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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE HIDALGO
INSTITUTO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
ÁREA ACADÉMICA DE INGENIERÍA AGROINDUSTRIAL
LICENCIATURA DE INGENIERÍA EN ALIMENTOS
MANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II
ELABORÓ: Rodolfo Gómez Ramírez
SEMESTRE: 4º Octubre, 2010.
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
FECHA ELABORACIÓN:
Agosto, 2011
ELABORARON:
NOMBRE FIRMA
Rodolfo Gómez Ramírez
VO. BO. ACADEMIA DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA:
NOMBRE FIRMA
Ing. Javier José Álvarez Gayosso
Dra. Martha Gayosso Canales
M. en C. Rodolfo Gómez Ramírez
Lic. Dalia Erika Islas Pérez
Dr. Guillermo Arlando López Huape
M.T.I Marco Antonio Ortiz Ruíz
Dra. Adriana Inés Rodríguez Hernández
Dra. Gabriela Sánchez Olguín
VO. BO. COORDINACIÓN DE LA LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOS:
Dr. Norberto Chavarría Hernández
FECHA DE PRÓXIMA REVISIÓN:
Junio, 2012.
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
ÍNDICE
Pág.
Introducción. 1
Medidas de seguridad en el Laboratorio, Taller y/o Clínicas 2
Lineamientos de uso de Laboratorios, Talleres y/o clínicas 4
Práctica No. 1: Reacciones bioquímicas de óxido-reducción 13
Práctica No. 2: Reacciones del transporte de electrones 19
Práctica No. 3: Hidrólisis bioquímica de polisacáridos 24
Práctica No. 4: Hidrólisis bioquímica de triacilglicéridos 27
INTRODUCCIÓN
En la asignatura de bioquímica II se aborda el estudio del metabolismo, la fotosíntesis,
así como de los diferentes ciclos y rutas bioquímicos involucrados. El estudio in vivo de
dichas reacciones implica procedimientos complicados que solamente se pueden llevar
a cabo en laboratorios altamente especializados. No obstante, en la actualidad se han
desarrollado procedimientos in vitro que involucran el uso de enzimas y reactivos
purificados, mediante estos procedimientos se simula lo que ocurre dentro del
organismo animal o vegetal. En este manual se describen procedimientos sencillos
pero que ilustran de manera eficaz algunas de las reacciones bioquímicas más
importantes.
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Bioquímica II Semestre: 4º
MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO, TALLER Y/O CLÍNICAS DE LA
UAEH
Normas generales para el trabajo seguro en el laboratorio
Debe familiarizarse con la ubicación y uso de los elementos de seguridad con que
cuenta el laboratorio (duchas, lava ojos, matafuegos, etc.).
Utilice siempre los elementos de protección personal (guardapolvo, guantes,
pinzas, etc.).
Como norma higiénica básica, el personal deberá lavarse las manos al entrar y
salir del laboratorio y siempre que haya habido contacto con algún producto
químico.
Portar, en todo momento las batas y ropa de trabajo abrochadas y los cabellos
recogidos, evitando colgantes o mangas anchas que pudieran engancharse en los
montajes y material del laboratorio.
Usar bata de manga larga con todos los botones abrochados, ya que esto ofrece
protección frente a salpicaduras o derrames de sustancias químicas.
No llevar pantalón corto, falda, sandalias, zapatos abiertos, es decir zonas
descubiertas de piel que queden expuestas a posibles salpicaduras.
No se debe trabajar separado de la mesa o de la repisa.
No se debe realizar trabajo en solitario en el laboratorio, especialmente fuera de
horas habituales, por la noche, o si se trata de operaciones con riesgo.
Debe estar prohibido fumar e ingerir alimentos (incluyendo gomas de mascar) o
bebidas en el laboratorio, ya que pueden contaminarse con las sustancias
químicas.
Las personas que usan lentes de contacto deberán sustituirlas por gafas de
seguridad graduadas o que permitan llevar las gafas graduadas debajo de ellas,
ya que el efecto de los productos químicos es mucho mayor si se introducen entre
el lente y la cornea.
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Bioquímica II Semestre: 4º
Mantener las mesas de trabajo limpias y sin productos, libros, cajas o accesorios
innecesarios para el trabajo que se está realizando, ya que pueden entorpecer las
prácticas y así provocar un accidente.
Circular con precaución por el laboratorio, sin interrumpir a los que están
trabajando.
Para trabajar dentro del laboratorio deben llevar gafas de seguridad normalizadas
ya que protegen a los ojos de alguna salpicadura con productos químicos.
Evitar las visitas porque distraen.
Conocer donde están las salidas de emergencia.
Conocer dónde está el equipo de seguridad como extintores, botiquín, etc.
Registrar todos los sucesos del experimento, aún los accidentes que hayan
ocurrido.
No guardar lápices afilados, objetos cortantes o punzantes en las bolsas de la
bata.
No calentar sistemas cerrados.
Está prohibido: Tener o consumir bebidas alcohólicas en el laboratorio; fumar;
correr dentro del laboratorio, salvo en casos de extrema urgencia; Provocar
alborotos y bromas.
Nunca utilice materiales, equipos y/o reactivos de los cuales desconoce su
peligrosidad.
Utilice la campana de seguridad para toda actividad que involucre el uso de
sustancias inflamables y/o de elevada toxicidad.
Nunca trabaje en una zona con ventilación deficiente.
Participe en todos los entrenamientos de seguridad
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Bioquímica II Semestre: 4º
LINEAMIENTOS DE USO DE LABORATORIOS, TALLERES Y/O CLÍNICAS DE LA UAEH
DE LOS USUARIOS (ALUMNO):
I. Respetar la Normatividad Universitaria vigente.
II. Los alumnos sólo podrán trabajar y permanecer en el laboratorio bajo la supervisión
directa del profesor, de acuerdo al Artículo 20 del Reglamento de Laboratorios. En
ningún caso el auxiliar o responsable de laboratorio, podrá suplir al maestro en su
función.
III. Para asistir a sesiones de laboratorio, es requisito indispensable presentarse con bata
reglamentaria (blanca y de manga larga), Taller bata de color y de manga larga portada
adecuadamente, manual de prácticas correspondiente y con los materiales que no son
específicos de los laboratorios
IV. La entrada al laboratorio será a la hora exacta de acuerdo a lo Programado.
V. El laboratorio no proporcionará manuales de prácticas a los usuarios, ya éstos serán
suministrados por el catedrático de la materia correspondiente.
VI. Todo usuario trabajará con el equipo de seguridad que se requiera, (bata blanca,
filipina, careta, mascarilla, cubre boca, cubre pelo, guantes de hule látex, zapato de piso,
guantes quirúrgicos, guantes industriales y/o de asbesto.
VII. El usuario tendrá cuidado de no contaminar los reactivos o tomar alguno
directamente con la mano. Existen muchos reactivos de los cuales se preparan
soluciones diluidas, que son altamente corrosivos. En este sentido, el contacto con ellos
deber ser reducido al mínimo con las manos, la nariz o la boca. Usar en todos los casos
una perilla o propipeta para auxiliarte al tomar la cantidad deseada de reactivo. Manual
de Ecología, Seguridad e Higiene.
VIII. Por ningún motivo pipeteará las soluciones con la boca, no debes “PIPETEAR”
directamente del frasco que contiene al reactivo. Con esto, se evitará que los reactivos se
contaminen y que los resultados de tu práctica (y la de los demás) se vean afectados.
Para ello, toma sólo la cantidad necesaria en un vaso de precipitados y NO
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Bioquímica II Semestre: 4º
DEVUELVAS EL RESTANTE al frasco de origen. Manual de Higiene, Seguridad y
Ecología.
Si necesitas preparar una solución de un reactivo que desprende gases (como los ácidos
o el amoniaco) HAZLO EN LA CAMPANA y no en las mesas de laboratorio. Activa los
extractores. Manual de Higiene, Seguridad y Ecología.
IX. En caso de que alguna sustancia corrosiva te caiga en la piel o en los ojos, LAVA
INMEDIATAMENTE la parte afectada al chorro del agua durante al menos 5 minutos y
AVISA A TU PROFESOR. Si el derrame fue en una gran área de la piel y
X. de la ropa, usa las regaderas que están ubicadas en el laboratorio. Manual de
Procedimientos Departamento Control del Medio Ambiente DLA-MO-7.2-01.6
XI. Cuando peses en la balanza cualquier producto químico hazlo en un pesafiltro o en
un recipiente adecuado, NUNCA en un trozo de papel. Además, procura no tirar el
producto alrededor de la balanza ya que puedes dañarla. Si esto sucede límpialo
inmediatamente con una brocha y/o con un trozo de tela limpio. Manual de Higiene,
Seguridad y Ecología.
XII. Las sustancias que se manejan comúnmente en el laboratorio son altamente
contaminantes. Como UNIVERSITARIOS tenemos gran compromiso con el cuidado del
medio ambiente y en consecuencia debemos desecharlas de manera adecuada
conforme a las indicaciones que te indique tu catedrático. NO DESECHES TUS
SOLUCIONES, RESIDUOS O PRODUCTOS DIRECTAMENTE EN LA TARJA, utiliza los
contenedores correspondientes al tipo de sustancia en particular. Manual de Higiene,
Seguridad y Ecología.
XIII. Todo frasco, bolsa, caja o contenedor, deberán ser etiquetados. Por lo tanto
cualquier sustancia con recipiente no etiquetado será desechada. Manual de
Procedimientos Departamento Control del Medio Ambiente DLA-MO-7.2-01.6
XV. Todo usuario de laboratorio o taller, debe conocer la ubicación de los extintores, las
puertas de emergencia, y la circulación del lugar en caso de emergencia.
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Bioquímica II Semestre: 4º
XVI. El usuario solicitará el equipo, herramienta, material y reactivos de acuerdo a las
especificaciones del manual de prácticas, mediante el vale de laboratorio, Formato DLA-
009, y su identificación oficial de la U.A.E.H.
XVII. Que el usuario que reciba el material sea el mismo que solicite durante el desarrollo
y el que haga entrega al final de la práctica.
XVIII. Los usuarios deberán revisar el equipo y material que se les proporcione,
verificando que esté limpio, ordenado, completo y funcionando, el cual deberá ser
devuelto en las mismas condiciones.
XIX. Al devolver el equipo y material, el usuario deberá solicitar el vale de laboratorio
Formato DLA-009 y su identificación oficial de la U.A.E.H.
XX. Cuando el material quede bajo la responsabilidad del usuario, el vale de laboratorio
Formato DLA-009 y su identificación oficial de la U.A.E.H., será retenido por el auxiliar
hasta la devolución del material.
XXI. En caso de pérdida, ruptura o desperfecto del equipo o material de laboratorio, el
usuario solicitará al auxiliar el vale de adeudo Formato DLA-010 el cual debe anotar el
nombre y núm. de cuenta de todos los integrantes del equipo y ser respaldado con su
identificación oficial de la U.A.E.H., se deberá reponer en un plazo no mayor a 15 días
hábiles., para lo cual se retendrá el vale de adeudo y su identificación oficial de la
U.A.E.H.
XXII. Si el material adeudado no es repuesto en el plazo fijado, el o los usuarios
responsables, no podrán continuar con la realización de las prácticas correspondientes.
Control de adeudo Formato DLA-011.
XXIII. En caso de no cumplir con la reposición del material en el plazo establecido, el
integrante del equipo o grupo, según sea el caso, serán dados de alta, en la aplicación
del sistema de control de adeudos en laboratorios implementado en la U.A.E.H.
XXIV. La acreditación de cada una de las prácticas que se realicen, estará sujeta a la
evaluación que aplique el catedrático.
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XXV. El usuario que realice práctica de recuperación deberá cumplir con lo estipulado en
el punto III.
XXVI. Los alumnos que por indisciplina o negligencia pongan en peligro su integridad, la
de sus compañeros, la del material o la de las instalaciones, serán sujetos a la sanción
correspondiente prevista en el Reglamento de Laboratorios Artículo 36 y 38. Por la
naturaleza de las cosas que existen en el laboratorio debes mantenerte alerta y sin
distracciones (no corras, no se permiten equipos de sonido personales). TAMPOCO SE
ACEPTAN VISITAS a las horas de laboratorio.
XXVII. El usuario que incurra en alguna falta académica será sancionado de acuerdo a la
Normatividad Universitaria vigente.
XXVIII. Queda estrictamente prohibido realizar cualquier tipo de actividad ajena al
desarrollo de las tareas propias del laboratorio.
XXIX. Todo usuario deberá entrar y salir por los accesos autorizados, en orden y
cuidando su integridad y la de sus compañeros. (Manual de Higiene, Seguridad y
Ecología, Capitulo 1).
XXX. Los usuarios deben reportar cualquier anomalía o maltrato por parte del catedrático
y del personal de laboratorio, al jefe de los mismos o en su caso a la Dirección de la
escuela.
XXXI. Al concluir la práctica, deben dejar limpia el área de trabajo, así como el
material y equipos utilizados. NO TIRES PAPELES Y/O BASURA A LAS TARJAS.
XXXII. Al concluir la licenciatura, maestría o doctorado y realicen su trámite de titulación
al solicitar su constancia de no adeudo de material, herramienta y/o equipo de
laboratorios, clínicas y talleres, se realizara una donación en especie a las, clínicas,
laboratorios y talleres correspondientes de acuerdo al Formato DLA-043, la cantidad de la
donación será entre tres y cuatro salarios mínimos vigente en el estado de Hidalgo para
ello es necesario entregar la nota y escribir en el formato el material donado,
posteriormente el documento que se extienda se entregará a la Dirección de Laboratorios
y Talleres donde se elabora y entrega la constancia de no adeudo.
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Bioquímica II Semestre: 4º
DEL USUARIO (CATEDRÁTICO/INVESTIGADOR):
I. El catedrático/investigador es Responsable del desarrollo y del cumplimiento de los
objetivos establecidos en su manual de prácticas o guías o proyecto de investigación
(tesis).
II. El catedrático/investigador que incurra en alguna falta académica será reportado a la
Dirección de la Escuela, así mismo se elaborará el Reporte de Acción (oportunidad de
mejora, acción preventiva o acción correctiva).
III. El catedrático llenará y entregará las Programaciones correspondientes según
aplique: Prácticas Formato DLA-001, lo entregara al personal de laboratorio y/o taller los
primeros días del inicio del semestre, con tres copias. Proyecto de investigación Formato
DLA-003, lo entregara al personal de laboratorio una hora antes de hacer uso del
laboratorio y/o taller.
IV. Para asistir a sesiones de laboratorio, es requisito indispensable presentarse con bata
reglamentaria (blanca y de manga larga) y equipo de seguridad.
V. La entrada al laboratorio será a la hora exacta de acuerdo a lo Programado, el
catedrático que no inicie la práctica durante los primeros 10 minutos ésta será
suspendida y tendrá que ser reprogramada.
VI. Antes de realizar cualquier sesión práctica o experimento, el catedrático deberá
informar a los alumnos las características del material y equipo a emplear, así como las
propiedades físicas, químicas y toxicas de las sustancias empleadas.
VII. El catedrático deberá exigir el uso de bata reglamentaria (blanca y de manga larga)
personalizada y portada adecuadamente, manual de prácticas correspondiente y con los
materiales que no son específicos de los laboratorios.
VIII. El catedrático deberá anotar los datos indicados en el libro de registro de prácticas
(bitácora) de acuerdo a lo estipulado. Formato DLA-013
IX. El catedrático programará en coordinación con el Responsable de laboratorios la
recuperación de prácticas. Formato DLA-035.1
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Bioquímica II Semestre: 4º
X. El catedrático es corresponsable de la reposición del material de adeudo de los
alumnos de su grupo.
XI. El catedrático tiene la responsabilidad de que los desechos químico-biológicos sean
depositados en los contenedores correspondientes. Manual de Procedimientos
Departamento Control del Medio Ambiente DLA-MO-7.2-01.6
XII. El catedrático es responsable de supervisar a los alumnos desde el inicio, durante y
al finalizar la práctica. Al inicio de esta verificar que realice la práctica programada,
solicite lo necesario y cumpla con las medidas de seguridad, durante que hagan buen
uso de los materiales, equipos y que no haya desperdicio de reactivos y al finalizar que
dejen limpia el área de trabajo, bancos en el lugar y QUE NO DEJEN PAPELES Y/O
BASURA EN LAS TARJAS.
XIII. El catedrático deberá ser el primero y último en salir de los laboratorios, (NO
ABANDONAR EL LABORATORIO HASTA QUE HAYA CONCLUIDO SU SESIÓN, NO
DEBE DE CALIFICAR EXAMENES, NO REVISAR TAREAS, NO REVISAR TRABAJOS,
NO REALIZAR ACTIVIDADES EN LAPTOPS, ETC. Recuerda que en la enseñanza
experimental es necesario valorar las actitudes y la motivación en el trabajo grupal, ya
que es en el laboratorio donde el alumno forma su actitud hacia el trabajo en equipo, lo
cual se verá reflejado en su ejercicio profesional (Valdez, 2001).
DEL AUXILIAR DE LABORATORIOS:
I. El auxiliar de laboratorio está obligado a proporcionar el equipo, material y reactivos a
los alumnos. Formato DLA-001 y Formato DLA-003
II. Auxiliar a los alumnos durante el desarrollo de la práctica, así como vigilar el buen uso
de los materiales y equipo.
III. Vigilar el cumplimiento del Reglamento y Lineamientos de uso de Laboratorios, así
como el Manual de Higiene Seguridad y Ecología.
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Bioquímica II Semestre: 4º
IV. En ausencia del Responsable del Laboratorios, puede suspender la práctica en caso
de incumplimiento del Reglamento y Lineamientos de uso del Laboratorio.
V. El auxiliar debe permanecer en su área de trabajo y realizar las actividades inherentes
a su área.
VI. Apoyará en las actividades académicas que encomiende la Dirección y el
Responsable de laboratorios de la escuela, siempre y cuando no tenga prácticas
asignadas.
VII. Registrará en los formatos de limpieza DLA-025, DLA-026, DLA-027, DLA-028, DLA-
029, DLA-030 al DLA-031, las actividades realizadas por el personal de intendencia.
VIII. En caso de pérdida, ruptura desperfecto o extravió de algún material, equipo e
infraestructura, notificará de manera inmediata al Responsable del laboratorios. Formato
DLA-017
IX. Es responsable de la custodia del material, equipo, sustancias e instalaciones, por lo
que en caso de pérdida o desperfecto de algún bien se tendrá que deslindar
responsabilidades de acuerdo con la Normatividad Universitaria.
X. Preparará previamente el material, equipo y reactivos necesarios para elaborar las
prácticas que ya están programadas correspondientes a los planes y programas de
estudio vigentes. Formato DLA-041
XI. Será responsable de mantener el material y equipo en óptimas condiciones, así como
el cubículo de laboratorio. Mantener vigente el inventario de equipo, material y reactivos.
XII. Será responsable de reportar desperfectos o fallas en los equipos de laboratorio y
solicitar el mantenimiento y/o acción necesaria para su funcionamiento al responsable de
laboratorios.
XIII. Elaborará y entregará el reporte mensual de actividades de su laboratorio al
responsable de laboratorios.
XIV Será responsable de verificar que el usuario registre en el vale de laboratorio y
adeudo los datos correctos de acuerdo a la identificación oficial de la UAEH.
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Bioquímica II Semestre: 4º
XIV. Vigilará que el catedrático se registre debidamente en la bitácora de uso al
concluir su práctica.
DEL RESPONSABLE DE LABORATORIOS:
I. Es el responsable del buen funcionamiento, mantenimiento y participar con la
Dirección en las propuestas para actualización y desarrollo de los laboratorios.
II. Supervisará permanentemente los laboratorios, asesorará a catedráticos, alumnos y
personal de los mismos con la finalidad de lograr las metas planteadas.
III. Recepcionará las programaciones Formato DLA-01, DLA-03, Servicio a Tesistas,
alumnos y Profesores. Elaborará la calendarización, horario y control de prácticas
Formato DLA-005 o DLA-006
IV. Vigilar el cumplimiento del Reglamento y Lineamientos de uso de Laboratorios así
como el Manual de Higiene Seguridad y Ecología.
V. Tiene la autoridad de suspender la práctica en caso de demora por parte del
catedrático y/o alumnos o bien, incumplimiento del Reglamento y Lineamientos de uso
del Laboratorio.
VI. Elaborará y entregará a la Dirección el reporte mensual Formato DLA-016practicas,
Formato DLA-016inv.
VII. Elaborará y entregará relación de alumnos que tienen adeudos a la instancia
correspondiente. Reposición de adeudos Formato DLA-018
VIII. Ingresará en la Captura en la “Aplicación Sistema de Control de Adeudos en
Laboratorios”, a los alumnos que no realizaron la reposición de material en el tiempo
establecido. Formato DLA-018
IX. Apoyará en las actividades académicas que encomiende la Dirección de la escuela.
X. Elabora requerimiento semestral de material, equipo, reactivos y agua destilada
necesarios para las prácticas correspondientes a los planes y programas de estudio
vigentes, a la instancia correspondiente. Formato DLA-042.
Nota: Los lineamientos de Uso de Laboratorios, Clínicas y/o Talleres de Institutos, Escuelas Superiores y Bachilleratos derivan del “Reglamento de Laboratorios, Manual de Seguridad, Higiene y Ecología y Documentos Institucionales.
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Bioquímica II Semestre: 4º
NOMBRE DE LA PRÁCTICA: Reacciones bioquímicas de óxido-reducción
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Bioquímica II Semestre: 4º
No. DE PRÁCTICA: 1 No. DE SESIONES: 1
No. DE INTEGRANTES MÁXIMO POR EQUIPO: 5
INTRODUCCIÓN:
Las enzimas que catalizan oxidaciones celulares canalizan los electrones desde
centenares de sustratos diferentes hacia unos cuantos tipos de transportadores
universales de electrones. La reducción de estos transportadores en los procesos
catabólicos permite la conservación de la energía libre que se produce en la oxidación de
los sustratos. Las moléculas de NAD+, NADP+, FMN y FAD son coenzimas hidrosolubles
que experimentan oxidación y reducción reversibles en muchas reacciones de
transferencia de electrones del metabolismo. Los nucleótidos NAD+, NADP+ se trasladan
fácilmente de una enzima a otra, mientras que los nucleótidos de flavina, FMN y FAD
suelen estar muy fuertemente unidos a las enzimas llamadas flavoproteínas, en las que
actúan como grupo prostético. Las quinonas liposolubles como la ubiquinona y la
plastoquinona actúan como transportadores de electrones y donadores de protones en el
medio no acuoso de las membranas. Las oxidorreductasas pueden transferir
directamente el hidrógeno separado de diferentes sustratos al oxígeno molecular,
obteniéndose como resultado peróxido de hidrógeno. Este compuesto constituye un
tóxico poderoso para las células, razón por la cual tienen necesidad de eliminarlo,
disponiendo para ello de otras oxidorreductasas entre las cuales se encuentran las
peroxidasas.
Hidroquinona + Peróxido Quinona + Agua
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Estas enzimas catalizan la oxidación de fenoles y otra gran cantidad de sustancias
mediante la reducción del peróxido a agua, como ocurre con la hidroquinona, uno
de sus posibles sustratos:
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
La quinona obtenida es un compuesto de color pardo cuya concentración es
directamente proporcional a la absorbancia medida a 400 nm, la cual puede utilizarse
como medida de su concentración. Además, la variación de la absorbancia con el
tiempo se puede tomar como medida de la velocidad de la reacción.
En los vegetales la peroxidasa, con sus diferentes formas isoenzimáticas, parece estar
relacionada con la oxidación de numerosos compuestos, proceso que tiene lugar con
mayor intensidad durante la maduración de los frutos. Estas isoenzimas se encuentran
en el interior de vacuolas celulares
OBJETIVO GENERAL:
Evaluar las reacciones de óxido-reducción catalizadas por enzimas.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
Aplicar técnicas específicas de extracción de enzimas catalizadoras de reacciones de
óxido reducción.
Evaluar la actividad de enzimas catalizadoras de reacciones de óxido reducción.
PARTE EXPERIMENTAL O METODOLOGÍA:
Extracción de la catalasa
Moler una papa en la licuadora con 80 ml de agua destilada.
Filtrar el extracto primero a través de una gasa y posteriormente a través de papel filtro.
Se ajusta el volumen del filtrado a 100 ml con agua destilada.
Realizar estas operaciones lo más rápido posible y una vez que ya se hayan preparado el
resto de las soluciones.
Vaciar el filtrado en un EM y colocarlo en agua con hielo hasta su utilización.
Actividad de la catalasa
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
Colocar en un tubo de ensayo 100 µl de extracto enzimático y 900 µl de H2O2 500 mM
preparado en buffer de fosfatos 200 mM pH 7,0, manteniendo esta mezcla 40 °C.
Luego de 5 min de reacción se adicionan 250 µl de H2SO4 (1:3) para desnaturalizar la
enzima y detener la descomposición del H2O2.
Se titula el H2O2 no descompuesto con la solución de KMnO4.
Puesto que dentro del extracto enzimático pueden existir otros componentes diferentes a
la catalasa que descompongan el H2O2 se prepara un blanco, preparado de la misma
manera que las mezclas de reacción aunque con la incorporación del H2SO4 (1:3) previo
a la adición del extracto enzimático.
Una unidad de actividad de la catalasa (UCAT) se define como los µmol de H2O2
descompuesto/min.
Extracción de la peroxidasa:
Para extraer peroxidasas se pela y se corta un rábano en trozos pequeños, se muele en
la licuadora con 80 ml de agua destilada, se filtra recibiendo el filtrado en un EM y se
ajusta el volumen a 100 ml. Se mantiene en agua con hielo hasta su utilización.
Actividad de la Peroxidasa
La actividad la peroxidasa se evalúa por la medida del incremento de la absorbancia a
470 nm cada 5 s durante 120 s.
En un tubo de ensayo se colocan 100 µL de extracto enzimático y 1.9 ml de la mezcla de
guayacol/ H2O2, mezclar rápidamente y colocar en la celda del espectrofotómetro. Tomar
inmediatamente la lectura contra un blanco de agua destilada y repetir la lectura a los 60
y a los 120 segundos.
Se trabaja un blanco de reactivos, el cual se prepara igual que la mezcla de reacción, con
la diferencia de que el extracto enzimático se hierve previamente en un baño maría a 92
°C durante 20 min asegurando la desnaturalización de la enzima.
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
Una unidad de actividad de peroxidasa (UPOD) se define como el cambio en una unidad de absorbancia por min.
MATERIAL, REACTIVOS Y EQUIPOS:
MATERIAL/UTENSILIOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 Matraz Kitazato 250 o 500 ml
1 Embudo Buchner
2 Matraz Erlenmeyer 250 ml
2 Papel filtro
2 Tubos de centrífuga Hermle refrigerada
De fondo redondo, con tapón de rosca,
de 50 ml.
1 Probeta Graduada, de 50 ml.1 Embudo Chico, de cristal o de
plástico, de cuello corto
2 Vaso de precipitados Capacidad de 250 ml1 Matraz aforado Capacidad de 25 ml1 Matraz aforado Capacidad de 50 ml1 Matraz aforado Capacidad de 100 ml3 Vaso de precipitados Capacidad de 50 ml1 Vaso de precipitados Capacidad de 100 ml1 Micropipeta Capacidad de 50 μl1 Micropipeta Capacidad de 100 μl1 Micropipeta Capacidad de 1000 μl1 Gradilla Para tubos de 13 x
100mm2 Trozos manta de cielo 25 x 25 cm aprox.1 Piceta Capacidad de 100 ml5 Celdas para
espectrofotómetroDe plástico o de vidrio, de 3 ml
1 Bureta De 25 ml1 Soporte universal1 Pinza para bureta
REACTIVOS/INSUMOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 Papa Fresca, sin daño aparente.
1 Rábano Fresco, sin daño
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
aparente.H2O2 0.05 M
Buffer de fosfatos 200 mM pH 7,0
Mezcla de guayacol/ H2O2 (40mM/20mM)
en buffer de fosfatos de pH 5.5
una vez preparada, realizar una dilución
1:10Soln de KMnO4 10 mM una vez preparado,
realizar una dilución 1:50
100 ml Buffer de fosfatos 0.2 M, pH 5.525 ml Buffer de calibración pH 4.025 ml Buffer de calibración pH 7.0
EQUIPOCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 pH metro1 Centrífuga refrigerada1 Balanza analítica Sensibilidad de
0.0001 g
CUESTIONARIO:
1. Investigar sobre las características de las enzimas evaluadas: PM, estructura, pH
óptimo, temperatura óptima.
2. Investigar cual es la importancia de las enzimas catalasa y peroxidasa.
REPORTE DE LA PRÁCTICA:
Discutir la diferencia entre la función de las enzimas peroxidasa y catalasa.
Discutir cómo expresaría la actividad específica de las enzimas evaluadas y cuál es la diferencia con la actividad enzimática reportada en la práctica.
- Baquero, L. E. D., J. A. R. Castro y C. E. C. Narváez. 2005. Catalasa, peroxidasa y
polifenoloxidasa en pitaya amarilla (Acanthocereus pitajaya): Maduración y senescencia.
Acta Biológica Colombiana, Vol. 10 No. 2, 2005 59
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BIBLIOGRAFÍA:
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
- Stryer, L., J. M. Berg y J. L. Tymoczko. 2003. Bioquímica, 5a edición. Editorial Reverté, S. A. Barcelona, Esp.
NOMBRE DE LA PRÁCTICA: Reacciones del transporte de electrones
No. DE PRÁCTICA: 2 No. DE SESIONES: 1
No. DE INTEGRANTES MÁXIMO POR EQUIPO: 5
18
- Nelson, L. D. y M. M. Cox. 2000. Lehninger Principios de Bioquímica. Ediciones Omega,
S. A., Barcelona, Esp.
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
INTRODUCCIÓN:
El problema del papel de la luz en la fotosíntesis ha conducido en los últimos años a la
postulación de un modelo del que se conocen varios de sus componentes. De acuerdo a
este modelo, la luz proporciona la energía necesaria para que los electrones de la
clorofila a 680 del fotosistema II sean transportados a través de una serie de
acarreadores (Q, plastiquinona, citrocromo b, plastocianina y citocromo f, hasta la
clorofila a 700 del fotosistema I, quien a su vez al ser excitado por la luz, ocasiona un
nuevo transporte de los electrones hasta el NADP para formar NADPH + H+. Los
electrones perdidos por la clorofila del fotosistema II son recuperados mediante la ruptura
del agua (fotólisis)
En resumen, durante la fase luminosa de la fotosíntesis se produce un transporte de
electrones desde la molécula de agua hasta el NADP, siendo la luz quien proporciona la
energía necesaria para llevar a cabo este proceso. Ahora bien, ¿Cómo podemos detectar
este proceso de electrones?
En Inglaterra, en 1939, Robert Hill se planteo las misma pregunta y para contestarla
razonó aproximadamente de la siguiente forma:”Durante el transporte de electrones estos
son donados y recibidos por sustancias naturales encargadas de hacerlo. Ahora, si
nosotros introducimos artificialmente una sustancia que recibe electrones y que al
hacerlo, cambie de color, podemos detectar este transporte”. Así con sustancias como el
azul de metileno, se puede comprobar que en presencia de cloroplastos asilados y en
presencia de luz, el azul de metileno cambiaba de azul a incoloro, lo que indicaba que
había recibido un electrón. Cuando no había luz no había excitación de los electrones
de la clorofila y el azul de metileno no cambiaba.
Un efecto semejante al del azul de metileno se consigue con otro colorante llamado
DCPIP (Diclorofenolindolfenol). El DCPIP es azul, cuando recibe un electrón se vuelve
incoloro. ¿Pero qué tiene que ver lo anterior con algunos herbicidas? Pues, como se
podrá comprender la presencia de sustancias que interrumpan el transporte de
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Bioquímica II Semestre: 4º
electrones impedirán (dependiendo del caso): la formación de ATP, la formación de
NADPH+H+ la ruptura de la molécula de agua, etc., ocasionando trastornos que llevaran
a la planta, tarde o temprano, a la muerte. De esta manera se han diseñado sustancias
que al asperjarse sobre la planta, interrumpen el flujo de electrones en cualquiera de las
siguientes formas.
Inhibidores del transporte de electrones.
En este caso el compuesto actúa mediante la inactivación de uno o más acarreadores.
De los herbicidas de este tipo, uno de los más conocidos es el Diurón.
Agentes que impiden la formación de ATP.
Dentro de este grupo los compuestos pueden actuar separando el transporte de
electrones de la fosforilación (es decir, continúa el transporte de electrones pero no se
forma ATP y la energía se desperdicia en forma de calor) impidiendo directamente la
formación de ATP, o un tercer caso, haciendo ambas cosas a la vez. Dentro de los
compuestos que actúan de la manera anterior tenemos: perfluidone, dinoseb, V-
fenilcarbamatos, acylanilidas, imidazoles y benzimidoles sustituidos, benzonitrilos
sustituidos y pyriclor, entre otros.
Aceptores de electrones.
Estos compuestos compiten con algunos compuestos de la cadena transportadora de
electrones y los reciben en su lugar
OBJETIVO GENERAL:
Estudiar las reacciones del transporte de electrones.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
Evaluar el efecto de sustancias inhibidoras sobre el flujo de electrones en el proceso de la fotosíntesis.
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Bioquímica II Semestre: 4º
Aplicar un procedimiento de extracción de cloroplastos.
PARTE EXPERIMENTAL O METODOLOGÍA:
AISLAMIENTO DE LOS CLOROPLASTOS
1. Muela en un mortero 5 g de hojas con 30 ml de sacarosa 0.5 M
2. Filtre con la gasa para quitar los restos grandes
3. centrifugue la solución a 2500 rpm durante 10 minutos y deseche el sobrenadante
(los cloroplastos están en el fondo)
Suspenda el precipitado o residuo con los cloroplastos con 10 ml de buffer fosfato frío. Coloque los tubos con los cloroplastos y hielo hasta que los use en el siguiente paso (si tiene 2 tubos más de cloroplastos reúna todo en uno solo)
Reducción del DCPIP y efectos del herbicida
a. Numere los tubos de ensayo (del 1 a 3) y los reactivos conforme se muestra en el cuadro N°1:
b. El tubo 1 se cubre con papel aluminio
c. Los tubos 2 y 3 se dejan a la luz
d. Coloque los tres tubos en un vaso de precipitado con agua suficiente para cubrirlos (sin que penetre el agua o floten) y acerque todo a la lámpara encendida. Espere 15 ó 20 minutos y compare las coloraciones de los tubos.
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SOLUCION No. De tubo
1 2 3
Cloroplastos aisladosDCPIPDiurónBuffer fosfato frío
2
305
2
305
2
332
TOTAL 10 10 10
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Bioquímica II Semestre: 4º
MATERIAL/UTENSILIOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 Matraz Kitazato 250 o 500 ml
1 Embudo Buchner
2 Matraz Erlenmeyer 250 ml
2 Papel filtro
4 Tubos de centrífuga Hermle refrigerada
De fondo redondo, con tapón de rosca,
de 50 ml.6 Tubos de ensayo 15 x 150 mm1 Probeta Graduada, de 50 ml.1 Embudo Chico, de cristal o de
plástico, de cuello corto
2 Vaso de precipitados Capacidad de 250 ml3 Vaso de precipitados Capacidad de 50 ml1 Vaso de precipitados Capacidad de 100 ml4 pipetas de 5 ml Graduadas2 pipetas de 2ml Graduadas
1 vaso de precipitado de 250 ml
1 Gradilla Para tubos de 15 x 150mm
2 Trozos manta de cielo 25 x 25 cm aprox.1 Piceta Capacidad de 100 ml1 Mortero con pistilo Capacidad de 100 ml
REACTIVOS/INSUMOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
10 ml2,6-Dicloro
fenolindolfenol (DCPIP)
2.2 x 10-4 M (0.007 g/100ml agua
20 ml Buffer fosfato pH 6.5 (frio)30 ml Sacarosa 0.5 M (frio)5 g Hojas de espinaca Fresca
10 ml Solución de Diurón 0.312 g/100 ml de agua.
(nombre comercial Karmex)
50 cm Papel aluminioEQUIPO
CANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.1 pH metro
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Bioquímica II Semestre: 4º
1 Centrífuga refrigerada Hermle1 Balanza analítica Sensibilidad de
0.0001 g
CUESTIONARIO:
1. Mencione cual es la molécula donadora de electrones necesarios para la
transformación de la energía luminosa en energía química.
2. Mencione cuál es la molécula portadora de ‘poder reductor’ obtenida en la fotosíntesis.
3. Mencione cual es la molécula portadora de energía obtenida en la fotosíntesis
REPORTE DE LA PRÁCTICA:
Elabore un diagrama del flujo de electrones de los foto-sistemas I y II y señale los sitios donde actúan los inhibidores
BIBLIOGRAFÍA:
- Devlin, R.m.1975. Fisiología vegetal. Ed Omega. Barcelona. España
- Hall, D.O y K.K. Rao.1978. Fotosíntesis. Ed Omega. Barcelona. España
Róvalo, Merino y Rojas M. 1977. Experimentos de Laboratorio de Fisiología Vegetal.
ITESM, Monterrey, México.
- Stryer, L., J. M. Berg y J. L. Tymoczko. 2003. Bioquímica, 5a edición. Editorial Reverté, S. A. Barcelona, Esp.
NOMBRE DE LA PRÁCTICA: Hidrólisis bioquímica de polisacáridos
No. DE PRÁCTICA: 3 No. DE SESIONES: 1
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- Nelson, L. D. y M. M. Cox. 2000. Lehninger Principios de Bioquímica. Ediciones Omega,
S. A., Barcelona, Esp.
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Bioquímica II Semestre: 4º
No. DE INTEGRANTES MÁXIMO POR EQUIPO: 5
INTRODUCCIÓN:
Para la mayoría de los humanos, el almidón es la principal fuente de glúcidos en la dieta.
La digestión del almidón comienza en la boca, dónde la alfa-amilasa de la saliva hidroliza
las uniones glucosídicas internas del almidón produciendo polisacáridos más pequeños y
oligosacáridos. En el estómago, la alfa-amilasa salival es inactivada por el pH bajo, aquí
entra en acción una alfa-amilasa producida por el páncreas. La alfa-amilasa pancreática
produce principalmente maltosa y otros oligosacáridos llamados dextrinas, fragmentos de
amilopectina que contienen puntos de ramificación por enlaces alfa-(1 6). Se le puede
dar seguimiento a la reacción catalizada por la alfa-amilasa, evaluando los cambios en la
concentración de almidón, la cual deberá disminuir conforme avance la reacción.
OBJETIVO GENERAL:
Estudiar las reacciones bioquímicas de hidrólisis de los polisacáridos.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
Evaluar el efecto de la enzima alfa-amilasa sobre el almidón.
PARTE EXPERIMENTAL O METODOLOGÍA:
En 4 tubos de ensayo numerados del 1 al 4 colocar: 2 ml de solución de almidón al 2 % y 1 ml de solución fisiológica.
En el tubo 1 se deja a temperatura ambiente y los otros 3 se colocan en un baño a 37 ºC. A todos los tubos se les agregan 100 U de alfa amilasa. Registrar el tiempo.
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Bioquímica II Semestre: 4º
Cada 2 minutos colocar 0,5 ml de uno de los tubos en otro que contiene una gota de lugol y agregarle 2 ml de HCl 0,01 N.
Registrar el color obtenido a cada tiempo, mediante la lectura de la muestra al espectrofotómetro a 575 nm, utilizando un blanco de reactivos sin solución enzimática.
MATERIAL/UTENSILIOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
20 Tubos de ensayo 13 x 100 mm
5 Celdas para
espectrofotómetro
De plástico o de vidrio, de 3 ml.
1 Termómetro De 0 a 100°C
1 Probeta Graduada, de 50 ml.2 Vaso de precipitados Capacidad de 250 ml3 Vaso de precipitados Capacidad de 50 ml1 Vaso de precipitados Capacidad de 100 ml4 pipetas de 5 ml Graduadas2 pipetas de 2ml Graduadas
1 vaso de precipitado de 250 ml
1 Gradilla Para tubos de 15 x 150mm
1 Piceta Capacidad de 100 mlREACTIVOS/INSUMOS
CANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
400 UEnzima alfa-amilasa comercial
10 ml Soln. de almidón Al 2%10 ml Soln. de Yodo-Lugol Soln acuosa al 5%
de I2 y al 10% de KI Disolver El KI y
enseguida adicionar lentamente el I2, filtrar
y guardar em um frasco de vidrio color ámbar. Es estable um
mês.50 ml Soln. de HCl 0,01 N
EQUIPOCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 Espectrofotómetro25
LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
1 Balanza analítica Sensibilidad de 0.0001 g
1 Baño de incubación Con termostato
CUESTIONARIO:
1. Realiza una tabla comparativa con las características de las enzimas alfa-amilasa
salival y pancreática, incluyendo: PM, pH óptimo, temperatura óptima, # de aminoácidos,
estructura.
2. Investigue cuál es la reacción que se da entre el yodo y el almidón que determina la coloración observada.
REPORTE DE LA PRÁCTICA:
Discutir si se observó la disminución de la concentración de almidón con respecto al avance de la reacción. Discutir cual es la función de la solución de yodo-lugol y del ácido en la reacción.
BIBLIOGRAFÍA:
Nelson, L. D. y M. M. Cox. 2000. Lehninger Principios de Bioquímica. Ediciones Omega,
S. A., Barcelona, Esp.
Stryer, L., J. M. Berg y J. L. Tymoczko. 2003. Bioquímica, 5a edición. Editorial Reverté, S.
A. Barcelona, Esp.
Whistler, R. L. y J. N. BeMiller. 1999.Carbohydrate Chemistry for Food Scientists. Eagan Press, St. Paul, Minnesota, USA.
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
NOMBRE DE LA PRÁCTICA: Hidrólisis bioquímica de triacilglicéridos
No. DE PRÁCTICA: 4 No. DE SESIONES: 1
No. DE INTEGRANTES MÁXIMO POR EQUIPO: 5
INTRODUCCIÓN:
Las lipasas (EC 3.1.1.3.) son enzimas versátiles que catalizan la hidrólisis de los enlaces
éster, tal como lo que se encuentran en los triacilglicéridos, formados por el glicerol y los
ácidos grasos.
Estas enzimas hidrolíticas se encuentran ampliamente distribuidas en la naturaleza y
están presentes en los procesos metabólicos degradativos de algunas plantas y
animales. Ellas son producidas por un gran número de microorganismos a partir de los
cuales se obtienen usualmente para fines comerciales, un ejemplo típico lo son las
lipasas producidas por los hongos Aspergillus niger y A. Fumigatus. El interés por estas
enzimas se ha acrecentado en los últimos años debido a sus diversas propiedades
catalíticas. Ello ha causado que se conviertan en catalizadores valiosos en diferentes
aplicaciones industriales, tales como: aditivos en la formulación de detergentes, en la
industria alimentaria para la elaboración de productos dietéticos con bajo nivel de grasas
y colesterol, en la industria del papel con el objetivo de eliminar la cera de la pulpa del
papel, en la industria farmacéutica en la obtención de moléculas bioactivas, así como en
procesos de síntesis química para la obtención de compuestos ópticamente puros,
modificación de grasas y otros lípidos por hidrólisis y esterificación.
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
La acción de la lipasa es favorecida por la presencia de sales biliares cuyo efecto
emulsionante aumenta la superficie de contacto de los lípidos con la enzima. Los ácidos
grasos libres que se producen por la hidrólisis de los triglicéridos en presencia de lipasa
pueden determinarse por la cantidad de álcali que es necesario agregar para neutralizar la
acidez debida a la presencia de los mismos.
OBJETIVO GENERAL:
Estudiar las reacciones bioquímicas de hidrólisis de lípidos.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
Evaluar el efecto de la lipasa sobre los triacilglicéridos.
PARTE EXPERIMENTAL O METODOLOGÍA:
Colocar en tres EM de 125 ml del 1 al 3, 20 ml de agua y 10 ml de aceite; colocarlos en el
baño a 37 ºC.
A los EM 2 y 3 agregarles la cantidad de lipasa para obtener una concentración de 0,5 mg
de enzima por cada 10 ml del medio de reacción.
Luego de 30 minutos de incubación a 37 °C, retirar los EM. Agregar a cada uno 2 gotas de
azul de bromotimol (indicador de pH). Titular la acidez agregando de a 50 l una solución
valorada de NaOH 0,04 M hasta que el color vire al azul.
La cantidad de miliequivalentes empleadas para neutralizar la solución es igual a la producción de ácidos grasos a partir de triglicéridos degradados por la lipasa pancreática.
MATERIAL/UTENSILIOSCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
6 Matraz Erlenmeyer 125 ml
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Bioquímica II Semestre: 4º
1 Bureta 25 ml
1 Soporte universal
1 Pinza para bureta
1 Termómetro De 0 a 100°C
1 Probeta Graduada, de 50 ml.2 Vaso de precipitados Capacidad de 250 ml3 Vaso de precipitados Capacidad de 50 ml1 Vaso de precipitados Capacidad de 100 ml4 pipetas de 5 ml Graduadas2 pipetas de 2ml Graduadas
1 vaso de precipitado de 250 ml
1 Piceta Capacidad de 100 mlREACTIVOS/INSUMOS
CANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
5 gLipasa pancreática o
fúngica50 ml Solución valorada de
NaOH
0.04 M
60 ml Aceite comestible5 ml Soln. Azul de
bromotimol
0.01 %
EQUIPOCANTIDAD DESCRIPCIÓN ESPECIFICACIONES OBS.
1 Balanza analítica Sensibilidad de 0.0001 g
1 Baño de incubación Con termostato
CUESTIONARIO:
Investigar las propiedades de las lipasas de diferentes fuentes (pancreática, fúngica,
bacteriana), incluyendo PM estructura, pH óptimo, temperatura óptima, sustratos que
utiliza y cofactores enzimáticos.
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
REPORTE DE LA PRÁCTICA:
Discutir cual es el fundamento de la técnica utilizada y si efectivamente se logró detectar la acción de la lipasa.
BIBLIOGRAFÍA:
- Coca, J., O. Hern·ndez, R. Berrio, S. MartÌnez, E Díaz y J. C. Dustet. 2001. Producción
y caracterización de las lipasas de Aspergillus niger y A. fumigatus Biotecnología
Aplicada, 18:216-220.
- Nelson, L. D. y M. M. Cox. 2000. Lehninger Principios de Bioquímica. Ediciones Omega,
S. A., Barcelona, Esp.
- Stryer, L., J. M. Berg y J. L. Tymoczko. 2003. Bioquímica, 5a edición. Editorial Reverté, S. A. Barcelona, Esp.
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LICENCIATURA EN INGENIERÍA EN ALIMENTOSMANUAL DE PRÁCTICAS
Bioquímica II Semestre: 4º
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