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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
Evaluación de indicadores de actividad microbiana en un suelo
agrícola bajo dos tipos de labranza y niveles de fertilización
Trabajo de titulación previo a la obtención del Título de Ingeniera
Agrónoma
AUTORA: Pacheco Licta Katherine Alexandra
TUTORA: Ph. D. Soraya Patricia Alvarado Ochoa
Quito, 2019
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, KATHERINE ALEXANDRA PACHECO LICTA en calidad de autora y titular de los
derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación: EVALUACIÓN DE INDICADORES
DE ACTIVIDAD MICROBIANA EN UN SUELO AGRÍCOLA BAJO DOS TIPOS DE
LABRANZA Y NIVELES DE FERTILIZACIÓN, modalidad presencial, de conformidad con el
Art. 144 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS,
CREATIVIDAD E INNOVACIÓN.
Concedo a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y
no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos.
Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la norma
citada.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización y
publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto
en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de
expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por
cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la universidad de
toda responsabilidad.
____________________________
Pacheco Licta Katherine Alexandra
C.C.: 0504059742
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR/A
En mi calidad de Tutora del Trabajo de Titulación, presentado por KATHERINE ALEXANDRA
PACHECO LICTA, para optar por el Grado de Ingeniera Agrónoma; cuyo título es:
EVALUACIÓN DE INDICADORES DE ACTIVIDAD MICROBIANA EN UN SUELO
AGRÍCOLA BAJO DOS TIPOS DE LABRANZA Y NIVELES DE FERTILIZACIÓN, considero
que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación
pública y evaluación por parte del tribunal examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 14 días del mes de junio de 2019.
________________________
Soraya Alvarado Ochoa, Ph. D.
DOCENTE-TUTORA
CC: 0301321956
iv
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
EVALUACIÓN DE INDICADORES DE ACTIVIDAD MICROBIANA EN
UN SUELO AGRÍCOLA BAJO DOS TIPOS DE LABRANZA Y
NIVELES DE FERTILIZACIÓN
INFORME CORREGIDO Y APROBADO PARA GRADO ORAL
Soraya Alvarado Ochoa, Ph. D. _______________________
TUTORA DE LA INVESTIGACIÓN
Ing. Agr. Fabián Montesdeoca _______________________
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. Agr. Juan Pazmiño _______________________
PRIMER VOCAL DEL TRIBUNAL
Lcda. María Eugenia Ávila, MSc. _______________________
SEGUNDO VOCAL DEL TRIBUNAL
v
DEDICATORIA
Este trabajo de titulación lo dedico a mi madre, por
ser la persona más importante en mi vida y por
haberme estado guiando siempre por el mejor
camino, gracias por el amor incondicional mamá
querida. Te amo.
A Dayancita por ser una gran amiga, compañera
y hermana.
A Mabel por estar apoyándome siempre y
brindándome sus consejos.
A Jessica por ser la negra de mi vida, te quiero
mucho.
A Marco por estar juntos en nuestro proyecto de
titulación, y por ser mi confidente en los días
grises que se nos presentaron en el camino.
A Dani por brindarme su amor, ser una gran
amiga y enseñarme muchas cosas de la vida.
A mi tía Piedad por estar junto a mí, en este
proceso de preparación universitaria.
A mi Tati por confiar siempre en mí y por todas
sus muestras de amor que son incontables.
vi
AGRADECIMIENTO
A Dios por las bendiciones que he recibido a lo largo de mi vida personal y profesional.
A la Universidad Central del Ecuador y docentes de la Facultad de Ciencias Agrícolas ya
que me transmitieron sus conocimientos de la mejor manera en el transcurso de la carrera.
A mi tutora la Dra. Soraya Alvarado quien supo guiarme de la mejor manera, en la redacción
de este trabajo de investigación.
Al Ing. Juan Pazmiño quien siempre me brindó su ayuda para el análisis e interpretación de
los datos de este trabajo escrito.
Al Laboratorio de Química Agrícola y Suelos, por la disposición de todos sus materiales y
técnicos del laboratorio que siempre nos brindaron su ayuda para la realización de la
investigación de este trabajo.
Al Dr. Rivera; Ing. Sosa por la guía y ayuda en el Laboratorio de Química Agrícola y Suelos
de la Facultad de Ciencias Agrícolas.
Al Programa de Doctorado en Ciencias de Recursos Naturales Universidad de la Frontera, Chile.
A la MSc. María Eugenia Ávila por ser un apoyo incondicional en el transcurso del trabajo
de investigación.
vii
ÍNDICE DE CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................ 1
2. REVISIÓN DE LITERATURA ......................................................................................... 3
2.1. La erosión en suelos del Ecuador ............................................................................ 3
2.2. Alternativas de manejo y conservación de suelos .................................................... 4
2.3. Indicadores de calidad de suelos ............................................................................. 6
2.3.1. Respiración microbiana .................................................................................... 6
2.3.2. Biomasa microbiana ......................................................................................... 7
2.3.3. Carbono orgánico y N total ............................................................................... 8
2.3.4. Fauna del suelo ................................................................................................ 9
3. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................................ 11
3.1. Ubicación ............................................................................................................... 11
3.2. Materiales .............................................................................................................. 11
3.2.1. Material experimental ..................................................................................... 11
3.2.2. Materiales de laboratorio ................................................................................ 11
3.3. Reactivos ............................................................................................................... 11
3.4. Equipos ................................................................................................................. 12
3.5. Métodos ................................................................................................................. 12
3.5.1. Toma de muestras .......................................................................................... 12
3.5.2. Procesamiento de muestras ........................................................................... 12
3.5.3. Factores en estudio ........................................................................................ 12
3.5.4. Tratamientos................................................................................................... 13
3.5.5. Características de la unidad experimental en campo ...................................... 13
3.5.6. Distribución de los tratamientos en el campo .................................................. 13
3.5.7. Diseño experimental ....................................................................................... 13
3.5.8. Manejo específico del experimento de campo ................................................ 14
3.5.9. Variables ........................................................................................................ 14
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... 18
viii
5. CONCUSIONES ........................................................................................................... 34
6. RECOMENDACIONES ................................................................................................. 36
7. RESUMEN .................................................................................................................... 37
8. SUMMARY ................................................................................................................... 39
9. REFERENCIAS ............................................................................................................ 41
10. ANEXOS ................................................................................................................... 46
ix
LISTA DE CUADROS
Cuadro 1. Técnicas de conservación de suelos. ................................................................... 5
Cuadro 2. Clasificación primaria de la fauna del suelo. ....................................................... 10
Cuadro 3. Tratamientos experimentales para evaluar el efecto de labranza y fertilización sobre
la actividad microbiana del suelo. ........................................................................................ 13
Cuadro 4. ANOVA del experimento para el cultivo de fréjol. ............................................... 14
Cuadro 5. ANOVA del experimento para los cultivos de amaranto y maíz. ......................... 14
Cuadro 6. Análisis de normalidad para las variables evaluadas en los cultivos de Fréjol,
Amaranto y Maíz. ................................................................................................................. 18
Cuadro 7. ANOVA para las variables en estudio en los cultivos de fréjol, amaranto y maíz.19
Cuadro 8. Prueba de significancia Scheffé p<0.05 y promedios para las variables en estudio
en los cultivos de fréjol, amaranto y maíz. ........................................................................... 20
Cuadro 9. Correlación de Pearson para las variables en estudio bajo los cultivos de fréjol,
amaranto y maíz. ................................................................................................................. 22
x
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Humedad del suelo bajo el cultivo de fréjol. ........................................................ 23
Gráfico 2. Porosidad del suelo bajo el cultivo de fréjol. ...................................................... 26
Gráfico 3. Nitrógeno total en el suelo bajo el cultivo de fréjol. ............................................. 28
Gráfico 4. Biomasa microbiana del suelo bajo el cultivo de fréjol. ....................................... 30
Gráfico 5. Biomasa microbiana en el suelo bajo el cultivo de amaranto. ............................. 31
Gráfico 6. Biomasa microbiana en el suelo bajo el cultivo de maíz. .................................... 32
Gráfico 7. Respiración microbiana en el suelo bajo el cultivo de fréjol. ............................... 33
xi
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Características de la unidad experimental. ........................................................... 46
Anexo 2. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de fréjol. ............................................................................................ 46
Anexo 3. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de amaranto. ..................................................................................... 47
Anexo 4. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de maíz. ............................................................................................ 48
Anexo 5. Manejo específico del experimento de campo. ..................................................... 48
Anexo 6. Fórmula para calcular humedad ........................................................................... 50
Anexo 7. Metodología de densidad aparente. ..................................................................... 50
Anexo 8. Metodología de densidad real. ............................................................................. 51
Anexo 9. Metodología de biomasa microbiana .................................................................... 52
Anexo 10. Metodología de respiración microbiana .............................................................. 57
xii
TÍTULO: Evaluación de indicadores de actividad microbiana en un suelo agrícola
bajo dos tipos de labranza y niveles de fertilización.
Autor: Katherine Alexandra Pacheco Licta
Tutora: Soraya Patricia Alvarado Ochoa
RESUMEN
La biomasa microbiana (BM) y la respiración microbiana (RM) son indicadores biológicos de
la calidad de un suelo que permiten cuantificar la actividad microbiana del mismo, la cual es
influenciada por factores como clima, propiedades físicas y químicas, y el manejo agronómico
del suelo. La presente investigación estudió la BM y la RM de un suelo agrícola bajo labranza
convencional y siembra directa con cuatro niveles de fertilización (F0, F1, F2 y F3), y tres cultivos
[fréjol (Phaseolus vulgaris L.), amaranto (Amaranthus app L.) y maíz (Zea mays L.)]. Los
resultados mostraron que la BM es afectada por la labranza y la fertilización bajo los tres
cultivos evaluados. En tanto, que la RM mostró efectos de la labranza y fertilización bajo fréjol;
efecto de labranza bajo amaranto, y ningún efecto bajo maíz. Se concluye que las propiedades
biológicas del suelo evaluadas fueron afectadas por el manejo de labranza y la fertilización.
Sin embargo, dicho efecto fue diferente para cada cultivo evaluado.
PALABRAS CLAVES: BIOMASA MICROBIANA, RESPIRACIÓN MICROBIANA,
DIÓXIDO DE CARBONO, SIEMBRA DIRECTA, PROPIEDADES DEL SUELO.
xiii
TITLE: Evaluation of microbial activity indicators on an agricultural soil under two
types of tillage and fertilization rates.
Author: Katherine Alexandra Pacheco Licta
Tutor: Soraya Patricia Alvarado Ochoa
ABSTRACT
Microbial biomass and respiration are biological indicators of soil quality, which allow
quantifying soil microbial activity, and it is influenced by factors such as weather, physical and
chemical soil properties, and agricultural management of the soil. This research studied the
microbial biomass and respiration of an agricultural soil under conventional tillage and no
tillage with four fertilization rates (F0, F1, F2 and F3) and under three crops [bean (Phaseolus
vulgaris, L.), amaranth (Amaranthus app, L.) and corn (Zea mays, L.)]. The results showed
that the microbial biomass is affected by tillage and fertilization under the three evaluated
crops. On the other hand, the microbial respiration indicated effects of tillage and fertilization
under bean; effects of tillage only under amaranth, and no effect was found under corn. In
short, the biological soil properties evaluated were influenced by tillage and fertilization
management. However, the effect was different for each one of the evaluated crops.
KEY WORDS: MICROBIAL BIOMASS, MICROBIAL RESPIRATION, CARBON DIOXIDE, NO TILLAGE, SOIL PROPERTIES.
xiv
CERTIFICACIÓN
Quito, 14 de junio de 2019
A quien corresponda:
En calidad de tutora del trabajo de graduación cuyo título es “Evaluación de indicadores de
actividad microbiana en un suelo agrícola bajo dos tipos de labranza y niveles de fertilización”
presentado por la Señorita Katherine Alexandra Pacheco Licta, previo a la obtención del Título
de Ingeniera Agrónoma, certifico haber revisado y corregido el ABSTRACT para el Trabajo de
Grado, después de realizadas las observaciones por los miembros del tribunal; por lo que
apruebo el mismo, para el empastado final.
Soraya Patricia Alvarado Ochoa
TUTORA DE TESIS
1
1. INTRODUCCIÓN
En las últimas décadas la degradación de los suelos a nivel mundial se ha acelerado; entre
las principales causas se encuentran el uso inadecuado de maquinaria agrícola, la
intensificación del uso de la tierra con fines agrícolas, la siembra de cultivos en zonas
marginales, el aumento de la frontera agrícola en detrimento de zonas boscosas, y el manejo
inadecuado del riego ligado directamente con problemas de erosión de suelos. La agricultura
se ha expandido rápidamente con el tiempo y los territorios aptos para cultivar son cada vez
más limitados; por esto el manejo adecuado y la conservación del recurso suelo se hace
imprescindible para garantizar la seguridad alimentaria; y consecuentemente la sobrevivencia
humana (Martirio, 1994).
Entre las prácticas de manejo sostenible del suelo agrícola figuran la rotación de cultivos,
aplicación de abonos verdes y enmiendas orgánicas, labranza reducida y siembra directa;
esta última consiste en sembrar sobre los rastrojos del cultivo anterior, y está siendo adoptada
a nivel mundial por los beneficios que ofrece no sólo con excelentes resultados de
productividad comparados con los sistemas de preparación de suelo convencionales, sino
también con la mejora sobre la calidad de los suelos agrícolas reflejada en mayor capacidad
de retención de agua, mayor biomasa, carbono (C) y nitrógeno (N), menor densidad aparente
(Da) y mayor actividad de respiración del suelo (Martirio, 1994; Bansal, 2017).
La calidad de los suelos agrícolas es evaluada a través de diversos indicadores, entre los que
figuran los de tipo biológico, que se relacionan con la condición y función del suelo y que son
evidenciados por el C y el N de la BM (Sparling, 1997) citado por Bautista, Etcheveres, Del
Catillo, & Gutiérrez (2004), la tasa de respiración, la actividad microbiana, ergosterol y otros
subproductos de los hongos, tasas de descomposición de los residuos vegetales, N
potencialmente mineralizable, entre otros (Karlen et al., 1997). En este sentido, todos estos
indicadores reflejan directamente la abundancia y subproductos de micro y macro-
organismos, incluidos bacterias, hongos, nemátodos, lombrices, anélidos y artrópodos
(Bautista et al., 2004).
La RM del suelo es determinada por la producción de dióxido de carbono (CO2), y permite
inferir sobre la dinámica de la biota del suelo; y consecuentemente, sobre los procesos
metabólicos desarrollados sobre él. Dichos procesos varían en función de factores biofísicos
y climáticos, y del uso del mismo; por lo cual la cuantificación de la RM es un indicador de la
dinámica y de la salud del suelo. Una buena actividad microbiana puede ser el reflejo de
óptimas condiciones físicas y químicas que permitan el desarrollo de los procesos metabólicos
2
de bacterias, hongos, algas y actinomicetos, y de su acción sobre los substratos orgánicos
(Mora, 2006).
El secuestro del COS la consecuencia de la diferencia entre las entradas y las pérdidas del C
del ecosistema del suelo, intervenido por la BM. Por tanto, para entender el secuestro del C
en el suelo es necesario comprender el comportamiento de la biomasa en dicho ecosistema,
misma que utiliza dos fuentes principales de C para la obtención de energía: 1) nuevos
insumos de residuos de plantas y animales, y 2) materia orgánica humificada del suelo. Los
insumos orgánicos frescos de origen biológico son utilizados más fácilmente y proporcionan
la mayor parte de la energía por unidad de C. Al ser en gran parte poliméricos, por ejemplo,
celulosa o proteínas, pueden ser degradadas eficientemente por la BM en sus subunidades
individuales (monosacáridos, aminoácidos, etc.) y asimilarse en las células microbianas.
Durante este proceso, típicamente entre el 40% a 60% de la materia orgánica (MO) derivada
del sustrato se transforma en CO2. La MO del suelo (MOS) se forma esencialmente a partir
de la acción de la BM del suelo sobre estos insumos frescos. Después del reciclado repetido
de la biomasa, finalmente terminan como formas de C que pueden considerarse
biológicamente inertes, teniendo una vida media en el suelo de posiblemente miles de años
(Brookes et al., 2008).
La siembra directa ha mostrado efectos positivos frente a la labranza convencional sobre la
biomasa y la RM del suelo de acuerdo con Pérez et al. (2012); quienes para un Ustocrepte
údico serie Cerrillos de textura franco a franco arenosa, obtuvieron valores de BM de 0.54 y
0.44 mg CO2 g-1 suelo seco, bajo siembra directa y labranza convencional; respectivamente,
los valores reportados de RM fueron de 0.77 y 0.45 mg CO2 g-1 suelo seco semana-1 bajo
siembra directa y labranza convencional; respectivamente.
Por lo que antecede y considerando que existe la necesidad de documentar el efecto de
prácticas de manejo agrícola sobre la calidad de los suelos; el presente proyecto de
investigación estudió indicadores biológicos de calidad de un suelo agrícola bajo dos tipos de
labranza, cuatro niveles de fertilización, y tres cultivos fréjol, (Phaseolus vulgaris L.), amaranto
(Amaranthus spp L.) y maíz (Zea mays L.).
3
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. La erosión en suelos del Ecuador
Los estudios más sistemáticos y rigurosos sobre suelos y la problemática de la erosión se
desarrollaron en el Ecuador entre los años 1980 y 1990. Dichos estudios se enfocaron en la
región interandina, porque el problema de la degradación de los suelos se concentra con
particular fuerza en esta región, pero también responde a la importancia que tiene la formación
de los Andes en la estructura actual de los diferentes ecosistemas; y por lo tanto en la
composición de los suelos. Los diferentes estudios realizados sobre el tema estiman que el
47,9% de la superficie del Ecuador son suelos vulnerables a la erosión en distinta intensidad
que va, desde muy activos; es decir, en proceso de degradación, hasta los potenciales que,
aunque no han sido sometidos a presiones, corren alto riesgo de que esto suceda por su
composición, características geomorfológicas y debido al grado de amenaza antrópica. Un
35,8% de la superficie son suelos “activos potenciales” de erosión. De la misma forma, los
problemas de erosión potencial afectan a aquellas áreas de las estribaciones cordilleranas de
los Andes ecuatorianos que presentan pendientes que van del 50 al 70% y que han sido
alteradas en su condición natural, es decir, se ven afectados los bosques y la cobertura
vegetal. Una de las mayores amenazas para los suelos es, precisamente, la eliminación de la
cobertura vegetal nativa, ya que altera las condiciones naturales del ecosistema en la cual los
suelos se producen, y con lo que se inicia la degradación sistemática de los mismos. Según
los últimos datos de las encuestas de superficie agrícola del Instituto Nacional de Estadísticas
y Censos (INEC) en el 2002, la superficie agrícola ocupa en la actualidad el 45,7% (12,35
millones de ha) del territorio nacional, en la que se incluyen los pastizales que representan al
18,8%. Este dato demuestra una clara tendencia a la ampliación de la frontera agrícola; en un
período de cuatro años (1998-2002) esta superficie pasó de 8 a 12,3 millones de ha. Con
estos datos se refleja una constante presión sobre el bosque y la dinámica natural de los
suelos. La amplificación del impacto sobre el recurso suelo está actualmente incidida por una
combinación de factores que incluyen la variación climática, la disminución de la cobertura
vegetal y el incremento de las presiones antrópicas (Geoecuador, 2008).
El Ecuador tiene gran variedad y riqueza en recursos naturales, como suelos volcánicos ya
que tienen un potencial agrícola elevado y también varios climas a cortas distancias; entre
estos suelos tenemos a los Entisoles, Inceptisoles clásicos y Andisoles (Espinosa, 2008). El
hombre aprovechó las condiciones favorables que tenía para desarrollar agricultura ya que
por los diversos climas que tiene el país podía realizar agricultura diversa como productos
tropicales y de clima templado, pero la erosión no se hizo esperar y de a poco fue afectando
a los suelos agrícolas; no se prestó mucha atención a este cambio que sufría el suelo ya sea
4
porque se tenía gran cantidad de recursos o por la falta de conocimiento sobre la conservación
de suelo, en este sentido, la erosión es la primera causa de degradación de los recursos
naturales renovables en el callejón Interandino (De Noni & Trujillo, 2010). Resultados de
estudios realizados sobre parcelas de escurrimiento en varios lugares de la Sierra volcánica
del Ecuador, para evaluar los aspectos cualitativos de la erosión hídrica, revelaron que la
pérdida de suelo sobre parcelas cultivadas pueden ir de 210 y 490 toneladas/hectárea/año (G
De Noni, Nouvelot, & Trujillo, 1986).
La FAO muestra una lista de categorías de pérdidas de suelo a través de la erosión hídrica
desde ninguna a ligera con pérdidas de suelo menores a 10 t/ha/año, en categoría moderada
con pérdidas de 10-50 t/ha/año, en categoría alta con 50-200 t/ha/año, y en categoría muy
alta con pérdidas mayores a 200 t/ha/año (FAO, 2008). Otro estudio cartográfico realizado por
el MAG y el ORSTOM acerca de la erosión en Ecuador, mostró que el 50% de la superficie
del país es afectada por este por este fenómeno, con aproximadamente 15% de las tierras
degradadas en el callejón Interandino (1500 - 3000 m) y los 35% restantes en los límites de
la frontera agrícola, particularmente sobre las tierras altas y flancos exteriores de la cordillera
de los Andes y en las regiones costanera y amazónica (De Noni & Trujillo, 2010).
Las tecnologías para la preparación de suelos y la labranza inadecuada han sido identificadas
como los causantes de la degradación de la capa arable, mismos que han ocasionado
deterioro físico, químico y biológico de una gran parte de los suelos; por esta causa se ha
producido baja productividad agrícola y deterioro del medio ambiente. Para mejorar en corto
tiempo las áreas afectadas, se recomienda utilizar prácticas de labranza reducida y manejo
de conservación de suelos, eliminando los factores que afectan la producción sostenible como
compactación, encostramiento, infiltración deficiente, drenaje pobre y regímenes de humedad
y temperatura desfavorables. En África así como en nuestro país se ve limitado el desarrollo
de la investigación sobre conservación de suelos debido al escaso personal técnico y
profesional capacitado en tecnologías conservacionistas de manejo de suelos, así como por
la falta de políticas y estrategias adecuadas para un desarrollo rural y agrícola sostenible a
largo plazo (MINAGRI, 2015).
2.2. Alternativas de manejo y conservación de suelos
El manejo y conservación de suelos es aplicar principios, técnicas o prácticas que ayuden a
conservar las características físicas y microbiológicas del suelo, para mantener su capacidad
productiva; logrando controlar la erosión, aprovechar mejor el agua, mejorar la fertilidad de los
suelos y prevenir con más eficiencia las plagas y enfermedades (FHIA, 2011).
El manejo adecuado de suelos según Núñez (2001) exige cuatro principios fundamentales:
(1) Proteger la superficie del suelo, (2) Reducir el largo de la pendiente, (3) Reducir la
5
inclinación de la pendiente, y (4) Incorporar MO al suelo. Dichos principios se pueden
implementar con las técnicas o prácticas de conservación de suelo descritos por MINAGRI
(2014) y presentados en el Cuadro 1.
Cuadro 1. Técnicas de conservación de suelos.
TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN DE SUELOS
CULTURALES – AGRONÓMICAS MECÁNICO - ESTRUCTURALES
Cultivos en contorno: Surcos en
contorno, Fajas en contorno.
Terrazas de absorción
Rotación de cultivos Terrazas individuales
Asociación de cultivos Terrazas de absorción lenta
Aplicación de enmiendas orgánicas y
químicas
Zanjas de infiltración
Cultivos de cobertura Diques para el control de cárcavas
Cobertura vegetal muerta
Barreras vivas
Labranza conservacionista: Labranza
cero, Labranza mínima
Agroforestería
La siembra directa o labranza cero se originó con el fin de buscar soluciones técnico-
económicas que permitan el desarrollo de la producción agrícola en zonas con pendientes
(FHIA, 2011). Esta es una práctica agronómica considerada en la actualidad como uno de los
modelos de sustentabilidad, que se acopla a diversos sistemas productivos en donde
mantiene y/o aumenta la capacidad productiva, mejora la calidad del suelo, detiene los
procesos erosivos, aumenta la fertilidad y puede ser aplicada en varios cultivos tales como los
anuales, hortícolas, frutícolas y forestales. Como consecuencia, este tipo de labranza se está
adoptando en grandes áreas en el mundo por ejemplo en Brasil, Argentina, Estados Unidos,
Canadá, Paraguay, y Australia (Acevedo & Silva, 2003).
Sin embargo, cuando se empieza a trabajar con el sistema de siembra directa se puede
observar que la acumulación de N es lenta, ya que se acumulan residuos vegetales en la parte
superficial del suelo, los cuales tardan en incorporarse. Por otra parte, la labranza
convencional es un sistema en el que el N se obtienen de una manera más rápida debido a
que la MO tiene las condiciones óptimas para su descomposición y así está más fácilmente
6
disponible para las plantas, pero con el paso del tiempo se observa desgaste en el suelo y se
debe continuar aplicando grandes cantidades de fertilizantes nitrogenados (Fox, Bandel 1986;
Rice et al., 1986; Andrade et al., 1996; Rizzalli 1998) citado por Domínguez Studdert,
Echeverría, & Andrade, (2001).
De acuerdo con Baumer (1996) citado por García, Ferrero, & Balbi (1999), en los años iniciales
de implementación de siembra directa, los fertilizantes nitrogenados deben ser aplicados en
altas dosis bajo una capa de residuos con relación a la labranza convencional, por la baja
mineralización neta de N orgánico y la posibilidad de altas pérdidas por desnitrificación.
2.3. Indicadores de calidad de suelos
Los indicadores de calidad del suelo están dados por propiedades físicas, químicas y
biológicas; ya que estos son instrumentos de análisis que permiten simplificar, cuantificar y
comunicar fenómenos complejos (Bautista et al., 2004).
2.3.1. Respiración microbiana
Según Campbell et al. (1992) citado por Zagal, Rodríguez, Vidal, & Quezada (2002) la
respiración sirve para cuantificar la actividad microbiana en el suelo, con este índice
microbiológico se puede estimar la actividad general de la biomasa; la cual es influenciada
por factores como clima, propiedades físicas y químicas del suelo, sistema de labranza del
suelo y rotación de cultivos.
La fertilización alta de N disminuye la RM del suelo. Se reportan resultados de dos parcelas
de maderables, un pino rojo y un caducifolio mixto, que mostraron cambios inmediatos en la
respiración del suelo después de las adiciones de N (bajo N: 5 g N m-2 año-1; alto N: 15 g N
m-2 año-1) durante el primer año de estudio. Los flujos de CO2 del suelo fueron medidos usando
una técnica de incubación en cámara in situ, las cámaras fueron construidas con plástico de
cloruro de polivinilo. En la parcela de caducifolio mixto, la tasa de respiración del suelo en el
primer año fue mayor después de las adiciones de N (control: 482.0 g C m-2año-1; bajo N:
606.5 g C m-2año-1; alto N: 596.5 g C m-2 año-1). Sin embargo; la tasa de respiración del suelo
en el segundo año en las parcelas de caducifolio mixto fertilizadas con bajo N fue mayor (605.7
g C m-2año-1) con respecto a las parcelas control (533.6 g C m-2año-1) y alto N (475.6 g C m-
2año-1). La respiración anual del suelo en el pinar fue más baja en parcelas fertilizadas con
alto N (358.7 g C m-2año-1) comparando con las parcelas control (429.9 g C m-2año-1) y bajo N
(bajo N: 428.7 g C m-2año-1); con reducciones adicionales en el segundo año. Al evaluar por
13 años consecutivos encontraron que la respiración del suelo en las parcelas con alto
contenido de N se reducía aproximadamente el 41% respecto a los testigos; caducifolio mixto
(control: 276.9 g C m-2año-1; alto nitrógeno: 163.3 g C m-2año-1) y el pino rojo (control: 263.1 g
C m-2año-1; alto N: 163.8 g C m-2año-1). Con el fin de conocer si la baja actividad microbiana
7
afectó a la respiración de suelo, incubaron suelo sin raíz y midieron los flujos de CO2 en
laboratorio. El resultado obtenido fue que los suelos de la parcela de caducifolio mixto con N
alto y de pino rojo con N alto fueron 43 y 64%; respectivamente, más bajos que los suelos de
las parcelas control. Estos valores obtenidos demostraron que las altas adiciones de N
redujeron la actividad microbiana y por ende la producción de CO2 en el campo (Bowden,
Davidson, Savage, Arabia, & Steudler, 2004).
La fertilidad del suelo se puede medir a través de las propiedades físicas y químicas, pero las
medidas biológicas como la RM o el C de la BM, son más sensibles y reflejan de mejor manera
el estado real de degradación; ya que están directamente relacionados con los
microorganismos que se encuentran en el suelo y, por tal razón, pueden servir como índices
de recuperación de suelos degradados (Ros, Hernandez, & García, 2003). La RM del suelo
es el proceso de oxidación de sustratos orgánicos a CO2, actividad que realizan los
microorganismos presentes en el suelo generando energía para el incremento y conservación
microbiana del suelo (Durango, Uribe, Henríquez, & Mata, 2015).
La cantidad de CO2 liberada por la respiración de los microorganismos es uno de los métodos
más tradicionales y más utilizados para evaluar la actividad metabólica de la población
microbiana del suelo. La respiración depende del estado fisiológico de las células y es
influenciada por diversos factores como humedad, temperatura y disponibilidad de nutrientes
del suelo. La temperatura óptima es de 23 °C y la humedad óptima de 28.55% en el suelo;
mismas que ejercen un control importante sobre la liberación de CO2 del suelo, proveniente
de la RM; controlando las tasas de emisión a la atmósfera y permitiendo el secuestro de C
(conocido también como C prontamente mineralizable) (Junior & Mendes, 2007; Ramírez &
Moreno, 2008).
2.3.2. Biomasa microbiana
La BM del suelo, es la parte viviente de la MO, sin considerar las raíces de las plantas ni
organismos de tamaño mayor 5 x 103 µm3 (Jenkinson & Land (1981) citado por Vidal,
Etchevers, & Fischer (1997). Prácticas agrícolas como labranza, rotación de cultivos, manejo
de residuos y fertilización, regulan la BM; misma que interviene en procesos de
descomposición de residuos, ciclos de nutrientes y transformación de MO. Los cambios en el
manejo del suelo incrementan o disminuyen la BM más rápido que los cambios que sufre la
MO, ya que cambiar un suelo forestal o pradera a suelo arable causa una reducción
considerablemente mayor en la BM que el COS (Collins, Rasmussen, & Douglas, 1992).
Cambios en la BM han sido reportados para suelos ligeros (areno arcilloso y franco arenoso)
bajo experimentos de campo por 18 años, en los que se realizó la quema e incorporación
anual de paja y rastrojo de cebada de primavera (Hordeum vulgare; 5T de materia seca ha-1).
8
La incorporación anual de paja en ambos sitios elevó un 5% del total de COS y alrededor del
10% del N total; además, produjo un aumento en el C bio-másico del 45%. Para el suelo areno
arcilloso con la incorporación de paja se obtuvo 80 µg g-1 de C bio-másico y en suelo franco
arenoso se obtuvo 151 µg g-1 de C bio-másico; mismos que fueron medidos por el método de
fumigación incubación. Las mediciones de BM facilitaron una indicación temprana de cambios
lentos de las condiciones del suelo comparado con la MO, ya que muestran resultados mucho
antes de que estos pudieran medirse con precisión en el ámbito de la MO presente en los
suelos (Powlson, Prookes, & Christensen, 1987).
En un estudio realizado en Ultisoles de Costa Rica se reporta cambios en BM por efecto de
manejo de suelo. Tres sistemas de manejo (agro-ecosistema de café, agro-sistema café-
banano, y bosque) fueron evaluados, y la BM del suelo del bosque indicó un valor (423 mg C
kg-1) estadísticamente superior al de los dos agro-ecosistemas, 77 mg C kg-1 en café y 111
mg C kg-1 en café-banano (Durango et al., 2015).
Los residuos de cultivos, sirven directamente como sustrato (C, N, etc.) que se convierte en
BM y MOS, también sirven para influenciar en el ambiente del suelo para las plantas y la
actividad microbiana. El colocar fertilizantes nitrogenados, bajo la superficie del suelo con
labranza cero, donde los niveles de biomasa material orgánico con alta relación C/N son
mínimos, puede aumentar la disponibilidad de N, la absorción por la planta y el rendimiento
final del cultivo. Muchos estudios sobre la mineralización de la MOS han comparado sistemas
de manejo que involucran la frecuente o completa alteración del suelo con relación a sistemas
con poca o ninguna alteración del mismo, y los niveles de MOS de la superficie, la BM y el N
potencialmente mineralizable son significativamente más altos con la labranza cero en
comparación con la labranza convencional, como resultado del aumento de los niveles de
residuos y MO y de un estado hídrico más óptimo. Los niveles más altos de BM en los suelos
con labranza cero producen en la superficie una mayor reserva de N en formas potencialmente
mineralizables (Doran & Smith, 1987).
2.3.3. Carbono orgánico y N total
El carbono orgánico del suelo (COS) es el C que permanece en el suelo después de la
descomposición parcial de cualquier material producido por organismos vivos; además,
constituye un elemento clave del ciclo global del C a través de la atmósfera, vegetación, suelo,
ríos y océano (FAO, 2017b).
El suelo puede actuar como fuente o reservorio de C dependiendo de su uso y manejo,
además de la geología local, las condiciones climáticas y la gestión del territorio; por lo cual
los suelos tienen diferentes cantidades de COS (Martínez, Fuentes, & Acevedo, 2008).
9
El suelo representa el mayor reservorio de C orgánico terrestre ya que se estima que
almacena 1 500 Pg C de COS en el primer metro de suelo, lo cual supone más C que el
contenido en la atmósfera (aproximadamente 800 Pg C) y la vegetación terrestre (500 Pg C)
(FAO, 2017a). Por otra parte, el N total es un macronutriente primario, es el principal elemento
que aporta la MO, y se usa en grandes cantidades por las plantas para su crecimiento
(Gamarra, Díaz, Vera de Ortíz, Galeano, & Cabrera, 2018).
El C orgánico en la profundidad de 0 a 20 cm es afectado por los residuos, el N, labranza, y
rotación. Vidal et al. (1997) reportó variaciones de C orgánico en el suelo entre 0,98 a 1,33%
para los diferentes tratamientos con interacción de labranza y rotación. La retención de
residuos significó un incremento promedio del 5%, y fue superior este efecto en las rotaciones
que incluyeron maíz como cultivo previo. La siembra directa con retención de residuos
presentó los mayores valores de C orgánico y este efecto fue más notorio en el cultivo de
maíz. Dicha cantidad extra de C orgánico en el tratamiento siembra directa con residuos
podría atribuirse a una menor tasa de descomposición de la MO como resultado de una
distribución diferente de la MO en el perfil de suelo (Baeumer & Bakermans, 1974).
Según Gamarra et al. (2018) la relación C/N es un índice de la calidad del sustrato orgánico
del suelo e indica la tasa de N disponible para las plantas. Cuando el valor de la relación es
alto implica que la MO se descompone lentamente, ya que los microorganismos inmovilizan
el N, por lo que no puede ser utilizado por los vegetales. Los rangos de la relación C/N se
resumen a continuación: (1) Relación C/N < 8.5 indica falta de energía (C) y alta liberación de
N mineral; (2) Relación C/N 8.5 a 11.5; implica un suelo equilibrado, buen control de liberación
de N mineral y contenido de C del suelo; (3) Relación C/N > 11.5 indica exceso de energía
(C) y baja liberación de N mineral.
2.3.4. Fauna del suelo
El suelo es uno de los ecosistemas más diversos y complejos que existen en la naturaleza ya
que combina las fases sólida, líquida y gaseosa formando una matriz tridimensional; además,
posee una estructura porosa y suministro de materiales orgánicos los cuales proporcionan
una heterogeneidad de alimento y de hábitat que permiten que en él haya coexistencia
simultánea de una gran diversidad de flora y fauna (Zerbino & Altier, 2008). La fauna del suelo
constituye el 10% de esta biota y son aquellos organismos que pasan toda o una parte de su
vida en el interior del suelo, sobre la superficie inmediata de éste, en la hojarasca superficial,
y en los troncos caídos en descomposición (Cabrera et al., 2017).
Según Zerbino & Altier (2008) existe una clasificación primaria de la fauna del suelo que la
divide en microfauna, mesofauna y macrofauna, detallada en el Cuadro 2.
10
Cuadro 2. Clasificación primaria de la fauna del suelo.
FAUNA DEL SUELO EN EL PROCESO DE DESCOMPOSICIÓN Y EN LA ESTRUCTURA DEL
SUELO
MICROFAUNA MESOFAUNA MACROFAUNA
TAMAÑO
< 0,2 mm de longitud y
0,1 mm de diámetro
4 mm de longitud y entre
0,2 a 2 mm de diámetro.
Longitud ≥10 mm y un
ancho de cuerpo mayor
de 2 mm.
CICLADO DE
NUTRIENTES
-Regulan las
poblaciones de
bacterias y hongos.
-Intervienen en el
reciclado de nutrientes.
-Regulan las poblaciones
de hongos y de la
microfauna.
-Intervienen en el reciclado
de nutrientes.
-Fragmentan restos
vegetales.
-Fragmentan restos
vegetales.
-Estimulan la actividad
microbiana.
ESTRUCTURA
DEL SUELO
Pueden afectar la
estructura de los
agregados mediante
sus interacciones con
la microflora.
-Producen pelotas fecales.
-Crean bio-poros.
-Promueven la
humificación.
-Mezclan partículas
orgánicas y minerales.
-Redistribuyen la MO y
los microorganismos.
-Crean bio-poros.
-Promueven la
humificación.
-Producen pelotas
fecales.
HÁBITAT
Agua contenida entre
las partículas del suelo.
La hojarasca y/o en el
interior del suelo.
Dentro del suelo o
inmediatamente sobre
él.
EJEMPLOS
Nematodos, protozoos
y rotíferos.
Ácaros del suelo,
colémbolos, proturos,
dipluros, psocópteros,
tisanópteros, sínfilos y
enquitraidos.
Lombrices de tierra,
moluscos, cochinillas,
milpiés, ciempiés,
arácnidos y diversos
insectos
La flora y fauna del suelo pueden cambiar si se realiza prácticas de labranza cero en los
suelos, de manera indirecta se puede evidenciar cambios en la actividad microbiana con la
labranza cero ya que existe tasas de descomposición de celulosa en condiciones de campo,
más altas que en suelos arados (Baeumer & Bakermans, 1974).
11
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación
El experimento se realizó en el Laboratorio de Química Agrícola y Suelos (LQAS) de la
Facultad de Ciencias Agrícolas (FCAg) – Universidad Central del Ecuador (UCE), con las
muestras tomadas del experimento de campo ubicado en Lote 4.2 del Campo Académico
Docente Experimental Tumbaco (CADET) de la FCAg de la UCE – Provincia de Pichincha,
cantón Quito, parroquia Tumbaco.
3.2. Materiales
3.2.1. Material experimental
Muestras de suelo.
3.2.2. Materiales de laboratorio
– Vasos de precipitación de 50 ml
– Frascos de cristal de 100 ml y 500 ml
– Bureta automática
– Vasos plásticos de 1 y 3 onzas
– Papel filtro whatman No. 12
– Micropipetas de precisión de 5 y 10 ml
– Puntas para pipetas
– Guantes desechables
– Cápsulas de aluminio
– Tamices de 2 y 4 mm
– Papel toalla
– Mascarilla de gases
– Mascarillas quirúrgicas
– Picnómetros
– Bandejas plásticas
– Mortero
– Papel para pesar
– Erlenmeyer de 10 ml
– Pipetas de 2 ml
– Pipeta con embolo de 5 y 10 ml
– Gafas de protección
– Desecador
3.3. Reactivos
– Agua destilada
– Cloroformo CHCl3 con 2% v/v Etanol
– Hidróxido de sodio NaOH (0,5 M y 1 N)
– Ácido clorhídrico HCl (0,1 y 0,5 N)
– Cloruro de bario BaCl2 1M
– Fenolftaleína C20H14O4 al 0,1%
12
– Anaranjado de metilo C14H14N3NaO3S al 0,17%
– Ácido sulfúrico concentrado H2SO4 (97%)
– Dicromato de potasio K2Cr2O7 1 N
– Ácido orto-fosfórico concentrado H3PO4 (85%)
– Difenilamina C12H11N
– Sal de Mohr (NH4)2Fe(SO4)2·6H2O al 0,5 N
– Carbonato de sodio Na2CO3
3.4. Equipos
– Balanza analítica
– Estufas (27°C)
– Agitador magnético
– Cámara de extracción de gases
– Congelador
– Refrigerador
3.5. Métodos
3.5.1. Toma de muestras
Las muestras de suelo fueron tomadas al final de cada ciclo de cultivo, en dos tipos de
labranza (siembra directa y labranza convencional), cuatro niveles de fertilización, y bajo tres
cultivos [fréjol (Phaseolus vulgaris L.), amaranto (Amaranthus spp L.) y maíz (Zea mays L.)].
El fréjol perteneció al primer ciclo y se muestreó el 27/09/2016, el amaranto y maíz fueron del
segundo ciclo, y se muestrearon el 08/01/2018 y el 20/03/2018. Cada muestra de suelo resultó
de cinco sub-muestras tomadas al azar para cada tratamiento, a una profundidad de 0-20 cm;
mismas que se homogenizaron con el fin de obtener una muestra representativa y fueron
congeladas hasta realizar su respectivo análisis.
El suelo muestreado responde a la clasificación de un Mollisol (Quishpe, 2017).
3.5.2. Procesamiento de muestras
Las muestras fueron descongelarlas a temperatura ambiente y se realizaron los análisis
respectivos según la metodología descrita para cada variable.
3.5.3. Factores en estudio
Los factores en estudio incluyeron a dos sistemas de labranza y cuatro niveles de fertilización;
mismos que son detallados a continuación y que estuvieron bajo los tres cultivos.
Factor A: Sistemas de labranza
L1= Siembra directa (SD)
L2= Labranza convencional (LC)
13
Factor B: Niveles de fertilización
F0= Sin fertilizante
F1= 50% de la recomendación de fertilizante
F2= 100% de la recomendación de fertilizante
F3= 150% de la recomendación de fertilizante
3.5.4. Tratamientos
Los tratamientos evaluados para cada uno de los cultivos se describen en el Cuadro 3.
Cuadro 3. Tratamientos experimentales para evaluar el efecto de labranza y fertilización sobre
la actividad microbiana del suelo.
N° Sistemas de labranza Fertilización
T1 SD F0
T2 SD F1
T3 SD F2
T4 SD F3
T5 LC F0
T6 LC F1
T7 LC F2
T8 LC F3
3.5.5. Características de la unidad experimental en campo
La unidad experimental en la cual se realizó el muestreo estuvo constituida por una parcela
de 4054 m2. Las características de las mismas se describen en el Anexo 1.
3.5.6. Distribución de los tratamientos en el campo
La distribución de los tratamientos en el campo se presenta en el Anexo 2, 3 y 4.
3.5.7. Diseño experimental
Se utilizó un Diseño Completamente al Azar (DCA) con ocho observaciones para el cultivo de
fréjol y con tres para amaranto y maíz de acuerdo con el esquema indicado en los Cuadros 4
y 5. El paquete estadístico utilizado fue Stata 10.0.
14
Cuadro 4. ANOVA del experimento para el cultivo de fréjol.
Fuentes de Variación Grados de Libertad
Total 63
Niveles de fertilización (A) 3
Sistemas de labranza (B) 1
Interacción (A*B) 3
Error 56
Cuadro 5. ANOVA del experimento para los cultivos de amaranto y maíz.
Fuentes de Variación Grados de Libertad
Total 23
Niveles de fertilización (A) 3
Sistemas de labranza (B) 1
Interacción (A*B) 3
Error 16
3.5.8. Manejo específico del experimento de campo
El manejo específico del experimento de campo se describe en el Anexo 5.
3.5.9. Variables
Humedad del suelo
Se utilizó el método gravimétrico, es el único que sirve para la medición directa de humedad
del suelo (HS). Consiste en tomar una muestra de suelo para pesar antes y después del
desecado en la estufa a 105°C. La HS se expresó en porcentaje, y fue determinada a través
de la metodología descrita en el Anexo 6 y calculada a través de la siguiente fórmula (LQAS,
2016).
H =(S. H − S. S)
S. S∗ 100
15
Dónde:
H= Humedad
S.H = Suelo húmedo
S.S = suelo seco
Densidad aparente
Para Da se utilizó el método del cilindro. Consiste en tomar un volumen fijo de suelo sin
perturbar y pesarlo una vez seco, por calentamiento en el horno a 105°C durante 24 horas.
Se calculó a través de la fórmula descrita a continuación y se expresó en g cm-3. La
metodología está descrita en el Anexo 7 (LQAS, 2016).
Da =peso de suelo seco en la estufa
volumen del cilindro
volumen del cilindro = π. r2. h
Porosidad Total
La porosidad total (PT) resulta de la suma de la porosidad capilar (relacionada con retención
de humedad) y de la porosidad no capilar (intercambio gaseoso). Para calcularla se necesita
determinar previamente la densidad real y para ello se utilizó el método del picnómetro, a
través de la metodología descrita en el Anexo 8 (LQAS, 2016) y las siguientes fórmulas.
Dr =M
V
V = [A − (B − M)]
Dónde:
M: masa de la muestra de suelo
V: volumen que ocupa la masa de suelo
A: peso del picnómetro + suelo + agua destilada
B: pesa del picnómetro + agua destilada
PT(%) = 100 − [Da
Drx100]
16
Carbono orgánico del suelo
El COS fue determinado a través del método colorimétrico de Walkley-Black, mismo que se
basa en la oxidación del COS con una mezcla de dicromato de potasio (K2Cr2O7) y ácido
sulfúrico (H2SO4); y posterior valoración del agente oxidante consumido en la reacción. Los
iones Cr3+ producidos son proporcionales a la cantidad de C oxidado (LQAS, 2016).
Se expresó en (%) y fue calculado aplicando la siguiente fórmula:
CO(%) =(VO − V) ∗ NE ∗ 0,39
PM
Dónde:
VO = Volumen gastado en la titulación del blanco
V = Volumen gastado en la titulación de la muestra
NE = Normalidad exacta del sulfato de hierro II heptahidratado
0.39 = Peso equivalente químico del C
PM = Peso de muestra del suelo
Nitrógeno total
El N total (NT) del suelo está regulado más por procesos biológicos que por equilibrios
químicos como ocurre con la mayoría de los otros nutrientes del suelo. Se determinó por
cálculo a partir de los datos obtenidos de MO (LQAS, 2016).
Se expresó en porcentaje (%) aplicando la siguiente fórmula:
%NT = MO ∗ 0,05
Dónde:
MO= Materia orgánica
Kc= 0,05
Biomasa microbiana
La BM fue determinada a través del método de fumigación-incubación. Para el efecto la
muestra es fumigada con cloroformo por 24 h e incubada por 10 días a 27°C con un recipiente
con una solución de NaOH para atrapar el CO2 producido. La diferencia en la producción de
CO2 de la muestra fumigada y la no fumigada representa la BM. La metodología se encuentra
17
descrita en el Anexo 9 (Vidal et al., 1997; Weaver et al., 1994). Se expresó en mg C-CO2 /g
suelo seco y fue calculada a través de la siguiente fórmula.
Biomasa de carbono = (Fc – UFc) Kc⁄
Dónde:
Fc: Descarga de CO2 de la muestra fumigada
UFc: CO2 producido por la muestra no fumigada (control)
Kc: 0.45, valor definido como la fracción de biomasa de C mineralizado a CO2.
Respiración microbiana
La respiración microbiana (RM) fue determinada a través de la metodología descrita en el
Anexo 10. Para el efecto, la muestra de suelo humedecida, y contenida en un frasco hermético
fue incubada por 4 días a 27°C con un recipiente que contenía una solución de NaOH. La
cuantificación del CO2 liberado se realizó por titulación con una solución de HCl (Ristow,
Kirsten, & Fennell, 2017; Weaver et al., 1994). Se expresó en mg C-CO2 /g suelo seco.
18
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El análisis de normalidad (Skewness/Kurtosis) presentado en el Cuadro 6 indicó normalidad
para todas las variables evaluadas bajo los tres cultivos, con excepción de las variables de
humedad y biomasa bajo el cultivo de fréjol que requirieron ser transformadas utilizando el
logaritmo de base 10.
Cuadro 6. Análisis de normalidad para las variables evaluadas en los cultivos de Fréjol,
Amaranto y Maíz.
Fréjol Amaranto Maíz
Variables Obs Prob>chi2 Obs Prob>chi2 Obs Prob>chi2
Humedad 64 0.3071 24 0.9140 24 0.4254
Densidad aparente 64 0.7754 24 0.5798 24 0.8064
Porosidad total 64 0.2569 24 0.2873 24 0.2724
Carbono orgánico 64 0.1848 24 0.9638 24 0.1174
Nitrógeno total 64 0.3228 24 0.9332 24 0.1124
Biomasa microbiana 64 0.2473 24 0.1228 24 0.7925
Respiración microbiana 64 0.1750 24 0.0923 24 0.0821
19
Cuadro 7. ANOVA para las variables en estudio en los cultivos de fréjol, amaranto y maíz.
Fréjol
F.V. Humedad
Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
N total Biomasa
microbiana Respiración microbiana
GL Cuadrados Medios
Total 63 7.4*10-2 2.3*10-3 2.72 5.4*10-2 5*10-4 1.7*10-2 6*10-3 Labranza 1 6.8*10-2ns 3*10-3ns 9.17ns 5.1*10-2ns 5*10-4ns 2.0*10-1* 1.5*10-2ns
Fertilización 3 0.55* 7.2*10-3* 16.80* 0.26* 2.5*10-3* 5.2*10-2* 5.8*10-2*
L*F 3 0.43* 4.4*10-3ns 14.65* 0.11ns 1.1*10-3* 9.6*10-2* 2.2*10-2*
Error 56 3*10-2 2*10-3 1.21 4*10-2 3.6*10-4 7*10-3 2*10-3
Promedio 8.88 1.41 42.07 1.83 0.17 1.63 0.32
C.V. 8.01% 3.13% 2.62% 10.92% 11.04% 18.00% 13.55%
Amaranto
F.V. Humedad
Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
N total Biomasa
microbiana Respiración microbiana
GL Cuadrados Medios
Total 7 3.30 4*10-3 11.66 4.9*10-2 5*10-4 7*10-3 1.9*10-2 Labranza 1 45.93* 1.6*10-2* 22.10ns 9*10-3ns 1*10-4ns 7.9*10-2* 0.36*
Fertilización 3 6.51ns 2*10-3ns 8.01ns 4.9*10-2ns 5*10-4ns 9*10-3ns 3*10-3ns
L*F 3 0.90ns 8*10-3ns 28.08ns 5.4*10-2ns 7*10-4ns 9*10-3* 4*10-3ns
Error 16 0.48 3*10-3 8.61 5.1*10-2 4*10-4 2*10-3 4*10-3
Promedio 24.38 1.31 45.68 1.95 0.18 1.33 0.30
C.V. 2.84% 4.25% 6.42% 11.55% 11.49% 3.29% 21.03%
Maíz
F.V Humedad
Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
N total Biomasa
microbiana Respiración microbiana
GL Cuadrados medios
Total 7 7.70 1.2*10-2 24.68 7.9*10-2 8*10-4 6.9*10-2 4*10-3 Labranza 1 120.24* 9.3*10-2* 226.51* 0.395* 4*10-3* 0.41* 6*10-3ns
Fertilización 3 0.61ns 7*10-4ns 1.44ns 2.1*10-2ns 2*10-4ns 4.4*10-2ns 5*10-3ns L*F 3 3.80ns 1.5*10-2ns 24.44ns 4.9*10-2ns 5*10-4ns 0.15* 5*10-3ns
Error 16 2.72 9*10-3 16.46 7.6*10-2 7*10-4 3.8*10-2 4*10-3
Promedio 20.47 1.24 49.36 1.86 0.18 1.47 0.27
C.V. 8.06% 7.69% 8.22% 14.86% 15.45% 13.30% 22.91% * Diferencia estadística significativa p<0.05
20
Cuadro 8. Prueba de significancia Scheffé p<0.05 y promedios para las variables en estudio en los cultivos de fréjol, amaranto y maíz.
Fréjol
Humedad (%)
Densidad aparente (g/cm3)
Porosidad total (%)
Carbono orgánico (%)
N total (%) Biomasa
microbiana (mgC-CO2/g)
Respiración microbiana
(mgC-CO2/g)
Labranza
L1 8.93 28.13
1.42 41.69 1.80 0.17 1.53 b 1.72 a
0.34
L2 1.41 42.45 1.86 0.18 0.31
Fertilización
F0 11.49 a 7.51 b 8.64 b 7.89 b
1.41 ab 41.89 b 1.69 b 0.16 b 1.62 ab 1.59 ab 1.77 a 1.53 b
0.37 a
F1 1.42 ab 40.88 b 1.80 ab 0.17 ab 0.24 c
F2 1.43 a 43.38 a 1.83 ab 0.17 ab 0.31 b
F3 1.38 b 42.13 ab 1.99 a 0.19 a 0.37 a
Labranza * Fertilización
T1 9.14 bc 7.78 bc 9.70 b 9.14 bc 13.84 a 7.25 bc 7.58 bc 6.63 c
1.43 41.07 cd 1.73 0.16 abc 1.70 b 1.49 bc 1.53 bc 1.41 c 1.54 bc 1.69 b 2.00 a 1.65 bc
0.41 a
T2 1.45 39.48 d 1.78 0.17 abc 0.23 c
T3 1.42 43.27 ab 1.69 0.16 bc 0.29 bc
T4 1.39 42.94 abc 2.00 0.19 a 0.42 a
T5 1.40 42.70 abc 1.64 0.15 c 0.32 b
T6 1.40 42.29 abc 1.82 0.17 abc 0.27 bc
T7 1.44 43.48 a 1.98 0.19 abc 0.33 b
T8 1.39 41.31 bcd 1.99 0.19 ab 0.32 b
Amaranto
Humedad (%) Densidad aparente (g/cm3)
Porosidad total (%)
Carbono orgánico (%)
N total (%) Biomasa
microbiana (mgC-CO2/g)
Respiración microbiana
(mgC-CO2/g)
Labranza
L1 25.77 a 22.99 b
1.34 a 44.72 1.97 0.19 1.38 a 1.27 b
0.42 a
L2 1.29 b 46.64 1.93 0.18 0.17 b
Fertilización
F0 25.69 24.08 23.19 24.57
1.33 44.39 2.06 0.19 1.32 1.37 1.34 1.27
0.32
F1 1.31 45.48 1.65 0.18 0.31
F2 1.32 45.66 1.84 0.17 0.27
F3 1.29 47.20 1.93 0.18 0.28
21
Labranza * Fertilización
T1 27.13 24.91 24.76 26.27
1.38 42.02 2.00 0.19 1.37 ab 1.48 a 1.38 ab 1.30 b 1.27 b 1.25 b 1.31 b 1.24 b
0.45
T2 1.30 46.01 1.92 0.18 0.40
T3 1.39 42.45 1.99 0.19 0.38
T4 1.29 48.42 1.94 0.19 0.44
T5 24.25 23.26 21.62 22.87
1.28 46.77 2.12 0.20 0.18
T6 1.32 44.95 1.97 0.19 0.21
T7 1.25 48.87 1.69 0.16 0.17
T8 1.29 45.98 1.92 0.18 0.13
Maíz
Humedad (%) Densidad aparente (g/cm3)
Porosidad total (%)
Carbono orgánico (%)
N total (%) Biomasa
microbiana (mgC-CO2/g)
Respiración microbiana
(mgC-CO2/g)
Labranza
L1 22.71 a 18.24 b
1.30 a 46.29 b 1.99 a 0.19 a 1.60 a 1.34 b
0.28
L2 1.18 b 52.43 a 1.73 b 0.16 b 0.25
Fertilización
F0 20.95 20.27 20.35 20.33
1.24 49.74 1.85 0.18 1.41 1.38 1.55 1.53
0.29
F1 1.25 48.79 1.81 0.17 0.23
F2 1.24 49.11 1.83 0.17 0.28
F3 1.23 49.8 1.94 0.19 0.28
Labranza * Fertilización
T1 23.01 21.45 23.14 23.24 18.89 19.08 17.56 17.42
1.32 46.22 1.99 0.19 1.43 ab 1.62 ab 1.53 ab 1.81 a 1.40 ab 1.13 b 1.57 ab 1.25 ab
0.34
T2 1.26 48.28 1.82 0.17 0.22
T3 1.28 46.24 2.06 0.20 0.27
T4 1.35 44.4 2.06 0.20 0.30
T5 1.16 53.25 1.70 0.16 0.23
T6 1.25 49.30 1.79 0.17 0.23
T7 1.20 51.98 1.60 0.15 0.29
T8 1.10 55.20 1.82 0.17 0.25
22
Cuadro 9. Correlación de Pearson para las variables en estudio bajo los cultivos de fréjol, amaranto y maíz.
Fréjol
Variables Humedad Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
Nitrógeno total
Biomasa microbiana
Respiración microbiana
Humedad 1.0000 Densidad aparente 0.0511ns 1.0000 Porosidad total 0.2407ns -0.2086ns 1.0000 Carbono orgánico -0.1607ns -0.0146ns 0.0459ns 1.0000 Nitrógeno total -0.1906ns 0.0024ns 0.0216ns 0.9920* 1.0000 Biomasa microbiana -0.2175ns 0.2599* 0.2283ns 0.2355ns 0.2520* 1.0000 Respiración microbiana 0.1515ns -0.1767ns 0.1585ns 0.2032ns 0.1879ns 0.0142ns 1.0000
Amaranto
Variables Humedad Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
Nitrógeno total
Biomasa microbiana
Respiración microbiana
Humedad 1.0000 Densidad aparente 0.4387* 1.0000 Porosidad total -0.3778ns -0.9364* 1.0000 Carbono orgánico 0.2657ns 0.0392ns -0.0820ns 1.0000 Nitrógeno total 0.2836ns 0.0617ns -0.0974ns 0.9932* 1.0000 Biomasa microbiana 0.3700ns 0.2790ns -0.3238ns -0.0090ns -0.0248ns 1.0000 Respiración microbiana 0.8286* 0.4118* -0.3022ns 0.1609ns 0.1694ns 0.6207* 1.0000
Maíz
Variables Humedad Densidad aparente
Porosidad total
Carbono orgánico
Nitrógeno total
Biomasa microbiana
Respiración microbiana
Humedad 1.0000 Densidad aparente 0.5378* 1.0000 Porosidad total -0.6344* -0.9697* 1.0000 Carbono orgánico 0.7046* 0.4526* -0.5889* 1.0000 Nitrógeno total 0.7131* 0.4818* -0.6166* 0.9953* 1.0000 Biomasa microbiana 0.3988ns 0.3140ns -0.3462ns 0.2639ns 0.2732ns 1.0000 Respiración microbiana 0.2594ns -0.0539ns 0.0488ns 0.2281ns 0.1953ns 0.0795ns 1.0000
* Correlación de Pearson significativa p<0.05.
23
Humedad del suelo
El ANOVA de la HS bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7), mostró diferencia significativa para la
interacción de los dos factores en estudio, con un promedio de 8.88% y un coeficiente de
variación de 8.01%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05, (Cuadro 8), se observó al
tratamiento de LC con F0 con el rango más alto (13.84%); y al tratamiento de LC con F3
(6.63%), con el rango más bajo, Gráfico 1. La HS disminuyó con el aumento del nivel de
fertilización bajo LC; en tanto, que bajo SD se mantuvo constante a través de los distintos
niveles de fertilización, con excepción del nivel F2 donde se registró aumento en la HS. Estos
resultados coinciden con el estudio realizado en un suelo del grupo Xerosol háplico, donde la
HS en un ciclo primavera-verano para LC con arado de vertedera fue de 23.96%; misma que
disminuyó cuando aumentó la dosis de fertilización nitrogenada en 0, 90 y 180 kg ha-1. En
contraste, con la HS bajo SD que fue 16.76%, y que aumentó conjuntamente con la dosis de
fertilización (0, 90 y 180 kg ha-1) (Martínez, Barron, López, & Valdez, 2004; De Andrade et al.,
2016). El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) mostró que la HS no se correlacionó
significativamente con ninguna otra variable evaluada.
Gráfico 1. Humedad del suelo bajo el cultivo de fréjol.
El ANOVA de la HS bajo el cultivo de amaranto (Cuadro 7), mostró diferencia significativa sólo
para el factor labranza, con un promedio de 24.38% y un coeficiente de variación de 2.84%.
Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8), se observó que el rango más alto
(25.77%) está asociado con SD, y el más bajo (22.99%) con LC. Estos resultados eran
esperados por el efecto de los residuos vegetales acumulados bajo SD; y concuerdan con lo
manifestado por Gomes de Andrade et al. (2011), quienes reportan para un suelo Argisol Rojo
distrófico arenoso, que la pérdida de agua bajo SD disminuye en un 19 y 42% cuando se
24
aplica 3 y 6 t/ha de cobertura muerta; respectivamente, y en LC sin cobertura se reduce la
pérdida de agua en 1%.
En el análisis de correlación de Pearson p<0.05 se observó que la HS está relacionada
directamente con la Da y RM con 0.4387 y 0.8286; respectivamente. La regresión lineal
múltiple expresada por la ecuación, HS = 17.05 + 3.30 (Da) + 10.20 (RM) con un R2 = 0.69,
indica que por cada unidad que aumenta la Da aumenta 3.30 en la HS, y por cada unidad que
aumenta de RM hay un incremento en el 10.20 en la HS.
El ANOVA para HS bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7), mostró diferencia significativa sólo para
el factor labranza, con un promedio de 20.47% y un coeficiente de variación de 0.08%. Con la
prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8), se observó que el rango más alto
pertenece a SD (22.71%) y el rango más bajo a LC (18.28%). Benítez, Corlay, & Cruz, (2015)
manifiestan que bajo SD en un cultivo de durazno-avena el porcentaje de humedad fue de
43% debido a la densidad de siembra de la avena, mientras que con LC para avena y alfalfa
los valores fueron de 40.7 y 38.6%; respectivamente. Sánchez, Rojas, Pérez, Zúñiga, &
Gascó, (2006), también indican que la mayor HS (27,88%) fue en SD, al contrastar con LC,
donde la HS fue menor (20.24%), bajo el cultivo de maracuyá a una profundidad de 0-15 cm.
En el análisis de correlación de Pearson p<0.05 se observó que la HS está relacionada
directamente con la Da, el COS y el NT con 0.5378, 0.7046 y 0.7131; respectivamente, e
inversamente con PT con -0.6344. La regresión lineal múltiple expresada por la ecuación,
HS = 49.00 − 11.18 (Da) + 3.08 (COS) − 11.54 (NT) − 0.45 (PT) con un R2 = 0.58, indica que
por cada unidad que aumenta la Da disminuye 11.18% en la HS, por cada unidad que aumenta
de COS hay un incremento en el 3.08% en la HS y por cada unidad que aumenta la PT
disminuye 0.45% en la HS. Anaya, Mendoza, Rivera, Páez, & Olivares (2016) y Martínez et al.
(2008), en un estudio sobre el contenido de COS, NT y retención de humedad en un Acrisol,
encontraron una correlación positiva de la HS con COS (0.74); además, indicaron que la
relación C/N es positiva por lo que al incrementar el COS, también lo hace el NT,
conjuntamente con la HS.
Densidad aparente del suelo bajo
El ANOVA para Da del suelo bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
sólo para el factor fertilización con un promedio de 1.41 g/cm3 y un coeficiente de variación de
3.13%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó que la F2, tuvo
el rango más alto (1.43 g/cm3), y la F3, el menor rango (1.38 g/cm3); a mayor fertilizante menor
Da, resultados que concuerdan con lo mencionado por Orozco, Valverde, Martínez, Chávez,
& Benavides (2016), quienes observaron que la Da fue de 1.38 g/cm3 sin fertilizante y 1.27
g/cm3 con 203 kg ha-1 de fertilizante nitrogenado. En el análisis de correlación de Pearson
p<0.05 se observó que la Da está relacionada directamente con la BM en 0.2599.
25
El ANOVA para Da del suelo bajo el cultivo de amaranto (Cuadro 7) mostró diferencia
significativa sólo para labranza, con un promedio de 1.31 g/cm3 y un coeficiente de variación
de 4.25%. Con la prueba de 5% de significancia Scheffé p<0.05, (Cuadro 8), se observó el
mayor rango para SD (1.34 g/cm3) y el menor para LC (1.29 g/cm3). Galantini, Iglesias,
Maneiro, Santiago, & Kleine (2006), en un estudio realizado en un Argiudol típico observaron
que la menor Da (1.28*10 g/cm3) está relacionada con LC debido a los macroporos artificiales
que se forman por el uso de maquinarias, la mayor Da (1.39*10 g/cm3), se presenta en SD.
En el análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que la Da del suelo bajo el cultivo de
amaranto en está relacionada inversamente con la PT (-0.9364), y directamente con la HS y
RM en 0.4387 y 0.4118; respectivamente. La regresión lineal múltiple indicó que por cada
unidad que aumenta de PT y HS disminuye 0.017 y 0.002 de Da, y por cada unidad que
aumenta de RM, la Da se incrementa en 0.086. [ Da = 2.115 − 0.017(PT) − 0.002(HS) +
0.086 (RM), R2 = 0.89]. En contexto Orozco et al. (2016) obtuvieron resultados en los cuales
mostraron correlación positiva de la Da con la PT y HS en 0.778 y 0.827; respectivamente.
El ANOVA para Da del suelo bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
sólo para el factor labranza, con un promedio de 1.24 g/cm3 y un coeficiente de variación de
7.69%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8), se observó que la SD tuvo
el mayor rango (1.30 g/cm3) y la LC el menor (1.18 g/cm3). Ramírez, Taboada, & Gil (2006),
mencionan que la Da es más alta en SD, pero cambia y tiende a disminuir en un rango mayor
frente a LC con el paso de los años; evidenciándose cambios a los 12 años de estudio a 18
cm de profundidad en un suelo Argiudol típico de la pampa ondulada de Argentina, la Da bajo
SD pasó de 1.41*10 a 1.1*10 g/cm3 y la LC cambió de 1.27*10 a 1.19*10 g/cm3.
En el análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que la Da está relacionada
inversamente con la PT en -0.9697 y directamente con la HS, COS y NT en 0.5378, 0.4526 y
0.4818; respectivamente. La regresión lineal múltiple indicó que por cada unidad que aumenta
la PT, HS y NT, hay una disminución en Da de 0.024, 0.002 y 0.716; respectivamente,
mientras que por cada unidad que aumenta el COS también aumenta la Da en 0.005. [Da =
2.604 − 0.024(PT) − 0.002(HS) + 0.005(COS) − 0.716(NT) ; R2 = 0.96 ]. Los resultados
obtenidos en el análisis de correlación tienen concordancia con lo encontrado por Orozco et al.
(2016) y Salamanca & Sadeghian (2005); autores que reportan una correlación negativa de
Da con PT (-0.992), y positiva con COS y HS (0.996 y 0.980; respectivamente). Según (Soto,
Hernández, Luna, Ortiz, & García, 2016), el alto contenido de N sea por fuente de fertilizantes
o descomposición de MO incrementa la Da.
26
Porosidad del suelo
El ANOVA para porosidad del suelo bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7), mostró diferencia
significativa para la interacción de los factores en estudio, con un promedio de 42.07% y un
coeficiente de variación de 2.62%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8)
se observó que el rango más alto pertenece a LC con F2 (43.48%) y el más bajo pertenece a
SD con F1 (39.48%), Gráfico 2. La porosidad del suelo bajo SD aumentó con los dos niveles
más altos de fertilización. En contraste con lo observado bajo LC, donde la porosidad es
significativamente menor bajo el nivel más alto de fertilización evaluada. Galantini et al. (2006)
y Orozco et al. (2016) encontraron en un estudio sobre sistemas de labranza y efectos de
largo plazo, en el espacio poroso del suelo, que de 0-20 cm de profundidad en 18 años la
mayor porosidad corresponde a LC por la mayor cantidad de macroporos formados
artificialmente por el laboreo en el suelo con un valor de 49.10% bajo fertilización cero. En
contraste, con la SD y habiendo recibido 203 kg ha-1 de fertilizante que presentó una porosidad
de 45.38%. El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) mostró que la PT del suelo no se
correlacionó significativamente con ninguna otra variable evaluada.
Gráfico 2. Porosidad del suelo bajo el cultivo de fréjol.
El ANOVA para porosidad del suelo bajo el cultivo de amaranto (Cuadro 7) no mostró
diferencia significativa para los factores en estudio, tampoco para la interacción. Los
promedios se muestran en el Cuadro 8. En el análisis de correlación de Pearson p<0.05
mostró que la PT del suelo está relacionada inversamente con la Da (-0.9364).
El ANOVA para porosidad del suelo en el cultivo de maíz (Cuadro 7) mostró diferencia
significativa sólo para labranza, con un promedio de 49.36% y un coeficiente de 8.22%. En el
análisis de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó bajo la LC el rango más alto
27
(52.43%) respecto de la SD (46.29%). Estos resultados concuerdan con los reportados por
Prause, Fernández, & Dalurzo (2005), en un estudio de dos años en un suelo Durustol Éntico
con rotaciones maíz, y trigo-soya, con manejo de SD y LC, donde la PT fue más alta en LC al
comparar con SD, obteniendo 56.33 y 54.83%; respectivamente.
En el análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que la PT en está relacionada
inversamente con la HS, Da, COS y el NT con -0.6344, -0.9697, -0.5889 y -0.6166;
respectivamente. Contrariamente con lo obtenido por Martínez et al. (2008), quienes
mencionan que existe una correlación positiva de la PT con la HS, CO y el NT. La regresión
lineal múltiple indicó que por cada unidad que aumenta la HS, Da, NT, la PT disminuye en
0.10, 38.20 y 56.66, por cada variable; respectivamente, y por cada unidad que aumenta el
COS, la PT también lo hace en 2.74 [PT = 103.62 − 0.10(HS) − 38.20(Da) + 2.74(COS) −
56.66(NT); R2 = 0.97].
Carbono orgánico del suelo
El ANOVA para COS bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7), mostró diferencia significativa sólo
para fertilización, con un promedio de 1.83% y un coeficiente de variación de 10.92%. Con la
prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se evidenció que el mayor rango (1.99%)
pertenece a F3, el menor promedio (1.69%) pertenece a F0. El COS del suelo aumentó al
aumentar la dosis de fertilización, estos resultados concuerdan con lo manifestado por De
Andrade et al. (2016) y Martínez et al. (2008) quienes para un estudio sobre el COS y su
relación con las propiedades del suelo, indican que el COS aumentó de 1.4 a 1.7% conforme
aumentó la fertilización (0, 90 y 180 kg ha-1) en seis años de estudio.
El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) mostró que el COS está relacionado
directamente con el NT (0.9920). La regresión lineal simple es positiva; indicando que por
cada unidad que aumente de NT, se incrementa el contenido COS en 10.29% [COS = 0.05 +
10.29 (NT); R2 = 0.98]. Soto, Hernández, Luna, Ortiz, & García (2016) mostraron también que
existe una correlación positiva de 0.862 entre COS y NT.
El ANOVA para COS del suelo en el cultivo de amaranto (Cuadro 7) no mostró diferencia
significativa para ninguno de los factores en estudio; y tampoco para la interacción. Los
promedios de la interacción se presentan en el Cuadro 8. En el análisis de correlación de
Pearson p<0.05 se observó que el COS está relacionado directamente con el NT en 0.9932.
La regresión lineal simple indicó que por cada unidad que aumenta el NT se incrementa en
10.15% de COS [COS = 0.08 + 10.15NT; R2 = 0.99]. De Andrade et al. (2016) mostraron,
también, que existe una correlación positiva entre el COS y NT de 0.99.
El ANOVA para COS del suelo bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7) mostró diferencia
significativa sólo para labranza con un promedio de 1.86% y un coeficiente de variación de
28
14.86%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8), se observó que la SD
presenta el rango más alto respecto de la LC, con 1.99% y 1.73%; respectivamente. Estos
resultados demuestran que la SD ayuda a incrementar el secuestro de C en el suelo y son
concordantes con Espinoza (2010), quien reporta 1.62% de COS para un suelo Vertisol
cultivado con maíz bajo SD, y 1.23% de COS bajo LC.
El análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que el COS está correlacionado
directamente con el NT (r = 0.9953). La regresión lineal simple es positiva [COS = 0.09 +
10.02 (NT); R2 = 0.99]. Martínez et al. (2008) corrobora los datos obtenidos en este estudio;
mencionando una correlación positiva entre el COS y NT.
Nitrógeno total del suelo
El ANOVA para NT del suelo bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
para la interacción, con un promedio de 0.17% y un coeficiente de variación de 11.04%. Con
la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó el rango más alto (0.19%)
con el tratamiento de SD con F3, y el rango más bajo (0.15%) en LC con F0 (Gráfico 3). El NT
del suelo se incrementó con el aumento del nivel de fertilización nitrogenada en los dos
sistemas de labranza, pero el mayor incremento se observó bajo SD frente a la LC. En el
contexto de estos resultados, Abril, Salas, Lovera, Kopp, & Casado (2005) observaron en un
estudio bajo 5 años de manejo en Haplustoles énticos y típicos de Argentina, de textura franco-
limosa, con una fertilización de 37 y 76 kg N ha-1, diferencia significativa en el contenido de
NT en el suelo a una profundidad de 0-20 cm con la segunda fertilización (0.22% bajo SD, y
0.20% bajo LC). El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) indicó que el NT está
relacionado de forma positiva con la BM, con r = 0.2520.
Gráfico 3. Nitrógeno total en el suelo bajo el cultivo de fréjol.
29
El ANOVA para NT del suelo en el cultivo de amaranto (Cuadro 7) no mostró diferencia
significativa en los factores en estudio; labranza y fertilización, y tampoco en la interacción.
Los promedios se indican en el Cuadro 8. El análisis de correlación de Pearson (p<0.05)
mostró que el NT del suelo está correlacionado directamente con COS (0.9932).
El ANOVA para NT en el suelo bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
sólo para el factor labranza con un promedio de 0.18% y un coeficiente de variación de
15.45%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó que SD tiene
el rango más alto (0.19%) con respecto a LC (0.16%). La literatura menciona que en un estudio
realizado entre el 2001 y 2008, después de 8 años de implementar un cultivo de maíz con SD
en un Inceptisol de textura franco arenosa, el NT incrementó significativamente de 4.0% en la
capa superficial a 4.9% en los 30 cm de profundidad (Acevedo et al., 2011).En el análisis de
correlación de Pearson p<0.05 mostró que el NT del suelo está relacionado directamente con
la HS, Da y COS en 0.7131, 0.4818 y 0.9953; respectivamente, e inversamente con la PT en
-0.6166.
Biomasa microbiana del suelo
El ANOVA para BM del suelo en el cultivo de fréjol (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
para la interacción, con un promedio de 1.63 mgC-CO2/g suelo seco y un coeficiente de
variación de 18.00%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se ubicó al
tratamiento de LC con F2 con el rango más alto (2.00 mgC-CO2/g suelo seco); y el tratamiento
de SD con F3 con el rango más bajo (1.41 mgC-CO2/g suelo seco) (Gráfico 4). La BM del suelo
bajo SD disminuyó al aumentar los niveles de fertilización; en tanto, que para el suelo bajo LC
aumentó con el incremento del nivel de fertilización, con el máximo asociado con F2. Espinoza,
Lozano, & Malpica (2017) y Porras (2006) mencionan que la SD recicla MO del cultivo sobre
el suelo a lo largo del tiempo y con esto se favorece la cantidad de BM. Además, dichos
autores observaron que en un estudio sobre los efectos del sistema de labranza en un Vertisol
de 0-5 cm de profundidad, la SD y LC con 280 kg N ha-1 presentaron 0.41 mg/g y 0.23 mg/g
de BM, respectivamente para cada labranza.
El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) para el cultivo de fréjol indicó que la BM está
relacionada de forma positiva con la Da y el NT, con r = 0.2599 y 0.2520; respectivamente. La
regresión lineal múltiple indicó que por cada unidad que aumenta la Da y el NT, también
aumenta la BM en 0.74 y en 1.33; respectivamente [BM = −0.81 + 0.74Da + 1.33NT; R2 =
0.1304]. Por el contrario, los resultados obtenidos por Espinoza, Lozano, & Malpica, (2017); y
Núñez, Jara, Sandoval, Demanet, & Mora (2012), muestran que existe correlación negativa
de la BM con DA y NT con r = -0.87 y r = -0.23; respectivamente.
30
Gráfico 4. Biomasa microbiana del suelo bajo el cultivo de fréjol.
El ANOVA para BM del suelo en el cultivo de amaranto (Cuadro 7) mostró diferencia
significativa en la interacción, con un promedio de 1.33 mgC-CO2/g suelo seco y un coeficiente
de variación de 3.29%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó
que el tratamiento de SD con F1 tiene el rango más alto (1.48 mgC-CO2/g suelo seco); y en
LC no hay efecto de la fertilización sobre esta variable, presentando valores en el rango más
bajo (1.24 a 1.31 mg C-CO2/g suelo seco) (Gráfico 5). La BM del suelo en SD se incrementó
sólo en la F1. Benítez et al. (2015); Wallenstein, McNulty, Fernandez, Boggs, & Schlesinger
(2006) indican que la rotación de cultivos, la acumulación de rastrojo, y la baja labranza
favorecen al contenido de biomasa. Además, estos autores indican que la fertilización crónica
con N disminuye la BM del suelo bajo SD en un promedio del 54% en los rodales de madera
dura, con estos resultados los autores indican que, si existe alta fertilidad de N en combinación
con LC, la BM será baja al comparar con SD y una adecuada fertilización. En un estudio sobre
contenido de BM en un Argiudol acuico con cultivos de secuencia trigo/soya-maíz se
observaron diferencias significativas entre SD y LC, con 33.3 mg C- CO2/100g de suelo bajo
SD y 16.8 mg C-CO2/100g de suelo en LC en suelo laboreado con reja (Benintende, Borgetto,
& Benitende, 1995).
El análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que la BM está relacionada directamente
con la RM (r = 0.6207). La regresión lineal simple indica que por cada unidad que aumenta la
RM aumenta 0.39 de BM [BM = 1.21 + 0.38 (RM); R2 = 0.39]. Los resultados de correlación
del presente estudio son semejantes a los obtenidos por Paolini (2017) quien menciona que
la correlación entre BM y RM es de 0.445.
31
Gráfico 5. Biomasa microbiana en el suelo bajo el cultivo de amaranto.
El ANOVA para BM del suelo bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
para la interacción, con un promedio de 1.47 mgC-CO2/g suelo seco, y un coeficiente de
variación de 13.30%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8) se observó
que el rango más alto (1.81 mgC-CO2/g suelo seco) pertenece a SD con F3, y el rango más
bajo (1.13 mgC-CO2/g suelo seco) a LC con F1 (Gráfico 6). La BM en el suelo bajo SD se
incrementó con el último nivel de fertilización evaluado; por otra parte, la BM en el suelo bajo
LC disminuyó con el primer nivel de fertilización, en tanto que en los otros niveles se mantuvo
constante. Contrario a los resultados de la presente investigación, Wallenstein et al. (2006),
manifiestan que la alta fertilización en SD provoca valores bajos de BM. Sin embargo, se han
reportado evidencia que la SD favorece a la BM, ya que provoca acumulación de MO y esto
favorece al contenido de C bio-másico sobre el suelo (Sánchez et al., 2006). El análisis de
correlación de Pearson (p<0.05) mostró que la BM del suelo no se correlaciona
significativamente con ninguna otra variable evaluada.
32
Gráfico 6. Biomasa microbiana en el suelo bajo el cultivo de maíz.
Respiración microbiana del suelo
El ANOVA para RM del suelo bajo el cultivo de fréjol (Cuadro 7) mostró diferencia significativa
para la interacción, con un promedio de 0.32 mgC-CO2/g suelo seco, y un coeficiente de
variación de 13.55%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 se observó a los
tratamientos de SD con F0 y F3, con el rango más alto (0.41 y 0.42 mgC-CO2/g suelo seco;
respectivamente), y al tratamiento SD con F1 con el rango más bajo (0.23 mgC-CO2/g suelo
seco) (Gráfico 7). La RM del suelo bajo SD disminuyó con la fertilización nitrogenada hasta
F2; en tanto que, la RM no fue afectada por la dosis de fertilización bajo LC. De Andrade et al.
(2016) aplicaron las mismas dosis de fertilizante nitrogenado (0, 90 y 180 kg ha-1 de N), para
los dos tipos de labranza (SD con sucesión maíz/maíz y leguminosas/maíz, y LC bajo cultivo
de maíz con cosecha de verano) y observaron que el tipo de manejo del suelo y la sucesión
(leguminosas/maíz) favorece el desarrollo de microorganismos en el suelo. El efecto del
fertilizante sobre los microorganismos varió dependiendo de la labranza; en la SD se vio
menos afectación por las dosis de fertilizante y como resultado reportaron mayor respiración
en SD (1.00438 mg CO2/g de C) con 180 kg N ha-1 en el suelo, y menor respiración en LC
(0.33539 mg CO2/g de C en el suelo) con la misma fertilización. El análisis de correlación de
Pearson p<0.05 mostró que la RM no está relacionada con ninguna de las variables en
estudio.
33
Gráfico 7. Respiración microbiana en el suelo bajo el cultivo de fréjol.
El ANOVA para RM del suelo bajo el cultivo de amaranto (Cuadro 7) mostró diferencia
significativa sólo para labranza con un promedio de 0.30 mgC-CO2/g suelo seco, y un
coeficiente de variación de 21.03%. Con la prueba de significancia Scheffé p<0.05 (Cuadro 8)
se observó a la SD con el promedio más alto (0.42 mgC-CO2/g suelo seco) con respecto a LC
(0.17 mgC-CO2/g suelo seco). Estos resultados coinciden con Benítez et al. (2015), y Sánchez
et al. (2006) quienes mencionan que el manejo del suelo es importante para la respiración de
los microorganismos, ya que se contribuye al secuestro de C, siendo menor la emisión en SD.
En un estudio sobre el cultivo de maracuyá en dos tipos de labranza (SD y LC), se reportó
que el CO2 emitido por la RM fue mayor en SD (0.30 mgC-CO2/g suelo seco) y menor CO2 en
LC (0.13 mgC-CO2/g suelo seco).
El análisis de correlación de Pearson p<0.05 mostró que la RM en el suelo bajo el cultivo de
amaranto está relacionada directamente con la HS, Da y BM con valores r de 0.8286, 0.4118
y 0.6207; respectivamente. La regresión lineal múltiple indica que por cada unidad que
aumenta la HS, Da y BM, también aumenta en 0.05, 0.02 y 0.59, la RM, con cada variable;
respectivamente, [ RM = −1.80 + 0.05 (HS) + 0.02 (Da) + 0.59 (BM); R2 = 0.80 ]. Estos
resultados corroboran lo mencionado por Jaurixje, Torres, Mendoza, Henríquez, & Contreras
(2013); y Palma (2011) que la RM con la HS tienen una correlación positiva (r =0.65) y con la
Da una correlación negativa (r = -0.22).
El ANOVA para RM del suelo bajo el cultivo de maíz (Cuadro 7) no mostró diferencia
significativa para ninguno de los factores en estudio, ni para la interacción. Los promedios se
indican en el Cuadro 8. El análisis de correlación de Pearson (p<0.05) indicó que la RM del
suelo no se correlacionó significativamente con ninguna variable evaluada.
34
5. CONCUSIONES
La BM fue la variable biológica del suelo que reflejó los efectos del manejo de labranza
y fertilización para los tres cultivos evaluados. Para el cultivo de fréjol, la BM disminuyó
al aumentar los niveles de fertilización bajo SD; en contraste con la LC, donde aumentó
con el incremento del nivel de fertilización, con el máximo asociado con F2. Para el
cultivo de amaranto, el tratamiento de SD con F1 presentó el rango más alto de BM; y
en LC no hubo efecto de la fertilización. Para el cultivo de maíz, la BM en el suelo bajo
SD se incrementó sólo con F3; por otra parte, en el suelo bajo LC disminuyó sólo con
F1.
La BM del suelo presentó correlación positiva con la Da y con el NT bajo el cultivo de
fréjol; con RM bajo el cultivo de amaranto; y con ninguna de las variables evaluadas
bajo el cultivo de maíz.
La RM mostró efectos de la labranza y fertilización bajo el cultivo de fréjol; en contraste,
con el suelo bajo el cultivo de amaranto donde se observó solamente el efecto de
labranza, y con el suelo bajo el cultivo de maíz con el que no se evidenció efecto de
ninguno de los factores estudiados. Para el cultivo de fréjol, la RM del suelo bajo SD
disminuyó con la fertilización nitrogenada hasta F2; en tanto que, bajo LC no fue
afectada por la dosis de fertilización. Para el cultivo de amaranto, la mayor RM del
suelo estuvo asociada con la SD.
La RM del suelo bajo el cultivo de amaranto mostró correlación positiva con la HS, la
Da y la BM; a diferencia de la RM de los suelos bajo fréjol y maíz que no presentaron
correlación con ninguna variable estudiada.
Las propiedades físico-químicas del suelo evaluadas fueron afectadas por el manejo
de las prácticas de labranza y fertilización. Sin embargo, dicho efecto fue diferente
para cada cultivo evaluado.
Bajo el cultivo de fréjol, la HS, la PT, y el NT mostraron efectos de la interacción de
labranza y fertilización; mientras, la Da y el carbono orgánico indicaron efectos sólo de
fertilización. La HS disminuyó con el aumento del nivel de fertilización bajo LC; en
tanto, que bajo SD se mantuvo constante a través de los distintos niveles de
fertilización, con excepción de F2 donde se registró aumento en la HS. La PT del suelo
bajo SD aumentó con los niveles más altos de fertilización; en contraste con lo
observado bajo LC. El NT del suelo se incrementó con el aumento del nivel de
fertilización nitrogenada en los dos sistemas de labranza, con una magnitud de
incremento mayor bajo SD. La Da disminuyó, y el COS aumentó con el nivel más alto
de fertilización.
35
Bajo el cultivo de amaranto, sólo la HS y la Da mostraron efectos de la labranza. Los
valores más altos de las dos variables estuvieron asociados con SD en contraste con
LC.
Bajo el cultivo de maíz, todas las variables físico-químicas mostraron sólo efectos de
labranza. Los valores más altos de HS, Da, COS, y NT estuvieron ligados con SD
frente a LC. En contraste, los valores de porosidad fueron más elevados bajo LC
comparados con los de SD.
36
6. RECOMENDACIONES
Continuar con este estudio a largo plazo, para poder observar más contundentemente los
cambios sobre las propiedades físico-químicas y biológicas del suelo por efecto del manejo
agronómico.
Evaluar el efecto de fuentes y épocas de fertilización nitrogenada sobre la actividad biológica
del suelo y los rendimientos de los cultivos bajo siembra directa.
Realizar la caracterización de la calidad de los residuos.
37
7. RESUMEN
El manejo adecuado y la conservación del recurso suelo se hace imprescindible para
garantizar la seguridad alimentaria y consecuentemente la sobrevivencia humana. Entre las
prácticas de manejo sostenible del suelo agrícola con las que se cuenta están las de labranza
reducida y de siembra directa. El secuestro del COS del suelo es la consecuencia de la
diferencia entre las entradas y las pérdidas del C del ecosistema del suelo, intervenido por la
BM, misma que utiliza dos fuentes principales de C para la obtención de energía: 1) nuevos
insumos de residuos de plantas y animales, y 2) materia orgánica humificada del suelo.
Por lo que antecede y considerando que existe la necesidad de documentar el efecto de
prácticas de manejo agrícola sobre la calidad de los suelos ecuatorianos; el presente proyecto
de investigación propuso estudiar indicadores biológicos de calidad de un suelo agrícola bajo
dos tipos de labranza (labranza convencional y siembra directa), cuatro niveles de fertilización
(F0, F1, F2 y F3) y tres cultivos [fréjol, (Phaseolus vulgaris L.), amaranto (Amaranthus app L.) y
maíz (Zea mays L.)].
Los análisis se realizaron en el LQAS, con las muestras tomadas del experimento de campo
ubicado en Lote 4.2 del Campo Académico Docente Experimental Tumbaco (CADET) de la
FCAg de la UCE – Provincia de Pichincha, cantón Quito, parroquia Tumbaco. Se muestreó al
final de cada ciclo de cultivo. Cada muestra de suelo resultó de cinco sub-muestras tomadas
al azar para cada tratamiento, a una profundidad de 0-20 cm; mismas que se homogenizaron
con el fin de obtener una muestra representativa, y fueron congeladas hasta realizar su
respectivo análisis.
Se utilizó el método gravimétrico para determinar HS, y el método del cilindro para cuantificar
la Da. La PT resulta de la suma de la porosidad capilar (relacionada con retención de
humedad) y de la porosidad no capilar (intercambio gaseoso); y fue calculada a través de la
densidad real, determinada por el método del picnómetro. El COS fue cuantificado a través
del método colorimétrico de Walkley-Black. El NT del suelo fue determinado por cálculo a
partir de los datos obtenidos de MO. La BM fue cuantificada a través del método de
fumigación-incubación. La RM fue determinada a través de la incubación por 4 días a 27°C y
posterior cuantificación por titulación del CO2 liberado.
Se utilizó un Diseño de Bloques al Azar (DCA) con ocho observaciones para el cultivo de fréjol
y con tres observaciones para los cultivos de amaranto y maíz. Para la prueba de significancia
se utilizó Scheffé p<0.05. El paquete estadístico utilizado fue Stata 10.0.
La BM fue la variable biológica del suelo que reflejó los efectos del manejo de labranza y
fertilización para los tres cultivos evaluados. Para el cultivo de fréjol, la BM disminuyó al
38
aumentar los niveles de fertilización bajo SD; en contraste con la LC, donde aumentó con el
incremento del nivel de fertilización, con el máximo asociado con F2. Para el cultivo de
amaranto, el tratamiento de SD con F1 presentó el rango más alto de BM; y en LC no hubo
efecto de la fertilización. Para el cultivo de maíz, la BM en el suelo bajo SD se incrementó sólo
con F3; por otra parte, en el suelo bajo LC disminuyó sólo con F1.
La BM del suelo presentó correlación positiva con la Da y con el NT bajo el cultivo de fréjol;
con respiración microbiana bajo el cultivo de amaranto; y con ninguna de las variables
evaluadas bajo el cultivo de maíz.
La RM mostró efectos de la labranza y fertilización bajo el cultivo de fréjol; en contraste, con
el suelo bajo el cultivo de amaranto donde se observó solamente el efecto de labranza, y con
el suelo bajo el cultivo de maíz con el que no se evidenció efecto de ninguno de los factores
estudiados. Para el cultivo de fréjol, la RM del suelo bajo SD disminuyó con la fertilización
nitrogenada hasta F2; en tanto que, bajo LC no fue afectada por la dosis de fertilización. Para
el cultivo de amaranto, la mayor RM del suelo estuvo asociada con la SD.
La RM del suelo bajo el cultivo de amaranto mostró correlación positiva con la HS, la Da y la
BM; a diferencia de la RM de los suelos bajo fréjol y maíz que no presentaron correlación con
ninguna variable estudiada.
Las propiedades físico-químicas del suelo evaluadas fueron afectadas por el manejo de las
prácticas de labranza y fertilización. Sin embargo, dicho efecto fue diferente para cada cultivo
evaluado.
Bajo el cultivo de fréjol, la HS, la PT, y el NT mostraron efectos de la interacción de labranza
y fertilización; mientras, la Da y el carbono orgánico indicaron efectos sólo de fertilización. La
HS disminuyó con el aumento del nivel de fertilización bajo LC; en tanto, que bajo SD se
mantuvo constante a través de los distintos niveles de fertilización, con excepción de F2 donde
se registró aumento en la HS. La PT del suelo bajo SD aumentó con los niveles más altos de
fertilización; en contraste con lo observado bajo LC. El NT del suelo se incrementó con el
aumento del nivel de fertilización nitrogenada en los dos sistemas de labranza, con una
magnitud de incremento mayor bajo SD. La Da disminuyó, y el COS aumentó con el nivel más
alto de fertilización.
Bajo el cultivo de amaranto, sólo la HS y la Da mostraron efectos de la labranza. Los valores
más altos de las dos variables estuvieron asociados con SD en contraste con LC.
Bajo el cultivo de maíz, todas las variables físico-químicas mostraron sólo efectos de labranza.
Los valores más altos de HS, Da, COS, y NT estuvieron ligados con SD frente a LC. En
contraste, los valores de porosidad fueron más elevados bajo LC comparados con los de SD.
39
8. SUMMARY
The proper soil management and conservation is essential to ensure food security; and
consequently, human survival. Among the sustainable management practices of agricultural
land are reduced tillage and no tillage. Soil carbon (C) sequestration is the consequence of the
difference between C inputs and losses of the soil ecosystem, mediated by the microbial
biomass (BM); which uses two main C sources for obtaining energy: 1) new inputs of plants
and animals residues, and 2) humified soil organic matter.
For the foregoing and considering that there is a need to document the effect of agricultural
management practices on the quality of Ecuadorian soils; the present research project
proposed to study biological indicators of quality for an agricultural soil under two types of
tillage [conventional tillage (LC) and no tillage (SD)], four fertilization rates (F0, F1, F2 and F3)
and three crops [bean (Phaseolus vulgaris L.), amaranth (Amaranthus app L.) and corn (Zea
mays L.)].
The present investigation was carried out in the LQAS, with samples taken from the field
experiment located at Field 4.2 of the Tumbaco Experimental Teaching Academic Farm
(CADET) of the UCA FCAg - Province of Pichincha, Quito, Tumbaco parish. The sampling was
done at the end of each crop cycle. Each soil sample resulted from five sub-samples taken at
random for each treatment, at a depth of 0 -20 cm. These sub-samples were homogenized in
order to obtain a representative sample, and were frozen until they were analyzed.
The gravimetric method was used to determine soil moisture (HS), and the cylinder method
was used for bulk density (Da). The total porosity (PT) results from the sum of capillary porosity
(related to moisture retention) and non-capillary porosity (gas exchange), and it was calculate
through particle density determined by the pycnometer method. The soil organic carbon (COS)
was measured through the colorimetric method of Walkley-Black. The total soil nitrogen (NT)
was determined by calculation from the COS content. The BM was determined through the
fumigation-incubation method. Soil microbial respiration (MR) was determined by incubating
for 4 days at 27 °C, and quantification of CO2 by volumetric titration.
A randomized block design (DCA) with eight observations was used for bean cultivation and
three observations for amaranth and corn. Scheffé p <0.05 was used for the significance test.
The statistical software used was Stata 10.0.
The BM was the soil biological variable that reflected the effects of tillage and fertilization under
the three crops evaluated. For the bean crop, BM decreased with increasing rates of
fertilization under SD; in contrast to LC, where it increased with the rise in fertilization rate, with
the maximum associated with F2. For the amaranth crop, the treatment of SD with F1 presented
40
the highest BM range; and there was no effect of fertilization in LC. For the corn crop, BM of
the soil under SD was increased only with F3; on the other hand, BM of the soil under LC
decreased only with F1.
The BM showed positive correlation with Da and NT under the bean crop; with microbial
respiration under the amaranth crop; and with none of the variables evaluated under the corn
crop.
The RM showed effects of tillage and fertilization under the bean crop; in contrast, with the RM
under the amaranth crop; which only showed tillage effect. The RM under the corn crop
indicated no effect of any of the studied factors. For the bean crop, the RM under SD decreased
with fertilization rates up to F2; whereas, under LC it was not affected by fertilization rates. For
the amaranth crop, the highest RM of the soil was associated with SD.
The RM of the soil under the amaranth crop showed positive correlation with HS, Da and BM;
unlike the MR of soils under beans and corn that did not show correlation with any studied
variable.
The soil physical and chemical properties were affected by the management of tillage and
fertilization rates. However, the effect was different for each evaluated crop.
Under bean crop; HS, PT, and NT showed effects of tillage and fertilization interaction; while,
Da and COS indicated only effects of fertilization rates. The HS decreased with increasing
fertilization rates under LC; in contrast, under SD it was maintained constant through the
different fertilization rates, with the exception of F2 where there was an increase in the HS. The
PT under SD increased with the highest rates of fertilization; in contrast to LC. The NT of the
soil increased with the fertilization rates in the two tillage systems, with a greater magnitude of
increase under SD compare to LC. The Da decreased, and the COS increased with the highest
rate of fertilization.
Under the amaranth crop, only the HS and the Da showed effects of tillage. The highest values
of the two variables were associated with SD in contrast to LC.
Under the corn crop, all soil physical and chemical variables showed only tillage effects. The
highest values of HS, Da, COS, and NT were associated with SD compared to LC. In contrast,
the PT values were higher under LC compared with those of SD.
41
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funcionamiento de los ecosistemas.
46
10. ANEXOS
Anexo 1. Características de la unidad experimental.
Ítem Descripción
Número de tratamientos 8
Número de repeticiones 3
Número de unidades experimentales 24
Total área experimental 4054 m2
Área de cada parcela neta maíz 84 m2
Área de cada parcela neta amaranto 38,5 m2
Área de cada parcela neta fréjol 4032 m2
Total área neta 4032 m2
Anexo 2. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de fréjol.
Área neta tratamiento 84 m2 Área total parcela 5 376 m2
47
Anexo 3. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de amaranto.
Área neta tratamiento 38.5 m2
Área total parcela 924 m2
48
Anexo 4. Distribución de los tratamientos en el campo con labranza convencional y siembra
directa para el cultivo de maíz.
Área neta tratamiento 84 m2 Área total parcela 2 016 m2
Anexo 5. Manejo específico del experimento de campo.
- Preparación del suelo
La presente investigación se manejó dos sistemas de labranza, la convencional y siembra
directa, en la labranza convencional se preparó normalmente el suelo con arado y rastra. Para
las parcelas de siembra directa se realizó una poda de las malezas, posteriormente se realizó
una siembra de avena al voleo y se cubrió con el rastrojo de la maleza para su desarrollo.
- Riego
En la parcela se manejó un riego por aspersión para la parcela de fréjol-maíz y para la parcela
de fréjol-amaranto se manejó riego por goteo, el cual se manejó durante todo el ensayo según
los requerimientos cultivo.
- Surcado
Luego de la delimitación e identificación del área en estudio se realizaron los surcos en las
parcelas destinadas para labranza convencional. La distancia entre surco fue de 0,70 m. En
las parcelas destinadas a siembra directa no se realizó el surcado, la distancia de siembra fue
de 0,70 m entre filas.
- Fertilización
Para el cultivo de fréjol se fertilizó a los 30 días después de la siembra según la recomendación
del INAP 20 kg N, 100 kg de P2O5 por ha: se utilizó urea 46% N y de fertilizante 12 N, 40 P,
se aplicó por golpe en cada planta;
49
F0 = sin fertilizante
F1 = 1,25 g urea; 1,05 g de 12 N - 40 P
F2 = 2,49 g urea; 2,10 g de 12 N - 40 P
F3= 3,74 g urea; 3,15 g de 12 N - 40 P
Para el cultivo de amaranto, se fertilizó a los 15 días después del trasplante, la segunda
fertilización a los 20 días después de la primera aplicación y la tercera fertilización a los 25
días después de la segunda aplicación, según la recomendación del INIAP de 100 kg de N
por ha. Se utilizó nitrato de amonio 33% N.
F0 = sin fertilizante,
F1 = 1g
F2 = 2g
F3 = 3g
Para el cultivo de maíz, se fertilizó a los 12 días después de la siembra, la segunda fertilización
a los 30 días después de la primera aplicación y la tercera fertilización a los 70 días después
de la segunda aplicación, según la recomendación del INIAP de 100 kg de N por ha. Se utilizó
nitrato de amonio 33% N.
F0 = sin fertilizante,
F1 = 1g
F2 = 2g
F3 = 3g
Para labranza convencional y siembra directa respectivamente.
- Siembra
Se procedió a seleccionar las semillas de fréjol, amaranto y maíz, para desinfectarlas con
vitavax y para la posterior siembra.
Para el cultivo de fréjol se colocó dos semillas por sitio a una distancia de 0,20 m entre planta
con ayuda de un espeque.
Para el cultivo de maíz se colocó dos semillas por sitio, a una distancia de 0,20 m entre planta
con ayuda de un espeque.
El para el cultivo de amaranto se manejó una siembra en semillero, que posteriormente se
trasplantó a una distancia de 0,20 m entre plantas con ayuda de un espeque.
50
- Deshierba
En las parcelas de siembra directa se realizó la eliminación de las malezas en forma manual,
sacando y dejando sobre el suelo, en labranza convencional se realizó con ayuda de azadas
y/o azadones.
- Control Fitosanitario
Los controles se realizaron dependiendo del umbral de acción ante la aparición de plagas y
enfermedades, con el fin de garantizar el desarrollo y rendimiento del cultivo para su posterior
evaluación de resultados.
- Cosecha
El cultivo de fréjol se cosechó en estado verde, cuando las vainas cambiaron de color de verde
a amarillo.
El cultivo de amaranto se cosechó cuando las panojas cambiaron de color de rojo a café.
El cultivo de maíz se cosechó en estado de choclo, cuando la mayoría de las inflorescencias
femeninas presentaban marchitez.
Anexo 6. Fórmula para calcular humedad
1. Pesar 10 g de suelo Húmedo
2. Desecar el suelo a 105°C
3. Volver a pesar el suelo desecado
Se aplica la siguiente fórmula:
%𝐇 =(𝐬𝐮𝐞𝐥𝐨 𝐡ú𝐦𝐞𝐝𝐨 − 𝐬𝐮𝐞𝐥𝐨 𝐬𝐞𝐜𝐨)
𝐬𝐮𝐞𝐥𝐨 𝐬𝐞𝐜𝐨∗ 𝟏𝟎𝟎
Anexo 7. Metodología de densidad aparente.
1. Tomar muestras de suelo con un barreno.
2. Trasvasar a cajas metálicas.
3. Pesar previamente cada caja para poder destarar.
4. Llevar las muestras al laboratorio.
5. Colocar las muestras en la estufa y secar el suelo por 12 horas a 105°C de
temperatura.
6. Sacar las cajas de la estufa y pesarlas con el suelo seco incluido.
7. Calcular
51
𝐃𝐚 =𝐌𝐚𝐬𝐚 𝐝𝐞𝐥 𝐬𝐮𝐞𝐥𝐨 𝐬𝐞𝐜𝐨 𝐞𝐧 𝐥𝐚 𝐞𝐬𝐭𝐮𝐟𝐚
𝐕𝐨𝐥𝐮𝐦𝐞𝐧 𝐝𝐞𝐥 𝐜𝐢𝐥𝐢𝐧𝐝𝐫𝐨
Volumen del cilindro = π.r2.h
π = 3,141592
Anexo 8. Metodología de densidad real.
1. Desmenuzar las muestras secadas a 105°C con un pistilo en un mortero y tamizarlas
en un tamiz de 2 mm.
2. Colocar agua destilada dentro del picnómetro aforarlo y pesarlo.
3. Eliminar aproximadamente la mitad del agua destilada del picnómetro y dejar en
espera.
4. Pesar 5 g de suelo seco y colocar dentro del picnómetro.
5. Con una probeta dejar caer lentamente agua en el picnómetro y agitar para evitar
burbujas, dejar en reposo durante 10 minutos para eliminar el aire contenido en los
poros.
6. Completar el volumen del picnómetro con agua destilada.
7. Aforar el picnómetro con agua destilada y pesarlo. Este valor es B y corresponde al
peso del picnómetro, suelo y agua destilada.
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8. Calcular
𝐃𝐫 =𝐌
𝐕
𝐕 = [A − (B − M)]
𝐃𝐫 =M
[A − (B − M)]
Dónde:
M: masa de suelo seco
A: masa del picnómetro + agua destilada.
B: masa del picnómetro + masa de agua destilada + masa de suelo
Anexo 9. Metodología de biomasa microbiana
1. En un tamiz de 2 mm pasar el suelo húmedo.
2. Pesar 15 g de suelo en un recipiente limpio y seco, con cuatro réplicas.
Donde:
F = Fumigar
SF = Sin Fumigar
3. Las muestras sin fumigar se dejarán tapadas al ambiente, con dos blancos.
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4. Colocar los recipientes con 15 g de suelo en un desecador y fumigar con cloroformo.
5. Dejar las muestras destapadas junto con dos blancos dentro del desecador por 24
horas en ambiente de cloroformo, este tendrá un papel toalla humedecido con H2O
destilada en su base.
6. Evacuar las muestras de cloroformo y colocar 1 ml de H2O en la muestra,
adicionalmente colocar sobre la muestra 1 ml de NaOH 2 N contenido en un vaso
plástico limpio y cerrar herméticamente.
54
7. Incubar las muestras fumigadas y sin fumigar por 10 días a una temperatura de 27°C.
8. Sacar los vasos con NaOH cuidadosamente y agregar 1ml de BaCl2 1 M.
9. Añadir tres gotas de fenolftaleína 0,1% y titular con HCl 0,1 N el exceso de NaOH y
NaHCl3, hasta obtener un color blanco lechoso.
10. Anotar el valor obtenido con el indicador fenolftaleína y encerar la bureta, después
agregar al contenido cuatro gotas de anaranjado de metilo y titular con HCl 0,1 N para
determinar BaCO3, hasta obtener un color rojizo transparente, es decir, hasta que los
precipitados se hayan disuelto.
55
11. Calcular
Cuadro de fórmulas para el cálculo de OH-, CO3= y HCO3
-, valores que permiten determinar BM.
Para calcular la BM primero se utilizó las fórmulas 2 y 4 del apartado anterior, dependiendo
de la cantidad (ml) de ácido utilizado en la titulación con fenolftaleína en las muestras
fumigadas y sin fumigar, de este modo se obtuvo los valores (ml) de OH-, CO3= y HCO3
-.
Con los resultados obtenidos de los ml de CO3= se calculó los mg C-CO2/g suelo seco de
CO3=, con la siguiente fórmula [(primer valor de los ml obtenidos en el cálculo de CO3
=
menos el valor del blanco fumigado) * (unidad de valoración del ácido*12/2)*(peso suelo
húmedo/(peso del suelo húmedo colocado para incubación*peso del suelo seco)]; y
además con los resultados de HCO3- se calculó los mg C-CO2/g suelo seco de HCO3
-, con
la siguiente fórmula [(primer valor de los ml obtenidos en el cálculo de HCO3- menos el
56
valor del blanco fumigado) * la (unidad de valoración del ácido*12/) * (peso suelo
húmedo/(peso del suelo húmedo colocado para incubación*peso del suelo seco)], este
proceso es el mismo para las dos fórmulas mencionadas anteriormente . Finalmente se
restó los resultados de las muestras fumigadas de las de sin fumigar de los mg C-CO2/g
suelo seco CO3=/0.43, este último proceso se repite para el HCO3
-. Los valores obtenidos
de CO3= y HCO3
- se sumó para obtener la BM presente en el suelo.
Metodología de fumigación con cloroformo para biomasa microbiana
1. Conectar la manguera a la válvula abierta del desecador y encender la bomba, esperar
que la presión de la bomba llegue a 60 kilo pascales, es decir, 0,59 atm de presión en
el desecador.
2. Apagar la bomba, cerrar la válvula del desecador y desconectar la manguera, después
abrir la válvula para que ingrese aire.
3. Repetir tres veces este proceso.
4. Se realiza una última conexión de la manguera, es decir, por cuarta vez, pero sólo se
apaga la bomba, se cierra la válvula y se desconecta la manguera de la válvula, pero
no se vuelve a abrir la válvula, es más se aprieta un poco la llave de paso que se
encuentra frente a la válvula, de este modo el desecador quedará cerrado.
57
Anexo 10. Metodología de respiración microbiana
1. Tamizar el suelo húmedo (tamiz 4 - 6 mm). En este caso es el tamiz de 4 mm.
2. Pesar 25 g de sueño húmedo.
3. Pesar 10 g de suelo húmedo para calcular humedad.
4. En un frasco de vidrio colocar en el fondo dos papeles filtro, después colocar los 25 g
de suelo contenidos en una cápsula de aluminio, que está perforado con 9 agujeros
en el fondo, esto sirve para que el suelo pueda absorber H2O destilada.
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5. Agregar 5 ml de H2O destilada por las paredes del frasco de cristal para humedecer el
papel filtro, este volumen de H2O destilada se usó para las muestras de amaranto y
maíz, y 7 ml de H2O destilada para las muestras de fréjol ya que las muestras
presentaban poca humedad, sobre el suelo se coloca una mesita plástica y sobre esta
un vaso plástico con 9 ml de NaOH 0,5 M.
6. Tapar el frasco de cristal y dejar incubando por 4 días sin interrupción a 27 °C.
Por cada grupo de muestras colocadas en la incubadora se coloca dos blancos juntos con
las muestras.
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En el blanco lo único que se suprime es los 25 g de suelo el resto del procedimiento
es idéntico a las muestras con suelo.
7. Calcular
Cuadro de fórmulas para el cálculo de OH-, CO3= y HCO3
-, valores que permiten determinar RM.
Para calcular la RM se utilizó la fórmula 4 del apartado anterior ya que es la indicada para
este proceso debido a la cantidad (ml) de ácido utilizado en la titulación con fenolftaleína en
las muestras, con la fórmula 4 se determinó los valores (ml) de OH-, CO3= y HCO3
-, presentes
en las muestras incubadas, con el resultado obtenido de CO3= se calculó los mg C-CO2/g
suelo seco de CO3= , y se utilizó la siguiente fórmula [(primer valor de los ml obtenidos en el
cálculo de CO3= menos el valor del blanco) * (unidad de valoración del ácido*12/2)*(peso
suelo húmedo/(peso del suelo húmedo colocado para incubación*peso del suelo seco)], y
además con el resultado de los ml de HCO3- se calculó los mg C-CO2/g suelo seco de HCO3
-
, para lo cual se utilizó la siguiente fórmula [(primer valor de los ml obtenidos en el cálculo de
HCO3- menos el valor del blanco incubado) * la (unidad de valoración del ácido*12/)*(peso
suelo húmedo/(peso del suelo húmedo colocado para incubación*peso del suelo seco)].
Finalmente, se sumó los mg C-CO2/g suelo seco CO3= y HCO3
- y este es el resultado de la
RM presente en el suelo.
