T E S I S MAESTRO EN CIENCIAS - tesis.ipn.mxtesis.ipn.mx/jspui/bitstream/123456789/1311/1/Tesis Mario Silva.pdf · de tesis mi mas sincero reconocimiento y que Dios te tenga en su

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE CIENCIAS MARINAS DEPARTAMENTO DE DESARROLLO DE TECNOLOGÍAS

EFECTO DE LA DENSIDAD DE CONFINAMIENTO SOBRE EL CRECIMIENTO Y LA SUPERVIVENCIA DEL PARGO AMARILLO Lutjanus argentiventris

(PETERS 1869) (PERCOIDEI: LUTJANIDAE) CULTIVADO EN JAULAS FLOTANTES

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE

MAESTRO EN CIENCIAS

CON ESPECIALIDAD EN MANEJO DE RECURSOS MARINOS

P R E S E N T A:

ING. ACUAC. MARIO ALBERTO SILVA HERNANDEZ

Febrero 2004 LA PAZ, BAJA CALIFORNIA SUR.

Mario Alberto Silva Hernández Dedicatoria

CICIMAR-IPN

DEDICATORIA

A mi fiel compañera y

dueña de mis sentimientos

Mi amada esposa:

Maribel Arizmendi Burgos

A mi madre, In memoriam:

Ramona Guadalupe Hernández Ochoa

Tienes un lugar reservado en mi corazón, madre.

A mi padre:

Manuel Guillermo Silva Campoy

Sólido pilar de mi formación personal.

A mis tesoros

Mis hijos:

Mario

Dario Alejandro

A mis hermanos:

Maria Esther

Emma Cecilia

Teresa Yolanda

Lilia Irene

Manuel Guillermo

Norma Angelina

Jesús Enrique

Con quienes comparto el verdadero significado de la unidad familiar.

Mario Alberto Silva Hernández Agradecimientos

CICIMAR-IPN

AGRADECIMIENTOS

A mi compañera inseparable y admirada esposa Maribel quien verdaderamente a

comprendido y soportado las dificultades de un acuacultor, me llena de orgullo decirte que

este logro lo alcanzamos ambos ya que sin tu ayuda no hubiera sido posible, mi amor.

Al CONACYT, por la beca crédito otorgada para mis estudios de maestría. Al

proyecto SIMAC número 970106024 “Valoración de dos sistemas alternativos para el

desarrollo de maricultivos de peces marinos de importancia comercial en zonas costeras

protegidas del Golfo de California” a cargo del Dr. Jesús Rodríguez Romero. Al CIBNOR

por permitirme utilizar sus instalaciones acuícolas para la realización de esta

investigación.

Un sincero agradecimiento al MC. José Luis Ortiz Galindo por su invaluable

amistad y motivación durante mi formación académica y en la elaboración de esta tesis.

A mi comité de tesis por ser una valiosa guía durante el desarrollo de este trabajo:

Dr. Juan Pablo Lazo, MC. José Luis Ortiz Galindo, Dra. Silvie Dumas, Dr. Jesús

Rodríguez Romero y MC. Tanos Grayeb del Alamo.

A mis compañeros del grupo de peces del CIBNOR por su apoyo realizado en el

trabajo de campo. Al Sr. Mario Cota responsable de las embarcaciones del CIBNOR por

su ayuda durante innumerables salidas de campo.

Al Dr. Alfonso Alvarez González y al Dr. Roberto Civera Cerecedo por su apoyo

incondicional, aportando sus conocimientos en el campo de la nutrición de peces marinos.

A mi maestra y amiga Reyna Alvarado quien inicio con la co-dirección este trabajo

de tesis mi mas sincero reconocimiento y que Dios te tenga en su santa gloria.

Mario Alberto Silva Hernández Indice

i CICIMAR-IPN

INDICE

INDICE .............................................................................................................. i GLOSARIO ....................................................................................................... iv LISTA DE TABLAS .......................................................................................... vi LISTA DE FIGURAS ........................................................................................ viii RESUMEN ........................................................................................................ ix ABSTRACT ...................................................................................................... xi 1. INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 1 2. ANTECEDENTES ......................................................................................... 8

2.1 Especie a cultivar .......................................................................... 8 2.1.1 Taxonomía ....................................................................... 8 2.1.2 Distribución geográfica ................................................. 9 2.1.3 Caracteres distintivos .................................................... 9 2.1.4 Hábitat .............................................................................. 10 2.1.5 Hábitos alimentarios ....................................................... 10 2.1.6 Hábitos reproductivos .................................................... 10 2.1.7 Condiciones ambientales .............................................. 10 2.1.8 Pesca y utilización .......................................................... 11

2.2 Sistema de cultivo ......................................................................... 11 2.2.1 Ventajas del sistema en jaulas flotantes ...................... 12 2.2.2 Selección del área de cultivo ................................. ....... 14

2.3 Crecimiento .................................................................................... 15 2.4 Factores abióticos ......................................................................... 16 2.4.1 Temperatura .................................................................... 16 2.4.2 Oxígeno disuelto ..................................................... ....... 18 2.4.3 Corrientes ........................................................................ 19 2.4.4 Profundidad ..................................................................... 20 2.5 Factores bióticos .......................................................................... 20 2.5.1 Densidad ......................................................................... 20 2.5.2 Alimentación ................................................................... 22


ii CICIMAR-IPN

2.5.3 Comportamiento ............................................................. 24 2.5.4 Condiciones de la engorda ........................................... 25 3. JUSTIFICACIÓN ................................................................................... ....... 27

4. OBJETIVOS .......................................................................................... ....... 29 4.1 Objetivo general ............................................................................. 29 4.2 Objetivos particulares ................................................................... 29 5. MATERIALES Y METODOS ........................................................................ 30 5.1 Area de estudio .............................................................................. 30 5.2 Arte de cultivo ................................................................................ 31 5.2.1 Construcción e instalación de la balsa flotante .......... 31 5.2.2 Construcción de las jaulas ............................................ 32 5.2.3 Instalación de las jaulas flotantes ................................. 32 5.3 Organismos experimentales ........................................................ 33 5.3.1 Recolecta y transporte de organismos ......................... 33 5.3.2 Biometría de los organismos capturados .................... 33 5.3.3 Aclimatación al cautiverio y al alimento balanceado .. 34 5.3.4 Siembra ............................................................................ 34 5.4 Diseño experimental ...................................................................... 35 5.5 Parámetros físico químicos del agua ........................................... 35 5.6 Alimento .......................................................................................... 36 5.6.1 Ración alimentaria ........................................................... 36 5.7 Biometrías y cambio de redes ...................................................... 37 5.8 Análisis proximal de los peces .................................................. 37 5.9 Análisis de datos ........................................................................... 38 6. RESULTADOS ............................................................................................. 43 6.1 Adaptación y manejo de los peces al sistema de cultivo ......... 43

6.1.1 Captura y transporte ...................................................... 43 6.1.2 Aclimatación ................................................................... 43 6.1.3 Biometrías y cambio de redes ...................................... 43

6.2 Parámetros físico químicos ......................................................... 44 6.3 Consumo de alimento .................................................................. 45 6.4 Crecimiento .................................................................................... 47 6.4.1 Normalidad y homogeneidad de varianza .................... 47


iii CICIMAR-IPN

6.4.2 Peso ................................................................................. 47 6.4.3 Biomasa total ............................................................... 48 6.4.4 Longitud ......................................................................... 51

6.4.5 Peso ganado ................................................................. 51 6.4.6 Ganancia en biomasa ................................................... 52 6.4.7 Tasa de crecimiento absoluta ...................................... 52 6.9.8 Tasa de crecimiento especifica ................................... 53 6.5 Supervivencia de juveniles ......................................................... 53 6.6 Indices de condición y de calidad del alimento ....................... 54 6.6.1 Factor de conversión alimenticia ................................ 54 6.6.2 Valor proteico productivo ............................................ 54 6.6.3 Tasa de eficiencia proteica .......................................... 54 6.6.4 Factor de condición ...................................................... 55 6.7 Análisis químico y proximal del pargo amarillo ....................... 55 7. DISCUSIÓN ................................................................................................ 57 7.1 Adaptación y manejo de los peces al sistema de cultivo ....... 57

7.2 Parámetros físico químicos del agua .................................... 58 7.3 Crecimiento de los juveniles ...................................................... 59 7.4 Supervivencia de juveniles ........................................................ 63 7.5 Comportamiento .......................................................................... 64 7.6 Indices de condición y calidad del alimento ............................. 65 7.7 Análisis químico del pargo amarillo .......................................... 68 8. CONCLUSIONES ....................................................................................... 70 RECOMENDACIONES PARA TRABAJOS FUTUROS ................................ 72 BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 73 ANEXO I ......................................................................................................... 88 ANEXO II ........................................................................................................ 100 ANEXO III ....................................................................................................... 104

Mario Alberto Silva Hernández Glosario

iv CICIMAR-IPN

GLOSARIO

Aclimatación: Proceso en el cual se acondicionan paulatinamente a los organismos a un

determinado parámetro ambiental para evitarles el estrés.

Alimentación ad libitum ó saciedad: Cantidad de alimento voluntariamente ingerido

hasta que el organismo deja de consumirlo.

Biomasa: Es el peso vivo o el peso total de la materia viva en una superficie determinada.

Se expresa en unidades de peso/área, como kg/m3 (De La Lanza Espino et al., 1991).

Biometría: Proceso de manipular a los organismos con el propósito de obtener su peso y

talla.

Cosecha: Recolección de productos derivados de un cultivo en cualquiera de sus

modalidades (De La Lanza Espino et al., 1991).

Cenizas: Es el residuo inorgánico remanente después de la incineración en la mufla a

350 °C por 24 horas (Watanabe, 1988).

Crecimiento: Este representa la salida neta de una serie de procesos fisiológicos y de

comportamiento que inician con el consumo de alimento y finalizan con incrementos en

longitud y peso (Brett, 1979).

Engorda: Etapa del cultivo que comienza en peces con un peso superior a 5 ó 10 g (De

La Lanza Espino et al., 1991).

Extracto etéreo: Procedimiento tradicional el cual envuelve el secado y la extracción

exhaustiva de sustancias como los ácidos grasos, fosfolípidos, ceras, lecitinas con éter

etílico utilizando el equipo Soxhlet (Watanabe, 1988).

Fibra cruda: Se compone fundamentalmente de la celulosa, lignina y pentosas presentes

en los alimentos. Esta se determina coma la perdida en la incineración del residuo seco

después de la digestión de una muestra con un ácido (H2SO4) y una base (NaOH) bajo

condiciones especificas (Watanabe, 1988).

Mario Alberto Silva Hernández Glosario

v CICIMAR-IPN

Nutrición: Area del conocimiento sobre las diversas reacciones químicas y procesos

fisiológicos que transforman los alimentos en tejidos corporales (De La Lanza Espino et

al., 1991).

Período juvenil: Está compuesto de dos fases, la fase prejuvenil, la cual inicia cuando se

han formado todos los elementos de la aletas pares e impares y termina cuando se inicia

el patrón de escamación. La fase juvenil es considerada cuando los peces han

completado su patrón de escamación y termina cuando se inicia la formación de la

gónada (Ortiz-Galindo, 1991).

Proteína cruda: Se estima multiplicando el contenido de nitrógeno total (por el método de

Kjeldahl) por el factor que corresponde al contenido de nitrógeno que posee una proteína

(N X 6.25) (AOAC, 1995).

Producción: Cantidad de energía o materiales generados por un individuo, una población

o una comunidad, en un periodo específico (De La Lanza Espino et al., 1991).

Siembra: Proceso de introducción de peces en el agua para que proliferen (De La Lanza

Espino et al., 1991).

Sistema intensivo: Sistema de producción en el cual todos los requerimientos

nutricionales son proporcionados con alimentos completos, en algunos casos pueden

controlar las variables ambientales y las densidades del cultivo son elevadas lo que

permite obtener altas producciones con relativamente poca área de cultivo (Castelló-

Orvay, 1993).

Mario Alberto Silva Hernández Lista de Tablas

vi CICIMAR-IPN

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Análisis químico proximal y de energía del alimento comercial Silver Cup.

Tabla 2. Valores promedio de temperatura ± desv. est., oxígeno disuelto en mg/l ± desv. est., y

salinidad en partes por mil, del agua dentro de las jaulas, durante el cultivo de

juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Tabla 3. Valores promedio del consumo mensual de alimento por jaula ± desv. est., durante el

cultivo de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Tabla 4. Valores promedio del consumo mensual de alimento por pez ± desv. est., durante el

cultivo de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Tabla 5. Peso en gramos de los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv. est.), por tiempo

y densidad.

Tabla 6. Biomasa total en gramos (pomedio ± desv. est.), de los juveniles del pargo amarillo

por densidad, durante el experimento.

Tabla 7. Tasas estimadas de crecimiento de juveniles del pargo amarillo por densidades, a

partir del modelo exponencial Y=aebx.

Tabla 8. Longitud patrón en centímetros de los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv.

est.), por tiempo y densidad.

Tabla 9. Peso ganado en gramos ganado por los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

Tabla 10. Tasa de crecimiento absoluto (TCA)(g/día), obtenida por los juveniles del pargo

amarillo, en su respectiva temperatura (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

Mario Alberto Silva Hernández Lista de Tablas

vii CICIMAR-IPN

Tabla 11. Indices de crecimiento: peso ganado (PG), ganancia en biomasa (G), tasa de

crecimiento absoluto (TCA) y tasa de crecimiento especifico (SGR), calculados

durante el experimento para los juveniles del pargo amarillo por densidad (promedio

± desv. est.).

Tabla 12. Porcentaje de supervivencia (SUP), de los juveniles del pargo amarillo por densidad

(promedio ± desv. est.), al final del experimento.

Tabla 13. Indices de condición y de calidad del alimento: factor de conversión alimenticia (FCA),

valor proteico productivo (PPV), tasa de eficiencia proteica (PER) y factor de condición

(FC), calculados durante el experimento para los juveniles de L. argentiventris por

densidad (promedio ± desv. est.).

Tabla 14. Análisis químico proximal del pargo amarillo entero por densidad al inicio y al final del

experimento (promedio ± desv. est.).

Tabla 15. Análisis químico proximal del músculo del pargo amarillo por densidad al inicio y al

final del experimento (promedio ± desv. est.).

Mario Alberto Silva Hernández Lista de Figuras

viii CICIMAR-IPN

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Vista de planta del sistema de anclaje para las jaulas flotantes.

Figura 2. Vista lateral del sistema de anclaje para las jaulas flotantes.

Figura 3. Jaulas experimentales.

Figura 4. Histograma de frecuencias del peso promedio de la biometría exploratoria

del pargo amarillo.

Figura 5. Alimento consumido por los organismos en las diferentes densidades de

cultivo en función de la temperatura.

Figura 6. Curvas de crecimiento exponencial de juveniles del pargo amarillo en la

densidad de 6 peces/m2.





Mario Alberto Silva Hernández Resumen

ix CICIMAR-IPN

RESUMEN

Con el fin de evaluar el efecto de la densidad de cultivo en el crecimiento y la

composición proximal de los juveniles silvestres del pargo amarillo Lutjanus argentiventris,

se utilizaron 366 ejemplares con un peso promedio de 42.27 ± 5.05 g y con una longitud

patrón de 10.91 ± 0.44 cm. Se utilizaron tres densidades experimentales: 6, 9 y 12

peces/m2, durante un período de 182 días. El experimento se realizó en 9 jaulas flotantes

de 4.5 m2 de capacidad, instaladas en la laguna de La Paz.

Los organismos fueron capturados por medio de métodos tradicionales y

transportados a la zona de aclimatación. La fase de aclimatación de los peces al consumo

de alimento balanceado, tomó un tiempo aproximado de 60 días después de su captura.

Posteriormente, fueron distribuidos de forma aleatoria en jaulas flotantes utilizando tres

replicas por densidad experimental. Se realizó un monitoreo diario de la temperatura, la

salinidad y el oxígeno disuelto. Los organismos fueron alimentados diariamente (ad

libitum), proporcionandoles un alimento peletizado comercial con 47% de proteína y 8.5%

en lípidos, administrandolo en una sola ración, la cual se suministró durante dos horas

aproximadamente, registrando la cantidad de alimento proporcionado por jaula.

Mensualmente se realizaron biometrías a todos los organismos vivos, donde se

registró el peso y la longitud patrón. Al inicio y al final del experimento, se les realizó el

análisis químico proximal y de contenido de energía tanto al alimento balanceado como al

músculo y cuerpo entero de los peces.

El peso promedio de los peces expresado en gramos al finalizar el experimento fue

de 99.86 ± 16.04, 107.85 ± 22.04 y 109.66 ± 21.57 para las densidades 6, 9 y 12

peces/m2 respectivamente. Se encontró que el peso final de los organismos en la

densidad de 6 peces/m2 fue significativamente menor (P<0.05) que las densidad 9 y 12

peces/m2. Sin embargo, entre las densidades de 9 y 12, no se encontraron diferencias

significativas entre las densidades evaluadas (P>0.05). Se detectó que la biomasa total

producida en la densidad de 6 peces/m2 (2629 g), fue significativamente menor (P<0.05),

comparada con la producida en la densidad de 12 peces/m2 (5702 g). La supervivencia al

finalizar el experimento fue mayor al 96% en todas las densidades evaluadas y no se

encontró diferencias significativas (P>0.05). El factor de conversión alimenticia (FCA)

determinado fue 4.33 ± 0.42, 2.82 ± 0.04 y 2.78 ± 0.22 para las densidades de 6, 9 y 12

peces/m2 respectivamente, presentándose que el FCA en la densidad de 6 peces/m2

Mario Alberto Silva Hernández Resumen

x CICIMAR-IPN

fuera significativamente mayor (P<0.05). El factor de condición (FC) fue de 3.08, 2.97 y

3.06 para las densidades de 6, 9 y 12 peces/m2 respectivamente, sin embargo no se

presentaron diferencias significativas entre las densidades (P>0.05). La tasa especifica de

crecimiento (SGR), en las densidades 6, 9 y 12 peces/m2 fue de 0.48 ± 0.05, 0.51 ± 0.02 y

0.53 ± 0.02 respectivamente, sin presentar deferencias significativas (P>0.05). La tasa de

eficiencia proteica (PER), no presentó una diferencia significativa entre las densidades

(P>0.05), sin embargo, se encontró una tendencia a aumentar a densidades mayores 0.44

± 0.05, 0.67 ± 0.01 y 0.69 ± 0.06 para 6, 9 y 12 peces/m2 respectivamente. El valor

proteico productivo (PPV), mostró ser significativamente menor (P<0.05) en la densidad

de 6 peces/m2 (6.51), en comparación con la densidad de 9 peces/m2 (8.47).

Los datos de crecimiento en peso de los individuos para cada densidad se

ajustaron a un modelo de crecimiento exponencial, encontrándose un coeficientes de

correlación de 0.81, 0.78 y 0.82 para las densidades 6, 9 y 12 peces/m2 respectivamente.

Sin embargo no se encontraron diferencias significativas (P>0.05), entre las pendientes de

crecimiento de cada densidad.

Se concluye que la densidad de siembra más adecuada entre las densidades

evaluadas en este estudio, para el cultivo de juveniles del pargo amarillo fue 12 peces/m2,

por presentar una mayor ganancia en peso, una mayor producción de biomasa total y que

a pesar de no encontrarse diferencias significativas (P>0.05), se encontró una tendencia a

mejorar el aprovechamiento del alimento balanceado, evidenciado por la mejor eficiencia

en FCA, FC y la mejor TCA, SGR y PER.

Para el análisis proximal del cuerpo entero de los organismos, se detectó que la

densidad de 12 peces/m2, presentó el mayor contenido de energía (5531.7 cal/g), en

comparación con la densidad de 6 peces/m2 (5060.6 cal/g). En el caso del análisis

proximal del músculo, la proteína cruda encontrada en los peces cultivados en la densidad

de 12 peces/m2 fue superior (P<0.05) al inicio del experimento (86.9), comparándola con

el resultado obtenido al final del experimento (81.2).

Se puede considerar al pargo amarillo como un candidato para su cultivo en jaulas

flotantes, por presentar resistencia al manejo, altas supervivencia (> 96 %), soportar un

rango amplio de temperaturas (17.6 – 30.3 ºC), una captación alta del alimento

balanceado y no ser una especie agresiva ni territorialista en altas densidades de cultivo.

Mario Alberto Silva Hernández Abstract

xi CICIMAR-IPN

ABSTRACT

The objective of the present thesis was to evaluate the effect of the initial stocking

density in the growth, survival, and chemical composition of the juvenile of the yellow

snapper Lutjanus argentiventris in floating net cages. 366 fish were stocked (42.27 ± 5.05

g, wet weight and 10.91 ± 0.44 cm, standard length) in three experimental densities 6, 9,

and 12 fish/m2, during a period of 182 days. The experiment was carried out in nine

floating net cages of 4.5 m2 of capacity installed in the ensenada de La Paz.

The organisms were captured using traditional methods (lines and nets) and

transported to the acclimatization area. The acclimatization phase last approximately 60

days. After this period, the juveniles were randomly distributed in the floating net cages by

triplicate for each experimental density. Temperature, salinity and dissolved oxygen was

measured daily. The fish were fed ad libitum daily ones per day (2 hours period), with an

artificial commercial food, containing 47% protein and 8.5% lipids.

Every month all fish were measured (wet weight and standard length); and the

number of alive organisms was recorded. At the beginning and the end of the experiment,

10 fish for each density were sacrificed to carry out the chemical analysis and energy

content to the muscle and whole body.

The mean weight of the fish at the end of the experiment was of 99.86 ± 16.04 g,

107.85 ± 22.04 and 109.66 ± 21.57 for 6, 9 and 12 fish/m2 respectively. The final weight of

the organisms in the density of 6 fish/m2 was significantly smaller (P < 0.05) that the

densities 9 and 12 fish/m2. However, between the 9 and 12 fish/m2 no significant

differences were observed. The total biomass in the density of 6 fish/m2 (2629 g) was

significantly smaller than 12 fish/m2 (5702 g). Wet weight of fish for each density were

adjusted to an exponential model (y=aebx), high correlation coefficients were calculated for

6, 9 and 12 fish/m2 (0.81, 0.78 and 0.82 respectively). However, no significant differences

in the growth rates were detected.

Survival was high in all densities (approximately 96%). The feeding conversion

factor (FCA) was significantly higher in 6 fish/m2 compared with the two others. No

significant differences were detected in the condition factor (FC), specific growth rate

(SGR), protein efficiency rate (PER), and protein productive value (PPV) between

densities.

Mario Alberto Silva Hernández Abstract

xii CICIMAR-IPN

Significantly higher energy content for whole body was detected between 12

fish/m2 (5531.7 cal/g), compared to 6 fish/m2 (5060.6 cal/g). The chemical analysis of the

muscle showed higher significant differences for total protein in 12 fish/m2 (86.9%),

compared with the fish at the beginning of the experiment (81.2%).

We conclude that the optimal stocking density for the yellow snapper culture in

floating net cages was 12 fish/m2, because higher weight gain, total biomass, and smaller

FCA were calculated. We consider yellow snapper as a good candidate for aquaculture.

This species present high resistance to the handling, high survival (>96%), resist wide

range of temperatures (17.6 - 30.3 ºC), good adaptation to the artificial food, and is not

aggressive under high stocking densities.

Mario Alberto Silva Hernández Introducción

1 CICIMAR-IPN

1. INTRODUCCION

La acuicultura se define como el arte de cultivar organismos acuáticos y plantas.

Esta abarca diversas actividades de las cuales su principal objetivo es la producción de

organismos de agua dulce, salobre y marinas cultivadas por el hombre bajo condiciones

controladas o semi–controladas. Existen cuatro áreas principales de la producción

acuícola: el cultivo de algas (principalmente en el Sureste de Asia), de moluscos, de

crustáceos y el de peces. La acuicultura se originó en China y se le atribuye a Fan-Li, el

primer cultivo de peces alrededor de 1400 AC (Bernabé, 1994). Se podría decir que el

nacimiento de la acuicultura moderna se desarrollo de la observación del comportamiento

de los animales silvestres, tales como los peces durante su migración, la fijación de

moluscos en un sustrato y de algunos tipos de pesca basados en la captura de peces

cuando estos se desplazaban de lagunas costeras hacia el mar. Después de su captura

estos peces se colocaban en áreas protegidas para su cultivo en condiciones extensivas

(Chauvet, 1990, citado en Bernabé, 1994).

En países industrializados el principal objetivo de la acuicultura es la producción de

productos de alto valor para el consumo humano, los cuales no son obtenidos en

cantidades suficientes por la pesca (Bernabé, 1994).

La posibilidad de substituir alimentos de origen terrestre por fuentes de proteína de

origen acuático derivadas de la pesca, es ciertamente muy importante pero tiene sus

limitaciones. La pesquería de especies marinas se encuentran próximas al límite de

explotación sustentable y de continuar aplicando las técnicas de pesca tradicionales

seguramente se colapsarán (Castello-Orvay, 1993). Una alternativa, tecnológicamente

viable, para hacer frente a la creciente demanda de alimentos de origen proteínico para el

consumo generalizado de la población humana es sin duda alguna, la piscicultura marina

(Castello-Orvay, 1993).


2 CICIMAR-IPN

El pescado es uno de los productos alimenticios más ampliamente distribuidos en

el mundo. Este contribuyó con el 6% de la proteína total suministrada y aportó para la

contribución indirecta de harina de pescado para alimentar animales, aproximadamente el

24 % de la proteína animal total provista (Shilo y Sarig, 1989).

La domesticación de especies piscícolas para el cultivo comercial intensivo es una

práctica relativamente moderna, que se ha enfocado primordialmente a las especies

carnívoras, porque su alto valor comercial permite grandes inversiones de largo plazo

requeridas para su desarrollo (Flores–Gatica, 1995). En el cultivo intensivo los peces

están sometidos a un confinamiento controlado, en estanques relativamente pequeños y

controlables, con canales de flujo rápido o jaulas flotantes y dependen totalmente del

suministro de alimento artificial, además, de estar sujetos por lo general a altas

densidades de cultivo (Tucker, 1998).

La producción acuícola mundial de peces, se ha incrementado de 11,284,725

Toneladas Métricas en 1993 y 16,664,491 TM en 1996. Repartiéndose el 85.1% las

especies dulceacuícolas, 11.4% diadromos y 3.5% las especies marinas. Alrededor del

97.4% de los peces marinos cultivados mundialmente son producidos por 12 países:

Japón (39.6%), China (38.5%), Grecia (4.2%), Egipto (3.6%), Taiwan (2.2%), Turquía

(1.8%), Korea (1.8%), Indonesia (1.8%), Italia (1.7%), España (1.1%), Hong Kong (0.7%) y

Malasia (0.4%) (FAO, 1998).

El cultivo de peces marinos se inició al comienzo del siglo 20 en Europa, pero la

falta de tecnología y de los resultados de investigaciones científicas que ahora son

disponibles (materiales plásticos, electricidad, hormonas), impidieron un rápido desarrollo

en esa época (Shelbourne, 1964, citado en Bernabé, 1994).

El mejoramiento de las técnicas para la maduración, desove, cultivo larval,

producción de juveniles y la tecnología de la engorda durante la década de los 90, ha

incrementado la producción de peces marinos a través de la acuicultura (Benetti y Feeley,


3 CICIMAR-IPN

1998). En 1995, la producción total de peces marinos a través de la acuicultura fue de

532,000 toneladas métricas (TM). En países tropicales y subtropicales de Latinoamérica,

especies de importancia comercial de peces marinos localmente conocidos como pargos

(Lutjanus spp.), meros, robalos, lisas, corvinas, roncadores, dorado, pámpanos, atunes y

lenguados exhiben un potencial extraordinario para el desarrollo de la acuicultura

comercial (Benetti y Feeley, 1998). Todavía, incluso aun que la producción mundial se ha

incrementado exponencialmente durante los 90’s (F.A.O., 1997), este potencial

permanece sin realizarse en estos países, con la excepción de salmónidos en Chile y

unas pocas investigaciones y proyectos de desarrollo. La producción de peces marinos de

alto valor comercial en países Latinoamericanos y del Caribe han sido insignificantes y se

restringen a operaciones a escala piloto (Benetti et al., 1994).

El cultivo de peces marinos se puede realizar en estanques y tanques con

sistemas abiertos o de recirculación de agua, sin embargo, el sistema de jaulas flotantes

costeras y de mar abierto exhiben el mayor potencial para la engorda comercial de peces

marinos (Benetti et al., 1994).

Los orígenes del cultivo de peces en jaulas no son bien conocidos, se piensa que

las primeras jaulas fueron utilizadas por pescadores como estructuras de mantenimiento

temporal para los peces, hasta que se acumulara un número suficiente para ser vendidos

(Masser, 1988; Beveridge, 1996). Las primeras jaulas específicamente construidas para la

producción de peces fueron aparentemente desarrolladas en el Sureste de Asía,

aproximadamente a finales de 1900. Estas fueron construidas de madera o bambú y los

peces fueron alimentados con peces forrajeros y trozos de pescado (Masser, 1988).

El cultivo moderno en jaulas inicio en 1950, utilizando la ventaja de materiales

sintéticos para su construcción, lo cual permitió aprovechar aguas costeras menos

protegidas, gracias a la resistencia de dichos materiales. En la actualidad el cultivo en

jaulas está recibiendo más atención por los productores comerciales y los investigadores.


4 CICIMAR-IPN

Los factores tales como el incremento del consumo de peces, algunas disminuciones de

las capturas naturales de peces y una pobre economía en las granjas de peces en

estanques han producido un fuerte interés en la producción de peces en jaulas. La

acuacultura aparenta ser una industria de rápida expansión y que puede ofrecer

oportunidades incluso a pequeña escala. El cultivo en jaulas también ofrece a los

piscicultores la oportunidad de utilizar los recursos de agua costeros existentes, los cuales

en la mayoría de los casos han limitado su uso a otro tipo de actividades (Masser, 1988).

El cultivo en peces marinos en jaula flotantes, fue introducido a Japón en 1956 y

rápidamente se extendió por todo el país con la producción del jurel Seriola

quinqueradiata y el esparido Pagrus major a partir de juveniles silvestres. Fue tal el éxito

en el cultivo de estas especies que para el año de 1989, alcanzaron una producción de

166,000 y 45,220 toneladas respectivamente, superando 4.8 veces la producción

pesquera del jurel (Ikenoue y Kafuku, 1992).

En Noruega, el desarrollo de la tecnología de cultivo de peces marinos en jaulas

flotantes se implementa en los años ochenta con el cultivo del salmón, obteniendo

resultados de producción muy favorables. Esto motivó mucho a los piscicultores

europeos, quienes evaluaron el potencial del cultivo comercial de otras especies como

Sparus aurata y Dicentrarchus labrax, así como Scophthalmus maximus en el

Mediterráneo. Este esfuerzo dio como resultado una creciente producción de alto valor

comercial, se estima en más de 15,000 toneladas métricas anuales (Sorgeloos et al.,

1986).

Las jaulas flotantes costeras y de mar abierto son los sistemas mas ampliamente

usados para la acuicultura comercial de peces marinos en Asia (Ikenoue y Kafuku, 1992;

Aoki, 1995; Chou et al., 1995; Li, 1995; Liao et al., 1995), produciendo mas del 90 % de

los 7.5 millones de TM de la producción mundial de peces marinos con alto valor

comercial entre 1992 y 1995 (Main y Rosenfeld, 1995). El cultivo en jaulas de peces


5 CICIMAR-IPN

marinos ha crecido rápidamente durante la última década en Europa, particularmente en

Grecia y España con la dorada (Sparus aurata) y la lobina del Mediterráneo

(Dicentrarchus labrax). La producción de dorada y lobina en Europa incrementó de 1,000

TM en 1985 a 35,000 TM en 1994 (New, 1997) y superó las 60,000 TM en 1997 (Harache

y Paquotte, 1998). El cultivo en jaulas también se desarrolla muy rápidamente en

Australia, donde el atún aleta azul del sur (Thunnus maccoyii), ha llegado a ser una

industria multimillonaria. Los ranchos marinos de atún en Australia iniciaron en 1990 y es

la mayor industria de acuicultura de atún aleta azul, con una producción de

aproximadamente 3,000 toneladas en 1997 (New, 1998).

En Estados Unidos la piscicultura marina se enfoca comercialmente en las

especies Sciaenops ocellatus y a nivel experimental en el cultivo de pámpano Trachinotus

carolinus, el dorado Coryphaena hippurus y las especies de robalo Centropomus

parallelus, C. pectinatus y C. undecimalis ( Tucker y Jory,1991).

En el Pacífico latino-americano existe un gran potencial para implementar el cultivo

en jaulas flotantes. En Chile se cultiva comercialmente los salmones Salmo salar y

Oncorhynchus kisutch y se está implementando el cultivo para Scophtalmus maximus

(Flores–Gatica, 1995).

En Venezuela, Martinica y Colombia se realiza el cultivo del pámpano Trachinotus

carolinus, T. goodei, T. falcatus, el pargo Lutjanus analis, las cabrillas Epheniphelus itajara

y Mycteroperca bonaci y la paguara Chaetodipterus faber (Tucker y Jory, 1991). Se ha

observado que en condiciones de cultivo, juveniles silvestres del pargo gris Lutjanus

griseus crecen de 44 a 233 g en 210 días con una dieta de pescado fresco (León et al.,

1996). El pargo dorado Lutjanus johnii cuando es alimentado con peces forrajeros y

cultivados en jaulas, puede crecer de 90 a 600-800 g, en 6-8 meses (Tucker, 1998).

En México, específicamente en el Golfo de México en las costas de Campeche, la

empresa "Pesca Sustentable Sociedad de Responsabilidad Limitada, cultiva pámpano


6 CICIMAR-IPN

(Trachinotus carolinus), palometa (T. falcatus) y boquinete (Lachnolaimus maximus) en

jaulas flotantes. En la región noroeste del país, destaca el estado de Sinaloa, con el

cultivo a nivel experimental del pargo amarillo L. argentiventris realizado por la empresa

CIFSA Consultores en colaboración con el gobierno del estado. Esta empresa realizó la

engorda de juveniles silvestres durante 6 meses en una densidad de 81 ind/m3 para

probar su factibilidad económica en jaulas flotantes hasta alcanzar un peso comercial de

300 g (CIFSA, 1990). El gobierno de Sonora inició el cultivo de esta misma especie a

finales de 1993 (Rodríguez-Ortega et al., 1994), y realiza además los estudios básicos

para el cultivo de Totoaba macdonaldi (Barrera-Guevara et al., 1994).

En Baja California Sur, el Centro Interdisciplinario de Ciencias Marinas (CICIMAR-

IPN) ha realizado estudios sobre la biología y cultivo larval de Cynoscion parvipinnis,

Gerres cinereus, P. maculatofasciatus, Eugerres axiláris, Calamus brachysomus y

Atherinops afinis (Matus-Nivón et al., 1990). También, el estudio del efecto de la densidad

de siembra en el crecimiento de la cabrilla arenera P. maculatofasciatus en jaulas

flotantes (Grayeb-Del Alamo, 2001). Además el Centro Regional de Investigaciones

Pesqueras de la Paz donde han descrito las técnicas del cultivo en jaulas flotantes y la

engorda del pargo amarillo L. argentiventris, el pargo raicero L. aratus y el pargo colorado

o huachinango L. peru, y la cabrilla arenera P. maculatofasciatus (Avilés-Quevedo y

Lizawa 1993; Avilés-Quevedo et al., 1995, 1996a, 1996b). El Centro de Investigaciones

Biológicas del Noroeste, ha realizado estudios sobre la reproducción artificial de la cabrilla

sardinera (Mycteroperca rosacea) (Gracia-López et al., 2003).

Aunado a estos estudios se cuenta con un experimento el cual se evaluó el efecto

de la densidad de siembra de juveniles silvestres del pargo amarillo L. argentiventris

cultivado en jaulas dentro de un estanque intermareal, localizado en la ensenada de La

Paz, tomando como sus densidades experimentales 6, 9 y 12 peces/m3 obteniendo que el

peso promedio final de los pargos sembrados a la densidad de 6 peces/m3 fue superior a


7 CICIMAR-IPN

los 80 g en 125 días, consistentemente más pesados que el resto de los grupos de

densidades antes mencionados (Guerrero-Tortolero et al., 1999).

En el litoral del Pacífico Mexicano, los únicos intentos de piscicultura marina

comercial se están realizando en Isla de Cedro y Ensenada, B.C., con el cultivo de atún

aleta azul (Thunnus thynnus) y los cultivos del jurel (Seriola lalandi), en Bahía Magdalena

B.C.S., financiado por las empresas AQUACULTIVOS BAJAMAR S.A. y KALADA S.A.

Según las estadísticas acuícolas de FAO (1999), actualmente, los principales

peces marinos que se cultivan en jaulas flotantes son S. quinqueradiata con 138 536 Tm

y Pagrus major (81 426 Tm), en Japón, Dicentrarchus labrax (27 189 Tm) y Sparus aurata

(40 779 Tm) en Europa, Latex calcarifer con volúmenes de 19 676 Tm en Indonesia,

Malasya, Taiwan y Thailandia. En cuanto a la producción de atún (Thunnus maccoyi y T.

thynnus) cultivado, las cifras son de 2 189 Tm y solo se cultiva en España y Australia,

mientras que el cultivo de peces del género Epinephelus (5 247 Tm) y Lutjanus (2 128

Tm) se restringe solamente a los países asiáticos.

Mario Alberto Silva Hernández Antecedentes

8 CICIMAR-IPN

2.0 ANTECEDENTES

2.1 Especie a cultivar

2.1.1 Taxonomía Según Allen (1985) y Nelson (1994), indicaron que el pargo amarillo pertenece a:

División: Teleostei

Subdivisión: Euteleostei

Superorden: Acanthopterygii

Serie: Percomorpha

Orden: Perciformes

Suborden: Percoidei

Familia: Lutjanidae

Subfamilia: Lutjaninae

Género: Lutjanus

Especie: Lutjanus argentiventris (Peters, 1869).

Los miembros de la familia Lutjanidae están distribuidos principalmente en aguas

marinas tropicales y subtropicales y los juveniles de varias especies de este género

frecuentemente habitan esteros salobres y algunos alcanzan corrientes de agua dulce

(Allen, 1995). La familia Lutjanidae esta integrada por 21 géneros con aproximadamente

125 especies reconocidas en 5 subfamilias: Etilinae, Apsilinae, Paradichthyinae,

Caesioninae y Lutjaninae. La subfamilia Lutjaninae esta compuesta de 6 géneros,

Hoplopagrus, Lutjanus, Macolor, Ocyurus, Pinjalo y Romboplites con aproximadamente 72

especies (Nelson, 1994). El género Lutjanus es el más numeroso con 64 especies,

conteniendo más de la mitad de las especies de la familia. Además, incluye 9

representantes del Pacífico Oriental: Lutjanus argentiventris, L. colorado, L. guttatus, L.

peru, L. viridis, L. aratus, L. jordani, L. novemfasciatus y L. inermis (Allen y Robertson,


9 CICIMAR-IPN

1994). Lutjanus argentiventris es el pargo más común en el Golfo de California (Thomson

et al., 2000).

2.1.2 Distribución geográfica.

El pargo amarillo Lutjanus argentiventris se encuentra distribuido desde Puerto

Peñasco hasta Perú, extendiéndose desde la parte Norte fuera del Golfo de California

hasta Bahía Magdalena (Thomson et al., 2000). En Baja California Sur existen registros

en: Bahía de La Paz (Abitia–Cárdenas et al., 1994); Bahía Concepción, (Rodríguez–

Romero et al., 1994); Bahía Magdalena (De la Cruz–Agüero et al., 1994); Isla Cerralvo

(Galván–Magaña et al., 1996); Isla Espíritu Santo, El Juncalito, Loreto y Río Mulegé (De la

Cruz– Agüero et al., 1997). Dentro de los estudios de ecología de comunidades se

registra a L. argentiventris como una de las especies dominantes en Isla Espíritu Santo y

la montaña submarina el Bajo Espíritu Santo, zonas importantes de pesca deportiva en

Baja California Sur (Rodríguez-Romero, 2002).

2.1.3 Caracteres distintivos

Su cuerpo es relativamente alto, moderadamente comprimido. Perfil anterior de la

cabeza muy empinado, hocico algo puntiagudo; preopérculo con escotadura y tubérculo

poco acentuados; placa de dientes vomerinos triangular o semilunar, con una extensión

posterior mediana larga; lengua con un área de dientes granulares; 12 o 13

branquiespinas en la rama inferior del primer arco branquial. Aleta dorsal con X espinas y

14 radios blandos; aleta con III espinas y 8 radios blandos; perfil posterior de aletas dorsal

y anal redondeado a anguloso; aletas pectorales con 16 a 17 radios; aleta caudal

emarginada. Serie de escamas en el dorso paralelas a la línea lateral. Color: rosáceo–

rojizo anteriormente, pero anaranjado o amarillo intenso en la mayor parte del cuerpo

(Allen, 1995).


10 CICIMAR-IPN

2.1.4 Hábitat

Vive sobre fondos rocosos; se encuentra generalmente cerca de refugios o cuevas

de tipo rocoso, los juveniles menores de 30 cm son comunes en esteros y pozas de

mareas. Grandes cardúmenes de juveniles mayores son comunes sobre arrecifes durante

el verano (Allen y Robertson, 1994; Thomson et al., 2000; Rodríguez–Romero, 2002).

2.1.5 Hábitos alimentarios

Es un depredador mayormente nocturno, aunque con frecuencia esta activo de

día. Usualmente se alimenta al anochecer y al amanecer. Los adultos se alimentan de

moluscos (principalmente pulpos), pequeños peces y crustáceos (camarones y cangrejos)

(Allen y Robertson, 1994; Grove y Lavenberg, 1997; Thomson et al., 2000).

2.1.6 Hábitos reproductivos

Se presume una actividad diurna relacionada al cortejo, es evidente durante los

meses de invierno cuando los adultos grandes, algunas veces se juntan dentro y fuera de

las cuevas. El desove ocurre poco después, ya que los juveniles aparecen al finalizar la

primavera (Thomson et al., 2000).

2.1.7 Condiciones ambientales

El pargo amarillo es una especie eurihalina y es considerada como invasora de las

aguas continentales de México, en alguna fase de su ciclo de vida (Castro–Aguirre y

Balart, 1997). En un cultivo experimental se ha demostrado que L. argentiventris presentó

una mejor tasa de crecimiento en longitud y peso a una salinidad de 23 ppm (Serrano–

Pinto y Caraveo-Patiño, 1999).

Temperaturas extremas de invierno probablemente limitan la abundancia de esta

especie tropical en la parte alta del Golfo de California. Durante el invierno de enero de


11 CICIMAR-IPN

1971 a lo largo de la costa de Sonora, los buzos han reportado pargos amarillos lánguidos

y demacrados que se encontraban entumecidos por el agua fría y que además podían ser

capturados a mano (Thomson et al., 2000).

2.1.8 Pesca y utilización

El pargo amarillo es capturado en toda el área del Pacífico Centro Oriental, con

redes de arrastre, varios tipos de redes artesanales y líneas de mano, en áreas costeras

hasta 60 m de profundidad. La captura total para el área registrada en 1990 fue de 4 028

TM. Se comercializa en fresco o congelado (Allen, 1995).

2.2 Sistema de cultivo

Los sistemas de cultivo acuícolas se clasifican de acuerdo a su ubicación en:

cultivos en tierra (estanques en tierra firme), cultivos en la costa (encierros en la zona

intermareal) y cultivos en mar (ubicados en pleno mar, la mayoría flotantes) (Castelló–

Orvay, 1993). También, se clasifican de acuerdo a su rendimiento y estrategias y/o

disponibilidad de alimento como: cultivo extensivo, cultivo semi-intensivo y cultivo

intensivo (Bernabé, 1994, Beveridge, 1996).

El cultivo en jaulas flotantes es considerado intensivo inclusive más que el cultivo

en estanques, debido a que busca indudablemente una elevada producción en el menor

espacio y de la manera más rápida posible (Masser, 1988; Castello–Orvay, 1993;

Beveridge, 1996).

Las jaulas pueden ser de estructura flotante, sumergidas o de fondo, que utilizan

los recursos de agua existentes, encerrando en su interior especies ictiológicas para su

engorda que por medio de una red o canasta, permiten que el agua pase libremente entre

los peces y el embalse (Masser, 1988; Castelló – Orvay, 1993).


12 CICIMAR-IPN

El sistema de jaulas flotantes para el cultivo de peces puede ser construido de una

gran variedad de materiales y en cualesquier forma y tamaño. La construcción básica del

sistema requiere de materiales fuertes, durables y no tóxicos. La forma puede ser circular,

rectangular y cuadrada. Los componentes de este sistema consisten de un marco o

soporte, una malla o jaula, una tapadera y un collar de flotación. El marco o soporte de las

jaulas puede ser construido de madera, fierro, acero, aluminio, fibra de vidrio o PVC. Los

soporte de madera, fierro y acero (excepto galvanizados), deben ser cubiertos con una

sustancia resistente al agua salada como la pintura epoxica. La jaulas pueden ser

construidas de alambre cubierto con plástico, red de nylon (con nudo o sin nudo) y malla

de plástico sólido (Beveridge, 1996, Masser, 1997). La talla de la malla no debe de ser

menor de ½ pulgada para asegurar la buena circulación de agua a través de las jaulas.

Todas las jaulas deben de tener tapaderas para asegurar que los peces no escapen y que

los depredadores (incluyendo gente), no tengan acceso a las jaulas. Los anillos de

flotación pueden ser provistos de styrofoam, espuma de caucho contra el agua, tubos de

PVC sellados o boyas de plástico (Masser, 1997).

El diseño de las jaulas flotantes puede ser rotatorias y no rotatorias. Las más

usadas son las no rotatorias y pueden ser construidas con un collar de flotación ancho o

angosto. Los collares de flotación anchos son más comunes en jaulas grandes y sirven

como plataformas de trabajo, estos facilitan muchas de las tareas rutinarias de la granja

(Beveridge, 1996).

2.2.1 Ventajas del sistema en jaulas flotantes

El cultivo en jaulas flotantes tiene algunas ventajas distintivas las cuales incluye:

1. Uso de cuerpos de agua existentes, la ventaja más importante del cultivo en

jaulas es el poder utilizar cuerpos de agua ya existente (lago, estanque, canal,

laguna costera, mar, etc.). No existe la necesidad de construir estanques de


13 CICIMAR-IPN

fondo plano excesivamente caros, ni vertedores de agua que suministren y

mantengan la calidad de agua necesaria para el cultivo de peces (Nett y

Barrett, 1979; Beveridge, 1996).

2. Baja inversión inicial, ya que los materiales empleados y el diseñó es más

barato, se eliminan las instalaciones de bombeo, lo cual no sólo incide en el

capítulo de inversiones, sino también en el capítulo de gastos por consumo

energético (Masser, 1988; Castelló – Orvay, 1993).

3. Bajo nivel de tecnología para su construcción, a diferencia de las jaulas

flotantes para el cultivo de peces en mar abierto, que son verdaderamente muy

sofisticadas, la mayoría de las jaulas son de simple construcción y pueden ser

colocadas en un día o un poco más, usando mano de obra sin experiencia

(Beveridge, 1996).

4. Los peces pueden ser sencillamente separados por tallas y cosechados,

simplemente levantando la jaula y extrayendo los organismos (Nett y Barrett,

1979; Masser, 1988; Nakada y Murai, 1991).

5. Protección de depredadores, las jaulas cubiertas protegen a los peces de los

depredadores tales como, peces silvestres, aves marinas, etc. (Nett y Barrett,

1979).

6. Alto porcentaje de productividad y control de enfermedades, gracias al

intercambio continuo de agua a través de las redes de las jaulas, mantiene un

adecuado nivel de oxigeno disuelto y permite que se desplacen los desechos

metabólicos, evitando así infecciones causadas por la alta concentración de

materia orgánica (Teng et al., 1978; Nakada y Murai, 1991).

7. Las jaulas se pueden mover y reubicarse fácilmente, cuando algún factor

pueda llegar a ser limitante o no deseado (corriente de agua, profundidad,


14 CICIMAR-IPN

oxígeno, salinidad, temperatura, organismos incrustantes y contaminación)

(Anónimo, 1986; Nakada y Murai, 1991; Beveridge, 1996).

8. Más eficiente detección y tratamiento de enfermedades, desde que los peces

son colocados en espacios confinados, ellos pueden ser más fácilmente

observados (Nett y Barrett, 1979).

9. Las jaulas son fáciles de remplazar (Nakada y Murai, 1991).

10. Las jaulas flotantes pueden ser reparadas por el propietario–operador (Nakada

y Murai, 1991).

11. Alta calidad de los peces cultivados en jaulas (Beveridge, 1996).

2.2.2 Selección del área de cultivo

Según Mateos-Velasco (1993) los criterios para la selección del sitio idóneo para la

colocación de las jaulas flotantes, pueden ser clasificados en función de tres factores:

1. Condiciones físico-químico-biológicas, dependiendo de la especie a cultivar

(temperatura, salinidad, oxígeno, corrientes, contaminación, blooms de algas,

etc.).

2. Condiciones ambientales (climatología, sustratos de los fondos, profundidad,

etc.).

3. Factores que afectan a la posibilidad del área seleccionada (aspectos legales,

seguridad, consideraciones socio-económicas, etc.).

Con anterioridad a la instalación de las jaulas se han de realizar una serie de

estudios previos para localizar la zona más adecuada. En estos estudios se han de tener

en cuenta la especie a cultivar y sus necesidades:

a) Calidad del agua: Análisis del agua de la zona prestando mayor atención a los

posibles contaminantes debido a productos tóxicos industriales o


15 CICIMAR-IPN

contaminación originada por emisarios. Estudios de la variación de

temperaturas a lo largo del año, para comprobar si las máximas y mínimas se

encuentran dentro del rango aceptado por la especie que se desee cultivar.

b) Intercambio de agua: Estudio de las corrientes dominantes tanto su dirección

como su intensidad, comprobando sus límites máximos y mínimos.

c) Fouling: Tipo de incrustaciones y período en el que son más abundantes.

d) Datos meteorológicos: Vientos dominantes y su intensidad; vientos temporales

su frecuencia, envergadura y altura de las olas creadas por los mismos.

e) Profundidad: La profundidad de la zona debe de estar de acuerdo con el

tamaño de la red, teniendo en cuenta que debe de existir espacio entre el final

de la red y el fondo para así evitar que roce incluso cuando se den las

máximas olas. También hay que evitar que esta distancia sea pequeña para

que los posibles desechos acumulados bajo la red no puedan ser elevados

cuando los peces naden hacia la superficie a la hora de comer.

f) Tipo de sustrato del fondo: Importante para elegir el sistema de anclaje más

adecuado.

2.3 Crecimiento

El crecimiento es una de las actividades más complejas de los peces. Este

representa la salida neta de una serie de procesos fisiológicos y de comportamiento que

inician con el consumo de alimento y finalizan con incrementos en longitud y peso (Brett,

1979).

La curva de crecimiento en los peces, presenta una pendiente que decrece

continuamente (excepto, durante el estadio larval). Los acuacultores de peces necesitan

concentrarse en la parte de la pendiente más ascendente de la curva (Bernabé, 1994). Es

decir, cuando el alimento no es limitante, disminuye la tasa de crecimiento en la talla y la


16 CICIMAR-IPN

edad, indudablemente siguiendo una curva continúa, excepto cuando los estadios de

desarrollo (reproducción, etc.) alteran el modelo (Brett, 1979).

El crecimiento de los peces puede ser afectado por factores abióticos y bióticos.

2.4 Factores abióticos

Fry (1971) consideró que los parámetros ambientales según su efecto pueden ser

colocados dentro de las siguientes categorías (Citado por Brett, 1979):

1. Factores controladores, los cuales gobiernan las tasas de reacción por

influenciar el estado de activación molecular de los metabolitos (ejs.

temperatura, pH).

2. Factores limitantes, los cuales restringen el suministro ó remoción de

metabolitos (ejs. oxígeno, luz, amonio).

3. Factores enmascarantes, los cuales modifican ó previenen el efecto de un

factor ambiental a través de algún dispositivo (ejs. regulación de la temperatura

por flujos calientes en contracorriente como en peces de cuerpos calientes,

corrientes).

4. Factores directivos, los cuales avisan ó señalan al animal a seleccionar ó

responder a una característica particular del ambiente (preferencia de

temperatura, fotoperiodo-inducido).

2.4.1 Temperatura

La temperatura es el factor controlador individual más importe que influencia el

crecimiento de los peces (Tucker, 1998).

Los peces son animales poiquilotermos, es decir que su temperatura corporal

depende en buen medida de la temperatura del agua, por lo que sus funciones vitales son

afectadas por las variaciones de este parámetro. Por lo que respecta al crecimiento, el


17 CICIMAR-IPN

metabolismo de los peces se incrementa, de manera general, a medida que aumenta la

temperatura hasta llegar a un límite, por encima del cual no solo disminuye, sino que

incluso se puede entrar en la zona de “valores letales” (Castelló-Orvay, 1993).

En algunas ocasiones las especies son categorizadas por los intervalos de

temperatura en los cuales se encuentran saludables y crecen mejor: de agua fría (<15 ºC),

agua moderadamente fría (15-25 ºC) y de agua cálida (>25 ºC). En general, los peces de

agua cálida crecen mejor que los de agua fría y moderadamente fría (Tucker, 1998).

Muchas de las especies que se cultivan en la región del Caribe presentan una

temperatura óptima en el intervalo de 26-30 ºC (Tucker y Jory, 1991).

Para el espárido Pagrus major cultivado en jaulas flotantes en Japón, la

temperatura del agua no debe disminuir por debajo de los 10 ºC ó incrementarse a 29 ºC,

el intervalo más adecuado para obtener un mejor crecimiento se encuentra entre 17-18 ºC

(Watanabe, 1988). Bajo el mismo sistema de cultivo, Seriola quinqueradiata (Carangidae)

puede sobrevivir a temperaturas del agua de 7 a 28 ºC. La temperatura óptima para el

crecimiento está entre 24 y 26 ºC (Ikenoue y Kafuku, 1992). Esta misma especie, mostró

una buena actividad de alimentación a una temperatura de 18-27 ºC, siendo la mejor entre

24-26 ºC y siendo mala a menos de 13 ºC y más de 28 ºC (Watanabe, 1988).

Calderer y Cardona (1993), durante sus estudios realizados en la dorada europea

(Sparus aurata) y la lubina (Dicentrarchus labrax), ambos en jaulas flotantes, encontraron

que la dorada podía sobrevivir a temperaturas de 4 a 32 ºC, con un óptimo crecimiento

entre 22-28 ºC y la lubina de 2 a 30 ºC siendo el óptimo entre 18-24 ºC.

Juveniles del dorado (Coryphaena hippurus) cultivados en Instituto Oceánico de

Hawai, demostraron poder sobrevivir a temperaturas de 13-28 ºC, con un intervalo óptimo

lo obtuvieron entre 25 y 27 ºC (Ostrowsky, 1995).


18 CICIMAR-IPN

Ramos (1993), determinó los límites de tolerancia y los intervalos óptimos de

temperatura para el mejor crecimiento de los peces planos cultivados comercialmente en

España. Para el rodaballo (Scophthalmus maximus) se observó 7–30 ºC y óptimo 15-18

ºC y para el lenguado (Solea vulgaris vulgaris) 7-30 ºC y óptimo 18-20 ºC .

2.4.2 Oxígeno disuelto

El oxígeno disuelto es esencial para la supervivencia de los peces, alimentación y

crecimiento. Este es usado para la oxidación del alimento, liberando la energía necesaria

para el crecimiento (Bernabé, 1994).

Las necesidades de oxígeno por parte de los peces varía en función de la especie,

de la edad y con su estado fisiológico, nutricional y de desarrollo, siendo también variable

la sensibilidad a las bajas concentraciones de oxígeno. Existen niveles mínimos

necesarios para mantener un buen estado de alimentación en base a los índices de

conversión del alimento y en consecuencia para una correcta tasa de crecimiento. La

elevación de las actividades biológicas, como sucede durante los procesos de

alimentación y crecimiento, requieren un mayor consumo de oxígeno, por lo que debe

encontrarse en las concentraciones adecuadas cuando dichos procesos son manifiestos

(Bautista-Parejo, 1993).

La concentración de oxígeno es cercana a la saturación (y algunas veces de

supersaturación) en ambientes naturales y varia de 8 mg/l en aguas frías y 4.5 en aguas

tropicales, siendo más baja en aguas marinas debido a la actividad fotosintética de las

plantas. En general, se ha estimado que el nivel de 5 mg/l es suficiente para la mayoría de

las especies de peces (Bernabé, 1994).

Cuando la concentración de oxígeno baja de 4 mg/l, Seriola quinqueradiata pierde

el apetito y cuando es mayor de 5 mg/l su apetito es bueno (Ikenoue y Kafuku, 1992).


19 CICIMAR-IPN

2.4.3 Corrientes

El buen recambio de agua a través de las jaulas es esencial para reabastecer el

oxígeno y remover los desechos metabólicos.

La velocidad de la corriente en áreas costeras marinas típicamente se encuentran

en el intervalo de 0 cm/seg en aguas estancadas y de 250 cm/seg en algunos sitios

durante la pleamar y bajamar. Los buenos sitios de cultivo deben tener periodos mínimos

de agua estancada. Es difícil establecer la velocidad de la corriente máxima como óptima

para una especie en particular debido a la influencia del diseño de la jaula y la densidad

de confinamiento. El capital de inversión de las jaulas y del anclaje se incrementa a

medida que la velocidad de la corriente aumenta. Mientras la producción puede ser

incrementada (aumentando la densidad de confinamiento) en sitios con altas velocidades

de corrientes, algunas veces puede ocasionar la reducción inaceptable del volumen de las

jaulas y los peces pueden gastar energía excesiva para mantenerse estables, afectando

adversamente la producción. La velocidad de la corriente de pleamar y bajamar esta en el

intervalo de 0.1-0.6 m/seg. Una velocidad media de la corriente de 0.03-0.2 m/seg ha sido

encontrada ser satisfactoria para el cultivo de los peces (Beveridge, 1996).

La velocidad de corrientes adecuada para el cultivo del pargo dorado (Lutjanus

johni) es de 31-50 cm/seg en bajamar y de 23-26 cm/seg en pleamar. Las corrientes por

el flujo de las mareas no debe de exceder los 70 cm/seg, debido a que pudiera ocasionar

severos daños en las jaulas flotantes (Anónimo, 1986). Para el espárido (Pagrus major)

cultivado en jaulas una velocidad de corriente de 5 a 15 cm/seg se considera adecuada

(Ikenoue y Kafuku, 1992). En cultivos en jaulas del mero (Epinephelus salmoides) se

determinó que velocidades de corrientes entre 20 y 50 cm/seg son consideradas

adecuadas. Sin embargo, velocidades de 1.5 m/seg ocasionan estrés en los peces en

cultivo (Chua y Teng, 1980).


20 CICIMAR-IPN

2.4.4 Profundidad

La profundidad de la zona es otro factor abiótico muy importante para el cultivo en

jaulas flotantes. La profundidad del área de cultivo debe de ser de al menos 5 m en la

marea más baja del año. Dicha profundidad determina el tamaño de la red, ya que es

necesario una separación de la jaula mínima de 2 metros con respecto al fondo del mar,

para facilitar el flujo de agua y para que los posibles desechos metabólicos acumulados

en el fondo no deterioren la calidad del agua de las jaulas (Anónimo, 1986). Otros

investigadores sugieren que la profundidad del mar debe de ser más del doble que la

profundidad de las jaulas (Ikenoue y Kafuku, 1992).

2.5 Factores bióticos

Uno de los factores bióticos que mayor afecta el crecimiento de los peces bajo

condiciones de cultivo es la densidad de confinamiento (Yi et al., 1996; Hengsawat et al.,

1997; Maragoudaki et al., 1999)

2.5.1 Densidad

La densidad de confinamiento óptima para el cultivo de peces marinos en jaulas

flotantes, varia de acuerdo a la especie, zona de cultivo, talla de los peces inicialmente

confinados y tamaño y forma de las jaulas (Teng et al., 1977). Además, la densidad

óptima desde el punto de vista del acuícultor de peces también dependerá en varios

factores tales como el costo de los peces cultivados por unidad de cultivo, disponibilidad y

costo de los juveniles a sembrar en las jaulas y cambios en el precio de mercado con la

talla del pez, etc. (Björnsson et al.,1994).

La alta densidad de confinamiento en peces cultivados en jaulas flotantes es

posible gracias al flujo de la corriente de agua, la cual aporta un adecuado suministro de


21 CICIMAR-IPN

oxígeno disuelto y constantemente elimina los desechos metabólicos de los peces,

reduciendo los efectos dañinos de la sobrepoblación (Bardach et al., 1982).

La densidad de confinamiento es un factor determinante para la producción en

jaulas. Consecuentemente, la identificación de la densidad de confinamiento óptima

para una especie dada, puede ser un factor critico en el diseño de un eficiente sistema de

cultivo en jaulas (Hengsawat et al., 1997).

La densidad de confinamiento es uno de los factores bióticos más importantes que

afectan directamente el crecimiento de los peces y además la producción (Chua y Teng,

1979). En algunas especies, la densidad presenta un efecto que se correlaciona

positivamente con el crecimiento de los peces, es decir, un aumento de la densidad

genera un incremento en el peso y en la producción final. Papoutsoglou et al. (1998)

realizaron un estudio sobre el efecto de la densidad de cultivo sobre el crecimiento de

juveniles Dicentrarchus labrax, comparando 4 densidades de siembra (16, 33, 65, 130

org/m3), iniciando con juveniles de un peso promedio de 8 g por un periodo de 168 días y

alimentados con una dieta balanceada. Concluyeron al finalizar el experimento que la

densidad en esta especie presentó un efecto positivo sobre su crecimiento y por lo tanto

la densidad óptima fue la de 130 ind/m3 por haber obtenido la mejor tasa de crecimiento

especifico (SGR= 3.21), supervivencia del 100 % y mayor biomasa en comparación con el

resto de las densidades.

Se observó que en juveniles de Epinephelus tauvina con un peso promedio de

17.1 g y sembrados en dos densidades de confinamiento (200, 400 ind/m3), durante 52

días de cultivo y alimentados con un alimento balanceado comercial, la densidad no

presentó un efecto significativo sobre el crecimiento de dichos organismos y por lo tanto

determinaron que la densidad óptima es la de 400 ind/m3 por obtener más ganancia en

biomasa al final del experimento (Abdullah et al., 1987).


22 CICIMAR-IPN

Sin embargo, Irwim et al. (1999) encontraron que el crecimiento del pez plano

Scophthalmus maximus (8.62 g) sembrado en diferentes densidades (.7, 1.1, 1.5, 1.8

ind/m2) sobre 45 días, fue correlacionado negativamente con la densidad.

2.5.2 Alimentación

Alimentar peces supone suministrarles todos los nutrientes que precisen en cada

momento y en la cantidad que sea necesaria. Nutriente, es toda sustancia que sirve como

fuente de energía metabolizable, o es un material necesario pera el crecimiento o la

reparación de los tejidos o para el mantenimiento de las funciones corporales (Fernández-

Borrás y Blasco-Mínguez,1993).

Cuando el alimento suministrado no cubre los requerimientos nutricionales de la

especie, el crecimiento se inhibe o se detiene por completo (Hepher, 1993).

El máximo crecimiento en términos de incremento en peso y talla esta determinado

por la nutrición y un régimen óptimo nutricional. La alimentación con dietas bien

balanceadas y su adecuado suministro son los factores más importantes para el éxito del

cultivo de peces. Sin el consumo de alimentos adecuados los peces no tienen la

capacidad de mantener su salud y de incrementar su peso corporal (Watanabe, 1988).

La alimentación es el problema central de la piscicultura marina, porque:

a) El rendimiento final del cultivo [o sea, Kg de peces producidos por Kg de

alimento consumido (FCA)] depende, para cada especie, de la calidad y

cantidad del alimento.

b) Las dietas nutricionales deficientes afectan el crecimiento de los peces,

disminuyendo la producción y también traen como resultado un deterioro de

la salud en los organismos.

El objetivo principal del cultivo intensivo de peces marinos es maximizar el

crecimiento a un mínimo costo. En la producción del salmón Salmo salar en Noruega, el


23 CICIMAR-IPN

alimento representa aproximadamente el 40% de los costos de producción. Es decir, el

factor de conversión alimenticia (FCA) tiene una fuerte influencia en la factibilidad del

cultivo en jaulas del salmón (Juell et al., 1994).

El incremento en el nivel de proteína en la dieta aumenta el costo de la misma y

por lo tanto es adecuado conocer el requerimiento óptimo de la especie en cultivo. Los

requerimientos de proteína en la dieta varían según la especie y la etapa de desarrollo.

Según New (1987, citado en Bernabé, 1994) recomendó que los peces marinos

presentaban un requerimiento de proteína entre 35 y 60 %, enlistando las siguientes

especies carnívoras más importantes cultivadas comercialmente: Pagrus major 52-60 %,

Seriola quinqueradiata 53-57 %, Epinephelus tauvina 40 %, Sparus aurata 44-55 % y

Dicentrarchus labrax 40-53 %. Para el mero Epinephelus salmoides (=malabaricus) se ha

determinado que un suministro de proteína en la dieta de entre 40 y 50 % es lo óptimo

para su mejor crecimiento (Teng et al., 1978). Webster et al. (1995), encontraron que para

la lubina híbrida (Morone chrysops X M. saxatilis) con un peso inicial promedio de 125 g y

cultivado en jaulas durante 143 días, el porcentaje óptimo de proteína en la dieta se

encontró entre 41 y 46 %, reflejado por el mayor peso promedio ganado y la mejor tasa de

crecimiento.

Incrementando la frecuencia alimenticia se ha reportado que se mejora el

crecimiento de los peces (Chua y Teng, 1978). En estudios realizados sobre la frecuencia

alimenticia (1,2,4,6,8 veces/día), con juveniles del mero (Epinephelus akaara) cultivados

en jaulas flotantes, encontraron que las altas frecuencias alimenticias generaron una alta

tasa de crecimiento, una eficiente conversión alimenticia y una alta supervivencia, es decir

que la frecuencia alimenticia presento una correlación positiva con el crecimiento de los

juveniles (Kayano et al., 1993).


24 CICIMAR-IPN

2.5.3 Comportamiento

El comportamiento de manera general varia de acuerdo a la especie. Además, la

densidad de confinamiento ha sido encontrada tener un profundo efecto en los niveles

observados de agresión y la formación de jerarquías (Bagley, 1994). Los alto niveles de

interacción social pueden afectar el gasto de energía dando como resultado elevadas

tasas metabólicas y disminución del crecimiento (Brett, 1979). Jorgensen et al. (1993)

determinaron que para los juveniles de la trucha del Ártico (Salvelinus alpinus), su

agresividad tendió a decrecer a medida que aumentó la densidad de confinamiento y los

peces colocados en altas densidades mostraron un desarrollo rápido del comportamiento

de cardumen.

2.5.4 Condiciones de la engorda

Hogans (1994) realizó la engorda de la lubina rayada (Morone saxatilis) a partir de

juveniles silvestres con un peso promedio inicial de 375.3 g en jaulas flotantes (3X3X.5 H),

alimentados con alimento balanceado. Estos peces alcanzaron un peso promedio final de

438.3 g en 120 días de cultivo. Para los juveniles de la tilapia (Oreochromis urolepis

hornorum X O. mossambicus) con un peso inicial de 8.78 g sembrados a una densidad de

300 org/m3 en jaulas flotantes (1 m3) y alimentados con alimento comercial, se obtuvo un

factor de conversión alimenticia de 1.88, un factor de condición de 2.6, una tasa de

crecimiento de 1.88, una tasa de crecimiento absoluta de 1.94 g/día y una supervivencia

del 97.9% (Watanabe et al., 1990). Gómez-Gaspar (1987) realizó un ensayo del cultivo

del pámpano Trachinotus carolinus en jaulas flotantes de 50 m3 con juveniles silvestres

con un peso inicial de 1.37 g, sembrados a una densidad de 20 ind/m3, obtuvo un peso

promedio final de 391.36 g, una tasa de crecimiento absoluta de 1.06 g/día, un factor de

conversión alimenticia de 8-10:1 y una supervivencia del 62 % después de 365 días de

cultivo.


25 CICIMAR-IPN

Existen varios trabajos sobre la engorda en jaulas flotantes de distintas especies

que pertenecen al genero Lutjanus (mismo genero que pertenece la especie de este

trabajo). Doi y Singhagraiwan (1993) realizaron la engorda de juveniles silvestres del

pargo Asiático Lutjanus argentimaculatus de 34 g de peso inicial, alimentados con

pescado fresco y confinados en jaulas flotantes de 25 m3, obtuvieron un promedio final de

963 g, un factor de conversión de 10.8 y una supervivencia de 96.8% al finalizar 300 días

de cultivo. Costa et al. (1998a;b) cultivaron dos especies de pargos Lutjanus jocu y L.

synagris en las costas de Brasil, confinando los juveniles silvestres en jaulas de 5 m3 de

capacidad. L. Jocu se sembró a una densidad de 25 ind/m3 y con un peso inicial de

102.6 g, se alimentaron con un alimento balanceado, después de 28 días de

confinamiento obtuvieron los siguientes resultados, un peso final de 123 g, una tasa de

crecimiento absoluta de 0.7 g/día, un factor de conversión alimenticia de 14.4 y una

supervivencia del 100%. L. synagris a una densidad de siembra de 40 ind/m3, con peso

inicial de 52.25 g, alcanzaron un peso final de 64.55 g, una tasa de crecimiento absoluta

de 0.44 g/día, un factor de conversión alimenticia de 12.4 y una supervivencia del 100%

después de 28 días de confinación.

También se encuentran los trabajos sobre engorda de pargos del Pacífico Centro-

Oriental (área que pertenece L. argentiventris) que realizó Avilés-Quevedo et al. (1996a;

1996b), confinando juveniles silvestres de L. peru, L. aratus y L. argentiventris en jaulas

de 13.5 m2 de volumen efectivo de agua. L. peru se confinó con peso inicial de 234.2 g a

una densidad de 6.4 ind/m2, se alimentaron con un alimento semi-húmedo (54% de

proteína), obteniendo un peso promedio final de 1116.88 g, un factor de condición de 2.7,

una tasa de crecimiento absoluta de 7.98 y una supervivencia del 65 % después de 397

días. L. aratus a una densidad de 6.3 ind/m2, peso inicial de 240.6 g y alimentados con

una dieta húmeda (pescado), después de 365 días los pargos alcanzaron peso final de

1111.85 g, un factor de condición de 1.6, una tasa de crecimiento absoluta de 8 g/día, un


26 CICIMAR-IPN

factor de conversión alimenticia de 8.8 y una supervivencia del 97.67%. Para la especie L.

argentiventris, con una densidad de cultivo de 8.7 ind/m3 y un peso inicial de 29.7 g, con

una dieta húmeda a base de pescado y después de 365 días de cultivo, obtuvieron un

peso promedio final de 308.5 g, un factor de condición de 1.74, factor de conversión

alimenticia 8.7, tasa de crecimiento absoluta de 0.83 g/día y una supervivencia de 95.7 %.

Guerrero-Tortolero et al. (1999) también realizaron la engorda del pargo amarillo L.

argentiventris. Esta se practicó en jaulas de 1 m3 de capacidad colocadas dentro de un

estanque intermareal para el cultivo de camarón. Los juveniles silvestres tenían un peso

inicial de 17 g y se alimentaron con una dieta húmeda (pescado) durante 125 días en una

densidad de confinamiento de 6 peces/m3, obteniendo un peso final de 82.3 g, una tasa

de crecimiento absoluta de 0.52 g/día, un factor de conversión alimenticia de 8.3 y una

supervivencia del 65 %.

Mario Alberto Silva Hernández Justificación

27 CICIMAR-IPN

3. JUSTIFICACIÓN

El estado de Baja California Sur, es privilegiado por su ubicación geográfica,

encontrándose rodeado por las aguas del Golfo de California y el Pacifico Nororiental. Es

un semillero de gran abundancia y diversidad de peces marinos de alto valor comercial

que además cuenta con grandes extensiones de aguas protegidas propicias para la

piscicultura en jaulas flotantes.

El cultivo en jaulas flotantes presenta numerosas ventajas con respecto al cultivo

en estanques. Entre estas ventajas se puede citar el bajo costo de producción al no

consumir energía eléctrica, el manejo de altas densidades y la posibilidad del cultivo en

zonas profundas (Castello-Orvay, 1993; Mateos-Velasco, 1993). El intercambio continuo

de agua a través de las redes de las jaulas, mantiene un adecuado nivel de oxígeno

disuelto y permite que se desplacen los desechos metabólicos, evitando así infecciones

causadas por la alta concentración de materia orgánica y permite mantener altas

densidades que propician altos niveles de producción (Teng et al., 1978; Nakada y Murai

1991). En Asia, en particular Japón, algunas especies (Seriola quinqueradiata) han

logrado superar hasta 4.8 veces la producción pesquera (Ikenoue y Kafuku, 1992).

En el cultivo intensivo en jaulas, la densidad en la cual una especie puede ser

confinada es uno de los factores más importantes que determina la producción final y la

viabilidad económica del sistema de producción (Papst et al., 1992; Hengsawat et al.,

1997).

La falta de conocimientos y la poca experiencia en el manejo de jaulas flotantes

como arte de cultivo en México, ha limitado el desarrollo de una piscicultura marina

comercial exitosa. Aunado a lo anterior, la poca tecnificación y la falta de estudios previos

que hayan utilizado un alimento balanceado para el cultivo de peces marinos, ha impedido

Mario Alberto Silva Hernández Justificación

28 CICIMAR-IPN

tener datos para comparar el crecimiento y la eficiencia alimenticia de especies nativas

con las que se cultivan de manera comercial en otros países.

Los peces de la familia Lutjanidae que se conocen localmente como pargos,

forman un recurso pesquero importante en las regiones costeras tropicales y

subtropicales del mundo. En México constituyen un gran componente de la pesca

artesanal, en donde su importancia reside, tanto en sus elevados volúmenes de captura,

como en el beneficio económico (Allen, 1995). En la acuacultura de este género, destacan

los pargos L. argentimacualtus y L. johni que tienen una gran demanda y un alto precio

de mercado en el Sureste de Asia y son cultivados comercialmente en jaulas flotantes en

Singapur, Indonesia y las Filipinas (Emata et al., 1994). L. argentiventris ha demostrado

ser un organismo resistente al manejo y presenta altas supervivencia (Guerrero-Tortolero

et al., 1999), y se puede considerar técnicamente factible su cultivo en jaulas flotantes

(Avilés-Quevedo et al., 1996b).

El presente estudio pretende evaluar el efecto de la densidad de confinamiento

sobre el crecimiento, la supervivencia y la eficiencia alimenticia de juveniles silvestres del

pargo amarillo L. argentiventris, con el fin de contribuir al desarrollo de tecnología para su

cultivo en jaulas flotantes.

Mario Alberto Silva Hernández Objetivos

29 CICIMAR-IPN

4. OBJETIVOS

4.1 Objetivo general

• Determinar el efecto de la densidad de cultivo sobre la supervivencia y el crecimiento

de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris, confinados en jaulas flotantes.

4.2 Objetivos particulares

• Evaluar el cultivo en jaulas a nivel experimental a partir de juveniles silvestres,

considerando la adaptación de la especie al manejo, confinamiento en jaulas y

suministro exógeno de alimento balanceado comercial.

• Determinar el efecto de la densidad de cultivo sobre el crecimiento, índices de

condición y de calidad del alimento en la especie.

• Determinar si existen diferencias en la composición proximal y de energía en los

organismos de las distintas densidades.

Mario Alberto Silva Hernández Materiales y Métodos

30 CICIMAR-IPN

5. MATERIALES Y METODOS

5.1 Area de estudio

El área de estudio, se encuentra ubicada en el municipio de La Paz, Baja

California Sur, dentro de la ensenada de La Paz, también conocida como Ensenada de

los Arípez, al sur de la Bahía de La Paz, localizada entre los 24°06´ y los 24°10´ Latitud

Norte y entre los 110°19´ y los 110°25´ Longitud Oeste (Anónimo, 1992).

En la parte Noreste la ensenada se comunica con la Bahía de La Paz por un canal

principal de un kilometro de ancho, al Este se encuentra limitada por la ciudad de La Paz,

al Suroeste por el poblado del Centenario y la playa el Comitán, al Oeste se encuentra

una angosta faja de tierra llamada ”El Mogote” que la separa de la Bahía y mide

aproximadamente un kilómetro en sentido Este-Oeste y 2.7 kilómetros en su parte ancha

(Holguin-Quiñones, 1971).

Por sus características morfológicas, físicas y químicas corresponde a una laguna

costera antiestuarina (Lankford, 1977). La laguna se caracteriza por tener un canal de

mareas de unos 5 km de longitud que une a la ensenada con la Bahía de la Paz,

formando una laguna amplia. Esta tiene una extensión total aproximada de 60 km2

equivalentes a unas 5,000 hectáreas (Ha), de las cuales 3,200 corresponden a una franja

con profundidad inferior a los 2 m. De estas, 1,570 Ha corresponden a la porción de la

laguna con profundidad mayor de 2 m, (estimada hasta el centro del canal de mareas) y

235.5 Ha de manglares (Anónimo, 1992).

El área seleccionada dentro de la ensenada de La Paz, para la colocación de las

jaulas flotantes se localiza en 24°09´46” Latitud Norte y 110°24´41” Longitud Oeste. Esta

área se seleccionó previo a una batimetría de la ensenada de La Paz, para localizar la

zona con mayor profundidad y con una velocidad de corriente que no excediera los 0.6

m/s, para evitar daños y deformación en las jaulas, así como un gasto energético excesivo


31 CICIMAR-IPN

de los peces por mantenerse nadando a contracorriente (Beveridge, 1996). Se utilizó una

ecosonda, marca Humminbird modelo DX200 y un sistema de posicionamiento global por

satélite (GPS), marca Garmin, modelo Etrex, para localizar la zona con mayor profundidad

que en este caso fue de 8 metros en marea baja. También se utilizó un corrientímetro

marca S4, el cual registró una velocidad de corriente máxima de 0.04 m/s en mareas

vivas, encontrándose dentro del intervalo óptimo 0.03 – 0.2 m/s (Chua & Teng, 1980).

5.2 Arte de cultivo

5.2.1 Construcción e instalación de la balsa flotante

La balsa flotante es la estructura que dio flotación y forma a las jaulas, cuyo

diseño se seleccionó de acuerdo a la hidrodinámica presente en el área de cultivo, la

disponibilidad y costo de los materiales en el mercado.

Básicamente la unidad de jaulas utilizada para el experimento consistió en una

balsa de 6.9 metros por 16.8 metros de fierro angular que dio soporte a 9 jaulas de 3 x 1.5

m. La balsa esta compuesta de 5 módulos, los cuales tienen la capacidad de soportar 2

jaulas cada uno. Estos módulos tienen un movimiento articulado e independiente por

medio de bisagras, para soportar el oleaje (anexo III, Figura 1).

La suspensión de la estructura de las balsas fue realizada por medio de flotadores

de poliestireno o styrofoam. Las balsas se mantuvieron fijas por medio de seis muertos de

concreto armado, con un peso aproxima

do de 200 kilos cada uno.

En la balsa experimental, los flotadores se colocaron en las uniones de las

estructuras y uno más en los espacios intermedios para dar un mayor soporte y reforzar la

estructura (anexo III, Figura 2).


32 CICIMAR-IPN

Su orientación se determinó después de conocer la dirección de los vientos

dominantes que en esta región tienen una dirección Noroeste, en los meses de

Noviembre a marzo, con una velocidad media de 12.2 m/s, denominándolos localmente

como “collas”. Los imperantes de abril a octubre son de dirección Sur con velocidad media

de 14 m/s, los cuales reciben el nombre de “coromueles” (Anónimo, 1992), con el fin de

propiciar que el contacto de los vientos sobre la balsa flotante fueran paralelos y así

beneficiar al movimiento articulado e independiente de cada módulo.

5.2.2 Construcción de las Jaulas

Las jaulas experimentales presentaban una dimensión de 3 x 1.5 m, elaboradas

con malla de multifilamento nylon tratada y alquitranada con luz de 1 ” y se utilizó un cabo

de 8

3” de diámetro para darle forma a la jaula (anexo III, Figura 3).

Las jaulas para el cultivo de juveniles estuvieron protegidas en la superficie por

una malla plástica negra, la cual evitó la depredación por aves.

Nota: la cantidad de las mallas para la construcción de las jaulas se duplicó, para

tener siempre una jaula limpia de repuesto.

5.2.3 Instalación de las jaulas flotantes

Una vez anclada la balsa con sus respectivos muertos de concreto, se colocaron

las jaulas en los claros de la balsa, sujetadas en la superficie con cabos de polipropileno.

En las esquinas de las jaulas se colocaron muertos con un peso aproximado de 4

kilogramos, los cuales mantuvieron las jaulas bien estiradas y sin dobleces para evitar las

lesiones de los peces por la posible fricción causada por la malla con el movimiento del

oleaje.


33 CICIMAR-IPN

5.3 Organismos experimentales

5.3.1 Recolecta y transporte de organismos

Los ejemplares de pargo amarillo se capturaron en las zonas de manglar

localizadas en las cercanías de la bahía de la Paz, para ello se utilizaron los siguientes

métodos:

• Red de arrastre de fondo, con una longitud aproximada de 60 metros de relinga

superior con una luz de malla de 5 mm, la cual se manipuló por dos personas.

• Atarraya de 10 pies de altura, con una luz de malla de 10mm, para evitar que se

enmallen los juveniles.

• Trampas de 50 x 50 x 30 centímetros, cebadas con desperdicios de pescado, jaiba o

cabezas de camarón.

Para el transporte de los organismos de las zonas de recolecta a las jaulas de

aclimatación, se utilizó una lancha de fibra de vidrio de 22 pies de eslora, con motor fuera

de borda de 90 HP. La lancha se equipó con 4 viveros de 100 litros cada uno. El llenado y

el recambio de agua de los viveros se realizaron por medio de una bomba eléctrica de 12

voltios, con una capacidad de 500 galones por hora.

5.3.2 Biometría de los organismos capturados

Se recolectaron aproximadamente 948 ejemplares silvestres de Lutjanus

argentiventris, de los cuales se seleccionaron 366 peces para ser utilizados en este

experimento. Los peces se pesaron y midieron individualmente, presentando un peso

promedio de 42.27 ± 5.05 g y una talla promedio de 10.91 ± 0.44 cm.


34 CICIMAR-IPN

5.3.3 Aclimatación al cautiverio y al alimento balanceado

Los peces capturados se confinaron en jaulas plásticas colocadas dentro de un

estanque intermareal, esto les permitió adaptarse a las condiciones en cautiverio y al

consumo de alimento inerte a base de pescado fresco y calamar. Una vez completado un

lote de organismos mayor a los requeridos en el experimento, se dio paso a la adaptación

paulatina al consumo de alimento balanceado. Esto consistió en adicionar un pequeño

porcentaje de alimento balanceado, a la dieta de alimento fresco que venían consumiendo

previamente. Este porcentaje se incrementó lentamente hasta sustituir en su totalidad al

alimento fresco, durante un período aproximado de 60 días.

5.3.4 Siembra

Después del período de aclimatación se seleccionaron los organismos

aparentemente sanos y libres de lesiones o malformaciones. Se colocaron todos los

organismos en un tanque de 2000 litros, para extraer una muestra aleatoria de 50

organismos y se realizó una biometría exploratoria para obtener los datos de peso

promedio (43.27 ± 6.61). Con esta información se elaboró un histograma de frecuencias

(Figura 1), con el cual se determinó el intervalo de peso con la menor dispersión posible y

se verificó la distribución normal de los datos (P < 0.05). Una vez conocido el intervalo se

procedió a realizar una biometría de peso y talla. Se tomaron los peces de manera

aleatoria, los cuales fueron colocados de manera también aleatoria en sus respectivas

jaulas, con su densidad determinada, utilizando una tabla de números aleatorios y de esta

forma se dio inicio al experimento.


35 CICIMAR-IPN

Figura 4. Histograma de frecuencias del peso promedio de la

biometría exploratoria del pargo amarillo.

5.4 Diseño experimental

Se instalaron nueve jaulas flotantes de 4.5 m2 dentro de la ensenada de La Paz,

donde se evaluaron tres densidades experimentales de 6, 9 y 12 peces/m2, con tres

replicas cada una, con una duración de seis meses de cultivo. La densidad más baja

utilizada en este experimento corresponde a la densidad recomendada por Doi y

Singhagraiwan (1993) para el pargo asiático (Lutjanus argentimaculatus), donde obtuvo el

mejor crecimiento en peso. La densidad más alta (12 peces/m2) se seleccionó por ser el

doble de la densidad recomendada por Doi y Singhagraiwan (op cit) y la densidad de 9

peces/m2 se determinó como el punto intermedio entre las dos densidades establecidas.

En el presente trabajo se utilizó la densidad en m2, debido a las recomendaciones hechas

por Doi y Singhagraiwan (op cit), de que los pargos mostraban un comportamiento de

mantenerse en el fondo de la jaula y no utilizar la columna del agua.

Normalesperada

PESO PROMEDIO (g)

Núm

ero

de o

bser

vaci

ones

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20 25 30 35 40 45 50 55 60


36 CICIMAR-IPN

5.5 Parámetros físico químicos del agua.

Durante los seis meses de experimentación, se registraron los valores de oxígeno

disuelto (mg/l) y la temperatura del agua (ºC) diariamente dentro del sistema de cultivo.

Para ello se utilizó un oxímetro marca YSI, modelo 51-B, con precisión de 0.2 mg/l y un

termógrafo electrónico de la compañía ONSET, modelo StowAway Tidbit con un rango de

–20 ºC a + 50 ºC, con mediciones cada minuto.

5.6 Alimento.

El alimento utilizado durante el experimento consistió en un alimento peletizado

comercial de la compañía Silver Cup de México. Se realizó un análisis químico proximal

(AOAC,1995. Association of Official Analytical Chemists) y de energía (calorímetro

adiabático PARR. Modelo 1261). Los valores obtenidos se presentan en la Tabla 1.

Tabla 1. Análisis químico proximal y de energía del alimento comercial Silver Cup.

Dieta Promedio Desv. est.

* Proteína % 47.27 0.23

* Extracto etéreo % 8.53 0.01

* Cenizas % 20.49 0.12

Humedad % 5.17 0.12

* Fibra cruda% 0.16 0.02

E.L.N. 23.55

* Energía cal/g 5413.16 10.78

* Relación proteína:energía

(mg proteína /kcal) 86.82 0.50

5.6.1 Ración alimentaria.

Los organismos se alimentaron diariamente ad libitum, con una sola ración, la cual

fue suministrada durante dos horas aproximadamente, verificando visualmente que los

peces consumieran el alimento para tratar de evitar en lo posible, la perdida del alimento.

Se pesó una ración de 100 g individualmente para cada jaula, utilizando una balanza


37 CICIMAR-IPN

marca Ohaus (0.001 g), modelo Precision Standard. El alimento no consumido se peso y

se estimó la cantidad de alimento consumido por día, la cual se registró en una bitácora.

El alimento se transportó en recipientes plásticos con tapa roscada que sellaban

herméticamente.

5.7 Biometrías y cambios de redes

Durante el periodo de experimentación, se efectuaron biometrías en los días 0, 30,

61, 91, 122, 153 y 182 días de cultivo, midiéndose a todos los organismos. Todas las

biometrías se realizaron en el laboratorio del CIBNOR, para lo cual se transportaban los

peces de la balsa al laboratorio en una lancha de fibra de vidrio de 23 pies de eslora y

motor de 90 HP, equipada con contenedores de 100 litros, cada uno marcado con el

número de replica correspondiente para evitar cualesquier confusión. Los datos

biométricos registrados fueron: la longitud patrón y el peso. No se tomó la longitud total,

debido a que algunos organismos presentaron pequeños daños en su aleta caudal y esto

no permitió la lectura exacta. Las mediciones se realizaron utilizando un ictiometro con

una precisión de 0.1 cm. El peso individual de los peces se registro utilizando una balanza

marca Ohaus (0.001 g), modelo Precision Standard. Así mismo, se contabilizó el número

total de peces para cada réplica, con el fin de determinar la supervivencia.

Se realizaron cambios de redes mensualmente (aprovechando que las jaulas se

encontraban vacías al momento de las biometrías), para evitar la saturación de las jaulas

con organismos incrustantes y así mantener un flujo de agua constante a través de las

jaulas.

5.8 Análisis proximal de los peces

Del grupo de peces ya aclimatados y previo al inicio del experimento, se

seleccionó un lote de 30 organismos tomados aleatoriamente, para practicarles un


38 CICIMAR-IPN

análisis de proteína cruda, lípidos, cenizas, fibra y de energía bruta del músculo y cuerpo

entero, con el fin de determinar la presencia de un cambio en la composición proximal

(AOAC,1995) y de energía (calorímetro adiabático PARR. Modelo 1261).

Al finalizar el experimento, se sacrificaron 3 organismos por replica, seleccionados

aleatoriamente, para practicarles el mismo análisis proximal, a los organismos entre el

inicio y el final del cultivo y entre los peces de las distintas densidades.

5.9 Análisis de datos

En primera instancia, se aplicó la prueba de Kolmogorov-Smirnov, para determinar

la distribución normal de los datos de peso y longitud patrón de los peces para cada

densidad y por tiempo. Posteriormente de confirmar la normalidad de los datos, se realizó

la prueba de Levene (homogeneidad de varianza), para determinar la diferencia entre las

replicas de cada densidad.

Se realizaron análisis de varianza de una vía, a los datos de peso y longitud patrón

de las densidades para cada fecha y se aplicó la prueba de diferencia mínima detectable

(LSD) de comparación múltiple, cuando se detectaron diferencias significativas (P< 0.05).

Para determinar si existían diferencias en cuanto al crecimiento en peso de los

organismos entre las densidades, se aplicó un análisis de covarianza al logaritmo del

peso a partir del modelo Y= aebx (Everhart, 1953), de crecimiento exponencial.

La composición química del músculo y del pescado entero se comparó entre las

densidades (P< 0.05) utilizando un análisis de Kruskal-Wallis y donde hubo diferencias

significativas, se utilizó la prueba de Tukey no paramétrico (Zar, 1996).

Los datos obtenidos se utilizaron para el cálculo de los siguientes parámetros:

incremento promedio en peso (PG); biomasa total (Bt); ganancia en biomasa (G); tasa de

crecimiento absoluta (TCA); tasa de crecimiento especifico (SGR); porcentaje de

supervivencia (SUP); factor de conversión alimenticia (FCA); valor proteico productivo


39 CICIMAR-IPN

(PPV); tasa de eficiencia proteica (PER) y factor de condición (FC). Para la comparación

de los índices de crecimiento y de calidad del alimento al final del experimento, se utilizó

la prueba de Kruskal-Wallis y donde se encontraron diferencias significativas, se utilizó el

análisis de Tukey no paramétrico (Zar, 1996). Estos análisis estadísticos se realizaron

con el programa STATISTICA versión 5.01, excepto en los casos donde se hace

referencia de los autores. A partir de los datos de crecimiento, consumo de alimento y

análisis químicos proximales de los peces se calcularon los siguientes índices de

crecimiento y de calidad del alimento:

1) Peso ganado por pez: Determina el peso promedio ganado por pez a un tiempo

determinado (Gracia-López y Castelló-Orvay, 1996).

WiWtPG −=

Donde:

Wt = Peso promedio del pez a los t días del experimento

Wi = Peso promedio del pez a la edad de siembra

2) Biomasa total (por jaula): Representa el peso total producido por los organismos en

cada jaula en un tiempo determinado.

NtPtBt *=

Donde:

Pt =Peso promedio de los organismos al tiempo t, en su respectiva densidad.

Nt = Número de organismos al tiempo t.

3) Ganancia en biomasa: Expresa el incremento en biomasa en un período de tiempo.


40 CICIMAR-IPN

BiBfG =

Donde:

Bf = Biomasa final

Bi = Biomasa inicial

4) Tasa de crecimiento absoluta: La relación expresa la ganancia en peso del

organismo en gramos al día (Gracia-López y Castelló-Orvay, 1996).

días)PiPf(TCA −

=

Donde:

Pf = Peso promedio final de los peces

Pi = Peso promedio inicial de los peces

5) Tasa de crecimiento especifico: Expresa el porcentaje de incremento en peso del

organismo al día (Lazo y Davis, 2000).

Donde:

LnPf = Logaritmo natural del peso promedio de los peces en el día t

LnPi = Logaritmo natural del peso promedio de los peces al inicio

6) Porcentaje de supervivencia: Es un indicador de la resistencia de los organismos al

manejo y al confinamiento, expresado como porcentaje (Weatherley y Gill, 1987).

X100días

)LnPi(LnPfSGR −=


41 CICIMAR-IPN

100XNiNtSUP =

Donde:

Nt = número de peces vivos al tiempo t

Ni = número de peces iniciales

7) Factor de conversión alimenticia: Se define como la ganancia en peso obtenida a

partir de una unidad de peso del alimento. Un valor de 1, nos indica un aprovechamiento

perfecto del alimento para producir una unidad de biomasa corporal (Hepher, 1993).

PgPaFCA =

Donde:

Pa = Peso del alimento ingerido

Pg = Peso fresco ganado por el pez

8) Valor proteico productivo: Este índice muestra la relación de la proteína retenida en

los tejidos del pez y la consumida en el alimento. En este criterio se toma en cuenta la

transformación de la proteína suministrada en la dieta, en proteína corporal

(Hepher,1993).

Donde:

Pfp = Proteína total final en los peces

Pip = Proteína total inicial en los peces

Pt = Peso total de la proteína del alimento suministrado

X100Pt

Pip)(PfpPPV −=


42 CICIMAR-IPN

9) Tasa de eficiencia proteica: Esta tasa compara en términos de ganancia en peso

corporal por gramo de proteína suministrada en el alimento. Esta relación evalúa el

contenido de proteína en el alimento, mientras más grande sea el PER, más eficiente será

la asimilación de proteína en el alimento (Watanabe, 1988).

Donde:

Pg = Peso fresco ganado por el pez

Psp = Peso seco de la proteína en el alimento suministrado

10) Factor de condición: Indica el estado de robustez para los peces de tipo fusiforme,

expresando la relación isométrica existente en función del peso (Weatherley y Gill, 1987).

100XLtPtK 3=

Donde:

Lt= Longitud promedio de los peces al tiempo t

Pt= Peso promedio de los peces al tiempo t

PspPgPER =

Mario Alberto Silva Hernández Resultados

43 CICIMAR-IPN

6. RESULTADOS

6.1 Adaptación y manejo de los peces al sistema de cultivo

6.1.1 Captura y transporte

No se presento mortalidad de los peces después de haber sido capturados por

ningunos de los tres métodos (atarraya, red de arrastre de fondo y trampas) y trasladados

a las jaulas de aclimatación, que se encontraban colocadas dentro del estanque

intermareal del CIBNOR.

6.1.2 Aclimatación

Durante la etapa de aclimatación el pargo amarillo mostró ser un pez que se

adapta rápidamente al cautiverio, al consumir alimento fresco e inerte a base de pescado

y calamar después del tercer y cuarto día de haber sido capturados. Además, los peces

en esta etapa no mostraron un comportamiento agresivo sino de cardumen.

La fase de aclimatación de los peces al consumo de alimento balanceado tomó un

tiempo aproximado de 60 días después de su captura.

6.1.3 Biometrías y cambios de redes

No se registró mortalidad de los organismos durante el transporte de la balsa al

laboratorio, durante las siete biometrías que se realizaron en el presente estudio.

Durante las biometrías los organismos demostraron ser resistentes al manejo y no

se presento ninguna muerte a pesar de haber sido manipulados cada uno para ser

pesados y medidos cuidadosamente.

Los cambios de redes fueron necesarios para mantener una buena calidad de

agua, permitiendo un flujo de agua adecuado y constante a través de la jaula evitando los


44 CICIMAR-IPN

riesgos de una baja de oxígeno, a causa de los organismos que se incrustan en las jaulas

e impiden una adecuada circulación del agua al interior de la misma. Esto cambios de

redes se realizaron en cada biometría.

6.2 Parámetros físico químicos del agua

Se obtuvieron los valores diarios de los parámetros fisico-químicos del agua en las

jaulas flotantes (Tabla 2). Encontrándose que al inicio del experimento la temperatura del

agua promedio fue de 29.1 ºC y una concentración de oxígeno disuelto de 5.5 mg/l.

La tabla 2 muestra los valores de temperatura y oxígeno disuelto (promedio ±

desv. est.) del agua durante todo el cultivo. A partir de estos valores, se detectó que al

incrementarse la temperatura se presentó una disminución de la concentración de

oxígeno disuelto en el agua.

Durante el cultivo se registro un intervalo de temperaturas amplio (17.6 – 30.3 ºC),

detectándose la temperatura más alta en el mes de Septiembre y la más baja en Enero

(Tabla 2).

Los valores promedio de temperatura y oxígeno disuelto durante el cultivo fueron

23.31 ± 0.59 °C y 7.78 ± 0.63 mg/l respectivamente.

A partir de los valores de los parámetros de calidad de agua en las jaulas flotantes

se realizó un análisis de regresión, detectándose a lo largo del experimento altas

correlaciones entre la temperatura y el oxígeno disuelto (R= -0.87) (anexo I, Tabla a), es

decir que al aumentar la temperatura se presentó una disminución en la solubilidad del

oxígeno, sin embargo la concentración de oxígeno en el agua durante el experimento fue

superior a los 5 mg/l.


45 CICIMAR-IPN

Tabla 2. Valores promedio de temperatura ± desv. est., oxígeno disuelto en mg/l ± desv. est., y salinidad en partes por mil, del agua dentro de las jaulas, durante el cultivo de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Fecha Temperatura

(ºC) Mín. Máx. Oxígeno dis.

(mg/l) Mín. Máx. Salinidad

(ppm) Mín. Máx.

Septiembre 1999 29.1 ± 0.5 28.3 30.3 5.5 ± 0.3 5.0 6.5 38.3 38.0 38.7 Octubre 1999 27.8 ± 0.8 25.8 29.7 6.8 ± 1.1 5.0 9.0 38.0 37.5 38.0 Noviembre 1999 24.6 ± 0.6 23.1 26.4 6.8 ± 0.5 5.8 7.4 37.9 37.0 38.0 Diciembre 1999 19.0 ± 0.1 18.3 19.7 8.8 ± 0.7 7.6 9.7 38.0 37.9 38.0 Enero 2000 19.0 ± 0.7 17.6 20.2 9.3 ± 0.7 7.8 11.0 38.0 37.9 38.1 Febrero 2000 20.3 ± 0.6 19.3 21.8 9.5 ± 0.5 8.6 10.4 38.0 38.0 38.1

6.3 Consumo de alimento

Durante los seis meses de cultivo, se utilizaron dos tipos de alimento con diferente

diámetro del pienso y una misma composición proximal. Al inicio del experimento los

organismos presentaron un peso promedio de 42.39 g y se alimentaron con un pienso

2.4 mm (3/32”) de diámetro. El cambio del pienso se realizó cuando los organismos

alcanzaron un peso promedio de 80 g y se utilizó un pienso de 4.0 mm (5/32”) de

diámetro.

Desde el inicio del experimento el alimento fue aceptado adecuadamente por los

organismos. Al alimentar los peces fue muy importante suministrar el alimento

pausadamente y con la ayuda de la transparencia del agua, la permanencia satisfactoria

de los piensos en la columna del agua y la buena profundidad de las jaulas, permitieron

que se pudiera observar el momento cuando los organismos dejaban de alimentarse,

evitando aparentemente de esta manera el desperdicio del alimento. Otras características

que se presentaron durante el suministro del alimento fueron, el poco apetito que

mostraban los peces en los días nublados con viento. Además, se observó un mayor

consumo de alimento promedio por pez, en la densidad mas baja (6 peces/m2) en

comparación con las otras densidades (9 y 12 peces/ m2) (Tabla 4).

La temperatura intervino directamente en el consumo de alimento por los

organismos (Figura 3 ), para lo cual, se realizó un análisis de regresión, detectándose a lo


46 CICIMAR-IPN

largo del experimento altas correlaciones entre la temperatura y el consumo de alimento

para cada densidad (densidad 6 peces/m2 R= 0.94; 9 peces/m2 R= 0.93 y 12 peces/m2 R=

0.94) (anexo I, Tabla b). En el mes de octubre se presentó una temperatura promedio del

agua de 27.8 ºC y fue cuando los peces consumieron más alimento (densidad 6 peces/m2,

Consumo = 1919.1 g; 9 peces/m2, C= 2074.2 g y 12 peces/m2, C= 2919.6 g), para el mes

de Febrero la temperatura descendió a 20.3 ºC, provocando un descenso en el consumo

de alimento (densidad 6 peces/m2, Consumo = 408.9 g; 9 peces/m2, C= 571.7 g y 12

peces/m2, C= 701.6 g) (Tabla 3).

Tabla 3. Valores promedio del consumo mensual de alimento por jaula ± desv. est., durante el cultivo de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Den. Consumo mensual Total

Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero

6 1988 +/- 109 1919+/- 81 1315+/- 36 698.6 +/- 12 519.3 +/- 12 400+/- 24 6841 +/- 1569 2084 +/- 77 2074+/- 87 1455+/- 79 755.2 +/- 36 683.2 +/- 39 571+/- 28 7625 +/- 19712 2821 +/- 102 2919+/- 27 1746+/- 62 910.7+/- 7.9 840+/- 154 701+/- 163 9940+/- 392

Tabla 4. Valores promedio del consumo mensual de alimento por pez ± desv. est., durante el cultivo de juveniles del pargo amarillo Lutjanus argentiventris.

Den. Consumo mensual

Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero 6 73.62+/-2.73 71.07+/-2.63 48.70+/-1.80 25.85+/-0.96 19.22+/-0.71 14.81+/-0.55 9 50.82+/-1.24 50.58+/-1.23 35.48+/-0.87 18.41+/-0.45 16.65+/-0.41 13.92+/-0.34 12 52.24+/-0.97 54.05+/-1.00 32.33+/-0.60 16.85+/-0.31 15.55+/-0.29 12.98+/-0.24


47 CICIMAR-IPN

Figura 3. Alimento consumido por los organismos en las diferentes densidades de cultivo en función de la temperatura.

6.4 Crecimiento

6.4.1 Normalidad y homogeneidad de varianza

Para el peso y la longitud patrón o notocordal en cada fecha, se demostró la

normalidad de los datos (anexo I, Tabla c y d). La prueba de Levine de homogeneidad de

varianza entre replicas, por fecha, mostró la homogeneidad en cada uno de ellos, excepto

en la variable peso, con los juveniles del día 0 en la densidad de 6 peces/m2 (anexo I,

Tabla e y f). Posteriormente, se realizó un análisis de varianza con respecto al peso de los

peces por fecha (anexo I, Tabla g y h). En los casos que se encontraron diferencias

significativas se realizaron pruebas LSD de comparaciones pareadas (anexo I, Tabla i y j).

6.4.2 Peso

Los análisis realizados para los datos de peso entre densidades (Tabla 5),

mostraron diferencias significativas (P<0.05) para los días 30, 61 y 182 (anexo I, Tabla g).

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30

Temperatura (°C)

Con

sum

o de

alim

ento

(g)

densidad 6

densidad 9

densidad 12

Cons. = -2051 + (149.33 X Temp.) R = 0.94

Cons. = -2818 + (184.01 X Temp.) R = 0.93

Cons. = -3961 + (222.23 X Temp.) R = 0.94


48 CICIMAR-IPN

Observándose que la densidad de 6 peces/m2 fue la que presentó el peso promedio más

bajo con respecto a las otras densidades al final del experimento. Asimismo, se denota no

encontrarse diferencias significativas entre las densidades de 9 y 12 peces/m2 (P> 0.05).

A partir del día 30 se detecta una ligera ganancia en peso en las densidades mayores,

siendo la densidad de 9 peces/m2 significativamente mayor al resto (P<0.05). Pero es

hasta el día 61 cuando la densidad de 12 peces/m2 comienza a ser significativamente

mayor (P<0.05), en comparación a la densidad de 6 peces/m2. En los días 91, 122 y 153

la densidad de 12 peces/m2 presentó una tendencia a ganar más peso, solo se presenta

hasta el día 182 ser significativamente mayor a la densidad de 6 peces/m2(P<0.05). Sin

embargo, la densidad de 12 peces/m2 no fue significativamente superior a la densidad de

9 peces/m2.

Tabla 5. Peso en gramos de los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

Tiempo (días)

Densidad 6 (peces/m2)



0 41.91 ± 4.55 42.72 ± 5.27 42.54 ± 5.13 30 53.66 ± 7.51a 56.90 ± 8.81b 54.67 ± 7.51a

61 74.48 ± 10.5a 73.54 ± 11.4ab 71.00 ± 10.7b

91 81.03 ± 12.0 82.72 ± 14.4 82.93 ± 13.8 122 83.91 ± 11.8 86.38 ± 16.2 88.08 ± 15.7 153 93.02 ± 14.3 97.01 ± 19.8 99.86 ± 16.04 182 99.86 ± 16.0b 107.85 ± 22.1a 109.66 ± 21.6a

Superíndices desiguales en las líneas indican diferencias significativas (P<0.05). Cuando no hay superíndices no se detecto diferencia significativa.

6.4.3 Biomasa total A pesar que la ganancia en peso individual de los organismos presentó una

diferencia significativa entre las densidades, resulta más notoria esta diferencia si se

compara la biomasa total para cada densidad (Tabla 6). Al finalizar el experimento, se

detectó que la biomasa total en la densidad de 6 peces/m2 (2629 g), fue significativamente

menor (P<0.05), comparada con la producida en la densidad de 12 peces/m2 (5702 g)


49 CICIMAR-IPN

(anexo I, Tabla m-2). En los casos que se encontraron diferencias significativas se realizó

un análisis de Tukey no paramétrico (anexo I, Tabla o-2).

Tabla 6. Biomasa total en gramos (promedio ± desv. est.), de los juveniles del pargo amarillo por densidad, durante el experimento.

Tiempo Densidad 6 Densidad 9 Densidad 12 (días) (peces/m2) (peces/ m2) (peces/ m2)

0 1122+/-37 1751+/-63 2302+/-61 30 1448+/-42 2332+/-136 2952+/-25 61 2011+/-26 2991+/-146 3810+/-213 91 2160+/-24 3391+/-221 4422+/-241 122 2209+/-18 3456+/-160 4609+/-261 153 2449+/-40 3912+/-203 5085+/-207 182 2629+/-124b 4314+/-155ab 5702+/-192a


La comparación entre las tasas de crecimiento (Tabla 7), no mostraron diferencias

significativas (P>0.05) entre las densidades (anexo I, Tabla k), pero si se observó una

tendencia a aumentar el crecimiento al incrementarse la densidad, donde la densidad de 6

peces/m2 (Figura 3) presentó una tasa de crecimiento menor con respecto a las

densidades altas de 9 y 12 peces/m2 (Figuras 4 y 5).

Tabla 7. Tasas estimadas de crecimiento de juveniles del pargo amarillo por densidades, a partir del modelo exponencial Y=aebx.

Densidad

(peces/m2)R n Tasas de crecimiento

6 0.81 560 0.0039 9 0.78 854 0.0042 12 0.82 1115 0.0044

No se detectaron diferencias significativas.


50 CICIMAR-IPN

Figura 3. Curvas de crecimiento exponencial de juveniles del pargo amarillo en la densidad de 6 peces/m2.



Media+DSMedia-DSMedia+ESMedia-ESMedia

PESO=51.7e(0.0042TIEMPO)

R= 0.78

TIEMPO (días)

PE

SO

(g)

30

50

70

90

110

130

150

0 30 60 90 120 150 180


PESO=50.3e(0.0044TIEMPO)

R= 0.82

TIEMPO (días)

PE

SO

(g)

30

50

70

90

110

130

150

0 30 60 90 120 150 180


PESO=(51.5)e(0.0039TIEMPO)

R=0.81

TIEMPO (días)

PE

SO

(g)

30

50

70

90

110

130

0 30 60 90 120 150 180


51 CICIMAR-IPN

6.4.4 Longitud

La longitud de los peces para cada densidad y por fecha mostraron diferencias

significativas (P<0.05) para los días 0 y 30, donde los peces de la densidad de 9 peces/m2

tuvieron la mayor longitud promedio con respecto a los peces de las densidades de 6 y 12

peces/m2 (anexo I, Tabla, h y j). Al finalizar el experimento se observó una tendencia a

incrementar la longitud promedio de los organismos a medida que la densidad fue mayor

(Tabla 8).

Tabla 8. Longitud patrón en centímetros de los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

Tiempo (días)




0 10.77 ± 0.43b 10.96 ± 0.47a 11.02 ± 0.45a

30 11.89 ± 0.59a 12.18 ± 0.71b 12.01 ± 0.57a

61 13.34 ± 0.66 13.45 ± 0.77 13.25 ± 0.67 91 13.91 ± 0.68 13.96 ± 0.80 13.89 ± 0.76 122 14.12 ± 0.67 14.25 ± 0.91 14.26 ± 0.83 153 14.43 ± 0.70 14.56 ± 1.01 14.49 ± 0.89 182 14.98 ± 0.84 15.22 ± 1.09 15.26 ± 0.96


6.4.5 Peso ganado (PG)

Se comparó el peso ganado promedio por los organismos para cada densidad

(Tabla 9), obteniendo que la densidad de 6 peces/m2 fue significativamente menor

(P<0.05) a la densidad de 12 peces/m2 a los 182 días de cultivo (anexo I, Tabla m-1 y o-

1). Entre las densidades de 6 y 9 peces/m2 y 9 y12 peces/m2 no se presentaron

diferencias significativas (P>0.05).


52 CICIMAR-IPN

Tabla 9. Peso ganado en gramos ganado por los juveniles del pargo amarillo (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

Tiempo (días)




30 11.75±2.96 14.18±3.54 12.13±2.38 61 32.57±5.95 30.82±6.13 28.46±5.57 91 39.12±7.45 40.00±9.13 40.39±8.67 122 42.00±7.25 43.66±10.93 45.54±10.57 153 51.11±9.75 54.29±14.53 57.32±10.91 182 57.95±11.45b 65.13±16.83a 67.12±16.47a


6.4.6 Ganancia en biomasa (G)

Se observó una diferencia importante en la producción de biomasa entre las

densidades (Tabla 11), encontrándose que la densidad de 6 peces/m2 fue

significativamente menor a la densidad de 12 peces/m2 (P<0.05)(anexo I, Tabla m-3 y o-

3).

6.4.7 Tasa de crecimiento absoluto (TCA)

Al comparar la tasa de crecimiento absoluto entre las tres densidades se observó

que al igual que la tasa de crecimiento anterior, no se presentan diferencias significativas

entre las densidades (P>0.05)(anexo I, Tabla m-4). Sin embargo, también se presenta una

tendencia de ser más eficiente el crecimiento de los peces, a medida que se incrementa la

densidad (Tabla 11). Además, se obtuvo la mejor TCA en el mes de Octubre, cuando la

temperatura del agua promedió 27.8 °C y la más baja TCA fue en Diciembre con 19 °C

(Tabla 10).


53 CICIMAR-IPN

Tabla 10. Tasa de crecimiento absoluto (TCA)(g/día), obtenida por los juveniles del pargo amarillo, en su respectiva temperatura (promedio ± desv. est.), por tiempo y densidad.

TCA

Fecha Temperatura (ºC)

Densidad 6 Densidad 9 Densidad 12

Septiembre 1999 29.1 ± 0.5 0.39 0.47 0.40 Octubre 1999 27.8 ± 0.8 0.67 0.54 0.53 Noviembre 1999 24.6 ± 0.6 0.22 0.31 0.40 Diciembre 1999 19.0 ± 0.1 0.09 0.12 0.17 Enero 2000 19.0 ± 0.7 0.29 0.34 0.38 Febrero 2000 20.3 ± 0.6 0.24 0.37 0.34

6.4.8 Tasa de crecimiento especifica (SGR)

Los peces que presentaron la mayor tasa de crecimiento especifico fueron los

mantenidos a la densidad de 12 peces/m2 (Tabla 11), a pesar de esto, no se presentaron

diferencias significativas entre las densidades (P>0.05)(anexo I, Tabla m-5).

Tabla 11. Indices de crecimiento: peso ganado (PG), ganancia en biomasa (G), tasa de crecimiento absoluto (TCA) y tasa de crecimiento especifico (SGR), calculados durante el experimento para los juveniles del pargo amarillo por densidad (promedio ± desv. est.).

Indices Densidad 6

(peces/m2) Densidad 9 (peces/m2)


PG (g) 57.95±11.45b 65.13±16.83ab 67.12±16.47a G (g) 1507.3 ± 131.7b 2562.6 ± 99.4ab 3405.1 ± 247.8a

TCA 0.32 ± 0.03 0.36 ± 0.03 0.37 ± 0.02 SGR 0.48 ± 0.03 0.51± 0.02 0.53 ± 0.02


6.5 Supervivencia de juveniles

Al comparar los porcentajes de supervivencia entre las densidades (Tabla 12), no

se detectaron diferencias significativas (P>0.05), obteniendo valores por arriba del 96% de

supervivencia en las tres densidades (anexo I, Tabla l).


54 CICIMAR-IPN

Tabla 12. Porcentaje de supervivencia (SUP), de los juveniles del pargo amarillo por densidad (promedio ± desv. est.), al final del experimento.

Densidad

(peces/m2)Vivos Muertos Total % Supervivencia

6 79 2 81 97.5 ± 2.1 9 120 3 123 97.6 ± 4.2 12 156 6 162 96.3 ± 1.9

No se detectaron diferencias significativas. 6.6 Indices de condición y de calidad del alimento

6.6.1 Factor de conversión alimenticia (FCA)

El FCA (promedio ± desv. est.) no presentó diferencias significativas (anexo I,

Tabla n-1) entre las densidades , pero si mostró una tendencia muy marcada a

incrementarse en la densidad más baja y de disminuir en la densidad más alta (Tabla 13).

6.6.2 Valor proteico productivo (PPV)

En este índice se encontró una diferencia significativa (P<0.05), entre la densidad

de 6 peces/m2 y la densidad de 9 peces/m2. La transformación de la proteína

suministrada en la dieta en proteína corporal más deficiente, en comparación con la

densidad de 9 peces/m2. Sin embargo, no se presentaron diferencia significativas

(P>0.05), entre la densidad de 6 y 12 peces/m2 y entre la densidad 9 y 12 peces/m2

(Tabla 13)(anexo, Tabla n-2 y p-1).

6.6.3 Tasa de eficiencia proteica (PER)

La tasa de eficiencia proteica después de haber sido comparada entre las distintas

densidades experimentales, no presentó diferencias significativa (P>0.05) pero si una

tendencia a ser más eficiente la asimilación de la proteína en el alimento, en la densidad


55 CICIMAR-IPN

de 12 peces/m2 y a medida que disminuyó la densidad de 9 y 6 peces/m2, también

descendió su eficiencia de asimilación (Tabla 13) (anexo 1, Tabla n-3).

6.6.4 Factor de condición (FC)

No se presentaron diferencias significativas (P>0.05) en cuanto al factor de

condición en las distintas densidades (anexo I, Tabla n-4). Sin embargo, los peces que se

mantuvieron a una densidad de 12 peces/m2 obtuvieron el mayor factor de condición

comparados con los peces cultivados a 6 y 9 peces/m2 (Tabla 13).

Tabla 13. Indices de condición y de calidad del alimento: factor de conversión alimenticia (FCA), valor proteico productivo (PPV), tasa de eficiencia proteica (PER) y factor de condición (FC), calculados durante el experimento para los juveniles de L. argentiventris por densidad (promedio ± desv. est.).

Indices Densidad 6



FCA 4.33 ± 0.4 2.82 ± 0.04 2.78 ± 0.21 PPV 6.51 ± 0.64b 8.47 ± 0.11a 7.50 ± 0.68ab

PER 0.44 ± 0.42 0.67 ± 0.01 0.69 ± 0.11 FC 2.97 ± 0.01 3.06 ± 0.03 3.08 ± 0.11


6.7 Análisis químico proximal del pargo amarillo

Las tablas 14 y 15 describen la composición química proximal y de energía del

pescado entero y músculo de los juveniles del pargo amarillo.

Para el análisis proximal del cuerpo entero, se detectaron diferencias significativas

(P<0.05), en los casos de proteína cruda, extracto etéreo (lípidos), cenizas y energía

(anexo I, Tabla q-1, q-2, q-3, q-4, r-1, r-2, r-3 y r-4). En los tres primeros casos se

encontró solamente diferencia entre la densidad de 12 peces/m2 al inicio y al final del

experimento. El contenido de proteína cruda en los peces de la densidad de 12 peces/m2

disminuyó significativamente (P<0.05), al finalizar el experimento (Tabla 14). La

concentración de lípidos en la densidad de 12 peces/m2, aumentó significativamente


56 CICIMAR-IPN

(P<0.05), después de 182 días de cultivo (Tabla 14). La disminución del contenido de

cenizas en los peces de la densidad de 12 peces/m2 al finalizar el experimento fue

significativo (P<0.05). En el caso de la energía, se detectó ser significativamente menor

(P<0.05), la energía contenida en el cuerpo de los peces de la densidad de 6 peces/m2,

en comparación de los individuos de la densidad de 12 peces/m2 (Tabla 14).

Tabla 14. Análisis químico proximal de L. argentiventris entero por densidad al inicio y al final del experimento (promedio ± desv. est.).

Análisis Inicio Densidad 6



Proteína cruda 59.1 ± 0.1a 57.4 ± 0.13ab 52.2 ± 0.08ab 47.6 ± 0.01b Extracto etéreo 19.3 ± 0.3a 25.5 ± 0.10ab 32.5 ± 0.26ab 39.2 ± 0.01b

Cenizas 18.3 ± 0.6a 16.5 ± 0.10ab 15.3 ± 0.01ab 12.9 ± 0.04b

Energía (cal/g) 5099.1 ± 3.0ab 5060.6 ± 15.9a 5062.73 ± 77.1ab 5531.7 ± 15.5b


En el caso del análisis proximal del músculo, también se detectaron diferencias

significativas (P<0.05) (Tabla 15). Para la proteína cruda, se encontró una diferencia en la

densidad de 12 peces/m2 al inicio y al final del experimento (anexo I, Tabla q-5 y r-5). En

el extracto etéreo y la energía del músculo de los organismos, se descubrieron diferencias

solamente en la densidad de 9 peces/m2 al inicio y al final del experimento (anexo I, Tabla

q-6, q-8, r-6 y r-7).

Tabla 15. Análisis químico proximal del músculo de L. argentiventris por densidad al inicio y al final del experimento (promedio ± desv. est.).

Análisis Inicio Densidad 6



Proteína cruda 86.9 ± 0.1a 81.6 ± 0.24ab 82.1 ± 0.05ab 81.2 ± 0.15b Extracto etéreo 7.7 ± 0.1b 11.8 ± 0.28ab 13.4 ± 0.14a 13.1 ± 0.06ab

Cenizas 5.6 ± 0.2 5.5 ± 0.03 5.8 ± 0.05 5.4 ± 0.05

Energía (cal/g) 5229.9 ± 78.4b 5229.9 ± 3.50ab 5203.8 ± 31.3a 5334.9 ± 27.1ab


Mario Alberto Silva Hernández Discusión

57 CICIMAR-IPN

7. DISCUSION

7.1 Adaptación y manejo de los peces al sistema de cultivo

Las jaulas flotantes utilizadas resultaron ser satisfactorias para la engorda del

pargo amarillo, ya que los valores obtenidos de supervivencia fueron mayores del 96 %

para todas las densidades experimentales al finalizar el estudio. Estas jaulas son

frecuentemente utilizadas para cultivar peces de diversas especies de manera

experimental. Tal es el caso de los salmones (Salmo gardneri = Oncorhynchus mikkys;

O. masou)(Trzebiatowski et al., 1981; Teskeredzic y Teskeredzic, 1990), de los pargos

(Lutjanus jocu; L. synagris)(Costa et al., 1998a, 1998b), del jurel (Seriola dumerili)

(Mazzola et al., 2000) y exitosamente de manera comercial, el cultivo del róbalo asiático

( Lates calcarifer)(Chou y Lee, 1997).

Al parecer, los reemplazos de las redes que se realizaron mensualmente, fueron

adecuados para la zona de cultivo y para las distintas estaciones del año que se

presentaron a lo largo del estudio. Debido a que las jaulas nunca se saturaron de

organismos incrustantes, el agua siempre fluyó libremente al interior de las jaulas,

eliminando los desechos metabólicos de los peces y manteniendo una adecuada calidad

del agua.

De manera general, el área seleccionada dentro de la ensenada de La Paz fue

adecuada para el cultivo en jaulas flotantes por ser una ensenada protegida, con una

velocidad de corriente máxima de 0.04 m/s en mareas vivas que no excedió los 60

cm/seg. Esto evitó daños y deformaciones físicas en las jaulas, así como un gasto

energético excesivo de los peces por mantenerse nadando a contracorriente (Beveridge,

1996). Gracias al buen recambio de agua y la adecuada velocidad de las corrientes de

mareas se logró mantener concentraciones de oxígeno adecuadas (por encima de 5 mg/l,

según lo reportado por Ikenoue y Kafuku (1992). Así mismo, la profundidad fue adecuada

ya que era mayor a los 8 m y se recomienda al menos los 5 m en la marea más baja del


58 CICIMAR-IPN

año. También la separación que existía de 5 m, entre la jaula y el fondo fue adecuada,

más de los 2 m recomendados, para facilitar el flujo de agua y para que los posibles

desechos metabólicos acumulados en el fondo no deterioren la calidad del agua de las

jaulas (Anónimo, 1986). Según Ikenoue y Kafuku (1992) la profundidad del mar debe de

ser más del doble de la profundidad de las jaulas. En el presente estudio las jaulas

presentaron una profundidad real de 2 m (altura sumergida), es decir que la profundidad

del mar fue más del triple superior que las jaulas.

7.2 Parámetros físico químicos del agua

La concentración de oxígeno disuelto durante todo el cultivo fue adecuada, según

lo recomendado por Bernabé (1994) quien estimó que un nivel de 5 mg/l es suficiente

para una adecuada oxidación del alimento y así liberar la energía necesaria para todas

las actividades vitales en la mayoría de las especies de peces. Ikenoue y Kafuku (1992)

han encontrado que concentraciones menores de 4 mg/l, producen una perdida de apetito

en los peces, provocando una disminución en el crecimiento a causa del bajo consumo de

alimento.

La salinidad se mantuvo relativamente constante y solamente fluctuó de 37.9 a

38.7 ppm. Este intervalo de salinidad no afecta al pargo amarillo, por ser una especie

considerada como eurihalina (Allen y Robertson, 1994; Castro-Aguirre y Balart, 1997).

La temperatura del agua presentó un intervalo muy amplio (17.6 - 30.3 °C),

influyendo directamente en el consumo de alimento y en el crecimiento de los pargos. Las

temperaturas altas favorecieron en el crecimiento y en el consumo de alimento (Figura 3).

También para Dicentrarchus labrax incrementos en la temperatura mejoran su tasa de

crecimiento (Hidalgo et al., 1987).


59 CICIMAR-IPN

7.3 Crecimiento de los juveniles

Los resultados obtenidos claramente muestran que el peso promedio de los

juveniles del pargo amarillo, se incrementa con el aumento de la densidad de

confinamiento, mostrando una marcada correlación positiva, la cual es muy adecuada

para cualesquier cultivo comercial, por obtener el mejor peso en la mayor densidad. Al

igual que los resultados mostrados en este estudio, se encuentran dos trabajos realizados

con la trucha del Artico (Salvelinus alpinus) y con los juveniles de la lubina europea

(Dicentrarchus labrax), en los cuales se reportaron una correlación positiva entre el peso

promedio y la densidad de confinamiento (Papst et al., 1992; Jorgensen et al., 1993;

Papoutsoglou et al., 1998). Existen otros estudios, en los que no se han detectado

diferencias significativas en el peso promedio entre las distintas densidades evaluadas; es

decir que la densidad no ejerce una gran influencia sobre el crecimiento de los

organismos, tal es el caso de lo reportado por Abdullah y colaboradores (1987) con

juveniles del mero (Epinephelus tauvina); Cruz y Ridha (1989) con juveniles de tilapia

(Oreochromis spilurus) y por Watanabe et al., (1990) con híbridos de tilapia (Oreochromis

urolepis hornorum X O. mossambicus) cultivados en jaulas marinas.

Sin embargo, se ha documentado un efecto inhibidor de las altas densidades de

confinamiento en el crecimiento de los organismos en cultivo (Yi et al., 1996; Maragoudaki

et al., 1999). Estas relaciones inversas (correlación negativa) han sido reportadas por

muchos investigadores con diversas especies. Tal es el caso de la lubina rayada híbrida

(Morone saxatilis X M. chrysops), que disminuyó su crecimiento (de 352.1 a 335.3 g) al

incrementar su densidad de confinamiento de 100 a 150 ind/m3 (Woods et al., 1983), del

bagre (Clarias gariepinus), que disminuyó su crecimiento (de 498 a 490 g) al incrementar

la densidad de 50 a 100 ind/m3 (Hengsawat et al., 1997), del esparido (Pagrus pagrus)

disminuyendo su crecimiento (de 66.22 a 63.61 g) con el incremento de la densidad de 50

a 100 ind/m3 (Maragoudaki et al., 1999) y de la cabrilla arenera (Paralabrax


60 CICIMAR-IPN

maculatofasciatus) que inhibió su crecimiento (de 55 a 41.1 g) con el aumento de la

densidad de 300 a 900 g/ m3 (Grayeb-Del Alamo, 2001). También el pargo amarillo (L.

argentiventris) presentó este mismo comportamiento al ser confinado en jaulas dentro de

un estanque intermareal, disminuyendo su crecimiento de 82.3 g (densidad 6 ind/m3) a

57.5 g (12 ind/m3) (Guerrero-Tortolero et al., 1999), presentando ser lo opuesto a los

resultados de este estudio. Pudiendo ser la causa la poca estabilidad de los parámetros

físicos y químicos del agua en estos estanques, en comparación con los embalses

mayores abiertos con un flujo de agua constante, donde las jaulas flotantes de este

estudio se colocaron.

Frecuentemente se reportan relaciones positivas ó negativas entre la densidad de

confinamiento y el crecimiento de un mismo pez cultivado en jaulas. Por ejemplo, Yi et al.,

(1996), documentó que el peso promedio de la tilapia del Nilo (Oreochromis niloticus)

cultivada en jaulas, fue mayor en la densidad de 50 peces/m3 (561 g), superando a la

densidad de 30 peces/m3 (550 g) y después declinó en la densidad de 70 peces/m3 (519

g), debido a un aumento excesivo en la biomasa alcanzada al finalizar el experimento.

En el presente estudio, la correlación positiva entre la densidad de confinamiento y

el crecimiento del pargo amarillo, pudo ser provocada a que no se alcanzó una biomasa

excesiva en las jaulas que repercutiera negativamente en el crecimiento de los peces.

La tasa de crecimiento absoluto (TCA) presentó una tendencia a ser mayor en los

peces confinados en la densidad de 12 peces/m2 (0.37 g/día), seguidos por los peces en

la densidad de 9 peces/m2 (0.36 g/día) y finalmente la densidad de 6 peces/m2 (0.32

g/día). Comparando estos resultados con los encontrados por Grayeb-Del Alamo

(2001)(0.17 g/día), para una densidad de 13 peces/m3 durante la fase de engorda en

jaulas flotantes de la cabrilla arenera (Paralabrax maculatofasciatus), mostraron una tasa

de crecimiento inferior en comparación del pargo amarillo. Sin embargo, la tasa de

crecimiento obtenidas en este experimento fueron inferiores a lo reportado para


61 CICIMAR-IPN

Epinephelus tauvina (0.9 g/día)(Abdullah et al., 1987), L. jocu (0.7 g/día), L. synagris (0.44

g/día)(Costa et al., 1998a, 1998b), para el híbrido de la tilapia (Oreochromis urolepis

hornorum X O. mossambicus) (1.94 g/día)(Watanabe et al., 1990) y para el híbrido de

lubina rayada (Morone saxatilis X M. chrysops)(1.4 g/día) (Woods et al., 1983).

La tasa de crecimiento especifico (SGR), también presentó una tendencia a

incrementarse con el aumento de la densidad de confinamiento. Esta tasa de crecimiento

de 0.53 %/día en la densidad alta (12 peces/m2), se encontró ligeramente superior a lo

reportado por Grayeb-Del Alamo (2001), para Paralabrax maculatofasciatus con 0.52

%/día e inferior en comparación a las reportadas en la literatura para Acanthopagrus

sivicolus con 1.58 %/día (Shokita et al., 1991), Pagrus pagrus con 1.39 %/día (Kentouri et

al., 1995), Oreochromis spilurus con 1.57 %/día (Cruz y Ridha et al., 1989) y Scopthalmus

maximus con 4.38 %/día (Irwin et al., 1999). Estas tasas de crecimiento bajas pudieron

haber sido provocadas por las bajas temperaturas del agua que imperaron durante el

cultivo, con más de un 50 % del tiempo transcurrido en temperaturas bajas (17.6 – 23.1

°C), para una especie considerada como tropical (Thomson et al., 2000). La mejor TCA

(0.58 g/día) para el pargo amarillo se obtuvo en el mes de octubre, cuando la temperatura

del agua promedió 27.8 °C y la más baja TCA (0.12 g/día) fue en diciembre con 19 °C.

Similares disminuciones en la tasa de crecimiento provocadas por temperaturas bajas

han sido reportadas para Epinephelus guaza, con una TCA de 0.48 g/día en 25.9 °C y de

0.33 g/día en 20.4 °C.(Gracia-López y Castelló-Orvay, 1996). Como se puede observar

las temperaturas bajas disminuyeron el crecimiento del pargo amarillo. Sin embargo, el

pargo amarillo puede ser considerado como una especie euritérmica, porque durante el

cultivo resistió un intervalo de temperaturas amplio (17.6 – 30.3 ºC), pero la temperatura

óptima para su crecimiento se encontró entre 25.8 y 29.7 °C. Algo similar han encontrado

para distintas especies como Pagrus major que puede resistir temperaturas del agua de

10 a 29 ºC, pero el rango más adecuado para obtener la mejor tasa crecimiento se


62 CICIMAR-IPN

encuentra entre 17-18 ºC (Watanabe, 1988). Seriola quinqueradiata puede sobrevivir a

temperaturas del agua de 7 a 28 ºC y la temperatura óptima para el crecimiento está entre

24 y 26 ºC (Ikenoue y Kafuku, 1992). Calderer y Cardona (1993), determinaron que

Sparus aurata y Dicentrarchus labrax podían sobrevivir a temperaturas de 4 a 32 ºC y 2 a

30 ºC, pero el óptimo crecimiento lo obtuvieron entre 22-28 ºC y 18-24 ºC. Otro factor que

pudo intervenir en la disminución de tasas de crecimiento en este estudio, fue que el

alimento se suministro en una sola dosis por día. Se ha reportado que incrementando la

frecuencia alimenticia se mejora el crecimiento de los peces (Chua y Teng, 1978). Para

Lutjanus argentimaculatus alimentados dos veces al día, crecieron mejor que los

alimentados una vez al día solamente (Doi y Singhagraiwan, 1993). En Epinephelus

akaara se mostró que a mayor frecuencias alimenticia aumenta la tasa de crecimiento,

una eficiente conversión alimenticia y una alta supervivencia, es decir que la frecuencia

alimenticia presentó una correlación positiva con el crecimiento de los juveniles (Kayano

et al., 1993). La baja frecuencia alimenticia puede causar cambios metabólicos que

disminuyan la asimilación de las proteínas y la acumulación de lípidos en los peces,

provocando una baja conversión de la proteína contenida en la dieta a músculo del pez

(Kayano et al., 1993). Algo similar pudo haber ocurrido con el pargo amarillo, que fue

sometido a una frecuencia de alimentación muy baja (1 vez/día), lo cual pudo provocar

una deficiencia en la asimilación de las proteínas del alimento, disminuyendo las tasas de

crecimiento y aumentando la acumulación de lípidos en los peces.

La biomasa total registrada al finalizar el experimento en la densidad más alta,

fue significativamente mayor (5702 g) que la biomasa total en la densidad menor (2629 g).

Lo anterior demuestra que existe una fuerte relación entre la biomasa total (cosecha final)

y la densidad, de incrementarse con el aumento de la densidad de confinamiento. Estos

resultados están de acuerdo con los obtenidos para otras especies Dicentrarchus labrax

(Papoutsoglou et al., 1998), Salvelinus alpinus (Jorgensen et al., 1993) y Epinephelus


63 CICIMAR-IPN

tauvina (Abdullah et al., 1987). Sin embargo, en otras especies un incremento excesivo de

la densidad reduce la biomasa total, Oreochromis spilurus (Cruz y Ridha, 1989) y

Epinephelus salmoides (Teng y Chua, 1979).

En otros estudios se han reportado altos niveles de producción a densidades de

confinamiento consideradas como óptimas, pasando dicha densidad los niveles de

producción disminuyen (Hengsawat et al., 1997). Mientras los valores de cosecha y/o

biomasa final están directamente relacionados con la densidad de confinamiento, debe de

existir una densidad en la cual la mortalidad es alta por una variedad de causas y las

tasas de crecimiento se reducen. Al parecer la densidad máxima no fue alcanzada en este

estudio ya que la densidad más alta fue relativamente baja (12 peces/m2) en comparación

con las altas densidades (300-400 peces/m3) utilizadas en otros estudios (Abdullah et al.,

1987; Cruz y Ridha, 1989; Watanabe et al., 1990; Hengsawat et al., 1997). Es importante

mencionar, que la aparente relación de la biomasa y la densidad de confinamiento tiene

que ser tratada con cautela. En altas densidades, la mortalidad puede llegar a ser

extremadamente severa, provocando en algunos casos una total perdida de la producción

(Hengsawat et al., 1997). Esta mortalidad extrema, puede ser causada por un gran

número de agentes relacionados a la densidad de organismos; por ejemplo, cambios del

comportamiento o en una rápida dispersión de algún virus patógeno (Cruz y Ridha,

1991).

7.4 Supervivencia de juveniles

El coeficiente de supervivencia del pargo amarillo cultivado en jaulas flotantes, fue

superior al 96% en todas las densidades experimentales. Similarmente, han sido

reportados para esta misma especie, altos coeficientes de supervivencia (Avilés-Quevedo

et al., 1996; Guerrero-Tortolero et al., 1999). Lutjanus argentiventris presentó un alto

porcentaje de supervivencia, si se compara con el obtenido por otras especies cultivadas


64 CICIMAR-IPN

bajo el mismo sistema de cultivo y con una duración de la engorda aproximada, como

Epinephelus salmoides con el 88.8 % (Teng y Chua 1978), Lutjanus peru con 65 %

(Avilés-Quevedo et al., 1996a) y Trachinotus carolinus con 62 % (Gomez-Gaspar, 1987).

Al parecer la densidad de confinamiento no tuvo ningún efecto negativo en la

supervivencia. Jorgensen et al (1993), también reportó efectos similares para Salvelinus

alpinus. Sin embargo, otros estudios han reportado altas mortalidades con el aumento de

la densidad de confinamiento. Tal es el caso de Epinephelus salmoides con el aumento

de la mortalidad (de 93 a 88.8 %) al incrementar la densidad de 60 a 120 peces/m3 (Teng

y Chua, 1979) y Oreochromis niloticus de 50 a 70 peces/m3 (de 83.9 a 57.2 %) (Yi et al.,

1996).

7.5 Comportamiento

Para L. argentiventris, el haber incrementado su crecimiento a medida que

aumentaba la densidad, se podría deber al comportamiento de cardumen y de mayor

apetito mostrado en la densidad más alta (12 peces/m2) con respecto a la más baja (6

peces/m2) probada en este experimento. Aunque no se observó claramente un

comportamiento agresivo, posiblemente el cultivar el pargo amarillo en densidades bajas,

motivo la formación de jerarquías dominantes provocando condiciones estresantes.

Papoutsoglou et al. (1998) indicaron que la lubina (Dicentrarchus labrax) sembradas en

densidades bajas, presentó una disminución en el crecimiento debido a que en estas

densidades los peces se encuentran cultivados bajo condiciones estresantes. Se ha

encontrado que la densidad presenta un profundo efecto sobre las interacciones sociales

y de agresión causantes del estrés en los salmónidos bajo cultivo (Bagley, 1994). Para

soportar esta hipótesis, se encuentra lo reportado por Jorgensen et al. (1993), que

demostraron que para el salmónido (Salvelinus alpinus) su agresividad tendió a decrecer

a medida que aumentó la densidad de confinamiento y los peces colocados en altas


65 CICIMAR-IPN

densidades mostraron un desarrollo más rápido del comportamiento de cardumen que los

sembrados en las densidades bajas.

Más posibles evidencias para la existencia de un factor estresante en los peces de

una baja densidad esta dado por los valores obtenidos en el factor de conversión

alimenticia (FCA), que sugieren que la eficiencia del factor de conversión fue mejorado

bajo densidades altas. Esto tal ves se deba a lo reportado por Brett (1979), quien indicó

que los altos niveles de interacción social pueden afectar el gasto de energía como el

resultado de las elevadas tasas metabólicas.

7.6 Indices de condición y calidad del alimento

En cuanto al factor de conversión alimenticia (FCA) obtenido por lo peces

cultivados en las diferentes densidades, se encontró un valor de 4.33 en la densidad más

baja utilizada, mientras que en la densidad más alta fue de 2.78. Es decir que los pargos

en las densidades bajas aparentemente consumieron más alimento con relación a su

peso ganado. Cabe mencionar, que el aumento del valor del FCA nos indica una

deficiencia en los peces, en el aprovechamiento del alimento para producir biomasa

corporal. Esta misma conducta fue registrada en Dicentrarchus labrax con un aumento en

su FCA de 3.21 a 3.52 con la disminución de la densidad (Papoutsoglou et al., 1998). En

este trabajo, el pargo amarillo presentó una mejor eficiencia del factor de conversión

alimenticio (2.78) en comparación con los resultados obtenidos anteriormente para esta

especie, cultivada en jaulas pero alimentada con pescado fresco (8.79; 8.3)(Avilés-

Quevedo et al., 1996b, Guerrero-Tortolero et al., 1999). Estos incrementos en el factor de

conversión alimenticio en el pargo amarillo alimentado con pescado fresco, tienen una

repercusión directa en la elevada cantidad de humedad que este tipo de alimentos

contiene (70% aprox.), dicha humedad disminuye los porcentaje de nutrientes (% de

proteínas, % de lípidos, etc.) aportados a los peces con este tipo de dietas, en


66 CICIMAR-IPN

comparación con las dietas balanceadas (5% alimento utilizado en este estudio). Sin

embargo, los valores de FCA reportados para Seriola mazatlana (= lalandi) (1.2) por

Benetti y Wilson (1996), para Oreochromis niloticus (1.45) por Yi et al. (1996) y para

Sparus aurata (1.5) por Abellan y García-Alcaraz (1995) fueron más eficientes que los

obtenidos en el pargo amarillo, posiblemente debido a que dichos peces fueron

alimentados con dietas balanceadas especificas para cada uno de ellos y los organismos

en este trabajo se alimentaron con una dieta para trucha. Caso similar fue reportado por

Gatland (1995) quien realizó la engorda de Puntazzo puntazo (una especie en

investigación para ser cultivada), alimentada con alimento balanceado para Sparus

aurata, encontrando un FCA muy similar (3.0) al reportado en este estudio.

Los valores proteicos productivos (PPV) encontrados para el pargo amarillo

en este trabajo mostraron que el valor de la densidad de 6 peces/m2 fue

significativamente menor con 6.51 % a la densidad de 9 peces/m2 con 8.47 %. A pesar

de no encontrar diferencia significativa entre las densidades 6 y 12 peces/m2, si se

encontró una tendencia a aumentar los valores proteicos productivos de 6.51 a 7.50 %,

con el incremento de la densidad. En relación con estos resultados, los valores reportados

para otras especies muestran ser superiores, en Sparus aurata se reportaron valores de

21.96 a 25.57 % (Robaina et al., 1997). Para Siganus guttatus se encontraron valores de

23.19 a 36.03 % (Parazo, 1990). Esta notable disminución en la capacidad de asimilación

en comparación con las especies mencionadas se puedan deberse a que aún no se

conocen las necesidades nutricionales del pargo amarillo y la dieta suministrada (para

trucha), se encuentre lejos de ser la más adecuada para esta especie.

Las tasas de eficiencia proteica (PER), observadas en este estudio, fueron de 0.44

en la densidad de 6 peces/m2 y de 0.69 en la densidad de 12 peces/m2, observándose

una fuerte tendencia en incrementar su eficiencia proteica con el aumento de la densidad,

a pesar de haber sido alimentados con la misma dieta. Esta misma tendencia fue


67 CICIMAR-IPN

reportada para Mystus nemurus, incrementando de 1.67 (densidad baja) a 1.80 (densidad

óptima) (Khan, 1994). La eficiencia proteica del pargo amarillo fue baja en comparación

de lo reportado para Sciaenops ocellatus con 2.44 alimentados con una dieta de 40% de

proteína y 19% de lípidos (Serrano et al., 1992). Para Siganus guttatus se reporto un PER

de 2.02, después de 8 semanas de alimentarlos con una dieta con el 26.2% de proteína y

8.8% en lípidos (Parazo, 1990). En Lates calcarifer se estimó un PER de 2.26 utilizando

una dieta de 35/10 proteína y lípidos (Catacutan y Coloso 1995). Cabe mencionar que la

eficiencia proteica encontrada en las especies anteriores fue determinado utilizando

dietas con un nivel óptimo de proteína y lípidos. En nuestro caso se desconocen los

niveles óptimos para el pargo amarillo, por lo que es posible que la baja eficiencia proteica

se deba a esto.

El intervalo de valores para el factor de condición al finalizar el experimento fue de

2.97 a 3.08. De acuerdo con Ricker (1984), los peces de tipo fusiforme presentan un

crecimiento homogéneo a medida que su valor de FC se acerca a 3. Por lo tanto el

crecimiento observado en esta investigación para las distintas densidades, mostró ser

homogéneo. Al contrastar estos resultados con los obtenido por Grayeb-Del Alamo (2001)

con Paralabrax maculatofasciatus (valores superiores a 3 y que además reportaron que la

cabrilla arenera presentaba grandes cantidades de grasa corporal), se determinó que los

peces de este estudio, aparentemente fueron menos obesos, aunque si presentaban un

ligero exceso de grasa en la cavidad mesentérica y sobre los órganos. Los valores

obtenidos fueron altos si se compara con los de otras especies cultivadas en jaulas, por

ejemplo para el jurel europeo Seriola dumerili se determinó un FC de 1.01. Este valor es

más bajo que los del pargo amarillo, debido a las características morfológicas del jurel,

que es una especie pelágica alargada (Mazzola et al., 2000). Un valor similar (1.54), a los

obtenido para el pargo amarillo, fue determinado para Morone saxatilis X M. chrysops

(Woods et al., 1987).


68 CICIMAR-IPN

7.7 Análisis químico del pargo amarillo

El análisis proximal del cuerpo entero de los peces indicó un incremento en la

cantidad lípidos en los peces al aumentar la densidad de confinamiento. Este aumento

fue de 25.5 % (6 peces/m3) a 39.2 % (12 peces/m3). Khan (1994) reportó incrementos en

la cantidad de grasa en el cuerpo entero del bagre Mystus nemurus al aumentar la

densidad de 4.9 % (195 peces/m3) a 5.75 % (555 peces/m3), pero en menor magnitud que

los presentados en este estudio. Este análisis proximal en los peces también detectó un

incremento en el nivel de grasa del 19.3 % (inicio del experimento), al 39.2 % (densidad

12 peces/m2) después de finalizar la investigación. Al igual que al pargo amarillo se han

reportado para otras especies percoideas carnívoras estos incrementos en el porcentaje

de lípidos bajo la misma densidad de confinamiento. En Epinephelus malabaricus se

encontró un incremento del 8.3 al 16 % después de 50 días de confinamiento (Chen y

Tsai 1994) y de 2.2 al 6.6 % después de 56 días (Shiau y Lan 1996) . Para Lates

calcarifer se determinó un aumento del 15.30 al 22.99 % de lípidos en el cuerpo entero

después de 54 días de cultivo (Catacutan y Coloso 1995). Esta misma tendencia fue

reportada por Pérez et al. (1997) y Robaina et al. (1997). Ambos autores indicaron que el

aumento del nivel de proteína en la dieta, incrementó la cantidad de lípidos depositados

en los peces, hasta obtener peces gordos con grandes cantidades de grasa acumulada.

Sin embargo, Serrano et al. (1992) determinaron que el aumento de lípidos corporales en

Sciaenops ocellatus se produjo con el aumento de lípidos en la dieta, más que la cantidad

de proteína.

El análisis proximal en el músculo también indicó ese aumento significativo del 7.7

al 12.8 % de lípidos al final de ensayo. Dicho incremento en la cantidad de grasa

acumulada en el músculo después de un periodo de cultivo en jaulas también han sido

reportados para el salmón (Teskeredzic y Teskeredzic 1990).


69 CICIMAR-IPN

Durante el presente estudio, la acumulación elevada de lípidos en el cuerpo entero

(aumento del 20% aprox.), fue mayor que la acumulación de lípidos en el músculo

(aumento del 6% aprox.). Esto se debió a que la mayoría de los lípidos fue a parar a la

región abdominal (tejido adiposo). El alimento suministrado en este estudio era rico en

energía y la relación proteína:energía era baja. Los peces que ingirieron más alimento

depositaron el exceso de energía como lípidos. Para Siganus guttatus se determinó que

alimentados con dietas con un nivel energético alto (3832 cal/g), da como resultado un

aumento en el nivel de lípidos corporales (del 5.7% al 26.2%, después de 56 días de

cultivo)(Parazo, 1990).

Por lo tanto el alimento suministrado probablemente superó los requerimientos de

proteína y de energía para el pargo amarillo. Según Shiau y Lan (1996) el incremento de

lípidos en el músculo es ocasionado por un exceso de proteína en la dieta mal

balanceada. Aunque esto actualmente podría beneficiar si se pretende comercializar

estos peces en la comunidad Asiática dentro de los Estados Unidos de Norteamérica, ya

que ellos prefieren filetes frescos con altos contenidos de lípidos.

Se observó una disminución en la proteína de los peces al inicio (86.9 %) y al final

de la investigación (81.6 %) en el músculo. Esto se puede deber al incremento en el

porcentaje de lípidos en el músculo y/o el suministro de una dieta que probablemente no

cubrió los requerimiento nutricionales del pargo amarillo.

Cabe mencionar, que la presente tesis es uno de los primeros trabajos que pudo

incorporar el suministro de una dieta balanceada en el cultivo en jaulas flotantes para una

especie de importancia comercial en México. Así, como su efecto en el crecimiento y

composición proximal de los organismos cultivado en las distintas densidades. Con los

resultados encontrados en esta investigación se requiere continuar con trabajos en el área

de la nutrición para conocer los requerimientos nutricios de esta especie que ha mostrado

ser un organismo con potencial acuacultural.

Mario Alberto Silva Hernández Conclusiones

70 CICIMAR-IPN

8. CONCLUSIONES

En conclusión, los resultados obtenidos en cultivo del pargo amarillo en jaulas

flotantes fueron positivos, al encontrar que el pargo amarillo es un organismo

potencialmente factible de ser cultivado en jaulas flotantes, por presentar altas

supervivencias, resistencia al manejo, aceptar el alimento balanceado, poder ser cultivado

a densidades relativamente altas obteniendo una mejor biomasa por área de cultivo y por

ser un organismo que se adapta fácilmente al cautiverio, sin presentar agresividad ni

territorialismo en densidades altas. Sin embargo, los resultados encontrados en este

trabajo no indicaron los limites superiores de la densidad de confinamiento para el pargo

amarillo cultivado en jaulas flotantes. Pero si generó expectativas positivas al obtener la

mejor biomasa y peso promedio en la densidad más alta probada en este estudio, sin

afectar la supervivencia y con la posibilidad de incrementar las densidades al igual que en

los cultivos comerciales.

El comportamiento de cardumen del pargo amarillo mostrado más notoriamente

en las densidades altas, pudo haber sido factor en las diferencias observadas en los

peces de cada densidad. Esto concluye que Lutjanus argentiventris, dentro del rango de

densidades de confinamiento probadas y al menos en este estadio juvenil, pertenece a la

categoría de los peces que presentan una correlación positiva entre las densidades de

confinamiento y el crecimiento. Otra característica del comportamiento mostrada por esta

especie fue que ocupaban no solamente el fondo de la jaula sino la totalidad de la jaula

desplazando de un punto a otro en el interior de la misma. Por lo tanto para los trabajos

futuros es recomendable establecer las densidades de confinamiento en peces/m3, para

obtener datos más precisos y que se puedan comparar fácilmente con los reportados en

los peces que comparten esta característica.

Mario Alberto Silva Hernández Conclusiones

71 CICIMAR-IPN

La alimentación a base de pienso seco en el pargo amarillo fue adecuada, por la

rápida aceptación de la dieta, la disminución de los costos al no requerir de refrigeración

para preservar una dieta fresca y cabria esperar mejores resultados en el crecimiento,

composición proximal y en la eficiencia alimenticia con la utilización de un pienso

balanceado que reuniera las necesidades nutritivas para esta especie y además se

suministrara en más de una sola dosis al día.

La temperatura fue un factor importante que influyó en el crecimiento de los pargos

amarillos. Encontrándose un incremento en el crecimiento y en el consumo de alimento

con el aumento de la temperatura del agua, siendo su rango de temperatura óptima para

su crecimiento entre 25.8 y 29.7 °C. Sin embargo, el pargo amarillo puede ser

considerado como una especie euritérmica, porque durante el cultivo resistió un intervalo

de temperaturas amplio (17.6 – 30.3 ºC). Lo anterior podría ser utilizado como una táctica

a nuestro favor, seleccionando la zona de cultivo con temperaturas de agua cálida lo

menos extremosa posible y si se planeara cultivar esta especie en jaulas flotantes en la

ensenada de La Paz o en alguna otra zona protegida de la Bahía de La Paz, seria

adecuado iniciar su cultivo en los meses más cálidos tomando como referencia los niveles

de temperatura óptimos para su crecimiento.

Mario Alberto Silva Hernández Recomendaciones

72 CICIMAR-IPN

9.0 RECOMENDACIONES PARA TRABAJOS FUTUROS

Se deberán realizar experimentos adicionales para determinar la densidad óptima

de confinamiento del pargo amarillo en jaulas flotantes, para conocer la densidad máxima

en la cual se obtenga no solo el mejor peso promedio sino la producción de cosecha más

alta manteniendo una buena supervivencia.

Es recomendable realizar estudios que permitan conocer las necesidades

nutricionales del pargo amarillo, con énfasis en la etapa de engorda en jaulas flotantes.

Otros estudios deben de realizarse para determinar los niveles óptimos de

alimentación y de dosificación en diferentes densidades.

La reproducción controlada de esta especie de importancia comercial y con gran

potencial de ser cultivada comercialmente, permitirá mejorar la disponibilidad de los

juveniles adecuados y homogéneos para realizar trabajos de investigación mucho más

representativos que los obtenidos por capturas silvestres. Todo esto nos permitirá realizar

estudios sobre la viabilidad económica del cultivo en jaulas de una especie nativa

candidata a ser cultivada, en la búsqueda de aportar conocimientos científicos y

económicos que puedan desarrollar una industria piscícola consolidada en el Noroeste de

México.

Mario Alberto Silva Hernández Bibliografía

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Mario Alberto Silva Hernández Anexo I

CICIMAR-IPN 88

ANEXO Tabla a) Análisis de regresión y correlación de los parámetros ambientales. Oxígeno disuelto contra temperatura. R= .86719560 R²= .75202820 Ajustado R²= .75030618 F(1,144)=436.71 p<.00000 Error est. estimado : .82371

BETA Error est. B Error est. t(144) P de beta de b

Intersección 15.984020 0.399192 40.040888 0 Temperatura -0.867196 0.041497 -0.356897 0.017078 -20.897636 1.401E-45 Tabla b) Análisis de regresión consumo de alimento contra temperatura. Densidad de 6 peces/m2. R= .96896600 R²= .93889512 Ajustado R²= .93507606 F(1,16)=245.84 p<.00000 Error est. estimado: 169.15


Intersección -2399.9784 229.28156 -10.467385 1.45E-08 TEMP. 0.968966 0.061799 151.823016 9.682935 15.679441 3.92E-11 Densidad de 9 peces/m2. R= .97553422 R²= .95166701 Ajustado R²= .94864620 F(1,16)=315.04 p<.00000 Error est. estimado: 149.24


Intersección -2265.0874 202.29675 -11.196855 5.58E-09 TEMP. 0.975534 0.054962 151.637806 8.5433227 17.7492775 5.98E-12 Densidad de 12 peces/m2. R= .96895187 R²= .93886772 Ajustado R²= .93504695 F(1,16)=245.73 p<.00000 Error est. estimado: 242.72


Intersección -3422.11823 329.00376 -10.401456 1.58E-08 TEMP. 0.968952 0.061812 217.803909 13.894367 15.6756983 3.94E-11


CICIMAR-IPN 89

Consumo de alimento total contra temperatura R= .91684920 R²= .84061245 Ajustado R²= .83754731 F(1,52)=274.25 p<.00000 Error est. estimado: 317.46


Intersección -2695.72803 248.44302 -10.850488 5.75E-15 TEMP. 0.916849 0.055364 173.75491 10.492155 16.5604596 2.2E-22 Tabla c) Pruebas de Kolmogorov-Smirnov de normalidad para la variable peso por densidad y tiempo de vida de los juveniles. Día Densidad N D máxima p día 0 6 81 0.054 p > .15 día 0 9 123 0.088 p > .20 día 0 12 162 0.057 p > .20 día 30 6 81 0.063 p > .20 día 30 9 123 0.065 p > .20 día 30 12 162 0.073 p > .20 día 61 6 81 0.121 p < .20 día 61 9 123 0.078 p > .20 día 61 12 161 0.085 p < .20 día 91 6 80 0.108 p > .20 día 91 9 123 0.091 p > .20 día 91 12 160 0.061 p > .20 día 122 6 79 0.078 p > .20 día 122 9 121 0.069 p > .20 día 122 12 157 0.097 p < .15 día 153 6 79 0.082 p > .20 día 153 9 121 0.070 p > .20 día 153 12 157 0.084 p > .20 día 182 6 79 0.062 p > .20 día 182 9 120 0.052 p > .20 día 182 12 156 0.069 p > .20 Tabla d) Pruebas de Kolmogorov-Smirnov de normalidad para la variable longitud patrón por densidad y tiempo de vida de los juveniles. Día Densidad N D máxima p día 0 6 81 0.130 p > .20 día 0 9 123 0.117 p < .10 día 0 12 162 0.118 p < .10 día 30 6 81 0.092 p > .20 día 30 9 123 0.069 p > .20 día 30 12 162 0.098 p < .10 día 61 6 81 0.104 p > .20


CICIMAR-IPN 90

día 61 9 123 0.066 p > .20 día 61 12 161 0.070 p > .20 día 91 6 80 0.080 p > .20 día 91 9 123 0.084 p > .20 día 91 12 160 0.097 p < .10 día 122 6 79 0.095 p > .20 día 122 9 121 0.062 p > .20 día 122 12 157 0.074 p > .20 día 153 6 79 0.068 p > .20 día 153 9 121 0.073 p > .20 día 153 12 157 0.101 p < .10 día 182 6 79 0.091 p > .20 día 182 9 120 0.077 p > .20 día 182 12 156 0.093 p < .15 Tabla e) Prueba de Levine de homogeneidad de la varianza entre replicas de la variable peso. Día Densidad SC efecto gl CM efecto SC error gl CM error F p día 0 6 86.6247 2 43.3123 474.0702 78 6.0778 7.1263 0.0014 día 0 9 3.7649 2 1.8824 1009.7341 120 8.4145 0.2237 0.7999 día 0 12 43.6384 2 21.8192 1237.8933 159 7.7855 2.8025 0.0637 día 30 6 37.6206 2 18.8103 1545.3196 78 19.8118 0.9494 0.3914 día 30 9 81.0219 2 40.5109 3229.0315 120 26.9086 1.5055 0.2261 día 30 12 18.3388 2 9.1694 3563.1477 159 22.4097 0.4092 0.6649 día 61 6 68.4920 2 34.2460 2593.9073 78 33.2552 1.0298 0.3619 día 61 9 121.0792 2 60.5396 5539.1503 120 46.1596 1.3115 0.2732 día 61 12 56.0765 2 28.0383 5849.6722 158 37.0232 0.7573 0.4706 día 91 6 43.1045 2 21.5522 3938.3206 77 51.1470 0.4214 0.6576 día 91 9 102.6456 2 51.3228 9214.9725 120 76.7914 0.6683 0.5145 día 91 12 21.2807 2 10.6404 10003.9550 157 63.7195 0.1670 0.8464 día 122 6 12.6635 2 6.3318 3389.2051 76 44.5948 0.1420 0.8679 día 122 9 133.6788 2 66.8394 11040.9287 118 93.5672 0.7143 0.4916 día 122 12 6.7042 2 3.3521 12172.7273 154 79.0437 0.0424 0.9585 día 153 6 84.7687 2 42.3844 5259.9926 76 69.2104 0.6124 0.5447 día 153 9 198.1744 2 99.0872 16248.4072 118 137.6984 0.7196 0.4891 día 153 12 32.0531 2 16.0265 16265.2929 154 105.6188 0.1517 0.8593 día 182 6 102.3704 2 51.1852 5833.4318 76 76.7557 0.6669 0.5163 día 182 9 146.1835 2 73.0918 19692.3429 117 168.3106 0.4343 0.6488 día 182 12 33.9252 2 16.9626 22193.5150 153 145.0557 0.1169 0.8897 Tabla f) Prueba de Levine de homogeneidad de la varianza entre replicas de la variable longitud patrón. Día Densidad SC efecto gl CM efecto SC error gl CM error F p día 0 6 0.0111 2 0.0056 4.6273 78 0.0593 0.0939 0.9104


CICIMAR-IPN 91

día 0 9 0.1740 2 0.0870 7.6860 120 0.0641 1.3584 0.2610 día 0 12 0.0008 2 0.0004 11.9142 159 0.0749 0.0050 0.9950 día 30 6 0.2773 2 0.1386 8.6057 78 0.1103 1.2565 0.2903 día 30 9 0.3598 2 0.1799 18.1516 120 0.1513 1.1894 0.3080 día 30 12 0.0655 2 0.0327 20.8998 159 0.1314 0.2490 0.7799 día 61 6 0.3725 2 0.1862 10.6231 78 0.1362 1.3675 0.2608 día 61 9 0.9701 2 0.4850 20.6280 120 0.1719 2.8217 0.0635 día 61 12 0.0101 2 0.0051 26.3095 158 0.1665 0.0304 0.9700 día 91 6 0.4033 2 0.2016 13.5089 77 0.1754 1.1493 0.3222 día 91 9 0.4170 2 0.2085 24.6182 120 0.2052 1.0162 0.3650 día 91 12 0.0295 2 0.0148 27.3086 157 0.1739 0.0848 0.9187 día 122 6 0.5261 2 0.2630 11.1318 76 0.1465 1.7958 0.1730 día 122 9 0.6937 2 0.3468 36.1515 118 0.3064 1.1321 0.3258 día 122 12 0.0697 2 0.0348 35.1375 154 0.2282 0.1527 0.8585 día 153 6 0.1594 2 0.0797 12.6715 76 0.1667 0.4779 0.6219 día 153 9 0.9087 2 0.4544 41.2846 118 0.3499 1.2986 0.2768 día 153 12 0.1725 2 0.0862 41.4803 154 0.2694 0.3202 0.7265 día 182 6 0.0268 2 0.0134 17.9067 76 0.2356 0.0568 0.9448 día 182 9 0.5338 2 0.2669 48.7545 117 0.4167 0.6405 0.5289 día 182 12 0.0778 2 0.0389 46.8751 153 0.3064 0.1269 0.8809 Tabla g) Análisis de varianza con respecto al peso de los peces por fecha. Día SC efecto gl CM efecto SC error gl CM error F p día 0 34.1921 2 17.0960 9290.6217 363 25.5940 0.6680 0.5134 día 30 591.4575 2 295.7287 23060.7121 363 63.5281 4.6551 0.0101 día 61 810.2383 2 405.1192 43234.8080 362 119.4332 3.3920 0.0347 día 91 207.0350 2 103.5175 67456.6194 360 187.3795 0.5524 0.5760 día 122 921.3875 2 460.6937 80798.5515 354 228.2445 2.0184 0.1344 día 153 1025.3319 2 512.6660 116107.3696 354 327.9869 1.5631 0.2109 día 182 5218.8979 2 2609.4490 150039.0026 352 426.2472 6.1219 0.0024 Tabla h) Análisis de varianza con respecto a la longitud patrón de los peces por fecha. Día SC efecto gl CM efecto SC error gl CM error F p día 0 2.6730 2 1.3365 71.1606 363 0.1960 6.8178 0.0012 día 30 4.6010 2 2.3005 141.9206 363 0.3910 5.8841 0.0031 día 61 2.8465 2 1.4233 178.0794 362 0.4919 2.8932 0.0567 día 91 0.4254 2 0.2127 206.7272 360 0.5742 0.3704 0.6907 día 122 1.1077 2 0.5539 241.8687 354 0.6832 0.8106 0.4454 día 153 0.8736 2 0.4368 282.2254 354 0.7972 0.5479 0.5787 día 182 4.3296 2 2.1648 340.3800 352 0.9670 2.2387 0.1081


CICIMAR-IPN 92

Tabla i) Pruebas LSD de comparaciones pareadas del peso de los peces según la densidad. DIA 30

{1} {2} {3} M=53.659 M=56.896 M=54.673

6 {1} 0.004781 0.3503249 {2} 0.004781 0.020210

12 {3} 0.350324 0.020210

DIA 61

{1} {2} {3}

M=74.484 M=73.539 M=70.995 6 {1} 0.546093 0.0196549 {2} 0.546093 0.052716

12 {3} 0.019654 0.052716 DIA 182

{1} {2} {3} M=99.855 M=107.85 M=109.66

6 {1} 0.007851 0.0006529 {2} 0.007851 0.471154

12 {3} 0.000652 0.471154 Tabla j) Pruebas LSD de comparaciones pareadas de la longitud patrón de los peces según la densidad. DIA 0

{1} {2} {3} M=10.799 M=10.963 M=11.020

6 {1} 0.010099 0.0002719 {2} 0.010099 0.276008

12 {3} 0.000271 0.276008 DIA 30

{1} {2} {3} M=11.885 M=12.183 M=12.010

6 {1} 0.000965 0.1436709 {2} 0.000965 0.021217

12 {3} 0.143670 0.021217


CICIMAR-IPN 93

Tabla k) Análisis de covarianza entre las pendientes del crecimiento en peso del modelo de crecimiento Y=aebx para las densidad de confinamiento.

Densidad S x2 S xy S y2 n b SC residual gl residualDensidad 6 125963.24 3476.84 17.76 479 0.0039 45.937 477 Densidad 9 191571.17 6004.58 38.76 731 0.0042 74.845 729 Densidad 12 250354.90 8558.64 52.56 953 0.0044 101.948 951 REG ESTIM 222.648 2157 REG COMUN 567889.32 18036.08 107.1 0.00416 224.573 2158 REG TOTAL 2163 2161 F calculada 1.98347 F (0.05,2,2157) 3 Bc 0.005346 Tabla l) Análisis de Kruskal – Wallis del porcentaje de supervivencia (SUP) entre las densidades. H ( 2, N= 9) = .6666674 p =.7165

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 16Grupo 2 9 3 17Grupo 3 12 3 12 Tabla m) Análisis de Kruskal – Wallis entre los índices de crecimiento por densidad. 1.- Peso ganado (PG) H ( 2, N= 9) = 8.000000 p =.0183

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 6Grupo 2 9 3 15Grupo 3 12 3 24 2.- Biomasa total (Bt) H ( 2, N= 9) = 7.200000 p =.0273

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 6Grupo 2 9 3 15Grupo 3 12 3 24


CICIMAR-IPN 94

3.- Ganancia en biomasa (G) H ( 2, N= 9) = 7.200000 p =.0273

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 6Grupo 2 9 3 15Grupo 3 12 3 24 4.- Tasa de crecimiento absoluto (TCA) H ( 2, N= 9) = 2.488889 p =.2881

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 9Grupo 2 9 3 17Grupo 3 12 3 19 5.- Tasa de crecimiento especifica (SGR) H ( 2, N= 9) = 2.755556 p =.2522

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 9Grupo 2 9 3 16Grupo 3 12 3 20 Tabla n) Análisis de Kruskal – Wallis entre los índices de condición por densidad. 1.- Factor de conversión alimenticia (FCA) H ( 2, N= 9) = 5.422221 p =.0665

Código N Suma de rangos

Grupo 1 6 3 24.0Grupo 2 9 3 10.0Grupo 3 12 3 11.0 2.- Valor proteico productivo (PPV) H ( 2, N= 9) = 6.488887 p =.0390

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 7Grupo 2 9 3 24Grupo 3 12 3 14


CICIMAR-IPN 95

3.- Tasa de eficiencia proteica (PER) H ( 2, N= 9) = 5.422221 p =.0665

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 6Grupo 2 9 3 20Grupo 3 12 3 19 4.- Factor de condición (FC) H ( 2, N= 9) = 5.600000 p =.0608

Código N Suma de rangos Grupo 1 6 3 6Grupo 2 9 3 18Grupo 3 12 3 21 Tabla o) Análisis de Tukey no paramétrico de los índices de crecimiento en función de la densidad. 1.- Peso ganado (PG)

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 4.74 1.899 3.314Den. 6 Vs. Den. 12 18 4.74 3.797 3.314Den. 9 Vs. Den. 12 9 4.74 1.899 3.314 2.- Biomasa total (Bt)

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 4.74 1.899 3.314Den. 6 Vs. Den. 12 18 4.74 3.797 3.314Den. 9 Vs. Den. 12 9 4.74 1.899 3.314 3.- Ganancia en biomasa (G)

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 4.74 1.899 3.314Den. 6 Vs. Den. 12 18 4.74 3.797 3.314Den. 9 Vs. Den. 12 9 4.74 1.899 3.314 Tabla p) Análisis de Tukey no paramétrico de los índices de condición en función de la densidad. 1.- Valor proteico productivo (PPV)

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 17 4.74 3.586 3.314Den. 6 Vs. Den. 12 7 4.74 1.477 3.314Den. 9 Vs. Den. 12 10 4.74 2.11 3.314


CICIMAR-IPN 96

Tabla q) Análisis de Kruskal-Wallis entre la composición proximal de los peces por densidad (para el pescado entero y músculo). 1.- Proteína en el pescado entero. H ( 3, N= 12) = 10.45775 p =.0151

Código N Suma de rangosGrupo 1 Inicial 3 33Grupo 2 6 3 24Grupo 3 9 3 15Grupo 4 12 3 6

2.- Extracto etéreo en el pescado entero. H ( 3, N= 12) = 10.38461 p =.0156


3.- Cenizas en el pescado entero. H ( 3, N= 12) = 10.42105 p =.0153


4.- Energía en el pescado entero H ( 3, N= 12) = 7.820510 p =.0499


5.- Proteína en el músculo. H ( 3, N= 12) = 9.461538 p =.0238



CICIMAR-IPN 97

6.- Extracto etéreo en el músculo. H ( 3, N= 12) = 10.38461 p =.0156


7.- Cenizas en el músculo H ( 3, N= 12) = 6.921634 p =.0745


8.- Energía en el músculo. H ( 3, N= 12) = 10.38461 p =.0156


Tabla r) Análisis de Tukey no paramétrico de la composición proximal en función de la densidad. 1.- Proteína en el pescado entero.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 6.24 1.44 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 18 6.24 2.88 3.633Den. 6 Vs. Inicial 9 6.24 1.44 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 9 6.24 1.44 3.633Den. 9 Vs. Inicial 18 6.24 2.88 3.633Den. 12 Vs. Inicial 27 6.24 4.33 3.633 2.- Extracto etéreo en el pescado entero.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 6.24 1.442 3.633


CICIMAR-IPN 98

Den. 6 Vs. Den. 12 18 6.24 2.885 3.633Den. 6 Vs. Inicial 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Inicial 18 6.24 2.885 3.633Den. 12 Vs. Inicial 27 6.24 4.327 3.633 3.- Cenizas en el pescado entero.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 6.24 1.442 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 18 6.24 2.885 3.633Den. 6 Vs. Inicial 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Inicial 18 6.24 2.885 3.633Den. 12 Vs. Inicial 27 6.24 4.327 3.633 4.- Energía en el pescado entero

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 4 6.24 0.641 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 23 6.24 3.686 3.633Den. 6 Vs. Inicial 11 6.24 1.763 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 19 6.24 3.045 3.633Den. 9 Vs. Inicial 7 6.24 1.122 3.633Den. 12 Vs. Inicial 12 6.24 1.923 3.633 5.- Proteína en el músculo.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 3 6.24 0.481 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 12 6.24 1.923 3.633Den. 6 Vs. Inicial 15 6.24 2.404 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 15 6.24 2.404 3.633Den. 9 Vs. Inicial 12 6.24 1.923 3.633Den. 12 Vs. Inicial 27 6.24 4.327 3.633 6.- Extracto etéreo en el músculo.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 18 6.24 2.885 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 9 6.24 1.442 3.633Den. 6 Vs. Inicial 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 9 6.24 1.442 3.633Den. 9 Vs. Inicial 27 6.24 4.327 3.633Den. 12 Vs. Inicial 18 6.24 2.885 3.633


CICIMAR-IPN 99

7.- Energía en el músculo.

RB-RA SE q q(0.05,inf., 4)Den. 6 Vs. Den. 9 9 6.24 1.442 3.633Den. 6 Vs. Den. 12 9 6.24 1.442 3.633Den. 6 Vs. Inicial 18 6.24 2.885 3.633Den. 9 Vs. Den. 12 18 6.24 2.885 3.633Den. 9 Vs. Inicial 27 6.24 4.327 3.633Den. 12 Vs. Inicial 9 6.24 1.442 3.633

Mario Alberto Silva Hernández Anexo II

CICIMAR-IPN 100

ANEXO II Tabla 1. Especies marinas de interés comercial cultivadas en jaulas flotantes.

Especie Org/m3 Org/m2 Kg/m3 Dimensión(m)

Volumen(m3)

Peso inicial

(g)

Peso Final (g)

Tiempo(días)

Super(%) Referencia

8.7 3x3x2h 13.5 29.7 278.84 365 95.76 Avilés-Quevedo et al.,1996b.

6 1x1x1h 1.0 17 64 125 65 Guerrero-Tortolero et al., 1999. Lutjanus argentiventris 12 3x1.5x2h 9 42.54 109.66 180 96.3 Este trabajo

L. argentimaculatus 6 2.5x2.5x3.5 25 34 963 300 96.8 Doi y Siinghagraiwan 1993.

L. jocu 25 1.4x4x1.3h 5 102.6 123 28 100 Costa et al., 1998 L. synagris 40 1.4x4x1.3h 5 52.25 64.55 28 100 Costa et al., 1998

L. aratus 6.4 3x3x2h 13.5 240.6 1180 365 97.67 Avilés-Quevedo et al.,1996b.

L. peru 4 3x3x2h 13.5 234.2 1116 397 65 Avilés-Quevedo et al.,1996a.

Seriola mazatlana 25 ? 18 10 1000 180 90 Benetti y Wilson 1993.

S. dumerili 10 4.5 ∅ x 5h 75 48 1149 120 100 Mazzola et al., 2000.

Sciaenops ocellatus 37 ? 9 56 623 302 42 Davis et al., 1989.

Pogonias cromis 50 ? 6 48.1 179.5 195 87 Ojeda y Strawn 1980.

Oncorhynchus masou 20 4x4x6h 96 50 458 210 92 Teskeredzic y Teskeredzic 1990.

Salmo gardneri =(O. Mikkys) 150 2x1.5x1.5h 4.5 22 245.8 147 96 Trzebiatowski et al., 1981.

Tarpon atlanticus 5 4x5x1h 18 83.83 127.8 30 100 Costa et al., 1998

Trachinotus carolinus 20 4x4x3h 50 1.37 391.36 365 62 Gomez-Gaspar, 1987.

Epinephelus salmoides

(=malabaricus) 60 1.5x1.5x1.6 3.3 26.6 135.2 70 88.8 Teng y Chua 1979.

E. tauvina 400 7x1.5x0.6h 6 17.1 63.7 52 98 Abdullah et al., 1987.


CICIMAR-IPN 101

Tabla 2. Efecto de la densidad de confinamiento sobre el peso promedio de los peces en cultivo. DENSIDAD ESPECIE

Org/m3 Org/m2 Kg/m3 Kg/m2 Efecto

Densidad (correlación)

Mejor Densidad

(Peso)

Juveniles Nivel Producción

Referencia

6,9,12 negativa 6 silvestres Investiga. Guerrero-Tortolero et al.,1999 L. argentiventris 6,9,12 positiva 12 silvestres Investiga. Este trabajo

L. argentimaculatus 6,50,60,110,152 negativa 6 silvestre piloto Doi y Singhagraiwan 1993.

Sparus aurata .35,1.3,3.2 negativa .35 laboratorio comercial Canario et al., 1998. Epinephelus salmoides 15,30,60,120 significativa 60 silvestre comercial Teng y Chua 1979.

Scophthalmus maximus .7,1.1, 1.5,1.8 negativa .7 laboratorio comercial Irwin et al., 1999.

Oncorhynchus mykiss 265,415,715 negativa 265 laboratorio comercial Holm et al., 1990. Dicentrarchus labrax 16,33,65,130 positiva 130 laboratorio comercial Papoutsoglou et al., 1998. Pagrus pagrus 50,100 negativa 50 laboratorio comercial Maragoudaki et al., 1999.

200,400 No significati. 400 laboratorio piloto Abdullah et al., 1987. Epinephelus tauvina

5,20,60 negativa 5 laboratorio Investiga. Abdullah et al., 1987. Morone saxatilis X M. chrysops 100,150,200 negativa 100 laboratorio Investiga. Woods et al., 1983.

Oreochromis espilurus 100,200,300 No significati. 200 laboratorio comercial Cruz y Ridha 1989. O. niloticus 30,40,50,60,70 significativa 50 laboratorio comercial Yi et al., 1996. Oreochromis sp. 100,200,300 No significati. 300 laboratorio comercial Watanabe et al., 1990. Clarias gariepinus 50,100,150,200 negativa 50 laboratorio comercial Hengsawat et al., 1997. Hippoglossus hipoglossus 11,22,

33 negativa 11 laboratorio piloto Björnsson, 1994.

Salvelinus alpinus 15,60,120 positiva 120 laboratorio piloto Jorgensen, 1993. Salmo gairdneri 150,600,900 negativa 150 laboratorio comercial Trzebiatowski et al., 1981. Colossoma sp. 15,30,45,60 negativa 15-30 laboratorio piloto DelCarratore et al., 1998. Sciaenops ocellatus 37,73 No significati. 73 laboratorio Piloto Davis et al., 1989. Paralabrax maculatofa. .3,.6,.9 negativa .3 laboratorio Investiga. Grayeb-Del Alamo, 2001.


CICIMAR-IPN 102

Tabla 3. Comparación de los índices de crecimiento y del alimento para los peces en cultivo.

ESPECIE

Peso inicial

(g) Peso final

(g) Tiempo (días) FC TCA

(g/día) SGR

(%/día) FCA Alimento REFERENCIA

29.7 308.54 365 1.74 0.83 ? 8.79 Fresco Avilés-Quevedo et al., 1996b.

17 64 125 ? 0.52 ? 8.3 Fresco Guerrero-Tortolero et al., 1999 L. argentiventris

42.54 109.66 182 3.0 0.37 0.53 2.78 balanceado Este trabajo

L. argentimaculatus 34 963 300 ? 3.09 ? 10.8 fresco Doi y Singhagraiwan 1993.

L. aratus 240.6 1180.1 365 1.6 2.57 ? 8.8 fresco Avilés-Quevedo et al., 1996b.

L.peru 234.2 1116 397 2.7 2.8 ? 7.98 fresco Avilés-Quevedo et al., 1996a.

L. jocu 102.6 123 28 ? 0.7 ? 14.4 balanceado Costa et al., 1998.

L. synagris 52.25 64.55 28 ? 0.44 ? 12.4 balanceado Costa et al., 1998.

Sciaenops ocellatus 56 623 302 ? 1.9 ? 8.7 balanceado Davis et al., 1989.

Sparus aurata 20 185 219 ? 1.02 ? 1.5 balanceado Abellan y García 1995.

20 122 225 ? 0.8 ? 5.0 balanceado Abellan y García 1995. Puntazzo puntazzo

0.55 377 870 ? 0.43 ? 3.0 balacaedo Gatland, 1995.

Dicentrarchus labrax 6.6 27.6 168 ? ? 3.21 ? balanceado Papoutsoglou et al., 1998.

Epinephelus salmoides 26.6 135.2 70 2.31 0.8 ? 3.49 fresco Teng y Chua 1978.

E. tauvina 17.1 63.7 52 1.96 0.9 ? ? balanceado Abdullah et al., 1987.

Pagrus pagrus 15 280 360 ? 1.36 1.39 2.5 balanceado Kentouri et al., 1995.

Morone saxatilis X M. chrysops 44.6 352 220 1.54 1.4 ? 1.58 balanceado Woods et al., 1987.

Pogonias cromis 48.1 179.5 195 ? 0.82 ? 3.7 balanceado Ojeda y Strawn 1980.

Seriola mazatlana 10 1000 180 ? 5.5 ? 1.2 balanceado Benetti y Wilson 1996.

S. dumerili 48 1148 120 1.01 7.93 ? 1.22 fresco Mazzola et al., 2000.

Paralabrax maculatofasciatus 22.1 48.3 151 3.3 0.17 0.52 2.44 balanceado Grayeb-Del Alamo, 2001.


CICIMAR-IPN 103

Tabla 3. Continuación.

ESPECIE

Peso inicial

(g) Peso final

(g) Tiempo (días) FC TCA

(g/día)SGR

(%/día)

FCA Alimento REFERENCIA

Oreochromis sp. 8.78 176.8 84 2.6 1.94 3.54 1.88 balanceado Watanabe et al., 1990.

O. spilurus 42.87 124.7 75 ? 1.15 1.57 2.32 balanceado Cruz y Ridha 1989.

O. niloticus 148 561 90 ? 4.6 ? 1.45 balanceado Yi et al., 1996.

Oncorhynchus masou rhodurus 50 458 210 1.17 1.94 ? ? balanceado Teskeredzic y Teskeredz. 1990.

Lethrinus nebulosus 28.3 600 365 ? 1.56 ? 3.2 balanceado Shokita et al., 1991.

Acanthopagrus sivicolus 20 150 360 ? ? 1.58 ? balanceado Shokita et al., 1991.

Chaetodipterus faber 0.21 326.97 365 ? 0.76 ? 6-10 fresco Gomez y Larez 1984.

Scophthalmus maximus 8.62 37.7 45 ? 0.5 4.38 ? balanceado Irwin et al., 1999.

Mario Alberto Silva Hernández Anexo III

CICIMAR-IPN 104

ANEXO III

Mario Alberto Silva Hernández Anexo III

CICIMAR-IPN 105

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T E S I S MAESTRO EN CIENCIAS - tesis.ipn.mxtesis.ipn.mx/jspui/bitstream/123456789/1311/1/Tesis Mario Silva.pdf · de tesis mi mas sincero reconocimiento y que Dios te tenga en su