UNIVERSITE MOHAMMED V
FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE -RABAT-
ANNEE : 2011 THESE N°:95
Les pseudothrombopénies non EDTA-
dépendantes : à propos de 2 cas et revue de la
littérature.
THESE Présentée et soutenue publiquement le :…………
PAR Mr. Houssam Mabrouki
Né le 18 Avril 1987 à Salé
PPoouurr ll''OObbtteennttiioonn dduu DDooccttoorraatt eenn PPhhaarrmmaacciiee
MOTS CLES : Thrombopénie, fausse thrombopénie, EDTA, agglutinines froides.
MEMBRES DE JURY
Mr. M. BENKIRANE PRESIDENT
Professeur d'Hématologie
Mr. A. BELMEKKI RAPPORTEUR
Professeur d’Hématologie
Mme N. MESSAOUDI Professeur Agrégé d’'Hématologie biologique
Monsieur M. CHAKOUR
Professeur Agrégé d’'Hématologie biologique Monsieur K. DOGHMI
Professeur Agrégé d’'Hématologie clinique
JUGES
UNIVERSITE MOHAMMED V- SOUISSI
FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE - RABAT
DOYENS HONORAIRES :
1962 – 1969 : Docteur Abdelmalek FARAJ
1969 – 1974 : Professeur Abdellatif BERBICH
1974 – 1981 : Professeur Bachir LAZRAK
1981 – 1989 : Professeur Taieb CHKILI
1989 – 1997 : Professeur Mohamed Tahar ALAOUI
1997 – 2003 : Professeur Abdelmajid BELMAHI
ADMINISTRATION :
Doyen : Professeur Najia HAJJAJ
Vice Doyen chargé des Affaires Académiques et estudiantines
Professeur Mohammed JIDDANE
Vice Doyen chargé de la Recherche et de la Coopération
Professeur Ali BENOMAR
Vice Doyen chargé des Affaires Spécifiques à la Pharmacie
Professeur Yahia CHERRAH
Secrétaire Général : Mr. El Hassane AHALLAT
Conservateur : Ahmed ZAHIDI
PROFESSEURS :
Février, Septembre, Décembre 1973 1. Pr. CHKILI Taieb Neuropsychiatrie
Janvier et Décembre 1976
2. Pr. HASSAR Mohamed Pharmacologie Clinique
Mars, Avril et Septembre 1980
3. Pr. EL KHAMLICHI Abdeslam Neurochirurgie
4. Pr. MESBAHI Redouane Cardiologie
5. Mai et Octobre 1981
6. Pr. BOUZOUBAA Abdelmajid Cardiologie
7. Pr. EL MANOUAR Mohamed Traumatologie-Orthopédie
8. Pr. HAMANI Ahmed* Cardiologie
9. Pr. MAAZOUZI Ahmed Wajih Chirurgie Cardio-Vasculaire
10. Pr. SBIHI Ahmed Anesthésie –Réanimation
11. Pr. TAOBANE Hamid* Chirurgie Thoracique
12. Mai et Novembre 1982
13. Pr. ABROUQ Ali* Oto-Rhino-Laryngologie
14. Pr. BENOMAR M’hammed Chirurgie-Cardio-Vasculaire
15. Pr. BENSOUDA Mohamed Anatomie
16. Pr. BENOSMAN Abdellatif Chirurgie Thoracique
17. Pr. LAHBABI ép. AMRANI Naïma Physiologie
Novembre 1983
18. Pr. ALAOUI TAHIRI Kébir* Pneumo-phtisiologie
19. Pr. BALAFREJ Amina Pédiatrie
20. Pr. BELLAKHDAR Fouad Neurochirurgie
21. Pr. HAJJAJ ép. HASSOUNI Najia Rhumatologie
22. Pr. SRAIRI Jamal-Eddine Cardiologie
Décembre 1984
23. Pr. BOUCETTA Mohamed* Neurochirurgie
24. Pr. EL GUEDDARI Brahim El Khalil Radiothérapie
25. Pr. MAAOUNI Abdelaziz Médecine Interne
26. Pr. MAAZOUZI Ahmed Wajdi Anesthésie -Réanimation
27. Pr. NAJI M’Barek * Immuno-Hématologie
28. Pr. SETTAF Abdellatif Chirurgie
Novembre et Décembre 1985
29. Pr. BENJELLOUN Halima Cardiologie
30. Pr. BENSAID Younes Pathologie Chirurgicale
31. Pr. EL ALAOUI Faris Moulay El Mostafa Neurologie
32. Pr. IHRAI Hssain * Stomatologie et Chirurgie Maxillo-Faciale
33. Pr. IRAQI Ghali Pneumo-phtisiologie
34. Pr. KZADRI Mohamed Oto-Rhino-laryngologie
Janvier, Février et Décembre 1987
35. Pr. AJANA Ali Radiologie
36. Pr. AMMAR Fanid Pathologie Chirurgicale
37. Pr. CHAHED OUAZZANI Houria ép.TAOBANE Gastro-Entérologie
38. Pr. EL FASSY FIHRI Mohamed Taoufiq Pneumo-phtisiologie
39. Pr. EL HAITEM Naïma Cardiologie
40. Pr. EL MANSOURI Abdellah* Chimie-Toxicologie Expertise
41. Pr. EL YAACOUBI Moradh Traumatologie Orthopédie
42. Pr. ESSAID EL FEYDI Abdellah Gastro-Entérologie
43. Pr. LACHKAR Hassan Médecine Interne
44. Pr. OHAYON Victor* Médecine Interne
45. Pr. YAHYAOUI Mohamed Neurologie
Décembre 1988
46. Pr. BENHAMAMOUCH Mohamed Najib Chirurgie Pédiatrique
47. Pr. DAFIRI Rachida Radiologie
48. Pr. FAIK Mohamed Urologie
49. Pr. HERMAS Mohamed Traumatologie Orthopédie
50. Pr. TOLOUNE Farida* Médecine Interne
Décembre 1989 Janvier et Novembre 1990
51. Pr. ADNAOUI Mohamed Médecine Interne
52. Pr. AOUNI Mohamed Médecine Interne
53. Pr. BENAMEUR Mohamed* Radiologie
54. Pr. BOUKILI MAKHOUKHI Abdelali Cardiologie
55. Pr. CHAD Bouziane Pathologie Chirurgicale
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58. Pr. MANSOURI Fatima Anatomie-Pathologique
59. Pr. OUAZZANI Taïbi Mohamed Réda Neurologie
60. Pr. SEDRATI Omar* Dermatologie
61. Pr. TAZI Saoud Anas Anesthésie Réanimation
Février Avril Juillet et Décembre 1991
62. Pr. AL HAMANY Zaîtounia Anatomie-Pathologique
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64. Pr. AZZOUZI Abderrahim Anesthésie Réanimation
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66. Pr. BELKOUCHI Abdelkader Chirurgie Générale
67. Pr. BENABDELLAH Chahrazad Hématologie
68. Pr. BENCHEKROUN BELABBES Abdellatif Chirurgie Générale
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70. Pr. BERRAHO Amina Ophtalmologie
71. Pr. BEZZAD Rachid Gynécologie Obstétrique
72. Pr. CHABRAOUI Layachi Biochimie et Chimie
73. Pr. CHANA El Houssaine* Ophtalmologie
74. Pr. CHERRAH Yahia Pharmacologie
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76. Pr. FAJRI Ahmed* Psychiatrie
77. Pr. JANATI Idrissi Mohamed* Chirurgie Générale
78. Pr. KHATTAB Mohamed Pédiatrie
79. Pr. NEJMI Maati Anesthésie-Réanimation
80. Pr. OUAALINE Mohammed* Médecine Préventive, Santé Publique et Hygiène
81. Pr. SOULAYMANI Rachida ép.BENCHEIKH Pharmacologie
82. Pr. TAOUFIK Jamal Chimie thérapeutique
Décembre 1992
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85. Pr. BENSOUDA Adil Anesthésie Réanimation
86. Pr. BOUJIDA Mohamed Najib Radiologie
87. Pr. CHAHED OUAZZANI Laaziza Gastro-Entérologie
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91. Pr. EL HADDOURY Mohamed Anesthésie Réanimation
92. Pr. EL OUAHABI Abdessamad Neurochirurgie
93. Pr. FELLAT Rokaya Cardiologie
94. Pr. GHAFIR Driss* Médecine Interne
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98. Pr. ZOUHDI Mimoun Microbiologie
Mars 1994
99. Pr. AGNAOU Lahcen Ophtalmologie
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108. Pr. EL AOUAD Rajae Immunologie
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111. Pr. EL IDRISSI LAMGHARI Abdennaceur Médecine Interne
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121. Pr. MOUDENE Ahmed* Traumatologie- Orthopédie
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Mars 1994
126. Pr. ABBAR Mohamed* Urologie
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159. Pr. SEFIANI Abdelaziz Génétique
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Décembre 1996
161. Pr. AMIL Touriya* Radiologie
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Novembre 1998
195. Pr. AFIFI RAJAA Gastro-Entérologie
196. Pr. AIT BENASSER MOULAY Ali* Pneumo-phtisiologie
197. Pr. ALOUANE Mohammed* Oto-Rhino-Laryngologie
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199. Pr. BOUGTAB Abdesslam Chirurgie Générale
200. Pr. ER RIHANI Hassan Oncologie Médicale
201. Pr. EZZAITOUNI Fatima Néphrologie
202. Pr. KABBAJ Najat Radiologie
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Novembre 1998
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205. Pr. KHATOURI ALI* Cardiologie
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Janvier 2000
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208. Pr. AIT OUMAR Hassan Pédiatrie
209. Pr. BENCHERIF My Zahid Ophtalmologie
210. Pr. BENJELLOUN DAKHAMA Badr.Sououd Pédiatrie
211. Pr. BOURKADI Jamal-Eddine Pneumo-phtisiologie
212. Pr. CHAOUI Zineb Ophtalmologie
213. Pr. CHARIF CHEFCHAOUNI Al Montacer Chirurgie Générale
214. Pr. ECHARRAB El Mahjoub Chirurgie Générale
215. Pr. EL FTOUH Mustapha Pneumo-phtisiologie
216. Pr. EL MOSTARCHID Brahim* Neurochirurgie
217. Pr. EL OTMANYAzzedine Chirurgie Générale
218. Pr. GHANNAM Rachid Cardiologie
219. Pr. HAMMANI Lahcen Radiologie
220. Pr. ISMAILI Mohamed Hatim Anesthésie-Réanimation
221. Pr. ISMAILI Hassane* Traumatologie Orthopédie
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223. Pr. MAHMOUDI Abdelkrim* Anesthésie-Réanimation
224. Pr. TACHINANTE Rajae Anesthésie-Réanimation
225. Pr. TAZI MEZALEK Zoubida Médecine Interne
226. Novembre 2000
227. Pr. AIDI Saadia Neurologie
228. Pr. AIT OURHROUI Mohamed Dermatologie
229. Pr. AJANA Fatima Zohra Gastro-Entérologie
230. Pr. BENAMR Said Chirurgie Générale
231. Pr. BENCHEKROUN Nabiha Ophtalmologie
232. Pr. CHERTI Mohammed Cardiologie
233. Pr. ECH-CHERIF EL KETTANI Selma ²Anesthésie-Réanimation
234. Pr. EL HASSANI Amine Pédiatrie
235. Pr. EL IDGHIRI Hassan Oto-Rhino-Laryngologie
236. Pr. EL KHADER Khalid Urologie
237. Pr. EL MAGHRAOUI Abdellah* Rhumatologie
238. Pr. GHARBI Mohamed El Hassan Endocrinologie et Maladies Métaboliques
239. Pr. HSSAIDA Rachid* Anesthésie-Réanimation
240. Pr. LACHKAR Azzouz Urologie
241. Pr. LAHLOU Abdou Traumatologie Orthopédie
242. Pr. MAFTAH Mohamed* Neurochirurgie
243. Pr. MAHASSINI Najat Anatomie Pathologique
244. Pr. MDAGHRI ALAOUI Asmae Pédiatrie
245. Pr. NASSIH Mohamed* Stomatologie Et Chirurgie Maxillo-Faciale
246. Pr. ROUIMI Abdelhadi Neurologie
Décembre 2001
247. Pr. ABABOU Adil Anesthésie-Réanimation
248. Pr. AOUAD Aicha Cardiologie
249. Pr. BALKHI Hicham* Anesthésie-Réanimation
250. Pr. BELMEKKI Mohammed Ophtalmologie
251. Pr. BENABDELJLIL Maria Neurologie
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253. Pr. BENAMOR Jouda Pneumo-phtisiologie
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256. Pr. BENOUACHANE Thami Pédiatrie
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259. Pr. BEZZA Ahmed* Rhumatologie
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269. Pr. EL MAAQILI Moulay Rachid Neuro-Chirurgie
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272. Pr. EL OUNANI Mohamed Chirurgie Générale
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276. Pr. GOURINDA Hassan Chirurgie-Pédiatrique
277. Pr. HRORA Abdelmalek Chirurgie Générale
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425. Pr. AKJOUJ Said* Radiologie
426. Pr. BELGNAOUI Fatima Zahra Dermatologie
427 Pr. BELMEKKI Abdelkader* Hématologie
428. Pr. BENCHEIKH Razika O.R.L
429 Pr. BIYI Abdelhamid* Biophysique
430. Pr. BOUHAFS Mohamed El Amine Chirurgie - Pédiatrique
431. Pr. BOULAHYA Abdellatif* Chirurgie Cardio – Vasculaire
432. Pr. CHEIKHAOUI Younes Chirurgie Cardio – Vasculaire
433. Pr. CHENGUETI ANSARI Anas Gynécologie Obstétrique
434. Pr. DOGHMI Nawal Cardiologie
435. Pr. ESSAMRI Wafaa Gastro-entérologie
436. Pr. FELLAT Ibtissam Cardiologie
437. Pr. FAROUDY Mamoun Anesthésie Réanimation
438. Pr. GHADOUANE Mohammed* Urologie
439. Pr. HARMOUCHE Hicham Médecine Interne
440. Pr. HANAFI Sidi Mohamed* Anesthésie Réanimation
441 Pr. IDRISS LAHLOU Amine Microbiologie
442. Pr. JROUNDI Laila Radiologie
443. Pr. KARMOUNI Tariq Urologie
444. Pr. KILI Amina Pédiatrie
445. Pr. KISRA Hassan Psychiatrie
446. Pr. KISRA Mounir Chirurgie – Pédiatrique
447. Pr. KHARCHAFI Aziz* Médecine Interne
448. Pr. LAATIRIS Abdelkader* Pharmacie Galénique
449. Pr. LMIMOUNI Badreddine* Parasitologie
450. Pr. MANSOURI Hamid* Radiothérapie
451. Pr. NAZIH Naoual O.R.L
452. Pr. OUANASS Abderrazzak Psychiatrie
453. Pr. SAFI Soumaya* Endocrinologie
454. Pr. SEKKAT Fatima Zahra Psychiatrie
455. Pr. SEFIANI Sana Anatomie Pathologique
456. Pr. SOUALHI Mouna Pneumo – Phtisiologie
457. Pr. TELLAL Saida* Biochimie
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Octobre 2007
458. Pr. LARAQUI HOUSSEINI Leila Anatomie pathologique
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460. Pr. MOUSSAOUI Abdelmajid Anesthésier réanimation
461. Pr. LALAOUI SALIM Jaafar * Anesthésie réanimation
462. Pr. BAITE Abdelouahed * Anesthésie réanimation
463. Pr. TOUATI Zakia Cardiologie
464. Pr. OUZZIF Ez zohra * Biochimie
465. Pr. BALOUCH Lhousaine * Biochimie
466. Pr. SELKANE Chakir * Chirurgie cardio vasculaire
467. Pr. EL BEKKALI Youssef * Chirurgie cardio vasculaire
468. Pr. AIT HOUSSA Mahdi * Chirurgie cardio vasculaire
469. Pr. EL ABSI Mohamed Chirurgie générale
470. Pr. EHIRCHIOU Abdelkader * Chirurgie générale
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472. Pr. TAJDINE Mohammed Tariq* Chirurgie générale
473. Pr. GHARIB Noureddine Chirurgie plastique
474. Pr. TABERKANET Mustafa * Chirurgie vasculaire périphérique
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477. Pr. RABHI Monsef * Médecine interne
478. Pr. MRABET Mustapha * Médecine préventive santé publique et hygiène
479. Pr. SEKHSOKH Yessine * Microbiologie
480. Pr. SEFFAR Myriame Microbiologie
481. Pr. LOUZI Lhoussain * Microbiologie
482. Pr. MRANI Saad * Virologie
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498. Pr. RADOUANE Bouchaib* Radiologie
499. Pr. KEBDANI Tayeb Radiothérapie
500. Pr. SIFAT Hassan * Radiothérapie
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502. Pr. ABIDI Khalid Réanimation médicale
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Mars 2009
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Pr. AZENDOUR Hicham * Anesthésie Réanimation
Pr. BELYAMANI Lahcen* Anesthésie Réanimation
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Pr. BOUNAIM Ahmed * Chirurgie Générale
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10. Pr. DAKKA Taoufiq Physiologie
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12. Pr. EL GUESSABI Lahcen Pharmacognosie
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Je dédie cette thèse à…
بسم الله الرحمـن الرحيمبسم الله الرحمـن الرحيم
البارئالبارئ إلىإلى
AA AALLLLAAHH TToouutt ppuuiissssaanntt
QQuuii mm’’aa iinnssppiirréé QQuuii mm’’aa gguuiiddéé ddaannss llee bboonn cchheemmiinn
JJee ttee ddooiiss ccee qquuee jjee ssuuiiss ddeevveennuuee
LLoouuaannggeess eett rreemmeerrcciieemmeennttss PPoouurr ttaa cclléémmeennccee eett mmiisséérriiccoorrddee
تسى الله انشحـ انشحىتسى الله انشحـ انشحى
نقذ كا نكى ف سسىل الله أسىج حسح ن نقذ كا نكى ف سسىل الله أسىج حسح ن ""
كاكا
""شجى الله وانىو اخش وركش الله كثشاشجى الله وانىو اخش وركش الله كثشا ..صذق الله انعظىصذق الله انعظى
إنى سذي يحذ طة انقهىب ودوائها وعافح الأتذا وشفائها وىس إنى سذي يحذ طة انقهىب ودوائها وعافح الأتذا وشفائها وىس
الأتصاس وضائهاالأتصاس وضائها
انطثة انههى، انزوج انصانح... الأب انطثة انههى، انزوج انصانح... الأب انشت انكثش، انقائذ انششذ...انشت انكثش، انقائذ انششذ...
انحى، انىجه انششذ انشحح انهذاج وانسشاج انش...انحى، انىجه انششذ انشحح انهذاج وانسشاج انش...
انزي جع صفاخ انكال الإسا انصطفى انخراس سسىل اللهانزي جع صفاخ انكال الإسا انصطفى انخراس سسىل الله
صهى الله عهه وسهىصهى الله عهه وسهى
ÀÀ mmeess ttrrèèss cchheerrss ppaarreennttss
VVoouuss aavveezz ééttéé ppoouurr mmooii aauu lloonngg ddee mmeess ééttuuddeess llee pplluuss ggrraanndd ssyymmbboollee dd''aammoouurr,, ddee ddéévvoouueemmeenntt qquuii oonntt nnii cceesssséé nnii ddiimmiinnuuéé..
VVoottrree bboonnttéé eett vvoottrree ggéénnéérroossiittéé ssoonntt ssaannss lliimmiittee.. VVooss pprriièèrreess mm''oonntt ééttéé dd''uunn ggrraanndd ssoouuttiieenn aauu ccoouurrss
ddee ccee lloonngg ppaarrccoouurrss.. JJ’’eessppèèrree ddee ttoouutt mmoonn ccœœuurr qquu’’eenn ccee jjoouurr vvoouuss êêtteess ffiièèrreess
ddee mmooii,, eett qquuee jjee rrééaalliissee ll’’uunn ddee vvooss rrêêvveess.. JJee vvoouuss ddééddiiee ccee ttrraavvaaiill eenn ttéémmooiiggnnaaggee ddee mmoonn ggrraanndd aammoouurr qquuee
jjee nn''aaii ssuu eexxpprriimmeerr aavveecc lleess mmoottss.. PPuuiissssee DDiieeuu vvoouuss aaccccoorrddeerr ssaa ssaaiinnttee mmiisséérriiccoorrddee,,
ssaannttéé eett lloonngguuee vviiee,, aaffiinn qquuee jjee ppuuiissssee vvoouuss ccoommbblleerr àà mmoonn ttoouurr..
ÀÀ mmaa ggrraanndd--mmèèrree FFaattnnaa PPuuiissssee DDiieeuu ffaaiirree eenn ssoorrttee
qquuee ttuu ccoonnttiinnuueess àà nnoouuss aaiimmeerr lloonnggtteemmppss,, eett ffaaiirree qquuee nnoouuss ttee rreennddiioonnss hheeuurreeuussee
ÀÀ mmeess ttrrèèss cchheerrss ffrrèèrreess eett ssœœuurr JJ’’eessppèèrree aavvooiirr ééttéé àà llaa hhaauutteeuurr ddee vvooss eessttiimmeess eett qquuee ccee ttrraavvaaiill ssooiitt uunn ttéémmooiiggnnaaggee ddee mmeess sseennttiimmeennttss lleess
pplluuss cchheerrss qquuee jj’’aaii ppoouurr vvoouuss eett rreepprréésseennttee llee bboonn mmooddèèllee ppoouurr vvoouuss..
QQuuee DDiieeuu vvoouuss pprroottèèggee eett vvoouuss aaccccoorrddee uunn bbrriillllaanntt aavveenniirr aavveecc uunnee vviiee pplleeiinnee ddee jjooiiee,,
ddee bboonnhheeuurr eett SSuuccccèèss..
AA MMaa ccoouussiinnee eett aammiiee,, llaa pphhaarrmmaacciieennnnee MMeerryyeemm MMAABBRROOUUKKII
JJ’’eessppèèrree aavvooiirr ééttéé àà llaa hhaauutteeuurr ddee rreepprréésseenntteerr llee bboonn mmooddèèllee ppoouurr ttooii.. JJee ttee rreemmeerrcciiee ppoouurr ttoonn ssoouuttiieenn ttoouutt llee lloonngg ddee cceess aannnnééeess
dd’’ééttuuddeess eett ppoouurr lleess mmoommeennttss ppaassssééss ddee jjooiiee oouu ddee ttrriisstteessssee ttoouujjoouurrss oonn aa ééttéé ééppaauullééss ll’’uunn àà ll’’aauuttrree..
ÀÀ mmeess cchheerr((ee))ss aammii((ee))ss :: KKhhaayyaarr YYaassssiinnee,, BBeerrddii ffaaddoouuaa,,
SSeekkaallii hhaannaannee,, HHeemmiimm BBaassmmaatt--aammaall,, ZZhhaarr hhaajjaarr,, KKaarriimm,, AAnnoouuaarr,, MMeerryyeemm,,
NNoorraa,, KKaarriimmaa,,kkaarriimmaa,, ffaattiimmaa eett bboouucchhrraa VVoouuss aavveezz ttoouujjoouurrss ffaaiitt llaa pprreeuuvvee dd’’aattttaacchheemmeenntt,, ddee ssiinnccéérriittéé,,
eett ddee ccoonnssiiddéérraattiioonn eennvveerrss mmaa ppeerrssoonnnnee.. JJee vvoouuddrraaiiss ppoouuvvooiirr vvoouuss aappppoorrtteerr iiccii llaa cchhaalleeuurr ddee mmoonn aaffffeeccttiioonn
eett ddee mmoonn aammoouurr.. VVoottrree aaiiddee,, vvoottrree ggéénnéérroossiittéé eexxttrrêêmmee,, vvoottrree ssoouuttiieenn,, ééttaaiieenntt ppoouurr mmooii
uunnee ssoouurrccee ddee ccoouurraaggee,, ddee ccoonnsscciieennccee eett ddee ppaattiieennccee.. PPuuiissssee DDiieeuu,, llee ttoouutt ppuuiissssaanntt,, vvoouuss ccoommbblleerr ddee ssaannttéé,, ddee bboonnhheeuurr
eett vvoouuss pprrooccuurreerr lloonngguuee vviiee..
AA ttoouuss mmeess aauuttrreess ccoollllèègguueess eett aammiiss ddee llaa ffaaccuullttéé ddee mmééddeecciinnee eett ddee pphhaarrmmaacciiee
ddee RRaabbaatt
AA ttoouuss lleess pprrooffeesssseeuurrss aauupprrèèss ddee qquuii jj’’aaii eeuu
ll’’hhoonnnneeuurr dd’’aapppprreennddrree.. AA ttoouuss cceeuuxx qquuii oonntt ppaarrttiicciippéé ddee llooiinn
oouu ddee pprrééss àà llaa rrééaalliissaattiioonn ddee ccee ttrraavvaaiill.. AA ttoouuss cceeuuxx qquuii mmee ssoonntt cchheerrss
AA ttoouutteess lleess ppeerrssoonnnneess nnoonn cciittééeess eett qquuii ssaavveenntt qquuee jjee ppeennssee àà eeuuxx
AA ttoouuss lleess mmuussuullmmaannss
RReemmeerrcciieemmeennttss
AA nnoottrree MMaaîîttrree eett PPrrééssiiddeenntt ddee TThhèèssee
MMoonnssiieeuurr MM.. BBEENNKKIIRRAANNEE PPrrooffeesssseeuurr dd''HHéémmaattoollooggiiee
NNoouuss ssoommmmeess ttrrèèss sseennssiibblleess àà ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss nnoouuss ffaaiitteess
eenn aacccceeppttaanntt ddee pprrééssiiddeerr llee jjuurryy ddee ccee ttrraavvaaiill.. NNoouuss aavvoonnss ppoouurr vvoouuss ll’’eessttiimmee eett llee rreessppeecctt qquu’’iimmppoosseenntt vvoottrree
ccoommppéétteennccee,, vvoottrree sséérriieeuuxx eett vvoottrree rriicchheessssee dd’’eennsseeiiggnneemmeenntt.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ddaannss ccee mmooddeessttee ttrraavvaaiill,,
ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..
AA nnoottrree MMaaîîttrree eett RRaappppoorrtteeuurr ddee tthhèèssee
MMoonnssiieeuurr AA.. BBEELLMMEEKKKKII PPrrooffeesssseeuurr dd’’''HHéémmaattoollooggiiee
VVoouuss mm’’aavveezz ffaaiitt llee ggrraanndd hhoonnnneeuurr dd’’aacccceepptteerr ddee mmee ddiirriiggeerr ddaannss ccee ttrraavvaaiill aavveecc bbiieennvveeiillllaannccee eett rriigguueeuurr..
VVoottrree aattttaacchheemmeenntt aauu ttrraavvaaiill bbiieenn ffaaiitt eesstt ll’’oobbjjeett ddee mmaa ccoonnssiiddéérraattiioonn..
VVoottrree aammaabbiilliittéé,, VVoottrree ddyynnaammiissmmee,, vvoottrree ddéévvoouueemmeenntt ppoouurr llee ttrraavvaaiill eett vvoottrree ccoommppéétteennccee oonntt ssuusscciittéé mmoonn aaddmmiirraattiioonn..
JJee ggaarrddee uunn eexxcceelllleenntt ssoouuvveenniirr ddee llaa qquuaalliittéé ddee ll’’eennsseeiiggnneemmeenntt qquuee vvoouuss nnoouuss aavveezz pprrooddiigguuéé..
JJ’’eessppèèrree êêttrree ddiiggnnee ddee llaa ccoonnffiiaannccee qquuee vvoouuss aavveezz ppllaaccééee eenn mmooii eenn mmee gguuiiddaanntt ddaannss ll’’ééllaabboorraattiioonn eett llaa mmiissee aauu ppooiinntt
ddee ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr ddaannss ccee ttrraavvaaiill,, ttrrèèss cchheerr mmaaîîttrree,, llee ttéémmooiiggnnaaggee
ddee mmaa pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee eett ll’’eexxpprreessssiioonn ddee mmeess sseennttiimmeennttss lleess pplluuss rreessppeeccttuueeuuxx..
AA nnoottrree MMaaîîttrree eett JJuuggee ddee tthhèèssee
MMmmee NN.. MMEESSSSAAOOUUDDII PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee bbiioollooggiiqquuee
NNoouuss ssoommmmeess ttrrèèss sseennssiibblleess ppaarr ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss nnoouuss
ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill.. JJee vvoouuss ssuuiiss ttrrèèss rreeccoonnnnaaiissssaanntt ddee llaa ssppoonnttaannééiittéé eett ddee ll’’aammaabbiilliittéé
aavveecc lleessqquueelllleess vvoouuss aavveezz aacccceeppttéé ddee jjuuggeerr ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, àà ttrraavveerrss ccee mmooddeessttee ttrraavvaaiill
llaa mmaanniiffeessttaattiioonn ddee nnoottrree pplluuss hhaauuttee eessttiimmee eett ddee nnooss sseennttiimmeennttss lleess pplluuss rreessppeeccttuueeuuxx..
AA nnoottrree mmaaîîttrree eett jjuuggee DDee tthhèèssee
MMoonnssiieeuurr MM.. CCHHAAKKOOUURR PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee bbiioollooggiiqquuee
JJee vvoouuss rreemmeerrcciiee vviivveemmeenntt ddee ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss mmee ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill..
JJee vvoouuss ssuuiiss ttrrèèss rreeccoonnnnaaiissssaanntt ddee llaa ssppoonnttaannééiittéé eett ddee ll’’aammaabbiilliittéé aavveecc lleessqquueelllleess vvoouuss aavveezz aacccceeppttéé
ddee jjuuggeerr ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree
ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..
AA nnoottrree mmaaîîttrree eett jjuuggee DDee tthhèèssee
MMoonnssiieeuurr KK.. DDOOGGHHMMII PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee cclliinniiqquuee
JJee vvoouuss rreemmeerrcciiee vviivveemmeenntt ddee ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss mmee ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill..
NNoouuss aavvoonnss llee pprriivviillèèggee eett ll’’hhoonnnneeuurr ddee vvoouuss ccoommpptteerr ppaarrmmii lleess mmeemmbbrreess ddee nnoottrree jjuurryy..
VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..
AA DDoocctteeuurr SS.. EELL KKOOCCHHRRII PPhhaarrmmaacciieennnnee rrééssiiddaannttee
VVoottrree bboonnttéé,, vvoottrree ccoonnttaacctt cchhaalleeuurreeuuxx eett ttoouujjoouurrss ssyymmppaatthhiiqquuee
rreesstteenntt ppoouurr mmooii ll’’eexxeemmppllee mmaarrqquuaanntt.. JJee nnee ssaauurraaiiss vvoouuss rreemmeerrcciieerr eenn qquueellqquueess lliiggnneess mmaa ggrraattiittuuddee
eett mmoonn rreessppeecctt.. VVoouuss mm’’aavveezz aaccccoorrddéé bbeeaauuccoouupp ddee vvoottrree tteemmppss ssii pprréécciieeuuxx..
VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr iiccii,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..
LLIISSTTEESS DDEESS FFIIGGUURREESS,, DDEESS TTAABBLLEEAAUUXX,, DDEESS
AABBRREEVVIIAATTIIOONNSS eett DDEESS UUNNIITTEESS
LISTE DES FIGURES
Figure 1 Schéma de la morphologie de la plaquette Page 4
Figure 2
Image illustrant l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA (frottis
coloré par MGG Grossissement 1000) Page 12
Figure 3
Images illustrant le satellitisme plaquettaire autour des PNN et
un monocyte (A), un PNN et un lymphocyte (B) et un basophile
(C)
Page 15
Figure 4
Histogramme illustrant le satellitisme des plaquettes autour des
PNN. L’image de gauche montre un histogramme Perox de
formule leucocytaire normale. Les plaquettes adhérant aux
neutrophiles provoquent une augmentation du volume des
neutrophiles et un décalage vers le haut et la droite du nuage
habituel (image de droite) (Advia 2120, Siemens)
Page 17
Figure 5
images illustrant les agrégats plaquettaires sur les histogrammes
des automates. A : avec l’automate XE-2100 (Sysmex), les amas
apparaissent sur l’histogramme DIFF (formule leucocytaire) sous
forme d’un nuage allongé (graphe de gauche ; flèche). Sur le graphe
qui visualise une éventuelle myélémie (IMI), ces amas forment un
nuage qui prolonge le nuage des leucocytes (centre ; flèche). Sur le
schéma de droite, on remarque l’absence de retour à la base de
l’histogramme des volumes plaquettaires (flèche). B : avec
l’automate Cell-Dyn Sapphire (Abbott), à côté des populations
leucocytaires normales (image de gauche), l’histogramme
taille/complexité visualise un nuage anormal (en noir, image de
droite). C : avec l’automate Advia 2120 (Siemens) on observe sur
l’histogramme de droite (formule Perox) un nuage de points (en
blanc), absent de l’image normale (à gauche), et qui recouvre une
zone particulière dans laquelle ces amas seront énumérés. E =
éosinophiles; Ly = lymphocytes; M = monocytes; N = neutrophiles.
Page 27
Figure 6
Frottis sanguin coloré selon la technique de MGG.
1: PLT de taille normale ; 2: macroplaquette (taille < GR) ;
3: PLT géante (taille > GR) ; 4 : GR
Page 33
Figure 7 Image illustrant des microplaquettes dans le syndrome de
Wiskott-Aldrich Page 36
LISTE DES TABLEAUX
Tableau I Mécanismes et principales étiologies des thrombopénies Page 6
Tableau II
Les principales erreurs préanalytiques causant une PTP
non EDTA-dépendante et les mesures à prendre pour les
éviter
Page 21
Tableau III
Principales technologies actuellement disponibles pour
l’analyse automatisée de l’hémogramme avec les AHC les
plus performants
Page 25
Tableau IV
Les principales situations pathologiques et normales
accompagnées de PLT géantes et/ou grandes et de
microplaquettes
Page 35
LISTE DES ABREVIATIONS ET DES UNITES
ABA : Acid buffering anticoagulant
ACD : Acide-citrate-dextrose
ARN : Acide Ribonucléique
BM : Bain marie
CD : Classe de Différenciation
CIVD : Coagulation intravasculaire disséminée
CMV : Cytomégalovirus
CTAD : Citrate-théophylline-adénosine-dipyrodamole
DDAVP : 1-Désamino-8-D-Arginine Vasopressine
EDTA : Acide Ethylène Diamine Tétra-Acétique
Fab : Fragment antigen binding
Fc : Fragment cristallisable
FcγRIII : Récepteur du fragment cristallisable gamma III
Fl : Femtolitre
FvW : Facteur de von Willebrand
GB : Globules blancs
GPIb-IX : Glycoprotéine Ib
GPIIb : Glycoprotéine IIb
GPIIb-IIIa : Glycoprotéine IIb-IIIa
GR : Globule rouge
Hb : Hémoglobine
Hte : Hématocrite
ICSH : Conseil international pour la Standardisation en Hématologie
Ig : Immunoglobuline
IgA : Immunoglobuline A
IgG : Immunoglobuline G
IgM : Immunoglobuline M
ISLH : International Society for Laboratory Hematology
KDa : Kilodalton
LAM : Leucémies aiguës myéloblastiques
LMG : Lymphocyte, monocyte, granulocyte
Log : Logarithme
MAPSS : Multi angular polarised scatter separation
MAT : Microangiopathie thrombotique
MGG : May-Grünwald-Giemsa
Mm : Millimole
MPV : Le volume moyen des plaquettes
MYH9 : Myosin heavy chain 9
NaF : Fluorure de sodium
NFS : Numération formule sanguine
NK : Natural killer
PLT : Plaquette(s)
PNN : Polynucléaires neutrophiles
PRP : Plasma riche en plaquettes
PTP : Pseudothrombopénie
RGD : Arginylglycylaspartic acid
TCA : Temps de céphaline + activateur
TCMH : Taux Corpusculaire Moyen en Hémoglobine
TP : Taux de prothrombine
VGM : Volume Globulaire Moyen
TABLE DES
MATIERES
A. INTRODUCTION ......................................................................................... 1
I. Les pseudothrombopénies ......................................................................... 7
1. Définition des pseudothrombopénies…………………………….………7
2. La prévalence des pseudothrombopénies ............................................... 8
3. Les circonstances de survenue des pseudothrombopénies ...................... .9
4. Les implications cliniques des pseudothrombopénies ............................ 10
5. Classification des pseudothrombopénies ................................................. 11
a) Les pseudothrombopénies EDTA-dépendantes .................................. 11
i. L’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA ..................................... .11
ii. Satellitisme des plaquettes autour des leucocytes ........................ .15
iii. Agrégation mixte neutrophiles-plaquettes en présence d’EDTA . 19
b) Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes ........................... 19
II. Les principales causes des pseudothrombopénies non
EDTA - dépendantes ................................................................................... 20
1. Causes liées aux erreurs à la phase préanalytique ................................... 20
2. Causes liées à l’appareillage .................................................................... 24
3. Causes liées à l’échantillon...................................................................... .32
4. Causes liées à l’anticoagulant autre que l’EDTA .................................... 38
a) Les autoanticorps EDTA-indépendante et réactifs à froid .................. .38
i. Les agglutinines froides………………………………..……....38
ii. Les cryoglobulines……………...………………...…………….39
b) Les autoanticorps EDTA- et température-indépendante :
Pseudothrombo-pénie citrate-dépendante .......................................... 40
c) L’héparine ........................................................................................... .40
d) Le fluorure de sodium ......................................................................... 41
e) L'hirudine…………………………..…………………………………..41
5. Couses liées à la prise de médicament .................................................... .42
6. Autre cause de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante ............. .44
a) Le myélome multiple .......................................................................... 44
b) Le nouveau-né prématuré .................................................................... 44
c) Changement de l'insulinothérapie ....................................................... 44
d) Cause rare. ........................................................................................... 45
B. CAS CLINIQUES........................................................................................... 46
C. DISCUSSION .................................................................................................. 48
D. CONDUITES A TENIR DEVANT UNE PSEUDOTHROMBOPENIE .. 52
I. Contrôler les tubes de prélèvement ............................................................ 53
II. La confection d'un frottis sanguin.............................................................. 53
III. Déterminer la nature de la PTP .................................................................. 55
IV. Conduite à tenir devant une PTP non EDTA-dépendante. ........................ 56
V. L’obtention d’une numération plaquettaire exacte .................................... 58
1. Le comptage manuel des PLT ................................................................. 58
2. Le comptage immunologique des PLT .................................................... 59
3. CONCLUSION ...................................................................................... 61
E. RESUMES
F. REFERENCES
1
A. INTRODUCTION
2
La numération plaquettaire, également décrite comme l'analyse quantitative et
qualitative des plaquettes (PLT), est réalisée systématiquement dans le cadre de
l’hémogramme et dans l'évaluation des patients présentant un syndrome hémorragique
ou ceux à risque de saignement (par exemple en préopératoire ou chez les patients
sous chimiothérapie). En outre, la numération plaquettaire est utilisée pour la
surveillance des patients atteints de syndromes myéloprolifératifs ou de thrombose qui
peuvent développer une thrombocytose [1-3].
Le comptage des PLT est indispensable à la fois en hématologie clinique et
dans les laboratoires de recherche sur les PLT. L’énumération exacte et précise des
PLT est essentielle non seulement pour aider au diagnostic et au traitement de divers
troubles cliniques (examen de première intention devant tout désordre hémorragique
de type cutanéomuqueux) mais c’est aussi un outil de recherche indispensable
notamment pour standardiser le comptage dans le sang total, le plasma riche en
plaquettes (PRP), ou les préparations plaquettaires purifiées [3-5]. Elle reflète
l'équilibre entre la production au niveau de la moelle osseuse et la destruction
périphérique [2].
Cependant, dans certaines situations, Le taux des PLT peut être faux et on
distingue deux cas: un taux de PLT faussement élevé qu'on appelle
pseudothrombocytose et un taux de PLT faussement bas qu'on appelle fausse
thrombopénie ou pseudothrombopénie.
Le but de notre travail est de mettre le point sur les différentes situations
conduisant à une fausse thrombopénie principalement EDTA-indépendante ou non-
EDTA dépendante pour aider les biologistes à détecter ce piège et ainsi éviter aux
patients des procédures diagnostiques et thérapeutiques inutiles et coûteuses.
3
Rappels sur les plaquettes, la mégacaryopoïèse et les thrombopénies
Les PLT sanguines ou thrombocytes sont des petites cellules anucléées qui se
présentent au microscope optique sur un frottis après la coloration combinée de May-
Grünwald-Giemsa (MGG) sous forme d’éléments arrondis de 1 à 2 μm à contours
irréguliers, de coloration gris claire, parsemés de fines granulations rosées [6]. Le
volume moyen des plaquettes (MPV) est compris entre 8 à 11 fl [7].
Les PLT proviennent des mégacaryocytes par bourgeonnement de la membrane
cytoplasmique. Ces derniers sont issus de la différenciation et de la maturation des
cellules souches hématopoïétiques de la moelle osseuse stimulées par diverses
cytokines, dont la thrombopoïétine [7].
Chaque mégacaryocyte produit environ 2000 PLT et il n'y a pas de réserve
plaquettaire dans la moelle osseuse : 80 % de ces PLT sont en circulation et 20% sont
dans la pulpe rouge de la rate [8]. Une fois libérées de la moelle osseuse, les PLT
jeunes sont piégées dans la rate jusqu’à 36 heures avant d'entrer dans la circulation
sanguine. Leur durée de vie normale est de 7-10 jours [7].
La membrane des PLT contient des glycoprotéines intégrantes qui jouent un
rôle essentiel dans les événements initiaux d'adhésion et d'agrégation aboutissant à la
formation du caillot plaquettaire lors de l'hémostase. Ces glycoprotéines réceptrices
interagissent avec des agents agrégeants tels que le collagène à la surface endothéliale
vasculaire endommagée, le fibrinogène et le facteur de von Willebrand (FvW) pour
faciliter l'adhésion PLT-PLT et PLT-cellules endothéliales. Les glycoprotéines
majeures sont : le complexe Ib-IX qui se lie principalement au FvW, et le complexe
IIb/IIIa qui se lie spécifiquement au fibrinogène (figure 1) [8].
4
Figure 1 : Schéma de la morphologie de la plaquette [8].
Les PLT contiennent des organites de stockage ou granules et on distingue: les
granules «denses» qui contiennent les nucléotides, le calcium et la sérotonine, et les α-
granules qui contiennent le fibrinogène, le FvW, le facteur de croissance dérivé des
PLT et de nombreux autres facteurs de coagulation. Suite à l'adhésion, les PLT sont
stimulées pour libérer le contenu de leurs granules, essentiel pour l'agrégation
plaquettaire [7].
5
Les PLT interviennent dans l’hémostase et principalement dans ses deux
premières étapes : l’hémostase primaire ou l’agrégation plaquettaire et la coagulation.
En plus, elles peuvent aussi amplifier une réaction inflammatoire par sécrétion de
facteur de perméabilité vasculaire, l’aptitude à promouvoir le chimiotactisme des
polynucléaires et la synthèse des prostaglandines, comme elles peuvent englober des
particules étrangères selon un mécanisme similaire à celui de la phagocytose ou
adhérer en amas autour des cellules métastasiques [9].
Grâce au complexe IIb/IIIa, les PLT activées par de nombreux complexes
antigène-anticorps peuvent fixer des immunoglobulines (Ig) spécifiques
antiparasitaires [10].
La numération plaquettaire normale pour tous les groupes d'âge est de150-
450.109/l. La thrombopénie est définie par un taux de PLT inferieur à 150.10
9/l, elle
peut être d’origine centrale ou périphérique. Les thrombopénies centrales sont dues à
une insuffisance de production des PLT et elles sont soit constitutionnelles ou
acquises.
Les thrombopénies périphériques sont dues soit à une consommation ou
destruction excessive des PLT soit à une anomalie de répartition souvent par
hyperséquestration des PLT en cas de splénomégalie ou bien par hémodilution en cas
de transfusion massive de PLT chez des patients à grand risque de saignement
(Tableau I) [11].
6
Tableau I : Mécanismes et principales étiologies des thrombopénies [12].
7
III. LES PSEUDOTHROMBOPENIES
La prise en charge d’une thrombopénie est fonction de sa sévérité, de son
mécanisme, et de son étiologie. L’évaluation du patient est guidée par le contexte
clinico-biologique dans lequel est découverte la thrombopénie et l’appréciation du
risque hémorragique immédiat. Mais, la première étape de cette prise en charge
consiste à s’assurer de la réalité de la thrombopénie et éliminer les fausses
thrombopénies [12].
1. Définition des pseudothrombopénies
La fausse thrombopénie ou pseudothrombopénie (PTP) est un phénomène
purement artéfactuel, relativement rare, de découverte souvent fortuite [13] dans
lequel le nombre de PLT rapporté par les automates est beaucoup plus faible que leur
nombre réel circulant in vivo. Elle est le résultat de la présence de PLT de taille
anormale en grand pourcentage ou de l'agglutination des PLT in vitro et donc, la
formation d’agrégats plaquettaires que les automates sont incapables de
différencier des cellules individuelles, conduisant à une numération plaquettaire
faussement diminuée [4]. Elle est responsable de 15-20 % de toutes les
"thrombopénies" inexpliquées [14-15].
La PTP doit être envisagée surtout chez des individus asymptomatiques
présentant une thrombopénie inattendue ou d’apparition nouvelle sans pétéchies ou
ecchymoses ou tendance à l'hémorragie même si aucune alarme indicative d'un artefact
n'est donnée par l'automate de numération [14,16-17].
8
2. La prévalence des pseudothrombopénies
L’incidence des PTP varie selon les études. Ainsi, selon une étude italienne
[18], la PTP représente 0,13% des numérations plaquettaires totales alors que dans une
clinique d'hématologie en Italie [19], 15% des patients avec une thrombopénie
isolée pourraient être due à une PTP et 7,5 à 15,3% dans un autre rapport [19].
Dans une autre étude faite aux Etats Unis [20], la PTP est apparue chez 2,1%
des patients traités par abciximab et chez 0,6% des patients traités par placebo. Elle a
aussi était la cause de :
32,2% de tous les cas de faible numération plaquettaire dans les deux
populations étudiées : groupe placebo et groupe traité par l'abciximab ;
et de 36,3% des cas dans le groupe traitée par l'abciximab.
L’incidence de la PTP est légèrement plus élevée chez les patients malades ou
hospitalisés que chez les patients ambulatoires [19]. Ainsi, des études hollandaises,
japonaises et italienne [21-24] ont signalé que son incidence est de 1,9% chez les
patients hospitalisés et de 0,15% à 0,9% chez les externes.
Dans les PTP on distingue :
Les PTP EDTA-dépendantes qui sont dues soit à l’agrégation plaquettaire liée
à l’EDTA, le satellitisme plaquettaire, soit à l'agrégation mixte neutrophiles-
plaquettes en présence d’EDTA.
Les PTP non EDTA-dépendantes appelées aussi PTP EDTA-indépendantes.
Selon des études italiennes [3,19], la fréquence de la PTP EDTA-dépendante
varie entre 0,03 à 1,9% de toutes les numérations effectuées. Elle représente jusqu'à
9
15 % des causes des " thrombopénies isolées " voire 17% pour les patients externes et
entre 75 à 90% des étiologies de PTP [19,25-27]. Elle se produit chez 0,2% des sujets
asymptomatiques, mais l'incidence est plus élevée chez les patients hospitalisés
jusqu’à 2,0% [4,15,22-24,28]. La prévalence de la PTP EDTA-dépendante chez les
donneurs de PLT est de 0,2% [27].
La fréquence du satellitisme plaquettaire est beaucoup plus faible que celle de
l’agglutination des PLT EDTA-dépendante (environ 1/ 30000 numérations) [29] mais
l'incidence réelle du phénomène peut être sous-estimée [4].
La PTP EDTA-dépendante est transitoire (disparition en quelques mois) ou
permanente [3,30]. Certains auteurs [4,27] pensent qu’elle peut être légèrement plus
fréquente chez les hommes et/ou chez les patients âgés. Mais généralement,
l’incidence est assez superposable entre eux [4,15].
3. Les circonstances de survenue des pseudothrombopénies
La PTP a été documentée chez les sujets sains ainsi que chez des
patients touchés par une grande variété de troubles. Dans la littérature, il y a un
désaccord entre les auteurs : certains auteurs pensent qu’il a une relation possible entre
la survenue de la PTP et certaines maladies comme les maladies autoimmunes,
inflammatoires, néoplasiques [31-32], les maladies athérosclérotiques et les maladies
du foie [21], le syndrome de Guillain-Barré [33], le syndrome Sjögren [34] ainsi que
des infections virales ou une septicémie [15] du fait que ce phénomène est plus
fréquemment observé chez les patients porteurs de ces pathologies.
Cependant, d’autres auteurs [4,15,25] rapportent qu’aucune augmentation de
l’incidence des pathologies précitées n’a été constatée chez les patients sains chez qui
une PTP était découverte, même après plus de dix ans de suivi et donc aucune
association cohérente n’a été confirmée entre les deux choses.
10
4. Les implications cliniques des pseudothrombopénies
La PTP est un phénomène souvent méconnu et ne pose pas un risque
hémorragique ou thrombotique au patient et la seule implication clinique réside dans
sa méconnaissance [4,35-36]. La connaissance de ce phénomène est très importante
parce que la PTP peut conduire au diagnostic erroné de thrombopénie et donc un
traitement inapproprié parfois disproportionné par rapport à l'anomalie en cause [25] :
une hospitalisation des patients [36-38], une transfusion inappropriée de PLT et
d'autres tests de laboratoire supplémentaires coûteux et inutiles [1,4,39] comme une
ponction médullaire et une biopsie osseuse [40-41], le traitement à long terme par des
corticoïdes et même une splénectomie [3,4,42], ou au contraire au retards dans les
procédures diagnostiques ou thérapeutiques [4]. Cependant, la conséquence la plus
fréquente est une interruption d'intervention chirurgicale de peur du risque de
saignement en préopératoire ou un report des examens invasifs par découverte d'une
thrombopénie dans le bilan préopératoire [19,43]. En outre, la présence de PTP peut
masquer une thrombopénie vraie [15].
Un problème particulier se pose lorsque les sujets avec PTP nécessitent une
intervention chirurgicale sous hypothermie, comme cela se produit dans la chirurgie
cardiaque. Cependant, on a rapporté que la chirurgie peut être réalisée sans
complication chez les patients qui subissent une chirurgie cardiaque pour un pontage
aorto-coronarien ou un remplacement valvulaire, même si la température du corps a
été abaissée à 28 ou à 30°C [44-48].
11
5. Classification des pseudothrombopénies
Les pseudothrombopénies se divisent en deux grands groupes : les
pseudothrombopénies EDTA-dépendantes et les pseudothrombopénies EDTA-
indépendantes ou non EDTA-dépendantes [3].
a) Les pseudothrombopénies EDTA-dépendantes
Ce sont les plus fréquentes. Dans ces PTP, la fausse diminution du taux des
PLT est liée à la présence de l’EDTA et ne se produit pas en présence d’autres
anticoagulants comme le citrate ou l’héparine [3,13,49]. Elles ne sont pas spécifiques
des humains car elles ont également été observées chez des animaux comme les
chevaux [50] et les chats [51].
Les PTP EDTA-dépendantes sont dues soit à :
i. L’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA
Il s’agit d’un phénomène irréversible provoqué in vitro par des anticorps
particuliers, présents dans les échantillons sanguins prélevés sur EDTA, et qui
réagissent avec les PLT pour les agréger entre elles [27,52] et puisque les automates
sont incapables d’énumérer les PLT incluses dans les agrégats ils vont donner des
résultats faussement bas et qui correspondent uniquement aux PLT libres malgré le fait
que le taux réel soit normal [28,53] (Figure 2). Ce phénomène est purement
artéfactuel et ne traduit aucune pathologie chez le sujet prélevé et n’est jamais
accompagné de signes hémorragiques [27-28,54].
12
Figure 2 : Image illustrant l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA (frottis coloré
par MGG Grossissement 1000) [4].
Mécanisme de l’agrégation
L’EDTA peut provoquer l'agglutination des PLT, directement [18,25] ou par
l’intermédiaire d’anticorps [25,55-56]. Le mécanisme conduisant à la formation des
agrégats plaquettaires est complexe et influencé par des facteurs immunologiques
(autoanticorps antiplaquettes), chimiques (anticoagulants), et physiques (température)
qui, ensemble, rendent ce phénomène possible seulement in vitro [4].
Le mécanisme le plus vraisemblable de l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA
est qu’un site antigénique normalement caché (cryptique) du complexe αIIb/βIIIa
plaquettaire est modifié ou exposé seulement en présence d’EDTA. Après, on a montré
que ce site antigénique est la protéine GPIIb qui est normalement caché mais devenant
accessible aux anticorps après la dissociation du complexe αIIb/βIIIa, sous l’effet
chélateur de l’EDTA sur les ions calcium [4,27,56-58] associé aux altérations dans la
conformation de la protéine induite par une faible température [59-60]. Ainsi, des
13
autoanticorps peuvent reconnaître ces glycoprotéines et se lier à elles et à d'autres
PLT provoquant ainsi leur agglutination [14,27-28,61-62].
Aussi, Casonato et al [31] estiment que les autoanticorps reconnaissent les
récepteurs cytoadhésives sur la glycoprotéine GPIIb/IIIa après avoir montré que cette
PTP a été presque complètement abolie après l'addition du peptide RGD. Même si la
GPIIb est l’antigène le plus fréquemment impliqué, des anticorps dirigés contre une
autre glycoprotéine de 78 kDa sur la membrane plaquettaire [63] et d’autres antigènes,
y compris les phospholipides, ont été décrits [3,27,64].
Cette probabilité est renforcée par des études de transfert [25,27-28] qui ont
montré que le plasma des patients présentant une agrégation plaquettaire liée à
l’EDTA était capable d’agréger les PLT de tous les patients sauf celles de la
thrombasthénie de Glanzmann qui est caractérisée par l’absence du complexe
glycoprotéique αIIb/βIIIa (récepteur du fibrinogène) à la surface des PLT. Aussi, la
PTP fréquemment retrouvée chez les patients sous antagonistes des récepteurs
αIIb/βIIIa constitue un appui supplémentaire indirect à cette probabilité [35].
D’autres publications [25,27-28] rapportent cependant, que d’autres protéines
que les immunoglobines pourraient être responsables de l’agrégation plaquettaire liée à
l’EDTA, et d'autres mécanismes peuvent être impliqués, comme l'interaction des
complexes immuns en circulation (Fc des Ig) avec des récepteurs plaquettaires alors
qu'une autre publication [65] a décrit un mécanisme qui implique des anticorps
antiplaquettaires IgG non-agglutinants en conjonction avec un facteur rhumatoïde IgM
réactif à froid.
Les anticorps qui interviennent dans l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA
sont des IgG (33 à 50 % des cas), des IgM (10 à 63 % des cas), ou des IgA (4 à 40 %
des cas) selon la littérature [52,66] dont la plupart se comportent comme des
agglutinines froides, montrant une activité maximale entre 4°C et 20°C et ne peut
14
pas être renversée par le réchauffement à 37°C et peut se produire à des concentrations
d’EDTA aussi faibles que 0,3 mM, et 20 fois plus faible que celle nécessaire pour
empêcher la coagulation [3-4,19]. Toutefois, dans 20% des cas, les agglutinines qui
sont réactives aussi bien à température ambiante (environ 22°C) qu’à 37°C sont
impliquées [4,25] et quand cela arrive, les IgM sont presque toujours présentes et
l’agglutination persiste même avec du sang citraté [18].
Les anticorps peuvent être transférés au fœtus à travers le placenta menant à une
PTP chez le nouveau-né [67-68]. Il s’agit soit d’autoanticorps naturels soit d’anticorps
acquis qui apparaissent après destruction des PLT lors des toxémies gravidiques, de
micro-angiopathie thrombotique, septicémie, syndromes myélodysplasiques, ou
pendant l’hospitalisation et particulièrement après une infection. Dans la majorité des
cas, ces anticorps ne sont pas seuls mais associés à des anticorps antiphospholipides
qui, selon des auteurs, pourraient eux aussi participer dans le mécanisme d’agrégation
[27,52,70].
L’agrégation des PLT apparaît rapidement, dans les minutes qui suivent le
contact du sang avec l’EDTA, et selon les cas elle atteint son maximum après quelques
minutes, ou après quelques heures avec formation d’amas de taille variable. Ces
derniers peuvent être formés de 2 à 5 PLT ou plusieurs dizaines voire plusieurs
centaines de PLT et la numération des PLT sera d’autant plus basse que les amas
seront plus importants en taille [31].
15
ii. Satellitisme des plaquettes autour des leucocytes
Le satellitisme des PLT, ou satellitose, ou rosettes leucoplaquettaires, est un
phénomène acquis in vitro particulièrement et pas seulement en présence d’EDTA. Il
est lié à l’adhésion des PLT à la membrane des polynucléaires neutrophiles (PNN)
matures ou parfois à d’autres cellules (Figure 3) [28,69,71-72].
Figure 3 : Images illustrant le satellitisme plaquettaire autour des PNN et un
monocyte (A), un PNN et un lymphocyte (B) et un basophile (C) [4].
Selon diverses études espagnoles et italiennes [73-74], les médiateurs de ce
phénomène seraient constamment des autoanticorps naturellement acquis type IgG
inactives à 37°C et/ou des IgM dont les deux pics thermiques d'activité maximale sont
à 4°C et à 22°C [3] et qui habituellement ne réagissent pas dans du sang citraté [4]. A
coté de ces autoanticorps, les récepteurs Fc gamma des PNN pourraient participer à ce
phénomène [72-73].
16
Cependant, d’autres publications [73] ont rapporté l’implication du complexe
glycoprotéique αIIb/βIIIa de la membrane des PLT, ou la présence d’autoanticorps
IgG dirigés contre un antigène cryptique commun au complexe αIIb/βIIIa des PLT et
au récepteur Fc gamma III (CD16) des PNN et possiblement démasqué à froid en
présence d’EDTA [73], ou la présence du cryofibrinogène ou de thrombospondine [75-
76]. Pour cette dernière, on a avancé un mécanisme non immunologique qui implique
aussi d'autres protéines des granules alpha des PLT, telle que la P sélectine, qui sous
l'effet d'un stimulus d'activation va être rapidement exprimée à la surface plaquettaire,
favorisant ainsi l'adhésion des PLT aux leucocytes [76].
La sélectivité du phénomène de satellitisme plaquettaire pour les PNN pourrait
être due aux caractéristiques spécifiques des FcγRIII sur ces dernières, qui expriment
seulement la forme phosphatidyl inositol liée du FcγRIII (FcγRIIIb), alors que les
cellules NK et les macrophages expriment la forme transmembranaire (FcγRIIIa) [77-
78].
Au cours du temps, le satellitisme évolue selon plusieurs aspects
morphologiques. Ainsi, en quelques heures et dès les premières minutes suivant le
prélèvement, on observe une migration progressive des PLT à un pôle du PNN
conduisant à un aspect d’amas de PLT collées à la membrane leucocytaire qui, après
quelques heures, se détachent du PNN, et le résultat final est l’obtention de PNN libres
d’une part et des amas de PLT d’autre part. Donc, en fonction du temps écoulé entre le
prélèvement et l’analyse, on observe soit la domination du satellitisme ou des agrégats
plaquettaires.
La PTP en présence du satellitisme n’est pas constante car la numération des
PLT est généralement diminuée de 50 à 100.109/L du fait de l’énumération
approximative du nombre de PLT adhérant aux PNN. Les automates dans ce cas, ne
donnent pas de message d’alerte spécifique, mais souvent on peut observer une
17
localisation anormale des PNN sur l’histogramme biparamétrique avec une taille
inhabituellement grande que l’automate annonce par un message genre «localisation
anormale des PNN et/ou la présence de granulocytes immatures (car de grande taille)»
(Figure 4). On peut aussi avoir un message annonçant la présence d’une forte activité
peroxydase avec les automates réalisant la formule leucocytaire par cytochimie (Advia
2120i, Siemens) en raison de la pollution du nuage des lymphocytes par les agrégats
plaquettaires [27-28].
Figure 4 : Histogramme illustrant le satellitisme des plaquettes autour des PNN
[28]. L’image de gauche montre un histogramme Perox de formule leucocytaire
normale. Les plaquettes adhérant aux neutrophiles provoquent une augmentation
du volume des neutrophiles et un décalage vers le haut et la droite du nuage
habituel (image de droite) (Advia 2120, Siemens).
18
Ce phénomène concerne le plus souvent les PNN, mais on peut l’observer aussi,
bien que rarement avec d’autres cellules comme les monocytes dans du sang avec
EDTA ou/et hépariné [2,54,72,78-79], les basophiles spécifiquement dans un cas de
leucémie myéloïde chronique [76,80], les éosinophiles [72], les lymphocytes ou
cellules de lymphome en impliquant ou pas une immunoglobuline (Ig) et le CD16
[2,28,71,74,81]. La cause de l’implication de ces cellules dans ce phénomène reste
inconnue [4].
Pour les monocytes, on pense qu’elles ne sont pas entourées par les PLT comme
il apparaît, mais plutôt impliquées dans une activité de phagocytose prononcée [4]. La
phagocytose des PLT par les PNN a aussi été signalé [82], après étude
microscopique optique et électronique des rosettes, mais ce n'est pas un résultat très
solide et peut être lié à un dysfonctionnement des PLT [27]. Chez un patient [82], la
phagocytose des PLT par les PNN a été associée avec un satellitisme limité laissant
penser que ce dernier constitue la première étape du processus de la phagocytose.
Bien que l’agrégation des PLT et le satellitisme des PLT autour des PNN
nécessitent la présence d'EDTA et une température ambiante pour se produire, les
deux phénomènes n'ont jamais été observés ensemble sur le même frottis sanguin,
même si les neutrophiles entourés par les PLT et à côté de petits agrégats plaquettaires
sont parfois trouvés dans les échantillons avec satellitisme plaquettaire [4].
Exceptionnellement, on a rapporté deux cas très intéressants [4,76], le premier
est celui d’une femme qui souffre d’une hypertension et qui avait le phénomène de
satellitisme plaquettaire pendant huit ans, et qui a connu un changement brusque de
forme avec apparition de l’agrégation plaquettaire et la disparition du satellitisme
plaquettaire. Le deuxième cas présentait le phénomène de satellitisme plaquettaire
dans le sang anticoagulé avec l’EDTA alors que dans celui anticoagulé avec le citrate
on observe le phénomène d’agrégation plaquettaire.
19
iii. Agrégation mixte neutrophiles-plaquettes en
présence d’EDTA
C’est un phénomène lié à la présence d’EDTA et apparaît in vitro et qui est
caractérisé par la présence de grands amas de PLT et quelques PNN. Il est
apparemment, le résultat d’un processus initié par un satellitisme classique des PLT
autour des PNN que les automates sont incapables de le détecter et produisent donc
une numération plaquettaire faussement basse soit restant dans les intervalles normales
ou bien une PTP et qui a tendance à être associée avec une leucopénie [27,83-84].
b) Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes
Ce sont des causes exceptionnelles de pseudothrombopénies [85]. Dans ce cas,
la fausse diminution de la numération plaquettaire se produit même en l’absence de
l’EDTA [4].
20
IV. LES PRINCIPALES CAUSES DES PSEUDOTHROMBOPENIES NON
EDTA-DEPENDANTES.
1) Causes liées aux erreurs à la phase préanalytique
Dans toutes les analyses biologiques, la qualité de la phase analytique
conditionne en grande partie la qualité des résultats obtenus et tout dysfonctionnement
préanalytique peut conduire à des résultats anormaux. Les erreurs préanalytiques sont
plus fréquentes que les erreurs analytiques c’est pourquoi il faut toujours veiller à la
qualité de cette phase importante.
La phase préanalytique est sous la responsabilité du biologiste, même si elle est
souvent effectuée en dehors du laboratoire (services cliniques, service de prélèvement,
prélèvements à domicile). Le biologiste doit donc être vigilant pour distinguer, lors de
la validation, les anomalies qui témoignent d'un problème au niveau de l'étape
préanalytique, et particulièrement la qualité du prélèvement, de celle qui traduisent
une vraie pathologie [86].
Les principales erreurs préanalytiques qui peuvent être la cause d’une PTP non
EDTA-dépendante ainsi que les mesures à prendre pour éviter leur apparition sont
décrites dans le tableau II :
21
Tableau II : Les principales erreurs préanalytiques causants une PTP non
EDTA-dépendante et les mesures à prendre pour les éviter [1,3-4,18,27-
28,54,59,61,69,86-102].
Erreur préanalytique Mesures correctives
Echantillons sanguins dilués par prélèvement à
proximité d’une perfusion ou sur une voie de
perfusion ou cathéter insuffisamment purgé.
Eviter de faire des prélèvements proximité d’une
perfusion ou sur une voie de perfusion.
Concentration élevée de l’anticoagulant (quel que
soit ce dernier) dans l’échantillon en cas :
ponction veineuse difficile (mauvais réseau
veineux, prélèvements répétés, veines fragiles) ;
prélèvement difficile (traumatique) comme chez
le nouveau-né (risque d’activation et donc
d’agrégation plaquettaires ou coagulation
partielle de l’échantillon favorisé par
l’hypercoagulabilité du sang du nouveau-né).
Mentionner sur la fiche de prescription d’analyse
ce genre de prélèvement et les difficultés
rencontrées au cours de l’opération pour les
prendre en compte dans l’interprétation des
résultats.
Contrôler les échantillons de ce genre, sur tube
et sur frottis, pour détecter d’éventuels agrégats
de PLT.
Eviter les prélèvements traumatiques et éliminer
les premiers millilitres de sang prélevés car ils
contiennent souvent de petites traces de débris
tissulaires qui peuvent favoriser l'activation
plaquettaire.
Les tubes doivent être remplis à 90% au
minimum.
Utiliser des tubes pédiatriques adaptés à ce
genre de prélèvement.
Retard entre le prélèvement et l’analyse : peut
modifier le volume des PLT et donc une difficulté de
l’automate à générer une courbe lissée ou à
retrouver précisément les critères habituels de
définition des PLT.
Effectuer l'analyse de l'hémogramme sur
automate et l'étalement du frottis de sang dans
un délai de moins de 3 heures après le
prélèvement conservé à température ambiante
Contrôler les échantillons sur tube et sur frottis
sanguin : recherche d’éventuels amas
plaquettaires.
Refaire le prélèvement en cas de détection
d’amas plaquettaires avec plus de précautions.
22
Retard de contact entre le sang prélevé et
l’anticoagulant : risque d’initiation la coagulation et
de formation des amas plaquettaires :
Homogénéisation du prélèvement inadéquate
ou insuffisante : mauvaise distribution de
l’anticoagulant ;
Mauvais prélèvement (écoulement goutte à
goutte dans le tube ou prélèvement à travers un
cathéter) ;
Agitation trop importante du tube.
Contrôler les échantillons sur tube et sur frottis
sanguin : recherche d’éventuels amas
plaquettaires.
Refaire le prélèvement en cas de détection
d’amas plaquettaires avec plus de précautions.
Bien réaliser le mélange sang-anticoagulant
immédiatement après le prélèvement par
retournements successifs et doux du tube (sans
agitation).
Prélèvement sous vide trop rempli : élimination du
headspace et des bulles d’air nécessaires pour
homogénéiser l’échantillon de manière adéquate.
Eviter de trop remplir les tubes.
Les résultats redeviennent normaux après
réalisation de plusieurs analyses sur le même
prélèvement (apparition d’une espace suffisante
pour une bonne homogénéisation).
Stockage de sang à 4°C pendant plus de 24 heures
si réalisation de l’analyse avec les instruments ABX.
Prélèvement trop ancien ou mal conservé : une
température ambiante excessive entraîne une
activation de l'hémostase dans le tube.
Réaliser le décompte sur automate dans les 6
heures au maximum qui suivent le prélèvement.
Pour la méthode manuelle, le frottis doit être
effectué rapidement, moins de 3 heures après le
prélèvement
contact préalable des PLT avec des surfaces
étrangères (membrane de dialyse par exemple ou
prélèvement sur tubulures).
Un comptage manuel minutieux d'un frottis
sanguin bien préparé.
En milieu obstétrical :
Dilution du sang fœtal par le liquide amniotique,
qui peut aussi activer la coagulation
Coagulation au cours du prélèvement.
Au niveau du prélèvement l'utilisation d'aiguilles
plus grosses (de 22 gauge au lieu des aiguilles
de 20 gauge) ou spécifiques (siliconées sur la
face interne permettant d'augmenter la vitesse du
flux).
Préciser avec le résultat la mention« sang fœtal»
pour en tenir compte dans l’interprétation.
Un délai d'analyse le plus court possible pour ce
type de prélèvement.
Formation d'agrégats in vitro par augmentation du
pH dans le tube au cours du temps (phénomène
d'alcalinisation du milieu).
Pour avoir un comptage exact, il faut prélever le
sang sur un tube avec un citrate spécial dit
« citrate acide » ou ABA (Acid Buffering
Anticoagulant)
Perte de PLT lors de la préparation du plasma riche
en plaquettes si le contage est fait sur ce dernier.
Refaire le contage par une autre méthode
(manuelle ou automatique) sur sang total.
23
La concentration en PLT est stable 6 jours à +4 °C mais seulement 24 heures à
température ambiante, au-delà il y a diminution de leur nombre [54].
On peut aussi examiner l’échantillon avec un bâton d'orange ‘orange stick’ pour
détecter tous petits caillots ou filaments de fibrine tout comme on peut le vérifier sur
les histogrammes de l’automate et les diagrammes de dispersion des PLT [69].
Lorsqu’il s’agit d’un prélèvement de nouveau-né, et à cause de
l'hypercoagulabilité de son sang, il existe un risque important de formation d'amas
plaquettaires et de coagulation du prélèvement c’est pourquoi il convient d'être
particulièrement vigilant lors de l'analyse de tels échantillons pour dépister ces
artefacts malgré le fait que la détection des micro-caillots en pratique est quasiment
impossible. La notion de microprélèvement doit apparaître sur le rendu du résultat,
afin d'attirer l'attention du clinicien et/ou du biologiste sur les réserves à prendre pour
interpréter l’hémogramme en particulier.
Pour améliorer la qualité de ce genre de prélèvement, on peut utiliser certaines
précautions :
masser vigoureusement le talon pour obtenir rapidement une goutte de sang ;
opérer rapidement pour transférer le sang dans le tube ;
mélanger consciencieusement l'échantillon ;
ne pas se contenter de trop faibles volumes de sang (même s'ils sont a priori
suffisants pour l'analyse) [54].
24
2) Causes liées à l’appareillage
La méthodologie d’analyse change d’un automate à un autre, mais ils
considèrent tous les cellules du sang comme des particules dont ils mesurent divers
critères physiques, comme la capacité à interrompre le passage du courant électrique,
la taille, la résistance à la traversée d’un courant de haute fréquence, ou la dispersion et
l’absorption lumineuses (tableau III) [27-28].
25
Tableau III : Principales technologies actuellement disponibles pour l’analyse
automatisée de l’hémogramme avec les automates les plus performants [27-28].
Techniques de numération
Formule leucocytaire
Siemens Advia 2120i Diffraction optique (leucocytes, PLT, GR)
Quantification des érythroblastes (calcul à
partir d’une analyse multicanaux)
Réticulocytes : nombre, volume, fraction
immature, contenu en Hb
Basophiles : lyse différentielle et diffraction
optique
Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et
lymphocytes : mesure par diffraction optique
en fonction de la taille et de l’absorption en
fonction de la réactivité de la peroxydase
Sysmex XE-2100 Variation d’impédance (GR, PLT) en première
analyse
Diffraction optique (GR, PLT) avec
fluorochrome de l’ARN : déclenchement
automatique ou à la demande
Fraction PLT immature
Leucocytes : diffraction laser (sans et avec
fluorochrome)
Quantification des érythroblastes (avec
polyméthine : diffraction et intensité de
fluorescence)
Réticulocytes : nombre, fraction immature,
contenu en Hb
Basophiles : lyse différentielle et diffraction
optique
Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et
lymphocytes : mesure par diffraction optique
aux petit et grand angles, et mesure de
fluorescence
Granulocytes immatures : détection avec un
courant alternatif à haute fréquence (Radio
Fréquence) et un courant continu à basse
fréquence (courant continu ou DC)
Horiba Pentra
Medical 120 DX
Variation d’impédance (GR, PLT)
Leucocytes : variation d’impédance et
histogramme
Lymphocytes, Monocytes, Granulocytes
(LMG)
Quantification des érythroblastes (thiazole
orange ;
diffraction et intensité de fluorescence)
Réticulocytes : nombre, fraction immature,
volume
Basophiles : impédance après lyse des autres
leucocytes
Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et
lymphocytes : mesure par impédance
électrique et transmission optique (absorption
lumineuse) après coloration par le noir
chlorazol E
Beckman - LH 785
Coulter
Variation d’impédance (GR et PLT) [pour les
PLT : calcul de log-normalité, courbe lissée]
Leucocytes : variation d’impédance et
histogramme LMG
Quantification des érythroblastes (calcul après
expansion d’échelle et modélisation des
données)
Réticulocytes : nombre, fraction immature,
volume
Basophiles, neutrophiles, éosinophiles,
monocytes et lymphocytes : mesure par
variation d’impédance, courant électrique
haute fréquence et diffraction d’un faisceau
de lumière monochromatique (volume,
conductivité, diffraction) puis analyse
multidimensionnelle et individualisation des
populations dans un espace cubique
Abbott Cell-Dyn
diagnostics Sapphire
GR et PLT : impédance et diffraction optique
en parallèle
PLT : cytofluorométrie en flux avec CD61 (à la
demande)
Leucocytes : diffraction optique
Quantification des érythroblastes (iodure de
propidium ; diffraction et intensité de
fluorescence)
Réticulocytes : nombre, fraction immature,
volume
Basophiles, neutrophiles, éosinophiles,
monocytes et lymphocytes : mesure par
diffraction optique MAPSS (Multi Angular
Polarised Scatter Separation : transmission,
diffraction à angle aigu et angle droit,
dépolarisation) ; sans colorant ou cytochimie
26
Les automates actuels analysent les échantillons sanguins avec une cadence
élevée et donnent des résultats précis et reproductibles sous réserve d'un calibrage et
d'un suivi rigoureux des instruments et avec un coefficient de variation pour la plupart
des paramètres mesurés de l'ordre de 1 à 2%. Ce niveau de reproductibilité n'est pas
réalisable pour les techniques manuelles [17,93,104].
Cependant, dans certaines conditions liées à des particularités de l’échantillon
sanguin, à une pathologie particulière du patient étudié, à des modifications induites
après le prélèvement, ou à la technologie utilisée pour la mesure, les automates sont
susceptibles d’induire des résultats erronés que le biologiste et le technicien peuvent
éviter en les connaissant très bien, et en maîtrisant le principe de fonctionnement de
son automate et ainsi, éviter de rendre des résultats erronés qui risquent d’avoir un
impact non négligeable pour le patient et sa prise en charge[27-28].
Dès le début de l’utilisation des automates en biologie médicale, les utilisateurs
ont rapporté dans la littérature des anomalies ou erreurs de mesure. Les fabricants
d’automates ont en tenu compte pour améliorer avec les années la qualité d’analyse de
leurs machines [27,98].
Maintenant, et avec les progrès de l’analyse informatique, ils proposent en plus
des résultats chiffrés fiables et précis, une visualisation au moins partielle des
particules énumérées, sous la forme d’histogrammes mono-, bi- ou
multiparamétriques ainsi que divers messages d’alerte pas toujours explicites, parfois
non spécifiques et relativement imprécis (figure 5) [4]. En parallèle, pour signaler plus
précisément certaines anomalies de mesure ou d’analyse : messages quantitatifs sur
des seuils de normalité ou de linéarité dépassés, messages analytiques et qualitatifs
signalant la difficulté de réalisation d’une analyse ou la présence possible d’éléments
anormaux ou inhabituels [28].
27
Figure 5 : images illustrant les agrégats plaquettaires sur les histogrammes des
automates [28]. A : avec l’automate XE-2100 (Sysmex), les amas apparaissent sur
l’histogramme DIFF (formule leucocytaire) sous forme d’un nuage allongé (graphe de
gauche ; flèche). Sur le graphe qui visualise une éventuelle myélémie (IMI), ces amas
forment un nuage qui prolonge le nuage des leucocytes (centre ; flèche). Sur le schéma
de droite, on remarque l’absence de retour à la base de l’histogramme des volumes
plaquettaires (flèche). B : avec l’automate Cell-Dyn Sapphire (Abbott), à côté des
populations leucocytaires normales (image de gauche), l’histogramme taille/complexité
visualise un nuage anormal (en noir, image de droite). C : avec l’automate Advia 2120
(Siemens) on observe sur l’histogramme de droite (formule Perox) un nuage de points
(en blanc), absent de l’image normale (à gauche), et qui recouvre une zone particulière
dans laquelle ces amas seront énumérés. E = éosinophiles; Ly = lymphocytes ; M =
monocytes ; N = neutrophiles.
28
Le biologiste, en connaissant comment réagit son automate face aux diverses
situations qui peuvent conduire à la validation de résultats erronés, et à l’aide de ces
améliorations (messages d’alerte et histogrammes plus ou moins développés selon les
performances de l’automate), il peut aujourd’hui mieux interpréter techniquement et
biologiquement l’hémogramme [4,69].
La maîtrise des anomalies conduisant aux PTP liées aux automates nécessite
d’abord la connaissance des différents principes de mesure. Ainsi, les automates qui
utilisent le principe de mesure par impédance, énumèrent les PLT et les globules
rouges (GR) sur le même canal de dilution et considèrent les particules de petite taille
comme des PLT et les autres particules comme des GR.
Selon les automates, les seuils identifiant les particules comptées comme des
PLT varient de 2 à 6 ou 12 fl pour le seuil inférieur (discrimination des PLT et du bruit
de fond) et de 20 à 40 fL pour le seuil supérieur (discrimination avec les GR) [28,93].
Les améliorations apportées à ce genre d’automates sont :
l’étude du profil de l’histogramme des volumes plaquettaires et production
d’une courbe lissée (améliorant la précision du décompte) si la distribution
est (Log) normale, ou/et présence d’un seuil mobile plutôt que fixe pour
discriminer PLT et GR.
des messages d’alerte si l’automate ne peut pas extrapoler une courbe
lissée ou à séparer nettement les PLT des GR.
Pour les automates qui utilisent le principe de mesure par diffraction lumineuse
(optique) : la cytométrie en flux. Les particules d’un échantillon de sang dilué sont
aspirées et cheminent individuellement dans un capillaire, traversent un faisceau
lumineux (ou laser) et vont à la fois interrompre ce faisceau et chaque interruption
correspond au passage d’une particule, ce qui permet ultérieurement d’en obtenir le
nombre, et diffracter ce faisceau lumineux. La quantité de lumière diffractée à 1, 2, 3
29
ou même 4 angles (selon les automates) est proportionnelle au volume, mais aussi
renseigne sur le contenu de la particule.
L’identification des PLT se fait sur un histogramme biparamétrique plaquettaire
(volume/indice de réfraction).
Parfois, ces deux principes (mesure par impédance et par diffraction lumineuse)
peuvent être combinés dans le même automate.
Certains automates (Abbott) réalisent la numération des PLT par technique
immunologique, en utilisant un anticorps monoclonal antiplaquettes (anti-CD61). Pour
des raisons de coût, cette méthode n’est pas utilisée en routine mais, elle est surtout
recommandée pour sa précision dans les situations de forte thrombopénie [1,28].
Malgré tout les progrès et les améliorations apportées aux automates, ils
peuvent, dans les situations suivantes, donner des résultats sous-estimés du nombre de
PLT ou PTP indépendamment de la présence de l’EDTA dans le spécimen :
-L’agrégation plaquettaire in vitro induite par divers mécanismes
(anticoagulant-dépendante et indépendante, présence d’agglutinines froides, erreurs
préanalytiques et le satellitisme plaquettaire autour des leucocytes sont les causes les
plus fréquentes des erreurs de la numération plaquettaire automatisée sans pour autant
que les automates soit responsables de l’apparition de ces phénomènes. Ces erreurs
affectent tous les automates mais de manières et de degrés variables.
Les automates énumèrent uniquement les PLT non agrégées ou libres et
négligent celles incluses dans les agrégats ce qui en résulte un taux de PLT sous-
estimé (PTP) parfois majeure, jusqu’à moins de 20.109/L, alors que la numération
réelle est normale [53].
30
Actuellement, on dispose d’automates performants qui peuvent souvent
reconnaître et signaler la présence de ces phénomènes par un ou plusieurs messages
d’alerte. En effet, dans les agrégations d’intensité modérée avec de petits amas (2-5
PLT), les automates les considèrent comme des grandes PLT et signalent un excès de
ces dernières dans l’histogramme plaquettaire et en générant, souvent, des messages
d’alerte tel que : « présence de grandes plaquettes », « plaquettes géantes » ou «
suspicion d’amas plaquettaires » ou équivalents.
Cependant, en cas d’amas plus volumineux, ces derniers ne sont pas visualisés
sur l’histogramme plaquettaire qui montre uniquement les PLT libres. Les messages
d’alerte qui peuvent être générés dans ce cas sont: « absence de courbe lissée », «
résultats bruts », « thrombopénie ».
La détection des agrégats plaquettaires est beaucoup moins possible avec les
automates qui réalisent la numération et la formule leucocytaire sur le même canal, et
qui nécessitent une observation attentive des histogrammes. Les automates les plus
simples qui ne réalisent pas de formule, même approchée, visualisent mal les agrégats.
Les automates qui réalisent la numération leucocytaire sur deux canaux
différents peuvent parfois nous compter les volumineux amas de PLT comme des
leucocytes et produire une fausse leucocytose (pseudoleucocytose) à coté de la PTP du
fait que dans le canal qui utilise un agent de lyse puissant des GR, les membranes des
leucocytes et des PLT (libres et en amas) sont détruites et la numération leucocytaire
est exacte alors que celui dans le canal destiné à la formule leucocytaire respecte les
membranes des leucocytes, des PLT et des amas de PLT. Le résultat est l’obtention de
deux mesures différentes qui sera signalé et qui doit faire suspecter la présence d’amas
plaquettaires. Parfois cette pseudoleucocytose peut masquer une vraie leucopénie
[4,12,18,27,49,54,69,105-106].
31
Concernant les agrégats plaquettaires, il est très important de garder en tête que
ceux-ci pourraient ne pas être aspiré par le système à cause de la distribution non
homogène dans l'échantillon, et qu’ils peuvent être encore dans le tube. Cela peut être
particulièrement le cas avec les agrégats volumineux. Dans ce cas le tube doit être
vérifié, et une nouvelle ponction pourrait être nécessaire [107].
-Une autre cause engendrant des erreurs de la numération plaquettaire
automatisée est la présence dans l’échantillon de PLT grandes ou géantes ou par contre
trop petites qui ne seront pas comptées par les automates car elles ne sont pas incluses
par les limites prédéfinies pour les PLT normales [107-112] (PARTIE II.3).
-L’erreur peut être aussi le résultat de l’aspiration d’un volume insuffisant
(aspiration partielle) de sang par l’automate. Ce problème est souvent vu quand le
volume de l’échantillon est trop faible [69,93].
-Le mauvais calibrage et/ou entretien des automates : les résultats erronés sont
plus susceptibles d’être signalés pour les instruments qui ont été en usage pendant une
longue période, les erreurs dans l'attribution des valeurs aux calibrants, ou blocage de
la sonde d’aspiration par exemple par un caillot de l'échantillon précédent ou nettoyage
insuffisant des circuits: tous ces événements peuvent aussi produire des PTP non
EDTA-dépendantes [69,93]. Donc, il est essentiel d’étalonner soigneusement son
automate, suivi par une évaluation fréquente de la reproductibilité par l'analyse des
échantillons avec des concentrations cellulaires connues. Ceci est une mesure de
contrôle qualité essentielle.
-Aussi, les défaillances électriques ou mécaniques, ou même les fluctuations
mineures de tension peuvent induire des erreurs marquées dans la collecte des
données[17].
32
Enfin, il ne faut pas oublier que les automates peuvent parfois être responsables
des résultats erronés de la numération plaquettaire automatique, et que le manque de
rapport de résultats erronés avec d'autres instruments ne signifie pas qu'ils ne se
produisent pas.
3) Causes liées à l’échantillon
Les plaquettes géantes ou macroplaquettes (Figure 4)
Les PLT géantes ou macroplaquettes sont des PLT dont la taille (ou le
volume) est beaucoup plus grande que celle des PLT normales qui ont servi à la
détermination des limites d’identification et à la calibration des automates (pour les
automates Beckman Coulter comme GEN S, LH 750, les particules entre 2 et
20 fL sont comptés comme PLT). Les automates considèrent que les PLT peuvent
avoir un volume atteignant 36, 40, voire même 60 fl. Mais parfois certaines PLT
présentent une taille voisine ou égale à celle des leucocytes, et donc l’automate peut
les prendre pour des GR et/ou des leucocytes et non pas pour des PLT [1,3,12,14,27-
28,87,107,109].
33
Figure 6 : Frottis sanguin coloré selon la technique de MGG. 1: PLT de taille
normale; 2: macroplaquette (taille < GR) ; 3: PLT géante (taille > GR); 4 :
GR[113].
Ainsi, la présence d’un pourcentage élevé de macroplaquettes dans le sang peut
donner une PTP lors de la numération plaquettaire automatisée, parce qu'elles
peuvent être exclues puisque leur taille est supérieure au seuil maximal de
dimensionnement [1,18,109,113]. Les auteurs rapportent que cette erreur est plus
fréquente et que sa probabilité dépend de la spécificité des paramètres utilisés pour
établir les intervalles identifiants les PLT [1,109].
Cette confusion est toujours possible malgré les améliorations considérables qui
ont été apportées afin de discriminer les grandes PLT et les autres particules. Ainsi, la
précision et l’exactitude de la numération des PLT restent diminuées dans cette
circonstance ce qui est confirmé par leur faible reproductibilité au cours des
macrothrombopénies constitutionnelles [114].
34
Les messages d’alerte que donnent certaines automates pour signaler la
présence de ces PLT géantes ne sont pas spécifiques, car ils sont parfois dus à la
présence de petits amas plaquettaires, voir même des noyaux d’érythroblastes. Ces
messages ne confirment donc pas leur présence mais, doivent amener à examiner
l’histogramme volumétrique des PLT, et vérifier si l’automate a réalisé une bonne
discrimination des PLT-GR ainsi qu’à examiner le frottis sanguin (surtout pour un
patient inconnu) pour confirmer la présence de PLT géantes et éliminer le doute sur la
présence d’autres causes qui peuvent générer les mêmes messages : petits amas
plaquettaires et noyaux d’érythroblastes [28]. La méthode de confirmation de
choix emploie un comptage manuel des PLT en utilisant la microscopie à contraste de
phase [61,115].
Ce problème avec les PLT géantes se pose moins avec la numération des PLT
par méthode optique utilisant deux dimensions de la diffusion de la lumière, car cette
méthode est parfois moins imprécise. Cependant, la méthode immunologique de
numération des PLT à l’aide d’anticorps monoclonaux et un cytomètre de flux, reste la
plus précise en cas de présence d’un nombre élevé de grandes PLT, surtout en cas de
thrombopénie vraie associée [5,27-28]. Elle est devenue la méthode de référence du
dénombrement des PLT pour l’ICSH / ISLH [113].
Les PLT géantes et/ou macroplaquettes sont observées dans des conditions
normales et dans diverses situations pathologiques résumées dans le tableau IV :
35
Tableau IV : Les principales situations pathologiques et normales accompagnées
de PLT géantes et/ou grandes et de microplaquettes [1,2,4-5,9,12,16-18,27-
28,59,69,88,92,107-109,116-121].
Plaquettes Grandes et/ou géantes Petites plaquettes
purpura thrombopénique immunologique.
Syndrome de Bernard et Soulier.
Syndrome des plaquettes grises.
Macrothrombocytopénie liée à MYH9 (Anomalie de May-
Hegglin, Syndrome de Fechtner, Syndrome d’Epstein et
Syndrome de Sebastian).
Macrothrombopénie liée à l’X avec dysérythropoïèse.
syndromes vélocardiofacial et de Di George.
Maladie de Willebrand type 2B/ Pseudo Willebrand
plaquettaire.
Thrombopénie Paris-Trousseau / syndrome de Jacobsen.
Macrothrombocytopénie familiale méditerranéenne
Le syndrome plaquettaire de Montréal.
syndromes myéloprolifératifs ou myélodysplasiques.
Lors d'une demande accrue pour les PLT les
mégacaryocytes peut également réagir en produisant des
PLT qui sont plus grandes que d'habitude.
Dysmégacaryopoïèse.
Hyperlipidémie (augmentation du pourcentage de grandes
PLT), hyperthyroïdie (MPV élevé).
Hypersplénisme, chez le prématuré (pourcentage plus élevé
de PLT de grande taille) et chez des individus sains (environ
10% des PLT).
Syndrome de Wiskott-Aldrich.
Thrombopénie liée à l’X.
Diminution de MPV a été associée à
une hypoplasie mégacaryocytaire et la
thérapie de médicaments cytotoxiques.
Syndromes myélodysplasiques.
Les PLT de petite taille
(microthrombocytes) sont vues dans
les situations d'échec de moelle
osseuse comme dans la leucémie,
anémie aplasique, et thrombopénie
familiale amégacaryocytaire.
Enfin, l’affichage d’un volume moyen plaquettaire élevé peut aider à identifier
une macrothrombopénie, mais uniquement après avoir examiné le frottis sanguin et
éliminé l’existence de petits agrégats plaquettaires [122-123].
36
Les microplaquettes (Figure 7)
Tout comme les PLT géantes, Les microplaquettes ou microthrombocytes
peuvent aussi être exclues par les compteurs de cellules automatisés par le même
mécanisme (en raison de la taille prédéfinie des particules) et produire un taux de PLT
sous-estimé voire une pseudothrombopénie si elles représentent un grand pourcentage
des PLT [5,14,110-112].
Figure 7 : Image illustrant des microplaquettes dans le syndrome de Wiskott-
Aldrich [116].
Les principales situations dans lesquelles on trouve les microplaquettes sont
résumées dans le tableau IV.
37
Le satellitisme des PLT autour des leucocytes
Dans la majorité des cas le satellitisme des PLT autour des leucocytes s’observe
dans le sang sur EDTA. Cependant, le satellitisme, a été vu parfois sur sang hépariné,
oxalaté, citraté ou encore avec un prélèvement frais au bout du doigt [34,78].
Autres causes liées à l’échantillon
Parmi les autres causes liées à l’échantillon décrites comme capables d’induire
une PTP non EDTA-dépendantes on trouve :
La maladie de von Willebrand type IIB : elle peut provoquer l’agglutination
des PLT sur un frottis et causé une PTP apparente [92, 124].
La paraprotéinémie [92] et/ou la présence d'une quantité importante et/ou
anormale de protéines plasmatiques dans les différentes paraprotéinémies
[2,17].
La lipémie [125].
L'émotion, l'effort physique, le stress peuvent entraîner l’activation
plaquettaire. En effet, le prélèvement sur un malade agité sera souvent de
mauvaise qualité et activé [90].
Hyperaggrégabilité des PLT sanguines par exemple en cas d’infarctus
cérébral chronique (apparition d’agrégats plaquettaires sur sang total
citraté) [126].
38
4) Causes liées à l’anticoagulant autre que l’EDTA
Bien que plutôt restreinte à l’EDTA, l’agrégation in vitro des PLT se produit
rarement avec d’autres anticoagulants, tels que le citrate trisodique, l’héparine, le
fluorure de sodium, oxalate, le citrate-théophylline-adénosine-dipyrodamole (CTAD),
hirudine, Acide-citrate-dextrose (ACD) et même le citrate avec plusieurs
additifs (citrate avec la théophylline, le citrate de prostaglandine, le citrate avec 10%
d'EDTA et citrate avec la kanamycine) [20-21,27,66,105,107, 127-129].
Dans cette catégorie on distingue :
a) Les autoanticorps EDTA-indépendante et réactifs à froid
i. Les agglutinines froides
L’agrégation spontanée EDTA-indépendante associée aux agglutinines froides
doit être considérée dans les situations ou les agrégats plaquettaires sont présents sur
un autre anticoagulant que l’EDTA comme le citrate et l’héparine [130]. Il s’agit aussi
d’un phénomène à mécanisme immunologique mais non imputable à I'EDTA [3].
Ce sont des autoanticorps de type agglutinine froide, apparaissant dans les
maladies autoimmunes ou dans les pathologies infectieuses notamment virales
accompagnées de manifestations autoimmunes, qui provoquent la formation d'agrégats
plaquettaires : Ce sont donc des thromboagglutinines car elles sont dirigées contre les
PLT [3,13,85].
Ce phénomène est dépendant de la température, se développe in vitro à
température ambiante ou à 4°C [55] et réversible qui disparaît à 37°C au bain-marie.
Donc, pour obtenir une numération plaquettaire précise l'échantillon doit être maintenu
à 37°C ou chauffé à 37°C [1,3,55,61, 87].
39
Une étude des agglutinines froides par cytométrie en flux [55,131-132], dans
des cas, a montré qu’elles s’agissaient d’IgM dirigées contre le complexe GP IIb/IIIa
des PLT, et dont l’activité a été inhibée par pré-incubation des PLT avec des anticorps
monoclonaux anti-CD41 (GP IIb/IIIa).
ii. Les cryoglobulines
La PTP a été décrite aussi au cours d’une gammapathie monoclonale
essentielle. La cause était la présence d’une IgM qui présente à la fois des propriétés
agglutinines froides et cryoglobuline. La survenue d’un tel phénomène est
extrêmement rare. L’IgM en question s’est révélé être un autoanticorps monoclonal
antiplaquettes EDTA-dépendant de type IgM kappa et ce phénomène ne se produit
qu’in vitro sans conséquences cliniques [133].
Cependant, et dans un autre rapport, la présence d’une cryoglobulinémie mixte
(type II) : IgM monoclonale et IgG polyclonale due à une infection à cytomégalovirus
(CMV) a produit une PTP non EDTA-dépendante par un mécanisme autoimmun.
La numération plaquettaire à température ambiante était faussement basse dans le
sang collecté sur divers anticoagulants mais normale à 37°C. Ces cryoglobulines ont
agit comme des thromboagglutinines froides (anticorps anti-PLT à froid). La
résolution de l’infection à CMV a fait disparaître ces cryoglobulines du sérum du
patient avec normalisation de la numération plaquettaire sans agglutination des
PLT[134].
40
b) Les autoanticorps EDTA- et température-indépendante :
Pseudothrombopénie citrate-dépendante
Les anticorps sont généralement actifs uniquement en présence d'EDTA, mais
dans environ 10 à 20% des cas, l'agglutination des PLT se produit également sur
citrate [4,26,66,87-88] qui a aussi un effet chélateur sur les ions calcium mais à
une degré moindre et qui a induit aussi la dissociation de la GP IIb/IIIa [60]. Ces
anticorps sont presque toujours des IgM qui ne montrent pas une dépendance à la
température et sont probablement les mêmes anticorps responsables de l’agglutination
EDTA-dépendante à 37°C [4,18,25-26,66,107,127]. Ces IgM ont été identifiées, chez
une patiente avec sclérose multiple, comme étant des IgM monoclonales de sous-type
Kappa [135].
On a rapporté aussi, que cette pseudothrombopénie EDTA- et température-
indépendante peut être médiée par des IgM contenant des complexes immuns [66].
c) L’héparine
L’héparine est déconseillée dans la numération plaquettaire, car elle produit très
rapidement une importante agglutination des PLT, majorée par une forte agitation,
donnant une fausse thrombopénie [136]. On ne connaît pas l’influence de
l’héparine sur le complexe IIb/IIIa qui doit encore être étudiée [60]. Des frottis colorés
faits à partir de ce sang ne sont pas satisfaisants [105-107,127].
On a remarqué, dans une étude canadienne [137] sur 26 patients récemment
traités par l’héparine, qu’ils présentaient une agrégation de PLT et des taux de PLT
significativement plus bas avec l’héparine par rapport à l’EDTA, et que ces agrégats
disparaissent avec augmentation des taux de PLT quand on a transféré le sang hépariné
à un tube EDTA. En se basant sur ces observations, on a suggéré que les sujets ayant
été déjà exposé à l’héparine développent un anticorps ou un facteur proagglutinant qui
41
va provoquer l’agglutination des PLT en présence d’héparine et ainsi une diminution
du taux de PLT qui peut aller jusqu’à une thrombopénie significative mais seulement
chez quelques sujets. Cette hypothèse est renforcée par l’observation d’une agrégation
spontanée dans le PRP obtenue d'un patient sous dialyse, en post-dialyse [138], puis on
a trouvé que cette agrégation est due à des anticorps induits par l'héparine et
l'agrégation spontanée observée est due à l'héparine résiduelle présente dans le
plasma de l'échantillon.
d) Le fluorure de sodium
Le fluorure de sodium (NaF) donne des agrégats plaquettaires à faible
concentration mais il peut supprimer l'agglutination à une concentration élevée [128].
e) L'hirudine
L'hirudine peut aussi induire une PTP et donc ne peut pas être recommandée
comme anticoagulant dans la différenciation des numérations plaquettaires
faussement faibles. Cependant, il peut être bénéfique dans l'identification du vrai
compte des PLT chez les patients souffrant à la fois de la PTP EDTA et citrate-
dépendante [41,129].
42
5) Causes liées à la prise de médicament
Une nouvelle cause iatrogène de la PTP a été décrite en relation avec
l'utilisation thérapeutique des médicaments spécifiquement conçus pour modifier la
fonction plaquettaire [4,139]. Ainsi, la PTP a été observée après l'administration
d'abciximab habituellement dans le sang anticoagulé avec l’EDTA [140-143] et dans
des rares cas également avec le citrate et le sang capillaire sans anticoagulant [20,144-
145]. Cette PTP peut persister pendant plusieurs jours après un traitement [143].
On a rapporté que la PTP survient dans environ 2% des patients traités par
l’abciximab [35]. Toutefois, en adoptant le critère de la numération plaquettaire à
moins de 150.109/L ou à une diminution de plus de 40% par rapport au taux initial
pour définir la thrombopénie, on a trouvé une plus grande incidence qui est de 27%
[146]. Dans une autre étude Américaine [20] 14 patients sur les 117 avec PTP, avaient
une PTP non EDTA-dépendante.
Cette PTP induite par le médicament pourrait avoir le même mécanisme
pathogénique que celle causée par les autoanticorps naturels : la fixation des fragments
Fab d'abciximab sur le récepteur GPIIb/IIIa pourrait modifier la conformation de la
molécule [147-148] et améliorer l'accès des autoanticorps (agglutinines naturelles) à
leurs antigènes [20,59]. On a aussi proposé qu'il puisse y avoir apparition
d’anticorps anti-Fab naturels qui peuvent former des ponts entre les PLT et ainsi
former une agglutination [20]. Une hypothèse alternative, concernant la fréquence
relativement élevée de la PTP comme cause du faible nombre des PLT chez les
patients recevant l'abciximab, est que l'anticorps chimérique lui-même pourrait agir
comme un anticorps agglutinant après changement de la conformation du complexe
GPIIb/IIIa induite par l’EDTA [4].
43
L’abciximab peut aussi provoquer une vraie thrombopénie, les biologistes
doivent donc être prudents pour pouvoir distinguer entre les deux et ne pas retarder le
diagnostic de celle-ci [143,149].
Dans un autre rapport [150], une PTP liée à la présence d’agglutinines froides a
été rapportée chez un patient qui souffrait d’un infarctus du myocarde, et qui était
sous Mexilétine. Les agrégats étaient présents dans le sang anticoagulé avec EDTA,
citrate et l’héparine avec une chute du taux de PLT au cours du temps. Cette chute
était plus rapide avec EDTA qu’avec le citrate et l’héparine et plus importante à
température ambiante qu’à 37°C. Cette PTP a disparu trois mois après l’arrêt du
traitement par la mexilétine. D’autre cas de PTP survenant après administration de
cette molécule ont été apportés [150-151], mais ils étaient tous EDTA-dépendantes.
Occasionnellement, on a décrit que la PTP est apparue après l'administration
d'acide valproïque [152] olanzapine [153], 1-désamino-8-D-arginine vasopressine
(DDAVP) [151], les antibiotiques [14,38], Tirofiban, Eptifibatide [154] ou
lévofloxacine [4,155] mais dans ces cas la PTP était aussi EDTA-dépendante.
Cependant, plusieurs auteurs pensent que ce phénomène n'est pas causé ni
associé à une maladie spécifique ou à l'utilisation de médicaments spécifiques et que
la présence d’anticorps dépendante de la prise d’un médicament est très peu probable
[4]. Ils argumentent cela par le fait que l’obtention d’anticorps de liaison en présence
d'EDTA ne nécessite aucun ajout de médicament [60], par la survenue de la PTP dans
plusieurs situations cliniques très dissemblables [4] et par le manque de preuves entre
l’association de PTP et l'utilisation de médicaments spécifiques [20,152].
44
6) Autres causes de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante
a) Le myélome multiple
La PTP non EDTA-dépendante a été aussi rapporté avec le myélome multiple.
Elle était indépendante de la température et observée avec le sang anticoagulé avec
l’EDTA, l'héparine et le citrate de sodium, mais pas sur les spécimens non
anticoagulés avec détection d’autoanticorps associés aux PLT contre les
glycoprotéines Ia/IIa, GP Ib/IX/A, et GP IIb/IIIa. Ces autoanticorps plaquettaires ont
disparu après traitement du myélome multiple par chimiothérapie et qui a
coïncidé avec une disparition de la PTP. Ceci suggère fortement une association
avec le myélome multiple. La survenue de la PTP chez les patients ayant une
gammapathie monoclonale a été rapporté chez d’autres patients [25,133,135,156].
b) Le nouveau-né prématuré
Dans une autre publication [36], la PTP non EDTA-dépendante a été rapportée
chez un nouveau-né prématuré qui présentait une thrombopénie sévère et prolongée en
l'absence de signes cliniques ou d’hémorragie avec apparition d’agrégats plaquettaires
dans les prélèvements sur EDTA , citrate, et sur sang frais. L’auteur pense que ce
phénomène est probablement du à une anomalie spécifique des PLT.
c) Changement de l'insulinothérapie
La PTP non EDTA-dépendante dans ce cas est apparue après deux mois de
changement de l’insulinothérapie chez un patient qui souffrait d’un diabète sucré
insulinodépendant (remplacement Humulin M 70/30 par NovoRapid FlexPen et
Lantus Optipen après 18 mois). Les agrégats plaquettaires apparaissaient dans le
prélèvement sanguin sur EDTA et sur héparine, mais pas avec le citrate ou le sang
frais rapidement analysé [157].
45
d) Cause rare
Il a été rapporté aussi un cas de PTP non EDTA-dépendante avec présence
d’agrégats plaquettaires sur EDTA, citrate et même sur prélèvement au bout du doigt
qu’on a attribué à la présence d’autoanticorps type IgM actifs à 37°C. Cependant, le
patient présentait des tendances à l’hémorragie et un temps de saignement allongé qui
étaient dus à la présence concomitante d’agrégats plaquettaires en circulation et une
dysfonction plaquettaire induite par les autoanticorps IgM [35].
46
B. CAS CLINIQUES
47
Cas N° 1
Un patient de 18 ans à été admis aux urgences pour toxi-infection alimentaire.
L’hémogramme à l’admission a donné les résultats suivants : GB = 15,3.109/l;
GR = 5,23.106/l ; Hb = 14,7 g/dl ; Hte = 45% ; VGM = 86 fl ; TCMH = 28,1pg et une
thrombopénie à 52.109/l avec la présence d’une alarme d’agrégats plaquettaires
contrôlés sur lame. Le taux de PLT contrôlé sur tube citraté est de 87.109/l avec alarme
d’agrégats plaquettaires contrôlés sur lame.
Le contrôle de ces résultats sur un deuxième prélèvement, deux jours plus tard,
a rapporté des valeurs semblables. L’analyse du prélèvement effectué sur tube EDTA
après 30 min d’incubation à 37°C a donné les valeurs suivantes : GB = 4,6.109/l ;
GR = 4,47.106/l; Hb = 12,5 g/dl ; Hte = 39,2% ; VGM = 87,6 fl ; TCMH = 28,0 pg et
un taux de PLT à 176.109/l. Le diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante a été
retenu.
Cas N°2
Une patiente de 48 ans qui avait un syndrome pseudogrippal trois semaines
auparavant, et dont l’hémogramme fait de façon systématique a montré les résultats
suivants : GB = 9,1.109/l ; GR = 3,9.10
6/l ; Hb = 11,7 g/dl; Hte = 34% ; VGM = 88 fl ;
TCMH = 30 pg et une thrombopénie à 15.109/l avec présence d’une alarme d’agrégats
plaquettaires contrôlés sur lame. Le taux de PLT contrôlé sur tube citraté est de 7.109/l
avec une alarme d’agrégats plaquettaires contrôlés sur lame.
Le même hémogramme effectué sur tube EDTA après 30 minutes d’incubation
à 37°C donne les valeurs suivantes : GB = 6,8.109/l ; Hb = 13,2 g/dl ; Hte= 39% ;
VGM = 88 fl ; TCMH = 29 pg et un taux de PLT à 120.109/l. Le diagnostic d’une PTP
non EDTA-dépendante a été retenu.
48
C. DISCUSSION
49
Entre 1970 et 2010, on a rapporté dans la littérature environ 155 cas de PTP non
EDTA-dépendante dont 81 cas dus à des autoanticorps type citrate-dépendantes
[15,20,25,35-37,41,66,83,128-129,135,144-145,158-162], 54 cas dus aux agglutinines
froides [13,41,44,55,60,130-132,134,150,154,162-170], 16 cas dus aux PLT grandes
et/ou géantes[109,117], un cas hirudine-dépendante [41], un cas lié à une erreur
préanalytique (tube trop rempli) [99], un cas lié à l’héparine [157] et un cas du au
satellitisme plaquettaire autour des PNN [78]. Les infections ont été présentes dans le
tiers des cas et le reste avec des pathologies très diverses.
Dans nos deux cas, le taux de PLT était bas avec des messages d’alarme
signalant la présence d’agrégats plaquettaires dans le sang anticoagulé à la fois avec
l’EDTA et le citrate conduisant au diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante.
L’analyse des échantillons prélevés sur EDTA après chauffage au BM pendant 30
minutes a permis d’obtenir un taux de PLT normal avec disparition des précédents
messages d’alerte. Donc l’agrégation des PLT dans ces deux cas était due à la présence
d’agglutinines froides dans les échantillons ou de cryoglobulines possédant leurs
propriétés.
La confirmation du diagnostic de la PTP nous a permis de rassurer les patients
trop inquiets et de leur expliquer qu'il s'agit d'un phénomène purement artéfactuel sans
conséquences cliniques.
Les agglutinines froides sont des autoanticorps EDTA-indépendantes et réactifs
à froid par un mécanisme immunologique [3,60] et dont l’apparition est souvent
associée à des maladies autoimmunes ou des pathologies infectieuses notamment
virales accompagnées de manifestations autoimmunes [3,13,31-32,41,60] ce qui était
le cas chez nos deux patients : notre premier patient souffrait d’une toxi-infection
alimentaire alors que le deuxième présentait un syndrome pseudogrippal. Aucune autre
maladie et/ou médication n'ont été présentes chez les deux patients.
50
La PTP non EDTA-dépendante liée aux agglutinines froides au cours d’une
infection virale à été rapportée avec le Cytomégalovirus (CMV) [134] et EpsteinBarr
virus (EBV) au cours de la mononucléose infectieuse (MNI) [13]. Il est reconnu que la
MNI comme l’infection à CMV peut s’accompagner de manifestations autoimmunes
en influençant la production des Ig ce qui peut expliquer l’apparition des agglutinines
froides au cours des infections virales [13, 134].
L’agrégation plaquettaire due aux agglutinines froides est décrite dans plusieurs
articles [1,3,55,61] comme étant un phénomène réversible, dépendant de la
température se produisant uniquement in vitro et à température ambiante et/ou à 4°C et
qu’on peut l’éviter en chauffant le tube de prélèvement à 37°C ou en le maintenant à
cette température. C’est ce qui a été observé chez nos deux cas puisque les agrégats
plaquettaires ont disparu après chauffage des prélèvements au BM à 37°C.
Le manque de moyens nous a empêché de pousser le diagnostique pour
déterminer la nature de ces agglutinines froides. Cependant, des études cytométrique
sur certains cas d’agrégats plaquettaires dus aussi aux agglutinines froides [55,131-
132], ont montré qu’il s’agissait d’IgM anti-complexe GP IIb/IIIa plaquettaire, et on
l’a confirmé par le fait que cette agglutination est inhibée après pré-incubation des
PLT avec des anticorps monoclonaux anti-CD41 (GP IIb/IIIa).
Ces deux patients présentaient aussi des taux élevés de leucocytes sur EDTA
avant chauffage par rapport à ceux obtenus après chauffage, voire une
hyperleucocytose chez notre premier cas. Il y avait aussi une légère augmentation des
taux de GR entre les deux mesures. Ceci peut être expliqué par le fait que la taille des
agrégats plaquettaires s’approche parfois de celle des GR et/ou des leucocytes et ainsi,
les automates peuvent, par erreur, les prendre pour ces derniers. L’association PTP et
hyperleucocytose a été décrite plusieurs fois [4,12,18,27,54,69,105].
51
Cependant, pour le cas N°1 la diminution du taux des leucocytes dans la
deuxième mesure peut être due, à côté de la disparition des agrégats plaquettaires, à la
guérison de l’infection après administration d’antibiotiques vue que le deuxième
hémogramme a était établi deux jours après.
Enfin, malgré l’augmentation de l’incidence de la PTP chez les patients malades
ou hospitalisés par rapport aux patients externes [19], de nombreux auteurs pensent
que la survenue de ce phénomène n'est pas liée à une maladie spécifique ou à la prise
de médicaments, en justifiant ceci par l’absence de preuves entre ces associations, et
par les contextes cliniques très dissemblables accompagnant ce phénomène et par son
observation chez des sujets sains [4,15,20,60,152].
52
D. CONDUITE A TENIR DEVANT
UNE PSEUDOTHROMBOPENIE
53
La PTP doit particulièrement être soupçonnée chez les patients sans cause de
thrombopénie : absence d’antériorité, un temps de saignement normal et l’absence de
constatations physiques ou d’antécédents médicaux, l’absence de marqueurs
autoimmuns, et un MPV normal, en présence de message d’alerte généré par
l’automate ou en présence d’un MPV élevé [15,28,54,59,128].
Pour détecter les PTP, il faut procéder comme suit :
I. Contrôler les tubes de prélèvement
Face à la première découverte d'une thrombopénie, il faut systématiquement
rechercher dans le tube un caillot dont la présence correspond à un prélèvement
partiellement ou totalement coagulé [3] ou à la survenue d’une des erreurs
préanalytiques (s’assurer de la conformité du prélèvement, la nature de
l’anticoagulant…).
II. La confection d'un frottis sanguin
Toute thrombopénie signalée par un automate impose systématiquement la
confection d'un frottis sanguin pour la recherche d'amas plaquettaires, de satellitisme
plaquettaire, de phagocytose des PLT par les leucocytes, d’agrégats mixte PNN-PLT
et/ou des PLT de taille anormale (PLT géantes, macro et microplaquettes), y compris
lors de numérations récurrentes chez des patients présentant des causes de
thrombopénie vraie [26].
Ce frottis sanguin doit être bien préparé et coloré dans les 3 à 4 heures qui
suivent le prélèvement. Une fois fixé et coloré, le frottis sanguin est parfaitement
stable dans le temps (le dégraissage favorise la conservation). Sans fixation ni
coloration, le frottis peut être congelé dans du papier aluminium pour servir à des
études cytochimiques ultérieures [54].
54
Le matériel utilisé pour la réalisation des frottis doit être absolument
propre pour éviter l'introduction des amas plaquettaires. Les lames sont nettoyées
plus efficacement par le dégraissage à l'alcool pendant 24 heures, suivi par un
séchage avec un chiffon non pelucheux et un essuyage final avec une peau de chamois.
Une autre méthode rapide possible consiste à nettoyer les lames avec de l'alcool 96%
suivie d’un essuyage [91].
L’examen du frottis sanguin consiste à regarder une goutte de sang entre lame
et lamelle, en contraste de phase (cette méthode permet aussi de voir d'éventuels amas
de fibrine). On peut également procéder à une recherche sur cellule de Malassez ou sur
frottis sanguin coloré au May-Grünwald-Giemsa [54]. Il correspond à l’étude attentive
des franges latérales et de l’extrémité du frottis car les amas de PLT très volumineux
se situent préférentiellement en queue du frottis, alors que ceux de petite taille (moins
de 10 PLT) sont souvent diffus [4,26,28,92].
En cas de présence d’agrégats sur le frottis, il est nécessaire d’estimer
approximativement le nombre de PLT pour éviter de temporiser si l’agrégation
survient dans un contexte de vraie thrombopénie [28]. Ainsi, si la numération
plaquettaire est clairement normale, le commentaire «numération plaquettaire normale
sur frottis » peut être acceptable et permet d'éviter la réalisation d’un nouveau
prélèvement [69].
55
III. Déterminer la nature de la PTP
La confirmation d'une PTP impose la réalisation d'un nouveau prélèvement en
utilisant un anticoagulant autre que l’EDTA [26]. Pour cela, on a proposé d’autres
anticoagulants alternatifs chélateurs et non chélateurs telles que le fluorure de sodium
[171] l’acide-citrate-dextrose (ACD) [172] l’héparinate de sodium [173], le citrate-
théophylline-adénosine-dipyridamole (CTAD) [54], l’héparine β-hydroxy-éthyl-
théophylline (l’ajout de plus de 7 mg de théophylline par 1 ml de sang rend la
numération plaquettaire stable jusqu'à six heures après prélèvement de sang) [127],
l’EGTA [160], l’hirudine [41], le citrate de sodium avec un pH acide (ABA) [3] et la
phénylalanine-proline-arginine chlorométhyl-cétone (PPACK) [129].
Cependant, et en plus du fait que beaucoup de ces anticoagulants peuvent
induire une PTP, ils sont tous impropres à l’analyse hématologique multiparamétrique
et ne peuvent pas être utilisés en pratique clinique de routine à l’exception du Citrate-
pyridoxalphosphate-Tris (CPT) qui a démontré son efficacité dans la prévention des
PTP tout en donnant des résultats précis en hématologie de routine, mais il n'est pas
encore largement utilisé [4, 66,174].
La démarche habituelle consiste à prélever un échantillon de sang sur citrate
trisodique (1 volume pour 9 volumes de sang) ou sur ACD, et à l’analyser dans les
deux heures qui suivent sans oublier la correction mathématique du fait de la dilution
liée au citrate liquide (dilution de 10% pour le citrate de sodium et 20% pour les ACD)
[28,95].
La détermination de la numération plaquettaire sur prélèvement hépariné est
déconseillée [28,105-106].
Dans les PTP EDTA-dépendantes, le taux de PLT se normalise avec le nouveau
prélèvement sans réapparition des agrégats plaquettaires sur le frottis.
56
Par contre, dans la PTP non EDTA-dépendante l'agrégation plaquettaire ou
rarement le satellitisme plaquettaire, continuent à se produire in vitro avec d’autres
anticoagulants.
On a rapporté que, parfois, l’agglutination a été faible ou absente dans les
premières minutes suivant le prélèvement, et donc une analyse rapide permettant
d’éviter ce piège [28]. Le principe est simple et consiste à faire la numération
plaquettaire en deux temps : immédiatement après la collecte du sang sur EDTA, et 4
heures après. Cette dernière doit être inferieur à la numération immédiate [19].
IV. Conduite à tenir devant une PTP non EDTA-dépendante
Pour les PTP EDTA-dépendantes, la réalisation d’un nouveau prélèvement
sanguin sur citrate trisodique ou ACD résout le problème et permet d’obtenir une
numération plaquettaire exacte.
Cependant, dans les PTP non EDTA-dépendantes, l’agrégation plaquettaire
persiste dans le nouveau prélèvement, ce qui impose de les rechercher aussi sur le tube
citraté ou ACD en cas de valeur basse rendue par l'automate. Dans ces cas, il est
recommandé de réanalyser l’échantillon après chauffage du tube de prélèvement à
37°C au BM pendant 30 minutes, ou de refaire le prélèvement sur un tube préchauffé à
37°C et de le maintenir à cette température jusqu’au moment de l’analyse [54].
Certains auteurs ont proposé l’emploi de mélanges spéciaux contenant diverses
molécules, notamment la théophylline et certains aminoglycosides comme la
kanamycine et la gentamicine, pour empêcher la formation d’agrégats plaquettaires
quand ces derniers surviennent avec tous les anticoagulants [23,28]. L’ajout d’un
aminoside à l'EDTA doit se faire préférentiellement avant le prélèvement, et à une
concentration de l'ordre de 10 à 20 mg pour 1 ml de sang prélevé. Sinon, l'efficacité de
ce traitement est d'autant meilleure que le délai est bref (30 minutes) [25]. Ces
57
protocoles pour désagréger les agrégats plaquettaires dans une tentative de produire un
décompte précis des PLT doit être utilisés avec prudence, et uniquement après une
validation appropriée [102].
On a proposé, dans les cas ou les échantillons sanguins ne pouvaient pas être
analysés avant une exposition prolongée à la température ambiante et qui présentaient
des agrégats à la fois avec l’EDTA et le citrate, d’effectuer une thromboélastographie :
examen consistant à étudier la coagulation du sang total ou du plasma au moyen d'un
appareil, le thromboélastographe, qui permet d'enregistrer les phases de la coagulation
et d'apprécier la qualité du caillot final. Ce test étant normal en cas de PTP, peut
refléter l'intégrité numérique et fonctionnelle des PLT circulantes [44].
Rarement, la PTP peut être EDTA- et température-indépendante avec une
agrégation des PLT qui se produit aussi à 37°C due à des anticorps type IgM. Les
techniques précitées ne permettent pas d’obtenir une numération plaquettaire exacte
mais on a rapporté qu’un comptage sur un tube contenant une combinaison de citrate
et du paraformaldéhyde a permis d’avoir un taux de PLT corrigé [66].
Enfin, si le phénomène de PTP persiste avec toutes ces mesures, seul un
comptage manuel ou immunologique peut donner la numération plaquettaire exacte.
58
V. L’obtention d’une numération plaquettaire exacte
Dans les situations où les phénomènes conduisant à une PTP non EDTA-
dépendante, ne sont pas prévenus par les mesures précitées (agrégation et/ou
satellitisme plaquettaire avec la plus part des anticoagulants ou même avec un
prélèvement capillaire au bout du doigt), présence de PLT de taille anormale (trop
grandes ou trop petites), ou une erreur préanalytique difficile à éviter (contamination
du prélèvement fœtal par le liquide amniotique ou ponction difficile chez le nouveau-
né, patient difficile à piquer au niveau d'une veine,…) un comptage manuel ou
immunologique est nécessaire pour corriger la numération plaquettaire [2].
1. Le comptage manuel des PLT
Il s’agit d’un comptage optique au microscope équipé d’un objectif à contraste
de phase sur une cellule de comptage, hémocytomètre de Malassez, après dilution à
l’aide du système Unopette® (Le sang total est dilué au 1/100 avec une solution
d'oxalate d'ammonium à 10 g/L pour hémolyser les GR) ou un système équivalent
[2,28,54]. Le mode «prédilué » sur certains automates peut constituer une autre
alternative [54].
Bien que cette méthode a été longtemps reconnue comme la méthode de
référence pour compter les PLT, elle nécessite un certain apprentissage (les PLT
apparaissant comme des éléments réfringents peuvent être confondues avec des débris
cellulaires) et reste sujette à une grande variabilité avec un coefficient de variation
situé entre 15 et 25 % ce qui en fait une technique peu reproductible [2,113,116].
Le dénombrement au microscope sur frottis coloré, après coloration au MGG
est une autre solution, mais avec une marge d’erreur plus importante [113,123].
59
2. Le comptage immunologique des PLT
Le principe repose sur une analyse cellulaire après marquage des PLT par un
anticorps spécifique (anti-GPIIb/IIIa, anti-GPIb) couplé à un fluorochrome. La
quantification des PLT s’effectue alors, en faisant un rapport entre les événements
marqués et les GR [175] ou des billes mises en quantité connue dans le tube [116]. Le
comptage immunologique des PLT par cytométrie en flux est devenu maintenant la
nouvelle méthode de référence de dénombrement des PLT pour l’ICSH / ISLH
(Conseil international pour la Standardisation en Hématologie/ International Society
for Laboratory Hematology) en raison de sa sensibilité et sa reproductibilité.
L'inconvénient de cette méthode est qu'elle est assez compliquée et pas toujours
adaptée pour les routines de laboratoire et très coûteuse [107,113,116,175].
60
Schéma général de conduite à tenir devant une pseudothrombopénie
Présence de PLT de taille anormale en pourcentage élevé
Présence d’amas ou de satellitisme plaquettaire
Numération plaquettaire sur tube citraté** ou ACD**
Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire
Diagnostic d’une PTP EDTA-
dépendante
Disparition des amas ou de satellitisme plaquettaire
Diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante
Chauffage du tube à 37°C au BM pendant 30 minutes ou prélèvement sur un tube préchauffé et maintenu à 37°C
jusqu’au moment de l’analyse
Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire
Disparition des amas ou de satellitisme
plaquettaire
Diagnostic d’agglutinine froide ou cryoglobuline à activité agglutinine froide
Numération plaquettaire sur tube citraté** avec paraformaldéhyde
Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire
Disparition des amas ou de satellitisme plaquettaire
Diagnostic de PTP EDTA- et température-indépendante à autoanticorps type IgM
Numération manuelle ou immunologique des PLT
Numération manuelle ou immunologique des PLT
Si taux de PLT normal
Diagnostic de:
-Erreurs préanalytiques (prélèvement,
stockage, délai entre prélèvement et
analyse…)
-Présence de microcaillots
-Problème liés à l’appareillage
-Autre problèmes liés à l’échantillon.
Taux de plaquettes sur EDTA <150.109/L
Confection d’un frottis sanguin
** : tenir en compte la dilution liée au citrate
liquide (dilution de 10% pour le citrate
de sodium et 20% pour les ACD).
NB : on peut éliminer la possibilité
d’apparition d’agrégats plaquettaires par
alcalinisation du milieu par prélèvement sur
citrate acide (ABA).
61
E. CONCLUSION
62
La numération plaquettaire est un élément très important dans la numération
formule sanguine (NFS), qu’on réalise souvent par méthode automatique sur sang
anticoagulé par l’EDTA à l’aide d’un automate. Ces derniers donnent dans la plupart
du temps des valeurs exactes. Cependant, dans certaines situations, ces valeurs peuvent
être faussement basses conduisant à une PTP, c’est un phénomène purement
artefactuel qui se produit uniquement in vitro, et n’entraînant aucun risque de
saignement chez le patient.
La majorité des PTP sont EDTA-dépendantes (environ 90%), tandis que celles
non EDTA-dépendantes sont rares, mais existantes. La méconnaissance de ce
phénomène peut conduire à des décisions thérapeutiques et diagnostiques inutiles et
coûteuses pouvant aller jusqu’à la splénectomie. Si les PTP EDTA-dépendant sont
maintenant bien connues et faciles à diagnostiquer, les PTP non EDTA-dépendantes,
par contre, elles sont moins étudiées et rapportées dans la littérature et souvent pas
faciles à diagnostiquer.
Ainsi, à travers ce travail, nous avons mis le point sur les différents mécanismes
conduisant à une PTP non EDTA-dépendante, proposer des mesures pour éviter la
survenue de certaines d’entre eux, et enfin proposer une conduite à tenir devant ces
PTP, d’abord pour les diagnostiquer puis, pour obtenir un taux plaquettaire exact
F. RESUMES
RESUME
Titre : Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes : à propos de 2 cas et
revue de la littérature.
Auteur :Mr.MABROUKI HOUSSAM
Mots clés : Thrombopénie, fausse thrombopénie, EDTA, agglutinines froides.
La pseudothrombopénie non EDTA-dépendante est une cause exceptionnelle
des pseudothrombopénies. C’est un phénomène purement artefactuel se produisant
uniquement in vitro et ne provoquant aucun risque de saignement. La seule implication
clinique de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante réside dans sa
méconnaissance ce qui peut conduire à des décisions thérapeutiques et diagnostiques
inutiles voire coûteuses pouvant aller jusqu’à la splénectomie, au report d’une
intervention chirurgicale de peur du risque de saignement en préopératoire ou au report
des examens invasifs par découverte de cette thrombopénie dans le bilan préopératoire.
Les situations pouvant causer une pseudothrombopénie non EDTA-dépendante
sont diverses on peut citer : les erreurs préanalytiques, erreurs liées à l’appareil de
comptage, présence dans l‘échantillon de plaquettes géantes ou au contraire de
microplaquettes, le satellitisme plaquettaires, les agglutinines froides…
Notre travail, développe les mécanismes majeurs de la pseudothrombopénie non
EDTA-dépendante illustré par nos deux patients âgés de 18 et 48 ans et qui
présentaient une pseudothrombopénie non EDTA-dépendante liée à la présence
d’agglutinines froides et qui est accompagnée d’une toxi-infection alimentaire pour le
premier cas, et durant un syndrome pseudogrippal pour le deuxième cas.
Enfin, pour mieux appréhender ce piège, nous proposons une conduite à tenir
devant un taux bas de plaquettes pour principalement diagnostiquer et classer la
pseudothrombopénie puis pour déterminer la cause de celle-ci.
SUMMARY
Title:. The EDTA-independent pseudothrombocytopenia : about 2cases and literature
review
Author: Mr.MABROUKI HOUSSAM
Key words: Thrombocytopenia, pseudothrombocytopenia, EDTA, cold agglutinins.
The EDTA-independent pseudothrombocytopenia is a uncommon cause of
pseudothrombocytopenia. It’s a purely artefactual phenomenon that occur only in vitro
and don’t causes any risk of bleeding. The only clinical implication of the EDTA-
independent pseudothrombocytopenia is its ignorance that can lead to unnecessary and
costly diagnostic and therapeutic decisions up to splenectomy, the postponement of
surgery for fear of the risk of bleeding preoperatively or postponement of invasive
tests after the discovery of thrombocytopenia in the preoperative evaluation.
Situations that can cause EDTA-independent pseudothrombocytopenia are
different like: pre-analytical errors, errors related to the counting devices, the presence
in the sample of giant platelets or contrary small platelets, platelet satellitism, cold
agglutinins...
Our work develops the major mechanisms of EDTA-independent
pseudothrombocytopenia illustrated by our two patients aged 18 and 48 years that had
a EDTA-independent pseudothrombocytopenia due to the presence of cold
agglutinins accompanied by a food poisoning in the first case, and during a flu-like
syndrome in the second case.
Finally, to better understanding this trap, we propose a course of action in the
case of low platelet count principally, to diagnose and classify the
pseudothrombocytopenia then to determine its cause.
ملخص
استعشاع و زبنت ثخظىص: EDTA ة انشتجط غش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض : العنوان
نهكتبثبد
حسام مبروكي : انكاذة
.انجبسد انهض ٬ EDTA ٬قض انظفسبد انكبرة ٬ قض انظفسبد : انكهاخ الأساسح
.انكبرة انذيىخ انظفبئر نقض بدس سجت هىEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض
.ضف خطش أي تسجت لا و انختجش ف فقط تسذث زققخ غش ظبهشح ع عجبسح اه
ف تكEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض ع انبتدخ انىزذح الإكهكخ انتبئح
زذ إنى تظم أ ك ويكهفخ ضشوسخ غش وعلاخخ تشخظخ قشاساد إنى ؤدي أ ك يب خههه٬
انقبو تستبج يعهخ اختجبساد تأخم أو اندشازخ قجم ضف ي خىفب خشاز تذخم تأخم أو انطسبل٬ استئظبل
.اندشازخ قجم انذيىي انظفبئر قض اكتشبف إثش ثدشوذ
يتعذدح هEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض إنى تؤدي أ ك انت انسبلاد
ديىخ طفبئر وخىد انسسبة٬ ثعهخ قىو انزي ثبندهبص انشتجطخ الأخطبء تسههخ٬ انقجم الأخطبء :يهب زكش
٬ ديىخ٬ انظفبئر تستم خزا٬ طغشح ديىخ طفبئر رنك ي انعكس عهى أو انذو عخ ف علاقخ
...انجبسد انهض
ىرج وعطEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر نقض انشئسخ انبد فسش هزا عهب
ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض ي ثعب انهز سخ ٨١ و ٨١ سهب جهغ زبنت
EDTAو الأونى نهسبنخ ثبنسجخ انغزائ انتسى يع ثبنتضاي ديهب ف انجبسدح الأخسبو يضبداد وخىد ثسجت
.انثبخ نهسبنخ ثبنسجخ الأفهىضا تشجه يتلاصيخ
عهى انسظىل زبنخ ف إتجبعهب أخم ي خطىاد ثبقتشاذ قب انفخ٬ نهزا أكثش فهى أخم وي انهبخ٬ ف
ثعذ تسذذ ثى انكبرة٬ انذيىخ انظفبئر قض وتظف تشخض اخم ي أسبسب انعبدي ي اقم ثعذد ديىخ طفبئر
.سججه رنك
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أن أراقب الله ف مهنتأن أراقب الله ف مهنت --
أن أبجل أساتذت الذن تعلمت على أدهم مبادئ مهنت وأعترف لهم أن أبجل أساتذت الذن تعلمت على أدهم مبادئ مهنت وأعترف لهم --
بالجمل وأبقى دوما وفا لتعالمهم.بالجمل وأبقى دوما وفا لتعالمهم.
أن أزاول مهنت بوازع من ضمري لما فه صالح الصحة العمومة، وأن أن أزاول مهنت بوازع من ضمري لما فه صالح الصحة العمومة، وأن --
لا أقصر أبدا ف مسؤولت وواجبات تجاه المرض وكرامته الإنسانة.لا أقصر أبدا ف مسؤولت وواجبات تجاه المرض وكرامته الإنسانة.
أن ألتزم أثناء ممارست للصدلة بالقوانن المعمول بها وبأدب السلوك أن ألتزم أثناء ممارست للصدلة بالقوانن المعمول بها وبأدب السلوك --
والشرف، وكذا بالاستقامة والترفع.والشرف، وكذا بالاستقامة والترفع.
عهد إلى أو الت قد أطلع علها أثناء القام عهد إلى أو الت قد أطلع علها أثناء القام أن لا أفش الأسرار الت قد تأن لا أفش الأسرار الت قد ت --
بمهام، وأن لا أوافق على استعمال معلومات لإفساد الأخلاق أو تشجع بمهام، وأن لا أوافق على استعمال معلومات لإفساد الأخلاق أو تشجع
الأعمال الإجرامة.الأعمال الإجرامة.
لأحضى بتقدر الناس إن أنا تقدت بعهودي، أو أحتقر من طرف زملائ لأحضى بتقدر الناس إن أنا تقدت بعهودي، أو أحتقر من طرف زملائ --
إن أنا لم أف بالتزامات.إن أنا لم أف بالتزامات.
""شهدشهد "والله على ما أقول"والله على ما أقول
جامعة محمد الخامس
كلية الطب والصيدلة بالرباط
95أطروحة رقم : 3122سـح :
ب المرتبط غير الكاذب الدموية الصف ائح نقصEDTA :للكتابات استعراض و حالتين بخصوص
أطشوحح
قذيد وىقشد علاح ىو :........................
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حسام مبروكيالسيد:
تسلا 2811أتشم 21انزداد ف
لـنـيـل شـهـادة الـدكـتـوراه فــي الصيدلة انجبسد انهض ٬ EDTA ٬انكبرة انذيىخ ربئانظفقض ٬ انذيىخ ربئقض انظف : انكهاخ الأساسح
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سئس يجذ تكشا : انسذ أستبر ف عهى انذو يششف عثذ انقادس تهك انسذ :
أستبر ف عهى انذو : زهح يسعىدي انسذج
أستبرح يجشصح ف عهى انذو انجىنىخ يحذ شكىس : انسذ
أستبر يجشص ف عهى انذو انجىنىخ كال دغ : انسذ
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