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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“CORRELACIÓN DE PARÁMETROS PRODUCTIVOS Y SANITARIOS
DE POLLOS DE ENGORDE COMERCIAL CON LA CONCENTRACIÓN
DE OOQUISTES DE Eimeria spp. EN CAMAS NUEVAS Y REUSADAS.”
Informe Final de Investigación presentado como requisito para optar por el
Título de Médico Veterinario Zootecnista
AUTOR:
JACOBO ALEXANDER GARCES GUDIÑO
TUTORA:
Dra. ANA LUISA CEVALLOS GORDÓN M.Sc.
Quito, 5 de Diciembre de 2016
ii
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, JACOBO ALEXANDER GARCES GUDIÑO en calidad de autor del
trabajo de investigación: “CORRELACIÓN DE PARÁMETROS
PRODUCTIVOS Y SANITARIOS DE POLLOS DE ENGORDE
COMERCIAL CON LA CONCENTRACIÓN DE OOQUISTES DE Eimeria
spp. EN CAMAS NUEVAS Y REUSADAS”, autorizo a la Universidad
Central del Ecuador hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen
o parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos
o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponde, con excepción de la
presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo
establecido en los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de
Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice
la digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el
repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley
Orgánica de Educación Superior.
En la ciudad de Quito, a los 5 días del mes de Diciembre de 2016.
e-mail: [email protected]
iii
INFORME DEL TUTOR
En mi carácter de Tutora del Trabajo de Grado, presentado por la señor
JACOBO ALEXANDER GARCES GUDIÑO, para optar por el Título o
Grado de Médico Veterinario y Zootecnista, cuyo título es “CORRELACIÓN
DE PARÁMETROS PRODUCTIVOS Y SANITARIOS DE POLLOS DE
ENGORDE COMERCIAL CON LA CONCENTRACIÓN DE OOQUISTES
DE Eimeria spp. EN CAMAS NUEVAS Y REUSADAS”. Considero que
dicho trabajo, reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido
a la presentación pública y evaluación por parte del tribunal examinador
que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 5 días del mes de Diciembre de 2016.
___________________________ Dra. Ana Luisa Cevallos G. M.Sc.
Cd.N°: 1713676722
e-mail: [email protected]
iv
v
vi
vii
DEDICATORIA
viii
RECONOCIMIENTO
ix
ÍNDICE GENERAL
CONTENIDO pág.
DERECHOS DE AUTOR ........................................................................... ii
INFORME DEL TUTOR ............................................................................ iii
CALIFICACIÓN DEL TRABAJO FINAL ESCRITO………………….....……iv
DEDICATORIA ........................................................................................ vii
RECONOCIMIENTO .............................................................................. viii
ÍNDICE GENERAL ................................................................................... ix
LISTA DE CUADROS .............................................................................. xii
LISTA DE FIGURAS ................................................................................ xii
RESUMEN.............................................................................................. xiii
ABSTRACT ............................................................................................ xiv
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN .......................................................................................1
OBJETIVOS ..............................................................................................3
GENERAL .............................................................................................3
ESPECÍFICOS ......................................................................................3
CAPÍTULO II
REVISIÓN DE LITERATURA ....................................................................2
CAMA O YACIJA ...................................................................................2
Funciones..........................................................................................2
Características ..................................................................................5
TIPOS DE MATERIAL DE CAMA ...........................................................5
Cascarilla De Arroz ...........................................................................5
MANEJO DE LA CAMA..........................................................................6
REUSO DE CAMA .....................................................................................6
CONSIDERACIONES PARA EL REUSO DE CAMA ..............................6
TRATAMIENTOS PARA EL REUSO DE CAMA .....................................7
x
Tratamientos biológicos.....................................................................7
Fermentación por amontonamiento .............................................8
Tratamientos químicos ......................................................................9
Arcillas y subproductos minerales ...............................................9
Agentes acidificantes ..................................................................9
ENFERMEDADES TRANSMITIDAS POR EL REUSO DE CAMA ........10
COCCIDIOSIS AVIAR .............................................................................11
ANTECEDENTES ...............................................................................11
ETIOLOGÍA DE LA COCCIDIOSIS ......................................................12
CICLO DE VIDA...................................................................................12
DIAGNÓSTICO DE COCCIDIASIS ......................................................13
Diagnóstico Diferencial ....................................................................14
CLASIFICACIÓN DE LA ENFERMEDAD .............................................15
Coccidiosis Clínica ..........................................................................15
Coccidiosis Subclínica .....................................................................15
CONTROL DE COCCIDIOSIS SUBCLÍNICA .......................................16
Profilaxis..........................................................................................17
Vacunas e Inmunización .................................................................17
RESISTENCIA Y ERRADICACIÓN .....................................................18
INTERACCIÓN CON OTRAS ENFERMEDADES ................................18
EFECTO ECONÓMICO DE LA COCCIDIOSIS SUBCLÍNICA ..............19
SISTEMA INMUNE DE LA AVES ............................................................20
CARACTERÍSTICAS GENERALES.....................................................20
INMUNIDAD INNATA Y ADAPTATIVA ................................................20
INMUNIDAD HUMORAL ......................................................................21
Transferencia de la inmunidad humoral ...........................................21
TÍTULOS DE ANTICUERPOS .............................................................22
Catabolismo de anticuerpos ............................................................22
DESEMPEÑO INMUNOLÓGICO .........................................................23
Línea base ......................................................................................24
xi
CAPÍTULO III
MATERIALES Y METODOLOGÍA ...........................................................25
DISEÑO EXPERIMENTAL ..................................................................25
Unidades experimentales ................................................................26
ANÁLISIS ESTADÍSTICO ....................................................................26
TAMAÑO DE LA MUESTRA PARA ANÁLISIS SANITARIO .................27
Obtención de muestras sanguíneas de las aves .............................27
Obtención de datos del análisis de laboratorio ELISA .....................27
OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS PARA EL ANÁLISIS DE CAMA .....28
Recuento de Ooquistes por Método McMaster ................................28
OBTENCIÓN DE LOS REGISTROS DEL ESTUDIO ............................29
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................31
ANÁLISIS COSTO – BENEFICIO ........................................................40
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES ....................................................................................42
RECOMENDACIONES ............................................................................43
BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................44
ANEXOS….. ............................................................................................51
xii
LISTA DE CUADROS
pág.
Cuadro 1. Fórmula del cálculo de ooquistes por gramo de cama.............29
Cuadro 2. Concentraciones de ooquistes de Eimeria spp. en las tres fases
de estudio. ..............................................................................32
Cuadro 3. Correlación entre la concentración de ooquistes de Eimeria spp.
en camas nuevas y reusadas con parámetros productivos de
pollos de engorde. ..................................................................35
Cuadro 4. Títulos de anticuerpos de las enfermedades analizadas en las
tres fases de estudio a los 35 días de edad. ...........................36
Cuadro 5. Correlación entre la concentración de ooquistes de Eimeria
spp. en camas nuevas y reusadas con títulos de anticuerpos de
pollos de engorde. ..................................................................36
Cuadro 6. Correlación de la concentración de ooquistes de Eimeria spp.
con los parámetros productivos...............................................37
Cuadro 7. Parámetros productivos de pollos criados en camas nuevas y
reusadas a los 35 días de edad. .............................................38
Cuadro 8. Diferencia de títulos de anticuerpos entre camas nuevas y
reusadas. ................................................................................39
Cuadro 9. Análisis Costo – Beneficio del uso de camas nuevas y
reusadas. ................................................................................40
LISTA DE FIGURAS
pág.
Figura 1. Ciclo de vida de Eimeria spp. con su fase asexual y sexual en
pollos. .....................................................................................13
Figura 2. Modelo de bloques al azar para la toma de muestras de cama de
pollos. .....................................................................................25
Figura 3. Esquema del método de la W para la toma de muestra de cama
en galpones de pollo de engorde. ...........................................28
Figura 4. Comparación de la concentración de ooquistes de Eimeria spp.
entre camas nuevas y reusadas..............................................32
xiii
CORRELACIÓN DE PARÁMETROS PRODUCTIVOS Y SANITARIOS
DE POLLOS DE ENGORDE COMERCIAL CON LA CONCENTRACIÓN
DE OOQUISTES DE Eimeria spp. EN CAMAS NUEVAS Y REUSADAS.
Autor: Jacobo Alexander Garcés Gudiño
Tutor: Dra. Ana Luisa Cevallos G. M.Sc.
Fecha: Diciembre, 2016.
RESUMEN
La cama en la crianza de pollos de engorde podría afectar el desarrollo del
potencial productivo e integridad sanitaria. Hoy en día, por cuestiones de
costos y preservación del ambiente, es más frecuente la práctica del reuso
de cama por varios ciclos, pese a la controversia entre beneficios y
desventajas de su aplicación comercial. El objetivo de esta investigación
fue evaluar el desempeño productivo y la calidad sanitaria de pollos criados
en cama nuevas y reusadas a través de su correlación con la concentración
de ooquistes de Eimeria spp. Los primeros 7 días cama nueva no presentó
ooquistes, a los 14 días se encontró 65 Ooquistes por gramo (OPG),
mientras que en cama de segundo uso presentó 69, 76 y 331 OPG y cama
de tercer uso 93, 108 y 353 OPG a los 0, 7 y 14 días de crianza (p<0,0001).
A los 21 días, cama nueva incrementó a 6076 OPG (p<0,0001), sin
embargo, la concentración en camas reusadas fue significativamente
menor (450 OPG segundo ciclo y 845 OPG tercer ciclo). Estos resultados
se mantuvieron a los 28 y 35 días (6349 y 4951 OPG cama nueva; 993 y
1779 OPG segundo ciclo; y 1458 y 3082 OPG tercer ciclo); en todos los
parámetros evaluados, las camas reusadas presentaron similar
comportamiento. A los 35 días las camas reusadas presentaron mejores
resultados en el desempeño de parámetros productivos (ganancia diaria de
peso, consumo diario de alimento, consumo acumulado de alimento, % de
mortalidad acumulada, peso promedio e índice de eficiencia productivo
europeo) (p<0,05), mientras que los títulos de anticuerpos (Newcastle,
Gumboro, Bronquitis Infecciosa) presentaron un comportamiento normal
dentro de los parámetros permitidos. Al análisis de correlación se demostró
que no existe asociación significativa (p>0,05) entre la concentración de
ooquistes de camas nuevas y reusadas con los parámetros productivos y
sanitarios evaluados. El proceso de cama aplicado (fermentación por
amontonamiento) no perjudicó el rendimiento productivo ni sanitario, y
constituyó un ahorro en los costos de producción.
Palabras claves: Cama nueva, cama reusada, ooquistes, rendimiento, coccidiosis.
xiv
CORRELATION OF PRODUCTIVE AND HEALTH PARAMETERS IN
BROILERS WITH Eimeria spp. OOCYSTS CONCENTRATION IN NEW
AND REUSED LITTERS.
Author: Jacobo Alexander Garcés Gudiño
Tutor: Dra. Ana Luisa Cevallos G. M.Sc.
Date: December, 2016
ABSTRACT
Broiler litter in husbandry practice can affect productive potential and health
integrity in poultry. Nowadays, for cost reasons and environmental
preservation, the reuse litter practice for several cycles, it’s been more
frequent, despite the controversy between benefits and disadvantages of its
commercial application. The objective of this research was to evaluate the
productive performance and the sanitary quality of new and reused litters in
broilers through their correlation with Eimeria spp. oocysts concentration.
On the first 7 days, the new litter did not present oocysts, at day 14
presented 65 Oocysts per Gram (OPG), while second use litter presented
69, 76 and 331 OPG and third use litter 93, 108 and 353 OPG respectively
at 0, 7 and 14 husbandry days (p<0.0001). At day 21, oocysts concentration
increase to 6076 OPG in the new litter (p<0.0001), however, oocysts
concentration in reused litters was significantly lower (450 OPG second
cycle and 845 OPG third cycle). These results were maintained at days 28
and 35 (6349 and 4951 OPG new litter, 993 and 1779 OPG second cycle,
and 1458 and 3082 OPG third cycle); in all parameters evaluated in this
investigation, reused litters presented similar results. At day 35, reused
litters presented better results in the performance of productive parameters
(p<0,05) (daily weight gain, daily feed intake, cumulate feed Intake,
cumulate mortality %, average live weight and factor of European productive
efficiency), while antibody titers (Newcastle disease, Infectious bursal
disease, Infectious bronchitis virus) presented similar results to permitted
parameters. Correlation analysis showed that there was not significant
association between the new and reused litters oocysts concentration with
the productive and sanitary parameters evaluated (p> 0.05). The applied
litter process (stacking fermentation) does not damage the productive and
sanitary broiler yield, and showed a saving in production costs.
Keywords: New litter, reused litter, oocysts, yield, coccidiosis.
1
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
En los últimos años, la avicultura en el Ecuador ha crecido notablemente,
tomando un papel relevante en la generación de empleo y riqueza,
constituyéndose un rubro importante del Producto Interno Bruto (PIB)
agropecuario, volviéndose una de las actividades pecuarias más
importantes en el país (Valarezo 2008).
Por otra parte, en una explotación avícola, las actividades para la obtención
de productos de calidad, están orientadas a identificar, evaluar, priorizar y
resolver los problemas que limitan el óptimo desarrollo de la producción
(Moyano 2012). Estas buscan obtener mayor cantidad de carne de pollo
por superficie (kg de carne por m2), intensificando la producción, que
simultáneamente genera desperdicios con alto contenido orgánico
(pollinaza), que podría causar contaminación de suelos y aguas, generar
malos olores y producir gases nocivos volátiles; además puede propiciar la
proliferación de vectores y patógenos, representando un riesgo para el
medio ambiente y bienestar de las aves (Shane 1999).
Por tanto, la cama sobre la que se realiza la crianza de las aves, sea esta
nueva o reusada, no solo podría afectar al medio ambiente, sino también el
adecuado desarrollo del potencial productivo y de su integridad sanitaria,
debido a su continuo y estrecho contacto con las aves (Tabler 2000). Hoy
en día, por cuestiones de costos y preservación del medio ambiente, es
más frecuente la práctica del reuso de cama para varias crianzas en aves
de engorde (Vejarano 2005). Sin embrago, se sabe que a mayor nivel de
reuso de cama, mayores serán los consecuencias sobre el desempeño de
las aves (Shane 1999).
2
Por otra parte, Shane (1999) señala que al reusar camas sin un previo
tratamiento, estas podrían ser una fuente potencial de patógenos que
afecten a la salud de las aves. Entre estas están la enfermedad de
Newcasttle, Bronquitis Infecciosa Aviar y Gumboro, como las principales
enfermedades virales, y coccidiosis, es identificada como la principal
enfermedad parasitaria (Müller et al. 2003; Alexander et al. 2004; Chapman
1999; Córdoba et al. 2015).
De tal forma que la coccidiosis clínica y subclínica, con mayor presentación,
originan perjuicios considerables en la industria avícola, al reducir la
ganancia de peso, aumentar la mortalidad e incurrir en costos por
tratamientos (Chapman et al. 2010; Györke et al. 2013). Tan sólo a la
coccidiosis subclínica, se le atribuye una pérdida mundial anual de más de
250 millones de dólares (Allen & Fetterer 2002), esta es prevalente en la
producción avícola y en las camas de crianza, afectando el rendimiento
productivo y sanitario de las aves, ya que puede generar una puerta de
entrada a otro agentes infecciosos (Giner 2014). Así, surge la necesidad de
controlar y monitorear la calidad de cama, además de su relación con el
desempeño productivo y sanitario de las aves de engorde.
Por lo tanto, debido a la controversia sobre los beneficios y desventajas de
la aplicación de camas reusadas en la crianza de pollos de engorde, la falta
de estudios locales sobre el posible efecto que éstas podrían ejercen en el
desempeño productivo y sanitario de las aves, y la necesidad de optimizar
recursos; hacen que la presente investigación tenga como objetivo evaluar
el desempeño productivo y la calidad sanitaria de aves criadas en cama
nuevas y reusadas a través de su correlación con la concentración de
ooquistes de Eimeria spp. La presente investigación se la realizó en la
provincia de Pichincha, cantón Pedro Vicente Maldonado, parroquia
Manduriacu, a una altura de 850 msnm, con temperatura promedio de 25°C
y una Humedad Relativa sobre el 80%.
3
OBJETIVOS
GENERAL
Determinar si el uso de camas reusadas influye en el desempeño de
parámetros productivos y sanitarios de los pollos de engorde comercial.
ESPECÍFICOS
1. Correlacionar los parámetros productivos y sanitarios de pollos de
engorde con la concentración de ooquistes de Eimeria spp. en cama
nueva y reusada.
2. Determinar si existe diferencia en la concentración de ooquistes de
Eimeria spp. entre cama nuevas y reusadas utilizadas en la crianza
de pollos de engorde.
3. Analizar la relación Costo – Beneficio de la utilización de camas
reusadas en la crianza de pollos de engorde.
4
CAPÍTULO II
REVISIÓN DE LITERATURA
CAMA O YACIJA
Ritz et al. (2005), definen la yacija o cama de pollos de engorde, como la
mezcla del material de cama con las deyecciones, plumas, descamaciones
de piel de las aves, restos de alimento y desperdicios de agua. Su calidad,
está caracterizada por las propiedades físicas y químicas específicas, que
determinan la cantidad y tipo de microorganismos presentes en la misma
(Castillo 2001; Tabler 2000; Noble 2013). Este es un material activo
biológicamente, higroscópico y compuesto por bacterias, virus, hongos,
levaduras e insectos (Noble 2013).
Funciones
El material de cama utilizado para la crianza de pollos de engorde, tiene
varias funciones dentro del proceso de producción. Entre las más
importantes están: a) aislar el contacto directo del ave con el frío del suelo,
b) ayuda a la captación y evaporación de la humedad procedentes de las
deyecciones de las aves, c) ayuda a la evaporación de gases dentro del
galpón, d) promover la sequedad del microclima del galpón, y e) actuar
parcialmente como suplemento de calor a través de la fermentación de
microorganismos (Tabler 2000; Oliveira et al. 2004).
5
Características
Ésta debe ser seca y con una alta capacidad de absorción, es decir, debe
absorber la humedad circundante del medio ambiente del galpón (Czarick
2004). El material de cama debe ser suave, confortable y no tóxico, para
evitar las lesiones principalmente en patas y pecho de la aves, además
tener disponibilidad local y un costo bajo de adquisición (Paganini 2004;
Bland & Ghazikhanian 1998).
TIPOS DE MATERIAL DE CAMA
En el medio existen varios productos industriales y residuos de cultivos
agrícolas, que son ampliamente usados como material de cama para aves
de engorde; este depende de la disponibilidad, características
fisicoquímicas, microbiológicas y costo (Macklin et al. 2005; Paganini 2004).
Cascarilla De Arroz
Abundante en las zonas arroceras de muchos países, por lo tanto es
frecuentemente usado como sustrato de cama para aves. Compuesto
principalmente por celulosa y sílice, lo que le confiere una buena resistencia
al medio ambiente (Prada & Cortés 2010).
Posee una buena capacidad aislante y buena conductibilidad térmica, una
baja tasa de descomposición orgánica, bajo peso, buen drenaje y aireación,
su principal desventaja, es la baja capacidad de retención de humedad y la
difícil distribución de uniformidad en las superficies (Valverde et al. 2007).
Al añadirle las deyecciones de las aves y demás desperdicios de la crianza,
toma el nombre de pollinaza, que es utilizada como abono en campos
agrícolas, generando ingresos extras en las explotaciones avícolas
(Calderón 2002).
6
MANEJO DE LA CAMA
Orientado a mantener y controlar las propiedades fisicoquímicas, con el fin
de reducir los niveles de amoniaco, humedad, polvo, microorganismos,
vectores (Alphitobius diaperinus) y parásitos como coccidia (Castillo 2001;
Czarick 2004; Turner 2008). Las principales medidas de control incluyen:
a) una adecuada ventilación, b) remoción de zonas excesivamente
húmedas, c) control de bebederos y d) remoción de cama en áreas
compactadas (Paganini 2004; Bland & Ghazikhanian 1998; Turner 2008).
Mientras que las medidas orientadas al control de microorganismos y
vectores, incluyen: a) procesos biológicos (fermentación), b) procesos
químicos (desinfectantes) y c) procesos físicos (flameado), los cuales,
reducen en gran medida la concentración de estos en las camas de crianza
(Wright 2012; Turner 2008).
REUSO DE CAMA
El reuso (reciclado) de cama, ha ido incrementando en los últimos años,
principalmente por razones económicas y ambientales. Sin embargo, existe
mucha controversia debido a sus desventajas, como son: a) el aumento de
la carga microbiana y b) la mayor predisposición a enfermedades de las
aves (Wright 2012; Bland & Ghazikhanian 1998). Así, la poca disponibilidad
de material nuevo de cama y la tentativa de minimizar el impacto ambiental
de la avicultura, hacen que el reuso de cama sea una actividad viable en la
producción y preferida por varios productores (Tabler 2000; Castillo 2001;
Paganini 2004).
CONSIDERACIONES PARA EL REUSO DE CAMA
Existe controversia respecto al número de lotes que se pueden criar con la
misma cama, considerando el aspecto sanitario. En primer lugar, se debe
asegurar que no exista historia de problemas infecciosos en la parvada
7
anterior, pues no se recomienda la reutilización de cama cuando la parvada
ha sido expuesta a un desafío grave de campo. En estos casos, la limpieza,
desinfección, período de descanso y colocación de cama nueva son
indiscutibles (Bland & Ghazikhanian 1998; Tabler 2000; Paganini 2004).
Por otra parte, hay que asegurarse que el tratamiento de la cama sea
efectivo, asegurarse que el proceso de desinfección sea completo y
finalmente respetar el vacío sanitario, de por lo menos dos a tres semanas
entre parvadas (Castillo 2001). Además, se debe considerar factores
ambientales y recursos al momento de decidir reusar la cama, ya que se
podría incurrir en costos por tratamientos (Bernigaud 2015).
TRATAMIENTOS PARA EL REUSO DE CAMA
Generalmente, están orientados a la reducción de la carga microbiana,
enfocados en la epidemiología de los patógenos, su dinámica en las
poblaciones y su repercusión económica (Paganini 2004). Los productores
que reúsan cama y que evitan el uso de antibióticos en la producción,
rutinariamente utilizan tratamientos aplicados a la cama, como parte de su
control de patógenos; estos pueden ser de origen biológico y por la adición
de productos químicos (Turner 2008; Silva 2005).
Tratamientos biológicos
Constituidos por bacterias benéficas, denominados probióticos, cuyo
mecanismo de acción incluye la competición por exclusión de patógenos y
bacterias generadoras de amoniaco, con la utilización competitiva del ácido
úrico para evitar su conversión a amoniaco y la producción de ácidos
orgánicos (Turner 2008). Dentro de estos, está la fermentación por
amontonamiento o tratamiento por calentamiento, que consiste en la
descomposición de la materia orgánica en un ambiente anaeróbico (Silva
2005; Paganini 2004).
8
Fermentación por amontonamiento
En primer lugar, se aplica la limpieza en seco del galpón, posteriormente
se realiza un flameado para reducir el tamaño de restos de materia orgánica
(Bernigaud 2015; Silva 2005). Se adiciona un producto a base de
probióticos en una mezcla con agua y se humedece la cama, para obtener
un valor de Humedad Relativa (HR%) mayor a 60% (Turner 2008),
finalmente, se amontona la cama en forma de pilas longitudinales a lo largo
del galpón y se cubre totalmente con plástico, entre cinco a siete días (Silva
2005). Durante la fermentación, se genera calor por el desdoblamiento de
la materia orgánica, la meta de temperatura en el montón es de 60 a 70
grados centígrados (°C). Al calentar la cama por un período de cinco días,
se ha demostrado que se reducen los niveles de bacterias patógenas
incluyendo Salmonella y Clostridium, esto debido al aumento de la
temperatura y disminución del Potencial de Hidrógeno (pH) de la cama,
como resultado de la actividad microbiana benéfica (Sanchuki et al. 2011;
Silva 2005; Bernigaud 2015).
De esta forma, las camas reusadas y tratadas adecuadamente, presentan
menor contaminación y carga microbiológica (Paganini 2004; Sanchuki et
al. 2011). Se ha demostrado que el proceso elimina varios patógenos
víricos de la cama, esta técnica no se ha evaluado para el control de
parásitos (Eimeria) y hongos, pero es muy posible que también reduzca los
niveles de estos (Sanchuki et al. 2011; Hahn et al. 2012). Después del
tratamiento de la cama, esta se esparce de nuevo en el galpón para que se
enfríe y seque antes de la llegada de los pollitos, como medida preventiva,
se puede aplicar un proceso de sanitización con desinfectante en la
superficie de la cama reusada, para controlar la carga microbiológica.
9
Tratamientos químicos
Dentro de estos, existen productos de acción ligante como arcillas o
subproductos minerales, que reducen la humedad de la cama e incluso
pueden alterar la degradación del ácido úrico (Castillo 2001). Por otra parte,
están los agentes acidificantes como el bisulfato de sodio, sulfato de
aluminio, ácido sulfúrico y ácido cítrico, que son usados con mayor
frecuencia; estos actúan de manera temporal inhibiendo la liberación de
amoniaco y acidificando la superficie de la cama (Turner 2008).
Arcillas y subproductos minerales
La cal, actúa como alcalinizante, este eleva el pH de cama a niveles
alcalinos, capaces de inhibir la sobrevivencia de enterobacterias (Paganini
2004). Su acción microbiana, está asociada a la capacidad de disminuir la
HR% de la cama y detener la proliferación de bacterias, estos productos
no suprimen totalmente los niveles de amoniaco, y requieren un gran
volumen de aplicación, que puede elevar los costos de producción en la
explotación (Castillo 2001).
Agentes acidificantes
Estos actúan de manera temporal, inhibiendo la liberación de amoniaco y
acidificando la superficie de la cama, a niveles de pH entre cinco y seis,
generando un ambiente no favorable para bacterias productoras de
amoniaco y bacterias patógenas entéricas (Roll et al. 2008; Turner 2008).
Estos productos presentan algunas limitantes, como su corto período de
acción (14 días), y la necesidad de un gran volumen de aplicación a
concentración y frecuencia moderada, elevando así los costos de
producción (Paganini 2004).
10
ENFERMEDADES TRANSMITIDAS POR EL REUSO DE CAMA
La flora microbiana de la cama o yacija (pollinaza), es extremadamente
diversa, debido al continuo aporte de la deyecciones de las aves,
descamaciones y cargas microbianas del medio ambiente transportadas
por el aire, como son bacterias, hongos, levaduras y virus (Schrader et al.
2004; Paganini 2004).
La gran variedad de microorganismos en cama, pueden causar
enfermedades tanto inmunosupresoras como respiratorias a los pollos de
engorde (Schrader et al. 2004). Además, abarca otros microorganismos
como parásitos, entre estos, Eimeria es el de mayor importancia, agente
causal de la coccidiosis; enfermedad parasitaria que con mayor frecuencia
se manifiestan en la producción, debido a la alta prolificidad y supervivencia
al medio del parásito, causando considerables daños a la producción e
integridad de las aves, incluso a su inmunidad (Hahn et al. 2012;
McDougald 1998).
Shane (1999) señala que al reusar camas sin un previo tratamiento, estas
podrían ser una fuente potencial de patógenos que afecte la salud de las
aves. Virus como el Paramixovirus causante de la enfermedad de
Newcasttle (ND por sus siglas en inglés), Gammacoronavirus causante de
Bronquitis infecciosa aviar (IBV por sus siglas en inglés), Avibirnavirus
causante de la enfermedad de Gumboro (IBD por sus siglas en inglés),
Circovirus causante de la Anemia infecciosa aviar (CAV por sus siglas en
inglés), están dentro de las enfermedades inmunosupresoras y
respiratorias más comunes. Además, están bacterias como Salmonella
spp. causante de salmonelosis, hongos como Aspergillus spp. causante de
aspergilosis, que no solo afectan la integridad fisiológica del ave y su
producción, sino también su salud y respuesta inmune (Müller et al. 2003;
Alexander et al. 2004; Córdoba et al. 2015; Saif et al. 2008).
11
COCCIDIOSIS AVIAR
ANTECEDENTES
A pesar de los avances en la nutrición y quimioterapia en la crianza de
pollos de engorde, haciendo que los brotes de coccidiosis sean menos
frecuentes, coccidia se halla ampliamente distribuida en el mundo, donde
quiera que exista producción avícola (Stanley et al. 2004; Haug et al. 2008).
La coccidiosis aviar, es la enfermedad parasitaria más nombrada, que
continua causando grandes perjuicios y acentuando la dependencia
económica a la industria avícola (Paredes & Quinteros 2010). Esto, debido
a que la enfermedad induce al aumento de la mortalidad, pérdida de peso,
incremento del Índice de Conversión Alimenticia (ICA) y aumento de costos
por tratamientos (Stayer et al. 1995).
Por otra parte, el alto costo y la poca disponibilidad del material nuevo de
cama para la crianza de pollos de engorde, ha forzado a los productores a
buscar alternativas para la producción, como es el reuso de cama (Stanley
et al. 2004). Sin embargo, un mal proceso de tratamiento en ésta, acarrea
problemas infecciosos y la persistencia de parásitos como coccidia para la
producción (Stayer et al. 1995). Ya que por lo general contienen un elevado
número de ooquistes viables, a los cuales, se hace imposible el control sin
la aplicación de medicación, generando así la presentación y prevalencia
de coccidiosis en las producciones avícolas, la cual se da gracias a vectores
existentes del medio y a residuos de materia orgánica dentro del galpón,
que son trasmisores de una cantidad de ooquistes para las siguientes
parvadas, garantizando así su prevalencia en el medio (Reyna et al. 1982).
12
ETIOLOGÍA DE LA COCCIDIOSIS
Es una enfermedad parasitaria cosmopolita y prevalente, causada por un
protozoo de la familia Apicomplexa del género Eimeria, que invade la
mucosa intestinal para su proliferación, se lo denomina como un parásito
intracelular obligado (Lee et al. 2012; Györke et al. 2013; Chapman et al.
2010; Reyna et al. 1982). Por muchos años, ha sido la mayor causa del
bajo rendimiento y baja productividad en la avicultura y en otros animales
de granja (Chapman et al. 2010; Graat 1996; Lillehoj & Trout 1993).
CICLO DE VIDA
El ciclo de vida es directo (Figura 1), la infección ocurre cuando un ave
susceptible ingiere uno o varios ooquistes esporulados (estado infectivo)
del medio, este se multiplica por reproducción sexual y asexual
(esquizogonia y gametogonia), que da origen a una nueva generación de
ooquistes alrededor de siete días (Chapman et al. 2010; Lillehoj & Trout
1993). Estos contienen 4 esporocistos y cada uno de ellos contiene dos
esporozoítos (Graat 1996; Conway & McKenzie 2008).
Los ooquistes ingeridos son triturados por la molleja, liberando los
esporocistos, que por acción de la tripsina y bilis se activan y liberan los
esporozoítos, los cuales invaden la mucosa del intestino para convertirse
en trofozoítos, en un tiempo de 12 a 48 horas en promedio (McDougald
1998; Lillehoj & Trout 1993). Posteriormente, ocurre una rápida fisión
múltiple asexual, para dar origen a la esquizogonia, en la que cientos de
células hijas son producidas, estas nuevas células son llamados
merozoítos, que ingresan a las células de la mucosa intestinal y crecen
hasta la segunda y tercera generación de esquizontes (Graat 1996; Saif et
al. 2008; Conway & McKenzie 2008; McDougald 1998; Lillehoj & Trout
1993).
13
Los merozoítos producidos por los esquizontes de segunda y tercera
generación, se convierten a su forma sexual llamados gametocitos, dando
lugar a los microgametos (gameto masculino) y macrogametos (gameto
femenino). Los móviles microgametos buscan unirse a los macrogametos,
esta unión es la fusión sexual (Conway & McKenzie 2008; Bowman 2004;
Lillehoj & Trout 1993); donde el microgameto madura y rompe su estructura
para que ingresen los microgametos fértiles biflagelados, que ingresan al
macrogameto maduro, dando como resultado un huevo o cigoto inmaduro,
que al madurar se llamará ooquiste (Saif et al. 2008; Conway & McKenzie
2008). De esta forma miles de millones de nuevos ooquistes (dependiendo
de la especie de Eimeria) son producidos por cada unidad infectante de
coccidia (McDougald 1998).
Figura 1. Ciclo de vida de Eimeria spp. con su fase asexual y sexual en pollos.
Fuente: (Saif et al. 2008).
DIAGNÓSTICO DE COCCIDIASIS
El monitoreo de ooquistes en cama, puede aportar con importante
información para su control, colectando información rutinariamente y por
largos períodos (McDougald 1998).
14
El recuento de ooquistes por gramo (OPG), es un método de estudio que
mide la concentración y contaminación de ooquistes en cama, dando una
representación general del estado de coccidiosis en la granja, pero no
identifica especies ni viabilidad de Eimeria spp. (Long et al. 1975; Reyna et
al. 1982), este método ha sido ampliamente usado para medir la eficacia
anticoccidial de las drogas administradas, donde se presume que estas
drogas reducen la producción de ooquistes (Reyna et al. 1982).
Otro método de diagnóstico, es a través de la identificación de lesiones
físicas presentes en el intestino de las aves, el diagnóstico puede ser
macroscópico con la observación del grado de lesión (score) en intestino,
o también puede ser por microscopia directa del contenido intestinal de las
zonas afectadas (Vejarano et al. 2008; McDougald 1998).
La localización y apariencia de lesiones es muy específica para cada
especie de Eimeria, donde el tamaño de ooquistes y la apariencia
morfológica vistas al microscopio, son una herramienta para determinar la
especie existente (McDougald 1998). Sin embargo, en la actualidad se
describe el uso de la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR por sus
siglas en inglés) para identificar especies (Allen & Fetterer 2002; Lee et al.
2012).
Diagnóstico Diferencial
Debido a que Eimeria spp. no es el único protozoo que afecta la salud de
las aves, en el diagnóstico de coccidiosis se debe considerar aplicar un
diagnóstico diferencial para las otras coccidias de importancia veterinaria,
entre estas están las del género Cryptosporidium, Isospora, Toxoplasma y
Sarcocystis, las cuales cumplen un ciclo de vida similar a Eimeria (Soulsby
1987; Bowman 2004; Quiroz 1999).
15
Además, dentro del diagnóstico macroscópico de la coccidiosis, se debe
considerar diferenciar las enteritis por Eimeria de las enteritis ulcerativas,
hemorrágicas, necróticas e intoxicaciones, cada una de diferente etiología,
las cuales pueden presentar signos y síntomas entéricos similares a
coccidiasis (Bowman 2004; Paap & Del Prado 2016).
CLASIFICACIÓN DE LA ENFERMEDAD
La coccidiosis, es un ejemplo de la relación entre el número de organismos
invasores y la severidad de la infección (Haug et al. 2008), dependiendo de
esto, y de las manifestaciones signos y síntomas de la enfermedad en las
aves, ésta se clasifica en coccidiosis clínica y coccidiosis subclínica
(Williams 2002; Sun et al. 2009).
Coccidiosis Clínica
Se caracteriza por las manifestaciones de lesiones macroscópicas y
microscópicas de la enfermedad, localizadas según el tipo de especie,
donde las aves muestran los signos típicos de la enfermedad como heces
sangrientas y un incremento de la mortalidad al culminar su desarrollo en
el hospedador (Cervantes 2013; Giner 2014; Williams 2002; Sun et al.
2009). Sin embargo, la enfermedad es en gran medida controlada debido
al aumento de las medidas profilácticas y de bioseguridad aplicadas, de tal
forma que, es bastante inusual ver casos de coccidiosis clínica en el medio
(Bachaya et al. 2015; Giner 2014).
Coccidiosis Subclínica
La mayor fracción de la enfermedad, que no es tan notable y ampliamente
difundida en el medio, representa la coccidiosis subclínica (coccidiasis),
que es realmente la causa de grandes problemas a la industria avícola
(Williams 2002).
16
La coccidiosis subclínica, rara vez es detectada en campo y puede estar
causando daño en la integridad intestinal de las aves, lo que afecta la
viabilidad de las producciones (Cervantes 2013; Sun et al. 2009; Gamboa
et al. 2010). Se caracteriza por no manifestar signos clínicos visibles, que
silenciosamente afectan el rendimiento productivo de las aves de engorde,
por lo que a lo largo de la producción, representan una gran pérdida
económica (Giner 2014; Gamboa et al. 2010; Williams 2002).
CONTROL DE COCCIDIOSIS SUBCLÍNICA
Esta enfermedad forma parte de un complejo problema sanitario, que
involucra enfermedades bacterianas, virales, micóticas, parasitarias y
tóxicas; y todas ellas requieren de medidas administrativas y terapéuticas
para su control, considerando tres factores primordiales: a) ambiente, b)
inmunidad y c) quimioterapia (Chapman et al. 2010; Sun et al. 2009).
Las medidas de control principalmente están orientadas al manejo e higiene
de las explotaciones. Sin embargo, estas medidas no son suficientes para
su control, otros factores que se relacionan con la crianza, como la
densidad poblacional de las aves, factores ambientales, y el estrecho
contacto de las aves con las heces, hacen que coccidia sea difícil de
controlar (Chapman et al. 2010; Lillehoj & Trout 1993; McDougald 1998).
Por esta razón, los productores han buscado otras alternativas para su
control, entre estas está la administración de drogas que inhiban de alguna
forma la replicación del parásito, y así disminuir su prevalencia (Chapman
et al. 2010; Giner 2014).
Por otra parte, las medidas actuales sugieren un control por la inmunización
temprana de las aves frente al parásito (Williams 2002). De esta necesidad,
surgen las vacunas anticoccidiales, que son específicas, para cada especie
de Eimeria contra la cual se quiere inmunizar (Juárez et al. 2007; Giner
2014; Williams 2002).
17
Profilaxis
Por medio de la adición de anticoccidiales en el alimento, sean estos
ionóforos o químicos. Estas drogas, se usan desde hace más de 50 años
en el medio avícola y han reducido en medida la presentación de la
enfermedad (Chapman et al. 2010; Caiña 2000; Paredes & Quinteros 2010;
Juárez et al. 2007).
Por otro lado, existen otras medidas profilácticas como el aumento de la
bioseguridad, control de vectores y del período de descanso, que afecta de
manera importante la viabilidad de los ooquistes, y con ello la presencia de
un desafío, de tal forma, se sugiere dos semanas como período mínimo y
adecuado para reducir el efecto del problema (McDougald 1998; Saif et al.
2008).
Vacunas e Inmunización
Debido a la identificación de cepas de campo resistentes de Eimeria a los
anticoccidiales, se ha propuesto buscar nuevas estrategias de control, entre
estas está la vacunación, que proporciona una inmunidad sólida contra la
infección (Juárez et al. 2007; Yuño & Gogorza 2008; Williams 2002). La
vacunación, ha sido efectuada con mucha más frecuencia en aves
reproductoras y ponedoras. Sin embargo, también se aplica en aves de
engorde, considerando que es una técnica natural, más económica y sin
efectos tóxicos y libre de resistencia (Tamasaukas et al. 1998).
La inmunización, es dependiente de la especie, región y prevalencia del
parásito, y su aplicación no es del todo compensatoria para la producción,
ya que puede afectar el rendimiento de las aves, esto debido a que la
inmunidad es dependiente de la concentración de ooquistes inoculados
(Juárez et al. 2007; Yuño & Gogorza 2008; Williams 2002).
18
RESISTENCIA Y ERRADICACIÓN
Este parásito se halla ampliamente difundido en casi todas las condiciones
climáticas del mundo, la supervivencia de los ooquistes en el medio
constituye un medio de infección (Reyna et al. 1982). Está bien establecido
que los ooquistes de coccidia son ampliamente distribuidos principalmente
en la cama y heces; además de polvo, escarabajos (Alphytobius spp.),
moscas y otros fómites que interactúan dentro y fuera de una granja (Long
et al. 1975; Reyna et al. 1982).
Algunos autores concuerdan en que es difícil erradicar el parásito, debido
a que es demasiado prolífico y resistente a la destrucción, pero también,
debido a que existe la presencia de vectores y fómites de la producción que
prolongan su supervivencia en el medio (Caiña 2000; Stanley et al. 2004;
Chapman et al. 2010; Reyna et al. 1982).
INTERACCIÓN CON OTRAS ENFERMEDADES
Aún en la actualidad, se desconoce el mecanismo o mecanismos mediante
los cuales la coccidiosis interactúa con otras enfermedades (Saif et al.
2008). Sin embargo, se sospecha que la infección por Eimeria es un factor
predisponente a la infección por otros agentes, ya que al matar las células
epiteliales digestivas, induce a la fuga de proteínas plasmáticas,
disminución de la absorción de grasas, la pérdida proteínas y de mucosa
(Graat 1996; Giner 2014; Tamasaukas et al. 1998; Gamboa et al. 2010). La
eliminación de la mucosa, induce a una disminución notable de
inmunoglobulinas A y G, y de células responsables de la inmunidad en el
intestino, dejando a las aves susceptibles en la región intestinal para la
colonización de virus y bacterias (Yuño & Gogorza 2008; Paap & Del Prado
2016; Quiroz 1999).
19
Por otra parte, la asociación de otras enfermedades con coccidiosis puede
bloquear al sistema inmunológico, por ejemplo aves con la enfermedad de
Marek producen más ooquistes, y las aflatoxinas interfiere con la inmunidad
de Eimeria tenella (Quiroz 1999). Así, la coccidiosis es el resultado de una
infección secundaria o la interacción de nivel moderado de infección y
estrés (Bowman 2004). Caiña (2000) cita a Bedrnik (1999) quien demostró
que agentes biológicos como el herpesvirus (Enfermedad de Marek),
enfermedades neoplásicas (Leucosis), micotoxinas, Hepatitis por cuerpos
de inclusión, Anemia infecciosa aviar y la enfermedad de Gumboro
disminuyen la inmunidad de las aves frente a coccidiosis (Fussell 1998).
EFECTO ECONÓMICO DE LA COCCIDIOSIS SUBCLÍNICA
Coccidia produce un funcionamiento intestinal alterado, causando el
síndrome de mala absorción, produciendo una disminución de la absorción
de grasas y otros nutrientes (Graat 1996; Giner 2014).
Además, disminuye la actividad de maltasa en el duodeno y el yeyuno, y
reduce la digestión y absorción de las proteínas; estos cambios en la
fisiología intestinal del ave debido a coccidiosis aviar y la interacción con
otras enfermedades infecciosas, se ve representado en pérdidas
económicas para la producción de pollos de engorde, debido a una
reducción de la ganancia de peso corporal y aumento del ICA (Györke et
al. 2013; Allen & Fetterer 2002; Tamasaukas et al. 1998).
El costo anual en el mundo está estimado en $800 millones, mientras que
el costo para la industria americana estima $450 millones, esto incluido los
costos por profilaxis, tratamientos alternativos, pérdidas por mortalidad,
morbilidad y las deficientes conversiones de las aves que sobreviven al
desafío (Allen & Fetterer 2002).
20
SISTEMA INMUNE DE LA AVES
CARACTERÍSTICAS GENERALES
El sistema inmune juega un rol crítico en la protección de las aves frente a
patógenos ambientales (Chapman 1999). En general la organización y
mecanismos de inmunidad en aves son estrechamente similares al de los
mamíferos (Saif et al. 2008). Éste incluye un gran número de células y
factores que trabajan en conjunto para producir una respuesta inmune
protectora, ya que son criadas bajo condiciones intensivas de producción y
las parvadas son vulnerables a contacto con agentes infecciosos y desafíos
de campo (Saif et al. 2008; Chapman 1999; Lillehoj & Trout 1993).
Las aves poseen un buen desarrollo de los mecanismos de defensa innatos
(Anexo 1), las barreras físicas como la piel o la microflora normal de la
mucosa, previenen que los patógenos entren al organismo y produzcan una
infección (Lillehoj & Trout 1993).
Por otra parte, para los patógenos que ingresan al organismo, estos son
enfrentados por la primer línea de defensa, dada por los mecanismos de la
inmunidad innata y posteriormente por la inmunidad adaptativa, con la
generación de anticuerpos, también llamada inmunidad humoral (Saif et al.
2008; Lillehoj & Trout 1993).
INMUNIDAD INNATA Y ADAPTATIVA
La inmunidad innata, es la primera línea de defensa frente a patógenos que
atraviesan las barrearas físicas, esta se da por la presencia de macrófagos,
que fagocitan y destruyen los patógenos invasores y previenen la infección,
conjuntamente con las células dendríticas (CD) y otras células presentes
en los tejidos (Saif et al. 2008; Lillehoj & Trout 1993).
21
Mientras que la inmunidad adaptativa, también llamada Inmunidad Mediada
por Células (CMI por sus siglas en inglés), es altamente específica para el
agente y es mediada por una variedad de células; las más importantes son
linfocitos T y linfocitos B, que son los principales componentes de la CMI;
estas reconocen antígenos ajenos al organismo, para después ser
procesados por las células presentadoras de antígenos (APC por sus siglas
en inglés) como lo son las CD y linfocitos B. La estimulación de esta, es el
objetivo de las inmunizaciones vacunales, ya que sus células retienen una
“memoria” del encuentro del patógeno con el sistema inmune, así, en un
próximo desafío responden con una respuesta inmune más rápida y
efectiva (Saif et al. 2008; Lillehoj & Trout 1993; Williams 2002).
INMUNIDAD HUMORAL
Mediada por anticuerpos o inmunoglobulinas específicas, que actúan sobre
los agentes y aceleran su destrucción; son secretados por los linfocitos B,
que constituyen el principal componente de la inmunidad humoral. Se los
pueden encontrar en varios fluidos corporales, pero se los halla más
fácilmente en suero sanguíneo (Yuño & Gogorza 2008; Saif et al. 2008).
Los tipos de inmunoglobulinas que las aves poseen son tres: a) IgM, b) IgG
e c) IgA. Las IgM son el primer anticuerpo producido por una inmunización
primaria, posteriormente inicia la producción de IgG o IgA (Lillehoj & Trout
1993; Yuño & Gogorza 2008). En las aves, las IgG son también llamadas
IgY, ésta es el principal anticuerpo producido después de una exposición
secundaria, y es el antígeno predominante en la sangre de las aves (Saif et
al. 2008; Davis et al. 1978; Yuño & Gogorza 2008).
Transferencia de la inmunidad humoral
La transmisión de inmunidad de las madres a los pollitos recién nacidos, es
crítico para la protección de las aves frente a infecciones durante su vida
temprana. En aves, las inmunoglobulinas son el principal modo de
22
trasferencia de inmunidad a los pollitos; existe poca evidencia de que la
inmunidad materna mediada por las células sea pasada al embrión (Smith
et al. 1994; Davis et al. 1978; Saif et al. 2008).
TÍTULOS DE ANTICUERPOS
Estos títulos son altos al nacimiento, sin embargo, los anticuerpos
maternales disminuyen a niveles casi indetectables entre las dos y cuatro
semanas de edad (Saif et al. 2008; Gilbert et al. 1988). Los anticuerpos
maternales no protegen a las aves de una infección por Eimeria spp., la
respuesta inmune a la infección de coccidia es dependiente de la
concentración de ooquistes infecciosos y de una exposición primaria
(Gilbert et al. 1988; Chapman et al. 2010).
Los anticuerpos maternales, son importantes para el buen inicio de los
pollitos recién nacidos, estos anticuerpos podrían interferir con la
inmunización activa por vacunas vivas (Saif et al. 2008; Lillehoj & Trout
1993; Williams 2002). Por tanto, una vacunación neonatal, in ovo o después
de terminar la inmunidad materna, es necesaria para parvadas que son
criadas en condiciones ambientales no favorables y de alto riesgo de
contaminación de enfermedades infecciosas (Saif et al. 2008).
Catabolismo de anticuerpos
Este catabolismo está dado por el tipo de agente infeccioso y la respuesta
inmune del aves, lo que sugiere conocer el grado de inmunidad pasiva de
la progenie, para determinar el momento adecuado de la vacunación
(Bustos & García de Navas 2013).
La respuesta inmune a coccidiosis, en aves inmunizadas con vacunas
anticoccidiales, ha demostrado la presencia de anticuerpos específicos
hasta la cuarta y quinta semana de edad, protegiendo a las aves casi en
23
toda su vida; sin embargo, en aves no vacunadas, la inmunidad es
dependiente de la exposición primaria y las medidas de profilaxis aplicadas
(Graat 1996; Allen & Fetterer 2002).
Por otra parte, para las enfermedades como IBD se estima una protección
de anticuerpos vacunales hasta de tres semanas, en ND y BIV el
catabolismo de anticuerpos es mucho más rápido, estimando un tiempo
menor a dos semanas de protección (Cisneros 2014).
DESEMPEÑO INMUNOLÓGICO
En la actualidad, la sanidad se enfoca en el control y prevención de las
enfermedades. Para mantener las parvadas libres de enfermedad o al
menos controlarlas, se necesita contar con herramientas de aplicación
como la inmunización (vacunas) y de diagnóstico (serología) para
establecer un control del estado sanitario de la población de aves (Cisneros
2014; Valarezo 2008).
Por lo general, la inmunización de las aves tiene como objetivo crear la
muralla sanitaria basada en inmunoestimulación y evitar los tratamientos
preventivos con antibióticos o algún otro tipo de droga. La inmunización,
eleva los niveles de defensa de las aves, ya sea por medio de la CMI o por
el aumento de inmunoglobulinas o anticuerpos, que protegerán a las aves
frente al agente infeccioso en la producción, dependiendo del catabolismo
de los mismos (Cisneros 2014; Vásquez 2009).
La detección de estos anticuerpos es mucho más conveniente que detectar
la inmunidad celular, ya que es de extrema importancia monitorear el
comportamiento de las enfermedades que afectan a las aves, como ND y
IBV dentro de las respiratorias e IBD como la principal inmunosupresora, y
así poder tomar medidas preventivas y de control (Lillehoj & Trout 1993;
Saif et al. 2008).
24
Línea base
Es el promedio del comportamiento histórico de los mejores lotes
productivos, para lo cual estableceremos rangos. Es decir, es el registro de
los títulos normales para cada agente infeccioso, a determinada edad
(Vásquez 2009).
Para crearlo, se debe seleccionar datos de por lo menos 10 parvadas de la
misma edad, sometidas a similares programas sanitarios o de vacunación,
y de manejo. Esto nos permitirá determinar si la media de la respuesta de
la parvada analizada, difiere de la media de la línea base. De tal manera
que, si se excediera de estos parámetros en los nuevos lotes evaluados,
habría necesidad de revisar el programa sanitario y tomar medidas
preventivas y de control (Cisneros 2014; Vásquez 2009).
25
CAPÍTULO III
MATERIALES Y METODOLOGÍA
DISEÑO EXPERIMENTAL
Se aplicó un Modelo Observacional de Bloques al Azar, el trabajo fue
realizado en tres fases de estudio, en cada fase se aplicó dos estudios
observacionales con cuatro ensayos cada uno. El primer observacional con
cama nueva fue aplicado a cuatro naves; la cama fue a base de cascarilla
de arroz, previamente sanitizada y desinfectada (Figura 2).
Figura 2. Modelo de bloques al azar para la toma de muestras de cama de pollos.
FASE I
Distribución de Galpones
FASE II
FASE III
Obs 1: CAMA NUEVA Obs 2: CAMA REUSADA 2 Obs 3: CAMA REUSADA 3
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
El segundo observacional, con cama reusada (usada en dos y tres ciclos
productivos), fue aplicado a cuatro naves; la cama reusada fue a base de
cascarilla de arroz, previamente emparvada, sanitizada y desinfectada.
26
En la segunda y tercera fase de estudio, se alternó el uso de las naves para
cada observacional, garantizando así que cada nave haya obtenido los tres
tipos de cama (cama nueva, segundo y tercer ciclo).
Unidades experimentales
Para el estudio, se utilizaron pollos de engorde tipo broiler línea Cobb. Las
cuales fueron agrupadas en 8 naves de 20.000 aves cada una, dando un
total de 160.000 aves; donde 80.000 aves en 4 galpones fueron dedicadas
al estudio observacional uno con cama nueva y 80.000 aves en 4 galpones
fueron dedicadas al observacional dos con camas reusadas (segundo y
tercer ciclo), dando un total de 480.000 aves en las tres fases de estudio.
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
A los datos obtenidos se aplicó estadística Descriptiva e Inferencial. Se
realizó un Análisis de Varianza (ANADEVA) para determinar si existe o no
diferencia en la concentración de ooquistes entre cama nueva y cama
reusada; y para determinar la influencia de camas nuevas y reusadas en el
rendimiento de parámetros productivos y sanitarios de pollos de engorde.
Posteriormente se aplicó la prueba estadística de Correlación Simple de
Pearson, modelo rectilíneo, donde se asoció el desempeño productivo y
sanitario (títulos de anticuerpos) con el recuento de Eimeria spp. en camas
nuevas y reusadas. Finalmente, se ajustó el desempeño productivo y
sanitario con la concentración de ooquistes de Eimeria, a través de
Regresión Lineal, donde la variable dependiente o de respuesta (Y)
correspondió a los parámetros productivos y sanitarios; y la variable
independiente o explicativa (X) fue el número de ooquistes por gramo de
cama.
27
Se utilizó dos tipos de software estadísticos libres, compatibles con
Windows 10, los cuales fueron: a) InfoStat y b) Software R. Con el fin de
validar los resultados al correr los datos en el software estadístico.
TAMAÑO DE LA MUESTRA PARA ANÁLISIS SANITARIO
Se aplicó un Muestreo Aleatorio Simple, donde fueron tomadas 10 aves de
cada galpón, dando un total de 80 aves muestreadas en cada fase de
estudio. Donde, 40 aves para el observacional uno, 40 aves para el
observacional dos (cama reusadas de segundo y tercer ciclo), con un total
de 240 aves para todo el estudio.
Obtención de muestras sanguíneas de las aves
Se realizó al día 35 de edad, la extracción de las muestras sanguíneas se
lo hizo por punción de la vena braquial, donde se fijó al ave de las alas y se
colocó en la mesa de disección, para luego con una jeringa de 5ml hacer
punción en la vena braquial y extraer la muestra. Dichas muestras se
colocaron en tubos de ensayo sin EDTA (tapa roja) para obtener el suero;
las cuales fueron correctamente identificadas y refrigeradas.
Obtención de datos del análisis de laboratorio ELISA
Las muestras de suero sanguíneo de las aves, fueron enviadas al
laboratorio acreditado, donde fueron procesadas. Las muestras enviadas
estuvieron correctamente identificadas con el número de muestra, lugar de
origen, tipo de muestra, propietario, teléfono, lugar de destino y prueba
solicitada. Las muestras de suero de la aves fueron analizadas con kits
comercial ELISA de IDEXX con el antígeno impregnado (Ag) de la
enfermedad a identificar (Bronquitis infecciosa, Newcasttle y Gumboro).
28
OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS PARA EL ANÁLISIS DE CAMA
Se tomaron muestras de cama de los grupos de cama nueva y reusada a
los 0, 7, 14, 21 y 35 días, siguiendo el procedimiento establecido por
Chapman y Johnson (1992). En el cual se usó el método de la doble W
(Figura 3), este consistió en trazar dos W opuestas en el área de crianza.
Las muestras fueron tomadas de varias áreas representativas de la nave,
de cada vértice y de los puntos de cruce entre ambas W, que fueron 10
puntos. Las muestras fueron colectadas en recipiente limpio, donde se
mezcló todo el contenido y posteriormente se recogió una muestra de 1kg
en una bolsa Ziploc®, que fueron correctamente identificadas y refrigeradas
para su conservación. Finalmente, fueron trasportadas al laboratorio para
su análisis.
Figura 3. Esquema del método de la W para la toma de muestra de cama en galpones
de pollo de engorde.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Recuento de Ooquistes por Método McMaster
En el estudio se tomó 100 g de la muestra de cama recolectada y se mezcló
con agua potable o destilada hasta completar un volumen de 1000 ml en
un recipiente con tapa o cubierto con parafilm, se removió la muestra y se
dejó reposando durante 24 horas a 4 - 8°C. Posteriormente se filtró la
mezcla, y del filtrado se tomó la cantidad de 15ml, que fue depositado en
un tubo de ensayo, se colocó el filtrado hasta 1cm del borde superior, luego
se centrifugó a una velocidad de 1500 rpm (revoluciones por minuto) por 1
minuto (Conway & McKenzie 2008).
29
A continuación, se descartó el sobrenadante, al sedimento se añadió la
misma cantidad de solución de Sulfato de Zinc, y se removió suavemente
el tubo tapado, de arriba hacia abajo. Se dejó reposar unos minutos para
que los ooquistes contenidos floten a la superficie y con una pipeta se tomó
la cantidad de 150ul de la superficie, que se colocó en la cámara McMaster
dejando reposar 2 minutos, finalmente se observó al microscopio.
El conteo de ooquistes se realizó en un microscopio electrónico de luz, con
un aumento de 10x en la superficie marcada de la cámara McMaster
(Conway & McKenzie 2008). Al número de ooquistes encontrados se aplicó
la siguiente fórmula:
Cuadro 1. Fórmula del cálculo de ooquistes por gramo de cama.
OPG Ooquistes por gramo de cama = (n / 0.15) x Volumen x 0.01
n= número de ooquistes contados. 0.15= volumen de capacidad de la cámara McMaster Volumen= 1000ml de agua que se le añadió a la mezcla. 0.01= factor de corrección para los 100 g de muestra de cama tomada.
Fuente: (Conway & McKenzie, 2007) Elaborado por: El Autor
Procedimiento que fue realizado en el Laboratorio de Parasitología de la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Central del
Ecuador.
OBTENCIÓN DE LOS REGISTROS DEL ESTUDIO
Los datos y observaciones del proceso de crianza y del estudio fueron
registrados en las hojas de registro diario de cada nave (semanalmente),
además de registrarse en la base de datos del software AVICOM®. Se
tomaron en cuenta los parámetros productivos como: Consumo diario de
alimento (CDA) y Consumo de alimento acumulado (CAA), Índice de
conversión alimenticia (ICA), Ganancia diaria de peso (GDP), Porcentaje
de mortalidad acumulada (%MA), Peso promedio (PP) e Índice de eficiencia
30
productivo europeo (IEEP), este último únicamente al final de la crianza, al
igual que el registro de los títulos de anticuerpos, obtenido por el Ensayo
por inmunoadsorción ligado a enzimas (ELISA por sus siglas en inglés),
donde el valor considerado fue la media geométrica (Gmean).
Además, para el control del estado sanitario de cama, se realizó un análisis
microbiológico cuantitativo UFC (Unidades Formadoras de Colonias) de
enterobacterias y coliformes; además de un análisis micológico cualitativo
en las camas nuevas y reusadas, antes y después de cada crianza.
Proceso realizado en el Laboratorio de Bacteriología y Biología Molecular
de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad
Central del Ecuador. También se realizaron análisis de calidad de agua y
alimento; acompañado del registro de temperatura, humedad, amoniaco y
de necropsia de las aves.
Es necesario mencionar que las aves, se encontraron en iguales
condiciones de alimentación, manejo de crianza y manejo sanitario. El plan
anticoccidial consistió en la administración de Nicarbazina (pirimidina) del
día 1 a 20 de edad; y Salinomicina (ionóforo) del día 20 a 35 de edad. Por
otra parte, el plan vacunal aplicado, el cual consistió en la aplicación de
vacuna in ovo para IBD y por aspersión para ND e IBV en incubadora al
primer día de edad; durante la crianza no se realizaron refuerzos vacunales.
31
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En el presente estudio, al análisis de las concentraciones de ooquistes de
Eimeria spp., en cama nueva a los 0 y 7 días (0 Ooquistes por Gramo), con
camas reusadas de segundo y tercer ciclo (69 y 93 OPG en segundo ciclo;
76 y 108 OPG en tercer ciclo), se encontró diferencia significativa
(p<0,0001); éstas últimas no mostraron diferencia significativa entre ellas
en ninguna de las semanas evaluadas (p>0,05). A los 14 días de edad, la
cama nueva presentó ooquistes (65 OPG), mientras que las camas
reusadas presentaron una mayor concentración (331 OPG segundo ciclo y
353 OPG tercer ciclo), manteniendo la diferencia estadística entre la
concentración de ooquistes de cama nueva con camas reusadas
(p<0,0001) (Cuadro 2), concordando con Reyna et al. (1982) y Vejarano
(2005), quienes afirman que la cantidad de ooquistes en cama de galpones
comerciales de aves, son muy bajos durante las primeras semanas de
crianza, además, tampoco encontraron diferencia estadística entre las
concentraciones de ooquistes de camas reusadas.
A los 21 días, cama nueva presentó un incremento significativo (p<0,0001)
en la concentración de ooquistes (6076 OPG), sin embargo, la
concentración en camas reusadas fue significativamente menor (450 OPG
segundo ciclo y 845 OPG tercer ciclo). Estos resultados se mantuvieron a
los 28 y 35 días (6349 y 4951 OPG cama nueva; 993 y 1779 OPG segundo
ciclo; y 1458 y 3082 OPG tercer ciclo) (Figura 4), resultados que
concuerdan con lo observado por Long et al. (1975), Reyna et al. (1982),
McDougald (1998) y (Lee et al. 2012), quienes encontraron que las
mayores concentraciones se presentan entre la tercera y quita semana, en
pollos de engorde comercial.
32
Cuadro 2. Concentraciones de ooquistes de Eimeria spp. en las tres fases de estudio.
# Galpón
Tipo de Cama
Edad en días
0 7 14 21 28 35
1
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 42 75
0 50 92
58 633 308
6533 650 892
7117 858
1492
6717 1900 1892
2
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 100 83
0 142 125
67 283 292
9717 350
1133
10375 975
1425
4433 1058 2175
3
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 75 67
0 108 92
67 250 242
5767 442 417
6400 1000 925
4867 1100 4433
4 Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 83 83
0 92
108
83 358 317
6317 500 783
4475 1092 1400
3975 3400 2317
5
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 50 58
0 67 83
50 250 442
5358 442
1050
6008 1008 2208
4842 1083 4833
6
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 100 75
0 150 100
83 433 492
4867 483
1017
6350 1008 1650
6708 2217 3283
7
Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 42 67
0 67
125
58 133 383
4908 300 867
5142 950
1350
3892 1158 3367
8 Nueva 2° ciclo 3° ciclo
0 58
100
0 67
142
50 308 350
5142 433 600
4925 1050 1217
4175 2317 2358
Fuente: El Autor
Elaborado por: El Autor
Figura 4. Comparación de la concentración de ooquistes de Eimeria spp. entre camas
nuevas y reusadas.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
0 7 1 4 2 1 2 8 3 5
OO
QU
ISTE
S P
OR
GR
AM
O D
E C
AM
A
EDAD EN SEMANAS
Cama Nueva
Cama Segunda
Cama Tercera
33
El comportamiento de la curva de concentración de ooquistes en el
presente estudio concuerda con Moyano (2012), quien indica que la
eliminación de ooquistes inicia a los ocho a diez días después de ingerir
ooquistes, propiciando que los brotes de coccidia sean comunes entre los
21 a 42 días de edad. Probablemente por la menor secreción de enzimas
en el pollito (quimiotripsina y sales biliares), necesarias para producir el
desenquistamiento del ooquiste y propiciar una infección (Vejarano 2005).
La presencia de ooquistes en camas nuevas a partir de los 15 días, pudo
deberse posiblemente a la contaminación de vectores y fómites en los
primeros días de la crianza, como moscas, escarabajos (Alphitobius
diaperinus), polvo, entre otros (Reyna et al. 1982). En camas reusadas, la
presencia de ooquistes desde el primer día de vida, pudo ser consecuencia
de que el proceso de fermentación no elimina totalmente la concentración
de ooquistes, es probable que la composición de la pared celular de los
ooquistes, les confieran mayor resistencia y capacidad de esporular
rápidamente (Hahn et al. 2012; Chapman 1999).
La diferencia en concentración de ooquistes entre cama nueva y reusada,
a partir de la tercera semana de edad (21 días), pudo deberse a la falta de
una exposición primaria del pollito al parásito, que provoca menor
inmunidad frente a coccidia, que podría favorecer la proliferación intestinal
de este parásito en camas nuevas (Vejarano 2005). Los esporozoítos
liberados del ooquiste esporulado mueren en el ambiente, dejando rastros
proteínicos que podrían actuar como antígenos vacunales; es posible que
la exposición temprana de pollitos criados, a través del uso de camas
reusadas, favorezca su inmunidad ante coccidias, lo que no ocurre en
camas nuevas, donde las aves posiblemente son más susceptibles a la
infección de coccidia (Dai Pra & Buttow 2012; Paganini 2004).
34
La mayor concentración de ooquistes en camas nuevas, a partir de los 21
días de edad, pudo ser debido a que las condiciones ambientales hayan
favorecido su proliferación y esporulación, afectando el comportamiento de
la curva, ya que la infección y eliminación de ooquistes es dependiente de
la concentración e ingestión de ooquistes esporulados presentes en la
cama de los pollos; por otro lado, es probable que el notable incremento
sea el resultado de un deficiente programa anticoccidial (Reyna et al. 1982;
Saif et al. 2008; Long et al. 1975; Williams 1995; Lee et al. 2012).
La menor concentración de ooquistes en camas reusadas, pudo ser el
resultado benéfico del proceso de fermentación, sustratos del metabolismo
y competición microbiológica, que hacen que la concentración de ooquistes
esporulados y no esporulados disminuyan notablemente, reduciendo la
posibilidad de que las aves ingieran ooquistes y se presente una infestación
de coccidia. (Allen & Fetterer 2002). Chapman (1999) reporta que la
presencia de ooquistes al primer día de crianza en cama, podría estimular
tempranamente el sistema inmune de las aves, desarrollando inmunidad
competente contra coccidia, durante las semanas de mayor susceptibilidad
a la infección (tercera a quinta semana de edad), resultados que coinciden
con la presente investigación, donde se encontró menor concentración de
ooquistes en camas reusadas, en comparación de las camas nuevas.
Por otra parte, al aplicar la correlación lineal de Pearson y el ajuste a la
regresión lineal entre la concentración de ooquistes de Eimeria (variable
independiente) y los parámetros productivos (variable dependiente) en
camas nuevas y reusadas, a los 7, 14, 21 28 y 35 días de edad,
demostraron que no existe correlación significativa entre las variables
(p>0,05), Cuadro 3.
35
Cuadro 3. Correlación entre la concentración de ooquistes de Eimeria spp. en camas
nuevas y reusadas con parámetros productivos de pollos de engorde.
Camas Nuevas
Edad días
OPG
Promedio Valor
Parámetros Productivos Evaluados
GDP CDA CAA MA% ICA PP IEEP
7 0 p - - - - - - -
r - - - - - - -
14 64 p 0,12 0,47 0,95 0,55 0,28 0,17 -
r 0,59 -0,30 0,03 0,25 -0,44 0,53 -
21 6076 p 0,01 0,23 0,18 0,89 0,08 0,01 -
r -0,81 -0,47 -0,53 0,06 0,65 -0,82 -
28 6349 p 0,01 0,33 0,01 0,30 0,38 0,01 -
r -0,84 -0,40 -0,86 -0,42 0,36 -0,85 -
35 4951 p 0,69 0,30 0,97 0,05 0,86 0,70 0,77
r 0,16 0,42 0,01 -0,71 -0,07 0,16 0,13
Camas Reusadas
Edad días
OPG
Promedio Valor
Parámetros Productivos Evaluados
GDP CDA CAA MA% ICA PP IEEP
7 100 p 0,75 0,73 0,32 0,32 0,50 0,54 -
r 0,09 0,09 0,26 -0,26 0,18 0,16 -
14 342 p 0,27 0,11 0,12 0,41 0,73 0,25 -
r 0,29 0,41 0,41 0,22 0,09 0,30 -
21 647 p 0,02 0,04 0,48 0,004 0,02 0,03 -
r -0,56 -0,52 -0,19 -0,67 0,58 -0,54 -
28 1225 p 0,04 0,08 0,32 0,002 0,07 0,05 -
r -0,51 -0,45 -0,27 -0,70 -0,47 -0,50 -
35 2431 p 0,04 0,13 0,71 0,18 0,03 0,04 0,51
r -0,52 -0,39 0,10 -0,35 0,55 -0,52 -0,18
Valor p= diferencia estadística significativa y Valor r= correlación estadística significativa. OPG= Ooquistes por gramo, GDP=Ganancia Diaria de Peso, CDA=Consumo Diario de Alimento, CAA=Consumo Acumulado de Alimento, MA%= Porcentaje de Mortalidad Acumulada, ICA=Índice de Conversión Alimenticia, PP=Peso Promedio y IEEP= Índice de Eficiencia Productivo Europeo.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Por otra parte, al final de la crianza, los niveles de anticuerpos para las
enfermedades analizadas (ND, IBD e IBV) evidenciaron que no sufrieron
ningún probable desafío de campo, no hubo evidencia de algún cuadro
sintomatológico o lesión en los pollos de engorde; los valores de los títulos
de anticuerpos permanecieron dentro de la línea base establecida en la
granja de estudio, Cuadro 4.
36
Cuadro 4. Títulos de anticuerpos de las enfermedades analizadas en las tres fases de
estudio a los 35 días de edad.
# Galpón Tipo de cama Enfermedad Analizada
ND IBD IBV
1-2-5-6
Nueva 1683 4829 686
2° ciclo 1230 4683 633
3° ciclo 1290 6284 612
3-4-7-8
Nueva 1502 4768 589
2° ciclo 1086 6702 575
3° ciclo 1197 5605 597
ND= Enfermedad de Newcastle; IBD= Enfermedad de Gumboro; IBV= Bronquitis Infecciosa Aviar.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Al análisis de correlación y ajuste de regresión lineal entre la concentración
de ooquistes de Eimeria y los títulos de anticuerpos para la enfermedad de
Newcastle (ND), Gumboro (IBD) y Bronquitis infecciosa (IBV) al final de la
crianza (35 días de edad), no demostraron correlación significativa
(p>0.05), Cuadro 5.
Cuadro 5. Correlación entre la concentración de ooquistes de Eimeria spp. en camas
nuevas y reusadas con títulos de anticuerpos de pollos de engorde.
Edad
días
Tipo de
cama
OPG
Promedio Valor
Títulos de Anticuerpos
ND IBD IBV
35 Nueva 4951 p 0,07 0,07 0,07
r 0,68 0,68 0,68
35 Reusada 2431 p 0,39 0,42 0,63
r 0,23 0,22 -0,13
Valor p= diferencia estadística significativa y Valor r= correlación estadística significativa.
OPG=Ooquistes por Gramo de Cama; ND= Enfermedad de Newcastle; IBD= Enfermedad de
Gumboro; IBV= Bronquitis Infecciosa Aviar.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Esto probablemente ocurra debido a que la concentración máxima de
ooquistes encontrados en el estudio, no es lo suficientemente elevada para
producir infección, algún tipo de influencia negativa sobre los parámetros
analizados e incluso inmunosupresión, como lo demostró en su estudio
Juárez et al. (2007).
37
Haug et al. (2008) encontraron concentraciones menores a 14000 OPG, de
igual forma en la presente investigación se estableció un rango entre 0 a
6349 OPG durante el ciclo productivo. Reyna et al. (1982) encontraron que
cantidades menores o aproximadas a 25,000 OPG en cama, no afectan los
parámetros productivos de las aves de engorde. Asimismo, en su estudio
Lee et al. (2012) reportaron que la concentración normal de ooquistes
presentes en la producción está en un rango entre 3,700 a 70,000 OPG,
sin verse afectados los parámetros productivos; estudios que concuerdan
con la presente investigación. Es posible que la concentración de ooquistes
en camas puede verse afectado por la edad y el tipo del plan anticoccidial
usado, sean estas nuevas o reusadas (Lee et al. 2012), posiblemente la
concentración también pudo afectarse debido a cambios de la
concentración de amoniaco en las camas, debido a que este gas afecta la
viabilidad de ooquistes en las camas de crianza (Vieira et al. 2015)
Al correlacionar la concentración de ooquistes de Eimeria con los
parámetros productivos y sanitarios evaluados, independiente de si es
cama nueva o reusada, se observó que a una mayor concentración de
ooquistes en cama se afecta en medida el desempeño de los parámetros,
a excepción del índice de eficiencia productivo europeo (IEEP), porcentaje
de mortalidad acumulada (MA%) y los títulos de anticuerpos para la
Enfermedad de Gumboro (IBD), como se observa en el Cuadro 6.
Cuadro 6. Correlación de la concentración de ooquistes de Eimeria spp. con los
parámetros productivos.
Edad días
Valor Parámetros Productivos Evaluados Anticuerpos
GDP CDA CAA MA% PP IEEP ND IBD IBV
35 r -0,64 -0,47 -0,48 -0,05 -0,64 0,00 0,78 -0,35 0,48
p 0,008 0,02 0,02 0,80 0,008 1,00 0,001 0,10 0,02
Valor p= diferencia estadística significativa. GDP=Ganancia Diaria de Peso, CDA=Consumo Diario de Alimento, CAA=Consumo Acumulado de Alimento, MA%= Porcentaje de Mortalidad Acumulada, PP=Peso Promedio y IEEP= Índice de Eficiencia Productivo Europeo, ND= Enfermedad de Newcastle; IBD= Enfermedad de Gumboro; IBV= Bronquitis Infecciosa Aviar.
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
38
Al análisis de parámetros productivos como la ganancia diaria de peso
(GDP), consumo diario de alimento (CDA), consumo acumulado de
alimento (CAA), peso promedio (PP), % mortalidad acumulada e índice de
eficiencia productivo europeo entre camas nuevas y reusadas de segundo
y tercer ciclo de crianza, se observó diferencia significativa (p<0.05),
presentando superioridad los tratamientos cama reusada de segundo y
tercer ciclo, las mismas que no presentaron diferencia significativa
(p>0,05), Cuadro 7.
Cuadro 7. Parámetros productivos de pollos criados en camas nuevas y reusadas a los
35 días de edad.
Edad días
Tipo de Cama Parámetros Productivos Evaluados
GDP CDA CAA MA% PP IEEP
35 Nueva 48,84 a 131,89 a 2863,22 a 1,02 b 1752,69 a 307 a
35 Segundo ciclo 53,81 b 172,57 b 3055,79 b 0,97 ab 1927,56 b 347 b
35 Tercer ciclo 53,48 b 165,02 b 3047,67 b 0,72 a 1916,00 b 344 b
Valor p <0,0001 0,006 0,001 0,02 <0,0001 0,0001
Valor p= diferencia estadística significativa. GDP=Ganancia Diaria de Peso, CDA=Consumo Diario de Alimento, CAA=Consumo Acumulado de Alimento, MA%= Porcentaje de Mortalidad Acumulada, PP=Peso Promedio y IEEP= Índice de Eficiencia Productivo Europeo. Valores con una letra en común no son significativamente diferentes (p>0,05).
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Los resultados demuestran que la mortalidad en camas nuevas es mayor
frente a las camas reusadas, estas últimas sin diferencia significativa,
coincidiendo con Vejarano (2005). Respecto al PP, CDA, CAA y IEEP,
presentaron un mejor desempeño en camas reusadas (p<0.05) a
comparación de las camas nuevas. Estos resultados difieren de lo
encontrado por Vejarano (2005), quien en su estudio encontró que al final
de la crianza (49 días), el grupo de cama nueva obtuvo mejor PP e IEEP
que el grupo de cama reusada. Por otra parte, al análisis de los títulos de
anticuerpos entre camas nuevas y reusadas de segundo y tercer ciclo de
crianza, se observó diferencia significativa (p<0.05) para las enfermedades
de ND y IBD, mientras que IBV no demostró diferencia significativa (p>0,05)
en ninguno de los tipos de cama evaluados, Cuadro 8.
39
Cuadro 8. Diferencia de títulos de anticuerpos entre camas nuevas y reusadas.
Edad días
Tipo de Cama Títulos Evaluados
ND IBD IBV
35 Nueva 1593 a 4799 a 638 a
35 Reusada segundo ciclo 1158 b 5693 b 604 a
35 Reusadas tercer ciclo 1244 b 5945 b 605 a
Valor p <0,0001 0,005 0,11
Valor p= diferencia estadística significativa. OPG=Ooquistes por Gramo de Cama; ND= Enfermedad de Newcastle; IBD= Enfermedad de Gumboro; IBV= Bronquitis Infecciosa Aviar. Valores con una letra en común no son significativamente diferentes (p>0,05).
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
Estos resultados coincidieron con Vejarano et al. (2008), quien en su
estudio encontró diferencias entre los títulos de anticuerpos (ND e IBD) de
pollos criados en cama nueva y reusada. Silva (2005) reporta que el
proceso de fermentación para reuso de cama no es muy eficaz en la
reducción significativa del virus IBD, probablemente debido a la estructura
y resistencia que el virus posee en el medio ambiente. Sin embargo ND y
IBV presentan una baja resistencia al ambiente y desinfectantes químicos,
reduciendo así su concentración en el medio (Alexander et al. 2004;
Córdoba et al. 2015)
Mientras que, Dai Pra & Buttow (2012) coinciden con la presente
investigación, al señalar que las camas reusadas no representan ningún
perjuicio para las aves, pues a partir del segundo uso, tienen tendencia a
ser más productivas, probablemente debido a una inmunidad adquirida y
estimulada de forma más temprana, ya que el contacto del pollito con la
cama reusada, facilita la colonización inicial de flora intestinal, actuando así
como antígenos vacunales, generando el aumento de inmunidad debido a
la exposición a bajo niveles de contaminación.
40
ANÁLISIS COSTO – BENEFICIO
Cuadro 9. Análisis Costo – Beneficio del uso de camas nuevas y reusadas.
Descripción del Rubro TIPOS DE CAMA
Cama Nueva Cama Reusada
Número de aves 20000 20000
EGRESOS
Costos de la Producción
Compra de aves 12400,00 12400,00
Alimentación en la crianza 38507,49 41734,98
Insumos veterinarios 200,00 150,00
Servicios Básicos 150,00 150,00
Subtotal 51257,49 54434,98
Costos del uso de Cama
Compra de Cama 350,00 116.66
Flete 150,00 50,00
Maquinaria y Equipos 100,00 93,33
Mano de Obra 120,00 80,00
Subtotal 720,00 223,33
TOTAL 51977,49 54658,31
INGRESOS
Venta de aves 53563,05 55711,80
Venta de pollinaza 2400,00 4000,00
TOTAL 55963,05 59711,80
Costo – Beneficio entre camas
Diferencia entre camas
3985,56 5053,49 1067,93
Costo – Beneficio por Ave
Diferencia por Ave 0,21
0,26 0,05
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
El análisis costo beneficio demuestra que el reuso de cama a través de la
fermentación es una actividad que resulta ser rentable al finalizar la
producción, optimizando la mano de obra, recursos y con un efecto
benéfico significativo para el medio ambiente, reduciendo los desperdicios
de la producción, ya que este material es usado como abono para campos
agrícolas, siendo así amigables con el medio ambiente, evitando la
contaminación de suelos y aguas, en las zonas de producción, como lo
establecen Tiquia & Tam (2002).
41
Abreu et al. (2011) mencionan que las camas usadas por tres ciclos de
producción, cumple con los requerimientos mínimos para ser
comercializada como fertilizante orgánico (abono), independiente del
material de cama usado como sustrato. En efecto, el reuso de cama por
varios ciclos de producción, contribuye a reducir el volumen de los residuos
minimizando el impacto ambiental y generando ingresos extra a la
producción de pollos de engorde, como lo demostraron en su estudio Vieira
et al. (2015).
Varios autores concuerdan en que el proceso de fermentación de cama
para el reuso, es un método efectivo que reduce considerablemente la
concentración de microorganismos, por medio de la acción fermentadora
de microorganismos, propiciando un ambiente no favorable para la
supervivencia de agentes patógenos (Dai Pra & Buttow 2012; Hahn et al.
2012; Paganini 2004; Vejarano et al. 2008).
42
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES
El reuso de camas por segundo y tercer ciclo, influyo
significativamente en el desempeño de parámetros productivos
(p<0,05) de las aves de engorde a los 35 días de edad demostrando
mejores resultados. El comportamiento sanitario no fue afectado por
el reuso de camas.
Existe diferencia significativa en la concentración de ooquistes de
Eimeria spp. entre camas nuevas y reusadas (p<0,05). Camas de
dos y tres usos no presentaron diferencia significativa en la
concentración de ooquistes (p>0,05).
No hay correlación significativa (p>0.05) entre la concentración de
ooquistes de Eimeria spp. de camas nuevas y reusadas con los
parámetros productivos y sanitarios de las aves de engorde, por lo
tanto, el proceso para el reuso de cama aplicado en la presente
investigación no represento detrimento para la producción.
La relación costo – beneficio del uso de camas nuevas frente al uso
de camas reusadas, demostró que las camas reusadas presentan
un ahorro 0,05 USD por ave.
43
RECOMENDACIONES
Realizar una investigación por un período de tiempo más largo,
considerando 49 días de edad de las aves de engorde, para
observar el comportamiento de la curva de crecimiento de Eimeria
spp. y los posibles cambios que puedan presentar.
Revisar el programa anticoccidial aplicado, a través del monitoreo de
la concentración de ooquistes de Eimeria spp. en camas.
Hacer un estudio de prevalencia de Eimeria spp. en camas de pollo
de engorde y relacionar con los planes anticoccidiales usados.
44
BIBLIOGRAFÍA
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51
ANEXOS
ANEXO 1. Barreras de defensa del sistema inmune de pollos de engorde.
Fuente: (Saif et al. 2008).
ANEXO 2. Laboratorio de Bacteriología y Parasitología de la FMVZ – UCE.
52
ANEXO 3. Promedios del recuento de Unidades Formadoras de Colonias (UFC) y cultivo
micológico en camas nuevas y reusadas de pollos de engorde.
Edad en días
Descripción E. coli Coliformes Micológico
0
Cama Nueva 4,44E+04 1,55E+05
Penicillium spp., Aspergillus spp., Trichophyton spp., Mucor spp., Rhizopus spp.
Cama Reusada 2,11E+05 3,61E+05
Penicillium spp., Aspergillus spp., Trichophyton spp., Mucor spp., Rhizopus spp., Acrophialospora spp., Syncephalastrum spp.
Alimento 6,32E+03 1,18E+03 Mucor spp., Rhizopus spp., Penicillium spp., Syncephalastrum spp.
Agua Negativo Negativo Negativo
35
Cama Nueva 3,68E+06 4,90E+05
Penicillium spp., Aspergillus spp., Trichophyton spp., Mucor spp., Rhizopus spp.
Cama Reusada 3,15E+06 1,30E+06
Penicillium spp., Aspergillus spp., Trichophyton spp., Mucor spp., Rhizopus spp., Acrophialospora spp., Syncephalastrum spp.
Alimento 6,32E+03 1,18E+03 Mucor spp., Rhizopus spp., Penicillium spp., Syncephalastrum spp.
Agua Negativo Negativo Negativo
Fuente: El Autor Elaborado por: El Autor
ANEXO 4. Materiales para el Recuento McMaster modificado para cama de pollos de
engorde.
53
ANEXO 5. Preparación y Recuento de ooquistes por el método McMaster modificado
para cama de pollos de engorde.
ANEXO 6. Método de la W para la recolección de muestras de cama de pollos de
engorde.
54
ANEXO 7. Preparación y recuento UFC de microorganismos en camas nuevas y
reusadas de pollos de engorde.
ANEXO 8. Necropsias de pollos de engorde en el periodo de investigación.
55
ANEXO 9. Necropsias de pollos de engorde en el periodo de investigación.
ANEXO 10. Lectura de Amoniaco (NH3), Temperatura y Humedad Relativa (HR%).
ANEXO 11. Ooquistes de Eimeria spp. vista en lente de aumento de 40x.
