Septiembre 2019 Volumen XXXVII, No. 3 The ICAC Files...Como resultado, la edición de septiembre de 2019 del ICAC RECORDER se centra exclusivamente ... virus bacteriófagos también

The

Recorder

Septiembre 2019 Volumen XXXVII, No. 3

ISSN 1022-6303

ICACComité Consultivo Internacional del Algodón

Índice • Editorial ............................................................................................................................................................. 3

• Breve revisión – Edición del genoma basada en CRISPR/Cas: una nueva era para el cultivo transgénico y preciso de algodón ......................................................................................................................................... 4

• Breve revisión – CRISPR/CAS9, TALENS y nucleasas para la edición génica en la mejora del algodón ...... 13• Breve revisión – Regulación de la seguridad biológica de CRISPR/Cas9 y cultivos modificados

genéticamente ................................................................................................................................................. 21• Breve revisión – Gestión de la calidad de la fibra de algodón para una industria textil sostenible ............ 25

REVISTA ESPECIAL: EDICIÓN DEL GEN BASADA EN CRISPR/CAS9 EN ALGODÓN

The ICAC Recorder, Septiembre 2019 3

The ICAC RECORDER (ISSN 1022-6303) se publica cuatro veces al año por la Secretaría del Comité Consultivo Internacional del Algodón, 1629 K Street, NW, Suite 702, Washington, DC 20006-1636, EE.UU. Editor: Keshav R. Kranthi <[email protected]>. Precio de la suscripción: $220.00 (edición impresa). Copyright © ICAC 2018. Prohibida la reproducción parcial o total sin el consentimiento de la Secretaría.

Editorial

Para la mayoría de los científicos, CRISPR (repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas) es una nueva y emocionante herramienta de edición de genes. Se considera que CRISPR tiene todos los elementos que pueden transformar radicalmente la naturaleza como nunca antes. En el futuro, ¡podría reconocerse como el descubrimiento científico más importante del siglo XXI! Como resultado, la edición de septiembre de 2019 del ICAC RECORDER se centra exclusivamente en “CRISPR para la mejora del algodón”.Pero CRISPR no es sólo una herramienta de edición de genes. Se lo considera la propia armería de Dios obsequiada a pequeñas bacterias para que puedan luchar contra la invasión viral. La ciencia tal vez nunca sea más fascinante que esto. Imagine lo siguiente: Un pequeño virus inyecta su ADN en una pequeña bacteria para secuestrar el ADN bacteriano y que se convierta en un nuevo virus. ¡Pero la pequeña bacteria se pone en acción! Entiende el peligro del ADN invasor, de modo que lee las secuencias de ADN del virus, selecciona un segmento corto de 30 letras y lo copia en su propio ADN genómico para crear una biblioteca CRISPR de las piezas invasoras del ADN viral. La bacteria ahora está lista para combatir los ataques virales. Tan pronto como un bacteriófago inyecta su ADN en la bacteria, esta revisa su biblioteca de ADN espaciador para leer y reconocer secuencias idénticas en el ADN viral invasor y destruirlo cortándolo en pedazos. La biblioteca de CRISPR bacteriano se sigue ampliando con cada nuevo ADN viral invasor, y la información genética se transmite a sus hijos para darles inmunidad contra bacteriófagos. Se podría pensar que las bacterias son más inteligentes y que los bacteriófagos ya estarían extinguidos, pero los virus bacteriófagos también siguen evolucionando en este juego de ajedrez de Dios. Existen más de 10 quintillones (1031) de bacteriófagos, por lo que son probablemente los organismos vivos más populosos del planeta.Curiosamente, el microbiólogo británico Ernest Hanbury Hankin, que trabajó en la India, publicó en 1896 un trabajo de inves-tigación sobre bacteriófagos en la revista Annales de l’Institut Pasteur. 10:511-523. En él, indicó la posible presencia de virus bacteriófagos en los ríos Ganges y Yamuna que tenían la capacidad de controlar el cólera debido a infección bacteriana. Veinte años más tarde, el microbiólogo franco-canadiense introdujo el término “terapia de fase” para curar la disentería utilizando bacteriófagos. Estos científicos consideraron que los virus bacteriófagos eran más inteligentes que las bacterias. Casi 100 años después, los científicos confirmaron que no sólo las bacterias eran tan inteligentes, sino que también tenían la armería CRISPR, que ahora utilizan los científicos para editar genes de una manera absolutamente precisa para entender mejor las funciones genéticas, curar los trastornos genéticos y mejorar los cultivos agrícolas.Hay un fuerte debate sobre si CRISPR se usará para el bienestar humano o si podría terminar en manos de un científico disi-dente, que podría distorsionar el curso natural de la evolución con el pretexto de crear “mejores seres humanos” u “organis-mos de élite”. El primo de Charles Darwin, Sir Francis Galton, creó el término “eugenesia” (bien nacido o buenos genes) y sugi-rió que la raza humana podría mejorarse reteniendo a individuos superiores y eliminando a los discapacitados e inferiores. Su idea creó una era de caos en la historia de la humanidad en Gran Bretaña, Francia, los Estados Unidos y Alemania, que culminó en horrendos campos de exterminio y genocidio. Un nuevo capítulo en la era de la eugenesia parece haber comenzado en 2018, cuando un científico chino llamado He Jiankui afirmó haber editado los genomas de niñas gemelas eliminando el gen CCR5, lo que las haría inmunes al virus del VIH. El traba-jo de Jiankui no sólo atrajo críticas de la comunidad científica, sino que también planteó alertas contra el potencial mal uso de la tecnología. No estaría mal decir que la tecnología CRISPR es lo suficientemente poderosa como para usarse para el bienestar humano, o utilizarse de manera negativa para consecuencias desastrosas, como la energía nuclear. El ICAC RECORDER no trata estos aspectos del debate, sino que desea que los científicos agrícolas consideren todas las posibles consecuencias antes de intentar modificar la evolución natural. La información sobre CRISPR ha aumentado a pasos agigantados en los últimos 20 años. Hay reseñas brillantes y videos en Internet que podrían proveer información general al lector sobre el potencial de CRISPR, así como las posibles consecuencias. En este volumen, hay cuatro breves reseñas que describen CRISPR en el contexto de las tecnologías de edición genética exis-tentes, los mecanismos de regulación de la seguridad biológica y la promesa de edición genética para mejorar el algodón. Creo que las cuatro breves reseñas de este volumen del ICAC RECORDER se centran en el futuro del algodón a través del prisma de CRISPR/Cas. Que disfrute la lectura.

4 The ICAC Recorder, Septiembre 2019

ResumenEl sueño a largo plazo de los científicos e investigadores del algodón es crear nuevos cultivares de algodón con un alto grado de precisión. Sin embargo, se necesita alrededor de una década para desarrollar un nuevo cultivo utilizan-do las tecnologías tradicionales de selección, que invaria-blemente presentan incertidumbres debido a una posible vinculación con rasgos indeseables. Aunque la tecnología transgénica aporta enormes beneficios a la producción de algodón, sólo se puede utilizar para rasgos limitados y es probable que los genes objetivo se inserten en un lugar aleatorio del genoma, lo que podría afectar la función de otros genes. Las tecnologías de edición del genoma recien-temente desarrolladas, en particular CRISPR/Cas (repe-ticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas, y la proteína Cas9 asociada al CRISPR), están iniciando una nueva era para el desarrollo trans-génico y el cultivo de precisión del algodón. Esta nueva tecnología permite a los agricultores y científicos editar cualquier gen objetivo y modificar cualquier rasgo del algodón con fines agrícolas. CRISPR/Cas 9 se ha utilizado recientemente para modificar la fibra de algodón y el desa-rrollo de raíces, así como para responder al estrés biótico y abiótico. Muchos estudios revelan que CRISPR/Cas es una herramienta poderosa para la reproducción precisa, para acortar significativamente el tiempo de reproducción. En general, se cree que pronto los cultivares de algodón de élite serán establecimientos de alto rendimiento, calidad y tolerancia al estrés ambiental en un tiempo acelerado utilizando CRISPR/Cas y otras herramientas moleculares relacionadas.

IntroducciónEl algodón es uno de los cultivos económicos y de fibra más importantes del mundo, que se ha cultivado en unos cien países durante miles de años. Desde que el algodón se domesticó hace 5.000 años (Yoo y Wendel, 2014), el hombre ha intentado mejorarlo genéticamente para obte-ner mayores rendimientos, mejor calidad, mayor toleran-cia a diferentes tensiones abióticas y bióticas, y mejores características, como la maduración temprana adecuada para una corta temporada de cultivo. Sin embargo, los

Breve revisión Edición del genoma basada en CRISPR/Cas: una nueva era para el cultivo transgénico y

preciso de algodónBaohong Zhang, Departamento de Biología, Universidad de Carolina del Este, Greenville, NC 27858.

Correo electrónico: [email protected]; Teléfono: 252-328-2021

métodos tradicionales de cultivo dependen de un simple cruce genético y/o de múltiples cruces entre dos o más líneas diferentes de germoplasma de élite; que suele estar seguido de múltiples cruces y/o retrocruces. Este método tradicional de cultivo no sólo requiere mucho tiempo, sino que también significa “selección genética por casualidad” porque no sabemos el alcance de los cambios genéticos y dónde exactamente se modificará la información genética. Desde la década de 1980, la tecnología transgénica se ha usado intensamente para modificar los cultivos, abriendo así una nueva era para el rápido desarrollo de nuevos culti-vos con rasgos específicos (Zhang, 2019). La tecnología transgénica reduce significativamente el tiempo de cultivo para modificar un rasgo individual mediante la inserción de un gen exógeno individual en el genoma vegetal. El algo-dón es uno de los primeros cultivos transgénicos comer-cializados en el campo. El cultivo de algodón transgénico resistente a los insectos, basado en genes derivados de la bacteria del suelo Bacillus thuringiensis (Bt) fue adoptado por primera vez por los agricultores en 1996. Posterior-mente, el cultivo del algodón Bt se adoptó ampliamente, lo que ha dado lugar a enormes beneficios económicos y sociales en muchos países, incluidos los Estados Unidos, China, la India, Australia y el Brasil (Zhang, 2019). Sin embargo, actualmente, el algodón transgénico en el campo se limita a dos rasgos: la resistencia a los insectos y a los herbicidas. La razón principal de la limitada mejoría de los rasgos es que la tecnología transgénica tradicional sólo brinda margen para sobreexpresar un gen individual insertándolo en un lugar al azar, lo que, muchas veces, podría hacer que interactúe con otros genes o interrum-pa otras funciones genéticas. Además, es difícil inhibir o eliminar un gen individual con la tecnología transgénica actual. En los últimos diez años, el desarrollo de herramientas de edición del genoma ha revolucionado muchos campos, incluyendo la mejora de los cultivos. Esto también abre una nueva era para los cultivos transgénicos y el cultivo de precisión del algodón.


La edición del genoma ofrece impor-tantes oportunidades para mejorar los cultivos La edición del genoma es un tipo especial de ingeniería genética, en el que una tijera molecular corta una molé-cula de ADN en un lugar específico después del cual se crea una ruptura de doble cadena (DSB, por sus siglas en inglés) en el lugar deseado, que es reparada por los meca-nismos internos de reparación molecular celular, incluida la recombinación homóloga (HR, por sus siglas en inglés) y la unión de extremos no homóloga (NHEJ, por sus siglas en inglés). Basándose en diferentes mecanismos, la repara-ción producirá resultados diferentes, incluyendo la elimi-nación e inserción de nucleótidos, lo que generará una desactivación de genes (knockout). Sin embargo, la edición del genoma también puede utilizarse para insertar un gen individual en una ubicación específica de un cromo-soma o incluso para sustituir un gen no funcional por un gen funcional y reparar la función genética de un mutante genético. A diferencia de la tecnología transgénica tradi-cional, en la que se inserta al azar un gen deseado en un genoma receptor, la edición del genoma inserta un mate-rial genético o elimina una secuencia breve de nucleótidos en un lugar específico. Así, la edición del genoma también se denomina edición precisa del genoma.La clave para la edición precisa del genoma es encontrar una tijera molecular perfecta que pueda cortar eficazmen-te un genoma individual en un sitio cromosómico especí-fico. Desde la primera tijera molecular, la “meganucleasa”, que se identificó a finales de los años ochenta y se aplicó para editar un gen individual, la edición del genoma se ha desarrollado rápidamente y se ha aplicado al estudio funcional de los genes y al desarrollo biotecnológico de selección tanto de plantas como de animales (Wang et al., 2016). Actualmente, hay cuatro tipos principales de nucleasas que se utilizan como tijeras moleculares: • Meganucleasas • Nucleasas con dedos de zinc (ZFN, por sus siglas en

inglés) • Nucleasas de actividad similar al activador de trans-

cripción (TALEN, por sus siglas en inglés) • Repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regu-

larmente interespaciadas, y su proteína asociada, comúnmente llamada Cas (CRISPR/Cas).

Las meganucleasas existen comúnmente en muchas especies microbianas y reconocen una gran secuencia de ADN de doble cadena de 12 a 40 pares de bases (Silva et al., 2011). Puesto que reconocen una secuencia de ADN grande, las meganucleasas tienen varias ventajas, entre ellas, menos efectos fuera del objetivo y, por lo tanto, menos toxicidad. Sin embargo, debido a que la construc-ción de enzimas específicas para la secuencia para una

posible secuencia de ADN objetivo es complicada, costosa y lleva tiempo, la edición del genoma basada en la mega-nucleasa se está reemplazando rápidamente por otras tije-ras moleculares.Si las meganucleasas son la primera generación de tijeras moleculares para la edición del genoma, las nucleasas con dedos de zinc (ZFN) y las nucleasas de actividad similar al activador de transcripción (TALEN) deberían ser la segun-da generación de tijeras moleculares. Tanto los ZFN como los TALEN son proteínas específicas de unión al ADN y tienen un mecanismo similar para cortar una secuencia individual de ADN. Los ZFN y los TALEN se han empleado con éxito para desactivar varios genes individuales y estudiar la función genética, e incluso para alterar rasgos importantes en los cultivos (Wright et al., 2014). Sin embargo, debido al hecho de que la construcción de ZFN y TALEN es lenta y compli-cada, para muchos laboratorios se ha vuelto tedioso reali-zar la investigación relacionada. La segunda generación de herramientas de edición del genoma fue reemplazada rápidamente por herramientas de tercera generación: las repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regu-larmente interespaciadas, y su sistema proteico asociado (CRISPR/Cas).CRISPR/Cas es una enzima de la endonucleasa del ADN guiada por el ARN asociada con el CRISPR. Se identifi-có primero de una bacteria grampositiva Streptococcus pyogenes, y posteriormente se encontró en muchas bacte-rias y arqueas (Sorek et al., 2008). El sistema CRISPR/Cas es utilizado por las bacterias para combatir otra invasión de moléculas de ADN de bacteriófagos o ADN de plásmi-dos (Sorek et al., 2008). Por lo tanto, CRISPR/Cas es un sistema de inmunidad adaptable empleado por las bacte-rias. Desde que se identificó, los científicos reconocieron que CRISPR/Cas podía desarrollarse como un poderoso instrumento para editar genomas vegetales y animales. En la actualidad, muchas enzimas de Cas se han identi-ficado y modificado para numerosos fines, entre ellos el mejoramiento del rendimiento y la calidad de los cultivos, así como la lucha contra diferentes presiones ambientales adversas.La edición del genoma basada en CRISPR constituye una enorme promesa para la mejora de cultivos (Sedeek et al., 2019). En primer lugar, se pueden utilizar herramien-tas de edición del genoma CRISPR/Cas para mejorar significativamente el rendimiento de los cultivos. Mejorar el rendimiento de las cosechas es un sueño a largo plazo de científicos y agricultores. Sin embargo, debido al hecho de que el rendimiento de los cultivos se rige por rasgos cuan-titativos y está controlado por múltiples genes, la ciencia de la mejora genética para el aumento del rendimiento es compleja. Además, todavía no está claro cómo los genes asociados con el rendimiento se regulan mutuamente para controlar la productividad de los cultivos. En las últimas


dos o tres décadas, los científicos han hecho todo lo posible por aumentar los rendimientos a través de métodos trans-génicos, aunque sin éxito. Aunque todavía no se ha encon-trado un solo gen importante que controle el rendimiento, muchos estudios revelan que unos pocos genes afectan negativamente el rendimiento de los cultivos. Se supone que el rendimiento podría mejorarse inhibiendo o silen-ciando estos genes negativos. Un estudio reciente reveló que la desactivación de los genes gn1a, dep1 y gs3, que son reguladores negativos de los rendimientos del arroz, por parte del genoma CRISPR/Cas 9 dio lugar a una mejora significativa de los parámetros de rendimiento, incluida la mejora del número de granos, panículas densas y ergui-das, y un mayor tamaño de los granos en el arroz (Li et al., 2016). Otra investigación en la que se utilizó la edición del genoma CRISPR/Cas 9 en el arroz también reveló que la desactivación de los reguladores negativos del peso de los granos, GW2, GW5 y TGW6, aumentó el tamaño y el peso de estos (Xu et al., 2016).La edición del genoma CRISPR/Cas también aumentó significativamente la resistencia de las plantas a diver-sas tensiones abióticas y bióticas ambientales, incluidas bacterias, hongos y/o enfermedades inducidas por virus. Por ejemplo, CRISPR/Cas 9 editó mutantes genéticos de Locus (mlo) resistentes al moho, que confirieron resisten-cia hereditaria de amplio espectro al moho en polvo en el trigo harinero hexaploide (Wang et al., 2014). Al centrarse en tres diferentes cepas del virus de la papa Y PVR, Zhan y sus colegas (2019) crearon mutantes de la papa con genoma editado con una resistencia de amplio espectro a múltiples cepas del virus de la papa Y (PVY).CRISPR/Cas: una nueva era para la ciencia transgénica y el cultivo de precisión en el algodónEl algodón es un hexaploide alogénico, lo que dificulta obtener una línea directa para mejorar los rasgos median-te el cultivo tradicional. Aunque los agricultores del algo-dón han adoptado con éxito el algodón Bt y el algodón resistente a los herbicidas en todo el mundo, la tecnolo-gía del cultivo transgénico sigue siendo compleja, prin-cipalmente por las imprevisibles influencias genéticas que pueden originarse por la inserción de transgenes en lugares aleatorios del genoma. Desde que la tecnología CRISPR/Cas 9 se utilizó con éxito para estudiar las funcio-nes genéticas en las plantas de manera precisa, ha atraído una gran atención de la comunidad científica del algodón. En la actualidad, muchos laboratorios de investigación y agricultores, incluidas las empresas de biotecnología, han incursionado en este apasionante campo utilizando herra-mientas de edición del genoma CRISPR/Cas para estudiar las funciones genéticas y mejorar los rasgos del algodón. Por lo tanto, la edición del genoma basada en el CRISPR/Cas está surgiendo rápidamente como una nueva tecnolo-gía para el desarrollo transgénico y el cultivo de precisión del algodón.

CRISPR/Cas 9 para el desarrollo de la fibra de algodónLa fibra de algodón es el principal producto económico del algodón y la fuente natural más pura de celulosa. En las últimas décadas, muchos científicos han intentado comprender los mecanismos con los que las células de algodón controlan la iniciación de la fibra durante las primeras etapas de desarrollo, para que el conocimiento pueda usarse para mejorar el rendimiento y la calidad de la fibra de algodón. En la actualidad, se han identificado muchos genes codificantes y no codificantes, incluidos varios factores de transcripción (Mansoor y Paterson, 2012) y microARN (Wang y Zhang, 2015), que están asociados con la diferenciación y el desarrollo de la fibra de algodón. Sin embargo, todavía no se conoce el papel y la medida en que cada gen contribuye al desarrollo de la fibra de algodón, ni el mecanismo molecular preciso que controla este proceso. La tecnología transgénica tradicio-nal puede utilizarse para sobreexpresar un gen individual y estudiar su función durante el desarrollo de la fibra de algodón; sobre la base de este concepto, varios estudios demostraron que algunos genes desempeñan un papel durante el inicio de la fibra de algodón y el desarrollo inicial (Lu et al., 2018; Huang et al., 2018; Hu et al., 2016). Sin embargo, la sobreexpresión de un gen o de unos pocos genes podría tener efectos no específicos y es difícil inhibir la expresión de un solo gen a través de la tecnología trans-génica tradicional, que hace casi imposible estudiar un gen cuya expresión se inhibe durante el desarrollo de la fibra de algodón. La tecnología de edición del genoma basada en CRISPR no sólo permite la inserción transgénica en un lugar específico del cromosoma, sino que también permite la desactivación de un gen individual para cualquier estu-dio biológico, incluido el desarrollo de fibras. Como sabe-mos que muchos factores de transcripción, incluyendo la mieloblastosis (MYB) y TEOSINTE-BRANCHED1/CYCLOI-DEA/PCF (TCP), están asociados con el inicio de la fibra de algodón y el desarrollo temprano, CRISPR/Cas podría ofrecer oportunidades de manipulación para precisión. En nuestro reciente estudio, hemos identificado con éxito más de 200 factores de transcripción MYB en algodón (He et al., 2016). Estos factores de transcripción MYB se expresan de forma diferenciada durante el desarrollo de la fibra de algodón, así como en respuesta a diferentes tensiones ambientales (He et al., 2016; Huang et al., 2018). Entre ellos, al menos 36 se expresaron preferentemente o en gran medida en fibras posantítesis (DPA) de 20 días, y estos MYB fueron identificados como supuestos regu-ladores de la pared celular secundaria (SCW) (Huang et al., 2018). MYB212 es necesario para el alargamiento de la fibra de algodón mediante la regulación del transporte de la sacarosa en fibras en expansión (Sun et al., 2019). El factor similar a MYB25 es un factor de transcripción R2R3 MYB que se expresa únicamente durante el inicio de la


fibra de algodón, especialmente a la edad de -1 a 3 DPA; esta etapa es muy importante para las células epidérmicas que se diferencian en una fibra de algodón larga (Walford et al., 2011).En 2017, empleamos la herramienta de edición del genoma CRISPR/Cas 9 para desactivar el gen similar a MYB25 en el algodón. Este es el primer informe que utiliza la herra-mienta CRISPR/Cas 9 para lograr la desactivación de un gen endógeno en el algodón. En este estudio diseñamos un protocolo de edición del genoma simple y rápido (Figura 1) para desactivar un gen individual del algodón (Li et al., 2017). Esta estrategia se puede utilizar para diseñar una o más guías ARN (gARN) que se pueden utilizar para un gen individual. La construcción vectorial es tan simple que se puede hacer en unos dos días usando las herramientas de ensamblaje de Golden Gate. Una vez que el vector se movi-liza en el plásmido Ti y se transforma en Agrobacterium, se pueden utilizar los métodos tradicionales de transfor-mación genética para insertar los genes de las proteínas gARN y Cas9 en la célula de algodón. La gARN y la proteína Cas9 funcionan en la célula de algodón para editar el gen individual. En la mayoría de los casos (Figura 1), es posi-ble obtener mutantes de edición del genoma en unos 6 a 9 meses (Li et al., 2017).Hay dos copias genes similares a MYB-25: uno del subge-noma A y otro del subgenoma D. Utilizando CRISPR/Cas 9, ambos genes similares a MYB25 fueron identificados y desactivados (Li et al., 2017). La eficiencia de edición del genoma es muy alta. Hay varios eventos de edición de genes, y tanto los de adición como los de eliminación exis-tieron en el proceso de edición del genoma. El alcance de las eliminaciones de nucleótidos depende del número de gARN que funcionen; un par de nucleótidos podrían elimi-narse cuando un gARN funcionara o cientos de nucleóti-dos se eliminaran cuando dos gARN funcionaran (Li et al., 2017). Nuestros resultados revelan que la desactivación del gen similar a MYB25 sólo afecta el inicio de la fibra de algodón y ningún otro rasgo de este; en comparación con el tipo silvestre, el mutante similar a MYB25 no mostró ninguna diferencia excepto el desarrollo de fibra (Figura 2). Esto sugiere que CRISPR/Cas 9 es una poderosa herra-mienta para estudiar las funciones de regulación genética en el desarrollo de la fibra de algodón.Durante la diferenciación y el desarrollo de la fibra de algo-dón, se observó que ciertos genes 14-3-3 se expresaban de forma diferenciada. Las proteínas 14-3-3 son una clase de proteínas conservadas presentes ampliamente en muchos organismos. La sobreexpresión del gen 14-3-3L en el algo-dón transgénico promovió el alargamiento de la fibra de algodón y dio lugar a una fibra de algodón más larga. En cambio, la inhibición de la expresión de tres genes 14-3-3 por la interferencia del ácido ribonucleico (ARNi) inhibió la iniciación y el alargamiento de la fibra en el algodón (Zhou et al., 2015). El gen Alanine-Rich-Protein (alarp) codifica

una proteína (ALARP) rica en alanina y se expresa prefe-rentemente en la fibra de algodón. La eficacia de edición del genoma CRISPR/Cas9 fue del 71,4 a 100% y del 92,9 a 100% para ALARP-A y ALARP-D, respectivamente. Los nucleótidos cambiaron de eliminaciones de 55 bp hasta 99 inserciones. Las eliminaciones e inserciones de nucleótido pueden ocurrir simultáneamente en muchas de las plantas editadas. Primero se predijo el potencial efecto no objetivo de la edición del genoma y se utilizó PCR para amplificar y secuenciar el lugar fuera del objetivo a fin de comprender cualquier posible efecto no objetivo para el lugar previsto fuera del objetivo (Zhu et al., 2018).

CRISPR/Cas 9 para el desarrollo de raíces y la respuesta al estrés ambientalEl cambio climático y el calentamiento global son un gran desafío para el algodón y todos los cultivos. El cambio climático no sólo genera un ambiente hostil, incluidas las tensiones por la sequía y la salinidad, sino que también crea temperaturas inadecuadas para el crecimiento de los cultivos. Los efectos negativos dan lugar a cambios en la biodiversidad ecológica que afectan tanto a los organis-mos beneficiosos como a las plagas de insectos y las enfer-medades, afectando así el crecimiento y el desarrollo del algodón. El desarrollo adecuado de las raíces es sumamen-te importante para los cultivos, a fin de mitigar los efectos del estrés abiótico, en particular, para los factores de estrés relacionados con el suelo, como la sequía, la salinidad, los fuertes vientos y las temperaturas extremas. La arginasa es una enzima importante de las plantas que compite con la óxido nítrico sintasa (NOS, por sus siglas en inglés) por el sustrato de arginina (ARG). Esta última enzima NOS cataliza la síntesis de óxido nítrico (NO). Es bien sabido que el óxido nítrico es un importante regula-dor del desarrollo de las raíces en las plantas; el aumen-to de la producción de NO da lugar a raíces más late-rales e inesperadas. La sobreexpresión de ARG inhibió significativamente la acumulación de NO en la raíz de algodón y, por lo tanto, disminuyó la formación de raíces laterales en el algodón transgénico (Meng et al., 2015). Se ha supuesto que la ARG desempeña un papel importante en el desarrollo de raíces y tiene un impacto adicional en las respuestas de las plantas a diferentes tensiones abióti-cas. Recientemente, Wang y sus colegas (2017) emplearon la tecnología CRISPR/Cas 9 para desactivar los genes ARG utilizando dos gARN individuales. Los resultados mostra-ron que ambos gARN funcionaban muy bien y se lograron eventos de edición del genoma altamente eficientes. Para la generación T1 de líneas de desactivación genómicas, independientemente del medio de nitrógeno alto o bajo, las líneas de desactivación de ARG mostraron un aumen-to significativo en el número de raíces laterales y en la superficie total de la raíz (Wang et al., 2017). El análisis de actividad enzimática reveló que la actividad de la argi-nasa disminuyó significativamente en las líneas de desac-


Figura 1. Diagrama de la edición del genoma mediado por CRISPR/Cas 9 en algodón


tivación de ARG. En condiciones de nitrógeno elevadas, las líneas de desactivación de ARG revelaron un aumen-to de 25% y el 52% en el número de raíces laterales y en la superficie total de las raíces laterales, respectivamen-te (Figura 3) (Wang et al., 2017). También se observó un fenotipo similar en las líneas de desactivación del genoma en condiciones de bajo nitrógeno. Sin embargo, la acti-vidad de NOS se mejoró significativamente junto con un aumento de la síntesis de óxido nítrico (Wang et al., 2017). Esto sugiere que las líneas de desactivación de ARG tienen un mejor desarrollo de raíces que mejoraría el algodón transgénico para que absorba más agua y nutrientes del suelo, mejore el crecimiento y el desarrollo de las plantas, y responda mejor a diversas presiones ambientales. Las proteínas 14-3-3 no sólo desempeñan un papel impor-tante en el desarrollo de la fibra de algodón, sino también en la respuesta vegetal tanto al estrés abiótico como bióti-co, incluidas la sequía y el estrés por salinidad y la infec-ción por enfermedades. La desactivación de genoma de dos copias de los genes 14-3-3d por CRISPR/Cas 9 mostró una mayor resistencia a la infestación por Verticillium dahliae en comparación con las plantas silvestres (Zhang et al., 2018). Después de 18 días de inoculación con 105 conidia/ml de Verticillium dahliae, las líneas de desac-tivación de 14-3-3d tuvieron síntomas de enfermedad significativamente más bajos y un índice de enfermedad más bajo en comparación con las plantas de tipo silvestre CCR35 (Zhang et al., 2018). La tasa de enfermedad dismi-nuyó de ~90% en el tipo salvaje a ~30% en las líneas editadas del genoma; el índice de enfermedad disminu-yó del 50% a menos del 20% y la biomasa fúngica total también disminuyó el 80% en las hojas de algodón infec-tadas de las plantas con genoma editado (Figura 4) (Zhang et al., 2018).

Perspectivas futurasLa edición del genoma basada en CRISPR/Cas tiene un futuro prometedor para el cultivo del algodón (Figura

5). Esta tecnología es sencilla y ofrece una alta eficiencia, con mínimos efectos secundarios (Li et al., 2017, 2018). En un futuro inmediato, esta tecnología tiene el potencial de desarrollar rápi-damente productos que puedan pasar de la investigación de labo-ratorio al cultivo comercial en poco tiempo. Las investigaciones ya han demostrado que la edición de un gen único puede afectar significativamente el inicio y desarrollo de la fibra de algodón. Sin duda, a medida que más genes asociados con el desarrollo de la fibra de algodón se identifiquen

mediante métodos multiómicos, podemos usar las herra-mientas de edición del genoma para modificar estos genes y permitir que las nuevas variedades produzcan fibra de mejor calidad. Al mismo tiempo, la edición del genoma también tiene el potencial de alterar genes individuales asociados con otros rasgos agrícolas, como la floración y la distribución de flores, el desarrollo de raíces y hojas, para conferir ventajas agronómicas a las plantas. Con la creciente población humana, es probable que los efectos negativos del cambio climático, el calentamiento global y los factores de estrés ambiental se agraven en el algodón y la agricultura (Piao et a., 2019). Los cultivos de algodón son más sensibles a los graves efectos ambien-tales que incluyen la sequía, la alteración de los patrones monzónicos, la alteración de la biodiversidad, la salinidad, las inundaciones, las temperaturas calurosas y frescas, las deficiencias de nutrientes, la contaminación por meta-les pesados y muchos otros factores de estrés abiótico y biótico. El calentamiento global también afecta la diver-sidad de insectos y la ecología de las enfermedades que afectan el crecimiento y el desarrollo de las plantas. Todos estos factores de estrés pueden afectar significativamente la productividad de los cultivos y la calidad de la fibra. Es probable que el desarrollo del genoma a base de CRISPR/Cas desempeñe un papel importante en la creación de nuevos cultivares de algodón para la tolerancia a estas diferentes tensiones. El cultivo de algodón es más valorado por su producción de fibra celulósica natural más importante. Sin embargo, casi todas las partes de la planta de algodón proporcionan productos de valor económico. En general, las semillas de algodón tienen entre un 18% y un 26% de aceite, apro-ximadamente un 24% de proteína cruda y son ricas en vitamina E. La regulación de genes individuales asociados con la biosíntesis del aceite, las proteínas y la vitamina E mediante la edición del genoma puede permitir que las células de algodón produzcan más de estos productos para

Figura 2. La desactivación del gen del factor de transcripción similar a MYB25

produce mutantes sin fibra en el algodón.


alimentos humanos y para animales. El pigmento fenóli-co de aldehído “gosipol”, que es exclusivo del algodón, es un compuesto tóxico que está presente en el aceite y la harina de semillas, y presenta un riesgo para la salud de los animales monogástricos. Es posible desarrollar varie-dades que produzcan semillas libres de gosipol utilizando la edición del genoma CRISPR/Cas y desactivando un gen individual o algunos genes asociados con la biosíntesis del gosipol. Por lo tanto, la tecnología de edición del genoma CRISPR/Cas abre una nueva era para el cultivo del algodón de precisión para una mejor producción de algodón.

ReferenciasHe Q, Jones DC, Li W, Xie F, Ma J, Sun R, Wang Q, Zhu S, and Zhang BH. 2016. Genome-Wide Identification Of R2r3-Myb Genes And Expression Analyses During Abiotic Stress In Gossypium raimon-dii. Sci Rep. 6:22980.

Hu H, He X, Tu L, Zhu L, Zhu S, Ge Z, Zhang X. 2016. Ghjaz2 Nega-tively Regulates Cotton Fibre Initiation By Interacting With The R2r3-Myb Transcription Factor Ghmyb25-Like. Plant J. 2016 Dec;88(6):921-935. Doi: 10.1111/Tpj.13273

Huang J, Guo Y, Sun Q, Zeng W, Li J, Li X, Xu W. 2018. Genome-Wide Identification Of R2r3-Myb Transcription Factors Regu-

Figura 3. No obstante las condiciones de nitrógeno bajas (LN) o altas (HN), las líneas de desactivación de ARG (L24 y

L28) aumentaron significativamente la formación y las áreas totales de raíces laterales. Las cifras se han tomado de una publicación anterior de Wang y colegas (2017).

Figura 4. La desactivación genómica de genes 14-3-3d mejoró significativamente la resistencia del algodón a la infec-

ción por Verticillium dahliae. Las fotos fueron tomadas después de 18 días de inoculación con 105 conidia/ml de Verticillium dahliae. Ce1 y ce2 son dos líneas de edición del genoma CRISPR/Cas9. Cifras tomadas de una publicación

anterior de Zhang y colegas (2018).


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Breve revisiónCRISPR-CAS9, TALENS y nucleasas para la

edición génica en la mejora del algodónJoy Das, Rakesh Kumar, y K. P. Raghavendra, ICAR – Instituto Central de Investigaciones sobre el Algodón, Nagpur,

India y K. R. Kranthi, ICAC – Comité Consultivo Internacional del Algodón, Washington D. C., EE.UU.

Table des matières• Éditorial ..........................................................................................................................................................3• Pratiques de production cotonnière – Extraits des données globales, 2017 ..............................................4• Compte rendu et recommandations de la 13e réunion du réseau de l’ICAC sur le coton pour

les régionsde la Méditerranée et du Moyen-Orient .................................................................................15• Annonces ......................................................................................................................................................27

The

Recorder

Mars 2018 Volume XXXVI, No 1

ICACComité Consultatif International du Coton

Introducción Durante el curso de la civilización, los seres humanos empezaron gradualmente a aprender y practicar la agri-cultura para satisfacer sus necesidades dietarias diarias. Tal vez, desde el advenimiento de la era prehistórica de la agricultura, los antiguos agricultores iniciaron sin darse cuenta programas de mejora de las cosechas al domesti-car meticulosamente las plantas de cultivo “atractivas” que la naturaleza les obsequiaba. Con el tiempo, los anti-guos agrónomos llegarían a descifrar la ciencia detrás de los fenotipos vegetales visibles y comenzaron a apli-car sus teorías a las granjas y campos en forma de un proceso continuo de “selección-mejoramiento-selección”. Gradualmente, los seleccionadores pudieron compren-der la máxima importancia y el requisito de la variabili-dad genética como condición previa fundamental para escoger a los padres de élite para un programa de selec-ción recompensador. Por el contrario, el proceso a largo plazo de las intervenciones humanas incesantes hacia la domesticación a gran escala de los cultivos ha reducido la variabilidad genética natural, generando así una creciente crisis para el material de selección deseado en los tiempos modernos. Para solucionar este problema, los científicos agrícolas recurrieron al uso de herramientas hechas por el hombre, como la mutación inducida, como una de las estrategias para no sólo restaurar los rasgos perdidos, sino también para crear variabilidades genéticas novedo-sas que nunca existieron en la naturaleza antes (Sleper y Poehlman, 2006). La mutagénesis inducida puede ser generada por mutá-genos físicos y químicos. En general, las ondas radiac-tivas como los rayos X, los rayos gamma, la radiación beta y ultravioleta, y los neutrones, etc., se utilizan como mutágenos físicos, mientras que los agentes alquilantes, como el metanosulfonato de etilo (EMS, por sus siglas en inglés) y el sulfonato de metano de metilo (EMM, por sus siglas en inglés) son las fuentes predominantes de mutágenos químicos (Scossiroli, 1970). Sin embargo, las mutaciones inducidas por esos mutágenos son total-mente aleatorias, con bajas frecuencias, lo que hace que la detección de mutantes deseados sea un tanto difícil y consuma mucho tiempo (Micke et al., 1990). Aunque la mutagénesis podría generar rasgos monogénicos mejo-

rados y/o novedosos, hasta ahora se ha logrado un éxito limitado en el caso de rasgos poligénicos complejos como la resistencia a la sequía, el rendimiento, la resistencia a las plagas de insectos, etc. (Maluszynski et al., 2001). Esto se debe sobre todo a la dificultad de examinar los rasgos cuantitativos, que a veces experimentan cambios fenotípi-cos visualmente indistinguibles y a menudo no percibidos ni siquiera por los seleccionadores expertos. Además, la mutagénesis aleatoria también puede ser perjudicial para rasgos valiosos no objetivo, lo que da lugar a una marcada reducción de sus frecuencias de alelo e incluso a la extin-ción de la reserva genética. Por ejemplo, durante el proce-so de domesticación y selección del maíz, el gen acil-CoA: diglicérido aciltransferasa, responsable de la producción de aceite rico en ácidos grasos sanos mononsaturados, mutó, lo que dio lugar a una disminución significativa de la producción de aceite (Zheng et al., 2008). Además, siempre existe la posibilidad de que se produzcan graves riesgos para la salud, incluso si se producen incum-plimientos mínimos en los protocolos de seguridad mien-tras se manipulan los mutágenos. Mientras tanto, descri-frar toda la información del genoma de la planta llevó a los investigadores a adoptar un enfoque de genética inver-sa para desarrollar mutágenos novedosos basados en la secuencia del ADN, como el transposón, el retrotranspo-són, el ADN-T, TILLING (Lesiones Locales Dirigidas Induci-das en el Genoma), etc. Estas herramientas podrían mejo-rar significativamente el nivel de precisión de la mutagé-nesis, incluida la generación, detección y caracterización de mutantes vegetales (Lucas et al., 1995; McCallum et al., 2000; Jeong et al., 2002; An et al., 2003; Mazier et al., 2007; O’Malley y Ecker, 2010; Jiang et al., 2015). En la actualidad, el desarrollo de tecnologías de secuen-ciación de genoma completo y de alto rendimiento relati-vamente baratas, y las plataformas de fonemas digitaliza-das les permiten a los investigadores detectar las ubica-ciones del genoma asociado a la característica y generar las matrices alélicas que rigen cada rasgo objetivo. Los análisis genotípicos y fenotípicos de las poblaciones tanto silvestres como mutantes han generado enormes volúme-nes de información que revelaron la existencia de innu-merables genes nuevos y ubicaciones genómicas contras-tantes. Sin embargo, la mera información sobre objetivos


específicos del genoma putativo no es buena, a menos que haya herramientas diseñadas exclusivamente para dar en el blanco con la menor probabilidad de pérdidas fuera del objetivo. Afortunadamente, con la llegada de herramien-tas como las meganucleasas, las nucleasas con dedo de zinc (ZFN, por sus siglas en inglés), las nucleasas de activi-dad similar al activador de transcripción (TALEN, por sus siglas en inglés) y, más recientemente, el sistema de repe-ticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas (CRISPR/Cas), es posible manipular prác-ticamente cualquier gen o ubicación genómica deseada, una técnica popularmente conocida como “edición del genoma” selectiva o “edición del genoma con nucleasas de ingeniería” (GEN). Estas herramientas han demostrado la capacidad de inducir mutaciones detectables específicas en varias plantas y cultivos importantes, como por ejem-plo la Arabidopsis, el tabaco, el canola, la papa o patata, el arroz, el maíz, el trigo, el sorgo y el algodón (revisa-do por Weeks, Spalding y Yang, 2016; Li, Unver y Zhang, 2017). Además de los programas de mejora de cultivos, se pueden utilizar mutaciones selectivas mediadas por GEN para caracterizar nuevos genes con el fin de realizar estudios básicos de biología molecular. Para llevar a cabo estos estudios, se utilizan preferiblemente como plantas modelo la Arabidopsis y el tabaco debido a su ciclo de vida más corto y a la facilidad de manipulación de su progenie a gran escala. Por otra parte, la fibra de algodón, que es un sistema clásico de referencia biológica para el estudio de la diferenciación celular, el desarrollo y la biogénesis de celulosa, indudablemente califica el algodón (Gossypium spp.) como planta modelo también en este contexto. Por cierto, la fibra de algodón representa la fuente más rica de celulosa pura y la materia prima fundamental para la industria textil mundial. El algodón pertenece al género Gossypium, que consta de unas 50 especies conocidas, de las cuales cuatro (Gossy-pium hirsutum, G. arboreum, G. barbadense y G. herba-ceum) se cultivan a nivel mundial (Campbell, Williams y Park, 2009). Principalmente, los programas de mejora genética del algodón buscan aumentar el rendimiento y la calidad de la fibra, además de la resistencia a las plagas de insectos que están reguladas principalmente por comple-jos genes múltiples. En las últimas décadas, se ha observa-do un descenso significativo de la diversidad genética del algodón (Boopathi y Hoffmann, 2016), que refleja la faceta perjudicial de la domesticación a largo plazo y el proce-so de cultivo recurrente. La estrecha base genética y la continua erosión genética del algodón están causando una alarmante escasez de alelos mejorados, que restringen aún más la capacidad de los seleccionadores de algodón de explotar todo el potencial de alelos vitales que deter-minan rasgos poligénicos económicamente importan-tes, como el rendimiento de la fibra y la resistencia a las tensiones abióticas y bióticas. La falta de fuentes adecua-das de genes en el reducido acervo genético de algodón

ha obligado a los investigadores a pensar más allá de los límites, lo que tal vez condujo a la aplicación de tecnología transgénica de vanguardia en el algodón. El algodón Bt es un ejemplo clásico en el que se ha importado una fuente de resistencia de una bacteria del suelo para combatir los gusanos de la cápsula de algodón (James y Krattiger, 1996). Desde su creación, la tecnología transgénica ha mejorado significativamente el rendimiento del algodón y los ingresos de los agricultores. Por el contrario, la inte-gración transgénica estable y su expresión óptima son los dos requisitos previos obligatorios para la selección de un posible acontecimiento transgénico, y exigen un examen difícil y prolongado de miles de acontecimientos putati-vos y que además son objeto de un examen estricto de los órganos reguladores de la bioseguridad del medio ambien-te. Sin embargo, informes recientes sobre el desarrollo de resistencias en gusanos de la cápsula de algodón Bt regis-trados en varias partes de la India (Gujarat, Maharashtra y Telengana) (Kranthi, 2015), ciertamente indican un desempeño decreciente de la tecnología transgénica con el tiempo. Aparentemente, la tecnología transgénica nece-sita una actualización urgente o puede complementarse con herramientas innovadoras alternativas para justificar su aplicación en un futuro próximo. En esta coyuntura, la mutagénesis selectiva mediada por GEN puede conside-rarse una opción potente y sostenible para la mejora del algodón, tanto cuantitativa como cualitativamente. Estos instrumentos proporcionan vías transgénicas y no trans-génicas para mejorar la variabilidad genética y la mejora de los rasgos de los cultivos, entre ellos, el algodón. En esta breve revisión, analizaremos las distintas herramientas de GEN, sus aplicaciones y perspectivas en el área de la mejora del algodón.

Edición del genoma con nucleasas de ingenieríaEn las últimas décadas, se han logrado enormes avances en la esfera del desarrollo de herramientas innovadoras y prácticas de edición del genoma. Las posibles aplicaciones de estas herramientas se evidencian no sólo en los siste-mas animales sino también en las plantas. Las herramien-tas como las nucleasas con dedos de zinc (ZFN), las nuclea-sas de actividad similar al activador de transcripción (TALEN) y el sistema 9 asociado a repeticiones palindró-micas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas (CRISPR) (CRISPR/Cas9) se utilizan comúnmente para la edición del genoma. En todos estos sistemas, se utiliza una nucleasa de ingeniería en combinación con un dominio de unión de ADN específico de secuencia (ZFN y TALEN) o una guía de ARN (gARN para CRISPR/Cas9) para inducir una ruptura de doble cadena (DSB, por sus siglas in inglés) en cualquier sitio o sitios de destino definidos por el usua-rio. A continuación, estas DSB se someten a un proceso de curación orquestado por los mecanismos de reparación de


ADN incorporados de la célula, es decir, por vías de repa-ración de ADN mediadas por unión de extremos no homó-loga (NHEJ, por sus siglas in inglés) y/o recombinación homóloga (HR, por sus siglas in inglés) propensa a errores (Jackson, 2002). Tanto las vías mediadas por NHEJ como por HR para la reparación del ADN conducen a la muta-génesis, lo que puede dar lugar a pérdida o aumento de la función del gen objetivo o incluso a la introducción espe-cífica en el lugar de una nueva secuencia genética (Wright et al., 2005).

Herramientas de edición del genoma de primera generaciónLas nucleasas ZFN y TALEN son una de las primeras gene-raciones de herramientas de edición del genoma, acom-pañados de un dominio personalizable de unión del ADN fusionado con la nucleasa quimérica no específica. Un polipéptido típico de ZFN consta de dos dominios funcio-nales, un dominio modular de unión de ADN y un domi-nio de corte de ADN. El dominio de unión de ADN contie-ne una alianza característica de pliegues 3-6 ZF ββα que reconocen la secuencia de pares de bases 9-18 del ADN objetivo. Mientras que un dominio de corte de ADN contie-ne nucleasa FokI no específica, una enzima de restricción tipo IIS (Kim, Cha y Chandrasegaran, 1996), fusionada con el extremo del terminal C del dominio de unión de ADN ZF (Cathomen y Joung, 2008). Dado que la actividad enzi-mática de la nucleasa FokI se desencadena únicamente con la formación de dímeros (Smith et al., 2000), un par de ZFN está diseñado de tal manera que cada uno reco-noce y se une a dos cadenas no palindrómicas opuestas de ADN objetivo con una distancia de secuencia espacia-dora de 5 a 7 bp de largo (Bibikova et al., 2001), lo que facilita una interacción ambiental entre dos monómeros FokI que forman un dímero activo. Luego, la nucleasa FokI dimerizada presenta DSB en sitios de ADN selectivos defi-nidos por el usuario que posteriormente llevan a la repa-ración del ADN mediada por epNHEJ y HR, lo que genera una mutagénesis. Las nucleasas ZFN se han utilizado con éxito en la alteración del genoma de varias plantas, como el maíz (Shukla et al., 2009), la arabidopsis (Zhang et al., 2010), el tabaco (Schiermeyer et al., 2019), la soja (Curtin et al., 2011), etc. Además, en el trigo también se estableció la acumulación transgénica múltiple con ubicación espe-cífica generada por ZFN, lo que demuestra su utilidad en la acumulación de rasgos en las plantas de cultivo de una manera rápida y sencilla (Ainley et al., 2013).Otra herramienta de edición del genoma muy parecida a las ZFN, llamada nucleasas de actividad similar al activa-dor de transcripción (TALEN), comparte un principio de trabajo casi análogo detrás de sus modos de acción indi-viduales. El dominio de unión de ADN de las TALEN se deriva de una proteína bacteriana (Xanthomanas) vegetal natural relacionada con la patogénesis llamada actividad

similar al activador de transcripción (TALE, por sus siglas in inglés). Cada proteína TALE consta de una repetición de 33-35 aminoácidos altamente conservados, capaz de reco-nocer un único par base (bp, por sus siglas in inglés) de ADN con la ayuda de dos residuos de aminoácidos hiperva-riables llamados di-residuos variables repetidos (RVD, por sus siglas in inglés) (Gaj, Gersbach y Barbas, 2013). Un par complementario de TALEN convierte esto en una ventaja, y está diseñado para albergar una serie de RVD específi-cos de la secuencia de nucleótidos para unir las cadenas opuestas de ADN objetivo separadas por una región espa-ciadora de longitud apropiada (Christian et al., 2010). Por lo tanto, al igual que las ZFN, la arquitectura de las TALEN típicamente contiene un dominio de enlace adaptado de ADN que guía la misma endonucleasa FokI para seleccio-nar a un sitio genómico predeterminado. Aunque las ZFN requieren una serie de módulos de repetición de 3-6 ZF vinculados, cada uno con reconocimiento de un triplete de ADN específico a través de ~30 aminoácidos, las TALEN interactúan con un solo bp a expensas de sólo dos aminoá-cidos (RVD). Esto permite que el diseño y el montaje del dominio de unión del ADN de las TALEN sea mucho más simple y menos complejo que las voluminosas ZFN (Chris-tian et al., 2010; Li et al., 2010)Al igual que las ZFN, las TALEN se han utilizado con éxito en varias plantas de cultivo para inducir las mutaciones deseadas, como en la Arabidopsis (Christian et al., 2013), el tomate (Lor et al., 2014), el arroz (Ma et al., 2015), la cebada (Budhagatapalli et al., 2015), la papa o patata (Nicolia et al., 2015), etc. La inducción de las mutaciones hereditarias mediada por TALEN también se demostró en dos de las principales cosechas mundiales; arroz (Zhang et al., 2016) y, más recientemente, en el trigo (Luo et al., 2019).

Editor del genoma de próxima gene-ración: CRISPR/Cas9Entre las diversas herramientas contemporáneas de edición del genoma, la herramienta “CRISPR/Cas9” (proteína-9 asociada a repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas, CRISPR) está ganando una enorme popularidad principalmente por su bajo costo, su facilidad de diseño y su capacidad de dirigir-se a múltiples sitios del genoma sin comprometer la espe-cificidad objetivo. Esta herramienta se conceptualiza a partir del sistema inmunitario adaptable bacteriano desa-rrollado para combatir la invasión viral (Barrangou et al., 2007). La ubicación del CRISPR bacteriano se caracteriza por secuencias repetitivas palindromáticas cortas alta-mente homólogas (21-48 bp) interrumpidas por regiones espaciadoras (26-72 bp) que contienen rastros de geno-mas virales previamente invasores (Jansen et al., 2002; Bolotin et al., 2005; Grissa, Vergnaud y Pourcel, 2007; Rath et al., 2015). Al ser invadidas de nuevo por el mismo


virus, las ubicaciones de CRISPR reconocen el genoma extraño a través de la secuencia espaciadora adquirida y cortan el ADN viral exógeno con la ayuda de una endonu-cleasa (Cas) no específica del sistema asociado a CRISPR. CRSPR-Cas9, una versión modificada más simple de este sistema de defensa bacteriano adaptado del Streptococ-cus pyogenes (Jinek et al., 2012), está siendo preferente-mente utilizada por los investigadores para la edición del genoma en varios animales y plantas que ha tenido un éxito considerable hasta la fecha. El sistema CRISPR/Cas9 personalizado contiene una secuencia CRISPR que contie-ne una secuencia espaciadora definida por el usuario (~20 nucleótidos), una región homóloga al sitio genómico que se modificará. La transcripción de la secuencia CRISPR produce un ARN adaptador, llamado pequeño guía-ARN (sg-ARN) que contiene un bucle de anclaje en el extremo 3’ y una secuencia espaciadora de soporte final descompri-mida de 5’. Mientras que el bucle de la clavija lleva la endo-nucleasa Cas9, la secuencia espaciadora de sgARN une la secuencia complementaria del sitio del genoma objetivo, protoespaciador por el emparejamiento base Watson-Crick. La región protoespaciadora es entonces recono-cida por Cas9 con la ayuda de un motivo específico de 3 nucleótidos localizado en secuencia (5’-NGG-3’) conocido como motivo adyacente de protoespaciador (PAM, por sus siglas in inglés). Entonces los componentes de Cas9; RuvC y HNH, dividen con precisión cada una de las dos cadenas del ADN objetivo (Jinek et al., 2012). Las ventajas clave que CRISPR/Cas ofrece en comparación con otras herramientas contemporáneas de edición del genoma como ZFN y TALEN son:• Diseño más sencillo: a diferencia de las ZFN o

las TALEN, que cuentan con la complicada interac-ción entre el dímero proteico modificado y el ADN, CRISPR/Cas requiere una sola nucleasa monoméri-ca y una guía configurada de ARN para la edición del genoma. Esto hace que el diseño de la herramienta sea más fácil, asequible y flexible.

• Especificidad: Las particularidades de las TALEN y las ZFN son contextuales, ya que existen las mismas posibilidades de que se separen los lugares no objeti-vo, que son parcialmente idénticos al lugar de destino deseado (Cheng et al., 2011; Mussolino et al., 2011). En cambio, la especificidad objetivo del sistema CRISPR/Cas9 se rige por un simple pero robusto empareja-miento básico complementario del ARN-ADN Watson-Crick, que es más específico que la interacción entre proteínas y ADN.

• Facilidad de entrega: El conjunto CRISPR/Cas9 puede entregarse a la célula objetivo a través de T-ADN o de un constructo plásmido mediado por el bombardeo de partículas, o en forma de un complejo ribonucleótido-proteína libre de vectores (Cas9:sgARN) (Kanchiswa-my, 2016), según lo requiera el experimento en cues-tión.

• Edición multiplexada del genoma: Mediante el complejo Cas9:sgARN diseñado a medida, práctica-mente cualquier sitio genómico puede ser selecciona-do con alta especificidad, lo que hace que la herramien-ta sea más poderosa que otros editores del genoma paralelo. Además, múltiples sitios predeterminados del genoma pueden ser fácilmente seleccionados a la vez, sólo mediante la coentrega de múltiples sgARN personalizados y un único Cas9 sin comprometer la especificidad del objetivo (López-Obando et al., 2016). Esta característica ofrece una excelente oportunidad para mejorar rasgos cualitativos complejos, como la resistencia a las plagas de insectos, la sequía y el rendimiento de las plantas de cultivo. Sorprendente-mente, un estudio de Arabidopsis muestra una focali-zación simultánea en hasta catorce sitios distintos del genoma usando CRISPR/Cas9 sin objetivos fuera de plazo detectables (Peterson et al., 2016). Asimismo, se han tenido como objetivo varios lugares genómicos utilizando el sistema CRISPR/Cas en otras plantas de cultivo, como el tomate, la Brassica y el algodón. (Li et al., 2018; Ma et al., 2019; Wang et al., 2018)

Edición del genoma en el algodón, estado actual y perspectivas futurasDesde su creación, el uso de las modernas herramientas de GEN se ha limitado principalmente a los grupos de plantas que poseen genomas diploides menos complejos y responden fácilmente a la transformación y regeneración. El bajo potencial de regeneración a través de la embrio-génesis somática en el algodón constituye un gran cuello de botella para la aplicación práctica de las herramientas de GEN. Además, dos de las principales especies de algo-dón cultivadas comercialmente, Gossypium hirsutum y G. barbadense, son de naturaleza alotetraploide, que dificul-ta aún más las modificaciones específicas en los cuatro alelos redundantes de un gen a la vez. Teniendo en cuenta todas estas limitaciones, los investigadores contemporá-neos del algodón se han centrado principalmente en la evaluación y validación de la eficiencia y fiabilidad de las herramientas de GEN antes de la aplicación a gran escala en la mejora del algodón. En este contexto, D’Halluin y sus colegas fueron los primeros en demostrar el potencial de una meganucleasa diseñada para la edición selectiva del genoma en el algodón, que dio lugar a la introducción de rasgos múltiples hereditarios (resistencia a los herbicidas y a los insectos) (D’Halluin et al., 2013). Sobre la base de los resultados, los autores concluyeron que las herramientas de GEN pueden utilizarse potencialmente para un modo no transgénico de pirámide genética específica en plantas. Debido a la facilidad de diseño y a la especificidad del obje-tivo, la eficacia del sistema CRISPR/Cas se ha probado en algunos estudios recientes relacionados con el algodón. En uno de esos estudios, se observó la desactivación mediada


por CRISPR/Cas9 de transgenes de proteína fluorescente verde debido a las inserciones/deleciones mediadas por mutagénesis objetivo. Sin embargo, en el estudio también se destacó la impor-tancia del examen previo de los sgARN para identificar una región protoespaciadora adecuada antes de centrarse en el gen de interés para evitar cualquier tipo de DSB fuera del objetivo (Janga, Campbell y Rathore, 2017). A pesar de la complejidad genómica del algodón alotetraploide (Gossypium hirsutum L.), fue posible alcanzar la mutagé-nesis objetivo en dos sitios preconcebidos que representa-ban simultáneamente los subgenomas A y D, lo que resul-tó en la manipulación de genes GhMYB25-like A y genes GhMYB25-like D con frecuencias de mutación asombrosa de 100% y 98,8% respectivamente, sin ningún efecto fuera del objetivo rastreable (Li, Unver y Zhang, 2017). Esto certifica el potencial de la herramienta CRISPR/Cas9 para su robusta aplicación incluso en cultivos con genomas complejos, como también se ejemplifica en el trigo hexa-ploide (Wang et al., 2014). De manera similar, se editaron múltiples genes (un gen endógeno Cloroplastos alterados 1 y un transgen Proteína fluorescente roja de discosoma 2) con una eficiencia del 66,7% al 100%. La variación fenotí-pica alterada se heredó en la generación siguiente y no tuvo efectos fuera del objetivo detectables (Wang et al., 2018). En otro estudio, se puso de manifiesto que la herramienta CRISPR/Cas9 podía alterar eficazmente los genes del algo-dón Cloroplastos alterados 1 y H+-pirofosfatasa vacuola-res en lugares definidos por el usuario con frecuencias de mutación que oscilaban entre el 47,6% y el 81,8% (Chen et al., 2017). Aunque no se detectaron mutaciones no previs-tas de los 30 de los 64 loci no objetivo potenciales exami-nados en el estudio, los autores no pudieron descartar la posibilidad en los 34 loci restantes. Esta aprehensión de la mutagénesis fuera del objetivo asociada a CRISPR/Cas9 puede surgir aparentemente debido a algunos informes anteriores que registraron efectos secundarios con esta herramienta (Xie y Yang, 2013; Bortesi y Fischer, 2015). Sin embargo, un estudio realizado el año pasado (Zhu et al., 2018) había demostrado la edición del gen de la fibra de algodón ALARP utilizando el sistema CRISPR/Cas que induce frecuencias de mutación específicas que oscilan entre el 71,4% y el 100% sin que se puedan rastrear muta-ciones fuera del objetivo. Por lo tanto, de los mencionados informes de edición de genes en el algodón resulta eviden-te que el sistema CRISPR/Cas9 tiene un enorme potencial para futuros programas de mejora del algodón. Los geno-mas de las especies de algodón recientemente secuencia-dos han predicho numerosas secuencias de codificación con una función desconocida. Por lo tanto, una herra-mienta muy competente y específica, como CRISPR/Cas9, ofrece oportunidades sólidas para su implementación en el descifrado acelerado de la genómica funcional, que constituiría la base práctica para la edición de genes para el mejoramiento del algodón.

El objetivo principal de los programas de mejora del algo-dón gira en torno a su calidad y el rendimiento de la fibra. Literalmente, la fibra es un producto exclusivo de una planta de algodón y tiene su propio proceso de desarrollo único. Se pueden comprender los conceptos de desarro-llo no relacionados con el desarrollo de la fibra en el algo-dón estudiando los procesos paralelos en plantas modelo como la Arabidopsis, el tabaco, etc. Por otra parte, es extre-madamente crucial tener una visión más profunda del desarrollo de la fibra de algodón para mejorar su produc-ción y los rasgos de calidad. Lamentablemente, sólo se han hecho progresos limitados para descifrar el mecanismo reglamentario genético que subyace a la fijación de patro-nes, la diferenciación y el desarrollo de las células de fibra. Sin embargo, además de los factores genéticos, la genómi-ca y la transcriptomía de alto rendimiento podrían desci-frar varios factores epigenéticos que rigen el desarrollo de la fibra de algodón (Song et al., 2015; Wang et al., 2016). Aunque las herramientas de GEN de primera generación, como las ZFN y las TALEN, también pueden dirigirse prác-ticamente a cualquier gen o genes determinados, la induc-ción de modificaciones específicas en los loci epigenéticos está más allá de sus límites. Por otra parte, se ha informado que CRISPR/Cas9 es igualmente eficiente en la selección y el corte de secuencias de ADN metiladas (Ding et al., 2013; Hsu et al., 2013; Bortesi and Fischer, 2015). Claramente, la tecnología CRISPR/Cas9 brinda una oportunidad única para explorar las funciones de múltiples genes a la vez, por lo que los biólogos del algodón pueden rápidamente descifrar toda la red biológica especificando un proceso de desarrollo, incluido el desarrollo de la fibra en el algo-dón. Por lo tanto, CRISPR/Cas9 muestra una gran promesa de mejora del algodón, y no se limita esencialmente a la genómica funcional, sino a la caracterización de cualquier proceso de desarrollo vegetal deseado.

Tecnología de edición básica basada en el sistema CRISPR (“Editor base”)La tecnología de edición básica es una versión emergente y actualizada del enfoque de edición del genoma basado en CRISPR, que amalgama los componentes CRISPR con otras enzimas para inducir con precisión mutaciones puntuales en ácido nucleico celular (ADN/ARN) sin causar rupturas de doble cadena (DSB) (Komor et al., 2016, Raees y Liu, 2018). Los editores de la base del ADN se diseñan básica-mente con la fusión de CRISPR con una nucleasa catalíti-camente inactiva y una enzima de la citidina desaminasa que permite la conversión directa de C a T (o G a A) en el lugar genómico objetivo. Se ha informado que esta herra-mienta es muy precisa con su importante capacidad para rectificar mutaciones puntuales específicas que son perju-diciales para la salud humana (Komor et al., 2016). Última-mente, esta tecnología de edición de base se ha aplicado en


el algodón, lo que ha dado lugar a la introducción con éxito de mutaciones de base única con al menos una sustitución C→T en tres sitios objetivo de dos genes objetivo, GhCLA y GhPEBP. Además, no se notaron efectos fuera del obje-tivo, mientras que también se notó la herencia de bases editadas en la descendencia T1 (Qin et al., 2019). Esto, sin duda, allana el camino hacia una manera mejor, eficiente y más precisa de editar el genoma en un futuro próximo, con menos efectos secundarios fuera del objetivo.

ConclusiónLa mutagénesis precisa y específica fue sólo un sueño para los seleccionadores de algodón hasta el inicio de las herra-mientas de edición del genoma, en particular, el sistema CRISPR/Cas9. Por supuesto, como cualquier otra tecnolo-gía impresionante, la herramienta CRISPR/Cas9 también ofrece otras ventajas y limitaciones. La principal preocu-pación expresada por las autoridades reguladoras es la posibilidad de mutagénesis de baja frecuencia y fuera del objetivo asociada a CRISPR/Cas9. Sin embargo, los bene-ficios de esta robusta herramienta de edición del genoma fácil de entregar, relativamente barata y muy precisa, supe-ran con creces los riesgos menores que ocasiona. Además, la herramienta CRISPR/Cas9 ofrece también la flexibili-dad de optar por un método no transgénico de modifica-ción del genoma (Kanchiswamy et al., 2015; Zhang et al., 2016 Rimsha Farooq, et al., 2018; Shew et al., 2018), que pasa por alto los obstáculos del estricto escrutinio de la bioseguridad. Tal vez las imperfecciones en las herramien-tas de edición del genoma como ZFN, TALEN y CRISPR/Cas9, ofrezcan a los investigadores más posibilidades no sólo de mejorar las herramientas existentes, sino también de innovar mejores herramientas que, en última instan-cia, impulsarán los programas de mejora de cultivos al siguiente nivel. En lo que respecta a la mejora del algodón de la próxima generación, puesto que la era transgénica actual parece saturada y fatigada, ahora es el momento perfecto para introducir “herramientas de edición del genoma de próxima generación”, no para sustituir sino para complementar la tecnología transgénica existente y las herramientas de selección convencionales para una mejora sostenible del algodón.ReferenciasAinley, W.M., Sastry-Dent, L., Welter, M.E., Murray, M.G., Zeitler, B., Amora, R., Corbin, D.R., Miles, R.R., Arnold, N.L., Strange, T.L. and Simpson, M.A., 2013. Trait stacking via targeted genome editing. Plant Biotechnology Journal, 11(9), pp.1126-1134.

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Las tecnologías de edición genética, como las nucleasas sitio-dirigidas (SDN, por sus siglas en inglés) y la muta-génesis dirigida por oligonucleótidos (ODM) son agre-gados recientes a la amplia gama de herramientas de modificación genética. Entre ellas, las repeticiones palin-drómicas cortas agrupadas y regularmente interespacia-das (CRISPR) y la nucleasa proteína-9 (Cas9) asociada a CRISPR, conocidas en forma conjunta como CRISPR/Cas9, han surgido como las herramientas más populares para la edición genética.En el proceso de domesticación, las plantas de cultivo han sido continuamente sometidas a cambios genéticos que se ajustan a las preferencias alimentarias humanas y a los requisitos de alimentación animal. Varios de los siguientes métodos causan cambios genéticos en las plantas:• Las técnicas convencionales de selección de plantas

implican el intercambio de grandes segmentos de cromosomas entre plantas.

• La selección por mutación da lugar a mutaciones gené-ticas aleatorias y cambios altamente impredecibles.

• La transformación transgénica da lugar a inserciones transgénicas en lugares aleatorios del genoma de las plantas.

• La interferencia del ácido ribonucleico (ARNi) desac-tiva los genes objetivo y los genes homólogos con secuencias similares, sin embargo, con una probabili-dad razonable de causar también la desactivación de genes fuera del objetivo.

• Las nucleasas sitio-dirigidas tienen el potencial de editar ubicaciones específicas precisas en el gen, pero también se ha informado que causan efectos fuera del objetivo inesperados.

Las tecnologías mencionadas causan cambios hereditarios que son irreversibles, por lo que la regulación de los proce-sos de ingeniería genética (GE, por sus siglas en inglés) y la evaluación de la seguridad biológica de los productos de GE adquiere una importancia primordial para garantizar que los cambios no tengan consecuencias negativas irre-versibles para el medioambiente y el bienestar humano. En general, las normas de seguridad biológica para los productos modificados genéticamente tienen por objeto

examinar críticamente los cambios genéticos y epigenéti-cos no deseados en relación con cualquier posible riesgo para la salud humana y el medioambiente. Es probable que las plantas modificadas genéticamente sean muy diferentes de las plantas transgénicas con respecto a los rasgos y efectos no deseados. Por lo tanto, las directrices reglamentarias deben formularse de manera diferente. Sin embargo, todavía no se han elaborado adecuadamente las directrices reglamentarias para evaluar la seguridad bioló-gica de las plantas modificadas genéticamente. En general, muchos países han estado evaluando los posibles riesgos para la seguridad biológica de los cultivos genéticamen-te modificados utilizando los mismos parámetros que se utilizan para evaluar la seguridad biológica de los cultivos transgénicos (Wolt, 2017; Eckerstorfer et al., 2019).Las siguientes tecnologías basadas en la nucleasa sito-dirigida son las que se utilizan más comúnmente para la edición del genoma en cultivos y animales. • Repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regu-

larmente interespaciadas/nucleasa 9 asociada a CRISPR (CRISPR/Cas9)

• Mutagénesis dirigida por oligonucleótidos (ODM) • Meganucleasas de ingeniería (EMN) • Nucleasas con dedo de zinc (ZFN) • Nucleasas de actividad similar al activador de trans-

cripción (TALEN) Estas técnicas abren la posibilidad de modificación o alte-ración selectiva de genes de los nucleótidos en una molé-cula existente de ADN o ARN, así como de inserciones o eliminaciones de grandes secuencias en lugares objetivo específicos (Agapito-Tenfen et al. 2018). Entre los nuevos sistemas de edición genética, la herramienta CRISPR/Cas9 ha surgido como la más poderosa de todas las tecnologías de edición del genoma disponibles en la actualidad y ha desencadenado una nueva revolución en la investigación biológica y agrícola. La tecnología CRISPR/Cas9 es amplia-mente reconocida como una poderosa herramienta que tiene el potencial de crear variabilidad genética de manera precisa y específica, lo que representa una nueva era en el desarrollo de cultivos. El sistema es versátil, rápido y barato, lo que permite que las estrategias de edición del


genoma sean más accesibles y eficientes en comparación con otras tecnologías como las nucleasas con dedos de zinc, las TALEN y otros editores del genoma de primera generación. Sin embargo, aunque el sistema CRISPR modi-fica los genes para crear una mutación de punto único o incluso reparar una mutación en el gen, con lo que mejora o reprime la expresión genética, también se pueden espe-rar en cierta medida efectos indeseables fuera del objeti-vo. Con el desarrollo de las nucleasas Cas9 mutantes de alta fidelidad, se ha informado que la especificidad de edición aumenta con efectos fuera del objetivo insignifi-cantes o inexistentes. Sin duda, la precisión y conveniencia del sistema CRISPR/Cas9 lo convertirá en una de las técni-cas más deseadas de edición genética tanto en especies de mamíferos como de plantas durante las próximas décadas. El potencial de la edición genética en la mejora de las plantas se extiende a una amplia gama de especies vege-tales, como el trigo y el algodón, que tienen un genoma complejo que complica la selección de las plantas. Se ha comprobado que las tecnologías basadas en CRISPR son significativamente eficientes en la edición de genes de manera precisa en varios organismos, incluidas muchas especies agrícolas importantes, para mejorar valores de características relacionadas con la protección y la produc-ción de cultivos. Se ha utilizado la edición genética para desarrollar plantas tolerantes a los herbicidas en el algo-dón (D’Halluin et al., 2013), la colza, la papa o patata, el arroz, el lino, el maíz, la mandioca, el tabaco y la soja. Es improbable que, en comparación con los cultivos transgé-nicos resistentes a los herbicidas, los cultivos resistentes a herbicidas modificados genéticamente puedan plan-tear preocupaciones diferentes respecto de la resistencia de las malezas a los herbicidas. La herramienta CRISPR/cas9 se ha utilizado para inducir la mutagénesis específica en el algodón a fin de mejorar varios rasgos, entre ellos, el mejoramiento de la calidad de la fibra, el control de enfermedades y el manejo de las plagas de insectos. Por ejemplo, la edición del genoma basada en CRISPR/Cas9 podría controlar con éxito la temida enfermedad del enro-llamiento de la hoja de algodón (Iqbal et al., 2016). Asimis-mo, el gen OR16 del receptor odorizante de feromona fue desactivado utilizando CRISPR/Cas9 para interrumpir el apareamiento del gusano cogollero Helicoverpa armigera (Chang et al., 2017). La posibilidad de mejorar rasgos económicamente impor-tantes de la agricultura mediante la edición del genoma basada en CRISPR brinda una oportunidad para la crea-ción rápida y económica de variedades de cultivos genéti-camente mejoradas y el aumento de la diversidad genética en las plantas. Graciosamente, a diferencia de la tecnología transgénica, el casete CRISPR/Cas9 a la medida es capaz de crear alteraciones hereditarias en cualquier lugar objetivo de los genomas de los huéspedes, incluso en sus meras expresiones transitorias. Por lo tanto, esto signifi-

ca que estos cultivos modificados genéticamente pueden quedar exentos de ser etiquetados como “transgénicos u OGM”, ya que eventualmente los genes CRISPR/Cas9 terminan siendo eliminados en la generación siguiente. El complejo CRISPR constituye un mecanismo de edición del genoma compuesto por una ARN guía (gARN) y nuclea-sa Cas9. Los genes CRISPR acompañados de promotores de la expresión pueden introducirse como casete en la célula para editar las secuencias genéticas objetivo en el genoma después de integrarse en el genoma receptor o mediante una expresión transitoria de los componentes sin integrarse en el genoma. Sin embargo, la integración de los genes CRISPR en el genoma receptor convertirá el producto en un OMG. Por lo tanto, los genes objetivo se pueden editar mediante la introducción estable de cons-trucciones recombinantes o transgenes en el genoma vegetal o como introducción transitoria de construcciones transitorias de ADN o de oligonucleótidos sintéticos, o de ribonucleoproteínas funcionales en la célula vegetal obje-tivo (Kanchiswamy, 2016). En la introducción transitoria de los casetes de edición, el “complejo CRISPR” se elimi-na de las plantas de progenie de la generación siguiente, mientras que los rasgos editados siguen siendo heredados de manera estable. La implementación adecuada de los cultivos modificados genéticamente dependerá en gran medida de la regulación de la seguridad biológica. Las directrices sobre seguridad biológica tendrán que centrarse en los posibles riesgos que los productos modificados genéticamente pueden plantear para el medio ambiente y la seguridad humana, al tiempo que deberán abarcar la reglamentación de todos los aspectos de los procesos que intervienen en el desa-rrollo del producto. Aunque la regulación de los procesos de desarrollo en la contención se relaciona principalmente con “buenas prácticas de laboratorio”, los cultivos modifi-cados genéticamente necesitan una evaluación cuidadosa de los posibles efectos fuera del objetivo en el organismo objetivo y de los posibles riesgos de cambios genéticos no previstos en organismos no objetivo, y del riesgo poten-cial de consecuencias adversas para el medioambiente y el bienestar humano. Existen pruebas de que la tecno-logía CRISPR también puede introducir efectos fuera del objetivo. Por lo tanto, es necesario evaluar y regular las consecuencias no deseadas y los efectos fuera del objetivo mediante mecanismos de reglamentación de la seguridad biológica. Algunos de los aspectos básicos de la reglamentación en las etapas de desarrollo deben tener en cuenta los siguien-tes procesos y protocolos que se utilizan en la edición genética. • El tipo de organismo (seres humanos, animales,

plantas, microbios, etc.) y el tipo de tejidos objetivo (embriones, células germinales, cultivos celulares, células u organismos enteros) utilizados


• Los genes objetivo, su papel principal y su importan-cia funcional

• La secuencia del gen objetivo y la información bioin-formativa de sus genes homólogos en otros organis-mos relacionados

• Los mecanismos con los que los genes CRISPR (gARN y Cas9) se entregan a las células o tejidos (vectores virales, liposoma, plásmidos, nanopartículas, inyec-ciones, jeringas, etc.) y la justificación de la implemen-tación

• El propósito y los objetivos de la edición genética y los efectos previstos

• Las modificaciones observadas fuera del objetivo y las características resultantes

• Los experimentos impulsados por genes, las estrate-gias de edición y los protocolos de contención de la ingeniería, si se aplican, y las precauciones adoptadas para evitar escapes ambientales

• Las consecuencias bioéticas, socioeconómicas y socia-les previstas

Una de las principales inquietudes relacionadas con la edición genética es la reglamentación de la seguri-dad biológica, que aún no se ha desarrollado en muchos países. El interrogante sigue siendo si los cultivos modi-ficados genéticamente también se regirán por las mismas normas que los cultivos transgénicos convencionales o si necesitarán un conjunto diferente de normas de seguridad biológica. Las principales preocupaciones con las plantas transgénicas fueron que “la inserción de ADN extranjero (ADN de otros organismos) en las plantas puede tener efec-tos perjudiciales para la salud humana y el medioambiente a largo plazo” y que “la inserción de T-ADN junto con genes de resistencia a los antibióticos podría tener efectos negati-vos”. Sin embargo, con un proceso de selección adecuado, y con el Cas9 de alta fidelidad recientemente desarrollado, las plantas editadas mediante CRISPR pueden producir descendencia libre de transgénicos, con las mínimas posi-bilidades de efectos fuera del objetivo, que no deberían presentar problemas para la seguridad sanitaria, deberían satisfacer a los activistas anti-OGM y eludir la actual regu-lación de bioseguridad (Lee et al., 2018).El actual marco de evaluación del riesgo se elaboró para los productos de técnicas clásicas de modificación genéti-ca. La Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria sostie-ne que los productos desarrollados utilizando técnicas de nucleasa sitio-dirigida-3 (inserción mediante recombina-ción homóloga) se clasificarían como OMG y se regularían de conformidad con la Directiva de la UE (Sprink et al., 2016). El Tribunal de Justicia de la Unión Europea señala que las nuevas y emergentes técnicas de edición genética carecen de una larga trayectoria de uso seguro en cual-quier organismo. De hecho, la literatura científica revela

que la comunidad biotecnológica sigue centrándose, a un nivel fundamental, en mejorar la eficiencia y los usos apli-cados de esas técnicas. La pregunta clave es cómo regular el uso seguro de nuevos productos modificados genética-mente. Varios aspectos del marco actual y su aplicación se beneficiarán de un nuevo examen a la luz de los progre-sos en el ámbito más amplio. Algunos ejemplos de estos aspectos son: elección de los organismos de ensayo para la identificación de los efectos en el objetivo y fuera del objetivo; uso de toda la planta editada/producto deriva-do para prueba de estrés o de efecto; y la ampliación del repertorio de técnicas moleculares para incluir la ómica en la caracterización molecular de los peligros (Casacuberta et al., 2015). En particular, tal vez sea necesario revisar la orientación para la evaluación de riesgos a fin de mejo-rar su idoneidad para la evaluación de los efectos de los productos generados mediante técnicas de edición gené-tica nuevas y emergentes en la salud ambiental, humana y animal (Agapito-Tenfen et al., 2018).Para los cultivos transgénicos, el Protocolo de Cartagena (CPB, por sus siglas en inglés), celebrado el 29 de enero de 2000 bajo el auspicio de la “Convención sobre Diversidad Biológica”, fue decisivo en la elaboración de un régimen mundialmente armonizado para la seguridad biológica. El protocolo buscaba principalmente proteger la diversidad biológica de los riesgos potenciales que plantean los orga-nismos vivos modificados (OVM). La resolución del CBP fue ratificada por 170 partes, incluidos países de la Unión Europea (UE) y la ONU, y ahora es adoptada por más de 135 países. Sin embargo, en el caso de los cultivos modificados genéti-camente no existe hasta ahora un marco normativo armo-nizado internacionalmente aceptado. Diferentes países han elaborado distintas directrices para la investigación sobre la edición genética y la evaluación de productos modificados genéticamente. Ha habido un intenso debate sobre si la edición genética puede clasificarse como inge-niería genética o si puede considerarse de manera diferen-te desde una perspectiva normativa para la investigación y la evaluación de la seguridad biológica. Si bien los cultivos transgénicos contienen genes extraños que se insertan en los cromosomas anfitriones, los cultivos modificados genéticamente contienen genes que se editan mediante inserciones o eliminaciones. CRISPR/Cas9 y otros méto-dos de edición del genoma objetivo también requieren la introducción de genes en las células objetivo y, por lo tanto, el proceso puede llamarse ingeniería genética. Pero la diferencia clave sería si los genes introducidos se inte-gran en el genoma receptor o si sólo realizan la edición genética manteniendo su condición de elementos cromo-sómicos extra y no son heredados. Claramente, si los genes CRISPR/Cas9 no se integran y heredan, el cultivo resultan-te editado genéticamente podría considerarse modificado o mejorado, pero idéntico al cultivo natural. En los casos


en que los genes CRISPR/Cas9 se integran y heredan, el proceso de ingeniería genética estaría bajo un intenso escrutinio de los procedimientos de seguridad de labora-torio y el producto se libraría de la rigurosa evaluación de la seguridad biológica ambiental. En los Estados Unidos, las plantas con genoma editado están exentas de las normas que regulan los OMG si no se producen mediante la transferencia de ADN de otras especies y no se distinguen de las plantas desarrolladas mediante selección convencional. Sin embargo, en 2018, el Tribunal de Justicia de la Unión Europea (TJCE) dictaminó que las plantas editadas mediante CRISPR deberían estar sujetas a las mismas regulaciones estrictas que los orga-nismos genéticamente modificados (GM) convencionales. Diferentes países han estado respondiendo de manera diferente a los cultivos modificados genéticamente. La administración de alimentos y medicamentos de Irán decidió etiquetar los alimentos genéticamente editados de manera similar a los alimentos genéticamente modifica-dos para abordar las preocupaciones de los consumidores. En 2019, el gobierno de Australia declaró que no regulará el uso de técnicas de edición genética en plantas, anima-les y líneas celulares humanas que no introduzcan nuevos materiales genéticos. Anteriormente, CRISPR/Cas9 se regía por las mismas normas que los OMG y exigía la apro-bación por parte de la Oficina del Regulador de Tecnolo-gía Genética (OGTR, por sus siglas en inglés). Al igual que muchos países de Asia, China e India aún no han declara-do sus políticas de regulación de los cultivos generados mediante CRISPR. Queda por ver cómo ven la tecnología los diferentes países.La mejora de los cultivos ha comenzado una etapa muy interesante en la historia de la agricultura. El progreso científico facilita la identificación precisa de secuencias genéticas y elementos genéticos específicos que regulan rasgos económicamente importantes en los cultivos, y también proporciona las herramientas que pueden utili-zarse para editar y modificar secuencias genéticas espe-cíficas con gran precisión, a fin de dirigir el organismo de manera ordenada, según lo desee el científico. Estos cambios son genéticos y hereditarios. Además, son perma-nentes e irreversibles. Puede haber varias perspectivas de análisis del fenómeno de la edición genética. La célula es una creación maravillosa de la naturaleza que funciona como una máquina bien aceitada guiada por genes cuyas funciones están interrelacionadas. Ningún gen funciona de manera aislada. Todos los genes funcionan en sincronía y armonía, como las notas musicales orquestadas en una sinfonía. Desde una perspectiva de corto plazo, los científi-cos se centran en la necesidad de modificar las secuencias genéticas y los organismos para adaptarlos a las necesida-des de la creciente población. Desde una perspectiva más amplia, se deben hacer preguntas fundamentales sobre por qué una secuencia genética ha evolucionado de la

manera en que lo hizo en primer lugar, y si el organismo reconocería el cambio genético editado para repararlo de nuevo a su forma original, porque probablemente esa fue la manera en que la naturaleza ha diseñado el gen para su bienestar. Sería interesante ver cómo evolucionan las directrices reglamentarias en los distintos países en el futuro, para abordar estas cuestiones desde perspectivas de corto plazo y más amplias a fin de garantizar un futuro mejor y sostenible para el medio ambiente y la humani-dad.ReferenciasAgapito-Tenfen, S.Z., Okoli, A.S., Bernstein, M.J., Wikmark, O.G. and Myhr, A.I., 2018. Revisiting risk governance of GM plants: the need to consider new and emerging gene-editing techniques. Frontiers in plant science, 9.Casacuberta, J.M., Devos, Y., Du Jardin, P., Ramon, M., Vaucheret, H. and Nogue, F., 2015.Biotechnological uses of RNAi in plants: risk assessment considerations. Trends in Biotechnology, 33(3), pp.145-147.Chang, H., Liu, Y., Ai, D., Jiang, X., Dong, S. and Wang, G., 2017. A pheromone antagonist regulates optimal mating time in the moth Helicoverpa armigera. Current Biology, 27(11), pp.1610-1615.D’Halluin, K., Vanderstraeten, C., Van Hulle, J., Rosolowska, J., Van Den Brande, I., Pennewaert, A., D’Hont, K., Bossut, M., Jantz, D., Ruiter, R. and Broadhvest, J., 2013. Targe-ted molecular trait stacking in cotton through targeted double-strand break induction. Plant biotechnology jour-nal, 11(8), pp.933-941.Eckerstorfer, M.F., Engelhard, M., Heissenberger, A., Simon, S. and Teichmann, H., 2019. Plants developed by new gene-tic modification techniques-comparison of existing regu-latory frameworks in the EU and non-EU countries. Fron-tiers in bioengineering and biotechnology, 7, p.26.Iqbal, Z., Sattar, M.N. and Shafiq, M., 2016. CRISPR/Cas9: a tool to circumscribe cotton leaf curl disease. Frontiers in plant science, 7, p.475.Kanchiswamy, C.N., 2016. DNA-free genome editing methods for targeted crop improvement. Plant cell reports, 35(7), pp.1469-1474.Lee, H., Zhou, Y., Taylor, D.W. and Sashital, D.G., 2018. Cas4-dependent prespacer processing ensures high-fide-lity programming of CRISPR arrays. Molecular cell, 70(1), pp.48-59.Sprink, T., Metje, J., Schiemann, J. and Hartung, F., 2016. Plant genome editing in the European Union—to be or not to be—a GMO. Plant Biotechnology Reports, 10(6), pp.345-351.Wolt, J.D., 2017. Safety, security, and policy considerations for plant genome editing. In Progress in molecular biology and translational science (Vol. 149, pp. 215-241). Acade-mic Press.


Breve revisión Gestión de la calidad de la fibra de algodón

para una industria textil sostenible



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Ayesha Latif, Mukhtar Ahmed, Sidra Akhtar, Ammara Ahad, Adnan Iqbal, Amina Yaqoob, Ayesha Imran, Muhammad Usmaan, Naila Shahid, Saira Azam, Aneela Yasmeen, Tahir Rehman Samiullah, Salah ud din, Ambreen Gul, Sana Shakoor, Maria Khawer, Sara Ajmal, Muhammad Azam Ali,

Samina Hassan, Mohsin Shad, Sahar Sadaqat, Maira Zahid, Ahmad Ali Shahid, Idrees Ahmad Nasir, Abdul Qayyum Rao* and Tayyab Husnain

Centro de Excelencia en Biología Molecular, Universidad del Punjab

ResumenLa fibra de algodón es un tema de gran interés para científi-cos e industriales de todo el mundo debido a su importan-cia para la industria textil. La calidad de la fibra se atribu-ye a sus diversas características, incluyendo la longitud, la fuerza, el micronaire, el color, etc. La modificación de uno o dos de estos rasgos puede ser interesante para evaluar su impacto en la calidad, pero siendo un rasgo multifac-torial, es necesario utilizar un enfoque combinado para la modificación genética a fin de generar todos los alelos deseados para reunir tantos rasgos como sea posible para que la fibra de algodón sea de alta calidad. Además, el uso de tecnologías de edición del genoma también puede ser muy útil para desactivar los rasgos responsables de inhibir la expresión de genes relacionados con la fibra. El presen-te estudio destaca aspectos importantes de las estrategias basadas en el genoma para el mejoramiento de la fibra de algodón y su aplicación en detalle.

Algodón de las plantas a los tejidosEl algodón es uno de los cultivos más importantes del mundo. Es una fuente importante de materias primas para la producción de productos textiles, semillas de algodón (que se utilizan como alimento nutritivo para el ganado) y aceite de semillas de algodón (que se utiliza en la elabo-ración y cocción de jabón). El algodón es miembro de la familia Malvaceae, que contiene al menos 50 especies bajo el género Gossypium. Entre ellas, sólo se utilizan comer-cialmente cuatro especies: Gossypium arboreum, Gossy-pium herbaceum, Gossypium hirsutum y Gossypium barba-dense (Khan et al., 2016; Iqbal et. al., 2001).

Desarrollo de la fibra de algodónEl desarrollo de la fibra de algodón comienza con el óvulo de una célula en cuatro etapas complejas superpuestas: • Iniciación • Alargamiento • Síntesis de la pared celular primaria

• Síntesis de la pared celular secundaria (Basra y Malik, 1984).

La longitud y finura básicas de la fibra de algodón desem-peñan un papel muy importante para su utilización en la industria textil (Bajwa et al., 2013). El rendimiento del algodón es muy importante para los cultivadores de algo-dón, y puede mejorarse aumentando el número de fibras producidas en los óvulos en desarrollo (Xiao et al., 2016).Diversos factores afectan el desarrollo de la fibra de algo-dón. Algunos de ellos se resumen en este artículo.

Efectos de las tensiones abióticas en el desarrollo de la fibraLas tensiones abióticas afectan la calidad y el rendimiento general de la fibra. La temperatura óptima para el desarro-llo de las hojas, el tallo, los frutos y las semillas de algodón es de 23,5 °C a 32 °C. La formación de celulosa durante la síntesis de la pared celular de la fibra se ralentiza si la temperatura disminuye (Zheng et al., 2012). Durante las primeras etapas del desarrollo de la fibra, también inhibe el crecimiento axial (Qiu et al., 2007), mientras que Schra-der et al. (2004) informaron que un aumento de la tempe-ratura por encima de los 38 °C inhibe la fotosíntesis. Las funciones regulares de una planta de algodón, como el metabolismo y el potencial de turgencia, disminuyen cuando el contenido de agua del suelo es limitado (Wang et al., 2016). Por lo tanto, la sequía tiene efectos negativos tanto en la calidad como en el rendimiento de las fibras de algodón. Existen varios estudios que demuestran que el estrés hídrico no sólo altera la calidad de la fibra y el rendimiento del algodón, sino que también reduce el peso y la cantidad de cápsulas de algodón que se cosechan (Lokhande y Reddy, 2014). Se ha informado que el aumen-to del suministro de agua durante las etapas de formación de las yemas florales y las cápsulas aumenta la cantidad de cápsulas, el tamaño de estas y las ramas que sostienen los frutos. Se ha informado que las condiciones extremas, como las bajas lluvias, reducen la acumulación de celulo-sa y perjudican la fotosíntesis, mientras que el exceso de


lluvias con clima nublado disminuye la fotosíntesis y, por lo tanto, la calidad de la fibra (Sawan, 2017). La longitud de la fibra también se reduce debido a las deficiencias de nutrientes (Lokhande y Reddy; 2014).

Genes y factores de transcripción responsables del desarrollo de la fibraMás del 90% de la fibra se obtiene de algodón de tierras altas (G. hirsutum), pero su principal desventaja es la cali-dad de la fibra, que es relativamente menor en compara-ción con el algodón de fibra extra larga superior (G. barba-

dense). El mejoramiento genético desempeña un papel fundamental en la solución de este desafío agrícola. Los estudios revelan que miles de genes son responsables del desarrollo de la fibra (Figura 1). La biotecnología moderna se centra en la introducción de más de un gen de diferen-tes fuentes a un objetivo (Khan et al., 2016; John y Keller, 1996; Iqbal et al., 2016; Ahmed et al., 2018). Las células epidérmicas de los óvulos son la fuente de una sola fibra celular de algodón; en consecuencia, las altera-ciones en la composición genética de estas células epidér-micas pueden mejorar la calidad de las fibras originarias (Shi et al., 2001). Los genes están controlados por regula-dores maestros conocidos como factores de transcripción (TF, por sus siglas en inglés). (Pati et al., 2006). Los factores de transcripción GhMYB25-like son muy importantes en la

iniciación y diferenciación de las células de fibra, mientras que los factores de transcripción GhMYB25, GhMYB109 y GhMYB2 desempeñan un papel significativo en el desarro-llo de la fibra (Huang et al., 2013). Los genes GhHox3 juegan un papel vital en la producción de fibras alargadas de alta calidad (Shan et al., 2014). El gen GhWLIM5 pertenece a proteínas de algodón de domi-nio LIM que tienen la capacidad de unirse al citoesquele-to de la actina y al agrupamiento de filamentos de actina (F-actina), por lo que se ha informado que se expresan ampliamente en el alargamiento de la fibra (Li et al., 2013). GhHOX3 participa en el alargamiento de la fibra de algo-dón, y su desactivación da lugar a una reducción del 80%

en la longitud de la fibra (Shan et al., 2014). La enzima pectina metilesterasa (PME) desem-peña un papel importante en diferentes etapas del desarrollo de la fibra (Li et al., 2016). Se ha informado que las proteínas LIM vegetales son una de las principales proteínas de unión a la actina (ABP) (Thomas et al., 2007). Las proteínas nucleares del dominio LIM actúan prin-cipalmente en la regulación genética específica de los teji-dos y en la determinación del destino celular, mientras que las proteínas citoplasmáticas del dominio LIM funcionan principalmente en la organiza-ción citoesquelética (Han et al., 2013). Se ha informado de que la proteína GhLIM5 desempeña un papel en la agrupación de filamentos de actina (Li et al., 2013), y la subregulación del gen GhACTIN1 ha reducido la longitud y debilitado la fuerza

de las fibras de algodón (Li et al., 2005). Por lo tanto, se supone que la sobreexpresión de los genes GhACTIN1 y GhWLIM5 provocaría un aumento de la longitud y la resis-tencia de la fibra respectivamente. En el algodón, la cápsula en desarrollo actúa como preci-pitante y descomponedor de la sacarosa en sus hexosas componentes, y es el primer paso para la utilización de la sacarosa para el desarrollo de la fibra. La división de la sacarosa es esencial, ya que da lugar a la producción de UDP-glucosa (Li et al., 2019). La sacarosa sintasa (SuS) y la invertasa controlan la degradación de la sacarosa en la mayoría de las plantas (Shua et al., 2009). La inverta-sa hidroliza la sacarosa en fructosa y glucosa (Gou et al., 2007; Kleczkowski, 2010; Brill et al., 2011). La UDP-gluco-

Figura 1: Genes involucrados en el desarrollo de la fibra de algodón


sa desempeña un papel fundamental en la formación cito-sólica de la sacarosa y en la síntesis de polisacáridos (p. ej., hemicelulosas) y pectina, y en los componentes de la pared celular (Amor et al., 1995; Gibeaut, 2000; Johansson et al., 2002). Los estudios han revelado que la disminución de la actividad de SuS en la fase de iniciación de la fibra afecta al desarrollo de esta (Ruan et al., 2003; Ahmed et al., 2019). Durante la síntesis de la pared celular secundaria, la SuS canaliza la UDP-glucosa a la celulosa sintasa (CES) situada en las membranas celulares de las fibras. Hacia el final de la fase de alargamiento, la síntesis de celulosa se acelera y conduce a la sedimentación de la pared secun-daria (Haigler et al., 2001). La alta actividad de la SuS en diferentes etapas del desarrollo de la fibra tiene un poten-cial de sucrolisis de sacarosa en las hexosas componentes, que se utilizan para el alargamiento celular. El aumento del contenido de celulosa da lugar a una mayor suavidad y resistencia de la fibra.

Efecto del contenido de celulosa en el desarrollo de la fibraEl proceso de síntesis de celulosa es catalizado por la enzima celulosa sintasa (Saxena et al., 1994). Se ha observado que una serie de bacterias como Agrobacterium, Azotobacter, Pseudomonas y Acetobacter son productores de celulo-

sa (Wong et al., 1990). Entre ellas, las bacterias sintetizadoras de celulosa más eficientes proceden del género Acetobacter, especialmente Acetobac-terxylinum, que posteriormente fue reclasificado como Gluconacetobac-terxylinus por Yamada et al. (1997). Se sabe que la celulosa bacteriana (BC) posee varias características únicas en comparación con las celulas vegetales, como la red ultrafina de microfibrilos de celulosa, mayor capacidad de reten-ción de agua, alta resistencia y alta moldeabilidad (Nishi et al., 1990). Por lo tanto, la transformación de los genes de la celulosa bacteriana sintasa (Bcs) en el algodón puede desempeñar un papel significativo en la mejora de la calidad de la fibra de algodón. En cepas G. xylinus, se descubrió que el proceso de síntesis de celulosa está regulado por un operón compuesto por cuatro genes, acsA, acsB, acsC y acsD. De ellos, el acsA y el acsB fueron esenciales para la producción de celulosa in vitro (Lu et al., 2002).

Papel de los flavonoides en la mejora de la fibra

de algodónLos flavonoides, junto con diversos pigmentos y copig-mentos, contribuyen a los diferentes colores de las flores (Grotewold, 2006). Liu et al. (2018) informó sobre el papel de la vía flavonoide en el desarrollo del color del algodón y su potencial para mejorar la calidad de la fibra. Por lo tanto, es posible que los parámetros de calidad de la fibra puedan mejorarse a través de la expresión de genes flavo-noides (Ahad et al., 2018).

Selección asistida por marcadores para la mejora de la calidad de la fibraLa mayoría de las propiedades de la fibra están bajo control genético y se heredan cuantitativamente. Por ejemplo, la longitud, la fuerza y la finura de la fibra de algo-dón están influenciadas por 12 a 21 loci de carácter cuan-titativo (QTL) (Park et al., 2005). La explotación transgé-nica mediante la selección puede lograr una mejora signi-ficativa de la longitud y la resistencia de la fibra (~70%), pero la herencia posterior sigue siendo inestable (May et al., 2002). Hasta el momento, se han identificado 28 QTL diferentes para la calidad de la fibra (Zhang et al., 2011).

Figura 2: Diagrama esquemático del alargamiento y agrupamiento de fila-

mentos de actina por GhACTIN-1 y GhWlim5 en fibra de algodón (A) Alar-gamiento de la fibra de algodón por el gen GhACTIN-1 cuando se expresa en condiciones normales (B) Agrupamiento de filamentos de actina por el gen GhWlim5 cuando se expresa en condiciones normales (C) El alargamiento y el agrupamiento de filamentos de actina por sobreexpresión de los genes

GhACTIN-1 y GhWlim5 produjo un aumento de la longitud y la resistencia de la fibra de algodón respectivamente (Iqbal et al., 2019).


Efectos de las fitohormonas en el desarrollo de la fibraLas plantas utilizan diferentes hormonas para regular distintas etapas del desarrollo de la fibra (Hao et al., 2012; Tan et al., 2012). Las auxinas y giberelinas en combina-ción mejoraron el crecimiento de la fibra (Ji et al., 2003, Seagull et al., 2004). El ácido indolacético y el ácido fenila-cético mejoran la longitud de la fibra en algunos cultivares (Gokani y Thaker, 2002). Algunas hormonas como la ABA (ácido abscísico) tienen un impacto negativo en el creci-miento de la fibra (Haigler et al., 2012).

Gestión de la calidad de la fibra de algo-dón mediante el enfoque combinadoLos rasgos de calidad de la fibra son controlados por varios genes. Debido al control poligénico de la calidad de la fibra, es difícil lograr todas las características deseadas

en la calidad de la fibra mediante un enfoque único, como la selección de plantas y la introducción de algunos genes relacionados con características de la fibra mediante la modificación transgénica, o incluso a través de la desac-tivación de algunos genes responsables de la inhibición de la expresión génica relacionada con la fibra (Sawant et al., 2018). La expresión de rasgos individuales de la fibra en el algodón podría conducir a una mejora gradual, que posteriormente podría incrementarse mediante la pirámi-de genética de diferentes rasgos transgénicos en una única variedad vegetal a través de la selección convencional de plantas combinado con la desactivación de inhibidores mediante una tecnología de edición del genoma, como el sistema CRISPR/Cas, para desarrollar variedades que alberguen todos estos rasgos para satisfacer las crecientes demandas de los consumidores y la industria textil. Será útil realizar estas difíciles tareas en un corto plazo mejo-rando las propiedades de la fibra mediante una combina-ción de enfoques que podrían evitar pérdidas económicas

Figura 3: Representación esquemática del enfoque combinado para la gestión de la calidad de la fibra de algo-

dón (Akhtar et al., 2019)


debido al desecho de fibras de mala calidad que general-mente se produce en la industria textil (Li et al., Morello et al., 2019).

ConclusiónLa mejora de la calidad de la fibra de algodón es un tema de gran interés para los científicos y la industria textil. Cual-quier esfuerzo por mejorar los rasgos de la fibra condu-cirá a un mayor éxito en la producción del algodón. Los científicos están trabajando en varios factores que podrían mejorar la calidad de las fibras del algodón. Con el adveni-miento de las nuevas tecnologías, un enfoque combinado para abordar más de un aspecto simultáneamente será más fructífero.ReferenciasAhad A., Tahir S., Ali MZ, Iqbal A., Ahmed M., Akhtar S., Nawaz R., Rao AQ., Shahid AA., Rahman Z, Husnain T. 2018. Functional prediction of F3’5’H in color alteration in cotton: an in-silico comparative analysis between cotton and viola. Int. J. Biosci. 13(3), 185-197, September 2018.Ahmed M., Shahid AA., Din US., Akhtar S., Ahad A., Rao AQ, Bajwa SS, Khan MAU, Sarwar MB and Husnain T. 2018. An Overview Of Genetic And Hormonal Control Of Cotton Fibre Development Pak. J. Bot., 50(1): 433-443Ahmed, M., Akhtar, S., Fanglu, M. et al. 2019. Russ J Plant Physiol. 66: 41. Akhtar S., 2018. PhD dissertation submitted to Higher education commission of PakistanAmor, Y., Haigler, C, H., S. Johnson, S., Wainscott, M., and Delmer, D, P. 1995. A membrane-associated form of sucrose synthase and its potential role in synthesis of cellulose and callose in plants.Proc. Natl. Acad. Sci. 92:9353–9357.Bajwa, K.S., A.A.Shahid, A.Q. Rao, M.S. Kiani, M.A. Ashraf, A.A. Dahab, A. Bakhsh, A. Latif, M.A.U. Khan and A.N. Puspito. 2013. Expression of Calotropis proceraexpansin gene CpEXPA3 enhan-ces cotton fibre strength. Aust. J. Crop Sci., 7(2): 206.Basra AS, Malik CP (1984) Development of the cotton fibre. Int Rev Cytol 89: 65-113. doi:10.1016/S0074-7696(08)61300-5.Brill, E., van, M., White, R. G., Llewellyn, D., Campbell, P. M., Enge-len S., Ruan, Y.L, Arioli, T., Furbank, R.T. 2011. A novel isoform of sucrose synthase is targeted to the cell wall during secondary cell wall synthesis in cotton fibre. Plant Physiol. 157, 40–54.Gibeaut , D. M. 2000. Nucleotide sugars and glucosyltransferases for synthesis of cell wall matrix polysaccharides, Plant Physiol. Biochem.38: 69 – 80.Gokani, S. J., &Thaker, V. S. 2002. Physiological and biochemical changes associated with cotton fibre development: IX. Role of IAA and PAA. Field crops research, 77(2-3), 127-136.Gou, J. Y., Wang, L. J., Chen, S. P., Hu, W. L., & Chen, X. Y. 2007. Gene expression and metabolite profiles of cotton fibre during cell elongation and secondary cell wall synthesis. Cell research, 17(5), 422.Grotewold, E. 2006. The genetics and biochemistry of floral pigments. Annu Rev Plant Biol. 57: 761–780.

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