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ANESTESIA VETERINARIA
Prof. Pablo Otero Área Anestesiología
Facultad de Ciencias Veterinarias Universidad de Buenos Aires, Argentina.
INDICE
1. Introducción.
2. Premedicación.
3. Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial. Toma demuestras.
4. Anticolinérgicos. Sulfato de atropina, glicopirrolato.
5. Tranquilizantes mayores. Fenotiazínicos y butirofenonas.
6. Tranquilizantes menores. Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.
7. Agonistas alfa2 presinápticos. Xilacina, detomidina, medetomidina, dexmedetomidina.
8. Hipoanalgésicos.
a) Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo, sufentanilo,
alfentanilo, remifentanilo.
b) Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas: buprenorfina,
butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona, nalorfina.
9. Aniinflamatorios no esteroides.
10. Inducción.
a) Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal, tiamilal.
b) Propofol
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c) Etomidato, medetomidato.
d) Guafenesina (éter gliceril guayacolato).
e) Anestésicos inhalatorios.
f) Anestésicos disociativos.
g) Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio, vencuronio.
11. Intubación endotraqueal.
a) Caninos.
b) Felinos.
c) Equinos.
d) Cerdos.
e) Rumiantes.
12. Mantenimiento.
a) Circuitos anestésicos y flujo de gases frescos.
b) Ventilación a presión positiva.
c) Manejo de los gases durante la anestesia.
d) Vaporizador dentro del circuito.
13. Recuperación y manejo del dolor postoperatorio.
14. Monitoreo del paciente.
15. Anestésicos locales. Bloqueos neuroaxiles y periféricos.
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INTRODUCCION
La práctica anestésica ha crecido notablemente en los últimos años en medicina
veterinaria. La necesidad de garantizar el éxito por un lado y lo complejo de la técnica
quirúrgica por el otro, han promovido y garantizado este proceso.
Los objetivos de todo acto anestésico son, evitar el dolor producido por las diferentes
maniobras quirúrgicas, relajar la musculatura para facilitarlas, desconectar al paciente
mediante diferentes grados de depresión del sistema nervioso central (SNC) y por último
estabilizar el sistema neurovegetativo.
Son muchas y muy variadas las alternativas que poseemos para anestesiar a un individuo.
Es importante que todo aquel que pretenda familiarizarse con la técnica anestésica,
maneje cada posibilidad de manera tal de brindarle a su paciente la mejor opción. Los
conceptos aquí vertidos pueden útiles también para aquellos que inician actividades de
investigación en animales.
El presente capítulo pretende explorar el abordaje anestésico en las diferentes especies
animales, haciendo especial hincapié sobre aquellas que son habitualmente sometidas a
los diversos procedimientos quirúrgicos o que sirven como modelo de experimentación en
distintos ámbitos médicos. A la hora de desarrollar el estudio de las drogas nos
abocaremos al lugar, que cada una posee, en el protocolo anestésico de cada especie
animal.
Remitimos al lector a capítulos precedentes para profundizar en la farmacología general de
cada grupo de drogas.
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PREMEDICACION
La cuidadosa evaluación del paciente en la etapa preanestésica es de suma importancia
para la elección de las drogas que formarán parte del protocolo anestésico. Es también en
esta etapa en la que se determinan los requerimientos para el monitoreo del paciente así
como toda maniobra de soporte previa al acto anestésico.
La base mínima de datos que ayudará a determinar el perfil sanitario del paciente, deberá
ser mayor cuanto mayor sea el compromiso clínico. Aunque un examen físico completo es
siempre el primer paso de la exploración preanestésica, la incorporación de análisis
complementarios, hemograma, bioquímica sanguínea, uroanálisis, electrocardiograma,
radiografías, etc., deberá ponderarse. (Tablas I y II, remitirse al archivo “tablas”). El
sistema de clasificación de la Sociedad Americana de Anestesiología (ASA) se aplica
también en medicina veterinaria. Este se basa en la presencia y gravedad de patologías
preexistentes.
Si en el examen físico, se detecta alguna anormalidad, se deberá llevar a cabo una
investigación más detallada antes de anestesiar al animal. Además del riesgo inherente al
estado del paciente, otros factores que deben considerarse vienen determinados por las
condiciones del hospital o clínica veterinaria, la cantidad y calidad del equipo de
monitorización, la técnica y experiencia de los integrantes del equipo médico como así
también de la duración del procedimiento.
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Todas estas observaciones se contemplan en conjunto para determinar el perfil sanitario
del paciente. Deberá existir una estrecha relación entre los hallazgos, el riesgo anestésico y
la estructura del protocolo. Por último se deberá precisar la limitación que cada patología
preexistente imponga a cada una de las posibles alternativas.
Es fundamental también en esta etapa asegurarse de tratar el dolor en el caso de que el
proceso mórbido en curso así lo exigiera. El instaurar un tratamiento analgésico preventivo
permitirá disminuir la dosis total de anestésicos generales, evitar que la manipulación
quirúrgica precipite inestabilidad en el paciente durante el acto quirúrgico y finalmente
promover un despertar confortable al hacer más efectivo el tratamiento del dolor en el
postoperatorio1.
La premedicación tiene como principal objetivo preparar al paciente para recibir las drogas
anestésicas. Los diferentes grados de sedación y tranquilización que aportan los diversos
fármacos utilizados en esta etapa, permiten manejar con mayor seguridad al paciente. En
muchos casos éstos son agresivos o están mal predispuestos a las maniobras que se
realizan durante esta etapa como por ejemplo la canalización venosa y la tricotomía del
campo operatorio. Evitar lesiones en el paciente y en los operarios es primordial y la
premedicación colabora con este objetivo. Debe destacarse que todas las maniobras
previas a la inducción anestésica deben realizarse con la debida precaución, a fin de evitar
que un estrés adicional complique el desarrollo del acto anestésico.
Siempre que se programe la cirugía con anterioridad, se realizará un ayuno previo de 24
horas para sólidos y 6 horas para líquidos, en pequeños animales. En pacientes
pediátricos, gerontes e insuficientes renales no se restringirá la ingesta de líquidos. En el
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equino, el vaciado gástrico se realiza en 4 a 6 horas por lo que un ayuno breve suele ser
suficiente. Se recomienda quitar las herraduras para evitar accidentes en esta especie. En
pacientes poligástricos, el ayuno será de al menos 12 a 24 y de 8 a 12 horas para sólidos y
líquidos respectivamente. Esto disminuye la fermentación y el consecuente timpanismo
ruminal, aumentando la capacidad pulmonar y mejorando la ventilación.
Se deberán elegir drogas de acción extemporánea y protocolos sencillos cuando las
instalaciones o el personal afectado a los cuidados posteriores a la cirugía no cuenten con
la infraestructura o capacidad para implementar procedimientos poco habituales.
Las drogas empleadas durante este período son muy variadas y si bien existen diferencias
con relación a su potencia en las diferentes especies, éstas son utilizadas indistintamente
en la mayoría ellas. Es muy importante tener un acabado conocimiento de las propiedades
farmacológicas e interacciones de cada una de las drogas utilizadas en el protocolo y
fundamentalmente de las diferencias farmacocinéticas entre especies2.
Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial. Toma de
muestras.
En todo paciente se deberá implementar una vía permeable a través de la cual se
proporcionará la medicación. Lo más recomendable es colocar catéteres de teflón bien
fijados como para que, de ser necesario, permanezcan durante el período de recuperación.
A continuación se detallarán las técnicas y sitios de elección en cada especie.
Vía intravenosa: luego de la tricotomía y antisepsia de la zona a través de la cual se
accederá al vaso elegido, se introduce el catéter. El tamaño estará en relación a la vena a
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utilizar y deberá ser el mayor que ésta última permita. En pequeños animales los más
utilizados son los 18G, 20G y 22G, el 24G queda reservado para animales muy pequeños.
Para grandes animales las medidas más utilizadas van de 10G a 14G. Se recomienda hacer
una pequeña incisión en la piel para mejor el deslizamiento y evitar la ruptura del catéter.
La fijación deberá garantizar la permanencia de la vía durante el tiempo que se considere
necesario (figura 1). Existe el recurso de poner un collar isabelino y de esta manera evitar
accidentes.
En caninos y felinos las venas más accesibles son; la cefálica antebraqueal, la yugular, y la
safena externa en caninos e interna en felinos. La vena sublingual es muy accesible en el
canino y sirve para tomar muestras o infundir soluciones parenterales durante la anestesia
(figura 2). En pacientes de miembros cortos y retorcidos la vena marginal de la oreja es
una buena alternativa. En rumiantes y equinos la vena yugular es siempre de fácil acceso.
En cerdos la vena marginal de la oreja (central o ventrolateral) y la vena cava craneal, son
las más utilizadas.
Cateterismo arterial: es sumamente útil tener canalizada una arteria durante la anestesia.
A partir de ésta se pueden recolectar muestras seriadas para la determinación de gases y
pH sanguíneo. Al conectar esta vía, mediante una tubuladura heparinizada, con un
manómetro anaeroide se obtiene en forma confiable y económica el dato de presión
arterial media. Es importante respetar las normas de antisepsia y no omitir incidir la piel
antes de introducir el catéter, para mejorar la maniobra y evitar que éste se dañe. La
arteria más utilizada en caninos es la metatarsiana dorsal. La arteria sublingual es de muy
fácil acceso pero sólo útil durante la anestesia. En felinos se utiliza la arteria femoral. En
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rumiantes hay varias alternativas, todas ellas bastante sencillas y libres de complicaciones.
Las más empleadas son la arteria auricular caudal, safena y la digital común. En equinos la
arteria mandibular es la más utilizada.
Se recomienda comprimir durante al menos cinco minutos al retirar el catéter de la arteria,
para garantizar una buena hemostasia.
Vía intraperitoneal: ésta ha sido relegada al uso de animales de laboratorio exclusivamente
(roedores). La maniobra se realiza con el animal en decúbito dorsal. Se utiliza el cuadrante
inferior izquierdo del abdomen. Se recomienda un ayuno de 4 a 6 horas para reducir la
posibilidad de lesionar una víscera (figura 3).
Vía intramuscular: se utiliza generalmente las grandes masas musculares del miembro
posterior, los músculos sublumbares y el cuello. En grandes animales se debe evitar las
masas musculares de los cortes destinados al consumo.
Vía subcutánea: el tejido celular subcutáneo que se ubica a la altura de la parrilla costal es
lo suficientemente laxo como para albergar distintas preparaciones. Los compuestos
irritantes pueden provocar severas reacciones inflamatorias.
ANTICOLINERGICOS
Sulfato de atropina, glicopirrolato.
Las drogas anticolinérgicas poseen, al igual que en el ser humano, un rol preponderante
en el protocolo anestésico. Es importante destacar que ningún fármaco se incorpora en
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forma rutinaria al esquema terapéutico. Se deberá siempre ponderar la eventual utilidad
del mismo y los parasimpaticolíticos no constituyen una excepción. La atropina evita la
aparición de reflejos de origen vasovagal, reduce las secreciones en boca, faringe y tracto
respiratorio, promueve bronco dilatación y evita algunas de las manifestaciones
cardiovasculares de las otras drogas con las que comparte el protocolo anestésico. La
atropina es efectiva tanto por vía intramuscular (IM) como endovenosa (EV). Administrada
por esta última vía, suele promover tanto taquicardias como bradicardias de origen sinusal.
Las primeras pueden disminuir el umbral para la aparición de arritmias ventriculares, sobre
todo en pacientes hipoxémicos. Las bradicardias en cambio, producto de la estimulación
bulbar de los núcleos vagales, pueden llegar al bloqueo AV de 1er y hasta 2do grado. En
caso de ser necesaria la administración intravenosa, se recomienda hacerlo en forma lenta
y diluida. La duración del efecto es de 60 a 90 minutos. Es importante considerar la
reatropinización del paciente en caso de que el efecto del fármaco expire durante el
procedimiento anestésico o mientras persista la actividad vagal de las otras drogas
empleadas.
La atropina es rápidamente metabolizada en el gato merced a la presencia de abundantes
estearasas hepáticas. En caninos es depurada del plasma y eliminada principalmente por
orina. En estas especies la dosis recomendada oscila entre 0.02 a 0.04 mg/kg. La utilidad
de la atropina en equinos es dudosa y la presentación de cólicos promovidos por la
disminución de la motilidad intestinal, suele ser la razón de su exclusión del protocolo. En
los rumiantes los anticolinérgicos no reducen la copiosa producción de saliva sino que
aumenta su viscosidad, dificultando la eliminación. La mejor opción para evitar la
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acumulación de saliva en la faringe y una eventual aspiración, es posicionar a la cabeza
para que por gravedad la secreción fluya al exterior. En los pequeños rumiantes (oveja y
cabra) la atropina es poco potente y se utiliza a 0.7 mg/kg. En cerdos se administra a
razón de 0.04 mg/kg.
El glicopirrolato es un amonio cuaternario sintético con actividad anticolinérgica periférica,
con una duración mayor a la atropina. No atraviesa la barrera hematoencefálica ni la
placenta. Por esta razón carece de los efectos centrales de la atropina y no tiene efectos
sobre los fetos. En el canino y felino en dosis de 0.005 a 0.01 mg/kg, inhibe los efectos
vagales por 2 a 4 horas, mientras que el efecto antisialagogo persiste hasta 7 horas luego
de su administración. En equinos y cerdos la dosis es 0.003 a 0.006 mg/kg.
La atropina es uno de los fármacos utilizados en el tratamiento de las emergencias
anestésicas. Deberá estar siempre en el maletín de urgencias, próximo al paciente,
independientemente de la envergadura de las maniobras propuestas.
TRANQUILIZANTES MAYORES
Fenotiazínicos y butirofenonas.
Los tranquilizantes mayores son componentes habituales de los protocolos anestésicos
tanto en pequeños como en grandes animales. El potente efecto antiemético de estos
antagonistas dopaminérgicos centrales, es el responsable de que el vómito sea una
complicación poco habitual en el postoperatorio de pacientes que recibieron alguno de
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estos fármacos en la premedicación. No obstante sus efectos hemodinámicos, la
disminución del umbral convulsivo y la capacidad de promover efectos colaterales de
diversa magnitud, exige ponderar minuciosamente su incorporación al “coctel” anestésico.
Tanto los derivados fenotiazínicos como las butirofenonas tienen buena biodisponibilidad
sistémica luego de su administración por diferentes vías. La administración oral sin
embargo produce un efecto errático, de instauración lenta. El período de latencia para las
vías parenterales, no EV, oscila alrededor de los 10 minutos. El metabolismo es similar en
las diferentes especies, en todas ellas la droga es depurada por metabolismo hepático. El
período de acción se extiende entre 4 y 8 horas. En pacientes gerontes o con
hepatopatías severas (shunt portocava), el tiempo de residencia del principio activo en el
organismo y por tanto sus efectos podrían extenderse hasta 24 horas.
Los tranquilizantes mayores son hipotermizantes. Este efecto es promovido por la
depresión del centro termorregulador hipotalámico, por la reducción de la actividad
muscular y por la vasodilatación periférica. Esta última es producto del bloqueo reversible
de los receptores α1 adrenérgicos. La hipotensión resultante es el efecto colateral más
habitual de estas drogas. En caso de presentarse, ésta deberá tratarse con premura a fin
de evitar un déficit de bomba agudo. El tratamiento consiste en expandir el volumen
plasmático a expensas de soluciones electrolíticas en grandes volúmenes (100 ml/kg). La
incorporación de solución fisiológica hipertónica al 7% a razón de 3 a 5 ml/kg suele ser un
paliativo de gran utilidad, aunque de corta duración. En caso de ser necesaria la
incorporación de agonistas α1 adrenérgicos, la efedrina, fenilefrina o la noradrenalina
están indicadas por generar un antagonismo farmacológico competitivo con el
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tranquilizante mayor, a nivel periférico. La adrenalina está contraindicada por que puede
agravar la hipotensión merced a la estimulación de los receptores β2.
Dentro de los derivados fenotiazínicos se encuentran la promazina, clorpromacina,
propionilpromacina, metotrimepracina, etc. El maleato de acepromacina es el más utilizado
en medicina veterinaria (tabla III, remitirse al archivo “tablas”). A la dosis de 0.05 a 0.1
mg/kg hasta un máximo de 3 mg totales IM o EV, en caninos y felinos, promueve una
respuesta caracterizada por indiferencia al medio, tendencia al decúbito, protrución de la
membrana nictitante del ojo, así como también la potenciación de las drogas inductoras y
anestésicas, mejorando la entrada y la salida de la anestesia (figura 4). En combinación
con otras drogas como por ejemplo los hipnoanalgésicos tanto agonistas puros como
agonistas antagonistas (neuroleptoanalgesia), promueven una respuesta caracterizada por
sedación, generalmente profunda y predecible. Si bien los tranquilizantes carecen de
efectos analgésicos, potencian a los opiáceos en este aspecto. Estas combinaciones tienen
una amplia gama de indicaciones, fundamentalmente en pacientes doloridos, excitables y
agresivos.
En equinos, los derivados fenotiazínicos se utilizan generalmente por vía EV a la dosis de
0.02 a 0.05 mg/kg. La inyección intracarotidea accidental se acompaña de severos
síntomas de descompensación. Luego de un período de latencia de aproximadamente 10
minutos el animal adopta una postura característica. Aumenta la base de sustentación,
rara vez se echa, protruye el tercer párpado, manifiesta ptosis labial y la exteriorización del
pene. La acepromacina así como otros derivados fenotiazínicos promueven en los
sementales el prolapso pasajero o permanente del pene (efecto potencialmente reversible
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mediante la administración de benzotropina, 0.02 mg/kg EV). La hipotensión es menos
frecuente en esta especie como efecto colateral y suele presentarse con mayor frecuencia
en pacientes excitables.
En rumiantes, los derivados fenotiazínicos, promueven tranquilización y potencian a las
drogas anestésicas. Los terneros reciben dosis similares a los equinos mientras que los
ovinos y caprinos necesitan dosis mayores, 0.05 a 0.1 mg/kg EV. La acepromacina reduce
en el cerdo la severidad de la hipertermia maligna en pacientes expuestos al halotano3.
La metotrimeprazina (levomepromacina), es un derivado fenotiazínico con algunas
ventajas sobre la acepromacina. En primer lugar su efecto tiene una duración máxima de 2
horas. La actividad antiemética es aceptable, así como su acción antihistamínica. Además
presenta una escasa actividad antiadrenérgica y posee un moderado efecto analgésico. El
autor la ha utilizado con éxito en caninos a 2-2.5 mg/kg en combinación con
hipnoanalgésicos en pacientes con riego elevado, fundamentalmente por sus escasos
efectos simpaticolíticos periféricos. Es de destacar que los eventuales efectos adversos del
fármaco se concentran, a diferencia de las de mayor duración, dentro del período
anestésico, complicando poco la recuperación del paciente.
Las butirofenonas, como el droperidol y la azaperona, a diferencia de los derivados
fenotiazínicos, no disminuyen el umbral para las convulsiones. La azaperona es
ampliamente utilizada en el ganado porcino (4 mg/kg IM). En éstos, además de promover
tranquilización evitan el canibalismo.
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El droperidol se utiliza en pequeños animales en combinación con fentanilo (Innovan®), a
razón de 0.25 mg/kg de peso por vía EV. La dosis recomendada para el droperidol en
caninos es, 0.6 mg/kg EV y 1.5 mg/kg IM.
Los tranquilizantes mayores están contraindicados en pacientes muy debilitados, con un
severo compromiso del estado general, ASA IV-V.
El haloperidol como representante de las butirofenonas es utilizado con éxito en caninos
como antiemético a 0.1 mg/kg IM. Las principales ventajas de esta alternativa son la
predecible eficacia terapéutica y la escasa sedación e hipotensión. Finalmente esta opción
es también útil en aquellos pacientes en los que los antiemético proquinéticos, como la
metoclopramida, estén contraindicados.
TRANQUILIZANTES MENORES
Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.
Los tranquilizantes menores tienen una función acotada en la premedicación anestésica de
los animales domésticos. Son poco evidentes los cambios del sensorio, cuando se los
compara con los tranquilizantes mayores. Sus principales efectos son la relajación
muscular, producto de la reducción de la actividad polisináptica medular, y la acción
anticonvulsivante. La sedación es más evidente en pacientes con compromiso del estado
general, pediátricos y gerontes.
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La principal indicación para las benzodiazepinas, es actuar como drogas coadyuvantes en
el protocolo anestésico, potenciando a los fármacos en pacientes con riesgo elevado y
reduciendo efectos adversos, como las alteraciones del músculo esquelético y el sensorio
que acompaña a la administración de anestésicos disociativos, hipnoanalgésicos e
inductores (barbitúricos, propofol, etomidato).
El diazepam está indicado en la premedicación de pacientes epilépticos o en aquellos en
los que se realizará un mielograma. Por vía EV, si se administra con rapidez, puede
provocar una serie de trastornos hemodinámicos. Esto es responsabilidad del vehículo,
generalmente propilenglicol, y es más frecuente en felinos y pacientes de escasa talla. Por
su efecto relajante muscular central, está indicado para disminuir el hipertono muscular
promovido por los anestésicos disociativos (ketamina, tiletamina). Su efecto potenciador
sobre los depresores no selectivos del SNC, permite reducir sustancialmente la dosis total
de éstos durante la inducción anestésica. En gatos las benzodiazepinas tienen una acción
orexígena. El diazepam tiene una absorción errática luego de la administración IM. Por
esta vía el efecto es poco predecible. La biodisponibilidad oral es paupérrima, en caninos
apenas alcanza el 3%. La vía de elección es la EV. La dosis tanto en pequeños animales
como en equinos es de 0.1 a 0.5 mg/kg, EV. En rumiantes y cerdos se utiliza de 0.5 a 1
mg/kg generalmente por vía IM. La vía intrarrectal es una excelente alternativa por su
buena biodisponibilidad sistémica. El diazepam se elimina por orina y heces luego de
metabolizarse en hígado. Su duración es de 1 a 4 horas.
El midazolam es un compuesto hidrosoluble, poco irritante luego de la administración IM.
Si bien se describen efectos hipnóticos en el ser humano, estos son poco evidentes en los
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animales domésticos. Al igual que el diazepam, está indicado para potenciar a las drogas
inductoras y para contrarrestar el hipertono muscular de la ketamina. Su rápida y
predecible biodisponibilidad luego de la administración IM, lo hace óptimo para la
inmovilización de pacientes indóciles o agresivos, en combinación con la ketamina. En
gatos luego de una dosis de entre 2 a 5 mg/kg de ketamina más 0,2 mg/kg de midazolam
IM, los efectos se hacen evidentes en 2 a 3 minutos. El midazolam es rápidamente
depurado del organismo por metabolismo hepático. Su duración promedio es de 2 horas.
Tanto el midazolam como el diazepam pueden inducir cambios en la conducta (excitación
paradójica) que generalmente se expresan con aullidos y ansiedad. En caninos es
frecuente observar una exagerada respuesta de olfación continua (hiperosmia).
AGONISTAS ALFA 2 PRESINAPTICOS
Xilacina, detomidina, medetomidina, romefidina, dexmedetomidina.
Los agonistas α2 presinápticos se caracterizan por sus efectos sedante, relajante muscular
y analgésico. Son muy amplias las indicaciones de este grupo de drogas en la práctica
veterinaria. La gran potencia de estos fármacos por un lado y lo predecible de su efecto
sedante, los convierte en una opción para la inmovilización química en la mayoría de las
especies.
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Los efectos son similares para los diferentes compuestos. Xilacina, detomidina,
medetomidina, dexmedetomidina y romefidina, poseen una selectividad diferencial sobre el
receptor adrenérgico que se ve reflejada fundamentalmente en la potencia.
La administración de estos compuestos se acompaña de una leve hipertensión inicial,
producto de la estimulación pasajera de los receptores adrenérgicos periféricos α1 y α2,
seguida por una moderada hipotensión. El volumen minuto cardíaco puede disminuir de un
30 a un 50%, como consecuencia de la marcada bradicardia y de la reducción de la
actividad adrenérgica central que promueven estos fármacos. Los componentes de este
grupo tienen la capacidad de inducir diferentes tipos de arritmias. La disminución de hasta
un 50% de la frecuencia cardíaca y la presencia de bloqueos aurículo ventriculares de 1er y
2do grado son las más habituales. La atropina inhibe este efecto. Por esta razón se debe
evaluar siempre la necesidad de incorporarla al protocolo cuando la disminución de la
frecuencia cardíaca deba ser evitada.
A pesar de la disminución de la frecuencia respiratoria que promueven estas drogas, la
ventilación alveolar es mantenida merced a un aumento del volumen corriente. Esto
permite a pacientes sanos mantener su equilibrio ácido-base, así como también las
presiones de los gases sanguíneos dentro de parámetros normales. No obstante, la
administración concomitante de otras drogas como tranquilizantes, opioides, anestésicos
inyectables e inhalatorios, puede promover severas depresiones respiratorias. En estos
casos se sugiere disminuir la dosis de los actores de la interacción sinérgica y suministrar
oxígeno, a fin de atenuar los efectos de una eventual hipoxemia.
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El efecto analgésico se expresa fundamentalmente a nivel visceral. Estas drogas si bien no
aportan por sí solas la analgesia suficiente para encarar un abordaje quirúrgico celomático,
se constituyen en excelentes coadyuvantes del protocolo analgésico.
La corta duración del efecto analgésico, 15 a 30 y 30 a 40 minutos, para la xilacina y sus
congéneres respectivamente, limita su uso en anestesias prolongadas. Los efectos
sedantes4, relajantes musculares y depresores sobre el aparato cardiovascular en cambio
perduran de 2 a 4 horas luego de la administración. No se recomienda repetir, para evitar
la acumulación del fármaco.
Otro efecto que acompaña a la administración de los agonistas α2 adrenérgicos, es un
aumento de la glucemia, producto de la estimulación de los adrenoreceptores
pancreáticos. La xilacina actúa como emético en caninos y felinos. En los últimos cuando la
droga se administra por vía IM, en pacientes no ayunados, tiene una alta incidencia.
Es frecuente la presencia de temblores musculares (mioclonos) bajo la acción de estos
compuestos.
Las dosis para las diferentes especies se muestran en la tabla IV, remitirse al archivo
“tablas”.
Destaca la potencia de estas drogas en rumiantes. Una dosis de tan solo una décima parte
de la utilizada en otras especies, 0,05 mg/kg, promueve una sedación profunda (figura 5).
En el otro extremo de la curva se encuentran los porcinos que se expresan como
tolerantes con dosis promedios de hasta 4 mg/kg.
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En poligástricos los agonistas α2 adrenérgicos disminuyen la motilidad de los preestómagos
y estimulan la contracción uterina (efecto semejante a la oxitocina) pudiendo
desencadenar un parto prematuro.
El autor utiliza tanto en caninos como en felinos la xilacina en infusión continua como
parte del protocolo anestésico, para prolongar el efecto analgésico, tanto en anestesias
gaseosas como fijas. El esquema utilizado es el siguiente; se calcula la dosis a administrar
(0.5 a 1 mg/kg), ésta se diluye en solución salina isotónica, aproximadamente 20 ml/kg. El
25% del contenido del envase se administra, en un período de 15 minutos, previa
inducción anestésica. El 75% restante se prorratea en el tiempo que suponemos durará la
intervención. De esta manera se puede prolongar el efecto analgésico, potenciar a los
otros componentes del protocolo y disminuir el impacto de un ingreso masivo de la droga
al organismo. La velocidad de infusión se titula en función de las necesidades del paciente.
Esta es una buena alternativa cuando no se dispone de hipnoanalgésicos agonistas puros o
como complemento analgésico del protocolo.
Los agonistas α2 presinápticos deben ser utilizadas con suma precaución en pacientes
debilitados por patologías subyacentes. Están contraindicados en individuos con trastornos
de la contractilidad del músculo cardíaco, fundamentalmente en aquellos en los que el
volumen minuto dependa de la frecuencia cardíaca, como por ejemplo pacientes con
miocardiopatías y neonatos.
La xilacina y sus congéneres pueden ser revertidos por antagonistas α2 presinápticos como
la yohimbina y el atipamizol. Es prudente contar con el antídoto siempre que se utilice una
droga que lo posea, como en este caso. Se debe tener en cuenta que todos los efectos son
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antagonizados aún la analgesia. Los antagonistas α2 presinápticos se administran
generalmente por vía EV. El período de latencia es de 2 a 4 minutos. (Dosis en tabla IV,
remitirse al archivo “tablas”).
HIPNOANALGESICOS
Los componentes de este grupo de drogas tienen un lugar más que destacado en la
práctica anestésica. Es difícil planear un protocolo y excluirlos con una buena razón. La
universalidad de la respuesta analgésica en las diferentes especies, la sustancial
potenciación sobre los depresores no selectivos del SNC y las contadas situaciones en las
que se encuentran contraindicados son algunas de las justificaciones para esta
aseveración. Como se ha explicado en capítulos anteriores estos compuestos se diferencian
según la afinidad y actividad intrínseca que posean sobre los distintos receptores opiáceos.
La potencia y eficacia es, en la mayoría de las especies, similar a las descriptas para los
seres humanos. A continuación se exponen los usos más frecuentes en la práctica
anestésica de las diferentes especies.
Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo, sufentanilo,
alfentanilo y remifentanilo.
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Son numerosas las evidencias que sostienen la eficacia clínica de los opiáceos en las
diferentes especies animales.
La morfina es ampliamente utilizada para tratar el dolor perioperatorio. En los animales al
igual que en los humanos, la vía EV puede acompañarse de reacciones adversas debidas a
la liberación de histamina. Por esta razón las vías más indicadas son la IM y SC, aunque
por vía EV, en forma lenta y diluida es también utilizada. El período de latencia es para las
distintas especies prolongado, hasta 30 minutos, debido su escasa liposolubilidad. Si bien a
las dosis terapéuticas (tabla V, remitirse al archivo “tablas”), no suele causar efectos
adversos, la morfina al igual que sus congéneres, en altas dosis es potencialmente tóxica.
Los principales sistemas afectados son el cardiovascular y respiratorio. La administración
concomitante de atropina, disminuye el impacto de la droga sobre la frecuencia cardíaca.
La rigidez de los músculos esqueléticos también puede observarse, pero solo a dosis muy
altas. El vómito es un efecto adverso de relativa ocurrencia en caninos. La falta de ayuno
favorece su presentación. En general estos animales suelen defecar como consecuencia de
la acción de la droga sobre el tubo gastrointestinal. Si bien en felinos el vómito es factible,
la tolerancia del centro nervioso bulbar a la droga, lo hace muy infrecuente. Las otras
especies, rumiantes, equinos y porcinos, son refractarios a la acción emética de los
hipnoanalgésicos.
La morfina promueve miosis en caninos, cerdos, monos y seres humanos. En felinos y
equinos sin embargo produce, en altas dosis, midriasis y excitación. Estas manifestaciones
se relacionan con un aumento de la actividad catecolaminérgica central y es reducida
cuando se combina con antagonistas dopaminérgicos (acepromacina), y agonistas α2
22
presinápticos (xilacina, demetomidina). Esta última opción se demuestra efectiva sobre
todo para tratar el dolor visceral en el equino, ya que los agonistas puros solos tienen poca
eficacia analgésica en esta especie. La sudoración se observa con frecuencia en equinos
luego de la administración de morfina. En gatos la morfina a 0.1 mg/kg SC, no produce
excitación, y la analgesia dura al menos 4 horas.
Debido a su escasa liposolubilidad, la morfina atraviesa la barrera hematoencefálica con
lentitud. Por esta razón se hace más difícil titularla como complemento analgésico en
anestesias balanceadas.
La morfina aumenta la liberación de hormona antidiurética, esto puede restringir
severamente la producción de orina. Por esta razón esta contraindicada en pacientes
urémicos.
La meperidina5 y la oximorfona son análogos de la morfina con menores efectos
depresores sobre el aparato cardiovascular y respiratorio. La meperidina es una buena
alternativa en el gato, ya que aporta un alto grado de analgesia. En esta especie aunque
no produce un manifiesto efecto sedante, mejora sustancialmente el manejo del paciente,
al tornarlo más dócil. Posee a dosis terapéuticas, una duración aproximada de 2 horas.
La oximorfona es muy utilizada en los EEUU en la premedicación anestésica de perros y
gatos. La combinación con tranquilizantes mayores una vez más, mejora la calidad de la
sedación así como analgesia.
El fentanilo es principalmente utilizado por vía EV. El rápido equilibrio, que merced a su
alta liposolubilidad, se establece entre las concentraciones plasmáticas y cerebrales
permite la utilización de estos compuestos, durante el mantenimiento de la anestesia
23
balanceada. Su potente acción analgésica, permite reducir drásticamente la incorporación
de depresores no selectivos del SNC, eliminando la principal fuente de accidentes
anestésicos intraoperatorios. La combinación con tranquilizantes mayores y menores, así
como con agonistas α2 adrenérgicos (neuroleptoanalgesia), favorece la acción sedante y
potencia la analgesia. A dosis analgésicas (ver tabla V, remitirse al archivo “tablas”), estos
compuestos carecen de efectos adversos severos. Sin embargo, en altas dosis o
sinergizados con otros fármacos, se convierten en potentes depresores. La estabilidad
hemodinámica es una constante en las anestesias que utilizan fentanilo6, sufentanilo,
alfentanilo o remifentanilo. Aunque la frecuencia cardíaca disminuye, con el agregado de
estos compuestos, la poca afectación sobre la contractilidad miocárdica y la resistencia
periférica, permiten mantener un adecuado volumen minuto. La presión arterial se
mantiene elevada (su administración no se acompaña de liberación de histamina),
garantizando una óptima perfusión tisular7. Como la duración de sus efectos es
relativamente corta, entre 10 y 30 minutos, la infusión continua se presenta como una
excelente alternativa. Lo más recomendable es realizar una dosis de carga, seguida por
una infusión titulada para mantener concentraciones analgésicas estables durante el
procedimiento. En caninos una dosis inicial de fentanilo de 2 a 5 μg/kg, seguida de una
infusión de 5 a 10 μg/kg/hr, reduce la concentración alveolar deseada (CAD) de los
anestésicos inhalatorios en un 20 a 30%. Tanto solo como combinado con neurolépticos el
fentanilo produce jadeo en la mayoría de los caninos. El autor utiliza el sufentanilo a razón
de 0,5 a 1 μg/kg/hr. La infusión se comienza 15 minutos antes de la inducción e intubación
endotraqueal. Así los requerimientos anestésicos disminuyen de 3.5 % a 2 ± 0.2 % para el
24
sevoflurano y de 1.7 vol% a 1.1 ± 0.2 % para el isoflurano (datos aún no publicados). Es
de destacar la necesidad de incorporar relajantes musculares cuando se utilizan
concentraciones bajas de gases anestésicos, para mejorar el acceso al campo operatorio.
El alfentanilo, por sus características químicas (pK 6.8), se encuentra poco ionizado en
plasma. Esto lo hace ideal para la infusión continua ya que su latencia es sumamente
breve, alrededor de 1 minuto. Se administra de 1.5 a 3 μg/kg/min, según las necesidades
del caso. En procedimientos prolongados los requerimientos de estas drogas van
disminuyendo conforme el tiempo quirúrgico aumenta, debido a la acumulación del
compuesto utilizado. La duración promedio de una cirugía de rutina en nuestro medio se
encuentra entre 40 y 90 minutos. En estos lapsos no suele observarse acumulación. Se
destaca la necesidad de monitorear estrechamente a todo paciente en el postoperatorio
inmediato. Se recuerda que existen antagonistas como naloxona, nalbufina, etc., que
pueden acortar una eventual y prolongada recuperación postanestésica mediada por
hipnoanalgésicos8. El remifentanilo es la excepción a esta regla ya que su tiempo de
residencia en plasma es producto de la hidrólisis enzimática y no de la redistribución a
compartimentos periféricos.
Al igual que la morfina y por el mismo mecanismo, el fentanilo puede provocar excitación
en felinos y equinos. En gatos 5 µg/kg EV, aportan analgesia en protocolos tanto con
anestésicos inyectables como inhalatorios. En equinos el fentanilo es poco efectivo como
analgésico para tratar el dolor visceral. Sin embargo en combinación con detomidina o
xilacina se expresa una sinergia altamente eficaz, para el tratamiento de este tipo de dolor.
25
La atropina o el glicopirrolato evitan la intensa bradicardia que acompaña a la
administración de estos fármacos.
Los agonistas puros se eliminan, en las diferentes especies, por metabolismo hepático,
mediante reacciones de primera y segunda fase. La tasa de eliminación es similar a la del
ser humano, al igual que la duración de los efectos. El remifentanilo, como se mencionó
antes, sufre además de metabolismo hepático, hidrólisis por estearasas plasmáticas.
La administración epidural de estos fármacos se discutirá más adelante.
Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas: Buprenorfina,
butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona y nalorfina.
La eficacia en el tratamiento del dolor de origen visceral, los escasos efectos colaterales y
la accesibilidad que la legislación dispone para este grupo de drogas en la mayoría de los
países, ha contribuido a incorporarlas con relativa frecuencia en protocolos anestésicos
tanto en grandes como en pequeños animales (tabla V, remitirse al archivo “tablas”).
El efecto analgésico está limitado por la actividad intrínseca de cada compuesto sobre el
receptor µ (efecto cielo). Para los agonistas parciales como la buprenorfina y el butorfanol,
la analgesia es significativamente mayor que para los antagonistas del mencionado
receptor como la nalbufina y la pentazocina. La capacidad de inducir respuesta analgésica
a través de los receptores k, sin embargo, afianza la eficacia de todos estos fármacos.
El rol más apropiado para este grupo de drogas es, seguramente, el tratamiento del dolor
en el postoperatorio. Estos suelen ser lo suficientemente eficaces para garantizar una
26
recuperación confortable, sin dolor y con una marcada tendencia al sueño. En la
premedicación los agonistas parciales, buprenorfina y butorfanol, aportan una profunda
sedación, que se incrementa en combinación con drogas tranquilizantes. El aporte
analgésico sólo permite una moderada disminución de la concentración alveolar de los
gases anestésicos necesaria para evitar las respuestas autonómicas a los estímulos
quirúrgicos9. Su incorporación en el período transoperatorio limita el uso concomitante de
agonistas puros, por sus efectos antagónicos.
La buprenorfina es la más potente del grupo. En combinación con los gases inhalatorios,
genera un plano anestésico adecuado para el abordaje quirúrgico de tejidos blandos. El
período de latencia es prolongado, hasta 40 minutos, y su acción perdura por 8 a 12 horas.
Su administración suele acompañarse de bradicardia. Si bien la depresión respiratoria es
sumamente infrecuente a las dosis recomendadas, en dosis altas puede ocurrir. La gran
afinidad por el receptor µ complica la reversión por medio de antagonistas farmacológicos.
Por esta razón se recomienda el uso de analépticos, en este caso el doxapram a razón de
0.5 mg/kg EV.
El butorfanol aporta una excelente analgesia. Se caracteriza además por su efecto sedante
y antitusivo. En la premedicación, cuando se lo combina con acepromacina, promueve en
la mayoría de los caninos una sedación de moderada a profunda (tabla VI, remitirse al
archivo “tablas”). Es una buena opción cuando se utilizan gases anestésicos. En felinos al
igual que en caninos aporta un excelente grado de analgesia visceral. En gatos su
utilización concomitante con anestésicos disociativos y tranquilizantes menores permite el
abordaje quirúrgico del abdomen. En equinos con dolor abdominal es utilizado como
27
analgésico. Sus efectos se extienden por 2 a 4 horas. Puede promover una marcada
tendencia al sueño durante el período de recuperación anestésica. Si bien no promueve el
vómito, los pacientes pueden defecarce luego de la administración. El tránsito intestinal,
sin embargo, tarda en regularizarse como consecuencia de su acción constipante.
La nalbufina aporta un efecto analgésico limitado a la interacción con los receptores k. Su
acción sedante aún en combinación con drogas tranquilizantes es de leve a moderada. La
inyección IM es irritante. En pacientes con dolor la vía EV suele restringirse para evitar que
una brusca biodisponibilidad central, compita con los agonistas endógenos de los
receptores µ. En éstos casos la vía sugerida es la subcutánea.
La pentazocina ha demostrado ser un buen analgésico en la mayoría de las especies
animales. Sus efectos sobre el aparato cardiovascular son ínfimos y la depresión
respiratoria es infrecuente. En caninos y felinos, cuando se la utiliza en el tratamiento de
dolor por vía IM es bien tolerada. La sedación es moderada y puede haber signos de
incoordinación. En equinos una dosis IV remite el dolor por cólicos por 15 a 30 minutos.
Tanto los agonistas parciales (buprenorfina, butorfanol) como los agonistas-antagonistas
(nalbufina, pentazocina) pueden utilizarse para revertir los efectos µ de los agonistas puros
como la morfina, el fentanilo y otros. La principal ventaja, es que se puede mantener un
cierto grado de analgesia, mediada por los receptores k. La prolongada duración de estos
compuestos otorga una ventaja adicional sobre los antagonistas puros como la naloxona,
ya que se hace más improbable la renarcotización. La duración de la naloxona varía entre
15 y 45 minutos y es posible repetir en caso de ser necesario. La nalorfina en cambio tiene
un período de duración de 1,5 a 3 horas, pero no aporta analgesia en la recuperación.
28
El tramadol es un compuesto con propiedades analgésicas. Su uso en medicina veterinaria
es limitado. En caninos y felinos se utiliza para el tratamiento del dolor postoperatorio con
éxito. La presentación oral en gotas, facilita la posología en animales de escasa talla. El
tratamiento puede complicarse con vómitos y otros trastornos gastrointestinales luego de
las primeras 24 a 48 horas.
ANTIINFLAMATORIOS NO ESTEROIDES
Los antiinflamatorios no esteroides (AINEs) han sido tradicionalmente utilizados para el
tratamiento de dolor postoperatorio. Su capacidad para reducir la concentración tisular de
autacóides contribuye a evitar tanto la sensibilización de los receptores periféricos como
la sensibilización central al dolor, al disminuir la activación antidrómica de las fibras
nerviosas y la consecuente liberación de sustancias algésicas en el asta dorsal de la
médula espinal. La principal desventaja de sumar estos compuestos al protocolo anestésico
durante la premedicación es exponer al riñón a un potencial daño, si ocurriera una
hipotensión intraoperatoria. La mayoría de trabajos sugieren, al discutir sobre este punto,
que los efectos secundarios están más asociados al desarrollo del evento quirúrgico que al
uso de los AINEs, sobretodo por que el resto de las drogas utilizadas pueden también
traer aparejados, como efecto colateral a la hipotensión, trastornos renales de igual
magnitud.
29
Es sabido que los AINEs disminuyen la síntesis de prostaglandinas y que éstas juegan un
rol preponderante en la autorregulación del flujo renal. Ante la disminución de estos
prostanoides la capacidad del riñón para evitar la hipoperfusión y consecuente hipoxia es
menor10. Se debe tener en cuenta que los desequilibrios hemodinámicos pueden ser
evitados conservando un correcto balance hídrico en el paciente. Los AINEs también
disminuyen la agregación plaquetaria y pueden aumentar el sangrado perioperatorio. Por
esta razón no se deben utilizar en pacientes con trastornos de la coagulación. Los
trastornos gastrointestinales (gastritis, úlceras y sangrado) son poco frecuentes en
tratamientos de corta duración. Los AINEs más utilizados en el tratamiento del dolor
perioperatorio son; megluminato de flunixín, ketoprofeno, meloxicam y carprofeno (tabla
VII, remitirse al archivo “tablas”). Además de los efectos antiinflamatorios, antipiréticos y
analgésicos el flunixin tiene probados efectos antitóxicos. A sólo un ¼ de la dosis
terapéutica se ha demostrado efectivo para contrarrestar el efecto de endotoxinas
bacterianas en caninos, equinos y terneros. Por la alta incidencia de efectos colaterales su
uso está contraindicado en felinos y se restringe al tratamiento del dolor agudo por un
corto tiempo en las demás especies.
El ketoprofeno es un potente inhibidor no selectivo de las isoenzimas COX1 y COX2 con un
excelente efecto analgésico, antiinflamatorio y antipirético. Numerosos reportes implican al
ketoprofeno en un mecanismo analgésico a nivel del sistema nervioso central, el cual
potenciaría su eficacia en el tratamiento del dolor11. Este compuesto presenta la
característica estructural de poseer un carbono asimétrico, lo cual le permite existir bajo la
forma de dos enantiómeros R y S. Dichos isómeros presentan una característica metabólica
30
interesante, conocida como mecanismo de inversión quiral. Este proceso permite la
transformación selectiva y unidireccional del enantiómero R (inactivo) a S (activo), siendo
el canino una de las especies que mejor realiza este proceso. Es también utilizado en
equinos, terneros y gatos.
El carprofeno es un potente analgésico y antiinflamatorio con escasa actividad sobre las
isoenzimas COX. Esto se refleja en una menor toxicidad asociada a la anestesia general.
Recientes reportes sostienen que su uso en el período preoperatorio, tiene una mayor
efectividad que en el postoperatorio. Se emplea en la mayoría de las especies animales.
El meloxicam es un inhibidor selectivo de la COX2. Esto se ve reflejado en una menor
presentación de efectos adversos en tratamientos prolongados. Estudios recientes lo
sindican como efectivo cuando es utilizado en la premedicación12.
INDUCCION
La inducción anestésica consiste en la incorporación en forma más o menos brusca de
depresores del SNC. Esto supone una rápida biodisponibilidad central del fármaco. Debido
al elevado coeficiente de partición que estas drogas tienen con el tejido cerebral, el
período de latencia es muy breve. Los fármacos pueden ingresar al sistema por vía
parenteral o inhalatoria. En el primer caso la maniobra se completa en escasos segundos
mientras que con los líquidos volátiles, el tiempo de inducción dependerá de la droga
utilizada, su solubilidad en sangre y fundamentalmente del sistema de vaporización que se
31
elija. Siempre que sea posible se recomienda utilizar para esta etapa la vía EV. La
velocidad de administración es un factor que influye significativamente en la
biodisponibilidad central del fármaco. En grandes animales, se precisan inyecciones en
“bolo” para tener un buen efecto inductor y poder realizar la intubación endotraqueal. En
pacientes debilitados o de escasa talla, en cambio, la administración se realiza lentamente
a efecto.
La depresión que se instala luego de administrada la droga depende de la dosis. A
diferencia de los compuestos hasta ahora mencionados, los inductores carecen de “efecto
cielo”. La inducción consiste en una dosis de “carga” de anestésico razón por la cual, este
evento es considerado de alto riesgo. La sensibilidad del SNC puede verse notablemente
modificada por diversas razones. Así pues la centralización del volumen minuto cardíaco,
producto de un estado de shock hemodinámico, aumentaría peligrosamente la
biodisponibilidad de las drogas. Las modificaciones sobre el equilibrio ácido-base y/o
electrolítico así como también el nivel de proteínas séricas, podrán influir también sobre la
biodisponibilidad de los inductores, modificando su respuesta. Las drogas que pertenecen
a este grupo son principalmente depresores no selectivos del SNC o sea que sus efectos
son dosis dependiente. Estos son utilizados también como anestésicos inyectables, en
“anestesias fijas”. La ketamina y análogos también se emplean en la inducción anestésica.
En los animales, a diferencia del ser humano, los derivados del opio no logran deprimir al
SNC lo suficiente como para inducir la anestesia, aunque si la potencian como vimos
anteriormente, mejorando la acción de cada una de las drogas que mencionaremos a
continuación.
32
Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal y tiamilal
Los barbitúricos son excelentes inductores y se emplean en la mayoría de las especies
animales. Como la respuesta al fármaco depende de la dosis, la maniobra se realiza
administrando la droga a efecto (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). Actualmente
estas drogas se emplean en la inducción anestésica de pacientes que recibirán anestesia
por inhalación. El corto período de acción, entre 15 y 30 minutos, permite también realizar
algunas maniobras rápidas. Es importante destacar que el poder analgésico de estos
compuestos a dosis hipnóticas es muy pobre por lo que se impone el uso concomitante de
analgésicos potentes para realizar maniobras cruentas. Si bien en altas dosis pueden
promover un estado de anestesia general, la magnitud de la depresión cardiovascular y
respiratoria contraindican este uso. En pequeños animales puede producirse laringo
espasmo, más frecuente en gatos, si se trata de intubar con una relajación insuficiente. En
pacientes predispuestos se pueden observar arritmias cardíacas durante la inducción con
tiopental sódico u otros barbitúricos de acción ultracorta. La administración de lidocaína al
2% (4 mg/kg, IV), reduce significativamente la incidencia de estos trastornos. En
pacientes añosos o muy debilitados, los barbitúricos pueden ver reducido su índice
terapéutico. En éstos se recomienda diluir la concentración a utilizar del barbitúrico hasta
en un 50% e intercalar una dosis de diazepam o midazolam para potenciarlo durante la
inducción. Esto permite reducir la dosis total del barbitúrico y por lo tanto sus potenciales
efectos adversos. La concentración habitual para el tiopental sódico en pequeños animales
33
es 2.5%. En grandes animales se los utiliza más concentrados (al 5%) para disminuir tanto
el período de administración como el volumen a inyectar.
El corto período de acción de estos compuestos radica fundamentalmente en la
redistribución que sufren hacia el tejido graso. La acumulación del fármaco, cuando se
administra en forma reiterada o por infusión, es consecuencia de la saturación del tejido
aceptor. La dosis se calcula siempre sobre la base del peso magro del animal, ya que la
droga activa es la que se distribuye por el compartimento central. En pacientes emaciados
o con escaso tejido adiposo, el período de recuperación puede extenderse
significativamente. En estos la droga debe ser reemplazada por otras que dependan del
metabolismo para finalizar su efecto como por ejemplo el propofol.
Si bien la premedicación con drogas sedantes o tranquilizantes reduce la dosis y mejora la
acción de los barbitúricos, el período de recuperación se caracteriza por temblores y
diferentes grados de excitación. Estos son potencialmente peligrosos en grandes animales
ya que podrían provocarse daños de variada magnitud a sí mismos. Por esta razón se los
reserva para la inducción y posterior seguimiento con anestésicos por inhalación en estas
especies.
Propofol
El propofol ha sido incorporado en medicina veterinaria hace algunos años, en las diversas
especies, con una probada eficacia clínica. La principal ventaja que presenta este
compuesto, es la posibilidad de mantener al paciente con diferentes grados de depresión
del SNC por períodos prolongados sin que se produzca la acumulación del fármaco y sin
34
alterar significativamente el tiempo de recuperación. El propofol promueve una inducción
rápida y suave tanto en pequeños como en grandes animales (tabla VIII, remitirse al
archivo “tablas”). El rápido equilibrio que se produce entre la concentración plasmática y
cerebral y su eficaz depuración, convierten al propofol en un compuesto de elección para
el mantenimiento de la anestesia mediante infusión continua. El metabolismo es
principalmente hepático, aunque la falta de concordancia entre la depuración de la droga y
el flujo plasmático de este órgano sugieren, al igual que en el ser humano, un sistema de
eliminación adicional para la mayoría de las especies, probablemente el pulmón. El
propofol es generalmente utilizado en caninos y felinos en dosis única para inducir la
anestesia13. La inyección rápida puede acompañarse de apnea e hipotensión de variada
magnitud. A diferencia de los barbitúricos, el propofol puede administrarse lentamente
hasta inhibir el reflejo laríngeo sin que el paciente experimente excitación. Esto es sin duda
una ventaja en la inducción de pacientes comprometidos por patologías subyacentes, en lo
que se desea una depresión paulatina con escaso impacto sobre la economía corporal. El
propofol actúa principalmente como hipnótico. Si bien la analgesia que aporta es
insuficiente, ésta permite realizar maniobras de escasa magnitud. La infusión continua con
alfentanilo o sufentanilo ha sido utilizada como una alternativa a los anestésicos
inhalatorios, tanto en medicina humana como veterinaria.
El costo de la droga sin embargo limita aún su utilización en grandes animales. Por esta
razón se indica principalmente en perros pequeños y gatos. Es de utilidad en pacientes
sedados, caninos y felinos, que van a recibir un anestésico local, para garantizar la
35
inmovilidad del animal durante la ejecución del bloqueo. También esta indicado en
pacientes caquécticos o magros por naturaleza.
A dosis hipnóticas (1 a 2 mg/kg) el propofol esta indicada para inmovilizar a las hembras
durante una operación cesárea. La capacidad del neonato de llevar a cabo reacciones
metabólicas de conjugación, permite utilizar este compuesto, en combinación con
anestésicos locales, sin alterar la viabilidad de la camada. Sin embargo y apelando a la
mayor capacidad metabólica de la madre, el autor recomienda desprender la placenta,
recién cuando se hayan recuperado los signos de vitalidad fetal, previos a la inyección del
propofol. De esta manera se asegura una lechigada con mínimas complicaciones. Por el
contrario el “arrastrar” droga con el cachorro, en particular si éste tiene signos previos de
sufrimiento, podría aumentar el riesgo de muerte en las primeras horas postparto.
Luego de una dosis de carga de entre 3 y 8 mg/kg según haya recibido o no fármacos
coadyuvantes, se inicia una infusión continua por venoclisis. La dosis promedio de infusión
en pequeños animales oscila alrededor de los 0.5 mg/kg/min. Es importante destacar que
las dosis son orientativas y que el paciente debe ser monitoreado para titular la tasa de
administración en función del plano anestésico requerido para cada caso. La inyección
seriada en bolos a demanda es también una alternativa. Sin embargo las oscilaciones entre
el pico y el valle de la curva de disposición plasmática, se acompañan de iguales
fluctuaciones en el plano anestésico del paciente, pasando de excesivos a deficientes
niveles de depresión. Por esta razón se recomienda la técnica de infusión que mantiene la
concentración del fármaco en sangre más estable.
36
Etomidato, metomidato
El etomidato es un inductor no barbitúrico con propiedades hipnóticas. Su principal
indicación en el protocolo es la inducción de pacientes con alto riesgo anestésico. En
caninos luego de una dosis de 1,5 y 3 mg/kg las variables hemodinámicas se mantienen
estables. La frecuencia cardíaca, la presión aórtica, la presión ventricular al final de la
sístole y el consumo de oxígeno miocárdico no experimentan cambios. La depresión
respiratoria es como para todos los depresores no selectivos dosis dependiente. Se utiliza
principalmente en caninos y felinos (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). Una sola
dosis de etomidato deprime la función de la médula adrenal por al menos 3 horas14. En
infusiones continuas prolongadas, si bien no se produce acumulación, la depresión adrenal
sostenida podría desencadenar una crisis Addisoniana. El metomidato es un análogo de
este grupo de derivados imidazólicos, aprobado para ser utilizado tanto en grandes como
en pequeños animales. Se emplea en la inducción y mantenimiento de la anestesia. La
combinación entre éste y la azaperona produce en cerdos un grado de anestesia por un
período de dos horas, que permite realizar intervenciones quirúrgicas. Ni el etomidato ni el
metomidato poseen efecto analgésico. Pueden compartir el protocolo con drogas
coadyuvantes. El paciente puede experimentar mioclonos, excitación y vómitos. El costo de
estos medicamentos es aún un impedimento para la incorporación rutinaria en los
protocolos anestésicos de los animales domésticos.
Guaifenesina (éter gliceril guayacolato)
37
La guaifenesina es un polvo blanco, finamente granulado y soluble en agua. Se clasifica
como relajante muscular central. Ejerce su mecanismo a través de la inhibición de las
neuronas intercalares de la médula espinal, interfiriendo en la comunicación entre ésta y el
tronco encefálico. Aunque afecta principalmente al músculo estriado, el diafragma
mantiene su función y con ella una adecuada ventilación. Su escasa potencia y la
necesidad de administrar soluciones poco concentradas, limitan su uso en pequeñas
especies. Se utiliza en soluciones al 5, 10 y 15%. Por encima de 6% y de 15% puede
producir hemólisis intravascular en rumiantes y equinos respectivamente. La principal
indicación para este compuesto es como coadyuvante en la inducción de grandes
animales, principalmente en equino (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). En esta
especie una solución al 5% en dextrosa al 5%, y a razón de 0,5 ml/kg, produce una suave
inducción, sin excitación que finaliza en un tranquilo decúbito en aproximadamente 10
minutos. La guaifenesina carece de efectos analgésicos y se la combina con xilacina y
ketamina como una variante de anestesia total intravenosa (TIVA), para realizar
intervenciones de poca envergadura.
Anestésicos inhalatorios
Para realizar la inducción con anestésicos por vía inhalatoria hay que contemplar algunos
aspectos prácticos. La maniobra se realiza con máscaras faciales adaptadas a cada
especie. Para animales pequeños y mal predispuestos al manoseo, existe la posibilidad de
recurrir a una cámara de inducción. Es importante que el hocico del paciente esté lo más
próximo al extremo de la máscara, para evitar que un aumento del espacio muerto, se
38
refleje en una menor fracción de anestésico en el aire alveolar (FA). El correcto
acoplamiento de la máscara al paciente por detrás de las comisuras labiales evitará que el
gas inspirado se diluya con el aire ambiental (figura 6). Esta técnica es recomendable en
animales debilitados o con serio compromiso del estado general. Aunque las técnicas para
la inducción en aves están sólo limitadas por la imaginación del anestesiólogo, la inducción
con máscara es la más utilizada en la mayoría de ellas. La lenta depresión del SNC que se
instala con cada respiración permite detener el procedimiento cuando al cabo de unos
minutos el paciente está en condiciones de tolerar la intubación de la traquea.
La potencia de la droga utilizada, su coeficiente de solubilidad y fundamentalmente el
sistema anestésico utilizado, determinará la rapidez del procedimiento. En general para
que éste se complete en un tiempo razonable, la fracción inspirada de anestésico (Fi)
deberá ser alta. Cuando se trabaja con un vaporizador ubicado fuera del circuito anestésico
la fracción vaporizada (Fv) está limitada por el máximo de vaporización del equipo
empleado. Si la máscara se conecta a un circuito de no reinhalación, como por ejemplo un
Bain, la máxima Fi será la que el vaporizador marque. Si en cambio trabajamos con un
circuito circular, la Fi dependerá de la magnitud de la reinhalación. Esta última depende del
flujo de gas fresco (FGF). Finalmente existe la posibilidad de utilizar un circuito circular con
vaporizador dentro del sistema (VIC). Con estos últimos, la Fi puede llegar a valores muy
altos reduciendo el tiempo de inducción sustancialmente. Se debe considerar que la falta
de cooperación del paciente muchas veces se ve reflejada en una disminución del volumen
minuto respiratorio (VMR). Esto promueve una menor captación del anestésico,
prolongando así, el período de inducción.
39
Anestésicos disociativos: ketamina, tiletamina
Las drogas de este grupo están representadas principalmente por la ketamina y la
tiletamina. Estos compuestos son muy utilizados en medicina veterinaria tanto para la
sujeción química como para producir anestesia general en la totalidad de las especies
animales (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). La anestesia que producen estos
fármacos se caracteriza, al igual que en el ser humano, por una profunda amnesia,
analgesia y catalepsia. La mayoría de los reflejos protectores permanecen presentes y se
produce un marcado aumento de las secreciones. Un acentuado tono muscular se instala
rápidamente y en animales predispuestos pueden presentarse convulsiones (figura 7). El
aparato cardiovascular es fuertemente afectado por estas drogas. La frecuencia cardíaca
aumenta al igual que la presión arterial. En animales con cardiopatías previas, pueden
llegar a precipitar un edema agudo de pulmón. El patrón respiratorio se torna apnéusico, la
frecuencia respiratoria puede aumentar y el volumen corriente disminuye. Esto trae
aparejado un descenso de la PaO2 y aumento de la PaCO2. La inyección intravenosa rápida
se acompaña de apnea. Si bien la analgesia no es homogénea entre las diversas especies,
se manifiesta principalmente a nivel somático en todas ellas. La misma esta gobernada,
entre otros mecanismos, por la interacción con los receptores N-metil-D-aspartato
(NMDA), a los cuales inhibe. La incapacidad de las drogas de este grupo para controlar en
forma eficaz y predecible el dolor profundo y de origen visceral, las inhibe de participar
como único aporte analgésico tanto en intervenciones celomáticas como en cirugías
traumatológicas. La combinación con agonistas α2 presinápticos e hipnoanalgésicos
40
colabora en paliar esta situación en intervenciones de corta duración. La ketamina sufre un
extenso metabolismo hepático en caninos, equinos y humanos. En el gato sin embargo es
eliminada mayormente inalterada por filtración renal. En animales con trastornos urinarios
y hepáticos deberán ser utilizadas con suma precaución.
La tiletamina se comercializa combinada en una proporción 1:1 con zolazepam, una
benzodiacepina que mitiga el hipertono muscular del agente disociativo. Existen pocas
diferencias farmacodinámicas entre la tiletamina y la ketamina, siendo las más importantes
una mayor potencia y un período de acción más prolongado para la primera. Esto
convierte a este específico (Zelazol®), en una alternativa para inmovilizar animales
agresivos o salvajes. Otra ventaja del preparado es la presencia de manitol en la
formulación. Esto redunda en un período de latencia para la vía IM de aproximadamente 5
minutos.
La ketamina en combinación con relajantes musculares centrales, permite realizar la
intubación endotraqueal en la mayoría de los animales. Una relajación insuficiente,
empero, podría desencadenar un espasmo laríngeo. En felinos los anestésicos disociativos
tienen un efecto analgésico más evidente que en las demás especies animales. La
combinación con xilacina o medetomidina resulta en una mezcla anestésica que, por un
período de 30 minutos, permite la realización de algunas cirugías mayores. En caninos las
mismas combinaciones tienen un efecto anestésico errático y la analgesia suele ser
insuficiente en al menos un 40% de los individuos. En equinos la ketamina no debe ser
utilizada sola. Luego de la premedicación con xilacina (1.1 mg/kg, EV), la administración
de ketamina (2-3 mg/kg, EV) 10 minutos después, induce un corto pero efectivo período
41
de anestesia en caballos de todas las razas. En rumiantes la administración EV en bolo,
seguida por una infusión continua produce un plano anestésico que permite realizar
cirugías de variada magnitud. La incorporación de agonistas α2 presinápticos mejora la
analgesia y promueve relajación muscular.
La abundante secreción de saliva, que promueven estos compuestos, puede interferir con
la ventilación en pacientes no intubados. La atropina y el glicopirrolato moderan este
efecto.
El período de recuperación suele caracterizarse por diversas manifestaciones de
excitación. Contracción de la musculatura, aullidos, gritos y movimientos incoordinados son
los más frecuentes.
Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio, vecuronio .
Los relajantes neuromusculares son poco utilizados en medicina veterinaria. La necesidad
de controlar la ventilación durante el período de acción del fármaco, la pérdida de reflejos
para monitorear la profundidad del paciente, el riesgo de trabajar en un plano anestésico
insuficiente y la falta de equipamiento, parecen ser la causa de esta situación. Sin embargo
la facilidad de acceso a la laringe y al campo quirúrgico, la reducción de la CAM para los
anestésicos volátiles, la factibilidad de mantener al paciente normocápnico y finalmente la
posibilidad de titular la dosis de los anestésicos inhalatorios, exige reveer esta costumbre.
La succinilcolina como representante de los leptocurares y el pancuronio, atracurio y
vecuronio del grupo de los paquicurares, son los más utilizados en los animales
42
domésticos. Una numerosa lista de nuevos compuestos se suma a diario a la práctica
experimental para delinear su utilidad en las distintas especies15.
La escasa masa muscular en perros pequeños y felinos domésticos representa poco
impedimento para acceder al campo operatorio. Esta es quizás otra razón para que el uso
de estas drogas sea tan limitado en estos animales. No obstante deberán ser sumados al
protocolo cuando estén indicados. Caninos con grandes masas musculares y sobre todo
obesos, que anestesiados, reducen la ventilación alveolar promoviendo hipercapnia,
hipoxia y complicaciones anestésicas, mejoran su manejo cuando están relajados. Además
es mandatorio en pacientes que tienen que ser ventilados con presión positiva para un
abordaje toráxico o la reparación de una ruptura de diafragma. La reducción de una
luxación o el manejo de una vía aérea espasmódica, exige también drogas eficaces y
personal entrenado. “Nunca relajes a un paciente al que no sabes como vas a intubar”
“Nunca duermas a un paciente al que no sabes como ventilar”, rezan dos de los axiomas
de la anestesiología que invitan a la prudencia del equipo médico. El abordaje del
abdomen o la reparación de una fractura se facilita considerablemente con el agregado de
estos compuestos al protocolo anestésico. Esto último es especialmente cierto en equinos,
cerdos y rumiantes.
La elección del compuesto a elegir recae principalmente sobre sus propiedades
farmacológicas (similares a las descritas para los seres humanos en cuanto a metabolismo,
eliminación y duración). Desde luego la especie animal, el procedimiento a emprender y su
duración, como así también los disturbios ocasionados por las diversas patologías, deben
tenerse en cuenta.
43
La succinilcolina tiene una latencia de menos de un minuto y un período de acción que
rara vez supera los 15 minutos. Sin embargo la duración puede ser aumentada por el uso
concomitante de antiparasitarios anticolinesterásicos como por ejemplo los órgano-
fosforados y carbamatos. En equinos está contraindicada por las frecuentes
manifestaciones adversas que presenta. Se recomienda suma precaución en cardiópatas,
ya que puede promover arritmias cardíacas. El atracurio puede ser utilizado aún en
pacientes con serios trastornos en los emuntorios. Éste rara vez propicia arritmias
cardíacas, ya que sólo promueve una ligera liberación de histamina. El pancuronio tiene
una latencia prolongada y la recuperación puede retardarse en pacientes debilitados o que
vean reducido el flujo plasmático hepático. El vecuronio es el menos asociado a efectos
colaterales. Su duración, 15 a 20 minutos, lo hace ideal para maniobras breves aunque se
puede repetir sin alterar significativamente el tiempo de recuperación. Se elimina
principalmente por bilis y puede ser utilizado en nefrópatas.
La debilidad muscular residual que acompaña a la recuperación, luego de utilizar un
paquicurare de acción prolongada o cuando uno de corta acción se ha acumulado luego de
varias dosis, es responsable de potenciales depresiones respiratorias en este período. Estos
pacientes deben ser celosamente monitoreados, garantizando un adecuado volumen
corriente y una correcta oxigenación. La oximetría de pulso es de gran ayuda en estos
casos. Como norma el autor sugiere mantener al paciente en cuidados intensivos hasta
haber recuperado los reflejos motores en la cara, principalmente el reflejo corneal. La
estimulación instrumental de los nervios periféricos permite determinar, con un alto grado
de seguridad, la finalización del bloqueo muscular.
44
Los paquicurares son susceptibles a la reversión farmacológica. Los anticolinesterásicos
como la neostigmina (0.04 mg/kg, IV) y el edrofonio (0.5 mg/kg, IV) son los más
utilizados. Se recomienda acompañar esta acción con atropina (0.02 mg/kg, IV), para
contrarrestar el aumento del tono vagal.
Estas drogas carecen de efectos analgésicos y cualquier maniobra en la que estén
implicados deberá acompañarse de un adecuado manejo del dolor e hipnosis.
INTUBACIÓN ENDOTRAQUEAL
Una anestesia segura implica una vía aérea permeable, un paciente bien ventilado y
correctamente oxigenado. El anestesiólogo deberá familiarizarse con las peculiaridades de
cada especie. En los pequeños animales en general la maniobra es muy sencilla debido a la
fácil visualización de la laringe. En equinos la intubación se realiza a ciegas, en vacas por
palpación y en pequeños rumiantes y cerdo se impone la necesidad un laringoscopio. A
continuación reseñaremos los lineamientos básicos a seguir en cada caso.
Caninos: la mayoría de los perros se intuban sin dificultad. Puede hacerse en decúbito
esternal o dorsal. Se abre la boca, con una gasa se desliza la lengua entre los incisivos
inferiores desplazando la mandíbula hacia abajo o hacia arriba según el decubito del
paciente. El cuello bien extendido mejora significativamente la maniobra. Una buena
iluminación alcanza para visualizar la laringe e introducir el tubo elegido (figura 8). Un
laringoscopio con una rama plana es de gran ayuda en animales con lesiones en la cavidad
45
oral o la laringe y en las razas braquicefálicas. En la maniobra instrumental, la rama del
laringoscopio desplaza el paladar blando y desciende o eleva la epiglotis, según el paciente
se encuentre en decubito esternal o dorsal, permitiendo identificar las estructuras
laríngeas. Luego se introduce el tubo con gentileza para evitar estimular o lesionar los
cartílagos aritenoides. El instilar lidocaína sobre la laringe antes de intubar, reduce la
aparición de espasmos en animales susceptibles. Se recomienda lubricar el extremo del
tubo a la altura del balón con lidocaína en gel, para disminuir la irritación y mejorar el
contacto entre éste y la mucosa traqueal. La boquilla del tubo debe quedar a la altura de
los incisivos y el extremo distal deberá ubicarse a la entrada del tórax (vértebra T1 o T2),
por encima de la carina. En muchos pacientes los tubos largos deben ser cortados para
evitar que aumente el espacio muerto o la entrada al bronqio derecho. Los traqueotubos
más utilizados son los tipo Murphi. Estos se fijan luego de colocados, con una cinta de
algodón, para evitar su desplazamiento. El balón se infla con la precaución de evitar que
una excesiva presión comprometa la irrigación de la mucosa traqueal. Es recomendable
chequear la impermeabilidad de la conexión durante la cirugía para identificar fugas en el
circuito anestésico. Las medidas utilizadas son tan variables como los tamaños y
morfología de las diversa razas. Las cánulas traqueales varían en diámetro interno (d.i.) de
1.5 mm a 15 mm.
Felinos: la maniobra se realiza igual que en caninos. La topicación de la laringe con
lidocaína se impone ya que esta especie es muy susceptible al espasmo. La maniobra
instrumental es generalmente más satisfactoria (figura 9). Un tutor o mandril que aumente
la rigidez del tubo es recomendable. El tubo se introduce hasta la entrada del tórax con
46
cuidado de no realizar una intubación bronquial. Las medidas utilizadas van de 1.5 a 5 mm
de d.i. aunque la mayoría de los gatos adultos se manejan con tubos de 4 a 4.5 mm de d.i.
En pacientes muy pequeños se pueden utilizar los tubos tipo Cole.
Equinos: en estos, la intubación se realiza a ciegas. Se coloca un tubo de PVC a la altura
de los incisivos de manera de mantener la boca abierta. El traqueotubo elegido ingresa por
el interior del tubo, se desplaza sobre la base de la lengua y se lo va rotando a medida que
va entrando a la traquea. En caballos y potros la intubación nasal es también una
maniobra sencilla. Las medidas utilizadas van de 7 mm d.i. para potros pequeños hasta 30
mm d.i. en animales adultos. Los tubos utilizados en la técnica nasal deberán tener 4 mm
de d.i. menos que los empleados para la intubación oral.
Cerdos: la intubación en esta especie es complicada. La distancia entre la boca y el
aparato gutural es amplia. La abertura bucal es estrecha, la laringe es bastante móvil y el
ángulo de entrada incómodo. Finalmente el espasmo laríngeo es frecuente si el plano
anestésico al momento de la intubación es insuficiente. Un laringoscopio con una rama
plana lo suficientemente larga es generalmente imprescindible. Se recomienda lubricar
bien el tubo con gel anestésico y rotar el bisel del tubo al aproximarse a la glotis.
Rumiantes: la intubación en estas especies se realiza inmediatamente después de la
inducción para evitar que la regurgitación produzca una falsa vía. En vacas adultas se
introduce la mano, luego de colocar un abrebocas, hasta llegar a la epiglotis. Esta se
desciende con los dedos y los mismos sirven de guía para el tubo endotraqueal. Es
recomendable proteger la cara de la mano que se contacta con los molares ya que las
puntas de los mismos podrían lacerar al operario. En pequeños rumiantes la abertura bucal
47
es sumamente estrecha. Para facilitar la maniobra se recomienda pasar un estilete romo
con el cuello bien extendido hasta la traquea y luego deslizar sobre él, la cánula hasta
concretar la intubación (figura 10). El desplazamiento de aire a través del tubo durante la
espiración es indicativo de una maniobra exitosa.
Aves y reptiles: la intubación endotraqueal es relativamente sencilla en estas especies,
sobretodo si se trabaja con animales de más de 100 gramos. La fácil visualización de la
laringe, permite introducir el traqueotubo sin dificultad. Es importante monitorear
contantemente el patrón respiratorio del paciente ya que es frecuente que los tubos, al ser
tan pequeños, se ocluyan con secreciones. En caso de usar tubos con balón, éste no
deberá ser inflado. No se recomienda lubricar el tubo, pues aumenta la probabilidad de
obstrucción.
La traqueostomía y la faringotomía externa son alternativas para la intubación de pacientes
con complicaciones adicionales. El uso de máscaras laríngeas ha sido también reportado
como exitoso para el manejo de la vía aérea de pequeños animales tanto felinos como
caninos16.
MANTENIMIENTO
Una vez intubado el paciente es llevado al plano anestésico en el que se realizará la
intervención programada. Como vimos esto se logra satisfactoriamente mediante la
infusión endovenosa de drogas que son rápida y eficazmente removidas de la circulación
48
mediante diferentes mecanismos depuratorios. Los anestésicos inhalatorios, halotano,
isoflurano, enflurano, sevoflurano y desflurano son actualmente muy utilizados en el
mantenimiento de la anestesia en las diferentes especies animales.
Es sumamente importante familiarizarse tanto con las propiedades farmacocinéticas y
farmacodinámicas de los diversos líquidos volátiles así como también con el equipo
utilizado para administrar estos compuestos.
Las características físico-químicas de los anestésicos inhalatorios han sido reseñadas en el
capítulo anestésicos inhalatorios. La relación entre la concentración alveolar y los efectos
sobre los distintos órganos y sistemas de la economía corporal es, como para todos los
depresores no selectivos del SNC, dosis dependiente. Las manifestaciones clínicas son
similares en las diferentes especies animales y sólo se registran sutiles diferencias con el
ser humano por lo que recomendamos al lector profundizar en los capítulos
correspondientes de esta misma obra. La CAM para los distintos agentes se muestra en la
tabla X, remitirse al archivo “tablas”. Se destaca como principal diferencia con los seres
humanos, la baja potencia del óxido nitroso en los animales domésticos. Es importante
retener estas constantes a la hora de diseñar el protocolo anestésico para lograr un plano
eficaz y seguro.
Podríamos resumir como los principales objetivos de la anestesia por inhalación, los
siguientes:
a) Mantener al paciente normocápnico.
b) Garantizar un adecuado suministro de oxígeno en la mezcla de gases.
49
c) Proporcionar el volumen de vapor anestésico necesario para mantener la FA en el nivel
deseado.
Circuitos anestésicos y flujos de gases frescos.
Una correcta ventilación del animal y la elección del circuito anestésico apropiado nos
permitirá mantener la PaCO2 dentro de límites adecuados (35 a 45 mmHg). En pacientes
de menos de 10 kilos, inclusive aves, los sistemas de no-reinhalación17 como el Bain y
Jackson Rees, pueden ser utilizados. Con estos, un correcto FGF, evita la reinhalación de
los gases espirados, purgando el sistema durante la pausa espiratoria. El FGF mínimo a
utilizar con estos circuitos depende del VMR del individuo (tabla XI, remitirse al archivo
“tablas”). En general se considera que en los animales domésticos, 100 a 200 ml/kg/min
evitan satisfactoriamente la reinhalación. Sin embargo, cuando el animal es muy pequeño
(menos de 2 kilos), el FGF deberá ser al menos 3 veces VMR del paciente para evitar la
reinhalación. En estos casos, un flujo de 300 a 500 ml/kg/min es adecuado si la ventilación
es espontánea y de 200 a 300 ml/kg/min si la ventilación es controlada artificialmente. El
monitoreo de la fracción inspirada de CO2, permite a menudo reducir el aporte de gases y
con ello el consumo de anestésico.
El principal inconveniente de los sistemas de no reinhalación es la hipotermia que
promueven al impedir que los gases a inspirar se templen lo suficiente. Aunque el Bain
está diseñado para que los gases espirados calienten a los inspirados, el escaso volumen
corriente de los pequeños animales (10 a 15 ml/kg en pacientes sanos y concientes) en
comparación con el volumen de gas fresco que circula por el circuito no logra contrarrestar
50
este fenómeno. La sequedad de las mucosas es otro de los efectos contraproducentes de
estos sistemas. La escasa resistencia de este tipo de circuitos al flujo de los gases, es sin
dudas, la principal ventaja.
Con los circuitos circulares, cuando el FGF es menor al VMR del paciente, la única garantía
de no reinhalación es la presencia del absorbente de CO2. El canister se ajustará al tamaño
del animal para evitar que oponga resistencia al desplazamiento de la columna de aire y
también rehinalacion. Se considera que el recipiente deberá tener entre 1 y 2 veces el
volumen corriente del animal. En grandes animales el canister tiene una capacidad mínima
de 5 kg. La presencia de válvulas que fuerzan el flujo unidireccional de la columna de
gases, pueden llegar a aumentar la resistencia en pacientes de escasa masa muscular o
muy debilitados. Estos circuitos pueden emplearse como sistemas semiabiertos,
semicerrados o cerrados. La magnitud de la reinhalación está determinada por el FGF. Con
estos sistemas se puede hacer coincidir el aporte de oxígeno y el consumo metabólico del
mismo. Este puede calcularse a partir de la fórmula de Brodie o bien manteniendo el
tamaño de la bolsa reservorio constante, mediante un FGF mínimo. Es sumamente
importante, cuando se utiliza este tipo de técnica, mantener el aporte de vapor anestésico
dentro del rango de captación del paciente para el período y plano anestésico en curso.
Esto se logra, como veremos más adelante, aumentando la fracción vaporizada del
compuesto incorporando el vaporizador al circuito o bien realizando adiciones volumétricas
del líquido anestésico elegido, en tiempos prefijados, en la rama espiratoria del circuito
anestésico18.
51
La eficiencia de este tipo de sistemas radica principalmente en una menor pérdida de calor
y humedad. Cuanto mayor sea la reinhalación mayor será la conservación19. El consumo de
anestésico es también considerablemente menor con este tipo de circuitos. Esto último es
sumamente importante en medicina veterinaria ya que muchas veces el costo del evento
limita el acceso a determinados protocolos.
Como dijimos la viabilidad del absorbente de CO2 es prioritaria para evitar la reinhalación
del mencionado gas. Se debe estar atento al viraje de color del compuesto así como
también al calentamiento del mismo. Se recuerda que la reacción de captación de CO2
produce calor y para que esta se inicie, el absorbente deberá tener un mínimo de
humedad. Si el compuesto es viejo o ha sido desecado por un excesivo y persistente FGF
la captación de CO2 puede verse drásticamente reducida produciendo hipercapnia.
Ventilación a presión positiva.
Cuando el animal se deja respirar espontáneamente, muestra una tendencia a la
hipercapnia, que se acentúa conforme aumenta la CAM del anestésico y el tiempo
transcurrido de exposición al mismo. La respiración asistida o controlada a presión positiva,
previene fácilmente este desbalance. La hipocapnia puede producir bradicardia en
rumiantes. Por esta razón y si no se cuenta con datos de gasometría sanguínea, siempre
que aparezca una persistente y marcada disminución del ritmo cardíaco en estas especies,
se deberá disminuir el VMR para favorecer un aumento de la PaCO2.
Los respiradores más utilizados en anestesia veterinaria son los volumétricos. Existen
diferentes tamaños de concertinas. Los volúmenes liberados guardan relación con el
52
tamaño y el volumen corriente del paciente. Este es normalmente considerado entre 10 y
20 ml/kg. Se sugiere fijar en 15 a 20 ml/kg cuando se trabaja con pequeños animales y
entre 10 y 15 ml/kg cuando el paciente es un equino o rumiante adulto. El tiempo
inspiratorio deberá ser de 1 a 1.5 segundos en pequeños y 1.5 a 3 segundos en grandes
animales. La relación I:E debe ser 1:2 o menor en todos los pacientes en los que se realice
asistencia respiratoria mecánica. Una relación I:E de 1:1 o un tiempo inspiratorio mayor a
los mencionados, producen un incremento sostenido de la presión intratoráxica,
comprometiendo el retorno venoso y con él, la hemodinamia del paciente. En general 15 a
20 cm de H2O (en el circuito) en pequeños y 20 a 30 cm de H2O en grandes animales son
recomendados para expandir correctamente el pulmón. La frecuencia respiratoria
dependerá de la especie y el volumen corriente deseado. Se recomienda 8 a 14
respiraciones/min en caninos, 10 a 14 en felinos, 6 a 10 en equinos y vacas y 8 a 12 en
cerdos y pequeños rumiantes. Para destetar al paciente del respirador se sugiere promover
un aumento gradual de la PaCO2, luego de apagar el equipo, espaciando la ventilación,
que se realiza manualmente, una vez cada 30 segundos hasta que el animal comience a
ventilar solo. Se aconseja no desconectar al animal de la fuente de oxígeno, hasta que éste
haya recuperado una ventilación adecuada.
Manejo de los gases durante la anestesia.
Una fracción inspirada de oxígeno (FiO2) de al menos 30% es necesaria para garantizar
una adecuada saturación de la hemoglobina. Aún durante una anestesia intravenosa el
paciente se beneficia con el aporte de oxígeno exógeno. Por lo tanto se recomienda
53
oxigenar a todo individuo que esté bajo la acción de drogas anestésicas. Cuando no se
utiliza N2O y el oxígeno actúa como gas diluyente, la FiO2 se hallará siempre elevada,
optimizando la oxigenación del paciente. Si por el contrario se trabaja con un circuito
cerrado y flujos mínimos ó la columna de gas diluyente contiene N2O, la posibilidad de
administrar una mezcla hipóxica aumenta considerablemente. En estos casos se
recomienda monitorear la FiO2 para evitar accidentes. Es conveniente practicar la
denitrogenación del paciente antes de cerrar el sistema anestésico. Esto se logra
satisfactoriamente aportando, durante 3 a 5 minutos, un flujo de oxígeno de por lo menos
4 litros/min en pequeños y 10 a 15 litros/min en grandes animales.
El uso del óxido N2O está poco difundido en medicina veterinaria20. En grandes animales
no se recomienda por la distensión intestinal y consecuentes cólicos asociados a su uso21.
El empleo de anestésicos de bajo coeficiente de solubilidad (isoflurano, sevoflurano),
permite prescindir del aporte como “segundo gas” de este compuesto. Por otro lado el
efecto teratogénico sobre el personal y el negativo impacto ambiental que promueve este
gas, invita a desplazarlo del protocolo anestésico22.
Para mantener una relación constante entre la fracción espirada e inspirada de anestésico
es necesario saturar los tejidos corporales. El compartimento central, que contiene al SNC
y representa tan sólo un 10% del peso corporal, albergará la droga farmacológicamente
activa. El citado compartimento se nutre a nivel pulmonar de la columna de aire
enriquecida de anestésico que el paciente inspira y que difunde a favor de un gradiente de
concentración, hacia la sangre. La magnitud de esa movilización de moléculas de
anestésico está determinada por el coeficiente de partición sangre/gas del fármaco y será
54
mayor cuanto mayor sea el mencionado coeficiente, aumentando la brecha entre la
fracción espirada e inspirada de anestésico. Durante el período de mantenimiento, es
indispensable aportar una determinada cantidad de vapor anestésico para mantener el
equilibrio, ya que de no ser así, la grasa corporal, que es un tejido de capacitancia infinita,
drenará lenta, pero constantemente, al anestésico a su territorio para equilibrar las
presiones, superficializando al paciente. En individuos normoventilados y
hemodinámicamente compensados, es sencillo calcular la demanda de droga para cada
momento del ciclo anestésico, utilizando las ecuaciones desarrolladas por Lowe, H (VAN =
Ca x Q x t –1/2).
Se considera que entre 1.2 y 1.4 CAM se halla el nivel óptimo de anestésico para evitar la
aferencia sensitiva en pacientes premedicados. En sujetos no premedicados, sin embargo,
este nivel se aumenta de 1.4 a 1.8 CAM. Se recuerda que conforme aumenta la presión
parcial del anestésico en el paciente, el funcionamiento de los diferentes sistemas,
fundamentalmente el respiratorio y cardiovascular se van deprimiendo hasta niveles
inseguros. Por esta razón se reafirma la conveniencia de utilizar protocolos de anestesia
balanceada.
Independientemente de la concentración alveolar deseada (CAD), del circuito y del animal
en cuestión el proceso anestésico guarda un patrón constante. La principal diferencia
radica en la masa corporal del paciente ya que individuos de gran peso, como por ejemplo
un equino de 700 kg necesitará 5 veces más de anestésico que un individuo de 70 kg y 9
veces más que uno de 35 kg, para saturar sus tejidos y pasar de la fase de impregnación a
la de mantenimiento. Así pues, es importante asegurarse de incorporar al sistema la
55
cantidad de vapor anestésico necesaria para satisfacer las demandas de cada instante del
ciclo anestésico. En grandes animales a menudo es necesario poner dos vaporizadores en
tandem, para proveer la presión de vapor requerida y realizar la impregnación en un
tiempo razonable. En pequeños animales la maniobra es más sencilla, debido a la escasa
masa muscular de los mismos. En general el período de impregnación se concreta entre 5
y 15 minutos, dependiendo de la solubilidad del agente anestésico y de la fracción
inspirada del compuesto. La droga es vehiculizada hacia el sistema generalmente desde el
vaporizador. Este puede ubicarse dentro (VIC) o fuera del circuito anestésico (VOC).
Cuando el vaporizador se encuentra fuera del circuito, el volumen de vapor anestésico
incorporado al sistema es directamente proporcional al FGF. Por el contrario cuando la
droga es vaporizada desde el mismo circuito anestésico, el FGF actúa como diluyente,
disminuyendo la concentración del vapor en la rama inspiratoria.
El VMR del paciente es sumamente importante, ya que la droga es vehiculizada a través de
la ventilación alveolar. Por eso es importante controlar la ventilación, al menos durante los
primeros 15 o 20 minutos del evento, en los que se concentra la mayor captación del
fármaco. La ventilación espontánea genera registros inconstantes ya que es el paciente el
que “decide” el volumen de vapor a movilizar y no el anestesiólogo. Esto se hace mucho
más evidente con drogas poco potentes y de escasa solubilidad como el sevoflurano. Con
el halotano y el isoflurano es factible mantener al paciente en un plano adecuado también
con ventilación espontanea, aunque el período de impregnación se prolonga
innecesariamente. Para el enflurano el período de impregnación se encuentra muy
influenciado por la contextura física del animal. La baja potencia del compuesto (CAM ±
56
2.2) y su alta solubilidad en sangre, se ve reflejada en una gran captación del fármaco. Si
no se cuenta con vaporizadores con una alta tasa de vaporización y se trabaja con un flujo
relativamente bajo es prácticamente imposible generar una Fi adecuada en un tiempo
razonable.
Cuando el vaporizador se ubica fuera del circuito, la relación Fi/Fv depende de la magnitud
de la reinhalación y es menor conforme esta última aumenta. El gradiente FA/Fi, en
cambio, es independiente del sistema de vaporización utilizado y depende
fundamentalmente, en pacientes con una adecuada relación V/Q, del coeficiente de
solubilidad del anestésico. Este gradiente es mayor para los compuestos más solubles. Es
importante contemplar estos conceptos a la hora de determinar la fracción a vaporizar
para mantener así, la CAD. Se recomienda graduar el vaporizador entre 3 y 4% para el
halotano e isoflurano y por encima de 6% para el enflurano y sevoflurano durante la fase
de impregnación, con un FGF inicial de entre 2 y 4 litros/minuto en pequeños y alrededor
20 a 30 ml/kg/min en grandes animales. Una vez logrado el grado de depresión planeado,
que se evalúa constantemente a partir de los diferentes signos clínicos durante el tiempo
que dure esta fase, se puede bajar el FGF y ajustar la tasa de vaporización al nivel de
mantenimiento deseado. Los niveles para ésta última fase se ubican entre 1.5 a 2.5 vol%
para el halotano, entre 1.5 y 3 vol% para el isoflurano y entre 2.5 y 4 vol% para el
sevoflurano. En pequeños animales se puede desde el mismo comienzo de la anestesia
utilizar el mínimo FGF que admita el vaporizador (250 a 500 ml/min) sin modificar
sustancialmente el período de impregnación. En caso de reducir el flujo se debe tener
presente que el gradiente Fi/FV aumenta conforme se reduce el FGF y que por lo tanto se
57
deberá incrementar la tasa de vaporización para mantener la Fi en el rango deseado. En
grandes animales se recomienda un FGF para la fase mantenimiento de alrededor de 12 a
15 ml/kg/min. En éstos últimos el FGF mínimo recomendado es de 1 litro. La gran variedad
de tamaños de nuestros pacientes dificulta el diseño de esquemas de dosificación. Por esta
razón es indispensable familiarizarse con el monitoreo clínico y sus particularidades en
cada especie a anestesiar. En grandes animales, el VMR supera varias veces el FGF
máximo que puede incorporarse al sistema con los vaporizadores tradicionales. La
inevitable reinhalación que experimenta el paciente prolonga la fase de impregnación
significativamente. La constante de tiempo para el halotano en un circuito anestésico de
32 litros con un FGF de 3 l/min es de 10.7 minutos23.
Vaporizador dentro del circuito anestésico.
Una excelente alternativa, difundida en medicina veterinaria, es el uso de sistemas
cerrados con vaporizadores dentro del circuito24. El de Stephen’s, el Komerasoff y el
Ohio#8, son algunos de los vaporizadores utilizados en éstos circuitos. Estos
vaporizadores cuentan con una marmita de vidrio que permite el uso alternativo de
diferentes líquidos volátiles y se ubican generalmente en la vía inspiratoria del circuito
anestésico. Si bien en estos casos la concentración anestésica en la fracción inspirada pasa
a depender de numerosos factores como la temperatura ambiente, el patrón ventilatorio
del paciente (frecuencia y amplitud) y el FGF, la tasa de vaporización en estos circuitos es
constante y predecible25. La mayor ventaja que aportan es, como todo sistema cerrado,
una menor pérdida de calor y humedad y fundamentalmente una menor polución y un
58
menor consumo de anestésico. Con estos sistemas es factible lograr para todos los
agentes a excepción del desflurano, altas concentraciones en el circuito desde el inicio del
acto anestésico con flujos de tan solo 5 a 10 ml/kg/min. El dial del vaporizador Stephen’s
se regula en la posición ¾ ± ¼ durante la fase de inducción y entre la posición 3/8 ± 1/8
durante el mantenimiento (figura 11). El aporte de gas fresco se mantiene entre 5 y 10
ml/kg/min durante la primera ½ hora de anestesia y entre 2.5 a 5 ml/kg/min durante el
resto del procedimiento. Se debe tener en cuenta que, cuando se trabaja con pequeños
animales (menos de 35 kg), la masa de anestésico y oxígeno acumulada en el circuito,
luego de logrado el equilibrio FA/FI, alcanzan para satisfacer las demandas de captación
por períodos prolongados. Esto nos permite luego de 40 a 60 minutos de anestesia y si se
trabaja con una bolsa reservorio de 3 ó 4 litros, cerrar tanto el aporte de oxígeno como la
incorporación de vapor anestésico durante aproximadamente 20 minutos. En estas
condiciones la FiO2 se mantiene por encima de 45% garantizando una correcta saturación
de la hemoglobina. El descenso de la Fi de anestésico, una vez cerrado el vaporizador,
describe una curva de escasa pendiente, que se refleja en lentos cambios del plano
anestésico. Este proceso es más eficiente cuanto menor es la solubilidad sanguínea del
agente anestésico y mayor el volumen del circuito utilizado. Algunos informes sugieren que
con el equipo Komerasoff no se puede mantener un adecuado plano anestésico en el
canino cuando se trabaja con sevoflurano26.
La capacidad del sevoflurano de reaccionar con la cal sodada y la consiguiente formación
de compuesto A, ha sido motivo de discusión en el ámbito médico27. El acúmulo de este
compuesto, potencial agente nefro y neurotóxico, en circuitos cerrados, estaría
59
contraindicando el procedimiento. Aunque la mayoría de los informes fallan a la hora de
detectar concentraciones que superen los límites permitidos28, en procedimientos
habituales, la alternativa de utilizar absorbentes inertes, como el hidróxido de calcio,
limitaría estas restricciones29.
Para mayores detalles sobre el uso de flujos bajos y circuito cerrado se le sugiere al lector
consultar el capítulo ¿?.
RECUPERACIÓN Y MANEJO DEL DOLOR POSTOPERATORIO
Al suspender el suministro de vapor anestésico, cerrando el vaporizador, el flujo de droga
se invierte y el paciente comienza a superficializarse. El tiempo en que se concreta esta
fase depende de la velocidad a la que se “limpie” el circuito, la solubilidad del anestésico y
del coctel utilizado en la premedicación. En general el paciente recupera los reflejos
protectores en no más de 15 a 20 minutos. Para drogas como el sevoflurano y desflurano
este período puede completarse en menor tiempo. La presencia de dolor o incomodidad
puede asociarse a delirio y excitación durante el despertar por lo que se recomienda
instaurar enérgicos tratamientos analgésicos antes de extubar al paciente, para garantizar
un despertar confortable. El tubo se retira cuando reaparece el reflejo laríngeo. En caso de
ser necesario mantener un aporte de oxígeno elevado se puede recurrir a una sonda nasal.
En grandes animales, esta es una fase crítica ya que un infructuoso intento por
mantenerse en estación puede generar excitación y lesiones de variada intensidad. La fase
60
se completa generalmente en 10 a 20 minutos. Luego de un breve período en decúbito
esternal el animal se para y aumentando su base de sustentación, mantiene la estación. Es
recomendable asistir este momento durante el tiempo necesario a fin de evitar accidentes.
El uso de compartimientos especiales facilita el manejo en estas especies.
El cuidado del paciente se extenderá hasta que se haya recuperado por completo,
asegurando un ambiente confortable, cálido, silencioso y con un adecuado soporte
terapéutico. Todos los pacientes deberán ser vigilados en la sala de recuperación de 30 y
120 minutos. La vigilancia consistirá en el cuidado de los signos vitales, la detección de
efectos colaterales atribuibles a la técnica anestésica empleada y la ponderación del
tratamiento analgésico indicado en el postoperatorio30,31. En caso de detectar distensión
abdominal en pacientes poligástricos se deberá sopesar la necesidad de una punción
ruminal para evacuar el gas acumulado y garantizar una correcta ventilación.
Se deberá mantener el aporte de fluidos con una tasa de infusión alta en el caso de haber
premedicado con AINEs. Se sugiere continuar la fluidoterapia durante la recuperación de
todos aquellos pacientes en los que se hayan registrado eventos que pudieran
comprometer la perfusión renal.
El tratamiento del dolor en el postoperatorio inmediato se impone como una necesidad de
la práctica diaria. Este debe ser incorporado como una maniobra de rutina, sin importar la
envergadura o indicación del procedimiento realizado (tratamiento médico o experimental).
No sólo por cuestiones humanitarias, que desde luego serían más que suficientes, sino por
que está ampliamente demostrado que, durante el período de recuperación, el dolor y el
estrés, promueven trastornos hemodinámicos, hormonales, metabólicos e inmunológicos
61
que prolongan y complican esta fase. Se recuerda que el único dolor fácil de soportar es el
ajeno y que omitir un tratamiento analgésico en un paciente dolorido es un acto de mala
práxis. Existen diferentes alternativas que van desde el uso de AINEs solos o en
combinación con hipnoanalgésicos hasta la administración epidural o la infiltración local
con anestésicos32,33. Cuando el paciente ha recibido un adecuado soporte analgésico
durante el período pre e intraquirúrgico (analgesia preventiva), el manejo del dolor es fácil.
El autor utiliza, en pequeños animales, el ketoprofeno a razón de 0.25 mg/kg EV (un
octavo de la dosis recomendada por la literatura), antes de extubar al paciente. En estas
circunstancias las manifestaciones de dolor en el postoperatorio se reducen a un número
insignificante.
Por último recalcamos el concepto de que la analgesia del procedimiento se logra como
resultado tanto de las drogas utilizadas como de las maniobras realizadas. Un manejo
imprudente y agresivo de los tejidos se traduce invariablemente en un postoperatorio con
dolor difícil de tratar.
MONITOREO DEL PACIENTE
El monitoreo es la clave de una anestesia segura. Un celoso cuidado de las funciones
vitales, la profundidad anestésica y el funcionamiento del equipo utilizado, deberá
implementarse desde mismo instante en que nos pongamos en contacto con el paciente a
anestesiar. Si bien es cierto que existen numerosos y modernos instrumentos de medición,
62
ninguno de ellos puede, ni debe, reemplazar a la minuciosa y permanente “custodia” de
nuestro paciente. El animal deberá estar acompañado por su anestesista durante el tiempo
que se encuentre bajo el efecto de las drogas anestésicas.
Los principales parámetros a monitorear, cuando no se utilizan relajantes
neuromusculares, se relacionan con los reflejos motores. El monitoreo del funcionamiento
de los aparatos cardiovascular y respiratorio, debe ser también, una preocupación
constante. Todos los parámetros se deberán explorar antes de anestesiar al paciente, para
poder ponderar los cambios que acompañen a las drogas utilizadas. Es sumamente
importante registrar los hallazgos en fichas especialmente diseñadas, en tiempos
prefijados, a fín de obtener un registro constante de lo que acontece durante nuestra
anestesia.
La relajación de la mandíbula, se utiliza para estimar el grado de relajación muscular.
La posición del globo ocular, es un parámetro muy utilizado en medicina veterinaria. Éste
desciende
rotando hacia el canto ventromedial del ojo y asciende conforme el paciente se profundiza.
La posición ideal está en el tercio inferior de la órbita tanto en pequeños como en grandes
animales (figura 12). Un nistagmo lento puede estar presente en el equino y se acelera en
planos superficiales.
El reflejo palpebral debe estar ausente y el corneal presente. La ausencia de éste último
reflejo en grandes animales debe ser considerada como un signo de profundización
excesivo que exige corrección.
63
Los reflejos en los miembros posteriores (patelar, tibial y de retirada), comienzan a
desaparecer por encima de la CAM para los líquidos volátiles y son útiles para ubicarse en
el plano anestésico.
El patrón respiratorio está muy sujeto al plano anestésico y a la condición previa del
paciente. Cuando la respiración es espontánea en pequeños animales es deseable una
frecuencia no menor a 6-8 respiraciones por minuto mientras que en grandes animales
entre 4 y 6 es lo habitual en equinos y entre 20 y 30 en rumiantes. En todos los casos se
deberán monitorear las incursiones torácicas y relacionarlas con el volumen corriente del
animal. El movimiento de la bolsa reservorio es de gran ayuda cuando no se cuenta con un
espirómetro.
La determinación de la frecuencia y ritmo cardíacos mediante cardioscopía deberá formar
parte del monitoreo básico. En caso de no contar con el instrumental apropiado, éste
puede ser reemplazado por un estetoscopio esofágico. El pulso periférico se determina en
las arterias femoral, metatarsiana dorsal y sublingual en el canino, en la arteria femoral en
felinos, en las arterias facial, facial transversa, metatarsiana dorsal y palatina en equinos,
en arterias auricular, digital, coccígea y metatarsiana dorsal en pequeños rumiantes y en
las arterias auricular y femoral en cerdos. Se considera que por fuera de los siguientes
límites establecidos, para la frecuencia cardíaca, puede haber alteraciones que exijan
corrección. Caninos: <60 >180, felino: <100 >220, equino: <28 >50, vaca: <48 >90,
oveja y cabra: <60 >150, cerdo: <50 >150.
La presión arterial puede registrarse en forma invasiva o no invasiva. Para la primera
opción se canaliza una arteria (ver arriba) que, mediante una tubuladura heparinizada, se
64
conecta o bien a un manómetro anaeróide (se registra la presión arterial media) o bien a
un tensiómetro electrónico. Dentro de los métodos no invasivos, los sistemas Doppler y
oscilométrico son los más utilizados. El manguito se coloca por encima del carpo o por
debajo del tarso, en pequeños y en la base de la cola en grandes animales (figura 13). Si
bien estos métodos tienden a sobrevalorar la hipotensión, permiten realizar una curva de
tendencia confiable34. Se considera necesario mantener la presión arterial sistólica por
encima de 80 a 90 mmHg y la media por encima de 60 a 70 mmHg en las diferentes
especies animales. Una caída de la tensión sanguínea se reflejará en un menor sangrado
del campo operatorio, un aumento del tiempo de llenado capilar (normal 1 a 2 segundos),
una disminución del pulso periférico (éste comienza a perder intensidad hasta hacerse
impalpable por debajo de los 50-60 mmHg de presión arterial media) y en una tasa menor
de la formación de orina (menos de 0.5 ml/kg/hr). La incorporación de drogas que
mantengan un adecuado equilibrio hemodinámico como por ejemplo dopamina o
dobutamina, deberá ponderarse cuando se registren hipotensiones que no respondan
rápidamente a una superficialización del plano anestésico.
Una aumento significativo (más de un 20-25%) en los parámetros monitoreados como
respuesta a los diversos estímulos nocivos debe ser considerado como dolor. En estos
casos se impondrá la necesidad de suplementar al protocolo anestésico con drogas
analgésicas.
La temperatura corporal es un parámetro a explorar contantemente. Es frecuente registrar
hipotermia durante o luego de la anestesia. Este fenómeno se agrava en animales muy
pequeños en los que la relación entre el área de superficie y la masa corporal es mayor. El
65
uso de mantas térmicas, la irrigación de cavidades con soluciones templadas y una
moderada refrigeración del quirófano tienden a disminuir desbalance entre producción y
pérdida de calor que se genera durante la anestesia general.
Además se pueden sumar a la lista de parámetros a monitorear aquellos que se registran
mediante diferentes instrumentos. Es importante detenerse en los principios que rigen el
funcionamiento de los diferentes monitores para comprender el peso que el registro aporta
al diagnóstico y seguimiento del paciente. Sugerimos al lector ahondar en los capítulos
correspondientes de esta misma obra.
1. Oximetría de pulso. El dispositivo se coloca generalmente en la lengua (figura 14), en
pacientes anestesiados o en zonas de piel fina y sin pelos en pacientes concientes.
2. Análisis de la concentración inspirada de oxígeno. Se recomienda garantizar una FiO2
de al menos un 30 a 40%.
3. Análisis de la concentración inspirada y espirada de CO2 (capnometría). Rango entre 35
y 45 mmHg. Se sugiere familiarizarse con el análisis del capnograma.
4. Determinación del volumen corriente (espirometría).
5. Presión venosa central. Valores de referencia en pacientes anestesiados, 2 a 7 cm H2O
en pequeños y 15 a 25 cm de H2O en grandes animales.
6. Análisis de la concentración inspirada y espirada de agentes anestésicos.
7. Determinación de gases sanguíneos y análisis de bioquímica sanguínea a partir de
equipos portátiles.
Todos estos parámetros nos permitirán determinar el grado de depresión del paciente y el
impacto que van produciendo sobre él, las diferentes combinaciones anestésicas. Es
66
sumamente importante relacionar los hallazgos que se desvíen de los presupuestos
planteados para cada caso y actuar en consecuencia.
Es indispensable contar con la infraestructura y medicamentos necesarios para asistir al
paciente en caso de emergencia. El personal de anestesia deberá estar siempre al lado del
animal, para evitar demoras innecesarias. Una lista de las drogas más utilizadas, sus dosis
y forma de administración se resumen en la tabla XII, remitirse al archivo “tablas”.
ANESTÉSICOS LOCALES. BLOQUEOS NEUROAXIALES Y PERIFÉRICOS.
La predecible eficacia para interrumpir la conducción nerviosa de los anestésicos locales ha
sido explotada en todo tipo de tratamiento doloroso. El empleo de los anestésico locales
como parte del protocolo es también una maniobra muy difundida en medicina veterinaria.
Las drogas más utilizadas son la lidocaína, bupivacaína y ropivacaína. La principal
diferencia entre estas radica en el período de latencia, la duración, la intensidad del
bloqueo nervioso y finalmente en la toxicidad.
Existen diferentes modalidades para el uso de estos compuestos. Para los bloqueos
regionales periféricos, un acabado conocimiento anatómico del recorrido de los diversos
nervios en cada una de las especies animales, asegura el éxito de la técnica. Los bloqueos
más utilizados incluyen el plexo braquial, las ramas ocular, maxilar y mandibular del nervio
trigémino, la infiltración de los nervios intercostales, la infusión interpleural de solución
67
anestésica y la infiltración intraarticular. En equinos, el bloqueo de las numerosas
ramificaciones nerviosas de las extremidades, aporta además, un valioso soporte para el
diagnóstico de las diversas lesiones.
El uso de la anestesia epidural se ha difundido enormemente en los últimos años tanto en
pequeños como en grandes animales. La instilación de anestésicos locales y analgésicos
con diferentes mecanismos de acción, ha sido utilizada tanto para el tratamiento del dolor
intra como postoperatorio (tabla XIII, remitirse al archivo “tablas”).
En caninos35,36, felinos37, cerdos y pequeños rumiantes la punción se realiza generalmente
en el espacio lumbosacro, bajo estrictas condiciones de asepsia. El paciente se coloca en
decúbito esternal, con los miembros posteriores recogidos y la cabeza apoyada sobre la
camilla, para no influir en la migración cefálica de la solución anestésica (figura15). La
aguja se introduce entre 1.25 y 4 cm, según el tamaño del animal. Se recomiendan agujas
para punción espinal de 2.5 a 7.5 cm, 20 a 22G en pequeños animales y de 5.0 a 7.5 cm,
18G en grandes animales. Se deberá infundir al menos 20 ml/kg de peso de la solución
electrolítica elegida por vía endovenosa, antes de instilar el anestésico, para expandir el
volumen plasmático y contrarrestar eventuales hipotensiones. En grandes animales se
puede acceder al espacio epidural con el individuo en estación, a través del primer espacio
intervertebral coccígeo o del espacio lumbosacro. Con la aguja en la posición correcta la
solución es impulsada hacia el espacio epidural sin que se registre resistencia. Se puede
hacer una inyección de aire o solución salina para constatar la permanencia de la aguja en
el canal. En todos los casos es factible colocar un catéter, para la infusión continua o
seriada de las diversos agentes analgésicos utilizados. Para colocar el catéter es
68
indispensable utilizar agujas de punción con bisel curvo (Tuhoy). El catéter se introduce
sólo 1-1.5 cm. Esta maniobra se complica en pacientes de menos de 10 kg de peso38.
La extensión del bloqueo metamérico, en la anestesia epidural, depende del volumen
instilado y de la concentración del fármaco utilizado y del sitio por el cual se aborda el
espacio epidural. Existen diferentes modalidades para calcular la dosis a administrar. En
pequeños animales se puede hacer sobre la base del peso corporal o la longitud de la
columna vertebral. La dosis promedio es de 1 ml cada 3.5 a 4.5 kg de peso o 0.8 a 1 ml
cada 10 cm de longitud occipito-coccígea. El volumen a instilar en grandes animales se
relaciona con la extensión del bloqueo a realizar. La dosis para la anestesia epidural caudal
es de 1ml cada 100 kg de peso y no afecta la estación. En la anestesia epidural craneal la
dosis es 1 ml cada 4.5 kg (volumen final de 40 a 150 ml) y permite el abordaje quirúrgico
del abdomen.
La anestesia epidural permite realizar un sinnúmero de intervenciones quirúrgicas. Es
principalmente utilizada en cirugías del miembro posterior, perineales y abdominales. El
abordaje quirúrgico del abdomen39 exige bloqueos extensos (hasta D5) ya que tanto las
vísceras como el peritoneo parietal son y se comportan como estructuras continuas. Se
recomiendo atropinizar a los pacientes que serán sometidos cirugías abdominales.
La anestesia epidural está contraindicada en pacientes con cuagulopatías, hipotensos y en
aquellos que presentan infección en los tejidos por los que debe insertarse la aguja.
La anestesia espinal o subaracnoidea esta muy poco difundida en medicina veterinaria. El
acceso a este espacio permite realizar bloqueos segmentarios, apelando al sitio en el que
se instila el anestésico y a la baricidad del mismo.
69
La abundante presencia de numerosos receptores opiáceos en la sustancia gelatinosa del
asta dorsal de la médula espinal permite que pequeñas dosis de hipnoanalgésicos,
aproximadamente una décima parte de una dosis por vía sistémica, instiladas en el
espacio epidural promuevan un prolongado efecto analgésico. Este se expresa a nivel
somático y visceral sin interferir con las funciones sensitivas y motoras. Otros compuestos
como los agonistas alfa2 y la ketamina son también, utilizados en medicina veterinaria por
ésta vía40. La droga elegida es diluida en solución fisiológica y el volumen final se ajusta al
tamaño del paciente (ver tabla, remitirse al archivo “tablas”).
70
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