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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUDOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CARRERA DE ODONTOLOGÍA
“DETERMINACION IN VITRO DEL EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE
VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE
LA PORPHYROMONA GINGIVALIS DERIVADA DEL ATCC 33277”
Proyecto de investigación presentado como requisito previo a la obtención del
título de Odontóloga
Autor: Suárez Cerón Jhoselin Andrea
Tutora: Dra. Marina Antonia Dona Vidale
Quito, junio 2017
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, JHOSELIN ANDREA SUÁREZ CERÓN, con C.I. 1002532784, en calidad de
autora de la tesis realizada sobre: “DETERMINACIÓN IN VITRO DEL
EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA
CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA PORPHYROMONA GINGIVALIS
DERIVADA DEL ATCC 33277.
Por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, a
hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene
esta obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad a lo establecido en los
artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes a la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización
y publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de
conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación
Superior.
-------------------------------------------------------------------
Jhoselin Andrea Suárez Cerón
C.I. 1002532784
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR/A DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Marina Antonia Dona Vidale, en mi calidad de tutora del trabajo de titulación,
modalidad Proyecto de investigación elaborado por JHOSELIN ANDREA
SUÁREZ CERÓN; cuyo título es: “DETERMINACIÓN IN VITRO DEL
EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA
CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA PORPHYROMONA GINGIVALIS
DERIVADA DEL ATCC 33277”, PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL GRADO
DE ODONTÓLOGA considero que el mismo reúne los requisitos y méritos
necesarios en el campo metodológico y epidemiológico para ser sometido a la
evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que
APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de
titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito a los 30 días del mes de junio del 2017.
---------------------------------------------
Dra. Marina Antonia Dona Vidale
DOCENTE-TUTORA
C.I. 1708884422
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El Tribunal constituido por: Dr. Marco Medina, Dr. José Cerda
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención
del título de Odontóloga presentado por la señorita JHOSELIN ANDREA
SUÁREZ CERÓN
Con el título:
“DETERMINACIÓN IN VITRO DEL EFECTO INHIBITORIO DEL Aloe
vera (L.) BURM.F. AL 100% Y LA CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA
Porphyromona gingivalis DERIVADA DEL ATCC 33277”.
Emite el siguiente veredicto:
Fecha: 30 de junio del 2017
Para constancia de lo actuado firman:
Nombre Apellido Calificación Firma
Presidente: Dr. Marco Medina …………… ……………………………
Vocal 1: Dr. José Cerda …………… ……………………………
v
DEDICATORIA
A los seres que me dieron la vida y
guían mi camino mis Padres Crnl.
(S.P) Germán A. Suárez C. y Dra.
Q.F. Inés del Rocío Cerón I. y a mi
hermana Jenniffer C. Suárez C. que
siempre estuvo a mi lado en todo
este camino.
Jhoselin A. Suárez C.
vi
AGRADECIMIENTO
Por mi formación religiosa católica, deseo iniciar agradeciendo a mi Señor de la
Justicia y a la Virgencita de Guadalupe que con su protección siempre estuvieron
guiando desde el cielo todos mis pasos desde el inicio de mi educación.
Agradezco a mis Padres Germán y Rocío que me dieron la vida, me apoyaron en
todo este trayecto de mi vida, nunca me dejaron decaer en los momentos difíciles y
me motivaron para vencer todos los obstáculos que se presentaron.
Agradezco con todo mi corazón, a mi Hermana Jenniffer por ser mi fortaleza,
siempre me escuchó, derramó lágrimas junto a mí y no me dejó darme por vencida,
una amiga incondicional, departimos momentos felices y tristes, pero siempre
salimos adelante.
No puedo olvidarme de mis Abuelitos (Carmelita, Inesita, Arturito y Juanito) que a
pesar de que los tres últimos años ya no están conmigo, desde el cielo me envían
sus bendiciones.
Agradezco a mis tíos, en especial a mi tío Alonzo, y primos que siempre estuvieron
presentes con una llamada, un mensaje e incluso confiaron en estas manos y en mi
conocimiento para que atendiera su salud bucal.
A mi tutora y profesora Dra. Marina Dona que me impartió y brindó sus
conocimientos apoyándome para el desarrollo de mi investigación en forma
incondicional.
A la MSc. Alma Koch, MSc. Jesica Maisincho y Ing. Patricia Gutiérrez quienes me
abrieron las puertas, me brindaron su amistad, sus conocimientos, su experiencia y
facilitaron todos los elementos necesarios para realizar la investigación y siempre
estuvieron pendientes.
Jhoselin A. Suárez C.
vii
ÍNDICE DE CONTENIDO
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL¡Error! Marcador no
definido.
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR .... ¡Error! Marcador no definido.
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ......................... iv
DEDICATORIA ...................................................................................................... v
AGRADECIMIENTO ........................................................................................... vi
ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................. x
ÍNDICE DE GRÁFICAS ....................................................................................... xi
ÍNDICE DE FIGURAS ......................................................................................... xii
ÍNDICE DE ANEXOS ......................................................................................... xiv
RESUMEN ............................................................................................................. xv
SUMMARY ........................................................................................................... xv
INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 15
CAPÍTULO I .......................................................................................................... 16
1. EL PROBLEMA ........................................................................................ 16
1.1. Planteamiento del problema................................................................ 16
1.2. Objetivos ............................................................................................. 17
1.2.1. Objetivo general .......................................................................... 17
1.2.2. Objetivos específicos ................................................................... 17
1.3. Justificación ........................................................................................ 18
1.4. Hipótesis ............................................................................................. 19
1.4.1. Hipótesis de Investigación ........................................................... 19
1.4.2. Hipótesis Nula ............................................................................. 19
CAPÍTULO II ........................................................................................................ 20
2. MARCO TEÓRICO ................................................................................... 20
2.1. ENFERMEDAD PERIODONTAL ................................................ 20
2.1.1. Periodontitis ............................................................................. 21
2.1.1.1. Periodontitis Crónica ........................................................... 22
2.1.1.1.1. Características Generales ............................................... 23
2.1.1.1.2. Características Clínicas ................................................. 23
2.2. BIOFILM ........................................................................................ 24
viii
2.2.1. Fases o Estadios del Biofilm .................................................... 25
2.2.2. Complejo Microbiano de Socransky........................................ 26
2.2.3. Genero Porphyromona ............................................................. 27
2.2.3.1. Porphyromona Gingivalis .................................................... 28
2.2.3.1.1. Morfología y Estructura ................................................ 28
2.2.3.1.2. Factores de Virulencia ................................................... 29
2.3. FITODONTOLOGÍA ..................................................................... 30
2.4. ALOE VERA .................................................................................. 30
2.4.1. Descripción Taxonómica y Botánica ....................................... 30
2.4.2. Estructura y Composición ........................................................ 31
2.4.3. Usos Medicinales ..................................................................... 31
2.5. CLORHEXIDINA .......................................................................... 34
2.5.1. Mecanismo de acción............................................................... 35
2.5.2. Usos ......................................................................................... 35
2.5.3. Sustantividad ............................................................................ 36
2.5.4. Efectos Adversos ..................................................................... 37
CAPÍTULO III ....................................................................................................... 38
3. METODOLOGÍA ...................................................................................... 38
3.1. Tipo de Diseño de la Investigación ................................................. 38
3.2. Población y muestra de estudio ....................................................... 38
3.2.1. Tipo de muestreo ..................................................................... 38
3.2.2. Unidad de muestra ................................................................... 39
3.3. Criterios de inclusión y exclusión ................................................... 39
3.3.1. Criterios de inclusión ............................................................... 39
3.3.2. Criterios de exclusión .............................................................. 39
3.4. Operacionalización de variables ..................................................... 40
3.5. Materiales y métodos ...................................................................... 41
3.5.1. Materiales para realizar el cultivo ............................................ 41
3.5.2. Materiales para determinar el efecto antimicrobiano .............. 41
3.5.3. Materiales para recolección de datos ....................................... 42
3.6. Procedimientos y técnicas ............................................................... 42
ix
3.6.1. Activación de la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277
………………………………………………………………..42
3.6.2. Determinación del efecto inhibitorio ....................................... 46
CAPÍTULO IV ....................................................................................................... 52
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................... 52
4.1. Resultados ........................................................................................... 52
4.2. Discusión ............................................................................................ 60
CAPÍTULO V ........................................................................................................ 62
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ......................................... 62
5.1. Conclusiones ....................................................................................... 62
5.2. Recomendaciones ............................................................................... 63
BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................... 64
ANEXOS ............................................................................................................... 68
x
LISTA DE TABLAS
Tabla 1: Cuadro de Operacionalización de variables ............................................. 40
Tabla 2: Tabla de advertencias ............................................................................... 52
Tabla 3: Prueba de normalidad .............................................................................. 53
Tabla 4: Resultados de la medición de los halos de inhibición sobre la cepa
Porphyromona gingivalis, después de 48 hora de aplicación de cada tratamiento 54
Tabla 5: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 horas ......................... 56
Tabla 6: Resultados de la medición de los halos de inhibición sobre la cepa
Porphyromona gingivalis, después de 72 hora de aplicación de cada tratamiento 57
Tabla 7: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 horas ......................... 59
xi
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 48 horas.. 54
Gráfico 2: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes ..................... 55
Gráfico 3: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 Horas ..................... 56
Gráfico 4: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 72 horas.. 57
Gráfico 5: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes ..................... 58
Gráfico 6: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 Horas ..................... 59
xii
LISTA DE FIGURAS
Fig. 1: Periodontitis ............................................................................................... 21
Fig. 2: Periodontitis crónica .................................................................................. 22
Fig. 3: Biofilm o placa bacteriana ......................................................................... 24
Fig. 4: Primer estadio o fase I (A. Superficie del diente limpia; B. Formación de la
biopelícula; C. Diente cubierto por biopelícula.) .................................................. 26
Fig. 5: Segundo estadio o fase II (Adhesión bacteriana: A. cocos; B. bacilos y cocos)
............................................................................................................................... 26
Fig. 6: Tercer estadio o fase III (multiplicación bacteriana) ................................. 26
Fig. 7: Cuarto estadio o fase IV (A. agregación bacteriana; B. maduración del
biofilm) .................................................................................................................. 26
Fig. 8: Complejo microbiano de Socransky .......................................................... 27
Fig. 9: Porphyromona gingivalis ........................................................................... 28
Fig. 10: Planta de Aloe vera .................................................................................. 30
Fig. 11: a) clorhexidina al 2% b) clorhexidina al 0,12% ...................................... 34
Fig. 12: Autoclavado del material ......................................................................... 42
Fig. 13: Materiales autoclavados........................................................................... 43
Fig. 14: Tubos de ensayo con caldo de nutrientes ................................................ 43
Fig. 15: Cepa de Porphyromona gingivalis derivada del ATCC 33277. .............. 44
Fig. 16: Activación de Porphyromona gingivalis por técnica de contacto. .......... 44
Fig. 17: Etiquetado ................................................................................................ 45
Fig. 18: Cámara anaerobia .................................................................................... 45
Fig. 19: Incubadora a 37° ...................................................................................... 46
Fig. 20: Siembra en agar sangre. ........................................................................... 46
Fig. 21: Obtención de extracto de Aloe vera......................................................... 47
Fig. 22: Colocación de los tratamientos en los vasos de precipitación ................. 47
Fig. 23: Cultivo de Porphyromona gingivalis (15 días). ....................................... 48
Fig. 24: Etiquetado. ............................................................................................... 48
xiii
Fig. 25: Sembrado de Porphyromona gingivalis. .................................................. 49
Fig. 26: Colocación de discos de filtro con tratamientos. ..................................... 49
Fig. 27: Cajas Petri con Porphyromona gingivalis................................................ 50
Fig. 28: Medición del halo de inhibición a las 48 horas. ...................................... 50
Fig. 29: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 48 horas de
incubación. ............................................................................................................ 50
Fig. 30: Medición del halo de inhibición a las 72 horas de incubación. ............... 51
Fig. 31: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 72 horas de
incubación. ............................................................................................................ 51
xiv
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1: Certificado de traducción ....................................................................... 68
Anexo 2: Solicitud al Director del Departamento de Ciencias de la Vida y la
Agricultura de la Universidad de las Fuerzas Armadas ......................................... 69
Anexo 3: Permiso de ingreso al Laboratorio de Microbiología de la Carrera de
Ingeniería en Biotecnología de la Universidad de las Fuerzas Armadas ............... 70
Anexo 4: Certificado de elaboración de la Clorhexidina al 0,12% ........................ 71
Anexo 5: Certificado de Autenticidad de la cepa Porphyromona gingivalis
derivada del ATCC 33277 ..................................................................................... 72
Anexo 6: Ficha para lectura de los halos de inhibición ......................................... 73
Anexo 7: Desechos de la muestra .......................................................................... 74
Anexo 8: Certificado del Estadístico...................................................................... 89
Anexo 9: Certificado de realización de las pruebas microbiológicas .................... 90
Anexo 10: Certificado de Esterilización ................................................................ 91
Anexo 11: Certificado de Aprobación del SEISH-UCE ........................................ 92
Anexo 12: Análisis URKUND ............................................................................... 93
xv
TEMA: “Determinación in vitro del efecto inhibitorio del aloe vera (l.) Burm.f. al
100% y la clorhexidina al 0,12% sobre la porphyromona gingivalis derivada del
atcc 33277”
Autor: Jhoselin Andrea Suárez Cerón
Tutora: Marina Antonia Dona Vidale
RESUMEN
Bacteria en forma de cocobacilo o bacilo, Gram negativa denominada
Porphyromona gingivalis, que en conjunto con otras bacterias son causantes
de la enfermedad periodontal. Buscar alternativas de origen natural para
contrarrestar el efecto dañino que produce, con buenos resultados, además
que no presente efectos secundarios y se encuentre al alcance del ser
humano lleva a realizar este estudio in vitro, de tipo experimental, para
determinar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la
clorhexidina al 0,12% como control positivo sobre la Porphyromona
gingivalis. Se empleó la prueba de sensibilidad antibacteriana
(antibiograma) con el fin de determinar el efecto inhibitorio del Aloe vera
(L.) Burm.f. al 100%, la clorhexidina al 0,12% como control positivo y
suero fisiológico como control negativo, con quince repeticiones de cada
uno de los tratamientos. Los resultados obtenidos indicaron que la cepa de
Porphyromona gingivalis ATCC 33277 es sensible a Aloe vera (L.) Burm.f.
al 100% y a la clorhexidina al 0,12% y resistente al suero fisiológico. Se
concluye que el Aloe vera (L.) Burm.f. posee efecto inhibitorio sobre la
Porphyromona gingivalis.
PALABRAS CLAVES: DETERMINACIÓN IN VITRO, EFECTO INHIBITORIO,
BACTERIA PATÓGENA ORAL, ANTIBIOGRAMA.
xvi
TITLE: Determination in vitro of the inhibitory effect of aloe vera (l.) Burm f. To
100% and chlorhexidine to 0,12% on porphyromona gingivalis strain atcc 33277
Author: Jhoselin Andrea Suárez Cerón
Tutora: Marina Antonia Dona Vidale
SUMMARY
Coccobacillus or bacillus, Gram-negative anaerobes called Porphyromona
gingivalis produce periodontal disease with other associated bacteria. Alternatives
of natural origin for counteract the pathogen effect with good results, no secondary
effects and easy to find have lead to this in vitro experimental research in order to
determine the inhibitory effect of Aloe vera (L.) Burm. f. to 100% and chlorhexidine
to 0,12% as positive control over Porphyromona gingivalis. It was applied
susceptibility bacterial testing technique (antibiotic discs sensitivity) to determine
the inhibitory effect of Aloe vera (L.) Burm. f. 100%, chlorhexidine 0,12% as
positive control and saline solution as negative control. Fifteen repetitions were
made for each treatment. The results obtained in this study show that
Porphyromona gingivalis strain ATCC 33277 is sensitive to Aloe vera (L.) Burm.
f. to 100% and to the chlorhexidine to 0,12% and is resistant to saline solution. This
study leads us to conclude that Aloe vera (L.) Burm. f. has an inhibitory effect on
Porphyromona gingivalis.
KEYWORDS: IN VITRO DETERMINATION, INHIBITORY EFFECT, ORAL
BACTERIA PATHOGEN, ANTIBIOGRAM.
15
INTRODUCCIÓN
Desde mucho tiempo atrás, el ser humano ha utilizado las propiedades curativas de una
diversidad de plantas que se encuentran al alcance de sus manos, logrando extraer sus
componentes orgánicos, para sanar una serie de enfermedades causadas por gran cantidad
de microorganismos existentes en el ambiente en que vivimos1.
De la gran variedad de plantas que existen en nuestro medio, Aloe vera ha sido utilizado
como remedio eficaz para curar o retrasar el progreso de algunas enfermedades existentes
en la medicina moderna tales como el cáncer y el sida1.
Con el paso de los años el Aloe vera se ha ido introduciendo en varios campos como la
medicina, la cosmetología y el comercio, también utilizándola en la decoración, además
para quemaduras, incluso como planta que emite buena energía1.
De esta manera, al ser el Aloe vera una planta que posee beneficios en la medicina, en
este caso con acción antibacterial9, se pretende averiguar si causa efecto inhibitorio sobre
la Porphyromona gingivalis, cocobacilo gramnegativo que acompañado por otro conjunto
de bacterias presentes en la placa bacteriana de la cavidad bucal2, constituyen el factor
etiológico de las enfermedades periodontales3. Porphyromona gingivalis se encuentran
en un biofilm o biopelícula que se fija al diente y a los tejidos blandos, estructura
conformada por varias bacterias y rodeada por una matriz o glicocálix compuesto por
polisacáridos extracelulares3. La Porphyromona gingivalis en asociación con otras
bacterias causa gran destrucción de tejidos periodontales o periodontitis. La bacteria se
encuentra en la microbiota subgingival y produce degradación del colágeno2.
Para las enfermedades periodontales se está usando la clorhexidina como una sustancia
local ya que se adhiere sobre las superficies dentarias y produce la inhibición de bacterias
que ocasionan las enfermedades periodontales, pero al ser un producto químico sintético,
causa diversos efectos secundarios como la pigmentación de las piezas dentales19. Por
esta razón, se pretende realizar la investigación para comprobar si el Aloe vera posee
efecto inhibitorio sobre la Porphyromona gingivalis, para utilizarla como alternativa ya
que no presenta reacciones adversas, además es de origen natural y de fácil acceso para
el ser humano1.
16
CAPÍTULO I
1. EL PROBLEMA
1.1. Planteamiento del problema
En la actualidad, la población al encontrarse con múltiples actividades se ha ido
descuidando de su salud, en especial de la salud bucal, por lo cual ya no tenemos
tiempo para realizar una correcta higiene oral causando la proliferación de varias
bacterias dañinas, entre ellas la Porphyromona gingivalis, que causa
enfermedades periodontales, tal como la periodontitis.
El presente estudio tiene por objetivo comparar el efecto inhibitorio que produce
el Aloe vera y la clorhexidina como control positivo sobre la Porphyromona
gingivalis con el fin de identificar una alternativa de origen natural, sin efectos
secundarios, al alcance del paciente y eficaz para inhibir el crecimiento de
Porphyromona gingivalis.
17
1.2.Objetivos
1.2.1. Objetivo general
Evaluar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% sobre la
Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis.
1.2.2. Objetivos específicos
i. Describir el halo de inhibición del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%
sobre la Porphyromona gingivalis a las 48 horas.
ii. Analizar el halo de inhibición del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%
sobre la Porphyromona gingivalis a las 72 horas.
iii. Comparar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. y la
clorhexidina al 0.12% sobre la Porphyromona gingivalis.
18
1.3. Justificación
Actualmente se aplica una serie de medicamentos o fármacos de síntesis química
que tienen efectos secundarios en el ser humano; por ejemplo, la clorhexidina es
una sustancia que produce pigmentación de las piezas dentales y afecciones en el
sentido del gusto, entre otras. Se hace necesario buscar otras opciones, por lo que
se puede acudir a la medicina de origen natural y de fácil acceso que actúa en
forma eficiente para contrarrestar una de las enfermedades periodontales causada
por la Porphyromona gingivalis en conjunto con una diversidad de otras bacterias.
El Aloe vera al ser un producto de origen natural el cual no presenta ningún tipo
de contraindicaciones y efectos secundarios, constituye una alternativa de fácil
acceso.
19
1.4. Hipótesis
1.4.1. Hipótesis de Investigación
a. H1: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% tiene efecto inhibitorio sobre la
Porphyromona gingivalis en 48 horas de exposición.
b. H2: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% tiene efecto inhibitorio sobre la
Porphyromona gingivalis en 72 horas de exposición.
c. H3: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la clorhexidina al 0,12% tienen
diferencias en el efecto inhibitorio que producen sobre la Porphyromona
gingivalis.
1.4.2. Hipótesis Nula
a. H1: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% no tiene efecto inhibitorio sobre la
Porphyromona gingivalis en 48 horas de exposición.
b. H2: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% no tiene efecto inhibitorio sobre la
Porphyromona gingivalis en 72 horas de exposición.
c. H3: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la clorhexidina al 0,12% no tienen
diferencias en el efecto inhibitorio que produce sobre la Porphyromona
gingivalis.
20
CAPÍTULO II
2. MARCO TEÓRICO
2.1.ENFERMEDAD PERIODONTAL
Es una infección crónica3, lesiones inflamatorias de las encías que con su
progresión pueden llevar a la destrucción ósea y su posterior perdida de estructuras
dentarias22.
Las enfermedades periodontales están causadas por gran cantidad de
microorganismos39 ente ellos la Porphyromona gingivalis es una bacteria
precursora de la enfermedad periodontal principalmente de la periodontitis
crónica3.
Las enfermedades periodontales se clasifican en:
a. Enfermedades gingivales24,36.
o Enfermedades gingivales provocadas por biofilm2.
o Enfermedades gingivales no inducidas por biofilm2.
b. Periodontitis crónica24,36.
o Localizada2.
Leve2.
Moderada2.
Severa2.
o Generalizada2.
Leve2.
Moderada2.
Severa2.
c. Periodontitis agresiva 24,36.
o Localizada2.
Leve2.
Moderada2.
Severa2.
o Generalizada2.
21
Leve2.
Moderada2.
Severa2.
d. Periodontitis como manifestación de enfermedades sistémicas24,36.
o Asociada con desórdenes genéticos2.
o Asociada con enfermedades hematológicas2.
o Asociada a enfermedades no especificas2.
e. Enfermedades periodontales necrosantes24,36.
o Gingivitis ulceronecrotizante2.
o Periodontitis ulceronecrotizante2.
f. Abscesos del periodonto24,36.
o Absceso coronal2.
o Absceso gingival2.
o Absceso periodontal2.
g. Periodontitis asociada con lesiones endodónticas24,36.
h. Deformidades y anomalías del desarrollo o adquiridas24,36.
o Trauma oclusal2.
o Elementos afines al diente predisponente a gingivitis o
periodontitis relacionada al biofilm2.
o Condiciones y deformaciones mucogingivales alrededor del
diente2.
2.1.1. Periodontitis
Fig. 1: Periodontitis
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
22
Enfermedad inflamatoria de principio infeccioso el cual produce lesiones en los
tejidos de sostén del diente, la misma que al no ser controlada a tiempo, puede
causar pérdida de las estructuras dentarias3. (Fig.1)
2.1.1.1. Periodontitis Crónica
Fig. 2: Periodontitis crónica
Fuente: (Negroni, 2009)2
Es la pérdida de las estructuras de soporte de tejido conectivo. Ocurre la pérdida
de hueso alveolar y de uniones del ligamento periodontal al cemento, además
ocasiona la migración del epitelio de unión hacia apical produciendo, a su vez, la
formación de bolsas en torno a la estructura dentaria23. (Fig. 2)
La periodontitis crónica se inicia como gingivitis inducida por biofilm o placa
bacteriana y es una lesión irreversible23, 39.
El agente etiológico primario de la periodontitis crónica es el biofilm y puede ser
agravada por factores locales como restauraciones con insuficiente pulido o
desbordantes, trauma oclusal, apiñamiento dentario, prótesis sobrecontorneadas.
También pueden intervenir otros factores de riesgos sistémicos como el estrés,
osteoporosis, diabetes e incluso por el consumo de medicamentos y tabaco3.
23
2.1.1.1.1. Características Generales
a) El principal factor etiológico es la formación de biofilm o biopelícula en
donde encontramos una gran variedad de bacterias entre ellas la
Porphyromona gingivalis3,23.
b) Se puede presentar en adultos con mayor incidencia23.
c) La enfermedad puede agravarse por varios factores locales como el hábito
de fumar, el estrés y factores sistémicos que son considerados factores de
riesgo23.
d) También es un predisponente la cantidad de bacterias que forman parte de
la biopelícula subgingival la cual puede variar de persona a persona23.
e) Puede haber la presencia de cálculos subgingivales23.
f) Se presentan dos tipos de periodontitis crónica: localizada que afecta a
menos del 30% del sitio, y generalizada la cual afecta a más del 30%23.
g) También se puede clasificar la periodontitis crónica de acuerdo al grado
de pérdida de inserción: leve (1 a 2 mm), moderada (3 a 4 mm) y avanzada
(mayor o igual a 5 mm)23.
2.1.1.1.2. Características Clínicas
La periodontitis crónica presenta características tales como:
a) Cambios del color, textura y del volumen de la encía marginal3,24.
b) Puede existir sangrado el momento que se realiza el sondeo en la región
de la bolsa gingival e incluso durante el cepillado3,24.
c) Se produce la formación de bolsas periodontales3,24.
d) Pérdida del nivel de inserción3,24.
e) Contracción del margen gingival3,24.
f) Se va perdiendo el hueso alveolar3,24.
g) Puede existir o no visualización de la furcación radicular. Según Hamp y
cols en 1975 se clasifican en: grado I (perdida horizontal del soporte
periodontal no excede de 1/3 de ancho del diente), grado II (compromiso
del soporte periodontal que excede 1/3 del ancho del diente), grado III
(destrucción completa del soporte periodontal)24; Según Ramfjord y Asch
24
en 1979 se clasifica en: grado I (ligera pérdida ósea), grado II (parcial
destrucción ósea) y grado III (completa destrucción ósea)22.
h) Se puede presentar movilidad de las estructuras dentarias. Se tienen tres
grados: grado 1 (movilidad en sentido vestibulolingual no mayor a 1 mm),
grado 2 (movilidad en sentido vestibulolingual entre 1 y 2 mm) y grado 3
(movilidad en sentido vestibulolingual que sobrepasa los 2 mm y el diente
se puede introducir en el alveolo)3,24.
i) Desplazamiento y pérdida de las estructuras dentarias3, 24.
2.2.BIOFILM
Bacterias se adheridas a una superficie rígida y crean una película adherida
conocida como placa dental o biofilm, este es causante principalmente de las
enfermedades periodontales y las caries dentales3 (Fig.3).
Microorganismos adheridos a una superficie y recubierta por matriz
extracelular37.
La Porphyromona gingivalis es una de las colonizadores secundarios la cual
puede encontrase en las etapas iniciales de la acumulación del biofilm39.
Fig. 3: Biofilm o placa bacteriana
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
25
Según varios autores definieron a la placa bacteriana o biofilm como:
En 1683 Anthony van Leeuwenhoek indico que la placa bacteriana
está compuesta por depósitos blandos de restos alimenticios y
microorganismos3.
En 1898 Black menciono que la placa bacteriana son placas
gelatinosas blandas3.
En 1965 Egelberg y cols. presenciaron formación de estadios de la
placa bacteriana3.
1970 en el congreso de Edimburgo se dio como definición que la
placa bacteriana se constituía por polisacáridos extracelulares y
microorganismos y este se encontraba cubierto por células epiteliales,
leucocitos y restos de comida3.
En los 90 gracias al microscopio laser definen a la placa bacteriana
como biofilm el cual esta constituidos por una colectividad
bacteriana sumergida en líquido llamada matriz extracelular3.
2.2.1. Fases o Estadios del Biofilm
El biofilm o placa bacteriana consta de cuatro fases o estadios los cuales se
define como:
Fase I o primer estadio: Formación de la biopelícula (compuesta por
anticuerpos y glicoproteínas) sobre la superficie dentaria, favorece a
la posterior adhesión de bacterias3. (Fig. 4)
Fase II o segundo estadio: Se produce adhesión bacteriana en la
biopelícula especialmente cocos gram positivos, anaerobios
facultativos, bacilos gram positivos que irán aumentando en cantidad
formando una estructura de mazorca de maíz3. (Fig. 5)
Fase III o tercer estadio: Existe multiplicación bacteriana
principalmente de filamentosas gram positivas3. (Fig.6)
Fase IV o cuarto estadio: Se provoca coagregación bacteriana, hay
adhesión de bacterias gram negativas3. (Fig. 7)
26
Fig. 4: Primer estadio o fase I (A. Superficie del diente limpia; B. Formación de la
biopelícula; C. Diente cubierto por biopelícula.)
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
Fig. 5: Segundo estadio o fase II (Adhesión bacteriana: A. cocos; B. bacilos y cocos)
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
Fig. 6: Tercer estadio o fase III (multiplicación bacteriana)
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
Fig. 7: Cuarto estadio o fase IV (A. agregación bacteriana; B. maduración del biofilm)
Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3
2.2.2. Complejo Microbiano de Socransky
Socransky y cols. en 1998 describierón la presencia de cinco complejos (rojo, naranja,
púrpura, amarillo y verde), los cuales se encontraban estrechamente relacionados entre sí,
donde el complejo rojo y naranja se encontraban agrupados significativamente y los
complejos amarillo, verde y púrpura asociados entre ellos2(Fig. 8).
27
El complejo púrpura y amarrillo se encargan de la colonización inicial acompañados por
especies de Actinomyces y la posterior colonización de los complejos verde y naranja
estos son los complejos de colonización temprana. El complejo de colonización tardía es
el complejo rojo2.
Los complejos predominantes en las enfermedades periodontales son el complejo rojo y
naranja2.
Fig. 8: Complejo microbiano de Socransky
Fuente: (Negroni, 2009)2
2.2.3. Genero Porphyromona
Son anaerobios, cocobacilos o bacilos Gram negativos, no esporulados y no móviles. Se
desarrollan en agar sangre, mostrando colonias pequeñas brillantes, circulares y lisas,
con pigmento negro o marrón oscuro19.
Este género contiene a varias especies:
Porphyromona gingivalis19. (Fig. 9)
Porphyromona asaccharolytica19.
Porphyromona endodontalis19.
Porphyromona salivosa (presente en gatos)19.
28
2.2.3.1. Porphyromona Gingivalis
Fig. 9: Porphyromona gingivalis
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Es una especie que se encuentra principalmente en el surco gingival, cuando no
se presenta una correcta salud periodontal, en ocasiones se encuentra en la legua,
amígdalas y raras veces en la saliva. Esta bacteria se puede asociar con varias
enfermedades como la gingivitis, infecciones endodónticas, abscesos periapicales
y periodontales, pero principalmente se asocia a la destrucción y progresión de la
periodontitis19.
Se encuentra principalmente en el biofilm subgingival y se relaciona con
patologías periodontales, principalmente con la periodontitis crónica20.
2.2.3.1.1. Morfología y Estructura
Ramos y cols.20(p34) menciona “Porphyromona gingivalis es un bacilo corto o
cocobacilo, que mide de 0.5 a 0.8 um * 1 – 3.5 um, es anaerobio estricto, Gram
negativo.” En la membrana externa se encuentran endotoxinas. Posee cápsula y
no es esporulado, no presenta flagelos, contienen gran cantidad de fimbrias y
vesículas en cuyo interior presenta enzimas que son las causantes de la virulencia
de la bacteria, estas enzimas, además, son capaces de relegar a agregados
proteicos20,38.
29
Al ser un bacilo Gram negativo, anaerobio obligado y asacarolítico, es el principal
causante de la periodontitis, además es el agente de la enfermedad cardíaca
arterioesclerótica, así como de la neumonía por aspiración. La Porphyromona
gingivalis presenta varios factores de virulencia como proteasas de cisteína,
hemaglutininas, lipopolisacáridos y fimbrias21.
La Porphyromona gingivalis posee capacidad de adherirse a varios tejidos y
células, además presenta la habilidad de multiplicarse e invadir varios tejidos. Las
fimbrias facilitan su adhesión y coagregación2.
2.2.3.1.2. Factores de Virulencia
Posee una cápsula de polisacáridos, que produce evasión en el sistema
inmunológico evitando la fagocitosis, opsonización y accionar del
complemento20.
En la membrana externa se encuentra la endotoxina, formada por lípidos, la cual
a su vez es causante de la interrupción de la homeostasis inmunológica del
huésped, además ocasiona inflamación gingival que se relaciona con la
destrucción del tejido conectivo y la reabsorción ósea del hueso alveolar. Se
produce aceleración de los osteoclastos y liberación de las prostaglandinas20.
Por otro lado, en la membrana externa también se encuentran vesículas o sacos
cerrados que contienen en su interior enzimas tales como: fosfolipasa C, proteasas,
fosfatasa alcalina, hemolisinas, lipopolisacáridos, causantes de daño en las células
periodontales y en los neutrófilos20.
Las hemaglutininas son proteínas que causan la colonización por medio de la
agregación de bacterias a los receptores oligopolisacáridos de las células y tiene
la capacidad de aglutinar hematíes20.
P. gingivalis posee fimbrias capaces de unirse a los diferentes sustratos, moléculas
y a las células tales como las células epiteliales, fibrinógeno, fibronectina y
lactoferrina; presenta también propiedades quimiotácticas y de estímulo de
citoquinas en el proceso de adhesión a los diferentes tejidos del hospedador20.
30
Las proteínasas cisteinproteasas facilitan nutrientes que permiten el crecimiento
de la bacteria y producen degradación del colágeno20.
La proteinasa degenera el colágeno tipo I y IV, que forman gran parte del tejido
conectivo y proteínas de la matriz intracelular20.
Gingipainas son uno de los genes que favorecen a la virulencia de la
Porphyromona gingivalis31,32. Es una proteasa que cumple múltiples papeles
entre ellos encontramos que ayuda a la bacteria a colonizar, como mecanismo de
defensa y a la producción de nutrientes33.
2.3. FITODONTOLOGÍA
Cavalcante4(p5) indica “que la fitodontología estudia de manera científica las
plantas medicinales utilizadas en el área odontológica”.
2.4. ALOE VERA
Fig. 10: Planta de Aloe vera
Fuente: J. Suárez, 2017.
2.4.1. Descripción Taxonómica y Botánica
La página de trópicos5 indica textualmente:
“Clase: Equisetopsida C. Agardh
31
Subclase: Magnoliidea Novák ex Takht
Superorden: Lilianea Takht
Orden Asparagales Limk
Familia: Asphodelaceae Juss
Género: Aloe L”5.
Hirscher6(p9) señala que Aloe es una palabra del latín es un ajuste del árabe alloeh,
del sirio alwai o del hebreo halal el cual tiene significado de una “sustancia amarga
y brillante”, jugo que se encuentra en la pulpa de la planta, cubierto por la piel6.
2.4.2. Estructura y Composición
El Aloe vera posee raíz, tallo, hojas y flores, sus hojas nacen alrededor del tallo
localizado cerca del suelo en forma de una roseta. Las hojas presentan forma
lanceolada y dentada con pinchos que sirven de protección. La hoja está
compuesta por una corteza recubierta por una cutícula delgada de color verde, el
parénquima o pulpa, también llamado gel se encuentra en el centro de la misma7.
(Fig. 10).
Las plantas de Aloe vera, al llegar a la edad adulta, pueden alcanzar desde 45 cm
a 1,20 metros de altura y 15 hojas aproximadamente. Las hojas miden 7 cm de
ancho, cada una llega a pesar de 500 gramos a 1,5 kilogramos, dependiendo de las
condiciones en donde se desarrolla. Para que la planta de Aloe vera alcance su
madurez, puede tardar desde un año y medio a cinco años8.
2.4.3. Usos Medicinales
El Aloe vera tiene varias propiedades medicinales tales como:
Ayuda a estimular el funcionamiento correcto del aparato gastrointestinal,
tiene actividad gastroprotectora (ante enfermedades gastrointestinales
como úlceras y gastritis, entre otras)9.
Produce una mejor cicatrización en heridas y quemaduras9.
Es antibacterial9.
32
Se utiliza como laxante9.
Se utiliza además para la alopecia (pérdida de cabello)10.
Para eliminar barros y espinillas10.
Para aliviar dolores y heridas 10.
Antiulcerosa11.
Antituberculosa11.
Analgésica11.
Antiinflamatoria 11.
Efecto inmunoestimulante e inmunosupresor7.
Ayuda a disminuir los niveles altos de azúcar y grasa en la sangre, puede
ser utilizada en tratamientos para diabetes7.
Puede ser utilizado como antioxidante7.
Antonio Vega y cols. nos indican que el Aloe vera es una planta con
varias propiedades medicinales como antimicrobianas (antiviral y
antibacterial) al contener antraquinonas y acemanano, también posee
propiedades nutricionales al conservar gran cantidad de vitaminas12.
En la investigación realizada por Mohammadmehdi y Jamshid del Aloe
vera sobre bacterias cariogénicas y periodontopáticas usaron métodos
de difusión de disco y microdilución con Aloe vera puro y diluido,
como resultado se presentó actividad inhibitoria sobre las bacterias en
especial sobre la Porphyromona gingivalis13.
M. Saavedra y cols. en su estudio con el Aloe vera y la clorhexidina en
Streptococcus mutans utilizando como método la dilución en agar,
demostraron que el Aloe vera es una sustancia que no poseen efecto
antimicrobiano que actué sobre esta bacteria presentando resistencia14.
Reinaldo Rivero Martínez y cols. en la investigación con Aloe vera
sobre el herpes simplex tipo I, determinaron la inhibición del virus por
33
medio de observación mediante microscopio y así demostraron que
presentaba actividad antiviral15.
María Julia Martínez y cols. determinaron que la actividad
antimicrobiana del Aloe vera sobre Staphylococus areus, Bacillus
subtilis, Escherichia coli, Pseudonomas aeruginosa y Candida
albicans, utilizando el método de difusión en agar, el efecto inhibitorio
que se produjo fue únicamente sobre Staphylococus aureus siendo muy
ligero este efecto16.
Alarcón y Fernández indicaron que la planta de Aloe vera posee
múltiples propiedades como antiinflamatorias, cicatrizante,
antibacterial, se ha utilizado en enfermedades como las caries dentales
y enfermedades periodontales17.
Musmeci y Lezcano determinaron que la acción antimicrobiana que
produce el Aloe vera sobre Staphylococcus aureus, Escherichia coli,
Pseudomonas aeruginosa y Candida albicans utilizando la técnica de
difusión, realizando soluciones etanólicos al 70% y 50% de Aloe vera
demostraron que existe inhibición bacteria18.
34
2.5. CLORHEXIDINA
Fig. 11: a) clorhexidina al 2% b) clorhexidina al 0,12%
Fuente: J. Suárez, 2017.
Es una sustancia bicatiónica con pH mayor a 3,525 y actúa sobre agentes
tensioactivos aniónicos como fosfatos, sulfatos y clorados presentes en pastas de
dientes2. (Fig. 11)
La clorhexidina se encuentra en varias formas que se puedan administrar como
enjuagues bucales, pastas o geles y barnices2.
La clorhexidina posee una fuerte carga positiva y presenta gran absorción en las
estructuras bucales, así como gran actividad antimicrobiana sobre las superficies
bacterianas que a su vez causa la muerte de los microorganismos26.
La clorhexidina se adhiere a la película adquirida, en el esmalte de las estructuras
dentarias y además a las proteínas que forman parte de la saliva; esta sustancia se
va liberando en un período de 12 hasta 24 horas después de su adherencia y de
esta manera evita que las bacterias se unan y formen enfermedades
periodontales25.
a b
35
2.5.1. Mecanismo de acción
La clorhexidina es una sustancia antimicrobiana que interviene en la membrana
citoplasmática de la bacteria3.
Destruye la membrana de la bacteria causando variaciones en la permeabilidad,
cuando se administra en bajas concentraciones se produce eliminación de los
elementos citoplasmáticos con menor peso molecular y en concentraciones altas
se produce la coagulación de citoplasma2.
2.5.2. Usos
La clorhexidina presenta varias utilidades entre ellas tenemos:
En endodoncia se utiliza como un irrigante, por presentar efecto
antibacterial25.
En implantología se realiza una irrigación del lugar en donde se va a
colocar el implante para evitar que se produzca periimplantitis25.
En cirugía oral se aplica para producir la desinfección de la cavidad bucal
el momento de realizar la cirugía25.
En periodoncia, al igual que en cirugía, se usa para eliminar
microorganismos que producen una serie de enfermedades a nivel de las
encías25.
En prótesis se utiliza para limpiar prótesis totales y removibles25.
Para desinfectar cavidades cariosas25.
Antiséptico para pacientes que van a ser sometidos a procesos
quirúrgicos34.
Es utiliza para realizar el lavado de manos quirúrgico34.
Posee efecto antiplaca35.
36
Donald Ramos y cols. nos indican que la Porphyromona
gingivalis es una de las bacterias causantes de la periodontitis
crónica, su tratamiento es la remoción el biofilm y la utilización
una sustancia local antimicrobiana como la clorhexidina al
0,12%20.
María Valentina Camejo Suáres demostró en su estudio in vitro
realizado sobre Streptococcus mutans para comprobar que
enjuague bucal es más efectivo teniendo como controles
compuesto fenólico, sanguinarina y gluconato de clorhexidina, al
medir los halos de inhibición dio como resultado que el enjuague
con gluconato de clorhexidina produce sensibilidad a
Streptococcus mutans 27.
Según Herrera, Herrera y Chávez en su investigación del
gluconato de clorhexidina al 0,12% para disminuir la cantidad de
Estreptococos mutans presentes en el cepillo dental, pepes
(chupones) y biberones, demostraron que el gluconato de
clorhexidina al 0,12% en spray disminuyo la cantidad de
Estreptococos mutans en 99.99% en pepes (chupones), 99.58% en
cepillos dentales y 96.72% en biberones 28.
Yévenes y cols. demostraron el efecto inhibitorio de colutorios de
clorhexidina al 0,12% y 0,1% en pacientes determina que esta
sustancia disminuye la cantidad de placa bacteria (biofilm), los
resultados que obtuvieron fueron que la clorhexidina al 0,1% tiene
la capacidad de evitar la producción de placa bacteriana o biofilm
y ser antimicrobiana como colutorio.29
2.5.3. Sustantividad
El efecto antimicrobiano de la clorhexidina es prolongado por poseer alta
sustantividad, la clorhexidina es una sustancia que se suspende en boca al
unirse con proteínas de la saliva y se liberan durante un periodo de 8-12 horas
37
e incluso puede liberarse bajas cantidades hasta 24 horas después de la
administración3.
2.5.4. Efectos Adversos
Produce tinción en las estructuras dentarias y en la lengua3.
Causas afecciones en el sentido del gusto3.
Puede ocasionar ulceraciones de la mucosa30.
Deja un sabor amargo30.
Sensación de quemazón en la cavidad bucal30.
38
CAPÍTULO III
3. METODOLOGÍA
3.1. Tipo de Diseño de la Investigación
Según las características presentes en la investigación, el estudio de tipo experimental in
vitro y prospectivo
Experimental in vitro: Se va a evaluar el efecto inhibitorio del Aloe vera
(L.) Burm.f. al 100% sobre la Porphyromona gingivalis.
Prospectivo: Los datos se registrarán en un periodo de tiempo
determinado desde el desarrollo del estudio en el presente hacia su
posterior evolución.
3.2. Población y muestra de estudio
Población: 15 cajas Petri inoculadas con Porphyromona gingivalis
derivada del ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja Petri de los
diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento).
Muestra: 15 cajas Petri inoculadas con Porphyromona gingivalis
derivada del ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja Petri de los
diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento).
3.2.1. Tipo de muestreo
Muestra no probabilística: Se utilizaron 15 cajas Petri inoculadas con
Porphyromona gingivalis ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja
Petri de los diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento)
con tres tratamientos de Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y clorhexidina al
0,12% como control positivo y suero fisiológico como control negativo, la
muestra cumplió con los criterios de inclusión.
39
3.2.2. Unidad de muestra
Se trabajó con una cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277,
importado por Medibac-Inc S.A identificadas por el laboratorio
microbiológico.
3.3. Criterios de inclusión y exclusión
3.3.1. Criterios de inclusión
Cajas Petri que contengan colonias de Porphyromona gingivalis ATCC
33277 no contaminadas.
Halo de inhibición formados por el Aloe vera (L.) Burm.f. definidos, que
permitan su descripción y medición.
3.3.2. Criterios de exclusión
Cajas Petri que contenga colonias de Porphyromona gingivalis ATCC
33277 contaminadas.
Halo de inhibición formado por el Aloe vera (L.) Burm.f. que no sea
definido y a su vez no permita su descripción de manera correcta por ser
ambiguo.
40
3.4. Operacionalización de variables
VARIABLES DEFINICIÓN CLASIFICA-
CIÓN
INDICADOR
CATEGÓRICO
ESCALA DE
MEDICIÓN
Independiente
Aloe vera (L.)
Burm.f.
Es una sustancia de
origen natural que
presenta grandes
propiedades como un
antibacterial
Cuantitativo Concentración
100% Ordinal
Dependiente
Porphyromona
gingivalis ATCC
33277
Halo de
inhibición (mm)
Es una especie
bacteriana que se
encuentra
principalmente en el
surco gingival,
cuando no se
presenta una correcta
salud periodontal, en
ocasiones se
encuentra en la legua,
amígdalas, raras
veces en la saliva.
Cuantitativo
Halo inhibición
(mm)
(escala)
De razón
Control
Clorhexidina
Es una sustancia que
actúa sobre agentes
tensioactivos
aniónicos.
Agente antiplaca
Cuantitativa
Concentración
0.12%
Ordinal
Tabla 1: Cuadro de Operacionalización de variables
Fuente: J. Suárez, 2017.
Elaboración: J. Suárez, 2017.
41
3.5.Materiales y métodos
3.5.1. Materiales para realizar el cultivo
Caldo nutriente: Tripticasa de soya
Medio de cultivo estéril: Agar sangre en caja Petri.
Solución salina estéril.
Hisopos.
Mechero.
Autoclave.
Plancha caliente con agitación.
Refrigeradora.
Cámara para cultivo de anaerobios.
Bolsas para anaerobios.
3.5.2. Materiales para determinar el efecto antimicrobiano
Cepa de Porphyromona gingivales ATCC 33277
Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%
Clorhexidina al 0.12%
Suero fisiológico
Papel filtro cortado en discos pequeños
Vaso de precipitación con etanol al 70%
Vasos de precipitación
Pinzas
Mechero
Incubadora
Cajas Petri
Gradillas
Utilería (5)
o Gorro
o Mascarilla
o Mandil
42
o Guantes
o Libreta de apuntes
Tubo de ensayo
Asa de inoculación
3.5.3. Materiales para recolección de datos
Ficha para lectura de los halos.
Regla en mm.
3.6. Procedimientos y técnicas
3.6.1. Activación de la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277
1. Se realizó el autoclavado durante una hora a 121°C de los
materiales (cajas Petri, discos de fieltro, caldo de nutrientes
(tripticasa de soya), hisopos) para realizar la activación de la cepa
Porphyromona gingivalis ATCC 33277. (Fig. 12) (Fig. 13)
Fig. 12: Autoclavado del material
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
43
Fig. 13: Materiales autoclavados.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
2. Una vez esterilizados los materiales para la activación de la cepa
Porphyromona gingivalis ATCC 33277, se procedió a realizar el
cultivo en siete tubos de ensayo que contenían caldo nutriente
(tripticasa de soya) estéril (Fig. 14) y la bacteria que se encontraba
en pellets (Fig. 15). La activación se realizó mediante la técnica de
contacto (Fig. 16).
Fig. 14: Tubos de ensayo con caldo de nutrientes
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
44
Fig. 15: Cepa de Porphyromona gingivalis derivada del ATCC 33277.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Fig. 16: Activación de Porphyromona gingivalis por técnica de contacto.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
3. Se etiquetó (Fig. 17) y colocó los tubos de ensayo ya inoculados
con la bacteria en cámaras anaerobias con sobres captadores del
oxígeno (Fig. 18), en la incubadora a 37°C durante un periodo de
15 días (Fig. 19).
45
Fig. 17: Etiquetado
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Fig. 18: Cámara anaerobia
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
46
Fig. 19: Incubadora a 37°
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017
4. Transcurridos los 15 días, se procedió a inocular la bacteria la cual
se encontraba en caldo de nutrientes (tripticasa de soya), en agar
sangre (Fig. 20) y se colocó en la incubadora a 37°C durante un
periodo de 15 días más.
Fig. 20: Siembra en agar sangre.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
3.6.2. Determinación del efecto inhibitorio
1. Se realizó la obtención del extracto de Aloe vera. (Fig. 21)
47
Fig. 21: Obtención de extracto de Aloe vera.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
2. Se procedió a colocar los tres tratamientos (suero fisiológico,
clorhexidina al 0,12% y Aloe vera al 100%) en vasos de
precipitación. (Fig. 22)
Fig. 22: Colocación de los tratamientos en los vasos de precipitación
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
3. Al transcurrir los 15 días de activación de la cepa en agar
sangre, se procedió a etiquetar y sembrar la bacteria
Porphyromona gingivalis ya activada en 15 cajas Petri las
cuales contenían agar sangre. (Fig. 23) (Fig. 24) (Fig. 25)
48
Fig. 23: Cultivo de Porphyromona gingivalis (15 días).
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Fig. 24: Etiquetado.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
49
Fig. 25: Sembrado de Porphyromona gingivalis.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
4. Se embebieron las sustancias en los discos de papel filtro y se
colocaron tres discos en cada caja Petri. (Fig. 26) (Fig. 27). Se
procedió a colocar las cajas Petri en cámaras anaerobias con
bolsas captadoras de oxígeno y esto a su vez en la incubadora a
37°C hasta que se cumpla las 48 hora de exposición de cada
tratamiento.
Fig. 26: Colocación de discos de filtro con tratamientos.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
50
Fig. 27: Cajas Petri con Porphyromona gingivalis.
a) Clorhexidina, b) Suero fisiológico, c) Aloe vera
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
5. Se realizó la primera medición a las 48 horas de incubación
de los tratamientos. (Fig. 28) (Fig. 29)
Fig. 28: Medición del halo de inhibición a las 48 horas.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Fig. 29: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 48 horas de incubación.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
51
6. La segunda medición se la realizó a las 72 horas de haber
incubado los tratamientos. (Fig. 30) (Fig. 31)
Fig. 30: Medición del halo de inhibición a las 72 horas de incubación.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
Fig. 31: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 72 horas de incubación.
Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.
a
b
c
52
CAPÍTULO IV
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Resultados
Prueba de Normalidad:
Primeramente, se debe verificar que las muestras tomadas provienen de una población
con distribución Normal, esto se realiza con las pruebas de Kolmogorov - Smirnov o con
la prueba de Shapiro - Wilk (menor a 20 datos).
Si las muestras provienen de poblaciones con distribución normal entonces se realizan
pruebas paramétricas (media, desviación estándar): T student, ANOVA.
Si las muestras No provienen de poblaciones con distribución normal entonces se realizan
pruebas no paramétricas (orden, signos): Mann Whitney, Kruskal Wallis, Wilcoxon.
Para cada prueba de Hipótesis, se compara el valor de significación con el 0,05 (95% de
confiabilidad), si el nivel de significación es superior a 0,05 se acepta Ho (hipótesis
inicial), si es inferior a 0,05 se acepta Ha (hipótesis alterna).
Hipótesis a demostrar
Ho: Las muestras SI provienen de poblaciones con distribución Normal.
Ha: Las muestras NO provienen de poblaciones con distribución Normal.
Advertencias
Suero Fisiológico 48 horas de incubación es constante.
Aloe vera 48 horas de incubación es constante.
Suero Fisiológico 72 horas de incubación es constante.
Aloe vera 72 horas de incubación es constante.
Tabla 2: Tabla de advertencias
Fuente: Investigación
Autor: Ing. Jaime Molina
53
Pruebas de normalidad
Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk
Estadístico Gl Sig. Estadístico Gl Sig.
Clorhexidina 48 horas 0,339 15 0,000 0,728 15 0,001
Clorhexidina 72 horas 0,355 15 0,000 0,746 15 0,001
Tabla 3: Prueba de normalidad
Fuente: Investigación
Autor: Ing. Jaime Molina
De la prueba de Normalidad de Shapiro-Wilk, todos los valores de significación (Sig) de
los grupos experimentales son inferiores a 0,05 (95% de confiabilidad), esto es, se acepta
Ha, las muestras NO provienen de poblaciones con distribución Normal, por lo que para
la comparación de medias o medianas se realiza con pruebas NO paramétricas: Kruskal
Wallis.
54
Pruebas no paramétricas Kruskal Wallis: 48 horas
Ho: (hipótesis nula) Las muestras proceden de poblaciones con la misma distribución de
probabilidad (Medias similares).
Ha: (hipótesis alternativa) Existen diferencias respecto a la tendencia central de las
poblaciones.
Tabla 4: Resultados de la medición de los halos de inhibición sobre la cepa
Porphyromona gingivalis, después de 48 hora de aplicación de cada tratamiento
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
Gráfico 1: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 48 horas de
incubación.
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
En la tabla 4 y grafico 1 podemos observar la suma y la obtención de una cantidad media
de los halos de inhibición de cada uno de los tratamientos a las 48 horas de exposición.
Descriptivos
TRATAMIENTO 48 Horas de incubación.
N Media
Desviación
Estándar
Error
Estándar
95% del intervalo de confianza
para la media
Mínimo Máximo Límite inferior Límite superior
Suero Fisiológico 15 0,00 0,000 0,000 0,00 0,00 0 0 Clorhexidina 15 10,13 6,446 1,664 6,56 13,70 5 20
Aloe vera 15 21,00 0,000 0,000 21,00 21,00 21 21 Total 45 10,38 9,403 1,402 7,55 13,20 0 21
0,00
10,13
21,00
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
Suero Fisiológico Clorhexidina Aloe vera
TRATAMIENTO 48 Horas
55
Gráfico 2: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes.
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
En el grafico 2 se observa los intervalos de medición de cada una de las sustancias es
decir del suero fisiológico es de 0, de la Clorhexidina va a ir de 5 a 20 mm y del Aloe vera
es de 21mm a las 48 horas de exposición.
De la Prueba de Kruskal-Wallis el valor de significación calculado (Sig. asintótica =
0,000) es menor a 0,05 (95% de confiabilidad), luego aceptamos Ha, esto es, existen
diferencias significativas con respecto a la tendencia central de las poblaciones. Para
verificar cuáles son diferentes se realizan pruebas dos a dos:
56
Gráfico 3: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 Horas de incubación.
Fuente: Investigación
Autor: Ing. Jaime Molina
Tabla 5: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 horas de incubación.
Fuente: Investigación
Autora: Ing. Jaime Molina
En el grafico 3, tabla 5 se puede observar que cada sustancia es diferente una de la otra
ya que se realizó comparaciones dos a dos, y se presentó datos menores a 0,05 a las 48
horas de exposición.
57
Pruebas no paramétricas: 72 horas de incubación.
Ho: (hipótesis nula) Las muestras proceden de poblaciones con la misma distribución de
probabilidad (Medias similares).
Ha: (hipótesis alternativa) Existen diferencias respecto a la tendencia central de las
poblaciones.
Tabla 6: Resultados de la medición de los halos de inhibición sobre la cepa
Porphyromona gingivalis, después de 72 hora de aplicación de cada tratamiento
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
Gráfico 4: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 72 horas de
incubación.
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
En la tabla 4 y grafico 1 podemos observar la suma y la obtención de una cantidad media
de los halos de inhibición de cada uno de los tratamientos a las 72 horas de exposición.
Descriptivos
TRATAMIENTO 72 Horas
N Media
Desviación
Estándar
Error
estándar
95% del intervalo de confianza
para la media
Mínimo Máximo Límite inferior
Límite
superior
Suero
Fisiológico 15 0,00 0,000 0,000 0,00 0,00 0 0
Clorhexidina 15 10,33 6,287 1,623 6,85 13,81 5 20
Aloe vera 15 21,00 0,000 0,000 21,00 21,00 21 21
Total 45 10,44 9,368 1,396 7,63 13,26 0 21
0,00
10,33
21,00
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
Suero Fisiológico Clorhexidina Aloe vera
TRATAMIENTO 72 Horas
58
Gráfico 5: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes
Fuente: Investigación
Elaboración: Ing. Jaime Molina
En el grafico 2 se observa los intervalos de medición de cada una de las sustancias es
decir del suero fisiológico es de 0, de la Clorhexidina va a ir de 5 a 20 mm y del Aloe vera
es de 21mm a las 72 horas de exposición.
De la Prueba de Kruskal-Wallis, el valor de significación calculado (Sig. asintótica =
0,000) es menor a 0,05 (95% de confiabilidad), luego aceptamos Ha, esto es, existen
diferencias significativas con respecto a la tendencia central de las poblaciones. Para
verificar cuáles son diferentes se realizan pruebas dos a dos:
59
Gráfico 6: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 Horas de incubación.
Fuente: Investigación
Autor: Ing. Jaime Molina
Tabla 7: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 horas de incubación.
Fuente: Investigación
Autora: Ing. Jaime Molina
En el grafico 3, tabla 5 se puede observar que cada sustancia es diferente una de la otra
ya que se realizó comparaciones dos a dos, y se presentó datos menores a 0,05 a las 48
horas de exposición.
A las 48 horas y 72 horas de incubación, todas las muestras son diferentes, menor valor
tiene el Suero Fisiológico, en la posición intermedia se ubica la Clorhexidina y los valores
más altos corresponden al Aloe vera.
60
4.2.Discusión
El presente trabajo consiste en la determinación in vitro del efecto inhibitorio del Aloe
vera (L.) Burm.f. al 100% y la Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis
derivada del ATCC 33277.
Antonio Vega y cols.12 indicaron en su estudio que la planta de Aloe vera presenta
propiedad antimicrobiana, en mi investigación también se pudo comprobar el mismo
resultado ya que se presentó efecto antimicrobiano sobre la Porphyromona gingivalis.
En el estudio realizado por Mohammadmehdi y Jamshid13 determinaron la actividad
inhibitoria del Aloe vera sobre bacterias cariogénicas y periodontopáticas (Porphyromona
gingivalis), obteniendo como resultado un halo de inhibición de 32mm sobre la
Porphyromona gingivalis13, estos datos concuerdan con mi estudio ya que se produjo halo
de inhibición de 21mm, poseyendo efecto inhibitorio.
M. Saavedra y cols.14 en la investigación realizada con el Aloe vera en Streptococcus
mutans no presentó efecto inhibitorio14, a diferencia de este estudio que si se obtuvo
efecto inhibitorio sobre la Porphyromona gingivalis.
Reinaldo Rivero Martínez y cols.15 demostraron que el Aloe vera produjo efecto
inhibitorio y este concuerda con mi investigación ya que se pudo comprobar que el Aloe
vera presento efecto inhibitorio sobre la bacteria Porphyromona gingivalis.
Martínez, Betancourt y cols.16, determinaron que el Aloe vera, en estado natural, produjo
efecto inhibitorio sobre varias bacterias entre las cuales Staphylococus areus, Bacillus
subtilis, Escherichia coli, Pseudonomas aeruginosa y Candida albicans. También en mi
investigación, se demostró que el Aloe vera es una sustancia que posee efecto inhibitorio.
Alarcón y Fernández17 demostraron que el Aloe vera es una sustancia con múltiples
propiedades entre la que se destaca antibacterial y se puedo comprobar con el presente
estudio, que existe efecto antibacterial sobre la Porphyromona gingivalis, siendo el Aloe
vera una sustancia eficaz.
61
Musmeci y Lezcano18 indicaron que Aloe vera con diluciones del 70% y 50% posee
acción antimicrobiana sobre Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pseudomonas
aeruginosa y Candida albicans, se pudo contrastar con mi estudio porque se produjo
acción antimicrobiana sobre la Porphyromona gingivalis.
Donald Ramos y cols.20 demostraron que la Porphyromona gingivalis se puede combatir
con un agente local como la Clorhexidina ya que posee efecto antimicrobiano, por lo
tanto, se pudo evidenciar en mi investigación que existió actividad antimicrobiana sobre
la Porphyromona gingivalis.
María Valentina Camejo Suáres27 en su estudio in vitro sobre Streptococcus mutans
demostró que los enjuagues bucales a base de gluconato de Clorhexidina son eficaces ya
que producen sensibilidad bacteriana, en mi estudio también se demostró que la
Clorhexidina produjo sensibilidad bacteriana e inhibición sobre la Porphyromona
gingivalis.
Herrera, Herrera y Chávez28 demostraron que el gluconato de Clorhexidina al 0,12%
produjo una disminución favorable del Estreptococos mutans produciendo inhibición, en
mi investigación se logró comprobar que la Clorhexidina al 0,12% causó inhibición sobre
la Porphyromona gingivalis.
Yévenes y cols.29 determinaron que al 0,1% de colutorios de Clorhexidina presentó la
capacidad de impedir la adherencia de la placa bacteriana (biofilm) y poseer efecto
antimicrobiano eficaz, en mi estudio la Clorhexidina al 0,12% presentó efecto
antimicrobiano sobre la Porphyromona gingivalis.
62
CAPÍTULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. Conclusiones
1. El efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% fue mayor frente a la
Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis.
2. A las 48 y 72 hora de exposición el Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% produjo mayor
sensibilidad sobre la Porphyromona gingivalis.
3. El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% presento un efecto inhibitorio mayor al que
produjo la Clorhexidina al 0,12%, frente a la Porphyromona gingivalis.
4. En la obtención de los datos estadísticos podemos concluir se presentó datos
significativos ya que se descartó las hipótesis nulas.
63
5.2. Recomendaciones
1. Se recomienda realizar diluciones del Aloe vera (L.) Burm.f. para que facilite la
manipulación de la sustancia ya que es viscosa y presenta dificultad para su
manipulación.
2. Realizar más estudios con mayor número de repeticiones que ayuden a comprobar
el efecto que produce con más muestras y posibles errores.
3. Aplicar la sustancia de Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% en la cavidad bucal en los
seres humanos, para de esta manera determinar si el efecto inhibitorio es el mismo.
4. Se recomienda realizar mayor cantidad de repeticiones que permita tener un
mayor rango de probabilidades y margen de error.
64
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68
ANEXOS
Anexo 1: Certificado de traducción
69
Anexo 2: Solicitud al Director del Departamento de Ciencias de la Vida y la Agricultura
de la Universidad de las Fuerzas Armadas
70
Anexo 3: Permiso de ingreso al Laboratorio de Microbiología de la Carrera de
Ingeniería en Biotecnología de la Universidad de las Fuerzas Armadas
71
Anexo 4: Certificado de elaboración de la Clorhexidina al 0,12%
72
Anexo 5: Certificado de Autenticidad de la cepa Porphyromona gingivalis derivada del
ATCC 33277
73
Anexo 6: Ficha para lectura de los halos de inhibición
74
Anexo 7: Desechos de la muestra
75
76
77
78
79
80
81
82
83
84
85
86
87
88
89
Anexo 8: Certificado del Estadístico
90
Anexo 9: Certificado de realización de las pruebas microbiológicas
91
Anexo 10: Certificado de Esterilización
92
Anexo 11: Certificado de Aprobación del SEISH-UCE
93
Anexo 12: Análisis URKUND