Universidad de Córdoba E.B.T. Universidad de Córdoba ...y, sobre todo, por abrirme las puertas a un mundo tan increíble como es la apicultura y compartir conmigo la pasión que

Universidad de Córdoba E.B.T. Universidad de Córdoba

ESCUELA TÉCNICA SUPERIOR

DE INGENIERÍA AGRONÓMICA Y DE MONTES

DEPARTAMENTO DE CIENCIAS Y RECURSOS AGRÍCOLAS Y FORESTALES

TRABAJO PROFESIONAL FIN DE CARRERA

“Evaluación ambiental del uso de plaguicidas mediante

estaciones de biomonitoreo con colonias de Apis mellifera en

las provincias de Badajoz, Córdoba y Valencia”

ALUMNA: Alicia Díaz García

DIRECTORES: Dr. D. Enrique Quesada Moraga

Dr. D. José Antonio Ruiz Martínez

TITULACIÓN: Ingeniero Agrónomo

PLAN DE ESTUDIOS: 2000

Córdoba, septiembre 2016

Este estudio ha sido parcialmente financiado por los siguientes proyectos:

“Evaluación medioambiental de pesticidas mediante estaciones de biomonitoreo con colonias

de Apis mellifera. Posible uso para la certificación de producción integrada en Extremadura”.

Gabinete de Iniciativa Joven. Presidencia Junta de Extremadura. (Asistencia Técnica: DAGIJ-

2006-1-74)

“Evaluación de la contaminación urbana en el municipio de Córdoba mediante el empleo de Apis

mellifera como bioindicadores ambientales” (2006/000228), la Concejalía de Medio Ambiente

del Ayuntamiento de Córdoba.

“Desarrollo y puesta en marcha de una red de estaciones de biomonitoreo con colonias de Apis

mellifera para la evaluación a tiempo real de la contaminación urbana en el municipio de

Córdoba”. Secretaría de Estado de Cambio Climático de la Dirección General de Calidad y

Evaluación Ambiental, del Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino (PC 199-003,

2008-2011).

“Intoxicaciones con plaguicidas en colonias de Apis mellifera de la comunidad valenciana”

Asociación de Defensa Sanitaria Apícola de la comunidad valenciana (2012).

D. Enrique Quesada Moraga, Catedrático de Entomología Agrícola del Departamento

de Ciencias y Recursos Agrícolas y Forestales de la E.T.S.I.A.M., Universidad de Córdoba.

D. José Antonio Ruiz Martínez, Doctor en Veterinaria y Técnico Apícola.

INFORMAN:

Que el Trabajo Profesional Fin de Carrera titulado “Evaluación ambiental del uso de

plaguicidas mediante estaciones de biomonitoreo con colonias de Apis mellifera en las

provincias de Badajoz, Córdoba y Valencia” realizado por Alicia Díaz García, alumna de

la Escuela Técnica Superior de Ingenieros Agrónomos y Montes, reúne los requisitos

necesarios para su defensa.

Y para que así conste, firman el presente en Córdoba a 9 de Septiembre de dos mil

dieciséis.

Fdo: D. Enrique Quesada Moraga Fdo: D. José Antonio Ruiz Martínez

Fdo: Alicia Díaz García

A Peke

Agradecimientos

A mis directores de proyecto: el Dr. Enrique Quesada Moraga, por creer en mí y en mis

capacidades y ayudarme siempre que lo he necesitado, por su actitud positiva y

pragmática a la hora de abordar este último paso, que logró contagiarme y, por

supuesto, por transmitirme sus conocimientos, tanto durante la realización de este

trabajo como en las asignaturas que me ha impartido durante la carrera, que han sido,

sin lugar a dudas, las que más me han motivado. Al Dr. José Antonio Ruiz Martínez, al

que más que un director considero un amigo, por su infinita paciencia, por preocuparse

por mí y animarme siempre, por la ayuda que me ha prestado en los momentos duros

y, sobre todo, por abrirme las puertas a un mundo tan increíble como es la apicultura y

compartir conmigo la pasión que él siente hacia el mismo. Mil gracias a los dos, de todo

corazón.

A Daniel, mi peke, el amor de mi vida, mi compañero, sin el cual, no hubiese sido capaz

de terminar este proyecto. Gracias por no dejarme caer, por estar ahí para mí

absolutamente siempre, por creer en mí en cada paso del camino, incluso cuando ni yo

misma lo hacía, por recordarme cada día lo que es verdaderamente importante, por

todas esas conversaciones interminables que finalmente que dieron sus frutos y,

simplemente, por ser como eres, mi persona favorita en el mundo. Sin tu cariño y tu

apoyo, esto no hubiese sido posible.

A mis padres, Antonio y Alicia, que me han permitido poder estudiar esta carrera y me

han apoyado y animado con ilusión y cariño en los momentos en los que lo he

necesitado. Gracias por esta ahí.

A Inmaculada Garrido, por ayudarme siempre que he acudido a ella y por su infinita

amabilidad y paciencia. Eres un amor, Inma.

A Fernando, por no rendirse conmigo y creer en mí.

Y por último, aunque no menos importante, quiero dar las gracias a todos aquellos

amigos con los que he compartido buenos momentos, en particular, Lau, Mon y Mary,

mis “chicas velvet”, que siempre me hacen sonreír y con las que me lo paso genial. Y,

especialmente, quiero dar las gracias a mi amiga Ana, mi “compi” de la carrera, una

persona buena de verdad, amable y divertida, con la que he pasado muy buenos

momentos durante estos años de universidad. Gracias por preocuparte por mí, saber

escuchar, darme ánimos cuando sabías que lo necesitaba y arrancarme una sonrisa cada

vez que nos veíamos. Gracias Ana.

A TOD@S, GRACIAS.

Resumen La abeja de la miel, Apis mellifera Linnaeus 1758, es un insecto de gran importancia ecológica

y económica, cuyo manejo técnico actual es sencillo y de coste reducido, lo que convierte a la especie en un excelente organismo bioindicador de la contaminación ambiental por plaguicidas. El presente trabajo aborda por primera vez en España el empleo de la abeja de la miel para evaluar el riesgo ambiental derivado del empleo de plaguicidas en distintas localizaciones y diferentes periodos de seguimiento. Para ello, estaciones de biomonitoreo constituidas por dos colonias de Apis mellifera iberiensis y equipadas con una jaula modelo underbasket para la recolección de abejas muertas, fueron ubicadas estratégicamente en las provincias de Badajoz, Córdoba y Valencia. Se instalaron dos estaciones en Badajoz, en el año 2007, en zonas agrícolas; cinco en Córdoba, en el año 2010, en zonas agrícolas, urbanas y forestales y dos estaciones en Valencia, en el año 2012, en zonas agrícolas. De cada una de esas estaciones se recolectaron, semanalmente, muestras de abejas muertas durante los meses de primavera y verano. Los residuos de plaguicidas presentes en aquellas muestras en las que se superó el umbral crítico de mortalidad de 250 abejas muertas por semana y estación fueron determinados mediante cromatografía de gases combinada con espectrometría de masas (GC-MS, HPLC-MS, GC-MS/MS, LC-MS/MS). El procesamiento de los datos de mortalidad de abejas y presencia de plaguicidas permitió calcular, para cada estación y mes, el Índice de Riesgo Ambiental (IEH: Index Environmental Hazard), basado en la toxicidad y la persistencia de cada sustancia activa detectada. En Badajoz, el 40% de las muestras superó el umbral crítico de mortalidad y se detectaron un total de 6 materias activas, de las cuales, la más frecuente fue el fenitrotión, excluida del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (314) en el año 2007. En esta provincia, el IEH más preocupante fue B2 (importante) y el obtenido con mayor frecuencia fue B3 (extendido). En Córdoba, el 50% de las muestras superó el umbral crítico de mortalidad, encontrándose gran variabilidad según las estaciones. Así, en la estación CO1, ubicada en una parcela del Centro de Experimentación Agraria IFAPA, ninguna de las muestras tomadas superó el umbral. Sin embargo, en la estación CO5, ubicada en una cantera abandonada localizada al oeste de la ciudad, la totalidad de las muestras superaron el umbral. En esta provincia, se detectaron 4 materias activas distintas y una de ellas, el carbaril, que también fue excluida del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (314) en el año 2007, apareció en 18 de las 19 muestras analizadas que resultaron positivas a plaguicidas. Los IEH más elevados registrados en Córdoba fueron B3 (extendido) y C1 (medio) y el obtenido con mayor frecuencia fue D4 (ausente). En Valencia, en la estación VA1, ubicada en Barxeta, un 29,4% de las muestras superaron el umbral crítico de mortalidad, mientras que en la estación VA2, ubicada en Montroi, el porcentaje ascendió al 68,4% del total de las muestras recogidas. En esta provincia, se detectaron un total de 11 materias activas, siendo las más frecuentes el ometoato, excluida del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (314) en el año 2002, y el dimetoato. De las tres provincias de estudio, fue Valencia aquella en la que se registró el IEH más alarmante (A4: considerable). Sin embargo, el IEH obtenido con mayor frecuencia fue D4 (ausente).De acuerdo a los resultados obtenidos, el biomonitoreo con estaciones de A. mellifera puede constituir una herramienta válida a la hora de obtener información de interés acerca del riesgo medioambiental y la sostenibilidad del uso de plaguicidas en un área determinada a lo largo del tiempo. Por esta razón, el control de la repercusión medioambiental de la contaminación por plaguicidas con bioindicadores como A. mellifera, y no solo con los análisis fisicoquímicos, debería considerarse como práctica habitual, sistemática y obligatoria recogida en la legislación vigente. De otro modo, en su defecto, este tipo de estudios podría utilizarse para la certificación de una producción agraria realmente respetuosa con el medioambiente.

Palabras clave: Apis mellifera, bioindicador, biomonitoreo, plaguicidas, riesgo medioambiental.

ÍNDICE

1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 1

1.1. ORIGEN Y DESARROLLO DE LA AGRICULTURA...................................................................... 1

1.2. AGRICULTURA Y MEDIOAMBIENTE ................................................................................... 4

1.3. LOS PLAGUICIDAS Y SU USO EN AGRICULTURA .................................................................... 5

1.4. CONTAMINACIÓN AMBIENTAL POR PLAGUICIDAS ................................................................ 7

1.4.1. Medioambiente ............................................................................................... 8

1.4.2. Salud humana ................................................................................................ 10

1.4.3. Organismos no diana .................................................................................... 10

1.5. EVALUACIÓN DEL RIESGO AMBIENTAL DEL USO DE PLAGUICIDAS .......................................... 11

1.6. UTILIZACIÓN DE BIOINDICADORES EN EVALUACIÓN MEDIOAMBIENTAL .................................. 14

1.7. COLONIAS DE APIS MELLIFERA COMO BIOINDICADORES ..................................................... 17

1.8. LA ABEJA MELÍFERA COMO BIOINDICADOR DE PLAGUICIDAS ................................................ 23

1.9. OBJETIVOS ............................................................................................................... 26

2. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................... 27

2.1. BIOMONITOREO ........................................................................................................ 27

2.1.1. Composición de las estaciones de biomonitoreo .......................................... 27

2.1.2. Localización de las estaciones de biomonitoreo ........................................... 30

2.1.3. Sistema de biomonitoreo .............................................................................. 34

2.1.4. Toma de muestras ......................................................................................... 34

2.2. ANÁLISIS DE PLAGUICIDAS ........................................................................................... 36

2.2.1. Determinación de organofosforados, carbamatos y piretroides .................. 37

2.2.2. Determinación de neonicotinoides ................................................................ 38

2.2.3. Determinación de clorpirifos etil y del resto de plaguicidas ......................... 39

2.3. CÁLCULO DEL ÍNDICE DE RIESGO AMBIENTAL (IEH) .......................................................... 40

2.3.1. Clase de Mortalidad ...................................................................................... 40

2.3.2. Índice de Toxicidad de los Plaguicidas (IPT) .................................................. 40

2.3.3. Índice de Riesgo Ambiental (IEH) .................................................................. 43

3. RESULTADOS ...................................................................................................... 45

3.1. MORTALIDAD DE ABEJAS ............................................................................................. 45

3.2. PRESENCIA DE PLAGUICIDAS ......................................................................................... 48

3.3. ÍNDICE DE RIESGO AMBIENTAL ..................................................................................... 54

4. DISCUSIÓN ......................................................................................................... 59

5. CONCLUSIONES .................................................................................................. 65

6. BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................... 67

7. INDICE DE TABLAS............................................................................................... 77

8. ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................. 79

ANEXO .................................................................................................................. 81

1. INTRODUCCIÓN

Introducción

1

1. INTRODUCCIÓN

1.1. Origen y desarrollo de la agricultura

Uno de los acontecimientos más significativos en la historia de la humanidad fue el

descubrimiento que hizo el ser humano de su capacidad para manejar plantas de las que

obtenía sus alimentos (De Bauer, 2009).

Los cambios climáticos, la incertidumbre diaria de conseguir suficientes alimentos y

la desaparición de los grandes mamíferos obligaron al ser humano a cambiar su

condición de recolector y cazador a agricultor y ganadero (De Bauer, 2009). Según

Maroto (1998), la agricultura surgió alrededor del 9000 a.d.C en la época conocida como

Neolítico y en una zona de terreno bautizada por los arqueólogos como “Creciente

fértil”, que se corresponde actualmente con el área en forma de media luna que va

desde Egipto hasta los ríos Tigris y Éufrates.

La adopción de la actividad agrícola tuvo, sin duda, consecuencias trascendentales

para la humanidad. El ser humano reemplazó el nomadismo por el sedentarismo, dando

lugar a los primeros asentamientos y a las futuras civilizaciones, comenzó a modificar

los ecosistemas naturales al favorecer a algunas especies vegetales en detrimento de

otras y, al disponer de alimentos de forma segura, pudo desarrollar mejor sus facultades

intelectuales, lo que posibilitó la invención de nuevos útiles y herramientas y el

surgimiento de técnicas, artes y oficios. Todo ello derivó en la que se considera la

consecuencia más destacada del surgimiento de la agricultura, el incremento

poblacional, que, en lo político y en lo socioeconómico, ha modificado la faz de la Tierra

(De Bauer, 2009).

Los sistemas de aprovisionamiento de alimentos, como necesidad primaria del ser

humano, han evolucionado a través del tiempo. En forma muy amplia, se distinguen tres

fases: la agricultura preindustrial, la agricultura industrial y la agricultura del siglo XX (De

Bauer, 2009).

Introducción

2

Durante la fase de agricultura preindustrial, que comprende desde el inicio de la

agricultura (9000 a.d.C) hasta la edad moderna (siglos XVI y XVII), el ser humano practica

una agricultura de subsistencia, es decir, produce lo necesario para garantizar la

seguridad alimentaria de su comunidad. Se trata de una agricultura tradicional, que

depende casi exclusivamente de los ciclos de la naturaleza y es muy vulnerable a las

catástrofes. Es poco productiva y se caracteriza por la dependencia de los factores físicos

y el empleo de técnicas y herramientas arcaicas. Durante esta fase, el cambio técnico

tiene lugar de manera lenta y progresiva y es a partir del siglo XVIII cuando se inicia una

fase de creciente aplicación de energía y de tecnología a la producción agraria en

muchas zonas del mundo (De Bauer, 2009; Studer, 2016).

La obligación de responder a la necesidad acuciante de alimentar a una población en

continuo aumento constituye el motor de cambio para el paso de la agricultura

preindustrial a una agricultura más desarrollada (agricultura industrial). Tal paso

comienza en la segunda mitad del siglo XVIII y se potencia durante el siglo XIX a lo largo

de diversas líneas de desarrollo tales como una búsqueda incesante de las técnicas

agrícolas óptimas, una importancia creciente de la mecanización y la selección de nuevas

variedades y razas adaptadas a las nuevas condiciones de cultivo (Cubero y Moreno,

1991)

En el siglo XIX y hasta mediados del siglo XX, el ser humano, acorde con la

industrialización y el desarrollo tecnológico de la época, tecnifica la producción de

alimentos. Avances en investigación científico-técnica como la invención de la segadora

mecánica (Cyrus Hall McCormick, 1838), el empleo de abono químico para fertilizar

tierras (Justus von Liebig, 1845) o el descubrimiento de las Leyes de la Herencia (Gregor

Mendel, 1865) y de la heterosis del maíz (George H. Shull, 1906), permiten incrementar

la producción de alimentos y practicar una agricultura más eficiente (De Bauer, 2009).

A mediados del siglo XX, como producto de la investigación científica, surge lo que se

conoce como “revolución verde”, que supone el paso hacia una agricultura basada en el

productivismo. Impulsada por la generación de variedades de arroz y trigo con alto

potencial de rendimiento y adoptada, de manera extensa y rápida, por los agricultores

Introducción

3

de varios países en desarrollo a fines del decenio de 1960 y a principios de los 70, la

revolución verde trae consecuencias significativas para el nivel de vida de los

consumidores y productores de estos países. Sin embargo, también supone un

incremento acelerado en el uso de factores de producción como fertilizantes

nitrogenados y agua de riego. Por tanto, el modelo de agricultura productivista que

surge como resultado de esta revolución, basado en el monocultivo, la mecanización y

los agroquímicos, no solo supone una mejora en los rendimientos, sino que, desde su

inicio trae consigo consecuencias negativas como la degradación del medioambiente y

la generación de excedentes de producción sin solucionar el problema del hambre en el

mundo (Carson, 1962; Cubero y Moreno, 1991)

A lo largo del siglo XX, la progresión de las líneas anteriormente mencionadas deja de

ser lineal para convertirse en exponencial, absorbiendo todo lo que la tecnología pone

a su disposición. Se incorporan de este modo el uso de nuevos compuestos químicos

para luchar contra plagas, enfermedades y malas hierbas, la fabricación de abonos en

sustitución de los naturales, las técnicas de cultivo intensivo, la mecanización total de

las operaciones agrícolas y nuevos métodos de mejora genética, con la incorporación de

técnicas de biología molecular (Cubero y Moreno, 1991)

Sin embargo, aunque la tecnificación de la agricultura favorece el incremento de los

rendimientos de los cultivos, genera impactos negativos que ponen en peligro la

alimentación de las generaciones futuras sin lograr solucionar el problema de la

distribución de los alimentos en el mundo. Por tanto, frente al modelo de agricultura

productivista del siglo XX, surgen dos modelos alternativos: la producción agraria

ecológica y la agricultura sostenible (Studer, 2016).

El modelo de producción agraria ecológica, en algunas de sus distintas variantes,

parece renunciar a los avances científico-técnicos y a los aspectos positivos de la

revolución verde que permitieron un gran desarrollo agrario. La vuelta a métodos

ancestrales de producción agraria originaría un incremento excesivo de los precios de

los alimentos y una necesidad de aumentar la superficie agraria cultivada en detrimento

Introducción

4

de la forestal, para no poner en peligro la producción global de producción de alimentos

mundiales (Jiménez-Díaz, 1998).

Por ello, entre las dos visiones de agricultura productivista y producción agraria

ecológica, aparece el concepto de agricultura sostenible, que es aquella que satisface

las necesidades alimenticias del presente, asegurando las de las generaciones venideras

(Jiménez-Díaz, 1998).

En el siglo XIX, la agricultura se enfrenta al reto de producir más alimentos,

disponiendo de menos recursos, a fin de alimentar a una población creciente. Se calcula

que hacia el año 2050, la población de la Tierra habrá aumentado en 2.000 millones de

personas, hasta alcanzar los 9000. Garantizar la seguridad alimentaria para toda esa

población bajo la amenaza del cambio climático, que agota las tierras y el agua

disponible, no será tarea fácil. Será necesario, por tanto, adoptar métodos de

producción más eficaces que permitan satisfacer la creciente demanda de alimentos sin

perjudicar los recursos naturales y el medioambiente (FAO, 2009; Comisión Europea,

2012).

1.2. Agricultura y medioambiente

A pesar de los progresos registrados en las últimas décadas en materia

medioambiental, Europa se enfrenta a retos de gran envergadura. La contaminación

ambiental, el cambio climático, la pérdida de biodiversidad y la degradación del suelo

constituyen, a día de hoy, problemas de primer orden que ponen en riesgo los

equilibrios ecológicos que sustenta la vida (Agencia Europea de Medio Ambiente, 2015).

Para solventar estos problemas es necesario que se produzcan cambios, tanto en los

modelos de producción como en las pautas de consumo, orientados hacia la protección

del entorno natural y el uso eficiente de los recursos.

Las actividades agrarias pueden acarrear efectos indeseados sobre la calidad del aire,

el agua y el suelo, entre otras razones, como consecuencia del empleo de plaguicidas y

Introducción

5

fertilizantes, lo que hace necesario un cambio de modelo orientado hacia una

producción más sostenible y respetuosa con el medioambiente. No en vano, la Unión

Europea puso en marcha, en 2006, una estrategia temática que culminó con la

aprobación de la Directiva 2009/128/CE de Uso Sostenible de Plaguicidas, ya

transpuesta a todos los estados miembros. Su intención era reducir los riesgos

medioambientales derivados del uso de estas sustancias y fomentar la gestión integrada

de plagas y el empleo de alternativas no químicas.

A pesar de ello, en la edición 2015 del anuario estadístico sobre agricultura, ganadería

y pesca, publicado por la Unión Europea, se muestra a España como el país con mayor

consumo de plaguicidas del conjunto de los 28 estados miembros. Por este motivo se

hace necesario no solo controlar los residuos de estos productos en los alimentos, sino

vigilar su presencia en el medioambiente.

1.3. Los plaguicidas y su uso en agricultura

Desde los inicios de la agricultura, los agricultores han visto amenazados sus cultivos

por agentes que pueden originar plagas (fitófagos), organismos que son capaces de

originar enfermedades (fitopatógenos) y plantas adventicias, comúnmente

denominadas malas hierbas, que resultan no deseables por competir con las plantas

cultivadas por agua y nutrientes.

Existen pocas plantas que escapen al ataque de estos agentes, pero han sido las

condiciones agrícolas de intensificación de la producción a través de formaciones

monoespecíficas, nuevas variedades de consumo, uso intensivo de fertilizantes y

modificación de ambientes hacia condiciones de mayor desarrollo vegetal, las que han

originado un desmesurado incremento de la actividad de estos organismos (Casida y

Quistad, 1998).

Estos agentes nocivos pueden originar importantes pérdidas de cosecha, que si no se

adoptan medidas de control, pueden llegar a suponer un 49% para trigo, un 77% para

Introducción

6

arroz y un 68% para maíz (Oerke, 2005). Estos tres cultivos, junto con la patata,

constituyen el 60% del aporte calórico de nuestra dieta (FAO, s.f.). Por este motivo, para

salvaguardar el elevado nivel de productividad necesario para hacer frente a las

necesidades alimenticias de la población, resulta vital prevenir o reducir estas pérdidas

(Oerke, 2005).

El empleo de productos químicos naturales o sintéticos capaces de ejercer

alteraciones fisiológicas sobre los organismos nocivos de las plantas cultivadas ha

constituido sin lugar a duda uno de los grandes avances de la agricultura y un claro

exponente de la revolución verde (Casida y Quistad, 1998).

La aparición de los primeros plaguicidas químicos de uso agrícola data de mediados

del siglo XVI, en 1630 se empiezan a usar en Francia derivados del arsénico como

insecticidas para el tratamiento de semillas, la nicotina se emplea por primera vez como

insecticida en 1690, y más tarde, ya a principios del siglo XIX, comienzan a utilizarse

insecticidas de origen botánico como el pelitre y la rotenona (Casida y Quistad, 1998;

Polyrakis, 2009).

A partir de entonces y hasta el estallido de la Segunda Guerra Mundial, empiezan a

utilizarse de forma generalizada diferentes productos para proteger a los vegetales.

Fundamentalmente se trata de sustancias químicas de naturaleza inorgánica: azufre;

arseniatos de plomo, calcio y sodio; fluoruros y fluosilicatos; jabones, etc. (Jones, 1973;

Polyrakis, 2009).

Es al final de la contienda cuando se inicia la química agrícola moderna con la

introducción de los insecticidas orgánicos sintéticos, el primero de los cuales fue el DDT,

compuesto de la familia de los organoclorados cuyas propiedades insecticidas fueron

descubiertas en 1939 por Paul Müller (Ware y Whitacre, 2004). Posteriormente, la

aparición de otros insecticidas sintéticos -los organofosforados en los años 60, los

carbamatos en los 70 y los piretroides en la década de los 80- y a introducción de los

herbicidas y los fungicidas en 1970-1980, contribuye en gran medida a la protección de

cultivos y a la producción agrícola (Casida y Quistad, 1998; Aktar et al., 2009).

Introducción

7

Desde la década de los 80 hasta la actualidad, han aparecido nuevos grupos de

sustancias químicas y, actualmente, el número de plaguicidas existentes a nivel mundial

es superior a 10.000, de los cuales sólo se utilizan entre 600 y 800, mientras que el

número de combinaciones comerciales asciende a 12.000. Para el año 2050 se

pronostica que la producción global de plaguicidas puede alcanzar los 10 millones de

toneladas métricas (Polyrakis, 2009; Brittain y Potts, 2011).

Hoy en día, los plaguicidas son ampliamente utilizados en los agroecosistemas para

preservar de forma económica y eficaz al menos parte de la producción potencial de los

cultivos así como la calidad de los productos agrarios, e incluso su valor nutricional y

seguridad (Comisión Europea, 2006a; Damalas y Eleftherohorinos, 2011). Solo en 2013,

se registró en la Unión Europea un consumo de plaguicidas de 360.000 toneladas, con

España a la cabeza con un 19,5%, seguida de Francia (18,7%), Italia (13,8%) y Alemania

(12,3%) (Forti y Henrard, 2016).

Es indudable que el empleo de estos productos ha beneficiado a la humanidad, pero

su uso no ha estado exento de efectos secundarios sobre el medioambiente y los

organismos no diana, tanto artrópodos, parasitoides, depredadores y polinizadores,

como mamíferos, aves y peces, lo que ha impulsado en los últimos 50 años el desarrollo

de normativas, principios, métodos y técnicas que buscan limitar y reducir su empleo

(Aktar et al., 2009).

1.4. Contaminación ambiental por plaguicidas

A mediados del siglo XX no existía una gran preocupación sobre el efecto de los

plaguicidas en la salud humana y medioambiental. Fue a principios de los años 60, en

1962, cuando el libro de Rachel Carson “La primavera silenciosa” reveló importantes

aspectos sobre los efectos perjudiciales de estos compuestos químicos. Esta publicación

sirvió para llamar la atención del público sobre ciertos aspectos como la toxicidad de

muchos plaguicidas en humanos, animales domésticos y vida salvaje, su fitotoxicidad o

su capacidad de transporte y contaminación medioambiental. Existen hoy evidencias

Introducción

8

abrumadoras de que muchos de estos químicos constituyen un riesgo potencial para los

seres humanos y ocasionan efectos indeseables en el medioambiente (Valavanidis y

Vlachogianni, 2011; Aktar el al., 2009).

1.4.1. Medioambiente

Se estima que cuando un plaguicida es empleado para controlar un determinado

agente nocivo, aproximadamente un 47% del producto aplicado se deposita en suelos y

aguas superficiales colindantes o se dispersa en la atmósfera, poniendo en riesgo la

salud medioambiental y pudiendo afectar negativamente a organismos no diana

(vertebrados, invertebrados, microorganismos y plantas) (Ramírez y Lacasaña, 2001;

Polyrakis, 2009)

La atmósfera es, probablemente, el medio más importante para la dispersión de

plaguicidas a larga distancia. Fenómenos como la deriva y la evaporación, que tienen

lugar durante la aplicación por pulverización, la volatilización desde los cultivos y los

suelos agrícolas, la erosión eólica de suelos contaminados y la emisión de contaminantes

durante los procesos de fabricación y eliminación de estos productos contribuyen

enormemente a incrementar la concentración de residuos de plaguicidas en la

atmósfera (Polyrakis, 2009).

La cantidad de producto aplicado que puede perderse como consecuencia de la

deriva oscila entre el 2 y el 25% y, a los pocos días de ser aplicado, entre el 80% y el 90%

del mismo puede volatilizarse e incorporarse a la atmosfera. Las pérdidas ocurridas

durante la pulverización y la volatilización desde áreas agrícolas tratadas son

responsables del 90% de la contaminación atmosférica por plaguicidas. Los residuos de

plaguicidas presentes en el aire atmosférico representan una fuente importante de

exposición para los seres humanos y la fauna y flora silvestre (Aktar, 2009; Polyrakis,

2009).

Introducción

9

Desde la atmósfera, los plaguicidas pueden entrar en contacto con el suelo. Una vez

allí, pueden permanecer meses o incluso años, dependiendo de su persistencia. Existen

plaguicidas persistentes y de naturaleza hidrofóbica que se adhieren fuertemente a las

partículas del suelo, es el caso de algunos insecticidas organoclorados (DDT, endosulfán,

lindano), cuyos residuos siguen aún presentes en el suelo a pesar de estar prohibidos en

agricultura (Doxtader y Croissant, 1992; Andreu y Picó, 2004).

Una de las propiedades de los plaguicidas que más condiciona su destino en el suelo

es su solubilidad Los plaguicidas solubles se disuelven en la fracción líquida del suelo y

pueden contaminar las aguas subterráneas al ser lavados por el agua de lluvia o riego.

En el agua subterránea, debido a la baja disponibilidad de luz, calor y oxígeno, los

plaguicidas se degradan a un ritmo mucho más lento y, por tanto, pueden permanecer

allí durante largos periodos de tiempo. Cuando se detecta la contaminación, suele estar

muy extendida y pueden pasar años hasta que un acuífero se purifique por completo

mediante procesos naturales (Polyrakis, 2009).

Las aguas superficiales y subterráneas se contaminan, principalmente, a través de la

escorrentía, el drenaje y la lixiviación. El agua de lluvia o riego que entra en contacto con

cultivos y terrenos tratados y no penetra en el suelo (agua de escorrentía), contamina

los cursos de agua superficial, que también están expuestos a plaguicidas si se

encuentran próximos al lugar de aplicación, y los fenómenos de drenaje y lixiviación son

las principales vías a partir de las cuales los plaguicidas alcanzan y contaminan las aguas

subterráneas (Polyrakis, 2009). Más allá, el medio acuático es especialmente sensible a

los plaguicidas y su contaminación como consecuencia del empleo de estos compuestos

está muy extendida. Es una de las principales vías a través de la cual los plaguicidas son

transportados desde el lugar en el que son aplicados hasta otras áreas

medioambientales (Aktar el al., 2009; Polyrakis, 2009; UE, 2009a).

Introducción

10

1.4.2. Salud humana

Los usuarios directos que mezclan, transportan, almacenan o aplican estos

productos, al estar expuestas a ellos de manera directa, constituyen el colectivo que

sufre un mayor riesgo de intoxicación aguda. Sin embargo, a consecuencia de la

presencia de residuos de plaguicidas en el aire, el agua y los alimentos, toda la población

en general está expuesta de manera indirecta a estos contaminantes. Según la OMS

(1990), no hay segmento alguno de la población que se encuentre exento del riesgo de

exposición a plaguicidas, siendo este riesgo mayor o menor en función de la toxicidad

de los productos y del grado de exposición a los mismos (Comisión Europea, 2006a;

Damalas y Eleftherohorinos, 2011).

1.4.3. Organismos no diana

Se han publicado numerosos artículos científicos acerca de los efectos de los

plaguicidas sobre los organismos no diana y la biodiversidad que revelan que el uso de

estos compuestos ha contribuido especialmente a la reducción de las poblaciones de

aves, insectos, anfibios y organismos acuáticos. Los efectos sobre estos organismos

pueden producirse como resultado de la exposición directa a estos compuestos o bien

de manera indirecta a través de la reducción de la disponibilidad de alimento (Eyhorn et

al., 2015).

Los productos herbicidas son aplicados en campos de cultivo y otras áreas de manera

generalizada y continua y suponen la eliminación de muchas especies de plantas

silvestres que ofrecen refugio y alimento a insectos beneficiosos, arácnidos y pájaros. El

uso de plaguicidas reduce las poblaciones de estos organismos que, de manera natural,

contribuyen al control de insectos fitófagos. Existen casos en los que, la reducción de las

poblaciones de insectos beneficiosos ha propiciado el desarrollo de ciertas plagas que

antes constituían una amenaza leve. El mal manejo y uso desmesurado de plaguicidas

también puede derivar en el surgimiento de nuevas especies plaga (Eyhorn et al., 2015).

Introducción

11

El uso generalizado de plaguicidas sistémicos, que son absorbidos y transportados a

través de las plantas, se prevé que causará un impacto sustancial en la biodiversidad y

el funcionamiento de los ecosistemas (Eyhorn et al., 2015). Hay estudios que

demuestran que los insecticidas sistémicos del grupo de los neonicotinoides alteran la

capacidad de las abejas de la miel para orientarse y regresar a la colmena y, por este

motivo, constituyen una de las causas de la inexplicable y masiva desaparición que,

desde 2006, está afectando a estos importantes insectos polinizadores (Fischer et al.,

2014; Chensheng et al., 2014).

Para reducir el impacto de los plaguicidas en la salud humana y el medioambiente,

además del empleo de formulaciones más seguras o la implementación de sistemas de

cultivo alternativos menos dependientes de estos productos es necesario evaluar el

riesgo ambiental derivado de su uso (Damalas y Eleftherohorinos, 2011).

1.5. Evaluación del riesgo ambiental del uso de plaguicidas

Muchos de los efectos adversos de los plaguicidas en el medio ambiente dependen

de las interacciones entre las propiedades fisicoquímicas (presión de vapor, la

estabilidad, solubilidad, pKa) del plaguicida, la adsorción y persistencia del compuesto

en el suelo, la diversidad vegetal, la variación climática y factores edáficos como el pH,

el contenido de materia orgánica o la humedad del suelo (Damalas y Eleftherohorinos,

2011).

Además, la toxicidad y ecotoxicidad de las materias activas aplicadas, la condiciones

meteorológicas imperantes durante y después de su aplicación, la capacidad del

plaguicida para persistir en el medio ambiente y aspectos relativos a su aplicación como

la dosis aplicada, los métodos y equipos empleados y las medidas de precaución

tomadas, también condicionan en menor o mayor medida el impacto medioambiental

ocasionado por estos agroquímicos. Las propiedades del suelo y las condiciones

climáticas son los factores más condicionan el destino y el comportamiento de los

plaguicidas en el medio ambiente y, por lo tanto, su actividad, selectividad y potenciales

Introducción

12

efectos adversos sobre los distintos compartimentos ambientales (Damalas y

Eleftherohorinos, 2011).

La evaluación del riesgo que supone el uso de plaguicidas en el medio ambiente no

es un proceso fácil ni particularmente preciso. Esto se debe a las diferencias en los

periodos y niveles de exposición, los tipos de sustancias activas y formulaciones

empleadas (respecto a su toxicidad y persistencia), así como las características

ambientales de las zonas donde los plaguicidas se suelen aplicar (Damalas y

Eleftherohorinos, 2011).

A pesar de ello, existe una necesidad creciente entre los usuarios de plaguicidas, los

consumidores y las autoridades sanitarias y ambientales de obtener más información

sobre el riesgo de estos compuestos para el medio ambiente. Por este motivo, se han

desarrollado varios indicadores capaces de describir el riesgo medioambiental del uso

de plaguicidas (Reus et al., 2002).

Recientemente se ha llevado a cabo en Europa un estudio comparativo en el que se

han aplicado ocho indicadores de riesgo ambiental sobre 15 aplicaciones de plaguicidas.

A pesar de que los ocho indicadores difieren en los parámetros y métodos, su aplicación

para evaluar el riesgo sobre compartimientos ambientales individuales (agua superficial,

agua subterránea y suelo) proporcionó clasificaciones similares para los 15 plaguicidas

aplicados. A este respecto, este trabajo refleja la necesidad de armonizar e incrementar

el uso de este tipo de herramientas en la Unión Europea (Reus et al., 2002).

Tal y como señala el Reglamento (CE) nº 1185/2009, relativo a las estadísticas de

plaguicidas, para desarrollar y poder calcular indicadores de riesgo armonizados que

permitan monitorizar el riesgo relativo al uso de plaguicidas y ayuden a identificar

aquellas áreas y periodos en los que el riesgo para la salud medioambiental es más

elevado, es necesario disponer de estadísticas detalladas, armonizadas, actualizadas y

comparables en todos los Estados miembros sobre el uso de plaguicidas en la U.E. (UE,

2009b; Eurostat, 2012ª y 2012c).

Introducción

13

Por tanto, se requieren datos sobre las sustancias activas, su aplicación y las

características ambientales de aquellas áreas en las que son aplicadas. Sin embargo, a

excepción del tipo de cultivo en el que son aplicados estos productos, no se dispone de

datos homogéneos y comparables sobre los restantes factores (Eurostat, 2012b;

Eurostat, 2012c).

Aunque el riesgo, en un sentido riguroso, no es fácil de definir, muchos indicadores

de riesgo pueden calcularse y agruparse en función de diferentes lógicas y métodos. En

este sentido, y entre otros esfuerzos, se han desarrollado dos proyectos europeos para

proporcionar apoyo con esta cuestión: el proyecto HAIR y el proyecto FOOTPRINT

(Eurostat, 2012c).

El proyecto HAIR (“HArmonized environmental Indicators for pesticide Risk”), ha

desarrollado y evaluado indicadores mejorados del riesgo general de los plaguicidas con

base en una aplicación informática que ha permitido predecir los riesgos asociados con

la exposición a distintos plaguicidas para la salud pública y los ecosistemas (Eurostat,

2012c; Cordis, 2012).

Por su parte, el proyecto FOOTPRINT ha permitido el desarrollo de herramientas,

como la base de datos de propiedades de los plaguicidas (FOOTPRINT PPDB), para el

análisis del impacto de los plaguicidas en Europa tanto a escala nacional como

continental (Eurostat, 2012c).

Basándose en los conceptos desarrollados por estos dos proyectos, desde la Unión

Europea se ha propuesto, en el marco de su Estrategia Renovada de Desarrollo

Sostenible, un indicador agroambiental denominado “pesticide risk”. Este indicador, que

forma parte de un conjunto de 28 indicadores agroambientales propuestos para

supervisar la integración de las consideraciones medioambientales en la política agrícola

común, tiene como objetivo proporcionar una representación sintética del riesgo del

uso de plaguicidas en Europa, empleando para ello la limitada información disponible.

Se calcula como la suma ponderada de la relación exposición/toxicidad de todos los

Introducción

14

grupos químicos de plaguicidas utilizados en Europa (Comisión Europea, 2006b;

Eurostat, 2012c).

A pesar de que se han desarrollado varios indicadores que permiten evaluar el riesgo

potencial de los plaguicidas para la salud humana y el medio ambiente, su empleo no

está exento de dificultades metodológicas o problemas de tipo práctico (tiempo y

costes). Es por ello que existe la necesidad de desarrollar indicadores alternativos,

menos complejos, pero no por ello menos fiables, que permitan evaluar el riesgo del uso

de plaguicidas y de este modo contribuir a la reducción de los posibles efectos negativos

de estos productos sobre el medio ambiente.

1.6. Utilización de bioindicadores en evaluación medioambiental

El principal objetivo del control de la contaminación ambiental es la protección de la

salud humana y del resto de seres vivos (Ruiz et al., 2013). Las metodologías de

supervisión aplicadas están basadas, en su mayor parte, en procedimientos

fisicoquímicos que, por su alta capacidad analítica, proporcionan datos exactos en

cuanto a la concentración de contaminantes en el ambiente. Sin embargo, esta

información no es completa porque sólo una parte de la contaminación tiene una

importancia toxicológica para los organismos. No hay datos sobre la cantidad asimilable

o los efectos biológicos de los agentes contaminantes (Porrini et al., 2002).

Por ello, conocer las concentraciones de contaminantes a partir de los métodos físico-

químicos, siendo importante, significa conocer sólo una parte del problema, puesto que

no permite extraer conclusiones directas del posible daño ambiental sobre el ser

humano y demás seres vivos (Gutiérrez et al., 2015).

Esto conduce a la necesidad de utilizar bioindicadores, ya que si la evaluación de la

contaminación medioambiental tiene por objetivo evitar que la salud de los seres vivos

se vea afectada, entonces es lógico que de alguna manera los propios seres vivos sean

tenidos en cuenta en esta valoración (Ruiz et al., 2013)

Introducción

15

Un bioindicador puede ser definido como una especie o grupo de especies que

reflejan los estados bióticos y abióticos del medio ambiente y cuya observación o

seguimiento nos permite detectar e interpretar los cambios y alteraciones producidos

en un hábitat, una comunidad o un ecosistema (Hodkinson y Jackson, 2005).

La observación y seguimiento en el tiempo de un bioindicador, denominada

biomonitoreo o biomonitorización, permite observar la influencia de los cambios

ambientales en el ciclo de vida del bioindicador. Dichos cambios pueden repercutir en

presencia o ausencia del ser vivo, modificaciones estructurales y/o morfológicas,

variaciones demográficas y/o cambios de comportamiento y acumulación de sustancias

contaminantes particulares en sus tejidos (Porrini et al., 2002). El biomonitoreo es, por

tanto, una metodología de evaluación ambiental que, a diferencia de los métodos

tradicionales, posibilita determinar el impacto de los contaminantes ambientales sobre

la parte viva del medio ambiente (Gorza, 2007).

Entre las ventajas que presenta un estudio con bioindicadores ambientales, Gutiérrez

et al. (2015) señala las siguientes:

La mayoría de los estudios, tanto con un objetivo ecológico como sanitario

demandan, para resultar significativos, conocer si la realidad físico-química del

medio se está reflejando en la realidad biótica. Los bioindicadores podrían

utilizarse para asegurarnos esta relación.

Los bioindicadores permitirían conocer la “biodisponibilidad” de los

contaminantes, es decir, la cantidad de éstos con la que los organismos entran

en contacto realmente.

El enfoque químico no tiene en cuenta ningún efecto aditivo, sinérgico o

antagónico que pudiera producirse.

Introducción

16

En los datos químicos sólo se cuantifican determinadas sustancias, pero éstas,

dentro de los seres vivos pueden experimentar transformaciones

(biotransformación), dando lugar a metabolitos, muchas veces más agresivos

que los productos iniciales (bioactivación).

Las medidas físicas y químicas sólo dan información sobre las condiciones que

existen en los instantes en que se obtienen las muestras. La vigilancia biológica

permite el estudio de las condiciones existentes durante un periodo largo de

exposición a un contaminante.

Los bioindicadores son capaces, además, de evaluar los efectos de impactos no

relacionados directamente con la contaminación.

Existen campos o sectores ambientales, como la política de aguas, donde los

bioindicadores se vienen empleando desde el año 2000. Así en este marco, el estado de

las aguas se clasifica y evalúa en base a un conjunto de indicadores biológicos,

hidromorfológicos y de carácter físico-químico (UE, 2000). Los invertebrados terrestres

comparten con los acuáticos muchas de las características que los hacen valiosos para

ser utilizados como bioindicadores, por lo que se ha propuesto que en un futuro la

implantación de los invertebrados terrestres será similar a la de los acuáticos (Hodkinson

y Jackson, 2005).

Sin embargo, en ambientes terrestres, los bioindicadores aún no cuentan con

suficiente aceptación por parte de los responsables políticos, la administración pública

o el sector privado. Esto puede deberse a la insuficiente estandarización de los métodos

empleados y la consecuente baja comparabilidad de los resultados obtenidos (Klumpp

y Klumpp, 2004), así como a la ausencia de regulación específica para los ambientes

terrestres (Hodkinson y Jackson, 2005).

Algunos invertebrados terrestres, como la abeja melífera, Apis mellifera Linnaeus

1758, pueden ser muy útiles como instrumento de monitorización ambiental, al

Introducción

17

responder, de acuerdo a la naturaleza del contaminante, con variaciones demográficas,

cambios de comportamiento y bioacumulación, al interceptar y asimilar la fracción

biodisponible (Gutiérrez, 2016).

Hasta ahora, estas asunciones no son consideradas por las agencias y organismos de

control ambientales, probablemente porque la evaluación de la calidad ambiental con

bioindicadores está basada sólo en la comparación con instrumentos fisicoquímicos. Así

por ejemplo, el hecho de que las abejas melíferas estén presentes y visiten todos los

sectores ambientales, no es tenido en cuenta (Porrini et al., 2002).

1.7. Colonias de Apis mellifera como bioindicadores

El empleo de A. mellifera como bioindicador se remonta a 1935, cuando Svoboda

señaló las repercusiones negativas de determinados contaminantes industriales sobre

este insecto, y propuso que este himenóptero podría proporcionar importante

información sobre el impacto medioambiental de ciertas industrias en un área

determinada (Crane, 1984)

Efectivamente, A. mellifera reúne la mayoría de los requisitos básicos que la

convierten en un bioindicador ideal (Gutiérrez, 2016):

a) Es una especie bien conocida taxonómicamente y fácilmente identificable por

personas no especialistas. Además, no está declarada como especie amenazada.

Se trata de un insecto social ampliamente estudiado y existe información

abundante sobre aspectos relacionados con su biología, fisiología,

comportamiento y ecología, incluyendo los agentes patógenos que las afectan.

b) Es un insecto abundante, que presenta una amplia área de distribución

geográfica y que constituye, dentro del género Apis, la abeja más utilizada en las

prácticas apícolas de todo el mundo. Por lo tanto, puede ser utilizada en

Introducción

18

ambientes diversos y prácticamente a nivel mundial, posibilitando la realización

de protocolos reproducibles y estandarizables.

c) Las colonias de A. mellifera están sujetas a una rápida y continua regeneración,

lo que se debe a su elevada tasa de reproducción y a su relativamente corta vida

media (entre 4-5 semanas en primavera-verano y 3-4 meses en otoño-invierno).

Esto permite que se puedan tomar muestras representativas regularmente, a

diario inclusive, y asegura la continuidad de estudios a largo plazo (Porrini et al.,

2003).

d) Además, esta especie posibilita la medición de contaminantes emitidos al medio

ambiente en un determinado periodo de tiempo, así como la determinación de

su bioacumulación en los diferentes productos apícolas a largo plazo (Market et

al., 2011). Las abejas melíferas pueden responder de diferentes formas a

aquellas alteraciones ambientales que amenazan su existencia. En el caso de la

emisión de contaminantes al medio ambiente, su respuesta dependerá, entre

otros aspectos, de la naturaleza de los mismos y de su grado de tolerancia a tales

compuestos. Contaminantes como los metales pesados pueden ser acumulados

en sus cuerpos o en los productos de la colmena. Sin embargo, contaminantes

como los plaguicidas, pueden llegar a causarles la muerte. En ambas respuestas,

los parámetros estudiados (residuos y mortalidad) pueden ser cuantificados

(Porrini et al., 2002).

e) Es una especie de gran importancia ecológica y económica. Forma parte de ese

conjunto de animales que llevan a cabo la polinización de numerosas especies

botánicas, tanto silvestres como de interés para la alimentación de personas y

animales. Por tanto, no solo desempeña una función especialmente relevante en

la seguridad alimentaria de nuestro planeta, sino que, desde el punto de vista

ecológico, juega un papel crucial para el mantenimiento de la integridad

funcional de los ecosistemas terrestres.

Introducción

19

f) Las colonias de A. mellifera son sencillas de manipular y la toma de muestras es

muy asequible. Además, gracias a su alta tasa de reproducción (3 semanas) es

posible disponer de numerosos individuos que presentan características

similares (Devillers, 2002b).

g) Por todo ello, la utilización de estaciones de biomonitoreo con A. mellifera es un

sistema para evaluar la contaminación ambiental de costes reducidos,

especialmente en relación al número de muestras que pueden ser tomadas

(Porrini et al., 2002).

Además de cumplir con los requerimientos básicos para constituir un valioso

instrumento de monitorización ambiental, las abejas melíferas poseen una serie de

características morfológicas y etológicas que las convierten en un efectivo detector

ecológico (Porrini et al., 2002).

Las abejas interactúan intensamente con el ambiente que rodea a la colmena. La

población media de una colonia, aunque aumenta o disminuye según la época del año,

oscila entre 20.000 y 40.000 individuos, de los cuales, alrededor de una cuarta parte de

son abejas recolectoras. Para satisfacer las necesidades de agua (25kg/año aprox.) y

alimento (120 kg de néctar y 20 kg de polen/año aprox.) de la colonia, las abejas

recolectoras visitan, cada día, las distintas especies vegetales y los diversos recursos

hídricos presentes en su área de pecoreo (Gutiérrez, 2016).

Cada abeja recolectora puede realizar hasta diez vuelos al día visitando

aproximadamente 1000 flores de las que toma néctar o en torno a 800 para llenar las

cestillas de polen (Celli y Maccagnani, 2003). Por lo tanto, en base a cálculos empíricos,

se estima que una colonia de abejas puede llegar a traer a la colmena aproximadamente

hasta 10 millones de “micromuestras” de néctar y polen cada día, así como de otras

sustancias tales como mielatos, propóleo y agua. Eso significa que, diariamente, un

número considerable de individuos están “recolectando información” de la zona

circundante a la colonia (Porrini et al., 2002).

Introducción

20

Junto con los recursos necesarios para la supervivencia de la colonia, diversas

sustancias, contaminantes o no, pueden ser recogidas involuntariamente y llevadas a la

colmena. Una vez allí, dichos recursos son utilizados, distribuidos y/o almacenados y

quedan disponibles para ser analizados (Porrini et. al, 2002; Celli y Maccagnani, 2003).

Además, durante los vuelos que realizan en busca de recursos, las abejas pueden

inhalar diversas sustancias que pueden quedar retenidas en su interior o atraparlas en

las quetas ramificadas que recubren su cuerpo, al estar cargadas electrostáticamente

(Erickson 1975; Bromenshenk et al,. 2002; Porrini et al., 2002; Celli y Maccagnani, 2003).

Figura 1. Compartimientos ambientales visitados por las abejas (en color gris claro). Estos insectos son capaces de interceptar sustancias contaminantes presentes en la atmósfera y depositadas sobre la superficie de las plantas y en el suelo y pueden ingerir, además, agua contaminada (Porrini et al., 2002).

En definitiva, durante el proceso de biomonitoreo, las abejas visitan la mayoría de los

compartimentos ambientales (aire, vegetación, suelo y agua) recogiendo los

contaminantes que circulan en los medios gaseosos, sólidos y líquidos (Porrini et al.,

2002) (Figura 1).

Para satisfacer sus necesidades, una colonia de abejas funciona como una gran

entidad ameboide y difusa, que puede extenderse a una gran distancia en múltiples

Introducción

21

direcciones simultáneamente. El área en el cual las abejas pecorean e interceptan

contaminantes depende de la calidad de los recursos disponibles. La distancia que

pueden recorrer las recolectoras desde la colmena puede variar entre menos de 1 km

hasta aproximadamente 10 km si los recursos escasean o es detectada una floración

muy atractiva, abarcando entonces un área media que puede alcanzar los 100 km2. En

situaciones con una buena alimentación se estima una superficie de unos 7 km2 con

radios de pecoreo de entre 1,5 km y 2 km (Crane, 1984).

Las colonias de A. mellifera permiten trabajar con distintas matrices. Pueden

utilizarse muestras de abejas, larvas, polen, miel, propóleo y/o cera para evaluar

distintas características de la salud ambiental de una zona determinada. Además, al

poder inspeccionarse y ser fáciles de manejar, es posible, también, tomar datos sobre la

influencia de algunas perturbaciones ambientales en el desarrollo de la colonia.

Parámetros como la población de abejas adultas, la cantidad de cría, la producción de

cera o la cantidad de miel y polen cosechados, pueden ser medidos cuantitativamente

y establecer diferencias entre colonias expuestas o no a determinados riesgos

(Bromenshenk et al., 1991).

Además, siendo la apicultura una actividad ganadera extendida por todo el mundo,

los apicultores pueden convertirse en formidables aliados en la evaluación

medioambiental (Gutiérrez, 2016).

Pese a todas las ventajas destacadas en el biomonitoreo con A. mellifera como

indicador biológico, existen, sin embargo, algunas limitaciones (Porrini et al., 2002):

En días lluviosos las abejas no salen de la colmena y la temperatura debe ser al

menos de 10ºC para permitir el vuelo, por lo que en determinadas latitudes no

pueden ser usadas en invierno.

Las abejas recolectoras pueden no regresar a su colmena al desviarse hacia otras

colmenas por el fenómeno de la deriva o al morir en el exterior de forma natural

Introducción

22

o como consecuencia de su exposición a plaguicidas o algún otro tipo de

compuesto xenobiótico.

No es fácil realizar un censo real de la colonia, sobre todo en lo que respecta a la

edad y estado de desarrollo de sus miembros.

Existe una tendencia incontrolada, por parte de la colonia, a escoger su fuente

de alimento de forma autónoma.

Como muestra la Tabla 1, en la biomonitorización ambiental con abejas melíferas

existen distintos niveles, de acuerdo a su complejidad técnica y metodológica (Accorti,

1994).

Tabla 1. Niveles de monitorización ambiental (Acorti, 1994). a=colmena tradicional, b=colmena especial, c=trampa para abejas muertas, d=trampa de polen, e=recolección de pecoreadoras, f=fuerza de la colmena, g=contador de abejas electrónico.

Nivel I II III IV V VI

Contexto Apicultura Polinizac. Polinización

Monitorizac. Monitorizac. Monitorizac. Monitorizac.

Método contaje Manual Manual Manual Manual Manual Automático

Equipo y técnica a, c a, c a, c, d a, c, d, e a, c, d, e, f b, c, d, e, f, g

Frecuencia muestreo 1 X 7 días 1-2 X 7 días 1-3 X 7 días 1-5 X 7 días 3-5 X 7 días Continuo

Tiempo requerido + +/++ +/++ +++ +++ +/++++

Cualificación requerida

operador + + + ++ +++/++++ ++++

Sensibilidad + +/++ ++/+++ ++/+++ ++++ ++++

Coste + + ++ ++ +++ ++++

Aplicabilidad en campo ++++ +++ +++ ++ + +

El desarrollo tecnológico puede ayudar a remediar algunas de las limitaciones

mencionadas. Actualmente se dispone de contadores de abejas electrónicos que se

colocan en la piquera y permiten registrar la entrada y salida de las abejas mediante

unos sensores, se han desarrollado métodos de evaluación no invasivos de la población

interior de la colmena mediante cámara de infrarrojos y existen diversos avances

Introducción

23

tecnológicos en lo que respecta al seguimiento de las abejas pecoreadoras en sus vuelos

de inspección y forrajeo. De esta forma, puede verse cómo las nuevas tecnologías van a

ir incorporando nuevas formas de medición que complementen el convencional

biomonitoreo a pie de campo (Gutiérrez, 2016).

1.8. La abeja melífera como bioindicador de plaguicidas

Los plaguicidas son compuestos xenobióticos que han sido introducidos por

actividades humanas y que no existen de manera natural en el medio ambiente. Su uso

se ha incrementado en las últimas décadas de forma considerable, por lo que se

encuentran ampliamente distribuidos en el aire, el suelo, el agua y los seres vivos, para

los que pueden resultar especialmente dañinos.

Es posible determinar la concentración de plaguicidas en muestras ambientales de

aire, suelo y agua, pero se trata de una información limitada, pues, aunque permite

conocer la realidad físico-química del medio, no revela cómo esa realidad físico química

se está reflejando en la realidad biótica. Además, los datos obtenidos mediante estos

procedimientos hacen referencia únicamente a las condiciones existentes en los

instantes en que se obtienen las muestras (Porrini et al., 2014).

En algunos países de Europa se han desarrollado determinados indicadores que

permiten evaluar el riesgo que supone el uso de plaguicidas en el medioambiente. Sin

embargo, se trata de metodologías complejas que, en algunos casos, presentan

problemas de tipo práctico (tiempo y costes). Algunos investigadores, sin embargo, han

optado por el empleo de A. mellifera como organismo bioindicador de la calidad

ambiental derivada del uso de plaguicidas. La monitorización de estos compuestos

mediante el empleo de colonias de abejas melíferas es una técnica que no sólo permite

evaluar el riesgo potencial de intoxicación de estos insectos, sino también determinar el

grado de contaminación ambiental por el empleo de plaguicidas (Porrini et al., 2003)

Introducción

24

La abeja melífera, en comparación con otras especies de insectos, es

extremadamente sensible a los plaguicidas debido probablemente a una deficiencia en

el número de genes encargados de codificar enzimas de detoxificación de xenobióticos,

en comparación con el genoma de otros insectos (Claudianos et al., 2006).

Su sensibilidad a estos compuestos las convierte, no solo en un buen indicador

biológico de la contaminación ambiental derivada del empleo de estos productos, sino

en una herramienta muy interesante para su uso como organismo centinela o sistema

de alerta temprana ante los riesgos ambientales derivados de la utilización de productos

fitosanitarios (Porrini et al., 2003; Gutiérrez, 2016).

No todos los plaguicidas tienen un efecto letal sobre las abejas melíferas, de hecho,

muchos fungicidas y otros compuestos utilizados para diferentes propósitos a menudo

tienen un impacto menos grave en las abejas que la mayoría de los insecticidas (Porrini

et al., 2002). Entre los grupos químicos de insecticidas que se consideran altamente

tóxicos para las abejas melíferas se encuentran: los carbamatos, los organofosforados,

los piretroides sintéticos, los ciclodienos clorados y los cloronicotinilos (neonicotinoides)

(Claudianos et al., 2006).

La actividad tóxica de los de estos compuestos puede darse por contacto o por

ingesta. Por contacto, al volar a través de una nube de insecticida o al caminar sobre

partes tratadas de una planta o sobre cualquier otro lugar de su área de pecoreo en el

existan residuos de plaguicidas. Por ingesta, al consumir néctar, polen o incluso agua de

gutación contaminada, en el caso de insecticidas sistémicos como los neonicotinoides

(Devillers, 2002a; Tapparo et al., 2011).

Las abejas responden a la presencia de insecticidas en el ambiente con una

mortalidad que varía de acuerdo a numerosos factores, como la toxicidad apícola de la

materia activa empleada (DL50), la presencia de abejas pecoreadoras en el lugar y el

momento en el que el insecticida es aplicado, el método de aplicación del producto, las

condiciones meteorológicas como temperatura y viento y la presencia y extensión de la

floración entre especies cultivadas y silvestres (Porrini et al, 2002).

Introducción

25

Muchas de las abejas alcanzadas directamente por un insecticida morirán, bien en el

campo o durante su vuelo de regreso, debido a la toxicidad aguda del producto. Sin

embargo, el tratamiento no afecta con la misma intensidad a la totalidad de las abejas

recolectoras que se encuentran en el campo en un momento dado. Algunas serán

alcanzadas sólo marginalmente y finalmente morirán en la colmena, compartiendo así

su destino con otras abejas que, con posterioridad a la aplicación del producto, visiten

las flores de los cultivos tratados o de especies silvestres presentes en las proximidades

de los campos tratados (Porrini et al, 2002).

En el caso de sustancias activas que no son particularmente peligrosas, este insecto

actúa acumulando residuos en su cuerpo (superficial e internamente) y en los productos

de la colmena (miel, polen, cera, etc.) (Porrini et al., 1998; Porrini et al, 2002).

En definitiva, en lo que respecta al empleo de colonias de A. mellifera como

bioindicadores de la calidad ambiental derivada del uso de plaguicidas se han llevado a

cabo dos tipos de estudios: los que utilizan la mortalidad de abejas y el análisis de las

mismas (Porrini et al, 1998; 2002; 2014; Ghini et al., 2004) y los que aprovechan la

acumulación en otras matrices apícolas como la miel (Balayiannis y Balayiannis, 2008),

el polen, la cera o las abejas del interior de las colmenas (Chauzat et al., 2011). En ambas

casos, los parámetros estudiados (mortalidad y residuos) pueden ser cuantificados

(Porrini et al, 2002).

La identificación del ingrediente activo, su nivel de peligro, su distribución espacial y

temporal, la determinación de periodos o lugares en los que fue utilizado

inapropiadamente o la detección de sustancias no autorizadas, son algunas de las

posibilidades, mencionadas por estos investigadores (Gutiérrez, 2016).

Introducción

26

1.9. Objetivos

En el presente trabajo, se ha investigado el potencial de las colonias de Apis mellifera

como bioindicadores de la contaminación ambiental por plaguicidas, a partir de la

mortalidad de abejas y el análisis de las mismas, con el fin de lograr los siguientes

objetivos:

1.- Determinar el tipo de información que, acerca de la contaminación ambiental por

plaguicidas, puede proporcionar el biomonitoreo con Apis mellifera.

2.- Calcular el riesgo ambiental de dicha contaminación en distintas localizaciones y

diferentes periodos de tres áreas de estudio de las provincias de Badajoz, Córdoba y

Valencia.

3.- Evaluar si el biomonitoreo con colonias de Apis mellifera podría ser empleado como

una metodología útil para el control de la contaminación ambiental por plaguicidas.

2. MATERIALES Y MÉTODOS

Materiales y Métodos

27

2. MATERIALES Y MÉTODOS

La metodología seguida durante este estudio, tal y como puede verse en la Figura 2,

ha supuesto la integración de distintas fases de trabajo y áreas de conocimiento

desarrolladas en el campo, en el laboratorio y mediante el análisis de los datos

obtenidos:

2.1. Biomonitoreo.

2.2. Análisis de plaguicidas.

2.3. Cálculo del Índice de Riesgo Ambiental.

Figura 2. Resumen sobre la metodología lleva a cabo.

2.1. Biomonitoreo

2.1.1. Composición de las estaciones de biomonitoreo

Cada estación de biomonitoreo (Figura 3) estuvo compuesta por dos colmenas

modelo Dadant, con sendas colonias, separadas entre sí 60 cm, orientadas hacia el sur-


28

sureste e instaladas sobre un soporte de madera a 40 cm del suelo. Para recoger las

abejas muertas se colocó, justo delante de la piquera de cada colmena, una jaula modelo

underbasket.

Las colonias de abejas pertenecieron a la raza Apis mellifera iberiensis y se

constituyeron a partir de enjambres de la campaña anterior. Con el fin de asegurar un

buen desarrollo y un adecuado estado sanitario, fueron inspeccionadas previamente al

comienzo de los ensayos. Para hacer frente al ácaro ectoparásito Varroa destructor

Anderson and Trueman se utilizaron las sustancias activas amitraz (1 g/colmena), tau

fluvalinato (1,6 g/colmena) y cumafós (2,72 g/colmena), todas autorizadas para tal fin.

La fortaleza media de las colonias fue de siete u ocho panales de abejas y cuatro o cinco

de cría.

Figura 3. Estación de biomonitoreo.

Se utilizaron jaulas underbasket para la toma de muestras por poseer los requisitos

necesarios de eficiencia: no interferir con el vuelo y las actividades normales de las

abejas sobre la tablilla de vuelo, prevenir el acceso de depredadores, facilitar el conteo,

soportar diversas condiciones climáticas, ser fáciles de instalar y quitar, y ser económicas

(McIndoo y Demuth, 1926; Anderson et al., 1958).


29

Tal y como puede observarse en la Figura 4 cada jaula estaba formada por dos

bastidores rectangulares de madera de 10 x 50 x 100 cm. Los bastidores estaban unidos

por dos bisagras en uno de los laterales de 100 cm y disponían de un cierre, asegurado

por dos pestillos o aldabillas, en el lado opuesto. Este diseño facilitó la apertura de la

jaula para realizar el contaje de las abejas y la recogida de muestras. Asimismo, la parte

superior de la jaula contaba con una red o malla romboidal de alambre galvanizado,

cuyas diagonales fueron de 23 x 20 mm, para permitir la caída de las abejas, y la parte

inferior de la misma disponía de una chapa galvanizada perforada con agujeros de 3 mm

de diámetro, para retener a las abejas caídas y evacuar el agua en caso de lluvia. Entre

la jaula y el suelo se colocó una lámina de plástico.

Con el fin de evitar que las abejas considerasen la jaula como parte de su propia

colmena y reaccionasen llevando los cadáveres allí almacenados a un lugar más alejado

(Accorti et al., 1991; Illies et al., 2000), la estructura fue colocada en el suelo, justo

delante de la piquera y sin contacto alguno con el soporte.

En este tipo de estructura se almacenan dos tipos de abejas muertas: las abejas que,

justo antes de llegar a la colmena, caen en la jaula y mueren y aquellas que, a pesar de

lograr volver a la colmena, son expulsadas por sus compañeras al morir. Las abejas que

mueren en campo o bien durante su camino de vuelta a la colmena no pueden ser

recolectadas utilizando este tipo de jaula (Porrini et al., 2002).

Figura 4. Detalles de la jaula underbasket.


30

2.1.2. Localización de las estaciones de biomonitoreo

El estudio se llevó a cabo en tres provincias y periodos diferentes:

En la provincia de Badajoz, del mes de mayo al mes de septiembre del año 2007

En la provincia de Córdoba, del mes de mayo al mes de julio del año 2010

En la provincia de la Valencia, del mes de enero al mes de junio del año 2012

Siguiendo las indicaciones de Porrini et al. (2002), en cada provincia, la elección de

las localizaciones en las que situar las estaciones se llevó a cabo tomando en

consideración los siguientes aspectos: el uso dado al territorio, sus características

orográficas, la composición de la vegetación, la presencia o la ausencia de las zonas

protegidas y las áreas naturales, y el impacto de la actividad humana. Se pretendía que

las estaciones estuviesen ubicadas en localizaciones apropiadas para los objetivos del

estudio.

En Badajoz, el estudio se realizó en el término municipal de Valdelacalzada, ubicado

en el noroeste de la provincia. La elección de las localizaciones exactas de las distintas

estaciones se llevó a cabo de manera consensuada con la sociedad cooperativa

hortofrutícola Caval, inexistente hoy en día.

En Córdoba, el estudio se llevó a cabo en el término municipal de la capital de

Córdoba y la ubicación de las distintas estaciones se decidió de manera conjunta con el

Ayuntamiento de Córdoba y la Agencia de Medio Ambiente y Agua de Andalucía.

En Valencia, la Agrupación de Defensa Sanitaria Apícola de la Comunidad (apiADS)

fue la que seleccionó la ubicación de las estaciones instaladas. En este caso, el estudio

se llevó a cabo en dos términos municipales distintos: Barxeta y Montroi.

Las localizaciones y número de estaciones fueron las siguientes:


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Provincia de Badajoz (término municipal de Valdelacalzada): se eligieron parcelas de

regadío con frutales jóvenes localizadas en la Vega del Guadiana para ubicar dos

estaciones (BA1 y BA2). Las estaciones estuvieron separadas entre sí 3 km de distancia

y situadas a 1,5 km del núcleo urbano (Tabla 2).

Tabla 2. Estaciones de biomonitoreo ubicadas en la provincia de Badajoz.

Provincia y Año Estación Coordenadas geográficas Uso del territorio

Badajoz (2007)

BA1

Latitud: 38.890258º Longitud: -6.726600º Altitud: 180.00m

Agrícola

BA2


Agrícola

Figura 5. Localización geográfica de las estaciones de biomonitoreo (BA1 Y BA2) ubicadas en la provincia de Badajoz.

Provincia de Córdoba (término municipal de la capital de Córdoba): se seleccionaron

estratégicamente cinco emplazamientos para ubicar las estaciones de biomonitoreo. La

estación CO1 se localizó al oeste de la ciudad, en una parcela del Centro de

Experimentación Agraria IFAPA. En las proximidades de la parcela, que limita al sur con

el río Guadalquivir, existen distintos cultivos experimentales. La estación CO2 se ubicó a

unos 15 km al sur de la ciudad, en una zona de suelo agrícola, sin apenas vegetación

silvestre, donde dominan los cultivos de secano como cereales y girasol y perennes

como el olivar. La estación CO3 se situó al norte de Sierra Morena, a 8 km de distancia


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de la ciudad, en un parque natural periurbano donde predomina la vegetación de tipo

mediterráneo. La estación CO4 se ubicó en el centro de la capital, en la terraza del

monumento histórico “Torre de la Malmuerta”, siendo las plantas ornamentales de

jardines y calles las fuentes de alimento más accesibles para las abejas. Por último, la

estación CO5 se localizó al este de la ciudad, en una cantera abandonada que cuenta a

día de hoy con vegetación de tipo mediterráneo, aunque con escasa representación del

estrato arbóreo (Tabla 3).

Tabla 3. Estaciones de biomonitoreo ubicadas en la provincia de Córdoba.


Córdoba (2010)

CO1


Mixta

CO2


Agrícola

CO3


Forestal

CO4


Urbana

CO5


Mixta

Figura 6. Localización geográfica de las estaciones de biomonitoreo (CO1, CO2, CO3, CO4 Y CO5) ubicadas en la provincia de Córdoba.


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Provincia de Valencia (términos municipales de Barxeta y Montroi): se situaron dos

estaciones (VA1 en Barxeta, VA2 en Montroi) separadas entre sí 60 km, en localizaciones

de ámbito agrario con cítricos y frutales como cultivos predominantes y presencia de

olivos y algarrobos. Ambas ubicaciones se encuentran próximas a zonas forestales con

vegetación silvestre y a parcelas descuidadas o semi-abandonadas con vegetación de

tipo ruderal (Tabla 4).

Tabla 4. Estaciones de biomonitoreo ubicadas en la provincia de Valencia.


Valencia (2012)

VA1


Agrícola

VA2


Agrícola

Figura 7. Localización geográfica de las estaciones de biomonitoreo (VA1 Y VA2) ubicadas en la provincia de Valencia.


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2.1.3. Sistema de biomonitoreo

Según Accorti (1994), los sistemas de monitorización para evaluar presencia de

plaguicidas con abejas pueden implicar diversos niveles de complejidad y sensibilidad,

dependiendo del contexto y de los objetivos perseguidos (Tabla 1).

En el presente proyecto se optó por un sistema de biomonitoreo intermedio entre

los niveles III y el IV llevado a cabo en colmenas comerciales y caracterizado por uso de

trampas para abejas muertas, frecuencia de muestreo semanal, contaje manual, tiempo

requerido medio y cualificación básica del operador (Tabla 5). La sensibilidad del

biomonitoreo puede considerarse media, su coste bajo y la aplicabilidad en campo

elevada.

Este nivel de monitoreo puede ir acompañado de la observación del vuelo de las

abejas y su comportamiento en piquera y tablilla de vuelo. Periódicamente, además, las

colonias deben ser revisadas, llevando a cabo un seguimiento de la reina y su fertilidad,

del estado sanitario de la colmena y de la evolución del desarrollo de la misma en cuanto

a número de panales de abejas adultas, cría y alimento (miel y polen).

Tabla 5. Protocolo de biomonitoreo.

Colmenas por estación Dos Matrices usadas Abejas muertas Trampa para recolectar abejas muertas “Underbasket” Frecuencia de muestreo Semanal Umbral crítico de mortalidad 250 abejas muertas/semana y estación Análisis Químico

2.1.4. Toma de muestras

Las abejas muertas almacenadas en la jaula underbasket de las dos colmenas que

componían cada estación fueron recogidas semanalmente durante un periodo de

muestreo que varió según los años. En Badajoz, de mayo a septiembre del año 2007, se

tomaron un total de 40 muestras, 20 en cada estación. En Córdoba, de mayo a julio del


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año 2010, se recolectaron 10 muestras por estación, constituyendo un total de 50

muestras por año. Por último, en Valencia, de enero a junio del año 2012, se tomaron

17 muestras en la estación ubicada en Barxeta y 19 en la situada en Montroi,

constituyendo un total de 36 muestras (Tabla 6).

Una vez recogidas de la jaula underbasket, las abejas muertas fueron depositadas en

una bolsa de plástico de congelación enumerada con el nombre de la estación, el

número de la colmena de procedencia y la fecha de recogida. El transporte de las

muestras tomadas se efectuó en una nevera portátil (Figura 8).

Figura 8. a) Muestra de abejas muertas, b) Transporte en nevera portátil.

En el laboratorio, se eliminaron las impurezas de cada muestra y se contabilizó el

número de abejas muertas. Solo fueron seleccionadas para su análisis las muestras que

superaron un umbral crítico de mortalidad de 250 abejas muertas por semana y

estación porque, de acuerdo a Porrini et al. (2003), en estos caos hay un 80% de

probabilidad de que exista presencia de plaguicidas.

Las muestras de 250 abejas se constituyeron proporcionalmente a partir de las abejas

muertas de cada una de las dos colmenas que componían la estación. Una vez

constituidas, las muestras fueron mantenidas a -28°C en espera de su análisis.

Desafortunadamente, nueve muestras procedentes de Valencia que superaron el

umbral crítico de mortalidad no pudieron enviarse al laboratorio de análisis (Tabla 5).


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Tabla 6. Datos sobre la toma de muestras llevada a cabo en Badajoz (2007), Córdoba (2010) y Valencia (2012).

Provincia Badajoz Córdoba Valencia

Año de estudio 2007 2010 2012

Estaciones (nombre) BA1 BA2 CO1 CO2 CO3 CO4 CO5 VA1 VA2

Periodo de muestreo may-sep may-jul ene-may feb-jun

Frecuencia de muestreo* Semanal Semanal Semanal

Muestras por estación 20 20 10 10 10 10 10 17 19

Muestras por provincia 40 50 36

*Puede variar entre 6 y 8 días.

2.2. Análisis de plaguicidas

Para la determinación de los residuos de plaguicidas, las muestras de abejas muertas

fueron enviadas al laboratorio de análisis del CREA – Api, institución italiana de

referencia para la investigación en apicultura y sericicultura que nació en 2004 como

resultado de la fusión del Istituto Nazionale di Apicoltura (INA), creado en 1925, y la

sección de sericicultura del Istituto Sperimentale per la Zoologia Agraria (ISZA). Se eligió

este laboratorio por su experiencia y especialización en técnicas analíticas puestas a

punto para el análisis de este tipo de residuos en matrices apícolas.

La determinación, en abejas muertas, de los residuos de plaguicidas se realizó

mediante un análisis multirresiduos. El proceso inicial de extracción de los residuos de

las muestras se llevó a cabo mediante el método internacional UNE EN 15662 (método

QuEChERS). Se trata de un sistema de extracción en fase sólida dispersiva (dSPE) que

implica dos etapas fundamentales, una primera fase de extracción simple seguida de

una fase de limpieza del extracto o clean-up mediante extracción en fase sólida por

dispersión (Ambrus et al., 1981).

A continuación, tras la extracción y preconcentración de los residuos de plaguicidas,

el extracto obtenido se analizó mediante distintas técnicas analíticas a fin de separar e

identificar los distintos compuestos de interés. Las muestras recogidas en los años 2007

y 2010 fueron analizadas mediante cromatografía de gases acoplada a espectrometría

de masas (GC-MS) y cromatografía líquida de alta eficacia acoplada a espectrometría de


37

masas (HPLC-MS). En el año 2012, debido a los avances y ajustes en los métodos

analíticos, las muestras tomadas se analizaron mediante las siguientes técnicas

analíticas: cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas en tándem con

triple cuadrupolo (GC-MS/MS) y cromatografía de líquidos acoplada a espectrometría

de masas en tándem con triple cuadrupolo (LC-MS/MS).

2.2.1. Determinación de organofosforados, carbamatos y piretroides

La metodología para la determinación, en abejas, de residuos de insecticidas

organofosforados, carbamatos y piretroides se llevó a cabo mediante cromatografía de

gases acoplada a espectrometría de masas (GC-MS), de acuerdo a Rossi et al. (2001).

Una cantidad de 3 g de abejas liofilizadas fue depositada en un mezclador junto con

100 ml de acetona. Ambos componentes se homogeneizaron durante 10 minutos. La

solución resultante se filtró a través de tierra de diatomeas Celite® 545 directamente en

un matraz de fondo redondo de 150 ml que contenía una solución de cloruro de amonio,

ácido fosfórico y 5 g de Celite. Tras el filtrado, la solución se mantuvo en reposo durante

40 minutos y, transcurrido ese tiempo, se volvió a filtrar de nuevo a través de Celite y se

le añadieron 200 ml de una solución de cloruro de sodio y 100 ml de diclorometano. La

extracción con diclorometano se repitió una segunda vez.

Posteriormente, los extractos recolectados se sometieron a un proceso de

evaporación en rotavapor a presión reducida y temperatura inferior a 40°C. A

continuación, se redisolvieron con 1 ml de acetona. La solución resultante fue analizada

por cromatografía de gases con detector de nitrógeno-fósforo (GC-NPD) con una

columna SPB-608 de 30 mt · 0,5 µm y por cromatografía de gases acoplada a un

espectrómetro de masas trampa iónica con una columna DB5MS de 30 mt · 0,25 µm.

Las condiciones de la cromatografía de gases fueron las siguientes: temperatura de

columna inicial de 70°C, seguida de un programa de temperatura hasta 120ºC a una

velocidad de 50ºC/minuto y de 120ºC a 250ºC a una velocidad de 4ºC/minuto. El


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inyector estuvo a una temperatura de 280ºC, mientras que el detector alcanzó los

290ºC.

2.2.2. Determinación de neonicotinoides

La metodología seguida para la determinación, en abej

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Universidad de Córdoba E.B.T. Universidad de Córdoba ...y, sobre todo, por abrirme las puertas a un mundo tan increíble como es la apicultura y compartir conmigo la pasión que