalespañol).IUCN/CSE Grupo Especialista en Tortugas Marinas Pu-blicación Nº 4. p. 23-41.

Quiñones J., J.Zeballos, S.Quispe& J.Alfaro-Shigueto. 2009.Captura incidental de la tortuga dorso de cuero (Dermo-chelyscoriacea)duranteelfenómenoElNiño1987enSanAndrés,Perú:posiblescausaseimplicaciones.Memoriadel III Simposio Regional sobre Tortugas Marinas del Pa-cíficoSurOriental.UniversidaddeSantaElena,Ecuador.

RenaudM.L.,J.M.Nance,E.Scott-Denton&G.R.Gitschlag.1997.Incidental capture of sea turtles in shrimp trawls with and without TEDs in U.S. Atlantic and Gulf Waters. Chelonian Conservation and Biology 2:425-427.

Reynolds D.P. & S.S. Sadove. 2000. Size class of sea turtles in NewYorkfrom1986to1996.In:F.A.Abreu-Grobois,R.Briseño-Dueñas,R.Márquez,F.SilvaandL.Sarti,eds.Proceedings of the Eighteenth International Sea Turtle Symposium. U.S. Dep. Commer. NOAA Tech. Memo. NMFS-SEFSC-436. p: 152-153.

SilvaniL.,M.Gazo&A.Aguilar.1999.Spanishdriftnetfishingandincidental catches in the western Mediterranean. Biological Conservation90:79-85.

SteyermarkA.C.,K.Williams, J.R.Spotila, et al. 1996.Nestingleatherback turtles at Las Baulas National Park, Costa Rica. Chelonian Conservation Biology 2(2):173–183.

UnderwoodA.J.1997.Experimentsinecology:theirlogicaldesignand interpretation using analysis of variance. Cambridge, England. XX pp.

Wyneken J. 2001. The anatomy of sea turtles. US Department of Commerce, NOAA TeC. Memor. NMFS-SEFSC-470, 172 pp.

Zárate P.,M. Parra& J.Carrión. 2007. Informefinal proyectoanidación de la tortuga verde Chelonia mydas, durante la temporada de anidación 2006-2007. Presentado al Servicio Parque Nacional Galápagos. Fundación Charles Darwin, Santa Cruz, Galápagos, Ecuador. 66 pp.

302

Rosales et al.


303

Cicadellidae de Cusco



Lista de cigarritas (Hemiptera: Cicadellidae) de Cusco, Perú

Juan F. Costa1* y Pedro W. Lozada2

Checklist of leafhoppers (Hemiptera: Cicadellidae) from Cusco, Peru

* Autor para correspondencia:

1. Laboratorio de Entomología, Ofi-cina C-333, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco (UNSAAC), Ciudad Universitaria de Perayoc, Av. De La Cultura N° 733, Cusco, Perú.Email Juan F. Costa: [email protected]

2. Investigador Asociado. Departa-mento de Entomología, Museo de Historia Natural (MUHN), Universi-dad Nacional Mayor de San Marcos (UNMSM). Lima, Perú.


Resumen

Se presenta una lista de cigarritas registradas para Cusco, conteniendo 111 géneros y 203 especies. Esta lista incluye especies citadas en la literatura y también de material depositado en la colección de la Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco. Las cigarritas identificadas por los autores fueron colectadas de 8 provincias de Cusco: Anta, Calca, Canchis, Cusco, La Convención, Paucartambo, Quispicanchi y Urubamba.

Palabras clave: Biodiversidad, Insecta, Hemiptera, Cusco, Perú.

Abstract

We present a list of leafhoppers recorded for Cusco, containing 111 genera and 203 species. This list includes species cited in taxonomic literature and also from material housed in the collections of the Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco. The leafhoppers identified by the authors were collected from 8 provinces of Cusco: Anta, Calca, Canchis, Cusco, La Convención, Paucartambo, Quispicanchi and Urubamba.

Keywords: Biodiversity, Insecta, Hemiptera, Cusco, Peru.

IntroducciónEn el Perú, los estudios sobre los cicadélidos (cigarritas) se han

desarrollado de manera puntual e incluyendo insectos plagas principalmente (Langlitz 1964, Ojeda et al. 1971, Santa María et al. 2001, Valdiviezo & Villarreal 2002, Rasmussen et al. 2003). Los estudios de Lozada (1992a, 1992b, 1997) presentan listas de cicadélidos de Perú y de grupos específicos (Lozada & León 1996, Lozada 2001).

En Cusco, pocos son los estudios realizados sobre Cicadellidae en áreas cultivadas o silvestres (Carrasco 1968, Venero-Gonzales 1991, Ormachea & Vidal 1994, Yábar et al. 2002, Costa & Lozada 2004, Lozada et al. 2009).

El listado que se presenta sigue el ordenamiento taxonómico de Dietrich y Rakitov (2002), Dietrich y Dmitriev (2003) y Dietrich (2005, 2006).

Nota:

Las localidades y/o especies marcadas con (*) son citadas en Lozada (1992b).

Las localidades y/o especies marcadas con (**) son citadas en Lozada (1997).

Subfamilia CiCadellinae

Tribu CiCadellini

Acrulogonia Young, 1977**A. incompta Young, 1977. Hacienda María, Cusco; Mar-

capata, Cusco.

Amblyscarta Stål, 1869A. modesta Young, 1977. Pilcopata-Atalaya (790m),

11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz. Paucartambo-Pilcopata (950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

A. obscura Young, 1977. Pilcopata-Atalaya (790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

A. opulenta (Walker, 1851). Paucartambo-Pilcopata (950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Apulia Distant, 1908A. flora Distant, 1908. Paucartambo-Pilcopata (950m),

12.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

A. hyala Distant, 1908. San Pedro, Kósñipata (Paucartambo, 1400m), 10.xii.2007, J. F. Costa & J. C. Astete.

**A. resupinata Young, 1977. Santa Isabel, Cusco.

Begonalia Young, 1977**B. hydra (Distant, 1908). Callanga.

Borogonalia Young, 1977B. crinata Young, 1977. Saylla (Cusco), 30.viii.1973, C.

Martínez col.; Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 30.iii.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis polianta, ex poáceas; Tancarpata (Santiago, 3350m), 08.v.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Pumamarca (San Sebastián, 3450m), 19.ix.2002, J. F. Costa col., ex varios; Tancarpata (Santiago, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex varios; San Sebastián, 14.xi.2002, M. Olivera col., ex Pyrus communis, Progreso (Wanchaq), 26.xi.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Progreso (Wanchaq), 22.xi.2004, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Santa María (San Sebastián, 3450m), 08.iv.2006, M. Cardenas col., ex Escallonia resinosa, ex Colletia spinosissima.

B. impressifrons (Signoret, 1854). Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 30.iii.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis polianta, ex poáceas; Tancarpata (Santiago, 3350m), 08.v.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Pumamarca (San Sebastián, 3450m), 19.ix.2002, J. F. Costa col., ex varios; Tancarpata (Santiago, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex varios; San Sebastián, 14.xi.2002, M. Olivera col., ex Pyrus communis, Progreso (Wanchaq), 26.xi.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Progreso (Wanchaq), 22.xi.2004, J. F. Costa col., ex Baccharis sp; Santa María (San Sebastián, 3450m), 08.iv.2006, M. Cardenas col., ex Escallonia resinosa, ex Colletia spinosissima.

Caldwelliola Young, 1977**C. selvola Young, 1977. Callanga.

304

Costa & Lozada


Caragonalia Signoret, 1855C. carminata Signoret, 1855. Machupicchu (Urubamba),

08.v.1965, O. Ochoa col.

Cephalogonalia Evans, 1947C. flabellula (Jacobi, 1905). Pichari, La Convención (1000m),

15.viii.2005, A. Bustamante col.

Cephalogonalia sp. Pichari, La Convención (1000m), 15.viii.2005, A. Bustamante col.

Coronigoniella Young, 1977**C. ostenta Young, 1977. Callanga.

Cyclogonia Melichar, 1926C. scutellatula Osborn, 1851. Paucartambo-Pilcopata,

Kósñipata (2400m), 08.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

C. sumai Young, 1977. San Pedro, Kósñipata (Paucart-ambo, 1400m), 15.viii.2001, A. Bustamante col.; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 27.vii.2003, J. F. Costa col., ex varios.

**C. praetextatula (Jacobi, 1905). Callanga.

Diedrocephala Spinola, 1850**D. variegata (Fabricius, 1775). Callanga. Actualmente

presenta una nueva combinación taxonómica: D. bimaculata (Gmelin, 1789), de acuerdo a McKamey (2007).

Dilobopterus Signoret, 1850**D. fenestratus Young, 1977. Callanga; Marcapata.

D. jemima Distant, 1908. Sahuayaco, Quillabamba (La Con-vención, 800m), 20.iii.1996, R. Casafranca col; Paucartambo-Pilcopata (Kósñipata, 2400m), 09.iii.2003, J. F. Costa col; Miraflores, Lares (Calca, 1618m), 20.v.2003, A. Bustamante col, ex Solanum tuberosum.

D. obliquatulus Jacobi, 1905. Pilcopata (Paucartambo, 565m), 21.iv.1964, O. Ochoa col. Callanga**.

Erythrogonia Melichar, 1926E. amicula Jacobi, 1905. Sahuayaco, Quillabamba (La

Convención, 800m), 20.iii.1996, R. Casafranca col. Vilcanota**; Marcapata**.

**E. aurivagula (Jacobi, 1905). Marcapata.

**E. eburata Melichar, 1926. Vilcanota.

**E. imitatricula (Jacobi, 1905). Callanga; Santa Isabel, Cusco.

**E. kokomona Medler, 1963. Marcapata.

**E. sociales Melichar, 1926. Marcapata.

E. triplicula Jacobi, 1905. Pilcopata (Paucartambo, 565m), 21.iv.1964, O. Ochoa col; Machupicchu (Urubamba, 2800m), 07.v.1965, C. Martínez col; Machupicchu (Urubamba, 2800m), 26.xi.1965, C. Martínez col; Machupicchu (Urubamba, 2800m), 17.ix.1983, E. Madera col; Paco Pacuni (Limbani, Puno, 898m), 15.xi.2006, J. F. Costa col. Marcapata**.

**E. warsula Medler, 1963. Marcapata.

Hortensia Metcalf & Bruner, 1936H. similis (Walker, 1851). Sahuayaco, Quillabamba (La

Convención, 800m), 15.iii.1996, R. Casafranca col; Sahuay-aco, Quillabamba (La Convención, 800m), 20.iii.1996, R. Casafranca col; Pilcopata, Kósñipata (Paucartambo, 565m), 08.xii.2001, Alfaro & Bustamante col, ex Ananas comosus (piña); Pilcopata, Kósñipata (Paucartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

Iragua Melichar, 1926**I. montana Young, 1977. Vilcanota.

**I. perplexa Young, 1977. Marcapata.

Jozima Young, 1977J. leucopa (Walker, 1858). según Young (1977). Pilcopata-

Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz. Marcapata**.

Juliaca Melichar, 1926**J. bilineata (Melichar, 1951). Callanga.

**J. simoni Young, 1977. Santa Isabel, Cusco; Callanga.

Kogigonalia Young, 1977**K. cajana Young, 1977. Callanga.

Lissoscarta Stål, 1869**L. nipata Young, 1977. Hacienda María, Cusco.

Macugonalia Young, 1977M. cavifrons (Stål, 1862). Pilcopata-Atalaya (Paucartambo,

790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

M. leucomelas Walker, 1851. Pilcopata (Paucartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

Mesogonia Melichar, 1926M. callangana Young, 1977. Pilcopata-Atalaya (Paucartambo,

790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz. Callanga**.

M. olivatula Osborn, 1926. Pilcopata-Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

**M. retrorsa Young, 1977. Callanga.

**M. suspecta Young, 1977. Paucartambo.

**M. tolosa (Distant, 1908). Cusco.

Mucrometopia Melichar, 1925**M. caudata (Walker, 1851). Vilcanota.

Onega Distant, 1908O. bracteata Young, 1977. Sahuayaco, Quillabamba (La

Convención, 800m), 15.xi.1995, R. Casafranca col; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 02.ii.2002, A. Bustamante; Callanga**.

Onega sp. San Pedro, Kósñipata (Paucartambo, 1400m), 15.viii.2001, A. Bustamante col; Paucartambo-Pilcopata (2400m), 08.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

Oragua Melichar, 1926

305



**O. nusinasa Young, 1977. Santa Isabel, Cusco; Marcapata.

O. partitula (Jacobi, 1905). Pilcopata (Paucartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

Pachitea Melichar, 1926**P. habernula (Jacobi, 1905). Callanga.

P. ryma Young, 1977. Paucartambo-Pilcopata (950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz; Callanga**.

P. subflava Walker, 1851. Paucartambo-Pilcopata (950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz.

Pamplona Melichar, 1926**P. spatulata Young, 1977. Callanga.

Paromenia Melichar, 1926P. marginata Young, 1977. Paucartambo-Pilcopata (1130m),

10.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz. Santa Isabel, Cusco**.

P. quimbayensis (Kulgatz & Melichar, 1902). Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col, ex varios; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucart-ambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col, ex varios; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 27.vii.2003, J. F. Costa col, ex varios.

Pawiloma Young, 1977P. fulpae Young, 1977. Machupicchu (Urubamba, 2800m),

17.ix.1983, E. Madera col; Ucchuhuerta, Choquequirao (Anta, 1600m), 16.v.2002, Cáceres & Huerta col. Machupicchu**.

P. sirochia Young, 1977. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col, ex varios.

Punahuana Young, 1977P. dyscrita Young, 1977. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata

(Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col, ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col, ex varios. Callanga**; Marcapata**.

Ramosulus Young, 1977R. corrugipennis (Osborn, 1926). Pilcopata (Paucartambo,

565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

**R. fulgidus (Melichar, 1932). Callanga.

R. phaedrus Young, 1977. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col., ex varios.

Schildola Young, 1977**S. ductilis Young, 1977. Santa Isabel, Cusco.

Sibovia China, 1927S. aprica Melichar, 1926. Miraflores, Lares (Calca, 1618m),

25.v.2003, A. Bustamante.

**S. picchitula Young, 1977. Machupicchu.

**S. praevia (Melichar, 1926). Cusco.

Soosiulus Young, 1977**S. flanmidulus (Jacobi, 1905). Marcapata.

**S. seimunculus (Melichar, 1932). Marcapata.

Stehlikiana Young, 1977S. halticula (Jacobi, 1905). Machupicchu (Urubamba,

2800m), 03.ii.1964, C. Martínez col; Machupicchu (Urubamba, 2800m), 26.xi.1965, C. Martínez col; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 16.xi.1968, O. Ochoa col; Paucartambo-Pilcopata, Kósñipata (2400m), 08.iii.2002, J. F. Costa col, trampa de luz. Marcapata**.

**S. obscura (Jacobi, 1905). Marcapata.

**S. recurva (Jacobi, 1905). Callanga; Vilcanota.

Tipuana Melichar, 1926**T. expallida Young, 1977. Hacienda María, Cusco.

Tortigonalia Young, 1977**T. torta Young, 1977. Callanga.

T. treva Young, 1977. Pilcopata (565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col, ex gramíneas. Callanga**.

Trichogonia Breddin, 1901T. costata (Signoret, 1853). Ttio (Wanchaq, 3330m),

23.vii.1963, O. Ochoa col, Huancaro (Santiago), 20.v.1973, C. Martínez col; Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 24.ii.1983, E. Madera col; Ticatica, 20.vii.1983, E. Madera col, Los Incas (Cusco), 02.xi.1995, J. Álvarez col; Pillao Matao (San Sebas-tián, 3350m), 13.iv.2002; Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 30.iii.2003, J. F. Costa col, ex Daucus carota, ex Brassica oleracea, ex B. campestris; Pampallaqta, Pisaq (Calca, 3340m), 25.iv.2002, Alfaro & Bustamante col, ex Solanum tuberosum, ex Buddleia coriacea; Salineras (San Sebastián, 3380m), 14.iv.2002, J. F. Costa, ex asteráceas.

Zaruma Melichar, 1926**Z. decolorata Young, 1977. Callanga.

Tribu ProConiini

Abana Distant, 1908**A. horvathi Jacobi, 1905. Cusco.

Acrogonia Stål, 1869**A. stylata Young, 1968. Hacienda María, Cusco; Callanga.

Anacuerna Young, 1968A. centrolinea (Melichar, 1925). Tipón, 22.viii.1973, C.

Martínez col; Saylla, 30.viii.1973, C. Martínez col; Perayoc (Cusco, 3370m), 22.ix.1973, C. Martínez col; Ticatica (San-tiago), 20.vii.1983, E. Madera col; Pumamarca (San Sebastián, 3450m), 14.ix.2002, J. F. Costa col, ex Daucus carota; Pillao Matao (San Sebastián, 3350m), 25.vi.2004, J. F. Costa col, ex Daucus carota, ex Trifolium repens; Kayra (San Jerónimo,

306

Costa & Lozada


3210m), 14.ix.2004, K. Gonzáles col, ex Medicago sativa; Saylla, 22.X.2004, J. F. Costa col, ex grass.

Deselvana Young, 1968D. longipennis (Melichar, 1925). Pilcopata (Paucartambo,

565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Dichrophleps Stål, 1869D. truncata (Young, 1968). Pilcopata-Atalaya (Paucartambo,

790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz. Hacienda María, Cusco**. Río Kósñipata**.

Diestostemma Amyot & Serville, 1843**D. blantoni Young, 1968. Callanga.

**D. dolosum (Melichar, 1924). Cusco.

**D. reticulatum (Melichar, 1924). Cusco.

Egidemia China, 1927**E. obtusata (Melichar, 1925). Marcapata.

Homoscarta Melichar, 1926H. boliviana Schmidt, 1928. Pilcopata (Paucartambo, 565m),

23.ii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

**H. superciliaris (Jacobi, 1905). Cusco.

Ichthyobelus Melichar, 1925I. bellicosus Melichar, 1925. Sahuayaco (La Convención,

800m), 15.iii.1996, R. Casafranca col.

Molomea Signoret, 1855**M. consorta (Melichar, 1925). Vilcanota.

M. guttulata Melichar, 1925. Sahuayaco (La Convención, 800m), 15.iii.1996, R. Casafranca col.

Oncometopia Stål, 1869O. venata Schroeder, 1959. Shintuya, Salvación (Madre de

Dios), 07.iii.1968, E. Gonzáles col.; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 16.xi.1968, O. Ochoa col.

Oncometopia sp. Pilcopata (Paucartambo, 565m), 04.x.1963, O. Ochoa col.; Sahuayaco (La Convención, 800m), 18.iii.1996, R. Casafranca col.; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 15.ii.2002, A. Bustamante col.; Pilcopata-Atalaya (Pau-cartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Pilcopata (Paucartambo, 565m), 01.xi.2002, A. Bustamante col.

Procandea Young, 1968**P. andina Young, 1968. Marcapata.

**P. cordillerae Young, 1968. Cusco.

P. inca Young, 1968. Pilcopata (Paucartambo, 565m), 15.xi.1967, O. Ochoa col.

**P. monticola Young, 1968. Santa Isabel, Cusco; Callanga.

**P. quechua Young, 1968. Callanga, Cusco.

Proconia Le Peletier & Serville, 1825P. marmorata Metcalf, 1965. Pilcopata (Paucartambo, 565m),

15.xi.1967, O. Ochoa col.

Proconopera Young, 1968**P. pullula (Jacobi, 1905). Callanga.

Proconosama Young, 1968P. haenschi (Melichar, 1926). Sahuayaco (La Convención,

800m), 20.iii.1996, R. Casafranca col.; San Pedro, Kósñipata (Paucartambo, 1400m), 15.viii.2001, A. Bustamante col.

Pseudometopia Schmidt, 1928P. irenae Young, 1968. San Pedro, Kósñipata (Paucartambo,

Cusco, 1400m), 15.viii.2001, A. Bustamante col. Callanga**. Santa Isabel, Cusco**.

Rhaphirrhinus Laporte, 1832R. phosphoreus (Linneus, 1758). Salvación (Madre de Dios),

17.xi.1968, O. Ochoa col.

Subfamilia delToCePhalinae

El concepto de esta Subfamilia fue recientemente ampliado para incluir a las Subfamilias Eupelicinae, Koebeliinae, Paraboloponinae, Penthimiinae y Selenocephalinae; en Dietrich y Rakitov (2002) y Dietrich & Dmitriev (2003).

Tribu delToCePhalini

Amplicephalus DeLong, 1926*A. auranticus Linnavuori & DeLong, 1979. Machupicchu.

*A. paradoxus Linnavuori & DeLong, 1976. Machupicchu.

Mattogrossus Linnavuori, 1959*M. colonoides (Linnavuori, 1959). Quincemil, Cusco.

Picchuia Linnavuori & DeLong, 1979*P. pungens Linnavuori & DeLong, 1979. Machupicchu.

Tribu doraTurini

Icaia Linnavuori, 1973I. appendiculata Linnavuori & DeLong, 1976. Huatata,

Chinchero (Anta, 3800m), 15.viii.2004, J. F. Costa col., ex Solanum tuberosum; Huatata, Chinchero (Anta, 3800m), 25.vi.2005, J. F. Costa col., ex Solanum tuberosum, ex Vicia faba. Machupicchu*.

Tribu euSCelini

Andanus Linnavuori, 1959*A. bimaculatus Linnavuori, 1959. Quincemil, Cusco.

Atanus Oman, 1936*A. picchuanus Linnavuori & DeLong, 1976. Machupicchu.

Bandaromimus Linnavuori, 1959B. fulvopictus Linnavuori, 1959. Pilcopata-Atalaya (Paucart-

ambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

307



Brazosa Oman, 1936*B. picturella (Baker, 1923). Callanga (Paucartambo, Cusco).

Chlorotettix Van Duzze, 1892Chlorotettix sp. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Pau-

cartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col., ex varios.

Exitianus Ball, 1929*E. quadratulus (Osborn, 1923). Machupicchu.

Paratanus Young, 1957P. exitiosus (Beamer, 1943). Pampallaqta, Lares (Calca,

3900m), 09.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Chilca, Ol-lantaytambo (Urubamba, 2600m), 12.v.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa, ex Zea mays; Cuncani, Lares (Calca, 3545m), 16.i.2004, J. F. Costa col, ex gramíneas; Tambohuaylla, Lares (Calca, 3510m), 17.i.2005, J. F. Costa col., ex Chenopo-dium quinoa; Marangani, Sicuani (Canchis), 22.v.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa, ex Zea mays.

P. yusti Young, 1957. Kayra (San Jerónimo, 3219m), 26.i.2002, J. F. Costa, ex Zea mays, ex Solanum tuberosum; San Jerónimo (San Jerónimo, 3400m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., ex Zea mays, Phaseolus vulgaris; Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 28.vii.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis polianta (chilca); Per-ayoc (Cusco, 3360m), 04.viii.2002, J. F. Costa col.; Pumamarca (San Sebastián, 3450m), 14.ix.2002, J. F. Costa col.; Tancarpata (San Sebastián, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex Zea mays; Amadeo Repeto (Santiago), 05.xi.2002, W. Cosio col.; Chilca, Ollantaytambo (Urubamba, 2600m), 12.v.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa, ex Zea mays; Pampallaqta, Lares (Calca, 3900m), 09.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Cuncani, Lares (Calca, 3545m), 16.i.2004, J. F. Costa col., ex gramíneas; Tambohuaylla, Lares (Calca, 3510m), 17.i.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa; Pisaq (Calca), 01.iv.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa; Marangani (Sicuani), 22.v.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa, ex Zea mays.

Sinchonoa Linnavuori & DeLong, 1978*S. machua DeLong, 1980. Machupicchu.

Yungasia Linnavuori, 1959*Y. longipennis Linnavuori & DeLong, 1976. Machupicchu.

Tribu heCalini

Tenucephalus DeLong, 1944*T. saggitarius Linnavuori & DeLong, 1976. Machupicchu.

Tribu maCroSTelini

Dalbulus DeLong, 1976D. maidis (DeLong & Wolcott, 1923). Ollantaytambo

(Urubamba, 2600m), 12.v.2005, J. F. Costa col., ex Chenopo-dium quinoa, ex Zea mays.

Picchusteles Linnavuori & DeLong, 1976*P. inca Linnavuori & DeLong, 1976. Machupicchu.

Tribu SCaPhyToPiini

Scaphytopius Ball, 1931*S. atrifrons DeLong & Linnavuori, 1978. Machupicchu.

Tribu inCierTa

Amblysellus Sleesman, 1929Amblysellus sp. San Jerónimo (San Jerónimo, 3400m),

13.iv.2002, J. F. Costa col., ex Zea mays, ex Phaseolus vulgaris; Perayoc (Cusco, 3360m), 04.viii.2002, J. F. Costa col., ex Escal-lonia resinosa, ex gramíneas; Tancarpata (San Sebastián, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex varios; Amadeo Repeto (Santiago), 05.xi.2002, W. Cosio col., ex varios; Pampallaqta, Lares (Calca, 3900m), 09.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 15.xi.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Cuncani, Lares (Calca, 3545m), 16.i.2004, J. F. Costa col., ex gramíneas; Tambohuaylla, Lares (Calca, 3510m), 17.i.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa; Pumamarca (San Sebastián, 3350m), 16.vii.2005, J. F. Costa col.

Bahita Osborn, 1923B. infuscata Osborn, 1923. Pilcopata (Paucartambo, 565m),

23.ii.2002, J. F. Costa col., ex gramíneas; Pilcopata-Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

B. irrorata Osborn, 1923. Paucartambo-Pilcopata (Paucar-tambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Bahita sp. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucar-tambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex Araceae, ex Conmelina sp (Conmelinaceae).

Haldorus Oman, 1938Haldorus sp. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Pau-

cartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col., ex varios.

Neomesus Linnavuori, 1959Neomesus sp. Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 28.vii.2002,

J. F. Costa col., ex Baccharis polianta (chilca); Huatata, Chin-chero (Anta, 3800m), 15.viii.2004, J. F. Costa col., ex Solanum tuberosum; Huatata, Chinchero (Anta, 3800m), 25.vi.2005, J. F. Costa col., ex Solanum tuberosum, ex Vicia faba.

Subfamilia iaSSinae

Tribu GyPonini

Anteriormente conocida como Subfamilia Gyponinae (= Scarinae, proveniente del género tipo Scaris Le Peletier & Ser-ville, 1825). Reducida a status de Tribu dentro de la Subfamilia Iassinae en Dietrich (2005).

Acuera DeLong & Freytag, 1972A. nana DeLong & Freytag, 1974. Trocha Unión, Acja-

308

Costa & Lozada


naco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Pilcopata-Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz. Cusco, a lo largo del río Kósñipata (Cosñipata)**.

Acuera sp. Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 10.iii.2002, J. F. Costa col., ex varios; Pilcopata-Atalaya (Pau-cartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Acuponana DeLong & Freytag, 1970**A. enera DeLong & Freytag, 1970. Hacienda María, Cusco.

Barbatana Freytag, 1989**B. narda (DeLong & Freytag, 1969). Hacienda Santa

Isabel, Cusco.

Chloronana DeLong & Freytag, 1964**C. decolora DeLong & Freytag, 1964. Hacienda María, Cusco.

C. orbicula DeLong & Freytag, 1964. Pilcopata-Atalaya (Pau-cartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

**C. rotunda DeLong & Freytag, 1964. Callanga.

Costanana DeLong & Freytag, 1972Costanana sp. 1. Perayoc (Cusco, 3350m), 28.ix.1973, C.

Martínez col.

Costanana sp. 2. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col., ex varios; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 2400m), 08.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Pau-cartambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Culumana DeLong & Freytag, 1972**C. bacula DeLong, 1979. Machupicchu.

**C. concava DeLong, 1979. Santa Isabel, Cusco.

**C. dualana DeLong, 1979. Santa Isabel, Cusco.

Curtara DeLong & Freytag, 1976**C. picchua DeLong, 1979. Machupicchu.

**C. sufflara DeLong, 1980. Callanga.

Folicana DeLong & Freytag, 1972**F. nota DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco.

Fuminana Freytag, 1989**F. astra (DeLong & Freytag, 1969). Callanga.

**F. lira (DeLong & Freytag, 1969). Hacienda María, Cusco.

Gypona Germar, 1821**G. adita DeLong & Freytag, 1964. Santa Isabel, Cusco.

**G. fisura DeLong & Freytag, 1964. Hacienda María, Cusco; Santa Isabel, Cusco.

G. glauca Fabricius, 1803. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 27.ii.2002, J. F. Costa col., ex varios.

**G. nacula DeLong & Freytag, 1964. Santa Isabel, Cusco.

**G. nigrena DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

G. quadrina DeLong & Linnavuori, 1977. Pilcopata (Pau-cartambo, 565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col., ex asteráceas. Machupicchu**.

**G. solata DeLong & Freytag, 1964. Callanga.

Gyponana Ball, 1920G. apicata DeLong & Freytag, 1964. Pilcopata (Paucartambo,

565m), 23.ii.2002, J. F. Costa col., ex asteráceas; Pilcopata-Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Hecalapona DeLong & Freytag, 1975**H. apicella DeLong, 1981. Callanga.

**H. berna DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

**H. crinata DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

**H. eruva DeLong & Freytag, 1975. Quincemil, Cusco.

**H. forceps DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

**H. huella DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

**H. scella DeLong & Freytag, 1975. Callanga.

Nulana DeLong, 1976**N. sinchona DeLong & Martinson, 1980. Santa Isabel,

Cusco.

**N. verdana DeLong & Martinson, 1980. Hacienda María, Cusco.

Polana DeLong, 1942**P. bulba DeLong & Freytag, 1972. Callanga.

**P. concinna (Stål, 1862). Callanga.

**P. falsa DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco.

**P. fetera DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco; Santa Isabel, Cusco.

P. icara DeLong & Freytag, 1972. Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz. Santa Isabel, Cusco**.

**P. inimicus DeLong, 1976. Callanga.

**P. lanara DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco; Santa Isabel, Cusco.

**P. resupina DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco.

**P. scruta DeLong & Freytag, 1972. Hacienda María, Cusco.

Polana sp. Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col.,

309



trampa de luz; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2821m), 27.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas.

Ponana DeLong & Freytag, 1967**P. atea DeLong & Freytag, 1967. Santa Isabel, Cusco.

**P. avena DeLong & Freytag, 1967. Santa Isabel, Cusco.

**P. berta DeLong & Freytag, 1967. Santa Isabel, Cusco.

**P. cerosa DeLong & Freytag, 1967. Pillahuata (Paucartambo).

**P. hilara DeLong & Martinson, 1973. Santa Isabel, Cusco.

**P. perusana DeLong, 1980. Santa Isabel, Cusco.

Ponana sp. Trocha Unión, Acjanaco, Kósñipata (Pau-cartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 2400m), 09.iii.2003, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Pau-cartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Ponanella DeLong & Freytag, 1969**P. rubravenosa DeLong & Freytag, 1969. Callanga.

Scaris Le Peletier & Serville, 1825**S. amputa (DeLong & Freytag, 1969). Hacienda María,

Cusco.

**S. caballa (DeLong & Freytag, 1969). Hacienda María, Cusco.

**S. defecta (DeLong & Freytag, 1969). Río Urubamba, Cusco.

**S. fimbriella (DeLong & Freytag, 1969). Hacienda María, Cusco.

**S. maculosa (DeLong & Freytag, 1969). Santa Isabel, Cusco.

S. serosa DeLong & Freytag, 1967. Pilcopata-Atalaya (Pau-cartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

Scaris sp. Santa Cruz, Salvación (Manu, Madre de Dios, 300m), 10.viii.2003, A. Bustamante col.

Tenuacia DeLong, 1977**T. rubera DeLong, 1977. Santa Isabel, Cusco; Hacienda

María, Cusco.

Tuberana DeLong & Freytag, 1971T. tubera DeLong & Freytag, 1971. Pilcopata (Paucartambo,

565m), 11.x.1968, I. Ceballos col.

Tribu inCierTa

Grunchia Kramer, 1963**G. grossa (Linnavuori, 1957). Callanga.

Subfamilia ledrinae

Tribu XeroPhloeini

Xerophloea Germar, 1839X. viridis (Fabricius, 1794) [Cercopis]. Limatambo (Anta),

23.i.1982, E. Madera col.

Subfamilia meGoPhThalminae

Tribu aGallini

Anteriormente conocida como Subfamilia Agallinae, reci-entemente reducida a categoría de Tribu dentro de la Subfamilia Megophthalminae (Dietrich, 2005).

Agallia Curtis, 1883Agallia sp. Sahuayaco (La Convención, 800m), 20.iii.1996, R.

Casafranca col.; Paucartambo-Pilcopata (Paucartambo, 1130m), 13.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz. Trocha Unión, Ac-janaco, Kósñipata (Paucartambo, 2750m), 31.xii.2001, J. F. Costa col., ex varios; Pilcopata-Atalaya (Paucartambo, 790m), 11.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 27.vii.2003, J. F. Costa col., ex varios;

Agalliopsis Kirkaldy, 1907*A. atahualpa Linnavouri & DeLong, 1979. Machupicchu.

*A. bicuspidata Linnavouri & DeLong, 1979. Machupicchu.

A. cervina Oman, 1933. Paucartambo-Pilcopata (Paucart-ambo, 950m), 12.iii.2002, J. F. Costa col., trampa de luz.

*A. peruviana Oman, 1933. Callanga.

*A. spinosa Linnavouri & DeLong, 1979. Machupicchu.

*A. vittata Linnavouri & DeLong, 1979. Machupicchu.

Subfamilia TyPhloCybinae

Tribu emPoaSCini

Empoasca Walsh, 1862E. kraemeri Ross & Moore, 1957. Cusco. Citada por Carrasco

(1968).

Empoasca sp. 1. San Jerónimo (San Jerónimo, 3400m), 13.iv.2002, J. F. Costa col., ex Zea mays, ex Phaseolus vulgaris; Perayoc (Cusco, 3360m), 04.viii.2002, J. F. Costa col., ex Escal-lonia resinosa, ex gramíneas; Tancarpata (San Sebastián, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex varios; Amadeo Repeto (Santiago), 05.xi.2002, W. Cosio col., ex varios; Pampallaqta, Lares (Calca, 3900m), 09.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Esperanza-Pillahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 15.xi.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Cuncani, Lares (Calca, 3545m), 16.i.2004, J. F. Costa col., ex gramíneas; Tambohuaylla, Lares (Calca, 3510m), 17.i.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa; Pumamarca (San Sebastián, 3350m), 16.vii.2005, J. F. Costa col.

Empoasca sp. 2. San Jerónimo (San Jerónimo, 3400m), 13.iv.2002, J. F. Costa col., ex Zea mays, ex Phaseolus vulgaris; Perayoc (Cusco, 3360m), 04.viii.2002, J. F. Costa col., ex Escal-lonia resinosa, ex gramíneas; Tancarpata (San Sebastián, 3350m), 14.x.2002, J. F. Costa col., ex varios; Amadeo Repeto (Santiago), 05.xi.2002, W. Cosio col., ex varios; Pampallaqta, Lares (Calca, 3900m), 09.vii.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Esperanza-Pil-lahuata, Kósñipata (Paucartambo, 2900m), 15.xi.2003, J. F. Costa col., ex gramíneas; Cuncani, Lares (Calca, 3545m), 16.i.2004, J. F. Costa col., ex gramíneas; Tambohuaylla, Lares (Calca, 3510m), 17.i.2005, J. F. Costa col., ex Chenopodium quinoa; Pumamarca (San Sebastián, 3350m), 16.vii.2005, J. F. Costa col.

310

Costa & Lozada


Subfamilia XeSToCePhalinae

Tribu PorTanini

Portanus Ball, 1932*P. boliviensis (Baker, 1923). Vilcanota.

Portanus sp. Saqsayhuamán (Cusco, 3600m), 30.iii.2002, J. F. Costa col., ex Baccharis polianta, ex gramíneas, ex asteráceas.

Discusión Las especies de cigarritas descritas en el mundo sobrepasan las

23 mil (Dietrich 2006) aunque las publicaciones con descripcio-nes de nuevas especies está en aumento (por ejemplo: Argentina (Szwedo 2002); Brasil (Zahniser & Webb 2004, Takiya & Cav-ichioli 2004, Carvalho & Cavichioli 2005); Colombia (Takiya & Cavichioli 2004, Vargas 2006), Perú (Lozada 1992c, 1992d, 2001; Lozada & León 1996, Zahniser & Webb, 2004)).

En la región Neotropical se tienen registradas más de 4839 especies (Freytag & Sharkey 2002). En Perú, dos listados de especies de cicadélidos dieron 634 especies contenidas en 114 géneros (Lozada 1992b, 1997) lo que representaría aproximada-mente 13% de las especies registradas en el Neotrópico aunque este porcentaje ha aumentado debido a los nuevos registros de las especies y descripciones de especies nuevas de cicadélidos y especies que no fueron citadas por Lozada (1992b, 1997); por ejemplo: 17 especies de Empoasca de la Subfamilia Typhlocy-binae (Langlitz 1964) y especies asociadas a plantas cultivadas y silvestres (Ojeda et al. 1971), 3 especies nuevas de la Subfa-milia Cicadellinae: Ladoffa aguilari, Tortigonalia longicaudata, Cephalogonalia blancasi (Lozada 1992c, 1992d; Lozada & León 1996), 8 especies de Amblysellus de la Subfamilia Deltocephalinae (Lozada 2001). Teniendo en cuenta este hecho, para Colombia se reportaron 679 especies (Freytag & Sharkey 2002), mayor al número de especies reportadas para Perú. A pesar de esto, Perú puede contener un mayor número de especies ya que no se han realizado estudios completos sobre cicadélidos.

De las 634 especies reportadas para Perú por Lozada (1992b, 1997), 72 géneros y 136 especies fueron citadas para diferentes localidades de Cusco. El número de especies de Cusco represen-tan 21,5% de las especies registradas para Perú. Actualmente, con el presente reporte se incrementa a 111 géneros y 203 especies registradas para Cusco.

AgradecimientosAl Dr. Erick Yábar por su apoyo en el Laboratorio de En-

tomología. Idea Wild contribuyó con equipo de campo y la Asociación Biodiversidad y Desarrollo (B & D) proveyó apoyo logístico. A aquellos investigadores que se dedicaron a la colecta y estudio de cicadélidos en la región Cusco.

Literatura citadaCarrascoZ.,F.1968.ListaPreliminardeInsectosdelDepartamento

deEntomología.Rev.Fac.Ciencias,2:177-191.Cusco.Carvalho A. N. & R. R. Cavichioli. 2005. Portanus aliceae sp. nov.

do Brasil (Hemiptera: Cicadellidae, Xestocephalinae). Neotropical Entomology, 34(2): 251-254.

Costa J. F. & P. W. Lozada. 2004. Cigarritas (Homoptera: Cicadel-lidae) en el Valle del Cusco. XLVI Convención Nacional de Entomología, Nº 08. Arequipa.

Dietrich C. H. 2005. Keys to the families of Cicadomorpha and subfamilies and tribes of Cicadellidae (Hemiptera: Auche-norrhyncha). Florida Entomol., 88: 502-517.

Dietrich C.H. 2006. Guide to Subfamilies of Leafhoppers (Cicadel-lidae). Center for Biodiversity. Illinois Natural History Survey-INHS. Illinois. Pp. 44.

Dietrich C.H. & D. A. Dmitriev. 2003. Reassessment of the leafhop-per tribes Koebeliini and Grypotini Haupt (Hemiptera: Ci-cadellidae).Ann.Entomol.Soc.America,96(6):766–775.

Dietrich C.H. & R.A. Rakitov. 2002. Some remarkable new Delto-cephalinae leafhoppers (Hemiptera: Cicadellidae: Delto-cephalinae) from the amazonian rainforest canopy. J. New YorkEntomol.Soc.110:1-48.

Freytag P.H. and M.J. Sharkey. 2002. A preliminary list of the leaf-hoppers (Homoptera: Cicadellidae) of Colombia. Biota Colombiana, 3 (2): 235-283.

LanglitzE.R. 1964.TheEconomicSpecies ofEmpoasca in theCoastalandSierraRegionsofPerú.Rev.Per.Ent.7:54-70.

LozadaP.W.1992a.NotassobreCicadellidae(Homoptera)enplantasforrajerasdeLoreto,Perú.Rev.Per.Ent.35:24-26.

LozadaP.W.1992b.Cicadellidae(Homoptera)registradosparaelPerú. I:Xestocephalinae,AgalliinaeyDeltocephalinae.Rev. Per. Ent. 35: 27-30.

LozadaP.W.1992c.UnanuevaespeciedeLadoffaYoung,1977(Homoptera: Cicadellidae). Rev. Per. Ent. 34: 61-62.

LozadaP.W.1992d.UnanuevaespeciedeTortigonaliaYoung,1977(Homoptera: Cicadellidae). Rev. Per. Ent. 34: 63-64.

LozadaP.W.1997.Cicadellidae (Homoptera) registradospara elPerú. II: Iassinae,Gyponinae yCicadellinae.Rev.Per.Ent. 40: 27-36.

Lozada P.W. 2001. Las especies sudamericanas del Género Ambly-sellus SLEESMAN (Homoptera: Cicadellidae). En XLIII Convención Nacional de Entomología, Nº 14. Huancayo.

LozadaP.W.,J.F.Costa&E.Yábar.2009.EstudioPreliminardelas “Cigarritas” (Hemiptera: Cicadellidae) del Cusco, Perú.LConvenciónNacionaldeEntomología.SociedadEntomológica del Perú (SEP) yUniversidadNacionalJorgeBasadreGrohman(UNJBG).08-12Feb.Tacna,Perú.

LozadaP.W.&C.LeónA.1996.ElGéneroCephalogonaliaEvans,1947(Homoptera:Cicadellidae)enelPerú.Rev.Per.Ent.39:11-12.

McKamey S.H. 2007. Taxonomic catalogue of the leafhoppers (Membracoidea). Part 1. Cicadellinae. Memoirs of the AmericanentomológicalInstitute78:394pp.

OjedaP.,C.Ruíz&M.Castro.1971.InsectosdeldepartamentodeLa Libertad y sus plantas hospederas cultivadas y silves-tres. Rev. Mus. Hist. Nat., Departamento de Entomología. UniversidadNacionaldeTrujillo.Trujillo.

OrmacheaE.&D.Vidal.1994.EvaluacióndeDalbulusmaidiscomoprincipal vector del puca-poncho en cultivos de maíz en el Valle Sagrado de los Incas. Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco. Cusco.

RasmussenC.,A.Lagnaoui&P.Esbjerg.2003.AdvancesintheKnowledge of Quinoa Pests. Foods Review International 19(1&2):61-75.

SantaMaríaK.,K.Zúñiga&E.Núñez.2001.ControletológicodeEmpoascasp.(Homoptera:Cicadellidae)eidentificacióndecicadélidosencultivosdefríjol(Phaseolusvulgaris).XLIII Convención Nacional de Entomología, Nº 78. Huancayo.

Szwedo J. 2002. Studies on Xerophloeini leafhoppers with descrip-tion of Pariacaca icanoensis gen. and sp. nov. from Argen-tina (Hemiptera: Cicadomorpha: Cicadellidae: Ledrinae). Genus 13 (2): 153-163.

Takiya D. M. & R. R. Cavichioli. 2004. A review of the Neotropi-calsharpshootergenusOnegaDistant,1908(Hemiptera:Cicadellidae:Cicadellini).Zootaxa,718:1-19.

Valdiviezo L., G. & J. A. Villarreal. 2002. Insectos que infestan las principales plantas ornamentales en la ciudad de Piura. XLIVConvenciónNacionaldeEntomología,Nº59.Piura.

311



Vargas R.J.M. 2004. Reconocimiento taxonómico del género Soosiulus (Hemiptera, Auchenorrhyncha, Cicadellidae) en Colombia. Universidad Nacional de Colombia. 10 pág.

Venero-GonzalesJ.(1991)Trichogoniacostata(Homoptera:Cic-adellidae) en Buddleia coriacea (Loganiaceae). Rev. Per. Ent. 34: 65-67.

YábarE.,E.Echegaray&E.Gianoli.2002.Insectpestsandnaturalenemies in two varieties of quinoa (Chenopodium quinoa) at Cusco, Peru. J. Appl. Ent., 126: 275-280.

YoungD.A.1977.Taxonomic studyof theCicadellinae,Part II.NorthCarol.Agric.Exp.Stat.Tech.Bull.,239:1-1135.

Zahniser J. & M.D. Webb. 2004. Placement of the Faltala Oman Leaf-hopper Group (Hemiptera: Cicadellidae: Deltocephalinae) with Descriptions of Three New Species. Ann. Entomol. Soc.Am.,97(4):667-674.

Subfamilia Tribu Especie Longitud Latitud Altitud Localidad

Cicadellinae Cicadellini Acrulogonia incompta* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Cicadellinae Cicadellini Acrulogonia incompta* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Amblyscarta opulenta -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Amblyscarta modesta -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Amblyscarta modesta -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Amblyscarta obscura -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Apulia resupinata* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Apulia hyala -71.560 -13.100 1400 San PedroCicadellinae Cicadellini Apulia flora -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Begonalia hydra* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.940 -13.540 3350 TancarpataCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.920 -13.510 3580 PumamarcaCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.930 -13.530 3290 San SebastiánCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.960 -13.520 3320 WanchaqCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.890 -13.510 3450 Santa MaríaCicadellinae Cicadellini Borogonalia crinata -71.820 -13.560 3150 SayllaCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.940 -13.540 3350 TancarpataCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.920 -13.510 3580 PumamarcaCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.930 -13.530 3290 San SebastiánCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.960 -13.520 3320 WanchaqCicadellinae Cicadellini Borogonalia impressifrons -71.890 -13.510 3450 Santa MariaCicadellinae Cicadellini Caragonalia carminata -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Cicadellinae Cicadellini Cephalogonalia flabellula* -72.703 -12.836 1060 Quillabamba*Cicadellinae Cicadellini Cephalogonalia flabellula -73.830 -12.510 1000 PichariCicadellinae Cicadellini Cephalogonalia sp -73.830 -12.510 1000 PichariCicadellinae Cicadellini Coronigoniella ostenta* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Cyclogonia praetextatula* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Cyclogonia scutellatula -71.590 -13.140 2400 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Cyclogonia sumai -71.560 -13.100 1400 San PedroCicadellinae Cicadellini Cyclogonia sumai -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Cyclogonia sumai -71.580 -13.150 2900 EsperanzaCicadellinae Cicadellini Cyclogonia sumai -71.790 -13.120 2628 PillahuataCicadellinae Cicadellini Diedrocephala variegata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima -71.590 -13.140 2400 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima -72.150 -12.810 1618 MirafloresCicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Dilobopterus jemima* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Dilobopterus obliquatulus* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Dilobopterus obliquatulus -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Erythrogonia amicula* -71.033 -14.483 4240 Vilcanota*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia amicula* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia amicula -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Cicadellini Erythrogonia aurivagula* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Eryhrogonia eburata* -71.033 -14.483 4240 Vilcanota*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia imitatricula* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia imitatricula* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia kokomona* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia socialis* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia triplicula* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia triplicula -71.430 -12.980 565 Pilcopata

Apéndice 1. Lista de especies de Cicadellidae y localidades reportadas incluyendo coordenadas y altitud. Las especies marcadas con aste-risco fueron citadas en Lozada (1992b, 1997).

(Continúa...)

312

Costa & Lozada


Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia triplicula -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Cicadellinae Cicadellini Erythrogonia warsula* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Hortensia similis -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Cicadellini Hortensia similis -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Iragua montana* -71.033 -14.483 4240 Vilcanota*Cicadellinae Cicadellini Iragua perplexa* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Jakrama eureta* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Jozima leucopa -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Jozima leucopa* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Juliaca bilineata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Juliaca simoni* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Juliaca simoni* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Korigonalia cajana* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Lissoscarta nipata* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Cicadellinae Cicadellini Macugonalia cavifrons -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Macugonalia leucomelas -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Mesogonia callangana* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Mesogonia callangana -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Mesogonia olivatula -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Cicadellini Mesogonia retrorsa* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Mesogonia suspecta* -71.597 -13.321 3000 Paucartambo*Cicadellinae Cicadellini Mesogonia tolosa* -71.430 -12.980 565 Pilcopata*Cicadellinae Cicadellini Mucrometopia caudata* -71.033 -14.483 4240 Vilcanota*Cicadellinae Cicadellini Onega bracteata -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Cicadellini Onega bracteata -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Onega bracteata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Onega sp -71.560 -13.100 1400 San PedroCicadellinae Cicadellini Onega sp -71.590 -13.140 2400 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Oragua nusinasa* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Oragua nusinasa* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Oragua nusinasa* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Oragua partitula -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Pachitea habernula* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Pachitea ryma -71.569 -13.105 1300 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Pachitea ryma -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Pachitea ryma* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Pachitea subflava -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Pamplona spatulata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Parinaeota bakeri* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Paromenia marginata -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Paromenia marginata* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Paromenia quimbayensis -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónCicadellinae Cicadellini Paromenia quimbayensis -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Paromenia quimbayensis -71.580 -13.150 2900 EsperanzaCicadellinae Cicadellini Paromenia quimbayensis -71.790 -13.120 2628 PillahuataCicadellinae Cicadellini Pawiloma fulpae -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Cicadellinae Cicadellini Pawiloma fulpae -72.886 -13.409 1600 UcchuhuertaCicadellinae Cicadellini Pawiloma sirochia -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónCicadellinae Cicadellini Punahuana dyscrita -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónCicadellinae Cicadellini Punahuana dyscrita* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Punahuana dyscrita* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Ramosulus corrugipennis -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Ramosulus phaedrus -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónCicadellinae Cicadellini Schildola ductilis* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Cicadellini Sibovia picchitula* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Cicadellinae Cicadellini Sibovia praevia* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Cicadellini Sibovia aprica -72.150 -12.810 1618 MirafloresCicadellinae Cicadellini Soosiulus flammidulus* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Soosiulus seimunculus* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Cicadellini Stehlikiana halticula -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Cicadellinae Cicadellini Stehlikiana halticula -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Stehlikiana halticula -71.590 -13.160 2400 Paucart-PilcopataCicadellinae Cicadellini Tipuana expallida* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Cicadellinae Cicadellini Tortigonalia torta* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Tortigonalia treva -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Cicadellini Tortigonalia treva* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.960 -13.520 3320 Ttio


Apéndice 1. Continuación.

(Continúa...)

313



Cicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.580 -13.530 3380 HuancaroCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.990 -13.510 3520 TicaticaCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.940 -13.510 3340 SalinerasCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.890 -13.560 3270 Pillao MataoCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.980 -13.510 3400 CuscoCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.840 -13.040 3340 PampallaqtaCicadellinae Cicadellini Trichogonia costata -71.650 -13.620 3600 ChurubambaCicadellinae Cicadellini Zaruma decolorata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Abana horvathi* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Acrogonia stylata* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Cicadellinae Proconiini Acrogonia stylata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.940 -13.560 3100 TipónCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.820 -13.560 3150 SayllaCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.959 -13.522 3340 PerayocCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.990 -13.510 3520 TicaticaCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.920 -13.510 3580 PumamarcaCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.890 -13.560 3280 Pillao MataoCicadellinae Proconiini Anacuerna centrolinea -71.870 -13.540 3210 KayraCicadellinae Proconiini Deselvana longipennis -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Dicrophleps truncata -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Proconiini Dicrophleps truncata* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Cicadellinae Proconiini Dicrophleps truncata* -71.360 -13.000 540 Río Kosñipata*Cicadellinae Proconiini Diestostemma blantoni* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Diestostemma dolosum* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Diestostemma reticulatum* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Egidemia obtusata* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Proconiini Homoscarta boliviana -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Homoscarta superciliaris* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Ichthyobelus bellicosus -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Proconiini Molomea consorta* -71.020 -14.480 4240 Vilcanota*Cicadellinae Proconiini Molomea guttulata -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Proconiini Oncometopia venata -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Oncometopia venata* -71.249 -12.684 441 Shintuya*Cicadellinae Proconiini Oncometopia sp -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Oncometopia sp -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Proconiini Oncometopia sp -71.300 -12.940 790 AtalayaCicadellinae Proconiini Oncometopia sp -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataCicadellinae Proconiini Procandea andina* -70.894 -13.503 1880 Marcapata*Cicadellinae Proconiini Procandea cordillerae* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Procandea inca -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Procandea monticola* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Proconiini Procandea monticola* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Procandea quechua* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Procandea quechua* -71.980 -13.510 3400 Cusco*Cicadellinae Proconiini Proconopera pullula* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Proconosama haenschi -72.510 -12.680 800 SahuayacoCicadellinae Proconiini Proconosama haenschi -71.560 -13.100 1400 San PedroCicadellinae Proconiini Proconia marmorata -71.430 -12.980 565 PilcopataCicadellinae Proconiini Pseudometopia irenae -71.560 -13.100 1400 San PedroCicadellinae Proconiini Pseudometopia irenae* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Cicadellinae Proconiini Pseudometopia irenae* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Cicadellinae Proconiini Rhaphirrhinus

phosphoreus -71.430 -12.980 565 PilcopataDeltocephalinae Deltocephalini Amplicephalus auranticus* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Deltocephalini Amplicephalus paradoxus* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Deltocephalini Mattogrossus colonoides* -70.740 -13.220 690 Quince Mil*Deltocephalinae Deltocephalini Picchuia pungens* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Doraturini Icaia appendiculata -72.050 -13.390 3720 HuatataDeltocephalinae Doraturini Icaia appendiculata* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Euscelini Andanus bimaculatus* -70.740 -13.210 690 Quince Mil*Deltocephalinae Euscelini Atanus picchuanus* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Euscelini Bandaromimus fulvopictus -71.300 -12.940 790 AtalayaDeltocephalinae Euscelini Chlorotettix sp -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónDeltocephalinae Euscelini Exitianus quadratulus* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -72.260 -13.250 2842 OllantaytamboDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -72.280 -13.250 2800 ChilcaDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -72.080 -13.090 3545 Cuncani



(Continúa...)

314

Costa & Lozada


Deltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -72.070 -13.110 3510 TambohuayllaDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -71.230 -14.250 3600 MaranganiDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -71.380 -14.166 3500 SicuaniDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -71.870 -13.540 3210 KayraDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -71.140 -14.380 3600 MamueraDeltocephalinae Euscelini Paratanus exitiosus -72.110 -13.370 3600 CruzpataDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.940 -13.540 3350 TancarpataDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.880 -13.540 3240 San JerónimoDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.950 -13.520 3340 PerayocDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.980 -13.520 3430 SantiagoDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.920 -13.510 3580 PumamarcaDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.930 -13.530 3290 San SebastiánDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.870 -13.540 3210 KayraDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -72.440 -13.470 2530 LimatamboDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.960 -13.520 3320 WanchaqDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.890 -13.510 3450 Santa MariaDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -72.260 -13.250 2842 OllantaytamboDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -72.280 -13.250 2800 ChilcaDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -72.120 -13.300 2925 UrubambaDeltocephalinae Euscelini Paratanus yusti -71.140 -14.380 3600 MamueraDeltocephalinae Euscelini Sinchonoa machua* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Euscelini Yungasia longipennis* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Hecalini Tenucephalus saggitarius* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Deltocephalinae Macrostelini Dalbulus maidis -72.260 -13.250 2842 OllantaytamboDeltocephalinae Macrostelini Picchusteles inca* -72.550 -13.170 2450 Machu Pichu*Deltocephalinae Scaphytopiini Scaphytopius atrifrons* -72.550 -13.170 2450 Machu Pichu*Deltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -71.880 -13.540 3240 San JerónimoDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -71.950 -13.520 3340 PerayocDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -71.940 -13.540 3350 TancarpataDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -71.980 -13.520 3430 SantiagoDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -72.000 -13.150 3730 PampacorralDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -71.580 -13.150 2900 EsperanzaDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -72.080 -13.090 3545 CuncaniDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -72.070 -13.110 3510 TambohuayllaDeltocephalinae Tribu Incierta Amblysellus sp -72.450 -13.480 2530 LimatamboDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita infuscata -71.430 -12.980 565 PilcopataDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita infuscata -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita infuscata -71.300 -12.940 790 AtalayaDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita irrorata -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita irrorata -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataDeltocephalinae Tribu Incierta Bahita sp -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónDeltocephalinae Tribu Incierta Haldorus sp -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónDeltocephalinae Tribu Incierta Neomesus sp -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanDeltocephalinae Tribu Incierta Neomesus sp -72.050 -13.390 3720 Huatata

Iassinae Gyponini Acuera nana -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónIassinae Gyponini Acuera nana -71.300 -12.940 790 AtalayaIassinae Gyponini Acuera nana* -71.360 -13.000 540 Río Kosñipata*Iassinae Gyponini Acuera sp -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Acuera sp -71.300 -12.940 790 AtalayaIassinae Gyponini Acuera sp -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Acuponana enera* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Barbatana narda* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Chloronana decolora* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Chloronana orbicula -71.300 -12.940 790 AtalayaIassinae Gyponini Chloronana rotunda* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Costanana sp 1 -71.950 -13.520 3340 PerayocIassinae Gyponini Costanana sp 2 -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónIassinae Gyponini Costanana sp 2 -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Costanana sp 2 -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Costanana sp 2 -71.590 -13.140 2400 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Culumana bacula* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Iassinae Gyponini Culumana concava* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Culumana dualana* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Curtara picchua* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Iassinae Gyponini Curtara sufflara* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Folicana nota* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Folicana nota* -71.540 -12.820 1500 Callanga*



(Continúa...)

315



Iassinae Gyponini Fuminana astra* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Fuminana lira* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Gypona adita* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Gypona fisura* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Gypona glauca -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónIassinae Gyponini Gypona nacula* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Gypona nigrena* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Gypona quadrina* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Iassinae Gyponini Gypona quadrina -71.430 -12.980 565 PilcopataIassinae Gyponini Gypona solata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Gyponana alicata -71.430 -12.980 565 PilcopataIassinae Gyponini Gyponana alicata -71.300 -12.940 790 AtalayaIassinae Gyponini Hecalapona apicella* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Hecalapona berna* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Hecalapona crinata* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Hecalapona eruva* -70.740 -13.220 690 Quince Mil*Iassinae Gyponini Hecalapona forceps* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Hecalapona huella* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Hecalapona scella* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Nullana sinchona* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Nullana verdana* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana bulba* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Polana concinna* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Polana falsa* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana fetera* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana fetera* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Polana icara -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Polana icara* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Polana inimicus* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Polana lanara* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Polana lanara* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana resupina* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana scruta* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Polana sp -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Polana sp -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Polana sp -71.580 -13.150 2900 EsperanzaIassinae Gyponini Polana sp -71.790 -13.120 2628 PillahuataIassinae Gyponini Ponana atea* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Ponana avena* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Ponana berta* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Ponana cerosa* -71.790 -13.120 2628 Pillahuata*Iassinae Gyponini Ponana cerosa* -71.597 -13.320 2977 Paucartambo*Iassinae Gyponini Ponana hilara* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Ponana perusana* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Ponana sp -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónIassinae Gyponini Ponana sp -71.590 -13.160 2400 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Ponana sp -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Ponana sp -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataIassinae Gyponini Ponanella rubravenosa* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Iassinae Gyponini Scaris amputa* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Scaris caballa* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Scaris defecta* -72.139 -13.301 2900 Río Urubamba*Iassinae Gyponini Scaris fimbriella* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Scaris maculosa* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Scaris serosa -71.300 -12.940 790 AtalayaIassinae Gyponini Scaris serosa -71.350 -12.850 300 Santa CruzIassinae Gyponini Tenuacia rubera* -71.550 -13.060 1590 Santa Isabel*Iassinae Gyponini Tenuacia rubera* -71.390 -12.910 800 Hacienda María*Iassinae Gyponini Tuberana tubera -71.430 -12.980 565 PilcopataIassinae Iassini Grunchia grossa* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Ledrinae Xerophloeini Xerophloea viridis -72.440 -13.470 2530 Limatambo

Megophthalminae Agalliini Agallia sp -72.510 -12.680 800 SahuayacoMegophthalminae Agalliini Agallia sp -71.500 -13.210 1130 Paucart-PilcopataMegophthalminae Agalliini Agallia sp -71.300 -12.940 790 AtalayaMegophthalminae Agalliini Agallia sp -71.600 -13.120 2750 Trocha UniónMegophthalminae Agalliini Agallia sp -71.580 -13.150 2900 EsperanzaMegophthalminae Agalliini Agallia sp -71.790 -13.120 2628 PillahuataMegophthalminae Agalliini Agalliopsis atahualpa* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*



(Continúa...)

316

Costa & Lozada


Megophthalminae Agalliini Agalliopsis bicuspidata* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Megophthalminae Agalliini Agalliopsis cervina -71.430 -13.170 950 Paucart-PilcopataMegophthalminae Agalliini Agalliopsis peruviana* -71.540 -12.820 1500 Callanga*Megophthalminae Agalliini Agalliopsis spinosa* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*Megophthalminae Agalliini Agalliopsis vittata* -72.550 -13.170 2450 Machupicchu*

Typhlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.980 -13.500 3600 SaqsayhuamanTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.940 -13.540 3350 TancarpataTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.920 -13.510 3580 PumamarcaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.930 -13.530 3290 San SebastiánTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.960 -13.520 3320 WanchaqTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.890 -13.510 3450 Santa MariaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.820 -13.560 3150 SayllaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.430 -12.980 565 PilcopataTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.580 -13.150 2900 EsperanzaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.790 -13.120 2628 PillahuataTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.960 -13.520 3320 TtioTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.580 -13.530 3380 HuancaroTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.990 -13.510 3520 TicaticaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.940 -13.510 3340 SalinerasTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.890 -13.560 3270 Pillao MataoTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.980 -13.510 3400 CuscoTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.840 -13.040 3340 PampallaqtaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.940 -13.560 3100 TipónTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.959 -13.522 3340 PerayocTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.870 -13.540 3210 KayraTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.050 -13.390 3720 HuatataTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.260 -13.250 2842 OllantaytamboTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.280 -13.250 2800 ChilcaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.080 -13.090 3545 CuncaniTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.070 -13.110 3510 TambohuayllaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.230 -14.250 3600 MaranganiTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.380 -14.166 3500 SicuaniTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.440 -13.470 2530 LimatamboTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.120 -13.300 2925 UrubambaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.000 -13.150 3730 PampacorralTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.140 -13.460 3680 IzcuchacaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.540 -13.820 3220 QuiquijanaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.040 -13.010 3500 CcachinTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.020 -13.050 3300 ChoquecanchaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.250 -13.450 3300 ZuriteTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -72.250 -13.480 3400 YanamaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.980 -13.550 3450 CcachonaTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.970 -13.550 3450 ChoccoTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.140 -14.380 3600 MamueraTyphlocybinae Empoascini Empoasca sp -71.880 -13.540 3240 San Jerónimo

Xestocephalinae Portanini Portanus boliviensis* -71.020 -14.480 4240 Vilcanota*Xestocephalinae Portanini Portanus sp -71.980 -13.500 3600 Saqsayhuaman



317

Especies de Prosopis de las costas de Perú y Ecuador



Análisis numérico de las especies de Prosopis L. (Fabaceae) de las costas de Perú y Ecuador

Alicia D. Burghardt1,2, M. Magdalena Brizuela1,2, M. Pía Mom1, Luis Albán3 y Ramón A. Palacios1,2

Numerical analysis of Prosopis L. (Fabaceae) species from the coasts of Peru and Ecuador

1 Departamento de Biodiversidad y Biología Experimental, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Buenos Aires. Pa-bellón 2 - 4º piso - Laboratorio 11 Int. Güiraldes y Costanera Norte. Ciudad Universitaria 1428, Buenos Aires. República Argentina.

2 Consejo Nacional de Investi-gaciones Científicas y Técnicas (CONICET) República Argentina

3 Naturaleza y Cultura Internacio-nal - Perú.

Email Alicia Burghardt: [email protected]

Email María Magdalena Brizuela: [email protected]

Email Ramón Palacios: [email protected]


IntroducciónLos algarrobos, Prosopis L. (Fabaceae), de la costa peruano-

ecuatoriana han tenido varias revisiones, siendo las más recientes las de Burkart (1976), Ferreyra (1987), Díaz Celis (1995) y Pasiecznick et al. (2001); estos autores concuerdan que P. juliflora (SW) DC, y P. pallida (Humb. et Bonpl. ex Willd.) Kunth son las especies comunes en la zona. Ferreyra (1987), incluyó además a P. affinis Sprengel, aunque la presencia de esta última especie en la zona de estudio planteaba ciertas dudas, ya que su distribución, en la Cuenca del Plata (Uruguay, Argentina, Paraguay y Brasil), está asociada a un clima mucho más húmedo, por lo que Díaz Celis (1995) y Pasiecznick et al. (2001) la consideraron como una identificación incorrecta.

Mom et al. (2002) señalaron la presencia de P. pallida y P. li-mensis Bentham en la Región Grau. Prosopis limensis fue incluida como sinonimia de P. pallida por Burkart (1976), sin embargo Mom et al. (2002) indican que existen las dos entidades y que se corresponden con los tipos de las especies antes citadas.

El presente trabajo es continuación del realizado por Mom et al. (2002); y realiza un análisis de las especies de algarrobos desde Tacna a Zarumilla en Perú, y en Ecuador desde Huasqui-llas a Manta; con la finalidad de estudiar la posible presencia de P. affinis y de P. juliflora en áreas en las cuales se señalaba su presencia. Se utilizan caracteres cuantitativos foliares, los que son considerados importantes y eficaces para distinguir las es-pecies de Prosopis (Díaz Celis 1995, Harris et al. 2003); además los caracteres foliares pueden proporcionar una valiosa guía de campo para identificación de especies (Pasiecznick et al. 2001)

Material y métodosMaterial estudiado.- Se realizó un viaje de colección desde

Tacna (Perú) a Manta (Ecuador) en febrero de 2001, con el fin de obtener muestras de Prosopis (ejemplares de herbario). En la Tabla 1 se indican la información de las muestras utilizadas y los herbarios donde están depositadas: Herbario del Departamento de Ciencias Biológicas de la Facultad de Ciencias Exactas y Na-turales de la Universidad de Buenos Aires (BAFC) y Herbarium Truxillense de la Universidad Nacional de Trujillo (HUT).

Además se examinó material de varios herbarios, que no fueron incluidos en el análisis numérico:

Prosopis pallida

Perú:

Tipo: América Meridional. Perú Humboldt & Bonpland s/n (Foto Her-bario Willdenow 19131, Museo Botanicum Berolinense B).

Dpto. Amazonas. Prov. Bagua, P. Hutchinson 1501 (F); Caserío Shuape. Ferr. Holle, Viceland, Chicoana 20581. 16/X, 1986 (USM).

Dpto. Piura, Prov. Paita. 3 a 4 km E of Talara. 20 msn. O. Horton 11587. 4/IV/1939 (F); Prov. Piura, Talara. J. Campos s/n, 1/X/1981 (USM); Santa Clara, Sechura, Plaza de Armas. R. Ferreyra – J. Vilela 20041, 20042 (USM); Prov. Sullana, Sullana, campo reforestación “El Algarrobo”. R. Ferreyra, Aguilar 19319 (USM); “Savana”. R. Ferreyra 19143 A (USM); “El Algarrobo”, S. Valdivia – A. Montesi-nos 6. 19/I/1979 (USM); “El Algarrobo”, R. Ferreyra 19125 (USM).

Dpto. Lima, Parque Montero, F. Encarnación 163 (USM).Dpto. Lambayeque, Prov. Lambayeque. Distrito Olmos, Racalí. V.

Chavez s/n (USM). A.Weberbauer 6172 (F). Negritos. Oscar Haught 1928 (F).

Dpto. Tumbes, cerca de Bocapán. R. Ferreyra, E. Cerrate, O. Tovar 10555. 24/IV/1955 (MO); Prov. Tumbes R. Lao s/n (F).

Resumen Diferentes revisiones coinciden en señalar 2 o 3 especies de Prosopis para el sur de Ecuador y norte de Perú: P. juliflora (SW) DC, P. pallida (Humb. et Bonpl. ex Willd.) Kunth y P. affinis Sprengel. En el presente trabajo se informa del análisis cuantitativo de caracteres foliares de especímenes del genero Prosopis, recolectados a lo largo de la costa desde Arequipa (Perú) a Manta (Ecuador). Los resultados señalan tres grupos bien definidos. Del análisis comparativo de los tipos y ejemplares de herbario de todas las especies y sinónimos citados para la zona de estudio surge que los taxones existentes son: P. pallida, P. limensis Bentham, ambos de amplia distribución, y P. chilensis (Molina) Stuntz emend Burkart restringido al valle del río Camaná. Estos tres taxones se corresponden con los tres grupos obtenidos del análisis numérico. Debe señalarse la exclusión del área de P. juliflora y P. affinis. Se sugiere no utilizar las numerosas variedades señaladas para P. pallida.

Palabras claves: Caracteres foliares, análisis numérico, Prosopis, algarrobos, Algarobia, Fabaceae.

AbstractTo the south of Ecuador and northern Peru is indicated the presence of 2 or 3 species of Prosopis: P. juliflora (SW) DC, P. pallida (Humb. et Bonpl. ex Willd.) Kunth and P. affinis Sprengel. In this paper we report the results of quantitative analysis of leaf characters of specimens of the genus Prosopis, collected along the coast from Arequipa (Peru) to Manta (Ecuador). The results point out three well defined groups. When we compare all the species and synonymous mentioned for the study zone with our results, conclude that are: P. pallida, P. limensis Bentham (both with a wide distribution) and P. chilensis (Molina) Stuntz emend Burkart restricted to the Camana river valley. It is pointed out the exclusion from the area of P. juliflora and P. affinis. We suggested that the several varieties mentioned for P. pallida should not be used for the moment.

Keywords: Foliar characters, numerical analysis, Prosopis, algarrobos, Algarobia, Fabaceae.

318

Burghardt et al.


Tabla 1. Información de las muestras utilizadas en el análisis de taxonomía numérica de las especies de Prosopis L. (Fabaceae) de las costas de Perú y Ecuador, se indican los herbarios donde están depositadas.

Pais Localidad Lugar Coordenadas Fecha Número de muestra (Herbario)

Ecua

dor

Guayas Colonche 16/02/2002 3306 (BAFC,HUT)Manabí Río Chico a Rocafuerte 15/02/2002 3302 (BAFC,HUT)Manabí Rocafuerte a Manta 15/02/2002 3303, 3304 (BAFC,HUT)Manabí Machalilla 16/02/2002 3305 (BAFC,HUT)Loja Casanga empalme 19/02/2002 3311 (BAFC,HUT)Loja Sabanilla a Zapatillo 20/02/2002 3312 (BAFC, HUT)Loja Sabanilla a La Ceiba 20/02/2002 3313, 3314 (BAFC, HUT)Loja La Ceiba 20/02/2002 3315, 3316 (BAFC, HUT)DelOro Huaquilla, Santa Rosa. 13/02/2002 3293, 3294 (BAFC, HUT)Guayas Puerto Inca, Guayaquil. 13/02/2002 3295, 3296 (BAFC, HUT)Guayas Guayaquil-Santa Elena. 14/02/2002 3297, 3298 (BAFC, HUT)Manabi Pto. Cayo-Jipijapa. 15/02/2002 3299 (BAFC, HUT)Manabi Río Chico-Rocafuerte. 15/02/2002 3300, 3301 (BAFC, HUT)Loja Catamayo, La Toma. 19/02/2002 3307 (BAFC, HUT)Loja Casanga, cruzando el río Playas. 19/02/2002 3308, 3309, 3310 (BAFC, HUT)

Perú

Tumbes Alrededores de Puerto Pizarro. 3°30’49”S 80°23’06”W 21/02/2010 3110 (BAFC)

Piura A 15 km del caserío Santa Ana, carretera a Piura, margen izquierda del río Piura. 4°56’42”S 80°22’10”W 21/02/2010 3101 (BAFC)

Piura Tambo Grande, camino al caserío Locuto, Vega de la Ardilla 4°57’37”S 80°23’47”W 21/02/2010 3098 (BAFC)

PiuraTambo Grande, camino al caserío El Carmen, comunidad campesina San Juan Bautista de Locuto, km 21 de antigua carretera Panamericana.

4°59’37”S 80°23’47”W 23/02/2010 3097 (BAFC)

Piura Colán, Iglesia de Colán. 5°00’13”S 81°03’18”W 18/02/2010 3065 (BAFC)Piura Paita, Centro Recreativo del Club de Leones. 5°05’40”S 81°04’39”W 19/02/2010 3064 (BAFC)Piura Caserío Santa Rosa del 32. 5°08’13”S 80°21’05”W 21/02/2010 3095 (BAFC)Piura Castilla, antigua panamericana Chiclayo – Piura Km 235. 5°09’20”S 80°22’09”W 21/02/2010 3096 (BAFC)Piura Antigua Panamericana Chiclayo – Piura. Km 202. 5°10’00”S 80°08’55”W 21/02/2010 3094 (BAFC)Piura Cruce El Trébol, carretera Piura-Paita-Sullana. 5°10’03”S 80°41’18”W 18/02/2010 3073 (BAFC)Piura Cruce El Trébol, carretera Piura-Paita-Sullana. 5°10’03”S 80°41’18”W 18/02/2010 3072 (BAFC)Piura Piura, campus de la Universidad de Piura. 5°10’16”S 80°38’06”W 17/02/2010 3059, 3062 (BAFC)Piura Piura, campus de la Universidad de Piura. 5°10’16”S 80°38’06”W 17/02/2010 3058, 3060, 3061 (BAFC)Piura Chulucanas, camino a Caserío Alto el Gallo 5°11’05”S 80°11’08”W 21/02/2010 3092 (BAFC)

Piura Morropón, La Matanza, antigua Panamericana carretera Chiclayo – Piura km 188. 5°16’16”S 80°05’53”W 20/02/2010 3089 (BAFC)

Piura Sechura, carretera a manglar de San Pedro. 5°20’09”S 80°51’12”W 19/02/2010 3075 (BAFC)Piura Dist. Vice, Manglar de San Pedro. 5°30’58”S 80°53’21”W 19/02/2010 3074 (BAFC)Piura Dist. Sechura, Plaza de Armas, cerca del local parroquial. 5°33’15”S 80°49’15”W 19/02/2010 3076 (BAFC)Piura Inmediaciones de la ciudad de Sechura. 5°33’18”S 80°49’02”W 19/02/2010 3077, 3078 (BAFC)Piura Caserío Belisario. 5°50’36”S 80°26’50”W 20/02/2010 3083, 3084 (BAFC)Piura Carretera Chiclayo – Bayovar. 5°50’55”S 80°58’55”W 19/02/2010 3079 (BAFC)Piura Carretera Sechura – Bayovar Km 33. 5°51’05”S 80°53’31”W 19/02/2010 3080, 3081, 3082 (BAFC)

Piura Olmos, caserío Ancol Chico, margen derecha del río Cascajal, camino a Olmos. 5°54’35”S 80°00’23”W 20/02/2010 3086, 3087 (BAFC)

Piura Caserío Cerro de Arena, margen derecha del río Cascajal, camino a Olmos. 5°55’17”S 80°12’10”W 20/02/2010 3085 (BAFC)

Piura Piura. Sullana km 1007. 12/02/2002 3287 (BAFC, HUT)Piura Ruta a Sullana Paita km 16. 18/02/2001 3068 (BAFC, HUT)Piura Las Lomas km. 1026 . 12/02/2002 3289, 3290, 3292 (BAFC, HUT)Piura La Tina. 21/02/2002 3317 (BAFC, HUT)Piura Piura Sullana km 1007. 12/02/2002 3288. (BAFC, HUT)Piura Las Lomas km 1026. 12/02/2002 3291. (BAFC, HUT)Ancash Entrada a Huarmey. 08/02/2002 3284. 3285 (BAFC, HUT)Ancash Entrada a Huarmey II/2002. 08/02/2002 3283 (BAFC, HUT)Ancash Casma, puente Carrizal. 08/02/2002 3286 (BAFC, HUT)Ica Valle río Poroma, ruta 5 km 467, sur de Nazca. 07/02/2002 3280 (BAFC, HUT)Ica Valle río Poroma, ruta 5 km 466, sur de Nazca. 08/02/2002 3281 (BAFC, HUT)Ica Valle río Poroma, ruta 5 km 458, sur de Nazca. 08/02/2002 3282. (BAFC, HUT)Arequipa Prov. Castilla, Punta Colorada, Río Majes. 07/02/2002 3274, 3275, 3276 (BAFC, HUT)Arequipa 10 km al norte de Camaná, Paso Hawai. 07/02/2002 3277,3278(BAFC,HUT)

319



Ecuador:

Prov. Loja, on the Catacocha-Macará, C. 7 km N of the cross-road to Celica, 600 msn. G. Harling, L. Anderson 18199, 12/IV/1980 (MO); Macará, J. Hart 1099 (MO); La Toma, Anne Macey 118, VII/1975 (LOJA); La Toma, 1400 msm, R. Espinosa 491, 5/VI/1946 (LOJA); 8 km. de Zapotillo 4º18’S y 80º14W, A. Zamaniego y F. Vivar 30 (LOJA); Gonzanamá, Nambacola, El Húmedo 4º2’47”S y 79º30’48”W, 4/II/1980, F. Vivar 1119 (LOJA); Macará- Zapotillo, Km. 13, 700-750 msm 4º19’93”S y 79º59’89”W, G. Lewis, P. Lo-zano 3048 III/1997, (LOJA); Celica, Quebrada Yaraco, 4º8’35”S y 79º50’20”W, L. Emperaire 1224 (LOJA).

Prov. Guayas, Ancón, G. Harling, G. Storm & B. Strön 8818, 29-30/IV/1968 (MO); Santa Elena 18/11/1974, Al Gentry 10017 (MO, NY).

Prov. Manabí, Bahía de Caráquez, G. Harling, G. Storm & B. Ström 9453 (MO).

Prov. Oro, Machala, Playa Los Cocos, Luz F. Vivar 716 (LOJA).

Prosopis limensis

Perú:Tipo: Perú, Lima et Perú septentrionalis. Cuming 974 (K) (foto US

ex K).Río Apurimac, A. Weberbauer 5366 (F), 5907 (F).Yautan, Mac Bride y Featherstone 2563 (F).Dpto. Ica, Prov. Nazca, bosque de Jumana. J. Aguilar Gallardo s/n

(USM); Prov. Ica, Pampas de Ocucaje, R. Ferreyra 1382 (USM).Dpto. Piura Prov. Sullana, “El Algarrobo”, S. Valdivia – A. Montesinos

1,3 (USM); R. Ferreyra 19122 (USM).Dpto. Arequipa, Prov. Islay, Loma de Mollendo, R. Ferreyra 12072

(USM).Dpto. Tumbes, Prov. Tumbes, Punta Mal Pazo, R. Ferreyra 18966

(USM); Prov. Zarumillo, entre Zarumillo y El Salto, R. Ferreyra 10749, 29/IV/1955 (MO).

Prosopis chilensis

Perú:

Dpto Cuzco, Prov. Anta Sisal Cumyacc, C. Vargas 007410 (USM); Prov. La Convención, valley of Río Vilcanota near Quillabamba, 1010 msn. Y. Mescia 8026. 9/05/1938 (F).

Dpto. Arequipa, Prov. Castilla. Isla el rescate, antes de Aplao, Aguilar Gallardo s/n (USM); Aplao, “cultivado”, Jaime Aguilar Gallardo s/n 11/XII/1982. (USM); Aplao, Lomas cerca de las chacras de arroz, José Aguilar Gallardo s/n 11/XII/1982 (USM).

Aplao B. Simpson 8575 A. (USM); Castilla, 10 Km. N Aplao, B. Simp-son 86753 17/I/1977 (USM)

Hda. Potrero, C. Vargas 2041, 8/VIII/1940 (USM); A. Weberbauer 5919 (F).

MétodosLos ejemplares colectados fueron analizados registrando los

siguientes caracteres foliares: longitud total de la hoja (cm); longitud del pecíolo (cm); número de pares de pinas primarias; longitud de la pina primaria (cm); ancho de la pina (cm), número de pares de folíolos de la pina; distancia entre folíolos (mm); largo del folíolo (mm) y ancho del folíolo (mm).

Se realizaron 10 mediciones en cada individuo y con estos datos se calculó la media por individuo para cada uno de los caracteres. Con ella, se construyó una matriz básica de datos de individuos por caracteres. Sobre la base de esta última se construyó una matriz de distancias (Cuadrado de las Distancias Euclideas) y se aplicó el método de agrupamiento de medias no ponderadas (UPGMA). Los análisis numéricos fueron realizados utilizando el paquete estadístico STATISTICA.

ResultadosLas medias por individuo se consignan en el Apéndice 1. La

Figura 1 muestra el fenograma obtenido mediante el UPGMA.

Se observan claramente 3 grupos: A, B y C. El B1, se une al A-B y corresponde a materiales colectados en regiones del norte de Ecuador con mayores precipitaciones.

Los clusters A y B corresponden respectivamente a P. limensis y P. pallida. El cluster C agrupa a un número de individuos identificables como P. chilensis.

Esta información permite establecer una clave dicotómica para separar los taxones:

30583285LI

30793097308430653087

3282LI3286LI

30603280LI

3072306430813098308230833085308630963061

3288-59P307530803077

3284PA3078

3281LI3291-62

305930713089311030623095

3283PA3299-70P

307330743068

3302-73P3094307631013092

3287-58P3306-77P3316-87?3297-68P3290-61P3305-76P

3292-633303-74P3289-60P3298-69P3294-65P3301-72P3295-66P

3300-713296-67

3304-75P3307-78P3309-80?3311-82?

3293-64P3312-83?3317-88?3313-84?3308-79?3310-81?3314-85?

3277CH3278CH

3315-86

3276CH3275CH3274CH

Distancia de ligamiento

10 20 30 40 500

B1

C

B

A

Figura 1. Fenograma construido con los caracteres foliares de Pro-sopis recolectados en la costa del norte de Perú y sur de Ecuador. Cuadrado de las Distancias Euclideanas, método de agrupamiento UPGMA.

320

Burghardt et al.


Figura 2. Prosopis chilensis A: aspecto general, x = 1 cm.; B fruto, x= 1cm

A.- Folíolos en general menores de 12 mm de longitud, pubérulos, distancia entre folíolos 1,0–4,4 mm.

B.- Árbol con ramas principales algo fastigiadas (45° o menos), ramas terminales casi rectas, horizontales; braquiblastos poco desarrollados, con pocas hojas (1–3); hojas en general mayores de 6 cm long; folíolos en general mayores de 7 mm long (7–10 mm). 1. P. pallida

B”.- Árbol con ramas principales a 45° o más, ramas terminales flexuosas, algo péndulas, braquiblastos muy desarrollados, con muchas hojas (3–10); hojas en general menores de 6 cm long.; folíolos en general menores de 7 mm long. 2. P. limensis

A”.- Folíolos en general mayores de 12 mm de longitud, glabros, distancia entre folíolos 3,4–6,8 mm. 3. P. chilensis

Prosopis pallida (Humb. et Bonpl. ex Willd.) Kunth. 1823. Nov. Gen. sp. Pl. 6: 306.

Iconografía: Mom et al. 2002.

Nombre común: “Algarrobo cholo”. No existe información que introduzca cambios en la descripción publicada por Mom et al. (2002)

Prosopis limensis Bentham 1842. Hooker´s Jour. Bot. 4: 350

Iconografía: Mom et al. 2002.

Nombre común: “Algarrobo zambo”. Al igual que la especie anterior no existe información adicional sobre la descripción. Existe la posibilidad que puedan aparecer individuos híbridos entre P. pallida y P. limensis, tal como lo indica la posición del ejemplar 3291 de la Figura 1.

Prosopis chilensis (Molina) Stunz emend. Burkart 1940, Darwiniana 4: 105.

Nombre común: “Algarrobo”. El aspecto general y de fruto pueden observarse en la Figura 2. Descripción: Árbol de hasta 10 metros de altura. Sin espinas en ramas viejas. Hojas 1–2 yu-

gadas, pinnas 10,94–13,25 cm long. y 2,94–5,34 cm lat, pinnas generalmente uniyugadas, folíolos 2,87 a 5,45 cm long. y 1,54 a 2,2 mm lat. Inflorescencia en racimo espiciforme. Legumbre falcada a semianular con los márgenes paralelos o bien algo ondulados, color pajizo a veces con manchas violáceas de 16,2 a 25 cm x 1,24 a 1,75 cm, mesocarpo dulce, palatable.

Distribución geográfica: En Perú, se encuentra además en el área de Cuzco; en Bolivia en la región oriental de la Precordillera Andina; en Argentina en el centro oeste y en Chile en el Valle del Elqui y en las inmediaciones de Santiago.

DiscusiónLos ejemplares estudiados se reúnen en tres grupos definidos,

los cuales pueden ser asignados a P. limensis (A), P. pallida (B) y P. chilensis (C) (Fig. 1). Los ejemplares 3308, 3310, 3314 y 3315 (de Ecuador, Prov. Loja), fueron colectados en la fracción del Bosque seco con predominio de Ceiba (en general por enci-ma de los 500 m de altitud). En esta región las lluvias son algo superiores al bosque seco denominado Sapotal-Algarrobal y esto influiría en el mayor tamaño de los folíolos.

Díaz Celis (1995) presentó una clave para diferenciar los algarrobos del norte peruano. Según nuestro criterio lo atribui-do por Díaz Celis (1995) a P. pallida debe ser designado como P. limensis y lo denominado P. juliflora, como P. pallida. Debe señalarse que este autor no indica los ejemplares estudiados. Por el momento y hasta disponer de pruebas experimentales, sobre la herencia de los caracteres que las determinan, sería mejor no utilizar las variedades propuestas por Díaz Celis (1995).

Prosopis juliflora no fue encontrada en el desierto costero y no hay ejemplares en los herbarios que avalen su presencia. Ferreyra (1987) señala que P. juliflora no existiría en Perú y que su binomio no corresponde a alguna de las especies del norte peruano; sin embargo la incluye con la variedad horrida. Estos materiales deben referirse a P. pallida.

El ejemplar 3291, morfológicamente afín a P. pallida, se separa del grupo B (P. pallida). La observación detallada de los materiales, sugiere que podría haberse originado de la hibrida-ción de P. pallida x P. limensis (el orden es arbitrario).

La distribución de P. limensis es amplia en la zona costera peruana y de acuerdo a lo observado durante los viajes de reco-lección, esta especie sería la más resistente a la sequía.

Las colecciones realizadas para el presente trabajo y las revi-siones de los herbarios no avalan la presencia de P. affinis en el desierto costero. Los materiales que Ferreyra (1987) cita como P. affinis tienen como característica común el color del fruto violáceo hasta morado, éste es un atributo que presenta tanto P. pallida como P. limensis.

Según nuestro criterio, los materiales citados como P. affinis por Ferreyra (1987) deben ser considerados como se indica a continuación:

Prosopis pallida:Tumbes: Contralmirante Villar, cerca Bocapán, Ferreyra, Cerrate & To-

var 10555 (USM); Zarumilla, Puerto Pizarro, Cerrate 4962 (USM).Piura: Paita entre El Alto y Talara, Ferreyra 10757 (USM). Sullana

“El Algarrobo”, cerca Sullana, Ferreyra & Aguilar 19119 (USM), 19121 (USM), 19134 (USM), 19137 (USM), 19139 (USM), 19317 (USM), Valdivia & Montesinos 04 (USM); Marcavelica a 2 km. G. Domínguez 09 (USM).

A

B

1 cm

321



Figura 3. Mapa señalando la distribución de las especies de algarrobo en la zona costera peruano-ecuatoriana.

N° Longitud total de la hoja (cm)

Longitud del peciolo

(cm)

N° pares de pinnas primarias

Longitud de la 1º

pinna (cm)

Ancho de la 1º pinna

(cm)

N° pares de foliolos 1º pinna

Dist entre foliolos (mm) 1º pinna

Largo de foliolo

(mm) 1º pinna

Ancho de foliolo 1º pinna

(mm)

3058 3,65 0,90 2,00 1,90 0,70 8,75 1,65 4,50 1,603059 8,00 1,78 2,50 3,81 1,45 10,13 3,39 7,31 2,443060 5,10 1,00 3,00 3,00 0,95 10,75 2,00 5,60 1,663061 4,90 1,70 2,50 1,40 0,80 10,50 3,12 5,60 1,753062 5,60 1,30 2,00 4,40 1,50 10,00 3,25 7,25 2,003064 5,10 1,18 2,00 2,78 1,14 10,38 3,13 5,58 1,363065 5,00 0,60 1,75 2,06 0,83 10,25 2,00 4,25 2,133068 6,98 1,76 2,25 3,94 1,49 11,75 3,25 7,50 2,203071 7,30 2,28 2,00 4,45 1,29 10,00 4,18 7,31 2,443072 4,15 1,00 2,00 2,85 1,01 10,63 2,35 5,68 1,69

Apéndice 1. Matriz de datos. Promedios de los caracteres por individuo.

(Continúa....)

Prosopis limensis: Tumbes: entre Zarumilla y El Salto, Ferreyra, Cerrate & Tovar 10749

(USM); Tumbes Manglar Cherre, Ferreyra, Macedo & Revilla 18966 (USM)

Ica: Ica, alrededores de la Laguna de La Huega, Ferreyra 8206 (USM), Laguna San Pedro, A. Luna s/n (USM), Laguna Huacachina, J. Revilla s/n (USM), Laguna Orovilca, A. Luna s/n (USM), Pampa de Ocucaje, Ferreyra 1382 (USM).

Prosopis pallida

Prosopis limensis

Prosopis chilensis

Ecuador

Perú

Se sugiere no seguir utilizando la denominación de las va-riedades de P. pallida (Ferreyra 1987) hasta la comprobación experimental de que los caracteres que las delimitan son el pro-ducto de variabilidad genotípica y no la respuesta a variaciones ambientales.

En el desierto costero, P. chilensis sólo fue coleccionada en las proximidades de Aplao y en la desembocadura del Río Camaná. Es posible que esta especie haya llegado a la región como una planta cultivada, en épocas previas a la colonización europea.

El presente trabajo concluye que:

a. No existen evidencias que avalen la presencia de Prosopis juliflora ni la de Prosopis affinis.

b. Los taxones existentes en la región costera peruano-ecuatoriana son: Prosopis pallida (Humb. et Bonpl. ex Willd.) Kunth, Prosopis limensis Bentham, ambos de amplia distribución, y Prosopis chilensis (Molina) Stuntz emend Burkart restringido al valle del río Camaná. Estos tres taxones se corresponden con los tres grupos obtenidos del análisis numérico. La distribución de los algarrobos en la zona estudiada se muestra en la Figura 3.

Literatura citadaBurkartA.1976.AmonographofthegenusProsopis(Leguminosae

Subfam Mimosoideae). Journal of the Arnold Arboretum 57:219-249;450-525

Díaz-CelisA. 1995.Los algarrobos.CONCYTEC.Lima, Perú.217 págs.

FerreyraR.1987.EstudiossistemáticosdelosalgarrobosdelacostanortedePerú.DireccióndeInvestigaciónForestalyFauna.MinisteriodeAgricultura,Lima,Perú.31págs.

Harris P.J.C., N.M. Pasiecznik, S.J. Smith, J.M. Billington, & L. Ramírez.2003.DifferentiationofProsopisjuliflora(Sw.)DC. and P. pallida (H. & B. ex. Willd.) H.B.K. using foliar characters and ploidy. Forest Ecology and Management 180(1): 153-164.

Mom M.P., A.D. Burghardt, R.A. Palacios & L. Alban. 2002. Los algarrobos peruanos: Prosopis pallida y su delimitación. Arnaldoa9(1):39-48

Pasiecznick N.M., P. Felker, P.J.C. Harris, , Harsh, L. N., Cruz, G., Tewari, J. C., Cadoret, K. & Maldonado, L.J. 2001. The Prosopisjuliflora-ProsopispallidaComplex.Amonogra-ph. HDRA Coventry, UK pp. 162.

322

Burghardt et al.


3073 6,80 1,25 2,75 3,18 1,13 9,67 3,44 6,42 1,593074 7,30 1,05 2,75 3,82 1,44 10,29 4,05 7,13 1,663075 4,60 0,80 2,00 3,03 1,19 9,13 3,67 6,56 2,103076 6,25 1,00 2,25 3,71 1,38 11,42 3,25 7,48 2,403077 4,38 0,73 2,00 2,96 1,40 10,00 3,15 6,96 1,933078 5,53 1,13 2,00 3,19 1,31 8,63 3,88 7,44 2,463079 3,90 0,71 2,00 2,29 1,03 9,50 2,50 5,08 1,363080 4,80 0,88 2,00 2,95 1,60 8,75 3,63 6,41 1,613081 5,53 1,18 2,00 3,20 1,03 10,13 3,06 5,19 1,683082 4,63 0,73 2,50 2,81 1,15 9,92 3,06 5,66 1,613083 5,13 1,10 2,75 2,87 1,05 10,08 2,79 5,35 1,553084 4,10 0,63 3,00 2,23 0,85 8,83 2,63 4,51 1,163085 4,60 0,80 2,50 2,75 1,08 10,92 2,67 5,30 1,383086 5,75 0,88 2,75 2,93 1,05 10,79 3,00 5,84 1,433087 4,35 0,95 2,25 2,47 0,87 11,21 2,33 4,72 1,163089 6,50 1,48 2,00 4,15 1,54 10,63 4,10 7,88 3,003092 5,88 1,13 2,25 3,29 1,29 11,75 2,98 6,63 1,813094 7,68 1,40 2,25 4,37 1,40 12,75 3,70 7,06 2,233095 6,33 1,03 2,00 3,78 1,44 9,88 4,08 7,31 1,933096 6,00 0,48 3,00 3,25 1,07 10,65 3,50 5,41 1,553097 4,43 0,83 2,00 2,36 1,00 9,88 2,75 5,44 1,433098 5,35 1,05 2,25 3,00 1,25 10,46 3,50 6,27 1,503101 6,43 0,85 2,50 3,89 1,41 11,46 3,98 7,17 2,273110 7,13 1,90 2,00 4,13 1,61 10,13 4,46 8,46 2,66

3287-58pa 9,36 2,08 3,00 3,36 1,36 10,60 2,60 7,60 2,003288-59pax 6,86 0,90 3,00 3,02 1,08 10,00 2,00 5,40 1,803289-60pa 9,38 2,00 2,40 4,80 1,42 10,40 3,40 9,20 3,203290-61pa 8,96 1,52 2,80 3,46 1,48 8,60 3,60 7,80 2,40

3291-62 6,94 1,46 2,60 2,60 1,02 7,00 3,40 4,80 1,403292-63 8,02 1,36 2,60 4,02 1,76 9,80 2,40 8,00 3,00

3293-64pa 10,34 2,72 2,60 4,18 1,42 11,40 3,20 7,80 2,803294-65pa 10,44 2,22 2,40 5,44 1,96 11,80 3,60 9,80 3,003295-66pa 8,22 1,90 2,60 4,50 1,74 12,20 2,80 9,80 2,60

3296-67 8,26 2,18 2,00 4,66 1,68 11,40 4,00 8,80 2,203297-68pa 8,82 2,76 2,80 3,48 1,84 10,00 2,40 9,20 2,003298-69pa 9,42 2,28 2,20 4,24 1,98 10,80 2,60 10,00 3,203299-70pa 6,94 1,18 2,20 3,46 1,52 10,20 3,00 7,80 2,20

3300-71 8,04 2,28 2,40 5,22 2,12 12,40 3,60 9,80 2,803301-72pa 10,02 2,16 2,80 5,20 1,88 11,80 3,80 9,40 2,603302-73pa 8,00 1,38 2,20 4,06 1,42 11,60 3,00 7,20 2,003303-74pa 8,20 2,24 2,20 3,72 1,50 13,00 2,20 7,20 2,003304-75pa 9,66 1,94 3,00 4,22 1,82 13,80 2,40 9,60 2,603305-76pa 7,68 1,43 2,50 3,05 1,33 8,75 3,00 7,50 2,253306-77pa 9,20 2,16 2,80 3,54 1,48 9,80 2,60 7,20 2,203307-78pa 9,06 1,68 2,60 4,88 1,86 13,20 3,00 9,20 3,003308-79?? 11,80 1,96 2,40 6,16 2,32 12,20 4,40 11,40 3,403309-80?? 9,98 1,74 2,80 3,88 1,70 11,80 2,80 8,80 2,603310-81?? 11,04 3,12 2,40 5,70 2,24 11,80 4,00 10,80 3,603311-82?? 9,28 1,62 2,40 4,28 1,58 12,20 2,40 8,20 3,003312-83?? 11,48 2,18 2,60 4,46 1,58 10,60 3,00 7,80 2,603313-84?? 10,30 2,48 2,00 4,62 1,80 10,80 3,60 8,80 2,803314-85?? 13,62 3,20 2,00 6,78 2,02 13,00 4,00 10,00 3,803315-86 13,86 2,06 2,80 6,54 2,02 12,40 4,40 10,60 2,60

3316-87?? 9,86 1,88 3,00 4,36 1,62 10,20 3,00 7,40 2,203317-88?? 11,20 2,56 2,80 4,64 1,62 11,20 3,00 8,20 2,80

3277ch 13,81 2,87 1,13 10,94 2,94 21,86 4,60 14,70 1,543276ch 18,70 5,45 1,00 13,25 5,34 18,00 5,44 26,70 2,20



(cm)


Longitud de la 1º

pinna (cm)


(cm)



Largo de foliolo

(mm) 1º pinna


(mm)


(Continúa....)

323



3275ch 15,75 2,92 1,00 12,83 4,20 17,75 6,86 21,00 2,003274ch 17,01 5,35 1,00 11,66 4,02 21,00 6,18 20,10 1,953278ch 16,04 3,36 1,00 12,68 2,96 22,80 3,40 14,80 1,733283pa 6,33 1,86 2,00 3,52 1,50 10,12 3,37 7,50 1,933284pa 4,74 0,98 2,00 2,28 1,44 9,33 2,66 7,20 2,003286li 2,87 1,00 2,80 2,50 1,04 11,13 1,07 5,22 1,113282li 4,40 0,87 2,57 2,17 0,86 10,33 1,00 4,30 1,003285li 2,57 0,65 2,14 1,87 1,00 8,55 1,93 5,00 1,863281li 5,10 0,78 3,10 2,72 1,28 12,71 1,72 6,40 1,463280li 4,30 0,77 3,00 2,24 1,15 10,80 1,72 5,77 1,70



(cm)


Longitud de la 1º

pinna (cm)


(cm)



Largo de foliolo

(mm) 1º pinna


(mm)


324

Burghardt et al.


325

Diferenciación morfológica y molecular de cinco taxa de PlukEnEtia



Diferenciación morfológica y por ISSR (Inter simple sequence repeats) de especies del género Plukenetia (Euphorbiaceae) de la

Amazonía peruana: propuesta de una nueva especie

Ángel Rodríguez1*, Mike Corazon-Guivin1, Danter Cachique1, Kember Mejía1, Dennis Del Castillo1, Jean-François Renno2, Carmen García-Dávila1

Differentiation morphological and by Inter simple sequence repeats (ISSR) of species of genus Plukenetia (Euphorbiaceae) from Peruvian

Amazon: suggestion for a new species

*corresponding author

1 Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana, IIAP- La-boratorio de Biología y Genética Molecular – LBGM. Av. José A. Quiñones km. 2.5 - Apartado Postal 784, Iquitos, Perú.

Email Ángel Rodríguez: [email protected] Email Carmen García-Dávila: [email protected]

3 Institut de Recherche pour le Développement – IRD-. Montpellier, France.


IntroducciónLa diversidad de pisos ecológicos presentes en la Amazonía

peruana, ha permitido a través de los siglos, la domesticación de numerosas especies de plantas nativas con una alta variabilidad genética (Zapata 2003). La impresionante diversidad biológica hace que muchas de estas especies no hayan sido estudiadas en profundidad, desconociendo aún muchas características biológicas, genéticas y fitoquímicas. Plukenetia volubilis L., sacha inchi es una planta nativa de la Amazonía peruana, cuyas semillas presentan altos contenidos de proteínas, ácidos grasos (esenciales: omegas 3, 6; omega 9) y vitamina E (tocoferoles y tocotrienoles) en cantidades significativamente mayores que otras semillas de oleaginosas como el maní, palma, soya, maíz, colza y girasol (Hamaker 1992).

El valor del sacha inchi radica no sólo en los aspectos alimen-ticios, culturales e históricos, sino también en su rentabilidad económica. Siendo un cultivo con potencial rendimiento económico y grandes posibilidades de industrialización (Arévalo

1995), viene siendo intensamente cultivado; sin embargo, se ob-serva una alta variabilidad genética, morfológica y fitoquímica, lo que ha generado que en el proceso de expansión del cultivo se hayan llegado a confundir especies del género Plukenetia. Hasta el año 2008 fueron descritas para la Amazonía peruana, cuatro especies en base a caracteres morfológicos: P. volubilis L., P. brachybotrya Müll. Arg., P. loretensis Ule, y P. polyadenia Müll. Arg. Recientemente fue descrita, para la región Ama-zonas, P. huayllabambana Bussmann, C. Téllez & A. Glenn. Nuestras observaciones en la morfología de algunas colecciones biológicas del Herbarium Amazonense (AMAZ) indican cierta sobreposición en algunos de los caracteres de estas especies, lo que podría dificultar su correcta determinación.

Los marcadores moleculares constituyen poderosas herra-mientas para esclarecer cuestiones no resueltas mediante la tax-onomía morfológica y para determinar los límites taxonómicos. Así, el ADN han sido utilizado para comprobar la sistemática morfológica o para cuestionarla (Judd et al. 1999). La litera-

Resumen En el presente trabajo se estudian cinco especies del género Plukenetia de la Amazonía peruana: P. brachy-botrya, P. loretensis, P. polyadenia, P. huayllabambana, P. volubilis (procedencia San Martín); y de un supuesto morfotipo (P. volubilis, procedencia Cusco). Los 126 especímenes estudiados fueron identificados mediante claves de caracteres morfológicos (formas de hojas, tallos y semilla; posición de glándulas basilaminares) y posteriormente mediante marcadores moleculares ISSR (CAA, CAG, GACA). Los análisis morfológicos permitieron separar las cinco especies descritas: P. brachybotrya, P. loretensis, P. polyadenia, P. volubilis y P. huayllabambana. Los dos supuestos morfotipos de P. volubilis fueron discriminados por la posición de las glándulas, tamaño de semillas y forma del tallo. Los resultados proporcionados por el Análisis Factorial de Correspondencia (AFC) y corroborados por el Índice de fijación (FST), distancia genética y el dendograma estimado por el método UPGMA, evidencian una fuerte diferenciación entre los seis taxa, corroborando la identidad taxonómica molecular de las cinco especies ya descritas morfológicamente. Además, los resultados (Fst y la distancia genética) indicarian que P. volubilis (del Cusco) podría ser una nueva especie de Sacha Inchi, aún no descrita para la ciencia.

Palabras clave: Sacha inchi, ISSR, Plukenetia, Biodiversidad, Amazonía.

Abstract In this work, five taxa of the genus Plukenetia from Peruvian Amazon: P. brachybotrya, P. loretensis, P. poly-adenia, P. huayllabambana, P. volubilis (from San Martin) and one morphotype (P. volubilis, from Cusco) were studied. The 126 specimens used were identified by morphological keys (shapes of leaves, stems and seed; basilaminar glands position) and by ISSR molecular markers (CAA, CAG, GACA). The morphological analysis of the different taxa studied allowed us to clearly identify five described species: P. brachybotrya, P. loretensis, P. polyadenia, P. volubilis (from San Martin) and Plukenetia huayllabambana. Both morphotypes of P. volubilis (San Martin and Cusco) were distinguished for the position of the glands, seed size and shape of the stem. The results provided by Correspondence Factorial Analysis (AFC) and supported by the fixation index (Fst), genetic distance and the dendogram estimated by the UPGMA method, show a strong differentiation among the six taxa, corroborating the molecular taxonomic identity of the five species morphologically described. Also, results (Fst and Genetic distance) suggest that P. volubilis (from Cusco) could be a new Sacha Inchi species, not yet described to science.

Keywords: Sacha inchi, ISSR, Plukenetia, Biodiversity, Amazon.

326

Rodríguez et al.


tura registra la utilización de marcadores ISSR en estudios de validación de la información proporcionada por la taxonomía morfológica. Por ejemplo, Chennaoui-Kourda et al. (2007) uti-lizando marcadores ISSR en el análisis de la relación entre Sulla spinosissima y S. capitata, mostraron la existencia de una gran diferenciación genética entre estas dos especies; mientras que Shi et al. (2006) en el análisis molecular de 20 especies de Lycoris, reconocieron cuatro grandes grupos de especies, lo que resultó congruente con sus observaciones morfológicas y citológicas. Resultados similares acerca de marcadores ISSR fueron encontra-dos en trigo, cebada, algodón y otras plantas (Chen et al. 2007, Yockteng et al. 2003, Xu & Sun 2001, Raina et al. 2001, Hang et al. 2003, Liu 1999). Así mismo Angiosperm Phylogeny Group (APG 2003), viene apoyando desde la década de los noventa el uso de marcadores moleculares en estudios filogenéticos de plantas, principalmente con la finalidad de proporcionar una nueva visión filogenética en la sistemática de plantas con flores.

En este sentido, el presente estudio tuvo como objetivo contri-buir a la delimitación taxonómica de seis taxa del género Plukenetia identificadas con claves morfológicas y mediante análisis de su polimorfismo genético, empleando la técnica molecular ISSR. La información producida en el presente trabajo servirá de base a planes de manejo y mejoramiento genético.

Material y métodosMuestras biologicas

Se colectaron muestras biológicas de 126 individuos pertene-cientes a cinco especies: Plukenetia huayllabambana (Chirimoto, Región Amazonas; 18M 0229606, UTM 9279162), P. polyade-nia (Pevas, Región Loreto; 19M 0174043, UTM 9631195), P. loretensis y P. brachybotrya (Puerto Almendras, Región Loreto; 18M 0680833, UTM 9576661), Plukenetia volubilis (Shica, Región San Martín; 18M 0315372, UTM 9301077) y un último morfotipo conocido por los agricultores también como Plukenetia volubilis y que proviene de la localidad de Echarati en la Región de Cusco (18M 0765342, UTM 8583639).

Las muestras botánicas colectadas (hojas, flores y frutos) de cada taxón, fueron utilizadas para el montaje de exsicatas y la determinación mediante claves taxonómicas. Las muestras bo-tánicas fueron depositadas como referencia de este estudio en el Herbarium Amazonense (AMAZ), de la Universidad Nacional de la Amazonía peruana – UNAP.

Extracción y amplificación de ADN

La extracción fue realizada a partir de tejido foliar (conser-vados con Sulfato de Calcio Anhidro), mediante el método de extracción CTAB (Doyle & Doyle 1987). La amplificación del ADN se realizó con los primers CAA (CAACAACAACAACAA), CAG (CAGCAGCAGCAGCAG) y GACA (GACAGACA-GACAGACA), diseñados por Bornet y Branchard (2001); de acuerdo a la técnica Inter Simple Sequence Repeat-ISSR (Zietkiewicz et al. 1994). Las amplificaciones fueron realizadas en volúmenes finales de 25µL conteniendo: 100ng/µL de ADN molde, 5 U/µL de Taq polimerasa, 5X Buffer, 25mM MgCl2, 10mM dNTPs, 10µM de primer y agua ultrapura. Las condi-ciones de temperatura fueron: una desnaturalización inicial a 95 ºC x 1 min., seguida de 27 ciclos consistentes en: desnatu-ralización (94 ºC x 1 min.), hibridación (37-60 ºC, adecuada a cada primer x 1 min.), elongación (72 ºC x 4 min.), seguido de una extensión final a 72 ºC x 7 min. La verificación preliminar

de la amplificación fue realizada en geles de agarosa 2% teñidos con bromuro de etidio (10mg/mL). Posteriormente se verificó el polimorfismo (diferenciación) entre las muestras en geles de poliacrilamida al 6%, teñidos mediante tinción argéntica de acuerdo al método Rabat.

Interpretación y tratamiento de datos

Se realizó una matriz binaria en base a la presencia (1) y ausencia (0) de las bandas observadas (polimórficas) entre los individuos. La diversidad genética entre los diferentes taxa (es-pecies morfológicas y morfotipo) de Plukenetia fue visualizada mediante el Análisis Factorial de Correspondencia (AFC), la diferenciación entre ellas fue estimada en base al índice de fijación (FST) propuesto por Weir y Cockerham (1984). Estos análisis fueron realizados con la ayuda del software GENETIX versión 4.05 (Belkhir et al. 2004). Las relaciones entre las agrupaciones fueron establecidas en base a un dendrograma (método UPGMA), elaborado a partir de la distancia genética (D) obtenida según Reynolds et al. (1983), así como los valores de Bootstrap (calculados en base a 1000 repeticiones) fueron obtenidos con la ayuda de PHYLIP versión 3.5 (Felsenstein 1993). Los árboles fueron visualizados con ayuda del software TREVIEW (Page 1996).

ResultadosCaracterización morfológica y tratamiento taxonómico

En base a las claves taxonómicas de Gillespie (1993) se logró determinar cuatro especies morfológicas entre los taxa estudia-dos: P. loretensis, P. brachrybotrya, P. polyadenia, y P. volubilis (procedencia San Martín); y P. huayllabambana en base a las descripciones de Bussmann et al. (2009). Observándose qué P. volubilis (procedencia Cusco) presenta algunas diferencias morfológicas (hojas, fruto y semillas) con relación a las especies antes mencionadas (Tabla 1).

Las características morfológicas diferenciales más saltantes la encontramos en la forma de las semillas de los diferentes grupos de Plukenetia (Fig. 1), que van desde redondeadas hasta ligeramente lenticuladas; y diferencias en la testa de las semillas, de aspecto liso en cuatro de los seis taxa [P. loretensis, P. brachy-botrya, P. volubilis (procedencia San Martín) y P. polyadenia], y rugosa en P. huayllabambana y P. volubilis (procedencia Cusco). Asimismo se observó una considerable variación en el tamaño de las semillas.

Caracterización molecular

El resultado del Análisis Factorial de Correspondencia (AFC) muestra los seis taxa estudiados claramente diferenciados a nivel genético sin sobreposición alguna entre ellos (Fig. 2: A, B, C). El análisis del FST entre pares de taxa (Tabla 2) mostró un alto grado de diferenciación entre todos los taxa analizados (elevada significancia, p= 0). P. brachybotrya y P. volubilis (procedencia Cusco) tienen el FST más elevado (FST= 0,98491; p= 0). Mien-tras que P. huayllabambana y P. volubilis (procedente de de San Martín) se mostraron como los taxa más cercanos (FST= 0,89562, p= 0). Los FST por pares fueron estadísticamente significativos.

Las distancias genéticas (Tabla 2) estimadas según Reynolds et al. (1983) muestran diferencias marcadas entre cada par de agrupaciones. Siendo que P. volubilis (procedencia San Martín) y P. huayllabambana presentaron la menor distancia encontra-da (D= 2,25973). En cuanto que P. brachybotrya y P. volubilis

327



Figura 1. Semillas de de las seis agrupaciones del género Plukenetia estudiados en la Amazonía peruana: A = P. brachybotrya; B = P. lore-tensis; C = P. volubilis (procedencia San Martín); D = P. volubilis (procedencia Cusco); E = P. huallaybambana; F = P. polyadenia.

(A)(B)

(C)(D)

(E)(F)

Caracteres observados

Agrupaciones Plukenetia estudiadas

P. loretensis P. brachybotrya P. polyadeniaP. volubilis

(procedencia San Martín)

P. volubilis (procedencia

Cusco)P. huayllabambana

Glándulas foliares basilaminares

Glándulas basilaminares en uno o más

pares próximas al pecíolo

Glándulas basilaminares

numerosas próximas al

pecíolo.

Un único promontorio

glandular

Par de glándulas basilaminares próximas al

pecíolo.

Par de glándulas basilaminares relativamente distantes del

pecíolo.

Par de glándulas basilaminares relativamente distantes del

pecíolo.

Borde y base de la hoja

Borde crenado y base caudada.

Borde liso y base caudada.

Borde liso y base

acuminada.


Borde aserrado y base caudada.


Base del tallo Redondeado Redondeado Aplanado Redondeado Redondeado Hexagonal

Fruto (cápsula)

Cada carpelo con cornículo agudo

Cada carpelo con un tubérculo

redondeado

Cuadrangular con ángulos

quillados

Cuadrangular con ángulos

quillados

Cuadrangular con ángulos quillados

Cuadrangular con ángulos quillados

Tamaño de la cápsula

Diámetro aprox. 1,15 cm.

Diámetro aprox. 1,15 cm.

Diámetro aprox. de 6-11 cm.

Diámetro aprox. de 5 a 6 cm.

Diámetro aprox. 5 a 6 cm.

Diámetro aprox. 6 a 8 cm.

Superficie de la semilla Lisa Lisa Lisa Lisa Rugosa Rugosa

Forma de la semilla Redondeada Redondeada Redondeada Aplanada Ligeramente

aplanadaLigeramente

aplanada

Tamaño semilla

Media = 0,51 x 0,42 cm

Media = 0,41 x 0,39 cm

Media = 2,89 x 2,6 cm

Media = 2,01x 0,85 cm

Media = 2,01 x 1,36 cm

Media = 2,38 x 1,66 cm

Tabla 1. Principales diferencias morfológicas de los seis taxa del género Plukenetia estudiados en la Amazonía peruana.

328

Rodríguez et al.


(procedencia Cusco) presentaron la mayor distancia genética (D= 4,19378).

El dendograma obtenido mediante el método UPGMA (Fig. 3) muestra dos principales agrupaciones: la primera conformado por P. volubilis (procedencia San Martín), P. volubilis (proceden-cia Cusco) y P. huayllabambana (bootstrap= 100), dentro del cual se observa una sub-agrupación constituida por P. volubilis (procedencia San Martín) y P. huayllabambana (bootstrap= 68); el segundo grupo lo conforman P. polyadenia, P. loretensis y P. brachybotrya (bootstrap= 100); P. brachybotrya y P. loretensis son las más cercanamente relacionadas (bootstrap= 96).

DiscusiónEn la revisión de Plukenetia de Gillespie (1993) existen 11

especies neotropicales, las cuales pueden ser divididas en dos grupos informales de acuerdo a la forma del estilo, morfología del androceo, estructura de la exina del polen, tamaño del fruto y forma de la hoja. El primer grupo Cylindrophora, conformado por P. volubilis, P. lehmaniana, P. polyadenia y P. stipellata; y el segundo grupo, Euplukenetia con P. brachybotrya, P. loretensis y P. verrucosa. El género Plukenetia puede ser reconocido por la presencia de glándulas basilaminares en el lado adaxial de la lámina foliar, el fruto generalmente 4-lobado y el hábito fre-cuentemente trepador y algunas veces rastrero.

Un análisis primario de los datos morfológicos nos permitió ubicar los taxa de Plukenetia en estudio, en cinco especies: Plukenetia volubilis (procedencia San Martín), P. polyadenia, P. huyllabambana, P. loretensis y P. brachybotrya.

Plukenetia loretensis y P. brachybotrya fueron separadas de las demás con claridad por la presencia de un par a numerosas glándulas basilaminares cerca al pecíolo.

También se pudo observar un carácter diferencial en la base del tallo entre P. huayllabambana (forma hexagonal) y P. polya-denia (forma aplanada).

Las diferencias a nivel de fruto y semilla fueron las más notorias. El tamaño de la cápsula y las semillas, separan clara-mente los taxa: P. brachybotrya y P. loretensis tienen las menores dimensiones comparadas con los otros taxa, la superficie de sus semillas son lisas y el aspecto es redondeado para ambas especies;

Figura 2. Proyección gráfica de los resultados del AFC: (A) ejes 1 y 2, (B) ejes 1 y 3, (C) ejes 1 y 4 para los individuos de de las seis agrupaciones de Plukenetia estudiados en la Amazonía peruana. P. huayllabambana = ▲, P. polyadenia =*, P. loretensis =♦, P. bra-chybotrya = ▬, P volubilis (procedencia San Martín) =●, P. volubilis (procedencia Cusco) =■. Algunos puntos en los gráficos representan la sobreposición de más de un individuo.

Pares de taxa FST D

P. volubilis (procedencia San Martín) - P. volubilis (procedencia Cusco) 0,92804*** 2,63171P. volubilis (procedencia San Martín) - P. huayllabambana 0,89562*** 2,25973P. volubilis (procedencia San Martín) - P. polyadenia 0,95347*** 3,06761P. volubilis (procedencia San Martín) - P. brachybotrya 0,97088*** 3,53633P. volubilis (procedencia San Martín) - P. loretensis 0,96092*** 3,24215P. volubilis (procedencia Cusco) - P. huayllabambana 0,91025*** 2,41075P. volubilis (procedencia Cusco) - P. polyadenia 0,96939*** 3,48649P. volubilis (procedencia Cusco) - P. brachybotrya 0,98491*** 4,19378P. volubilis (procedencia Cusco) - P. loretensis 0,97678*** 3,76277P. huayllabambana - P. polyadenia 0,95738*** 3,15540P. huayllabambana - P. brachybotrya 0,97519*** 3,69661P. huayllabambana - P. loretensis 0,96564*** 3,37093P. polyadenia - P. brachybotrya 0,97223*** 3,58366P. polyadenia - P. loretensis 0,96298*** 3,29635P. brachybotrya - P. loretensis 0,95991*** 3,21657

Tabla 2. Estimación de Índices de Fijación (Fst) y Distancias genéticas (D) según Reynolds et al. (1983) para los seis taxa de Plukenetia estudiadas en la Amazonía peruana.

329



el carácter diagnóstico entre estas dos especies es la forma de la cápsula: en P. loretensis cada carpelo tiene un cornículo agudo, y en P. brachybotrya cada carpelo se muestra como un tubérculo redondeado.

Por otro lado, P. polyadenia es la especie que presentó el mayor tamaño de frutos (de 6 a 11 cm) y semillas, estas semillas tienen forma redondeada, y la cápsula es de forma cuadrangular con ángulos quillados.

Las semillas de P. volubilis (procedencia San Martín) son de menor tamaño que las de P. huayllabambana y P. volubilis (procedencia Cusco), mientras que las de P. huayllabambana son considerablemente mayores que las de P. volubilis (procedencia San Martín y procedencia Cusco).

La variabilidad en los caracteres morfológicos en P. volubilis fueron observados por Manco (2006), quien reportó la existencia de 47 ecotipos y Arévalo (1995) que menciona ecotipos con diferencias considerables en cuanto al área de follaje, tamaño y forma de sus hojas y semillas. Estas variaciones observadas en los diferentes caracteres morfológicos imposibilitan muchas veces una determinación taxonómica segura, siendo necesaria la utilización de otras herramientas como por ejemplo los mar-cadores moleculares, para verificar si las diferencias observadas entre los taxa, representan variabilidad del carácter (plasticidad) o diferencias entre especies próximas.

Los resultados moleculares hicieron posible la distinción clara de seis taxa genéticos bien diferenciados y fuertemente estructurados (ilustrado con el análisis AFC). Confirmando la identidad genética de las cinco especies: P. brachybotrya, P. loretensis, P. polyadenia, P. volubilis (procedencia San Martín) y P. huayllabambana. El AFC además mostró que P. volubilis (procedencia San Martín), P. huayllabambana y P. volubilis

(procedencia Cusco), son entidades genéticas diferentes entre sí, estos resultados fueron corroborados con los resultados de FST y distancia genética (Tabla 3) donde se observa que los valores encontrados entre estos tres grupos son similares a las encontradas entre las otras especies. Evidenciando la identidad genética de las seis agrupaciones estudiadas.

El dendograma obtenido a partir de las distancias genéticas para las especies amazónicas del género Plukenetia muestra la formación de dos agrupaciones principales: la primera confor-mada por P. volubilis (procedencia San Martín), P. huayllabam-bana y P. volubilis (procedencia Cusco), siendo que P. volubilis (procedencia San Martín) y P. huayllabambana se encuentran más cercanamente relacionados (distancia genética = 2,26). La segunda agrupación engloba a P. polyadenia, P. loretensis y P. brachybotrya, siendo que estas dos últimas se encuentran más relacionadas en la topología (distancias genéticas: P. brachybotrya y P. loretensis = 3,22).

Estas agrupaciones genéticas encontradas parecen presentar afinidad en cuanto la forma de la semilla, en el caso de la pri-mera agrupación es relativamente aplanada, en cuanto que la segunda agrupación presenta semillas redondeada en las tres especies. Al contrario de la clasificación informal de las Pluke-netia neotropicales (basado entre otros caracteres en el tamaño del fruto) mencionada por Gillespie (1993), donde P. polyadenia se encuentra junto a P. volubilis en el grupo Cylindrhophora.

Las relaciones obtenidas en este trabajo muestran que Pluke-netia polyadenia se encuentra más cercana de P. brachybotrya y P. loretensis que son especies que presentan semillas pequeñas (media: P. loretensis = 0,51 x 0,42 cm; P. brachybotrya = 0,41 x 0,39 cm), demostrando que el tamaño de los frutos no puede ser considerado como carácter diagnostico (diferencial) para agrupar las especies estudiadas.

P. huayllabambana

P. volubilis procedencia Cusco

P. volubilis procedencia San Martín

P. loretensisP. brachybotrya

P. polyadenia

100

100

96

68

10

Figura 3. Dendograma de las seis agrupaciones del género Plukenetia estudiados en la Amazonía peruana. Elaborado mediante el método UPGMA a partir de los datos de distancia genética de Reynolds et al. (1983). Los números en las ramas representan los valores de bootstrap para 1000 repeticiones.

330

Rodríguez et al.


ConclusionesLos resultados moleculares obtenidos muestran un alto nivel

de diferenciación entre los seis taxa de Plukenetia estudiados, corroborando la identidad taxonómica de las cinco especies de Plukenetia descritos hasta el momento para la Amazonía peruana: P. brachybotrya, P. loretensis, P. polyadenia P. volubilis y P. huayllabambana.

Así mismo, la divergencia genética encontrada entre las es-pecies taxonómicamente descritas es igual a la encontrada entre los dos supuestos ecotipos de P. volubilis procedentes de San Martín y Cusco, sugiriendo que estas agrupaciones representan entidades genéticas separadas y no diferentes morfotipos dentro de P. volubilis, como se supuso al inicio de este estudio. Por lo tanto si consideramos las diferencias genéticas entre las especies ya descritas, y aceptamos el enlace entre nivel taxonómico y distancia genética, entonces este trabajo permitiría evidenciar una nueva especie de Sacha Inchi en la región de Cusco.

AgradecimientosAl proyecto Innovación y Competitividad para el Agro

Peruano - INCAGRO por el financiamiento otorgado para la realización de la presente investigación.

Literatura citada APG, Angiosperm Phylogeny Group. 2003. An update of the An-

giospermPhylogenyGroupclassificationfortheordersandfamiliesoffloweringplants:APGII.BotanicalJournaloftheLinneanSociety141:399–436.

ArévaloG.1995.Elcultivodelsachainchi(Plukenetiavolubilisl.) en la Amazonía. Programa Nacional de Investigación en Recursos Genéticos y Biotecnología - PRONARGEB, EstaciónExperimentalElPorvenir–Tarapoto,Perú.21pp.

Belkhir K., P. Borsa, I. Chichi, et al. 2004. Genetix 4.05.2, logiciel sous windowns TM pour la genétique des populations. La-boratoire génome, populations, interactions, CNRS UMR 5000, Université de Montpellier II, Montpellier, France.

Bornet B. & M. Branchard. 2001. Non anchored Inter Simple Se-quenceRepeat(ISSR)Markers:ReproducibleandSpecificToolsforGenomeFingerprinting;PlantMolecularBiologyReporter19:209–215.

BussmannR.W.,C.Téllez&A.Glenn.2009.Plukenetiahuaylla-bambana sp. nov. (Euphorbiaceae) from the upper Amazon of Peru. Nordic Journal of Botany 27: 313-315.

Chen J., W.R. Gituru & Q. Wang. 2007. A comparison of the extent of genetic variation in the endangered Sagittaria natans and its widespread congener S. trifolia. Aquatic Botany 87: 1–6.

Chennaoui-KourdaH.,S.Marghali,M.Marrakchi&N.Trifi-Farah.2007. Genetic diversity of Sulla genus (Hedysarea) and related species using Inter-simple Sequence Repeat (ISSR) markers. Biochemical Systematics and Ecology 35: 682-688.

DoyleJ.J.&J.L.Doyle.1987.ArapidDNAisolationprocedurefor small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem. Bull. 19:11-15.

FelsensteinJ.1993.PHYLIP(PhylogenyInferencePackage),version3.5 c. Seattle: University of Washington.

GillespieL.J.1993.AsynopsisofNeotropicalPlukenetia(Euphor-biaceae) including two new species. Systematic Botany 18(4):575–592.

HamakerB.R.,C.Valles,R.Gilman,etal.1992.AminoAcidandFattyAcidProfilesoftheIncaPeanut(PlukenetiavolubilisL.),CerealChem.69:461–463.

Hang A., C.S. Burton & D.L. Hoffman. 2003. Use of intersimple sequence repeat (ISSR) polymorphisms to study genetic relationships in closely related North American malting barleycultivars.J.Genet.Breed.91:16–21.

JuddW.,C.Campbell,E.Kellog,P.Stevens.1999.PlantSystemat-ics: A Phylogenetic Approach. Sinauer Associates, Inc. Sunderland, MA, USA. 464 pp.

LiuS.1999.CottongeneticmappingandQTLanalysisusingsimplesequence repeatmarkers and the identification of theirchromosome location. [MS Thesis]. New Mexico State University, Las Cruces, NM.

Manco E. 2006. Cultivo de sacha inchi. INIEA – SUDIRGEB – Es-tación Experimental Agraria “EL PORVENIR”, Tarapoto, SanMartín–Perú,8pp.

PageR.D.M. 1996.TreeView,Tree drawing software forAppleMacintosh and Microsoft Windows. Division of Environ-mental and Evolutionary Biology, Instituteof Biomedical and Life Sciences, University of Glasgow. Glasgow, Scotland, UK.

Raina S.N.,V.Raini,T.Kojima, et al. 2001.RAPD and ISSRfingerprints as useful geneticmarkers for analysis ofgeneticdiversity,varietalidentification,andphylogeneticrelationships in peanut (Arachis hypogaea) cultivars and wild species. Genome 44: 763–772.

Reynolds J.S.,B.S.Weir&C.C.Cockerham. 1983.Estimationofcoancestrycoefficient:basis forashort-termgeneticdistance.Genetics105:767-779.

ShiS,Y.Qiu,L.Wu&C.Fu.2006.InterspecificrelationshipsofLycoris (Amaryllidaceae) inferred from inter-simple se-quencerepeatdata.ScientiaHorticulturae110:285–291.

WeirB.S.&C.C.Cockerham.1984.EstimatingF-statisticsfortheanalysis of population structure. Evolution 38: 1358-1370.

Xu F. & M. Sun. 2001. Comparative Analysis of Phylogenetic Re-lationships of Grain Amaranths and Their Wild Relatives (Amaranthus;Amaranthaceae)UsingInternalTranscribedSpacer,AmplifiedFragmentLengthPolymorphism,andDouble-Primer Fluorescent Intersimple Sequence Repeat Markers. Molecular Phylogenetics and Evolution 21(3), 372–387.

YocktengR,H.E.Ballard,G.Mansion,etal.2003.Relationshipsamong pansies (Viola section Melanium) investigated us-ing ITS and ISSR markers. Plant Syst. Evol. 241: 153–170.

Zapata S. 2003. Posibilidades y potencialidad de la agroindustria enelPerúenbasealabiodiversidadylosbionegocios.ComitéBiocomercioPerú.Lima–Perú.70pp.

ZietkiewiczE.,A.Rafalski&D.Labuda.1994.Genomefingerprint-ing by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chainreactionamplification.Genomics20:176-183.

331

Medicinal plants of Peru used in respiratory disorders

Rev. peru. biol. 17(2): 331 - 346 (August 2010)

Rev. peru. biol. 17(2): 331 - 346 (Agosto 2010)© Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM ISSN 1561-0837

Medicinal plants used in Peru for the treatment of respiratory disorders

Rainer W. Bussmann* and Ashley Glenn

Plantas medicinales utilizadas en Perú para el tratamiento de enfermedades respiratorias

William L. Brown Center, Missouri Botanical Garden, P.O. Box 299, St. Louis, MO 63166-0299, USA, Office phone: +1-314-577-9503, Fax: +1-314-577-0800.

Email Rainer Bussmann: [email protected],



AbstractRespiratory tract infections continue to be a major health challenge worldwide especially due to the increas-ingly fast development of resistance to the drugs currently in use. Many plant species are traditionally used for respiratory illness treatment, and some have been investigated for their efficacy with positive results. A total of 91 plant species belonging to 82 genera and 48 families were documented and identified as respiratory system herbal remedies in Northern Peru. Most species used were Asteraceae (15 species, 16.67%), followed by Lamiaceae and Fabaceae (8.89% and 5.56%). The majority of respiratory disorder herbal preparations were prepared from the leaves of plants (27.69%), while the whole plant (18.46%), flowers (13.85%) and stems (17.69%) were used less frequently. In almost 55% of the cases fresh plant material was used to prepare rem-edies. About 86% of the remedies were applied orally, while the remaining ones were applied topically. Over half of all remedies were prepared as mixtures of multiple ingredients. Almost 50% of the plants found in the respiratory pharmacopoeia of Northern Peru, or their congeners have been studied for their medicinal proper-ties. The results of this study show that both indigenous and introduced species are used for the treatment of respiratory system disorders. The information gained on frequently used traditional remedies might give some leads for future targets for further analysis in order to develop new drugs.

Keywords: Ethnobotany, tradicional medicine, Peru, bronchitis, pneumonia, cold, cough, tuberculosis.

ResumenLas infecciones del sistema respiratorio continúan siendo un desafió en sistemas de salud, en particular porque ellas desarrollan resistencia a los antibióticos más usados. Varias plantas medicinales son utilizadas en sistemas tradicionales de salud para el tratamiento de enfermedades respiratorias, incluso algunas de ellas han sido investigadas para verificar su eficacia. En este estudio registramos 91 especies de plantas de 82 géneros y 48 familias, utilizadas como medicina para el sistema respiratorio. Las especies más usadas pertenecieron a la familia Asteraceae (15 species, 16,67%), seguido por Lamiaceae y Fabaceae (8,89% y 5,56%). En los preparados para problemas respiratorios se utilizaron con más frecuencia hojas de plantas (27,69%), seguido de la planta entera (18,46%), flores (13,85%) y tallos (17,69%). En el 55% de los preparados se utilizó material fresco, y el 86% de los preparados se administraron por vía oral, y más de la mitad fueron preparados como mixturas de diferentes especies. Casi el 50% de las plantas que se encuentran en la farmacopea respiratoria del norte del Perú, o de sus congéneres, ya han sido estudiados por sus propiedades medicinales. Los resultados de este estudio muestran que se usan especies introducidas y nativas, y que la información obtenida de los remedios tradicionales utilizados puede contribuir al desarrollo de medicamentos nuevos.

Palabras claves: Etnobotanica, medicina tradicional, Perú, bronquitis, neumonía, resfrió, tos, tuberculosis.

IntroductionThe WHO reports that respiratory illnesses are of high im-

portance as a cause of death and morbidity at a global scale in Peru respiratory problems are a major cause for infant deaths (WHO 2006).

Traditional Medicine is used globally and is rapidly growing in economic importance. In developing countries, Traditional Medicine is often the only accessible and affordable treatment available. The WHO reports that Traditional Medicine is the primary health care system for important percentage of the population in developing countries. In Latin America, the WHO Regional Office for the Americas (AMRO/PAHO) reports that 71% of the population in Chile and 40% of the population in Colombia has used Traditional Medicine. In many Asian coun-tries Traditional Medicine is widely used, even though Western medicine is often readily available. In Japan, 60 – 70% of allo-pathic doctors prescribe traditional medicines for their patients.

Complementary Alternative Medicine is also becoming more and more popular in many developed countries. Forty-two percent of the population in the US have used Complementary Alternative Medicine at least once (WHO 1998), and a national survey reported the use of at least one of 16 alternative therapies increased from 34% in 1990 to 42% in 1997 (UNCCD 2000).

The number of visits to providers of Complementary Alternative Medicine (CAM) now exceeds by far the number of visits to all primary care physicians in the US (WHO 1999a, 2002b).

The expenses for the use of Traditional and Complementary Alternative Medicine are exponentially growing in many parts of the world. The 1997 out-of-pocket Complementary Alterna-tive Medicine expenditure was estimated at US$ 2,700 million in the USA. The world market for herbal medicines based on traditional knowledge is now estimated at US$ 60,000 million (Breevort 1998).

Northern Peru is believed to be the center of the Central Andean Health Axis (Camino 1992), and traditional medicinal practices in this region are still an important component of everyday life (Bussmann & Sharon 2006, Bussmann 2006, De Feo 1992, Joralemon & Sharon 1993, Polia 1988, Sharon 1978, 1980, 1994, 2000, Sharon & Bussmann 2006). Traditional Medicine is also gaining more and more respect by national governments and health providers. Peru’s National Program in Complementary Medicine and the Pan American Health Organization recently compared Complementary Medicine to allopathic medicine in clinics and hospitals operating within the Peruvian Social Security System (EsSalud/ Organización Panamericana de Salud 2000). According to WHO (2002b), the sustainable cultivation and harvesting of medicinal species

332

Bussmann & Glenn

Rev. peru. biol. 17(2): 331 - 346 (Agosto 2010)

is one of the most important challenges for the next few years.

The present study attempts to give an overview on medicinal plant species employed in traditional therapies in Northern Peru to treat respiratory problems, and compare this use to the western scientific evidence regarding their efficacy.

Materials and methodsPlant collections

Plants in Peru were collected in the field, in markets, and at the homes of traditional healers (curanderos) in Northern Peru (Fig. 1) in August-September 2001, July-August 2002, July-August 2003, June-August 2004, July-August 2005, July-August 2006, June-August 2007, June-August 2008, March-April 2009 and June-August 2009. A total of 116 informants (healers and market venders) in the Trujillo and Chiclayo area were inter-viewed using structured questionnaires. The informants were always provided with fresh plant material, either collected with them, by them, or available at their market stands. The ques-tionnaires did not include any reference as to disease concepts, plant parts or preparations. In contrast, the participants were only asked simple questions along the lines “What is this plant used for, which part, which quantity, how is it prepared, are any

other plants added to the mixture.” All questions were asked in the same order. All informants were of Mestizo origin, and spoke only Spanish as their native language. The study covered the four existing medicinal plant markets of the region, and included all venders present. All interviews were conducted with the same set of participants. The specimens are registered under the col-lection series “RBU/PL”, “ISA”, “GER”, “JULS”, “EHCHL”, “VFCHL”, “TRUBH”, and “TRUVANERICA”, depending on the year of fieldwork and collection location. Surveys were conducted in Spanish by fluent speakers. Surveyors would ap-

Ecuador

Peru

Lima

TrujilloChiclayo

Quito

Colombia

Cuzco

Bolivia

Chile

Research area

Peru

Figure 1. Location of the study area of the medicinal plants used in Peru for the treatment of respiratory disorders.

Family Genera Species %

Asteraceae 13 15 16.50Lamiaceae 6 8 8.80Fabaceae 5 5 5.50Verbenaceae 4 4 4.40Poaceae 3 3 3.30Liliaceae 2 3 3.30Solanaceae 2 3 3.30Anacardiaceae 2 2 2.20Boraginaceae 2 2 2.20Brassicaceae 2 2 2.20Malvaceae 2 2 2.20Scrophularaceae 2 2 2.20Ericaceae 1 2 2.20Piperaceae 1 2 2.20Plantaginaceae 1 2 2.20Acanthaceae 1 1 1.10Amaranthaceae 1 1 1.10Apiaceae 1 1 1.10Asphodelaceae 1 1 1.10Betulaceae 1 1 1.10Bignoniaceae 1 1 1.10Burseraceae 1 1 1.10Capparidaceae 1 1 1.10Caprifoliaceae 1 1 1.10Chenopodiaceae 1 1 1.10Chloranthaceae 1 1 1.10Convolvulaceae 1 1 1.10Cyperaceae 1 1 1.10Dipsacaceae 1 1 1.10Erythroxylaceae 1 1 1.10Geraniaceae 1 1 1.10Juglandaceae 1 1 1.10Lauraceae 1 1 1.10Malesherbiaceae 1 1 1.10Moraceae 1 1 1.10Myristicaceae 1 1 1.10Myrtaceae 1 1 1.10Olacaceae 1 1 1.10Onagraceae 1 1 1.10Phytolaccaceae 1 1 1.10Ranunculaceae 1 1 1.10Rosaceae 1 1 1.10Rubiaceae 1 1 1.10Salicaceae 1 1 1.10Tiliaceae 1 1 1.10Ulmaceae 1 1 1.10Vitaceae 1 1 1.10Zingiberaceae 1 1 1.10Non Plant Material 1 1 1.10TOTAL 82 91 100.10

Table 1. Plants used for respiratory health in Northern Peru

333



proach healers, collectors and market vendors and explain the premise for the study, including the goal of conservation of medicinal plants in the area.

Vouchers of all specimens were deposited at the Herbario Truxillensis (HUT, Universidad Nacional de Trujillo), and Herbario Antenor Orrego (HAO, Universidad Privada Antenor Orrego Trujillo). In order to recognize Peru’s rights under the Convention on Biological Diversity, most notably with regard to the conservation of genetic resources in the framework of a study treating medicinal plants, the identification of the plant material was conducted entirely in Peru. No plant material was exported in any form whatsoever.

Nomenclature

The nomenclature of plant families, genera, and species fol-lows the catalogue of Brako and Zarucchi (1993) and Jørgensen and León-Yanez (1999). The nomenclature was compared to the TROPICOS database. Species were identified using the available volumes of the Flora of Peru (McBride 1936-1981), as well as Jørgensen & Ulloa Ulloa (1994), Pestalozzi (1998) and Ulloa Ulloa & Jørgensen (1993), and the available volumes of the Flora of Ecuador (Sparre & Harling 1978-2009), and reference material in the herbaria HUT, HAO, QCA, LOJA and QCNE.

ResultsA total of 91 plant species belonging to 82 genera and 48

families were documented and identified as respiratory system herbal remedies in Northern Peru. Most species used were As-teraceae (15 species, 16.67%), followed by Lamiaceae and Faba-ceae (8.89% and 5.56%). Most other families contributed only one species each to the pharmacopoeia (Table 1). A complete overview of all plants encountered, including data on use-recipes and preparation, is given in Appendix 1. The most important families are clearly similarly well represented in comparison to the overall medicinal flora, although some other medicinally important families (e.g. Euphorbiaceae, Lycopodiaceae, Cucur-bitaceae) are completely missing from the respiratory portfolio (Table 2) (Bussmann & Sharon 2006).

The majority of respiratory disorder herbal preparations were prepared from the leaves of plants (27.69%), while the whole plant (18.46%), flowers (13.85%) and stems (17.69%) were used less frequently (Table 3, Bussmann & Sharon 2006). This indicates that the local healers count on a very well developed

knowledge about the properties of different plant parts. In al-most 55% of the cases fresh plant material was used to prepare remedies, which differs little from the average herbal prepara-tion mode in Northern Peru. About 86% of the remedies were applied orally, while the remaining ones were applied topically. Over half of all remedies were prepared as mixtures of multiple ingredients by boiling plant material either in water or in sug-arcane spirit.

DiscussionRespiratory disorders are so common globally, and over-the

counter remedies, both allopathic and complementary, so fre-quently sold, that much effort has been put into the verification of traditional remedies. Almost 50% of the plants found in the respiratory pharmacopoeia of Northern Peru, or their congeners have been studied for their medicinal properties. The original hypothesis that many species employed for respiratory illnesses would be non-native, introduced to treat diseases that were originally also introduced by colonialists, did not hold how-ever. Quite contrarily, many remedies for respiratory ailments are native to the study area (Bussmann & Sharon 2006). From this perspective it is surprising to see how many species have actually been studied at least preliminarily. Biella et al. (2008) report on the activity in an extract of Alternanthera. Braga et al. (2007) worked on Schinus molle. Other examples include Apium graveolens (Atta & Alkofahni 1998), Acmella (Hoeltz et al. 2002), Clibadium (Perez-Garcia et al. 2001), Eupatorium (Jaric et al. 2007), Flaveria (Bardón et al. 2007), Perezia (En-ríquez et al. 1980), Senecio (Uzun et al. 2004), Tagetes (Caceres et al. 1991), Alnus and Sambucus (Turner & Hebda 1990), Jacaranda (Gachet & Schühly 2000), Raphanus (Ishtiaq et al. 2007), Cordia (Molina-Salinas 2007), Scabiosa (Abad et al. 1996), Bursera (Kumarasamy et al. 2002), Erythroxulum (Weiil 1978), Myroxylon (Linares & Bye 1987), Prosopis (Hebbar et al. 2004), Lanandula (Hajahashemi et al. 2003; Uzun et al. 2004), Cinchona (Rojas et al. 2006), Juglans (Cruz-Vega et al. 2008), Uncaria (Deharo et al. 2004; Heitzmann et al. 2005), Cymbo-pogon and Cinnamomum (Giron et al. 1991; Wannissorn et al. 2005), Plantago and Eucalyptus (Andrade-Cetto 2008; Rakover et al. 2008), Malva and Alcea (Carmona et al. 2005), Dracaena (Mothana et al. 2006), Allium (Petkov 1986; Bielroy 2004; Al-Momani et al. 2007), Rubus (Rvra & Obón 1995; Ritch-Krc et al. 1996), Stachys (Duarte et al. 2005), Satureja (Caceres et al. 1991; Rediç 2007), Salvia (Ali-Shatayeh et al. 2000) and Thymus (Jariç et al. 2007).

Plant used in respiratory treatments Medicinal Flora of Northern Peru

Family % Family %Asteraceae 16.67 Asteraceae 13.64Fabaceae 5.56 Fabaceae 6.82Lamiaceae 8.89 Lamiaceae 4.87Solanaceae 3.33 Solanaceae 4.09Euphorbiaceae 0 Euphorbiaceae 2.33Poaceae 3.33 Poaceae 2.33Apiaceae 1.11 Apiaceae 2.14Lycopodiaceae 0 Lycopodiaceae 1.95Cucurbitaceae 0 Cucurbitaceae 1.75Rosaceae 1.11 Rosaceae 1.75

Table 2. Comparison of respiratory treatments to the ten most im-portant plant families of the medicinal flora of Northern Peru (after Bussmann & Sharon 2006)

Plant part % #

Leaves 27.69 36Whole plant 18.46 24Stems 17.69 23Flowers 13.85 18Seeds 6.15 8Bark 5.38 7Root 2.31 3Fruit 2.31 3Wood 1.54 2Bulb 0.77 1

Table 3. Part of medicinal plant used in Peru for the treatment of respiratory disorders.

334

Bussmann & Glenn


ConclusionsRespiratory tract infections continue to be a major health

challenge worldwide especially due to the increasingly fast development of resistance to the drugs currently in use. Many plant species are traditionally used for respiratory illness treat-ment, and some have been investigated for their efficacy with positive results. An often-limiting factor to these investigations is lack of comprehensive ethnobotanical data to help choose plant candidates for potency/efficacy tests. Since the plant parts utilized in preparation of remedies are reported in this survey, it serves as an indication of species that may need further ecological assessment on their regeneration status.

The results of this study show that both indigenous and in-troduced species are used for the treatment of respiratory system disorders. The information gained on frequently used traditional remedies might give some leads for future targets for further analysis in order to develop new drugs. However, more detailed scientific studies are desperately needed to evaluate the efficacy and safety of the remedies employed traditionally.

AcknowledgementsThe presented study was financed through MIRT/MHIRT

(Minority Health Disparity International Research and Training) a grant from the National Institutes of Health (Fund: 54112B MHIRT Program, Grant: G0000613). Fieldwork for this project was supported through the assistance of a large number of MIRT/MHIRT students and volunteers. Thanks to all of them. None of the work would have been possible without the invaluable collaboration of Douglas Sharon and our Peruvian colleagues, especially curanderas Julia Calderón, Isabel Chinguel, and Olinda Pintado, curanderos Germán Santisteban and Le-oncio Carrión, and herbalists Manuel Bejarano, Elmer Cruz, and Iván Cruz. Thanks also go to Eric Rodriguez (Herbarium Truxillense, HUT) and Abundio Sagastegui, Segundo Leiva, and Mario Zapata (Herbario Antenor Orrego, HAO) for the use of their facilities and their assistance in plant identification.

Literature citedAbadM.J.,P.Bermejo,E.Carretero,etal.1996.Antiinflammatory

activity of some medicinal plant extracts from Venezuela. J. Ethnopharmacol. 55(1): 63-68.

Ali-ShatayehM.S.,Z.Yaniv&JMahajna.2000.Ethnobotanicalsurvey in the Palestinian area: a classification of thehealing potential of medicinal plants. J. Ethnopharmacol. 73(1-2): 221-232.

Al-Momani W., E. Abu-Bsaha, S. Janakat, R.A. Nicholas & R.D Ayling. 2007. In vitro antimycoplasmal activity of six Jordanian medicinal plants against three Mycoplasma species.TropAnimHealthProd.39(7):515-519.

Andrade-Cetto A. 2008. Ethnobotanical study of the medicinal plants from Tianchinol, Hidalgo, Mexico. J. Ethnopharmacol. 122(1): 163-71.

AttaA.H.&AAlkofahi.1998.Anti-nociceptiveandanti-inflam-matory effects of Jordanian medicinal plant extracts. J. Ethnopharmacol. 60(2): 117-124.

BardónA.,S.Borkosky,M.I.Ybarra,S.Montanaro&ECartagena.2007. Bioactive plants from Argentina and Bolivia. Fito-terapia 78(3): 227-231.

BiellaCdeA.,M.J.Salvador,D.A.Dias,M.Dias-Baruffi&L.SPereira-Crott. 2008. Evaluation of immunomodulatory and anti-inflammatory effects and phytochemical screeningof Alternanthera tenella Colla (Amaranthaceae) aqueous extracts.Mem.Inst.OswaldoCruz103(6):569-577

Bielroy L. 2004. Complementary and alternative interventions in asthma, allergy and immunology. Ann Allergy Asthma Immunol.93(2Suppl1):45-54.

Braga F.G., M.L. Bouzada, R.L. Fabri, M. et al. 2007. Amteileish-manial and antifungal activity of plants used in traditional medicineinBrazil.J.Ethnopharmacol.111(2):396-402.

BrakoL.&J.L.Zarucchi(Eds,),1993.CatalogueoftheFloweringPlants and Gymnosperms of Peru. Missouri Botanical Garden, Saint Louis, MO.

BreevortP.,1998.TheBoomingU.S.BotanicalMarket:ANewOverview. HerbalGram 44: 33-46.

Bussmann R.W., 2006. Manteniendo el balance de naturaleza y hombre,Ladiversidadflorísticaandinaysuimportanciaporladiversidadcultural–ejemplosdelNortedePerúySurdeEcuador.Arnaldoa13(2):382-397.

Bussmann R.W. & D. Sharon. 2006. Traditional plant use in North-ern Peru, Tracking two thousand years of health culture. Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine 2,47.

CaceresA.,A.V.Alvarez,A.E.Ovando&B.E.Samayoa. 1991.Plants used in Guatemala for the treatment of respiratory diseases. 1. Screening of 68 plants against gram-positive bacteria.J.Ethnopharmacol.31(2):193-208.

CaminoL.,1992.Cerros,plantasylagunaspoderosas,lamedicinaalnortedePerú.Lima,LluviaEditores.

Carmona M.D., R. Llorach, C. Obon & D. Rivera. 2005. “Zahraa”, a Unami multicomponent herbal tea widely consumed in Syria: components of drug mixtures and alleged medicinal properties. J. Ethnopharmacol. 102(3): 344-350.

Cruz-Vega D.E., M.J. Verde-Star, N. Salinas-González, et al.2008. Antimycobacterial activity of Juglans regia, Juglans mollis, Carya illinoensis and Boconia frutescens. Phtother. Res. 22(4):557-559.

DeFeoV.,1992.MedicinalandmagicalplantsonnorthernPeruvianAndes. Fitoterapia 63: 417–440.

Deharo E., R. Baelmans, A. Gimenez, C. Quenevo & G. Bourdy. 2004. In vitro immunomodulary activity of plants used by the Tacana ethnic group in Bolivia. Phytomedicine 11(6): 516-522.

Duarte M.C., G.M. Fugueira, A. Sartoratto, V.L. Rehder & C. Delar-melina. 2005. Anti- Candida activity of Brazilian medicinal plants.J.Ethnopharmacol.97(2):305-311.

EnríquezR.,J.Ortega&X.Lozoya.1980.ActivecomponentsofPereziaroots.J.Ethnopharmacol.2(4):389-393.

EsSalud/Organización Panamericana de Salud. 2000. Estudio Costo-Efectividad: Programa Nacional de Medicina Complementaria. Seguro Social de EsSalud (Study of Cost- Effectiveness: National Program in Complementary Medicine. Social Security of EsSalud). Lima, EsSalud/Organización Panamericana de Salud (Pan American Health Organization).

Gachet M.S. & W. Schühly. 2000. Jacaranda – An ethnopharma-cological and phytochemical review. J. Ethnopharmacol. 121(1): 14-27.

GirónL.M.,V.Freire,A.Alonzo&A.Cáceres.1991.EthnobotanicalsurveyofthemedicinalflorausedbytheCaribsinGuate-mala. J. Ethnopharmacol. 34(2-3): 173- 187.

HajhashemiV.,A.Ghannadi&B.Sharif.2003.Anti-inflammatoryand analgesic properties of the leaf extracts and essential oils of Lavandula angustifolia Mill. J. Ethnopharma-col.89(1):67-71

Hebbar S.S., V.H. Harsha, V. Shripathi & G.R. Hedge. 2004. Ethno-medicine of Dharwad district in Karnataka, India – plants usd in oral health care. J. Ethnopharmacol. 94(2- 3):261-266.

Heitzman M.E., C.C. Neto, E. Winiarz, A.J. Vasiberg& G.B. Ham-mond. 2005. Ethnobotany, phytochemistry and pharmacol-ogyofUncaria(Rubiaceae)Phytochemistry66(1):5-29.

335



Holetz F.B., G.L. Pessini, N.R. Sanches, D.A. Cortez, C.V. Nakamura & B.P. Filho. 2002. Screening of some plants used in the Brazilian folk medicine for the treatment of infectious diseases.Mem.Inst.OswaldoCruz97(7):1027-1031.

Ishtiaq M., W. Hanif, M.A. Khan, A. Ashraf & A.M. Butt. 2007. An ethnomedicinal survey and documentation of important medicinal folklore foodphytonimsoffloraofSamahnivalley, (Azad Kashmir) Pakistan. Pak. J. Biol. Sci. 10(13): 2241-2256.

JarićS.,Z.Popović,M.Macunkanović-Jović,etal.2007.Anethno-botanical study on the usage of wild medicinal herbs from Kapaonik Mountain (Central Serbia) J. Ethnopharmacol. 111(1): 160-175

JoralemonD.&D.Sharon.1993.SorceryandShamanism,Curan-deros and Clients in Northern Peru. University of Utah Press, Salt Lake City.

JørgensenP.M.&S.León-Yanez (Eds.), 1999.Catalogueof thevascular plants of Ecuador. - Monographs in Systematic Botany from the Missouri Botanical Garden 75.

JørgensenP.M.&C.UlloaUlloa.1994.Seedplantsof theHighAndes of Ecuador - a Checklist. AAU Reports 34: 1-443.

KumarasamyY.,P.J.Cox,M.Jaspars,.L.Nahar&S.D.Sarker.2002.Screening seeds of Scottish plants for antibacterial activity. J. Ethnopharmacol. 83(1-2): 73-77.

LinaresE.&R.A.ByeJr.1987.AstudyoffourmedicinalplantcomplexesofMexicoandtheadjacentUnitedStates.J.Ethnopharmacol.19(2):153-183.

McBrideJ.F. (Ed,),1936-1981.FloraofPeru.Fieldiana,Botany.Field Museum of Natural History, Chicago.

Molina-Salinas G.M., A. Pérez-López, P. Becerril-Montes, et al. 2007.EvaluationofthefloraofnorthernMexicoforinvitro antimicrobial and antituberculosis activity. J. Eth-nopharmacol.109(3):435-441.

Mothana R.A., R. Metel, C. Reiss & U. Lindequist. 2006. Phyto-chemical screening and antiviral activity of some medicinal plants from the island Socotra. Phytother. Res. 20(4): 298-302.

Pérez-GarciaF.,E.Martin,T.Adzet&S.Cañigueral.2001.Actic-ity of plant extracts on the respiratory burst and the stress protein synthesis. Phytomedicine 8(1): 31-38

PestalozziH.U.,1998.Florailustradaaltoandina.HerbarioNacionalde Bolivia and Herbario Forestal Nacional Martín Carde-nas, Cochabamba.

PetkovV.1986.Bulgariantraditionalmedicine:asourceofideasforphytopharmacological investigations. J. Ethnopharmacol. 15(2): 121-132.

PoliaM.,1988.LasLagunasdelosEncantos–MedicinaTradicionalAndina en el Peru septentrional. Lima, CePeSer.

RakoverY.,E.Ben-Ayre&L.H.Goldstein.2008.Thetreatmentofrespiratory ailments with essential oils of some aromatic medicinal plants. Harefuah 147(10): 783-788, 838.

Redziç S. 2007. The ecological aspects of ethnobotany and ethno-pharmacology of population in Bosnia and Herzegovina. Coll.Antropol.31(3):869-890.

Ritch-KrcE.M.,S.Thomas,N.J.Turner&G.H.Towers.1996.Car-rier herbal medicine: traditional and contemporary plant use.J.Ethnopharmacol.52(2):85-94.

RojasJ.J.,V.J.Ochoa,S.A.Ocampo&J.F.Muñoz.2006.Screeningfor antimicrobial activity of ten medicinal plants used in Colombian folkloric medicine: a possible alternative in the treatment of non-nosocomial infections. BMC Comple-ment. Altern. Med. 6: 2.

RvraD.&C.Obón. 1995.The ethnopharmacologyofMadeiraand Porto Santo Islands, a review. J. Ethnopharmacol. 46(2):73-93.

SharonD.1978.WizardoftheFourWinds,AShaman'sStory.FreePress,NewYork.

SharonD.1980.ElChamándelosCuatroVientos.Sigloveintiunoeditores, México, D.F.

SharonD.1994.Tunoysuscolegas,notascomparativas.In;MillonesL.,LemlijM.(Eds.),EnelNombredelSeñor,Shamanes,demoniosycuranderosdelnortedelPerú.AustralisS.A.,Lima pp.128-147.

Sharon, D. 2000. Shamanismo y el Cacto Sagrado - Shamanism and the Sacred Cactus. San Diego Museum Papers 37.

Sharon D. &, R.W. Bussmann. 2006. Plantas Medicinales en la ObradelObispoDonBaltasarJaimeMartínezCompañon(Siglo XVIII). In, Millones L. & T. Kato (Eds), Desde el exterior,ElPerúysusestudios.TercerCongresoInterna-cional de Peruanistas, Nagoya,UNMSM, FEFCS, Lima, pp. 147-165.

SparreG.&B.Harling. 1978-2009. Flora ofEcuador (variousauthors). Council for Nordic Publications in Botany. Bo-tanical Museum, Copenhagen, Denmark.

TurnerN.J.&R.J.Hebda.1990.Contemporaryusesofbark formedicine by two Salishan native elders of southeast Van-couberIsland,Canada.J.Ethnopharmacol.29(1):59-72.

UlloaUlloaC.&P.M.,Jørgensen.1993.ÁrbolesyarbustosdelosAndes del Ecuador. AAU Reports 30: 1-263.

UNCCD (United Nations Conference on Trade and Development). 2000. Systems and National Experiences for Protect-ing Traditional Knowledge, Innovations and Practices. Background Note by the UNCTAD Secretariat. Geneva, United Nations Conference on Trade and Development, (document reference TD/B/COM.1/EM.13/2).

Uzun E., G. Sariyar, A. Andersen, B. Karakoc, G. Otük, E. Oktayo-glu & S. Pirildar. 2004. Traditional medicine in Sakarya province (Turkey) and antimicrobial activities of selected species.J.Ethnopharmacol.95(2-3):287-296.

Wannissorn B., S. Jarikasem, T. Siriwangchai & S. Thubthimthed. 2005. Antibacterial properties of essential oils from Thai medicinal plants. Fitoterapia 76(2): 23-236.

WeilA.T.1978.Cocaleafastherapeuticagent.AmJDrugAlcoholAbuse 5(1):75-86.

WHO(WorldHealthOrganization).1998.Report,TechnicalBriefingon Traditional Medicine. Forty-ninth Regional Committee Meeting,Manila,Philippines,18September1998.Manila,WHORegionalOfficefortheWesternPacific.

WHO(WorldHealthOrganization).1999a.ConsultationMeetingonTraditional Medicine and Modern Medicine, Harmonizing the Two Approaches. Geneva, World Health Organization, (document reference (WP)TM/ICP/TM/001/RB/98–RS/99/GE/32(CHN)).

WHO(WorldHealthOrganization).1999b.Traditional,Complemen-tary and Alternative Medicines and Therapies. Washington DC,WHORegionalOfficefortheAmericas/PanAmericanHealth Organization (Working group OPS/OMS).

WHO (World Health Organization). 2002a. Implementation of the WHO Strategy for Prevention and Control of Chronic Respiratory Diseases. WHO/MNC/CRA/O2.2.

WHO (World Health Organization). 2002b. WHO Traditional Medicine Strategy 2002–2005. World Health Organiza-tion, Geneva.

WHO (World Health Organization). 2006. Mortality Country fact sheet Peru 2006. World Health Statistics 2006

336

Bussmann & Glenn


Family/Genus/Species Indigenous name

Plant part used Admin. Preparation Use Coll. #

ACANTHACEAE

Aphelandra cirsioides Lindau Espina de hoja Whole plant, dried Oral 2 Tbsp with 1 L boiled water, 3 cups

per day, 3-4 days. Bronchitis ISA40

AMARANTHACEAE

Alternanthera brasiliana (L.) Kuntze

Hierba del oso, Veronica

(Hembra), Moradilla de

cerro

Whole plant, fresh or dried Oral

5-10 g per 1 L water, mix with Muyaca, Huamanrripa, Brochamelia.

4 cups per day, 1-2 weeks.

Bronchitis, Asthma

RBU/PL275, JULS11,

EHCHL78, ISA83

ANACARDIACEAE

Mangifera indica L. Mango Leaves, dried Oral

Boil 5 Mango Leaves with 10 Moy Leaves, 10 Eucalyptus Leaves, 5 Stems buds of Pajaro Bobo and 1 Limon (all dried Leaves) in 1l of water for 30 minutes. Drink cold, 2

tablespoons 2 a day for 3 days.

Bronchitis, Colds,

Inflammation (chest)

GER49

Schinus molle L. Molle, MoyFlowers,

Leaves and Stems, fresh

Topical

Macerate material in alcohol and spray on patient at nighttime. Once daily for five days as poultice or rub the patient's body with plant material while bathing in the mixture. Advise the patient to rest and to avoid going

outdoors.

Bronchitis, Cough, Cold,

Chills

EHCHL123, JULS196, GER13

APIACEAE

Apium graveolens L. Apio cimarron, Apio

Whole plant, fresh Oral

Boil 1 L water, then add 10 g Apio Cimarron. Combine with Manzanilla, Mejorana, and Culantrillo. Drtink 4

cups per day for 1 week.

BronchitisJULS21,

ISA79, ISA116, EHCHL106

ASPHODELACEAE

Aloe vera (L.) Burm f.Sabila, Zabila, Aloe, Hojas de

sabila, Aloe veraLeaves, fresh Oral

1 kg of herb, 1/2 kg of Honey, and three Tbsp of Pisco. Open the leaf longitudinally and exctract the iodine secretion and the internal gel from the inside of the leaf. Consume the iodine secretion and the gel. 1-2 cups per day for a week to a month. Leaf can also be macerated in a bottle

of alcohol.

Cough, Bronchitis,

Asthma

JULS274, GER22,

EHCHL165, VFCHL10

ASTERACEAE

Acmella cf. ciliata (H.B.K.) Cas. Ufla Root, dried OralBoil 100 g of Ufla root and 100 g of Menta in 1 L of water for 10 minutes. Patient should drink lukewarm

solution. 2 times a day for 3 days.

Cold with high mucus GER7

Ambrosia peruviana Willd.

Altamisa, Marco,

Artamisa, Manzanilla del muerto, Ajenjo, Llatama negra

malera, Llatama roja malera

Leaves and Stems, fresh Oral

Boil 1 L water 2 min, then mix water with a total of 10 g of Manzanilla, Borraja, Madre Selva, Toronjil, Hinojo and Chancas de Comida for nerve disorders. Use Boldo, Malva, and Linaza for liver ailments. Use Matico, Borraja, Eucalipto, Vira vira, and Brochamelia for Bronchitis. Cover and let sit for 2-3 minutes. Drink lukewarm, 3-4 cups a day for a month. Colds: Boil 1/2 L of water with 50 g of Altamiz and 10 g of Sauce, Chicoria, and Pajaro Bobo for 10 minutes. 2 tablespoons every 8

hours for 8 days.

Bronchitis, Colds womb

JULS108, TRUBH18,

RBU/PL370, TRUBH15,

JULS90, GER9, GER110

Chuquiragua weberbaueri Tovar Amaro amaro Whole plant, fresh or dried Oral

Boil 10g in 1 L of water for 3-4 minutes with Eucalyptus, Matico, Mullaca, Muña, Flor de Overo. Take one cup 3-4 times a day for a month.

Cough, Bronchitis,

Asthma

JULS99, EHCHL131

Clibadium cf. sylvestre (Aubl.) Baill. Flor de novia

Flowers, Leaves and Stems, fresh

or dried

Topical 1 bundle, 20 drops of perfume per 3 L boiling water. 3 baths per month. Cold EHCHL80

Appendix 1. Species encountered and used in Northern Peru for resopiratory system disorders.

337



Cronquistianthus lavandulifolius DC.

Clavelillo, Espino de hoja,

Pulmonaria


or dried

Oral

Add 10 g of plant material, Matico, Zarzamora, Nogal, Salvia, Borraja, Llatama, Vira Vira. with 1 L of water. Boil the mixture for 3-4 minutes.

Drink 1 L daily, 3 months.

Cough, Bronchitis,

Cold, Asthma, Pulmonary

disease

ISA5, JULS233, GER163

Diplostephium gynoxyoides Cuatr. Parrano Flowers,

fresh Oral

Boil 10 Flowers of Parrano and 4 Leaves of Chicoria in 1/2 cup of water for 2 minutes. Patient should drink hot solution. 3 tablespoons 3

times a day for 5 days.

Cold, Inflammation of the lungs

GER5

Eupatorium gayanum Wedd. Asma Chilca, Asma (Chica) Leaves, fresh 1. Topcial

2. Oral

1. 200 g with Balsamo de Buddha. Use as poultice, 2 times per month. 2. 5 g per 1 L mix with Tilo, Huamanripa, Borraja, Nogal. 4 cups

per day, 10 days.

Cough, Bronchitis,

Asthma

RBU/PL276, EHCHL164

Flaveria bidentis (L.) Kuntze Mata Gusano


or dried

OralBoil 1 L water, then add 10 g Mata Gusano. Drink 3-4 times per day for

1-2 weeks, or as needed.

Cough, Bronchitis JULS68

Oritrophium peruvianum (Lam.) Cuatrec.

Huamanripa, China linda,

Wiña wiña, Vira vira, Hierba del sol, Oronamo,

Maguanmarica, Hierba del

lucero

Whole plant, fresh or

driedOral

Add 10 g of plant material per 1 L, boil 3 min. 3 cups per day, as needed.

Drink lukewarm.

Asthma, Bronchitis, Pneumonia

JULS58, EHCHL126, TRUBH29, TRUBH26,

ISA96, TRUVan/

Erica2, GER166

Perezia multiflora (H. & B.) Lessing

Corzonera, Escorcionera, Escorzonera


Boil 1 L water, then add 10 g Escorcionera. Combine with Matico, Eucalyptus, Veronica, Vira vira, Nogal, Huamanripa, Tilo and Zarzamora. 3 cups per day for 15 days. Patient should drink cold

solution.

Cough, Bronchitis,

Asthma

RBU/PL323, JULS16,

EHCHL52, GER160

Picrosia longifolia D. Don Achicoria, Chicoria


Boil 10-50 g of Chicoria and Verbena, Canchalagua, Chochocon per 1l water, 1l daily, 15-30 days. Alternatively chop and extract juice of 200 g fresh material, drink 1 glass daily, no longer than a week.

Overdosing can harm vision.

Bronchitis, Pneumonia

EHCHL116, JULS6, GER21

Senecio canescens (H.B.K.) Cuatrecasas

Vira Vira, Oreja de conejo

Whole plant, fresh

1. Oral 2. Topical

1. 10 g diced herb in boiling water, combine with Borraja, Eucalyptus, Corzonera, Borraja, Cerraja, Polen de Hierbas, Manzanilla, Toronjil, Congona, Poleo, Claveles, Juan Alonso, Espina de hoja, and Alcanfor. Drink 3 cups per day, 1 month. 2. Use same mixture for steam baths

and inhalation.

Bronchitis, Asthma, Cough

TRUBH8, JULS14,

RBU/PL322, EHCHL104, 24, ISA108,

GER158, TRUVan/Erica12,

Senecio tephrosioides Turcz. Huamanrripa, Genciana


Boil 1 cup of water, then add 10 g of Huamanrripa, combined with Veronica, Vira vira, Brochamelia, and other herbs. Drink 3 cups per

day, 15 days.

Bronchitis, Asthma,

PneumoniaJULS12

Tagetes elliptica Sm. Culantrillo serrano


50 g of the plant and 1 cup of water and boil for 5 minutes. Drink cold,

1/4 cup a day for 8 days.

Colds, Bronchitis GER184

Appendix 1. Continuation.



338

Bussmann & Glenn


Tagetes erecta L.

Flores del muerto, Clavel chino, Flor de

muerto

Flowers and Leaves, fresh Oral

Take 3 to 4 Flowers and boil in 1 L of water along with 10 g of a mixture of Toronjil, Pimpinela, Poleo, Manzanilla. Drink 3 to 4 glasses a

day for 1 month.

CoughEHCHL141,

JULS156, GER112

BETULACEAE

Alnus acuminata H.B.K.

Aliso blanco (Liso), Aliso

colorado (Arrugado)

Bark, fresh OralBoil 10 minutes, 2 Tbsp per cup to get the extract, Take 1 Tbsp every 4

hours.Cold ISA18, ISA17,

RBU/PL292

BIGNONIACEAE

Jacaranda acutifolia H. & B. Arabisca, Yarabisca


or driedOral 10 g per 1 L boiling water, boil 2-3

min. Drink 3 cups per day, as needed.

Cough, Bronchitis, Asthma, Phlegm

RBU/PL326

BORAGINACEAE

Borrago officinalis L. Borraja Whole plant, fresh or dried Oral

10 g herb with 1 L boiling water, boiled for 3-5 minutes, combined with Vira Vira. Drink three times per day or 1 L per day, as long as needed.

Bronchitis, Lungs, Cough,

Cold

ISA112, JULS24,

RBU/PL300, EHCHL58

Cordia alliodora (R. & P.) Oken Ajos giro, Ajos quiro, Ajo sacha

Bark and Stems, dried Oral

Add 1 bottle of Abuelo wine with 10 g of plant material and 20 g of Chuchuhasi, Cascarilla, Honey, Pollen, Tutuma. Let the mixture sit for 1 week. Drink the mixture. Patient should not leave the house while taking treatment. Adults take 1 small cup. Children take 1 teaspoon. Patients take the medication 3-4 times a day until the bottle is

finished.

Bronchitis ISA74, JULS281

BRASSICACEAE

Raphanus sativus L. Rabanito Tuber, fresh Oral

1/4 kg of sugar, add 1/2 kg of Rabanito cut in pieces. Boil with a scallion with no water. The syrup becomes a drink for the patient. 1 Tablespoon evey 6 hours for 1

month.

Bronchitis JULS238, GER202

Rorippa nasturtium-aquaticum (L.) Hayek Berros

Whole plant except root,

fresh or driedOral

Oral fresh as needed or crush and drink juice with Alfalfa. Make a soup with the nape of the neck of the sheep and boil. Add potatoes and veggies. Alternatively boil 1 L of water with Berros, plus 10 g total of Malva, Pie de Perro, Unquia, Amor Seco, Chacur, Pajablanca, Flor de Arena, Puren Rosa, and other herbs. Boil for 3 to 4 minutes. Drink 3 to 4

times a day for 1 month.

BronchitisRBU/PL367, EHCHL25,

JULS113

BURSERACEAE

Bursera graveolens (H.B.K.) Triana & Planchon

Palo santo, Palo de santo

Small Stems, Bark and

Wood, driedOral

Boil 1l of water, then add 2 pieces of about 5-10 g of the Palo Santo, boil for 5 minutes. Cover and let it sit for 3 minutes. Drink hot, 1 little glass 3

times a day for 2 days only.

Cough, Flu, Bronchitis, Cold

ISA143, JULS210, GER34




339



CAPPARIDACEAE

Capparis crotonoides H.B.K. Simuro, Bichayo, Simulo

1. Flowers, fresh

2., 3. Leaves, fresh

1. Oral2., 3.

Topical

1. Boil 10 Flowers buds in 1/2 cup of water for 2 minutes. Patient should drink warm solution and stay inside the house during treatment. 1 cup a day for 8 days. 2. Crush 20 Leaves of Bichayo. Place crushed Leaves on affected area and masage the area with it. Patient should not go out during treatment. 3. Add 20 g of plant material into 4-5 L of water. Boil the mixture for 5-6 minutes. Bathe with the tizana. Do not ingest the mixture. Bath 2-3

times, as needed.

1. Bronchitis2. Cold3. Colds

GER4, JULS250

CAPRIFOLIAEAE

Sambucus peruviana H.B.K. Sauco, Saucotillo

1. Leaves, Flowers and Stems, fresh

or dried 2. Flowers

and Leaves, fresh

Oral

1. 5-20 g per 1 L, boil for 1 min, as tea, combine with Llonque. 3 times per week, up to 1 L per day if needed, or until fever passes. Take while cold. Rub with Llonque. 2. Boil 1 L of water, then add 10 g of Sauco. Add Manzanilla, Hinojo, Coleo, Ajenjo, Toronjil, Pimpinela and Claveles. Cover and let it sit for 2-3 minutes. Patient should drink warm solution, 3-4 cups per day for

1 month.

1. Bronchitis, 2. Fright / Susto, Fever, Yellow

Fever 2. Cough, Cold

EHCHL140, RBU/PL291, VFCHL44,

ISA131, ISA87, JULS246,

EHCHL110

CHENOPODIACEAE

Chenopodium ambrosioides L. Paico Leaves and Stems, fresh Oral

Add 10 g of plant material with 1/2 L of water. Drink hot, 1 cup, 2-3 times a

day for 1 week.Cough

EHCHL112, RBU/PL280, EHCHL53,

JULS206

CHLORANTHACEAE

Hedyosmum racemosum (R. & P.) G. Don.

Masamoche, Asancito, Asarcito,

Asarquiro, Choleta

Bark, dried Oral

Use outside of Bark. 8-10 g per 2l water, boil 20 min. drink as needed. Alternatively 30 g per two bottles of alcohol mixed with Chuchuwasi, Cascarilla, 7 Raices, and Huayacanes then allow to sit for 8 days. Drink as needed, but do not drink before it

has sat 8 days.

Bronchitis, Cold, Cough

EHCHL147, RBU/PL377

CONVOLVULACEAE

Ipomoea pauciflora M. Martens & Galeotti Huanarpo Whole plant,

fresh Oral

Put together in a bottle of cañazo (Yonque) 20 g of the plant material plus 20 g of Cascarilla, Diego Lope, Hualtaco. Let it sit for 8 days. Drink temperate 1 small cup once a day or

as needed (max 2 days only).

Chills, Colds GER222

CYPERACEAE

Scirpus californicus (C.A. Meyer) Steudel subsp. tatora (Kunth) T. Koyama

Balsa, Totora Whole plant, dried Oral

1/2 cup of water add 10 g of Totora, 10 g of Saze and boil for 3 minutes. Drink cold, 1/2 cup a day for 8 days.

Colds JULS111, GER169

DIPSACACEAE

Scabiosa atropurpurea L.

Ambarina, Ambarina negra, Flor

de ambarina, Ambarindas

Flowers, fresh Oral

Boil 1 L of water with 20 g of the plant material and Estilo, Veronica, Hierba del toro, Moradilla, Lancetilla, Hierba de la rabia. Drink hot Drink 3 times a day as long as the disease

lasts.

Whooping cough, Cold,

Cough, Bronchitis,

Compulsive cough

JULS100, EHCHL111, RBU/PL372,

ISA50




340

Bussmann & Glenn


ERICACEAE

Gaultheria erecta Vent.

Mullaca mistura, Mullaca,

Mullaca real


1 L of water and add 10 g of Mullaca. Include 10 g of each of the following: Humanarripa, Escorceonera, Eucalyptus, Matico, Veronica, and others. Drink 1 cup 3 times a day for

1 month.

Bronchitis, Asthma

JULS288, JULS198

Gaultheria reticulata H.B.K.

Toromaique, Toro maique, Toromaike,

Maique, Maque candela,

Toro maique amarillo, Toro maique verde,

Gavilan maique amarillo,

Gavilan maique verde

Whole plant, fresh Topical

20-30 minutes boil for 50 g per 7 L of water and mix with other Maiques (7 varieties), 10 g each of: Mishia Blanca, Mishia colambo, Mishia galga, Mishia morada, Mishia roja, Mishia rosada and Toro maique. Recite a prayer. Bath, 3 times per week. Bathe the patient in the mixture while rubbing him/her with the herbs. Afterwards, rinse the patient in water, and allow him/her

to air dry

Cold, Bronchitics

EHCHL57, JULS259,

RBU/PL293, EHCHL171, EHCHL51,

GER81, GER241, GER57

ERYTHROXYLACEAE

Erythroxylon coca Lam. Coca Leaves, dried Oral

Add 5 g of the leaf with 1 cup of water. Boil the mixture for 3-4 minutes, then let it cool. Gargle 3 times a day for 2 days. Drink 1 cup before bed for 2-3 days. Alternatively wash and chew about 5 g of Leaves

at a time.

Cold, Cough, Inflammation of the throat

JULS144, GER201

FABACEAE

Dolichos lablab L. Frijol chileno Fruits, fresh OralBoil for 10 minutes 1/2 kg of the plant material in 1l of water. Drink it at room temperature. 1/2 cup 2 times

a day for 8 days.

Protects the lungs GER235

Medicago sativa L. Alfalfa Flowers and Leaves, fresh Oral

Blend Leaves and Flowers with water. Drain, and obtain extract. Drink extract. Honey can be added, if desired. Take 1 glass of extract,

twice a day.


Melilotus alba Medikus Alfalfilla Seeds, dried OralBoil for 10 minutes 100 g of the plant material in 1/2 L of water. Drink cold, 1/2 a cup. Once a day for 8

days.

Tuberculosis, Colds,

Respiratory infections

GER223

Myroxylon balsamum (L.) Harms.

Quina quina, Kina kina Seeds, dried 1., 3. Oral

2. Topical

1. Grind 20 Seeds, mixed with Seeds from a specific seven other plants: Ashango, Pucho, Amala, Ishpingo, Mozcada, Cabalonga and put in a bottle of wine and and amacerar for 8 days. Drink 3 small cups per day. 2. Boil 20 Seeds per 5 L water for 20-30 min with Ishpingo, Ashango, Pucho, Amala, Raucho, Tokio, Nuez Moscada, Pepa de Cedron (use only the Seeds of these herbs) with 1 L of 90 proof alcohol and add 2 pieces of tobacco, 2 pieces of Ajo Macho, 10 g of Quina Quina, 2 Leaves of Pacra, 1 branch of both Eucalyptus and Maye. Do not leave bath outside, take bath every other day. 3 times per week. 3. 3 Seeds, toasted and crushed, per 1 cup of water. Drink 1/2 cup for

adults, 1 tsp for children.

1. Bronchitis2. Bronchitis

3. Cough, Bronchitis,

Asthma

JULS287, RBU/PL382, EHCHL151, VFCHL46,

GER91




341



Prosopis pallida (H. & B. ex Willd.) H.B.K. Algarrobo Seeds, dried Oral

Boil 10 kg of Algarrobo Fruit and Seeds for 3 hours in medium to high heat until thickened. Turn off fire and let sit until cool, then drain and place syrup in bottle. Drink 2 Tbsp per small cup, 3 times per day as

long as you wish.

1. Cough, Bronchitis, Nutritional Supplement

JULS97, GER8

GERANIACEAE

Erodium cicutarium (L.) L'Herit.Agujilla blanca,

Auguilla, Augilla


Boil 1 Tbsp Sap per 1 L of water, mixed with Ambarindas, Hierba del Toro and Sanguinaria. 1 L per day,

1-3 months.

Bronchitis blood pressure ISA110, ISA54

JUGLANDACEAE

Juglans neotropica Diels Nogal Leaves, fresh Oral10 g per 1 L, boil water for 3-5 min. For Bronchitis: mix with Matico, Enredadera, Borraja. 3 glasses per

day, 1 L daily.

Cough, Bronchitis,

Asthma

RBU/PL273, ISA67,

EHCHL4, ISA123

LAMIACEAE

Lavandula angustifolia MillerAlucema,

Alhucema, Labanda

Flowers, Leaves,

Stems and Seeds, dried

Oral

Do not use roots. Boil 1 L of water, then add a total of 10 g of Labanda, Romero, Claveles, Hinojo, Toronjil, Anjenjo, Manzanilla, and Pinpinela for 2 minutes. Patient should drink lukewarm solution. 1 cup 3 to 4 times

a day for 1 month.

Cold GER113, JULS177

Lepechinia meyenii (Walpers) Epling

Salvia, Salvia real

Whole plant, fresh or dried Oral Boil 30 g per 1 L water. Take with

meals, three times per day. BronchitisRBU/PL303, VFCHL17,

ISA91

Salvia discolor H.B.K.Palmeras

(Chica), Llatama, Yatama

Stems, fresh OralThree Leaves per cup. do not mix with other herbs. One cup a day for

a week.Cough

ISA93, ISA151(93a),

ISA25

Salvia officinalis L. Salvia Whole plant, fresh or dried Oral

In 1 L of water boil 10 g of the plant for 3-5 min. It can be mixed with Matico, Nogal and Eucalyptus. Drink hot, 1 cup 3 to 4 times a day as

needed. Up to one month.

Cough, Bronchitis JULS241

Salvia sagitatta R. & P. Salvia negraRoot and

Stems, fresh or dried

Oral 10 g per 1 L water, drink 3 times per day, as needed Cough, Asthma RBU/PL318

Satureja pulchella (H.B.K.) Briquet

Panizara, Panisara

Leaves, fresh or dried Oral

Add 50 g of plant material with Culein, Manzanilla, Chancas de Comidas or Muña in 1/2 cup of water. Boil the mixture for 3 minutes. Drink the mixture cold. Take 1/8 cup

once a day, for 3 days.

Bronchitis, Asthma

GER148, JULS43

Stachys lanata Jacq. Veronica (Macho)

Whola plant, dried Oral

Boil 10 g Veronica Macho with 1 L water. Combine with Salvia, Matico, and Muyaca. Drink before or after

meals. 3 cups per day for 15 days.

Bronchitis, Asthma JULS13

Thymus vulgaris L. TomilloLeaves, Stems and Flowers, fresh or dried

Oral Boil 5 g per 1 L water. Drink 3 times per day. Cough EHCHL169




342

Bussmann & Glenn


LAURACEAE

Cinnamonum verum J. Presl. Canela Bark, dried Oral

1 L of water, 1 garlic clove, 10 g of Matico, Veronica, Brochamelia, Vira vira, 3 g of Cinnamon. Boil for 3 to 4 minutes. Drink warm, 3 to 4 times a day as needed. After rituals drink cold a day after rituals occurance. Preferably in the morning during breakfast. As much as the patient

feels is needed.


LILIACEAE

Allium odorum L. Cebolla china, Cebolla


Dice 15 onions in a bowl. Add a glass of water and 1/4 kg of white sugar. Add a piece of ginger (can also add hen fat). Boil and stir until thick. Drink syrup at all temeratures, 1 spoonful every 6 hours for 1 week.

Juice can also be drunk naturally.

Bronchitis, Asthm

JULS129, GER36

Allium sativum L. Ajo Clove, fresh Oral

Add 3 garlic cloves, 1 Chinese onion, Matico, Corcionera, Eucalypto, Vira Vira, white sugar and 1/2 L of water or cow milk into a pot and boil for 3 minutes. Drink warm, 2 tablespoons twice a day, for 1 week. Can also be

eaten raw.

Cough, Bronchitis, Cold

JULS92, GER37

Dracaena fragrans Ker Gawl. Flor dracenaLeaves and Stems, fresh

or driedOral 10 g per 1 L water and boil. 3 cups

per day, according to treatment.

Cough, Bronchitis,

AsthmaRBU/PL334

MALESHERBIACEAE

Malesherbia ardens Macbr. Veronica Whole plant, fresh or dried Oral

Boil 5 g per 1 L, combine with Contilo, Arabisca, and Huamanripa. Drink Three times per day to total 1

L daily.

Cold, Cough, Bronchitis,

AsthmaEHCHL139

MALVACEAE

Alcea rosea (L.) Cavanilles Malva Blanca, Malva Morada

Whole plant except Stems,

freshOral

10 g per 1 L water. Use Flowers for cough and hemorrhages. Drink 3

times per day, as needed.Cough JULS78,

JULS79

Malva parviflora L. Malva Rosa, Malva Real Leaves, fresh 1. Oral

2. Topical

1. Combine 1 L of water with 10 g of Pie de Perro, Chacuro, Verbena, Cola de Caballo, Amor Seco, and Unaza. Also add 3-4 Leaves of Malva. Boil the mixture for 3 minutes. Patient should drink lukewarm solution. Take 1 cup, 3-4 times a day, for 1

month. 2. Can also be applied as poultice.

Cough, Bronchitis,

Coughing with blood

JULS189

MORACEAE

Brosmium rubescens TaubertPalo Sangre,

Palo de la Sangre, Ablita

Wood and Bark, fresh or

driedOral

7 roots or 50 g per 1 bottle of Whiskey or Tequila mixed with Chuchuwasi, Cascarilla. Drink during meals, two

times per day for 8-10 days.

Bronchitis

JULS209, ISA49,

EHCHL64, 62, RBU/PL311,

GER86MYRISTICACEAE

Myristica fragrans L. Nuez Moscada, Ajonjoli Seeds, dried Oral

Grind Seeds and boil in 1 L water 1 Seeds to make 4 glasses. Drink 4 cups per day, 7-15 days. Alternatively macerate Nuez Moscada with 10 g of Ajonjoli with 1 bottle of Abuelo wine, 10 g each of Palo Sangre, Palo Huaco, bee honey, Pacra, Huanarpo Macho, bee pollen, Huevo de Angelote and Para Para. Take 1 cup in the mornings, middays and

evenings until bottle is finished.

Cough, Asthma,

Bronchitis

RBU/PL385, EHCHL155,

JULS292, GER197




343



MYRTACEAE

Eucalyptus globulus Labill.

Alcanfor, Eucalipto Serrano,

Eucalipto

1. Leaves, dried

2. Leaves, fresh or dried

1. Oral2. Topical

1. Boiled, cover the head with steam for 15 minutes. Boil 10 g in 1l water, combined with Manzanilla, Matico, Nogal, Ajos Giro and Chilca. Inhale 1 time per week, 3-4 times a month. 2. Bath, 500 g Eucalipto boiled with with Chilca, Palo Santo, Romero, Ajos Giro. 2 times a month, do not use too much because plant is very hot, patient must be naked and covered with a sheet over his head, then sitting to absorb the vapor for 20 minutes. Stay inside home for 24 hours after the bath. 1 every 30 days.

2 times only.

1. Bronchitis, Respiration,

Cold, Cough, Sinusitis, Asthma 2. Cold,

ISA130, JULS61,

VFCHL35, JULS153, GER14,

EHCHL12

OLACACEAE

Heisteria acuminata (H. & B.) Engler

Chuchuasi, Chuchuhuasi

Bark, fresh or dried Oral

Crush Bark and put in 1 bottle of wine to macerate. Drink 1 cup 3 times a day for 15 days, stop for 15 days, then start treatment again for

15 more days.

Cold, CoughRBU/PL287,

JULS138, GER164

ONAGRACEAE

Fuchsia ayavacensis H.B.K.Conchalalay, Conchalalay

colorado


or driedTopical

5 g mixed with Sauco, Nogal, Salvia, Añasquero grande and 7 Espiritus with 3 L boiled water. Boil for 1 hour, then let cool down to tepid temperature (lukewarm). 2 Baños per week in agreement with what La

Mesa indicates or twice a month.

Cold ISA82, ISA1

PHYTOLACCACEAE

Gallesia integrifolia (Spreng.) Harms. Palo de ajo Stems, dried Oral

Boil 20 g of Palo de Ajo with 1/2 cup of water for 2 minutes. Drink cold,

1/8 cup a day for 8 days.

Bronchitis, Asthma GER116

PIPERACEAE

Piper aduncum L.

Yerba del Soldado,

Tilonga, Matico, Mogo-Mogo

1. Leaves, fresh or dried

2. Leaves, fresh

1. Oral2. Topical

1. Boil 5-10 Leaves per 1 L of water for 3-5 min mixed with Salvia real, Escorsionera, Vira-vira, Borraja, and Asma chilca. Drink 1 L daily for 15 days. 2. Boil 50 g per 8 L for 10 minutes combined with Eucaliptus, Laurel, Verbena, Altamisa. Bathe twice a week. Alternativel Grind and pulverize 200 g of the plant material. Apply the powder on affected areas. Apply once a day, until the wound

is healed.

1. Cold, Cough, Wounds,

Bronchitis, Chills,

Tuberculosis 2. Bronchitis, Colic (women

VFCHL26, RBU/PL277,

TRUVan/Erica24, JULS15, GER141, JULS199

Piper nigrum L. Pimienta negra Seeds, dried Oral

Add plant material, Asma Chilca, Borraja, Escorcionera, Muyaca, Vira Vira, Veronica, Cinnamon and a portion of Garlic. Make the mixture concentrated by boiling for 5 minutes. Drink hot. Take 1 cup, 2

times a day, for 2 weeks.

Bronchitis JULS227

PLANTAGINACEAE

Plantago linearis H.B.K.Llantén serrano,

Llantén de la costa

Root, fresh OralBoil 2 roots per 1 L water for three minutes and combined with Matico, Nogal, Vira vira, Eucalipto. Drink 4

times a day, as needed.

Cough, Bronchitis

JULS35, JULS86, GER133

Plantago major L. Llantén Seeds, fresh or dried Oral

10 g or 1 Tbsp per 1 L of water, one cup in the morning, at noon and one

in the evening, before eating.

Bronchitis, Cough

VFCHL50, EHCHL11, TRUVan/

Erica13




344

Bussmann & Glenn


POACEAE

Cymbopogon citratus (DC.) Stapf.Cedron, Hierba

Luisa, Maria Luisa

Leaves, Roots and Stems,

fresh or driedOral

Boil 1 L of water, then add 5 g of Hierba Luisa. Let sit for 2 to 3 minutes. Add a little Tequila. Stems have more alkaloids and more strength. Patient should drink hot solution. May consume with food

best at breakfast.

Cold, Cough, Flu

EHCHL16, VFCHL30, JULS181, GER25

Uncaria tomentosa (Willdenow ex Roemer & Schultes) DC.

Uña de gato, Uncaria

tormentosa, Uña de gato de la

selva


or dried

Oral, Topical

Grind material. Better used dried. Boil 10 g per 1 L water, 10 min combined with Chanca Piedra, Linaza, Boldo, Flor de Overo, Bolsa de Pastor. Drink 1 L daily, three times per day for 15 days at least or as needed. Drink lukewarm. Solution can also be used in a poultice. Wash

wound and apply soaked Leaves.

Bronchitis, Asthma

VFCHL11, RBU/PL263, EHCHL103,

JULS275, GER230

Zea mays L.Espiga de maiz, Chuno de maiz,

MaizSeeds, dried Oral

1/2 L of water, 1/2 kg of corn, a bunch of Chancaca and boil for 5 to 10 minutes (until corn is cooked). Hot servings (reheat if not fresh). Once eaten, stay in room, do not come out to rid the chills. 2 times a

day for 2 days.

Chills, Pain in the lungs

JULS69, JULS139, GER31, GER186

RANUNCULACEAE

Laccopetalum giganteum (Wedd.) Ulbrich

Huamanripa, Pacra, Flor de

guarmarya

Leaves, fresh or dried Oral 2 small Leaves per 1/2 L water, boil.

Drink 1 L per day, until 3 months.

Cough, Bronchitis,

Asthma, Flu, Cold

VFCHL53, GER162,

RBU/PL321, EHCHL42, JULS284,

ROSACEAE

Rubus robustus C. Presl.

Zarzamora, Moyaca, Zarza, Zarza parrilla, Mora, Cushai

Flowers and Leaves, fresh

or driedOral

3 Flower buds per cup boiled water, mixed with Llatama. Drink 1 L per

day, 1 month. Can also be inhaled.

Cough, Bronchitis

EHCHL132(a), ISA41, ISA48,

JULS47, EHCHL132(b)

RUBIACEAE

Cinchona officinalis L. Cascarilla, Quinuagiro

1. Flowers and Leaves,

dried 2. Bark

Oral

1. 1 Tbsp per 1 L boiling water, mixed with Flor Blanca, Grama Dulce and Rose essence, 1 L daily for 2 months or more. 2. Boil 50 g of Cascarilla in 1 cup of water for 10 minutes. Drink lukewarm 1/4 cup 1 time a day for

15 days.

1. Cough2. Colds

RBU/PL314, JULS127,

ISA19, GER167

SALICACEAE

Salix chilensis Molina Sauce Leaves, fresh 1. Topical2. Oral

1. Smash Leaves for juice, apply as enema once. Do not ingest. Use only when the patient is very sick. 2. Boil 10 g of Sauce and 10 Fruits of Capuli in 1 L of water for 30 minutes. Drink warm, 1/2 small cup every

time the patient has chills.

ColdsTRUBH25,

JULS82, GER39

SCROPHULARIACEAE

Escobedia grandiflora (L.f.) Kuntze Azafran Flowers,

dried OralBoil 1/2 L of water for 3 mins with 20 g of Azafran. Drink hot, 1 cup in the morning, 1 cup in the night for

a week.

Bronchitis, Pneumonia,

Chills (general)JULS110

Galvesia fruticosa J. Gmelin Curil, Macacha


or dried

OralIn 1 L of water add 10 g of the Flowers and the Stems plus Zarzamora and Matico, Nogal. 3 to 4 times a day for

2 weeks.

Cold, Bronchitis,

Asthma

VFCHL37, JULS289




345



SOLANACEAE

Cestrum auriculatum L'Herit Hierba santa, Agrasejo

Leaves, fresh or dried Oral

5 g per 1 L with Corpus Way, Carqueja, and Flor de Overo. Drink

1 L per day.

Cough, Bronchitis

JULS166, RBU/PL281, EHCHL172,

ISA122, GER174,

EHCHL102

Solanum americanum Mill.

Hierba mora, Hierba del

susto, Baja del espanto, Semora

Fruits fresh Topical Crush 20 fruits to extract juice, 2 drops per nostril.

Sinusitis, Flu, Cold

EHCHL125, JULS76,

EHCHL87, GER85, GER159

Solanum tuberosum L. Chuno de papa Tuber, dried Oral

1/2 kg of Chuño de Papa in 1/2 L of water. Add Chancaca, Angamacha, Valeriana Estrella and boil for 10 to 15 minutes or until the starch comes out. Remove it from the flame. Serve hot as a pudding or a candy 3 times a day for 2 days within 10 days of the baby's birth. The preparation makes a kind of candy and should be served hot. Oral it while blowing on it because it should be consumed freshly cooked. Take the last dose in bed so not to go outside in the cold.

Bronchitis, Respiratory problems

JULS140, JULS141

TILIACEAE

Tilia platyphyllos Scop. Tilo Flowers and Leaves, fresh Oral

Boil 1 L of water, then add 10g of Sauco. Add Manzanilla, Hinojo, Coleo, Ajenjo, Toronjil, Pimpinela and Claveles. Cover and let it sit for 2-3 minutes. Patient should drink warm solution, 3-4 cups per day for

1 month.

Cough, Cold JULS257

ULMACEAE

Celtis loxense C.C. Berg Palo huaco, Palo blanco

Bark, Stems and Leaves,

driedOral

Add plant material, Palo Sangre, Chuchuasi, Huanaco, Huevo Angelote, Pacra, Pollen, Miel de Palo, Honey, Chuchuwasi, Cascarilla and Huanarpo Macho into a mixture with 1 bottle of Abuelo wine or Tequila. Let mixture sit for 1 week. Drink cold, 1 small wine glass 3 times a day until bottle is finished.

Patient can repeat the treatment.

Bronchitis

JULS208, EHCHL65,

GER87,

ISA7

VERBENACEAE

Clerodendron sp. Brochamelia Flowers, fresh or dried Oral

1 L of water and add 10 g of the herb. Boil for 3 to 5 minutes. Can be mixed with 10 g of Huamanripa and Veronica. Drink 1 cup 3 times a day for 2 weeks. Toz Ferina indicates a condition, where a baby can't breathe and turns blue and makes a "rooster

like" noise.

Bronchitis, Asthma,

Whooping cough

JULS115

Lantana scabiosaefolia H.B.K. Mastrando, Mastrante


or driedOral

20-100 g per 1 L water, boil 3 min. mix with Canchalagua, Culantrillo, Purenrosa, Panisara, and Salvia Real. 1 L per day, 3 days. Patient should drink lukewarm solution. This

treatment is only for women.

Cold VFCHL51, GER6

Lippia integrifolia (Grieseb.) Hieron Poleo del inca Leaves and

Stems, fresh Oral 5 g per 1L water, 1 L daily, 1 month. Cold, Bronchitis EHCHL76




346

Bussmann & Glenn


Verbena littoralis H.B.K. Verbena, Berbena


Boil 30 g per 1 L for 3 min., mix with Cerraja, Moradilla, and Verdolaga. 2 glasses per day for 4 days. Take one

in the morning and one at night.

Colds

RBU/PL369, JULS77,

EHCHL69, VFCHL28,

GER138

VITACEAE

Vitis vinifera L. Uva Fruits, dried OralAdd 1/2 L of fresh milk with 10 g of dried grape (raisin). Boil the mixture for 3-4 minutes. Drink hot. Take 1

glass, 3 times a day for 2 weeks.

Bronchitis JULS266

ZINGIBERACEAE

Zingiber officinale RoscoeKion, Quion,

Gengibre, Gengible

Root, fresh OralCut Kion into small pieces. Add 10 g of this, along with Matico, Nogal and Veronica. Boil in 1/2 L of water. Take

1 cup, 3 times a day for 1 week.

Cold, Cough, Bronchitis

JULS237, GER206

NON PLANT MATERIAL

Polen de Zapote, Polen de Espina Negra, Polen de Arboles, Polen

de Ciachon (Insect feces)

Insect feces Oral

Insect larvae bore into the root of the tree. Use the feces of the larvae ('pollen'). 4 g per 1 L water. Is very strong, so use a small amount. 1 L

daily, 1 month

Bronchitis, Asthma,

TuberculosisISA124




347

Palmeras usadas por los indígenas Asháninkas



Palmeras usadas por los indígenas Asháninkas en la Amazonía Peruana

Joanna Sosnowska1, Damaso Ramirez2 y Betty Millán2

Palms used by Ashaninka indigenous people in Peruvian Amazon

1 W. Szafer Instituto de Botánica, Academia Polaca de Ciencias, ul. Lubicz 46, 31-512 Cracovia, Polonia.

Ema i l Joanna Sosnowska : [email protected]

2 Museo de Historia Natural, Uni-versidad Nacional Mayor de San Marcos, Avda. Arenales 1256 Jesús María, Lima 14, Perú.

Email Damaso Ramirez: [email protected],

Email Betty Millán: [email protected], [email protected]


ResumenEl presente artículo muestra el conocimiento e importancia de las palmeras en la vida de los nativos Asháninkas. Presentamos una descripción cualitativa y cuantitativa de 32 entrevistas, obtenidos durante la visita a siete comunidades nativas ubicadas en los márgenes de los ríos Perené y Tambo en el departamento Junín, Perú. Registramos 15 especies de palmeras usadas por los Asháninkas, agrupadas bajo cinco categorías de uso: alimenticio, construcción, herramienta, ornamental y medicinal. Las especies con usos más amplios son: Attalea phalerata, Bactris gasipaes, Oenocarpus bataua y Socratea exorhiza. Las partes de las palmeras más utilizadas son los frutos, principalmente gracias a su valor comestible. La cercanía de las comunidades Asháninkas del valle del Perené a ciudades, influirían en un cambio en el tipo de vida tradicional, donde las palmeras son los más importantes recursos naturales utilizados por ellos. Sin embargo, en las comunidades del valle Tambo la vida tradicional, el conocimiento y practica en el uso de las palmeras esta aún vital. Palabras clave: Arecaceae, Asháninka, etnobotánica, Perú.

AbstractIn this paper we present traditional knowledge and importance of palms in Ashaninka people’s life. Qualitative and quantitative description is based on 32 interviews obtained during visits in seven native communities situ-ated near by Perene and Tambo rivers in Junín department of Peru. We registered 15 species of palms used by Ashaninka people; those were classified in five categories by use: food, construction, tools, ornaments and medicaments. Species with the most diverse uses were Attalea phalerata, Bactris gasipaes, Oenocarpus bataua and Socratea exorhiza. The most useful palm parts are fruits used mainly as a food. The proximity of Asháninkas communities from Perené Valley to the cities would produce a change in the traditional way of life, where palm trees are the most important natural resources used by them. However, the traditional life, knowledge and practice in using of palms are still alive in communities of Tambo River.Keywords: Arecaceae, Ashaninka, ethnobotany, Peru.

IntroducciónLos Asháninkas son uno de los pueblos nativos más nu-

merosos de la Amazonía peruana. Mucho se ha escrito sobre su cultura, organización social y violencia política en su territorio (Varese 2006, Weiss 2005). En este artículo intentamos mostrar el conocimiento e importancia de las palmeras en su vida.

Tradicionalmente, los Ashaninkas vivían como familias dispersas en el monte, orgullosos de su autonomía, libertad y resistencia a los diferentes cambios desde la época de la conquista española (Weiss 2005). La conformación de comunidades na-tivas fue impuesta por el Estado peruano en los años de 1970, siguiendo el modelo andino (Espinosa 1996). Los políticos de ese entonces y los de ahora, no solo ignoran las características específicas de la organización social en la selva, sino también las tecnologías del manejo del bosque desarrolladas por los Ashánin-cas, para mantener el frágil equilibrio ecológico de la Amazonía.

Hoy en día la cuenca del río Perené, poblado por los Asháninkas y grandes poblaciones de colonos, es una fuente abundante de productos agrícolas. Plantaciones de café, cítri-cos, plátanos y otros frutos dominan el paisaje del valle Perené. Este panorama es muy diferente en comparación con el valle Tambo que fue aislado por “Sendero Luminoso” en la época de la violencia y donde además el acceso es más difícil. Hoy en día los Asháninkas aún dependen de los recursos que le brinda la selva para su subsistencia, dentro de los cuales las palmeras forman parte importante como alimento (Mauritia flexuosa, Oenocarpus bataua, Bactris gasipaes), fibras (Astrocaryum cham-bira) o construcción (Socratea exorrhiza, Iriartea deltoidea). Todos estos productos forman parte de la vida cotidiana de los nativos amazónicos.

En el presente artículo damos a conocer los resultados del estudio etnobotanico sobre las palmeras, obtenidos durante la expedición realizada a comunidades Asháninkas del Departa-mento de Junín, en la Amazonía peruana.

Área del estudioEntre octubre y diciembre de 2008, se visitaron siete comu-

nidades nativas Asháninka. Cinco ubicadas en la cuenca del río Perené: Marankiari, Bajo Aldea, Zotani, Pitocuna, Impitato Cascada, y dos ubicadas en la cuenca del río Tambo: Puerto Ocopa y Savareni (Tabla 1) en el Departamento de Junín (Fig.1).

Material y métodosSe realizaron colectas intensivas de las palmeras utilizadas,

con la ayuda de miembros de cada comunidad nativa evaluada, los cuales además fueron nuestros guías. Se realizaron observa-ciones y entrevistas acerca de los usos de las palmeras. La infor-mación fue recolectada realizando entrevistas semi-estructuradas (Alexiades 1996) a 30 pobladores indígenas Asháninkas y dos personas de otro origen (uno Asháninka/Yánesha y otro Piro). A los entrevistados se les mostraron las palmeras que se habían colectado en la zona.

Entre las 32 personas entrevistadas, la gran mayoría hablan en su idioma nativo (Asháninka), por lo cual registramos los nombres de las palmeras en su idioma nativo y los nombres usa-dos en español. Las muestras fueron determinadas de acuerdo a Henderson et al. (1995) y Kahn & Millán (1992). Los nombres científicos de las especies siguen la clasificación presentada por Dransfield et al. (2008) y Govaerts y Dransfield (2005).

La colección completa fue depositada en el Herbario del W. Szafer Instituto de Botánica (KRAM) de la Academia Polaca de

348

Sosnowska et al.


Ciencias en Cracovia y en el Herbario San Marcos (USM) del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos en Lima, Perú.

ResultadosSe encontraron un total de 15 especies de palmeras usadas por

los pobladores de las 7 comunidades nativas visitadas. La especie Cocos nucifera (coco)’ era considerado por los Asháninkas como ‘no natural’ y no fue incluido en este estudio.

A continuación, presentamos una descripción cualitativa y cuantitativa de nuestras observaciones de las diferentes formas en las cuales las palmeras son utilizadas en el área de estudio. Las descripciones están organizadas alfabéticamente por espe-cie y bajo cinco categorías de uso: alimenticio, construcción, herramienta, ornamental y medicinal. También incluimos los nombres en español y Asháninka. Las especies registradas cuentan con un espécimen de herbario, los números de colec-ción se encuentran citados bajo la denominación de “muestra”, representando las colecciones realizadas por J. Sosnowska y D. Ramirez y depositadas en los herbarios KRAM y USM.

Astrocaryum perangustatum F.Kahn & B.Millán

Asháninka: tiroti; Español: huikungo

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles; el palmito es extraído para su consumo; las inflorescencias son recolectadas y consumidas cocidas; las larvas de coleóptero (suris) que se desarrollan en los troncos caídos son recolectados y consumidas crudos o cocidos.

Uso en construcción.– El tronco es utilizado como postes de las casas y las hojas suelen ser utilizadas para el techado de las viviendas.

Uso como herramienta.– Las semillas se usan para elaborar artesanías; las espinas se usan como agujas y puntas de flechas; las hojas jóvenes, son utilizados en la fabricación de abanicos, sopladores y esteras, también para la fabricación de canastas para guardar yuca o algodón; las fibras del raquis son utilizadas para hacer escobas.

Uso medicinal.– Las raíces son utilizadas en la preparación de un extracto contra la hepatitis.

Muestra: JS – 30.

Attalea phalerata Mart. ex Spreng.

Asháninka: tsiaro; Español: shapaja

Uso alimenticio.– Los frutos y sus aceite son comestibles; las semillas son colectadas para preparar mantequilla; el palmito es extraído para consumo; las larvas de coleóptero (suris) son cosechadas de los troncos en descomposición y luego consumidos crudos o cocidos.

Uso en construcción.– El tronco se utiliza en construcción de postes; las hojas en el techado de las viviendas.

MarankiariBajo Aldea

Zotani Pitocuna

Impitato Cascada

Puerto OcopaSavareni

Satipo

La Merced

JunínJunínPerú

Río Perené Río Tambo

Río Ene

Figura 1. Ubicación de las siete comunidades Asháninka del presente estudio, Departamento Junín, Perú.

Río Comunidad Coordenadas Altitud (m)

Peréne Bajo Marankiari 10o56'S, 75o11'W 650

Peréne Bajo Aldea 10o53'S, 74o54'W 560

Peréne Zotani 10o51'S, 74o55'W 850

Peréne Pitocuna 11o00'S, 74o39'W 470

Peréne Impitato Cascada 11o00'S, 74o40'W 460

Tambo Puerto Ocopa 11o08'S 74o10'W 370

Tambo Savareni 11o13'S, 73o41'W 270

Tabla 1. Comunidades Asháninka en el Departamento de Junín en la Amazonía de Perú, visitados en 2008 con el propósito de estudiar usos de las palmeras (Arecaceae), indicando en cual río están localizados, las coordenadas y altitud sobre el nivel del mar medido con GPS.

349



Uso como herramienta.– Los frutos se usan en la elaboración de artesanías; las hojas son usadas para la fabricación de abani-cos, sopladores de fuego, esteras, paneras y canastas; las fibras del raquis son utilizadas para hacer escobas; la bractea se usa como fósforos, ya que se mantiene encendida por un tiempo; la inflorescencia es usada por los niños como juguete.

Uso ornamental.– Los frutos y flores son usados como adorno.

Uso medicinal.– El aceite extraído del fruto se usa como loción para mejorar la piel de la cara; las raíces son utilizadas para la preparación de un extracto contra la hepatitis, es más fuerte que el extracto de tiroti (Astrocaryum perangustatum).

Muestra: JS – 29.

Bactris gasipaes Kunth var. gasipaes

Asháninka: kiri; Español: pijuayo

Uso alimenticio.– Los frutos maduros son utilizados para la preparación de bebidas (masato) y la extracción de aceite; las larvas de coleópteros (suris) son recolectados de los troncos en descomposición y consumidas crudas o cocidas.

Uso en construcción.– Los clavos preparados del tronco se usan en la construcción de las balsas.

Uso como herramienta.– Los troncos son utilizados en la fabricación de flechas y arcos. También se usan los “palos muy delgados” para hilar algodón. Las hojas pueden servir para fab-ricar esteras y abanicos.

Uso medicinal.– La raíz es utilizada para la preparación de un extracto usado contra la infección urinaria.

Muestra: JS – 3.

Bactris sp.

Asháninka: ashanki; Español: nejilla

Uso alimenticio.– Las semillas son consumidas como cara-melos.

Uso como herramienta.– Las semillas son utilizados para elaborar collares y del peciolo de la hoja se fabrican flechas

Uso medicinal.– La raíz es utilizada para la preparación de un extracto usado contra la calvicie. Las espinas son utilizadas para retirar otras espinas incrustadas en las personas.

Muestra: JS – 10.

Chamaedorea angustisecta Burret

Asháninka: shikashika

Uso en construcción.– Las hojas suelen ser utilizadas para la construcción del techado de las viviendas.

Uso como herramienta.– Las semillas son usadas para la elaboración de collares; la flor es utilizada como adorno; las hojas son utilizadas en la cocina, para envolver el pescado y para hacer sopladores de fuego; los troncos son utilizados en la fabricación de arcos y flechas para niños, también se extraen “palos delgados”

para hilar algodón; el tronco con raíces es utilizado como escoba

Uso ornamental.– La flor es utilizada para elaborar perfumes.

Uso medicinal.– La pepa del fruto es utilizado como com-presa para las dolencias dermatológicas.

Muestra: JS – 6.

Elaeis guineensis Jacq.

Asháninka: datil.

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles.

Uso en construcción.– Las hojas sirven para la fabricación del techo de las viviendas.

Muestra: JS – 41.

Euterpe precatoria Mart.

Asháninka: tsirentsi; Español: huasai

Uso alimenticio.– Los frutos de tsirentsi son utilizados para preparar un refresco o es mezclado con yuca para preparar ma-sato (tradicional bebida alcohólica de la Amazonía); el palmito es extraído para consumo; las larvas de coleóptero (suris) que se desarrollan en los troncos caídos son recolectados y consumidos, crudos o cocidos.

Uso en construcción.– Ocasionalmente las hojas son utiliza-das para la fabricación del techo de las casas y el tronco para la fabricación de cercos (en deficiencia de otro material mejor);

Uso como herramienta.– Las semillas se usan para elaborar collares; las hojas son utilizadas para la fabricación de esteras, sopladores, abanicos y canastas

Uso medicinal.– Las raíces son utilizadas para la preparación de un extracto usado contra el dolor de espalda, huesos, infec-ción de útero, riñones y para hacer crecer el pelo de los niños.

Muestra: JS – 39.

Geonoma interrupta (Ruiz & Pav.) Mart.

Asháninka: kapashi; Español: palmichi

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas para la fab-ricación de los techos de viviendas; los troncos son utilizados como cerca.

Uso como herramienta.– Los frutos se usan para elaborar artesanías; el tronco para fabricar flechas.

Uso medicinal.– La hoja y la raíz se usan en el baño de los niños con el fin de fortalecer su salud.

Muestra: JS – 7.

Iriartea deltoidea Ruiz & Pav.

Asháninka: camona; Español: pona

Uso alimenticio.– Los frutos verdes son comestibles sola-

350

Sosnowska et al.


mente cocidos; las larvas de coleópteros (suris) que desarrollan en los troncos caídos son recolectados y consumidos.

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas para la fabri-cación de un techado temporal; la madera obtenida del tronco, es utilizada para los pisos y las paredes de las viviendas, los troncos duros son utilizados para postes, tarima, cama y cerca.

Uso como herramienta.– Los frutos se usan para elaborar artesanías; las hojas se usan para fabricar esteras.

Uso medicinal.– El palmito es consumido para mejorar el hígado; la raíz se aplasta y se aplica directo al pie inflamado; la flor es usada, durante el baño de los niños, para la curación del susto.

Muestra: JS – 8.

Mauritiella sp.

Español: aguajillo

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles.

Muestra: sin muestra colectada.

Mauritia flexuosa L.f.

Asháninka: toniro; Español: aguaje

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles y utilizados para la elaboración de refresco aguajina; las larvas de coleópteros (suris) que se desarrollan en los troncos caídos son recolectados y consumidos.

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas en la con-strucción del techado temporal de las casas.

Uso como herramienta.– Los frutos y las hojas se usan para elaborar artesanías

Uso ornamental.– Los frutos son usados como adornos ornamentales.

Uso medicinal.– Los frutos tienen propiedades afrodisíacos.

Muestra: JS – 12.

Oenocarpus bataua Mart.

Asháninka: shaki; Español: hungurawi

Uso alimenticio.– Los frutos son comestibles y utilizados en la preparación de refresco, chicha, masato, chocolate y aceite; el palmito es extraído para su consumo; las larvas de coleóptero (suris) que se desarrollan en los troncos caídos son recolectados y consumidas.

Uso en construcción.– Las hojas suelen ser utilizadas para la fabricación del techo de las viviendas.

Uso como herramienta.– – Los frutos se usan para elaborar artesanías, las semillas para elaborar botones; las hojas jóvenes se usan para la fabricación de artesanías, abanicos, canastas, paneras y esteras; la hoja o inflorescencia se usa como escoba.

Uso medicinal.– Los frutos se usan contra la diabetes y cáncer; el palmito es consumido para mejorar el hígado; la raíz es utilizada para preparar una infusión contra la diabetes y

paludismo; la raíz también es usada para teñir el cabello.

Muestra: JS – 9.

Oenocarpus mapora H.Karst.

Asháninka: chorinaki; Español: sinamillo

Uso alimenticio.– De los frutos se prepara refresco; el palmito es comestible.

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas para el techado de las viviendas; los troncos son utilizados como postes.

Uso como herramienta.– Las hojas son utilizadas para la fabricación de esteras y abanicos; de la madera del tronco se fabrican flechas.

Muestra: JS – 40.

Phytelephas macrocarpa Ruiz & Pav.

Asháninka: humiro; Español: yarina

Uso alimenticio.– Las semillas recién formadas son co-mestibles y se sirve en reuniones para degustar; las flores son importantes para obtener miel de las abejas

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas para la fab-ricación del techado de las viviendas.

Uso como herramienta.– – Las semillas maduras se usan ocasionalmente para elaborar artesanías pero son un material muy duro y difícil de trabajar; del fruto se fabrican vajillas, las hojas se usan para elaborar canastas temporales para la pesca; los peciolos de las hojas verdes son utilizados para la fabricación de canastas; de las hojas también se fabrican abanicos; la inflores-cencia es usada por los niños como juguete.

Uso ornamental.– Las mujeres usan las hojas y flores de hu-miro como adorno; las hojas son utilizadas para la construcción de la casa ritual, donde se alberga a las mujeres en su primera menstruación.

Uso medicinal.– El liquido de los frutos es usado para curar las infecciones de los ojos, estomago riñones y susto; la raíz es usado como cicatrizante; la flor es utilizada para prepara un extracto contra la esterilidad masculina.

Muestra: JS – 2.

Socratea exorrhiza (Mart.) H.Wendl.

Asháninka: tsentero; Español: kashapona

Uso alimenticio.– El palmito es comestible.

Uso en construcción.– Las hojas son utilizadas para el techado temporal de las casas; los troncos son usados en la construcción de paredes, piso, cerca y cama.

Uso como herramienta.– La pepa de los frutos se usa para colorear la kushma (la ropa tradicional); las hojas son usadas para la fabricación de corrales de aves; la raíz es usada como utensilio de rallador en la cocina.

Uso medicinal.– La raíz se usa para fortalecer físicamente a los varones y en el baño de los niños para alejar el “mal espiritu”.

351



Después de bañar, se pasa entre las raíces y se come plátano muy maduro para incitar el vomito.

Muestra: JS – 36.

Las especies con mayor cantidad de usos fueron: Attalea phalerata, Bactris gasipaes, Oenocarpus bataua y Socratea exor-rhiza. La importancia es descrita como el número de partes de la palmera en cada categoría de uso. Los usos de las palmeras son muy diversos. Siete especies tienen aplicaciones en todas las categorías (Fig. 2).

Las partes de las palmeras más utilizadas son los frutos, principalmente por su valor comestible. Solamente las hojas y troncos son útiles en construcción, principalmente para la fabricación de techos y postes de casa. La gran importancia de los troncos en la categoría de uso alimenticio resulta porque son hábitat de las larvas de coleópteros (suris), que se cosechan de los troncos caídos. Entre los usos medicinales más importantes de las palmeras, resaltan las raíces (Fig. 3).

ConclusiónEncontramos una gran variación de uso de las palmeras

entre las comunidades Ashaninka estudiadas. También se ob-serva variación en los informantes, en cuáles y cuántos usos un conocía; estas variaciones dependieron de la edad y sexo de cada informante. De hecho, las diferencias en conocimiento de usos de las palmeras entre las comunidades fueron mayores que las encontradas entre edad y sexo de los informantes. Las comunidades del valle Perené están mas cerca de la ciudades que las comunidades del valle Tambo. Hoy en día la cuenca del rio Perené está poblada por colonos, y expone a los nativos a un contacto intensivo con la cultura occidental, que resulta en un cambio del tipo de vida tradicional, donde las palmeras son los más importantes recursos naturales. La vida tradicional, conocimiento y práctica en el uso de palmeras esta aún vital en comunidades del valle Tambo.

Kantantsi orijaniki (Resumen en idioma Asháninka)

Oka sankenarentsi oinijantiro jaoka okantasanotari ora shaashi ashaninkaiteki.Okantakoti kenketsarentsi okaratake 32 sampitantsi cokarati oshirinkapaka 7 nanpitsi saikajetatsiri ashaninka perenesati aisati tamposati aka satipoki Satipo, Junín, Perú. Osankinatakotaka ocarati 15 shaaniro palmeras, yobayetari aisati yantantaro ibanko, ichakopite, ipankitiro aisati isayetaro ashaninkaite. Ora yantasanoy-etiri ojita tsiaro, kiri, shaki aisati tsentero. Ora yaasanoyetiri shaaniro palmera oitsoki orointa yoyetari. Nanpitsipee timayetatsiri pereneki otimi kempeji antyiaroite nanpitsi isaikinta birakocha, iro kantakairo ipiakojetantakaroki yantayetiri acharineite, itimati oshekiti oshiyoki shaaniro palmeras. Anta tampoki irosati imatiro yantiro antantsi aisati iyotantsi yantirini acharineite.

Iropero ñaantsi: Arecaceae, Asháninka, etnobotánica, Perú.

AgradecimientosAgradecemos a la gente Asháninka por compartir su cono-

cimiento de palmeras con nosotros y a las organizaciones CE-CONSEC y CART gracias a las cuales nuestra investigación fue possible. Gracias a José David Rivera Shiaretti por la traducción del resumen a idioma Asháninka y Miroslaw Rajter por su ayuda en la preparación de los documentos indispensable para conducir trabajo en el campo. Esta publicación se ha realizado gracias a

Figura 2. Las palmeras con usos mas amplios - numero de partes usadas de la especie por categorías de uso.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

fruto hoja tronco raíz flor

Núm

ero

de e

spec

ies

en c

ateg

oría

s de

uso

Medicinal

Ornamental

Herramienta

Construcción

Alimenticio

Figura 3. Importancia de las partes usadas de las especies de pal-meras por categoría de uso.

0 2 4 6 8 10 12 14

Attalea phalerata

Bactris gasipaes

Oenocarpus bataua

Socratea exorrhiza

Euterpe precatoria

Iriartea deltoidea

Phytelephas macrocarpa

Astrocaryum perangustatum

Chamaedorea angustisecta

Geonoma interrupta

Mauritia flexuosa

Oenocarpus mapora

Bactris sp.

Mauritiella sp.

Número de partes por categorías de uso

Alimenticio

Construcción

Herramienta

Medicinal

Ornamental

Elaeis guineensis

352

Sosnowska et al.


la Autorización No 139-2008-INRENA-IFFS-DCB otorgada por el Instituto Nacional de Recursos Naturales del Ministerio de Agricultura de la República del Perú. Se agradece el apoyo económico del Ministerio de Ciencias y Educación Superior del Polonia (N N305 022036).

Literatura citadaAlexiades M. N. 1996. Collecting ethnobotanical data: an introduc-

tiontobasicconceptsandtechniques.Pp.53-94.En:M.N. Alexiades (ed.) Selected guidelines for ethnobotanical research:afieldmanual.Advances ineconomicbotany10.NewYorkBotanicalGarden,Bronx,N.Y.

Dransfield,J.,N.W.Uhl,C.M.Asmussen,etal.2008.GeneraPal-marum.TheEvolutionandClassificationofPalms.TheBoard of Trustees of Royal Botanic Gardens, Kew.

EspinosaO.1996.ElpuebloAsháninkaysuluchaporlaciudadaníaen un país pluricultural. Pp. 77-132. En: Derechos huma-nos y pueblos indígenas de la amazonía peruana. Lima: APEP – CAAAP.

GovaertsR.&J.Dransfield. 2005. World Checklist of Palms. The Board of Trustees of Royal Botanic Gardens, Kew.

Henderson, A., G. Galeano, R. Bernal. 1995. Field guide to the palms of the Americas. Princeton University Press, New Jersey.

Kahn,F.&B.Millán.1992.Astrocaryum(Palmae)inAmazonia.A preliminary treatment. Bull. Inst. Fr. Ét. And. 21(2): 459-531.

Varese S. 2006. La sal de los cerros. Resistencia y utopia en la amazonía peruana. Fondo Editorial del Congreso del Perú,Lima.

WeissG.2005.Camparibereños.Pp.1-74.En:SantosF.&F.Bar-clay(eds.)GuíaEtnográficadelaAltaAmazonía,vol5.STRI – IFEA, Lima.

353

Actividad inhibitoria de DrosEra caPillaris sobre mycobactErium tubErculosis



Actividad inhibitoria de plantas in vitro de Drosera capillaris sobre Mycobacterium tuberculosis

Jimmy Alvarado1, Hilda Vásquez1, Guillermo E. Delgado1, Dalva Trevisan2, Oscar Horna3, Jurandir Pereira2 y Consuelo Rojas1*

Inhibitory activity of in vitro plants from Drosera capillaris against Mycobacterium tuberculosis

1Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo, Ciudad Universitaria, Juan XXIII No 391, Lambayeque - Perú. *E-mail: [email protected]

2Departamento de Química – Centro de Ciências Exatas. Uni-versidade Estadual de Londrina, Paraná, Brasil.

3Dirección Regional de Salud. Laboratorio de Referencia Regional en Salud Pública –Lambayeque, Perú. Av. Salaverry No 1610 – Chiclayo.

*Autor para correspondencia


Resumen El objetivo del trabajo fue demostrar la actividad inhibitoria de plantas in vitro de Drosera capillaris (Droseraceae) sobre Mycobacterium tuberculosis. Las plantas de D. capillaris fueron propagadas en cultivos in vitro a partir de plántulas y hojas adultas. Se utilizó metanol como solvente de extracción y el sistema de cromatografía a gas en la determinación de los metabolitos secundarios. El medio de cultivo Lowenstein-Jensen, suplementado con las concentraciones 1,25; 2,5 y 5 mg/mL de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico, fue utilizado en la evaluación del crecimiento de cinco cepas de M. tuberculosis. Los resultados indicaron que plantas de 3 – 5 cm de altura fueron obtenidas después de 10 – 12 meses de cultivo in vitro. La naftoquinona plumbagina fue determinada por comparación con el tiempo de retención del patrón correspondiente, así como de otros compuestos hidrocarbonados similares de cadena larga. El crecimiento de M. tuberculosis fue inhibido en un rango de 40 – 93,1% en los tratamientos 2,5 y 5 mg/mL. La concentración inhibitora mínima (CIM) y CIM90 fue 1,25 mg/mL y 2,5 – 5 mg/mL, respectivamente. Se demostró la acción antibacteriana del extracto metanólico de plantas in vitro de D. capillaris, probablemente por acción de la plumbagina y de los otros metabolitos se-cundarios detectados.

Palabras claves: cultivo de tejidos, extracto metanólico, fitoterapia, plumbagina, tuberculosis.

AbstractThe objective of the work was to demonstrate the inhibitory activity of in vitro plants of Drosera capillaris (Dro-seraceae) on Mycobacterium tuberculosis. The plants of D. capillaris were propagated in in vitro cultures from plantlets and mature leaves. It was used metanolic extract and gas chromatography to determinate secondary metabolites. Lowenstein-Jensen media, supplemented with 1.25; 2.5 y 5 mg/mL concentrations of cloroformic fraction obtain from metanolic crude extract, was used in the growth evaluation of five M. tuberculosis strains. The results indicated that plantlets of 3 – 5 cm up to, were obtained 10 – 12 months after in vitro culture. The naphtoquinone plumbagin was determinated by comparison with currently pattern retention, like as another hidrocarbonic compounds seem to long chain. M. tuberculosis growth was inhibited in 40 – 93.1% range, 2.5 and 5 mg/mL treatments, respectively. The minimum inhibitory concentration (MIC) y MIC90 was 1.25 mg/mL and 2.5 – 5 mg/mL, respectively. Was showed the antibacterial activity in metanolic extract of D. capillaris in vitro plants, probably by the action of the plumbagin and another secondary compounds found.

Keywords: Metanolic extract, phytotherapy, plumbagin, tissue cultura, tuberculosis.

IntroducciónLa tuberculosis (TBC) es una enfermedad infecto-contagiosa

causada por Mycobacterium tuberculosis, también conocido como bacilo de Koch. Es considerada la enfermedad más prevalente en el mundo y solo en el 2006 se estimó en 9,2 millones (139 por 100 000 habitantes) los nuevos casos de infectados con TBC, de los cuales 500 000 fueron multidrogo resistentes (resistentes a isoniacida y rifampicina); el número de muertes fue de 1,7 millones o 200 fallecidos por hora (WHO, 2006). Alrededor del 95% de los casos y 98% de muertes por TBC ocurren en los países en vías de desarrollo, en tanto que el 75% de los ca-sos que se presentan en estos países están en el grupo de edad económicamente activa (de 15 a 50 años); en el Perú la tasa de morbilidad en el año 2007 alcanzó la cifra de 125,1 por 100 000 habitantes (Bonilla 2008).

Precisamente, la resistencia a drogas antituberculosas y la co-infección TB-VIH constituyen una seria amenaza para los programas nacionales de control de TB en el mundo y en especial en los países en desarrollo (Aziz et al. 2006, Asencios et al. 2009), de allí la necesidad de formular nuevas y variadas estrategias en el control de la enfermedad donde no solamente se considere el aspecto biomédico sino también el aspecto social (Jave 2009, Ticona 2009).

La familia Droseraceae, conocidas como plantas carnívoras, comprende 4 géneros entre los que se encuentra Drosera con 125 especies distribuidas en todo el mundo incluyendo regiones tropicales y tundras, excepto en desiertos y la Antártida (Culham & Gornall 1994). Drosera capillaris Poir. (“atrapainsectos”) se distribuye desde América del Norte hasta Venezuela y Brasil (Silva & Giulietti 1997) pero no ha sido reportada para la flora del Perú (Brako & Zarucchi 1993).

Drosera capillaris, al igual que otras especies “carnívoras”, presenta diversas adaptaciones morfológicas y anatómicas para nutrirse de insectos que caen en sus trampas; éstas se encuentran provistas de glándulas pedunculadas con exudados pegajosos que atraen y digieren a los insectos gracias a sus enzimas proteolíticas, lo que constituye una respuesta evolutiva a su crecimiento en hábitats deficientes en nitrógeno (Cronquist 1988).

En cultivo de tejidos, desde los primeros trabajos realizados en D. rotundifolia (Simola 1978), diversos protocolos en micro-propagación, organogénesis directa e indirecta y embriogénesis somática, han sido desarrollados hasta en 12 especies de Drosera (Šamaj et al. 1999); sin embargo, en D. capillaris no ha sido realizado trabajo alguno en cultivo de tejidos. Por otro lado, numerosas especies de Drosera son usadas tradicionalmente para varios propósitos medicinales, como agentes antitusígenos

354

Alvarado et al.


y antiespasmódicos y antiasmáticos; en infecciones bronquiales y afecciones pulmonares (Šamaj et al. 1999). Todo ello debido a la presencia de las naftoquinonas, metabolitos secundarios normalmente sintetizados y acumulados en varias especies de Drosera (Culham & Gornall 1994, Zenk et al. 1969). Entre las naftoquinonas más importantes tenemos la plumbagina y la 7-metiljuglona (Finnie & van Staden 1993), las que fueron es-tudiadas en diferentes especies de Drosera como marcadores qui-miotaxonómicos (Culham & Gornall 1994, Zenk et al. 1969). Estas naftoquinonas, además, tienen propiedades antivirales, antibacterianas, antifúngicas, anticancerígenas, antileprósicas y antiescleróticas (Šamaj et al. 1999).

Por estas razones en el presente trabajo se ha estudiado la actividad inhibitoria del extracto crudo metanólico de plantas micropropagadas in vitro de D. capillaris sobre Mycobacterium tuberculosis causante de la tuberculosis.

Material y métodosMaterial biológico.- El material vegetal fue colectado en

setiembre de 1988 en el Valle del Cauca, Cali (Colombia) e introducido en condición in vitro en la Unidad de Recursos Genéticos del Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT), Cali. En tal condición fue transferido por el Dr. Gui-llermo E. Delgado Paredes al Laboratorio de Cultivo de Tejidos y Recursos Genéticos de la Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo (UNPRG), Lambayeque (Perú), donde se conserva por subcultivos anuales. La especie fue identificada como Drosera capillaris Poir. consultando el trabajo sobre Droseraceae del Brasil (Silva & Giulietti 1997) y verificado por la especialista en Droseraceae, Dra. Tania R.S. Silva, del Instituto de Biociências de la Universidad de São Paulo (Brasil). Muestras herborizadas han sido depositadas en el Herbario Pedro Ruiz Gallo de la Facultad de Ciencias Biológicas de la UNPRG.

El material microbiológico estuvo constituido por cinco cepas de Mycobacterium tuberculosis, aisladas, identificadas y codifica-das (C1, C2, C3, C4 y C5) en el Área de TBC del Laboratorio de Micobacterias (Laboratorio de Referencia Regional en Salud Pública, Lambayeque, Perú).

Micropropagación.- Plantas adultas in vitro de D. capillaris, de 10 – 12 meses de edad, fueron utilizadas en el proceso de micropropagación. Los explantes estuvieron constituidos por pequeñas plántulas con 5 – 10 hojas y hojas adultas individua-les de 15 mm de longitud; y fueron cultivados, en condiciones asépticas, en frascos de vidrio transparentes conteniendo el medio de cultivo conformado por las sales minerales MS (Murashige & Skoog, 1962), las vitaminas tiamina.HCl 1 mg/L y m-inositol 100 mg/L, los reguladores de crecimiento ácido naftalenacético (ANA) y ácido giberélico (AG3) 0,02 mg/L, respectivamente, y sacarosa 2%. El pH del medio de cultivo fue ajustado en 5,8 ± 0,1 con NaOH y HCl 0,5N, respectivamente, antes de la gelificación con phytagel 0,3%. La esterilización se realizó en autoclave a 120 oC de temperatura y 15 lbs/pulg2 de presión durante 20 minutos.

Obtención del extracto.- Plantas in vitro de 10 – 12 meses de edad fueron deshidratadas a temperatura ambiente bajo sombra durante 24 h y luego secadas a estufa a 40 oC por 48 h; posterior-mente, fueron molidas en mortero de porcelana hasta constituir un polvo fino; 54 g de esta masa fue sometida a extracción con metanol (MeOH) por dos veces consecutivas con permanencia del solvente por 48 h; después del filtrado y evaporado el solven-

te, el extracto crudo metanólico fue recuperado con cloroformo ante la dificultad de su recuperación con MeOH.

Análisis por cromatografía a gas.- El extracto crudo metanólico fue analizado en el Laboratorio de Química de la Universidad Estadual de Londrina, Paraná (Brasil), utilizando el sistema de cromatografía a gas (Budzianowsky 1995). El equipo utilizado fue un cromatógrafo a gas detector FID-SHIMADZU modelo GC. 17-D; columna HP-5, estableciéndose las siguien-tes condiciones de corrida: Inyector: 300 oC, detector: 300 oC, columna: 200 oC/2 min, temperatura final: 320 oC – 10 oC/min, volumen de corrida: 2,7 mL/min, solvente: hexano, gas de arrastre: helio, tiempo de corrida: 30 min y patrones utilizados: plumbagina (5-hidroxi-2-metil-1,4-naftoquinona) y algunos compuestos hidrocarbonados de cadena larga.

Determinación de la actividad inhibitoria de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de D. capi-llaris.- Para la preparación de la suspensión Mycobacterium tuberculosis y diluciones con una espátula esterilizada se tomo el mayor número de colonias de las cepas y se colocaron en la pared interna de tubos de ensayo que contenían 5 mL de agua destilada esterilizada; se trituraron y mezclaron las colonias con una bagueta esmerilada esterilizada hasta obtener una sus-pensión homogénea; se dejó reposar durante 30 - 60 segundos hasta sedimentar y luego se tomó el sobrenadante y ajustó la turbidez de la suspensión (suspensión madre) comparando con el patrón de turbidez que contiene 1 mg/mL de masa bacilar. Se prepararon diluciones al décimo de 10-1 a 10-6 seleccionándose las diluciones 10-3, 10-5 y 10-6.

Las soluciones de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de D. capillaris fueron preparadas tomando 312,5; 625 y 1 250 mg del extracto crudo metanólico y diluidos en 10 mL de cloroformo como volumen final; posteriormente, cada solución fue agregada a 250 mL del medio de cultivo Lowens-tein–Jensen (L-J), obteniéndose las concentraciones de 1,25; 2,5 y 5 mg/mL, respectivamente; luego se dispensó en tubos de ensayo tapa rosca a razón de 6 mL por tubo de ensayo; se llevó al coagulador a 85 oC por 45 minutos y finalmente a control de esterilización con las tapas ligeramente flojas a 37 oC/24 h.

El proceso de siembra de M. tuberculosis se realizó en una cámara de seguridad biológica tipo II clase A, estableciéndose tres series de dilución: 10-3, 10-5 y 10-6, eliminándose previamente el líquido condensado en el medio de cultivo. De cada una de las diluciones indicadas, se sembró 0,2 mL de la dilución en las siguientes réplicas: 2 tubos de ensayo con medio de cultivo L-J sin extracto crudo (control), 4 con medio de cultivo L-J con cloroformo (blanco), 5 con medio de cultivo L-J con extracto acuoso, 3 con medio de cultivo L-J con la fracción clorofórmica del extracto metanólico 1,25 mg/mL, 3 con medio de cultivo L-J con la fracción clorofórmica del extracto metanólico 2,5 mg/mLy 3 con medio de cultivo L-J con la fracción clorofórmica del extracto metanólico 5 mg/mL. Estos tubos de ensayo fueron inicialmente mantenidos en posición horizontal, con rotación suave para distribuir homogéneamente la suspensión en la su-perficie del medio de cultivo; luego se llevaron a estufa a 37 oC.

Lectura e interpretación de resultados.- Las lecturas se realizaron a las 4 y 6 semanas de instalado el experimento. En el caso de los tubos de ensayo control la media de las colonias contadas indicó el número de bacilos sembrados. En el caso de

355



los tubos de ensayo con extracto crudo se parte del hecho de que la suspensión madre de la cepa en estudio contiene 1 mg/mL de masa bacilar; sin embargo, la cantidad de bacilos en 1 mg de masa bacilar varía considerablemente de una cepa a otra, variación que puede ser de uno – cien millones de gérmenes/mL, por lo que fue necesario sembrar las diluciones 10-3 y 10-5. El procedimiento está resumido en la figura 1.

Determinación de la Concentración mínima inhibitoria (CMI) y CMI90.- Se determinaron los valores CMI y CMI90, teniendo en cuenta la concentración más baja del extracto crudo capaz de inhibir el crecimiento visible de M. tuberculosis después del periodo de incubación y la concentración del extracto capaz de inhibir el 90% del crecimiento bacteriano, respectivamente (Andrews 2001).

Diseño experimental y análisis estadístico.- Se utilizó el diseño de contrastación de hipótesis con estímulo creciente (Goode & Hatt 1986) donde las cepas de M. tuberculosis fue-ron los grupos experimentales a las que se enfrentó diferentes concentraciones de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de D. capillaris. En el análisis estadístico de los datos se realizó el análisis de varianza así como las pruebas de comparaciones múltiples de Tukey con un nivel de significación de 0,05%.

Resultados La propagación clonal in vitro de D. capillaris se realizó

utilizando como explantes hoja y planta íntegra. En el primer caso se formaron 5 – 10 brotes por explante siguiendo el modelo de organogénesis directa, es decir, sin formación de callo, que luego de 6 meses de cultivo las plantas alcanzaron una altura promedio de 3 cm, y en el segundo caso se formaron nuevas plantas a partir de las yemas axilares que alcanzaron una altura promedio de 4 – 5 cm en el lapso de 6 meses. En ambos casos las plantas formadas desarrollaron un óptimo sistema radicular, quedando habilitadas para su eventual transferencia a condicio-nes de invernadero.

El análisis cromatográfico mostró 8 picos claramente dife-renciados, correspondiendo a diferentes sustancias, tal como lo indican sus particulares tiempos de retención. El pico de interés fue el 2, correspondiendo a la plumbagina, con un tiempo de retención de 3,76 min; los otros picos (3 – 8) correspondieron a otras sustancias hidrocarbonadas de cadena larga de 18, 20, 24, 26, 27 y 32 carbones (Figura 2).

4 semanas

6 semanas

Cepas de Mycobacterium tuberculosis

Estandarización: Mc Farland 1

Sembrado a partir de las diluciones: 10-3, 10-5 y 10-6, en los tubos de ensayo con medio de cultivo Lowenstein-Jensen

Incubación a 37 oC

Primera lectura

Segunda lectura

Figura 1. Flujograma en el proceso de siembra de Mycobacterium tuberculosis en medio de cultivo Lowenstein-Jensen suplementado con diferentes concentraciones de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de plantas in vitro de Drosera capillaris.

H

OH

O

O

CH3

Plumbagina

1 2 3 4

56 7

8

mV

40

20

0

0 10 20 30 min

PKNo Time Area Height Conc1 1,063 9388 5009 6,01992 3,762 19228 6302 12,33013 6,353 19157 4614 12,28424 8,071 13459 2533 8,63045 11,868 32014 7074 20,52846 14,082 4452 987 2,8557 14,510 5612 1061 3,59878 19,494 52637 5170 33,7533

155947 32750 100,0000

Figura 2. Perfil fitoquímico del extracto crudo metanólico de plantas de Drosera capillaris después de 12 meses de cultivo in vitro.

Cepasa Tratamiento (mg/mL)

Promedio de colonias

(No)

Porcentaje (%)

Inhibición Resistencia

C1

0,0 2401,25 79,7 66,8 33,22,5 56,0 76,7 23,35,0 56,0 76,7 23,3

C2

0,0 252,51,25 101,0 60,0 40,02,5 30,0 88,1 11,95,0 17,3 93,1 6,9

C4

0,0 3251,25 195,0 40,0 60,02,5 35,5 89,1 10,95,0 52,7 83,8 16,2

Tabla 1. Efecto inhibitorio in vitro de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de plantas in vitro de Drosera capillaris (tra-tamiento) sobre Mycobacterium tuberculosis (Promedio de colonias).

aLas cepas C3 y C5 fueron excluidas en la evaluación puesto que no desarro-llaron el número mínimo de 200 colonias.

356

Alvarado et al.


Los resultados del efecto de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de D. capillaris sobre M. tuberculosis se muestra en la Tabla 1, observándose que la inhibición en el crecimiento bacteriano fue modulada por el factor cepa y el factor concentración. Las cepas C3 y C5 fueron excluidas en la evaluación puesto que no desarrollaron el número mínimo de 200 colonias en el testigo, tal como lo recomienda la metodología utilizada (OPS, 1986), por tanto, únicamente fueron evaluadas las cepas C1, C2 y C4. En estas cepas, conforme se incrementaba la concentración del extracto (1,25; 2,5 y 5 mg/mL) el porcen-taje de inhibición también se incrementaba, desde 40% en la concentración 1,25 mg/mL para la cepa C4 hasta 93,1% en la concentración 5 mg/mL para la cepa C2. La prueba de Tukey, con 0,05 de significación indicó que las concentraciones 2,5 y 5 mg/mL fueron estadísticamente significativas y, asimismo, exhibieron la mayor capacidad de inhibición en el crecimiento de M. tuberculosis (Tabla 2).

La CIM para las cepas C1 y C2 fue 1,25 mg/L en tanto que la CIM90 para las cepas C2 y C4 fueron 5 y 2,5 mg/L, respec-tivamente (Tabla 3).

DiscusiónUna de las aplicaciones más importantes y prácticas del cultivo

de tejidos vegetales es la micropropagación cuyos fundamentos fueron establecidos por Murashige (1974). En el caso de Dro-sera, varios autores han realizado trabajos en cultivo de tejidos utilizando como explantes semillas, hojas, ápices, raíces y flores, en medio de cultivo MS (Murashige & Shoog 1962) y en varias combinaciones de las auxinas ácido indol-3-acético (AIA) y ANA con la citocinina benziladenina (BA), en bajas concentra-ciones (Šamaj et al. 1999); sin embargo, en nuestro trabajo, la auxina ANA 0,02 mg/mL no fue suplementada con citocinina alguna sino con AG3 0,02 mg/mL, alcanzando altos niveles de brotamiento y elongación de brotes y hojas. Adicionalmente, a la micropropagación, la utilización de otras técnicas del cultivo de tejidos, como la inducción de callos y el establecimiento de suspensiones celulares (Danelutte et al. 2005), abren la posibi-lidad de inducir la producción en gran escala de determinados metabolitos secundarios no solamente conocidos sino también

inéditos en condiciones naturales, sin necesidad de depredar la especie en su ambiente natural y más aún cuando se utilizan partes sensibles de la planta como en el caso raíces.

Numerosos estudios fitoquímicos han demostrado que varias especies de Drosera sintetizan dos grupos principales de metabo-litos secundarios: naftoquinonas y flavonoides, tanto en plantas de campo como en plantas micropropagadas in vitro (Culham & Gornall 1994, Zenk et al. 1969, Budzianowsky et al. 1993). Las naftoquinonas son compuestos que pertenecen a la familia química de los fenilpropanos de estructura C6 – C1 + C5. En Drosera destacan la plumbagina y la 7-metiljuglona, biosinteti-zadas a partir de la tirosina en la ruta del acetato-polimanolato (Durand & Zenk 1971, 1976); sin embargo, también han sido identificadas otras naftoquinonas consideradas menores como droserona, hidroxidroserona, droserona-5-glucósido, rosoloside e hidroxidroserona-5-glucósido y otras como biramentaceona y 2-metilnaftazarina-5-O-glucósido, consideradas artefactos producidos por extracción con solventes orgánicos (Šamaj et al. 1999). En nuestro trabajo, al igual que en plantas de campo de D. capillaris (Durand & Zenk 1976) y de D. natalensis (Crouch et al. 1990), solamente fue posible la identificación de plumbagina pero no de 7-metiljuglona, en tanto que ambas sustancias fueron identificadas en D. capensis (Crouch et al. 1990, Wawrosch et al. 1996) y D. intermedia (Budzianowsky et al. 1993, Bonnet et al. 1984) y en el caso de D. hilaris (Wawrosch et al. 1996), D. rotundifolia (Wawrosch et al. 1996, Bonnet et al. 1984) y D. spathulata (Budzianowsky et al. 1993), únicamente se identificó 7-metiljuglona. Respecto a los flavonoides, si bien es cierto no se han reportado en nuestro trabajo, quercetina, hiperina, isoquer-citrina, astragalina y miricetina-3-ramnosida (Budzianowsky et al. 1993) han sido identificados en D. spathulata y D. intermedia.

Mycobacterium tuberculosis es una bacteriana con la habilidad para adquirir resistencia a múltiples antibióticos lo que conlleva a la ocurrencia de cepas multidrogoresistente (MDR-TB) como resultado de un tratamiento inconsistente o parcial a lo que se suma la escasa colaboración del paciente; ello determina la necesaria utilización de drogas de segunda línea anti-TB, tales como aminoglicósidos, polipéptidos, fluoroquinolonas, etio-namida y ácido ρ-aminosalicílico (Gibbons 2008). En efecto -y como es de deducir-, el tratamiento de la tuberculosis se basa en conceptos muy distintos a los de las demás infecciones bacterianas (Coll 2003). Mycobacterium tuberculosis tiene un tiempo de generación prolongada y la capacidad para entrar en periodos de latencia con una actividad metabólica limitada, lo cual dificulta la acción de los antimicrobianos. La bacteria presenta una resistencia natural a numerosos antibacterianos, por el hecho de poseer una pared compleja, muy hidrófoba, con una permeabilidad reducida para un gran número de compuestos (Jarlier & Nikaido 1994). Al respecto, estudios genéticos han demostrado que la resistencia a los fármacos antituberculosos se debe a mutaciones cromosómicas espontáneas en los genes que codifican la diana del fármaco o enzimas implicadas en la activación del fármaco (Somoskovi et al. 2001). En tal sentido, se ha descrito la ocurrencia de enzimas modificantes como las betalactamasas (Kwon et al. 1995) o sistemas de eflujo (Cole et al. 1998), derivados de plantas, entre las que podemos contar a D. capillaris, que inhiben los mecanismos efluyentes de resistencia a los antibióticos bacterianos (Gibbons 2008).

Se considera que la acción del extracto crudo de D. capillaris

Orden de Mérito

Concentración (mg/mL)

Inhibición en el crecimiento

(%)

Significación (0,05)

1 1,25 55,6 a2 2,5 83,9 b3 5,0 84,5 b

Tabla 2. Prueba de significación de Tukey (p<0,05) para tres cepas de Mycobacterium tuberculosis frente a diferentes concentraciones de la fracción clorofórmica del extracto crudo de plantas in vitro de Drosera capillaris.

Cepas CIM (mg/mL) CIM90 (mg/mL)

C1 1,25 NDC2 1,25 5,0C4 ND 2,5

Tabla 3. Concentración Inhibitoria Mínima (CIM) y CIM90 de la fracción clorofórmica del extracto crudo metanólico de plantas in vitro de Dro-sera capillaris sobre Mycobacterium tuberculosis. ND, no determinado.

357



sobre M. tuberculosis se realiza en la capa de lípidos de la pared celular, que es disuelta por la plumbagina, que ingresa al cito-plasma por difusión a través del peptidoglicano; asimismo, la eventual presencia de flavonoides (Budzianowsky et al. 1993, Schölly & Kapetanidis, 1989), contribuiría a degradar los lípidos de la pared celular bacteriana, propiciando la formación de poros y alterando la permeabilidad de la misma, lo que facilitaría la entrada de la plumbagina al citoplasma produciendo un ingreso desordenado de sustancias tóxicas y la salida de sustancias nece-sarias para la célula. Adicionalmente, una vez en el interior, la plumbagina seguiría actuando sobre las enzimas de la célula al reaccionar con los radicales SH y NH2, causando su completa inactivación y de esta manera obstaculizando su actividad enzi-mática (Walker 2000).

La utilización del extracto crudo de la planta tendría ciertas ventajas sobre la utilización de metabolitos secundarios puros puesto que se minimizaría el riesgo de inducir resistencia, ade-más, que el uso de extractos heterogéneos de toda la biomasa de la planta podría inducir un efecto sinergístico sobre algún organismo específico (Leatemia & Isman 2004). Al respecto, estudios realizados sobre la actividad biocida de extractos crudos comparando con sustancias puras (piperamidas), obtenidas de Piper tuberculatum, han demostrado un efecto más potente del extracto crudo sobre Aedes atropalpus (Scott et al. 2002) y Anticarsia gemmatalis (Navickiene et al. 2007), respectivamente, que cuando se utilizaron sustancias puras, aún en combinaciones binarias, terciarias y cuaternarias.

AgradecimientoAl Br. Alexander Huamán Mera, por su asistencia técnica en

la preparación del manuscrito.

Literatura citadaAndrews J.M. 2001. Determination of minimum inhibitory concen-

trations. J. Antimicrob. Chemother. 48 (Suppl. 1): 5-16.Asencios L., N. Quispe, A. Mendoza-Ticona, E. Leo, L. Vásquez,

O. Jave&C.Bonilla. 2009.VigilanciaNacional de laresistenciaamedicamentosantituberculosos,Perú2005-2006. Rev Peru Med Exp Salud Publica 26(3): 278-87.

Aziz M.A., A. Wright, A. Lazlo, A. De Muynck, F. Portaels, A. Van Deun, C. Wells, P. Nunn, L. Blanc & M. 2006. Ravi-glione. Epidemiology of antituberculosis drug resistance (theGlobalProjectonAnti-tuberculosisDrugResistanceSurveillance) an update analysis. The Lancet 368:2142-54.

BonillaC.2008.SituacióndelatuberculosisenelPerú.ActaMedPer 25(3) 163-170

BonnetM.,M.Coumans,M.Holfinger,J.L.Ramaut&T.Gaspar.1984.High-performancegaschromatographyof1,4-na-phtoquinones from Droseraceae. Chromatograph. 18: 621-622.

BrakoL.&J.L.Zarucchi.1993.CatalogueoftheFloweringPlantsand Gymnosperms of Peru. Missouri Botanical Garden. St. Louis, Missouri.

BudzianowskyJ.1995.NaphtoquinonesofDroseraspathulatafromin vitro cultures. Phytochemistry 40: 1145-1148.

BudzianowskyJ.,L.Skrypczak,K.Kukulczanka.1993.Phenoliccompounds of Drosera intermedia and Drosera spathulata from in vitro cultures. Acta Hortic. 330: 277-280.

ColeS.T.,R.Brosh,J.Parkhill,etal.1998.Decipheringthebiologyof Mycobacterium tuberculosis from the complete genome sequence.Nature393:537-544.

Coll P. 2003. Fármacos con actividad frente a Mycobacterium tu-berculosis.Enferm.Infecc.Microbiol.Clin.21:299-308.

CronquistA.1988.TheEvolutionandClassificationofFloweringPlants.SecondEditionUSA.NewYorkBotanicalGarden.555 pp.

CrouchI.J.,J.F.Finnie&J.vanStaden.1990.Studiesontheisolationof plumbagin from in vitro and in vivo grown Drosera species. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 21: 78-82.

CulhamA.&R.J.Gornall.1994.The taxonomic significanceofnaphthoquinones in the Droseraceae. Biochem. System. Ecol. 22: 507-515.

Danelutte AP, Costantin MB, Delgado GE, Braz-Filho, R, Kato MJ. 2005. Divergence of secondary metabolism in cell suspen-sion cultures and differentiated plants of Piper cernuum and P. crassinervium. J. Braz. Chem. Soc. 16(6B): 1425-1430.

Durand R.&M.H. Zenk. 1971. Biosynthesis of plumbagin(5-hydroxy-2-methyl-1,4-naphtoquinone) via the acetate pathwayinhigherplants.TetrahedronLett.32:3009-3012.

DurandR.&M.H.Zenk.1976.Thebiosynthesisof thenaphto-quinone7-Dmethyljuglone.Biochem.Physiol. PLanz.169:213-217.

FinnieJ.F.&J.vanStaden.1993.Droseraspp.(Sundeaw):micro-propagation and the in vitro production of plumbagin. In: Biotechnology in Agriculture and Forestry. Medicinal and AromaticPlantsXI.Y.P.S.Bajaj(ed.).Springer-Verlag,Berlin. 24: 164-167.

Gibbons S. 2008. Phytochemicals for bacterial resistance – strengths, weaknessesandopportunities.PlantaMed.74:594-602.

GoodeW.J.&P.K.Hatt.1986.MétodosdeInvestigaciónSocial.Décima cuarta edic. Ed. Trilla, México. 236 p.

JarlierV.&H.Nikaido.1994.Mycobacterialcellwall:Structureandrole in natural resistance to antibiotics. FEMS Microbiol. Lett. 123: 11-18.

JaveO.2009.Investigandoentuberculosis.¿Dóndeestamos,quiénossomos, hacia dónde nos dirigimos?. Rev Peru Med Exp Salud Publica 26(3): 276-77.

KwonH.H.,H.Tomioka&H.Saito.1995.Distributionandcharac-terization of beta-lactamases of mycobacteria and related organisms. Tuber. Lung Dis. 76: 141-148.

Leatemia J. & B. Isman. 2004. Toxicity and antifeedant activity of crude seed extract of Annona squamosa (Annonaceae) against lepidopteran pests and natural enemies. Int. J. Trop. Insect Sci. 24: 150-158.

MurashigeT.&F.Skoog.1962.Arevisedmediumforrapidgrowthand bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15:473-479.

MurashigeT.1974.Plantpropagationthroughtissueculture.Ann.Rev. Plant Physiol. 25: 135-166.

Navickiene H.M.D., J.E. Miranda, S.A. Bortoli, M.J. Kato, V. da S. Bolzani & M. Furlan. 2007. Toxicity of extracts and iso-butyl amides from Piper tuberculatum: potent compounds with potential for the control of the velvetbean caterpillar, Anticarsiagemmatalis.PestManag.Sci.63:399-403.

OPS(OrganizaciónPanamericanadelaSalud).1986.ManualdeNormas y Procedimientos Técnicos para la Bacteriología de la Tuberculosis. Nota Técnica No 28. 42 p.

ŠamajJ.,M.Blehová,A.Repčák,A.Ovečka&M.Bobák.1999.Drosera species (sundew): In vitro culture and the produc-tion of plumbagine and other secondary metabolites. In: Biotechnology in Agriculture and Forestry. Medicinal and AromaticPlantsXI.Y.P.S.Bajaj(ed.).Springer-Verlag,Berlin. 43: 105-135.

SchöllyT.&Kapetanidis I. 1989.Flavonol andnaphthoquinoneglycosides of Drosera rotundifolia. Planta Med. 55: 611-612.

Scott I.M., E. Puniani, T. Durst, et al. 2002. Insecticidal activity of Piper tuberculatum Jacq. Extracts: synergistic interaction of piperamides. Agr. Forest Entomol. 4: 137-144.

358

Alvarado et al.


SilvaT.R.&A.M.Giulietti.1997.LevantamentodasDroseraceaedo Brasil. Bolet. Bot. Univ. São Paulo. 16: 75-105.

SimolaI.K.1978.Theeffectofseveralaminoacidsandsomeinorga-nic nitrogen sources on the growth of Drosera rotundifolia inlongandshort-dayconditions.Z.Pflazenphysiol.90:61-68.

SomoskoviA.,L.M.Parsons&M.Salfinger.2001.Themolecularbasis of resistance to isoniazide, rifampicin, and pyrazi-namide in Mycobacterium tuberculosis. Respir. Res. 2: 164-168.

TiconaE.2009.Tuberculosis:¿Seagotóelenfoquebiomédico?.RevPeru Med Exp Salud Publica 26(3): 273-75.

Walker TS. 2000. Microbiología. Mc Graw-Hill Interamericana. México. 513 pp.

WawroschC., J.Markotai,B.Steinberger&B.Kopp. 1996. Invitro – Vermehrung von Sonnentau- Arten. Sci. Pharm. 64: 621-622.

WHO (World Health Organization). 2006. WHO report global tuberculosis control surveillance, planning, financing.World Health Organization (WHO/HTM/TB/2006.362). Geneva. 246 pp.

ZenkM.H.,M. Fubringer&W.Steglich. 1969.Ocurrence anddistribution of 7-metiljuglone and plumbagine in theDroseraceae.Phytochemistry8:2199-2200.

359

Agentes etiológicos que afectan los langostinos silvestres en Tumbes



Prevalencia y distribución de los principales agentes etiológicos que afectan los langostinos silvestres en Tumbes, Perú

Rubén Alfaro Aguilera1*, Mervin Guevara Torres1, Isaías Gonzales Chávez1

Prevalence and distribution of the principal etiologic agents that affecting wild shrimps from Tumbes, Peru

1 Laboratorio de Sanidad Acuícola, Instituto del Mar del Perú- IMARPE, Sede Tumbes, Panamericana Norte Km. 1249, Zorritos, Tumbes, Perú.

E-mail Rubén Alfaro: [email protected]


ResumenSe determinó la prevalencia y distribución de diferentes agentes patógenos en langostinos silvestres, en la zona de esteros de la Región Tumbes - Perú, entre marzo y diciembre de 2009. Los canales de marea considerados en este estudio fueron: Boca del Río Tumbes, El Alcalde, Jelí, El Bendito, Envidia, Soledad y Algarrobo. Se colectó un total de 1926 langostinos entre juveniles y pre-adultos de las especies Litopenaeus vannamei, L. stylirostris y Farfantepenaeus californiensis. Utilizando la técnica de la PCR, se detectó la presencia de los patógenos NHPB (0,62%), IHHNV (0,31%), BP (1,61%) y WSV (2,75%); no se encontró infección por TSV. Las tres especies en estudio fueron positivas a WSV y BP, presentándose la mayor prevalencia de infección por WSV (2,98%) en la especie L. stylirostris y por BP (2,66%) en L. vannamei. La NHPB fue detectada en las especies L. vannamei y L. stylirostris con 0,77% y 0,43% de prevalencia respectivamente. Se obtuvo una prevalencia de 0,52% para IHHNV en L. vannamei. Las más altas prevalencias de las infecciones por WSV, BP, NHPB e IHHNV se registraron en los canales de marea El Alcalde (10,79%), Algarrobo (4,51%), Envidia (2,26%) y Jelí (5,05%). Los datos señalan la presencia constante de diversos patógenos virales y bacterianos en diferentes especies de peneidos y su amplia distribución a lo largo del litoral tumbesino, lo que constituye un riesgo potencial para el desarrollo de la acuicultura en la región, y podría afectar las poblaciones naturales de langostinos.

Palabras Clave: Prevalencia, WSV, IHHNV, BP, enfermedades langostinos.

AbstractPrevalence and distribution of different pathogens of wild shrimp in the tidal channels of the Region Tumbes - Peru, during March to December 2009. The tidal channels considered in this study were: Boca del Rio Tumbes, El Alcalde, Jelí, El Bendito, Envidia, Soledad and Algarrobo. We collected a total of 1926 shrimps between juvenile and pre-adults of the species Litopenaeus vannamei, L. stylirostris y Farfantepenaeus californiensis. Using the PCR technique, detected the presence of pathogens NHPB (0.62%), IHHNV (0.31%), BP (1.61%) and WSV (2.75%); no infection was found by TSV. The three species studied were positive for WSV and BP showed the highest prevalence of WSV infection (2.98%) in the species L. stylirostris and BP (2.66%) in L. vannamei. The NHPB was detected in the species L. vannamei, L. stylirostris to 0.77% and 0.43% prevalence respectively. There was a prevalence of 0.52% for IHHNV in L. vannamei. The highest prevalence of infec-tions WSV, BP, NHPB and IHHNV were recorded in the tidal channels El Alcalde (10.79%), Algarrobo (4.51%), Envidia (2.26%) and Jelí (5.05%) respectively. Data showed that the constant presence of various pathogens in different penaeid species and their wide distribution along the coast Tumbes, which could produce an impact on wild stocks of shrimp and being a potential risk for development of aquaculture in the region.

Keywords: Prevalence, WSV, IHHNV, BP, shrimp diseases.

IntroducciónLa actividad de cultivo de langostinos o camarones peneidos

en el Perú está concentrada en la región Tumbes, en ambientes aledaños al ecosistema de manglares y esteros. Se ha demostrado que muchos patógenos que causan enfermedades en los sistemas de cultivo provienen de poblaciones naturales, de las mismas especies o de especies emparentadas a las cultivadas. Así mismo, las enfermedades de las especies en cultivo, también pueden afectar a las poblaciones naturales poniendo en riesgo su estatus sanitario (Raynard et al. 2007).

Los langostinos peneidos tanto silvestres como de cultivo, son afectados por diversos agentes patógenos, principalmente de naturaleza viral y bacteriana. Las infecciones virales son consideradas las más importantes desde el punto de vista epi-demiológico, causando pérdidas significativas en la producción de langostinos en todo el mundo.

Una de las enfermedades de peneidos más letales, es la pro-ducida por el virus de la mancha blanca (white spot syndrome virus, WSV o WSSV), que además afecta varias especies de crustáceos decápodos de ambientes marinos, estuarinos y de agua dulce (Lo et al. 1996, Corbel et al. 2001, Chakraborty

et al. 2002, Sánchez-Martínez et al. 2007). Esta enfermedad puede producir mortalidades acumulativas en estanques de cultivo del 80 al 100% después de 7 a 10 días de la infección (Nakano et al. 1994).

El Baculovirus penaei (BP), es considerado enzoótico en pe-neidos silvestres del continente Americano y Hawai. Se tienen registros de su presencia en langostinos silvestres y de cultivo de varias regiones de la costa del Pacífico, desde Perú a México y en países como Brasil, Cuba y el sureste de los Estados Unidos (OIE 2006, Lightner 1996, Fajer et al. 1998). Son susceptibles a la infección por BP algunas especies de los géneros Litope-naeus, Farfantepenaeus y Penaeus (Lightner 1996); ha producido elevadas mortalidades en estadios de larvas y postlarvas, así como reducción de la alimentación y bajas tasas de crecimiento (Morales & Cuellar-Anjel 2008).

Otro agente patógeno que infecta a la mayoría de las especies de peneidos, es el virus de la necrosis hipodérmica y hemato-poyética infecciosa (IHHNV, Infectious hypodermal and hae-matopoietic necrosis virus), que produce infecciones graves en juveniles y pre-adultos de L. stylirostris; causando mortalidades masivas en esta especie (OIE 2006). En L. vannamei, la infec-

360

Alfaro et al.


ción por IHHNV es de tipo crónico, produciendo deformidad cuticular y crecimiento reducido e irregular (Lightner 1996). Este virus se encuentra distribuido a nivel mundial, tanto en langostinos silvestres como de cultivo (Morales & Cuellar-Anjel 2008). En el hemisferio occidental, ha sido descrito desde Perú a México, incluyendo Hawai, la Polinesia francesa y Nueva Caledonia; además, ha sido reportado en varios países de Asia y en el medio oriente (OIE 2006).

El virus del síndrome de Taura (TSV), apareció inicialmente en Ecuador en el año 1992, y ahora se encuentra distribuido en muchos países de América central, Sudamérica y Hawai (Lightner 1996). También, ha sido registrado hace algunos años en Taiwán y China, siendo el origen de la infección la especie L. vannamei procedente del hemisferio occidental (Lien et al. 2002). Se han documentado infecciones en poblaciones silvestres de L. vannamei, L. stylirostris y L. setiferus, siendo en los estadios posteriores a postlarvas 12 y juveniles de langostinos, las infeccio-nes más severas (Morales & Cuellar-Anjel 2008). La enfermedad producida por TSV presenta 03 fases bien definidas, una fase aguda en el cual se produce la mayor mortandad de langostinos; la fase de transición o recuperación y la fase crónica, donde los langostinos infectados no muestran síntomas de la enfermedad.

Entre los patógenos bacterianos de importancia, la NHPB (bacteria de la necrosis del hepatopáncreas) produce una enfer-medad severa, con mortalidades entre 20 a 90% en los sistemas de cultivo (Loy et al. 1996). Esta bacteria ha sido reportada solo en peneidos de América y ha sido reconocida en diferentes espe-cies, entre ellas: L. vannamei, L. aztecus, L. setiferus, L. stylirostris y F. californiensis.

Los patógenos seleccionados evaluados en esta investigación, tienen características comunes tales como generar pérdidas significativas de producción, afectar a poblaciones naturales de crustáceos acuáticos y presentar rápida propagación en pobla-ciones de cultivo.

En presente trabajo, se estudio la prevalencia y distribución de patógenos virales y bacterianos en peneidos silvestres en ambien-tes naturales aledaños a las zonas de cultivo de la Región Tumbes.

Material y métodosÁrea de estudio.- Se evaluaron seis canales de marea del

ecosistema de manglar de la Región Tumbes (Fig. 1), ubicados en las provincias de Tumbes y Zarumilla: Boca del Río Tumbes (3º30’28,92”S; 80º 29’49,86”W), El Alcalde (3º30’56,22”S; 80º26’36,12”W), Jelí (3º29’43,98”S; 80º22’28,98”W), El Bendito (3º26’59,76”S; 80º19’3,6”W), Soledad (3º27’31,86”S; 80º18’30,48”W) y Algarrobo (3º28’13,68”S; 80º17’53,34”W). Debido a la poca captura de langostinos para completar la muestra mínima requerida, a partir de junio hasta diciembre se incorporó al estudio el canal de marea Envidia (3º27’18,36”S; 80º18’45,42”W). Estos canales de marea, además de ser los más accesibles, se encuentran aledaños a las zonas de cultivo de langostinos y sirven como zona de captación de agua y descarga de efluentes por las empresas langostineras, lo que los hace de utilidad para este estudio.

Colecta de muestras.- Entre los meses de marzo a diciembre de 2009, se capturaron juveniles y pre-adultos de langostinos silvestres con periodicidad quincenal. La captura se realizó mediante lances de atarraya, hasta completar un mínimo de 20 ejemplares por canal de marea. Las muestras de langostinos obtenidas fueron etiquetadas y transportadas en hielo al Labo-ratorio de Sanidad Acuícola de la Sede IMARPE Tumbes. En el laboratorio, se tomaron datos individuales de los langostinos como peso, talla y alguna característica adicional externa de interés (flacidez, coloración rojiza, músculo blanco, deformidad o necrosis cuticular). Las branquias y hepatopáncreas fueron extraídos y conservados en etanol al 96% y almacenadas a -20 ºC, hasta su análisis respectivo.

Extracción de ácidos nucleicos.- Las extracciones de ADN se realizaron por individuo, utilizando el método estándar CTAB-DTAB (Gustincich et al. 1991), con modificaciones. En un microtubo de 1,5 mL se colocó 25 mg del tejido branquial y se agregó 600 µL de solución DTAB (dodeciltrimetilamonio bromuro 8%, NaCl 1,5 M, Tris HCl 100 mM pH 8,8 y EDTA 50 mM), a los tejidos de hepatopáncreas se añadió además 100 µL de EDTA 500 mM. Con la ayuda de un micromacerador de plástico se homogenizó el tejido, la mezcla fue incubada a 75 ºC por 5 min, después de lo cual se agregó 700 µL de

Figura 1. Ubicación geográfica de los canales de marea en estudio, en el ecosistema manglar de la Región Tumbes, Perú.

80.53º LW 80.48º LW 80.43º LW 80.38º LW 80.33º LW 80.28º LW

80.53º LW 80.48º LW 80.43º LW 80.38º LW 80.33º LW 80.28º LW 80.23º LW

3.58º LS

3.55º LS

3.53º LS

3.50º LS

3.48º LS

3.45º LS

3.43º LS

3.40º LS

TUMBES

ZARUMILLA

MAR DE GRAU

Boca del Río Tumbes

El AlcaldeJelí

El Bendito

SoledadAlgarrobo

Tumbes

Perú

81,0° W 80,5° W 80,0° W

Ecua

dor

Piura

Tumbes

Pto. Pizarro

Envidia

361



cloroformo HPLC, se mezcló en vortex y se centrifugó en una microcentrífuga a 12000 rpm por 5 min. El sobrenadante (250 µL) fue transferido a otro microtubo de 1,5 mL que contenía 100 µL de solución CTAB (5% cetiltrimetilamonio bromuro, 0,4 M NaCl) y 900 µL de agua destilada autoclavada; se mezcló, incubó a 75 ºC por 5 min y centrifugó a 12000 rpm por 10 min; el sobrenadante fue descartado y el pellet resuspendido en 150 µL de solución disolvente (NaCl 1,2 M) se incubó a 75 ºC por 5 min y se centrifugó a 12000 rpm por 5 min. Finalmente la solución fue transferida a un nuevo microtubo con 300 µL de etanol 95%, se mezcló y centrifugó nuevamente a 12000 rpm por 5 min, el pellet fue lavado con etanol al 75%, secado por 10 min y resuspendido con agua ultrapura.

Las extracciones de ARN se realizaron por grupos de 5 ejemplares, con el kit de extracción de ARN del Laboratorio IQ-2000TM (GeneReach Biotechnology Corp, Taiwan) siguiendo las indicaciones del fabricante.

Análisis por PCR.- Los cebadores específicos para los dife-rentes patógenos en estudio y sus productos de amplificación, se muestran en la Tabla 1. Las muestras fueron analizadas mediante la técnica de PCR simple para el descarte de la NHPB. Las re-acciones se realizaron en mezclas de 20 µL, con 2 µL de buffer Taq 10X (100 mM Tris-HCl pH 8,8, 500 mM KCl y 0,8% de Nonidet P-40), 1,5 mM de MgCl2, 0,125 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa recombinante (Fermentas Life Sciences, Lituania), 10 pmol de cada cebador y 2 µL de ADN extraído. El perfil de la PCR se realizó en un termociclador (9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA), este consta de 35 ciclos de 94 ºC por 30 s, 58 ºC por 30 s, 72 ºC por 1 min y una extensión final a 72 ºC por 5 min.

Para la detección del IHHNV, se preparó un volumen de reacción final de 20 µL, constituida por 2 µL de buffer Taq 10X, 2 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 150 ng de cada cebador y 2 µL de ADN extraído. El programa de la PCR (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA) consta de un ciclo a 94 ºC por 5 min, 35 ciclos de 95 ºC por 30 s, 55 ºC por 30 s, 72 ºC por 1 min y una extensión final a 72 ºC por 5 min.

El Baculovirus penaei fue analizado utilizando un volumen de reacción de 20 µL, constituido por 2 µL de buffer Taq 10X, 1,5 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 5 pmol de cada cebador y 2 µL de

ADN extraído. La PCR (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA) se realizó con un ciclo a 95 ºC por 5 min, 30 ciclos de 94 ºC por 30 s, 58 ºC por 45 s, 72 ºC por 45 s y una extensión final a 72 ºC por 5 min.

Se utilizó nested PCR para detección del WSV, siendo 50 µL el volumen final de cada reacción, constituido por 5 µL de buffer Taq 10X, 1,5 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 10 pmol de cada cebador y 1 µL de ADN extraído. La PCR fue realizada en un termociclador (Thermolyne Amplitron II, USA), el perfil de amplificación consta de un ciclo de 94 ºC por 5 min, seguido de 30 ciclos de 94 ºC por 30 segundos, 52 ºC por 30 segundos y 72 ºC por 45 segundos y una extensión final a 72 ºC por 5 minutos.

La detección del TSV se realizó con RT-PCR, la síntesis del ADN complementario (ADNc), se preparó siguiendo el proto-colo descrito por Fermentas Life Sciences (Lituania), utilizando para este fin 20 pmol de cebadores específicos y 2 µL de ARN extraído en un volumen final de 11 µL por cada microtubo de re-acción. Se procedió a incubar a 70 ºC por 5 min y posteriormente se agregó una mezcla de 20 µL con los siguientes componentes: 4 µL de buffer 5X (250 mM Tris-HCl pH 8,3, 250 mM KCl, 20 mM MgCl2, 50 mM DTT), 0,5 U de inhibidor de RNasa (Fermentas), 200 U de enzima RT M-MuLV (Fermentas), 1 mM de cada dNTPs y 13,7 µL de agua ultrapura.

La RT-PCR se efectuó mediante un ciclo a 42 ºC por 60 min y un ciclo a 70 ºC por 10 min (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA). La PCR se realizó en un volumen final de 20 µL, utilizándose 2 µL de buffer Taq 10X, 2,5 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa (Fermentas), 10 pmol de cada cebador y 2 µL de ADNc. El programa de amplificación constó de un ciclo a 94 ºC por 5 min, seguido de 30 ciclos de 94 ºC por 30 segundos, 60 ºC por 30 segundos y 72 ºC por 45 segundos y una extensión final a 72 ºC por 5 minutos.

Los productos de amplificación fueron verificados por elec-troforesis (TAE 1X), en geles de agarosa al 1%, teñidos con bromuro de etidio (0,5 ug/mL) y por electroforesis en TAE 1X.

Análisis de datos.- Los datos fueron procesados en el pro-grama Working in Epidemiology (de Blas 2006, http://www.winepi.net/), con un nivel de confianza del 95%. La distribución de los diferentes patógenos fue procesada en la hoja de cálculo Microsoft Office Excel y en el programa Surfer.

Patógeno Cebador Secuencia Producto Referencia

NHPBpf-1 5’ ACG TTG GAG GTT CGT CCT TCA G 3’ 441 pb Loy et al. 1996pr-2 5’ TCA CCC CCT TGC TTC TCA TTG T 3’

IHHNV77012F 5’ ATC GGT GCA CTA CTC GGA 3’ 356 pb OIE 200677353R 5’ TCG TAC TGG CTG TTC ATC 3’

BPBPA 5’ GAT CTG CAA GAG GAC AAA CC 3’ 560 pb OIE 2006BPB 5’ ATC GCT AAG CTC TGG CAT CC 3’

WSV1 rx

146F1 5’ ACT ACT AAC TTC AGC CTA TCT AG 3’ 1.447 pb OIE 2006146R1 5’ TAA TGC GGG TGT AAT GTT CTT ACG A 3’

2 rx146F2 5’ GTA ACT GCC CCT TCC ATC TCC A 3’ 941 pb OIE 2006146R2 5’ TAC GGC AGC TGC TGC ACC TTG T 3’

TSV9992F 5' AAG TAG ACA GCC GCG CTT 3' 231 pb OIE 20069195R 5' TCA ATG AGA GCT TGG TCC 3'

Tabla 1. Relación de cebadores específicos para cada patógeno evaluado y productos de amplificación de la PCR.

362

Alfaro et al.


ResultadosPrevalencia.- Un total de 1926 langostinos de las especies L.

vannamei, L. stylirostris y F. californiensis fueron colectados (Tabla 2). La mayoría de especímenes capturados presentaron aparente buen estado de salud y los signos de enfermedad observados en algunos casos fueron coloración rosada del cuerpo, opacidad difusa y lechosa del músculo, expansión de cromatóforos del epitelio cuticular, urópodos rojos, branquias oscuras o necrosis multifocal en cutícula.

Las mayores prevalencias obtenidas, corresponden a los patógenos WSV (2,75%) y BP (1,61%), sin obtenerse resultados positivos al TSV (Tabla 3). Teniendo en cuenta la población en estudio, se estimaron las prevalencias máximas y mínimas de cada uno de los patógenos enzoóticos de la zona en estudio (Fig. 2).

Se observó que las especies L. vannamei y L. stylirostris son infectados por WSV, BP y NHPB; sólo L. vannamei es infectado por IHHNV. En F. californiensis, se encontró a los virus BP y WSV con valores de prevalencia iguales (1,72%) (Fig. 3).

Los valores de prevalencia puntual máxima para WSV se encontraron en la última quincena de junio (10,17%) y prim-era quincena de julio (16,30%) y los más bajos entre los meses de setiembre a diciembre (0,00 a 2,08%). La NHPB presentó un comportamiento similar al WSV, presentándose brotes de infección por esta bacteria en la época de menores temperaturas (4,62%). El BP mantiene valores constantes entre los meses de marzo a mayo, pero desde setiembre hasta noviembre se regis-tra su valor más alto de prevalencia (7,56%). El IHHNV fue detectado en el mes de setiembre (0,67%), y alcanzó su mayor prevalencia en el mes de diciembre con 5,71% (Fig. 4).

Distribución geográfica.- En los canales de marea en estudio,

no se encontraron todos los patógenos evaluados. Se obtuvo muestras positivas al WSV en seis de las zonas monitoreadas, siendo el canal de marea El Alcalde la zona con mayor número de muestras positivas a este patógeno; en el canal de marea Envidia no se registró su presencia (Fig. 5a). El IHHNV se presentó sólo en los canales de marea Jelí (5,05%) y Envidia (0,38%) (Fig. 5b). Las mayores prevalencias para BP fueron obtenidas en los canales de marea El Bendito y Algarrobo con 3,21% y 4,51% respectivamente (Fig. 5c).

DiscusiónEn el Perú, específicamente la zona noroccidental, donde se

desarrolla el cultivo de langostinos, es considerada por muchos investigadores área enzóotica de diversas enfermedades que causan pérdidas significativas en la producción. Los agentes infecciosos de mayor relevancia en el Perú según su aparición en el tiempo comprenden a BP, IHHNV, NHPB, TSV y WSV (Dirección Regional de Pesquería de Tumbes: Estadísticas de pro-ducción 2003. Documento interno, datos no publicados). Las especies L. vannamei, L. stylirostris y F. californiensis, nativas de los canales de marea o esteros de Tumbes, presentan una elevada susceptibilidad a estos patógenos, sumándose a los factores que afectan negativamente a la posible recuperación de este recurso en áreas naturales.

Durante el tiempo que duró el estudio, se presentaron brotes de infección de los patógenos NHPB, IHHNV, BP y WSV, en las diversas zonas de estudio. El WSV no sólo mostró los valores más altos de prevalencia, si no que se encontró en casi todas las zonas monitoreadas. El WSV tiene la particularidad de presentar un amplio rango de hospederos, considerándose a todos los crustáceos decápodos como especies susceptibles a la infección (Wang et al. 1998, Peng et al. 1998), a diferencia de

Especie Ejemplares capturados

Litopenaeus vannamei 1164Litopenaeus stylirostris 704Farfantepenaeus californiensis 58Total 1926

Tabla 2. Número de ejemplares de langostinos peneidos por especie, capturados en los

Figura 2. Valores de prevalencia (rangos mínimos y máximos proba-bles) de los principales agentes etiológicos que afectan los langostinos silvestres, Tumbes, 2009.

Patógeno Tamaño de muestra Infectados Prevalencia (%)

NHPB 1926 12 0,62IHHNV 1926 6 0,31BP 1926 31 1,61WSV 1926 53 2,75TSV 892 0 0,00

Tabla 3. Prevalencias de infección en langostinos peneidos captura-dos en los canales de marea de Tumbes, marzo a diciembre de 2009.

Figura 3. Prevalencia de infección por especie de peneido silvestre capturado en los canales de marea de la Región Tumbes, marzo a diciembre de 2009.

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

NHPB IHHNV BP WSV TSV

Patógeno

Pre

vale

ncia

(%)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

WSV BP NHPB IHHNV TSV

Prev

alen

cia

(%)

Patógeno

L. vannameiF. californiensisF. californiensis

363



otros patógenos de langostinos que presentan cierta especificidad de hospederos. Rajendran et al. (1999), manifiestan que un mecanismo esencial para la persistencia de algunos virus, es la existencia de hospederos alternativos y reservorios en diferentes poblaciones de origen silvestre. Estas características explican su amplia distribución en las zonas de muestreo de este estudio.

Valores de prevalencias en diversos langostinos y cangrejos, para WSV fueron de 3,5%, 11,6%, 5,2% y 3,4% en los años 2001, 2002, 2003 y 2004 respectivamente (IMARPE-Tumbes, datos no publicados), con tendencia a disminuir con el paso del tiempo; para el año 2005, la prevalencia reportada para el WSV fue de 3,3%, y de 1,7% para el 2006, siguiendo la tendencia de años anteriores. Sin embargo; en el 2009 la prevalencia al WSV fue de 2,75%, incremento posiblemente influenciado por el aumento en las densidades de los cultivos de langostinos y la descarga de sus efluentes en los canales de marea monitoreados.

Datos de la OIE (2009), indican que las prevalencias de infec-ción por este virus son menores al 1% en poblaciones silvestres.

La mayor prevalencia (10,79%) en el canal de marea El Al-calde ocurre posiblemente por la extensa área de producción en la zona, la inadecuada tecnificación en el manejo de los cultivos por parte de sus cultivadores, y las descargas de desechos sin ningún tratamiento previo, que mantienen a los langostinos silvestres en condición de estrés, haciéndolos más susceptibles a la infección por WSV, resultando en un aumento de la prevalencia, comparado con años anteriores.

Para el patógeno BP, los datos muestran prevalencias puntu-ales desde 0 hasta 5,22%, encontrándose resultados positivos en gran parte del tiempo que duró la investigación. Al parecer la presencia de este patógeno no está condicionada por las variac-iones de temperatura, contrario a lo observado con el WSV, cuya presencia estaría modulada por las variaciones de temperatura.

Figura 4. Variación temporal de prevalencias de infección por WSV, BP, NHPB e IHHNV, durante marzo a diciembre de 2009.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Mar Abril May Jun Jul Sep Oct Nov Dic

WSV

Pre

vale

ncia

(%)

22

23

24

25

26

27

28

29

30

31

ºC

BP NHPB IHHNV Tº promedio Tº máx Tº mín

Figura 5. Distribución del (a) WSV, (b) IHHNV, (c) BP y (d) NHPB en canales de marea, durante marzo a diciembre de 2009. Canales de marea: 1. Boca del Río Tumbes 2. El Alcalde 3. Jelí 4. El Bendito 5. Envidia 6. Soledad y 7. Algarrobo.

3.58º LS

3.55º LS

3.53º LS

3.50º LS

3.48º LS

3.45º LS

3.43º LS

3.40º LS

TUMBES

ZARUMILLA

MAR DE GRAU

Canales de marea

Leyenda

Zonas con WSV

(El número de los aros varía dependiendo de la prevalencia)

TUMBES

ZARUMILLA

MAR DE GRAU

Canales de marea

Leyenda

Zonas con IHHNV

(El número de los aros varía dependiendo de la prevalen cia)


3.58º LS

3.55º LS

3.53º LS

3.50º LS

3.48º LS

3.45º LS

3.43º LS

3.40º LS

TUMBES

ZARUMILLA

MAR DE GRAU

Canales de marea

Leyenda

Zonas con BP

(El número de los aros varía dependiendo de la prevalencia )


TUMBES

ZARUMILLA

MAR DE GRAU

Canales de marea

Leyenda

Zonas con NHPB

(El número de los aros varía dependiendo de la prevalencia )

(a) (b)

(c) (d)

364

Alfaro et al.


Se observa que en la época con menores temperaturas (junio y julio), las prevalencias del WSV aumentan considerablemente (prevalencia máxima 11,28% en el mes de julio). Observaciones en años anteriores indican el mismo patron (IMARPE-Tumbes, datos no publicados); concluyendo que la estación de invierno es de alto riesgo y poco apropiado para el cultivo de langostino. Similar relación parece ocurrir con la bacteria de la NHP, que fue reportada en esta época. Lightner (2006) asocia la presencia de este patógeno con los factores ambientales como temperatura (29 a 35 ºC) y salinidades elevadas (20 a 38 ppt) durante periodos prolongados; en nuestros resultados la presencia de la NHPB fue mayor en los canales de marea que presentan salinidades más elevadas de la zona (36 a 41 ups), pero en periodos de bajas temperaturas (25 a 26ºC).

Las prevalencias para el IHHNV durante los meses de marzo a noviembre fluctuaron entre 0 y 0,67%, con una prevalencia global de 0,31%. La prevalencia obtenida en el mes de diciembre (5,71%) al parecer estuvo influenciada por escapes accidentales en la cosecha de L. vannamei cultivados e infectados. En esta época, en una empresa langostinera aledaña al canal de marea Jelí, se reportó alta incidencia del IHHNV en sus estanques de cultivo entre los meses de noviembre a diciembre (IMARPE-Tumbes, datos no publicados).

Esta condición significa un riesgo potencial y de carácter letal para la población silvestre de L. stylirostris, altamente susceptible a la infección por el IHHNV. Las prevalencias del IHHNV en langostinos de cultivo intensivo fluctúan entre 4 - 96% y en semi-intensivos de 0 - 100% (IMARPE-Tumbes, datos no publicados), se pone de manifiesto el peligro potencial de la transmisión de este virus a las poblaciones naturales peneidos si no se cuenta con las medidas de bioseguridad adecuadas, que impidan el escape accidental de langostinos de cultivo.

Aunque no se obtuvo resultados positivos al TSV y debido a su carácter endémico en la región (Lightner 1996), se cal-culó la prevalencia máxima posible que se podría obtener en la población bajo estudio, la cual fluctuó entre 0 y 0,33%. Es escasa la información concerniente a la prevalencia de TSV en poblaciones de langostinos silvestres. La OIE (2006), refiere que en regiones de cultivo con presencia endémica de TSV, las preva-lencias fluctúan de 0 al 100%, encontrándose ocasionalmente en L. vannamei silvestres. Según Brock et al. (1997), no existen evidencias que este virus halla impactado a las poblaciones na-turales, al parecer se presenta como una enfermedad subclínica en las poblaciones de langostinos silvestres.

Se conoce que los patógenos que se encuentran en muy bajas prevalencias en organismos silvestres, por lo general sin causar enfermedad clínica, pueden dar lugar a altos niveles de preva-lencia y mortalidad en organismos en cultivo, debido al elevado nivel de estrés producto de las altas densidades de población y otros factores físicos y químicos que alteran la calidad del agua de cultivo (Raynard et al. 2007).

La presencia de brotes de infección de los patógenos WSV, BP, NHPB e IHHNV en langostinos peneidos de diferentes canales de marea de Tumbes con prevalencias mayores a las de años anteriores, indican un riesgo latente de transmisión de estos patógenos hacia los cultivos de langostinos y también de cierta forma afectar a las poblaciones de las especies más susceptibles

de peneidos silvestres de las zonas del manglar, las cuales deben ser protegidas por razones económicas y ecológicas.

Literatura citadaBrockJ.A.1997.Specialtopicreview:Taurasyndrome,adisease

important to shrimp farms in the Americas. World J. Mi-crobiol & Technol. 13: 415-418.

Corbel V., Z. Zuprizal, C. Shi, et al. 2001. Experimental infection of European crustaceans with white spot syndrome virus (WSSV). J. Fish. Dis. 24 (7): 377-382.

Chakraborty A., S. Otta, B. Joseph, et al. 2002. Prevalence of white spot syndrome virus in wild crustaceans along the coast ofIndia.CurrentScience.82:1392-1397pp.

FajerE.,Y.Noriega,D.Menéndez,T. Frías. 1998. Prevalenciade Baculovirus penaei PsSOV Bonami (antes BP) en camaronespeneidoscubanossilvestres.Vet.Méx.29(2):209-211pp.

GustincichS,ManfiolettG,DelSalG,SchneiderC,CarniciP.1991.A fast method for high quality genomic DNA extraction fromwholehumanblood.Biotechniques.11(3):298-302.

LienT,HsiungH,HuangC,SongY.2002.GenomicsimilarityofTaura syndrome virus (TSV) between Taiwan and Western Hemisphere isolates. Fish Pathology. 37(2): 71-75 pp.

LightnerD.V.1996.Ahandbookofshrimppathologyanddiagnos-tic procedures for diseases of cultured penaeid shrimp. World Aquaculture Society. Baton Rouge. Louisiana. USA. 304 pp.

LoC.F.,C.H.Ho,S.E.Peng,C.H.Chen,etal.1996.Whitespotsyndrome baculovirus (WSBV) detected in cultured and captured shrimp, crabs and other arthropods. Dis. Aquat. Org. 27: 215-225.

LoyJ.K.,P.F.Frelier,P.Varner,J.W.Templeton.1996.Detectionof the etiologic agent of necrotizing hepatopancreatitis in cultured Penaeus vannamei from Texas and Peru by polymerase chain reaction. Diseases of Aquatic Organ-isms. 25: 117-122.

MoralesV.& J.Cuellar-Anjel. 2008.Guía técnica -Patología einmunologíadecamaronespeneidos.ProgramaCYTECRed II-D Vannamei. Panamá. 270 pp.

NakanoH.,H.Koube,S.UmezawaS,F.Momoyama,etal.1994.Mass mortality of cultured Kuruma shrimp, Penaeus japonicus,inJapanin1993:epizootiologicalsurveyandinfectiontrials.FishPathol29:135-139.

OIE. 2006. (en línea) Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos. <http://www.oie.int/esp/normes/fmanual/e_SUMMRY.HTM>

PengS.E.,C.F.Lo,C.H.Ho,etal.1998.Detectionofwhitespotbaculovirus (WSBV) in giant freshwater prawn, Machro-brachium rosenbergii, using polymerase chain reaction. Aquaculture. 164: 253-262.

RajendranK.V.,K.K.VijayanK,T.C.Santiago,R.M.Krol.1999.Experimental host range and histopathology of white spot syndrome virus (WSSV) infection in shrimp, prawns, crabs and lobsters from India. Journal of Fish Diseases. 22:183-191.

Raynard R., T. Wahli, I. Vatsos & S. Mortensen (Eds.) 2007. Review of disease interactions and pathogen exchange between farmedandwildfinfishandshellfish inEurope.VESOprojectnumber:1655.VESO,Oslo,Norway.459pp.

Sánchez-MartínezJ.G.,G.Aguirre-Guzmán&H.Mejía-Ruíz.2007.White Spot Syndrome Virus in cultured shrimp: A review. AquacultureResearch38(13):1339-1354.

WangY.C.,C.F.Lo,P.S.Chang,G.H.Kou. 1998.Experimentalinfection of white spot baculovirus in some cultured and wild decapods in Taiwan. Aquaculture 164: 221-231.

365

Identificación y actividad de la venombina A del veneno de bothroPs atrox



Identificación molecular y actividad sobre sustratos cromogénicos de la venombina A del veneno de la serpiente peruana Bothrops atrox

Gustavo A. Sandoval1, Fanny Lazo1, Edith Rodriguez1, Armando Yarlequé1* y Russolina B. Zingali2

Molecular identification and activity upon chromogenic substrates of a venombin A from Bothrops atrox Peruvian snake venom


1 Laboratorio de Biología Mole-cular, Facultad de Ciencias Bio-lógicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Ciudad Universitaria, Av. Venezuela Cdra. 34 s/n. Apartado 110058, Lima 11, Perú. Email Armando Yarlequé: [email protected]

2 Laboratorio de Hemostasia y Venenos. Departamento de Bioquí-mica Médica. Universidad Federal de Rio de Janeiro. Rio de Janeiro – Brazil.


ResumenEn el presente trabajo se ha realizado la identificación molecular de la enzima similar a trombina (EST) del veneno de Bothrops atrox y se ha evaluado su actividad enzimática sobre diversos sustratos sintéticos. La enzima fue purificada utilizando tres pasos cromatrográficos, sobre Sephadex G-75, CM-Sephadex C-50 y Agarosa-PAB, determinándose su peso molecular por PAGE-SDS. La identificación molecular de la enzima aislada se realizó por la técnica de peptide mass fingerprinting basada en espectrometría de masas MALDI-TOF y posterior análisis in silico. Las actividades fibrinocoagulante y amidolítica fueron ensayadas sobre fibrinó-geno bovino y BApNA, respectivamente, así como la hidrólisis sobre los sustratos cromogénicos específicos S-2238, S-2251 y S-2266. Como resultado de los ensayos bioquímicos y estructurales, la EST del veneno de B. atrox, presentó un peso molecular de 29,6 kDa. El análisis mediante espectrometría de masas de los péptidos obtenidos, permitió identificar a esta enzima como una venombina A, presentando una identidad del 75%. Del análisis de actividad enzimática, se obtuvo que la EST de B. atrox produjo coagulación del fibrinógeno bovino y presentó actividad sobre BApNA, S-2238 y S-2266, siendo incapaz de hidrolizar el sustrato S-2251. El empleo de estas aproximaciones estructurales y funcionales ha permitido lograr la identificación molecular del principal componente del veneno de B. atrox relacionado con su acción coagulante, así como evaluar en detalle la naturaleza de su actividad enzimática sobre diversos sustratos.

Palabras claves: Bothrops atrox, enzima similar a trombina, MALDI-TOF, sustratos cromogénicos.

AbstractIn this work, the thrombin-like enzyme (TLE) from Bothrops atrox has been identified by mass spectrometry and its enzymatic activity evaluated upon several synthetic substrates. The enzyme was purified to homogeneity using three chromatography steps on Sephadex G-75, CM-Sephadex C-50 and Agarose-PAB. Also, molecular weight by PAGE-SDS was determined. For molecular identification of this enzyme, mass spectrometry-based peptide mass fingerprinting was used and later in silico analysis. Enzymatic activities were determined using bovine fibrinogen, BApNA and also upon specific chromogenic substrates such as S-2238, S-2251 y S-2266. As a result of these biochemical and structural procedures, we obtained a TLE from B. atrox venom with a molecular weight of 29,6 kDa. Mass spectrometry analysis of obtained peptides, allow us to identify this enzyme as a venombin A, showing a 75% sequence homology. After recording enzymatic activity, this TLE showed coagulant activity on bovine fibrinogen and upon BApNA, S-2238 y S-2266, being unable to hydrolyze S-2251 substrate. Using this combination of structural and functional approaches, we have identified the main component of B. atrox venom related to its coagulant activity, as well as a detailed evaluation of its enzymatic activity upon several substrates.

Keywords: Bothrops atrox, Thrombin-like enzyme MALDI-TOF, chromogenic substrates.

IntroducciónLas serpientes del género Bothrops habitan una extensa región

de América y en el Perú se presentan hasta 17 especies, siendo el Jergón, Bothrops atrox (Linnaeus, 1758), la más abundante, peligrosa y causante del 90% de los accidentes ofídicos en el Perú (Loja et al. 2000, Yarlequé 2000). Como consecuencia de la mordedura se presenta dolor intenso en la zona afectada, edema, hemorragia y un severo descenso de la presión arterial que ocasiona la muerte; en otros casos una masiva necrosis que lleva a la amputación del miembro afectado (Lévano & Fernández 2004).

Estudios previos del veneno de B. atrox han determinado actividades esterásica, fibrinolítica y kininogenásica, las cuales se encuentran relacionadas con la marcada acción del veneno sobre la coagulación sanguínea (Loayza et al. 1985). Entre las enzimas relacionadas con esta acción se encuentran las similares a trombina (ESTs), las cuales de igual forma que la trombina, pro-ducen coágulos que bloquean la circulación sanguínea aunque su mecanismo de acción sea diferente, ya que preferentemente liberan sólo fibrinopéptidos A o B, mientras que la trombina produce la liberación de ambos fibrinopéptidos de la molécula

del fibrinógeno, es decir, los fibrinopéptidos A y B (Braud et al. 2000; Lu et al. 2005). Esta enzima ha sido detectada en varios venenos botrópicos incluído B. atrox utilizando como sustratos plasma bovino como también fibrinógeno bovino y canino (Orejuela et al. 1991). En un estudio previo, Sandoval et al. (2010), lograron purificar la EST de B. atrox e identificar algunas propiedades bioquímicas como el peso molecular y el contenido de azúcares, así como su acción sobre ésteres de arginina como el BAEE.

Para el estudio de las propiedades estructurales y funcionales de las enzimas presentes en los venenos de serpiente se han usado diferentes aproximaciones siendo la más común la obtención de la secuencia de aminoácidos, así como la acción enzimática sobre sustratos naturales, las cuales tienen como desventaja el empleo de una gran cantidad de muestra para los respectivos análisis (Smolka et al. 1998). En este aspecto, el empleo alternativo de técnicas microanalíticas como la espectrometría de masas MALDI-TOF (matriz-assisted laser desortion/ionization - time-of-flight mass spectrometry) permiten la identificación de proteínas a través de la interpretación de los espectros de fragmentación de los péptidos generados a partir de su proteólisis (habitualmente

366

Sandoval et al.


con tripsina). Estos espectros son comparados con una base de datos de proteínas digeridas in silico y analizados con softwares específicos (ProFound, Mascot, etc.) (Ashcroft 2003). A su vez, el empleo de sustratos cromogénicos que imiten los sitios de corte de las enzimas sobre los sustratos originales permite lograr una mayor profundidad en el estudio del reconocimiento enzima-sustrato, importante en el diseño posterior de inhibidores sintéticos para estas proteínas (Castro et al. 2001).

En este contexto, en el presente trabajo se describe la identi-ficación molecular de la enzima similar a trombina del veneno de B. atrox mediante espectrometría de masas MALDI-TOF, así como su actividad diferencial sobre diversos sustratos cro-mogénicos.

Materiales y métodosMaterial Biológico.- Se utilizó el veneno de ejemplares adul-

tos de Bothrops atrox procedentes de Pucallpa (Ucayali, Perú) y mantenidos en cautiverio en el serpentario Oswaldo Meneses del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. El veneno fue extraído por presión manual de las glándulas venenosas, siendo luego liofilizado y conservado a 4 °C hasta su utilización en las pruebas experimentales corres-pondientes.

Cuantificación de proteínas.- La cantidad de proteína fue calculada midiendo la absorbancia de luz UV a 280 nm (War-burg & Christian 1941) en un espectrofotómetro Shimadzu UV 120-02. Además se empleó el método de Lowry et al. (1951) modificado (Loayza et al. 1985) utilizando un fotocolorímetro y albúmina sérica bovina como proteína estándar.

Purificación de la enzima similar a trombina.- Para la purificación de la EST del veneno de B. atrox se empleó la metodología según Sandoval et al. (2010). Se utilizó 200 mg de veneno crudo disuelto en buffer acetato de amonio 0,05 M, pH 6,0; el cual fue separado mediante filtración molecular en Sephadex G-75 (45,2 x 1,2 cm), luego por intercambio catió-nico en CM Sephadex C-50 (35 x 1,2 cm) y finalmente usando cromatografía de afinidad en Agarosa-PAB (6 x 0,8 cm). Para el monitoreo de la purificación se empleó la actividad enzimática sobre BApNA, y las fracciones con mayor actividad fueron concentradas y mantenidas en congelación hasta su uso.

Evaluación de la pureza y determinación del peso mole-cular.- Se empleó la electroforesis en geles de poliacrilamida en condiciones denaturantes con SDS (PAGE-SDS), de acuerdo al método de Laemmli (1970), utilizando un equipo de electrofo-resis vertical en placa Mini-PROTEAN 3. La corrida electrofo-rética se realizó aplicando 100 V constantes durante 1 h. Luego de transcurrido el tiempo, el gel fue transferido a una solución colorante de azul brillante de Coomassie al 0,1% por 10 min, para luego ser desteñido hasta evidenciar las bandas proteicas. El peso molecular de la enzima purificada fue estimado por comparación con una mezcla de proteínas para electroforesis en gel (Amersham Biosciences), conteniendo: fosforilasa b (97 kDa), albúmina sérica bovina (66 kDa), ovalbumina (45 kDa), anhidrasa carbónica (30 kDa) e inhibidor de tripsina (20,1 kDa).

Digestión in gel e identificación molecular mediante es-pectrometría de masas MALDI-TOF.- Luego de realizada la electroforesis en geles de poliacrilamida, la banda correspondien-te a la enzima similar a trombina fue escindida y rehidratada con acetonitrilo 50% en bicarbonato de amonio 25 mM. La proteína

fue reducida con ditiotreitiol (DTT) 10 mM en bicarbonato de amonio 25 mM a 57 °C durante 1 h, y S-carbamidometilada con iodoacetamida 55 mM en bicarbonato de amonio 25 mM a temperatura ambiente durante 1 h.

La digestión in gel fue llevada a cabo con tripsina 12,5 ng/µL a 37 °C durante 15 h. Posteriormente, se mezclaron 0,5 µL de los fragmentos peptídicos con 0,5 µL de ácido α-ciano-4-

Figura 1. Sustratos sintéticos empleados para la caracterización de la EST de Bothrops atrox.

NO2

NHHN

O

HClO

HN

HNNH2

Nα-Benzoil-DL-arginina p-nitroanilida (BApNA)

O

O

O

NO2HCl•H2N

CH3

CH3

H3C

H3C

HCl•H2N

HNNH

HN

HN

NHH

HH

H-D-valina-leucina-arginina p-nitroanilida (S-2266)

HCl•H2N

HCl•H2NHN

HN

O ONO2

NHHN

HH

O

N

H-D-fenil-pipecolil-arginina p-nitroanilida (S-2238)

•HClNH2

NO2HN

O

O

HCl•H2N

CH3

CH3

H3C

H3C

HN

NHH

H H

O

H-D-valina-leucina-lisina p-nitroanilida (S-2251)

H

367



hidroxicinámico en acetonitrilo 50% / TFA 1% (10 mg/mL) y luego fueron aplicados a un espectrómetro de masas Applied Biosystems 4700 Proteomics Analyzer, ABI, para su análisis mediante espectrometría de masas MALDI-TOF utilizando un rango de detección de 500 a 4500 Da. Mediante esta técnica se realiza la ionización de las moléculas y su obtención en fase gaseosa (desorción/ionización asistida por matriz, MALDI), para luego ser acelerados hacia un analizador y separados en función de su relación masa/carga (m/z) y determinando el tiempo de llegada a un detector (tiempo de vuelo, TOF).

Los pmfs (peptide mass fingerprints) recuperados del procedi-miento anterior fueron graficados utilizando el programa Data Explorer Versión 4,4 (Applied Biosystems) y analizados emplean-do el programa on line MASCOT (http://www.matrixscience.com) (Perkins et al. 1999) siendo contrastados contra la base de datos de secuencias de proteínas para espectrometría de masas (MSDB). Mediante este análisis, los picos correspondientes a los pmfs son combinados in silico con los de proteínas conocidas per-mitiendo la identificación de la proteína digerida inicialmente.

Actividad Fibrinocoagulante.- Esta actividad se evaluó por la medida del tiempo de formación del coágulo originado por la acción de la enzima sobre el fibrinógeno bovino (Sigma-Aldrich Chemical Co) (Devi et al. 1972). Una unidad de actividad (U) se define como la inversa del tiempo de coagulación en segundos.

Actividad sobre Sustratos Cromogénicos.- En primer lugar se midió la actividad amidolítica empleando BApNA (Sigma-Aldrich Chemical Co) como sustrato (Fig. 1), midiéndose la liberación de p-nitroanilida a 405 nm (Erlanger et al. 1961). Una unidad de actividad (U) es expresada como µmoles de p-nitroanilida liberados por minuto.

Posteriormente se emplearon los siguientes sustratos: S-2238 (H-D-fenilalanil-L-pipecolil-L-arginina-p-nitroanilida, sustrato cromogénico para trombina), S-2251 (H-D-valil-leucil-lisina-p-nitroanilida, sustrato cromogénico para plasmina) y S-2266 (H-D-valil-leucil-arginina-p-nitroanilida, sustrato cromogéni-co para kalikreína glandular) provenientes de Chromogenix (Mölndal, Suecia), disueltos en buffer Tris-HCl 0,05 M; pH 7,5 conteniendo NaCl 0,15 M, a una concentración final de 0,1 mM (Fig. 1). La hidrólisis de los sustratos sintéticos por el veneno crudo y por la enzima purificada fue medida en una lectora de microplacas Thermomax (Molecular Devices, Menlo Park, CA, USA), siguiendo la absorbancia a 405 nm a 37 °C durante 20 min a intervalos de 10 segundos.

ResultadosPurificación de la enzima y estimación del peso molecu-

lar.- Siguiendo los pasos descritos por Sandoval et al. (2010) se pudo obtener la enzima similar a trombina de B. atrox al estado homogéneo, la cual fue monitoreada por su actividad sobre el sustrato sintético BApNA. El ensayo electroforético en PAGE-SDS mostró que la enzima purificada corresponde a una única banda homogénea con un peso molecular aproximado de 29,6 kDa (Fig. 2).

Identificación de la enzima purificada mediante espectro-metría de masas MALDI-TOF.- Del análisis por espectrometría de masas MALDI-TOF, se pudieron recuperar 16 fragmentos peptídicos producto de la digestión de la enzima purificada, con valores de masas comprendidos entre los 500 y 4500 Da (Tabla 1). Estos valores obtenidos fueron utilizados para la identifica-

97 kDa

66 kDa

45 kDa

30 kDa

20,1 kDa

Figura 2. Electroforesis en gel de poliacrilamida con SDS (PAGE-SDS) bajo condiciones no reductoras de la enzima similar a trombina de Bothrops atrox.

Figura 3. Reporte del análisis in silico por MASCOT de los péptidos de la EST de Bothrops atrox obtenidos por espectrometría de masas MALDI-TOF.

Mascot Search ResultsUser : Gustavo SandovalEmail : [email protected] title : TLE from Bothrops atroxDatabase : MSDB 20060831 (3239079 sequences; 1079594700 residues) Timestamp : 27 Dec 2010 at 01:39:08 GMTTop Score : 125 for A28169 , venombin A (EC 3.4.21.74) precursor - barba amarilla

Mascot Score Histogram

-

Protein score is 10*Log(P), where P is the probability that the observed match is a random event.

Protein scores greater than 78 are significant (p<0.05).

1. A28169 Mass: 28854 Score: 125 Expect: 1e-06 Matches: 14

venombin A (EC 3.4.21.74) precursor - barba amarilla

MATRIXSCIENCE{ }

Num

ber o

f hits

Protein score

15

10

5

050 75 100 125

368

Sandoval et al.


ción de la proteína mediante el programa MASCOT (opción: peptide mass fingerprinting). Como resultado del análisis in silico se obtuvo un score de alineamiento de 125 (expect: 10-6) con la proteína denominada venombina A (EC 3.4.21.74) (Fig. 3). Los péptidos recuperados comprenden un 75% del total de su secuencia.

Actividad sobre diferentes sustratos.- La EST purificada fue capaz de coagular el fibrinógeno bovino; comparando los tiempos de coagulación obtenidos con el veneno crudo y la enzima purificada se encontraron actividades específicas de 1,26 y 5,50 U/mg respectivamente, siendo la actividad de la enzima purificada 4,37 veces más que la actividad del veneno crudo (Tabla 2).

La enzima purificada también mostró una gran capacidad para hidrolizar sustratos sintéticos como el BApNA (0,874 U/mg), siendo la actividad purificada 25,5 veces respecto a la actividad mostrada por el veneno crudo (Tabla 2).

En el caso de las actividades sobre otros sustratos sintéticos específicos éstas fueron de 8,7 y 22,7 U/mg sobre S-2238 para el veneno crudo y la enzima purificada respectivamente, y de 7,8 y 23,4 U/mg sobre S-2266 para el veneno crudo y la enzi-ma purificada respectivamente. No se encontró actividad sobre S-2251 bajo las mismas condiciones de trabajo tanto para el veneno crudo como para la enzima purificada (Tabla 2).

DiscusiónLos venenos de serpientes de la familia Viperidae, presentan

cantidades significativas de enzimas similares a trombina, las cuales son serinoproteasas y son similares a la trombina tanto en sus propiedades físicoquímicas como en los aminoácidos de su sitio activo, ya que contienen residuos reactivos de serina, ácido aspártico e histidina, haciéndolos susceptibles a agentes especí-ficos que modifican su acción enzimática (Braud et al. 2000).

En el presente trabajo la purificación de la enzima similar a trombina (EST) del veneno de B. atrox consistió de una com-binación de técnicas cromatográficas de filtración molecular, las que permiten separar las moléculas según su peso molecular; intercambio iónico, donde las moléculas son discriminadas de acuerdo a su carga eléctrica; y finalmente mediante afinidad enzima-inhibidor, utilizando p-aminobenzamidina (PAB). Esta molécula es un inhibidor competitivo específico de serinopro-teasas, mediante la cual se pueden retener a las fracciones con afinidad permitiendo la eliminación de contaminantes. Del análisis electroforético de las fracciones obtenidas se observó una sola banda proteica de 29,6 kDa, indicando la homogeneidad del preparado (Fig. 2). Esta enzima tiene un mediano peso mo-lecular, pero se encuentra dentro del rango de pesos moleculares reportados para varias enzimas similares a trombina aisladas de venenos de serpiente (Sandoval et al. 2010).

Sustrato pHActividad Específica (U/mg proteína)

Incremento de la actividad

Veneno crudo Enzima

Fibrinógeno bovino 7,4 1,26 5,50 4,4BApNA 8,1 0,034 0,874 25,5S-2266 7,5 7,8 23,4 3,0S-2238 7,5 8,7 22,7 2,6S-2251 7,5 0,0 0,0 0,0

Tabla 2. Actividad del veneno crudo y de la EST de Bothrops atrox sobre diferentes sustratos.

Secuencia Posición Masa teórica (Da) Masa experimental (Da)

R.YFCGMTLINQEWVLTAAHCNR.R 48-68 2583,1821 2584,1893

R.IHLGK.H 73-77 566,3540 567,3613

K.HAGSVANYDEVVR.Y 78-90 1415,6793 1416,6866

K.FICPNK.K 96-101 777,3843 778,3916

K.NVITDK.D 104-109 688,3755 689,3828

K.DIMLIR.L 110-115 759,4313 760,4385

K.DIMLIR.L Oxidation (M) 110-115 775,4262 776,4335

R.LDRPVK.N 116-121 726,4388 727,4461

K.NSEHIAPLSLPSNPPSVGSVCR.I 122-143 2317,1485 2318,1557

R.IMGWGAITTSEDTYPDVPHCANINLFNNTVCR.E 144-175 3665,6701 3666,6773

R.EAYNGLPAK.T 176-184 961,4869 962,4941

K.TLCAGVLQGGIDTCGGDSGGPLICNGQFQGILSWGSDPCAEPR.K 185-227 477,0196 4478,0267

R.KPAFYTK.V 228-234 853,4698 854,4470

K.VFDYLPWIQSIIAGNK.T 235-250 1862,9931 1864,0003

Tabla 1. Masas teóricas y experimentales de los péptidos de la EST de Bothrops atrox obtenidas por espectrometría de masas MALDI-TOF. La masa experimental fue calculada en base a la masa de los péptidos monoisotópicos, asumiendo su valor como [M+H]+.

369



Para la identificación molecular de la enzima purificada se empleó el análisis por espectrometría de masas MALDI-TOF; que permite obtener información de la masa molecular e infor-mación estructural del compuesto analizado.

Del análisis por espectrometría de masas de las bandas de gel correspondientes a la EST de B. atrox y la posterior búsqueda en bases de datos, se obtuvo un score de alineamiento de 125 (expect: 10-6) con la venombina A (EC 3.4.21.74), EST del veneno de B. moojeni (Fig. 3). Esta proteína, a diferencia de la trombina, convierte el fibrinógeno en fibrina liberando sólo el fibrinopéptido A (Itoh et al. 1988). Esta característica le confiere un efecto defibrinogenante permitiendo que la fibrina sea rápi-damente degradada a través del proceso fibrinolítico y eliminado mediante la orina (Lu et al. 2005). Actualmente es usado en el campo clínico para el tratamiento de enfermedades trombóticas .

Este análisis nos permitió además, ubicar y alinear los frag-mentos producto de la digestión de la enzima en estudio. Los fragmentos recuperados cubrieron un 75% de la secuencia de la venombina A indicando una alta homología entre las secuencias de ambas proteínas. La venombina A es la enzima similar a trombina del veneno de B. moojeni y su secuencia de aminoácidos exhibe una homología significativa con enzimas proteolíticas como la tripsina, la kalikreina pancreática y la trombina, lo cual indica que se trata de un miembro de la familia de las serinoproteasas (Itoh et al. 1998).

A fin de complementar los resultados estructurales obtenidos por espectrometría de masas MALDI-TOF, se evaluó la activi-dad enzimática de la EST purificada sobre un sustrato natural como el fibrinógeno, así como sobre sustratos cromogénicos, los cuales contienen residuos de aminoácidos que imitan los sitios de corte de la enzima sobre el sustrato original. A fin de facilitar la medición de la actividad, dichos sustratos presentan un grupo cromogénico en el extremo carboxilo terminal, el cual es liberado como parte de la hidrólisis y posteriormente detectado por espectrofotometría.

En el presente trabajo se evaluó la actividad enzimática de la EST de B. atrox sobre diversos sustratos sintéticos que contienen como grupo cromogénico a la p-nitroanilida (Fig. 1). Durante los diversos pasos de purificación se empleó el sustrato BApNA el cual permite la caracterización de enzimas del grupo de las serinoproteasas como la tripsina y quimiotripsina y al cual per-tenecen las enzimas similares a trombina de venenos de serpiente (Castro et al. 2001, 2004). Las fracciones que mostraron más actividad sobre este sustrato fueron ensayadas en su capacidad para coagular el fibrinógeno bovino obteniéndose resultados positivos indicando que ambas actividades están presentes en la enzima en estudio. En el caso de los sustratos sintéticos S-2266, S-2238 y S-2251, su empleo nos permitió determinar la especi-ficidad en reconocimiento de los aminoácidos unidos al grupo cromogénico p-nitroanilida por parte de la enzima similar a trombina de B. atrox. Como se muestra en la Tabla 2, la enzima fue capaz de hidrolizar los sustratos S-2266 (sustrato para ka-likreína glandular) y S-2238 (sustrato para trombina), mientras que fue incapaz de hidrolizar el sustrato S-2251 (sustrato para plasmina). En base a las características estructurales de estos sustratos podemos afirmar que la enzima presenta una especifi-cidad para hidrolizar sustratos que contengan preferentemente arginina como el aminoácido que se une al grupo cromogénico a diferencia de la lisina la cual se encuentra en la estructura del

S-2251, lo cual constituye una evidencia adicional de que esta enzima pertenece al grupo de las serinoproteinasas. Este análisis también fue realizado utilizando la enzima similar a trombina de Lachesis muta muta empleando sustratos cromogénicos con aminoácidos diversos en su estructura (Magalhaes et al. 2003). El hecho de que la enzima purificada hidrolice sustratos específicos para dos enzimas diferentes como la kalikreina y la trombina indican por un lado que nuestra enzima presenta características de la trombina como la de coagular el fibrinógeno, mientras que por otro está relacionada con las enzimas del grupo tripsina/ka-likreína. Esto fue demostrado por Itoh et al. (1988) para el caso de batroxobina, la enzima similar a trombina de la serpiente B. moojeni mediante el análisis de la secuencia nucleotídica del gen.

De esta forma, mediante una combinación de aproximaciones estructurales y funcionales se ha podido caracterizar la naturaleza química y enzimática de la EST de B. atrox, identificándola como una venombina A, serinoproteasa con un rol importante en el envenenamiento por viperídos del género Bothrops y cuya detección y neutralización resultan de interés para el diagnóstico y tratamiento de accidentes ofídicos.

AgradecimientosEl presente trabajo fue desarrollado gracias al financiamiento

otorgado a Gustavo Sandoval por la Red de Macrouniversidades de América Latina y el Caribe a través de una beca de investi-gación en la Universidad Federal de Rio de Janeiro como parte del desarrollo de su tesis de maestría en Biología Molecular.

Literatura citadaAshcroftA.E. 2003. Protein and peptide identification: the role

of mass spectrometry in proteomics. Nat. Prod. Rep. 20(2):202-215.

Braud S., C. Bon C & A. Wisner. 2000. Snake venom proteins acting onhemostasis.Biochimie.82(9-10):851-859.

Castro H.C., D.M. Silva, C. Craik C, et al. 2001. Structural features of a snake venom thrombin-like enzyme: thrombin and trypsin on a single catalytic platform? Biochim Biophys Acta.1547(2):183-195.

Castro H.C., R.B. Zingali, M.G. Albuquerque, et al. 2004. Snake venom thrombin-like enzymes: from reptilase to now. Cell Mol Life Sci. 61(7-8):843-856.

DeviA.,S.Banerjee&A.L.Copley.1972.Coagulantandesteraseactivities of thrombin and Bothrops atrox venom. Toxicon. 10(6):563-573.

ErlangerB.F.,N.Kokowsky&W.Cohen.1961.Thepreparationandproperties of two new chromogenic substrates of trypsin. ArchBiochemBiophys.95:271-278.

ItohN.,N.Tanaka,I.Funakoshi,etal.1988.Organizationofthegene for batroxobin, a thrombin-like snake venom enzyme. Homology with the trypsin/kallikrein gene family. J Biol Chem. 263(16):7628-7631.

LaemmliUK. 1970.Cleavage of structural proteins during theassembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227(5259):680-685.

Lévano J. & R. Fernández. 2004. Diagnóstico y tratamiento de los accidentesporanimalesponzoñosos. InstitutoNacionaldeSalud,MinisteriodeSalud,Lima,Perú.1eraedición.74 Pp.

LoayzaS.,Y.Morante,S.Campos,etal.1985.Enzimasproteolíticasen el veneno de las serpientes peruanas Lachesis muta y Bothropsatrox.BolSocQuimPerú.52(3):151-163.

LojaD.,R.Avilés,Y.Necochea,etal.2000.OfidismoporBothropsatrox: Estudio clínico-epidemiológico. Diagnóstico. 38(5):261-265.

370

Sandoval et al.


LowryO.H.,N.J.Rosebrough,A.L.Farr,etal.1951.Proteinmea-surement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 193(1):265-275.

Lu Q., J.M. Clemetson & K.J. Clemetson. 2005. Snake venoms and hemostasis.JThrombHaemost.3(8):1791-1799.

Magalhaes A., R.N. Ferreira, M. Richardson, et al. 2003. Coagulant thrombin-like enzymes from the venoms of Brazilian and Peruvian bushmaster (Lachesis muta muta) snakes. Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biol. 136(2):255-266.

OrejuelaP.,A.Zavaleta,M.Salas,etal.1991.Thrombin-likeactivityin snake venoms from Peruvian Bothrops and Lachesis genera.Toxicon.29(2):1151-1154.

PerkinsD.N.,D.J.Pappin,D.M.Creasy,etal.1999.Probability-based protein identification by searching sequence da-tabases using mass spectrometry data. Electrophoresis. 20(18):3551-3567.

SandovalG.,L.Lerma,E.Rodríguez,etal.2006.Purificationofpolyclonal antibodies against Bothrops atrox Peruvian snakevenom(“Jergon”)byaffinitychromatography.RevSocQuimPerú.72(3):140-149.

Sandoval G.A., N. Ruiz, F. Lazo, et al. 2010. Isolation and partial characterization of a thrombin-like enzyme from Bothrops atrox Peruvian snake venom “Jergon”. Rev Soc Quim Perú.76(2):156-164.

SmolkaM.B.,S.Marangoni,B.Oliveira,etal.1988.Purificationand partial characterization of a thrombin-like enzyme, balterobin, from the venom of Bothrops alternatus. Toxi-con.36(7):1059-1063.

WarburgO.&W.Christian. 1941. Isolierung andKristallisationder Garungs ferments enolase. Biochem Z. 310: 384-421.

YarlequéA.2000.Lasserpientesperuanasysusvenenos.FondoEditorial, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Lima-Perú.78Pp.

371

Toxicidad aguda y crónica del lindano



Toxicidad aguda y crónica del lindano sobre Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae)

Jorgelina Juárez y Alcira Villagra de Gamundi

Acute and chronic toxicity of lindane on Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae)

Instituto de Limnología (ILINOA), Facultad de Ciencias Naturales e Instituto Miguel Lillo, Universidad Nacional de Tucuman, Argentina.

E - m a i l J o r g e l i n a J u á r e z : [email protected]

NOTA CIENTÍFICA


ResumenEl lindano es un plaguicida organoclorado cuya toxicidad produce efectos nocivos en la salud humana y la biota. El objetivo de este estudio fue evaluar la toxicidad aguda y crónica del lindano sobre el microcrustáceo Ceriodaphnia cornuta. Para las pruebas agudas se empleó un diseño estático, usando 10 neonatos ≤ 24 horas de edad para el control y para cada concentración de lindano (5, 10, 15, 20 y 25 mg/L). Se realizaron tres réplicas de cada tratamiento. Se controló la inmovilización de los individuos a las 48 hs y se calcularon los valores de CL50. Los bioensayos crónicos consistieron en un diseño semi-estático, utilizando 10 neonatos menores de 24 horas de edad (uno por recipiente) para el control y para cada concentración subletal del tóxico (0,1; 0,15; 0,2; 0,25 y 0,3 mg/L). Se evaluaron los efectos sobre la supervivencia y reproducción durante 21 días. El valor obtenido de CL50 48 horas fue de 5,293 ± 0,7 mg/L. Los parámetros reproductivos (neonatos por hembra, tamaño de la camada e índice de incremento natural) disminuyeron al aumentar la concentración del tóxico evaluado, mientras que el inicio de la madurez sexual se retrasó, demostrando la sensibilidad de los organismos prueba al lindano.

Palabras claves: Toxicidad aguda, Toxicidad crónica, Lindano, Ceriodaphnia cornuta

AbstractLindane is an organochlorine pesticide toxicity which produces harmful effects on human health and biota. The aim of this study was to evaluate the acute and chronic toxicity of Lindane on microcrustaceans Ceriodaphnia cornuta. For acute tests used a static design, using 10 infants ≤ 24 hours of age for control and each concen-tration of lindane (5, 10, 15, 20 and 25 mg/L). There were three replicates of each treatment. Monitored the detention of individuals at 48 am and calculated LC50 values. Chronic Bioassays consisted of a semi-static design, using 10 infants ≤ 24 hours of age (one per vessel) for the control and each of the toxic sublethal concentration (0.1, 0.15, 0.2, 0.25 and 0.3 mg/L). The effects on survival and reproduction over 21 days. The LC50 value of 48 hours was 5.293 ± 0.7 mg/L. Reproductive parameters (neonates per female, litter size and rate of natural increase) decreased with increasing concentration of toxic evaluated, while the onset of sexual maturity is delayed, thus demonstrating the sensitivity of test organisms to lindane.

Keywords: Acute Toxicity, Chronic Toxicity, Lindane, Ceriodaphnia cornuta.

IntroducciónEl lindano (γ-hexaclorociclohexano) es un plaguicida or-

ganoclorado que produce alteraciones orgánicas, genéticas y reproductivas en la biota; cabe señalar también, que su afinidad con los lípidos permite su bioacumulación y bioconcentración a través de las cadenas tróficas (Ávalos Gómez et al. 2003). Es usado principalmente para el control de plagas en vegetales encontrándose entre los agroquímicos de más frecuente uso. Según la Agencia de Protección Ambiental (EPA) se incluye entre los compuestos de toxicidad moderada clase II. Esta sustancia está prohibida en numerosos países como Australia, Austria, Indonesia, Nueva Zelanda, Holanda, Canadá y EE.UU. (INE 2004), por el riesgo ecológico y efectos adversos que causa en la fauna terrestre y acuática (Iannacone et al. 2000). En Argentina el lindano está restringido a distintos usos: a) En Sanidad Animal (Decreto 2143/68) y más tarde se prohibió completamente su uso veterinario (Resolución 513/98), b) En Sanidad Vegetal (Disp. 80/71), después se lo prohibió como gorgojicida (Disp. 47/72) como también completamente su uso en vegetales (Resolución 513/98) y c) Como Insecticida Domisanitario (Resolución 7292/98) (Giorgio et al. 2005). Por esta razón es importante determinar el nivel de riesgo ambiental del plaguicida lindano sobre organismos representantes del ecosistema acuático utilizando bioensayos de toxicidad (Iannacone et al. 2000).

Los cladóceros son ampliamente empleados en bioensayos de toxicidad, debido a importantes características como: re-producción partenogenética, corto tiempo generacional, alta resistencia a cambios ambientales y como organismo filtrador poco selectivo (Villarroel Utrillas 2004), que permiten disponer de abundantes especímenes idénticos en un tiempo relativamente reducido. En tal sentido los individuos cultivados presentan las condiciones fisiológicas óptimas para el desarrollo de la prueba de toxicidad, además Ceriodaphnia cornuta es una de las tres especies de cladóceros más abundantes en los cuerpos de aguas tropicales, adaptado a tolerar bajas concentraciones de oxígeno y altas variaciones de temperatura, distribuyéndose ampliamente en diversos humedales (Villalobos et al. 2006), lo que favorece su uso como organismos prueba.

El objetivo del presente estudio fue evaluar la toxicidad aguda y crónica del lindano sobre neonatos (<24 horas de edad) del cladócero Ceriodaphnia cornuta.

Condiciones de laboratorioLos organismos prueba (Ceriodaphnia cornuta G.O. Sars,

1885) fueron colectados del Embalse Celestino Gelsi – Tucumán y se cultivaron en el laboratorio del Instituto de Limnología del Noroeste Argentino perteneciente a la Facultad de Ciencias Naturales e Instituto Miguel Lillo (Universidad Nacional de

372

Juárez


Tucumán – Tucumán – Argentina). Se mantuvieron en labo-ratorio en acuarios de 10 litros de capacidad, bajo condiciones de laboratorio de temperatura ambiente (25 ± 2 ºC), con un fotoperiodo natural de aproximadamente 12 horas luz/oscuri-dad y un pH constante de 7. La frecuencia de alimentación fue de 2 veces por semana con jugo de salvado de avena (1 mL de concentrado/L de medio) y la de limpieza de mudas y desechos, semanalmente. Las concentraciones del tóxico fueron preparadas a partir de una solución stock proporcionada por el Instituto de Evaluación y Control de contaminantes Ambientales (LECCA) de la Facultad de Ciencias Exactas y Tecnología de la Universidad Nacional de Tucumán.

Diseño de experimentoLas pruebas agudas fueron realizadas de acuerdo con el proto-

colo estándar (ISO 1982), iniciándose con neonatos, menores de 24 horas de edad, obtenidos de cultivos en masa y alimentados con jugo de salvado de avena. Se empleó un diseño estático, usando 10 individuos para el control y para cada concentración de lindano (5, 10, 15, 20 y 25 mg/L). Los recipientes de prueba consistieron (tres réplicas por cada tratamiento) en tubos de

ensayos de 25 mL que contienen 15 mL de agua de dilución (medio de cultivo). (Tabla 1). Se controló la inmovilización de los individuos en todos los tratamientos experimentales a las 48 h y se contabilizaron para la determinación posterior de los valores de CL50 (concentración que produce el 50% de mortali-dad), mediante el programa estadístico Probit (US EPA 1988).

Para los ensayos crónicos se empleó un diseño semi-estático, utilizando 10 neonatos de aproximadamente 24 hs de edad (uno por recipiente) para el control y para cada concentración subletal de lindano (0,1; 0,15; 0,2; 0,25 y 0,3 mg/L). Los re-cipientes experimentales fueron iguales a los utilizados en los ensayos agudos. Se evaluaron los efectos sobre la supervivencia y reproducción durante 21 días (neonatos por hembra, tamaño de la camada, edad de madurez sexual, longevidad e índice de incremento natural). (Tabla 2). Los neonatos originados fueron contados y desechados.

Durante el período de monitoreo se mantuvieron las condi-ciones de laboratorio y los patrones rutinarios de alimentación y limpieza establecidos para los cultivos masivos.

Los parámetros demográficos se calcularon usando las si-guientes fórmulas:

Tasa reproductiva neta (R0)= ∑ lx mx

Tiempo generacional (Tg)= ∑ lx mx x/ R0

Tasa intrínseca de crecimiento natural (r)= ln R0/T

Donde:

mx= Al número de neonatos producidos por hembras sobre-vivientes a la edad x

lx= La proporción de individuos sobrevivientes a la edad x

x= Días

Los datos se analizaron estadísticamente usando el análisis de varianza (ANOVA) para determinar las diferencias significativas entre el control y los distintos tratamientos.

ResultadosEn la Tabla 3 y Figura 1 se muestran los porcentajes de mor-

talidad observados de neonatos menores de 24 h de edad de C. cornuta para cada una de las concentraciones de lindano y los valores obtenidos de CL50 a 24 y 48 h de exposición.

La Tabla 4 muestra los efectos del lindano sobre la reproducción y supervivencia de C. cornuta. Se observa un incremento gradual de la edad a la que los organismos alcanzan la madurez sexual, valores promedios comprendidos entre 10,2 días para el control y de 14 días para la máxima concentración (0,3 mg/L) (Fig. 2).

Factor Condición

Temperatura 25 ± 2 ºCFotoperíodo 12:12 h Luz/oscuridadEnvase prueba 25 mLVolumen de exposición 15 mLEdad de organismos prueba Neonatos ? 24 hNº de réplicas por concentración 3Nº de concentraciones más control 6 (5, 10, 15, 20 y 25 µg/mL)Organismos por envase 10Organismos totales por concentración 30Alimentación No requiereAgua de dilución Agua natural filtradaTiempo de exposición 48 hRespuesta letal Mortalidad, sin movilidad

Tabla 1. Condiciones de prueba de toxicidad aguda.

Factor Condición

Temperatura 25 ± 2 ºCFotoperíodo 12:12 h Luz/oscuridadEnvase prueba 25 mLVolumen de exposición 15 mLEdad de organismos prueba Neonatos ≤ 24 hNº de réplicas por concentración 10Nº de concentraciones más control 6 (0,1; 0,15; 0,2; 0,25 y 0,3

µg/mL)Organismos por envase 1Organismos totales por concentración 10Renovación de solución test semanalmenteAlimentación 2 veces por semanaAgua de dilución Agua natural filtradaTiempo de exposición 21 días

Parámetros

Neonatos por hembra, tamaño de la camada, madurez sexual, longevidad e índice de incremento natural.

Tabla 2. Condiciones de prueba de toxicidad crónica.

ConcentracionesLindano (mg/L)

% Mortalidad

48 h de exposición 24 h de exposiciónControl 40 57

5 63 6310 73 7315 83 9320 97 10025 100 100

CL50 4,789 ± 0.6 (mg/L) 5,293 ± 0.7(mg/L)

Tabla 3. Porcentaje de mortalidad y CL50 a 24 y 48 h de exposición.

373



0

20

40

60

80

100

120

Control 5 10 15 20 25

% M

orta

lidad

Lindano (mg/L)

48 h Exposición

24 h

Figura 1. Mortalidad de Ceriodaphnia cornuta a 24 y 48 h de ex-posición.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3

Mad

urez

sex

ual (

Día

s)

Lindano (mg/L)

0

10

20

30

40

50

60

0 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3

Nº n

eona

tos/

21 d

ías

Lindano (mg/L)

Figura 2. Efectos del lindano sobre la madurez sexual de Cerioda-phnia cornuta.

Figura 3. Producción de neonatos de Ceriodaphnia cornuta después de 21 días de tratamiento con lindano.

0

5

10

15

20

25

Long

evid

ad (D

ías)

0 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3Lindano (mg/L)

Lindano (mg/L)

-16

-14

-12

-10

-8

-6

-4

-2

0

20 0,1 0,2 0,3 0.4

r

0

1

2

3

4

5

6

0 0,1 0,2 0,3 0,4

R0

Lindano (mg/L)

Figura 4. Efectos del lindano sobre la longevidad de Ceriodaphnia cornuta.

Figura 5. Tasa intrínseca de crecimiento natural (r) de Ceriodaphnia cornuta expuesta a diferentes concentraciones de lindano.

Figura 6. Tasa reproductiva neta (Ro) de Ceriodaphnia cornuta ex-puesta a diferentes concentraciones de lindano.

374

Juárez


Despues de 21 días de prueba, Ceriodaphnia cornuta produjo un número considerablemente menor de neonatos a mayor con-centración del toxico, aunque a concentraciones de 0,1 y 0,15 mg/L de lindano dieron el mismo resultado (Fig. 3). Así mismo, la longevidad decrece a medida que aumenta la concentración del plaguicida, a excepción de los grupos experimentales 0,1 y 0,15 µg/mL con 13 y 13,8 días de supervivencia respectivamente, (Fig. 4). Los resultados para la tasa intrínseca de crecimiento natural (r) se muestran en la Figura 5. Se observa una acentuada dismi-nución a partir de la concentración de 0,2 mg/L. Esta disminu-ción es particularmente considerable a la máxima concentración del lindano (0,3 mg/L) con un valor de (r) de -13,97. La tasa reproductiva neta (Fig. 6) mostró valores decrecientes desde el control (4,91) a la máxima concentración (0,02).

El análisis estadístico de los resultados (ANOVA) puso de manifiesto diferencias significativas entre el control y los tra-tamientos en la edad de la primera reproducción (p= 0,0048), producción de neonatos en 21 días (p= 0,0027) y longevidad (p= 0,0012) y no mostró diferencias significativas en los parámetros (r) tasa intrínseca de crecimiento natural (p= 0,1514) y (Tg) tiempo generacional (p= 0,7749).

Discusión y conclusionesLos resultados obtenidos permiten hacer algunas conside-

raciones respecto a la eficiencia de C. cornuta como organismo prueba en bioensayos de toxicidad.

Los ensayos agudos evidenciaron que C. cornuta tiene una menor sensibilidad al lindano, con un valor de CL50 48 h (5,293 ± 0,7 mg/L) respecto a otros dáfnidos de mayor tamaño como Simocephalus vetulus (11,4 µg/L) (Juárez et al. 2007) y Daphnia magna (460 µg/L) (Silva et al. 2001) y (Martin et al. 2007). Tam-bién es más tolerante en comparación con los valores registrados para Daphnia magna y Daphnia longispina (Antunes et al. 2004) para lindano con LC50 48 h que oscilaron entre 1802 y 2843 µg/L y 2079 y 3116 µg/L respectivamente, a distintos niveles de alimentación con algas. Villarroel Utrillas (2004), describió un valor para el organoclorado Propanil sobre D. magna de 5,02 mg/L, valor comparativamente similar al obtenido en el presente estudio. El porcentaje de mortalidad a las 24 y 48 h observó un rango de 40 – 100% y 57 – 100% respectivamente (concentraciones de 0 a 25 mg/L).

La Figura 8 expresa la relaciones integradoras de los paráme-tros demográficos estudiados pudiéndose observar la sensibilidad

Lindano (mg/L)

0 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3

Madurez sexual (Días) 10,2 10,3 11,7 12 12,5 14Nº neonatos/21 días 54 25 25 6 4 2Nº neonatos/día 2,6 1,2 1,2 0,3 0,2 0,1Neonatos/adulto 5,4 2,5 2,5 0,6 0,4 0,2Longevidad (Días) 19,8 13 13,8 7,4 7 4R0 4,91 1,16 1,43 0,2 0,12 0,02Tg 13 12 14 11 10 14r 0,024 0,01 0,018 -0,14 -1,28 -13,97

Tabla 4. Efectos del lindano sobre el ciclo de vida y parámetros demográficos de Ceriodaphnia cornuta.

Figura 7. Supervivencia de Ceriodaphnia cornuta expuesta a diferentes concentraciones de lindano.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

1

0,9

0,8

0,7

0,6

0,5

0,4

0,3

0,2

0,1

0

Sup

ervi

venc

ia

Tiempo (Días)

0 mg/L 0,1 mg/L 0,15 mg/L 0,2 mg/L 0,25 mg/L 0,3 mg/L

375



de R0 y r como también la correspondencia a sus cambios de la longevidad y el tiempo generacional. Los resultados de toxicidad crónica obtenidos demostraron que a medida que aumenta la concentración de lindano, el tiempo que transcurre desde el ini-cio de la prueba hasta que se produce la primera reproducción de los organismos, aumenta gradualmente. Durante los 21 días de duración del ensayo, se observó una significativa disminución de neonatos producidos al incrementar la concentración del plagui-cida. En tal sentido, entre el control y la primera concentración se registra una disminución con una producción del 46% en la camada. Villarroel Utrillas (2004) observó resultados similares con los organoclorados Tetradifón y Propanil en D. magna, más relevante para el segundo tóxico. La longevidad media también se redujo de 19,8 a 4 días (control – máxima concentración), en forma similar a los efectos del insecticida Diazinon (Wong 1997) sobre Moina macrocopa con valores de 5,8 a 1,6 días.

La tasa intrínseca de crecimiento natural (r) resultó ser un parámetro muy sensible al tóxico, ya que si bien existen ante-cedentes sobre la disminución de su valor entre el control y la máxima concentración, tales como, de 0,22 a 0,17 para D. lon-gispina y D. magna expuestas por 21 días a 607,5 µg/L de lindano (Antunes et al. 2004); 0,33 a 0,14 en D. magna después de la exposición a 0,55 mg/L del herbicida Propanil (Villarroel Utrillas et al. 2003); 0,25 a -0,7 para D. pulex expuesta a concentración de 2 µg/L del organofosforado Diazinon (Stark et al. 2003); los valores obtenidos por nosotros son altamente relevantes ya que

a máxima concentración, r registró -13,97, evidenciándose la alta mortalidad respecto a la natalidad, en contraposición del control (0,02). Así mismo, podemos inferir que el lindano tiene un efecto negativo sobre la supervivencia de C. cornuta (Fig. 7).

Los resultados obtenidos corroborarían la mayor eficiencia de las especies de Ceriodaphnia en bioensayos. Ceriodaphnia cornuta resultó ser más sensible al lindano con un valor de CL50 48 h (5,260 ± 0,7 µg/mL) menor que los encontrados en Simocephalus vetulus (11,4 µg/L; Juárez et al. 2007) y en Daphnia magna (460 µg/L; Silva et al. 2001 y Martins et al. 2007), indicándolo como un adecuado organismo biosensor de contaminantes.

El tiempo que transcurre desde el inicio de la prueba hasta que se reproduce por primera vez C. cornuta aumenta gradual-mente a medida que aumenta la concentración de lindano. También se observó una significativa disminución de neonatos al incrementar la concentración del plaguicida. Villarroel Utrillas (2004), observó resultados similares producidos por tetradifón y propanil en Daphnia magna, ambos plaguicidas causaron una disminución progresiva en el número de descendientes, que fue más relevante con el propanil.

El efecto observado sobre la longevidad es relevante, paráme-tro que decrece considerablemente a mayor concentración de lindano respecto del control. El promedio de longevidad también se reduce de 12,5 días bajo condiciones control a 7,6 días en la máxima concentración del insecticida endosulfan sobre el cladócero Moina macrocopa (Chuah et al. 2007) y de 5,8 a 1,6 días para el Diazinon (Wong 1997).

En cuanto a la tasa intrínseca de crecimiento natural (r), los valores obtenidos demuestran también un importante efecto del lindano a máxima concentración (-13,97) respecto del control (0,02). Antunes et al. (2004) registraron para este parámetro valores de 0,22 y 0,17 para D. longispina y D. magna expuestos por 21 días a 607,5 µg/L de lindano, respectivamente. En ensayos con los insecticidas organofosforados spinosad y diazinon sobre D. pulex se observó que la tasa de incremento natural declinó dependiendo de la concentración (Stark et al. 2003). Así mismo (r) resultó ser el parámetro más sensible afectado por la toxicidad del herbicida propanil en D. magna desde 0,33 para el control a 0,14 después de la exposición a 0,55 mg/L. (Villarroel Utrillas et al. 2003). Los resultados obtenidos de la toxicidad del plaguicida organoclorado lindano sobre los parámetros reproductivos de C. cornuta son importantes indicadores del impacto de estos sobre la biota acuática.

Agradecimientos Este trabajo se realizó gracias al subsidio recibido del Proyecto

CIUNT (Consejo de Investigaciones de la Universidad Nacio-nal de Tucumán). 26/G446-1- “Ecología de Humedales del Noroeste Argentino con especial énfasis al Impacto Ambiental” (2008 - 2012).

Literatura citadaAntunes S., B. Castro & F. Gonçalves. 2004. Effect of food level on

the acute and chronic responses of daphnids to lindane. Environmental Pollution 127: 367-375.

Avalos Gómez M. & J. Ramírez Gutiérrez. 2003. La situación del lindano en México. Gaceta Ecológica. Instituto Nacional deEcología69:93-100.

-16-14-12-10-8-6-4-202468

10121416182022

0 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3

Longevidad (Días)

R0

Tg

r

Figura 8. Parámetros demográficos de Ceriodaphnia cornuta expues-ta a diferentes concentraciones de lindano.

376

Juárez


ChuahT.S.,J.Y.Loh&Y.S.Hii.2007.AcuteandChronicEffectsof the Insecticide – Endosulfan on Freshwater Cladoceran, Moina macrocopa Straus. Bull. Envirom. Contam. Toxicol. 79:557-561.

Giorgio A. & A. Digón. 2005. Sustancias o Compuestos Tóxicos QuímicosProhibidosoRestringidosenlaRepúblicaAr-gentina. Programa Nacional de Riesgos químicos. Pp. 15.

IannaconeJ.,L.Alvariño,C.Caballero&J.Sánchez.2000.CuatroEnsayos Ecotoxicológicos para Evaluar Lindano y Clor-pirifos.Gayana64(2):139-146.

INE (Instituto Nacional de Ecología). 2004. El Lindano en México. Instituto Nacional de Ecología Pp. 56.

ISO(InternationalStandardsOrganization)1982.WaterQuality–Determination of the inhibition of the Mobility of Daphnia magna Straus (Cladocera, Crustacea). 1st Ed. E. Geneve, Switzerland1982-03-15.Ref.ISO6341.

Juárez J. & A. Villagra de Gamundi. 2007. Bioensayos preliminares para evaluar la toxicidad del lindano sobre Simocephalus vetulus (O.F.Muller, 1776) (Crustacea: Cladocera). Revista Peruana de Biología. 14(1): 65 - 67. Versión Online ISSN: 1727-9933.

Martins J., L. Oliva Teles & V. Vasconcelos. 2007. Assays with Daphnia magna and Danio rerio as alert systems in aquatic toxicology. Environmental International. 33: 414 – 425.

Silva J, J. Iannacone, A. Cifuentes, et al. 2001. Assessment of Sen-sitivity to Pentachlorophenol (PCP) in 18 Aquatic Species, Using Acute and Chronic Ecotoxicity Bioassays. Eco-toxicology and Environmental Restoration 4(1): 10 - 17.

Stark J. & R. Vargas. 2003. Demographic changes in Daphnia pulex (Leydig) after exposure to the insecticides spinosad and diazinon. Ecotoxicology and Environmental Safety 56: 334 - 338.

USEPA1988. Short _Termmethods for estimating the chronictoxicityofeffluentsandreceivingwaterstomarineandestuarineorganisms.EPA/600/4-87/028.Pp.398-416.

Villarroel Utrillas M. J., E. Sancho, M. D. Ferrando E. Andreu. 2003. Acute, chronic and sublethal effects of the herbicide propanil on Daphnia magna. Chemosphere 53: 857 - 864.

Villarroel Utrillas M. J. 2004. Tesis Doctoral: Alteraciones Fisio-lógicas en el Crustáceo Daphnia magna por exposición a plaguicidas. Server de Publicacions. Universitat de Valencia. Pp. 212.

Villalobos M. 2006. Estudios sobre la Biología y Ecología de Ce-riodaphnia cornuta Sars. Una revisión. Interciencia. 31 (005): 351 - 357.

WongC.K.1997.EffectsofDiazinononsomepopulationparame-ters of Moina macrocopa (Cladocera). Water, Air, and Soil Pollution393:393-399.

377

El Oso Andino en las Yungas de Puno



Nuevas evidencias de la presencia del Oso Andino (Tremarctos ornatus) en las Yungas de Puno, el registro más austral de Perú

Gisella Márquez1 y Víctor Pacheco1,2

Presence of the Andean Bear’s (Tremarctos ornatus) new evidences in the Yungas of Puno, Peru’s southernmost record

1 Departamento de Mastozoología, Museo de Historia Natural, Uni-versidad Nacional Mayor de San Marcos, Apartado 14-0434, Lima-14, Perú. E-mail Gisella Márquez: [email protected]

2 Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos.

NOTA CIENTÍFICA


ResumenEl oso de anteojos Tremarctos ornatus es el único representante de la familia Ursidae en Suramérica. La población más grande y de distribución continua del oso andino en el Perú, se localiza en la ladera oriental de la cordillera oriental, incluyendo al departamento de Puno, donde casi todos los registros de esta especie provienen solamente de encuestas. Se describe aquí dos registros indirectos de la presencia del oso en el departamento de Puno, obtenidos en agosto del año 2009. El primer registro corresponde a una fecha, con semillas perteneciente a la familia Lauraceae, encontrada en Yanacocha; y el segundo registro corresponde a unas marcas de garras del oso hallado en Challohuma. Este último representa el registro más austral con-firmado para la distribución del oso de anteojos en el Perú. Nuestros registros evidencian una continuidad en la distribución de esta especie en la vertiente oriental de la cordillera andina, desde el sur del Perú hasta el noroeste de Bolivia. Estos registros se hallan también muy próximos al Parque Nacional Bahuaja Sonene (PNBS), uno de los corredores de conservación más importantes en el mundo, y muestran la importancia de establecer estrategias de conservación tanto dentro como fuera de la zona de amortiguamiento del PNBS.

Palabras claves: nuevas evidencias, Perú, Tremarctos ornatus, Puno, Parque Nacional Bahuaja Sonene, conservación.

AbstractThe Spectacled bear (Tremarctos ornatus) is the only representative of the family Ursidae in South America. The largest and most continuous Andean bear population in Peru is located on the eastern slopes of the Ori-ental Range, including Departamento Puno, where most reports are based only on surveys. We describe two indirect records of Andean bear’s presence from Departamento Puno, obtained on August 2009. The first record is a scat with seeds belonging to the family Lauraceae, and found in Yanacocha; the second record consists of some bear's claw marks found in Challohuma, which represents also the southernmost confirmed record of the Spectacled bear in Peru. Also our records confirm a continuous distribution of this species on the eastern Andean slopes from southern Peru to northwestern Bolivia. Furthermore, these records, found very close to the highly diverse Bahuaja Sonene National Park (BSNP), suggest it is very important to establish conservation strategies both within and outside of BSNP’s buffer zone.

Keywords: new records, Peru, Tremarctos ornatus, Puno, Bahuaja Sonene National Park, conservation.

El oso de anteojos Tremarctos ornatus es una especie endémica de los Andes Tropicales y el único representante de la familia Ursidae en Suramérica (Ríos-Uzeda et al. 2005). Se encuentra incluido dentro del apéndice I de CITES, es considerado por la IUCN como una especie vulnerable y por el DS Nº 034-2004-AG del Perú, como una especie en peligro (Ministerio de Agricultura 2004). Se distribuye a lo largo de las tres cadenas de los Andes peruanos, en los distintos tipos de hábitats y elevacio-nes del Perú desde los 250 a 4750 m de altitud (Peyton 1999).

La población más grande y contigua de osos de anteojos en el Perú se localiza en la ladera oriental de la cordillera oriental (Peyton 1999), la cual atraviesa la parte norte del departamento de Puno, y donde se ha reportado la presencia del oso andino en la provincia de Sandia (Grimwood 1969, Peyton 1980). También Trinidad Tapia (com. pers.) reportó a la especie para la provincia de Sandia, en los distritos de Limbani, Patambuco, Phara, Sandia, Yanahuaya, Quiaca, San Juan del Oro y San Pedro de Putina Punco; y para la provincia de Carabaya, en los distritos de Ayapata, Coasa, Ituata, Usicayos, Oyachea y San Gabán. La mayoría de estas localidades se encuentran fuera del Parque Nacional Bahuaja Sonene (PNBS) y mantienen una gran presión antrópica (T. Tapia, com. pers.). Información adicional recopilada por Figueroa y Stucchi (2009) incluye registros del

oso andino dentro del PNBS a 750 m y para la zona de amor-tiguamiento (ZA) del PNBS entre 800 y 1080 m de altitud.

Todos estos reportes, al parecer numerosos, están basados sólo en encuestas realizadas a habitantes rurales, con excepción de una piel de oso andino (FMNH 78464) colectada por H. H. Heller en 1950 en la provincia de Sandia, en los alrededores del distrito de Sandia (Fig. 1) (GBIF 2010). Además, los reportes de Grimwood (1969) y Peyton (1980) no determinan el tipo de registro, pero es muy probable que hagan referencia a este mismo espécimen.

El presente trabajo describe dos reportes indirectos de la presencia del oso andino obtenidos en la cuenca media del río Tambopata, durante una evaluación de mamíferos realizada en agosto del 2009. El área de estudio se ubicó en tres localidades: Challohuma, Yanahuaya y Yanacocha, con elevaciones de 1200, 1600 y 1985 m, respectivamente. Yanahuaya y Yanacocha presentan características de un bosque montano bajo, mientras Challohuma presenta un ambiente típico de un bosque pre-montano (Young 1992).

En Yanacocha se realizó una evaluación de los diferentes tipos de señales dejadas por los mamíferos mayores a lo largo de un transecto lineal de fuerte pendiente, en un solo día. La distancia

378

Márquez & Pacheco


total recorrida fue de aproximadamente 0,47 km con 2 m de ancho (1 m a cada lado del transecto).

Como resultado del mismo se encontró una pila de heces dispersas de oso andino, que contenía semillas perteneciente a la familia Lauraceae (Fig. 2A), a 2000 m aprox., en los alrededores del poblado de Yanacocha (14º11,6’S, 69º15,4’W). Cerca a este punto, y solo tres días antes, se había realizado una quema intensa con fines de cultivo. La identificación de la feca y las semillas fueron determinadas en base a comparaciones hechas con fotografías recopiladas en Figueroa y Stucchi (2009) y con-firmadas por las especialistas Jessica Amanzo y Judith Figueroa (com. pers.).

En Challohuma los rastros dejados por mamíferos mayores fueron evaluados a través de una observación intensiva mientras se instalaban las trampas de un transecto para evaluar mamíferos pequeños no voladores. La distancia total recorrida en el transec-to fue de aproximadamente 0,38 km. Producto de este muestreo se obtuvo el segundo registro correspondiente a unas marcas de garras de oso andino sobre un árbol de aproximadamente 20 m de altura dejadas al trepar muy probablemente en busca de alimento (Fig. 2B). Este registro fue encontrado a 1265 m de altitud (14º12,6’S, 69º08,7’W). Estas marcas coinciden con las

Figura 1. Mapa con la ubicación de los dos nuevos registros para el departamento de Puno (círculos negros),el registro más noroccidental de Bolivia (triángulo negro) y la piel colectada de Tremarctos ornatus en Sandia en 1950 (cuadrado negro).

reportadas en la literatura para esta especie (Figueroa y Stucchi 2009), además también fueron confirmadas por las especialistas Jessica Amanzo y Judith Figueroa.

Estos dos registros basados en la evidencia indirecta de la presencia de oso andino al sur de la ZA del PNBS, confirman su actual distribución en el departamento de Puno y en el extremo sur de Perú (Fig. 1). Estas evidencias fueron halladas en zonas que no están protegidas por el Estado, pero muy cerca a los límites del Parque Nacional Bahuaja Sonene, área importante para el Perú, por pertenecer al núcleo del Corredor de Conservación Vilcabamba-Amboró, uno de los corredores de conservación más importantes en el mundo debido a su ubicación en una región de alta diversidad biológica y cultural(Ministerio de Agricultura 2003).

La piel colectada por H. H. Heller en Sandia en 1950 podría considerarse como el reporte más austral en el Perú, sin embargo las coordenadas indicadas por el GBIF (2010) sólo brindan in-formación referencial, no explícita de la ubicación del registro; en cambio nuestro registro específicamente encontrado en la localidad de Challohuma (14º11,6’S, 69º15,4’W) seria hasta el momento, el registro más austral confirmado para la distribución del oso andino en el Perú.

La localidad de Challohuma colinda con la frontera de Bolivia (frente al Área Natural de Manejo Integrado Apolobamba y el Parque Nacional Madidi), donde Paisley y Garshelis (2005) reportaron la presencia más noroccidental del oso andino en Pusupunko, Bolivia, dentro del Parque Nacional Madidi (14º40,82’S, 68º58,24’W; a los 3100 m)(Fig. 1). Dándole a nuestros registros una mayor relevancia dado que evidencian una continuidad en la distribución de esta especie en la vertiente oriental de la cordillera andina, desde el sur del Perú hasta el noroeste de Bolivia.

Desafortunadamente, numerosos problemas y amenazas son evidentes en las zonas evaluadas para la conservación del oso de anteojos. Siendo notable la deforestación, la minería informal y la construcción de una carretera que va a facilitar el acceso al PNBS. Estas actividades implican una mayor presencia humana en el lugar con sus consecuentes efectos de alteración del hábitat. Y si estas actividades prosiguen a un paso acelerado y sin ningún control, podrían representar una verdadera amenaza para las poblaciones de osos de esta región. Estas amenazas podrían in-ducir a las poblaciones de osos a desplazarse hacia el PNBS, para continuar su ruta hacia el sur; o en su defecto, estas amenazas podrían actuar como una barrera, aislando parte de las pobla-ciones de osos del sur del Perú con las del noroeste boliviano.

Nuestros registros y la revisión de literatura indican al pare-cer que la población de osos en el departamento de Puno se ha mantenido en buen estado a lo largo de estos últimos 60 años prueba de ello son los actuales y numerosos registros hallados en la región, similar a lo reportado en otros lugares en el centro y norte del Perú (Grimwood 1969, Peyton 1980). Sin embargo pocos son los esfuerzos de conservación y estudios del oso en este departamento, en comparación al norte del país.

Sugerimos por ello que el Estado peruano, y el gobierno regional de Puno, realicen estudios sobre el estado de las pobla-ciones de osos en esta región, evalúen su disponibilidad y uso de hábitat, considerando las áreas ya pobladas y aquellas que manifiestan diferentes niveles de degradación y fragmentación

379

El Oso Andino en las Yungas de Puno


por uso humano. Para que de este modo sea posible conocer los factores clave que podrían afectar a los osos y así aproximarnos a determinar su viabilidad a largo plazo en la región. También se sugiere la extensión de la zona sur de la ZA del PNBS hasta los bosques montanos de Yanacocha, ya que la ZA de este parque nacional protege una muy pequeña porción de estos bosque tropicales de altura (Ministerio de Agricultura 2003), los cuales albergan un número alto de especies endémicas y son tan o más diversos que la selva baja (Pacheco 2002, Pacheco et al. 2009).

En conclusión estos nuevos registros brindan información crítica con obvias implicancias de manejo y conservación para esta especie en el sur del Perú, ya que estos registros demuestran que los osos se desplazan fuera de áreas protegidas y corredores biológicos, por lo que estrategias de conservación deberían in-cluir actividades tanto dentro como fuera de la ZA del PNBS.

Finalmente se sugiere realizar proyectos de manera binacional (Perú-Bolivia) para contribuir al desarrollo de planes de manejo y conservación del oso andino en zonas tan importantes para América del Sur, como lo son estas áreas aledañas al Corredor de Conservación Vilcabamba-Amboró.

AgradecimientosEl presente trabajo fue financiado por el Vicerrectorado de

Investigación de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (N° 091001011) y la Asociación Peruana para la Conservación de la Naturaleza (N° 72-2008-APECO-CI).

Un agradecimiento muy especial a Jessica Amanzo Alcántara por confirmar la identificación de nuestros registros, y colaborar con sus sugerencias y comentarios en la elaboración de la presente nota. Agradecer a Richard Cadenillas y a Sandra Velasco por

Figura 2. (A) Heces dispersas del oso andino con semillas perteneciente a la familia Lauraceae (flechas), a aproximadamente 2000 msnm, en el bosque montano de Yanacocha. (B) Marcas de garras del oso andino sobre un árbol de aproximadamente 20 m de altura, a unos 1265 m de altitud en el bosque premontano de Challohuma.

(A)

(B)

380

Márquez & Pacheco


sus comentarios a la presente nota. Un sincero agradecimiento a Oscar Centty por su valioso apoyo en el trabajo de campo y también por su ayuda en el campo a Miryam Quevedo, Mónica Aguilar, Jesús Lescano y Edson Aguilar. A Judith Figueroa Pizarro por confirmar la identificación de nuestros registros y motivar la realización de la presente nota. Y finalmente el agradecimiento al Doctor Robert Wallace por el apoyo brindado para la obtención de información bibliográfica.

Literatura citadaCITES2009.(enlínea).ApéndicesI,IIyIII.<www.cites.org/esp/

app/appendices.shtml>. Acceso 14/04/10.FigueroaJ.&M.Stucchi.2009.Elosoandino:alcancessobresu

historia natural. Asociación para la Investigación y Con-servación de la Biodiversidad-AICB. Primera edición. Lima-Perú.Pp.13-18.

GBIF 2010. (en línea). Global biodiversity information fa-cility. <http://secretariat.mirror.gbif.org/occurrenc-es/62030584/>. Acceso 15/05/2010.

GrimwoodI.R.1969.Notesonthedistributionandstatusofsomeperuvian mammals. American Comittee for International WildLifeProtectionandNewYorkZoologicalSociety,Special Publication 21: 43-45.

IUCN 2008. (en línea). IUCN Red list of threatened species. Ver-sion 2010.1. <www.iucnredlist.org>. Acceso 14/04/2010.

Ministerio de Agricultura. 2003. Plan Maestro del Parque Nacional BahuajaSonene2003-2008.Lima-Perú.Pp.24-42.

Ministerio de Agricultura. 2004. Decreto Supremo No. 034- 2004-AG. El Peruano. Pp 276853-276855.

PachecoV.2002.MamíferosdelPerú.In:G.CeballosyJ.Simonetti,eds. Diversidad y conservación de los mamíferos neo-tropicales. Conabio-UNAM. México, D.F. Pp. 503-550.

PachecoV.,R.Cadenillas.,E.Salas.,C.Tello&H.Zeballos.2009.DiversidadyendemismodelosmamíferosdelPerú.Re-vista Peruana de Biología. 16(1): 005-032.

Paisley S. & D.L. Garshelis. 2005. Activity patterns and time budgets of Andean bears (Tremarctos ornatus) in the Apolobamba Range of Bolivia. Journal of Zoology 268: 25–34.

PeytonB.1980.Ecology,distributionandfoodhabitsofspectacledbears,Tremarctosornatus,inPerú.JournalofMammal-ogy.61:639–652.

PeytonB.1999.Spectacledbearconservationactionplan.InBears:status survey and conservation action plan: 157–164. Servheen, C., Herrero, S. & Peyton, B. (compilers). Gland: IUCN/SSC Bear and Polar Bear Specialist Groups.

Ríos-Uzeda B., H. Gómez & R.B. Wallace. 2005. Habitat prefer-ences of the Andean bear (Tremarctos ornatus) in the Bolivian Andes. Journal of Zoology 268: 271–278.

YoungK.1992.Biogeographyofthemontaneforestzoneof theEastern slopes of Peru. Memorias del Museo de Historia Natural,U.N.M.S.M.Lima-Perú21:119-154.

381

Effects of origanum vulgarE on mouse embryo



Effects of aqueous extract of Origanum vulgare L. (Lamiaceae) on the preimplantational mouse embryos

Víctor Benavides*, Guadalupe D’Arrigo and José Pino

Efecto del extracto acuoso de Origanum vulgare L. (Lamiaceae) en embrio-nes preimplantacionales de ratón

Laboratorio de Reproducción y Biología de Desarrollo. Facultad de Ciencias Biológicas. Univer-sidad Nacional Mayor de San Marcos, Ciudad Universitaria, Av. Venezuela s/n. Apartado postal 11-058, Lima 11.

Email Victor Benavides: [email protected]

* Dirección para correspondencias: Jr. Lazareto 398, Urb. Miguel Grau, Lima31, Lima - Perú.

NOTA CIENTÍFICA


AbstractThe use of medicinal plants for the treatment of illnesses is widely known. However, there are not many scientific reports about the properties of these plants and their side effects. In this study, the effect of the aqueous extract of Origanum vulgare on the preimplantational mouse embryo development was investigated. The oregano aqueous extract was given ad libitum to four separated groups (n= 10) of pregnant mice: O, 9, 18 y 36 mg/mL respectively. When the embryos were evaluated, a slight delay in the embryo development was observed, but only with the highest dose. With respect to embryo quality, an increase of degenerated embryos was observed but this was not significant. These results showed that the aqueous extract of O. vulgare does not have a toxic effect on preimplantational mouse embryo, and it only produces a slight delay in embryo development.

Key words: Preimplantational embryo, Traditional Medicine, Origanum vulgare, embryotoxicity.

ResumenEl uso de las plantas medicinales para el tratamiento de las enfermedades es ampliamente conocido. Sin em-bargo, no hay muchos informes científicos sobre las propiedades de dichas plantas y sus efectos secundarios. En este estudio, se ha investigado el efecto del extracto acuoso de Origanum vulgare en el desarrollo preim-plantacional de embriones de ratón. El extracto acuoso fue administrado (0, 9, 18 y 36 mg/mL): vía oral; ad libitum, respectivamente a cuatro grupos de ratonas preñadas (n= 10). Cuando los embriones fueron evaluados sólamente con la dosis más alta se observó un ligero retraso en el desarrollo del embrión. Con respecto a la calidad del embrión, se evidencio un aumento de embriones degenerados, pero esto no fue significativo. Estos resultados mostraron que el extracto acuoso de O. vulgare no tiene un efecto tóxico en embriones de ratón preimplantacional, y sólo produce un ligero retraso en el desarrollo del embrión.

Palabras clave: Embrión preimplantacional, Medicina tradicional, Origanum vulgare, embriotoxicidad.

IntroductionOf the 250,000 species of flowering plants in the World, more

than 20,000 – nearly 10% of the total – are classified as herbs. Herbs picked by people from the wild have been an essential factor in health care all over the World throughout the ages and in all cultures. Nowadays, some 80% of the World’s people rely on traditional, plant-based medicines for their primary health care (Cosge et al. 2009).

Actually, there exists a tendency to use natural products for the treatment of several illnesses. With use of medicinal plants, investigations have been performed all over the world in order to find more productive and economical medicines (Goze et al. 2010). Medications used to cure disorders require conti-nuous changing to improve their effectiveness. However, few of the many claims of therapeutic efficacy have been validated adequately by clinical trials; Even though these claims have been substantiated scientifically, complementary medicines are unlikely to secure a place in conventional healthcare (Hammer et al. 1998).

The Labiatae family (Lamiaceae) is one of the largest and most distinctive families of flowering plants, with about 220 genera and almost 4000 species worldwide (Naghibi et al. 2005); Labiatae are best known for the essential oils common to many members of the family (Jones 1996, cited by Hammer et al. 1999). O. vulgare "oregano" is a herb widely used in cooking and natural medicine (Fon Quer 1985, Naghibi et al. 2005) that include many effective antioxidants, such as Rosmarinic acid, caffeic acid and various flavonoids (Yoshino et al. 2006).

In a study on the phenolic acids recovered in human urine after single ingestion of Origanum onites extract, Nurmi et al. (2006) identified phenolic constituent in the extract was rosmarinic acid, representing 75% of the identified phenolic acids. Other phenolic acids, including protocatechuic acid, p-coumaric acid, ferulic acid, chlorogenic acid and gallic acid, were present in the extract in notably lower amounts. The extract also contained minor amounts of the flavonoids luteolin and eriodictyol. In scientific reports about the medicinal properties of oregano: Origanum oil, mainly rich in carvacrol (Bakkali et al. 2008), is used as a painkiller in rheumatism by rubbing externally on painful limbs. The aromatic oregano water, rich in carvacrol, is consumed to check gastrointestinal disorders, reduce blood cholesterol and glucose level and also for tumor suppressive activities (Goze et al. 2010); against whooping and convulsive coughs, digestive disorders and menstrual problems (Gurudatt et al. 2010), also its calming (Lans et al. 2007), antimicrobial (Nazia et al. 2007) and antifungal activity is emphasized (Ha-mmer et al. 1998, 1999; Ultee et al. 1999). In Northern Peru, leaves and stems, fresh or dried, of oregano are employed as traditional remedies for menstrual cramps, menstruation and lower stomach cramps related to premenstrual stages (Bussmann & Glenn 2010).

It is known that during the early pregnancy, the mammal embryo is susceptible to the toxic action of some drugs. These harmful effects depend on the exposure time and its concentra-tion. At the undifferentiated stage of zygote proliferation and before implantation, exposure to a teratogen usually either kills

382

Benavides et al.


the fertilized ovum which results in a spontaneous abortion, or spares it completely (Stanley & Bower 1986). During the recent years there have been reports on the toxic effects of some medi-cinal plants on the mouse embryo development (Lemonica et al. 1996, Gutierrez-Pajares et al. 2003). Although it is common to evaluate xenobiotic effects on mammalian embryos during organogenesis, the effects of these agents on preimplantation development is less commonly studied. Toxic agents or an unfavorable environment during preimplantation stages could alter normal events to arrest embryos or invoke abnormalities that affect subsequent stages of development. In a previous work, Benavides et al. (2000) found 10% of abnormal embryos when 20% aqueous extract of oregano was orally provided to pregnant mice in contrast to 14,29% of abnormal embryos found in the control group.

For this reason, it is necessary to evaluate and rule out the possible side or toxic effects that those plants could have (Be-navides el al. 2001). The aim of this study was to examine the possible embryotoxicity of aqueous extract of O. vulgare on the mouse preimplantational embryo development.

Material and methodsBotanical samples were obtained from marketplace suppliers

who had collected the plants from public lands. They were identi-

fied by Esther Cox, professor of Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Voucher specimens of species studied are deposited in our laboratory.

Swiss Rockefeller strain mice from our animal house were maintained with a photoperiod of 14 h light/10 h dark, 22 – 24 ºC room temperature and free access to balanced diet pellets (Purina, Peru). Females between six to eight weeks old were mated with proved fertile males between 8 – 12 weeks old. When a vaginal plug was observed, it was considered to be day one of pregnancy.

Aqueous extract.- Leaves of O. vulgare were dried at 60 ºC in a stove for 24 h. The aqueous extract was prepared heating 300 g of oregano in 1500 mL of distillated water at 60 °C for 15 minutes, and then the extract was decanted. After filtration, a sample was separated for determination of the solid concen-tration (36 mg/mL). From this extract we prepared doses of O, 9, 18 and 36 mg/mL.

Experimental procedure.- Pregnant females were randomly assigned to four experimental groups: Group Control, Group A, Group B and Group C, each group (n= 10) was orally treated with 0, 9, 18 and 36 mg/mL ad libitum of aqueous extract of oregano, respectively since day one to day four. Female mice were euthanized by cervical dislocation 96 hours post copula (h.p.c.) and oviducts and uterine horns were excised, preimplantational embryos were collected by flushing oviducts and uterine horns with phosphate buffer saline (PBS, Sigma) pH 7,4 supplemented with 4 g/L bovine serum albumin (BSA. Sigma Chemical Co.) (Hogan et al. 1986).

Evaluation of embryo morphology and transport.- The stage and embryo quality were evaluated under a phase contrast microscopy and the grade of viability was determined by doing a morphological evaluation following Dorn & Kramer (1987) protocol with some of our own modifications (Figure 1):

Grade 1: there are no extruded blastomeres and the embryo has a rounded appearance.

Grade 2: there are extruded blastomeres and the embryo may not have a rounded appearance.

Grade 3: there are several extruded blastomeres and the embryo may be extremely malformed.

Degenerated: The embryo may be flat or bowl shape and most of the membranes are broken down.

Statistical analysis.- Data was evaluated by chi-square or Fisher test and all results with p<0,05 were considered statisti-cally significant.

ResultsThis is not the first time that our laboratory demonstrated

that oral administration of an aqueous extract of an herb causes damage to preimplantation mouse embryos (Gutierrez-Pajares 2003, Gonzales et al. 2007). In this time, this effect is not related to a systemic toxicity since there was no sign of intoxication in any of the doses in the pregnant mice.

Table 1 and 2 show the effects of treatment with aqueous extract of oregano on the early development stages of mouse embryo. Groups A and B did not show a significant difference when they were compared with the group control. There was

Figure 1. Gradation of 96 hpc preimplantational embryos.

383

Effects of origanum vulgarE on mouse embryo


not a similar results in group C where blastocyst stage decreased; 41,89% in comparison with the control, where it was 56,46% (p< 0,05). A significant increase in the morulae stage was obser-ved in the same group, demonstrating a slight delay in embryo development with the highest dose.

When the embryo quality was examined, we found a sig-nificant increase in the occurrence of degenerated embryos in all treated groups in comparison with group control (group A: 13,6%, group B: 9,72%, group C: 13,51% and group control: 5,06%). Also, a significant increase in the number of grade 1 embryos was observed in group B 65, 28% in comparison with group control 46,84%. A significant decrease in grade 2 embryos in groups A and B was observed. In the same way there was a significant decrease in grade 3 embryos in group C (Table 2).

DiscussionDomaracký et al. (2007) did not found influence of essential

oil of O. vulgare (carvacrol, 65%) on mouse preimplantational in vivo, however, the embryos was altered only minimally and appeared as an increase of cell death. In our results, there was a significant decrease in grade 3 embryos in group C (Table 2) as well. There are not many scientific reports about toxic activity of O. vulgare. Many studies exist in which antimicrobial activity from O. vulgare is confirmed. However plants oils and extracts are to be used for food preservation or medicinal purposes, issues of safety and toxicity will need to be addressed (Hammer et al. 1999). It has been reported that O. vulgare contains substances that have progestin bioactivity (Zava et al. 1998, Arcila-Lozano 2004), these substances have an action similar to progesterone, and they could act in favor of normal embryo development, which is evidenced by the increase of grade 1 embryos in all treated group, although this increase is only significative in group B. Furthermore, there are reports that O. vulgare has antioxidant effects (Yoshino et al. 2006, Jaloszyńsky et al. 2008) in front to the DPPH action, this effect is attributed to the rosmarinic acid (Yoshino et al. 2006) and its derivatives presents in this plant, conferring to O. vulgare a protecting character against cell damage by oxidation (Lamaison et al. 1990) or reducing the expression of the proinflammatory gene cyclooxygenase-2 (COX-2), which has been regarded as a risk factor in tumor development (Scheckel et al. 2008). Arcila-Lozano (2004) affirm

that the essential oil from Origanum have the property to increase the activity of the detoxicant enzyme, glutation S-transferase when it is administered orally.

In conclusion; this study shows that aqueous extract of O. vulgare does not have a toxic effects on development and mor-phology of preimplantational mouse embryo; only with the highest dose, a significant delay in the formation of blastocysts was observed.

Literature citedArcila-LozanoC.,Loarca-PiñaG.,Lecona-UribeS.,etal.2004.El

Orégano: Propiedades, Composición y Actividad Bioló-gica de sus Componentes. Archivos Latinoamericanos de Nutrición 54(1): 100–111.

Bakkali F., Averbeck S., Averbeck C. & M. Idaomar. 2008. Biological effects of essential oils – A Review. Food and Chemical Toxicology 46 (2): 446-475.

Benavides V., D-Arrigo O & J. Pino. 2001. Efectos Embriotóxicos de Picrosia longifolia Don (ASTERACEAE). Revista Peruana de Biología 8 (1): 80-82.

Benavides,V.,Trujillo,G.,D’Arrigo,G.,etal.2000.Evaluacióntoxi-cológica preliminar de Ruta graveolens, Origanun vulgare y Persea americana sobre embriones preimplantacionales deratón.RevistaPeruanadeBiología7(1):87-89.

Bussmann R.W. & A. Glenn. 2010. Medicinal plants used in Northern Peru for reproductive problems and female health. Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine 6: 30-30.

CosgeB.,A.Turker, I. Ipek,etal.2009.Chemicalcompositionsand antibacterial activities of the essential oils from aerial parts and corollas of Origanum acutidens (Hand.-Mazz.) Ietswaart, an endemic species to Turkey. Molecules 14:1702-1712.

Domaracký M., P. Rehák, Š. Juhás & J. Koppel. 2007. Effects of selected plant essential oils on the growth and development of mouse preimplantation embryos in vivo. Physiol. Res. 56:97-104.

DornC.G.&D.C.Kramer.1987.BovinoEmbryoGrading.TexasA & E University, USA.

FontQuerP.(1985).PlantasMedicinales.EditorialLaborS.A.I"edición.Barcelona,España.

GonzálesJ.,V.Benavides,R.Rojas&J.Pino.2007.Efectoem-briotóxico y teratogénico de Ruta chalepensis L. “ruda” en ratón (Mus musculus). Revista Peruana de Biología (Númeroespecial)13(3):223-225.

Goze I., A. Cetin & A. Goze. 2010. Investigation of effects of essentialoilsofOriganumminutiflorumOSchwarzPHDavis and Cyclotrichium niveum (Labiatae) plants on angiogenesis in shell-less Chick embryo culture. African JournalofBiotechnology9(14):2156-2160.

Gurudatt P., V. Priti, S. Shweta, et al. 2010. Changes in the essential oil content and composition of Origanum vulgare L. during annual growth from Kumaon Himalaya. Current Science 98(8):1010-1012.

Gutierrez-PajaresJ.L.,ZúñigaL.&J.Pino.2003.Rutagraveolensaqueous extract retards mouse preimplantation embryo development. Reproductive Toxicology 17(6): 667-672.

1-8 cells Morulae Blastocysts

Control 13,93 (11) 29,11 (23) 56,96 (45)Group A 12,35 (10) 19,75 (16) 67,9 (55)Group B 9,72 (7) 34,72 (25) 55,56 (40)Group C 6,76 (5) 51,35 (38)* 41,89 (31)*

Table 1. Number and percentage of embryos by stage obtained from females treated with aqueous extract of oregano.

Numbers in parenthesis represent quantity of evaluated embryos. Asterisks des-ignate significant differences between the control and treated groups (*p < 0,05).

Grade 1 Grade 2 Grade 3 Degenerate

Control 46,84 (37) 32,91 (26) 15,19 (12) 5,06 (4)Group A 61,73 (50) 17,28 (14)* 7,41 (6) 13,58 (11)Group B 65,28 (47)* 13,69 (10)* 11,11 (8) 9,72 (7)Group C 51,35 (38) 32,43 (24) 2,70 (2)* 13,51 (10)

Table 2. Number and percentage of embryo quality obtained from females treated with aqueous extract of oregano. Control vs. treated groups.

Numbers in parenthesis represent quantity of evaluated embryos. Asterisks designate significant differences between the control and treated groups (*p < 0.05).

384

Benavides et al.


HammerK.A.,CarsonC.F.&T.V.Ri1ley.1998.In-vitroactivityofessential oils in particular Melaleuca allemifolia (tea tree) oil and tea tree oil products, against Candida spp. Journal ofAntimicrobialChemotherapy42:591-595.

HammerK.A.,C.F.Carson&T.V.Rilley. 1999.Antimicrobialactivity of essential oils and other plant extracted. Journal ofAppliedMicrobiology86:985-599.

HoganB.,F.Constantini&E.Lacy.1986.Manipulatingthemouseembryo. A Laboratory Manual. USA Cold Spring Harbor Laboratory.

JaloszyńskyK.,A. Figiel&A.Wojdylo. 2008.Drying kineticsand antioxidant activity of oregano. Acta Agrophysica 11(1):81-90

LamaisonJ.,C.Petitjean-Freytget&A.Carnat.1990.Rosmarinicacid, total hydroxycinnamic derivates and antioxidant acti-vity of Apiaceae borraginaceae and Lamiaceae medicinais. Annales Pharmaceutiques Françaises 48:103-8.

Lans C., N. Turner, T. Khan, et al. 2007. Ethno veterinary medicines used for ruminants in British Columbia, Canada. Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine. 3:11.

Lemonica I.P,D.C.Damasceno&L.C.Di-Stací.1996.Studyofthe embryotoxic effects of an extract of Roseniary (Ros-marinasofficinalisL.).BrazilianJournalofMedicalandBiologicalResearch29:223-227.

Naghibi F., M. Mosaddegh, S. Mohammadi & A. Ghorbani. 2005. Labiatae Family in folk Medicine in Iran: from Ethnobo-tany to Pharmacology. Iranian Journal of Pharmaceutical Research2:63-79.

Nazia A., S. Sabahat & T. Perween. 2007. Antibacterial effects of Oregano (Origanum vulgare) against Gram Negative Ba-cilli.PakistanJournalofBotany.39(2):609-613.

Nurmi A., T. Nurmi, J. Mursu, et al. 2006. Ingestion of Oregano Ex-tract Increases Excretion of Urinary Phenolic Metabolites inHumans.J.Agric.FoodChem.54:6916-6923.

Scheckel K., S. Degner & R. Romagnolo. 2008. Rosmarinic Acid Antagonizes Activator Protein-1–Dependent Activation of Cyclooxygenase-2 Expression in Human Cancer and Nonmalignant Cell Lines. The Journal of Nutrition 138: 2098–2105.

StanleyF.&C.Bower.1986.Teratogenicdrugsinpregnancy.Me-dicineJournalofAustralia.145:596-599.

UlteeA,E.Kets&E.Smid.1999.MechanismsofactionofCarva-crol on me food-bome pathogen Bacillus cereus. Applied Environmental Microbiology. 65:4606-4610.

YoshinoK.,N.Higashi&K.Koga.2006.AntioxidantandAnti-inflammatoryActivities ofOreganoExtract. Journal ofHealthScience52(2):169–173.

ZavaD.T.,C.M.Dollbaum&M.Blen.1998.Estrogenandprogestinbioactivity of foods, herbs and spices. Proceeding Society ExperimentalBiologyMedicine217:369-78.

385

Efecto antitumoral de bomarEa cornigEra en sarcomas inducidos



Efecto antitumoral del extracto acuoso de Bomarea cornigera (Alstroemeriaceae) en sarcomas inducidos en ratones

José Suárez1, 2*, Christian Villanueva1, 2, Claudia Rodríguez1, 2, Karito Lavado1, Melissa Barbieri2, Luis Guzmán1,2, Ricardo Alfaro1, 2 y José Pino1

Antitumoral effect of the aqueous extracts of Bomarea cornigera (Alstroe-meriaceae) on the sarcoma induced in mice

* Dirección para correspondencias

1 Laboratorio de Reproducción y Biología de Desarrollo. Facultad de Ciencias Biológicas. Univer-sidad Nacional Mayor de San Marcos, Ciudad Universitaria, Av. Venezuela s/n. Apartado postal 11-058, Lima 11.

2 Asociación Presservaris. Calle Felix Tello Mz K lot 2 Urb. Honor y Lealtad, Surco. Lima, Perú. Teléfo-no. 51 1 2577556.Email José Suares:[email protected]

NOTA CIENTÍFICA


Resumen

Se investigó el efecto antitumoral del extracto acuoso del bejuco Bomarea cornigera. Ratones de la cepa Swiss albina fueron inoculados con la línea tumoral TG-180 por 15 días; luego del cual se separaron en 5 grupos (n=5 por grupo). Se administro intraperitonealmente ciclofosfamida (control positivo), agua destilada (control negativo) y el extracto en concentraciones de 1X, 2X y 4X; se evaluó la morbilidad, mortalidad, el peso y la longitud del sarcoma. Se encontró un efecto inhibidor del extracto de B. cornigera en el desarrollo del tumor sólido en ratones en los cuales se les transplanto el sarcoma TG-180. Las tasas de inhibición fueron 87,44 y 8,52% después de 17 días de tratamiento considerando la dosis 1X (más baja) y 2X (intermedia), respectiva-mente. Estos resultados sugieren que la administración de extracto acuoso de B. cornigera vía intraperitoneal puede ser útil como inhibidor del cáncer.

Palabras clave: Bomarea cornigera, antitumor, planta medicinal, TG-180, cáncer.

Abstract

We investigated antitumor effect of aqueous extract of Bomarea cornigera. Swiss albino mice strain were inoculated with tumor cell line TG-180 for 15 days, after which they were separated into 5 groups (n= 5 per group). Cyclophosphamide was administered intraperitoneally (positive control), distilled water (negative control) and the aqueous extract at concentrations of 1X, 2X and 4X; the morbidity, mortality, weight and length of the sarcoma were assessed. We found an inhibitory effect of extract of B. cornigera in the development of solid tumor in mice where the TG-180 sarcoma was transplanted. The inhibition rates were 87.44 and 8.52% after 17 days of treatment, considering 1X dose (lowest) and 2X (intermediate), respectively. These results suggest that administration of aqueous extract of B. cornigera intraperitoneally may be useful as a cancer inhibitor.

Keywords: Bomarea cornigera, antitumor, medicinal plant, TG-180, cancer.

IntroducciónDesde hace 3500 años el hombre ha empleado las plantas

para el tratamiento del cáncer y son más de 3000 especies de plantas las que se han reportado para el tratamiento de esta enfermedad, las cuales inhiben, revierten o retardan la carcino-génesis multiestadio (Young-Joon et al. 2001). El periodo de investigación científica al respecto es mucho más reciente, ya que es en 1958 cuando se aisló la vinblastina, y como resultado de ello, el Instituto Nacional del Cáncer de los Estados Unidos de América (NCI) inició diversas investigaciones acerca de las plan-tas con actividad anticancerosa, lo que condujo al aislamiento y conocimiento del mecanismo de acción de sustancias como las podofitoxinas, taxanos y camptotecinas. Posteriormente se han aislado de plantas compuestos que se encuentran en fase clínica como es el caso de la combretastatina A-4. (Vega-Avila et al. 2006).

La medicina tradicional es una actividad mundialmente reconocida y tiene una importancia económica creciente. Sola-mente en el año 2007 se gastaron en todo el mundo 4 billones de dólares por la venta de drogas anti cáncer de origen vegetal y es significativo que de los 141 medicamentos contra el cáncer que existen en el mercado de Estados Unidos de América, aproximadamente el 67% de éstos son de origen natural (Vega-Avila et al. 2006).

En los países en desarrollo, la medicina tradicional es a menudo el único y valido tratamiento accesible (Bussmann &

Sharon 2006). Las investigaciones para encontrar una droga anticáncer efectiva han motivado a los científicos para investigar la eficacia de los productos naturales en el tratamiento del cáncer, teniendo en cuenta que la literatura indica que mucha gente se cura del cáncer usando solo productos naturales las cuales en su mayoría tienen efecto antiproliferativos y mejorador de la respuesta inmune entre otros. Según Fabricant y Farnsworth (2001), el 80% de 122 drogas derivadas de plantas estaban relacionadas a su propósito etnofarmacológico original, dichas plantas eran originarias de los países tropicales.

La familia Alstroemeriaceae está distribuida desde Venezuela hasta Argentina especialmente en hábitats secos. En el Perú, son reconocidos dos géneros, Alstroemeria y Bomarea, y 85 espe-cies básicamente hierbas y enredaderas. El genero Bomarea se distribuye desde México hasta el norte de Argentina y Chile, esta restringido a la cordillera (hasta los 5200 m de altitud). El centro de diversidad es Ecuador y Perú (Hofreiter & Rodrí-guez 2006) y la mayoría de ellas son ornamentales. Bussmann & Sharon (2006) publicaron un compendio de plantas me-dicinales utilizadas en el norte del Perú y señalaron a Bomarea dulcis (Hook.) Beauv. como una planta usada para proteger y prevenir enfermedades. Bomarea cornigera Herb. es un bejuco, endémico del Perú, conocido solo en el centro del país, en unas pocas localidades, en la cuenca del Tulumayo. Si bien el valle de Chanchamayo ha sido extensamente alterado ecológicamente, esta especie ha sido registrada en diferentes años desde el siglo XIX. (León & Salinas 2006).

386

Suárez et al.


La ciclofosfamida es una droga alquilante antineoplásica, utilizada para desacelerar o detener el crecimiento de células cancerosas (linfomas, mielomas múltiples, leucemias, neuro-blastoma, carcinoma ovárico, retinoblastoma, cáncer del seno, etc.) (Pino et al. 2009).

Material y métodosSe utilizaron ratones machos (Mus musculus) de la cepa albina

Swiss de 6 a 8 semanas de edad y de 20 – 30 g de peso fueron obtenidos del Bioterio del laboratorio de Reproducción y Bi-ología del Desarrollo de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Todos los ratones fueron mantenidos bajo un régimen de 14 horas luz y 10 horas oscuridad, 22 – 24 ºC, 75 – 85 % HR y alimentados con alimento balanceado para animales (Purina, Perú), y agua ad libitum.

Bejucos de Bomarea cornigera Herb. fueron obtenidos de las comunidades indígenas Ashaninka de la provincia de Chanchamayo, departamento de Junín, en el mes de noviembre de 2005. En el laboratorio, fueron identificados por las claves vigentes (Hofreiter & Rodríguez 2006).

Se utilizaron una solución R10 (RPMI 1640 Sigma-Aldrich), suplementado con suero bovino fetal inactivado (Gibco), solución hepes 1M (Sigma) y L-Glutamine-Pe-Streptomycin (Sigma), ciclofosfamida (CP) [N, N - bis (2 - cloroetil) tetrahidro - 2H -1, 3, 2 –oxazafosforin - 2 - amino 2 - oxido] - Endoxan 200 mg, agua destilada, y Azul de Trypan.

Para la preparación del extracto acuoso, se hirvieron nudos (8 – 10 g) del tronco del bejuco en agua destilada por cada dosis, durante 30 min hasta obtener una infusión en re-cipientes conteniendo: 2 nudos en 1000mL (1X), 2 nudos en 500 mL (2X) y 2 nudos en 250 mL (4X) mL de agua, las dosis se mantuvieron a una temperatura de -20 °C en condiciones de esterilidad para su uso diario.

Para formar los tumores sólidos se trabajo con células de la línea TG180. Las células fueron descongeladas a baño maría durante 1 minuto, luego se añadió al vial 1mL de solución R10 (RPMI 1640 - Sigma-Aldrich suplementado con Suero Bovino Fetal inactivado – Gibco, Solución Hepes 1M Sigma y L-Glutamine-Pe-Streptomycin Sigma) y se traslado todo el contenido a un tubo Falcon de 15 mL con 8 mL de R10 a 4 °C. Las células de sarcoma fueron lavadas 3 veces cen-trifugándolas a 500 g por 10 min a 5 °C. Las células fueron estabilizadas en R10 (37 °C, 5% de CO2) durante 4 h.

Para determinar la viabilidad y recuperación, se determinó la concentración células de sarcoma mediante el conteo de células viables y no viables teñidas con un colorante vital (Azul de Trypan) y con ayuda de un microscopio compuesto. Con esos datos se calculo la viabilidad con la formula (Células vivas/células totales x100).

Cada ratón fue inyectado subcutáneamente (dorso) con 105 células/100 µL. Luego de la inoculación los ratones fueron ob-servados (comportamiento, respiración e irritabilidad) a los 30, 60, 120, 360 y 720 minutos posteriores al inoculo y luego cada 24 h, a fin de evaluar cualquier cambio que nos indique alguna reacción secundaria durante el proceso de colonización del de las células tumorales. Se espero 15 días para que el sarcoma se desarrollara, luego de lo cual se inicio la fase del tratamiento.

Diseño experimental.- Los ratones fueron distribuidos al azar en cinco grupos (n= 5, cada grupo) de tratamiento: Al grupo control positivo (TI), se le inyectó intraperitone-almente (i.p.) Ciclofosfamida (0,3 mg/mL), a los Grupo TII (1X), Grupo TIII (2X), Grupo TIV (4X) se les inyecto vía i.p. las dosis preparadas y guardadas; y al control negativo (TV), se le inyecto i.p. agua destilada (Grochow & Ames 1997); Los tratamientos fueron aplicados una vez al día, a la misma hora (12:00 m) durante 17 días.

Evaluación de los ratones.- Al finalizar el periodo de tratamiento los animales fueron eutanizados por dislocación cervical y se procedió a realizar la extracción de los tumores (Bezerra et al. 2006). Para ello se realizó una disección alrededor del tumor, teniendo mucho cuidado de no comprometer la integridad de este. Luego el tumor fue limpiado de grasa y piel. Los parámetros evaluados en los tumores fueron: peso y diámetro (balanza analítica y vernier, respectivamente). La tasa de inhibición (%) fue calculada por la siguiente formula:

Tasa de inhibición (%) = [(A – B)/A] x 100

Donde A es el peso promedio del tumor del control nega-tivo, y B es el peso del tumor en el grupo tratado. Se reviso, además otros órganos como hígado, riñones, pulmón, estomago, páncreas, intestinos y corazón en busca de alguna anomalía morfológica con ayuda de un microscopio de disección.

Análisis estadísticos.- Los resultados fueron expresados como medias ± D.S. y analizados por la prueba de ANOVA para un factor y el Test de Tukey (SPSS 15), p<0,05 fue considerado estadísticamente significativo.

ResultadosEl extracto acuoso de B. cornigera inhibió al sarcoma 180 (TG

180) en el ensayo in vivo en ratones (Tabla 1). El tamaño del tumor decreció y la tasa de inhibición aumento con el tiempo en el grupo tratamiento II (1X) comparado con el control, esto fue más evidente en los últimos días de observación.

Viabilidad de la línea celular TG 180

El número de células TG180 iniciales en el vial fue 12,3 x 106; luego de realizar el primer recuento se obtuvo 9,5 x 106 células vivas y 1,75 x 106 células muertas lo que significa una viabilidad del 84,49% y una recuperación del 91,46%, mientras que luego del establecimiento de las células en el segundo recuento se consiguió una viabilidad del 82,95% y una recuperación del 82,95%.

Estos resultados demuestran que las células se encontraban en óptimas condiciones para ser inoculadas en los ratones. Se logro formar tumores sólidos a partir de células TG180 en el 100% de los ratones inoculados.

Peso y longitud del tumor

Al evaluar los datos de peso y longitud del tumor entre los diferentes tratamientos se observó que el tratamiento II (1X) tuvo efectos similares a los observados al grupo tratado con ciclofosfamida. Sin embargo, al evaluar las otras dosis de Bejuco se observo que éstas no tuvieron efecto alguno sobre los tumores tratados, siendo la respuesta similar a la del control negativo. Al evaluar los órganos de los ratones no se observaron alteraciones morfológicas visibles.

387

Efecto antitumoral de bomarEa cornigEra en sarcomas inducidos


DiscusiónEl presente trabajo reporta la actividad antitumoral del

extracto acuoso de Bomarea cornigera en ratones a los cuales se les transplantó subcutáneamente células de Sarcoma 180. El Sarcoma 180 es un tumor originario de ratones y uno de las mas frecuentes líneas celulares utilizados en investigaciones in vivo relacionados a los agentes antitumorales (Bezerra et al. 2006). Los resultados obtenidos muestran que la infusión de B. cornigera a la concentración 1X posee un efecto antitumoral, tanto en términos de peso como en longitud, similar al de la Ciclofosfamida (Tabla 1), sin embargo la Ciclofosfamida posee un índice terapéutico muy bajo y es frecuente encontrar efectos tóxicos especialmente en pacientes que han recibido tratamiento inmunosupresor, además de ser potencialmente teratogénico. Dentro de las principales reacciones adversas de la ciclofosfamida tenemos toxicidad hematología, astenia, malestar general, infer-tilidad y alopecia (Grochow & Ames 1998; Sallan et al. 2006). Es por ello la importancia de encontrar tratamientos alternativos con plantas medicinales que muestren una eficacia similar pero sin presentar efectos adversos, lo que repercutiría directamente en mejorar la calidad de vida de los enfermos de cáncer que actualmente están bajo tratamiento quimioterapéutico (Natesan et al. 2007, Xie et al. 2008, Xue et al. 2009).

Aunque se podría esperar una mayor eficacia como efecto antitumoral a mayor concentración de la infusión, esto no fue así ya que se encontró a 1X la mayor reducción y eliminación del tumor, debido a una sobresaturación de los componentes activos sobre el sustrato. Nuestra observaciones de los órganos como hígado, estomago, riñón, pulmones y cerebro no encon-traron daños. Sin embargo es necesario realizar estudios sobre los posibles efectos tóxicos de la infusión de B. cornigera en los sistemas biológicos. Según Rao et al. (2008) cuando se ha utilizado Withaferina –A (obtenida de la solanacea Withania somnifera) en ratones inoculados con sarcoma 180, se observó un retardo significativo del crecimiento tumoral en dosis de 10, 12, 15 mg/kg de peso corporal, sin evidenciar ninguna toxicidad sistémica notable.

En la mayoría de los casos, los fitoquímicos contra el cáncer, aislados de plantas medicinales, actúan como potentes antioxi-dantes o antagonistas de los radicales libres y de esta manera minimizan el daño al DNA previniendo el cáncer (Madhuri & Pandey 2009). Otros fotoquímicos son inhibidores de la lipo-oxigenasa y de la urokinasa (Rao et al. 2008). Igualmente, los flavonoides tienen un rol quimo preventivo en el cáncer a través

de sus efectos en la transducción de señales en la proliferación celular (Rajkapoor et al. 2004).

El mecanismo de acción responsable de la actividad antitu-moral de la infusión de B. cornigera aun no está elucidado, sin embargo actualmente se está estudiando a nivel mundial el rol que tienen las sustancias naturales de diferentes plantas con propiedades medicinales sobre los diferentes sistemas biológicos del organismo para demostrar su efecto antitumoral, entre el-los tenemos los que buscan factores de inhibición de la mitosis (Bezerra et al. 2006), aquellos que estimulan al sistema inmune (Malik et al. 1991, Ismaili et al. 2009) o los que actuarían sobre el material genético (Hu et al. 2007), es por ello la importancia de diseñar pruebas posteriores como el ELISPOT con la cual podríamos medir el grado de expresión del INF-γ por parte de los linfocitos T (Alzamora et al. 2007) y que permitirían escla-recer a qué nivel estaría actuando la infusión de B. cornigera; además de análisis que permitan determinar la composición química de la infusión y establecer las fracciones que contienen los principios activos.

El presente estudio in vivo puntualiza la potencial actividad antitumoral de B. cornigera, sin embargo es importante señalar que se requieren estudios posteriores a fin de caracterizar los principios activos y elucidar los mecanismos biológicos por los cuales la infusión estaría teniendo este efecto.

Literatura citadaAlzamoraL.,E.Álvarez,D.Torres,H.Solís,ColonaE.etal.2007.

Efecto de cuatro ecotipos de Lepidium peruvianum Chacón sobre la producción de óxido nítrico in vitro. Rev. peru. biol.númeroespecial13(3):215–217.

Bezerra D., F. Castro, A. Alves, et al. 2006. In vivo growth-inhibition of Sarcoma 180 by piplartine and piperine, two alkaloid amides from Piper. Brazilian Journal of Medical and Bio-logicalResearch39:801–807.

Bussmann R. & D. Sharon. 2006. Traditional medicinal plant use in Northern Peru: tracking two thousand years of healing cultura. Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine 2:47 [http://www.ethnobiomed.com/content/2/1/47].

Fabricant D.S., & N. R. Farnsworth. (2001). The value of plants used in traditional medicine for drug discovery. Environ HealthPerspect109:69-75.

GrochowL.&M.Ames.(Eds.).1998.AClinician'sGuidetoChe-motherapy PharmacoKinetics and Pharmacodynamics. Lippincott Williams & Wilkins Publishers.

Hofreiter A. & E. Rodriguez. 2006. The Alstroemeriaceae in Peru andneighbouringareas.Rev.peru.biol.13(1):5–69.

Tratamiento Peso (g) Longitud (mm) Eliminación tumor

Control NegativoTumor 0,92806a 14,26a

0/5Inhibición % - -

Control PositivoTumor 0,1752b 5,28b

3/5Inhibición % 81,12 62,97

Tratamiento 1XTumor 0,11652b 3,98b

3/5Inhibición % 87,44 72,09

Tratamiento 2XTumor 0,849a 10,64a

1/5Inhibición % 8,52 25,39

Tratamiento 4XTumor 0,77136a 11,93a

1/5Inhibición % 16,88 16,34

a y b indican diferencias estadísticamente significativas P<0,05.

Tabla 1. Efecto (en porcentaje) de la infusión de extracto acuoso de Bomarea cornigera sobre la inhibición de tumores inducidos por células de Sarcoma TG180 en ratones.

388

Suárez et al.


Hu S., S. Chen, X. Li, R. Qin, & Z. Mei. 2007. Antitumor effects of Chi-Shen extract from Salvia miltiorrhiza and Paeoniae radix on human hepatocellular carcinoma cells. Acta Phar-macologica Sinica 28 (8): 1215–1223.

IsmailiN.Y.Bensouda,N.Mellas&H.Errihani.2009.Roleofchemotherapy in the management of primary rectal lym-phoma: a case report and review of the literatura. Cases Journal2:9373

LeónB.&N.Salinas.2006AlstroemeriaceaeendémicasdelPerú.Rev.peru.biol.Númeroespecial13(2):685–689.

MadhuriS.&G.Pandey.2009.Someanticancermedicinalplantsofforeignorigin.CurrentScience96(6):779-783.

MalikS.,R.Knowles,N.East,etal.1991.AntitumorActivityof-y-Interferon in Ascitic and Solid Tumor Models of Human OvarianCancer.CancerResearch51:6643-6649.

Natesan S., S. Badami, S. Dongre & A. Godavarthi. 2007. Antitumor Activity and Antioxidant Status of the Methanol Extract of Careya arborea Bark Against Dalton’s Lymphoma Ascites-Induced Ascitic and Solid Tumor in Mice. Journal of Pharmacology Science 103:12 – 23.

PatelB.,D.Sattwik,R.Prakash&M.Yasir.2010.NaturalBioac-tive Compound with Anticancer Potential. International Journal of Advances in Pharmaceutical Sciences 1:32-41.

PinoJ.,M.Noblecilla,P.Díaz,etal.2009.Efectodelextractoacuosode Uncaria Tomentosa Wiild D.C. sobre la calidad espe-rmática de ratones tratados con Ciclofosfamida. Revista Científica6(3):244-249.

RajkapoorB.,B.Jayakar,&N.Murugesh.2004.Antitumoractivityof Indigofera aspalathoides on Ehrlich Ascites carcinoma on mice. Indian Journal of Pharmacology 36(1): 38-40.

Rao G., S. Kumar, M. Islamand & S. Mansour. 2008. Folk medicines for anticancer therapy-a current Status. Cancer Therapy 6:913-922.

Sallan S., B. Camitta, D. Chan, D. Traggis, & N. Jaffe. 2006. Che-motherapy with cyclophosphamide, vincristine, cytosine arabinoside, and prednisone (COAP) in childhood acute lymphoblastic leukemia (ALL). Medical and Pediatric Oncology 3 (4):359–364.

Vega-ÁvilaE.,R.Velasco-Lezama&M.Jiménez-Estrada.2006.Las plantas como fuente de compuestos antineoplásicos. Revisión.Bioquimia31(3):97-111.

XieY.,T.Morikawa,K.Nimomiya,etal.2008.MedicinalFlowers,XXIII. New Taraxastane-Type Triterpene, Punicanolic Acid,withTumorNecrosisFactor–αInhibitorActivityfrom the Flowers of Punica granatum. Chemical Pharmacy Bulletin 56(11):1628-1631.

XueZ.,W.Yu,M.Wu,&J.Wang.2009.InVivoAntitumorandAntioxidative Effects of a Rapeseed Meal Protein Hydroly-sate on an S180 Tumor-Bearing Murine Model. Bioscience Biotechnology Biochemistry. 73 (11):2412-2415.

Young-JoonS.,Hye-KyungN.,Ji-YoonL.&Y.SamKeum.2001.Molecular Mechanisms Underlying Anti-Tumor Promot-ing Activities of Heat-Processed Panax ginseng C.A. Meyer. Journal of Korean Medicine Science 16 (Suppl): S38-41.

389

Efecto citoprotector del camu-camu myrciaria Dubia



Efecto citoprotector del camu-camu Myrciaria dubia en tres líneas celulares de ratón expuestos in vivo a bromato de potasio

Alvis Rafael*, Pino José, Gonzáles José, Francia Juan C., y Betty Shiga

Citoprotective effect of camu-camu Myrciaria dubia on three celular lines of mouse exposed in vivo to potassium bromate

* Autor para correspondencias:

Laboratorio de Reproducción y Biología de Desarrollo. Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Casilla 11-058, Lima 11, Perú. Tel.: +51 6 197000 – 1529; fax: +51 6 197000 – 1509.

E-mail Alvis Rafael: [email protected]

NOTA CIENTÍFICA


ResumenSe evaluó in vivo la capacidad citoprotectora del fruto de Myrciaria dubia (Kunth) McVaugh Camu-camu frente al daño mutagénico producido por bromato de potasio (68,5 mg/k) sobre tres líneas celulares de ratón (hígado, riñón y células sanguíneas). Se utilizó ratones (n= 120) divididos en tres grupos los cuales bebieron ad libitum: TI= control negativo (solo agua) y el grupo TIII (control positivo); El grupo TII bebió el extracto acuoso (2% p/v) del fruto de camu-camu. A los diez días se inyectó una dosis única de KBr03 (68,5 mg/kg peso corporal) vía intraperitoneal, a los grupos TII y TIII. El tratamiento con camu-camu continuo 35 días más, luego los ratones fueron eutanizados para determinar la frecuencia del daño al DNA mediante el protocolo del ensayo cometa alcalino. El grupo TII mostró en todas las líneas celulares el efecto citoprotector del camu-camu (p< 0,05). El efecto dañino al DNA por la acción oxidativa del KBrO3 es inhibido por el extracto acuoso del fruto de camu camu, probablemente por la presencia de los agentes antioxidantes como el Acido ascórbico y los flavonoides.

Palabras clave: Camu-camu, Myrciaria dubia, Bromato de potasio, genotoxicidad, ensayo cometa.

AbstractIt was evaluated in vivo the cytoprotective capacity of the fruit of Myrciaria dubia H.B.K. MC VAUGH "Camu-camu (Myrtacea) against mutagenic damage caused by potassium bromate (68.5 mg/k) on three mouse cell lines (liver, kidney and blood cells). Mice (n = 120) were divided into three groups which drank ad libitum: distilled water; TI (negative control) and TIII (positive control), the TII group (positive control) drank the aque-ous extract (2 %) of the fruit of Camu-camu. After ten days, only the TII and TIII groups were intraperitoneally injected with a single dose of KBr03(68.5 mg/k). The camu-camu treatment lasted 35 days more, where they were euthanized to determine the frequency of DNA damage by means of the alkaline comet assay protocol. It was observed in all cell lines a cytoprotective effect of camu-camu (p<0.05) with respect with the negative control. The DNA-damaging effects of oxidative KBrO3 action is inhibited by the 2% aqueous extract of camu-camu fruit, probably by the presence of antioxidants such as ascorbic acid and flavonoids.

Keywords: Camu-camu, Myrciaria dubia, Potassium bromate, genotoxicity, alkaline comet assay.

IntroducciónEl Bromato de potasio (KBrO3) es una sustancia ampliamente

utilizada para mejorar la calidad de la harina en la industria panificadora. Este aditivo aumenta y mejora la consistencia de la masa, además actúa como agente blanqueador favoreciendo la presentación del producto y reduciendo el costo del consumo de energía en la cocción (Ribotta et al. 1999). Durante la coc-ción, el KBrO3 se reduce en un compuesto llamado Bromuro de Potasio (BRK) (Cunningham & Anderson 1956); esta re-ducción es a veces incompleta y el producto residual del KBrO3 permanece en el gluten, por lo que es una fuente potencial de daño oxidativo al ingerirla (Kasai et al. 1987). Desde 1992, la Organización Mundial de la Salud (OMS) y la Organización de las Naciones Unidas para Agricultura y Alimentación (FAO) consideran al KBrO3 como sustancia nociva para los humanos, debido a que su ingestión prolongada puede causar vómitos, diarreas, metahemoglobinemia y daños renales (Watanabe et al. 2004); además, tiene efectos mutagénicos, destruye la vitamina B1, inhibe la disponibilidad del hierro y degrada el ácido fólico (Budavari et al. 1989). Las propiedades citotóxicas, mutagénicas y genotóxicas del KBrO3 radican en su capacidad de generar especies reactivas de oxigeno (ROS) y especies oxido de nitrógeno (NOS), que producen entre otras alteraciones la peroxidación lipídica y oxidación del DNA (Nakae et al. 2002); reportándose daños al riñón (mesoteliomas) (Kaya & Topaktaş 2007), y el incremento significativo de la frecuencia de células

micronucleadas (Hayashi et al. 1988, Poul et al. 2004). Ha sido reportado que una simple administración de KBr03 tiene el po-tencial para activar al 8-hidroxideoxiguanosina (8-OH-dG), un marcador representativo del daño oxidativo al DNA en riñones en ratas machos. El 8-OH-dG es el promotor mas importante de mutaciones y el inductor inicial de tumores provocado por el KBrO3 (Khan et al.2003). Teniendo en cuenta estos anteceden-tes, algunos países han prohibido el uso de bromato de potasio en la producción de pan. Sin embargo, el uso de KBrO3 todavía se da en la panificación artesanal (Kaya & Topaktaş 2007).

El camu-camu, Myrciaria dubia (Kunth) McVaugh es una especie frutal amazónica perteneciente a la familia de las Mir-táceas. Posee un alto contenido de ácido ascórbico (AsA) (entre 2780-4000 mg/100 g de pulpa) según investigaciones realizadas en Brasil (Justi 2000) y Perú (Ascuña et al. 1997). El AsA es un potente antioxidante soluble en agua el cual elimina de manera eficaz los radicales libres (Frei 1989). Además se ha reportado la presencia de flavonoides en este fruto, los cuales optimizan la acción del AsA (Ramberg 2003). Diversos estudios vienen dem-ostrando las propiedades antimutagénicas (Ghaskadbi & Vaidya 1989, Khan & Sinha 1993, Kojima et al. 1992), antigenotóxicas (Hoda & Sinha 1993); anticlastogénicas (Vijayalaxmi & Venu 1999) del ácido ascórbico debido a su capacidad antioxidatíva frente a la acción de los radicales libres (Chatterjee et al. 1995, Khan & Sinha 1993).

390

Rafael et al.


El uso del ensayo cometa se ha incrementado en los últimos años para evaluar daño oxidativo al DNA provocado por com-puestos genotóxicos (Poul et al. 2004, Olive & Banáth 2006). La popularidad de esta prueba se basa en su sensibilidad, relativo bajo costo y simplicidad (García et al. 2007). La manera más común para visualizar el efecto cometa es utilizando colorantes fluorescentes como DAPI, bromuro de Etidio, naranja de ac-ridina, etc.; estos colorantes no necesitan un tratamiento especial, aunque el uso de un microscopio de fluorescencia es podría ser un limitante; sin embargo los colorantes a base de plata ofrecen la posibilidad de colorear los cometas (daño al DNA) y visualizarlo a través de un microscopio convencional.

El presente estudio se prueba el extracto acuoso del fruto de Myrciaria dubia como un posible citoprotector del daño oxida-tivo producido por KBrO3 sobre el DNA de células polimorfo-nucleares de sangre venosa y de dos tipos celulares procedentes de hígado y riñón.

Material y métodosBromato de Potasio (KBrO3) (CAS: 7758-01-2), metanol

absoluto (Carlo Erba); Suero Albúmina de Bovino (BSA), Buffer Fosfato Salino (PBS) pH 7,2, y Giemsa (Sigma).

Se utilizaron 10 ratones machos Swiss albino Rockefeller de 6 a 8 semanas de edad, para cada tratamiento mantenidos bajo condiciones de bioterio de 14 horas Luz y 10 horas oscuridad, alimentados con alimento balanceado para animales (Purina, Perú), y agua ad libitum.

Frutos y muestras botánicas de camu-camu, Myrciaria dubia (Kunth) McVaugh fueron colectados en la ciudad de Pucallpa (Perú), para su posterior identificación con claves y tratamiento en el Laboratorio de Reproducción y Biología del Desarrollo (UNMSM); la pulpa de los frutos de camu-camu fueron ex-traídos y secados a 60 ºC por 24 horas. Luego se preparó un extracto acuoso al 10% (p/v) por 24 horas a 60 ºC. Después de las 24 horas el extracto es decantado, filtrado, cuantificado y guardado a -20 °C, con este extracto se preparó otro extracto acuoso final al 2% (p/v).

Tratamiento.- Se establecieron 3 tratamientos: TI= Control Negativo, TII= camu-camu + KBrO3 (68,5 mg/kg) y TIII= Control Positivo (KBrO3; 68,5 mg/kg). Los tratamientos fueron aplicados por un periodo de 35 días. Para el TI, se administro agua ad libitum. En el TII se utilizó el extracto acuoso (50 mg/k) de camu-camu, administrado ad libitum durante 10 días. A partir del décimo día de tratamiento se inyectó intraperitonealmente (i.p.) KBrO3. Simultáneamente se continuó administrando el extracto acuoso de camu-camu. Se tomaron datos de peso inicial y peso final.

Evaluación.- Para cada tratamiento los ratones fueron euta-nizados por dislocación cervical. Se registró el peso del hígado y del riñón de cada ratón.

Ensayo cometa.- Se utilizó el protocolo de Singh et al. (1988) modificado por Tice et al. (2000) para tejidos animales.

Las células del tejido sanguíneo fueron homogenizados en una solución salina suplementada con Na2EDTA; de inmediato se mezclaron con agarosa de bajo punto de fusión a 37 °C, luego se vertió la agarosa sobre un portaobjetos previamente recubierto con agarosa de punto de fusión normal, después de solidificarse la segunda capa se le cubrió con otra de agarosa de bajo punto

de fusión. Las láminas fueron incubadas en solución de lisis 2,5 M NaCl, 100 mM Na2EDTA, 10 mM Trizma, HCl, pH 12,1, Triton X-100 a 4 °C por 1 hora en una cubeta de electroforesis horizontal. La corrida se efectuó en el buffer 0,3 M NaOH 1 mM EDTA a 0,7 V/cm durante 30 minutos a 4 °C.

Para la evaluación de células de riñón e hígado, porciones de 0,01 g de tejidos procedentes de hígado y riñón fueron homogenizadas en una solución de NaCl y Na2EDTA, obtenié-ndose un precipitado. Previamente se vertió la agarosa sobre un portaobjetos previamente recubierto con agarosa de punto de fusión normal. Todos los tejidos animales fueron mezclados con agarosa de bajo punto de fusión a 37 °C; incubándose las láminas en solución de lisis 2,5 M NaCl, 100 mM Na2EDTA, 10 mM Trizma, HCl, pH 12,1 y Triton X-100 a 4 °C por 1 h. La corrida se realizó en una cubeta de electroforesis horizontal durante 30 minutos a 4 °C conteniendo buffer 0,3 M NaOH y 1mM EDTA. Todo el proceso se realizó con luz amortiguada.

La tinción fue realizada con una solución de nitrato de plata y se observó bajo un microscopio de campo claro. El grado de daño al DNA siguió el patrón de clasificación descrito por Sotil et al. (2007), el cual compara la cantidad observada en el núcleo denominado “cabeza” con la extensión de DNA llamado “cola”; se pueden considerar 5 niveles: Grado 0 o células no dañadas, sin cola; grado 1 o células ligeramente dañadas, con cola menor al tamaño de la cabeza, grado 2 o células dañadas, con cola igual al tamaño de la cabeza, grado 3 o células fuertemente dañadas, con cola mayor al tamaño de la cabeza, y grado 4 o células en apoptosis.

Estadística.- Los resultados obtenidos para todos los trata-mientos fueron analizados por test de Kolmovorof-Smirnov para comprobar si los resultados tenían una distribución normal (datos paramétricos). Una vez corroborados estos resultados se aplico la Prueba Paramétrica de Tukey para la comparacion de medias con diferencia significativa p<0,05; entre TI y cada grupo de tratamiento.

Resultados Según el patrón de clasificación para determinar el daño en

el DNA no se observaron diferencias significativas (p<0,05) entre TI y TII para las tres líneas celulares en estudio. Al com-parar TI y TII con TIII respectivamente, se evidenció diferencias significativas (p>0,05) con respecto al daño inducido por KBrO3 (Tabla 1).

Discusión Estudios in vivo e in vitro han demostrado el efecto citotóxico,

genotóxico y carcinogénico del KBrO3 en roedores (Perry & Evans 1975, Carrano & Johnston 1977, Carrano et al. 1978). Los resultados obtenidos en este estudio confirman el efecto genotóxico de KBrO3 in vivo para tres líneas celulares de ratón (sangre, hígado y riñón).

El hecho de no encontrar efecto sobre el peso corporal (dato no publicado); ni alteración clínica o en el comportamiento del animal, sugiriere que los tratamientos no inducen a una toxicidad sistémica en la dosis propuesta.

No se conoce el mecanismo específico por el cual el bromato de potasio induce los tumores. Se ha sugerido que el bromato de potasio produce su respuesta toxica a través de un daño oxidativo como resultado del incremento de los niveles de peroxido lipídico, la carcinogénesis inducida por bromato sería

391

Efecto citoprotector del camu-camu myrciaria Dubia


consecuencia de la peroxidación lipídica y generación de radicales de oxigeno (ROS) que inducen el daño al DNA (Wolf et al. 1998) cambiando la expresión génica por alteraciones en uno u varios factores de transcripción o mecanismos de transducción de señales (Suzuki et al. 1997).

El efecto protector de las sustancias antioxidantes contra la genotoxicidad puede realizarse de tres maneras (O'Donoghue et al. 1999): (1) disminuyendo la asimilación de genotoxicantes prooxidantes, (2) previniendo su formación en la dieta misma; como agente reductor en los lugares de acción de los prooxidante e (3) induciendo enzimas de detoxicación capaces de reducir a los intermediarios activos de oxigeno.

Al analizar el efecto protector del extracto acuoso del fruto de Myrciaria dubia mediante el ensayo cometa se evidenció que no existen diferencias significativas entre TII y TI; este resul-tado sugiere un efecto protector del extracto acuoso del fruto del camu-camu frente al daño oxidativo de KBrO3. Levine et al. (2001) encontró que el suplemento oral con vitamina C en humanos disminuye el daño al DNA inducido por el peroxido de hidrogeno (H2O2). Estudios in vivo en células humanas e in vivo en roedores (Sai et al. 1992) demostraron que altas concentraciones intracelulares de ácido ascórbico reducen las mutaciones causadas por el estrés oxidativo del KBrO3; es prob-able que el alto contenido de AsA o vitamina C presente en el fruto de camu-camu, sea la responsable del efecto protector evidenciado en los resultados al encontrarse un número similar de células de grado 0 entre TII y TI.

Según Fenech et al. (1999, citado por Poul et al. 2004) el bromato de potasio induce alteraciones permanentes a partir de diferentes tipos de daños que pueden ser detectados en un test de micronúcleo mediante el bloqueo de citocinesis. Estos hallazgos indicarían que el bromato de potasio induce a un daño del DNA por una serie de diferentes mecanismos además del estrés oxidativo.

AgradecimientoAl Consejo Superior de Investigación del Vicerrectorado de

Investigación de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por la ayuda económica.

Literatura citadaAscuñaY.M.,LiraJ.yP.C.Mouráo.1997.Proyectodepre-factibili-

dad para la producción de pulpa de camu-camu (Myrciaria dubia H.B.K. Mc. Vaugh) en Pucallpa. [TESIS], UNAM.

BudavariS.,O'neilM.,SmithA.andP.E.Heckelman.1989.TheMerck Index: an Encyclopedia of Chemicals, drugs and Biologicals. 11th ed. Rahway, NJ: Merck and Company, Inc.

CarranoA.V.&G.R.Johnston.1977.ThedistributionofmitomycinC-induced sister chromatid exchanges in the euchromatin andheterochromatinoftheIndianmuntjac,Chromosoma64:97–107.

CarranoA.V.,ThompsonL.H.,LindiP.A.andJ.L.Minkler.1978.Sister chromatid exchanges as an indicator of mutagenesis, Nature 271: 551–553.

ChatterjeeI.B,MukhopadhyayC.K.andM.K.Ghosh.1995.VitaminC: a potential savior against free radical induced oxidative damage.CurrentScience;69(9):747–751.

CunninghamD.andJ.Anderson.1956.Decompositionofbromatein fermenting and nonfermenting doughs, Cereal Chem. 33:290–299.

FreiB.1989.Ascorbateisanoutstandingantioxidantinhumanbloodplasma.PNASUSA;86:6377-381.

García O., Romero I., González J. and T. Mandina. 2007. Measure-ments of DNA damage on silver stained comets using freeInternetsoftware.MutationResearch627:186–190.

GhaskadbiS.&V.Vaidya.1989.Invivoantimutageniceffectofascorbic acid against the mutagenicity of the common antiameobic drug diiodohydroxyquinoline. Mutation Res. 222:219–222.

HayashiM.,KishiM., SofuniT., andM. Ishidate Jr. 1988.Mi-cronucleustestsinmiceon39foodadditivesandeightmiscellaneous chemicals. Food Chemical Toxicology 26:487–500.

HodaQ.andS.P.Sinha.1993.Vitamin–Cmediatedminimisationofrogorinducedgenotoxicity.MutationRes.;229:29-36.

Justi K. 2000. Nutritional composition and vitamin C stability in stored camu-camu (Myrciaria dubia) pulp. Arch. Lati-noam. Nutr.Dec.;50(4):405-8.

KasaiH.,NishimuraS.,KurokawaY.andY.Hayashi.1987.Oraladministration of the renal carcinogen, potassium bromate, specifically produces 8-hydroxydeoxyguanosine in rattargetorganDNA.Carcinogenesis8:1959–1961.

KayaF.&M.Topaktaş.2007.Genotoxiceffectsofpotassiumbro-mate on human peripheral lymphocytes in vitro. Mutation Research 626: 48–52.

Grado 0 Grado 1 Grado 2 Grado 3 Grado 4

SangreControl Negativo 93,60 ± 1,32 3,40 ± 1,28 0,80 ± 0,37 1,20 ± 0,48 0,60 ± 0,24Tratamiento 88,00 ± 2,46* 5,80 ± 0,86 * 3,40 ± 1,43* 1,80 ± 0,58 1,00 ± 0,54Control positivo 80,80 ± 3,00 9,00 ± 0,94 5,00 ± 0,70 3,00 ± 0,70 2,00 ± 0,77RiñónControl Negativo 96,40 ± 0,81 1,60 ± 0,24 0,60 ± 0,24 0,80 ± 0,97 0,80 ± 0,37Tratamiento 85,00 ± 2,56* 9,00 ± 2,02* 2,60 ± 0,40* 1,60 ± 0,40 1,60 ± 0,24Control positivo 86,00 ± 2,02 6,80 ± 1,01 3,40 ± 0,74 1,60 ± 0,50 3,00 ± 1,04HígadoControl Negativo 94,00 ± 0,54 3,20 ± 0,58 1,60 ± 2,44 0,80 ± 0,20 0,50 ± 0,28Tratamiento 75,60 ± 2,50* 12,80 ± 1,39* 5,60 ± 1,02 2,00 ± 0,63 1,20 ± 0,48Control positivo 68,80 ± 2,65 14,00 ± 1,22 8,40 ± 1,02 4,40 ± 0,81 4,40 ± 1,24

Tabla 1. Porcentajes promedio de células sanguíneas observadas (en parentesis intervalo de confianza) según los grado de daño al DNA (Sotil et al. 2007) en la determinacion de la capacidad citoprotectora del fruto de Myrciaria dubia, Camu-camu, frente al daño mutagénico producido por bromato de potasio sobre celulas de hígado, riñón y sangre de ratón.

* Prueba de Tukey. Diferencia significativa p <0,05 comparando el tratamiento y los controles.

392

Rafael et al.


Khan N., Sharma S. & S. Sultana. 2003. Nigella sativa (black cumin) ameliorates potassium bromate-induced early events of carcinogenesis: diminution of oxidative stress. Human & ExperimentalToxicology22:193-203.

KhanP.&S.Sinha.1993.Antimutagenicefficacyofhigherdosesofvitamin–C.MutationRes.;298:157–161.

KojimaH,KonishiH,KurodaY.1992.EffectsofL-ascorbicacidon the mutagenicity of ethlymethane sulfonate in cultured mammaliancells.MutationRes.;266:85–91.

LevineM.,WangY.,PadayattyS.J.,andJ.Morrow.2001.Anewrecommended dietary allowance of vitamin C for healthy young women Proc. National Academic Science U.S.A. 98:9842–9846.

NakaeD.,UmemuraT.andY.Kurokawa. (2002).Reactiveoxy-gen and nitrogen oxide species-induced stress, a mayor intrinsic factor involved in carcinogenic processes and a possibletargetforcancerprevention.AsianPacificJournalof Cancer Prevention 3:313-318.

O'DonoghueJ.,BarberE.D.,HillT.,AebiJ.andL.Fiorica.1999.Hydroquinone: Genotoxicity and Prevention of Genotoxic-ity Following Ingestion. Food and Chemical Toxicology 37:931-936.

Olive P. and J. Banáth. 2006. The comet assay: a method to mea-sure DNA damage in individual cells. Nature Protocols 1(1):23–29.

Perry P.&H.Evans. 1975.Cytological detection ofmutagen-carcinogen exposure by sister chromatid exchange, Nature 258: 121–125.

Poul J., Huet S., Godard T and P. Sanders. 2004. Lack of genotoxicity of potassium iodate in the alkaline comet assay and in the cytokinesis-block micronucleus test. Comparison to potas-siumbromate.FoodandChemicalToxicology42:203–209

Ramberg J. 2003. Why are Whole-Food Dietary Supplements Better than Single-Nutrient Supplements? A Review Based in theVitaminCLiterature.GlycoScience&Nutrition;JulVol. 4, No. 4 : 1-8.

Ribotta,P.,MorcilloM.yA.León.1999.Efectodedistintosoxi-dantes sobre la calidad de panes elaborados por el método tradicional argentino. Agriscientia, Vol. XVI: 3-10.

SaiK.,UmemuraT.,TakagiA.,HasegawaR.andY.Kurokawa.1992.The protective role of glutathione, cysteine and vitamin C against oxidative DNA damage induced in rat kidney by potassium bromate. Japan. J. Cancer Res., 83, 45–51.

SinghN.P.,MccoyM.T.,TiceR.R.andE.L.Scheider. (1988).Asimple technique for quantitation of low levels of DNA damage in individual cells. Experimental Cell Research, 237: 123-130.

Sotil G., Alvis R., Francia J. y B. Shiga. 2007. Aplicación de dos biomarcadores para el análisis de lesiones en el DNA debivalvosmarinos.Rev.Perú.Biol.Númeroespecial13(3):249-253.

SuzukiY.J.,FormanH.J.andA.Sevanian.1997.OxidantsasStimu-lators of Signal Transduction. Free Radical Biology & Medicine22,269-285.

Tice R.R., Agurell E., Anderson D., Burlinson B., Hartmann A., KobayashiH.,MiyamaeY.,RojasE.,RyuJ.C.andY.F.Sasaki. 2000. Single cell gel/comet assay: guidelines for in vitro and in vivo genetic toxicology testing. Environmental and Molecular Mutagenesis 35, 206–221.

VijayalaxmiK.K,andR.Venu.1999.InvivoanticlastogeniceffectsofL–ascorbicacidinmice.MutationRes.;438:47–51.

WatanabeS.,TajimaY.,YamaguchiTandT.Fukui.(2004).Potas-sium Bromate-induced hyperuricemia stimulates acute kidney damage and Oxidative Stress. Journal of Health Science, 50(6): 647–653.

WolfD.,CrosbyL.,GeorgeM.etal.1998.Timeanddose-dependentdevelopment of Potasium bromate – Induced tumors in male Fischer 344 Rats. Toxicologic Pathology 26(6):724-729.

393

Fe de errata

Rev. peru. biol. 17(3): 000- 000 (December 2010)

Rev. peru. biol. 17(3): 393 (Diciembre 2010)© Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM ISSN 1561-0837

FE DE ERRATA

La familia Conidae en el mar peruano

Carlos Paredes1,2, Franz Cardoso1,2, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero1

The family Conidae from Peruvian Sea

1 Laboratorio de Biología y Siste-mática de Invertebrados Marinos, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Apdo. 11-0058, Lima, 11, Perú. Email Carlos Paredes: [email protected]

2 Departamento de Malacología, Museo de Historia Natural, Univer-sidad Nacional Mayor de San Mar-cos, Apdo. 14-0434, Lima 14, Perú.

Comunicamos a nuetros lectores que en la leyenda de las Figuras 1 - 8, del trabajo La familia Conidae en el mar peruano de Paredes et al., Rev. peru. biol. 17(1): 065- 073 (Abril 2010), debe considerarse el siguiente cambio: Dice:(5) Conus (Leptoconus) regularis Debe decir:(5) Conus (Leptoconus) recurvus

394

Fe de errata

Rev. peru. biol. 17(3): 000- 000 (Diciembre 2010)

A fortuitous ant-fern association in the Amazon lowlands of Peru

Blanca León1,2,3 and Kenneth R. Young1

Una asociación fortuita planta-hormiga en la Amazonía baja del Perú

FE DE ERRATA

1 Department of Geography & the Environment, University of Texas at Austin. Email Blanca León:[email protected] Email Kenneth R. Young:[email protected]

2 Plant Resources Center, Uni-versity of Texas at Austin.

3 Museo de Historia Natural, UNMSM, Av. Arenales 1256, Lima-14, Peru.

Comunicamos a nuetros lectores que por error en la versión online fue omitida omitida la Tabla 1 en el trabajo A fortuitous ant-fern association in the Amazon lowlands of Peru, de León and Young, Rev. peru. biol. 17(2): 245 - 247 (Agosto 2010)

Plant species Tree Liana 1 Liana 2 Cordia nodosaAsplenium pseudoangustum Stolze - - 8 -Asplenium serratum L. 1 - - -Microgramma reptans (Cav.) A.R. Sm. - 1 - -Polytaenium cajenense (Desv.) Benedict - 2 1 2Philodendron cf. heterophyllum Engl. - - - 1Bryophytes +++ ++ + -

Table 1. Number of individuals and presence of epiphytes

Rev. peru. biol. 17(3): 394 (Diciembre 2010)© Facultad de Ciencias Biológicas UNMSM

395Rev. peru. biol. 17(2): 000- 000 (August 2010)

Colofón

396

Suscripciones y CanjeSubscriptions and Exchange programs

La Revista Peruana de Biología aparece con una periodicidad semestral y esta dedicada a la publicación de los resultados de investigaciones originales e inéditas en las áreas de Biodiversidad, Biotecnología, Manejo ambiental, Ecología y Biomédicas. Los trabajos recibidos son evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento.

The Revista Peruana de Biología has a semester periodicity and publishes the results of original research in Biodiversity, Biotech-nology, Environmental management, Ecology and Biomedical areas. Papers in Spanish or English are peer-reviewed using international criteria of quality, creativity, originality and the knowledge contribution.

Revista Peruana de Biología

Suscripción anual, costo incluye envío.Annual subscription, mailing is included.Perú 150 nuevos solesOther countries US$ 120

Nombre/name:……………………………………………………………..

Dirección postal/Full postal address: ……………………………………………

…………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………

…………………………………………………………………………………

Favor de extender Cheque certificado u orden de pago a nombre de la Facultad de Ciencias Biológicas-UNMSM.

Please make check or money order payable to Facultad de Ciencias Biológicas-UNMSM.

Enviar a:Send to:

Leonardo Romero Editor, Revista Peruana de Biología Facultad de Ciencias Biológicas-UNMSM Casilla Postal: 11-0058 Lima-11, Perú

Mayor información dirigirse a:For futher information contact:Editor Jefe, Leonardo RomeroTeléfono (511) 619-7000-1502/ Telefax (511) 619-7000-1509email: [email protected]

397Rev. peru. biol. 17(2): 000- 000 (August 2010)

1. La Revista Peruana de Biología es una publicación científica arbitrada y es editada por el Instituto de Investigaciones de Ciencias Biológicas Antonio Raimondi, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú. Tiene una periodicidad semestral y los números aparecen en agosto y diciembre, tanto en su versión impresa como Online.2. La Revista Peruana de Biología recibe artículos completos, originales e inéditos en los temas de biodiversidad, biotecnología, ecología, manejo ambiental y biomedicina, elaborados según las normas indicadas en las presentes pautas.3. Los artículos pueden ser presentados en idioma inglés o castellano.4. Los artículos serán evaluados por árbitros según criterios internacionales de calidad, creatividad, originalidad y contribución al conocimiento. El artículo es aceptado luego del proceso de revisión por árbitros y las modificaciones indicadas. El artículo aceptado será editado y una prueba enviada al autor para la aceptación y consentimiento de publicación.5. El artículo deberá ser presentado acompañado de una carta dirigida al Editor Jefe, firmada por el responsable del trabajo con quien se tendrá comunicación, indicando además el carácter inédito, original y completo del artículo presentado y su disposición para que sea revisado y editado.6. El artículo puede ser enviado por correo común; en este caso por triplicado y además los archivos digitales apropiados. El artículo comprende el texto, con las páginas numeradas correlativamente. Las ilustraciones, en hojas aparte, comprenden las tablas y figuras.7. El artículo también puede ser enviado por email al Editor Jefe. Los archivos deben ser enviados de acuerdo a las pautas indicadas en el presente documento.8. El tExto del artículo debe ser escrito en tipo Courier 12 puntos, doble espacio, en A4. En general todos los artículos deben de tener: Título (en inglés y castellano), nombre y apellido de los autores, institución de los autores, dirección postal y correo electrónico de los autores, Resumen no mayor de 250 palabras (en inglés y castellano), 5 palabras clave (en inglés y castellano).9. El título no debe de exceder de 20 palabras y debe expresar el contenido real del trabajo, si incluye un nombre genérico o específico se indicarán los taxa de referencia.10. los AgrAdEcimiEntos deben dedicarse solamente a las personas e instituciones que colaboraron directamente en la realizacióndel trabajo.11. La Revista cuenta con las siguientes secciones:a. trAbAjos originAlEs. Son artículos primarios, inéditos que exponen los resultados de trabajos de investigación y constituyenaportes al conocimiento. Deben contener las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), Introducción, Material y métodos, Resultados, Discusión, Agradecimientos y Literatura citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 20 páginas, las ilustraciones deben ser sólo las necesarias para una mejor exposición de los resultados.b. notAs ciEntíficAs. Son artículos primarios, reportes de resultados cuya información es de interés para la comunidad científica. La extensión del texto no será mayor de 8 páginas. Esta sección debe tener las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), cuerpo de la Nota, Agradecimientos y Literatura citada.c. Artículos dE rEvisión. Son artículos primarios, en esta sección se incluyen trabajos que constituyen una exhaustiva revisión del tema de investigación del autor, se incluyen aquí tesis, revisiones taxonómicas y recapitulaciones. Deben contar las siguientes partes: Título, autores, Resumen (en inglés y castellano), palabras clave (en inglés y castellano), Introducción, cuerpo de la revisión, Agradecimientos y Literatura citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 35 páginas. Las ilustraciones deben ser sólo las necesarias para una mejor exposición de los resultados.d. comEntArios. Son artículos donde se discute y exponen temas o conceptos de interés para la comunidad científica. Se incluyen aquí ensayos de opinión y monografías. Deben contar con las siguientes partes: Título, autores, cuerpo del comentario, y Literatura Citada. Todo el artículo debe tener un texto promedio de 10 páginas.e. comEntArios dE libros. Son artículos que comentan recientes publicaciones de interés para la comunidad científica.Puede solicitarse al Comité Editor la elaboración de un comentario enviando dos copias del libro a la dirección postal de la Revista Peruana de Biología.12. Cuando el artículo exponga sobre experimentos con humanos y animales, los procedimientos deben de ceñirse a la Declaración de Helsinki de 1975 y a las leyes peruanas vigentes (Ley 27265). Deben ser presentadas las declaraciones pertinentes y mencionadas en el texto.13. Cuando el artículo exponga sobre nuevas especies, nuevos registros, ampliaciones biogeográficas o inventarios taxonómicos debe indicarse el depósito de los ejemplares en un centro de referencia taxonómico.14. Cuando los especímenes hallan sido colectados en áreas protegidas, debe de indicarse los respectivos permisos. 15. Los nombres científicos del género y especie irán en cursivas. La primera vez que se cita un organismo deberá hacerse con su nombre científico completo (género, especie y autor); posteriormente podrá citarse solamente la inicial del nombre genérico y el nombre específico completo.16. Deben usarse los símbolos de las unidades del Sistema Internacional de Medidas. Si fuera necesario agregar medidas en otros sistemas, las abreviaturas correspondientes deben ser definidas en el texto. Decimales con coma, no punto (ejemplo correcto: 0,5; incorrecto: 0.5).17. lAs citAs En El tExto deben incluir el apellido del autor y año (ejemplo: (Carrillo 1988) o « ... de acuerdo a Sánchez (1976)…» o (Chávez y Castro 1998, Rios 1999, Piedra 2001)). Si hay varios trabajos de un autor en un mismo año, se citará con una letra en secuencia adosada al año (ejemplo: Castro 1952a). Cuando hay más de dos autores se citará al primer autor y se colocará et al. (Ejemplo: (Smith et al. 1981) o «según Smith et al. (1981)»).

PAUTAS PARA LA PRESENTACIÓN DE LOS ARTÍCULOS EN LA REVISTA PERUANA DE BIOLOGÍAEnero 2009

(Continúa....)

398

18. La litErAturA citAdA incluirá todas las referencias citadas en el texto dispuestas solamente en orden alfabético y sin numeración. La cita se inicia con el apellido del primer autor a continuación, sin coma, las iniciales del nombre con puntos y sin espacio. El segundo y tercer autor deben de tener las iniciales de los nombre y a continuación el apellido. El último autor se diferenciara por que le antecede el símbolo &. Si hubiesen más de tres autores pueden ser indicados con la abreviatura et al. En la literatura citada solamente se usa letra tipo normal, no itálica, no versalita. Ejemplos:a. Montgomery G.G., R.C. Best & M. Yamakoshi. 1981. A radio-tracking study of the American manatee Trichechus inunguis (Mammalia: Sirenia). Biotropica 13: 81 -85.b. Buhrnheim C.M. & L.R. Malabarba. 2006. Redescription of the type species of Odontostilbe Cope, 1870 (Teleostei: Characidae: Cheirodontinae), and description of three new species from the Amazon basin. Neotrop. ichthyol. 4 (2): 167-196.c. Nogueira R.M.R., M.P. Miagostovich, H. G. Schatzmayr, et al. 1995. Dengue type 2 outbreak in the south of the State of Bahia, Brazil: laboratorial and epidemiological studies. Rev. Inst. Med. trop. S. Paulo 37 (6): 507-510.d. McLachlan A. & A.C Brown. 2006. The Ecology of Sandy Shores. Elsevier Science & Technology Books. 373pp.e. Crawford D.J. 1983. Phylogenetic and systematic inferences from electrophoretic studies. In: S.D. Tanksley and T.J. Orton, eds. Isozymes in plant genetics and breeding, Part A. Elsevier, Amsterdam. Pp. 257-287.f. Pianka E.R. 1978. Evolutionary ecology. 2nd edn. New York: Harper & Row.g. Carroll S.B. 2005. Evolution at Two Levels: On Genes and Form. PLoS Biol 3(7): e245. <http://biology. plosjournals.org/archive/1545-7885/3/7/pdf /10.1371_journal.pbio.0030245-S.pdf >. Acceso 31/07/2005.h. Food and Drug Administrations (FDA). 2001. Fish and Fishery Products Hazards and Controls Guidance. Third Edition June 2001. <http://www.cfsan.fda.gov/~comm/haccp4.html> (acceso 24/12/07).i. CONAM. 2005. (en línea). Informe nacional del estado del ambiente 2001. <http://www.conam.gob.pe /sinia/INEA2001.shtml>. Acceso 31/07/2005.j. IMARPE. 2002. (en línea). Segundo informe del BIC José Olaya Balandra. Paita – Salaverry. 24 febrero- 05 Marzo 2002. <http://www.imarpe.gob.pe /imarpe/informeolaya02-032002.php>. Acceso 01/07/2005.k. Solari S.A. 2002. Sistemática de Thylamys (mammalia: didelphimorphia: marmosidae). Un estudio de las poblaciones asignadas a Thylamys elegans en Perú. Tesis, Magíster en Zoología, mención Sistemática y Evolución. Facultad de Ciencias Biológicas Universidad Nacional Mayor de San Marcos. <http://www.cybertesis.edu.pe/sisbib/2002/solari_ts /html/indexframes.html>. Acceso 31/07/200519. Las citas de artículos en prensa deben incluir el volumen, el año y el nombre de la revista donde saldrán publicados; de lo contrario deberán ser omitidos.20. Deben evitarse las citas a resúmenes de eventos académicos (congresos y otros) y las comunicaciones personales.21. Las Figuras (mapas, esquemas, diagramas, dibujos, gráficos, fotos, etc.) serán numeradas correlativamente con números arábigos; de igual manera las Tablas. Las leyendas de las figuras deben presentarse en hoja separada del texto y deben ser suficientemente explicativas. Cada tabla debe llevar un título descriptivo en la parte superior.22. Cuando el trabajo es enviado por correo postal, las figuras serán presentadas en papel Canson y con tinta china, en un tamañoA4, montados sobre cartulina blanca. Los dibujos y fotos de estructuras y organismos deben llevar una escala gráfica para facilitarla determinación del aumento. Los mapas deben llevar las respectivas coordenadas. Las fotografías deben tener 15x10 cm de tamaño como mínimo, en papel liso, con amplio espectro de tonos y buen contraste, montados sobre una cartulina blanca A4. Costos por fotografías a color deberán ser asumidos por el autor.23. Si las figuras fuesen escaneadas, deben guardarse en un archivo TIFF, tamaño natural, 600 dpi. Las gráficas de origen electrónico deben de enviarse en formato nativo editable (achivo.xls, archivo.wmf, archivo.svg, archivo.eps). Los mapas en formatos SHP.Fotos de cámaras digitales en formato JPGE mayor a 3Mpixel. Otros archivos independientes en formato TIFF, BMP, Ai, PSD.Costos por ilustraciones a color serán asumidos por el autor.24. Los archivos deben presentarse por separado, esto es, un archivo con el texto y leyendas en formato MS-Word. Otro archivopara las tablas en MS-Excel o como tablas en MS-Word. Otros archivos en formatos nativos, no como imágenes insertadasen otros archivos (por ejemplo no enviar imágenes pegadas en una hoja de MS-Word o Excel).25. Sólo se aceptan fotos e imágenes digitales de alta calidad.26. El material enviado no será devuelto, por lo que los autores deben tomar sus precauciones.27. Una prueba del trabajo revisado, editado y diagramado además del costo por impresión será enviado al autor para su aprobación.28. El autor principal podrá solicitar cuatro ejemplares de la revista. Un número de separatas adicional podrá ser solicitado antesde la impresión teniendo en cuenta los costos respectivos.

Comité EditorEmail: [email protected] postal: Leonardo Romero (Editor)Revista Peruana de BiologíaUNMSM-FCBApartado 11-0058Lima 11Perú

(continúación...)

Fe de errata393 La familia Conidae en el mar peruano The family Conidae from Peruvian Sea Carlos Paredes, Franz Cardoso, Katherine Altamirano, Paul Baltazar y Leonardo Romero394 A fortuitous ant-fern association in the Amazon lowlands of Peru Una asociación fortuita planta-hormiga en la Amazonía baja del Perú Blanca León and Kenneth R. Young

(Continúa...)

Revista PeRuana de Biología

Volumen 17 Diciembre, 2010 Número 3Rev. peru. biol. ISSN 1561-0837

Contenido

Editorial273 Quiero ser citado Leonardo RomeroTrabajos originales277 Respuestas de los murciélagos a la fragmentación del bosque en Pozuzo, Perú Responses of bats to forest fragmentation at Pozuzo, Peru José Luis Mena285 Características de una población sobreexplotada de concha navaja, Ensis macha, en Bahía Independencia, Perú, durante el 2004 Overfishing population characteristics of razor clam, Ensis macha, from Independencia Bay, Peru, in 2004 year Roberto Espinoza, Juan Tarazona y Jürgen Laudien293 Varamientos y captura incidental de tortugas marinas en el litoral de Tumbes, Perú Stranding and incidental catch of sea turtles in the coastal Tumbes, Peru Carlos A. Rosales, Manuel Vera y Jorge Llanos303 Lista de cigarritas (Hemiptera: Cicadellidae) de Cusco, Perú Checklist of leafhoppers (Hemiptera: Cicadellidae) from Cusco, Peru Juan F. Costa y Pedro W. Lozada317 Análisis numérico de las especies de Prosopis L. (Fabaceae) de las costas de Perú y Ecuador Numerical analysis of Prosopis L. (Fabaceae) species from the coasts of Peru and Ecuador Alicia D. Burghardt, M. Magdalena Brizuela, M. Pía Mom, Luis Albán y Ramón A. Palacios325 Diferenciación morfológica y por ISSR (Inter simple sequence repeats) de especies del género Plukenetia (Euphorbiaceae) de la Amazonía peruana: propuesta de una nueva especie Differentiation morphological and by Inter simple sequence repeats (ISSR) of species of genus Plukenetia (Euphorbiaceae) from Peruvian Amazon: suggestion for a new species Ángel Rodríguez, Mike Corazon-Guivin, Danter Cachique, Kember Mejía, Dennis Del Castillo, Jean-François Renno y Carmen García-Dávila331 Medicinal plants used in Peru for the treatment of respiratory disorders Plantas medicinales utilizadas en Perú para el tratamiento de enfermedades respiratorias Rainer W. Bussmann and Ashley Glenn347 Palmeras usadas por los indígenas Asháninkas en la Amazonía Peruana Palms used by Ashaninka indigenous people in Peruvian Amazon Joanna Sosnowska, Damaso Ramirez y Betty Millán353 Actividad inhibitoria de plantas in vitro de Drosera capillaris sobre Mycobacterium tuberculosis Inhibitory activity of in vitro plants from Drosera capillaris against Mycobacterium tuberculosis Jimmy Alvarado, Hilda Vásquez, Guillermo E. Delgado, Dalva Trevisan, Oscar Horna, Jurandir Pereira y Consuelo Rojas359 Prevalencia y distribución de los principales agentes etiológicos que afectan los langostinos silvestres en Tumbes, Perú Prevalence and distribution of the principal etiologic agents that affecting wild shrimps from Tumbes, Peru Rubén Alfaro Aguilera, Mervin Guevara Torres, Isaías Gonzales Chávez365 Identificación molecular y actividad sobre sustratos cromogénicos de la venombina A del veneno de la serpiente peruana Bothrops atrox Molecular identification and activity upon chromogenic substrates of a venombin A from Bothrops atrox Peruvian snake venom Gustavo A. Sandoval, Fanny Lazo, Edith Rodriguez, Armando Yarlequé y Russolina B. ZingaliNotas científicas371 Toxicidad aguda y crónica del lindano sobre Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae) Acute and chronic toxicity of lindane on Ceriodaphnia cornuta (Cladocera: Daphniidae) Jorgelina Juárez y Alcira Villagra de Gamundi377 Nuevas evidencias de la presencia del Oso Andino (Tremarctos ornatus) en las Yungas de Puno, el registro más austral de Perú Presence of the Andean Bear’s (Tremarctos ornatus) new evidences in the Yungas of Puno, Peru’s southernmost record Gisella Márquez y Víctor Pacheco381 Effects of aqueous extract of Origanum vulgare L. (Lamiaceae) on the preimplantational mouse embryos Efecto del extracto acuoso de Origanum vulgare L. (Lamiaceae) en embriones preimplantacionales de ratón Víctor Benavides, Guadalupe D’Arrigo and José Pino385 Efecto antitumoral del extracto acuoso de Bomarea cornigera (Alstroemeriaceae) en sarcomas inducidos en ratones Antitumoral effect of the aqueous extracts of Bomarea cornigera (Alstroemeriaceae) on the sarcoma induced in mice José Suárez, Christian Villanueva, Claudia Rodríguez, Karito Lavado, Melissa Barbieri, Luis Guzmán, Ricardo Alfaro y José Pino389 Efecto citoprotector del camu-camu Myrciaria dubia en tres líneas celulares de ratón expuestos in vivo a bromato de potasio Citoprotective effect of camu-camu Myrciaria dubia on three celular lines of mouse exposed in vivo to potassium bromate Alvis Rafael, Pino José, Gonzáles José, Francia Juan C., y Betty Shiga

Documents

Revista Peruana de Biologia v17n3