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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
Facultad de Ciencias Químicas
TRABAJO DE TITULACIÓN PRESENTADO COMO REQUISITO PREVIO
PARA OPTAR AL GRADO DE QUÍMICO Y FARMACÉUTICO.
TEMA:
Estudio farmacognóstico y fitoquímico de las hojas Hedychium
coronarium J. Koenig (blanca mariposa).
AUTORES:
KATHERINE ISAMAR MORÁN QUIJIJE
MISHELL ARACELLY CHÁVEZ MORALES
TUTOR:
Dr. Q.F. OSWALDO PESANTES DOMINGUEZ, M.Sc.
GUAYAQUIL – ECUADOR
2019
i
FICHA DE REGISTRO DE TESIS/TRABAJO DE GRADUACIÓN
TÍTULO Y SUBTÍTULO: Estudio farmacognóstico y fitoquímico de las hojas Hedychium
coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa).
AUTORES: Chávez Morales Mishell Aracelly Morán Quijije Katherine Isamar
DOCENTE TUTOR Y DOCENTE REVISOR:
Q.F. Oswaldo Pesantes Domínguez, MS. c (Tutor) Q.F. Alexandra López Barrera, MS. C (Revisor)
INSTITUCIÓN: Universidad de Guayaquil
UNIDAD/FACULTAD: Ciencias Químicas
MAESTRÍA/ESPECIALIDAD:
GRADO OBTENIDO: Tercer Nivel.
FECHA DE PUBLICACIÓN: 20 de Septiembre del 2019 No. DE PÁGINAS: 83
ÁREAS TEMÁTICAS: Análisis Fitoquímico
PALABRAS CLAVES/ KEYWORDS:
Hedychium, coronarium, farmacognósticas, tamizaje, Misahuallí.
RESUMEN/ABSTRACT (150-250 palabras): El presente trabajo de titulación tiene como objetivos establecer las características farmacognósticas y fitoquímicas de la hoja de Hedychium coronarium J. Koenig. (blanca mariposa). Para ello se realizaron estudios en el Laboratorio de Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Químicas. Ecuador cuenta con más de 17000 especies de plantas, algunas de ellas con propiedades curativas, empleadas por algunos pueblos indígenas para la sanación de enfermedades, entre estas plantas encontramos a la especie Hedychium coronarium J. Koenig. (blanca mariposa), a la cual empíricamente se atribuye que sus hojas poseen propiedades curativas, estas hojas fueron recolectadas en la comunidad de Puerto Misahuallí, en la ciudad de Tena del cantón Napo, se separaron y cortaron manualmente previo estudio macroscópico. Los análisis farmacognósticos obtenidos cumplen criterios internacionales, siendo los metabolitos más abundantes encontrados en el screening alcaloides, flavonoides, quinonas, cenizas totales (10.60%), cenizas solubles en agua (5,55%), cenizas insolubles en HCl (46.5%), humedad (5.46%). En la determinación de los iones metálicos se logró cuantificar el ión fósforo 134.60 mg/kg, potasio 0.25 mg/kg, magnesio 102.02 mg/kg, zinc 50.13 mg/kg, sodio 0.01 mg/kg y selenio 15.16 mg/kg, siendo el fósforo el ion metálico más abundante en las hojas. La extracción del aceite se realizó por Soxhlet empleando como disolvente n-hexano obteniéndose un rendimiento de 50%. Otros estudios adicionales como la actividad antioxidante por DPPH mostró un resultado equivalente a 55.87 mg/100g.
ADJUNTO PDF: SI NO
CONTACTO CON AUTOR/ES:
Teléfono: 0939110433
Teléfono: 0996920802 E-mail: [email protected] E-mail: [email protected]
CONTACTO CON LA INSTITUCIÓN:
Nombre: FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
Teléfono: (04) 2293680
E-mail: www.fcq.ug.edu.ec
X
xii
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a DIOS, por haberme inspirado día a día, por darme la fortaleza y
sabiduría para seguir adelante, venciendo cada uno de los obstáculos que esta
hermosa carrera representa, así también agradezco a mis amados padres
Manuel Chávez y Elsa Morales, por ser un pilar fundamental en mi vida,
brindándome su apoyo y amor incondicional, a mi pequeña hija Caroline, que me
motiva a seguir adelante todos los días, a mis hermanos Jacqueline, Jenny, Rosi
y Jorge, que han estado siempre prestos a escuchar cada una de mis
ocurrencias, aconsejándome y guiándome.
Agradezco a mis amigos, Boris, Grace, Liz, Samuel, José Luis, Evelyn, Gustavo,
Gabriel que han estado pendientes para que este trabajo de tesis llegara a
culminación.
A mi estimado tutor Q.F. Oswaldo Pesantes M. Sc, por la orientación y ayuda
brindada para hacer posible la realización de esta tesis.
Y en particular agradezco a mi compañera de tesis, a quien aprecio de todo
corazón, y ha sido mi mejor amiga, guía y apoyo para seguir adelante en los
momentos difíciles, gracias por ser mi compañera de tesis, Katherine Moran.
Hoy les digo a todos ustedes gracias, por estar presente en cada momento
importante de mi vida.
Mishell Chávez Morales.
xiii
AGRADECIMIENTOS
A Dios siendo el pilar fundamental de mi vida, cada uno de mis oportunidades se
las debo a él. A mi familia; mi madre Olilia Quijije, mi padre Siro Morán, mis
hermanos Luis y Valeria. A mis tíos en especial a mi tía Piedad Morán y mi prima
Melanie, que me brindaron el apoyo necesario para cumplir con mis metas.
A nuestro tutor el Dr. Oswaldo Pesantes por haber compartido sus
conocimientos, guiarnos con paciencia y dedicación en cada paso del proyecto
de titulación.
A mis amigos, Christel y Emilio por brindarme su amistad; gracias por compartir
los buenos y malos momentos junto a mí, especialmente a mis amigas Lida y
Grace por ser incondicionales, asombrosas y apoyarme en toda mi etapa
universitaria.
Quiero agradecer a Mishell Chavez mi compañera y amiga, mil gracias por
compartir esta responsabilidad, por tu paciencia y dedicación.
Katherine Morán Quijije
xiv
ÍNDICE
RESUMEN .................................................................................................................. xxi
ABSTRACT ............................................................................................................... xxii
INTRODUCCIÓN .......................................................................................................... 1
CAPÍTULO I. PROBLEMA ........................................................................................... 2
I.1 Planteamiento y Formulación del problema ............................................................. 2
I.2 Justificación e importancia ....................................................................................... 2
I.3 Hipótesis .................................................................................................................. 2
I.4 Objetivos .................................................................................................................. 3
I.4.1 Objetivo general .................................................................................................... 3
I.4.2 Objetivos específicos ............................................................................................ 3
I.5. Operacionalización de las variables ........................................................................ 3
CAPÍTULO II. MARCO TEÓRICO................................................................................. 4
II. 1. Familia Zingiberaceae. .......................................................................................... 4
II. 1. 1 Zingiber officinale Roscoe (jengibre) .................................................................. 4
II. 1. 2 Elettaria cardamomum (cardamomo) ................................................................. 4
II. 2. Hedychium coronarium J. Koenig, - Generalidades. ............................................. 4
II. 3. Características morfológicas ................................................................................. 5
II.4. Descripción taxonómica ......................................................................................... 6
II. 5. Distribución mundial. ............................................................................................. 6
II. 6. Usos y propiedades de las plantas........................................................................ 7
II. 7. Composición química ............................................................................................ 8
II. 8. Estudios de Farmacognosia y Fitoquímica ............................................................ 9
II. 8. 1. Concepto de Farmacognosia ............................................................................ 9
II. 8. 2. Concepto de Fitoquímica .................................................................................. 9
II. 8. 3. Metabolitos Secundarios ................................................................................. 10
II. 8. 4. Alcaloides ....................................................................................................... 11
II. 8. 5. Flavonoides .................................................................................................... 11
II. 8. 6. Taninos ........................................................................................................... 12
II. 8. 6. 1. Taninos Hidrolizables .................................................................................. 12
II. 8. 6. 2. Taninos Condensados ................................................................................ 12
II. 8. 7. Saponinas ....................................................................................................... 13
II. 8. 8. Cumarinas ...................................................................................................... 13
II. 8. 9. Fenoles. .......................................................................................................... 14
xv
II. 8. 9. 1. Propiedades físicas de los fenoles .............................................................. 15
II. 8. 9. 2. Oxidación de fenoles ................................................................................... 15
II. 9. Preparación de extractos. ................................................................................... 16
II. 9. 1. Percolación ..................................................................................................... 16
II. 9. 2. Maceración ..................................................................................................... 16
II. 9. 3. Decocción ....................................................................................................... 16
II. 9. 4. Infusión ........................................................................................................... 17
II. 10. Tipos de extractos. ............................................................................................ 17
II. 10. 1. Extractos Fluidos .......................................................................................... 17
II. 10. 2. Extractos Secos ............................................................................................ 17
II. 10. 3. Extractos Blandos ......................................................................................... 18
II. 11. Métodos de extracción. .................................................................................... 18
II. 12. Actividad Antioxidante. ...................................................................................... 18
II. 12. 1. Fuentes exógenos de antioxidantes .............................................................. 18
II. 12. 2. Radicales libres ............................................................................................. 19
II. 13. Método de Determinación de Actividad Antioxidante......................................... 19
II. 13. 1. DPPH (IC50). ................................................................................................ 20
II. 14. Determinación De Iones Metales ...................................................................... 21
II. 15. Determinación De Ácidos Grasos ..................................................................... 22
II. 15.1. Ácidos Grasos Insaturados ............................................................................ 23
II. 15. 2. Ácidos grasos monoinsaturados (AGMI) ....................................................... 24
II. 15. 2. 1.Ácido palmitoleico ...................................................................................... 24
II. 15. 2. 2. Ácido oleico ............................................................................................... 24
II. 15. 2. 3. Ácidos grasos poliinsaturados (AGPI) ....................................................... 25
II. 15. 2. 4. Ácido linoleico ........................................................................................... 26
II. 15. 2. 5. Ácido linolénico ......................................................................................... 26
II. 16. F.A.M.E ............................................................................................................. 27
II. 17. Índice De Saponificación ................................................................................... 27
II. 18. Índice De Yodo ................................................................................................. 27
CAPÍTULO III. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................... 29
III. 1. Tipo de investigación. ........................................................................................ 29
III. 2. Equipos, Aparatos, Materiales y Reactivos. ....................................................... 29
III. 2. 1. Equipos. ......................................................................................................... 29
III. 2. 2. Aparatos. ....................................................................................................... 29
III. 2. 3. Materiales. ..................................................................................................... 29
III. 2. 4. Reactivos. ...................................................................................................... 30
xvi
III. 3. Muestra. ............................................................................................................. 30
III. 4. Metodología Experimental. ................................................................................ 31
III. 4. 1. Caracterización macromorfológica de la hoja. ................................................ 31
III. 4. 2. Preparación de la muestra (secado y triturado) .............................................. 32
III. 4. 3. Parámetros fisicoquímicos ............................................................................. 32
III. 4. 3. 1. Determinación de Humedad (Método gravimétrico) ................................... 32
III. 4. 3. 2. Determinación de Cenizas. ........................................................................ 33
III. 4. 3. 2. 1. Cenizas totales. ...................................................................................... 33
III. 4. 3. 2. 2. Cenizas solubles en agua. ..................................................................... 33
III. 4. 3. 2. 3. Cenizas insolubles en ácido clorhídrico .................................................. 34
III. 4. 4. Estudio Fitoquímico de las hojas Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca
mariposa) .................................................................................................................... 35
III. 4. 4. 1. Tamizaje Fitoquímico. ................................................................................ 35
III. 4. 5. Extracción, despigmentación y análisis del aceite. ......................................... 41
III. 4. 5. 1. Extracción. ................................................................................................. 41
III. 4. 5. 2. Despigmentación. ...................................................................................... 42
III. 4. 5. 3. Preparación del extracto acuoso. ............................................................... 42
III. 4. 5. 4. Análisis de las Propiedades fisicoquímicas del aceite. ............................... 42
III. 4. 5. 4. 1. Determinación del Índice de Saponificación. .......................................... 42
III. 4. 5. 4. 2. Determinación del Índice de Yodo. ......................................................... 43
III. 4. 6. Cromatografía de gases perfil de ácidos grasos. ........................................... 43
III. 4. 7. Determinación de Iones Metales. ................................................................... 45
III. 4. 7. 1. Determinación de Zinc, Magnesio y potasio (AOAC 986.15). ..................... 45
III. 4. 7. 2.Determinación de sodio (AOAC 985.35). .................................................... 45
III. 4. 7. 3.Determinación de Fosforo (AOAC 958.01) .................................................. 46
III. 4. 8. Determinación de la Actividad Antioxidante. .................................................. 47
CAPÍTULO IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................ 48
IV. 1. Características macromorfológicas de la hoja.................................................... 48
IV. 2. Parámetros fisicoquímicos. ................................................................................ 50
IV. 3. Tamizaje Fitoquímico de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig. .......... 50
IV. 4. Determinación del Rendimiento del Aceite extraído de las hojas de Hedychium
coronarium J. Koenig .................................................................................................. 52
IV. 5. Análisis fisicoquímico del Aceite extraído de las hojas de Hedychium coronarium
J. Koenig ..................................................................................................................... 53
IV. 6. Perfil de ácidos grasos. ..................................................................................... 53
IV. 7. Determinación de Iones Metales. ...................................................................... 54
xvii
IV. 8. Determinación de la Actividad Antioxidante. ...................................................... 55
CONCLUSIONES ....................................................................................................... 57
RECOMENDACIONES ............................................................................................... 58
BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................... 59
GLOSARIO ................................................................................................................. 63
ANEXOS ..................................................................................................................... 65
xviii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla I. Definición operacional de las variables. ................................................................... 3
Tabla II. Descripción taxonómica de Hedychium coronarium J. Koenig. ......................... 6
Tabla III. Actividad antioxidante por método espectrofotométrico.................................... 19
Tabla IV. Características Macro morfológicas de las hojas de Hedychium coronarium
J. Koenig. ................................................................................................................................... 48
Tabla V. Mediciones del largo y ancho de las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig. ....................................................................................................................................... 49
Tabla VI. Parámetros fisicoquímicos de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig.
..................................................................................................................................................... 50
Tabla VII. Tamizaje fotoquímico de Hedychium coronarium J. Koenig. .......................... 52
Tabla VIII. Rendimiento del aceite extraído de hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig ........................................................................................................................................ 53
Tabla IX. Índice de Iodo y Saponificación de las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig ........................................................................................................................................ 53
Tabla X. Perfil de FAMESen las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig ................ 54
Tabla XI. Iones Metálicos en las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig ................ 55
Tabla XII. Actividad Antioxidante en las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig ... 55
xix
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Inflorescencias de Hedychium coronarium J. Koenig ......................................... 5
Figura 2. Distribución geografía de la especie Hedychium coronarium J. Koenig: a) A
nivel mundial, b) En el Ecuador. .............................................................................................. 7
Figura 3: Estructuras químicas de Fenoles ......................................................................... 14
Figura 4: Reacción de oxidación de la hidroquinona. ........................................................ 15
Figura 5. Estructura química del Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA). .................... 22
Figura 6.Ensayos para el estudio farmacognóstico y fitoquímico de la hoja de
Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa) ....................................................... 31
Figura 7. Extracción sucesiva del material vegetal para la aplicación de técnicas de
Tamizaje Fitoquímico. .............................................................................................................. 36
Figura 8. Esquema de los ensayos realizados en el extracto acuoso. ........................... 36
Figura 9. Esquema de los ensayos realizados en el extracto alcohólico. ...................... 37
xx
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo A. Certificado Taxonómico de Smilax Purhampuy R., emitido por el Herbario
GUAY de la Facultad de Ciencias Naturales de la Universidad de Guayaquil. .............. 65
Anexo B. Caracterización macro morfológica ..................................................................... 66
AnexoC. Preparación de la muestra (secado y triturado). ................................................ 66
Anexo D. Determinación de Humedad. ................................................................................ 68
Anexo E. Determinación de Cenizas Totales, solubles en agua e insolubles en HCl. . 68
Anexo F. Obtención de los extractos alcohólicos y acuosos. ........................................... 69
Anexo G. Tamizaje Fitoquímico de Hedychium coronarium J. Koenig. .......................... 70
Anexo H. Extracción por método Soxhlet y Despigmentación. ........................................ 72
Anexo I. Resultados de Análisis fisicoquímico del aceite, Iones metálicos y Actividad
Antioxidante de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig. ...................................... 74
Anexo J. Resultados del perfil FAME de las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig. ....................................................................................................................................... 75
xxi
¨Estudio farmacognóstico y fitoquímico de las hojas Hedychium
coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa). ¨
Autores: Mishell Chávez & Katherine Morán.
Tutor: Dr. Q.F. Oswaldo Pesantes Domínguez, M. Sc.
RESUMEN
El presente trabajo de titulación tiene como objetivos establecer las
características farmacognósticas y fitoquímicas de la hoja de Hedychium
coronarium J. Koenig. (blanca mariposa). Para ello se realizaron estudios en el
Laboratorio de Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Químicas.
Ecuador cuenta con más de 17000 especies de plantas, algunas de ellas con
propiedades curativas, empleadas por algunos pueblos indígenas para la
sanación de enfermedades, entre estas plantas encontramos a la especie
Hedychium coronarium J. Koenig. (blanca mariposa), a la cual empíricamente se
atribuye que sus hojas poseen propiedades curativas, estas hojas fueron
recolectadas en la comunidad de Puerto Misahuallí, en la ciudad de Tena del
cantón Napo, se separaron y cortaron manualmente previo estudio
macroscópico. Los análisis farmacognósticos obtenidos cumplen criterios
internacionales, siendo los metabolitos más abundantes encontrados en el
screening alcaloides, flavonoides, quinonas, cenizas totales (10.60%), cenizas
solubles en agua (5,55%), cenizas insolubles en HCl (46.5%), humedad (5.46%).
En la determinación de los iones metálicos se logró cuantificar el ión fósforo
134.60 mg/kg, potasio 0.25 mg/kg, magnesio 102.02 mg/kg, zinc 50.13 mg/kg,
sodio 0.01 mg/kg y selenio 15.16 mg/kg, siendo el fósforo el ion metálico más
abundante en las hojas. La extracción del aceite se realizó por Soxhlet
empleando como disolvente n-hexano obteniéndose un rendimiento de 50%.
Otros estudios adicionales como la actividad antioxidante por DPPH mostró un
resultado equivalente a 55.87 mg/100g.
Palabras claves: Hedychium, coronarium, farmacognósticas,tamizaje,
Misahuallí.
xxii
“Pharmacognostic and phytochemical study of the leaves Hedychium
coronarium J. Koenig (white butterfly)”
Authors: Mishell Chávez & Katherine Morán.
Advisor:Dr. Q.F. Oswaldo Pesantes Domínguez, M. Sc.
ABSTRACT
The current paper has the objective of stablishing the pharmacognostic and
phytochemical characteristics of Hedychium coronarium J. Koemig. For this
purpose, tests were carried out in the Laboratory of Natural Product at the
Department of Chemical Sciences. In Ecuador there are 17000 species of plants,
some of them with health benefits, used by indigenous people to heal various
sickness. Among this plants we can find Hedychium coronarium J. Koemig
(blanca mariposa), whose leaves have been attributed with healing properties.
These leaves were collected from the city of Napo in the province of Tena, at the
community called Misahuallí. The leaves were separated and cut manually after
going through the microscopic scan. The pharmacocognotic analyses obtained
comply with the international criteria. The most abundant metabolies were found
when screening alcaloids, flavonoids, quinones, total ash (10.60%), water-solube
ash (5.55%), insoluble ash HCI (46.5%), humidity (5.46). When determining the
metal ions, the phoshorium ion 134.60 mg/kg, potassium 0.25 mg/kg. magnesium
102.02 mg/kg, zinc 50.13 mg/kg, sodium 0.01 mg/kg and selenium 15.16 mg/kg
were quantified, with phosphorus being the most abundant metal ion in the
leaves. The extraction of oil was made by Soxhet using as solvent n-hexane
obtaining a yield of 50%. Additional studies such as the antioxidant´s activity by
DPPH showed a result equivalent to 55.87 mg/100g
Key words: Hedychium, coronarium, pharmacocognotic, screening, Misahuallí.
1
INTRODUCCIÓN
Los estudios farmacognósticos y fitoquímicos permiten describir la especie
vegetal, conocer los metabolitos secundarios sintetizados por la planta como son
los esteroides, alcaloides, flavonoides, terpenos, cumarinas, taninos, entre otros,
y su acción farmacológica confirmando su uso en la medicina tradicional
(Sampietro, Isla, Quiroga, & Vattuone, 1997).
Hedychium coronarium J. Koenig(blanca mariposa) es una planta herbácea
de 1 a 2.5 metros de altura, con grandes hojas envainadas y flores blancas,
generalmente crece en lugares húmedos, a veces se encuentra cerca de los ríos
y arroyos. Es originaria del Himalaya, actualmente se encuentra distribuida en
varias partes del mundo como Sudáfrica, Hawái, Japón, Colombia, Ecuador,
Cuba, Brasil, Costa Rica, Nicaragua (González, 2014).
Los estudios farmacológicos realizados en los rizomas de la especie vegetal
demuestran su actividad antiinflamatoria, actividad depresora del SNC, actividad
antimicrobiana y propiedades antioxidantes. Los aceites esenciales de las flores
presentan propiedades antiinflamatorias y antioxidantes (Chaithra, Satish,
Karunakar, & Shabaraya, 2017).
2
CAPÍTULO I. PROBLEMA
I.1 Planteamiento y Formulación del problema
La planta Hedychium coronarium J. Koenig, carece de estudios
farmacognósticos y fitoquímicos de sus hojas, y en consecuencia no existen
antecedentes sobre su composición química.
¿La especie Hedychium coronarium J. Koenig (blanca mariposa) presentará
composición y propiedades de importancia farmacognóstica en sus hojas?
I.2 Justificación e importancia
Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa) es una especie
distribuida en la comuna de Misahuallí, provincia de Napo, que no consta con
estudios que definan sus características fitoquímicas de sus hojas, los habitantes
de la comuna del Puerto Misahuallí, siendo el 75,42% de su población indígena,
han utilizado sus conocimientos ancestrales para el tratamiento de sus
enfermedades. Le atribuyen a la especie propiedades analgésicas y
antiinflamatorias, por ejemplo para el dolor de estómago realizan infusiones de
las hojas (Lalama, Montes, & Zaldumbide, 2016).
El presente proyecto tiene como finalidad determinar la presencia o ausencia
de los principales metabolitos secundarios actividad antioxidante y perfil de
ácidos grasos.
I.3 Hipótesis
El estudio Farmacognóstico y Fitoquímico de las hojas de la especie
Hedychium coronarium J. Koenig permitirá identificar los principales metabolitos
secundarios presentes en la misma.
3
I.4 Objetivos
I.4.1 Objetivo general
Establecer las características farmacognósticas y fitoquímicas de la hoja de
Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa).
I.4.2 Objetivos específicos
1. Caracterizar macro morfológicamente la especie Hedychium coronarium
J. Koenig.
2. Determinar los parámetros fisicoquímicos de la especie Hedychium
coronarium J. Koenig.
3. Analizar la actividad antioxidante de las hojas Hedychium coronarium J.
Koenig.
I.5. Operacionalización de las variables
Tabla I. Definición operacional de las variables.
Tipo Variables Conceptualización Indicador
Dependiente
Características
farmacognósticas y
fitoquímica.
Parámetros
fisicoquímicos Porcentaje (%)
Tamizaje fitoquímico Reacciones
positivas (+)
Independiente Tipo de extracto
Maceración de la
hoja de Hedychium
coronarium J.
Koenig, con
diferentes solventes.
Rendimiento y
concentración
Fuente: Autores.
4
CAPÍTULO II. MARCO TEÓRICO
II. 1. Familia Zingiberaceae.
Es familia más grande del orden Zingiberales cuenta con aproximadamente
50 géneros y 1000 especies, siendo las especies más importantes incluyendo a
Zingiber (el jengibre es Zingiber officinale), Curcuma (como Curcuma
domestica), Amomum y Elettaria (como Elettaria cardamomum, el cardamomo)
(Macìa, 2003).
II. 1. 1 Zingiber officinale Roscoe (jengibre)
Es originaria del área Indomalaya. No se conoce en estado silvestre y su
cultivo es muy antiguo, especialmente en China. Fue una de las primeras
especias orientales conocidas en Europa, durante muchos años se consideró
como una valiosa droga (Macìa, 2003).
II. 1. 2 Elettaria cardamomum (cardamomo)
Esta especie posee frutos que antes de su madurez se venden en el comercio
por sus semillas de sabor picante y aromático; son usadas en pastelería y en la
elaboración de dulces y licores; en Asia se usan como masticatorios (Macìa,
2003).
II. 2. Hedychium coronarium J. Koenig, - Generalidades.
Hedychium coronarium J. Koenig crece en áreas ricas en humus, sombreadas
o semi sombreadas sujetas a anegamientos, a los márgenes de aguas y en
aguas pocas profundas, en la comunidad de Puerto Misahuallí en el cantón Tena
de la provincia de Napo, nunca están totalmente sumergidas. Se encuentran en
una altitud de 517m sobre el nivel del mar.
Cuando se encuentra en condiciones óptimas de crecimiento puede formar
colonias densas, con clones a partir de brotes de rizomas, solo en las hojas más
jóvenes son verticales y el número de estomas es mayor en la cara abaxial, con
5
hipodermo, mesófila asimétrica y plegamiento de los márgenes, que actúa como
medida preventiva contra la fotoinhibición.
Según Rojas & Acevedo (2018), Hedychium coronarium J. Koenig se puede
encontrar en regiones tropicales y subtropicales. Favorece los hábitats anegados
con altas temperaturas durante todo el año. Las plantas son susceptibles a las
heladas severas. Como planta cultivada, puede vivir en jardines de tierras altas
e incluso en interiores. La sombra parcial de sol a luz es ideal, pero las plantas
tolerarán una sombra considerable e incluso pleno sol si hay suficiente humedad
disponible. Una vez establecido, tolerará sequías estacionales, así como
condiciones más o menos pantanosas.
II. 3. Características morfológicas
Hedychium coronarium J. Koenig, planta herbácea, de 1 a 2.5m de alto, con
hojas simples, dísticas. Lamina oblongoeliptica, papirácea, hasta 40 x 15 cm,
glabra. Inflorescencia una espiga polística, terminal, bracteas florales foliáceas,
verdes glabra. Flores blancas, la corola es blanca y aromática con un tubo de 6
a 7.1 cm de largo y de 0.2 a 0.3 cm de diámetro. Carece de frutos. En la figura 1
se observa la especie Hedychium coronarium J. Koenig (Fomento Ecológico y
Social A.C, 2017).
Figura 1. Inflorescencias de Hedychium coronarium J. Koenig
Fuente: Fomento Ecológico y Social A.C (2017).
6
II.4. Descripción taxonómica
De acuerdo a las descripciones taxonómicas dada por la Facultad de Ciencias
Naturales la especie en estudio pertenece a la familia Zingiberaceae Martinov,
siendo su nombre científico Hedychium coronarium J. Koenig y sus nombres
comunes más conocidos son Blanca Mariposa, Genjible Blanco.
Tabla II. Descripción taxonómica de Hedychium coronarium J. Koenig.
Clase Equisetiopsida C. Agardh
Subclase Magnoliidae Novák ex. Takht.
Superorden Lilianae Takht.
Orden Zingiberales Griseb
Familia Zingiberaceae Martinov.
Genero Hedychium J. Koenig.
Nombre científico Hedychium coronarium J. Koenig.
Fuente: Herbario GUAY (2019).
Facultad de Ciencias Naturales - Universidad de Guayaquil.
II. 5. Distribución mundial.
La especie Hedychium coronarium J. Koenig, es nativa del Himalaya y del sur
de China, se encuentra ampliamente distribuida a nivel mundial, citando algunos
países encontramos a Costa Rica, Argentina, Estados Unidos de América,
Filipinas, Japón, México, Panamá, Ecuador, Sudáfrica. Hawái, Brasil, Colombia.
Figura 2.
7
Figura 2. Distribución geografía de la especie Hedychium coronarium J.
Koenig: a) A nivel mundial, b) En el Ecuador.
Fuente: Rojas& Acevedo (2018).
II. 6. Usos y propiedades de las plantas.
Según Lalama, Montes, & Zaldumbide (2016), Ecuador cuenta con más de
17000 especies de plantas, la mayoría proviene de los Andes Tropicales, de
zonas subtropicales de América, tropicales de Asia, Malasia, África, también el
hombre ha contribuido a esta difusión de plantas por la necesidad de encontrar
sanación.
Esa misma necesidad de sanación ha obligado al hombre indígena en el
Ecuador a adoptar una cultura donde utilizan plantas medicinales, para la
curación y tratamiento de diferentes enfermedades, propias de su medio
ambiente.
La investigación etnobotánica empírica utilizada por diferentes comunidades
del Ecuador, les ha permitido aplicarlas en el tratamiento de algunas
enfermedades, Hedychium coronarium J. Koenig cuenta con muchas
propiedades farmacológicas utilizadas en la medicina tradicional, el rizoma es
usado en el tratamiento de diabetes, hemorragias y dolores reumáticos. Presenta
actividades anticancerígenas, antioxidantes, antihipertensivas, diuréticas
(Chaithra, Satish, Karunakar, & Shabaraya, 2017).
Estas propiedades corresponden a juicios de valor y creencias que configuran
una verdadera concepción ideológica y guían el comportamiento y praxis social,
a b
8
convirtiéndose en pautas referenciales del manejo de un conjunto de elementos,
entre los que se cuenta no solo los que poseen dimensiones objetivo – sensibles
sino aquellos que lindan con aspectos mágico- míticos (Lalama, Montes, &
Zaldumbide, 2016).
Sus actividades médicos-botánicas son respaldadas por estas ideas:
categorizan enfermedades que pueden contraer los hombres y de acuerdo a su
visión amplia y pleno conocimiento de la vegetación que los rodea, puede
administrar un tratamiento, aprendido por un proceso de socialización de
conocimientos enseñados a una edad temprana (Lalama, Montes, &
Zaldumbide, 2016).
No solo en Ecuador utilizan la especie Hedychium coronarium J. Koenig
(blanca mariposa), en otros países de Latinoamérica como Colombia usan el
rizoma en infusión y es útil para combatir el mal aliento, dolores de garganta, tos,
gripe y rinitis. Además, se utiliza el rizoma en decocción y emplastos para aliviar
inflamaciones, tumores, reumatismos, dolores de huesos y articulares. Con las
hojas secas se hacen infusiones para aliviar dolores abdominales (Orozco,
Román, & Marín, 2017).
En México utilizan sus flores en jardinería por su belleza y fragancia, en Hawái
la mayoría de las mujeres cuidan su cabello y piel con el jugo de las semillas
maduras, en Brasil los esclavos traídos de África acolchaban sus lechos con
estas plantas y en su amazonia la infusión de los rizomas, machacados se usa
para aliviar dolores estomacales esporádicamente a falta de jengibre. El aceite
esencial de hojas y rizomas se usa por sus efectos inhibidores contra la
fibrogenólisis del veneno de Lachesis muta, (Shushupe), de Brothrops atrox
(Jergón), los resultados de la acción del aceite esencial sugieren que interactúa
con las proteasas del veneno y es capaz de inhibir el efecto de la coagulación
(Vargas & Davila, 2018).
II. 7. Composición química
Por estudios realizados con especies de la familia Zingiberáceae se sabe que
los aceites esenciales pueden ser de naturaleza terpenoidal y algunas veces se
hallan sustancias fenólicas derivados de: ácido vainillien, ácido cinámico, ácido
9
benzoico, ácido salicílico, ácido clorogenico, cumarínicos (Vargas & Davila,
2018).
Siendo el rizoma la parte más estudiada de la especie Hedychium coronarium
J. Koenigen diferentes investigaciones demuestran que contiene varios
compuestos bioactivos, tales como saponinas, flavonoides, aceites volátiles,
glucósidos, aceites esenciales terpenoidales: mono y sesquiterpenos. Los
principales compuestos químicos presentes en la planta son 12 - dieno - 15,
hedchicoronarina, peroxicoronarina D, 7β - hidroxi - 6 - oxo - labda - 8, 16 – dial7β
hidroxil calcaratarina A y E (Goyal, 2015).
II. 8. Estudios de Farmacognosia y Fitoquímica
II. 8. 1. Concepto de Farmacognosia
Desde tiempo inmemorable la humanidad ha utilizado sustancias de origen
natural con fines terapéuticos, e implementado el estudio científico, en la
actualidad se define Farmacognosia, como la investigación y el uso apropiado
de estas sustancias, enfocándose en el descubrimiento de sus principios activos
sean de origen vegetal, animal y mineral que tuviesen alguna aplicación en la
terapéutica, comercial o industrial.
En un sentido más amplio la farmacognosia abarca el estudio de la historia, el
cultivo, la recolección, preparación, preservación, comercialización, distribución,
identificación y evaluación de los componentes químicos de origen natural, la
farmacología y el uso tradicional de esos compuestos o sus derivados para
mejorar la salud y el bienestar del ser humano (Cortez, y otros, 2004).
II. 8. 2. Concepto de Fitoquímica
A través de la Fitoquímica comprendemos más ampliamente la composición
química de las plantas, descubriendo su aplicación farmacognóstica, mediante
diferentes ensayos con reacciones químicas de identificación, como cambios de
color y formación de precipitados (Sampietro, Isla, Quiroga, & Vattuone, 1997).
10
Por lo tanto, la Fitoquímica estudia las propiedades y estructuras químicas de
los productos naturales de las plantas. A través de lo que se conoce como
marcha fitoquímica que es una serie de pasos donde se observan reacciones
como cambio de color, fluorescencia, reacciones. Se determina la existencia de
un tipo de compuesto químico (Sampietro, et al., 1997).
El screening Fitoquímico de los extractos vegetales es una secuencia de
aislamientos y purificaciones de los compuestos presentes en la muestra vegetal.
Permite a su vez que sus moléculas presentes den reacciones con determinados
reactivos, afirmando o descartando su presencia. Dentro de los metabolitos
secundarios a analizarse se encuentran: los alcaloides, esteroles, flavonoides,
taninos, saponinas, cumarinas, antraquinonas, heterósidos cardiotónicos,
sesquiterpeno lactonas (Sampietro, et al., 1997).
II. 8. 3. Metabolitos Secundarios
Un aspecto metabólico que distingue el reino animal del vegetal es la
capacidad de las plantas para producir sustancias que no son esenciales para
su supervivencia. A esas sustancias se les denomina “metabolitos secundarios”;
los animales superiores raramente los producen, si acaso pueden ser
encontrados ocasionalmente en insectos y otros invertebrados (Hostettmann &
Wolfender, 1997).
Por tanto, los vegetales, además de metabolitos primarios, tales como
carbohidratos, aminoácidos, ácidos grasos, poliaminas, citocromos, clorofilas e
intermediarios metabólicos de las vías anabólicas y catabólicas, también
producen metabolitos secundarios, es decir, sustancias que no parecen
participar directamente en el crecimiento o desarrollo, sustancias que no son
necesarias para que un organismo pueda existir como tal, sino que simplemente
aportan al individuo que las produce una ventaja para responder a estímulos del
entorno (Hostettmann & Wolfender, 1997).
Algunos metabolitos secundarios tales como los flavonoides y otros
compuestos fenólicos, actúan como antioxidantes, capturando especies
reactivas de oxígeno previniendo así de la oxidación celular (Hostettmann &
Wolfender, 1997).
11
II. 8. 4. Alcaloides
Los alcaloides son compuestos orgánicos que contienen uno o más átomos
de nitrógeno, generalmente en anillo heterocíclico y con actividad fisiológica
específica. Son sustancias de origen biológico y sobre todo de origen vegetal.
Por lo general presentan un nitrógeno heterocíclico, como amina primaria (R-
NH2), secundaria (R’-NH) o terciaria (R’’-N). Son particularmente activos en el
Metabolismo vegetal. Se los considera como depósitos para síntesis proteicas y
estimulantes o reguladores de actividades como el crecimiento, metabolismo y
reproducción. Actúan como núcleos de coenzimas u hormonas. Funcionan como
fuentes desintoxicantes en procesos de metilación (Sampietro, et al., 1997).
II. 8. 5. Flavonoides
Los Flavonoides (lato sensu) son pigmentos casi universales en los vegetales.
Casi siempre hidrosolubles, son responsables de la coloración de las flores,
frutos y a veces de las hojas. Si no son directamente visibles, contribuyen a la
coloración por su papel de con pigmentos. En algunos casos, la zona de
absorción de la molécula se sitúa en el ultravioleta próximo, la coloración se
percibe únicamente por los insectos que se sienten así eficazmente atraídos y
guiados hacia el néctar y obligados por lo tanto a asegurar el transporte del polen
que condiciona la supervivencia de la especie vegetal (Bruneton, 2003)
La biosíntesis justifica la frecuente presencia de al menos tres hidroxilos
fenólicos en C-5, C-7 y C-4’ de la genina.
La principal actividad atribuida a los flavonoides es la de ser veno-activas, es
decir, ser capaces de disminuir la permeabilidad de los capilares sanguíneos y
aumentan su resistencia.
Se les atribuye propiedades antibacterianas ya que inhiben la síntesis de
peptidoglicano en la membrana celular que le confiere la rigidez. También se le
atribuye propiedades antiinflamatorias y antiespasmódicas (Bruneton, 2003).
12
II. 8. 6. Taninos
Los taninos son polímeros polifenólicos producidos en las plantas como
compuestos secundarios y que tienen la habilidad de formar complejos con
proteínas, polisacáridos, ácidos nucleicos, esteroides, alcaloides y saponinas
(Bruneton, 2003).
Están ampliamente distribuidos en el reino vegetal con una característica en
general de tener sabor amargo y astringente. La importancia de los taninos en el
mundo vegetal es su capacidad de proteger a las plantas contra las heridas que
sufren y de esta forma protegerlos contra los ataques exteriores (Bruneton,
2003).
En los vegetales superiores se distinguen, generalmente dos grupos
diferentes de taninos tanto por su estructura como por su origen biogenético:
1. Taninos Hidrolizables
2. Taninos Condensados
II. 8. 6. 1. Taninos Hidrolizables
Sonoligo-poliésteres de un azúcar (o de un poliol) y de un número variable de
moléculas de ácido fenol. El azúcar, generalmente es la glucosa. El ácido fenol
es o bien el ácido gálico (Ácido 3, 4,5-trihydroxybenzoic) o el ácido
hexahidroxidifénico (Bruneton, 2003).
II. 8. 6. 2. Taninos Condensados
Los taninos condensados son polímerosflavánicos. Están constituidos por
unidades de flavan-3-oles ligadas entre sí por enlaces carbono-carbono.
Se los conoce también como taninos no Hidrolizables, ya que se hidrolizan
con dificultad y por el contrario, el tratamiento con calor y ácidos minerales
origina polímeros de alto peso molecular (Bruneton, 2003).
13
Los taninos tienen la propiedad de coagular las proteínas de las mucosas y
tejidos, crean una capa aislante y protectora que reduce la irritación y el dolor
(Bruneton, 2003).
A nivel intestinal es ingerido se combina con las proteínas en el estómago,
pero a medida que la acidez aumenta va liberando el tanino del complejo, sin
embargo se vuelve a precipitar a nivel del intestino controlando la diarrea
(Bruneton, 2003).
Son muy útiles para envenenamientos especialmente con alcaloides debido a
la producción de precipitados evitando la absorción de los mismos (Bruneton,
2003).
II. 8. 7. Saponinas
Las saponinas constituyen un amplio grupo de heterósidos muy frecuentes en
los vegetales. Se caracterizan por sus propiedades tenso-activas: se disuelven
en agua formando disoluciones espumosas. La mayor parte de las saponinas
tiene propiedades hemolíticas y son tóxicos para animales de sangre fría como
los peces (Bruneton, 2003).
Estructuralmente, las saponinas se pueden clasificar en dos grupos según la
naturaleza:
1. Saponinas con genina esteroídica
2. Saponinas con genina triterpénica
Por regla general, las saponinas son hemolíticas. Esta propiedad se atribuye
a su interacción con los esteroles de la membrana eritrocitaria. La interacción
induce un aumento de la permeabilidad de la membrana y un intercambio de
iones entre el sodio y el potasio (Bruneton, 2003).
II. 8. 8. Cumarinas
Las cumarinas deben su denominación a la palabra <<coumarou>>, nombre
vernáculo del haba tonka. Las cumarinas son 2H-1benzopiran-2-onas que se
14
pueden considerar como las lactosas de los ácidos 2-hidroxi-Z-cinámicos. Se
encuentran distribuidas en todo el reino vegetal.
Al igual que otros derivados fenilpropánicos, las cumarinas proceden del
metabolismo de la fenilalanina. Las cumarinas libres son solubles en alcoholes y
en disolventes orgánicos (Bruneton, 2003).
El interés farmacológico de las drogas con cumarinas es limitado. Algunas
furanocumarinas son foto sensibilizantes y, por este motivo, se puedan utilizar
en terapéutica para el tratamiento de la soriasis.
La cumarina, conocida por sus propiedades antiedematosas, se ha utilizado
en la realización de estudios clínicos en pacientes con cáncer avanzado, es
inmunoestimulante y posee actividad citotóxica. Se metaboliza rápidamente a
nivel hepático (Bruneton, 2003).
II. 8. 9. Fenoles.
Son un grupo de compuestos orgánicos que presentan en su estructura un
grupo funcional hidroxilo unido a un radical arilo. Por lo tanto, la fórmula general
para un fenol se escribe como Ar – OH (Cabrera & Velazquez, 2014).
Los fenoles se nombran, generalmente, como derivados del miembro más
sencillo de la familia que es el fenol o hidroxibenceno. Para algunos fenoles,
suelen emplearse nombres comunes como cresoles (metilfenoles), catecol (o-
dihidroxibenceno), resorcinol (mdihidroxibenceno) y e hidroquinona (p-
dihidroxibenceno), se ilustra en la figura 3 (Cabrera & Velazquez, 2014).
Figura 3: Estructuras químicas de Fenoles
Fuente: Cabrera & Velázquez (2014).
15
Los cresoles son menos tóxicos que el fenol y de propiedades farmacológicas
idénticas a las del fenol. El resorcinol es un bactericida y fungicida. Localmente,
precipita las proteínas. En su acción general, se parece al fenol con mayor
excitación central. El hexilresorcinol es un antiséptico, inodoro y no mancha. Es
irritante a los tejidos (Cabrera & Velazquez, 2014).
II. 8. 9. 1. Propiedades físicas de los fenoles
Los fenoles sencillos son líquidos o sólidos, de olor característico, poco
hidrosolubles y muy solubles en solventes orgánicos. Algunos se usan como
desinfectantes, pero son tóxicos e irritantes (Cabrera & Velazquez, 2014).
II. 8. 9. 2. Oxidación de fenoles
Las quinonas son los productos de oxidación de ciertos difenoles, preparadas
utilizando agentes oxidantes suaves como cloruro férrico, óxido de plata o incluso
aire. Tomemos como ejemplo la oxidación de la hidroquinona (figura 4) (Cabrera
& Velazquez, 2014).
Figura 4: Reacción de oxidación de la hidroquinona.
Fuente: Cabrera & Velázquez (2014).
Algunos compuestos biológicos que intervienen en etapas importantes de los
procesos biológicos de oxidación – reducción contienen un sistema quinoide. Un
ejemplo importante es la ubiquinona o Coenzima Q, que interviene en una de las
etapas de la cadena de transporte electrónico, donde se realiza la producción
celular de ATP. En la vitamina K2, uno de los factores de coagulación sanguínea
también aparece un rasgo estructural quinoide (Porras & Lopez, 2015).
16
II. 9. Preparación de extractos.
Para la preparación de la droga vegetal se debe tomar en cuenta que existen
diferentes métodos para extraer los principios activos contenidos en dicha planta,
los cuales necesitan de un líquido extractivo que va a depender del
procedimiento técnico y de la naturaleza química del principio activo (Amaguaña
& Churuchumbi, 2018).
Entre los métodos más comunes encontramos los siguientes:
II. 9. 1. Percolación
Es un método que consiste en que el menstruo (generalmente alcohólico o
mezcla hidroalcohólica) atraviesa la masa de droga pulverizada siempre en un
solo sentido, alcanzando concentraciones crecientes de tal modo que el
equilibrio entre el solvente dentro y fuera del marco nunca se alcanza, por lo que
la droga bañada siempre por nuevas proporciones de menstruo acaba por ceder
todos sus componentes solubles de manera progresiva (Amaguaña &
Churuchumbi, 2018).
II. 9. 2. Maceración
Se entiende por maceración al contacto prolongado durante cierto tiempo de
la droga con el menstruo constituyendo un conjunto homogéneamente mezclado
en el cual el menstruo actúa simultáneamente sobre todas las proporciones de
la droga, circulando a través en todas las direcciones y sentidos y disolviendo
sus principios activos hasta producirse una concentración en equilibrio con la del
contenido celular (Amaguaña & Churuchumbi, 2018).
II. 9. 3. Decocción
Llamada también cocimiento, este procedimiento consiste en llevar a la
mezcla de droga más menstruo a la temperatura de ebullición del agua,
manteniendo esta temperatura durante un período variable que suele oscilar de
15 a 30 minutos (Amaguaña & Churuchumbi, 2018).
17
II. 9. 4. Infusión
Es el proceso en cual se somete a la droga previamente humedecida al
contacto con el solvente a una temperatura igual a la de ebullición del agua por
cinco minutos, se deja enfriar hasta temperatura ambiente y se prepara al 5%
(Amaguaña & Churuchumbi, 2018).
II. 10. Tipos de extractos.
Los extractos son preparados concentrados de consistencia sólida, líquida o
intermedia, derivados generalmente de material vegetal desecado, se obtienen
al evaporar parcial o totalmente el disolvente en los líquidos extractivos de origen
vegetal. Los extractos según su consistencia y concentración de principio activo
se clasifican en: extractos fluidos, secos, blandos y los crioextractos (Carrion &
Garcia , 2010).
II. 10. 1. Extractos Fluidos
Los extractos fluidos son extractos de drogas que con la concentración
prescrita de etanol, están preparados de forma que una parte de droga
corresponde a una parte o dos partes del extracto fluido; teniendo en cuenta que
85 partes de droga seca corresponden a 100 partes de planta fresca. Por lo
general los extractos fluidos se obtienen por percolación (Amaguaña &
Churuchumbi, 2018).
II. 10. 2. Extractos Secos
Los extractos secos son aquellos que tienen una consistencia seca y son
fácilmente pulverizables, se obtienen por evaporación del disolvente y
desecación del residuo. Los extractos secos no deben presentar un contenido
de humedad mayor del 5%. Presentan una concentración muy superior de
principio activo que la droga original, son preparados bastante estables (aunque
en ocasiones resultan higroscópicos) y de fácil manipulación; como líquido
extractor se utiliza alcohol de diversa concentración y agua. Actualmente es
posible obtener extractos secos nebulizados que son más estables que los
tradicionales, por ser menos higroscópicos (Carrion & Garcia , 2010).
18
II. 10. 3. Extractos Blandos
Poseen una concentración de principio activo superior a la de la droga original
y tienen consistencia semisólida. El disolvente suele ser agua o mezclas
hidroalcohólicas. Los extractos blandos son poco estables y resultan difíciles de
manipular; por lo que no son muy utilizados (Carrion & Garcia , 2010).
II. 11. Métodos de extracción.
La extracción es el procedimiento mediante el cual se hace pasar en solución
con un disolvente una sustancia contenida en una mezcla sólida, permitiendo
separaciones notablemente selectivas. La selección del procedimiento para
fraccionar el extracto de las plantas en un extracto etanólico total, depende de
las características físicas o químicas de este. A este método de separación se lo
categoliza como Físico-Quimico (San Feliciano, Lourenço, & Cruz, 2006).
La aplicación de las metodologías fisicoquímicas persigue el conocimiento
más completo de las cualidades terapéuticas de la especie en estudio y tiene
como finalidad principal sobre la base del fraccionamiento biodirigido de los
extractos, conseguir el aislamiento e identificación de las sustancias
responsables de su bioactividad y así poder confirmar la actividad y utilidad de
los principios activos una vez purificados (San Feliciano, Lourenço, & Cruz,
2006).
II. 12. Actividad Antioxidante.
Los antioxidantes son compuestos químicos que tienen la capacidad de
retardar o prevenirlas reacciones de oxidación, ayudando a reducir el efecto
oxidativo en el cuerpo humano (Coba, Mayacu, & Vidari, 2010).
II. 12. 1. Fuentes exógenos de antioxidantes
Los antioxidantes cuentan con diferentes familias como los polifenoles y
fitoestrógenos, entre los principales compuestos se encuentran los flavonoides
19
(antocianidinas, catequinas, citroflavonoides, isoflavonoides) y taninos (Coba,
Mayacu, & Vidari, 2010).
II. 12. 2. Radicales libres
Los radicales libres son moléculas o fragmentos de moléculas caracterizadas
por tener uno o más electrones desapareados en su orbital externo, condición
que los torna altamente reactivos. En el ser humano se generan radicales libres
en la cadena respiratoria mitocondrial, cuando reacciona el pe róxido de
hidrógeno con el ion ferroso, por acción catalítica de la ciclooxigenasa, la
reacción de vitamina C con el ion ferroso, por acción de la NADPH reductasa
(Guija, Inocente, Ponce, & Zarzosa , 2015).
II. 13. Método de Determinación de Actividad Antioxidante.
Entre los métodos para la determinación de la actividad antioxidante tenemos
los siguientes ensayos descritos en la tabla III.
Tabla III. Actividad antioxidante por método espectrofotométrico
Ensayo de
capacidad
Antioxidante
Principio del método Producto final
Determinación
DPPH Reacción antioxidante con un producto
orgánico radical Colorimetría
ABTS Reacción antioxidante con un producto
orgánico. radical catiónico Colorimetría
FRAP Reacción antioxidante con un Fe (III).
Complejo Colorimetría
PFRAP
Reducción de ferricianuro de potasio por
Antioxidantes y reacción posterior.
de ferrocianuro de potasio con Fe3 +
Colorimetría
CUPRAC Cu (II) reducción a Cu (I) por
Antioxidantes Colorimetría
ORAC
Reacción antioxidante con peroxil.
Radicales inducidos por la AAPH.
(2,2'-azobis-2-amidino-propano)
Pérdida de
fluorescencia o
Fluoresceína
HORAC
Capacidad antioxidante para apagar OH
Radicales generados por un Co (II) basado
en Sistema tipo fenton
Pérdida de
fluorescencia o
Fluoresceína
TRAP Capacidad antioxidante para eliminar Quimioluminiscencia
20
Radicales derivados del luminol,
generados.
de la descomposición de la AAPH
Templo
Fluorimetría
Emisión de luz por una sustancia.
que ha absorbido la luz u otra
radiación electromagnética de un
diferente longitud de onda
Grabación de
excitación de
fluorescencia/ Los
espectros de
emisión Fuente: Pisoschi (2014).
II. 13. 1. DPPH (IC50).
Se han descrito diversas técnicas para evaluar la capacidad antioxidante
de alimentos y plantas medicinales, pero aquella que ha recibido una
preferencial atención es la técnica que utiliza el radical libre 2,2-difenil-1-
picrilhidrazilo conocido por las siglas DPPH.
Este radical libre es susceptible de reaccionar con compuestos antioxidantes
a través de un proceso caracterizado por la cesión de un átomo de hidrogeno
proporcionado por el agente antioxidante (Guija, et al., 2015).
Algunos estudios cinéticos realizados demuestran que este proceso ocurre a
través de una reacción de pseudo orden la que puede seguirse midiendo la
disminución de la absorbancia en función del tiempo.
Esta medición permite observar una primera fase muy rápida, seguida
ulteriormente por una reacción lenta, lo que podría ocurrir debido a un proceso
de dimerización de los productos de la reacción o a reacciones de los productos
de ésta (Guija, et al., 2015).
La reacción descrita, entre el DPPH y un antioxidante, podemos representarla
de la siguiente manera:
[DPPH*] + [AOH] [DPPH-H] + [AO*]
En donde las condiciones de ensayo se mide la capacidad antioxidante puede
describirse por la siguiente ecuación:
d[DPPH] / dt=kobs [DPPH]
21
II. 14. Determinación De Iones Metales
Las plantas obtienen el carbono, el hidrógeno y el oxígeno principalmente del
agua y del dióxido de carbono mientras que el resto de los elementos nutritivos
esenciales los incorporan a partir de sales minerales. En ellas, los elementos
esenciales como el nitrógeno, potasio, calcio, magnesio, fósforo y azufre se
encuentran en proporciones relativamente altas (mayores al 0,1% del peso seco)
y por ello se los denomina macronutrientes. En cambio, los micronutrientes como
el cloro, boro, hierro, manganeso, sodio, zinc, cobre, molibdeno y níquel son
necesarios en proporciones muy pequeñas y conforman escasas proporciones
del peso seco.Otros elementos, como el cobalto y el silicio, que promueven el
crecimiento y pueden ser esenciales solo para algunas plantas, se denominan
beneficiosos y tanto su concentración como su función varían entre elementos y
especies vegetales (Villegas, Aguilar, & Dominguez, 2015).
La importancia que tiene el estudio de metales pesados en las plantas es por
su persistencia y rápida acumulación en los seres vivos, estos efectos tóxicos
no se detectan fácilmente a corto plazo, aunque si puede haber una incidencia a
mediano y largo plazo. Los metales son difíciles de eliminar puesto que los
organismos los incorporan a sus tejidos y de estos a sus depredadores, en los
que se acaban manifestando (Villegas, Aguilar, & Dominguez, 2015).
Entre los métodos para determinar la formación de complejos se puede
destacar la cuantificación de cationes metálicos en disolución por valoración con
disoluciones patrón de un agente complejante. Tales valoraciones son
probablemente uno de los mejores métodos generales para la determinación de
diversos iones metálicos en disolución con alta exactitud (Collao, 2014).
Uno de los reactivos más utilizados como valorante complexométrico es el
ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), el cual es un ácido tetraprótico que se
representa de forma abreviada como H4Y. En inglés, generalmente se denota
como EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid). Los valores de sus pKasucesivos
son:
H4Y / H3Y-/ H2Y2-/ HY3+ / Y4-
Tanto el ácido libre H4Y como la sal disódica Na2H2Y·2H2O (Na2-
AEDT·2H2O) pueden ser utilizados como patrones primarios para la preparación
22
de las disoluciones valorantes. Para ello, el ácido libre H4Y se seca varias horas
a 130-145ºCy se disuelve posteriormente añadiendo la mínima cantidad de
hidróxido sódico necesaria. La sal disódica tras ser secada a 80ºC, se disuelve
sin dificultad.
El EDTA es un ligando hexadentado (figura 3). Posee seis pares de electrones
no compartidos disponibles para formar enlaces covalentes coordinados
simultáneamente con el mismo átomo metálico central, cuatro en los oxígenos
de los grupos carboxílicos y otro en cada uno de los dos nitrógenos (Collao,
2014).
Figura 5. Estructura química del Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA).
Fuente: Collao (2014).
II. 15. Determinación De Ácidos Grasos
Los ácidos grasos, al igual que el amino ácido, son unos de los componentes
fundamentales de la vida. Los aminoácidos son utilizados para hacer proteínas
mientras que los ácidos grasos desempeñan un amplio rango de diferentes
tareas tanto en las plantas como en animales. Al nivel más simple, los ácidos
grasos en forma de aceites y grasas son una buena manera de almacenar
energía para uso futuro, ya que peso por peso las grasas y aceites retienen más
energía que las proteínas o que los carbohidratos. Por ejemplo, las plantas
almacenan energía para el desarrollo de las semillas en forma de aceite. (Ceron,
Osorio, & Hurtado, 2016).
Sin embargo, además de simple almacenaje, los ácidos grasos juegan un rol
esencial en muchas estructuras y funciones biológicas. Posiblemente la más
importante es como uno de los componentes fundamentales de las membranas.
Las membranas biológicas forman las paredes de todas las células, sean algas
23
simples de una sola célula o células especializadas complejas como los nervios,
células musculares o células sanguíneas (Ceron, Osorio, & Hurtado, 2016).
Sólo las plantas pueden producir ácidos grasos de la serie omega-6 y omega-3,
razón por la cual éstos han sido llamados los ácidos grasos esenciales.
Las grasas y aceites constituyen una clase de compuestos orgánicos de
importancia biológica, llamados lípidos, estos son constituyentes esenciales de
prácticamente todas las células animales y vegetales (Bravo & Pozo, 2015).
La caracterización de los lípidos provee información acerca del valor calórico,
así como otras propiedades, incluyendo identidad, calidad nutricional y seguridad
de los lípidos con respecto al contenido de colesterol y ácidos grasos saturados,
para determinar su posible aplicación.
Las grasas y los aceites pueden ser identificados por sus constantes
químicas, las más usadas son el índice de yodo, el índice de saponificación y el
índice de acidez (Conejo, 2016).
II. 15.1. Ácidos Grasos Insaturados
Los ácidos grasos insaturados son ácidos grasos de cadena larga que se
caracterizan por tener en la cadena hidrocarbonada uno o más dobles enlaces,
por tanto, la distancia entre carbonos es mayor, lo que dificulta las uniones
mediante Fuerzas de van der Waals. Esta característica ocasiona que los ácidos
grasos adopten forma de estado líquido a temperatura ambiente, siendo
comúnmente conocidos como aceites. Los ácidos grasos insaturados tienen
acción en la prevención de enfermedades crónicas no transmisibles,
especialmente las enfermedades cardiovasculares (Bondia, 2007)
Los ácidos grasos insaturados según el número de enlaces en su estructura
molecular se dividen en:
1. Ácidos grasos monoinsaturados (monoenoico): Poseen sólo un doble
enlace en su estructura.
2. Ácidos poliinsaturados (polienoico): Tienen dos o más dobles enlaces.
24
II. 15. 2. Ácidos grasos monoinsaturados (AGMI)
Son ácidos grasos de cadena carbonada par, poseen un solo doble enlace en
su estructura molecular. Los ácidos grasos monoinsaturados tienen entre 10 y
22 átomos de carbono. Las grasas monoinsaturadas se encuentran en grandes
cantidades en los alimentos provenientes de vegetales: el aceite de oliva, el
maní, el aguacate y el aceite de canola (de semilla de nabos), frutos secos
(pistachos, almendras, avellanas, nueces de macadamia, entre otros). Existen
varios tipos de ácidos grasos monoinsaturados, sin embargo, a continuación se
mencionan a los más importantes a nivel nutricional que son los ácidos
palmitoleico, oleico, elaídico (Fuentes, 2014).
II. 15. 2. 1.Ácido palmitoleico
Es un ácido graso monoinsaturado omega-7 (9-cis Hexadecenoico). Su
fórmula molécular es C16H30O2 y su fórmula desarrollada es: CH3-(CH2)5-
CH=CH-(CH2)7-COOH. Se trata de un componente común de los glicéridos del
tejido adiposo humano. “Está presente en todos los tejidos, pero se encuentra
en concentraciones más altas en el hígado. Es biosintetizado a través del ácido
palmítico por la acción de la enzima delta-9 desaturasa.”
El omega 7 o ácido palmitoleico es muy beneficioso para la piel y las mucosas.
Se trata de un ácido graso monoinsaturado, presente en una proporción del 28%
en el aceite del arbusto del espino amarillo (Hippophae rhamnoides). El aceite
del espino amarillo es un producto natural y beneficioso para ayudar a disminuir
diferentes afecciones causadas por enfermedades en la piel y en las mucosas,
así como a mantener estos tejidos nutridos y con una óptima estructura, debido
a su gran aporte en el ácido graso omega 7, que ayuda en la mejora de la
regeneración y la nutrición de la piel (Sanchez, 2017).
II. 15. 2. 2. Ácido oleico
Es un ácido graso monoinsaturado de la serie omega-9, se le denomina cis-
9- octadecenoico o 18:1 cis-9, es típico de los aceites vegetales como el aceite
25
de oliva, del aguacate, entre otros. Ejerce una acción beneficiosa en los vasos
sanguíneos reduciendo el riesgo de sufrir enfermedades cardiovasculares. Su
fórmula química es C18H34O2 y su fórmula desarrollada es: CH3-(CH2)7-
CH=CH-(CH2)7-COOH. El ácido oleico es líquido oleoso e incoloro, no es
soluble en agua pero si en compuestos orgánicos (benceno, alcohol, éter, entre
otros). Por hidrogenación del ácido oleico se obtiene el ácido esteárico (saturado)
(Marrero, 2015).
En cuanto a los efectos fisiológicos del aceite de oliva se destacan, los
siguientes:
1. Efectos digestivos.- El aceite de oliva provoca el enlentecimiento del
vaciado gástrico e inhibición parcial de la secreción gástrica. Esto último
puede ser importante en enfermedades como la ulcera gástrica y
duodenal y en la dispepsia (Marrero, 2015).
II. 15. 2. 3. Ácidos grasos poliinsaturados (AGPI)
Son ácidos grasos con dos o más dobles enlaces en su estructura molecular.
Tienen entre 16 y 22 átomos de carbono. La presencia de más de un doble
enlace hace que se oxiden con mayor facilidad y se formen radicales libres que
pueden dar lugar a compuestos potencialmente nocivos para la salud (Bravo &
Pozo, 2015).
Dentro de los ácidos grasos poliinsaturados se encuentran los ácidos grasos
esenciales, estos deben ser aportados en la dieta ya que resultan
imprescindibles y no pueden ser sintetizados por el organismo. Los ácidos
grasos esenciales son el linoleico (Omega-6) y el linolénico (Omega-3) (Bravo &
Pozo, 2015).
Los ácidos grasos poliinsaturados reducen los niveles de colesterol total y la
concentración de LDL y triglicéridos en sangre disminuyendo a su vez el riesgo
de trombos y coágulos (Bravo & Pozo, 2015)
26
II. 15. 2. 4. Ácido linoleico
Es el ácido graso poliinsaturado más común tanto en plantas como animales.
Posee dos dobles enlaces en su estructura, se le denomina ácido cis 9,12-
octadecadienoico. Su fórmula química es C18H32O2 y su fórmula
semiestructural es: CH3-(CH2)4-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-COOH. La
fórmula estructural muestra que los dobles enlaces se ubican en los carbonos 9
y 12 contados desde el grupo carboxilo -COOH. Posee una configuración
18:2Δ9,12, donde el 18 es el número de átomos de carbono, el 2 número de
dobles enlaces y las cifras sucesivas al Δ “delta” la posición de los dobles
enlaces, es el precursor de numerosos derivados, que se forman en reacciones
de elongación, de saturación o ambas. Al ácido linoleico y a sus derivados se les
conoce como ácidos grasos omega-6 ya que el primer doble enlace al contar
desde el carbono omega, es decir el que lleva el grupo metilo (-CH3), está en
posición 6. Los dobles enlaces se sitúan regularmente cada 3 carbonos, por
ejemplo en lugar de escribir el 18:2Δ9,12 del ácido linoleico sólo se coloca 18:2ω-
6 (Bravo & Pozo, 2015).
El ácido linoleico es considerado una sustancia esencial en la grasa (C18:2n-
6), señalando que en ausencia de este nutriente se desarrollan síntomas que
afectan la salud de la piel, retención de agua, fertilidad y crecimiento (Bravo &
Pozo, 2015).
II. 15. 2. 5. Ácido linolénico
Es un ácido graso con 18 átomos de carbono, se le denomina ácido 9, 12, 15-
octadecatrienoico, posee tres dobles enlaces en su estructura molecular,
presenta dos estructuras denominadas alfa y gamma. La diferencia entre ambas
estructuras es la ubicación de los dobles enlaces, siendo en el alfa en los
carbonos 9,12 y 15, mientras que en el gamma en los carbonos 6, 9 y 12. El
ácido alfa-linolénico (ALA) es un ácido graso poliinsaturado esencial de la serie
omega-3 (Marrero, 2015).
La fórmula molecular del ALA es C18H30O2 y su fórmula semidesarrollada
es:
CH3-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-COOH.
27
II. 16. F.A.M.E
El análisis de los ésteres metílicos de ácidos grasos metil-ésteres FAMES es
cada vez más frecuente y comprende la esterificación de lípidos y la separación,
identificación y cuantificación de los ácidos grasos esterificados con grupos
metilo mediante cromatografía de gases (Moncayo, 2015).
En este método los ácidos grasos se identifican por comparación de su tiempo
de retención en columnas de sílice con el de los lípidos purificados
individualmente, que actúan como estándar o en el de los lípidos que hayan sido
caracterizados previamente (Moncayo, 2015).
Los ésteres metílicos de ácidos grasos pueden cuantificarse midiendo las
áreas de cada pico y aplicando factores de calibrado y su concentración absoluta
puede determinarse incluyendo concentraciones conocidas de estándares
intermedios en los análisis (Moncayo, 2015).
II. 17. Índice De Saponificación
El índice de saponificación (IS) es expresado como el número de miligramos
de KOH requeridos para saponificar los ácidos grasos libres y combinados,
presentes en un gramo de grasa y ofrece una medida del peso molecular
promedio de los triglicéridos que constituye la grasa (Rodríguez, Maldonado ,
Muro, & Miranda , 2016).
Los aceites o grasas que se consideran, como ésteres de glicéridos de ácidos
grasos, pueden hidrolizarse en glicerol y ácidos grasos o pueden
descomponerse por bases en glicerol y sales de ácidos grasos. Una reacción
típica es la llamada saponificación Las diferencias encontradas en el valor de
saponificación se deben al hecho que los ésteres de los ácidos de bajo pesos
equivalentes, requieren más base para la saponificación que el mismo peso en
gramos de aquellos de más alto peso equivalente (Ayala, 2015)
II. 18. Índice De Yodo
Es una medida del grado de insaturacion. Los aceites con alto índice de yodo
tienen un punto de fusión más bajo, y en general son menos resistentes a
28
reacciones de oxidación que los aceites con bajo índice de yodo (Taron, Torres,
Gonzales, & Maza, 2013).
Será tanto mayor cuanto mayor sea el número de dobles enlaces por unidad
de grasa, utilizándose por ello para comprobar la pureza y la identidad de las
grasas. A la vez que los dobles enlaces de los ácidos grasos insaturados se
determinan también las sustancias acompañantes insaturadas, por ejemplo, los
esteroles (Ayala, 2015).
El método más conocido es el método del índice de yodo que se basa en un
proceso de adición de las mezclas de halógenos (cloro- yodo o bromo-yodo)
sobre los dobles enlaces con una valoración yodométrica simple, por retroceso,
del reactivo en exceso. Se denomina índice de yodo a la cantidad de yodo
expresada en gramos que es equivalente a la cantidad de mezcla de halógenos
adicionada por 100 gramos de substancia (Taron, et al., 2013).
29
CAPÍTULO III. MATERIALES Y MÉTODOS
III. 1. Tipo de investigación.
Un método de investigación exploratoria y descriptiva. Las actividades se
llevaron a cabo en el Laboratorio de Productos Naturales en la Facultad de
Ciencias Químicas de la Universidad de Guayaquil.
III. 2. Equipos, Aparatos, Materiales y Reactivos.
III. 2. 1. Equipos.
1. Balanza analítica.
2. Extractor Soxhlet.
III. 2. 2. Aparatos.
1. Estufa – MEMMERT.
2. Mufla – VEB Electro Bad Frankenhausen.
3. Molino industrial - IKA MF10 basic.
4. Sorbona
5. Rotaevaporador - HEILDOPH Laborato modelo 4001
6. Bomba al vacío
III. 2. 3. Materiales.
1. Mortero.
2. Gradilla.
3. Tubos de ensayo (15 ml).
4. Espátula.
5. Pizeta.
6. Cápsula de porcelana.
7. Papel filtro.
8. Papel filtro libre de cenizas.
9. Mechero de alcohol.
10. Crisoles de porcelana.
30
11. Desecador.
12. Vasos de precipitación (100 – 250 ml).
13. Pinzas para mufla.
14. Pipetas graduadas (5 – 10 ml).
15. Auxiliar de pipetas.
16. Vidrio reloj.
17. Embudo.
18. Matraz aforado (100 ml).
19. Soporte universal.
III. 2. 4. Reactivos.
1. Ácido clorhídrico concentrado.
2. Hidróxido de Sodio 5%.
3. Cloroformo.
4. Anhídrido acético.
5. Ácido sulfúrico concentrado.
6. Cinta de magnesio metálico.
7. Reactivo de Draggendorf.
8. Reactivo de Mayer.
9. Reactivo de Wagner.
10. Reactivo de Bouchardat.
11. Reactivo de Fehling A y Fehling B.
12. Reactivo de Cloruro Férrico 5%.
13. Agua destilada.
14. Hexano.
15. Metanol.
16. Dicloro metano.
17. Sephadex LH-20.
III. 3. Muestra.
La muestra vegetal utilizada: hojas deHedychium coronarium J. Koenig.
obtenida en la comunidad de Puerto Misahuallí, en la ciudad de Tena del cantón
Napo.
31
III. 4. Metodología Experimental.
Para el estudio farmacognóstico y fitoquímico de la hoja de Hedychium
coronarium J. Koenig, (blanca mariposa) se utilizó el esquema ilustrado en la
figura 6:
Figura 6.Ensayos para el estudio farmacognóstico y fitoquímico de la hoja de Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa)
Fuente: Autores.
III. 4. 1. Caracterización macromorfológica de la hoja.
Se realizó la evaluación macroscópica considerando la forma, textura y
superficie de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig, también se midió el
largo y ancho de 20 unidades para poder determinar sus dimensiones promedio
(Miranda & Cuellar, 2000).
ME
TO
DO
S
EX
PE
RIM
EN
TA
LE
S
1. Caracteristicas macro morfológicas.
2. Preparación de la muestra (secado y
triturado).
3. Parámetros fisicoquímicos
3. 1. Determinación de Humedad.
3.2. Determinación de Cenizas.
3. 2. 1. Determinación de Cenizas Totales.
3. 2. 2. Determinación de
Cenizas solubles en agua.
3. 2. 3. Determinación de
Cenizas Insolubles en HCl.
4. Estudio fitoquímico.
4. 1. Tamizaje fitoquímico.
5. Análisis Fisicoquímico del
Aceite.
5.1. Índice de Saponificación.
5.2. Índice de Yodo6. Determinación del
Perfil de ácidos grasos.
7. Determinación de Iones Metales.
8. Determinación de la Actividad
Antioxidante.
32
III. 4. 2. Preparación de la muestra (secado y triturado)
Las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig, fueron cortadas en pequeñas
partes, después se las secó en la estufa a una temperatura de 65°C por 15 horas.
La muestra vegetal seca se la trituró en el molino industrial (IKA MF10 basic),
posteriormente fue almacenada en un frasco de vidrio con tapa rosca a una
temperatura ambiente.
III. 4. 3. Parámetros fisicoquímicos
III. 4. 3. 1. Determinación de Humedad (Método gravimétrico)
Se pesó 2 g de las hojas trituradas de Hedychium coronarium J. Koenig con
desviación permisible de 0.5 mg, se transfirieron a una cápsula de porcelana
previamente pesada, seguidamente se la desecó a 105°C durante 3 horas. La
cápsula se colocó en la desecadora donde se dejó enfriar a temperatura
ambiente y se pesó, se colocó nuevamente en la estufa durante 1 hora, volviendo
a pesar hasta obtener una masa constante (Miranda & Cuellar, 2000).
Expresión para obtener los resultados.
𝐻𝑔 =𝑀2 − 𝑀1
𝑀2 − 𝑀 𝑥 100
Donde:
Hg = perdida en peso por desecación (%).
M2 = masa de la cápsula con la muestra de ensayos (g).
M1 = masa de la cápsula con la muestra de ensayo desecada (g).
M = masa de la cápsula vacía (g).
100 = factor matemático.
33
III. 4. 3. 2. Determinación de Cenizas.
III. 4. 3. 2. 1. Cenizas totales.
Se determinó la masa de no menos de 2.0 g ni más de 3.0 g de la porción de
ensayo pulverizada y tamizada con una desviación permisible de 0.5 mg en un
crisol de porcelana, previamente tarado. Se calentó suavemente la porción de
ensayo aumentando la temperatura hasta carbonizar y posteriormente se
incineró en una mufla a una temperatura de 500-600°C, durante 3 horas.
Se enfrió el crisol en una desecadora y se pesó, repitiéndose el proceso hasta
que dos pesadas sucesivas no difirieron en más de 0.5 mg por g (masa
constante) (Miranda & Cuellar, 2000).
Expresión para obtener los resultados.
𝐶 =𝑀2 − 𝑀
𝑀1 − 𝑀 𝑥 100
Donde:
C = porcentaje de cenizas totales en base hidratada.
M =masa del crisol vacío (g).
M1 = masa del crisol con la porción de ensayo (g).
M2 = masa del crisol con la ceniza (g).
100 = factor matemático para los cálculos.
III. 4. 3. 2. 2. Cenizas solubles en agua.
A las cenizas totales obtenidas previamente, se le añadieron 20 mL de agua.
El crisol se tapó y se hirvió suavemente a la llama del mechero durante 5 minutos.
La solución se filtró a través de un papel filtro libre de cenizas. El filtro con el
residuo se transfiere al crisol inicial, se carbonizó en un mechero y luego se
incineró en una mufla a 500-600°C, por 3 horas. Posteriormente se colocó en
34
una desecadora y cuando se alcanzó la temperatura ambiente se pesó (Miranda
& Cuellar, 2000).
Expresión para obtener los resultados.
𝐶a =𝑀2 − 𝑀a
𝑀1 − 𝑀 𝑥 100
Ca = porcentaje de cenizas solubles en agua en base hidratada.
M2 = masa del crisol con las cenizas totales (g).
Ma = masa del crisol con la muestra de ensayo (g).
M1 = masa del crisol con la muestra de ensayo (g).
M = masa del crisol vacío.
100 = factor matemático.
III. 4. 3. 2. 3. Cenizas insolubles en ácido clorhídrico
A las cenizas totales obtenidas previamente, se les añadió 3 mL de ácido
clorhídrico al 10%. El crisol se tapó con un vidrio reloj y se calentó sobre un baño
de agua hirviendo durante 10 minutos. Se lavó el vidrio reloj con 5 mL de agua
caliente y se unió al contenido del crisol. La solución se filtró a través de un papel
filtro libre de cenizas; una vez filtrado, el papel filtro con el residuo se desecó a
100-105°C, se transfirió al crisol inicial y se incinero en una mufla a una
temperatura de 500-600°C durante 3 horas. Posteriormente se colocó en una
desecadora y cuando alcanzó la temperatura ambiente se pesó. Se repitió el
procedimiento hasta obtener masa constante (Miranda & Cuellar, 2000).
Expresión para obtener los resultados.
𝐵 =𝑀2 − 𝑀
𝑀1 − 𝑀 𝑥 100
35
Donde:
B = porcentaje de cenizas insolubles en ácido clorhídrico en base hidratada.
M = masa del crisol vacío (g).
M1 =masa del crisol con la porción del ensayo (g).
M2 = masa del crisol con la ceniza (g).
100 = factor matemático.
III. 4. 4. Estudio Fitoquímico de las hojas Hedychium coronarium
J. Koenig. (Blanca mariposa)
III. 4. 4. 1. Tamizaje Fitoquímico.
Se pesó 50 g de hoja de Hedychium coronarium J. Koenig. previamente
secada y triturada, se realizó una extracción sucesiva utilizando solventes de
polaridad creciente para obtener extractos acuoso y alcohólico según el
esquema de la figura 7:
Luego a cada uno de los extractos se le practicó diferentes ensayos
representados en las figuras 8 y 9 utilizando la metodología descrita por Miranda
&Cuellar (2000).
36
Figura 7. Extracción sucesiva del material vegetal para la aplicación de
técnicas de Tamizaje Fitoquímico.
Fuente: Autores.
Figura 8. Esquema de los ensayos realizados en el extracto acuoso.
Fuente: Autores.
EX
TR
AC
TO
AC
UO
SO
Dividir en fracciones
8 mL en 4 porciones
ENSAYO DE DRAGENDORFF, BOUCHARDAT, WAGNER, MAYER. (ALCALOIDES).
2 mL
ENSAYO DE MUCÍLAGOS (POLISACÁRIDO)
2 mL
ENSAYO DE CUMARINAS
2 mL
ENSAYO DE ESPUMA (SAPONINAS)
ENSAYO DE ACEITES ESENCIALES
37
Figura 9. Esquema de los ensayos realizados en el extracto alcohólico.
Fuente: Autores.
En cada caso para realizar los ensayos se procede de la siguiente forma:
Ensayo de Dragendorff: Permite reconocer en un extracto la presencia de
alcaloides, a la alícuota se le añadió 1 gota de ácido clorhídrico concentrado,
(calentar suavemente y se dejó enfriar hasta acidez). Con la solución acuosa
acida se realizó el ensayo, añadiendo 2 gotas del reactivo de Dragendorff, si se
observó opalescencia se considera (+), turbidez definida (++), precipitado (+++).
EX
TR
AC
TO
AL
CO
HÓ
LIC
O
Dividir en fracciones
8 mL en 4 porciones
ENSAYO DE DRAGENDORFF, BOUCHARDAT, WAGNER, MAYER. (ALCALOIDES).
2 mL
ENSAYO DE CLORURO FÉRRICO (TANINOS)
2 mL
ENSAYO DE SHINODA (FLAVONOIDES)
2 mL
ENSAYO DE FEHLING (AZUCARES REDUCTORES)
2 mL
ENSAYO DE BENEDICT (AZUCARES CARDIOTÓNICOS)
ENSAYO DE TRITERPENOS
2 mL
ENSAYO DE BORNTRAGER (QUINONAS)
2 mL
ENSAYO DE LIBERMANN-BUCHARD (TRITERPENOS Y/ESTEROIDES)
2 mL
ENSAYO DE ESPUMA (SAPONINAS)
2 ml
ENSAYO DE NINHIDRINA (AMINOÁCIDOS)
2 ml
ENSAYO DE ANTOCINIDINA
38
Ensayo de Bouchardat: Se procede de la forma descrita anteriormente,
hasta obtener la solución ácida. Posteriormente se añadió 2 gotas del reactivo,
si hay opalescencia se considera (+), turbidez definida (++), precipitado (+++).
Ensayo de Mayer: Se adicionó 1 gota de ácido clorhídrico concentrado, hasta
obtener una solución acidificada, luego se añadió una pizca de cloruro de sodio
en polvo, se agitó y filtró. Se añadió 2 gotas de solución reactivo de Mayer, se
considera + (opalescencia), ++ (turbidez definida), +++ (precipitado coposo).
Ensayo de Wagner: Se acidifica el medio con 1 gota de ácido clorhídrico
concentrado, luego se añadió 2 gotas del reactivo, si hay presencia de
opalescencia se considera (+), turbidez definida (++), precipitado (+++).
Ensayo de Mucílagos: Empleado para determinar la presencia de estructura
tipo polisacárido, que forma un coloide hidrófilo de alto índice de masa que
aumenta la densidad del agua donde se extrae. Para ello, se tomó una alícuota
del extracto acuoso y se enfrió a 5°C. Si la solución presenta una consistencia
gelatinosa, el ensayo es positivo.
Ensayo de Cumarina: En un tubo delgado se adicionó una alícuota del
extracto acuoso, luego se cubre el tubo con un papel filtro humedecido con 1 o
2 gotas de Na(OH) al 10%. Se colocó el tubo en baño maría por algunos minutos,
retirar el papel filtro y secarlo, se lo observó en la luz ultravioleta. Se considera
positiva la presencia de fluorescencia amarilla, verde o rosada.
Ensayo de Espuma: Permite identificar la presencia de saponinas, tanto del
tipo esteroidal como triterpénica. Para ello, se tomó una alícuota del extracto
acuoso y se agitó la muestra fuertemente durante 5 minutos. El ensayo se
39
considera positivo si aparece espuma en la superficie del líquido, de más de 2
mm de altura y persiste por más de 2 minutos.
Ensayo de Aceites esenciales: Se pesó 2 a 3 g del material vegetal fresco,
triturado, se colocó en un tubo de ensayo. Se agregó agua hasta que cubra toda
la muestra, luego se realizó una infusión a baño maría. Observar si hay un
incremento en el aroma o formación de un líquido oleoso.
Ensayo de Cloruro Férrico: Específico para determinar compuestos
fenólicos y/o taninos en un extracto vegetal. En extracto alcohólico, el ensayo
determina tanto fenoles como taninos. Para ello, a una alícuota del extracto
alcohólico se le adicionó 3 gotas de una solución de tricloruro férrico al 5% en
solución salina fisiológica (cloruro de sodio al 0.9% en agua), se considera un
ensayo positivo si la solución se cambia de coloración:
1. Coloración roja – vino: compuestos fenólicos en general.
2. Coloración verde intensa: taninos del tipo pirocatecólicos.
3. Coloración azul: taninos del tipo pirogalotánicos.
Ensayo de Liebermann-Buchard: Característico para determinar triterpenos
y/o esteroide.
Si la alícuota del extracto no se encontraba en cloroformo, se debe evaporar
el solvente en baño maría y el residuo redisolverlo en 1 mL de cloroformo. Luego
se adicionó 1 mL de anhídrido acético y se mezcló bien. Por la pared de la
capsula de porcelana, se dejó resbalar 2 gotas de ácido sulfúrico concentrado
sin agitar, considerándose un ensayo positivo el cambio rápido de coloración:
1. Rosado-azul: muy rápido
2. Verde intenso – visible: rápido
3. Verde oscuro-negro: final de la reacción
NOTA: A veces el ensayo queda en dos fases o desarrollo de color. Muy pocas
veces puede observarse el primer cambio. El tercer cambio generalmente ocurre
cuando el material evaluado tiene cantidades importantes de estos compuestos.
40
Ensayo de Triterpenos: Se colocó una pequeña cantidad de material seco
triturado en una cápsula, se añadió 0,5 mL de anhidrido acético y 2 gotas de
ácido sulfúrico concentrado. Se considera positivo si se presentan coloraciones
verdes azulados, rojo o purpuras.
Ensayo de Fehling: Especifico para reconocer la presencia de azúcares
reductores. Se añadió 2 mL del reactivo (Fehling A y Fehling B), se calentó la
mezcla en baño de agua por 5 minutos. El ensayo se consideró positivo si la
solución se colorea de rojo o apareció precipitado rojo.
Ensayo de Benedict: Permite determinar glucósidos cardiotónicos. Se
adicionó 1 mL del reactivo Benedict, se calentó la mezcla en baño de agua por
5 minutos. El ensayo se consideró positivo si la solución precipita de color
amarillo o naranja.
Ensayo de Shinoda: La alícuota del extracto se diluyó con 1 mL de ácido
clorhídrico concentrado y un pedacito de cinta de magnesio metálico, después
de la reacción se esperó por 5 min, se añadió 1 mL de alcohol amílico, se
mezclaron las fases y se dejó reposar hasta su separación.
El ensayo se consideró positivo si el alcohol amílico se coloreó de amarillo,
naranja carmelita o rojo (intensos), específico para flavonoides.
Ensayo de Borntrager: Permite identificar quinonas en un extracto vegetal.
Si la alícuota del extracto no se encontraba en cloroformo, se debe evaporar el
solvente en baño de agua, y el residuo se redisolvió en 1 mL de cloroformo.
Luego se adicionó 1 mL de hidróxido de potasio al 5% en agua, se agitó
mezclando las fases y se dejó en reposo hasta su ulterior separación. Se
consideró positivo, si la fase acuosa alcalina (superior) se coloreó de rosado (++)
o rojo (+++).
41
Ensayo de Antocianidinas: Especifico para compuestos con estructuras de
secuencia C6-C3-C6 del grupo de los flavonoides. Se calentó 2 mL del extracto
etanólico por 10 minutos con 1 mL de ácido clorhídrico concentrado. Se dejó
enfriar y se adicionó 1 mL de agua y 2 mL de alcohol amílico, luego se agitó y se
dejó en reposo hasta la separación de sus fases. El ensayo se consideró positivo
si se desarrolló un color rojo a marrón en la fase amílica.
Ensayo de Ninhidrina: Determina la presencia de aminoácidos libres o de
aminas en general. Para ello, se tomó una alícuota del extracto en alcohol, si el
extracto se encontraba en otro solvente orgánico, se mezcló con 2 gotas de
solución al 2% de ninhidrina en agua y se calentó la mezcla por 5 minutos en
baño de agua. El ensayo se consideró positivo si se desarrolló un color azul
violáceo.
III. 4. 5. Extracción, despigmentación y análisis del aceite.
III. 4. 5. 1. Extracción.
Para la extracción del aceite de la hoja de Hedychium coronarium J. Koenig.
se empleó el método Soxhlet, se pesó 28 g del material vegetal seco y triturado,
luego se colocó la muestra dentro del cartucho, se añadió 300 mL de hexano
como solvente, se realizó la extracción por 24 horas.
El extracto obtenido se lo destilo en el rota-evaporador (HEILDOPH
Laboratorio modelo 4001) a presión reducida con una temperatura de 70°C hasta
la eliminación del solvente. El porcentaje de rendimiento se calculó utilizando la
siguiente fórmula:
%𝑅𝑒𝑛𝑑𝑖𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 =𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎𝑐𝑡𝑜 𝑜𝑏𝑡𝑒𝑛𝑖𝑑𝑜
𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑚𝑎𝑡𝑒𝑟𝑖𝑎𝑙 𝑣𝑒𝑔𝑒𝑡𝑎𝑙 𝑒𝑚𝑝𝑙𝑒𝑎𝑑𝑜 𝑋 100
42
III. 4. 5. 2. Despigmentación.
Se empleó la técnica de Adsorción ión desorción para la despigmentación de
la muestra utilizando un empaquetado con Sephadex LH-20, en donde la fase
móvil fue metanol y la fase de lavado metanol y diclorometano.
La despigmentación en el empaquetado de Sephadex LH-20, comienza
añadiendo 1mL de metanol en el empaquetado, seguido de 11mL de muestra de
extracto de hoja de Hedychium coronarium J. Koenig. (Blanca mariposa)
posteriormente se le añadió metanol en pequeñas fracciones hasta agregar 50
mL.
Finalmente, se le adicionó metanol y diclorometano en proporciones: (7: 3),
(6: 4), como fase de lavado de la Sephadex LH-20, seguido de 10mL de metanol.
III. 4. 5. 3. Preparación del extracto acuoso.
Se pesó 50 g del material vegetal secado y triturado, se agregó 100 mL de
agua destilada, se realizó una maceración por 48 horas, luego se filtró y se
almacenó (Miranda & Cuellar, 2000).
III. 4. 5. 4. Análisis de las Propiedades fisicoquímicas del aceite.
III. 4. 5. 4. 1. Determinación del Índice de Saponificación.
Para el índice de saponificación la muestra fue determinada mediante
volumetría con el Método Oficial AOAC 920.160 descrito a continuación:
1. Se pesó exactamente 5 g de aceite filtrado en un erlenmeyer de 250 mL.
2. Luego se agregó con una pipeta 50 mL de solución alcohólica de KOH.
3. Se conectó el erlenmeyer a un condensador a reflujo y se dejó hervir hasta
que el aceite se saponifique completamente (aproximadamente 30 min).
4. Se enfrió y se tituló con HCl 0.5 M, utilizando fenolftaleína (1 mL) como
indicador.
43
5. Posteriormente se realizó un blanco, sin aceite, junto con el de la muestra
de ensayo, utilizando la misma pipeta para medir la solución de KOH,
drenando en un mismo tiempo definido.
III. 4. 5. 4. 2. Determinación del Índice de Yodo.
El índice de Yodo en la muestrafue determinado mediante volumetría por el
Método Oficial AOAC 920.159.
1. Se pesó 0,250 g de aceite en un matraz de 500 mL.
2. Se añadió 10 mL de cloroformo.
3. Se agregó 25 mL de reactivo de Hannus, luego se guardó en la oscuridad,
durante 30 min, y se homogenizó ocasionalmente.
4. Se adicionó 10 mL de solución de KI al 15%.
5. Luego agregó 100 mL de agua destilada, previamente hervida y enfriada,
que solubiliza el I2 libre.
6. Se tituló con una solución estándar de tiosulfatode sodio 0.1 M, se agitó
constante, hasta que desapareció la coloración amarillo.
7. Después se agregó 2 gotas de solución de almidón y se continuó titulando
hasta que desapareció el color azul.
8. Se realizó un blanco, en la misma forma como la muestra a evaluar, pero
sin aceite.
III. 4. 6. Cromatografía de gases perfil de ácidos grasos.
Luego de realizar la despigmentación se envió 50 mL del aceite de Hedychium
coronarium J. Koenig, Cromatografía de Gases empleando el Método Oficial
AOCSCe 1B-89.
Reactivos
1. Hidróxido de sodio: grado reactivo.
2. Alcohol metílico - grado reactivo.
3. BF3—12% en metanol, ampollas de 2 mL.
4. Isooctano: grado reactivo.
5. Cloruro de sodio: grado reactivo.
44
6. C23: 0Éster metílico.
7. C23: 0 Éster etílico.
8. Soluciones
1. Hidróxido de sodio alcohólico (NaOH), 0.5 N: se disolvió 2,0 g de NaOH
en metanol y se completó a 100mL con metanol.
2. Cloruro de sodio (NaCl): solución saturada: se disolvió 36 g de NaCl en
100 mL de agua destilada.
Condiciones cromatográficas
1. Cromatógrafo de gases: con sistema de inyección capilar.
2. Puerto de inyección, 250 °C.
3. Detector, 270 °C.
4. Perfil de temperatura del horno: Temperatura inicial, 170 °C.
5. Velocidad del programa, 1.0 °C / min.
6. Temperatura final, 225 °C.
7. Gases Combustibles: Aire/Hidrogeno.
8. Fuente de nitrógeno seco.
9. Volumen de Inyección: 1–2 μL.
Procedimiento.
1. Se pesó con un precisión de (±0.1 mg) aproximadamente 25 mg de C23: 0
Metil éster estándar interno (IS) en un matraz volumétrico de 25 mL.
2. Se pipeteó la alícuota de 1,0 mL de IS en los tubos de cultivo y se evaporó
el solvente.
3. Luego se pesó con precisión (±0.1 mg) aproximadamente 25 mg de la
muestra en el tubo de cultivo que contiene el IS.
4. Se añadió 1,5 mL de NaOH 0,5 N. capa de nitrógeno, se tapó
herméticamente, se mezcló y se calentó a 100 °C durante 5 min.
5. Se enfrió y se agregó 2 mL de BF3/ reactivo de metanol, capa de
nitrógeno, tape bien, se mezcló y se calentó a 100 ° C por 30 min.
6. Se enfrió a 30–40 ° C, se agregó 1 mL de isooctano, capa de nitrógeno,
luego se agitó vigorosamente durante 30 segundos mientras aún estaba
caliente.
45
7. Inmediatamente se agregó 5 mL de solución saturada de NaCl, se cubrió
con nitrógeno.
8. Se dejó enfriar a temperatura ambiente. Cuando la capa de isooctano se
separó de la capa acuosa.
9. Se combinó extractos de isooctano y se concentró hasta
aproximadamente 1 mL con una corriente de nitrógeno seco.
10. Se inyectó 2 μL bajo gas apropiado.
III. 4. 7. Determinación de Iones Metales.
Se realizó la determinación cuantitativa de los metales analizados mediante
Espectrofotometría de Absorción Atómica. Los iones analizados fueron: K, Mg y
Zn (método AOAC 986.15), Na (método AOAC 985.35), Se (método APHA 3500-
B Se) y P (método AOAC 958.01).
III. 4. 7. 1. Determinación de Zinc, Magnesio y potasio (AOAC
986.15).
Se pipeteó 1 ml de alícuota digerida en la solución de prueba con 25 ml de
Erlenmeyer tamizado y se agregó 0,1 ml de HClO4. Se calentó en placa caliente
a humos blancos de HClO4. Finalmente, se calentó solo para secar, pero no
hornee. Se enfrió y se realizó la solución en 3,0 mL de HClO4 (1 + 99) (Latimer,
2012).
Se operó el instrumento de acuerdo con las instrucciones del fabricante,
utilizando aire – C2H2 llama, y se midió las soluciones de prueba A y estándares.
Se trazó la curva de calibración de µg (Mg, K y Zn) contra A (Latimer, 2012).
III. 4. 7. 2.Determinación de sodio (AOAC 985.35).
Se empleó la técnica descrita por Latimer (2012) para la determinación de
sodio, se utilizó tanto en curvas, blancos y muestras cloruro de cesio hasta
obtener una concentración del 0,5 %. El cloruro de cesio evita que existan
interferencias de ionización al actuar como supresor.
46
Solución de cloruro de cesio
1. En un vaso de precipitación de 100 mL, se pesó 12,7 g de cloruro de cesio.
2. Se agregó 50 mL de agua desmineralizada y se disolvió.
3. Se trasvasó a un balón aforado de 100 mL.
4. Se lavó el contenido del vaso con 3 porciones de 10 mL de agua
desmineralizada.
5. Se aforó la solución.
Curva de calibración
1. A partir del estándar de 1000 mg/L, se realizó una solución de 20 mg/L,
esto se logró midiendo 2 mL del estándar con una pipeta automática y
aforando a 100 mL con ácido nítrico 0,1 M. Esta fue la solución madre del
estándar.
2. Con pipetas automáticas, se tomó la cantidad exacta de solución madre
de estándar para obtener 100 mL estándares de las siguientes
concentraciones 0,050 mg/L, 0,100 mg/L, 0,125 mg/L, 0,250 mg/L, 0,500
mg/L y 1,000 mg/L.
3. Se agregó 5 mL de la solución de cloruro de cesio con una pipeta
automática.
4. Se aforó con ácido nítrico 0,1 M.
5. El blanco se realizó de la misma manera, sin agregar solución estándar
de sodio.
III. 4. 7. 3.Determinación de Fosforo (AOAC 958.01)
Se pipeteó, en matraces volumétricos de 100 ml, alícuotas de 5 ml de
soluciones de fosfato estándar que contengan 2 y 3.5 mg de P2 O5 /alícuota,
respectivamente, y se desarrolló el color como la solución estándar. Se ajustó el
instrumento a cero A para un estándar de 2 mg, y se determinó A de 3.5 mg
estándar. (Latimer, 2012).
47
III. 4. 8. Determinación de la Actividad Antioxidante.
Al extracto acuoso de la hoja de Hedychium coronarium J. Koenig. Se
determinó la actividad antioxidante por medio del método Espectrofotométrico
(DPPH).
Este método, se basa en la medida de la absorbancia del radical DPPH• 100
µM (3,9 mL) disuelto en metanol al 80%, a la longitud de onda de 517 nm. Se
añadió 0,1 mL de la muestra o patrón, la mezcla se homogenizó
cuidadosamente, y se mantuvo en la oscuridad durante 30 minutos. Las medidas
de absorbancia a 517 nm se las realizó antes de añadir la muestra (A0) y
pasados los 30 y 60 minutos (Af) (Kuskoski, Asuero, Troncoso, Mancini, & Fett,
2005).
La concentración de DPPH• en el medio de reacción se las calculó a partir de
una curva de calibrado obtenida por regresión lineal. Los resultados se
expresarón en TEAC, es decir actividad equivalente a Trolox (µM/g demuestra
peso fresco) (Kuskoski, Asuero, Troncoso, Mancini, & Fett, 2005).
48
CAPÍTULO IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
IV. 1. Características macromorfológicas de la hoja.
Al realizar el estudio macromorfológico se tomó en cuenta la forma, textura y
superficie de la hoja Hedychium coronarium J. Koenig, cuyos resultados son
descritos a continuación en la tabla IV:
Tabla IV. Características Macro morfológicas de las hojas de Hedychium
coronarium J. Koenig.
Según su Forma
De acuerdo a su Peciolo Envainada
De acuerdo a su Ápice Cuspidada
De acuerdo a su Base Obtusa
De acuerdo a su Borde Entera
De acuerdo a su Contorno Elíptica
De acuerdo a su Venación Paralelinervia
Según su Textura
Papirácea
Según su superficie
Glabra
Fuente: Autores.
Las mediciones fueron realizadas en 20 hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig. obteniendo el valor promedio de 29.76 cm para el largo y 10.95 cm para
el ancho de la especie vegetal expresadas en tabla V:
49
Tabla V. Mediciones del largo y ancho de las hojas de Hedychium
coronarium J. Koenig.
N° Largo (cm) Ancho (cm)
1 36.70 12.00
2 28.20 11.00
3 40.10 14.00
4 17.00 8.20
5 25.00 9.70
6 29.00 11.00
7 35.50 13.00
8 39.50 13.00
9 32.50 12.30
10 27.50 10.00
11 24.60 10.20
12 21.00 9.00
13 34.50 12.10
14 34.50 9.00
15 24.60 9.90
16 27.00 10.20
17 37.70 13.00
18 28.00 10.80
19 29.50 11.00
20 22.70 9.50
Promedio 29.76 ±6.4 10.95 ±1.6
Fuente: Autores.
Las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig son verdes con indumento de
pelos sencillos, con un contornoelíptico u oblongo-lanceoladas de 10 a 60 cm de
largo y 4.5 a 10 cm de anchos, ápice cuspidada, base obtusa, haz glabro o
esparcidamente pubescente (Orozco, Román, & Marín, 2017).
50
IV. 2. Parámetros fisicoquímicos.
De acuerdo a los valores de los parámetros fisicoquímicos tales como:
humedad, cenizas totales, cenizas solubles en agua y cenizas insolubles en HCl
de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig, son expresados en la tabla VI.
Tabla VI. Parámetros fisicoquímicos de las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig.
Parámetros Porcentaje obtenido (%)
Humedad. 5.46
Cenizas Totales. 10.60±0.55
Cenizas solubles en agua. 5.55±0.15
Cenizas insolubles en HCl. 46.5±0.60
Fuente: Autores.
Al analizar los resultados de la especie Hedychium coronarium J. Koenig. se
comprobó que ésta tiene un grado de pureza adecuado, pues los valores de
cenizas, son (10.60 %). Es importante destacar que la planta posee zinc,
magnesio, fósforo, potasio, sodio y selenio en su composición lo que puede estar
relacionado con el valor obtenido; contenido de humedad residual se encuentra
en (5.46 %). Al analizar los resultados de sustancias solubles en agua y HCl
podemos señalar que existe mayor cantidad de componentes de polaridad
intermedia que de alta polaridad.
IV. 3. Tamizaje Fitoquímico de las hojas de Hedychium
coronarium J. Koenig.
En la especie Hedychium coronarium J. Koenig. se realizó la caracterización
morfológica y análisis fitoquímico preliminar mediante reacciones de coloración
y precipitación, con el objetivo de identificar el grupo de metabolitos secundarios
presentes en la especie.
Los resultados que se obtuvieron al realizar el tamizaje fitoquímico en la hoja
de Hedychium coronarium J. Koenig. se especifican en la tabla VII.
51
Se comprobó la presencia de alcaloides, cumarinas, mucílagos, aceites
esenciales, taninos, azúcares reductores, azúcares cardiotónicos, flavonoides,
esteroides, triterpenos y quinonas en las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig..
Estos análisis permitieron determinar que el grupo de metabolitos secundarios
o principios activos presentes en la especie Hedychium coronarium J. Koenig,
son los compuestos flavonoides que están además presentes en una
concentración alta, y los taninos en una concentración moderada representada
en el tamizaje fitoquímico.
Los flavonoides, según Martínez, Martínez, Escalona, Soto, & Valdivié (2015),
poseen amplios efectos biológicos, entre los cuales se incluye la actividad
antiulcerogénica e intervienen en los procesos antinflamatorios entre otros.
Por otra parte, la presencia de taninos, sugieren propiedades antiinflamatorias
y astringentes en la mucosa del tracto gastrointestinal, lo cual resulta efectivo en
casos de diarreas o cólicos, además posee efecto vasoconstrictor, antioxidante
e hipocolesterolémico similar a las saponinas al inhibir la absorción del colesterol
(Martínez, et al., 2015).
52
Tabla VII. Tamizaje fotoquímico de Hedychium coronarium J. Koenig.
ENSAYO METABOLITO EXTRACTO
ACUOSO
EXTRACTO
ALCOHÓLICO
DRAGENDORFF ALCALOIDES ++ ++
MAYER ALCALOIDES + +
WAGNER ALCALOIDES ++ +
BOUCHARDAT ALCALOIDES ++ +
ESPUMA SAPONINA - -
CUMARINA CUMARINA +
MUCÍLAGOS MUCÍLAGOS +
ACEITES
ESENCIALES ACEITES ESENCIALES ++
CLORURO FÉRRICO TANINOS ++
FEHLING A y B AZÚCARES
REDUCTORES
++
BENEDIT AZÚCARES
CARDIOTÓNICOS
++
SHINODA FLAVONOIDES +++
LIBERMANN -
BOUCHARD ESTEROIDES
+
TRITERPENOS TRITERPENOS +
ANTOCIANIDINA ANTOCIANIDINA -
BORNTRAGER QUINONAS ++
NINHIDRINA AMINOÁCIDOS -
LEYENDA: (+) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o
precipitado con baja intensidad. (++) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o
precipitado con intensidad media. (+++) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o
precipitado con mayor intensidad. (-) Reacción negativa.
Fuente: Autores.
IV. 4. Determinación del Rendimiento del Aceite extraído de las
hojas de Hedychium coronarium J. Koenig
Los aceites obtenidos por la extracción de la hoja de Hedychium coronarium
J. Koenig son muy solubles con el solvente empleado obteniendo un 50% del
rendimiento, cuyos resultados son ilustrados en la tabla VIII.
53
Tabla VIII. Rendimiento del aceite extraído de hojas de Hedychium coronarium
J. Koenig
Peso de la
muestra (g)
% De
Rendimiento
28 50
Fuente: Autores.
IV. 5. Análisis fisicoquímico del Aceite extraído de las hojas de
Hedychium coronarium J. Koenig
Las pruebas fisicoquímicas que se realizó en el aceite de las hojas de
Hedychium coronarium J. Koenig, dieron como resultado en el índice de
saponificación 10.85 mg/g, mientras que el índice de Iodo no fue detectable de
acuerdo a la tabla IX (Anexo I).
De acuerdo a estos valores obtenidos podría sugerir que la disminución se
debe a la presencia de ácidos grasos de cadena larga, estos consumen menos
álcali exhibiendo valores pequeños de Índice de saponificación (Instituto
Ecuatoriano de Normalizacion, 2012).
Tabla IX. Índice de Iodo y Saponificación de las hojas de Hedychium
coronarium J. Koenig
Parámetros Método Resultados Unidad
Índice de Saponificación. Méndez
N,2014(Volumetría) 10.85 mg/g
Índice de Iodo AOAC
920.159(Volumetría) N.D. %
Nomenclatura: N.D. = No Detectable
Fuente: Autores.
IV. 6. Perfil de ácidos grasos.
Se realizó el perfil FAME´s con un límite de cuantificación de 50.0 en las hojas
de Hedychium coronarium J. Koenig, los resultados se expresan en la tabla X
(Anexo J).
54
Tabla X. Perfil de FAMESen las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig
Ácido Graso FAME's % FAMES/LT mg/g
Lauric acid 12:O 25,05 0,70
Myristic acid 14:O 4,29 0,12
Palmitic acid 16:O 35,39 0,99
Palmitoleic acid (cis-9) Cis-16:1(n-9) 5,19 0,15
Stearic acid 18:O 5,05 0,14
Oleic acid (cis-9) Cis-18:1(n-9) 12,71 0,36
Linoleic acid (cis, cis) cis, cis 18:2(n-6) 8,17 0,23
Linolenic acid 18:3(n-3) 4,14 0,12
Total Omega-3 4,14 0,12
Total Omega-6 8,17 0,23
Total Omega-9 17,90 0,50
Relacion n-3/n-6 0,51 0,51
Total Saturados 69,78 1,95
Total Insaturados 30,22 0,85
Total
Monoinsaturados 17,90 0,50
Total Polinsaturados 12,31 0,34
Fuente: Autores.
La norma INEN 2421:2012 establece un valor máximo para Ácido Láurico
0.38%, Acido Mirístico 0.70%, Acido Palmítico 34%, Ácido Palmitoléico 0.75%,
Acido Esteárico 3.8%, Ácido Oleico 58%, Acido Linoleico 14%, Acido Linolenico
0.85%. En el perfil de FAMES de las hojas se obtuvo Ácido Láurico 25.05%,
Acido Mirístico 4.29%, Acido Palmítico 35.39%, Ácido Palmitoléico 5.19%, Acido
Esteárico 5.05%, Ácido Oleico 12.71%, Acido Linoleico 8.17%, Acido Linolenico
4.14%.
IV. 7. Determinación de Iones Metales.
Se cuantifico los iones metálicos donde se obtuvo para fósforo 134.60 mg/kg,
potasio 0.25 mg/kg, magnesio 102.02 mg/kg, zinc 50.13 mg/kg, sodio 0.01 mg/kg
y selenio 15.16 mg/kg, expresados en la tabla XI; siendo el iòn metálico fósforo
es el más abundante en las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig. (Anexo
I).
55
El fósforo es un mineral fundamental para varios procesos celulares, cumple
las funciones de transferencia y almacenamiento de energía en los procesos
metabólicos, en la activación de las enzimas y hormonas por medio de la
fosforilación (Macías, Palacios, & Mariño, 2013).
Tabla XI. Iones Metálicos en las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig
Parámetros Método Resultados Unidad
Fósforo (P) AOAC
965.17(Espectrofotom
etría)
134.60 mg/kg
Potasio (K) AOAC
965.09(Absorción
Atómica)
0.25 mg/kg
Magnesio (Mg) 102.02 mg/kg
Zinc (Zn) 50.13 mg/kg
Sodio (Na) 0.01 mg/kg
Selenio (Se) POE 7.2.100
AOAC
965.09(Absorción
Atómica)
15.16 mg/kg
Fuente: Autores.
IV. 8. Determinación de la Actividad Antioxidante.
Se determinó la actividad antioxidante de las hojas de Hedychium coronarium
J. Koenigpor medio del método DPPH emitiendo como resultado 55.87mg/100g
expresado en la tabla XII (Anexo I).
Tabla XII. Actividad Antioxidante en las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig
Parámetros Método Resultados Unidad
Actividad Antioxidante
DPPH (IC50)
(DPPH Method)
(Espectrofotometría) 55.87 mg/100g
Fuente: Autores.
56
Las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig. presentan un valor de DPPH
de 55.87 mg/100g en comparación con los estudios realizados a los aceites
esenciales de las flores donde se obtuvo un valor DPPH IC50 de 1091.00 ug/mL
(Vargas & Davila, 2018).
57
CONCLUSIONES
Las hojas de Hedychium coronarium J. Koenigson presentan un color verde
con forma envainada y elíptica teniendo dimensiones de 10.95 cm de ancho y
29.76 cm de largo, con el ápice cuspidada, base obtusa, con la superficie glabra.
La especieHedychium coronarium J. Koenig ha demostrado tener grupos
químicos de interés científico, en el estudio fitoquímico debido a la presencia de
alcaloides, cumarinas, mucílagos, aceites esenciales, taninos, azúcares
reductores, azúcares cardiotónicos, flavonoides, esteroides, triterpenos y
quinonas, siendo los flavonoides los metabolitos más abundante. La
determinación para los iones metálicos se detectó que el fósforo es el ión más
abundante con 134.60 mg/kg, se reportaron otros iones como: potasio 0.25
mg/kg, magnesio 102.02 mg/kg, zinc 50.13 mg/kg, sodio 0.01 mg/kg y selenio
15.16 mg/kg.
La actividad antioxidante se determinó utilizando el método DPPH donde se
obtuvo un valor de 55.87mg/100g en las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig. considerándose un valor alto en comparación con los datos obtenidos
en los estudios realizados en las flores.
58
RECOMENDACIONES
Realizar un estudio comparativo entre los diferentes órganos de la especie
Hedychium coronarium J. Koenig.
Continuar con los estudios químicos para corroborar con los resultados
obtenidos en esta investigación y futuras aplicaciones farmacológicas.
Aislar los aceites esenciales, determinar sus componentes químicos e
identificar el porcentaje de abundancia en las hojas de Hedychium coronarium J.
Koenig, para probar su acción medicinal.
59
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2%20Final_22.pdf
63
GLOSARIO
Anegamiento
Inundación de un terreno agrícola ya sea por un aumento del nivel freático
(capa superior del agua subterránea) o por una irrigación excesiva.
Brácteas
Son unos órganos foliares muy importantes para las plantas que producen
flores.
Dísticas
Las hojas se insertan a lo largo de dos líneas opuestas en el tallo,
alternativamente sobre una y otra en cada nudo.
Empírica
Que está basado en la experiencia y en la observación de los hechos.
Espiga
Inflorescencia formada por un conjunto de flores hermafroditas que están
dispuestas a lo largo de un eje.
Etnobotánica
Disciplina que estudia las relaciones entre el hombre y las plantas.
Fitomedicamentos.
Medicamentos que contienen como principio activo plantas, componentes
vegetales u obtenidas de ellas con finalidad profiláctica, curativa, paliativa o para
fines de diagnóstico.
Foliáceas
Característica de las hojas con aspecto o estructura laminar.
Fotocolorimétrico
Es un método óptico de análisis que mide la cantidad de luz absorbida por una
sustancia coloreada.
Glabra.
64
Estructura u órgano vegetal que no está cubierto por pelos, tricomas o
estructuras similares en su superficie.
Papiráceo
Que tiene la consistencia y la delgadez del papel.
Praxis
Implica emprender una filosofía que difiera de la pura especulación, o de la
contemplación.
Susceptibles
Que tiene las condiciones necesarias para que suceda o se realice aquello
que se indica
65
ANEXOS
Anexo A. Certificado Taxonómico de Smilax Purhampuy R., emitido por el Herbario GUAY de
la Facultad de Ciencias Naturales de la Universidad de Guayaquil.
66
Anexo B. Caracterización macro morfológica
AnexoC. Preparación de la muestra (secado y triturado).
Selección y corte de la muestra.
67
Secado en la estufa a 65°C.
Triturado y almacenado de la muestra vegetal
68
Anexo D. Determinación de Humedad.
Anexo E. Determinación de Cenizas Totales, solubles en agua e insolubles en HCl.
69
Anexo F. Obtención de los extractos alcohólicos y acuosos.
70
Anexo G. Tamizaje Fitoquímico de Hedychium coronarium J. Koenig.
Extracto acuoso
Cumarinas (+) Aceites
esenciales (++)
Extracto alcohólico
Triterpenos (+) Libermann – Bouchard (+) Bouchardad (+)
Wagner (+) Dragendorff (++) Mayer (+)
71
Cloruro férrico (++) Fehling A y B (++) Benedit (++)
Shinoda (+++)
LEYENDA:
(+) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o precipitado con baja intensidad.
(++) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o precipitado con intensidad media.
(+++) Reacción positiva cambio de coloración, presencia de turbidez o precipitado con mayor intensidad.
(-) Reacción negativa.
72
Anexo H. Extracción por método Soxhlet y Despigmentación.
Extracción por método Soxhlet
Eliminación del solvente del aceite
73
Técnica de Adsorción ion desorción para la despigmentación de la muestra utilizando un
empaquetado con Sephadex LH-20.
74
Anexo I. Resultados de Análisis fisicoquímico del aceite, Iones metálicos y Actividad
Antioxidante de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig.
75
Anexo J. Resultados del perfil FAME de las hojas de Hedychium coronarium J. Koenig.
76
