UNIVERSIDAD DE CHILE PROFESOR PATROCINANTE DIRECTOR€¦ · algas y el índice de peróxido sobre aceite de salmón adicionado con extractos de algas, obteniéndose en el primero

UNIVERSIDAD DE CHILE Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas

Departamento de Ciencia de los Alimentos y Tecnología Química

PROFESOR PATROCINANTE Jaime Ortiz Viedma

Departamento de Ciencia de los

Alimentos y Tecnología Química

Universidad de Chile.

DIRECTOR Jaime Ortiz Viedma

Departamento de Ciencia de los

Alimentos y Tecnología Química

Universidad de Chile.

PROPIEDADES ANTIOXIDANTES Y FUNCIONALES DE CINCO ALGAS CHILENAS

SOBRE LA CALIDAD DE PASTA DE SALMÓN

MEMORIA PARA OPTAR AL TITULO DE INGENIERO EN ALIMENTOS

DANIELA PATRICIA GARRIDO FERRARI ROMINA ALEJANDRA PARADA VALENZUELA

Santiago-Chile 2008

ii

“Nuestra recompensa se encuentra en el esfuerzo y no en el resultado.

Un esfuerzo total es una victoria completa”

(Mahatma Gandhi).

iii

AGRADECIMIENTOS

Son tantas las personas a quienes debo agradecer, en esta etapa final, que se hace

imposible nombrarlas a todas. Especialmente dedico todos estos años de esfuerzo a

mi familia por estar siempre a mi lado ayudándome y aconsejándome en todo

momento, por darme la fuerza para ser quien soy, gracias a esto pude afrontar de una

mejor manera todos los desafíos.

A Pablo, por estar siempre a mi lado apoyándome, ayudándome y que, gracias a su

amor, he podido llevar a cabo mis objetivos durante estos años de estudio.

A todos mis amigos más cercanos, a Arturo por su amistad, enseñanza y compañía

en las jornadas de trabajo, a mis amigos de cuatro patas por su apoyo incondicional y

simpatía en las largas noches de estudio.

A mi gran compañera de tesis Daniela, que largo veíamos el camino, pero llegamos

¡¡Por fin!!

Romina Parada

A mis padres y familia por su apoyo incondicional, comprensión, paciencia y todo su

cariño a lo largo de toda mi carrera.

A mi hijo Julián por su comprensión, apoyo y amor incondicional.

Agradezco a mis compañeros y amigos por toda su ayuda y amistad entregada en

estos años de universidad, en especial a mis amigas Katty, Marlene, Paula y Pamela

por su compañía y cariño en estos años de estudio.

A Romina, mi gran compañera de estudios y de tesis, con la cual formamos una

gran dupla.

¡Gracias totales!

Daniela Garrido

iv

Al Prof. Jaime Ortiz, muchas gracias por enseñarnos, alentarnos y apoyarnos

durante todo el tiempo que duró esta investigación; por toda su dedicación y

preocupación brindada.

Al Prof. José Romero por su apoyo y enseñanza en todo momento, especialmente

en la etapa inicial de esta investigación.

A las personas que trabajan en la Facultad de Química y Farmacia de la U. de Chile,

en especial a Juan Carlos, Don Javier y Don Carlos por su colaboración, disposición y

ayuda brindada.

Y en definitiva a todos quienes cumplieron un rol importante en nuestra formación

profesional. Muchas gracias.

v

ÍNDICE GENERAL

DEDICATORIA………………………………………………………………………………….ii

AGRADECIMIENTOS………………………………………………………………………….iii

ÍNDICE GENERAL……………………………………………………………………………...v

ÍNDICE DE TABLAS………………………………………………………………………….viii

ÍNDICE DE FIGURAS………………………………………………………………………....ix

RESUMEN…………………………………………………………………………………….. .xi

SUMMARY………………………………………………………………………………….....xiii

1. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………1 1.1 Marco teórico…………………………………………………………………3

1.1.1 Generalidades de las algas………………………………………………....3

1.1.2 Antecedentes específicos…………………………………………………...3

1.1.3 Antecedentes de las algas utilizadas en este estudio………………… 5

1.1.3.1 ALGAS RODOFÍCEAS……………………………………………....5

1.1.3.2 ALGAS FEOFÍCEAS…………………………………………………7

1.1.3.3 ALGAS CLOROFÍCEAS……………………………………………..8

1.1.4 Antioxidantes………………………………………………………………….9

1.1.4.1 Antioxidantes naturales…………………………………………….10

1.1.4.1.1 Polifenoles …...................................................................10

1.1.4.2.1 Tocoferoles…………………………………………………..12

1.1.4.2 Capacidad antioxidante……………………………………….......13

2. HIPÓTESIS DE TRABAJO………………………………………………………….16

2.1 Objetivo general…………………………………………………………16

2.2 Objetivos específicos……………………………………………...........16

3. MATERIALES Y METODOLOGÍA………………………………………………….17

3.1 Materiales y equipos…………………………………………………………17

3.2 Metodología…………………………………………………………………...17

3.2.1 Diseño experimental…………………………………………………… …17

3.2.2 Métodos……..…………………………………………………………......17

3.2.2.1 Preparación de extractos…………………………………........17

vi

3.2.2.2 Polifenoles totales: Índice de Folin -Ciocalteus…………...…18

3.2.2.3 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de

decoloración de DPPH………………………………………....18

3.2.2.4 Preparación pasta de salmón con adición de extractos de

algas……………………………………………………………...18

3.2.2.5 Extracción de materia grasa……………………………….…..19

3.2.2.6 Oxidación lipídica: Índice de Peróxidos (IP) ………………...19

3.2.2.7 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)… ………………...19

3.2.2.8 Tocoferoles………………………………………….…………..20

3.2.2.9 Astaxantina…………….…………………………………….….20

3.2.2.10 Determinación de estabilidad oxidativa de materias grasas

……………………………………………………………………21

3.2.2.11 Análisis Físicos…………….……………………………………21

3.2.2.11.1 Color por equipo Hunter-Labscan.…………………..21

3.2.2.11.2 Análisis textural: Gelificación de proteínas del

salmón…………………………………………………22

3.2.2.12 Análisis estadísticos………………………………….…………23

4. RESULTADOS Y DISCUSIONES………………………………………………….24

4.1 Caracterización de los extractos de algas……………………………………..24

4.1.1 Polifenoles totales: Método de Folin-Ciocalteau………………..……….24

4.1.2 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de decoloración de

DPPH………………………………………………………………………..26

4.2 Efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta de

salmón……………………………………………….…………………………….29

4.2.1 Índice de Peróxidos (IP)……………………..……………………………...29

4.2.2 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)…………………..……………..31

4.2.2.1 Índice de Polieno (PI)………...………………………………………31

4.2.2.2 Proporción de ácidos grasos EPA y DHA………………………….32

4.2.3 Tocoferoles…………………………………………………………….......... 34

4.2.4 Astaxantina……………………………………………………………………38

4.2.5 Color………………………………………………………………................ 39

vii

4.3 Efecto en la textura de pasta de salmón por la adición de algas secas en

polvo……………………………………………………………………………….43

4.4 Efecto protector de los extractos de algas en aceite de salmón y

CANOLA…………………………………………………………………………..46

4.4.1 Determinación de estabilidad termooxidativa………………………........46

4.4.2 Índice de Peróxidos (IP)……….…………………………………….……...49

5. CONCLUSIONES…………………………………………………………….……....51

6. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………….……...52

ANEXOS………………………………..…………………………………….CD-ROM adjunto

ANEXO ANÁLISIS ESTADÍSTICOS………………………………….......CD-ROM adjunto

viii

ÍNDICE DE TABLAS Tabla N° 1: Concentración de polifenoles obtenida para cada extracto de alga….....24

Tabla N° 2: Valores IC50 para cada extracto metanólico……………………………....27

Tabla N° 3: Valores para el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de salmón

con adición de los diferentes extractos de algas…………………………………………46

ix

ÍNDICE DE FIGURAS Figura N° 1: Alga Gracilaria chilensis …………………………………………………... .5

Figura N° 2: Alga Rhodymeniacorallina....................................................................... . 6

Figura N° 3: Alga Porphyra columbina…………………………………………………......7

Figura N° 4: Alga Durvillaea Antarctica…………………………………………………......7

Figura N° 5: Alga Ulva lactuca…………………………………………………………...... 8

Figura N° 6: Estructura química de los tocoferoles.…………………………………… .12

Figura N° 7: Porcentaje de decoloración de DPPH para cada extracto analizado……26

Figura N° 8: Comparación de IC50 entre diferente algas………………………………..28

Figura N° 9: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos

(IP) en pasta de salmón…………………………………………………………………...... 29

Figura N° 10: Variación del Índice de Polieno (EPA + DHA / 16:0) en pastas de salmón

con adición de extractos de algas………………………………………………………….. 31

Figura Nº 11: Composición porcentual de los ácidos grasos EPA y DHA en pastas de

salmón con adición de extractos de algas.………………………………………………... 33

Figura Nº 12: Contenido de tocoferol alfa en pastas de salmón con adición de

extractos de algas……………………………………………………………………….........35

Figura N° 13: Contenido tocoferol gamma en pastas de salmón con adición de

extractos de algas……………………………………………………………………………. 36

Figura N° 14: Contenido tocoferol delta en pastas de salmón con adición de extractos

de algas………………………………………………………………………………………...37

Figura N° 15: Concentración de astaxantina para las diferentes pastas de salmón con

adición de extractos de algas……...…………………………………………………….......38

Figura N° 16: Sistema CIELAB de ordenamiento de color…………………………........40

Figura N° 17: Muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para muestras de

pastas de salmón adicionadas con extractos de algas……………………....................40

Figura N° 18: Muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para muestras de pastas

de salmón adicionadas con extractos de algas……………………………....................41

Figura N° 19: Muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para muestras de

pastas de salmón adicionadas con extractos de algas…..………………………………42

x

Figura N° 20: Fuerza máxima (N) obtenida para geles cilíndricos de pasta de salmón

con algas secas en polvo…………………………………………………………………….44

Figura N° 21: Módulo de elasticidad (E) de geles cilíndricos de pasta de salmón con

algas secas en polvo……...………………………………………………………………….45

Figura N° 22: Efecto en el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de CANOLA

con adición de los diferentes extractos de algas…………………………………………..48

Figura N° 23: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos

(IP) en aceite de salmón……………………………………………………………...………49

xi

RESUMEN

Entre otras múltiples reacciones, los radicales libres pueden interactuar con ácidos

grasos de las membranas celulares y causar la destrucción oxidativa de las mismas; a

este proceso se le denomina lipoperoxidación.

En los organismos marinos, como en algunas especies de algas, se han encontrado

compuestos con actividad antioxidante, que actúan como mecanismo de defensa frente

a las agresiones de los radicales libres.

La presente investigación tuvo como objetivo estudiar las propiedades antioxidantes

y funcionales de cinco algas chilenas: Rhodymenia corallina, Gracilaria chilensis, Ulva

lactuca, Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Phorphyra columbina (Luche rojo), y

evaluar su efecto protector en pasta de salmón tratada térmicamente. Para el estudio

se elaboraron extractos de algas metanólicos y se determinó el contenido de

polifenoles, estableciéndose que el alga Ulva lactuca tuvo la mayor concentración de

polifenoles (128 mg EAG/kg de alga seca) y que el extracto de Rhodymenia corallina

presentó la mayor capacidad capturadora de radicales libres (IC50 = 0,22 mg EAG/ml).

Se determinó el índice de peróxidos en pasta de salmón con adición de extractos de

algas y el índice de peróxido sobre aceite de salmón adicionado con extractos de

algas, obteniéndose en el primero un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia

corallina y Ulva lactuca, y un efecto protector de la oxidación lipídica de las algas

Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis, en el segundo los extractos de

Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis presentaron un efecto protector

sobre la oxidación del aceite de salmón.

Efecto protector sobre la degradación térmica de componentes esenciales en pastas

de salmón (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.), lo presentó el alga Gracilaria

chilensis. En parámetros de luminosidad, tono rojo y tono amarillo en pastas de

salmón, determinaron que algas como Ulva lactuca, interfieren en dichos parámetros

por su pigmentos clorofílicos.

xii

Se determinó el efecto de algas secas sobre la fuerza de gel y del módulo de

elasticidad (Young) de pasta de salmón, dando como resultado una firmeza y

elasticidad sobre las pastas de salmón, lo que le otorgaría una mayor estabilidad y vida

útil a la muestra.

En la determinación del tiempo de inducción de aceite de CANOLA

(monoinsaturado) y de aceite de salmón (poliinsaturado), se observó que las algas

Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis protegen de la oxidación

lipídica.

Se concluyó que el mejor comportamiento en todos los análisis lo obtuvo el alga

Gracilaria chilensis confirmando su propiedad antioxidante y funcional sobre la pasta

de salmón, seguida por el alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo).

xiii

SUMMARY ANTIOXIDANTS AND FUNCTIONAL PROPERTIES OF FIVE CHILEAN ALGAE

ON THE QUALITY OF SALMON PASTE

Among other multiple reactions, the free radicals can interact with fatty acids of the

cellular membranes and to cause the oxidative destruction of them; this process is

called lipoperoxidation.

In marine organisms, like some species of algae, have been found compounds with

antioxidant activity which act as a mechanism for defense against attacks by free

radicals.

This research aimed to explore antioxidant and functional properties of five Chilean

algae: Rhodymenia corallina, Gracilaria chilensis, Ulva lactuca, Durvillaea antarctica

(Cochayuyo) and Phorphyra columbina (Luche rojo), and assess their protective effect

on thermically treated salmon paste. For this study it has been developed methanol

algae extracts and determined the polyphenol content, establishing that the Ulva

lactuca algae had the highest concentration of polyphenols (EAG 128 mg/kg of dried

seaweed) and Rhodymenia corallina extract had the greatest ability to capture free

radicals (EAG IC50 = 0.22 mg/ml).

It was determined the peroxide salmon paste with added extracts of algae and

peroxide on salmon oil added to extracts of algae, resulting in a first prooxidant effect of

Rhodymenia corallina and Ulva lactuca algae, and a protective effect of lipid oxidation

of Durvillaea antarctica (Cochayuyo) and Gracilaria chilensis, extracts of Durvillaea

antarctica (Cochayuyo) and Gracilaria chilensis showed a protective effect on the

oxidation of salmon oil.

Protective effect on the thermal degradation of critical components in salmon paste

(PUFAs, astaxanthin, tocopherols, etc.) presented the Gracilaria chilensis algae.

Parameters of brightness, tone red and yellow tone in salmon paste, identified as the

Ulva lactuca algae interfere in these parameters with their pigments chlorophyll.

xiv

It was determined the effect of dried seaweed on the strength of gel and elasticity

(Young) of salmon paste, resulting in firmness and elasticity on salmon paste, which

would give to the sample more stability and shelf life to sample.

In determining the time of induction of CANOLA oil (monounsaturated) and salmon

oil (polyunsaturated) found that the algae Durvillaea antarctica (Cochayuyo) and

Gracilaria chilensis protect lipid oxidation.

It was concluded that the best behavior in all the algae analysis was obtained by

Gracilaria chilensis algae, confirming its antioxidant and functional property on the

salmon paste followed by the Durvillaea Antarctica algae.

1

1 INTRODUCCION

Recientemente se ha incrementado el interés por las plantas como fuente de

antioxidantes naturales, al prevenir el daño celular por inactivación de los radicales

libres. Bengmark (1998) señala que uno de los componentes fundamentales de la dieta

humana futura son las frutas y las hortalizas, como fuentes primarias de vitaminas,

minerales y de sustancias antioxidantes.

Con este objetivo, en los últimos años, se han investigado las algas marinas con

resultados satisfactorios en diferentes modelos experimentales (Le Tutour, 1990;

Murakami y cols., 1994; Cahyana y cols., 1992; Yan y cols., 1998; Wong y cols., 2000).

Las algas marinas son un grupo grande y heterogéneo de organismos vegetales,

unas 50.000 especies, entre las que se cuentan desde especies unicelulares hasta

plantas enormes que pueden medir sobre 50 metros; se caracterizan por ser

autótrofos; es decir, realizan fotosíntesis. Como organismos fotosintéticos están

expuestos a una combinación de luz y altas concentraciones de oxígeno, lo cual

permite la formación de radicales libres y otros agentes oxidantes. En estas

condiciones, lo normal sería encontrar graves daños en las paredes celulares de las

algas, pero la ausencia de tales daños implica que las células de estos organismos

marinos tienen mecanismos y compuestos que previenen y protegen de la oxidación.

Estos compuestos son más eficaces cuanto más agresivo es el medio. La distribución,

el asentamiento, el crecimiento y la propagación de las algas dependen directamente

de las corrientes oceanográficas, al igual que su estructura fisiológica (Santelices,

1991).

En Chile existen aproximadamente 550 especies de algas bentónicas, aunque las

conocidas ampliamente por la población representan menos del 1% de ellas. Las

especies más comunes son exportadas como materia prima, usadas internamente en

2

las industrias de alginatos y agar, y en menor grado consumidas como alimentos

(Chapman y Chapman, 1980); pero durante los últimos años ha aumentado

significativamente la importancia económica y social de este recurso natural renovable

(Anexo N°1).

No obstante, la explotación de las algas a nivel nacional ha sido mínima, perdiendo

con esto la optimización de procesos, productos industriales y agrícolas (Chapman y

Chapman, 1980). En menor grado, se les ha considerado como una importante fuente

de nutrientes esenciales para una alimentación sana; atendiendo a su aporte

energético, fibra dietaria (Lahaye, 1991) y los bajos contenidos de lípidos,

principalmente ricos en ácidos grasos poliinsaturados ω3 (Khotimchenko y cols., 2002),

lo que permite incluirlas en dietas especiales. Son muy pocos los productos en nuestro

mercado que cumplen con las características de ser beneficiosos para los

consumidores con carencias fisiológicas y nutricionales especiales, y los existentes lo

son gracias a que se le ha añadido una sustancia específica, cuyos efectos favorables

han sido científicamente probados. Pero en el caso particular de las algas, éstas

podrían llegar a constituir un alimento funcional por sí mismas; es decir, no sería

necesario enriquecerlas. Por otro lado también podrían ser utilizadas para fortalecer

otros alimentos.

Investigaciones realizadas en el extranjero señalan que la ingesta de algas de

manera habitual, provoca efectos favorables en la salud, relacionando los

componentes químicos derivados de la biosíntesis de las células vegetales marinas

con dichos efectos; por lo tanto, moléculas como polifenoles, ácidos grasos esenciales,

pigmentos, fitoestrógenos, proteínas, vitaminas y minerales; son objeto de acuciosos

estudios y son buscados incesantemente para ser utilizados como base de alimentos

funcionales y saludables (Chan y cols., 1997). Es decir, la gran variedad de

componentes nutricionales que conforman las algas propician la formulación y

desarrollo de nuevos alimentos, los cuales por sus propiedades físicas, químicas y

biológicas pueden ayudar a una nutrición adaptada a cada caso o situación fisiológica

individual, contribuyendo a mejorar la salud y bienestar, junto con prevenir o hacer más

3

tolerable muchas enfermedades como cáncer de colon, arteriosclerosis, obesidad y

problemas cardiovasculares entre otras (Sanz, 2000).

Las algas en general constituyen un alimento sano y completo, perfecto para

nuestra época; en la cual, el pésimo hábito alimenticio, el consumo de alimentos

altamente procesados, y el exceso en la utilización de sustancias químicas en la

agricultura, desvirtúan el sentido de la nutrición, además de debilitar el organismo.

1.1 Marco teórico

1.1.1 Generalidades de las algas Las algas son organismos heterogéneos, fotosintéticos simples, sin raíces, tallo y

hojas, no poseen tejidos conductores de agua, sus tamaños varían de entre pequeñas

agrupaciones celulares hasta algas que pueden medir sobre 50 metros. Se

caracterizan por ser autótrofos; es decir, realizan fotosíntesis. Viven en dos tipos de

condiciones muy distintas; unas lo hacen flotando en las capas más superficiales del

agua, son unicelulares y se las conoce con el nombre de algas plantónicas; las otras

viven adheridas a rocas u otros sustratos, y se las conoce con el nombre de algas

bentónicas (Santelices, 1991). Los mecanismos de reproducción de las algas son

asexuales (por regeneración de talos, propagación de esporas o regeneración de los

discos adhesivos) o sexuales (generación de gametos de plantas diferentes). La

clasificación de las algas se realiza sobre la base de su composición bioquímica, forma

y aspectos citológicos, en donde la clasificación de mayor importancia es la que

corresponde al tipo de pigmentos permitiendo separar a las algas en rojas, verdes y

cafés (González, 2004).

1.1.2 Antecedentes específicos

Las macroalgas, conocidas como los vegetales más sencillos, ya que su estructura

está formada por una agrupación de células con cierta diferenciación (Chapman y

Chapman, 1980), poseen plastos ricos en clorofila y otros pigmentos; y se reproducen,

generalmente en fases alternas, sexual y asexualmente. Las algas marinas viven hasta

la profundidad donde llega la luz solar; salvo algunas algas rojas, que pueden habitar a

100 metros.

4

Se dividen en base al pigmento predominante en su estructura, esta clasificación

divide a las algas en cuatro grupos:

I. Cianofíceas (algas verde-azuladas): Son organismos procariotas

fotosintéticos que poseen clorofila a, están más próximos a las otras bacterias

fotosintéticas que a las algas eucariotas, por lo que también se les denomina

cianobacterias (Santelices, 1991).

II. Rodofíceas (algas rojas): El color pardo rojizo viene dado por la existencia de

biliproteínas (ficoeritrina y ficocianina principalmente), que contribuyen a enmascarar el

color verde de la clorofila a y b. Como material de reserva, estas células acumulan

almidón y su pared celular contiene, además de fibrillas de celulosa, galactanos

sulfatados como el agar y los carragenanos. Son organismos eucarióticos presentes

sobre todo en el medio marino, la mayoría son pluricelulares, aunque también hay

especímenes unicelulares; constituyen el grupo más diverso entre las algas bentónicas

(Santelices, 1991).

III. Feofíceas (algas pardas): La coloración parda, de tonalidad muy variable, se

debe a la presencia de una gran cantidad de xantófilas, entre las que destacan

fucoxantina y flavoxantina; además de la clorofila a poseen clorofila c; que muchas

veces son enmascaradas por la abundancia de los otros pigmentos (Santelices, 1989).

Son algas eucariotas, pluricelulares y morfológicamente muy diversas; se encuentran

sólo en agua de mar y con formas que van desde algas filamentosas de estructura

sencilla, hasta algas que tienen tejidos diversificados, por los que se realiza transporte

de nutrientes dentro de la planta. En general, este tipo de algas es de crecimiento

rápido y de gran tamaño, pudiendo alcanzar hasta los 200 metros de largo. Son muy

utilizadas como estabilizantes de emulsiones, como fertilizantes y para la obtención de

yodo, entre otras (Santelices, 1989).

5

IV. Clorofíceas (algas verdes): Es un grupo muy heterogéneo de algas con

clorofila a y b, algunas xantófilas tales como luteína, violaxantina, neoxantina y

enteroxantina. Con esta composición de pigmentos el cuerpo del alga se ve verde, lo

que permite una fácil identificación en terreno. Una característica biológica importante

de este grupo es el almidón que almacenan como material de reserva en sus células

(Santelices, 1991). Morfológicamente son muy variadas, desde algas unicelulares a

pluricelulares bastante complejas. Se pueden reproducir en forma alternada vegetativa,

asexual o sexualmente. Son muy importantes porque constituyen el primer eslabón en

la cadena alimenticia de su hábitat y contribuyen al aporte de oxígeno atmosférico. Son

algas que han colonizado todos los ambientes, encontrándose el 90% de las especies

en agua dulce y el 10% restante en aguas marinas; siendo en los mares fríos y

templados donde se produce la mayor cantidad de especies (Santelices, 1991). 1.1.3 Antecedentes de las algas utilizadas en este estudio 1.1.3.1 ALGAS RODOFÍCEAS

I. Especie: Gracilaria chilensis

Familia: Gracilariaceae

Orden: Gracilariales

Clasificación: Rodofícea

Figura N° 1: Alga Gracilaria chilensis Fuente: chilesorprendente, 2007

Descripción: Formada por talos cilíndricos, filamentosos de color pardo rojizo; poseen

una ramificación muy variable y pueden alcanzar hasta 2 metros de longitud. Crecen

en manojos o aisladamente. En hábitat con sustratos sólidos, estas plantas suelen

6

adherirse a través de un grampón nítido, aplanado o cilíndrico; ramificado, con o sin

márgenes divididas por numerosas ramas cortas, ramificación predominante en un solo

plano; organización multiaxial. Sin embargo, la mayoría de las veces vive flotando o

enterrada en la arena sin estructura de adhesión. La región cortical está constituida por

células pequeñas con rodoplastos lenticulares (Bird y cols., 1987). Esta alga es, casi en

su totalidad, utilizada en la industria nacional y extranjera para la elaboración de agar; y

es una de las más exportadas (Sernapesca, 2003).

En el país se distribuye entre Bahía Inglesa, III región de Atacama, hasta

Coyhaique, XI región de Aysén del General Carlos Ibáñez del Campo (IFOP, 2004). La

X región concentra el 89% de los centros de cultivo, los cuales producen alrededor de

31.278 toneladas húmedas anuales para la industria nacional e internacional (Infante,

2002).

II. Especie: Rhodymenia corallina Familia: Rhodhymeniaceae Orden: Rhodymeniales Clasificación: Rodofícea

Figura N° 2: Alga Rhodymenia corallina

Fuente: Barstow, 2006

Descripción: Alga de fronda plana y dicotómica, llamada corallina por su parecido a

los corales; de color rojo claro brillante; de talo erecto, foliáceo, estrecho, ramificado

dicotómicamente y de organización multiaxial. Tiene una región medular densa,

formada por células grandes incoloras, de contorno redondeado y una región cortical

constituida por células pequeñas con plastidios. La Rhodymenia corallina no es una

especie frecuente; y su mayor distribución es observada en las costas de Perú y Chile.

En nuestro país, se recolecta en Chiloé, Puerto Montt y en la bahía de Mejillones

(Ramírez y Santelices, 1981).

7

III. Especie: Porphyra columbina

(luche rojo) Familia: Bangiaceae

Orden: Bangiales

Clasificación: Rodofícea

Figura N° 3: Alga Porphyra columbina Fuente: chilesorprendente, 2007

Descripción: Alga de color rojo-verdoso a violáceo, con talo foliáceo amplio, hojas de

hasta 10 cm de largo por 5 cm de ancho y formadas por una sola camada de células,

creciendo sobre rocas, fijo por numerosas células próximas a la base y que emiten

rizoides. Crecimiento por repetidas divisiones intercalares. Cada célula contiene un

solo plastidio estrellado (Ramírez y Santelices, 1981).

Habitante habitual de los roqueríos intermareales de la costa de Chile, desde Arica

hasta Puerto Montt (Buschmann y Hernández-González, 2005).

1.1.3.2 ALGAS FEOFÍCEAS

I. Especie: Durvillaea antarctica

(Cochayuyo)

Familia: Durvilleaceae

Orden: Durvilleales

Clasificación: Feofícea

Figura N° 4: Alga Durvillaea antarctica Fuente: Vásquez, 2006

8

Descripción: Más conocida como Cochayuyo, corresponde al alga de mayor consumo

en nuestro país, encontrándose en toda la costa chilena. Las plantas pueden medir

hasta 15 metros de largo, son de color pardo verdoso oscuro o pardo amarillento. Esta

alga se divide en Cochayuyo, que corresponde a las frondas de la planta, que suelen

medir entre 3 y 12 cm de ancho, y Hulte, que representa al tallo; él cual, generalmente

se consume sin previa deshidratación. Crece adherida a rocas, mediante el rizoide, que

es como una raíz que se aferra al terreno; especialmente, en lugares de oleaje intenso

y cierta profundidad. Para que toda la planta pueda recibir la energía del sol, las

frondas están formadas por cavidades llenas de aire, separadas por tabiques,

envueltas en una elástica y firme membrana; lo que les permite flotar (Buschmann y

cols., 1984; Santelices y cols., 1980).

El Cochayuyo como tal, destaca nutricionalmente por su equilibrada cantidad de

yodo, aproximadamente 150 μg/100 g. Es rico en minerales, fibra y proteínas, además,

posee todos los aminoácidos esenciales. Todo esto convierte al Cochayuyo en una

fuente valiosa de nutrientes; por lo cual, es ideal que se le incorpore en la dieta

habitual.

En Chile se distribuye desde Calera a Cabo de Hornos, siendo más abundante

hacia la zona sur (Ramírez y Santelices, 1981).

1.1.3.3 ALGAS CLOROFÍCEAS

I. Especie: Ulva lactuca

(Lechuga de mar)

Familia: Ulvaceae

Orden: Ulvales

Clasificación: Clorofícea

Figura N° 5: Alga Ulva lactuca

Fuente: Barstow, 2006

9

Descripción: Alga foliosa de color verde claro a intenso, de hoja redondeada, delgada,

con bordes lisos y suaves al tacto. Las láminas son anuales, mayoritariamente sin

estipe; los procesos rizoidales son originados en células basales multinucleadas y se

extienden hacia abajo entre los márgenes de la lámina, formando un grampón

generalmente perenne (Santelices, 1991).

Hábitat intermareal, en charcas, rocas o sublitoral hasta 20 metros al tolerar

salinidades bajas puede encontrarse en estuarios, y también frecuentemente en zonas

donde existen aportes nitrogenados. Es una especie cosmopolita, en Chile se localiza

a lo largo de toda la costa (Santelices, 1989).

1.1.4 Antioxidantes La palabra antioxidante implica cualquier sustancia, de origen sintético o natural,

que encontrándose en bajas concentraciones, respecto a la de los sustratos biológicos

oxidables (como lípidos, proteínas, ADN e hidratos de carbono), es capaz de prevenir o

retardar la oxidación radicalaria de dichos sustratos (Valenzuela y Nieto, 1995; Speisky

y Jiménez, 2000). La eficiencia de un antioxidante se relaciona con muchos factores,

entre ellos: energía de activación, constante de velocidad, potencial de óxido

reducción, posibilidad de perdidas o destrucción y solubilidad (Fennema, 1993).

Los antioxidantes retrasan el desarrollo de compuestos tóxicos y de sabores

indeseables en los alimentos, mantienen su calidad nutritiva y aumentan la vida útil de

los mismos, prolongando el periodo de inducción de la materia grasa. Los antioxidantes

pueden inhibir o retardar la oxidación de dos maneras: como limpiadores de radicales

libres que actúan durante el periodo de inducción (antioxidante primario), o por un

mecanismo que no implica la eliminación directa de los radicales libres, en este caso

se habla de antioxidantes secundarios; éstos funcionan por una variable de

mecanismos: complejos iones metálicos, como limpiadores de oxigeno, convirtiendo

los hidroperóxidos a especies no radicalarias, absorbiendo radiación UV o

desactivando al oxigeno singulete y expresan su actividad antioxidante cuando estos

compuestos están presentes (Gordon, 2001).

10

1.1.4.1 Antioxidantes naturales El creciente interés de la población por la ingesta de alimentos de origen natural ha

provocado un aumento en la demanda por antioxidantes naturales, productos que son

capaces de prevenir o retardar la oxidación de grasas y aceites (Ibáñez y cols., 2003).

En los últimos años, las algas marinas han atraído la atención como fuentes

naturales de antioxidantes con amplias perspectivas de aplicación en el tratamiento de

diferentes patologías, conservación de alimentos y en la industria de cosmésticos

(Potterat, 1997). Se ha demostrado que extractos crudos de algunas especies de algas

tienen un notable efecto antioxidante en aceites vegetales (Le Tutour, 1990). Otros

autores (Yan y cols., 1998) han comprobado que extractos de algas marinas tienen

actividad atrapadora de radicales libres. También en microalgas de diversos sistemas

ecológicos se ha observado esta propiedad (Miranda y cols., 1998; Bandaranayake,

1998; Dunlap y cols., 1999).

1.1.4.1.1 Polifenoles

Los polifenoles son antioxidantes activos, abundantes, principalmente, en tejidos

vegetales. Los mecanismos de acción por los cuales los distintos polifenoles cumplen

sus funciones antioxidantes, pueden ser variados; considerando que cada polifenol

actuará por uno o más mecanismos, según sus propiedades particulares. Por lo tanto,

los polifenoles exhiben una gama de cualidades beneficiosas para la salud, y pueden

incluirse entre los componentes naturales de los alimentos con aplicaciones valiosas.

Los compuestos fenólicos constituyen uno de los grupos de micronutrientes presentes

en el reino vegetal, siendo parte importante tanto de la dieta humana como animal.

Constituyen un amplio grupo de sustancia químicas, consideradas metabolitos

secundarios de las plantas, con diferentes estructuras y actividades químicas, son más

de 8.000 compuestos distintos. Estos compuestos tradicionalmente han sido

considerados como antinutrientes debido al efecto adverso de uno de sus

componentes mayoritarios, los taninos, sobre la digestibilidad de las proteínas. Sin

embargo, actualmente se ha generado interés por estos compuestos debido a sus

propiedades antioxidantes y sus posibles implicaciones beneficiosas para la salud

humana, tales como el tratamiento y la prevención del cáncer, enfermedades

11

cardiovasculares y otro tipo de patologías de carácter inflamatorio (Martínez-Valverde y

cols., 2000).

Los polifenoles son efectivos donadores de hidrógenos, particularmente los

flavonoides. Su potencial antioxidante es dependiente del número y de la posición de

los grupos hidroxilos y su conjugación, así como de la presencia de electrones

donadores en el anillo estructural, debido a la capacidad que posee el grupo aromático

de soportar el desapareamiento de electrones por desplazamiento del sistema de

electrones (Kuskosk y cols., 2004).

Los polifenoles se determinarán a través del Índice de Folin Ciocalteu para

polifenoles totales descrito por Borden y Scarpa (2000).

El método de Folin Ciocalteu (F.C.) fue empleado inicialmente para el análisis de

proteínas, tomando ventaja de la actividad del reactivo sobre el residuo de la proteína

tirosina (que contiene un grupo fenol). Singleton y sus colaboradores posteriormente

extendieron este análisis a fenoles totales en vino y desde ese entonces ha encontrado

muchas aplicaciones. El método basado en el reactivo de F.C. es el método

actualmente empleado para fenoles totales, por ello que en diversas investigaciones

científicas actuales se encuentra como método de evaluación de polifenoles totales. El

reactivo de F.C. consiste en una mezcla de Tungstato de sodio (Na2WO4*2H2O),

Molibdato de sodio (Na2MoO4*2H2O), Acido Clorhídrico concentrado (HCl), Acido

Fosfórico (H2PO4), Agua y Sulfato de Litio (LiSO4*2H2O). La naturaleza química exacta

del reactivo de F.C. es aún desconocida, pero se cree que contiene

heteropolifosfotungstatos-molibdanos. La secuencia de reacciones reversibles de

reducción de 1 o 2 electrones da origen a las especies azules, posiblemente

(PMoW11O40)-4. En esencia se cree que el molibdeno es fácil de ser reducido en el

complejo y que la reacción de transferencia de electrones ocurre entre los agentes

reductores y el Mo(VI).

Mo(VI) + e Mo(V)

12

En algunos compuestos antioxidantes tales como la vitamina C, que tienen pH

ácido, el reactivo de F.C. no es útil puesto que los compuestos fenólicos sólo

reaccionan con el reactivo de F.C. en condiciones de pH básico, razón por la cual en el

desarrollo de la metodología se emplea carbonato de sodio (elevando el pH a un valor

cercano a 10). La disociación de un protón fenólico origina un anión fenolato el cual es

capaz de reducir el reactivo de F.C. El mecanismo de la reacción es a través de una

transferencia de electrones. Los compuestos azules formados entre el fenolato y el

reactivo de F.C. son independientes de la estructura del compuesto fenólico, por lo

tanto no prevalece la posibilidad de la coordinación de complejos formados entre el

centro metálico y el compuesto fenólico. Dejando de lado la naturaleza química

indefinida del reactivo de F.C., este método es simple y reproducible, razón por la cual

se ha convertido en un ensayo de rutina en el estudio de antioxidantes fenólicos.

1.1.4.1.2 Tocoferoles

El término vitamina E agrupa a una serie de 8 compuestos: α-, β-, γ- y δ-tocoferoles,

y α-, β-, γ- y δ-tocotrienol. Los derivados metilados del tocol, el 2-metil 2 (4´,8´,12´-

trimetil-tridecil)-croman-3-ol, se denominan tocoferoles. La actividad antioxidante de los

tocoferoles aumento en la serie α→β, lo contrario ocurre con la actividad vitamínica y

con la velocidad de reacción con radicales peróxido. La actividad del γ-tocoferol

comparada con el α-tocoferol es más alta y se debe a la mayor estabilidad del primero

y a la aparición de productos distintos, durante la reacción de antioxidación (Belitz y

Grosch, 1997).

Figura N° 6: Estructura química de los tocoferoles

Fuente: Pita, 1996

13

Los Tocoferoles o vitamina E, corresponden a antioxidantes liposolubles

sintetizados solamente por organismos fotosintéticos, estos están presentes en forma

de constituyentes de la materia insaponificable y pueden estar junto a fosfolípidos,

carotenoides, clorofilas y triterpenil alcoholes (Sánchez-Machado y cols., 2004).

Los tocoferoles son liposolubles, poco sensibles al calor y a los ácidos; pero muy

sensibles al oxígeno y a las bases. Estas sustancias son de alta estabilidad al

calentamiento en ácidos pero inestables en compuestos básicos, a la exposición a la

luz UV, y al oxígeno; además ellos son degradados en contacto con grasas rancias,

metales y acero. El α-tocoferol es un compuesto liposoluble capaz de fijar radicales

libres a través de su grupo fenol y por esto se considera que juega un rol biológico

importante en las membranas biológicas, en las lipoproteínas y depósitos de grasa,

controlando o reduciendo la peroxidación lipídica. Adicionalmente, se ha propuesto que

posee propiedades anticancerígenas ya que incide sobre los contaminantes generados

por radicales libres tales como el ozono o el dióxido de nitrógeno. El método más

usado para determinar la concentración de estos componentes en aceite es la

cromatografía líquida de alta presión (HPLC), en ella, una fase estacionaria y una fase

móvil interactúan con la muestra, permitiendo, por diferencia de polaridad, diferenciar la

salida de los compuestos del equipo. Las perdidas de α-tocoferol pueden ocurrir al

momento de la extracción debido al contacto con la luz o con el oxígeno (Sánchez-

Machado y cols., 2004).

1.1.4.2 Capacidad antioxidante En la actualidad existe evidencia contundente que indica que los radicales libres

causan daño oxidativo a los lípidos, proteínas y ácidos nucleicos. Los radicales libres

se encuentran naturalmente en el cuerpo humano como un subproducto del

metabolismo y pueden ser generados por los macrófagos como parte del proceso de

fagocitosis. También se pueden formar por exposición a radiación, humo del tabaco,

ciertos contaminantes, disolventes orgánicos, pesticidas e inclusive durante el ejercicio

intenso. Los radicales libres tienen mucho que ver con la etiología o historia natural de

muchos padecimientos como el cáncer y enfermedades cardiacas, vasculares y

neurodegenerativas. Por lo tanto, los antioxidantes, que pueden neutralizar a los

14

radicales libres, pueden ser de vital importancia en la prevención de estas

enfermedades (Hernández, 2003).

La función principal de las vitaminas antioxidantes es como captadoras de radicales

libres. La vitamina C y el ß-caroteno actúan como captadores de oxígeno, y la vitamina

E y también el ß-caroteno actúan como interruptores de la reacción en cadena. La

vitamina C es un antioxidante soluble en agua capaz de regenerar a la vitamina E. Esta

última y el ß-caroteno son antioxidantes liposolubles. La vitamina E es eficiente a altos

niveles de presión de oxígeno y el ß-caroteno a bajos niveles. Todos pueden trabajar

solos o sinergisticamente para evitar o retardar reacciones oxidativas que pudieran con

el tiempo llevar a enfermedades degenerativas (Hernández, 2003).

La capacidad antioxidante de muchos compuestos fenólicos se ha estudiado

recientemente con un gran interés. Se han estudiado la actividad antioxidante de los

flavonoides y han tratado de relacionar esta actividad con su estructura. Los

flavonoides son compuestos polifenólicos con un esqueleto de 15 átomos de carbono

con un anillo bencénico fusionado a un anillo cromano (C) que está unido a su vez a un

segundo anillo aromático (B) que puede estar en la posición 2, 3 o 4. Muchos de los

flavonoides presentan una gama de efectos biológicos como actividades

antibacterianas, antivirales, antiinflamatorias, antialérgicas, antitrombóticas y

vasodilatadores. La actividad antioxidante es una propiedad importante para la vida.

Muchas de las funciones biológicas como la antimutagenicidad, anticarcinogenicidad y

retraso del envejecimiento derivan de la capacidad antioxidante (Hernández, 2003).

Se han diseñado diferentes métodos para evaluar la capacidad antioxidante de

diferentes alimentos, tales como el ORAC, FRAP, DPPH, entre otros. (Hernández H.,

2003). Para determinar la capacidad antioxidante de las algas se empleará el ensayo

de DPPH según la metodología propuesta por Molyneux (2004).

El ensayo de DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazil) es uno de los pocos radicales con

nitrógeno orgánico disponible comercialmente y que además tiene una absorción en el

UV visible. Al producirse la reducción con el compuesto en estudio, el color violeta

15

característico de la solución de DPPH decae y la reacción se monitorea hasta que la

reacción permanezca estable (de 30 minutos a 1 hora). El porcentaje de decoloración

de DPPH es calculado como:

⎥⎦

⎤⎢⎣

⎡×⎟⎠⎞

⎜⎝⎛−= 100

..100%

DPPHAMuestraAD

El porcentaje de DPPH remanente es proporcional a la concentración de

antioxidante y la concentración que causa un decrecimiento del 50% de la

concentración del DPPH en la solución es definida como IC50.

El método de DPPH es técnicamente simple, pero presenta algunas desventajas

que limitan su aplicación. A causa de la diferencia mecánica de las reacciones de

transferencia de átomos de hidrógeno que normalmente ocurren entre antioxidantes y

los radicales peroxilos, el DPPH es un radical nitrógeno de larga duración (estabilidad),

el cual no parece tener relación entre la alta reactividad y los radicales peróxidos

transitorios involucrados en las peroxidaciones lipídicas. Muchos antioxidantes que

reaccionan rápidamente con los radicales peróxidos pueden reaccionar lentamente o

pueden incluso ser inertes frente al DPPH. Lo anterior se evidencia de los valores de

IC50 en el tiempo, en donde las reacciones tienen tiempos de reacción que van desde

1,15 minutos hasta 103 minutos. En consecuencia la capacidad antioxidante no es

apropiadamente medida. En adición se ha reportado que el eugenol genera una

reacción reversible con el DPPH, lo que podría ocasionar lecturas de capacidad

antioxidante bajas en aquellas muestras que contienen eugenol o u otros fenoles con

una estructura similar (o-metoxifenoles); y en consecuencia esas lecturas serían

falsas. La reacción del reactivo de DPPH con los polifenoles es una reacción de

transferencia de electrones desde los aniones de los fenoles al DPPH. La abstracción

del átomo de hidrógeno desde el fenol neutro por el DPPH se convierte en una vía de

reacción marginal, porque ocurre lentamente en los solventes con fuertes enlaces que

aceptan hidrógenos como el metanol y el etanol. La aparición de ácidos o bases en el

solvente puede generar desequilibrios en la reacción causando alteraciones en la

reacción Redox (Molyneux, 2004).

16

2 HIPÓTESIS DE TRABAJO

Extractos de algas obtenidos por extracción con metanol presentan capacidad

antioxidante y protección en la calidad de aceite y pasta de salmón.

Algas secas presentan un efecto sinérgico en la gelificación de pasta de salmón

mejorando significativamente su textura final.

2.1 Objetivo general Evaluar y comparar las propiedades antioxidantes de cinco extractos metanólicos de

algas y evaluar su efecto protector en pasta de salmón tratada térmicamente. Lograr un

efecto sinérgico en la gelificación de pasta de salmón mejorando significativamente su

textura final mediante la adición de algas secas en polvo.

2.2 Objetivos específicos

• Comparar el contenido de polifenoles y la capacidad antioxidante de los

extractos de algas obtenidos por extracción con metanol.

• Estudiar la acción antioxidante de los extractos de algas en grasa de pasta de

salmón, midiendo su oxidación mediante el índice de peróxidos.

• Analizar el efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta

de salmón.

• Analizar el efecto protector de los extractos de algas sobre la degradación

térmica de componentes esenciales (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.) de pasta de

salmón tratada térmicamente.

• Evaluar los cambios de color en pasta de salmón con adición de extractos de

algas por efecto de tratamiento térmico, caracterizado por análisis de imágenes.

• Establecer la efectividad de la adición de algas secas en polvo sobre la fuerza

de gel y del módulo de elasticidad (Young) de pasta de salmón mediante análisis de

textura.

• Evaluar el efecto protector de los extractos de algas en el tiempo de inducción

de dos aceites de diferente poliinsaturación (aceite de salmón y aceite de CANOLA).

17

3 MATERIALES Y METODOLOGÍA

3.1 Materiales y equipos Se emplearon materiales, insumos y equipos usuales del laboratorio de análisis de

alimentos. Todos los reactivos químicos empleados fueron grado p.a. o grado HPLC

cuando correspondía.

3.2 Metodología

3.2.1 Diseño experimental Se elaboraron extractos algales metanólicos de 5 algas chilenas, a los cuales se les

midió el contenido de polifenoles y estudió su acción antioxidante mediante el test de

radicales libres DPPH. También se midió su efecto protector en la oxidación de aceite

de salmón y de aceite vegetal (CANOLA), así como en la calidad de pasta de salmón.

Para los ensayos en pasta de salmón se utilizaron filetes de Salmón Atlántico, los

cuales fueron molidos y mezclados con los diferentes extractos por separado,

posteriormente sometidos a tratamiento térmico.

Además, se estudió el efecto en la fuerza de gel y en el módulo de elasticidad de

pasta de salmón cocida con adición de algas secas en polvo.

3.2.2 Métodos

3.2.2.1 Preparación de extractos

Se elaboraron 5 extractos metanólicos de 5 algas chilenas.

Materia prima:

• Gracilaria chilensis

• Rhodymenia corallina

• Durvillaea antarctica (Cochayuyo)

• Ulva lactuca (Lechuga de mar)

• Phorphyra columbina (Luche rojo)

18

3.2.2.2 Polifenoles totales: Índice de Folin-Ciocalteus Los polifenoles se determinaron a través del Índice de Folin Ciocalteu para

polifenoles totales descrito por Borden y Scarpa (2000).

Este método realiza la cuantificación total de los fenoles presentes en la muestra.

Los compuestos fenólicos son oxidados por el reactivo de Folin-Cicalteu (mezcla de

ácidos fosfotúngstico y fosfomolíbdico), lo que da una coloración azul; la cual es

medida en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 765 nm, permitiendo

cuantificar los polifenoles presentes (Borden y Scarpa, 2000).

3.2.2.3 Capacidad capturadota de radicales libres: Ensayo de decoloración de DPPH

Para determinar la capacidad antioxidante se empleó el ensayo de DPPH según la

metodología propuesta por Molyneux (2004).

Se cuantifica la capacidad capturadora de radicales libres que poseen los extractos,

según el grado de decoloración que se produce en la solución metanólica de DPPH

(2,2-difenil-1-picrilhidrazilo hidratado), que posee un color violeta intenso, el cual se

pierde cuando es capturado su radical (Molineux, 2004). Porcentaje de decoloración de DPPH:

%D = 100 - [ Absmuestra] x 100 [AbsDPPH]

3.2.2.4 Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales

Se utilizaron filetes de Salmón Atlántico (Salmo salar) y se preparó una pasta de

salmón que fue mezclada con cada uno de los extractos algales, luego se sometió a

tratamiento término por 60 minutos.

Nomenclatura: (Anexo N° 7)

Pasta de salmón (control) = P

Extracto Gracilaria Chilensis (Pelillo) = EG

Extracto Rhodymenia corallina = ER

Extracto Durvillaea antarctica (Cochayuyo) = EC

19

Extracto Ulva lactuca (Lechuga de mar) = EU Extracto Phorphyra columbina (Luche rojo) = EL

3.2.2.5 Extracción de materia grasa Por método de extracción según Bligh & Dyer (1959).

Se basa en extracción del aceite en frío con cloroformo y metanol, seguido de una

aspiración de la fracción acuosa y evaporación del cloroformo, para luego determinar

gravimétricamente el residuo correspondiente al aceite.

3.2.2.6 Oxidación lipídica: Índice de Peróxidos (IP)

Método por yodometría AOCS, según la norma, Cd 8-53 (AOCS, 1996), que evalúa

la presencia de productos de oxidación primaria de aceites. El índice se determina

mediante la valoración del yodo formado, con tiosulfato sódico.

Los resultados se expresan en meq O2/Kg de materia grasa y se determinan

mediante la siguiente formula:

I.P. = V x N x 1000 M

Donde:

V = Volumen de solución de tiosulfato 0,01N gastado (ml).

N = Concentración de la solución de tiosulfato utilizada (N).

M = Masa de aceite empleado para efectuar la determinación (g).

3.2.2.7 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs) Método por cromatografía gaseosa AOCS, según la norma Ce 1-62 (AOCS, 1993).

Los ácidos grasos de la muestra de aceite son convertidos a ésteres metílicos

mediante una metilación alcalina con metilato de sodio alcalino y una metilación ácida

con ácido sulfúrico en metanol, para luego extraer con hexano los metil-ésteres e

inyectarlos al cromatógrafo de gases.

20

Por medio de tiempos de retención y patrones, se determinan los ácidos grasos

presentes en la muestra. Los resultados obtenidos se expresan como composición

porcentual de ácidos grasos poliinsaturados (EPA y DHA) y por el Índice de Polieno

(PI).

3.2.2.8 Tocoferoles Método por HPLC, según la norma Ce 8-89 (AOCS, 1993).

Este método consiste en que los aceites provenientes de la extracción de lípidos se

disuelven en Hexano HPLC, para luego ser separados individualmente por

cromatografía líquida de alta resolución y comparados con un estándar de tocoferoles

comercial. Determina la concentración de tocoferoles α, γ, y δ presentes en el aceite.

Los resultados se expresan en ppm. Los tocoferoles se determinan en base a la

siguiente formula:

ppm Tocol = ( a x C x V) (A x P)

Donde:

a = Área del pic del tocol en la muestra.

C = Concentración del tocol en el estándar.

V = Volumen del matraz aforado (ml).

A = Área del pic del tocol en el estándar.

P = Peso de la muestra (g).

3.2.2.9 Astaxantina La separación de los pigmentos carotenoides del músculo de pescado se realizó de

acuerdo al método propuesto por Foss y cols. (1984), utilizado en la separación de los

pigmentos con acetona, y método propuesto por Rodríguez-Amaya (2001), para la

medición de astaxantina por espectrofotometría, utilizando los parámetros Ε=2177,4 y

λmax=470 nm.

21

La concentración se determina mediante la siguiente formula:

X (μg) = A x V (ml) x 106

Ε x 100

Donde:

A = Absorbancia a 470 nm.

V = Volumen de la solución que da una absorbancia conocida a una longitud de onda

conocida.

Ε = Coeficiente de extinción molar de la Acetona.

3.2.2.10 Determinación de estabilidad termooxidativa de materias grasas Método oficial AOCS, Cd 12b-92 (1993).

Consiste en determinar el tiempo de resistencia a la termooxidación de la materia

grasa sometiéndola a calentamiento en presencia de un flujo constante de aire hasta

que ésta, por oxidación, genera compuestos volátiles que son arrastrados con aire

hasta un recipiente con agua destilada. El ingreso de los compuestos volátiles provoca

un cambio de conductividad del agua, el tiempo transcurrido para producir los volátiles

y provocar el cambio de conductividad es equivalente al tiempo de inducción de la

oxidación del lípido.

Se analizó el efecto de los extractos algales en aceite de salmón y en aceite de

CANOLA.

3.2.2.11 Análisis Físicos

3.2.2.11.1 Color por equipo Hunter-Labscan

La metodología empleada consistió en la determinación de las coordenadas L*, a* y

b*, utilizando un espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo 2.0/45,

fuente de iluminación luz-día D65, 10 grados, que determinó los componentes del

color. Siendo:

L*: Luminosidad.

a*: Cromaticidad rojo-verde, representa el rojo de la carne.

b*: Cromaticidad amarillo-azul, representa el amarillo de la carne.

22

3.2.2.11.2 Análisis textural: Gelificación de proteínas del salmón

El análisis textural estudia las propiedades reológicas y de estructura de un producto

perceptibles por los mecano-receptores, los receptores táctiles y en ciertos casos por

los visuales y auditivos, se mide por la razón de que es un atributo importante que

afecta al proceso y manejo, y determina la vida útil y la aceptación de un producto por

parte de los consumidores (Routh, 2004).

En las propiedades texturales de alimentos generalmente se trata de utilizar un test

de tipo mecánico que pueda ser capaz de reemplazar la evaluación sensorial de un

panel de personas. El ensayo de compresión mide la fuerza necesaria para alcanzar

una deformación axial dada dentro del rango elástico o hasta la ruptura, y es un

método de medida de firmeza y fuerza de gel (Pytel y Singer, 1994).

El comportamiento de gelificación fue estudiado a través de ensayos texturales,

utilizando una máquina universal de ensayo de materiales (Lloyd Instruments Limited,

Lloyd LR- 5K. Hampshire, England), con una celda de 5 kN. Se utilizó sobre geles

cilíndricos de 2 cm de alto y 1,5 cm de diámetro, elaborados con pasta de salmón y con

adición de algas secas en polvo.

Los datos de fuerza (N) obtenidos en los ensayos se deben transformar a esfuerzo y

la longitud a deformación mediante las siguientes ecuaciones:

Esfuerzo = σ = F/Ao

Deformación = ε = (Lo-L)/Lo Donde:

Ao = Área de la sección transversal de la muestra.

Lo = Altura del gel.

L = Distancia recorrida durante la compresión.

Modulo de elasticidad (o módulo de Young) es la pendiente de la curva esfuerzo-

deformación en la región elástica. Esta relación se denomina ley de Hooke:

E = σ/ε = módulo de elasticidad

23

3.2.2.12 Análisis estadísticos

Se realizó un análisis estadístico de los datos obtenidos al analizar las muestras con

un nivel de confianza del 95 % para determinar la existencia de diferencias

significativas (p<0,05) en todos los parámetros controlados. El análisis se efectuó con

el programa StatGraphics Plus versión 5.1 para Windows XP, aplicando un análisis de

varianza ANOVA.

24

4 RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 Caracterización de los extractos de algas

4.1.1 Polifenoles totales: Método de Folin-Ciocalteau

En la Tabla N° 1 se presenta la concentración de polifenoles obtenida para cada uno

de los 5 extractos algales analizados en este estudio, en función del Ácido Gálico

(Anexo N°6).

Tabla N° 1: Concentración de polifenoles obtenida para cada extracto de alga

Extractos de algas

Absorbancia Promedio

(nm)

Contenido de polifenoles

(μg EAG/100ml extracto)

Contenido de polifenoles (mg EAG/kg alga fresca)

Contenido de polifenoles (mg EAG/kg alga seca)

EU 0,716 ± 0,02 511,4 25,6 128

EC 0,328 ± 0,02 234,3 11,7 42,2

EG 0,41 ± 0,00 292,9 14,6 65,1

ER 0,223 ± 0,02 159,3 8 10

EL 0,661 ± 0,02 472,1 23,6 29

EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.

EG: extracto Gracilaria chilensis. ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.

Los datos de la Tabla N° 1 muestran la concentración total de polifenoles en los

extractos de algas analizados en este estudio. El alga con mayor contenido polifenólico

corresponde a la Ulva lactuca (128 mg EAG/kg de alga seca). En el caso del alga

Rhodymenia corallina corresponde a la que tiene menor concentración de polifenoles,

expresados en equivalentes de ácido gálico por kilogramo de alga seca.

Las muestras no contienen un solo polifenol, sino que existe una gran variabilidad

del contenido y tipo de polifenoles y antioxidantes, entre especies de algas (Yuan y

Walsh, 2006).

25

Las algas marinas constituyen una fuente importante de compuestos antioxidantes y

de enzimas protectoras que permiten luchar contra las especies reactivas del oxígeno

formadas a partir del metabolismo. Estas sustancias antioxidantes son de naturaleza

variada y pueden estar aisladas a partir de extractos lipídicos y acuosos (Freile, 2001).

Es importante una vez determinado el contenido de polifenoles de cada extracto,

realizar la prueba del DPPH para conocer la capacidad capturadota de radicales libres

de los extractos algales. Por lo tanto, a partir de los valores de concentración de

polifenoles totales de las muestras, se realiza el ensayo del radical DPPH.

26

4.1.2 Capacidad capturadora de radicales libres: Ensayo de decoloración de DPPH

En la Figura N° 7 se grafica los porcentajes de decoloración de DPPH obtenidos

para cada extracto de alga, en función del Ácido Gálico.

Figura N° 7: Porcentaje de decoloración de DPPH para cada extracto analizado

0

10

20

30

40

50

60

70

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5

Concentración (mg EAG/ml extracto)

Por

cent

aje

de D

ecol

orac

ión

(%)

EC

EG

EL

ER

EU

Lineal

Lineal

Lineal

Lineal

Lineal



27

En la Tabla N° 2 se presenta la capacidad de los extractos para producir una

reacción de decoloración de un 50% de la solución de DPPH, en función del Ácido

Gálico.

Tabla N° 2: Valores IC50 para cada extracto metanólico

Extractos de algas

Ecuación R2 IC50

(mg EAG/ml

extracto)

EU %D=4,1091C*8,4341 0,9944 1,44

EC %D=5,2928C*23,214 0,9845 0,41

EG %D=2,4482C*21,787 0,9926 0,94

ER %D=8,0657C*28,243 0,994 0,22

EL %D=17,601C*2,5751 0,9946 1,1 EAG: equivalentes de ácido gálico. EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo.


El IC50 representa la concentración exacta que debe tener el extracto metanólico

para producir una reacción de decoloración de un 50% de la solución de DPPH. La

muestra algal que requiere una menor concentración para producir el 50% de la

decoloración es el extracto de Rhodymenia corallina, el cual obtuvo un IC50 de 0,22 mg

EAG/ml.

El extracto metanólico de Ulva lactuca necesita una mayor concentración para

producir la reacción de decoloración, puesto que su IC50 (1,44 mg EAG/ml) fue el más

alto de los 5 extractos analizados. Como se vio anteriormente, esta alga obtuvo la

mayor concentración de polifenoles por el Método de Folin-Ciocalteau, por lo cual el

contenido de polifenoles no se relaciona siempre con la capacidad de captura de

radicales libres que pueda tener el extracto algal.

Hay que recordar que este ensayo mide la capacidad de los polifenoles presentes

para capturar radicales libres y no su concentración.

28

Los resultados obtenidos para estos extractos algales, son comparables con los

presentados en la literatura por Ismail y Siew Hong (2002), correspondientes a

estudios realizados de la capacidad antioxidante de algas marinas disponibles

comercialmente en Malasia (Nori, Kumba, Wakame y Hijiki), en los cuales se

obtuvieron valores de IC50 cercanos a 0,5 mg/ml (Figura N° 8).

En la siguiente figura se muestran los valores de IC50 para diferentes tipos de

algas.

Figura N° 8: Comparación de IC50 entre diferente algas

0,67

0,86

0,42 0,47

1,44

0,41

0,94

0,22

1,1

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

nori

kumbu

wakame

hijiki EU EC EG ER EL

Extractos de Algas

IC50

(mg

EAG

/ml e

xtra

cto) nori

kumbuwakamehijikiEUECEGEREL



29

4.2 Efecto protector de los extractos de algas en la oxidación de pasta de salmón 4.2.1 Índice de Peróxidos (IP)

En la Figura N° 9 se presenta la evolución del Índice de peróxidos en pasta de

salmón con adición de extractos de algas, calentada a 80ºC durante 1 hora. Figura N° 9: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos (IP) en pasta de salmón

0

4

8

12

16

20

24

28

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70Tiempo (min)

meq

O2/

Kg

de m

ater

ia g

rasa

P

PEU

PER

PEC

PEG

PEL

P: Pasta de salmón (control). PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina.

PEG: Pasta de salmón con adición extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de

extracto de Ulva lactuca. PEC: Pasta de salmón con adición de extracto de Durvillaea antarctica

(Cochayuyo). PEL: Pasta de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo).

En la Figura N° 9 se muestra el efecto de los diferentes extractos algales en la

formación de peróxidos (IP) en pasta de salmón calentada a 80ºC durante 1 hora. El

índice de peróxido durante diferentes tiempos de calentamiento de muestras de pasta

de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas (p<0,05)

entre la muestra control P y las muestras PER y PEU.

30

Esto refleja un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia corallina y Ulva lactuca

sobre la pasta de salmón, lo cual ha sido observado en otros tipos de algas que

pueden actuar como antioxidantes y/o prooxidantes, dependiendo del tipo y período de

tratamiento térmico. Normalmente, se ha observado que este efecto prooxidante

debiera ser corto en el tiempo, ya que luego se experimentaría una inhibición en la

formación de peróxidos, reflejada por un comportamiento constante en el tiempo

(Santoso y cols., 2004). Lo cual coincide con los datos obtenidos en este estudio

(Figura N° 9).

La variación y los altos valores de peróxidos obtenidos en este estudio, podrían

deberse a la presencia de clorofila en los extractos, la cual actúa como un agente

prooxidante de las reacciones de oxidación (Owen, 1993).

Las muestras PEC y PEG mantienen sus valores de índice de peróxidos a los

tiempos finales de calentamiento, con una tendencia a mantenerse constante en el

tiempo, a diferencia de la muestra control P, que tendría una tendencia de aumentar la

formación de peróxidos en el tiempo, esto corroboraría la hipótesis de que ciertos tipos

de algas protegen de la oxidación lipídica (Radmer, 1996; Bald y cols., 2001).

31

4.2.2 Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)

4.2.2.1 Índice de Polieno (PI) En la Figura N° 10 se presenta la variación del Índice de polieno en pastas de

salmón con adición de extractos de algas, calentadas a 80ºC durante 1 hora.

Figura N° 10: Variación del Índice de Polieno (EPA + DHA / 16:0) en pastas de salmón con adición de extractos de algas.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

P2 PEU2 PER2 PEC2 PEG2 PEL2

Extractos algales

Indi

ce p

olie

no

P2

PEU2

PER2

PEC2

PEG2

PEL2

P0

P0

a a

a a

a

a

a

0: sin calentar.

2: calentada por 1hora.





32

En la Figura N° 10 se muestra la variación del PI de los diferentes extractos algales

adicionados a pasta de salmón. Los resultados indican que no existe diferencia

significativa (p>0,05) entre el control P0 (pasta de salmón sin calentar) y las muestras

con los diferentes extractos algales (PE).

Algunos autores proponen al índice de polieno como un índice muy sensible,

especialmente para aceites con elevado contenido en AGPI (ácidos grasos

poliinsaturados). Los aceites cuando se someten a altas temperaturas, experimentan

un cambio en el perfil de AGPI, ya que la introducción de moléculas de oxígeno en sus

dobles enlaces puede conllevar a la desaparición de ácidos grasos insaturados. El

descenso del índice poliénico en la mayoría de las muestras con respecto al control

(P0), se debería a la destrucción por oxidación, polimerización, etc. (Miller y White,

1988).

En cambio, la mantención del índice de polieno en la muestra PEU2, con respecto a

la muestra control P0 y a las otras muestras, confirma lo indicado en la Figura N° 9,

donde el efecto prooxidante sería corto en el tiempo, para luego dar paso a la

protección de la pasta de salmón frente a la oxidación. Las muestras PEC2 y PEG2 presentan resultados que confirman lo obtenido en la

Figura N° 9, donde dichas muestras obtuvieron valores de índices de peróxidos con

tendencia a ser constantes en el tiempo, indicando así un efecto protector de estos

extractos algales (Cochayuyo y Gracilaria) sobre los ácidos grasos poliinsaturados de

las pastas de salmón.

4.2.2.2 Proporción de ácidos grasos EPA y DHA Dentro de los ácidos grasos esenciales del grupo omega 3, los más importantes son

el ácido eicosapentanoico (EPA) y el ácido docosahexanoico (DHA). El DHA es

precursor de las prostaglandinas, tromboxanos y leucotrienos (Lehninger, 1989). El

EPA es importante en la prevención de enfermedades cardiovasculares y en el control

de triglicéridos sanguíneos, y ejerce una acción antitrombótica (Casado, 2001).

33

En la Figura N° 11 se presenta la composición porcentual de los ácidos grasos EPA

(eicosapentanoico, C20:5ω3) y DHA (docohexahenoico, 22:6ω3) en pastas de salmón

con adición de extractos algales, calentada a 80ºC durante 1 hora.

Figura N° 11: Composición porcentual de los ácidos grasos EPA y DHA en pastas de salmón con adición de extractos de algas

0

2

4

6

8

10

12

14

16

P2 PEU2 PER2 PEC2 PEG2 PEL2

Extractos algales

%Es

tere

s m

etíli

cos

DHA

EPA

P0

0: sin calentar.

2: calentada por 1hora.





En la Figura N° 11 se muestra la composición porcentual de los ácidos grasos EPA

(eicosapentanoico C20:5ω3) y DHA (docohexahenoico 22:6ω3) en las muestras de

pasta de salmón con adición de extractos algales, calentadas a 80ºC por 1 hora. Los

resultados indican que, para el ácido graso EPA, la muestra PEL fue la única que tuvo

diferencia significativa (p<0,05) con la muestra control P0. Con respecto al ácido graso

DHA, la mayoría de las muestras tuvieron diferencias significativas (p<0,05) con el

control, a excepción de la muestra PEU.

34

Se puede decir que una disminución de los PUFAs en las muestras preparadas en

comparación con la muestra control P0, se debe al proceso térmico aplicado, puesto

que ciertos ácidos grasos se degradan con el calor, causando una transformación en sí

mismos o un aumento de la cantidad de otros ácidos grasos (Medina y cols., 1995).

Se debe considerar que el efecto protector mostrado en PI y en EPA y DHA (Figuras

N° 10 y N° 11) por la muestra PEU, se contrapone con el aumento del índice de

peroxidos mostrado en la materia grasa de pasta de salmón calentada (Figura N° 9),

esto se explicaría debido a que el índice de peróxidos es un valor que no solo

considera la oxidación del EPA y DHA (observado en PI), sino que también considera

el deterioro oxidativo de todos los ácidos grasos poliinsaturados del aceite de las

pastas de salmón elaboradas.

4.2.3 Tocoferoles

El contenido de tocoferoles es importante en la protección de la auto-oxidación de

lípidos, de la prolongación de su vida útil y valor nutricional (Dobarganes y cols, 2005).

El decaimiento de los tocoferoles determinados (alfa, gama y delta) en las pastas de

salmón con adición de diferentes extractos algales es significativamente (p<0,05)

mayor en el contenido de tocoferol alfa solo en la muestra PEU (Figura N° 12, N° 13 y

N° 14) con respecto el control P. Esto se debería principalmente a que pueden surgir

pérdidas de alfa tocoferol al momento de la extracción, debido al contacto con la luz o

con el oxígeno, y también pudo haber pérdidas durante el tratamiento térmico aplicado

en este estudio, lo que concuerda con los datos descritos bibliográficamente (Kochhar,

2000; Prongracz y cols., 1995).

La tendencia que indica la Figura N° 12, muestra que PEG no tuvo un descenso

significativo en el contenido de alfa tocoferol en el tiempo, por lo que se produjo un

efecto protector sobre el tocol alfa de la pasta de salmón, producido por el extracto de

Gracilaria, lo que se relaciona con los resultados obtenidos en la actividad antioxidante

para esta alga, en donde obtuvo la mejor capacidad capturadota de radicales libres

(Figura N° 8).

35

Figura N° 12: Contenido de tocoferol alfa en pastas de salmón con adición de extractos de algas

0

150

300

450

600

0 10 20 30 40 50 60 70

Tiempo (min)

Toco

fero

l Alfa

(ppm

)

P

PEU

PEL

PEC

PEG

PER





36

Figura N° 13: Contenido tocoferol gamma en pastas de salmón con adición de extractos de algas

0

30

60

90

120

150

180

0 10 20 30 40 50 60 70

Tiempo (min)

Toco

fero

l Gam

a (p

pm)

P

PEU

PEL

PEC

PEG

PER





37

Figura N° 14: Contenido tocoferol delta en pastas de salmón con adición de extractos de algas

0

20

40

60

0 10 20 30 40 50 60 70

Tiempo (min)

Toco

fero

l del

ta (p

pm)

P

PEU

PEL

PEC

PEG

PER





38

4.2.4 Astaxantina El color de la carne de los salmónidos se debe a la absorción y fijación de

pigmentos carotenoides oxigenados en su carne. Entre ellos, el pigmento llamado

astaxantina es el que se encuentra en mayor abundancia en el salmón silvestre,

mientras que en las especies cultivadas es posible encontrar una mayor variedad como

resultado de la inclusión de una gama de ingredientes y fuentes de pigmentación en las

dietas artificiales. La astaxantina es la responsable de la coloración naranja rojiza

característica de los salmónidos (Storebakken y cols., 1987).

Figura N° 15: Concentración de astaxantina para las diferentes pastas de salmón con adición de extractos de algas

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 10 20 30 40 50 60 70Tiempo (min)

Ast

axan

tina

(ug

asta

xant

ina/

g m

úscu

lo d

e s

alm

ón )

P

PEU

PEL

PEC

PEG

PER





39

En la Figura N° 15 la concentración de astaxantina para los diferentes extractos

algales adicionados a pasta de salmón calentada a 80ºC durante 1 hora, presentaron

diferencia significativa (p<0,05) entre la muestra control P y las muestra PEU y PEG.

Estas muestras estarían presentando una mayor protección del pigmento astaxantina,

en comparación con la muestra control P, esto debido a que la astaxantina en este

caso no estaría siendo utilizada como antioxidante, sino mas bien los constituyentes

del extracto ejercerían este rol y el descenso presentado por la muestra control P en la

primera etapa, por efecto del tratamiento térmico, se minimiza en las muestras PEU y

PEG.

Es importante señalar que la disminución del pigmento astaxantina, sólo tiene

incidencia sobre el color de la carne (menor a 6μg de astaxantina/g de músculo de

pescado), y no tiene gran importancia sobre cambios en el sabor (Sheehan, 1998).

4.2.5 Color

El espacio de color CIELAB (Comisión Internacional de Color), se genera

representando en coordenadas rectangulares los parámetros L*, a* y b* (Figura N° 16).

L* representa la luminosidad y toma valores entre 0 y 100, en donde los valores mas

altos indican una mayor claridad, a* es una escala que representa el color rojo-verde,

en donde los valores positivos indican una coloración roja y los valores negativos una

coloración verde. Por ultimo b* mide la variación entre el color amarillo (valores

positivos) y el azul (valores negativos) (Artigas y col., 1985).

40

Figura N° 16: Sistema CIELAB de ordenamiento de color

Figura N° 17: Muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 10 20 30 40 50 60 70Tiempo (min)

L*(lu

min

osid

ad)

P

PEU

PEG

PEL

PEC

PER





41

En la Figura N° 17 se muestra la luminosidad (L*) en función del tiempo para cada

pasta de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas

(p<0,05) entre la muestra control P y la muestra PEU. Esto coincide con lo indicado en

la Figura N° 15, donde este extracto presenta una tendencia a mantener la

concentración de astaxantina, a diferencia de las otras muestras, además cabe

destacar que el color de esta alga (verde intenso) influye en este parámetro.

Se observa que en la mayoría de las muestras, el valor de L* aumenta al ser

calentado el producto. Lo que estaría relacionado con la pérdida de astaxantina por

efecto térmico, y la formación de un gel traslucido originado por la desnaturalización de

las proteínas.

Figura N° 18: Muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas

-4

-2

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

0 10 20 30 40 50 60 70

Tiempo (min)

a*(to

no ro

jo)

P

PEU

PEG

PEL

PEC

PER





42

En la Figura N° 18 se muestra el tono rojo (a*) en función del tiempo para cada

muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales. Esta tonalidad presentó

diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control P y todas las muestras de

pasta de salmón adicionadas con extractos algales.

La muestra PEU gráficamente es la que presentó mayor diferencia en el parámetro

a* con respecto a la muestra control P, ya que el extracto de ulva posee un color verde

intenso, que da valores de a* negativos (-a*).

Figura N° 19: Muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para muestras de pastas de salmón adicionadas con extractos de algas

0

5

10

15

20

25

30

35

0 10 20 30 40 50 60Tiempo (min)

b*(to

no a

mar

illo)

P

PEU

PEG

PEL

PEC

PER





43

En la Figura N° 19 se muestra el tono amarillo (b*) en función del tiempo para cada

muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales. Esta tonalidad presentó

diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control P y la muestra PEU, esto

debido principalmente al traspaso de los pigmentos (verde intenso) del extracto de Ulva

lactuca, que enmascara la lectura del parámetro b*. Por otro lado, la intensidad en el

tono amarillo no es totalmente dependiente de la astaxantina del salmón, a diferencia

del parámetro a* (Skrede y Storebakkeb, 1986).

4.3 Efecto en la textura de pasta de salmón por la adición de algas secas en polvo.

La textura puede ser definida como los atributos que tiene un alimento resultado de

la combinación de las propiedades físicas y las percibidas por nuestros órganos

sensoriales (Chand, 1986) y es muy importante en la selección y preferencia de los

alimentos, y además es reconocida como el mayor atributo de su calidad (Bourne,

1973).

En este estudio, los cambios texturales se representan con la fuerza máxima de

compresión (N) y con el valor del módulo de elasticidad (módulo de Young), el cual es

característico de cada muestra y es independiente de la forma y tamaño empleada en

su medición. Es un indicador de la resistencia que tiene un material sometido a un

esfuerzo de tensión o compresión y se interpreta como la máxima fuerza que se puede

aplicar al material sin romperlo (Pytel y Singer, 1994).

La siguiente figura muestra los cambios en la textura de geles, elaborados con pasta

de salmón y con adición de algas secas en polvo, obtenida mediante el ensayo de

compresión que relaciona la fuerza máxima (N) con la adición de 3 concentraciones

diferentes (2%, 4% y 8%) de algas secas en polvo.

44

Figura N° 20: Fuerza máxima (N) obtenida para geles cilíndricos de pasta de salmón con algas secas en polvo

0

5

10

15

20

25

30

35

0 2 4 6 8 10

Concentración de algas secas (%)

Fuer

za M

ax. (

N)

PCS

PGS

PUS

PRS

PLS

P

2%-4%-8%: concentraciones de algas secas en polvo.

P: Pasta de salmón (control). PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca.

PGS: Pasta de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición

de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea

antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche

rojo) seca.

En la figura N° 20, la firmeza de las muestras se determinó con 3 concentraciones

distintas de algas secas en polvo (2%,4% y 8%), donde la muestra PGS presenta una

tendencia que indica mayor firmeza con respecto a las otras muestras analizadas.

El tratamiento térmico provoca la desnaturalización de las proteínas, lo que da

como resultado la pérdida de su solubilidad y actividad enzimática, la intensidad de la

hidrólisis de las proteínas aumenta al elevarse la temperatura y al prolongarse el

tiempo de calentamiento. En este análisis, la pasta de salmón se ve claramente

influenciada por la adición de algas secas, donde su textura-firmeza, en vez de

disminuir con el calentamiento (Stanley y Stone, 1992), aumentó a medida que

aumenta la concentración de dichas algas.

45

En la Figura N° 21 se muestran los cambios en la textura de pasta de salmón con

adición de algas secas en polvo, representando el modulo de elasticidad (módulo de

Young) con 3 concentraciones distintas de algas secas (2%, 4% y 8%).

Figura N° 21: Módulo de elasticidad (E) de geles cilíndricos de pasta de salmón con algas secas en polvo

0

1

2

3

4

5

6

7

0 1 2 3 4 5 6 7 8Concentracion de algas secas (%)

Mód

ulo

de e

last

icid

ad E

( K

pa) PCS

PGS

PLS

PRS

PUS

P


P: Pasta de salmón (control). PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca.

PGS: Pasta de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición

de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea

antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche

rojo) seca.

En la Figura N° 21 se muestra el Módulo de Elasticidad (E), el cual está

estrechamente relacionado con las fuerzas que unen a los átomos y es una medida de

rigidez. En este estudio, los geles elaborados con pasta de salmón y con adición de

extractos algales en polvo, presentan un alto valor de E con respecto a la muestra

control P, por lo cual su elasticidad aumenta al aumentar las concentraciones de las

algas utilizadas (Senthil y cols., 2005).

46

Al aumentar la firmeza y elasticidad, el contenido de agua libre es menor, por lo que

la vida útil de los geles aumentaría. En el caso de las algas secas, su acción frente a

la textura de la pasta de salmón esta altamente relacionada con su capacidad de

formar gomas, como el agar y carragenatos, que se extraen de las algas rojas, y

alginatos que se extraen de algas pardas.

4.4 Efecto protector de los extractos de algas en aceite de salmón y CANOLA 4.4.1 Determinación de estabilidad termooxidativa

La determinación de la estabilidad en la oxidación de aceites, de grasas animales y

vegetales con el método Rancimat, se ha convertido desde hace más de dos décadas

en el método de referencia mundial para los laboratorios de alimentos y para los

fabricantes de antioxidantes. Este método está basado en la degradación térmica y

oxidativa de aceite, en función del tiempo en condiciones isotérmicas, la cual da como

resultado compuestos volátiles que son atrapados en agua destilada causando un

cambio de su conductividad en la celda de medición. Se reporta el tiempo en horas

donde se registró el cambio en la conductividad en la celda de medición del equipo

Rancimat (Ortega, 2004).

Tabla N° 3: Valores para el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de salmón con adición de los diferentes extractos de algas

Muestra 1

(hr) 2

(hr) X DS As 4,17 3,98 4,08 ± 0,13

AsC 4,61 3,88 4,25 ± 0,42 AsL 0 0 - - AsG 5,33 4,92 5,13 ± 0,29 AsU 0 0 - - AsR 0 0 - -

47

As: Aceite de salmón (control). AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea Antarctica

(Cochayuyo). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsG:

Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AsU: Aceite de salmón con adición de

extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AsR: Aceite de salmón con adición de extracto de Rhodymenia

corallina.

X: Promedio

DS: Desviación estándar

La Tabla N° 3 se muestra los valores para el tiempo de inducción en aceite de

salmón con adición de los diferentes extractos algales. No se obtuvieron tiempos de

inducción para las muestras AsL, AsU, ni AsR. Esto se debería al efecto prooxidante

de las algas cochayuyo, ulva y rhodymenia sobre el aceite de salmón que también

debido a su alta poliinsaturación, el proceso de oxidación ocurrió muy rápidamente en

un tiempo menor, fuera del tiempo mínimo en que se activa la sensibilidad del equipo

Rancimat, lo que normalmente no ocurre en los aceites tradicionales (monoinsaturados

y saturados).

Por este motivo, al no poder demostrar el efecto antioxidante protector de todos los

extractos metanólicos de algas en el sistema aceite de salmón, se repitió el análisis

con aceite vegetal de CANOLA.

48

Figura N° 22: Efecto en el tiempo de inducción (TI) en muestras de aceite de CANOLA con adición de los diferentes extractos de algas

0

4

8

12

16

20

1Extractos algales

Tiem

po d

e in

ducc

ión

(Hrs

)

Ac

AcC

AcL

AcG

AcU

AcR

Ac AcRAcUAcLAcC AcG

c a

b

a aa

Ac: Aceite de CANOLA (control). AcC: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Durvillaea

antarctica (Cochayuyo). AcL: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche

rojo). AcG: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AcU: Aceite de CANOLA

con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AcR: Aceite de CANOLA con adición de

extracto de Rhodymenia corallina.

En la Figura N° 22 se muestra el efecto en el tiempo de inducción en aceite de

CANOLA con adición de los diferentes extractos algales. El tiempo de inducción

presentó diferencias significativas (p<0,05) entre la muestra control Ac y las muestras

AcC y AcG.

Los extractos de algas de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis

reflejan un efecto de inhibición de la oxidación producida en condiciones forzadas de

oxidación (80ºC x 20 l aire/min) sobre el aceite vegetal de CANOLA. Esta prueba apoya

la afirmación obtenida en los resultados para el índice de peróxidos, en el cual los

compuestos antioxidantes presentes en los extractos algales actúan en condiciones

prolongadas de oxidación (Santoso y cols., 2004).

49

4.4.2 Índice de Peróxidos (IP)

En la Figura N° 23 se presenta la evolución del Índice de peróxidos en aceite de

salmón con adición de extractos algales, calentado a 80ºC durante 4 horas. Figura N° 23: Efecto de los diferentes extractos de algas en la formación de peróxidos (IP) en aceite de salmón

0

5

10

15

20

25

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5

Tiempo (Hrs)

meq

O2/

kg

de a

ceite

As

AsU

AsL

AsR

AsC

AsG

As: Aceite de salmón (control). AsU: Aceite de salmón con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga

de mar). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsR: Aceite

de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. AsC: Aceite de salmón con adición de

extracto de Durvillaea antarctica (Cochayuyo). AsG: Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria

chilensis.

En la Figura N° 23 se muestra el efecto de los diferentes extractos algales en la

formación de peróxidos (IP) en aceite de salmón calentado a 80ºC durante 4 horas. El

índice de peróxido durante diferentes tiempos de calentamiento de muestras de aceite

de salmón con adición de extractos algales, presentó diferencias significativas (p<0,05)

entre la muestra control As y todas las muestras con extractos algales.

50

Los extractos de algas de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y Gracilaria chilensis

reflejan un efecto protector sobre la oxidación del aceite de salmón al presentar

valores de IP mas bajos que la muestra control As. Al comienzo del calentamiento (1hr)

los valores de índice de peróxidos concuerdan con los valores bibliográficos, en donde

el índice de peróxido inicial en el aceite de salmón comercial es de 5,5 mEq oxígeno/kg

de aceite (Flores, 2004). Esta prueba apoya la afirmación obtenida en los resultados

para el índice de peróxidos sobre pasta de salmón (Figura Nº 9), en el cual los

compuestos antioxidantes presentes en los extractos algales actúan en condiciones

prolongadas de oxidación.

51

5 CONCLUSIONES

Del presente estudio se puede desprender las siguientes conclusiones:

El alga Ulva lactuca presentó una mayor concentración de polifenoles (128 mg

EAG/kg de alga seca).

El extracto de Rhodymenia corallina presentó mayor capacidad capturadora de

radicales libres (IC50 = 0,22 mg EAG/ml).

Se estudió la acción antioxidante de los extractos de algale en grasa de pasta

de salmón tratada térmicamente, a través del índice de peróxidos, obteniéndose

un efecto prooxidante de las algas Rhodymenia corallina y Ulva lactuca, y un

efecto protector de la oxidación lipídica de las algas Durvillaea antarctica

(Cochayuyo) y Gracilaria chilensis. Además, el extracto de Gracilaria chilensis

presentó un efecto protector sobre la degradación térmica de componentes

esenciales de pastas de salmón (PUFAs, astaxantina, tocoferoles, etc.).

La adición de extractos de algas produce variación en los parámetros de

luminosidad, tono rojo y tono amarillo en pastas de salmón, debido a los

pigmentos clorofílicos de estas, siendo este efecto mas evidente en pasta de

salmón con adición de extracto de Ulva lactuca.

El extracto de Durvillaea antarctica (Cochayuyo) presentó un efecto protector en

el tiempo de inducción de aceite de CANOLA (monoinsaturado) y el extracto de

Gracilaria chilensis en aceite de salmón (poliinsaturado).

Todas las algas secas otorgan un efecto de firmeza (fuerza de gel) y elasticidad

(módulo de Young) sobre la pasta de salmón tratada térmicamente, lo que le

otorgaría a las pastas una mayor estabilidad y vida útil.

Se concluye que en el estudio de las propiedades antioxidantes y funcionales

de cinco algas chilenas sobre la calidad de pasta de salmón tratada

térmicamente, el mejor comportamiento lo obtuvo el alga Gracilaria chilensis

seguida por el alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo) y el comportamiento

menos satisfactorio fue para el alga Phorphyra columbina (Luche rojo).

52

6 BIBLIOGRAFIA AOCS (1993) “Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical

Chemists Society”. 4th Edition, AOCS Press, Champaign, Illinois, USA. AOAC (1995) “Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical

Chemists International. Volumes I y II”. 16thEdition, Gaithersburg, Maryland, USA. AOAC (1996) “Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical

Chemists International”, 16 th Edition, Gaithersburg, Maryland, USA. Artigas, J.; Gil, J.; Felipe, A.; (1985). “El espacio uniforme de color CIELAB.

Utilización”. Rev. Agroquímica Tecnol. Alimentos, 26 (3), 199-215. Bald, J., Borja, A., Picaza, N., García, I. (2001). “Especies marinas con compuestos

de carácter antioxidante”. Informe de vigilancia tecnológica. Proyecto TA2001.191 Instituto Tecnológico Pesquero y Alimentario (AZTI).

Bandaranayake,W.M. (1998). ”Mycosporines: are they natures sunscreens”.

Nat.Prod.Rep. Letchworth, p.159-172. Barstow, E. (2006). “Floating Out: Marine Botanical Art”. [en línea].

URL: http://www.dunia-ecostore.com/float_pop.html [Consulta: 22 octubre 2008]

Belitz HD. y Grosch W. (1997). “Química de los Alimentos”. Zaragoza: Ed.Acribia

S.A. p. 825-860. Bengmark, S. (1998). ”Ecological control of the gastrointestinal tract”. The role of

probiotics flora. Gut, 42:2-7. Bird, C.J, McLachlan, J. y Oliveira, E.C. (1987). “Gracilaria chilensis sp. Nov.

(Rhodophyta, Gigartinales), from Pacific South America”. Canadian Journal Botany. 64:2928-2934.

Bligh, E.G. y Dyer, W.J. (1959). “A rapid method for total lipid extraction and

purification”. Can.J.Biochem.Physiol. 37:911-917. Borden, E. y Scarpa, J. (2000). “Análisis químico del vino”. Ediciones Universidad

Católica de Chile, p. 219-221. Bourne, M. (1973). “Texture measurement of individual cooked dry beans by the

puncture test”. J. Food Sci. 37(5). p751-753. Buschmann, A., Hernández-González, M., Astudillo, C., De la Fuente, A., Gutiérrez,

A. y Aroca, G. (2005). “Seaweed cultivation, product development and integrated aquaculture studies in Chile”. e. World Aquaculture 36 (3): 51-53.

53

Buschmann, A. y Hernández-González, M. (2005). "LAS ALGAS MARINAS: EL

SENDERO DESDE SU BIOLOGIA HASTA SUS APLICACIONES". En: Chile País Oceánico. Ocho Libro Editores. Santiago de Chile, p. 245-249. [en Línea] URL: http://books.google.cl/books?id=Ks-bk1ZeY7AC&printsec=frontcover [Consulta: 22 agosto 2008]

Buschmann, A., Alveal, K. y Romo, H. (1984). “Biología de Durvillaea antarctica

(Phaeophyta, Durvilleales) en Chile centro-sur. Morfología y Reproducción”. Memorias de la Asociación Latinoamericana de Acuicultura. 5:399-406.

Cahyana, A.H., Shuto, y Kinoshita. (1992). “Pyropheophytin a as an antioxidative

substance from the marine alga”. Arame (Eisenia bicyclis). Biosci. Biotechnol.Biochem. Tokyo. v.56. n.10. p. 1533-1535.

Casado, E. (2001). “Combinación de Grasas, Prevención Cardiovascular”. Edic.

Urano, Barcelona. 271 pp Chan, J.C-C, Cheung, P.C-K y Ang, P.O. jr. (1997). “Comparative studies on the

effect of tree drying methods on the nutritional composition of seaweeds Sargassum hemiphyllum (turn) C. Ag”. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 45. 3056-3059.

Chand, Nagin. (1986). “Textural Classification of foods based on Warner-Bratzler

Shear”. J.Food Sci. 23(1). p49-54. Chapman, V. y Chapman, D.J. (1980). “Seaweeds and their uses”. Ed. Chapman

and Hall. 3º Edición. Nueva York. Chilesorprenderte (2007). [en Línea]

URL: http://chilesorprendente.blogspot.com/search/label/Algas [Cosulta: 10 noviembre 2008]

Dobarganes, García, Barrera-Arellano, C.J. Steel. (2005). ”Influencia de los

tocoferoles naturales durante la termooxidación de aceites de soja refinados y parcialmente hidrogenados”. Grasas y aceites. ISSN 0017-3495. Vol. 56. Nº 1. p. 46-52.

Dunlap, W.C., Shick, J.M., Yamamoto (1999). ”Sunscreens, oxidative stress and

antioxidant functions in marine organisms of the Great Barrier Reef”. Redox Rep. Leeds. v.4. n.6. p. 301-6.

Fennema, O.R. (1993). “Química de los Alimentos”. Editorial Acribia. S.A.

Zaragoza. España.

54

Flores, M.A. (2004). “Evaluación de Extracto de Romero Orgánico (Rosmarinus officinalis) Producido en Chile Como Antioxidante Natural Aplicado en Bases Grasas Animales y Vegetales”. Memoria para optar al Título de Ingeniero en Alimentos. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacéuticas. Universidad de Chile. Santiago.

Foss, P., T. Storebakken, K. Schiedt, S. Liaaen-Jensen, E. Austreng, K. Streiff.

(1984). “Carotenoids in diets for salmonids. I. Pigmentation of rainbow trout with the individual optical isomers of astaxanthin in comparison with canthaxanthin”. Aquaculture 41: 213-226.

Freile, Y. (2001). “Algas en la botica”. Avance y Perspectiva. v.20, p:283-291.

González, S. (2004).” Un museo de algas marinas”. Un mar de cosas por explorar -

Proyecto Explora. ED5/00/015. GORDON, M. (2001). “El desarrollo del enranciamiento oxidativo en los alimentos”.

en: POKORNY, J., YANISHLIEVA, N., GORDON, M. “Antioxidantes de los alimentos. Aplicaciones prácticas”. Zaragoza: Ed. ACRIBIA. pp. 7-21.

Hernández, H. (2003). “Antioxidantes en Alimentos”. Depto. Graduados e

Investigación en Alimentos, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional. [en Línea]. URL: http://www.respyn.uanl.mx/iv/4/invitado/index.html [Consulta: 10 noviembre 2008]

Ibañez, E.; Kubátová, A.; Crego, A.L.; Señoráns, F.J.; Cavero, S.; Reglero, G. y

Hawthorne, S.B. (2003) “Subcritical Water Extraction of Antioxidants Compounds from Rosemary Plants” J. Agric. Food Chem. 51(2): 375-382.

Infante, R. y R. Neira, (2002). “Diagnostico de sector acuícola en Chile”. Programa

de prospectiva tecnológica Chile 2010. Ministerio de economía. 15pp. Instituto Fomento Pesquero. Recursos de Acuicultura. [en Línea].

URL: http://www.ifop.cl [Consulta: marzo 2007]

Ismail, A. y Siew Hong, T. (2002). “Antioxidant Activity of Selected Commercial Seaweeds”. Mal J Nutr 8(2):167-177.

Khotimchenko, S.V, Vaskovsky, V.E. y Titlyanova, T.V. (2002). “Fatty acids of

marine algae from the Pacific coast of North California”. Botánica Marina. 45, p.17-22.

Kochhar, S. (2000). ”Stabilization of frying oils with natural antioxidative

components”. Eur.J.Lipid Sci. Technol.102:p.552-559.

55

Kuskoski, E.M.; Asueroro, A.G., Troncoso, A.M., Garcia-Parilla, M. C, Fett,R. (2004). “Actividad antioxidante de pigmentos antocianicos”. Rev. Bras. Ciênc. Tecnol. Alim. v. 24. n. 4. p. 691-693.

Lahaye, M. (1991). “Marine algae as sources of fibers: Determination of soluble and

insoluble dietary fiber contents in some sea vegetables”. Journal Science of Food Agricultural. 54, p. 587-594.

Lehninger L. Albert (1985). “Curso breve de Bioquímica”. The Johns Hopkins

University, School of Medicine. Ediciones Omega S.A. Plató, 26- 08006 Barcelona. Capitulo Nº6 “Lípidos”, p.105-118

Le Tutour, B. (1990). “Antioxidant activity of alga extracts, synergistic effect with

vitamin E. Phytochemistry”. Oxford. v.29. p.3759-3765. Martínez-Valverde. I., Periago. M., Ros. G. (2000). “Significado nutricional de los

compuestos fenólicos de la dieta”. Archivos latinoamericanos de nutrición. Órgano oficial de la sociedad latinoamericana de nutrición.50 (1):pp.

Medina, I., Aubourg, S. y Pérez-Martín, R. (1995). “Phospholipid composition of six

different tuna fishes”. Lipids. 30:1127-1135 Miller, L.A., White, P.J. (1988). ”High-temperature stabilities of low-linolenate,high-

stearate and common soybean oils”. J. Am. Oil Chem. Soc. 65:1324-1327. Miranda M., Cintra R., Barros S., Manzini-Filho J. (1998). “Antioxidant activity of the

microalga Spirulina Máxima”. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 31:1075-1079.

Molyneux, P. (2004). “The use of the stable free radical diphenylpicryl-hydrazyl

(DPPH) for estimating antioxidant activity. Songklanakarin J. Sci. Technol. 26:211-219.

Murakami, H., Kato, T., Mimura, A., Takahara, Y. (1994). “New indole derivates

from Martensia denticulata seaweed”. Biosci. Biotechnol. Biochem., Tokyo, v.58, n.3, p.535-538.

Ortega, M. (2004). ”Una mejor opción para estudiar la oxidación de papas a la

francesa". Universidad de Sonora. Centro de Investigación en Alimentos y Desarrollo México. Centro de Investigación en Alimentos y Desarrollo.

Owen, F. (1993). “Química de los alimentos”. Ed. Acribia S.A. Zaragoza, España.

Pita, G. (1996). “Funciones de la vitamina E en la nutrición humana”. Instituto de

Nutrición e Higiene de los Alimentos. [en Línea] URL: http://bvs.sld.cu/revistas/ali/vol11_1_97/ali07197.htm [Consulta: 23 noviembre 2008]

56

Pongracz, G., Weiser, H., Matzinger, D. (1995). ”Tocopherols antioxidants in nature”. Fett Wiss. Technol-Fat Sci. Technol. p 97(3):90-104.

Potterat, (1997). ”Antioxidants and free radicals scavengers of natural origin”.

Curr.Org. Chem. Hilversum. v.1. p.415- 440. Pytel, A. y Singer, F. (1994). “Resistencia de materiales”. México: Oxford. p.31-32.

Radmer, RJ. (1996). ”Algal diversity and commercial algal products. Bioscience”.

46, p.263-271. Ramírez, M.E. y Santelices, B. (1981). “Análisis biogeográfico de la flora algológica

de Antofagasta (Norte de Chile)”. Boletín del Museo Nacional de Historia Natural.Chile. 38:5-20.

Rodríguez-Amaya, DB. (2001). “A guide to carotenoid analysis in foods”.

Washington, D.C.: ILSI Press. Routh, A.C. (2004). “Reología y Análisis de la Textura de los alimentos”. Ed. Acribia

Zaragoza, España. Sánchez-Machado, D.I, López-Cervantes, J; López-Hernández, J. y Paseiro-

Losada, P. (2004). “Fatty acids, total lipid, protein and ash contents of processed edible seaweeds”. Food Chemistry. 85, 439-444.

Santelices, B. (1989). “Algas marinas de Chile: Distribución, Ecología, Utilización,

Diversidad”. Ediciones Univ. Católica de Chile. 399 pp. Santelices, B. (1991). “Catálogo de las algas marinas bentónicas de la costa

temperada del Pacífico de Sudamérica”. Ed. Universidad Católica de Chile. 1º Edición. Chile.

Santelices, B; Castilla, J.C; Cancino, J. & Schmiede, P. (1980). “Comparative

ecology, Lessonia nigrescens and Durvillaea antarctica (Phaeophyta) in central Chile”. Marine Biology, 59:119-132.

Santoso, J., Stara,Y. y Suzuki, T. (2004). ”Anti-oxidant activity of methanol extracts

from Indonesian seaweeds in an oil emulsion model” .Food chemistry. 56, 327-335. Sanz, B. (2000). “Monografía VI. “Alimentos y salud”. Instituto de España. Real

Academia de Farmacia. Ed. Realigraf. Madrid. España. Senthil, Bs., Mamatha y Mahadevaswamy. (2005). ”Effect of using seaweed powder

on the quality of fish cutler”. J.Food Sci. 56(5). p327-335.

57

SERNAPESCA. (2003). “Datos Estadísticos del Desembarque, Producción y Cosecha de Algas Marinas Chilenas”. [en Línea]. URL: <http://www.sernapesca.cl [Consulta: marzo 2007]

Sheehan, O’Conno, (1998). “Stability of astaxanthin and camthaxantihn in raw and

smoked Atlantic salmon (Salmo salar) during frozen storage”. Food Chemistry 63 (3): 313-317.

Skrede, G. y Storebakken, T. (1986). ”Characteristic of color in raw, baked and

smoked wild and pen-reared Atlantic salmón”, J.Food Sci. p51(3), 804-808. Speisky, H. y Jiménez, I. (2000). ”Radicales libres y antioxidantes en la prevención

de enfermedades: (II) Mecanismos de defensa antioxidante”. Rev. Chil. Nutr. 27 (2): 210-219.

Stanley, D. y Stone, A. (1992). ”Mechanism of fish muscle gelation”. Food Res.Int.

p(25)381-388. Storebakken, T.; Foss, P.; Schiedt, C.; Austreng, E.; Liaaen-jense, S. y Manz, U.

(1987). “Carotenoids in diets for salmonids: IV. Pigmentation of Atlantic salmon witch astaxanthin, astaxanthin dipalmitate and canthaxantin”. Acuacultura. 65: 279-292.

Valenzuela y Nieto, (1995). ”Los antioxidants: protectors de la calidades la industria

alimentaría”. Aceites y grasas, p.310-321. Vásquez, J. (2006). “Algas pardas”. Depto. Biología Marina, Univ. Católica del

Norte, Coquimbo. [en Línea] URL: http://www.algaspardas.cl/index.htm [Consulta: 22 noviembre 2008]

Wong, C.K., OOI, V.E.C., Ang, P.O. (2000) “Protective effects of seaweeds against

liver injury caused by carbon tetrachloride in rats”. Chemosphere. Amsterdam. v.41. n.1-2. p.173-76.

Yan, X., Nagata, T., Fan, X. (1998). “Antioxidative activities in some common

seaweeds”. Plant Foods Hum. Nutr. Amsterdam. v.52. n.3. p.253-262. Yuan, Y.V.; Walsh, N.A. (2006). “Antioxidant and antiproliferative activities of

extracts from a variety of edible seaweeds”. Food Chem. Toxicol., v. 44, n. 7, p.1144-1150.

58

ANEXO N° 1 Figura 1: Producción mundial de macroalgas

Fuente: Buschmann, 2005

Figura 2: Usos de las macroalgas

Fuente: Buschmann, 2005

59

ANEXO N° 2 MATERIALES UTILIZADOS

• Preparación de extractos

Cuchillos

Tablas para picar

5 Matraces de 500 ml con tapa

5 Frascos de vidrio con tapa

• Polifenoles totales

Pipetas graduadas de 5 y 10 ml

Matraces esmerilado para rotavapor

Tubos de ensayo

Micropipeta Socorres 100-1000 μl.

Puntas desechables para micropipeta

• Capacidad capturadota de radicales libres

Matraz de aforo 250 ml

Pipetas graduadas de 1 y 5ml

• Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales

Cuchillo

Tabla de picar

Pipeta de 10 ml

Tubos de vidrio

• Extracción de materia grasa

Balones de 250 ml

Embudo Büchner

Matraz Kitasato 1L

Papel metalizado

Papel Whatman N°1

60

Pipetas graduadas de 10 ml

Probetas de 100, 250 y 500 ml

Pipeta Pasteur

• Índice de peróxidos

Matraces Erlenmeyer de 250 ml con tapa esmerilada

Microbureta de 10 ml

Vasos precipitados

Pipetas graduadas de 1, 5 y 10 ml

• Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)

Pipeta de 2, 5 y 10 ml

Pipeta Pasteur

Perlas de ebullición

Soporte universal

Pinzas

Matraz esmerilado con tapa de 50 ml

Matraz esmerilado con tapa de 10 ml

Varillas refrigerantes

Plato calefactor

• Tocoferoles

Equipo de filtración Millipore OM 037. Filter holder 47 mm glass (incluye

embudo, pinzas y base de vidrio). USA.

Filtro Millipore Tipo HV 0,45 μm. USA.

Jeringa SGE 100 μl. Australia.

Matraz aforado 1 l

Matraz aforado ámbar con tapa de 10 ml

Matraz Kitasato 2 l

Pipetas

61

• Astaxantina

Tubos de vidrio con tapa de 5 ml

Matraces de aforo de 5 ml

Pipetas de 5 ml

• Determinación de estabilidad termooxidativa

Balones de 250 ml

Pipetas de 5 y 10 ml

Tubos Rancimat

• Análisis textural

Tabla de picar

Cuchillo

Tubos de vidrio con tapa

62

ANEXO N° 3 REACTIVOS QUIMICOS UTILIZADOS

• Preparación extractos

Metanol (CH4OH) Winkler, Chile, Santiago


Solución stock Ácido Gálico (pesar 0,5 gr ác.gálico seco y disolver en 10 ml

de etanol. Aforar con agua destilada a 100 ml)

Reactivo comercial Folin-Cioccalteus, Merck

Carbonato de Sódio al 20% p/v (pesar 200 gr de carbonato de sodio anhidro

y disolver en 800 ml de agua destilada hirviendo. Enfriar a temperatura

ambiente, sembrar con unos pocos cristales de carbonato de sodio y

después de 24 horas filtrar sobre papel y aforar a 1000 ml con agua

destilada)

Etanol Merck, Lichrosolv

Agua destilada


Solución metanólica fresca del radical 2,2-difenil-1-picril hidrazilo (DPPH) de

20 mg/L



Agua destilada

Cloroformo (CHCl3) Merck, Alemania, Darmstadt


63


Ácido acético glacial (CH3COOH) Merck, Alemania, Darmstadt

Agua destilada

Almidón ((C6H10O5)n) Merck, Alemania, Darmstadt

Cloroformo (CH3Cl) Merck, Alemania, Darmstadt

Tiosulfato de sodio (Na2S2O3) Merck, Alemania, Darmstadt

Yoduro de potasio (KI) Merck, Alemania, Darmstadt

• Ácidos Grasos Poliinsaturados(PUFAs)

Ácido sulfúrico (H2SO4) Merck, Alemania, Darmstadt

Alcohol metílico (CH4O) Winkler, Chile, Santiago

Metilato de sodio alcalino 0,2N Merck, Alemania, Darmstadt

Cloruro de sodio (NaCl) Merck, Alemania, Darmstadt

Indicador fenolftaleína (C20H14O4) Merck, Alemania, Darmstadt

Hexano (C6H14) Winkler, Chile, Santiago

Hidrogeno Extra Puro AGA, Chile, Santiago

• Tocoferoles

2-propanol grado HPLC (C3H8O) Merck, Alemania, Darmstadt

Estándar tocoferol DL-α, β, γ, δ. Merck, Alemania, Darmstadt

Hexano para cromatografía de fase liquida (C6H14) Merck, Alemania,

Darmstadt

• Astaxantina

Acetona (C3H80) Merk, Alemania, Darmstadt

64

ANEXO N° 4 EQUIPOS EMPLEADOS

• Preparación extractos

Shaker Burell, modelo BB. USA Balanza analítica Precisa 125A. Suiza.


Rotavapor Büchi, modelo R – 205. Suiza

Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.

Parámetros Rango de absorbancia: 0,2 a 0,8 nm

Absorbancia base: 765 nm





• Preparación de pasta de salmón con adición de extractos algales

Picadora de alimentos Moulinex, modelo AD 5642. Francia

Balanza analítica Precisa 125A. Suiza



Balanza Precisa 1620D. Suiza.

Bomba de vacío de anillo líquido Bertuzzi E7596. Italia

Mezclador Waring Blender 7012S. USA


65



• Ácidos Grasos Poliinsaturados (PUFAs)


Cromatógrafo de gases: Hewlett-Packard modelo 5860 serie 2, con detector de

ionización de llama, gas portador H2. Alemania

Integrador: Eléctrico Hewlett-Packard 3395. Alemania

Columna Capilar de sílica fundida BPX-70. Largo 50 mm, diámetro interno 0,25

mm, espesor de película 0,2μ.

Parámetros Temperatura del horno: 150ºC a 240ºC.

Velocidad de calentamiento: 2ºC/min.

Temperaturas inyector y detector: Fijas a 240ºC.

• Tocoferoles


Bomba Merck Hitachi L-7110. Lachrom Flujo 1 ml/min. Loop 20 μl. Japón

Columna: LiChroCart 250-4 LiChrospher Si60 (5μm). Japón

Detector de fluorescencia Merck Hitachi F-1050. Longitud de onda

excitación/emisión a 290/330nm. Japón

Software Clarity- Chromatography SW, DataApex 2005.

• Astaxantina


Vortex Cenco Insrumenter B.V.



66

• Determinación de estabilidad termooxidativa


Equipo Rancimat 679 Metrohm. Suiza

• Medición de color

Espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo 2.0/45, fuente de

iluminación luz-día D65, 10 grados.

• Análisis textural

Máquina universal de ensayo de materiales Lloyd Instruments Limited, Lloyd

LR- 5K. Hampshire. England

Parámetros Sensor de penetración: 17 mm de diámetro

Velocidad del cabezal: 100 mm/min

67

ANEXO N° 5 METODOLOGIAS EMPLEADAS

• Preparación de extractos

Procedimiento:

Lavar con agua destilada cada variedad de alga marina por separado. Picar las algas y pesar en balanza analítica 20 gramos de cada una. Extracción metanólica: colocar los 20 gramos de alga picada en matraces de

500 ml con tapa. A cada matraz añadir 100 ml de alcohol metílico (proporción

1:5). Tapar y se agitar por 1 hora en equipo Shaker y luego guardar en

oscuridad por 24 horas para obtener una optima extracción.

Transcurrido el tiempo de extracción, filtrar los extractos, llevarlos a frascos de

vidrio con tapa y mantenerlos en oscuridad.

• Polifenoles totales: Índice de Folin-Ciocalteus: Según método descrito por

Borden & Scarpa, (2000).

Procedimiento:

Realizar una curva estándar para la expresión de los polifenoles en función del

ácido gálico (Anexo N°6)

Convertir los extractos metanólicos a etanólicos. Para esto añadir 2 ml de

extracto algal metanólico en un matraz esmerilado, colocar en rotavapor a 40°C

hasta la total evaporación del metanol. Luego añadir al matraz 2 ml de etanol

para redisolver y así obtener el extracto etanólico. Colocar en un tubo de ensayo 0,2 ml de extracto algal etanólico. Agregar 12 ml de agua destilada, 1 ml de reactivo de Folin-Ciocalteu y agitar

vigorosamente. Añadir 3 ml de Carbonato de Sodio al 20% p/v y llevar a 20 ml con agua

destilada. Agitar y dejar reposar 30 minutos a 20ºC. Medir absorbancia en espectrofotómetro a 765 nm. Expresar los resultados en función del estándar Ácido Gálico.

68

• Capacidad capturadota de radicales libres: Ensayo de decoloración

de DPPH: Según metodología propuesta por Molyneux (2004). Procedimiento:

Preparar solución DPPH de 20 mg/L (pesar 5 mgr de DPPH en un matraz de

250 ml y aforar con metanol absoluto, luego homogenizar).

Preparar soluciones metanólicas de los diferentes extractos a 3

concentraciones distintas.

Mezclar el DPPH con las diferentes diluciones (2ml DPPH más 1ml de extracto

algal).

Efectuar mediciones de absorbancia a 517nm después de transcurridos 15

minutos de la reacción.

Expresar los resultados como porcentaje de decoloración.

• Preparación pasta de salmón con adición de extractos algales

Procedimiento:

Los extractos elaborados anteriormente contienen metanol, el cual desnaturaliza las

proteínas del salmón e interfiere en los análisis posteriores, es por esto que se debe

evaporar el metanol de los extractos y luego redisolverlos en agua destilada, antes de

ser mezclados con la pasta de salmón.

Lavar y trozar el filete de salmón.

Moler en procesadora de alimentos hasta obtener una pasta homogénea.

Pesar porciones de 40 gramos de pasta de salmón en balanza granataria.

Medir 10 ml de cada extracto por separado, y mezclarlos con las porciones de

pasta de salmón.

Traspasar cada una de las pastas elaboradas a tubos de vidrio.

Calentar los tubos en agua a 80°C por 60 minutos y tomar muestras de cada

pasta a 4 tiempos diferentes (0, 12, 23, 42 y 60 minutos).

Elaborar muestra control (porción de pasta de salmón con adición 10 ml de

agua destilada).

69

• Extracción de materia grasa: Extracción según Bligh & Dyer (1959) Procedimiento:

Pesar 50 gramos en balanza granataria de cada una de las 6 pastas elaboradas

anteriormente en el punto 3.2.2.4 y traspasar a mezclador Waring Blender.

Agregar 50 ml de cloroformo y 100 ml de metanol y homogenizar por 2 minutos.

Añadir 50 ml de cloroformo y 50 ml de agua destilada. Homogenizar por 30

segundos.

Filtrar en embudo Büchner a presión reducida, empleando un papel Whatman

N°1.

Lavar el residuo del mezclador con 20 ml de cloroformo.

Trasladar el filtrado a una probeta de 500 ml.

Lavar el kitasato con 25 ml de cloroformo y juntar con el filtrado.

Tapar la probeta y se deja reposar hasta la completa separación de fases (24

horas). Transcurrido este tiempo eliminar la capa superior de metanol-agua por

medio de aspiración, empleando una trampa de vacío y pipeta Pasteur. La fase

clorofórmica se traslada a un balón previamente tarado en balanza analítica y

evaporar a presión reducida empleando un evaporador rotatorio y un baño de

agua a 40°C, hasta que no se observe condensación de cloroformo. Retirar y

registrar la masa de aceite obtenida en balanza analítica (antes de llevar a

balanza analítica, el matraz se debe pasar por una corriente de nitrógeno para

eliminar el solvente residual).

• Índice de Peróxidos (IP): Método oficial AOCS, Cd 8-53 (1996). Procedimiento:

Pesar 5 gramos de aceite en un matraz Erlenmeyer de 250 ml con tapa

esmerilada, en balanza analítica.

Añadir al matraz 30 ml de solución ácido acético-cloroformo (3:2) y agitar

suavemente.

Añadir 3 gramos de Kl y 0,5 ml H2O destilada. Tapar y agitar vigorosamente en

oscuridad por 1 minuto e inmediatamente agregar 30 ml de agua destilada y 0,5

ml de almidón como indicador.

70

Titular con tiosulfato de sodio 0,01N hasta la desaparición de la coloración

azul/negra.

Expresar los resultados en meq O2/Kg de materia grasa.

• Ácidos Grasos Poliinsaturados: Método oficial AOCS, Ce 1-62 (1993). Procedimiento:

Para la determinación del perfil de ácidos grasos de la muestra de aceite, se deben

hidrolizar los triglicéridos componentes de la grasa, mediante la aplicación de un

proceso de metilación alcalina y posteriormente una metilación ácida.

Paso 1. Metilación alcalina:

Pesar en balanza analítica 100 mg de aceite en matraz aforado de 50 ml.

Agregar 10 ml de Metilato de Sodio 0,2 N, adicionar perlas de ebullición.

Llevar a placa calefactora a reflujo por 10 minutos.

Dejar enfriar.

Paso 2. Metilación ácida:

Agregar, al metilado alcalino, gotas de indicador fenolftaleína.

Adicionar H2SO4/CH4O hasta desaparición de la coloración rosada, más 2 ml de

exceso.

Llevar a placa calefactora a reflujo por 20 minutos.

Dejar enfriar.

Adicionar 1,5 ml de hexano.

Agregar NaCl al 10% hasta lograr la separación de las fases (por sobre el

aforo).

Agitar y dejar reposar hasta la separación completa de las fases.

Extraer el sobrenadante y traspasarlo a un matraz aforado de 10 ml.

Inyectar 0,5 microlitros de ésteres metílicos en el cromatógrafo de gases. Expresar los resultados obtenidos como composición porcentual de ácidos

grasos poliinsaturados (EPA y DHA) y por el Índice de Polieno (PI).

71

• Tocoferoles: Método oficial AOCS Ce 8-89 (1993).

Procedimiento:

Preparación de la fase móvil:

En matraz aforado de un litro agregar hexano para cromatografía HPLC hasta

la mitad de su capacidad aproximadamente.

Añadir sobre él 5 ml de 2-propanol y completar hasta el aforo con hexano para

cromatografía HPLC.

Filtrar la fase móvil anteriormente preparada en el equipo de filtración al vacío

Millipore usando un filtro HV de 0,45 μm, teniendo la precaución de que el

equipo esté limpio y seco.

Trasladar la fase filtrada a un frasco desde el cual se alimentará la bomba que

forma parte del cromatógrafo.

Preparación de la muestra:

Pesar en balanza analítica alrededor de 0,1 g de aceite en un matraz aforado

ámbar de 10 ml con tapa.

Aforar con hexano para cromatografía HPLC, tapar y voltear tres veces el

matraz para homogenizar el contenido.

Inyectar 80 μl de muestra.

Finalizado cada análisis el software entregará una tabla con las áreas de cada

Peak y el tiempo de elusión respectivo para cada tocoferol.

Determina la concentración de tocoferoles α, γ, y δ presentes en el aceite. Los

resultados se expresan en ppm.

• Astaxantina: Método propuesto por Foss (1984) utilizado en la separación de

los pigmentos con acetona y método propuesto por Rodríguez-Amaya (2001),

para la medición de astaxantina por espectrofotometría. Procedimiento:

Colocar un gramo de cada una de las pastas elaboradas anteriormente en el

punto 3.2.2.4 en tubos de vidrio de 5 ml con tapa.

Agregar 3 ml de acetona y agitar en Vortex por 3 minutos.

Filtrar y recoger en matraz de aforo de 5 ml.

72

Leer la absorbancia de la solución mediante barrido (la lectura por

espectrofotometría de este tipo de carotenos se realiza a 470 nm).

Los resultados se expresan en μg astaxantina/g músculo salmón.

• Determinación de estabilidad termooxidativa de materias grasas: Método

oficial AOCS, Cd 12b-92 (1993).

Procedimiento:

Al efectuar el análisis de estabilidad para el aceite de salmón con adición de extractos

algales (por duplicado), no se logró un resultado satisfactorio, ya que no se obtuvo

tiempos de inducción para algunas muestras. Por lo que se procedió a repetir el

análisis ocupando el mismo método, pero se utilizó aceite vegetal de CANOLA,

efectuandose el análisis por triplicado.

Preparación de las muestras:

Evaporar 3 ml de cada extracto metanólico en rotavapor hasta sequedad.

Redisolver cada residuo obtenido en 6 ml de aceite de CANOLA (marca

Safeway) y en 6 ml de aceite de salmón (marca Spes).

Método:

Llenar los tubos de conductividad con 50 ml de agua destilada y conecte los

electrodos sobre ellos. Verificar que la conductividad del agua en el tubo sea

menor a 25 μS/cm.

Medir 5 ml de la muestra en un tubo Rancimat en balanza analítica cuidando

que toda la muestra quede en el fondo del tubo de reacción, evitando la

acumulación de ésta en las paredes laterales del tubo.

Ingresar las condiciones de trabajo en el panel: temperatura (80ºC) y velocidad

del papel (1 cm/h).

Conectar cada tubo de reacción al tubo de conductuvidad y a las entradas de

aire. Verificar que el aire comprimido ingresado este libre de humedad, para ello

debe colocarse una trampa que contenga un agente desecante en su interior

(sílica gel).

Luego colocar los tubos en el equipo Rancimat.

73

Ajustar el flujo de aire para cada tubo de tal forma que a todos ellos ingrese un

flujo de aire de 20 L/min.

Una vez efectuado los ajustes e instalado todas las conexiones pertinentes

pulsar la tecla “GO” para dar inicio a la determinación. Verificar que la cinta de

papel registre dicho inicio y que monitoree la conductividad de cada sistema a

medida que transcurre el tiempo.

Una vez alcanzado el tiempo de inducción el equipo automáticamente finalizará

el proceso de oxidación acelerada. Dicho tiempo será registrado junto con la

gráfica conductividad versus tiempo que entregará el equipo.

• Color: Se utilizó un espectrocolorímetro triestímulo, Hunter Labscan, modelo

2.0/45, fuente de iluminación luz-día D65, 10 grados. Procedimiento:

Las muestras a analizar son las pastas elaboradas en el punto 3.2.2.4 (pasta de

salmón con adición de extractos).

Se efectúan 3 lecturas para cada muestra, las cuales son promediadas para

obtener el resultado final.

Con los datos obtenidos se grafica la luminosidad (L*), tono rojo (a*) y el tono

amarillo (b*) en función del tiempo, para cada muestra de pasta de salmón con

adición de extractos y para la muestra control.

• Análisis textural: Se utilizó una máquina universal de ensayo de materiales

(Lloyd Instruments Limited, Lloyd LR- 5K. Hampshire, England), con una celda

de 5 kN. Se utilizó un sensor de penetración de 17 mm de diámetro y una

velocidad del cabezal de 100 mm/min. Procedimiento:

Preparación de geles cilíndricos de salmón:

Lavar y trozar el filete de Salmón Atlántico (Salmo salar).

Moler en procesadora de alimentos hasta obtener una pasta homogénea.

Pesar en porciones de 14 gramos de pasta de salmón en balanza analítica.

Mezclar cada porción de pasta con cada una de las 5 algas secas en polvo en

diferentes concentraciones (2%, 4% y 8% de alga seca en polvo)

74

Introducir las mezclas obtenidas en tubos de vidrio, taparlos y llevarlos a un

baño de agua a 80°C por 30 minutos.

Luego de transcurrido este tiempo, se forma un gel cilíndrico dentro de cada

tubo.

Luego se retirar los geles de los tubos y cortar cada uno en trozos de 2 cm de

alto (Anexo N°8).

Efectuar mediciones por triplicado en el equipo Lloyd.

75

ANEXO N° 6 CURVA DE CALIBRACION

Se prepara una solución stock de ácido gálico:

Pesar en balanza analítica 50 mg de ácido gálico en un matraz volumétrico de

10 mL y aforar con etanol absoluto.

De la solución stock, tomar diferentes alícuotas, de acuerdo a volúmenes

indicados en Tabla N°1 , las cuales se agregan a matraces de 10 mL que

contienen 4 mL de etanol absoluto

Luego se aforan con etanol absoluto.

El contenido de polifenoles totales se determina en cada una de estas

soluciones de acuerdo a metodología descrita en punto 3.2.2.1.

La curva de calibración se obtiene aplicando una regresión lineal, donde la

variable dependiente es la absorbancia a 765 nm y la variable independiente la

concentración de polifenoles en μg/mL.

Tabla N° 1: Preparación de estándar de calibración desde solución stock de ácido gálico Volumen (mL) solución madre ácido gálico (5,35 mg/ mL )

Concentración final (μg/mL) en matraz de 10 mL

Absorbancia(765 nm)

0,25 133,8 0,214

0,4 214,0 0,287

0,5 267,5 0,378

0,6 321,0 0,443

0,7 374,5 0,509

0,8 428,0 0,552

76

La absorbancia para cada concentración se obtuvo de la aplicación del método de

Folin-Ciocalteau.

A los datos de la Tabla N°1 se aplicó una regresión lineal estableciéndose la condición

de que pase por el origen.

y = 0,0014xR2 = 0,9901

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0 100 200 300 400 500

Concentración de ácido gálico (ug/ml)

Abs

orba

ncia

(765

nm

)

Figura 1: Curva de estándar de ácido gálico

77

ANEXO N° 7 NOMENCLATURA DE MUESTRAS ANALIZADAS

Muestra control:

P + 10ml agua destilada (P0)

P + 10ml agua destilada a 80°C por 12 minutos (P1)




Muestras algales:

P + 10ml extracto Gracilaria (PEG0)

P + 10ml extracto Gracilaria a 80°C por 12 minutos (PEG1)




P + 10ml extracto Rhodymenia (PER0)

P + 10ml extracto Rhodymenia a 80°C por 12 minutos (PER1)




P + 10ml extracto Cochayuyo (PEC0)

P + 10ml extracto Cochayuyo a 80°C por 12 minutos (PEC1)




78

P + 10ml extracto Ulva (PEU0)

P + 10ml extracto Ulva a 80°C por 12 minutos (PEU1)




P + 10ml extracto Luche (PEL0)

P + 10ml extracto Luche a 80°C por 12 minutos (PEL1)




79

ANEXO N° 8 TABLAS DE VALORES PARA CADA ANÁLISIS REALIZADO EN ESTE ESTUDIO

Tabla N° 1: Absorbancia (nm) para cada extracto algal en método de Folin –Ciocalteau.

Extractos de algas 1 2 3 X DS

EU 0,739 0,693 0,717 0,716 ± 0,02

EC 0,312 0,344 0,329 0,328 ± 0,02

EG 0,407 0,413 0,411 0,410 ± 0,00

ER 0,204 0,241 0,225 0,223 ± 0,02

EL 0,642 0,68 0,66 0,661 ± 0,02 EU: extracto Ulva lactuca. EC: extracto Cochayuyo. EG: extracto Gracilaria chilensis.

ER: extracto Rhodymenia corallina. EL: extracto Luche Rojo.

Tabla N° 2: Índice de peróxidos IP (meq O2/Kg de materia grasa) en muestras de pasta

de salmón con adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

P 12 3,21 4,09 4,75 4,02 ± 0,77

P 23 3,98 3,99 4,01 3,99 ± 0,02

P 42 5,79 5,11 6,25 5,72 ± 0,57

P 60 7,71 7,35 7,98 7,68 ± 0,32

PEU 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

PEU 12 14,01 14,08 13,78 13,96 ± 0,16

PEU 23 20,79 20,98 20,81 20,86 ± 0,10

PEU 42 20,52 20,61 22,54 21,22 ± 1,07

PEU 60 22,11 21,25 19,89 21,08 ± 1,12

80

PER 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

PER 12 7,27 7,46 7,16 7,30 ± 0,15

PER 23 11,28 10,95 12,11 11,45 ± 0,60

PER 42 21,49 20,91 21,82 21,41 ± 0,46

PER 60 24,14 23,78 24,09 24,00 ± 0,20

PEC 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

PEC 12 6,88 7,11 7,22 7,07 ± 0,17

PEC 23 9,13 9,09 9,25 9,16 ± 0,08

PEC 42 8,91 8,36 8,78 8,68 ± 0,29

PEC 60 8,59 8,35 8,18 8,37 ± 0,21

PEG 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

PEG 12 8,11 8,57 8,24 8,31 ± 0,24

PEG 23 11,02 11,79 11,86 11,56 ± 0,47

PEG 42 9,79 9,89 9,53 9,74 ± 0,19

PEG 60 8,56 8,69 8,33 8,53 ± 0,18

PEL 0 3,91 3,51 4,25 3,89 ± 0,37

PEL 12 7,08 7,36 7,13 7,19 ± 0,15

PEL 23 9,18 9,13 8,99 9,10 ± 0,10

PEL 42 9,66 9,09 9,89 9,55 ± 0,41

PEL 60 10,01 9,62 9,78 9,80 ± 0,20 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).

Abreviación:

P: Pasta de salmón. PER: Pasta de salmón con adición de extracto de Rhodymenia corallina. PEG:

Pasta de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. PEU: Pasta de salmón con adición de




X: Promedio

81

Tabla N° 3: Índice de polieno (PI) para cada muestra de pasta de salmón con adición

de extractos algales, calentadas durante 1 hora.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P0 0 0,95 0,62 1,23 0,93 ± 0,31

P2 60 0,63 0,55 0,88 0,69 ± 0,17

PEU2 60 0,61 1,22 0,91 0,91 ± 0,31

PER2 60 0,32 0,21 0,87 0,47 ± 0,35

PEC2 60 0,76 1,13 0,53 0,81 ± 0,30

PEG2 60 0,38 0,98 0,66 0,67 ± 0,30

PEL2 60 0,31 0,27 0,55 0,38 ± 0,15 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:

0 =Muestra sin calentar. 2 = Muestra calentada por 1hora.






X: Promedio

82

Tabla N° 4: Porcentaje de ácido graso EPA para cada muestra de pasta de salmón con

adición de extractos algales, calentadas durante 1 hora.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P0 0 6,98 7,23 5,32 6,51 ± 1,04

P2 60 6,65 4,52 5,81 5,66 ± 1,07

PEU2 60 6,12 5,32 6,86 6,10 ± 0,77

PER2 60 5,02 4,52 5,88 5,14 ± 0,69

PEC2 60 4,78 4,52 6,07 5,12 ± 0,83

PEG2 60 4,81 4,05 5,51 4,79 ± 0,73

PEL2 60 2,99 1,97 3,98 2,98 ± 1,01 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:







X: Promedio

83

Tabla N° 5: Porcentaje de ácido graso DHA para cada muestra de pasta de salmón con

adición de extractos algales, calentadas durante 1 hora.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P0 0 7,33 8,12 6,41 7,29 ± 0,86 P2 60 5,11 3,41 4,87 4,46 ± 0,92

PEU2 60 6,07 7,87 7,12 7,02 ± 0,90 PER2 60 3,32 4,32 2,62 3,42 ± 0,85 PEC2 60 3,42 5,07 5,21 4,57 ± 1,00 PEG2 60 3,71 2,11 3,38 3,07 ± 0,84 PEL2 60 0,72 0,98 2,04 1,25 ± 0,70

Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:







X: Promedio

84

Tabla N° 6: Contenido de α-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con

adición de extractos algales a 5 tiempos de calentamiento.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 164,25 163,87 164,89 164,34 ± 0,52 P 12 164,12 162,18 163,63 163,31 ± 1,01 P 23 162,11 161,87 160,52 161,50 ± 0,86 P 42 155,11 156,47 153,12 154,90 ± 1,68 P 60 151,87 150,89 150,28 151,01 ± 0,80

PEU 0 87,15 88,56 89,78 88,50 ± 1,32 PEU 12 98,15 100,15 98,25 98,85 ± 1,13 PEU 23 104,25 103,78 106,78 104,94 ± 1,61 PEU 42 120,12 118,56 119,58 119,42 ± 0,79 PEU 60 138,36 141,11 137,89 139,12 ± 1,74 PER 0 230,11 229,15 231,52 230,26 ± 1,19 PER 12 179,51 180,25 181,11 180,29 ± 0,80 PER 23 165,13 164,89 166,22 165,41 ± 0,71 PER 42 151,05 150,78 152,41 151,41 ± 0,87 PER 60 149,21 148,89 148,53 148,88 ± 0,34 PEC 0 218,06 217,71 215,41 217,06 ± 1,44 PEC 12 189,57 188,26 186,31 188,05 ± 1,64 PEC 23 164,87 163,95 163,21 164,01 ± 0,83 PEC 42 140,81 139,63 141,77 140,74 ± 1,07 PEC 60 143,93 143,08 144,52 143,84 ± 0,72 PEG 0 126,55 125,78 127,89 126,74 ± 1,07 PEG 12 137,15 136,11 138,89 137,38 ± 1,40 PEG 23 147,35 146,89 148,52 147,59 ± 0,84 PEG 42 175,23 174,89 176,11 175,41 ± 0,63 PEG 60 195,11 194,25 197,05 195,47 ± 1,43 PEL 0 185,02 187,11 184,87 185,67 ± 1,25

85

PEL 12 175,04 172,11 175,71 174,29 ± 1,91 PEL 23 172,98 168,12 172,11 171,07 ± 2,59 PEL 42 172,53 173,35 171,98 172,62 ± 0,69 PEL 60 168,79 169,12 167,25 168,39 ± 1,00

Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).

Abreviación:






X: Promedio

Tabla N° 7: Contenido de γ-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con


Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 55,56 54,31 56,01 55,29 ± 0,88 P 12 68,79 68,31 69,01 68,70 ± 0,36 P 23 77,73 76,52 78,11 77,45 ± 0,83 P 42 68,79 66,81 69,12 68,24 ± 1,25 P 60 63,1 62,57 61,89 62,52 ± 0,61

PEU 0 107,06 106,13 107,89 107,03 ± 0,88 PEU 12 87,15 88,25 89,45 88,28 ± 1,15 PEU 23 71,52 73,15 72,52 72,40 ± 0,82 PEU 42 57,23 58,11 59,12 58,15 ± 0,95 PEU 60 48,87 51,14 50,23 50,08 ± 1,14 PER 0 100,93 101,45 99,61 100,66 ± 0,95 PER 12 85,88 83,87 86,23 85,33 ± 1,27 PER 23 74,98 73,45 74,25 74,23 ± 0,77 PER 42 66,57 65,89 67,09 66,52 ± 0,60

86

PER 60 60,58 59,89 59,86 60,11 ± 0,41 PEC 0 104,91 103,12 104,52 104,18 ± 0,94 PEC 12 88,79 89,11 88,24 88,71 ± 0,44 PEC 23 73,78 72,98 75,51 74,09 ± 1,29 PEC 42 67,26 66,78 68,02 67,35 ± 0,63 PEC 60 63,19 62,82 63,05 63,02 ± 0,19 PEG 0 74,13 75,11 72,78 74,01 ± 1,17 PEG 12 73,31 74,63 72,51 73,48 ± 1,07 PEG 23 69,01 67,78 68,11 68,30 ± 0,64 PEG 42 57,52 59,52 60,07 59,04 ± 1,34 PEG 60 52,45 54,25 53,45 53,38 ± 0,90 PEL 0 74,39 73,26 74,85 74,17 ± 0,82 PEL 12 75,15 78,84 76,28 76,76 ± 1,89 PEL 23 76,04 75,25 77,02 76,10 ± 0,89 PEL 42 73,21 71,88 73,03 72,71 ± 0,72 PEL 60 70,94 69,81 71,68 70,81 ± 0,94

Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3).

Abreviación:






X: Promedio

87

Tabla N° 8: Contenido de δ-tocoferol (ppm) en muestras de pasta de salmón con


Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 9,12 9,01 9,79 9,31 ± 0,42

P 12 8,56 9,12 8,25 8,64 ± 0,44

P 23 10,35 9,07 9,25 9,56 ± 0,69

P 42 10,76 9,52 9,98 10,09 ± 0,63

P 60 10,02 9,02 10,41 9,82 ± 0,72

PEU 0 17,02 15,98 16,68 16,56 ± 0,53

PEU 12 12,89 12,12 11,08 12,03 ± 0,91

PEU 23 8,15 7,25 8,33 7,91 ± 0,58

PEU 42 3,98 4,81 5,01 4,60 ± 0,55

PEU 60 2,87 3,44 4,03 3,45 ± 0,58

PER 0 12,05 11,56 10,53 11,38 ± 0,78

PER 12 10,71 10,21 9,78 10,23 ± 0,47

PER 23 9,48 8,98 8,86 9,11 ± 0,33

PER 42 10,06 8,89 8,65 9,20 ± 0,75

PER 60 10,18 9,89 9,93 10,00 ± 0,16

PEC 0 14,06 14,79 12,88 13,91 ± 0,96

PEC 12 11,01 11,88 10,02 10,97 ± 0,93

PEC 23 8,79 7,26 7,02 7,69 ± 0,96

PEC 42 8,42 8,13 7,09 7,88 ± 0,70

PEC 60 8,44 9,32 8,77 8,84 ± 0,44

PEG 0 8,46 9,11 8,75 8,77 ± 0,33

PEG 12 9,12 8,01 7,15 8,09 ± 0,99

PEG 23 9,18 7,71 9,18 8,69 ± 0,85

PEG 42 6,54 7,11 7,01 6,89 ± 0,30

PEG 60 7,03 5,87 6,37 6,42 ± 0,58

PEL 0 11,78 10,03 10,75 10,85 ± 0,88

88

PEL 12 9,78 10,06 10,58 10,14 ± 0,41

PEL 23 8,88 8,02 8,26 8,39 ± 0,44

PEL 42 7,61 8,78 9,06 8,48 ± 0,77


Abreviación:






X: Promedio

Tabla N° 9: Valores de astaxantina (μg astaxantina/g músculo de salmón) para cada

muestra de pasta de salmón con adición de extractos algales a 5 tiempos de

calentamiento.

Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 3,26 3,12 3,36 3,25 ± 0,12

P 12 1,41 1,28 1,37 1,35 ± 0,07

P 23 0,88 0,81 0,83 0,84 ± 0,07

P 42 0,72 0,68 0,78 0,73 ± 0,05

P 60 0,51 0,42 0,62 0,52 ± 0,10

PEU 0 3,21 3,28 3,21 3,23 ± 0,04

PEU 12 2,41 2,61 2,18 2,40 ± 0,22

PEU 23 2,17 1,93 2,33 2,14 ± 0,20

PEU 42 2,22 2,18 2,21 2,20 ± 0,02

PEU 60 1,88 1,98 2,02 1,96 ± 0,07

PER 0 3,26 3,15 3,35 3,25 ± 0,10

PER 12 1,51 1,71 1,28 1,50 ± 0,22

PER 23 1,17 0,98 1,33 1,16 ± 0,18

89

PER 42 1,21 1,19 1,25 1,22 ± 0,03

PER 60 1,10 0,98 1,13 1,07 ± 0,08

PEC 0 3,26 3,18 3,31 3,25 ± 0,07

PEC 12 1,38 1,31 1,45 1,38 ± 0,07

PEC 23 1,31 1,18 0,98 1,16 ± 0,17

PEC 42 1,20 1,11 0,97 1,09 ± 0,12

PEC 60 1,11 1,08 1,28 1,16 ± 0,11

PEG 0 3,26 3,09 3,43 3,26 ± 0,17

PEG 12 2,30 2,11 2,47 2,29 ± 0,18

PEG 23 1,78 2,14 1,98 1,97 ± 0,189

PEG 42 2,01 1,94 2,12 2,02 ± 0,09

PEG 60 1,72 1,55 1,87 1,71 ± 0,16

PEL 0 3,26 3,14 3,35 3,25 ± 0,11

PEL 12 1,45 1,29 1,51 1,42 ± 0,11

PEL 23 1,13 1,21 1,41 1,25 ± 0,145

PEL 42 1,28 1,21 1,35 1,28 ± 0,07


Abreviación:






X: Promedio

90

Tabla N° 10: Valores de luminosidad (L*) para cada muestra de pasta de salmón con


Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 63,32 63,22 63,27 63,27 ± 0,05

P 12 68,76 68,73 68,72 68,74 ± 0,00

P 23 72,65 72,70 72,90 72,75 ± 0,00

P 42 76,31 76,89 76,10 76,43 ± 0,02

P 60 76,64 76,65 76,63 76,64 ± 0,04

PEU 0 57,22 57,19 57,21 57,21 ± 0,02

PEU 12 63,05 63,20 63,25 63,17 ± 0,08

PEU 23 66,80 66,79 66,80 66,80 ± 0,00

PEU 42 69,35 69,25 69,28 69,29 ± 0,05

PEU 60 69,81 69,87 69,84 69,84 ± 0,03

PER 0 62,88 62,63 62,76 62,76 ± 0,13

PER 12 68,00 67,67 67,95 67,87 ± 0,18

PER 23 73,03 72,94 72,99 72,99 ± 0,05

PER 42 74,51 74,40 74,60 74,50 ± 0,10

PER 60 74,16 74,11 74,14 74,14 ± 0,03

PEC 0 64,84 64,8 64,82 64,82 ± 0,02

PEC 12 70,01 69,80 69,75 69,85 ± 0,14

PEC 23 73,88 73,68 73,78 73,78 ± 0,10

PEC 42 75,31 75,45 75,28 75,35 ± 0,09

PEC 60 75,77 75,7 75,74 75,74 ± 0,04

PEG 0 64,57 64,51 64,54 64,54 ± 0,03

PEG 12 68,00 67,7, 68,2, 67,97 ± 0,25

PEG 23 71,61 71,53 71,57 71,57 ± 0,04

PEG 42 74,00 73,7, 74,01 73,90 ± 0,18

PEG 60 74,66 74,64 74,65 74,65 ± 0,01

PEL 0 64,85 64,89 64,87 64,87 ± 0,02

91

PEL 12 68,12 67,80 68,05 67,99 ± 0,17

PEL 23 71,65 71,68 71,67 71,67 ± 0,02

PEL 42 74,10 73,89 74,20 74,06 ± 0,16


Abreviación:






X: Promedio

Tabla N° 11: Valores de tono rojo (a*) para cada muestra de pasta de salmón con


Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 18,63 18,47 18,55 18,55 ± 0,08

P 12 13,88 13,72 13,92 13,84 ± 0,00

P 23 10,97 10,99 10,98 10,98 ± 0,00

P 42 9,85 9,78 9,91 9,85 ± 0,02

P 60 9,30 9,23 9,27 9,27 ± 0,04

PEU 0 -0,31 -0,36 -0,34 -0,34 ± 0,03

PEU 12 -2,11 -2,10 -2,01 -2,07 ± 0,04

PEU 23 -2,59 -2,65 -2,62 -2,62 ± 0,03

PEU 42 -2,11 -2,11 -2,12 -2,11 ± 0,00

PEU 60 -0,53 -0,46 -0,50 -0,50 ± 0,04

PER 0 10,68 10,67 10,68 10,68 ± 0,00

PER 12 9,31 9,43 9,19 9,31 ± 0,12

PER 23 7,86 7,88 7,87 7,87 ± 0,01

92

PER 42 6,71 6,46 6,38 6,52 ± 0,17

PER 60 6,00 5,98 5,99 5,99 ± 0,01

PEC 0 12,59 12,53 12,56 12,56 ± 0,03

PEC 12 11,23 11,15 11,33 11,24 ± 0,09

PEC 23 9,66 9,59 9,63 9,63 ± 0,04

PEC 42 8,35 8,21 8,45 8,34 ± 0,12

PEC 60 8,75 8,81 8,97 8,84 ± 0,11

PEG 0 11,61 11,58 11,60 11,60 ± 0,02

PEG 12 10,45 10,38 10,51 10,45 ± 0,07

PEG 23 8,81 8,84 8,83 8,83 ± 0,02

PEG 42 8,07 8,09 8,02 8,06 ± 0,04

PEG 60 8,21 8,08 8,15 8,15 ± 0,07

PEL 0 13,23 13,19 13,21 13,21 ± 0,02

PEL 12 11,35 11,28 11,47 11,37 ± 0,10

PEL 23 9,47 9,51 9,35 9,44 ± 0,08

PEL 42 8,41 8,21 8,61 8,41 ± 0,20


Abreviación:






X: Promedio

93

Tabla N° 12: Valores de tono amarillo (b*) para cada muestra de pasta de salmón con


Muestra Tiempo

(min) 1 2 3 X DS

P 0 25,29 25,35 25,32 25,32 ± 0,03

P 12 22,16 21,81 22,35 22,11 ± 0,00

P 23 19,46 19,48 19,47 19,47 ± 0,00

P 42 18,68 18,72 18,71 18,70 ± 0,02

P 60 19,37 19,39 19,38 19,38 ± 0,04

PEU 0 31,76 31,82 31,79 31,79 ± 0,03

PEU 12 30,02 29,86 30,13 30,00 ± 0,11

PEU 23 28,37 28,41 28,39 28,39 ± 0,02

PEU 42 27,12 26,98 27,35 27,15 ± 0,19

PEU 60 26,95 26,91 26,93 26,93 ± 0,02

PER 0 24,28 24,25 24,27 24,27 ± 0,02

PER 12 22,11 22,20 21,97 22,09 ± 0,12

PER 23 20,30 20,44 20,37 20,37 ± 0,07

PER 42 19,51 19,38 19,65 19,51 ± 0,14

PER 60 20,15 20,11 20,13 20,13 ± 0,02

PEC 0 22,27 22,29 22,28 22,28 ± 0,01

PEC 12 21,11 21,23 20,98 21,11 ± 0,13

PEC 23 19,56 19,82 19,78 19,72 ± 0,14

PEC 42 19,12 19,25 18,98 19,12 ± 0,14

PEC 60 18,69 18,77 18,73 18,73 ± 0,04

PEG 0 24,04 24,10 24,07 24,07 ± 0,03

PEG 12 22,03 22,12 21,97 22,04 ± 0,08

PEG 23 20,85 20,86 20,86 20,86 ± 0,00

PEG 42 21,15 21,07 20,98 21,07 ± 0,09

PEG 60 20,19 26,19 23,19 23,19 ± 3,00

PEL 0 23,03 23,11 23,07 23,07 ± 0,04

94

PEL 12 21,71 21,41 21,61 21,58 ± 0,15

PEL 23 19,78 19,70 19,74 19,74 ± 0,04

PEL 42 18,56 18,28 18,74 18,53 ± 0,23


Abreviación:






X: Promedio

95

Tabla N° 13: Valores de Fuerza Máxima (N) para geles cilíndricos elaborados con

pasta de salmón y con adición de algas secas en polvo, en concentraciones de 2%, 4%

y 8%.

Concentración de alga seca en

polvo (%) Muestra

F(N)

1 F(N)

2 F(N)

3 X

DS

0 PCS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 PCS 6,57 6,08 5,87 6,17 ± 0,36

4 PCS 9,17 8,98 9,08 9,08 ± 0,10

8 PCS 13,28 13,73 13,50 13,50 ± 0,22

0 PGS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 PGS 12,78 12,35 12,57 12,57 ± 0,22

4 PGS 18,08 19,75 18,91 18,91 ± 0,84

8 PGS 30,00 27,55 28,77 28,77 ± 1,23

0 PUS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 PUS 10,21 10,27 10,24 10,24 ± 0,03

4 PUS 13,45 15,51 14,48 14,48 ± 1,03

8 PUS 20,81 21,95 21,38 21,38 ± 0,57

0 PRS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 PRS 8,93 8,10 8,52 8,52 ± 0,41

4 PRS 9,69 11,62 10,65 10,65 ± 0,96

8 PRS 24,01 24,38 24,20 24,20 ± 0,18

0 PLS 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 PLS 8,87 8,92 8,89 8,89 ± 0,02

4 PLS 10,64 10,29 11,18 10,71 ± 0,45

8 PLS 19,20 18,59 18,59 18,79 ± 0,35

0 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

2 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

4 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25

8 P 6,78 6,35 6,77 6,63 ± 0,25 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

96


Abreviación:

P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca. PGS: Pasta

de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición de alga Ulva

lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica

(Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.


X: Promedio

Tabla N° 14: Valores de Módulo de Elasticidad (Kpa) para geles cilíndricos elaborados

con pasta de salmón y con adición de algas secas en polvo, en concentraciones de

2%, 4% y 8%.

Concentración de alga seca en

polvo (%) Muestra

E (Kpa)1

E (Kpa) 2

E (Kpa) 3

X

DS

0 PCS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 PCS 2,76 3,13 2,21 2,70 ± 0,46

4 PCS 3,28 3,17 3,43 3,29 ± 0,13

8 PCS 4,81 5,28 4,88 4,99 ± 0,25

0 PGS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 PGS 4,81 4,07 4,03 4,30 ± 0,44

4 PGS 5,26 4,13 4,57 4,65 ± 0,57

8 PGS 6,52 6,51 5,49 6,17 ± 0,59

0 PUS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 PUS 4,03 2,63 3,36 3,34 ± 0,70

4 PUS 4,86 4,70 4,53 4,69 ± 0,17

8 PUS 5,14 7,24 5,40 5,92 ± 1,15

0 PRS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 PRS 3,67 3,66 3,61 3,65 ± 0,03

4 PRS 4,37 4,29 3,99 4,22 ± 0,20

8 PRS 6,69 6,06 5,96 6,23 ± 0,39

97

0 PLS 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 PLS 2,35 2,73 2,47 2,63 ± 0,20

4 PLS 5,26 4,13 4,33 3,64 ± 0,61

8 PLS 6,52 6,49 5,49 5,14 ± 0,59

0 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

2 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

4 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20

8 P 1,46 1,85 1,72 1,67 ± 0,20 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)


Abreviación:

P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina seca. PGS: Pasta

de salmón con adición de alga Gracilaria chilensis seca. PUS: Pasta de salmón con adición de alga Ulva

lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica

(Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.


X: Promedio

98

Tabla N° 15: Tiempos de inducción (horas) para muestras de aceite de salmón con

adición de extractos algales.

Muestra 1 2 X DS

As 4,17 3,98 4,08 ± 0,13

AsC 4,61 3,88 4,25 ± 0,42

AsL 0 0 - -

AsG 5,33 4,92 5,13 ± 0,29

AsU 0 0 - -

AsR 0 0 - - Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:

As: Aceite de salmón. AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea Antarctica

(Cochayuyo). AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsG:

Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AsU: Aceite de salmón con adición de

extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AsR: Aceite de salmón con adición de extracto de Rhodymenia

corallina.


X: Promedio

99

Tabla N° 16: Tiempos de inducción (horas) para muestras de aceite de CANOLA con

adición de extractos algales.

Muestra 1 2 3 X DS

Ac 14,80 14,50 14,70 14,67 ± 0,15

AcC 19,30 18,90 18,50 18,90 ± 0,40

AcL 15,20 15,10 14,80 15,03 ± 0,21

AcG 15,60 15,40 15,10 15,37 ± 0,25

AcU 14,60 14,50 14,30 14,47 ± 0,15

AcR 14,70 14,60 14,50 14,60 ± 0,10 Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:

Ac: Aceite de CANOLA. AcC: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Durvillaea antarctica

(Cochayuyo). AcL: Aceite de CANOLA con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AcG:

Aceite de CANOLA con adición de extracto de Gracilaria chilensis. AcU: Aceite de CANOLA con adición

de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar). AcR: Aceite de CANOLA con adición de extracto de

Rhodymenia corallina.


X: Promedio

Tabla N° 17: Índice de peróxidos IP (meq O2/Kg de aceite) en muestras de aceite de

salmón adición de extractos algales, calentadas por 4 horas a 80°C.

Muestra Tiempo (horas) 1 2 3 X DS

As 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 As 1 16,52 15,89 17,03 16,48 ± 0,57 As 3 20,23 19,25 21,11 20,20 ± 0,93 As 4 20,12 21,23 20,78 20,71 ± 0,56

AsU 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsU 1 12,28 11,78 12,62 12,23 ± 0,42 AsU 3 13,68 12,98 13,87 13,51 ± 0,47

100

AsU 4 13,21 12,77 13,52 13,17 ± 0,38 AsL 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsL 1 10,02 9,78 10,89 10,23 ± 0,58 AsL 3 12,19 11,62 12,89 12,23 ± 0,64 AsL 4 14,06 13,78 14,21 14,02 ± 0,22 AsR 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsR 1 10,72 9,78 11,02 10,51 ± 0,65 AsR 3 10,78 9,89 11,23 10,63 ± 0,68 AsR 4 10,98 11,65 10,71 11,11 ± 0,48 AsC 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsC 1 5,57 5,11 4,98 5,22 ± 0,31 AsC 3 6,75 6,98 5,89 6,54 ± 0,57 AsC 4 7,97 7,25 8,12 7,78 ± 0,47 AsG 0 5,26 4,62 5,76 5,21 ± 0,57 AsG 1 6,91 5,84 6,35 6,37 ± 0,54 AsG 3 7,98 7,68 8,52 8,06 ± 0,43 AsG 4 8,67 7,89 8,97 8,51 ± 0,56

Los resultados están expresados como media aritmética ± su desviación estándar (n=3)

Abreviación:

As: Aceite de salmón. AsU: Aceite de salmón con adición de extracto de Ulva lactuca (Lechuga de mar).

AsL: Aceite de salmón con adición de extracto de Phorphyra columbina (Luche rojo). AsR: Aceite de

salmón con adición de Rhodymenia corallina. AsC: Aceite de salmón con adición de extracto de Durvillaea

antarctica (Cochayuyo). AsG: Aceite de salmón con adición de extracto de Gracilaria chilensis.


X: Promedio

101

ANEXO N° 9

CROMOTOGRAMA DE UNA MUESTRA PARA LA DETERMINACIÓN DE TOCOFEROLES

102

ANEXO N° 10

DETERMINACION DE ÁCIDOS GRASOS PARA UNA MUESTRA ESTUDIADA

103

ANEXO N° 11

Fotos de geles cilíndricos elaborados con pasta de salmón con adición de algas secas

en polvo, realizados para Análisis textural (gelificación de proteínas).

Nomenclatura: P: Pasta de salmón. PRS: Pasta de salmón con adición de alga Rhodymenia corallina

seca. PGS: Pasta de salmón con adición con alga Gracilaria chilensis seca. PUS:

Pasta de salmón con adición de alga Ulva lactuca (Lechuga de mar) seca. PCS: Pasta

de salmón con adición de alga Durvillaea antarctica (Cochayuyo) seca. PLS: Pasta de

salmón con adición de alga Phorphyra columbina (Luche rojo) seca.

Muestras con adición de 8% de alga seca en polvo

P PRS PLS PUS PGS PCS

104

ANEXO N° 12 EQUIPOS EMPLEADOS

Figura N°1: Equipo Espectrofotómetro ATI Unicam UV/Vis Spectrometer UV3-200.

Figura N°2: Rotavapor marca Büchi, modelo R – 205.

105

Figura N°3: Cromatógrafo de gases: Hewlett-Packard modelo 5860 serie 2, con

detector de ionización de llama, gas portador H2.

Figura N°4: HPLC Merck Hitachi para Tocoferoles.

106

Figura N°5: Equipo Rancimat 679 Metrohm

Figura N°6: Equipo Hunter-Labscan

107

Figura N°7: Máquina universal de ensayo de materiales Lloyd Instruments Limited

modelo LR5K.

Figura N°8: Mezclador Waring Blender 7012S

108

Figura N°9: Balanza analítica Precisa 125A

Figura N°10: Procesadora de alimentos Moulinex

109

ANEXO N° 13

Esquema de estudios realizados

Extracto de alga + Aceite de CANOLA

Extracto de alga + Aceite de Salmón

Extracto de alga + Pasta de salmón

Alga seca + Pasta de salón

Polifenoles

Indice de peróxido Tiempo de Inducción

Analisis textural

Indice de polieno Indice de peróxido EPA-DHA Tocoferoles Analisis de color

2

5

4

3

Extracto de alga

Tiempo de Inducción

Actividad capturadora de radicales libres

1

Algas

Extracto de alga

Documents

UNIVERSIDAD DE CHILE PROFESOR PATROCINANTE DIRECTOR€¦ · algas y el índice de peróxido sobre aceite de salmón adicionado con extractos de algas, obteniéndose en el primero