4 ~5¿ VARIACIONES EN LA COMPOSICION QUíMICA DE LAS

/4 ~5¿

UNIVERSIDAD COMPLUTENSEDE MADRIDFACULTAD DE FARMACIA

DEPARTAMENTODE NUTRICION Y BROMATOLOGíA II:BROMATOLOGíA

VARIACIONES EN LA COMPOSICIONQUíMICA DE

LAS BAYAS DEL CV. DE VID TEMPRANILLO

DURANTE LA MADURACION, PRODUCIDASPOREL

SISTEMA DE CONDUCCIONY EL REGIMEN HíDRICO.

TESIS DOCTORAL

M~ ASUNCION ESTEBANLAZARO

MADRID, 1995

UNIVERSIDAD COMPLUTENSEDE MADRIDFACULTAD DE FARMACIA

DEPARTAMENTO DENUTRICION YBROMATOLOGIA II:BROMATOLOGíA

VARIACIONES EN LA COMPOSICIONQUíMICA DE LAS BAYAS DEL CV.DE VID TEMPRANILLO DURANTE LA MADURACION, PRODUCIDASPOR

EL SISTEMA DE CONDUCCIONY EL REGIMENHIDRICO.

TesisDoctoral quepresentaDliii. M” AsunciónEstebanLñzaro

paraoptaral Gradode Doctor en Farmacia

DIRECTORES

Dfia. MaríaJoséVillanuevaSuárezD. JoséRamónLissarragueGarcía-Gutierrez

ProfesoresTitulares

MADRID, 1995

‘ERSIDAD COMPLUTENSE DE MADRIDFACULTAD DE FARMACIA

PAflTAMENTO DE NUTRICIOH Y BROMATOLOGIA IIBromatología

D M ESPERANZATORIJA ISASA, DIRECTORA DEL DEPARTAMENTODE

NUTRICION Y BROMATOLOGíAII: BROMATOLOGíADE LA FACULTAD DE

FARMACIA DE LA UNIVERSIDAD COMPLUTENSEDE MADRID

CERTIFICA: Que el presente trabajo titulado ‘Variaciones

en la composición química de las bayas del cv. de vid

Tempranillo durante la maduración, producidas por el sistema

de conducción y el régimen hídrico”, se ha realizado dentro

del Programa de Doctorado “Ciencia, Tecnología y Análisis de

Alimentos”, bajo la dirección conjunta de los Doctores D~ M~

José Villanueva Suárez y D. José Ramón Lissarrage García-

Gutiérrez, y constituye la memoria que presenta la licenciada

~a M~ Asunción Esteban Lázaro para optar al Grado de Doctor

en Farmacia.

Y para que conste a los efectos oportunos firmo el

presente certificado en Madrid a dieciseis de Mayo de mil

novecientos noventa y cinco.

IVERSIDAD COMPLUTENSE DE MADRIDFACULTAD DE FARMACIA

DEPARTAMENTO DE NUTRICION Y BROMATOLOGIA IIBromatología

MARIA JOSE VILLANUEVA SUAREZ Y JOSE RAMONLISSARRAGE GARCIA-

GUTIERREZ, PROFESORES TITULARES DE LOS DEPARTAMENTOSDE

NUTRICION Y BROHATOLOGIA II: BROMATOLOGíA DE LA FACULTAD flE

FARMACIA DE LA TJNIVERSIDAfl COMPLUTENSE DE MADRID, Y

PRODUCCIÓN VEGETAL: FITOTECNIA DE LA ESCUELA SUPERIOR DE

INGENIEROSAGRONOMOS DE LA UNIVERSIDAD POLITEONICA DE MADRID.

CERTIFICAN: Que el presente trabajo titulado ‘Variaciones

en la composición química de las bayas del cv. de vid

Tempranillo durante la maduración, producidas por el sistema

de conducción y el régimen hídrico’, se ha realizado bajo

nuestra dirección y constituye la memoria que presenta la

Licenciada D~ M~ Asunción Esteban Lázaro para optar al Grado

de Doctor en Farmacia.

Y para que conste a los efectos oportunos firmamos el

presente certificado en Madrid a dieciseis de Mayo de mil

novecientos noventa y cinco.

Quiero agradecer profundamente la importantísima colaboración de mis Directores de

Tesis Doctoral, la Doetora María José Villanueva Suárez y el Doctor Jose Ramón Lissarraguc

Garcia-Gutierrez por sus aportaciones y Consejos que han sido insustituibles, así como por su

orientación x’ entusiasmo, claves para la realización de esta memoria.

Agradezco al Departamento de Bromatología y Nutrición II de la Facultad de Farmacia,

en particular a la Directora Dha. Esperanza Torija Isasa, la posibilidad de haber realizado aquí

esta tesis, así como al Departamento de Producción Vegetal (E.T.S.I.A.> por su aportación cii la

parte experimental de los campos de prácticas y por la colaboración en el desarrollo de este

trabajo.

Así mismo agradezco al Servicio Nacional de Productos Agrarios (S.EN.P.A.).

especialmente al Subdirector Constantino Rivas Martínez las facilidades prestadas para la

elaboración de la presente memoria.

Agradezco al profesor Angel Luis Castellanos la paciencia que ha tenido conmigo en

relación con mis conocimientos de estadística e informática, y su ayuda en la edición y

presentación cíe este trabajo.

Por último, quisiera dar las gracias a todas aquellas personas que de un modo u otro nc

han ayudado en el desarrollo y elaboración cíe la tesis que aquí se presenta, y en especial a mí

compañero Jesús Prieto Fernández por su inestimable colaboración y su apoyo incondicional.

A mis padres

A Angel Luis

INDICE

1.- INTRODUCCION Y OBJETIVOS

1 -INTRODUCCION

2.- OBJETIVOS

II.- PARTEGENERAL

1.- BIOQUIMICA DE LOS PROCESOSEN LOS DISTINTOS ORGANOSDE

LA PLANTA

.

1 1 - GENERALIDADES

1 1 1 - LA RAíZ

1.1.2.-LAS HOJAS

1.1.3.-EL TALLO

1.1.4.-LAS BAYAS

2.- FISIOLOGIA GENERAL DEL PROCESO DE MADURACION DE LA

UVA.

2.l.-GENERALIDADES

2.2.- FACTORES OUEAFECTAN A LA FISIOLOGíA DE LA MADURACION

22 1 - RADIACION SOLAR Y TEMPERATURA

22 2- RIEGO

2.2.3.- SISTEMAS DE CONDUCCION

2.2.4.- TECNICAS DE CONTROL DE LA SUPERFICIE FOLIAR

3.- CONSTITUYENTESqUíMICOS

31.-AZUCARES

311 - GENERALIDADES

3 1 2- BIOSINTESIS Y DEGRADACION

3.1.2.1.-Vías de acumulación

3.1.2.2.-Vías de degradación

3.1.3.- EVOLUCION

3.1.4.- FACTORESQUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LOSAZUCARES 61

3,1.4.1.- Riego 61

3.1.4.2.- Radiación solar y temperatura 63

3.1.4.3.- Técnicas de control de la superficie foliar 65

3 2.- ACIDOS ORGÁNICOS Y PH 67

32.1 - GENERALIDADES 67

3.2.2.- BIOSíNTESISY DEGRADACION 73

3.2.2.1.- D(+)Tartárico 75

3.2.2.2.- L(-lMálico 79

3.2.2.3.- Cítrico 85

3.2,3,- EVOLUCION 86

3.2.4.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLLJC]ON DE LOS ACIDOS 93

ORGÁNICOS

3.24.1 -Riego 94

3.2.4.2.-Radiación solar y teinneratura 95

3.2.4.3.-Técnicas de control de la superficie foliar 99

3.3,- FRACCION MINERAL: 1<, Ca, Mg, Na 101

33 l.-GENERALIDADES 101

3 3 2.- ORiGEN Y EVOLUCION 104

3.3.3.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LA FRACCION líO

MINERAL

3.3.3.1.- Riego líO

3.3.3.2.- Radiación solar y tcm~eratura III

3.4.- FRACCION NITROGENADA 113

34.1-GENERALIDADES 113

34.2-ORIGEN Y EVOLUCION 117

3.4.3.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LA FRACCION 120

NITROGENADA

3.4.3.1.- Riego 120

3.4.3.2.-Radiación solary temneratura 121

II

3 5 - COMPUESTOSPOLIFENOLICOS 122

35.1-GENERALIDADES 122

352- BIOSINTESISY CATABOLISMO 134

353 - EVOLUCION

3.5.4.-FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LOS POLIFENOLES 148

3.5.4.1.-Riego 148

3.5.4.2.-Radiación solar y temperatura 149

3.5.4.3.-Técnicas de contro] de la superficie foliar 151

III. - PARTE EXPERIMENTAL

1.- CARACTERIZACION DEL CULTIVO EXPERIMENTAL

1. l .- CARACTERISTICAS CLIMATICÁS Y EDAFOLOGICÁS 153

1.2.- CARACTERíSTICASDEL VINEDO 159

2.- PLANTEAMIENTO EXPERIMENTAL

2. 1.- TRATAMIENTOS REALIZADOS 163

2.2.-DISEÑOESTADíSTICO 165

2.3.-MUESTREODEL MATERIAL VEGETAL 165

3.- METODOLOGíAANALíTICA

.

3.1.-PREPARACIONDE LA MUESTRA 167

3.2.-DETERMINACIONESANALíTICAS EN EL MOSTO 167

3.2.1-0BRIX 168

3.2.2.-PH 168

3.2.3.-ACIDEZ TOTAL 169

3.2.4.-CARACTERISTICAS CROMÁTICAS 170

3.2.5.-AZUCARES 171

3.2.6. - ACIDOS ORGÁNICOS 178

3.2.7.-CATIONES MAYORITARIOS 186

3.2.8.-FRACCION POLIFENOLICÁ 195

3.2.8.1.- Polifenoles totales 196

III

3.2.8.2.- Antocianos totales 197

3.2.8.3.- Taninos condensados totales 198

3,2.9.-PROLINA 204

3.3.-DETERMINACIONESANALíTICAS EN EL HOLLEJO 208

3.3.1.-PREPARACIONDEL EXTRACTO 208

3.3.2.-ANTOCIANOS 1ND]VIDUALES 209

3.3.3.-FRACCION POLIFENOLICAY CARACTERISTICASCROMATICÁS 215

IV.- RESULTADOS 217

y,- DISCUSION DE RESULTADOS

1.- EVOLUCION DE LAS VARIABLES qUíMICAS EN EL MOSTO

DURANTE EL PROCESODE MADURACION

.

1.1.- EVOLUCION DEL PESODE LAS BAYAS. 222

1.1.1.- COMPARACION DE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS: 222

REGADíOY SECANO.

1.1.2.- COMPARACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION: 226

VASO Y ESPALDERA

1.2.- EVOLUCION DELOS AZUCARES. 230


REGADíOY SECANO.

1.2.1.1 .- Evoluciónde los sólidossolubles totales 231

1.2.1.2.-Evolucióndela~1ucosa 235

1.2.1.3.- Evoluciónde la fructosa 240

1.2. 1.4.-Evoluciónde la relación ~zlucosa/fn¡ctosa 246

1.2.2.- COMPARACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION: 249

VASOY ESPALDERA.

1.2.2.1.-Evoluciónde los sólidossolubles totales 249

1.2.2.2.-Evolucióndc la alucosa 253

1.2.2.3.-Evoluciónde la fructosa 258

IV

¡ .2.2.4.- Evolución de la relación fllucosa/fructosa 262

1.3.- EVOLUCIONDELPHY DELA ACIDEZ. 265

1.3.1.- COMPARACIONDE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS: 265

REGADIOY SECANO.

l.3.l.l.-Evolución del pH 266

1.3.1.2.- Evolución de la acidez total 269

1.3.1.3.-Evolución del ácido tartárico 271

1.3.1.4.- Evolución del ácido málico 276

1 .3. 1 .5. - Evolución del ácido cítrico 282

1.3.1.6.- Evolución de la relación tartárico/málico 287

1.3. 1.7.- Evolución de la relación tartárico/suma de los tres ácidos mayoritarios 291

1.3.1.8.-Evolución de otros indices 293

1.3.1.8.1.- El indicedeWeaver 293

l.3.l.8.2.- El índice “gluco-acídico” 298

1 3 2 - COMPARACIONDE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION: 298

VASOY ESPALDERÁ.

1.3.2.!.- Evolución del nI-I 299

1.3.2.2.- Evolución de la acidez total 302

1.3.2.3.-Evolución del ácido tartárico 304

1.3.2.4.- Evolución del ácido málico 308

¡.3.2.5.- Evolución del ácido cítrico 313

1.3.2.6.- Evolución de la relación tartárico/málico 317

1.3.2.7.- Evolución cíe la relación tartárico/suma de los tres ácidos mayoritarios 320

1.3.2.8.- Evolución de otros índices 322

1.3.2.8.1.- El índicedeWcaver 322

1.3,2.8.2.-El fndice “g!uco-aeídico’ 327

1.4.- EVOLUCIONDE LA FRACCIONMINERAL: K, Ca, Mg, y Na 327

1.4.1.- COMPARACIONDE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS: 327

REGADíOY SECANO.

1.4.1.1.- Evolución del notasio 327

y

1 .4. 1.2.- Evolución del calcio

1.4.1.3.- Evolución del magnesio

[.4.1.4.-Evolución del sodio

1.4.2.- COMPARACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION:

VASO Y ESPALDERÁ.

1 .4.2. 1.- Evolución del notasio

1.4.2.2.-Evolución del calcio

1.4.2.3.- Evolución del magnesio

1.4.2.4.- Evolución del sodio

1.5.- EVOLUCIONDELA FRACCIONNITROGENADA

.

1.5.1.- COMPARACIONDE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS:

REGADíO Y SECANO

1.5.1.1.-Evolución de la urolina

1.5.2.- COMPARACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION:

VASO Y ESPALDERÁ

1.5.2.1.-Evoluciónde la í)rolina

1 6.- EVOLUCION DE LOS COMPUESTOSPOLIFENOLICOS

.

1.6.1.- COMPARACION DE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS:

REGADíO Y SECANO

1.6.1.1.-Evoluciónde la absorbancia a 520 nin y 420 nm

¡.6.1.2.- Evolución

1.6.1.3.-Evolución

1.6.1.4.- Evolución

1.6.1.5.-Evolución

COMPARACION

Y ESPALDERA

1.6.2.1.-Evolución

1.6.2.2.-Evolución

1.6.2.3.- Evolución

¡.6.2.4.-Evolución

dela intensidady tonalidadcolorante

cíe los polifenolestotales

cíe Los antocianostotales

de los taninostotales

DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION:

de la intensidad y tonalidad

de [osnolifenoles totales

de los antocianos totales

de los taninostotales

332

337

341

345

345

350

354

358

362

362

362

367

367

372

372

372

377

381

386

390

394

394

401

405

409

1.6.2.-

VASO

vI

1.7.- ESTUDIO DE LOS DISTINTOS COMPONENTESEN EL MOSTOCUANDO 413

ESTEALCANZA20 0BRIX Y EN LA FECHADE LA VENDIMIA

.

¡.7.1.- COMPARACION DE LAS DISTINTAS CONDICIONES HíDRICAS: 414

REGADíOY SECANO

1.7.1.1.- Peso de 100 bayas 420

1.7.1.2.- Glucosa. Fructosa y relación Glucosa/Fructosa 422

1.7.1,3.- Acidez total, pH. Tartárico. Málico. relación Tartárico/Málico. y otros 425

indices

1.7.1.4.- Fracción minera!: K. Ca. Mg. Na 431

1.7.1.5.- Fracción nitroaenada: Prolina 433

1.7.1.6.- Comnuestos Fenólicos 434

¡.7.2.- COMPARACIONDE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION: 437

VASOY ESPALDERA

1.7.2,1,- Peso de 100 bayas 440

I,7.2,2,-Glucosa. Fructosa y relación Glucosa/Fructosa 441

1.7.2.3.- Acidez total. DR. Tartárico. Málico. relación Tartárico/Málico. y otros 444

índices

¡.7.2.4.- Fracción mineral: K. Ca. Mp, Na 449

1.7.2.5.-Fracción nitrogenada: Prolina 451

1.7.2.6.- Compuestos Fenólicos 452

2- EVOLUCION DE LAS VARIABLES QUíMICAS EN LOS HOLLEJOSDE

UVASDURANTEEL PROCESODE MADURACION

.

2.!.- EVOLUCIONDELOSCOMPUESTOSPOL!FENOLICOS, 455


REGADíOY SECANO.

2.1.1.1.-Evolución de la absorbancia a 520 nm y 420 nm 456

2.1.1.2.- Evolución de la intensidad y tonalidad colorante 460

2.1.1.3.- Evolución de los polifenoíes totales 463

2.1 . 1.4.- Evolución de los antocianos totales 466

2.1.1.5.-Evolución de los taninos totales 471

VII

2.1.1.6.-Evolución de la delfinidina y cianidina 474

2.1.1.7.- Evolución de la petunidina 479

2.1. 1.8.- Evolución de la peonidina y nialvidina 482

2.1.2.- COMPARACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCiON: 488

VASO Y ESPALDERA.

2.1.2.1.-Evolucióndelaintensidady tonalidad colorante 488

2.1.2.2.-Evolucióndelos polifenolestotales 493

2.1.2.3.-Evoluciónde los antocianostotales 497

2.1.2.4.-Evolución<le los taninos totales 500

2.1.2.5.-Evoluciónde la delfinidina y cianidina 502

2.1.2.6.-Evoluciónde la petunidina 506

2.1.2.7.-Evoluciónde la peonidina y malvidina 509

2.2.-ESTUDIO DE LOS DISTINTOSCOMPONENTESEN EL HOLLEJO CUÁNDO 513

EL MOSTO ALCANZA 20 0BRIX Y EN LA FECHA DE LA VENDIMIA

.


REGADíO Y SECANO

2.2.1.1.- CompuestosFenólicos 513

2.2.2.- COMPÁRACION DE LOS DISTINTOS SISTEMAS DE CONDUCCION: 521

VASO Y ESPALDERA

2.2.2.1.-Compuestos Fejiólicos 521

3.- RELACION ENTREDISTINTOSPARÁMETROS

3.1.-ANÁLISIS DE REGRESION 525

3.1.l.-PESO-”BRIX 525

3.1.2.-PH-0BRiX 527

3.1.3.-ACIDEZ-’BRIX 527

3.1.4.-PH-ACIDEZ 530

3.1.5.-0BRIXGLUCOSA+FRUCTOSA 530

3.1.6.-ACIDEZTOTAL-TARTARICO-l-MÁLiCO 533

3 1 7.- PROLI’NA-0BRIX 533

3.1.8.-ANTOCIANOS TOTALES-0BRIX 536

VIII

VI. - CONCLUSIONES

VII.- BIBLIOGRAFíA

539

547

Ix

1. INTRODUCCION Y OBJETIVOS

Introducción y Objetivos 1

L- INTRODLJCCION

La viticultura representa en tomo al 7% de la superficie dc tierras cultivadas en España.

dando como resultado la producción de uva para mesa y para vinificación, productos ambos cuyo

arraigo en nuestro consumo y su importancia en nuestra economía son sobradamente conocidos.

España es el primer país del mundo en cuanto a superficie destinada a viñedo de

vinificación, así en el último Anuario de Estadística Agraria del Ministerio de Agricultura Pesca

y Alimentación publicado en Noviembre de 1994 se recoge para España una superficie de

1.317.214 ha de viñedo dedicado a uva para transformación, Sin embargo en cuanto a producción

y rendimiento, ocupa un puesto alejado de los primeros, pues mientras la media en la Unión

Europea es de alrededor de 7.000 Kg/ha, en España es de unos 4.000 Kg/ha. Estos hechos han

obedecido a una serie de causas entre las que destacan:

-la mayoría del viñedo en España ocupa zonas dc producción de clima semiárido o árido.

de muy escasa precipitación que provoca importantísimos déflcits hídricos, y en las zonas de

producción de uva, el cultivo se desarrolla durante la primavera y el verano coincidiendo cuando

las lluvias son más escasas,

-en muchas de las zonas vitícolas los viñedos ocupan terrenos marginales de suelos poco

profundos y de reducida fertilidad,

-una gran parte de nuestro viñedo tiene además escaso desarrollo tecnológico, debido a

que con la marginalidad edafoclimática resulta estéril la aplicación de recursos que no verían

mejoras reflejadas económicamente,

-el cultivo de la vid en España puede calificarse de tradicional, poco mecanizado y con un

gran empleo de mano de obra.

En cuanto a las consideraciones sobre la forma de cultivo se observa que el viñedo de

vinificación se encuentra en su mayor parte desarrollado en condiciones de secano, pues tan solo

hay 37.465 ha en regadío. Ello es debido en gran parte a la prohibición del riego que está

regulado por el Estatuto de la Viña, el Vino y los Alcoholes (Ley 25/1970), y por otro lado a que

gran parte de la superficie carece de posibilidades de riego, además de la consideración

ampliamente asumida y no justificada de que la producción de buenos vinos se ve favorecida por

la maduración de las uvas en condiciones de sequía.

2 Introducción

En las citadas condiciones, el cultivo de Ja uva de vinificación se realiza con sistemas de

formación y poda en “vaso”, consistente en cepas que se caracterizan por la presencia de un

tronco bajo que ramifica en brazos de reducido tamaño y en los que se practica una poda corta de

los sarmientos en pulgares de una o dos yemas, con medías de cuatro a seis pulgares por cepa. En

dichas cepas se desarrollan los pámpanos con los racimos en forma libre con portes globosos,

medios o rastreros. La maduración de la reducida cosecha se produce con poca superficie foliar y

en condiciones de alta insolación, siendo frecuentes los fenómenos de sobremaduracion.

La uva de vinificación producida en gran parte del viñedo y que responde a la descripción

anterior se caracteriza en muchos casos, y a grandes rasgos, por: altas concentraciones de azúcar,

baja acidez, alta concentración de polifenoles y reducido potencial aromático.

Esta situación, al menos parcialmente> ha evolucionado en algunas zonas de producción

en las que se han observado algunos cambios en el viñedo, impulsados por la necesidad de

obtener una producción de uva más rentable, En esos cambios se han perseguido objetivos como:

la reducción de los costes de producción con disminución dcl empleo directo de mano de obra y

aumentando el grado de mecanización del cultivo, el incremento de los rendimientos de la

producción de uva por hectárea, y de forma muy particular, el tratar de producir uva de mejor

calidad mejorando así los horizontes comerciales de los vinos. En este sentido cabe destacar los

siguientes cambios:

-Reducción dc la superficie de cultivo de uva, en gran parte impulsado por la U.E., que

está afectando como es lógico a las zonas marginales menos rentables.

-Desplazamiento del cultivo de vid para transformación en vino a terrenos más fértiles,

profundos y con mayor disponibilidadhídrica.

-Intensificación de] cultivo, en particular un mayor grado de mecanización, gracias a la

modificación de la geometría clásica de las cepas que pasa en muchas explotaciones de cultivarse

en vasos (con la vegetación más o menos globosa a todo viento) a la forma de espalderas

<geometrías más o menos paralelepipédicas). Este hecho se verá lógicamente acentuado también

en Espafia debido a la necesidad de conducir así las cepas para realizar una vendimia más

mecanizada,

-Por último y aunque todavía es poco significativo algunos viticultores se han planteado,

pese a la prohibición por el Estatuto de la Viña, el Vino y los Alcoholes (Ley 25/1970), el riego

del viñedo para paliar e] déficit hídrico de sus viñedos.


Los cambios de la forma de cultivo, como los citados anteriormente, está ampliamente

comprobado que modifican la cantidad de uva de las cepas, dando lugar a relaciones diferentes

entre la cantidad de hojas y la cantidad de frutos, además de ser diferentes las condiciones

microclimáticas en que las uvas crecen y maduran.

En otro orden. es importante considerar, que es posible que este cambio de cultivo.

origine cambios en la composición de las bayas y por tanto de los mostos, que serán de

trascendencia diferente según afecten a zonas de producción de vinos corrientes o a zonas de

producción de vinos de calidad, como es el caso de las zonas de producción de vinos tintos de

calidad obtenidos con la variedad de vid Tempranillo.

Desde el punto de vista enológico, en especial en zonas de producción de vinos de

calidad, cabe hacerse varias preguntas:

-¿ Modificará la composición de los mostos el cambio de la forma de producción

mediante un determinado sistema de conducción y la poda o del riego?

-¿ Es posible, en caso de producirse estos cambios, que se destipifiquen los vinos

resultantes de dichos mostos, cambiando así su personalidad ?

-¿ De producirse estos cambios se mejorarán o empeorarán los mostos y en consecuencia

los vinos?

-¿ De producirse un cambio absolutamente equilibrado es posible incrementar los

rendimientos sin afectar negativamente a la composición del mosto?


2.- OBJETIVOS

Dentro de la viticultura española se observa, como ya se ha expuesto en la introducción.

dos cambios importantes respecto a las formas tradicionales de cultivo:

-Reducción del déficit de agua de los viñedos, bien por desplazamiento de las zonas

cultivadas hacia suelos con mayor disponibilidad hídrica o bien mediante aplicación de riego.

-Disminución relativa de la superficie de viñedo cultivada tradicionalmente en vaso

(forma libre con vegetación no dirigida en todas las direcciones) y aumento relativo de la

superficie de viñedo en espaldera (sitema de conducción apoyado mediante una estructura de

postes y alambres, que da lugar a una distribución de la vegetación en un seto vertical a la

superficie del suelo). Este sistema se ha incrementado para posibilitar un mayor grado de

mecanización del cultivo y en particular permitir la realización de la vendimia mecánica.

Ante esta situación se han planificado dos experimentos:

A) Influencia del réizimen hídrico: comparación entre el cultivo del viñedo con déficit de

agua (secano) y con adecuada disponibilidad de agua (en regadío).

13) Influencia del sistema dc conducción: comparación entre el cultivo del viñedo con

sistema de conducción y de poda en vaso frente al de espaldera.

En dichos experimentos y para los componentes más significativos de las bayas, que tras

la vinificación darán las características químicas y sensoriales que tipificarán los vinos como son

los azúcares, ácidos orgánicos, cationes, polifenoles y sustancias nitrogenadas, se pretenden

alcanzar los siguientes objetivos:

1.- Cuantificar, periódicamente, durante las distintas fases de crecimiento y maduración

de las bayas, la evolución de una forma global de las ftacciones de los distintos componentes.

2.- Determinar, durante dicha evolución, la cantidad de cada uno dc los principales

componentes dc forma individualizada. Por ejemplo, dentro de la acidez tota! se cuantifican los

tres ácidos mayoritarios: el tartárico, el málico y cl cítrico.

3.- Conocer las concentraciones de los distintos componentes en el momento de la

vendimia, suponiendo que ésta se realice en condiciones industriales.

4.- Conocer las concentraciones de los distintos componentes para un estado de

maduración de referencia (20 0Brix).

1ji

6 Objetivos

5.-Determinar la influencia de las diferentes fases de evolución en los valores alcanzados

en la maduración.

6.- Evaluar el grado de influencia que las condiciones anuales, tanto ambientales como

del propio viñedo, ejercen en la composición final de! mosto.

7.- Estudiar las posibles relaciones que se establecen entre los distintos componentes a lo

largo de las fases dc crecimiento y maduración de las bayas, diferenciando las que resulten de

tipo causal o las de tipo casual si bien estas últimas son características permanentes en el proceso

de la evolución.

8.- Estudiar el efecto de los cambios de capacidad productiva del viñedo, generadas por

las condiciones experimentales sobre la composición de las bayas y de los mostos.

9.- Evaluar en conjunto las consecuencias positivas y negativas que conlíeva el cambio dc

cultivo en condiciones de secano con fuerte déficit de agua a regadío con una disponibilidad

hídrica adecuada.

10.- Evaluar en conjunto las consecuencias positivas y negativas que conlieva el cambio

de la forma de conducción y poda de vaso a espaldera en la composición del mosto.

En resumen, se pretende verificar la hipótesis de que los cambios en la disponibilidad de

agua en el viñedo y los cambios en la forma de poda del mismo, cuando éstos son adecuadamente

equilibrados en sus niveles de producción y de desarrollo vegetativo, no afectan negativamente a

la evolución de la concentración de los principales componentes del mosto y por tanto a la

composición final de éste, sino por el contrario se pueden conseguir concentraciones semejantes o

incluso en algunos componentes se pueden esperar concentraciones que pueden califlearse como

de una mejora en el equilibrio y en la calidad.

II. PARTE GENERAL

.7Parte General

1.- BIOOUIMICA DE LOS PROCESOS OUE OCURREN EN LOS DISTINTOS

ORGANOS DE LA PLANTA

.

1.1,-GENERALIDADES

.

Cuanto mejor se conozcan los mecanismos quimicos que se desarrollan en los distintos

órganos de la viña más fácil es tener un conocimiento de la uva y por consiguiente del vino

resultante. Así la bioquímica de la viña constituye un vinculo entre la anipelología. ciencia de la

viña, y la enología, ciencia del vino. La bioquímica es cada vez más necesaria en el estudio de

diversos problemas de la fisiología de la viña como:

-fenómenos dc absorción de agua y sustancias minerales del suelo según las necesidades

hídricas:

-síntesis de los constituyentes en los diferentes órganos;

-evolución de los constituyentes en función del proceso de maduración así como de los

factores climáticos y culturales;

-intervención de los microorganismos en la superficie de las uvas (hongos y bacterias)

que ocasionan diversas modificaciones.

Entre los trabajos más importantes que llevaron a un mejor conocimiento del

metabolismo de estos procesos (tanto de síntesis como de degradación) destacan los dc Ribéreau-

Gayon (1966) con el empleo de radioisótopos.

La vid pertenece a la familia de las Vuáceas,que comprende un miliar de especies. Las

plantas de esta familia son lianas o arbustos de tallo herbáceo o sarmentoso, presentando

zarcillos o inflorescencias que están opuestos a las hojas. La familia comprende 14 géneros entre

los que se incluye el Vitís, originario de las zonas templadas del hemisferio norte <Amenca.

Europa y Asia). Dentro de este género, al que pertenecen las vides cultivadas, se encuentran dos

subgéneros: Euvifls y Muscadinia. El subgénero EuvirLv comprende unas treinta especies que se

encuentran distribuidas en América del Norte, en Asia Oriental, y en Europa y Asia Occidental.

En Europa y Asia Occidental sólo existe una especie V vir4fera que presenta buenas cualidades

para la producción de vino, uva de mesa y uvas pasas. Esta especie comprende millares de

variedades que son el resultado de cruzamientos naturales; la selección natural se encarga de

eliminar a los individuos inadaptados al medio y la selección humana se encarga de coger las

8 Bioquímica

variedades que mejor se ajustan a sus necesidades, Las vides cultivadas tienen flores

hermaftoditas (y a veces femeninas), mientras que las silvestres son dioicas, es decir, coexisten

plantas con flores femeninas y píantas con flores masculinas. Esta especie cultivada se multiplica

por vía vegetativa aunque es sensible a las enfermedades criptogámicas y a la filoxera.

La vid, como toda planta, desarrolla un sistema radicular y una parte aérea. Las raíces

colonizan el suelo y subsuelo a lo largo de su vida y la parte aérea lo constituyen un tronco que se

divide en brazos portadores de la madera de poda denominados sarmientos, y son los que llevan

las yemas que originarán tallos foliados, fructíferos o no. Se estudian los distintos mecanismos

bioquímicos que ocurren en los órganos de la vid según sus funciones fisiológicas más

importantes y la relación entre ellos (Figura 1,2, 5).

Las distintas funciones fisiológicas de los órganos de la vid se obtienen de referencias de

distintos autores como Reynier (1989), Ribéreau-Gayon <1966), Mutlins y col. (1992). Winkler y

col. <1974). Carbonneau y col. (1978).

1.1.1.- LA RAIL

La raíz es la parte subterránea de la planta que asegura el anclaje al suelo y presenta una

serie de funciones principales como son la absorción del agua y de elementos minerales para su

conducción a las partes aéreas, ya que son constituyentes necesarios de todas las células de la

cepa> el almacenamiento de sustancias elaboradas por las hojas y los ftutos jóvenes (sustancias de

reserva) y una función de expulsión de los desechos de la respiración y de la absorcion.

Por tanto las raíces acumulan y metabolizan una parte de las sustancias que absorben,

mientras que e! resto de las sustancias absorbidas y los productos formados se transportan hacia

los órganos aéreos <Figura 1).

*Absorción

Este fenómeno es fundamental para las plantas y se realiza a través de los pelos

absorbentes y las células epidérmicas de la raíz. Los procesos de absorción de los elementos

minerales y del agua se pueden realizar de un modo pasivo por los mecanismos de ósmosis

gracias a una simple difusión (cada uno de esos componentes se desplaza de un medio más

concentrado a otro de menor concentración), o de un modo activo <en contra-corriente) que es el

más ftecuente, y así los pelos absorbentes que están más concentrados que el medio exterior y

9Parte General

cargados siempre negativamente, bombean cl agua y las iones dcl exterior al interior uiilizanclo la

energía liberada de los procesos respiratorios realizados a partir de la combustión de los

metabolitos (azúcares principalmente). Esta fase activa depende de la temperatura <óptima a

300C. ya que el frío disminuye los fenómenos de absorción), dc la tensión dc oxigeno <los suelos

que no están convenientemente aireados dificultan la absorción de minerales) ~ de las reservas

orgánicas.

La entrada de esos elementos por difusión no es lineal, ya que la velocidad de absorción

disminuye a medida que se va alcanzando el equilibrio, mientras que la absorción activa si lo es.

Además la absorción activa es selectiva> es decir, la simple presencia de un ion disuelto en

elevadas concentraciones en el suelo no implica una rápida absorción por los pelos absorbentes,

sino que selecciona el elemento que es absorbido.

La absorción de elementos minerales está condicionada a la velocidad de absorción del

agua. ya que los minerales van a ir disueltos en ella, si bien los que so encuentren insolubilizados

necesitan una previa dilución mediante excreciones ácidas por parte de la planta.

El mecanismo de absorción está condicionado en parte por la transpiración de la planta.

debido a que las células de las hojas al perder agua, provocan una concentración cíe las sustancias

de la savia, favoreciendo así la absorción de agua por parte dc las raíces. También hay que tener

en cuenta que en ese momento los pelos absorbentes no están eompletaincnte turgentes y se

favorece el paso de agua hacia la raíz,

*Conducción

La savia bruta está compuesta de agua, de iones minerales, de nitrógeno. de compuestos

orgánicos (azúcares, sustancias de crecimiento, ácidos orgánicos) en cantidad variable según los

períodos del año, las condiciones de absorción y las necesidades de la parte aérea. Esta savia sc

distribuye al conjunto de los órganos y en panicular a las hojas y a los frutos.

La savia bruta circula bajo presión en los vasos, fenómeno que se constata por el vertido

de savia <lloros) por las heridas dc poda en primavera. Este movimiento de savia se atcnúa a lo

largo de la primavera, adaptándose progresivamente a la aspiración ejercida a nivel de las hojas

por la transpiración.

La velocidad de conducción depende por tanto del flujo do agua que atraviesa la planta

desde la solución del suelo hasta su expulsión por los estomas. Eso flujo depende de la reserva de

agua útil del suelo por una parte, y de la intensidad de la transpiración por otra.

‘o Bioquímica

*Almacen~iento

El sistema radicular sirve para acumular diversos compuestos sintetizados por la parte

aérea de la planta, esencialmente azúcares en fonna de almidón, Esta reserva amilácea por una

parte. sirve para producir, por medio de la respiración> la energía necesaria para las funciones

propias de la raíz, y por otra parte. juega un papel regulador en la alimentación carbonada de la

planta entera. Los azúcares formados en la fotosíntesis se reparten entre los frutos y las partes

vivaces (sarmientos, brazos, tronco y raíces), donde son almacenados y pueden ser reutilizados a

lo largo de la maduración a nivel de los fritos, principalmente cuando la producción de azúcares

por fotosíntesis sea insuficiente. Pero sobre todo tienen un papel regulador a lo largo del año

siguiente durante el crecimiento y desarrollo de los ramos, de las raíces y de los frutos. Foumioux

y Bessis <1984) han mostrado que el crecimiento de los pámpanos de una cepa totalmente

defoliada se realiza merced a la movilización de reservas glucídicas.

Figura 1.- Funciones de las raíces: absorción del agua y de los elementos minerales, conducción.almacenamiento de reservas, metabolismo (Reynier, 1989).

*Metabolismo

La energía necesaria para mantener la vida de las células de la raíz se obtiene por la

respiración. Los azúcares de reserva suften una serie de descarboxilaciones oxidativas con

1<’

SuELo;ca AGW¶>-rMg ABSORCION

NO~

CONDUCCION

7Ac. cíTRico

Parte General 11

liberación de energía que sirve para el transporte activo de las moléculas en el curso de la

absorción, para la conducción de la savia bruta y para la biosíntesis de sustancias

Las reservas de almidón acumuladas en las ralees se utilizan para la respiración, para la

síntesis de ácidos orgánicos como el cítrico> y de citoquininas. El ácido cítrico va a sufrir una

oxidación progresiva en ácido málico durante su migración desde las raíces a las hojas, cl ácido

tartárico también está presente en las raíces en cantidad apreciable, si bien no parece formarse en

este órgano sino procedente de una migración de las partes aéreas, fundamentalmente de las

bayas. El cítrico juega un papel en el transpone de cationes, aminoácidos, sustancias dc

crecimiento (auxinas y citoquininas). Estos metabolitos son utilizados en la raíz o en otros

órganos a donde son transportados, así de las citoquininas formadas una gran parte migra hacia

los pámpanos. favoreciendo el crecimiento y la iniciación floral.

1.1.2.- LAS HOJAS

Las hojas tienen una gran influencia en la composición de las uvas, por eso deben ser

manejadas de tal modo que se aproveche todo su potencial. Las hojas aparecen sobre los ramos

desde el desborre y su número aumenta hasta la parada del crecimiento. Juegan un papel

fisiológico importante y poseen desde el punto de vista ampelográfico caracteres propios a cada

especie y variedad.

Las primeras hojas que aparecen, y que están situadas en la base del ramo, se han

iniciado en la yema latente del ciclo vegetativo precedente. La hoja está constituida por un peciolo

que une el limbo al ramo, este peciolo es un eje rectilíneo por el cual pasan los haces libero-

leñosos que unen la hoja a la red general de conducción del pámpano o del sarmiento.

Entre las funciones de las hojas destacan la producción de moléculas orgánicas por

fotosíntesis, la respiración y la transpiración <Figura 2).

*Transpiración

Este proceso consiste en una difUsión de vapor de agua a través de los estomas o en

menor grado por la cutícula, y está provocada por una diferencia de presión entre la cavidad

subestomática <donde el aire está saturado en agua) y el aire en la proximidad de la hoja <Figura

3).

12 Bioquímica

No todo el agua del suelo es absorbida y posteriormente transpirada por las hojas sino

que una parte también se evapora del suelo por las altas temperaturas; se designa por

evapotranspiración a la cantidad total de agua evaporada, tanto por el suelo como por los

vegetales presentes en él.

1~

Figura 2.- Funciones de la hoja: transpiración, fotosíntesis> respiración (RESP), biosíntesis. t~

Savia bruta y trayecto del agua. -4 Savia elaborada y trayecto de los metabolitos (Reynier.1989).

La intensidad de la transpiración depende de los factores que influyen en la apertura de

los estomas que pueden ser tanto externos (la luz, la temperatura, la alimentación en agua y la

humedad del aire) como intemos <número y superficie de hojas, número y disposición de los

estomas).

Los estomas están generalmente abiertos durante el día a la luz, y cerrados por la noche,

siempre que los otros factores no sean liniitantes como es el caso de las bajas temperaturas> los

suelos con estrés hídrico o la falta de humedad en el aire. La apertura de los estomas permite la

difusión de vapor de agua. la absorción de CO2 y el desprendimiento de oxígeno, así como los

intercambios gaseosos indispensables para la fotosíntesis.

C TARTARICOSACAROSA

NI

~2

CONDUCCION

AZUCARES

a

AMiflOAcIDOS

ca, o, TRANSPIRACION

13

CUTICU LA

Parte General

A nivel de la planta entera, la transpiración no tiene la misma intensidad en función de la

edad de las hojas y dcl microclima inducido por su posición en la masa foliar, así las plantas

vigorosas tienen una superficie foliar y una transpiración más importante que las vides débiles. El

exceso de transpiración modifica el ¡nicroclima en la proximidad de las hojas y de los racimos y

favorece el desarrollo de enfermedades criptogámicas.

EPIDERMIS SUPERIOR

E

ESTOMA EPIDERMIS I?.~FERIOR

Figura 3.- Anatomía de la hoja. Tejido de empalizada (E>, tejido lagunar (L> (Reynier, 1989).

*Fotosíntesis

Es el proceso por el que la vid fabrica su propia materia orgánica utilizando agua, sales

minerales. dióxido de carbono y la energía luminosa. Es un conjunto de procesos por los que la

energía luminosa se convierte en energía química potencial almacenada en las moléculas

formadas de azúcares. Este proceso se realiza únicamente en células clorofilicas.

La naturaleza bioquímica de la fotosíntesis> se produce en dos fases <luminosa y oscura).

y queda simplificada en la reacción:

fétosintesisn CO2 + 2n H20 + luz glucosa (CH2O)5+ n 02

Fase luminosa o fotocuimica. La energía luminosa se transforma en energía química

almacenada en las formas de ATP (Adenosín Trifosfato) y NADPH2. Las moléculas dc clorofila

dentro de los cloroplastos capturan la energía y la transfieren a centros de reacciones

fotoquímicas conocidos como fotosistemas <1 y II), los pigmentos carotenoides (carotenos y

xantófllas) también capturan la energia luminosa en las regiones del espectro que no absorbe la

clorofila. El flujo de electrones a través de los dos fotosistemas dan lugar a la formación dc los

14 Bioquímica

dos compuestos antes mencionados y que son necesarios para la asimilación del carbónico. Los

electrones proceden de la escisión del agua en el fotosistema II eón liberación de oxígeno como

subproducto.

ADP+P1—*ATP

2NADP+2H20—*2NADPH2±02

Solamente el 1% de la energía recibida por las hojas es utilizada durante la fase luminosa

de la fotosíntesis,

Fase oscura. Se puede efectuar con o sin luz. La energía liberada por el ATP permite la

síntesis de sustancias orgánicas a partir del dióxido de carbono y del hidrógeno cedido por el

transportador (NADPR2). Estas reacciones se conocen por el ciclo de reducción del carbono (o

ciclo de Calvin).

El primer paso en el ciclo de Calvin implica la fijación del CO2 sobre un glúcido de cinco

átomos de carbono que está fosforilado (ribulosa-1.5-difosfato), obteniéndose un compuesto de

seis átomos de carbono muy inestable que en presencia de agua y en la oscuridad se divide en

ácido fosfoglicérico. que con la presencia de ATP se fosforíla. Este ácido (y no el carbónico) se

reduce gracias al NADPH2 para formar el fosfogliceraldehido que por condensación con la

dihidroxiacetona origina la fz-uctosa-1,6-difosfato, y de aquí fácilmente se pasa al resto de los

glúcidos. La fructosa-6-fosfato se puede utilizar para formar almidón o bien para continuar con

el ciclo de Calvin. que se completa al formar ribulosa-fosfato. Los intermediarios producidos se

usan para la sintesis de almidón en el cloroplasto y de sacarosa en el citoplasma.

Los azúcares formados por fotosíntesis a nivel de las hojas, son almacenados tanto en las

partes vivaces <madera y raíces) como en los frutos, o utilizados para la respiración y para la

síntesis de ácidos orgánicos (ácidos tartárico. málico, cítrico), dc aminoácidos con el nitrógeno

absorbido por las raíces, de polifenoles (materias colorantes y taninos), de lípidos y de sustancias

de crecimiento.

Cuando la sacarosa se acumula, es decir, cuando el ritmo de formación supera al de

eliminación por transporte a otras zonas> se inicia la síntesis de almidón, si bien la acumulación

de éste en las hojas está en función de la duración del periodo fotosintético <gracias a una

intensidad de radiación adecuada) y no de modificaciones en la duración de la luminosidad a lo

largo del día (Chatteríony Silvius, 1979). La sacarosa es el principal carbohidrato transportado

Parte General 15

por la cepa. sin embargo el mecanismo de movimiento no está totalmente aclarado, existiendo

varías hip¿tesis. Puede ser un transporte por simple difusión o un mecanismo de transporte activo

que requiere cierta energía para realizarlo (ATP), así la sacarosa se transíada de la zona de

síntesis a las células del mesófilo, pasa al apoplasto y mediantc un transportador se dirige a los

vasos del floema debido a un gradiente de concentración, así va a distribuirse al resto de los

órganos de la planta.

Todas las plantas en las que los primeros compuestos formados después de la

incorporación del CO2 en la fase oscura de la fotosíntesis son ácidos de tres átomos de carbono se

denominan O. siendo de este tipo todas las especies de Vms. El ácido fosfoglicérico pasa a ácido

pirúvico que puede ser utilizado bien para la respiración de la célula (ciclo de Krebs) liberando

energía almacenada o bien en la síntesis de otras sustancias orgánicas como los prótidos. los

lípidos, los polifenoles, los compuestos aromáticos> o las sustancias de crecimiento.

Según Champagnol (1984) la energía solar recibida, la temperatura ambiente y la

disponibilidad de agua en el suelo son los tres factores del medio que favorecen la fotosíntesis.

Además van a influir una serie de factores ligados a la planta <superficie foliar, edad de las hojas.

variedad): y a las prácticas dc cultivo (densidad de plantación, orientación de las filas, sistema de

empalizamiento).

Todas las hojas clorofilianas tienen actividad fotosintética, aunque en cl interior de un

canopy no todas las hojas son iguales en su función fotosintética, debido a diferencias de edad,

heridas, y al microclima que se origina alrededor de la hoja (Buttrose, 1968; Kriedcmann. 1968-

70), Las hojas empiezan a exportar carbohidratos cuando alcanzan aproximadamente la mitad de

su tamaño final, al llegar a su máxima expansión alcanzan la máxima actividad fotosintética. va

continuación irán progresivamente disminuyendo a lo largo de la estación (Hale. 1972:

Kriedemann. 1970).

Las hojas jóvenes fijan el CO2 y efectúan la síntesis de carbohidratos, y una vez que

alcanzan el estado adulto exportan a otros órganos de la planta las distintas sustancias químicas

sintetizadas, Las hojas jóvenes producen más ácidos orgánicos, mientras que las adultas producen

más azúcares: así el ácido tartárico se sintetiza únicamente en las hojas jóvenes que todavía sc

están expandiendo (Kriedemann, 1977),

Las hojas más próximas a los racimos son las mayores suministradoras de solutos a

éstos, mientras que las hojas más distantes pueden llegar a serlo cuando las primeras están

sombreadas o heridas. Las hojas adultas proporcionan un excedente de metabolitos que migran al

16 Bioquímica

principio hacia los órganos jóvenes para asegurar su crecimiento y después se reparten entre los

racimos (maduración) y las partes vivaces (agostamiento). A medida que avanza el crecimiento

aumenta el número de hojas exportadoras pero después de la parada del crecimiento las hojas de

la base del sarmiento se vuelven senescentes y su actividad fotosintótica disminuye. La

fotosíntesis de las hojas depende de la demanda de asimilados, de modo que al disminuir la

demanda también lo hace el ritmo de fotosíntesis. Cuando la síntesis de sustancias en este proceso

excede a las necesarias por el resto de la planta se produce una migración de los productos

elaborados a los órganos de reserva para su almacenamiento.

El aumento de la superficie foliar iluminada favorece la fotosíntesis global de la planta.

pero hay un cierto antagonismo entre la superficie foliar y la iluminación> ya que el aumento de la

superficie foliar supone un solapamiento al resto de las hojasprovocando una disminución de la

iluminación.

Es necesario considerar la superficie foliar fUncional dentro de una viña, que es la que va

a fijar la mayoría del carbono, por lo que es necesario una adecuada superficie foliar activa desde

el envero a la vendimia. Esa superficie foliar activa se relaciona con la proporción de hojas

sombreadas, que a su vez va a influir en la composición de la uva.

La fotosíntesis de las hojas puede ser inhibida por la presencia de oxigeno debido a la

competencia de ésta con el carbónico ftente a la enzima que cataliza la reacción; además en esta

reacción también se forma glicolato que es el punto de parida de la ruta metabólica de la

fotorrespiración (Husie y col., 1987). La fotorrespiración es un fenómeno respiratorio en

organismos fotosintéticos que implica la toma de oxígeno y liberación de carbónico en presencia

de luz, este proceso parece representar sólo entre un 15-50% de la asimilación neta de carbónico

(Sharkey, 1988). El ácido glicólico se produce por oxidación de ciertas moléculas de azúcares

produciendo aminoácidos (serma) y CO2. Se considera que éste juega un papel regulador en la

actividad celular, aumentando la cantidad de CO2 disponible para la fotosíntesis, pero a costa de

un consumo importante de compuestos orgánicos.

*Respiración

Proporciona la energía necesaria para mantener la vida de las células, Este proceso se

realiza simultáneamente a la fotosíntesis, siendo los das utilizados por la planta para realizar sus

intercambios gaseosos. Es un proceso que se realiza en todas las células vivas (en el citoplasma y

en las mitocondrias) que implica un catabolismo del azúcar o de otros sustratos carbonados y

Parte General 17

exteriormente se traduce en una absorción de oxígeno y desprendimiento de carbónico, agua y

energía. Este proceso sigue la vía contraria a la fotosíntesis y si el sustrato es un azúcar la

reacción es la de la Figura 4:

~iaIuminosa ~oiónde.mrgia

CO, 001 CO,

H,O &40M j 1-1,0Diferentes O1,OH Diferentes constitu-

constituv*fltES glucosa yentes qu<micos <dci-químicos do: or#nlcos>

FOTOSINTESIS RESPIRACION

Figura 4.- Esquema de la fotosíntesis y la respiración (Ribéreau-Gayon, 1975).

Los metabolitos> esencialmente los azúcares, sufren una serie de descarboxilaciones

oxidativas dando CO2 y agua, con liberación de la energía potencial contenida en las moléculas.

Esta energía se pierde en parte en forma de calor, y el resto sirve para la transpiración. la

conducción de la savia elaborada y la biosintesis.

La respiración va a incluir una glicolisis, la ruta oxidativa dc las pentosas-fosfato. el

ciclo de los ácidos tricarboxílicos y la cadena de transporte electrónico mitocondrial. Durante este

proceso las uniones de baja energía de los sustratos carbonados se convierten en uniones de alta

energía en nucleótidos reducidos (NADH, NADPH Y FADH2) y ATP, además de sustancias

carbonadas que se usan en las fases anabólicas del metabolismo de la planta. La utilización de

distintos sustratos durante el periodo respiratorio influye en la relación del número de moles de

CO2 producidas en relación a las de 02 consumidas> y a esta relación se llama cociente

respiratorio, así conociendo este valor se sabe el tipo de sustrato utilizado en la respiracion.

Cuando los sustratos oxidados son glúcidos la relación es 1, si son lípidos la relación es próxima

a 0,7, los prótidos 0,8, y los ácidos orgánicos mayor de 1.

La energía desprendida de la respiración se utiliza tanto para el crecimiento (biosíntesis

de masa) como para el mantenimiento de los órganos y así se satisfacen las demandas de sus

18 Bioauimica

procesos fisiológicos, como son la transiocación de carbohidratos, la asimilación de nitrógeno, y

la absorción por las raíces.

En este proceso influyen factores externos (la temperatura y la luz, éste último es dificil

apreciar su efecto porque se sobrepone el efecto calorífico de las radiaciones), y factores internos

<la especie, el árgano, el estado fisiológico...).

El vigor> expresado por la intensidad de crecimiento, es con la temperatura el factor

principal de la degradación respiratoria de los azúcares formados por fotosíntesis. La actividad

respiratoria es intensa en las hojas jóvenes, en las que la producción de sustratos orgánicos por

fotosíntesis es todavía débil; este tipo de hojas son ricas en agua, su transpiración es intensa y

provocan una demanda de metabolitos que migran desde las hojas adultas. En las plantas

vigorosas, el crecimiento afecta a un mayor número de pámpanos, alargándose su período de

actividad; hay pues una pérdida importante de metabolitos en los órganos en crecimiento que

puede ser nociva para el metabolismo general de la planta si la fotosíntesis global es insuficiente.

1.1.3.- EL TALLO

La cepa puede presentar formas muy variadas y los tallos de una vid pueden arrastrar

por el suelo hasta encontrar un soporte al que engancharse. En la vid es preciso regular el

alargamiento por una poda severa y empalizaría sí se quiere elevar por encima del suelo. La vid

sc diferencia, por eso, claramente de otras especies frutales. La relación del tallo con el resto de

los órganos de la vid se representa en la Figura 5.

Dentro de las funciones del tallo destacan:

*Sosten

El tronco, los brazos y los sarmientos de un año (formados por madera vieja)

constituyen, después de la poda, una arquitectura sobre la cual se van a desarrollar los órganos

vegetativos y reproductores en el curso de la primavera y del verano, La cepa adquiere un

importante desarrollo, que el viticultor poda con ramos largos, y guía los pámpanos con un

sistema de empalizamiento.

*Condueción

ParteGeneral 19

Los vasos leñosos aseguran el transporte de la savia bruta que circula bajo presión. Esta

presión es debida a la presión radicular al principio de la vegetación y después sobre todo a la

aspiración ejercida a nivel de las hojas por la transpiración.

Los tubos cribosos del líber aseguran el transporte de la savia elaborada a partir de las

hojas. El mecanismo de desplazamiento de la savia elaborada no se conoce exactamente y se

emiten dos hipótesis. una conducción pasiva que responde a las leyes de la difusión en la que los

constituyentes se desplazan de los órganos donde su concentración es grande hacia los órganos

donde su concentración es débil; y una conducción activa ligada a la utilización de energía

previamente liberada por la respiración a partir de la combustión de los metabolitos.

La conducción tiene un desplazamiento longitudinal tanto ascendente como descendente

dependiendo de donde se sitúen los órganos en relación a las hojas adultas, siendo ascendente

para las extremidades en crecimiento y descendente hacia los racimos y las panes vivaces.

También puede ser transversal> de ciertas hojas a los racimos que están en el lado opuesto.

*Almacenamiento de reservas

El tallo sirve dc depósito de ciertos compuestos orgánicos sintetizados en las hojas.

especialmente azúcares en forma de almidón. Esta reserva amilácea sirve para suministrar a

través de la respiración la energía necesaria para las funciones de conducción y alimentación del

resto de la planta (igual que ocurre con la raíz).

1.1.4.-LAS BAYAS

El desarrollo de las bayas empieza con la polinización y continúa hasta el estado de

madurez o de sobremadurez en caso de que la recolección se retrase. La flor y después las bayas

tienen una función de reproducción sexual y una función de acumulación de reservas> esta última

particularmente interesante para el viticultor. El desarrollo de la haya supone un aumento del

volumen, acompañado de cambios en las características fisicas y de la composición química, todo

ello repercute en un cambio en la actividad metabólica a lo largo del tiempo. En el fruto se

distinguen tres fases; un periodo herbáceo> uno de maduración y otro de sobremaduración.

El periodo de crecimiento herbáceo de la haya coincide en el tiempo con el crecimiento

del pámpano y del raspón, en esta fase la respiración es activa así como también la fotosíntesis,

pudiéndose comportar las bayas como órganos productores y consumidores.

20 Biocuimica

Las bayas verdes demandan metabolitos como azúcares y ácidos que se van a utilizar

flindanientalmente en la respiración (ciclo de Krebs) para almacenar energía en forma de ATP,

que se utiliza en los procesos de crecimiento y biosíntesis. Las hojas adultas elaboran azúcares

por fotosíntesis, una parte los van a utilizar para la respiración y otra parte migra a los órganos

que están en crecimiento en estos momentos como es el caso de las hojas jóvenes, las

inflorescencias y las uvas verdes. Estos órganos en crecimiento tienen un consumo de azúcares

por respiración superior a la producción por fotosíntesis, por otra parte son ricos en agua y como

consecuencia tienen una débil presión osmótica lo que hace necesario una migración de los

azúcares desde las hojas (órganos productores) o desde las partes vivaces (órganos dc

almacenamiento). Estos órganos jóvenes elaboran ácido málico que permanece en el mismo lugar,

sobre todo en las uvas verdes, o bien existe una migración, el ácido tartárico sintetizado también

puede migrar a las raices, mientras que el ácido citrico se sintetiza en las raíces.

El inicio del periodo de maduración de la baya sucede después de la parada de

crecimiento de los pámpanos. Durante este periodo de maduración el metabolismo de la planta se

caracteriza por:

-Fotosíntesis intensa debido a una adecuada superficie foliar. Los azúcares cesan de

dirigirse a las partes vivaces momentáneamente, para llegar a los racimos,

-Respiración moderada de los ácidos orgánicos de las bayas que van a servir de

sustratos.

-MiQración importante a los racimos de los azúcares procedentes dcl sistema radicular y

de las reservas de la madera. La movilización de las reservas es necesaria cuando la fotosíntesis

es insuficiente o bien porque el número de racimos es elevado.

En este momento el contenido en azúcares de la baya aumenta debido a la migración

procedente de las hojas adultas y de zonas de reserva, y de transformaciones del ácido málico

presente. La acidez disminuye por un aumento en el volumen de agua, por combustión

respiratoria del málico y transformación de éste en azúcares, mientras que el tartárico permanece

casi constante. Se produce un aumento en la concentración de los fenoles en el hollejo, pulpa,

pepitas y raspón, que influyen en las características organolépticas así como también ocurre con

la coloración de las uvas en las variedades tintas o en el distinto sabor.

Parte General 21

z•0

4

vi24

AGUA

EXTREMIDADVEGETATIVA

FRUTO JOVEN

SAYAIMADURACIÓN>

“Joo>—tnz

0w•0 u

wzoQo5

FiguraS. Fisiología de los órganos de la vid:absorción por las raíces; migración de savia bruta; fotosíntesis, respiración y transpiración porlas hojas; migración de la savia elaborada por las hojas primero hacia los órganos en crecimientoy después hacia los órganos de acumulación.

La composición del tejido o mosto, depende del tipo y cantidad de los distintos

componentes presentes, y se suele expresar como concentración. La concentración de cada uno de

FOTOSINTESIS

CONDUCcIÓN

VASOS LEÑOSOS

ISOLUCIÓNi

DEL. SUELO———--4

PARTES VIVACES<AGOSTAMIENTO)

VASOS LIBERIANOS

Mg” Ca~K

ca”

WCa”

ABSORcIÓN

estos componentes en un tejido es el resultado de tres procesos:

Biociuímica22

-transporte dentro o fuera del tejido

-su síntesis o degradaci6n

-el cambie relativo en el volumen de solvente, agua.

Al final de este periodo sc puede considerar que la fruta se puede vendimiar, aunque el

momento final depende del uso que se le quiere dar, bien para consumo en fresco o para vinificar.

Los órganos dc la vid permiten los intercambios entre las células y el medio exterior. Las diversas

funciones de la raíz, tallo, hojas, yemas y frutos tienen como consecuencia cl crecimiento y el

desarrollo de la vid. El crecimiento es un fenómeno cuantitativo que concierne al aumento de

tamaño de un órgano o a la aparición sucesiva de órganos idénticos a ¡os ya existentes, mientras

que el desarrollo es un fenómeno cualitativo que concierne a los cambios que conducen a la

aparición de nuevos órganos. Es necesano conocer la fisiología de la planta entera siguiendo las

diferentes fases del crecimiento y del desarrollo del sistema vegetativo y reproductor que se

desarrolla de forma cíclica.

23Parte General

2.- FISIOLOGL4 GENERALEN EL PROCESODE MADURACIONDE LA

UVA.

2,1.-GENERALIDADES

.

El crecimiento y el desarrollo de la vid puede estar influido por muchos factores ligados a

la propia planta (variedad, patrón, etc.), a la variabilidad de las condiciones ambientales, a las

técnicas de cultivo, y al estado sanitario.

La vid es una planta perenne cuya vida es una sucesión de ciclos anuales, que son

interdependientes, pues las condiciones de vegetación a lo largo dc un ciclo, debidas tanto al

hombre como al medio, van a tener influencias en los ciclos vegetativos siguientes.

Las yemas tienen un papel fundamental en la perennidad, pues aseguran la supervivencia

de la planta. Las yemas pueden evolucionar según un ciclo vegetativo, o según un ciclo vegetativo

y reproductor después de haber sufrido el proceso de iniciación floral. En este último caso la vid

debe asegurar:

-el crecimiento y desarrollo de los órganos vegetativos, su perennidad mediante el

almacenamiento de reservas (agostamiento)> y la dormición de las yemas (ciclo venetativo)

.

-el crecimiento y desarrollo de los órganos reproductores y su maduración (Qkio

reproductor)

.

Estos dos ciclos (Figura 6) son simultáneos y por tanto los órganos vegetativos y

reproductores están en competencia por la utilización de la savia bmta y elaborada. Así, la

manera en que se produzca el reparto de los glúcidos, va a influir en la cantidad y calidad de la

cosecha de ese aflo, pero también influye en la vegetación y cosecha del año siguiente.

A) Crecimientovegetativo.-La parte aérea de la planta está constituida por los órganos

vegetativos y por los reproductores. En primavera las temperaturas más altas del suelo provocan

que el sistema radicular inicie su actividad, movilizando sustancias almacenadas (glúcidos,

hormonas, etc.) y reemprendiendo la absorción activa, dando lugar a un vertido de savia al

exterior que se conoce con el nombre de ‘lloro”, si bien éste va a cesar pronto. A continuación se

produce el crecimiento de las panes vegetativas de la viña que> generalmente, sigue un modelo

sigmoideo cuando se mide frente a días. La longitud de los tallos aumenta a lo largo de la

estación de crecimiento, desarrollándose las hojas desde el desborre hasta comenzado el

Fisiología24

crecimiento de los frutos. A partir de la aparición de las bayas y hasta cl momento de la

vendimia, éstas van a demandar la mayoría de los fotosintatos producidos, aunque todavía parte

del carbono será traslocado a las hojas y tallos de la vid.

— rIEPOSO INVERNAL--’— CICLO VEGETATIVO

- CAECIMI!NTO DE tos —- ...I..-AGOSTAMIENTO---óRGANOS VEGETATIVOS ~..

DELLOfiOS DESBORRE PARADA DE CRECIMIENTO HOJASp4~PUREAD MARZO ABRIL MAYO JUNIO SULIO AGOSTO SEPT. OC?. NOV.

cai L~Lca ~FLORACION ENVERO ~MAOtJREZ

CUAJADO ....~-—— — — MADURAelON

CRECiMIENTO DÉ LOSÓRGANOS REPRODUCTORES

_____________ CiCLO REPRODUCTOR

Figura 6.- Cielo vegetativo y reproductor de la vid (Reynier, 1989>.

Una vez que el canopy (estructura de la planta) está completo> se observa que entre el 33

y el 83% del área foliar total puede encontrarse distribuida en la parte exterior del canopy

dependiendo de la configuración del sistema de conducción (Smart y col.> 1985; Williams y col,,

1987). Al tronco no se le ha prestado mucha atención, pero se sabe que entre el 10 y 30% del

total de ‘4C asimilado por cepas jóvenes se acumula en el tronco, aumentando su diametro y su

peso.

B) Crecimiento reproductivo.- Como en la mayoría de las cosechas perennes, la

diferenciación floral de l.a cosecha de ese alio tiene lugar en el alio anterior. La diferenciación de

las yemas se inicia pronto en la estación de crecimiento del año anterior al desarrollo de las flores

(Winkler y col,, 1974). Los racimos rudimentarios que se forman, se desarrollan hasta finales dcl

verano, y van a entrar en un periodo de dormición sin que tenga lugar ningún desarrollo más.

Dependiendo del cultivar, cada yema en estado latente puede contener hasta tres inflorescencias y

cada una de ellas puede tener cientos de flores; si bien aproximadamente entre el 70-80% del total

de estas flores no llegan a desarrollarse como ftutos maduros.

Se ha comprobado con experiencias en campo (Baldwin, 1964) y en estudios en

invernaderos (Buttrose> 1969a,b,c) que el proceso de diferenciación de las yemas puede ser

25Parte General

afectado por varios factores como son la temperatura, la intensidad de radiación solar y la

duración del tiempo de incidencia de esa radiación. El efecto de la luz en la diferenciación de las

yemas es una respuesta directa a esa radiación más que una respuesta indirecta debido al proceso

de fotosíntesis y acumulación de carbohidratos (May, 1965). Sin embargo parece que el

fotoperiodo no juega un papel importante en la regulación de ese proceso de diferenciación, es

decir, cl que la radiación incida directamente sobre las yemas influye más que la cantidad de

horas de luminosidad a lo largo del día (Buttrose, 1970). El desarrollo de los racimos que sigue a

la diferenciación de esas yemas está íntimamente relacionado con la sumación de temperaturas

(Buttrose y Hale. 1973; Melntyre y col., l982~ Williams y col., 1987).

Las yemas con los racimos formados en el ciclo anterior reemprenden su actividad pocos

días antes dcl desborre, diferenciando los botones florales primordiales. Tras el desborre y

paralelamente al crecimiento del pámpano> los racimos crecen de tamaño y las flores primordiales

diferencian los distintos verticilos, alcanzando hacia el mes de Junio su conformación

hermafrodita completa que les permite iniciar el proceso de floración una vez maduras las células

reproductoras en los estambres y en los carpelos.

Se cree que en las flores de flñs vinWera L. predomina la auto-polinización (Winlcler y

col.. 1974). Una vez que las flores se han transformado en frutos> después de la polinización y

fecundación, la baya rápidamente va a aumentar de tamaño y peso, debido a una reanudación de

la división celular en el pericarpio; ese crecimiento de las bayas se realiza junto con el desarrollo

de las semillas. La formación de las células del fruto se completa en las das o tres semanas

siguientes a la floración y los frutos que quedan retenidos, se desarrollan hasta la madurez. Puede

ocurrir que se desprendan de los racimos bayas que están en un proceso activo de crecimiento.

mientras que pueden quedar retenidas otras inmaduras sin completar su normal desarrollo y

crecimiento. La formación de frutos está influida por una serie de sustancias reguladoras como

las auxinas. giberelinas y varios retardantes del crecimiento; así Coambe (1973) índica que las

sustancias de crecimiento (endógenas o exógenas) influyen en la formación de los frutos a través

del reparto dc los nutrientes orgánicos. El número final de bayas por cepa puede estar influido,

entre otros factores, por la cantidad de área foliar.

Durante el desarrollo de la haya, desde cl ovario de la flor a la fruta madura, existen

numerosos cambios fisiológicos> tales como la división celular y el alargamiento de las células, si

bien la piel y la pulpa de la baya se desarrollan de modo diferente y tienen distinta estructura

celular (Pratt. 1971). El crecimiento de la baya se debe tanto a un incremento en el número de

Fisiología26

células como consecuencia de la división celular como a un aumento del tamaño de esas células.

El número de células se eleva de 3 a 4 veces en el curso de su desarrollo, si bien el volumen

celular puede alcanzar aproximadamente unas 300 veces su valor inicial. Durante el desarrollo de

la baya, el volumen del pericarpio aumenta en un 10-20% del volumen de la baya en la floración.

hasta llegar a un 65% en la madurez,

La curva característica de crecimiento de las bayas <Figura 7) es una doble sigmoide en

la cual el crecimiento ocurre en tres estados: estado 1 (fase inicial de rápido crecimiento), estado

II (fase ralentizada, no hay crecimiento o muy poco), estado III (fase final de crecimiento y

maduración). El modelo de doble sigmoide para el peso y el volumen de la baya se aplica tanto a

variedades con o sin semilla (Coambe, 1960), y se desarrolla con una serie de cambios

característicos en cada uno de los tres periodos:

-Estado1. La baya va a aumentar en tamaño y en mas.a debido a una división celular,

seguida de expansión celular. Se produce el crecimiento tanto de las semillas como del pericarpio.

si bien el embrión crece poco. En este estado, las bayas verdes y duras se comportan como

órganos clorofilianos en crecimiento> y por tanto compiten con otros órganos en crecimiento como

es el caso de los ápices de los tallos y las bojas jóvenes. Van a actuar tanto como órganos

consumidores como productores destacando principalmente la acumulación de ácidos orgánicos.

La duración de esta fase suele ser de 40-60 días.

Durante este periodo se producen sustancias reguladoras del crecimiento (auxinas.

giberelinas y citoquininas) por parte de las semillas y gracias a procesos de importación desde las

raíces.

Las bayas pierden agua a la atmósfera por procesos de transpiración, si bien los estomas

y las lenticelas de éstas se van a ocluir por los depósitos de cera que se producen en la epidermis

durante el procesode la maduración.

-Estado II. Se caracterizapor un lento crecimiento del pericarpio y por la maduración de

las semillas. La duración de esta fase determina si una variedad es temprana o tardía en la

maduración, y suele oscilar entre 7-40 días. El contenido de clorofila disminuye, así como los

procesos de fotosíntesis y respiración. Aunque el metabolismo general de la baya disminuye, el

desarrollo del embrión es rápido alcanzando su máximo tamaño en este momento> si bien la

pendiente de aumento en el crecimiento del pericarpio disminuye, permaneciendo la baya verde y

dura basta el final de este periodo.

27Parte General

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160 y 60

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Figura 7.- Curva del crecimiento de la baya (V=envero) y variación de la velocidad decrecimiento de las bayas, tanto para variedades con pepitas (A y B, Aramon y Ugni Blanc) comoapirenas (C. Maria Pirovano). (Huglin, 1986).

La transición del estado II al III marca el inicio de la maduración con numerosos cambios

fisiológicos como:

-Ablandamiento del pericarpio, y aumento de la deformabilidad de la baya.

-Aumento del volumen y peso.

-Acumulación de bexosas (glucosa y fructosa>.

-Descenso de la acidez total <especialmente málico), a la vez que aumenta el pH.

-Aumento del cociente respiratorio.

-Pérdida de clorofila del bollejo y el inicio de la síntesis de antocianos en las varidades

trntas.

-Aumento de concentraciones de prolina y arginina.

-Aumento de la actividad de algunos enznnas.

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8

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0,És r.nlMl.

28 Fisiología

-Estado III. El momento en el que se inicia el ablandamiento de la baya, se pierde la

clorofila y aparecen los pigmentos antocianicos (cambio de color en las variedades tintas) se

denomina envero. A este periodo de corta duración, le sigue un proceso de maduración

progresiva hasta llegar al estado de madurez, que suele durar de 35-55 días.

El envero marca el final de la fase herbácea y el inicio de la fase de maduración. Aunque

esta palabra adoptada del ftancés “véraison’ se refería específicamente al comienzo del cambio

de color> ha sido usada ya, de un modo general> para indicar el inicio de una serie de sucesos o

cambios fisiológicos que se empiezan en este momento y continúan hasta el final de la

maduración, que es el cuando se vendimia.

Existe evidencia de cambios en las características de las paredes celulares de las bayas en

el envero (Figura 8)> así la firmeza desciende rápidamente unos días antes de la reanudación del

crecimiento <Coombe y Bisbop, 1980).

La expansión de la haya parece estar limitada a la capacidad de expansión de las células

más exteriores, aunque también se ha comprobado que hay un aumento de células de la piel (la

capacidad de expansión del mesocarpio es mayor que la del hollejo). Las paredes celulares del

tejido dérmico, se van haciendo cada vez más finas, lo que sugiere que la formación de polímeros

estructurales se detiene con la reanudación del crecimiento de la haya, y parece que, como en el

caso de otras frutas, las paredes celulares se alteran por un aumento de la actividad de enzimas,

tales como las poligalacturonasas y celulasas.

La reanudación del crecimiento en la fase III se atribuye a un aumento en el turgor, y al

aumento de la elasticidad de las paredes celulares (Lockhart, 1965). El crecimiento en esta fase

puede ser igual o superior al ocurrido en la fase 1, y ese crecimiento relativo en estas dos fases (1

y III) junto con la duración de la fhse II va a depender de la variedad que se trate, En ese

momento se acumulan hexosas que producen un descenso en el potencial osmótico de la baya, la

diferencia de potencial hídrico entre el xilema y las células del pericarpio que se expanden

aumenta en el envero, así la expansión de la haya es cada vez mayor debido a la mayor fuerza de

absorción de agua. Los principales solutos que se acumulan en las bayas (hexosas), van a

constituir una gran parte de la materia seca de las mismas; Coombe (1987) observa la pequeña

proporción de materia seca no sólida en las bayas> y sugiere que los cambios en el agua de la

baya pueden venir indicados por modificaciones tanto en el peso ftesco de la haya como en el

volumen. Se observó que en todas las bayas> la proporción en que aumenta la materia seca en

función del volumen es la misma, y suele ser aproximadamente de 0>24.

Parte General 29

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Figura 8.- Medias de deformabilidad <33 bayas) y diámetro (27 bayas) de la variedad Dormidodespués de detenninar el día cero por regresión lineal para cada grupo (Combe y Bishop, 1980).

Por tanto ese rápido crecimiento de esta fase Iii es debido únicamente a la expansión de

las células, y gran parte del aumento del peso se debe a un aumento en la cantidad de agua; en

este periodo es cuando las células alcanzan su máximo tamaño y se produce la maduración. La

cantidad de agua que se acumula cada día, es la diferencia entre el agua que llega a la baya

procedente de la savia del xilema y del floema, además de la absorción general a través de los

-10 10 20

30 Fisiología

tejidos dérmicos, menos la cantidad que se pierde por fenómenos de transpiración al aire y por

retroceso al xilema (Figura 9). Después del envero, la contribución del agua del xilema se reduce

por un bloqueo, y por tanto la mayor contribución se debe a la savia del floema (Combe. 1992).

Figura 9.- Diagrania del flujo del agua en la baya <Combe, 1992).

La curva doble sigmoide seguida en el crecimiento de la baya no es del todo bien

comprendida. Nitsch (1953) para explicar la limitación de la expansión del fruto durante el

estado II sugirió la posible competencia por las sustancias entre el endocarpio y mesocarpio. Otra

hipótesis es que las semillas son una Ñente de sustancias de crecimiento, que se van a difundir a

los tejidos vecinos participando así en la regulación del crecimiento. No obstante, se cree que las

semillas en los frutos de 4fls no juegan un papel trascendental en el crecimiento, porque la

relación fenológica dc las semillas y el pericarpio varía mucho entre los distintos cultivares

(Peynaud y Ribéreau-Gayon, 1971). Por tanto los factores biofisicos ya descritos que afectan

tanto a la división como al ensanchamiento, se cree que dan una explicación más satisfactoria de

esa curva.

Durante la maduración el 0Brix> los azúcares, el pH, el peso de la baya, y la

deformabilidad aumentan continuamente, mientras que la acidez total disminuye. El tamaño final

de la baya, dependerá tanto de factores genéticos como ambientales, incluyendo la temperatura y

el estado hídrico. Para maximizar ese tamaño se pueden utilizar prácticas de cultivo dirigidas a

modificar el área foliar (superficie fotosintética), un control de las posibles fuentes de

competencia de los fotosintatos, modificación de la disponibilidad hídrica, etc.

ltansoirat,on

2.2,- FACTORES OIJE AFECTAN A LA FISIOLOGIA DE LA MADURACION

,

31Parte General

Existen muchos y complejos factores que controlan el desarrollo y la composición de las

bayas. Entre los factores más importantes que inciden durante el periodo de crecimiento y que

van a influir en el desarrollo y maduración de la ftuta destacan la temperatura, la radiación solar

y la humedad recibida. Sus efectos pueden alargar o acortar los procesos fisiológicos y

bioquímicos que ocurren.

El tamaño final de la uva, así como su composición química, va a cambiar en función de

la variedad, de las acciones del clima, de la alimentación hídrica, de las prácticas de cultivo y de

la cantidad de uva presente en la villa (el potencial de producción depende en gran parte del

sistema dc poda seguido en el periodo de reposo del ciclo anual de vida de la viña>.

Antes de estudiar los factores que van a afectar a la fisiología de la maduración es

necesario una definición del concepto de “eanopy” y de “sistema de conducción del viñedo,

Smart y Robinson (1991) consideran que el canopy de la vid es la parte aérea de las

cepas, y lo forman el sistema de pámpanos que comprende: hojas, peciolos, tallos de los

pámpanos, extremidades de los pámpanos y los zarcillos, los frutos, el tronco y los cordones o

sarmientos. La conducción del canopy incluye un conjunto de técnicas encaminadas a modificar

la posición y el número de los racimos en el espacio> es decir, supone una manipulación del

microclima del canopy que implica una alteración del equilibrio entre el crecimiento vegetativo y

reproductor. El sistema de conducción define la forma de las vides y la arquitectura del viñedo.

La evolución histórica de estos conceptos queda descrita en la revisión bibliográfica de

Baeza <1994). En dicha revisión se explica cómo el término “sistema de conducción” es la

adaptación a la viticultura de habla hispana del término systéme de conduite’ adoptado por el

GESCO. <Grupo Europeo de estudio de los Sistemas de Conducción del viñedo) y utilizado en

la viticultura de habla francesa, que se corresponde con el denominado “canopy nianagement

empleado por los anglosajones y con el llamado “sistemi di allevamento” de la viticultura italiana.

Smart y Robinson (1991) comentan cómo a partir de la última década ha habido un

creciente interés acerca de la importancia que el papel de la conducción del canopy puede jugar

en los efectos del rendimiento y la calidad de las uvas.

Los distintos autores siguen aferentes definiciones de ese término. El profesor Nelson

Shaulis de la Universidad de Comelí (Geneva> Nueva York> EEUU), introduce el estudio de

Smart y Robinson (1991) y define estos conceptos de la siguiente forma:

El canopy de la vid es una comunidad de hojas mientras que la conducción del canopy

hace referencia a muchas características de esta comunidad que influyen en su tamaño y

32 Fisiología

densidad. El tamaño del canopy, en unidades de área o longitud por hectárea, puede afectar al

rendimiento en uva. Para una unidad de longitud del canopy, su densidad afecta al ambiente

luminoso e hídrico de las hojas y de los racimos, y ambos pueden afectar a la composición de las

bayas.

La conducción del canopy es una de las múltiples “conducciones” (como la del suelo.

fitopatológica y de cosecha) que debe ser integrada. Esta integración implica reconocer que las

características del canopy pueden estar afectadas por una sede de decisiones de distinto tipo:

-en la preplantación se elige la variedad, el suelo y la localización, el espaciamiento tanto

en la misma fila como entre filas así como la orientación de las mismas;

-en el establecimiento y mantenimiento de las cepas, se tiene en cuenta el modo de

conducción, que define la localización de las zonas de renovapión y fructificación, la altura del

canopy> el vigor <ocasionado por el nivel de cosecha, mantenimiento del suelo> fertilización

nitrogenada y riego) y control fitopatológico;

-en la modificación del canopy durante el periodo de crecimiento vegetativo, y así se

controla el guiado y colocación de los pámpanos, así como el aclareo de brotes, despuntes y

deshojados.

Huglin (1986) comenta el término de “sistema de conducción siguiendo a Carbonneau

(1980)> lo que supone la síntesis de dos grupos de operaciones vitícolas:

-aquellas operaciones que constituyen lo que normalmente se llama modo de conducción

y comprenden la modificación de la altura del tronco, el tipo de poda, la carga de yemas, el

empalizado de los sarmientos que es el responsable de la forma de la cubierta vegetal, y las

diversas operaciones en verde que son correctoras del equilibrio entre el desarrollo vegetativo y

reproductor (despunte, deshojado> aclareo de racimos).

-aquellas operaciones que afectan a la densidad y a la disposición de las cepas en la

plantación, así como la orientación.

De ese conjunto de parámetros antes citados el viticultor debe elegir las distintas

alternativas, y el conjunto de ellas foi-man una combinación cuyos efectos agronómicos y

económicos son específicos para un medio dado y para una asociación de una variedad y de un

patrón. Cualquier modificación de uno de los parámetros afecta a la producción. Entre esos

parámetros> algunos comprometen a la conducción del viñedo por un largo periodo de tiempo, ya

que son dificilmente modificables> mientras que otras alternativas tienen carácter anual y pueden

ser modificadas con más facilidad. En el momento de la elección se deben tener en cuenta los

33Parte General

efectos que cada una de esas técnicas afectan en el rendimiento, en la calidad y en los costes dc

producción (Reynier, 1989).

Los efectos del clima en la calidad y cantidad de los viñedos, han sido ampliamente

estudiados. Se han definido tres niveles de clima: macro o clima regional , meso o clima de esa

zona y micro o clima dcl canopy. Estos tres aspectos pueden ser manipulados, los dos primeros

mediante una elección del lugar, y el microclima por distintos sistemas de conducción o de otras

prácticas que afectan a las dimensiones y densidad del canopy. El microclima del canopy que

actúa directamente sobre la planta, básicamente depende de la cantidad y distribución del área

foliar en el espacio y su interacción con el clima que hay por encima de la tierra; así los sistemas

de conducción de los viñedos son de gran importancia. El suelo, el clima, y las prácticas de

cultivo tienen efectos directos> y las alteraciones del microclima del canopy puede tener efectos

indirectos por alteración de la fisiología de la viña. Cambios en el vigor debido al suelo, clima o

factores de conducción, pueden causar cambios en el microclima del canopy al afectar la cantidad

de hojas y su ordenamiento en el espacio.

Entre los racimos de una misma cepa así como entre las bayas de un mismo racimo.

existe una elevada variabilidad en la composición y en el estado de desarrollo, siendo las

diferencias en el microclima del canopy las que contribuyen significativamente a esa variabilidad

(Smart y col.. 1985). Una vez establecido un tipo de microclima se produce la señal para unas

ciertas funciones fisiológicas, que van a afectar a la composición de la fruta y finalmente a la

calidad del vino.

Siguiendo a Smart (1985) se pasa a revisar los factores que más influyen en el sistema de

conducción y las condiciones medioambientales (clima y suelo) que afectan a la composición del

mosto, analizando las interacciones entre éstos, y determinando las condiciones microclimáticas

que regulan el metabolismo general de la vid y en particular de las bayas (Figura 10).

2.2.1.- RADIACION SOLAR Y TEMPERATURA.

Los efectos de la luz solar sobre la composición de las bayas son muchos y complejos.

Esta luz solar proporciona energía luminosa tanto para la fotosíntesis como para otros procesos

metabólicos que lo requieran, además de energía calorífica. Esos dos procesos. (iluminación y

calor) se producen al incidir directamente sobre las distintas superficies de la planta así como por

el calentamiento del aire que las rodea. El calor de esta radiación puede influir en el ritmo dc

Fisiología

• Profundidad• ~Texturfie Aportación

Clinia

• Radiación• Temperatura• Humedade

e

e

Técnicas de cultivo

• Densidad• Patrón y VARIEDAD• Fertilización• Riego• Defensa Fitosanitaria• Nivel de poda• Mantenimiento de! suelo

Caracter. sistema Foliar

•Brotes por cepaeNcimero de hojas por cepa•Superflcle follar

Micro-cí ¡ma de la Cepa

-Grado expcstdtii fol larGrado exposídón frutos

~Ziaíog.nantp

4

Sistema Conducción

• Disposición espa~lde brotes y frutos

1

Efecto4 ,101 recto~

g Efecto

9 ~‘Indirecto”vía microclima

Caiiposic. Fruto

I69.

Vino

Figura 10,- Modelo para mostrar cómo el terreno, el clima> y las prácticas de cultivo puedenafectar a la calidad del vino a través de los efectos en el microclima del canopy (Smart y col.,1985)

VientoLluviaEvaporad Or

1

Parte General

dichos procesos metabólicos (puede aumentar la respiración celular> y también causar estrés,

debido al efecto directo de la propia temperatura o indirectamente por la deshidratación causada.

En este sentido Nobel (1974) observó que en función de que la radiación solar incida sobre

superficies con o sin estrés, se pueden cerrar los estomas y la fotosíntesis se reduce o bien se

produce una mejora en la fotosíntesis.

La radiación fotosintéticamente activa (PAR>, que va a ser fuertemente absorbida por las

hojas, está dentro del intervalo de longitudes de onda comprendidas entre 400-700 mii, mientras

que otra parte de la radiación que incide cuya longitud de onda es mayor de 700 mii va a ser

reflejada o transmitida. La radiación que va a producir calentamiento es la correspondiente a las

longitudes de onda comprendidas entre 400 a 3000 mu.

El canopy tiene una estructura exterior e interior sobre la que intercepta la radiación

solar. Esa intercepción exterior depende de su forma, tamano y orientación respecto a la posición

solar, así la incidencia de la radiación se va a maximizar con los canopys altos, próximos y

orientados en filas norte-sur; al estar las viñas más próximas entre si hay una mayor intercepción

(se pierde menos radiación en el suelo entre filas) pero tiene el inconveniente de un mayor

sombreado entre ellas, además es más dificil de usar maquinaria. La intercepción interior se

reduce por la absorción de las hojas del exterior. Las hojas muy sombreadas apenas contribuyen

a la fotosíntesis del canopy, se vuelvenamarillas y caen. Los canopys muy densos crean sombra y

los escasamente densos pueden desperdiciar la radiación para la fotosíntesis.

Una vez que el canopy está compuesto por varias capas de hojas, se observa que las del

interior raramente absorberán por encima de] punto de máxima saturación de luz (una hoja

absorbe el 80-90% de la PAR que le llega) ya que la intensidad de luz transmitida sólo es del 10-

20% de la luminosidad normal.

Las zonas laterales y superior del canopy son las que absorben la mayor cantidad de luz

y están implicadas de forma más importante en el proceso de la fotosíntesis (Smart, 1973). En el

canopy completo se considera que las capas exteriores de hojas son responsables de la fijación de

un 70% del carbono, y el 30% de CO2 restante que fijan las cepas es gracias a las hojas interiores

expuestas a luz difusa. La fotosíntesis realizada por esas hojas interiores es mínima como

consecuencia de que la mayor parte de éste área foliar del canopy no está iluminada con radiación

solar directa sino con radiación de onda carta difusa> siendo ésta además de menor intensidad. El

resto de las condiciones ambientales también tienen una gran influencia y así se observa cómo la

luz difusa en días nublados adquiere sobre la fotosíntesis una importancia considerable, mientras

Fisiología36

que este tipo de radiación contribuye en escasa proporción al carbono total ganado por la cepa

cuando los días son claros.

Smart (1980) observó que la radiación solar difusa que alcanza las hojas y los racimos

del interior del canopy desciende geométricamente a medida que aumenta el número de capas de

hojas. Los canopys densos producen condiciones adversas para obtener cosechas de buena

calidad, ya que el interior de esos canopys reciben una cantidad de radiación escasa y de baja

calidad; además la baja velocidad del viento y la humedad elevada, pueden disminuir aún más la

calidad debido a la podredumbre promovida por esa ventilación deficitaria.

Las hojas exteriores y las bayas son calentadas por la absorción de esa radiación solar de

longitud de onda corta> sí bien la diferencia de temperatura respecto del aire depende de la carga

de radiación> velocidad del viento, tamaño de la hoja y color de la baya. Las hojas expuestas, que

están bien suministradas de agua y transpiran activamente, son calentadas en menos de 50C por

encima de Ja temperatura del aire, mientras que las hojas sombreadas pueden estar por debajo de

la temperatura del aire debido al enfriamiento provocado por la transpiracion.

Dentro de la misma cepa, las bayas de los distintos racimos están sometidas a diferentes

temperaturas, lo que repercute en la diferente composición del mosto, así según Reynolds y col.

(1986) los racimos de las posiciones externas de las viñas, generalmente tienen valores más

elevados de sólidos solubles totales y menores cantidades de málico y acidez total que los del

interior de la cepa. Smart (1985> confinna que en el interior de los canopys densos se crea

sombra que produce retraso tanto en la acumulación de los azúcares como en la degradación de

los ácidos.

Kliewer (1981>. Sbaulis (1980) y Smart (1985) mostraron que los canopys densos con

baja iluminación, producen fruta con menos contenido de azúcar, valores más elevados de acidez

(especialmente de málico) y pH, así como mayores concentraciones de potasio. Sin embargo

Kliewer y Lider (1970) mostraron que las bayas de las cepas que crecían bajo poca luminosidad

tienen un contenido de sólidos solubles totales escaso, valores de pH bajos, la acidez total

elevada, y concentraciones de málico mayores respecto a las bayas procedentes de cepas no

sombreadas.

Igualmente se producen cambios en la composición de las bayas cuando las condiciones

de luminosidad se alteran por prácticas de cultivo tales como la poda de verano> la conducción en

espaldera, o la eliminación de hojas> aunque estas prácticas además pueden afectar a la fisiología

de la planta.

Parte General 37

Morrison y Noble (1990) realizaron un sombreado artificial sobre las hojas y en los

racimos, observando que en ambos casos se altera la composición de las bayas> aunque los

distintos componentes se ven afectados de modo diferente. El sombreado de las hojas influye en

mayor medida sobre el tamaño de la baya, el pH del mosto, el contenido de azúcar y el nivel de

potasio, así como también se ve afectado el metabolismo del málico. Sin embargo el sombreado

de los racimos no tiene apenas efecto en estos componentes, pero sí repercute en el contenido de

los antocianos y dc los fenoles totales que se redujeron por el sombreado de los racimos, pero no

por el de las hojas.

Mientras que algunos autores creen que la exposición de los racimos a la luz disminuye

la acidez total, principalmente el málico y aumenta cl pH, otros creen que el sombreado aumenta

el pH; en el primer caso la disminución de la acidez,.especialmentc el málico, se debe a un

aumento de la temperatura de las bayas que están expuestas respecto a las que están en la

sombra. El aumento en la acumulación del azúcar en la fruta expuesta, se debe tanto a un

aumento de la temperatura de la baya como a una mayor exposición de las hojas próximas al

racimo.

Para una intensidad luminosa dada, las bajas temperaturas del aire se traducen en

concentraciones elevadas de málico, de pigmentos, y un descenso en 0Brix. Los efectos en el

tamaño de la baya, sólidos solubles totales, málico, pH, y acidez total, varían con la duración de

la exposición a una temperatura dada y según el estado de crecimiento en que se encuentre la

baya.

La iluminación de la baya se puede relacionar con la cantidad de calor acumulado.

Kliewer y Lider (1970) mostraron que las bayas expuestas a radiación solar directa presentaban

temperaturas entre 1-1 10C más elevadas que las bayas sombreadas, y el porcentaje de calor

recibido diariamente fue de un 43-62% mayor para los racimos soleados que para los

sombreados. También encontraron que los racimos que estaban expuestos tenían menor peso de

baya y menor acidez total que los racimos de la zona sombreada de la viña. Koblet y col. (1977)

demostró que las bayas soleadas tenían más azúcar y menos acidez (sobre todo málico) que las

que procedían dc la sombra, esas diferencias fueron mayores justo antes del envero que en

vendimia. Crippen y Morrison (1986) mostraron que tanto las bayas soleadas como las de la

sombra> tenían la misma cantidad de azúcar por baya pero distinta concentración, puesto que las

soleadas tenían menor tamaño, sin embargo la cantidad de fenoles por baya eran mayores en las

soleadas.

38 Fisiología

Las variaciones de estación a estación en las concentraciones de azúcar y ácidos

orgánicos de las bayas en vendimia se han relacionado con integrales de calor durante el periodo

de desarrollo de la baya. Es muy importante considerar las condiciones de temperatura durante la

maduración de las uvas, especialmente entre el envero y vendimia. La temperatura va a influir en

la coloración, composición, y calidad de las frutas <Winlder y col.> 1974).

Kliewer y Lider (1970), y Buttrose y col, (1971) encontraron que las temperaturas

diurnas (7 am hasta 7pm), entre 15 y 200C, aumentaban el nivel de antocianinas, acidez total, y

ácido málico, disminuían el pH, arginina y prolina, y el nitrógeno total, en comparación con las

fototemperaturas de 30 a 350C.

Según el momento del desarrollo de la baya en que se produce el calentamiento, las

respuestas serán diferentes. El mayor efecto en el tamaño de la baya y en su desarrollo se produce

cuando el calentamiento es al principio del ciclo, que es cuando las células del pericarpio se están

dividiendo> y las respuestas van a ser menores a medida que nos acercamos al periodo de

maduración. Si las temperaturas superan los 300C durante la primera fase de desarrollo de la

baya, se va a afectar el crecimiento ya que se reduce tanto el número como el tamaño de las

células del pericarpio, sin embargo durante la segunda fase (después del envero) las temperaturas

apenas tienen un efecto en el crecimiento.

El ritmo de respiración de las plantas está directamente relacionado con las temperaturas

y se ha mostrado que los ácidos orgánicos de las uvas, especialmente el málico, son rápidamente

eliminados al aumentar la temperatura, mientras que el nivel de azúcares está poco afectado

(Kliewer, 1973).

Combe (1987) observó también que los efectos de la temperatura en la concentración de

azucar son pequeños, y así a medida que aumenta la temperatura (entre 15 y 300C) también lo

hace la concentración de azúcares, si bien a temperaturas mayores de 330C se produce una

disminución del mismo modo que lo hace el crecimiento de la baya. Con la acidez ocurre lo

contrario sobre todo debido al efecto sobre el málico ya que el tartárico apenas se ve afectado, El

málico va a disminuir por el proceso de respiración, siendo el tejido vascular de las bayas el lugar

donde se cree que existe una mayor respiración de este ácido> y teniendo en cuenta que el ritmo de

ese proceso aumenta a medida que las temperaturas son mayores, por eso las temperaturas van a

afectar al pH del mosto.

Muchas de las contradiciones en ~aliteratura sobre los efectos de la luz, se deben a la

distinta localización de las cepas, el tipo de suelo, la variedad y la manipulación del canopy que

Parte General 39

sc utiliza en cada estudio. La temperatura originada al incidir la radiación solar sobre la

superficie de las cepas es uno de los factores ambientales que más influyen en la composición de

la uva y en su calidad, probablemente el factor que más influye en la viticultura.

2.2.2.- RIEGO.

El agua es el mayor constituyente de las hojas, frutos y pámpanos verdes, y es esencial

para mantener los procesos fisiológicos> tales como la fotosíntesis, respiración, translocación y

absorción mineral (Smart y Combe, 1983). Los procesos reproductivos de la planta son altamente

sensibles al nivel de agua; la disponibilidad de agua juega un papel decisivo en la iniciación floral

así como en el metabolismo de la baya durante el proceso de maduración, y en la producción final

de cosecha.

Según Spiegel-Roy y Hravdo (1964) la disponibilidad de agua afecta al potencial hídrico

de varios órganos de la planta, y así el riego prolonga el periodo de actividad fotosintética de la

hoja, retardando su senescencia. En el caso de las hojas su potencial hídrico depende de las

condiciones climáticas de evaporación, por eso no se usa como indicador de las necesidades de

riego de la planta.

Con el riego se pretende compensar las carencias de agua de las plantas cultivadas y

conseguir así un máximo de producción para un mayor beneficio económico. Es muy importante

tener en cuenta la localización geográfica del cultivo para la aplicación o no de un tipo de riego.

El riego de las viñas es una práctica común en países de climas secos donde el estado hídrico de

la cepa puede ser regulado mediante el control del suministro de agua al suelo a través de un

sistema de riego. Sin embargo, esta técnica no es adecuada o incluso está prohibida en áreas

templadas, ya que según algunos autores supone un retraso en la maduración (McCarthy y

Combe. 1985: Rñhl y Alleweldt, 1985).

La cantidad de agua aplicada depende por tanto de dos tipos de factores: climatológicos y

del cultivo. Dentro del primer grupo destacan la temperatura que puede favorecer la evaporación

y actividad de la planta, la insolación que es flindaniental en las reacciones de fotosíntesis, y la

humedad ambiente que puede provocar una disminución en el consumo de agua debido a un

aumento en la pluviometría o un aumento del consumo debido a los vientos secos. Para

determinar las necesidades de riego de una planta, hay que tener en cuenta no sólo los factores

ambientales sino las respuestas de ésta al suministro de distintas cantidades de agua, esto se

Fisiología40

puede estudiar a través de los efectos sobre el crecimiento, la producción y la calidad del mosto.

En el segundo grupo hay que destacar la influencia del tipo de cultivo de estudio (herbáceo o no

ya que eso nos da idea de la profundidad de sus raíces, del momento del ciclo vegetativo, y la

presencia o no de malas hierbas) y el tipo de suelo (profundidad, textura, características

químicas)> ya que la frecuencia de aplicación del riego va a depender de la capacidad para retener

ese agua por el suelo, profundidad del riego (Prior y Grieve. 1986).

Existen factores que pueden influir en el estado hídrico de la planta como es el distinto

tipo de sistema de conducción, ya que éste define la forma de] canopy y la densidad foliar, y así

se pueden modificar el grado de sombreamiento y la humedad relativa que se produce en el

interior del canopy (Van Zyl y Van Huyssteen, 1980; Smart y Combe, 1983). La conductancia

estomática y la transpiración se reducen cuando las hojas de las cepas están sombreadas esto

queda marcado por la geometria de la planta y eso es lo que afecta a las relaciones hídricas de la

planta (Smart> 1974).

Mientras que en las áreas frías y húmedas el sumirnstro de agua provoca efectos

negativos en la calidad del mosto, el suministro de agua durante las estaciones secas generalmente

aumenta el vigor de la cepa, el tamaño de baya y los niveles de producción, si bien el impacto

mayor se produce sobre la composición del mosto debido a su efecto en la hidratación de las

uvas, que consigue diluir algunos componentes importantes como el color y el aroma. Estos

efectos dependen en gran medida del método de riego empleado, el régimen hídrico o frecuencia

de riego, y la cantidad de agua suministrada (Bravdo y col., 1985).

El efecto del riego sobre la calidad del mosto se ha conocido a través de los análisis de

los componentes de las uvas. El riego se consideró que disminuía la calidad del mosto porque

retrasaba la acumulación del nivel apropiado de azúcar (Ballatore y col.> 1970), aunque análisis

sensoriales de los vinos experimentales obtenidas de esos mostos demostraron que no existían

diferencias entre los que procedían de viñas regadas o no regadas (Vaadia y Kasimatis, 1961;

Van Zyl y Weber, 1977).

Por tanto algunos investigadores concluyen que el riego determina efectos positivos sobre

la calidad del mosto, ftente a otros que consideran que la influencia del riego es negativa, si bien

existen algunos que no observan ninguna diferencia significativa.

Freeman y col. <1980) no encontraron diferencias importantes entre la calidad de los

mostos procedentes de cepas regadas y no regadas. Rúhí y Alleweldt (1985) mostró la gran

influencia del momento del riego en la producción y calidad de las uvas. Comprobó que el

41Parte General

contenido de azúcar aumenta cuando el suministro de agua se realiza durante el periodo de

maduración, momento en el que tiene lugar la acumulación de azúcares, sin embargo el riego

temprano aumenta la producción, pero disminuye la cantidad de azúcar,

A pesar de la frecuencia con que se enfatiza en el efecto peijudicial del riego sobre la

calidad del mosto. sólo algunos estudios apoyan esta teoría (Hardie y Considine, 1976).

Varios autores (Goosen, 1956; Winkler, y col.> 1974) recomiendan un déficit de agua

durante la maduración de la fruta para mejorar ese proceso de maduración, favorecer el

desarrollo de color y la acumulación de azúcares, debido a la menor competencia de la baya con

otros órganos vegetativos en crecimiento.

El riego determina el crecimiento de la vid y afecta el tamaño del canopy y como

consecuencia a su microclima. La aplicación de un exceso de agua es inútil ya que favorece una

densidad elevada del canopy y un sombreamiento que puede perjudicar a la calidad de la uva

(Neja y col., 1977; Smart y Combe. 1983). Según el momento en el que se aplica el riego los

efectos causados son distintos, así cuando éste es en los inicios del desarrollo vegetativo sc

mejora el crecimiento y aumenta el área foliar, mientras que cuando el riego es al final de la

estación puede causar un crecimiento de tallos anticipados, esto es un efecto indeseable porque

compiten con los frutos por los distintos asimilados, además de causar sombreado en los racimos

debido al aumento de hojas, todo ello retrasa la maduración. Cuando el excesivo crecimiento

vegetativo es durante la floración se produce un descenso en el número de frutos debido a la

competencia entre las bayas con otros órganos por los fotosintatos, mientras que si esa

competencia es durante el envero y posteriormente, causa una disminución en el color dc la fruta

y en la calidad expresada en términos de azúcares> aroma y sabor (Vaadia y Kasiniatis. 1961:

Nejaycol., 1977; FreemanyKliewer> 1983; Smarty Combe, 1983; BravdoyHepfler, 1986).

McCarthy y Combe (1985) observaron que cl aumento de la capacidad fotosintética de

las viñas regadas, se refleja en un aumento en el contenido de solutos. Estos autores sugirieron

que el riego per se no disminuye la calidad, si bien los efectos secundarios del riego en la

producción de la cepa parecen ser de mayor importancia. Hay que tener en cuenta que todos los

tratamientos que se dirijan a maximizar la fotosíntesis pueden conducir a un exceso en el

crecimiento vegetativo a expensas de la producción.

Es necesario considerar el efecto del estrés hídrico en varios estados del crecimiento y de

desarrollo de la baya y su efecto sobre el equilibrio entre el crecimiento vegetativo y la

producción. En general, la producción desciende a medida que la disponibilidad de agua

42 Fisiología

disminuye; sin embargo, la pérdida de calidad y producción depende del momento en que ocurre

el déficit de agua en relación al desarrollo del fruto. Se cree que la disminución de la producción

puede ocurrir cuando las cepas están sometidas a estrás hídrico en cualquiera de las dos fases

principales de crecimiento <1 o III), así los déficits antes del envero> muestran cómo se reduce

severamente el número de frutos y/o el tamaño de la fruta, mientras que el estrés aplicado después

del envero causa pérdida de cosecha> por reducción sólo del tamaño. Aunque existe evidencia del

adelanto de la maduración que se produce cuando se produce un déficit hídrico en los últimos

estados de maduración (Smart, 1983>, hay algunos trabajos que por el contrario encuentran un

retraso en la maduración cuando se corta el riego tanto en los inicios como en momentos más

tardíos, debido a una severidad en el estrás.

Un déficit de agua en el suelo afecta adversamente a las funciones fisiológicas de la cepa;

uno de los efectos más importantes de las limitaciones del agua es la reducción del área foliar

necesaria para la eficaz intercepción de radiación solar, con la consiguiente disminución de la

actividad fotosintética y los efectos sobre la composición de la baya. La falta de fotosíntesis y la

pérdida de turgor de la fruta producen efectos irreversibles en el tamaño de la baya por efectos dc

desecación y disminución en el número de células del pericarpio. Ante un determinado estrás

hídrico si las bayas han conseguido alcanzar un diámetro minimo, es posible facilitar la retención

del agua ya que eso coincide con la presencia de ciertos componentes osmóticamente activos:

azúcares y ácidos (Hardie y Considine, 1976>.

El estrás hídrico reduce el número de racimos por cepa, así como el número de bayas por

racimo, ya que se afecta al desarrollo de las bayas de esa estación y también a los primordios que

se convierten en bayas en la siguiente. Smart y Cambe (1983) citan muchas referencias que

demuestran cómo el estrés hídrico perjudica el crecimiento de la baya, bien directa o

indirectamente por el escaso sombreado o por la baja relación hojas/frutos en todos los estados de

crecimiento y desarrollo.

El estrás bídrico puede ser debido a factores externos del medio ambiente, como la

radiación solar, temperatura y velocidad del viento, humedad relativa (Smart 1974), todos ellos

son factores determinantes en el proceso de la evapotranspiración. Como consecuencia de todo

ello se producen pérdidas en transpiración mayores que la absorción de agua por el suelo,

La transpiración por las hojas, y en menor medida por las bayas> son la mayor frente de

vapor de agua, controlando de este modo el calor producido al incidir la radiación de longitud de

onda corta sobre estas superficies, si bien pueden causar un aumento de la humedad en el centro

Parte General 43

del canopy que determina un microclima no adecuado sobre los racimos. El ritmo de evaporación

de ese agua en el centro de un canopy más o menos denso se reduce en fUnción de los bajos

niveles de radiación que llegan y por las bajas velocidades del viento, debido a que las hojas son

un freno para la velocidad del viento, produciendo como resultado un aumento de la humedad.

esto es importante además en el desarrollo de las enfermedades Mngicas.

Viñedos que están regados tienen un gran vigor y producen un gran crecimiento

vegetativo. Las causas comunes de reducción del vigor son debidasa factores como el estrés

hídrico, carga de cosecha, enfermedades, etc, Un número elevado de factores puede aumentar el

vigor de la cepa y consecuentemente la producción. Según Sniart (1985) muestra los distintos

aspectos en el microclima de un eanopy según el tipo de vigor.

Bajo vigor Alto vigor

Disposición de hojas y bayas exterior

Disposición de hojas viejas y bayas interior

Temperaturas nocturnas bajas más altas

Temperaturas diurnas altas más bajas

Niveles en PARy % corta altos bajos

Humedad relativa baja alta

Ve]ocidad del viento alta baja

Los viñedos que crecen en terrenos fértiles tienen gran vigor y una alta relación dc

crecimiento vegetativo/cosecha. La calidad de la fruta de tales viñedos debe ser mejorada de

modo que produzca una adecuada cosecha y que consiga buen equilibrio entre el crecimiento

vegetativo y buena penetración de la luz en el eanopy (Hepner y Bravdo, 1986: Smart. 1985;

Smart y Combe, 1983).

2.2.3.- SISTEMAS DE CONDUCCION.

El modo en el cual una cepa es conducida influye en su microclima> participando en la

regulación del crecimiento, la producción, y composición de la uva. Los resultadas obtenidos en

varios estudios indican que el cambio en la. conducción (geometría de la planta) puede afectar a la

exposición de luz de la hoja y mejorar así su capacidad fotosintética (Carbonneau, 1980; Shaulis,

44 Fisiología

1980), a la temperatura de la haya, a la velocidad del viento (Van Zyl y Huyssteen, 1980) y a

otros parámetros> mejorando así la calidad y cantidad de los racimos.

En todas las áreas del mundo se están estudiando y desarrol]ando nuevos sistemas de

conducción, mientras que los tradicionales están siendo críticamente revisados para reducir así

los costes de producción y aumentar la cantidad y sobre todo la calidad del producto. El estudio

de los efectos de estos sistemas de conducción en las relaciones hídricas puede dar una mejor

perspectiva de su influencia en la producción de la uva.

El sistema de conducción juega el papel más importante para determinar la intercepción

de la radiación solar por la cepa, así el área foliar y la estructura del canopy van a depender del

sistema de conducción elegido (Smart, 1985). Una manera de compensar el problema de baja

intercepción dc la intensidad luminosa es extender el canopy, de modo que exista el mayor

número dc hojas expuestas a la radiación a lo largo del día, La intercepción se puede mejorar bien

por expansión lateral del canopy o bien por aumento en la altura del sistema de conducción. Esto

último permite que exista más superficie foliar en cada lado, que absorba la radiación solar

directa durante un periodo más largo del día.

El microclíma cerca y dentro del canopy difiere de las condiciones ambientales que

afectan al viñedo general, dependiendo del número y disposición de las hojas y por tanto dcl

volumen del canopy. Los distintos sistemas de conducción cambian la disposición de las hojas y

la dirección de crecimiento de los pámpanos, cambiando tanto la superficie foliar de la cepa como

el área superficial del canopy por unidad de área de tierra.

Los distintos sistemas de conducción son diseñados o elegidos en función de sus efectos

sobre cl equilibrio entre el crecimiento vegetativo y la producción> sobre la intercepción de la

radiación solar y la posibilidad de favorecer operaciones como la poda y la vendimia. Reynolds y

col. (1985> vieron que la utilización de altos troncos y/o manteniendo una gran área superficial de

madera perenne <sirve como base para la producción de yemas, y como almacén de

carbohidratos)> mejoraba la mayoría de los parámetros del crecimiento vegetativo.

Jackson (1986) supuso que el número de bayas que se originan influye en el crecimiento

foliar, y por tanto la relación hojas/frutos queda definida al final de la fase 1 de crecimiento> es

necesario una buena relación bojas/bayas para una adecuada maduración. La consecuencia de

bajas cosechas y elevada área foliar (relación alta hojas/frutos) es la de un alto contenido de

sólidos solubles totales> pero unos valores de pH y acidez no deseables. Los valores de pH altos y

acidez baja son problemas de climas templados; en este caso la solución es crear un microclima

45Parte General

que evite el crecimiento vegetativo excesivo. Al mejorar la exposición de la fruta disminuye la

acidez y mejoró la calidad.

La modificación de la estructura del canopy también se ha hecho con la finalidad de

evitar procesos de podredumbre causada por la infección de Botrytís cinerea. La podredtlnlbrc SC

ve favorecida por las bajas temperaturas, y por largos periodos de humedad elevada sobre las

bayas (English y col., 1990). Estos autores encontraron que la eliminación de las hojas basales

modificaba la temperatura, la velocidad del viento, la humedad atmosférica y la humedad de las

hojas alrededor de los racimos> es decir, al disminuir la densidad del canopy aumenta la vClOCitlfld

de evaporación.

La densidad de las cepas va a tener una gran influencia en la calidad de las uvas.

principalmente a través del efecto del crecimiento de los tallos en la densidad del canoly <Srnart.

1985), y de la competencia de éstos con los frutos por los fotosintatos (Koblet y col.. 1977:

Champagnol, 1984). Para obtener un gran número de fotosintatos es necesario una gran actividad

fotosintética. que va a depender de cómo estén dispuestas las hojas y dc la cantidad. 5)flfll

favorecer una máxima intercepción solar.

Champagnol (1979-1984) explicó los resultados contradictorios de los experimentos con

distinta densidad de plantación, que eran debidos a variaciones en el crecimiento vegetativo y Cii

el microclima del canopy.

La densidad de las cepas influye en el vigor de las mismas, aunque en el vigor tamblún va

a intervenir el potencial del suelo, las prácticas de cultivo (riego> sistemas de conducción, poda.

fertilización...), y/o las características genéticas de la variedad usada. A mayor vigor sc necesita

más espaciado para producir cosecha de mejor calidad.

2.2.4.- TECNICASDECONTROL DE LA SUPERFICIE FOLIAR

Las hojas van a producir un sombreado natural que influye en las características de los

racimos. Con el fin de reducir la sombra del canopy y aumentar la exposición de la fruta, se

practican operaciones como la poda, el despunte> el aclarado de tallos y eliminación selectiva dc

hojas, así como la conversión del sistema de cultivo o modificación del sistema de conducción.

Las hojas tienen una gran influencia en la composición de las uvas> por eso deben ser

manejadas de tal modo que se aproveche todo su potencial. El área foliar y el número de hojas

son los mayores determinantes de la productividad de la planta, si bien la variedad, el clima. cl

46 Fisiología

sistema de conducción, y las manipulaciones en el cultivo pueden cambiar esos valores. Existe un

valor minimo en la relación entre el área foliar/peso de racimos> para que se produzca una

maduración adecuada de las bayas, y se comprueba que el área foliar influye en la cantidad de

energía disponible para producir una cantidad de azúcar por parte de la baya. Kaps y Cahoon

(1992) vieron que la reducción en cm2/g> afectaria primero al crecimiento vegetativo, segundo al

0Brix, y al final a la cantidad de fruta y pesos medios de las bayas.

El valor de la relación área foliar/peso fruta> es lo que habitualmente sc usa para estudiar

la carga de cosecha y sus efectos en la calidad de la fruta, observándose que los requisitos de los

órganos vegetativos y reproductivos frente a los carbohidratos son distintos cuando se limita el

área foliar.

Las prácticas de defoliación han dado conclusiones div0rgentes. Lo que se intenta con esa

práctica es llegar a una buena relación entre crecimiento vegetativo y reproductivo (relaciones

hoja/fruto adecuadas> y almacenamiento de reservas, para alterar favorablemente la composición

de la baya (Hunter y col., 1991). La defoliación que se practique debe permitir a las plantas

madurar las bayas mejor que con mayor cantidad de hojas, ya que es posible que las hojas

restantes aumenten su capacidad fotosintética y no se aprecia un retraso en la maduración.

Las restricciones severas de las hojas que suministran fotosintatos al racimo pueden

afectar adversamente a la calidad de la fruta y retrasar la maduración (Kingston y Van

Epenhuijsen, 1989). Todos los tratamientos de defoliación reducen el peso de la baya y la

concentración de sólidos solubles totales, siendo más pronunciado el efecto cuando se realiza en

los estados iniciales de desarrollo más que en los tardíos de maduración, En este caso se

comprueba que la fruta es más pequeña, tienen menor concentración de azúcar y poca coloración

en las variedades tintas; estas plantas pueden movilizar carbohidratos almacenados en las zonas

de reserva, de modo que cuanto mayor sean las cantidades de sustancias de reserva menor retraso

en la maduración se produce y menos afecta a la calidad.

Kliewer (1970) sugirió que la defoliación temprana, afecta tanto a la división celular

como al tamaño de la célula> y por tanto al tamaño final de la baya, a menor número de hojas, el

crecimiento de la baya es menor. Otro factor que puede contribuir al menor tamaño de la baya es

que debido a la defoliación existe una mayor exposición a la radiación solar de los racimos y por

lo tanto a mayor temperatura. Kliewer y Lider (1968) encontraron que las bayas expuestas a

radiación solar directa estaban entre 2,2 y 10,50C más templadas que las bayas de las zonas

sombreadas, y el peso de las expuestas era menor en vendimia.

Parte General 47

Estos autores vieron que las bayas procedentes de villas defoliadas en los estados

iniciales tenían mayor acidez debido al lento ritmo de maduración> esto sugirió que las hojas

tienen una pequeña influencia directa en la acidez total de la fruta durante la maduración. Las

bayas adquieren máxima acidez justo antes del envero (Kliewer, 1965), y durante el periodo

anterior, las hojas pueden afectar a la acidez de la fruta suministrando los metabolitos necesarios

para la síntesis o directamente los ácidos. Kliewer y Lider (1968) estudiaron que en las bayas que

procedían de cepas a las que se había eliminado las hojas basales se daba una baja acidez, como

consecuencia de que a las bayas se las sometía así a una mayor exposición y mayor temperatura.

A medida que el canopy es más denso y por tanto tiene mayor número de capas de hojas.

el alcance de la luz a las más interiores va siendo menor, en este caso la fruta producida va a

tener poco contenido de azúcares, mayor cantidad de potasio, de málico y pH. La defoliación

también puede afectar a la relación de longitudes de onda del infrarrojo/infrarrojo lejano.

estimulando la respuesta de ciertos sistemas enzimáticos implicados en la maduración, que

afectan a la acumulación del málico, azúcares y al valor del pH.

Según Candolfi-Vasconcelos y Koblct (1990) la eliminación de la superficie foliar activa

puede ser debida a ciertas enfermedades o por condiciones climáticas desfavorables, si bien la

defoliación mecánica practicada favorece el microclima en los canopys densos. Las repercusiones

de la defoliación en la cantidad y calidad de la fruta no siguen un modelo lineal debido a la

capacidad de compensación de la viña ante situaciones de estrés (por medio de un aumento de

tallos anticipados o por aumento de la actividad fotosintética de la planta en el sentido de fijación

de carbono).

Kliewer y Líder (1970) observaron que la eliminación de la mitad de las hojas no afecta

mucho a la maduración por varios factores:

-el resto de las hojas recibe una cantidad apropiada de luz,

-el resto de las hojas pueden aumentar la eficacia fotosintética, Euttrose (1966) mostró

que la eficacia de la actividad fotosintética aumenta al aumentar el número de órganos que

necesitan fotosintatos en relación a la fuente donde se forman,

-la disponibilidad de reservas de carbohidratos procedentes de las raíces, tronco, y tallos.

Se puede conseguir que más del 40%de los azúcares procedan de las reservas y no directamente

de las hojas,

-cantidad de cosecha baja.

48 Fisiología

Es importante el tipo de hojas que se van a eliminar, y el momento en el que se produce.

Desde floración, las hojas principales son los únicos órganos de suministro, los tallos anticipados

están iniciando su crecimiento y actúan como sumideros, por eso la eliminación de las hojas en

este momento supone una disminución de la cosecha debido a un menor número de flores. Según

Candolfl-Vasconcelos y Koblet <1990) para obtener una buena cosecha cuali y cuantitativamente.

es necesario que las plantas dispongan de una adecuada superficie foliar en dos periodos

fundamentales, que son el cuajado dc la fruta y la maduración. Las hojas principales son

necesarias durante el cuajado para asegurar cantidad de fruta y fertilidad de yemas, y las hojas

laterales deben estar presentes durante la maduración para asegurar la calidad de la fruta y las

reservas de la madera.

Las diferencias en la producción y la composición de la fruta que van asociadas con la

severidad y el momento de la defoliación pueden ser explicadas por varias razones:

-Diferencias en el crecimiento de los tallos anticipados.

-Reducciones en el vigor.

-Eliminación de cantidades variables de superficie foliar activa.

-Cambios en la densidad del canopy con los consiguientes cambios en la exposición de

las hojas y la fruta.

Las trabajos de defoliación no son prácticos ni económicos. Lo que importa es que no

exista mucha vegetación basta el envero, para que resulte en una máxima exposición de las hojas

a la luz y evitar pérdida de energía (Hunter y col.> 1991).

49Parte General

3.-CONSTITUYENTES OUIMICOS

3.1.- AZUCARES

3.1.1.-GENERALIDADES

El mosto de uva contiene de forma natural pentosas y hexosas, que representan

principalmente los denominados azúcares reductores, ya que reducen los licores alcalinos

cúpricos. También se pueden encontrar disacáridos como la sacarosa, aunque ésta sólo aparece

en concentraciones de trazas, tanto en la uva verde como en la madura, así como también almidón

(en bayas verdes), poliosidos, y pectinas procedentes por ejemplo de la ruptura de las paredes

celulares.

Dentro de las hexosas del mosto destacan, la D(+)glucosa (es una aldosa llamada

también dextrosa porque desvía a la derecha el plano de la luz polarizada), y la D(-)ftuctosa

(cetosa denominada también levulosa porque posee poder rotatorio hacia la izquierda>. La 0<->

fructosa es 1.5 veces más dulce que la glucosa, así el dulzor del mosto viene determinado por la

relación glucosa/fructosa. A igualdad de sólidos solubles totales en un mosto, cuanto mayor sea

la proporción de fructosa, más dulce va a ser; de este modo las bayas con un 15% de fructosa

tienen el mismo dulzor que las bayas con un 22>8% de glucosa. Este es el caso de las uvas de

mesa que se pueden vendimiar con baja proporción de sólidos solubles totales ya que tienen una

elevada concentración de D<-)fructosa, y por tanto son más dulces. También se ha detectado la

O-galactosa aunque en muy pequeñas cantidades> del orden de 100 mg/L.

En el caso de los disacáridos, Stoev y col. (1960) y Kliewer (1965) señalan que la

sacarosa está presente en el fruto de cualquier vinífera, y es el primer azúcar formado en la

fotosíntesis y translocado posteriormente a las bayas. Sin embargo, Sepúlveda y Kliewer (1986)

en sus experiencias con uvas Chardonnay (Vifls v¡n<fera L.), no detectaron sacarosa libre en las

bayas si bien encontraron elevadas cantidades de sacarosa, glucosa y fructosa en el resto de los

tejidos vegetativos y leñosos; estos autores justifican estas discrepancias como consecuencia de

los métodos usados en la detección de la sacarosa o por los procedimientos de extracción.

Kliewer y Nassar (1966) observaron que durante los últimos estadios de crecimiento, la sacarosa

fue el principal azúcar presente en las hojas. Existen variedades como la Vitis rotundifolia en la

Constituyentes Químicos50

que los contenidos en sacarosa son muy importantes y las cantidades están comprendidas dentro

de un orden de un 10-20% de los azúcares totales (Carroll y Marcy, 1982).

Dentro de las pentosas destacan la arabinosa y la xilosa, si bien se encuentran en

pequeñas cantidades en las uvas maduras (0.3-1,0 g/L del mosto). En los mostos existirían en

forma combinada y sedan liberadas en el curso de la fermentación, debido a posibles procesos de

hidrólisis de las pectinas o de polisacáridos que contienen cinco átomos de carbono, si bien estas

pentosas no son fermentables por las levaduras (Esau, 1967).

Por tanto, en variedades de J/jf¡g vinífera L. se puede decir que los azúcares

predominantes son la glucosa y la fructosa (de igual fórmula empírica C6H12O6), que constituyen

una gran parte de la materia seca de la haya. Normalmente esos dos azúcares llegan al 99% de

los carbohidratos del mosto, y entre el 12 y 27% ó más del peso de las bayas maduras. Los

azúcares se van a distribuir con más preferencia en la pulpa que en el hollejo ó semillas. Estos

azúcares fácilmente fermentables por las levaduras <la glucosa tiene más facilidad que la

fructosa>, van a proporcionar alcohol y CO2transformando así el mosto en vino.

El análisis del contenido de azúcar de las uvas que están madurando es un factor

importante para determinar el momento óptimo de la vendimia. Está ampliamente aceptado el uso

dc0Brix o Balling como un indicador del contenido en azúcares y así del estado de madurez dc la

baya. La escala de 0Brix (o sus muchos equivalentes) expresa los sólidos solubles totales

(azúcares y el resto de sustancias disueltas) como una cantidad por unidad de solvente (agua), así

el 0Brix viene expresado como gramos de sacarosa en 100 gramos de solución.

Crippen Ir y Morrison (1986> muestran cómo cl contenido de sólidos solubles totales

(SST) alcanza valores similares al porcentaje en peso de azúcares determinados por HPLC, sólo

después de los 18 0Brix. Por tanto no siempre es válido el hecho deque el valor de 0Brix sea igual

al contenido de azúcar. ya que se ha comprobado durante el proceso de maduración de las uvas la

presencia de sustancias como los ácidos orgánicos, aminoácidos, carbohidratos precursores de la

pared celular, y otros compuestos orgánicos e inorgánicos que tienen índices de refracción

similares a la glucosa y la fructosa. Estos componentes contribuyen a la lectura de 0Brix en los

inicios del crecimiento de la baya cuando la concentración de azúcar todavía es baja; mientras

que al final del periodo de crecimiento, cuando la glucosa y la fructosa están en mayor cantidad

en relación al resto de componentes, las lecturas de 0Brix se van aproximando cada vez más a la

concentracion de azúcar y llegan a superar el valor de 0Brix cuando el estado de maduración está

muy avanzado.

Parte General 51

Kliewer (1967) observó este mismo hecho. de modo que cuanto más inmaduras están las

bayas mayor es la diferencia entre los SST y’ el contenido total dc azúcares (glucosa+fYuctosa>.

Cuando las bayas están al inicio del periodo dc crecimiento la cantidad de tartárico y málico es

elevada ~‘ son estos ácidos los que más van a contribuir a esas diferencias observadas, este autor

comprobó que un 1%dc ácido tartárico en una solución estñndar de glucosa-fructosa aumenta la

lectura del refractómetro entre 0.7 y 0.8 0Hnx. así como también lo hacen las sales minerales

presentes. compuestos nitrogenados, taninos, sustancias pécticas. pigmentos etc.. mientras que

cuando las bayas están próximas a la madurez esas determinaciones suelen coincidir. Para

convertir esos dos x’alorcs. 0flrix (g de sacarosa/lOO g de mosto) y glucosa+fnictosa (g/l0O mí),

es necesario que se tenga en cuenta la densidad del mosto.

Comoal final de la maduración más dcl 90% del total de sólidos solubles son azúcares.

se toma la determinación de “Brix como medida del contenido en azúcar.

3.1.2.- BIOSíNTESIS Y DEGRADACION

La haya es un fruto carnoso donde se va a producir una acumulación de azúcares durante

el proceso de la maduración. Esa acumulación sc ha demostrado que no ocurre de manera

idéntica en todas las bayas de un mismo racimo, así se observa que los granos más azucarados

son los más próximos al sarmiento, porque son los primeros en recibir la savia elaborada.

Igualmente. los azúcares no están distribuidos de forma equitativa dentro dc Ja misma baya. en

este sentido se observa que dentro de la pulpa el contenido dc azúcares es mayor en la zona

intermedia (187 g) le sigue la zona próxima a la periferia (180 g> y luego la zona que rodea a las

pepitas (1668> (Ríbéreau-Ciayon, ¡975>.

Las cantidades de azúcares reductores en las uvas maduras varían entre 150-250 gIL, si

bien en algunos casos los mostos de cepas especiales (moscatel, garnacha) contienen hasta 300

gIL. y los mostos de uvas afectadas por la podredumbre noble pueden incluso sobrepasar esta

concentración. El valor fmal de SST que se alcanza en las distintas variedades es importante

puesta que es un valor potencial del alcohol que se va a producir durante la fermentación.

Disúntos autores han estudiado en las diferentes vanedades de uvas la evolución de la glucosa, la

fructosa y su relación a lo largo del proceso de la maduración, así Rib¿reau-Gayon (1975) obtuvo

los siguientes resultados <Cuadro 1) sobre las variedades Cabernet Sauvignon y sobre Cabcniet

Frane:

1

52 Constituyentes Químicos

Cuadro 1.- Cantidades de los azúcares principales en dos variedades de Vitis (Ribéreau-Gayon,2975).

* E-M: Envero-Madurez (Vendinija)

3.1.2.1.-Víasde acumulación

Los azúcares almacenados en las bayas en el curso de la maduración tienen distintos

orígenes. Las vías principales para el aumento de las reservas de azúcares en las bayas son:

a) Migración de azúcares a las bayas. Esta translocación de azúcares tiene su

procedencia en otras zonas de la planta como:

-las hoias: donde se sintetiza la sacarosa a partir de los glúcidos formados durante la

fotosíntesis, siendo transportada en esta fonna, o bien hidrolizada en forma de azúcares

reductores, por los sistemas de conducción hacia las bayas. Durante el proceso de maduración.

los glúcidos se mueven hacia las bayas a través de los tubos cribosos del tejido vascular; el

carbono que forma parte de esos azúcares, teóricamente procede del proceso de la fotosíntesis

realizado en cualquier hoja de la planta en donde los fotones activen los cloroplastos, y no

únicamente de aquellas hojas próximas a las bayas (Coombe, 1992). Todos los factores que

afecten a la fotosíntesis pueden influir directamente en el enriquecimiento en azúcares durante la

maduración.

Huttrose y Hale (1971) informaron que el exceso de energía procedente de la fotosíntesis,

puede ser almacenada en los cloroplastos de las hojas bien como carbohidratos ó como lípidos

dependiendo de la temperatura. Esto sugiere un efecto regulador de la temperatura en la actividad

enzimática ó en el nivel de sustratos dentro de los cloroplastos.

-las ramas y raíces (partes leflosas de las cepas): se produce una movilización eventual de

las reservas ahí acumuladas. Esas sustancias de reserva, sacarosa y almidón, se hidrolizan a los

correspondientes azúcares reductores, y es bajo esta forma como ocurre la migración hacia el

Variedad Glucosa (gIL) Fructosa (g/L) G/F

Cabernet Sauvignon 31,5-101.0 23,5-109,0 1,35-0.93

Cabernet Franc 8,1-101,0 4,0-109,0 2,02-0,93

Parte General 53

grano. Una vez que las moléculas de sacarosa alcanzan el floema, su origen es irrelevante para

los procesos de translocación y acumulación por parte de las bayas (Coombe, 1992).

Las reservas acumuladas en las cepas dependen dc distintos tipos de factores tales como

la edad de la cepa, técnicas de cultivo y la cliniatolog¡a, de modo que los años más favorables se

ayuda a enriquecer en azúcar a las uvas del siguiente año aún cuando éste no lo sea tanto; por eso

las cepas más viejas dan producciones más regulares y de gran homogeneidad debido al

desarrollo de Ja madera.

Mientras que en las villas jóvenes la mayor parte de materia seca procede de los procesos

de fotosíntesis que se realizan en esos momentos, en las villas adultas una gran proporción de la

materia seca procede de las reservas almacenadas (fotosíntesis anteriores).

Este proceso de migración de sustancias, procedentes tanto de la fotosíntesis actual como

de las reservas, supone necesariamente una translocación, desde el origen (hojas ó partes lefiosas)

hacia el destino (la baya), por unos mecanismos que suponen un transporte de larga distancia, y

cuya integridad depende de la separación de los compartimentos tanto en la fUente como en el

destino. Se han estudiado varias hipótesis para estos mecanismos de transporte aunque no lo

explican totalmente <Coombe, 1989; Lang y col., 1986).

b) Síntesis de los azúcares en Ja propia bayú. Se describen varios mecanismos

bioquímicos que varían según el momento del proceso de maduración como son:

-Transformación del ácido málico en azúcares: es una ruta de incorporación de glucosa a

la baya, aunque esta vía no es significativa. El proceso bioquímico consiste en una reducción de]

málico a oxalacético, el cual se descarboxila a pirúvico que, siguiendo la ruta inversa de la

glucolisis, se transforma en glucosa. Esta transformación del ácido málico en glucosa, sc realiza

sólo en las uvas maduras, y de este modo disminuye la acidez al final del proceso de la

maduración, Pero no se puede considerar que la acumulación de azúcares en las bayas se deba a

esta reacción, sobre todo por la cantidad tan elevada de azúcares que se acumulan al final de ka

maduración.

-Biosíntesis “iii situ”: Ja baya durante la fase herbácea (hasta el envero) es un órgano

verde que realiza la fotosíntesis, aunque la proporción de CO2 asimilado es menor que en el caso

de las hojas. En la fotosíntesis los azúcares formados se van a acumular bajo la forma de glucosa

y fructosa, aunque de forma general las uvas verdes incorporan e] CO2 preferentemente para la

formación de ácidos orgánicos.

Constitnyentes Químicos54

Por tanto las rutas bioquímicas fundamentales de adquisición de azúcares por las bayas

son, la fotosíntesis (en hojas o bayas verdes) y la transformación del málico en glucosa (en bayas

maduras), teniendo en cuenta que la procedencia mayoritaria es la de la fotosíntesis en las hojas

con su posterior translocación.

Se han hecho numerosos estudios de procesos de migración de compuestos en la villa con

la ayuda de azúcares marcados con carbono radioactivo. Los trabajos de Ribéreau-Gayon (1966)

se realizaron introduciendo ‘4C02 en las hojas, demostrando que la hoja de la vid contiene en

todo momento glucosa, fructosa, sacarosa y almidón, formados en el proceso de la fotosíntesis.

La sacarosa es una reserva glucídica de rápida utilización mientras que el almidón constituye una

forma de reserva estable, hasta que la hoja aniarillea. La tasa de azúcares reductores de la hoja

sufre ligeras fluctuaciones, un pequeño aumento durante el día y una disminución leve por la

noche, mientras que las variaciones de sacarosa son de mayor amplitud. La formación durante el

dia es tanto más fuerte cuanto mayor es la exposición al sol y disminuye en el transcurso de la

noche por migración a otros órganos de la planta.

La sacarosa, primer glúcido formado en la fotosíntesis, constituye una reserva glucídica

que se encuentra en todos los órganos de la planta, fundamentalmente en los sarmientos, pecíolos

y escobajos, que son los órganos de conducción. Las migraciones se realizan bajo la forma de

moléculas lo más pequeñas posible ya que son más móviles, así al salir la sacarosa de la hoja se

hidroliza en azúcar invertido en los vasos libero-leñosos y su cantidad disminuye durante todo el

recorrido desde el pecíolo hasta la baya. En la uva tan solo encontramos vestigios de sacarosa

dificil de detectar. Se cree que pequeñas cantidades de otros azúcares tales como rafinosa y

estaquiosa, pueden estar envueltos en e] proceso de movimiento de carbohidratos (Kliewer,

1965).

3.1.2.2.- Vías de de2radacíón

Las rutas de degradación de los azúcares en las bayas en el curso de la maduración son

fundamentalmente:

a) La respiración. Este proceso va a producir una degradación de las moléculas de los

glúcidos con liberación de energía, que va a ser utilizada por la célula para su funcionamiento y

55Parte General

reproducción. La glucosa es más sensible a la respiración celular que la fructosa, y su contenido

es más susceptible de disminuir, lo que se demuestra en los fenómenos de sobremaduración.

b) Oxidación de la glucosa vía glucolisís. La glucosa pasa a ácido pirúvico. el cual 05

un producto intermediario de muchas reacciones.

c) Oxidación de la glucosa por la ruta de las pentosas fosfato. En ciertos órganos

jóvenes, la glucosa se puede degradar por rutas distintas a la glicolisis. En este caso la glucosa-ó-

fosfato pasa al ácido glucónico y luego a ribulosa-5-fosfatO por eliminación dc un átomo de

carbono en la posición 1, y como intermediarios aparecen glúcidos de 4, 5, y 7 átomos dc

carbono, Este mecanismo también es importante en la síntesis del ácido tartárico.

Hale (1962) mostró la presencia de regiones separadas para los azúcares según que 50

destinasen al almacenamiento o al metabolismo, si bien fUe posteriormente estudiado por otros

autores.

Hardy (1967, 1968) estudió el metabolismo de los azúcares en las bayas durante el

proceso de maduración gracias al uso demarcadores. Observó que una gran parte de la glucosa y

fructosa suministradas fueron rápidamente metabolizadas, mientras que la otra parte después de

sufrir una interconversión, fue transportada a un lugar inactivo metabólicaniente, evitando asi su

respiración. Los monosacáridos exógenos que se suministraron fueron metabolizados sin

equilibrarse previamente con la glucosa y fructosa del interior de la haya, esto se comprobó por

la aparente utilización preferencial de la glucosa y además el contenido inicial de glucosa y

fructosa permenecía constante. Después de suministrar glucosa y fructosa marcadas se comprobó

la presencia de sacarosa radioactiva, si bien las cantidades presentes de glucosa y fructosa de la

haya antes de suministrar esos monosacáridos permanecían invariables, todo esto sugiero una

localización de los azúcares en lugares diferentes según que se produzca una metabolizacióii o un

almacenamiento de los mismos, y además el azúcar utilizado en los procesos metabólicos deriva

en primer lugar del que ha sido transportado al interior de la baya. Esos dos lugares no se sabe si

son partes diferentes de la baya o compartimentos intracelulares distintos.

Hardy (1968) estudió la utilización de los azúcares por la haya a lo largo del proceso de

maduración, indicando que después de la inversión de la sacarosa suministrada la cantidad de

radioactividad era mayor en la molécula de fructosa, Este hecho posiblemente es debido a que la

glucosa puede penetrar más rápidamente que la fructosa en los lugares de metabolización de la

baya, o bien porque puede ser más fácilmente fosforilada y posteriormente utilizada, eso

supondría dos posibles explicaciones de la presencia de fructosa en mayor proporción que la


glucosa en las bayas después del envero. Cuando se suministran hexosas marcadas se comprueba

que la glucosa se metaboliza más rápido que la ftuctosa, a diferencia de esto al introducir ‘4C02

en las hojas de las cepas se observa que la glucosa está en mayor proporción, y las diferencias

aumentan a medida que pasa el tiempo desde su administración. Esta discrepancia puede ser

debida a la vía de entrada de los azúcares marcados a la baya, bien desde el pedicelo o bien con

a través de las hojas y posterior translocación, es decir, por el camino de la transpiración o

por transporte por el floema. Los azúcares exógenos probablemente se dirigen pasivamente hacia

los espacios intercelulares de las bayas desde donde son transportados a las células próximas; la

posible hidrólisis de la sacarosa en esos espacios por las invertasas presentes puede estar seguido

por una absorción preferencial de la glucosa frente a la fructosa lo que indicaría una mayor

utilización de la glucosa.

3.1.3.-EVOLUCION

A partir de la floración y después de la fecundación la migración glucídica es continua,

así durante el periodo de maduración de la uva se produce una acumulación de hexosas,

fundamentalmente glucosa y fructosa. A partir del momento del envero, una vez detenido el

crecimiento vegetativo de l.a planta, la baya deja de ser un órgano principal de síntesis para pasar

a ser fundamentalmente un órgano acumulador de todas las migraciones glucídicas procedentes

tanto de las reservas acumuladas por la cepa como de la fotosíntesis actual de las hojas además

del mecanismo de transformación de ácido málico a glucosa (Mullins y col,, 1992). Los azúcares

se acumulan rápidamente en el grano de la uva que madura, llegando a pasar de valores de 1% en

la uva verde al 20% en la madura.

A partir del envero las migraciones de los azúcares se dan de forma importante

aumentando mucho durante este periodo incluso más que el propio engorde del grano. Una vez

alcanzada la madurez va a disminuir la velocidad de migración debido al envejecimiento de los

vasos libero-leñosos que comunican con el grano, si bien esto no sólo afecta a la fración glucídica

sino a todos los metabolitos que acceden a la baya durante la maduración. El posible

enriquecimiento posterior de azúcares se debe a un proceso de sobremaduración, debido

fundamentalmente a procesos de evaporación de agua por parte de las bayas (Ribéreau-Gayon y

col., 1975).

Parte General •~ 7

Coambe (1992) realizó unos estudios sobre la acumulación de solutos en la baya,

observando que se produce un continuo aumento de la cantidad de agua y de hexosas ó materia

seca a lo largo del proceso de maduración de la baya, y comprueba que ese cambio ocurre en la

pulpa y en el hollejo pero no en el pedicelo. El aumento de la concentración de las hexosas que

ocurre en el pericarpio, se produce de un modo tal que una vez disparado el proceso no va a cesar

(Figura 1 l)~ además, esa regularidad en el aumento de la concentración ocurre a pesar del

aumento de la cantidad de agua por baya. Estos resultados muestran que el incremento en la

cantidad de azúcar llega a alcanzar al incremento de agua a lo largo del tiempo, para producir un

constante crecimiento en la concentración hasta llegar a cifras finales de 0Erix comprendidas

normalmente entre 18-24%. La tasa de azúcares presentes en las bayas herbáceas se multiplica

por seis o siete después del momento del envero.

1.0

Pulo: Sol. Sugera

o0.5

oEE

A—A

o-4 -3 2 -l 0 ¶ 2 3 4 5 6

w.ekS Vrom v~raIson______ —

Stage 1 Stage II Stage Hl

Figura 11.- Evolución de la concentración dc azúcares totales (mmo]/g de peso de baya) en elmosto dc bayas de la variedad Shiraz, a lo largo de los tres estados de crecimiento de la baya,muestreadas en dos zonas diferentes de la misma localidad (Pide y Mullins, 1980).

La pendiente de ese crecimiento va a variar en función del cultivar, el tamaño de baya, la

cantidad de producción y el tiempo; a continuación se producirá una estabilización que dependerá

de los mismos factores anteriores. Una posterior elevación en el valor del “Brix se asocia

generalmente a una pérdida de agua de las bayas sin variar el peso de los solutos por baya,

aunque existen datos de ganancia de solutos sin variar la cantidad de agua. En cambio, un

descenso en 0Brix puede ser debido .a un aumento del agua, bien por riego o por lluvias, o a un

descenso en los solutos por procesos dc respiración o transporte.

A—~ ¡hsd .05


La explicación a la acumulación tan rápida (Figura 12) es dificil de comprender, al

principio de la evolución esas sustancias nutritivas se utilizan fundamentalmente para la

formación y crecimiento del grano, pero después de la madurez fisiológica de las pepitas continúa

la llegada de azúcares. favoreciendo que ese exceso de glúcidos se almacenen en la parte caniosa

del fruto.

65 -

Sc.—

4

as

20

es

60

e

35 ~

o

20

65

so

4

1~ 35~

e

201

5’

Figura 12.- Evolución de la concentración de glucosa y fructosa en el mosto de bayas de lavariedad Cabernet Sauvignon a lo largo del proceso de maduración (Crippen y Morrison, 1986).

Durante la fase herbácea la glucosa es el azúcar mayoritario en todas las partes de la

píanta. excepto en las raíces, si bien a medida que se produce la maduración de las diferentes

partes de la cepa la sacarosa llega a ser el azúcar predominante en todas ellas excepto en los

pedicelos y en las bayas donde se acumulan grandes cantidades de glucosa y fructosa que oscilan

entre 50-100 g/L respectivamente (Kliewer, 1966). Esa glucosa y fructosa de las bayas se cree

que proceden de la hidrólisis de la sacarosa, pero si ese fuese el caso la relación glucosa/fructosa

deberia ser igual a la unidad, y este autor ha comprobado que el valor de esa relación es uno en

SLJft

514A01

65

LSO rv¶oig PCC.05

1

5

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e

e

¡35 ou

¡20

1 3 5 7 9 1? ¶3 teWEEKS AFTER ANTHESIS

5t3 5

WE!KS APTER AHTNESIS

59Parte General

todos los estados de desarrollo de la baya excepto en la fase herbácea, y en todas las partes dc la

cepa excepto en la corteza y los zarcillos.

Hay que tener en cuenta que la sacarosa es el azúcar translocado mayoritariamente en las

cepas. pero en la baya son la glucosa y la fructosa los que constituyen el contenido mayoritario

de azúcar en todos los estados de desarrollo (Kliewer, 1965a). Durante los estados iniciales de

desarrollo de la bayas el contenido total de azúcar es bajo y las concentraciones de glucosa son

cinco veces mayores a las de la fructosa; al inicio de la maduración los dos azúcares aumentan

rápidamente y pronto alcanzan concentraciones semejantes. Estas conclusiones <Kliewer, 1964)

se obtuvieron gracias a estudios con 14C02 adicionado a hojas de la variedad Thompson Seedless

que estaban próximas a racimos con bayas inmaduras, al extraer los monosacáridos de las bayas

se encontró que el que estaba mayoritariamente marcado era la glucosa. Estos resultados sugieren

que los cambios en el contenido de azúcares a lo largo de los distintos estadios de desarrollo.

pueden estar asociados a cambios en los mecanismos de utilización de la sacarosa.

Si la sacarosa constituye la cantidad total de azúcar translocado de las hojas a los

racimos, la relación glucosa/fructosa debería ser 1 inmediatamente después de la hidrólisis de la

misma. Arnold (1965) identificó y purificó un enzima muy activo llamado invertasa capaz de

hidrolizar la sacarosa en las bayas y proporcionar iguales cantidades de glucosa que de fructosa.

Se han estudiado los cambios de la concentración de la glucosa en relación a la fructosa a

lo largo de la maduración, observando grandes variaciones desde el cuajado de las bayas hasta el

momento de la vendimia (Cuadro 2).

Cuadro 2.- Evolución de la glucosa y la fructosa durante el proceso de maduración de las bayasen la variedad Cabemet Frane (Ribéreau-Gayon, 1975).

Fechas A. reductores (gIL) Glucosa (gIL) Fructosa (g/L) G/F

10/8 12,1 8,1 4,0 2,02

20/8 55 31,5 23,5 1,35

31/8 132 68,2 63,8 1,07

10/9 179 88,5 90,5 0,98

20/9 192 93,6 98,4 0,95

30/9 210 101 109 0,93


Por tanto la relación glucosa/fructosa <O/P) va a ir disminuyendo durante el proceso de

maduración desde aproximadamente 1 hasta 0,95 que es un valor característico de los frutos de

J1/ns viti//era L.. Amerine y Thoukis (1958) y Kliewer (1967) encontraron que la relación G/F

dependía de la variedad y las diferencias estacionales; Kliewer lo confirnió en 78 cepas cultivadas

en California (EE.UU.) obteniendo un término medio de esta relación en vendimia de 0,91.

Kliewer (1966) no ha demostrado experimentalmente porqué la relación glucosa/fructosa

era 1 en todos los estados de crecimiento de la haya excepto en la fase herbácea que tiene valores

superiores a la unidad, al predominar la glucosa. Existen varias explicaciones al hecho de que en

la fase herbácea exista mayor proporción de glucosa que de fructosa, si bien no han sido

demostradas experimentalmente: hidrólisis de las reservas de almidón a glucosa, conversión de la

fructosa en glucosa, o metabolización preferencial en ese momento de la fructosa. Sin embargo al

final del proceso de maduración la cantidad de glucosa es ligeramente inferior que la de fructosa,

y sobre todo en procesos de sobremaduración predomina la fructosa.

Varias hipótesis se han postulado para explicar la observación de que la fructosa y la

glucosa no se encuentran generalmente en las mismas cantidades en la fase de maduración

(Kliewer. 1967):

-Conversión de la glucosa en fructosa: esta teoría considera la presencia de un sistema

enziniático que actúa sobre la glucosa y tiene el sorbitol como intermediario. En el tejido animal

se han encontrado esos enzimas (isomerasas) que catalizan la reacción en presencia dcl coenzima

NAD, además también se localizan en la corteza y las hojas de varias píantas leñosas. Se cree

que el sorbitol y algunos azúcares-alcoholes participarían activamente en la translocación de

carbohidratos (Blakeley, 1951 Hers, 1956). Kliewer (datos sin publicar) ha identificado sorbitol

en la corteza de las cepas y se estudia su presencia en las bayas, lo que explicaría así esa

isomerización, Esta teoría parece ser la más adecuada.

-Metabolización preferencial de la glucosa: esa mayor cantidad de fructosa sería debido a

la utilización por parte de la baya de forma prioritaria de la glucosa por la ruta del ciclo de las

pentosas, ya que es un sustrato fisiológicamente más sensible a la respiración celular y se

consume antes tanto en los vasos libero-leñosos después de la hidrólisis de la sacarosa, como en

la propia uva. Así una continua translocación de la sacarosa al racimo aumentaría la cantidad de

fructosa.

Parte General 61

-Utilización preferente de la glucosa por los microorganismos presentes en la fruta,

aunque esta es poco probable al no haber encontrado crecimiento de mohos, bacterias o

levaduras,

3.1.4,-FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LOS AZUCARES

Smart (1985) advierte que factores como el tipo de suelo, el clima y las prácticas de

cultivo (geometría de la viña ) van a tener efectos directos, y también alteraciones en el

microclima del canopy, pudiendo así afectar indirectamente a la fisiología de la viña y a su vez a

la composición de la fruta. Cambios en el vigor de la viña <capacidad de crecimiento) debidos a

cambios en esos factores, pueden causar cambios en la cantidad de hojas y su distribución en el

espacio provocando alteraciones que nos llevan a una modificación de la composición de la fruta

y por tanto de su calidad,

Dentro de las prácticas de cultivo que van a influir en el desarrollo vegetativo de la

planta y en la producción destacan entre otras el riego y el sistema de conducción y de poda

elegidos (vaso ó espaldera por ejemplo), que van a dar una estructura a la planta con una

superficie foliar capaz de captar la radiación solar y transformarla en energia química capaz de

sintetizar los componentes que necesitan las células para su metabolismo. Es necesario que

existan unas condiciones adecuadas de luz, temperatura, humedad, evaporación etc., alrededor dc

las cepas para que a través de la fisiología de la planta se produzca un equilibrio de componentes

en la baya que originen un mosto de buena calidad.

3.1.4.1.-Rieeo

La vid necesita para asegurar el crecimiento de sus órganos vegetativos y fructíferos una

alimentación suficiente de agua, aunque no excesiva, desde el desborre hasta el desarrollo total de

las bayas. Esta reserva de agua se encuentra en el suelo a la salida del invierno constituyendo la

reserva útil, que se complementa con las precipitaciones durante el periodo activo de la planta.

Un sistema de riego adecuado a un viñedo repercutirá en el desarrollo vegetativo, en el

rendimiento de mosto, y en la calidad de sus racimos y vinos.

Según Ballatore y col. (1970) cl retraso en la acumulación de azúcares asociado a un

riego por goteo es el resultado de dos tipos de efectos, directos e indirectos:


-Efectos directos: son una consecuencia del aumento de la cantidad de agua en el interior

de las bayas, del ablandamiento del pericarpio, y del aumento del turgor y deformabilidad de las

bayas que favorece así el crecimiento de la mismas. Este resultado disminuye la relación

hollejolpulpay diluye los sólidos solubles totales (Spiegel-Roy y Bravdo, 1964; 1-larris y col..

1968).

-Efectos indirectos: son una consecuencia del excesivo crecimiento vegetativo que

provoca una competencia entre el crecimiento de los tallos y el de las bayas (Neja y col., 1977)

además de un efecto de sombreado sobre los racimos debido a una excesiva área foliar (Smart,

1985).

El principal efecto del potencial hídrico de la baya sobre la producción y la calidad es

indirectamente a través de su efecto en el crecimiento (Kliewer y Shultz, 1973; Smart y col..

1974; y Hepner y col., 1985), mientras que el efecto directo sobre esos mismos parámetros se

expresa en términos como las relaciones entre el agua con la materia seca o la del hollejo/pulpa...

El riego va a aumentar el área foliar prolongando así la actividad fotosintética, de modo

que los azúcares acumulados en las bayas se pueden tomar como un índice de actividad

fotosintética de la planta. Un exceso de riego, especialmente en los terrenos con un elevado

contenido en nitrógeno, puede provocar un aumento de la densidad del canopy y por tanto del

sombreado de la fruta, empeorando su calidad (Kriedemann, 1977; Neja y col,, 1977: Smart y

Coombe, 1983; McCarthy y col., 1983). Mientras que el efecto contrario producido por la

severidad del estrés hídrico aplicado a las cepas, puede afectar el ritmo de acumulación de los

azúcares ya que disminuye la fotosíntesis.

Sin necesidad de extremar las condiciones de los distintos tratamientos, algunos estudios

podrían explicar cómo el contenido de azúcar en las viñas regadas es mayor frente a las no

regadas <Ballatore y col., 1970; Lombardo, 1973).

Contrariamente a los autores anteriores la mayoría de los estudios muestran cómo el

riego aumenta el tamaño de las bayas y retrasa la acumulación de azúcar (Freeman, 1980;

Kasimatis, 1977), ambos parámetros son considerados como factores que disminuyen la calidad

del vino. Según Freeman y Kliewer (1983) la mayor competencia por los distintos solutos entre

los tallos y las bayas de cepas regadas frente a las no regadas, puede explicar el lento aumento de

los sólidos solubles totales en las primeras.

63Parte General

Freeman y col. (1980) muestran en sus experiencias que el riego retrasa la acumulación

de azúcar en las villas, comprobando que ese retraso no es directamente el resultado de una

diferencia de producción.

Sus resultados demuestran la importancia de las condiciones atmosféricas en cuanto que

afectan a la humedad de suelo. Estos autores consideran que el estrás no va a afectar mucho a la

asimilación de CO2 ni a la fotosíntesis a menos que se produzca una caída severa de las hojas. si

bien parece que el estrás reduce el alargamiento de las células limitando asi el crecimiento

vegetativo, el exceso de fotosíntesis se traduce en una acumulación más rápida de los azúcares en

las bayas. Parece que las diferencias entre tratamientos ocurren en la fase 11 de desarrollo de la

baya que es cuando los azúcares empiezan a acumularse, así el estrás hídrico podría favorecer el

movimiento de azúcar a las bayas al inicio de la maduración (estado II). Ese movimiento de

azúcares en ese momento, probablemente es controlado por hormonas cuya actividad se puede

ver afectada por la falta de agua (Coombe, 1960).

Hardie y Considine (1976) trabajaron con bayas de la variedad Cabernet Frane,

produciendo un estrás hídrico durante la fase 1 de crecimiento, reduciándo así el volumen de la

baya pero no el contenido de los sólidos solubles totales, mientras que el estrés aplicado a partir

del envero redujo los dos parámetros. Estos resultados se contradicen con los de la mayoría de los

experimentos de campo donde la maduración se adelanta con el estrás hídrico.

El adelanto de la maduración por el estrás hídrico podría ser debido a efectos indirectos

tales como la exposición directa a la luz solar que aumenta la temperatura dc la haya con la

consiguiente transpiración y concentración de los componentes (Kliewer, 1977: McCarthy,

1983), mientras que la fotosíntesis y la translocación no se cree que sean responsables del avance

dc la maduración ya que ambos procesos son perjudicados por el estrés hídrico, y en todo caso

podría esperarse un retraso no un adelanto (Kriedemann, 1977).

Meriaux y col. (1979) vieron que bajo condiciones de sequía se necesitan mayores

relaciones área foliar/fruta para adquirir máxima concentración de azúcar.

Matthews y Anderson (1988) observaron que el0Brix Ate mayor en cepas con estrés

hídrico aplicado antes del envero que después, porque se afectaba más al crecimiento de la haya

que al metabolismo.

3,1.4.2.- Radiación solar y temperatura


Los efectos de la radiación en las distintas panes de la planta pueden influir de modo

diferente en la composición de la baya. Así Ja luz sobre las hojas puede favorecer la fotosíntesis

sin embargo si estas hojas están sometidas a estrás hídrico cerrarían sus estomas bajo la radiación

y la fotosíntesis se reduciría. En el caso de la exposición de los racimos a la luz solar la

consecuencia es un aumento de la temperatura de la haya que puede producir un aumento de la

respiración celular y pérdida de agua.

Sepúlveda y KJiewer (1986) trabajando con dos variedades (Chenin Blanc y

Chardonnay) observaron que la exposición de las viñas a un exceso de energía calorífica provoca

un estrás que va a aumentar la concentración de los azúcares en algunas partes de las plantas,

especialmente en las bojas donde cl estrás incrementa los valores de sacarosa que pasan de 2,29 a

3,63% (sobre peso seco). Se estudian varias explicaciones a esa acumulación como son la falta

de utilización de la misma por parte de las hojas, o que no se realiza e] transpone hacia otras

partes de la cepa, o bien a que la sacarosa no esté siendo hidrolizada debido a una inhibición del

enzima invertasa a esas temperaturas. En el caso de las bayas de la variedad Chardonnay, el

estrás provocado por el calor reduce la concentración de glucosa y fructosa en relación a las que

no han sido sometidas a elevadas temperaturas, aumentando así el valor de la relación 0fF (1,10

en el caso de las bayascalentadas y 1,07 las control).

Crippen y Morrison (1986) determinaron el efecto dc ¡a luz solar en los distintos

componentes de las bayas. En sus experiencias observaron que los racimos que se encontraban

sombreados estaban sometidos a un menor rango de temperaturas que los expuestos al sol.

encontrando diferencias significativas en el contenido de los azúcares al expresarlos en % sobre

p~so fresco de la haya, perono cuando lo expresaban por unidad de haya. Estas diferencias en la

concentración de azúcares se producen por las diferencias del peso de la baya, ya que las bayas

de racimos sombreados y hojas bien expuestas son más grandes y pesadas, debido a las

temperaturas más bajas en la zona de la fruta sombreada que originan una menor transpiración.

El hecho de que la exposición de los frutos a la radiación solar antes del envero no afecte

al 0Brix es pievisible, puesto que en los estados 1 y 11 dc desarrollo la acumulación de azúcares es

escasa (Winkler, 1974). Las cantidades de azúcares presentes (aproximadamente un 4%)

proceden de la transiocación desde las hojas, y fundamentalmente se usan para los procesos

respiratorios o para el crecimiento de la baya, comprobando que la temperatura no parece tener

efecto neto en estos procesos.

Parte General 65

Hale y Buttrose (1974), vieron que las altas temperaturas durante la primera fase de

crecimiento provocaban un tamaño de la baya menor debido al efecto directo de la temperatura

sobre la elongación celular o por el estrás hídrico causado por dichas temperaturas, pudiendo

repercutir en la concentración final de los distintos componentes. Sin embargo la exposición de

los frutos a la radiación solar después del envero provoca que las bayas estén sometidas a

elevadas temperaturas que aparentemente favorecen la translocación en un grado suficiente como

para permitir altos 0Brix que son característicos de estos tratamientos. Otra posible explicación es

que las hojas próximas a los racimos expuestos realicen fotosíntesis activa y exporten más

metabolitos a los racimos proximos.

Es importante los efectos del sombreado de hojas y racimos sobre la composición de las

bayas que son probablemente una combinación de los efegtos directos de la luz y de los indirectos

de la temperatura, los dos no pueden separarse en un estudio de campo. Rojas-Lara y Morrison

(1989) observaron que los cambios producidos en la composición de la baya debidos a un natural

sombreado eran los mismos que los causados de forma artificial, así las cepas con las hojas a la

sombra tienen un tamaño de baya menor que las que las tienen expuestas, lo mismo ocurre en

aquellas cepas con los racimos a la sombra. Morrison y Noble (1990) informaron de un menor

tamaflo de las bayas en los dos tratamientos que suponen un sombreado de las bayas y las hojas.

debido no tanto a temperaturas sino a un descenso en la fotosíntesis y el correspondiente

transporte de carbohidratos desde las hojas sombreadas. Este hecho se apoya por el bajo

contenido encontrado de sólidos solubles totales en las bayas sometidas a estos tratamientos

(sombreados) y por previos informes (Kliewer, 1970; Klenert, 1975).

3.1.4.3.- Técnicas de control de la superficie foliar

Como las hojas tienen el mayor efecto sobre los constituyentes de las uvas, se han

realizado numerosos estudios sobre ellas. Hunter y col. (1991) realizaron trabajos de defoliación

parcial a diferentes tiempos, analizando su influencia en la composición de la uva; concretamente

el mayor efecto de este ensayo es el aumento de la captación dc luz por el resto de las hojas,

favoreciéndose un microclima más luminoso para el resto de las hojas y pudiendo así aumentar la

actividad fotosintética. Sin embargo el modelo de acumulación de los azúcares no se vio afectado.

Una exposición prolongada a la radiación solar y/o a las altas temperaturas tiene como

consecuencia directa reducciones en el tamaño y peso de la baya que afectan directamente a las

concentraciones de los distintos componentes solubles (Kliewer y Lider, 1968; R.adler, 1965).


Bledsoe y col. (1988) comprobaron un aumento de los sólidos solubles totales por efecto de la

parcial defoliación. Estos estudios se pueden explicar a través de distintas hipótesis como:

aumento de la actividad fotosintética, cambios en el modo de movimiento de los asimilados. o

aumentos en la temperatura de la baya. Hay que tener en cuenta que esta experencia se realizó en

climas fríos, con poca defoliación y exponiendo las bayas durante períodos cortos de tiempo a la

radiación solar.

Zoccklein y col. (1992), constataron que la concentración de los sólidos solubles totales

generalmente no se veía afectada después de un proceso de defoliación parcial, si bien observaron

en sus ensayos tres casos de disminución del 0Brix y uno de aumento en las cepas con defoliación

frente a las control. Algunos autores (Bledsoe y col., 1988; Kliewer y Lider, 19684 Reynolds y

col., 1986) han indicado que el aumento de la exposición de los racimos al sol, debido a

defoliación o a una modificación en el sistema de conducción, pueden aumentar la concentración

de los sólidos solubles totales, como consecuencia de un menor contenido de agua de la fruta

expuesta, mientras que reducciones en el grado 0Brix por esos procesos de defoliación son

debidas a una insuficiente área foliar capaz de madurar toda la producción presente.

La acumulación de sólidos solubles totales en villas que han sido despuntadas o

selectivamente defoliadas se ha visto que es proporcional al área de hojas retenidas. Kliewer y

Anteliff (1970) informan en sus experiencias de la disminución del 0Brix en función de la

severidad de defoliación y el tiempo en que se realice la misma. En general el retraso en esos

procesos aumenta los efectos indeseables de acumulación de azúcares (Kliewer, 1970: Koblet y

Perret, 1973; Peterson y Smart, 1975). El estudio de Reynolds y Wardle (1989) indica el pequelio

efecto del tiempo y la severidad del despunte en el retraso de la maduración. Presumiblemente

como el área foliar funcional eliminada era mayor con el retraso en el tiempo de aplicación, esa

pérdida se compensé con una movilización de los carbohidratos de las zonas perennes de las

cepas. Kliewer (1970) y Bledsoe y col. (1988) también correlacionaron positivamente el 0Brix

con el grado de defoliación.

Se han estudiado estas prácticas de defoliacián y de eliminación de tallos anticipados

sobre el 0Brix. Reynolds y Wardle (1989), vieron que los efectos en 0Bríx no eran sólo

dependientes de la mejora en cl microclima luminoso en racimos y hojas y de la distribución de

los carbohidratos al resto de los árganos, sino también de los efectos menos deseables de

eliminacián de superficie foliar activa.

Parte General 67

Koblet (1976) manifestó que los vigorosos tallos anticipados podi-Lan ser exportadores de

carbohidratos a las bayas de los racimos, mientras que las bojas basales cesaban de exportar

sacarosa en los últimos estadios de maduración de la fruta. Una parcial defoliación muestra una

mejora en la fuerza por parte de los racimos como sumidero de las sustancias, mientras que la

eliminación de tallos anticipados tiene un efecto menor en el aumento de 0Brix que las visas

despuntadas a pesar de la reducción de la sombra dentro del canopy y la eliminación de posible

competencia de otros órganos, ya que su eliminación podría disminuir los potenciales

exportadores de carbohidratos.

3.2.- ACIDOS ORGANICOS Y PH

3.2.1,-GENERALIDADES

Las uvas contienen apreciables cantidades de ácidos orgánicos. Los mostos son asi

soluciones ácidas. principalmente de ácidos tartárico, málico y cítrico. Sin estos ácidos la

comercialización de los mostos seria imposible ya que tendrían sabores y colores anormales y se

alterarían fácilmente por ataque microbiano. Nonnalmente, la mitad o más de la acidez total de

los mostos, es debida al ácido tartárico y a sus sales.

El ácido tartárico característico de la uva es el isómero D(+)tartárico y por tanto del

vino, fuera de la vid es poco frecuente en la naturaleza. El tartárico es el más fuerte de los ácidos

presentes en las uvas y así tampona el pH a valores más bajos de lo que lo harían otros ácidos. Al

ser el más fuerte de los presentes (‘cpKa), es el más disociado, y el que aumenta más la

concentración de iones hidrógeno en el medio, a igualdad de concentración. El pH va a depender

en gran medida de la concentración y del tipo de ácido que se trate. Esas propiedades son muy

importantes en cuanto que influyen en los caracteres organolépticos del vino, y proporcionan una

mayor resistencia al ataque bacteriano, favoreciendo la resistencia a enfermedades. Cuando la

acidez de la uva es demasiado baja, es este ácido uno de los que se suele añadir, aunque valores

elevados dan una cierta dureza al sabor,

El ácido málico natural en la uva, es el isómero de la serie L, el L<-)málico, Es un ácido

que abunda en el reino vegetal, y el principal de muchas frutas (Ribéreau-Gayon y col., 1975). El

ácido málico es el más importante desde el punto de vista fisiológico, mientras que no es un factor


determinante del pH del mosto, y a diferencia del tartárico tampoco está íntimamente relacionado

con la acidez total.

El ácido cítrico generalmente no es determinado por los enólogos debido a su pequeña

cantidad. En las uvas existen otros ácidos en cantidades relativamente pequeñas como el

fumáríco, ascórbico. oxalacético, pirúvico... (Amerine y Ough, 1988).

Los ácidos málico, tartárico, y sus sales ácidas, suponen generalmente un 90% o más de

la acidez de las bayas (Amerine, 1956; DuPlessis, 1968; Hardy, 1968). Junto con esos dos

ácidos, la glucosa y la fructosa, van a formar los cuatro constituyentes solubles mayoritarios en

las bayas.

Sus concentraciones finales van a variar entre 3-10 g/L (expresado en ácido sulfúrico)

aunque esas cifras están en función de distintos factores agronómicos y que inciden en la acidez

de los mostos y del vino:

-Variedad o cultivar

-Localización

-Efecto del año (condiciones climatológicas)

-Estados de madurez: una vendimia precoz conduce a mostos más ácidos, generalmente

porque son más ricos en ácido málico (no ha dado tiempo a su degradación), en tartárico y pobres

en potasio.

-Nivel de nutrición potásica y nitrogenada: todo lo que favorezca la alimentación del

potasio va a salificar los ácidos presentes, provocando una disminución de la acidez. Ejemplo: las

fuertes lluvias o riegos tardíos permiten una rápida absorción de potasio, sobre todo en los suelos

bien nitrogenados. Cuando la fracción nitrogenada es abundante, en general, va a favorecer el

vigor de las cepas y una mayor acumulación de mélico en detrimento de tartárico.

reemplazándose una parte del ácido más fuerte y más estable por otro más débil e inestable,

haciendo que el pH aumente,

-Condiciones de cultivo: el aumento de la vegetación (debido al riego, por ejemplo)

favorece el vigor y la nutrición potásica.

La acidez es debida a la presencia de H~ liberados por ciertas moléculas: los ácidos. Las

funciones ácidas libres están total o parcialmente ionizadas. Generalmente la proporción de

funciones ácidas ionizadas en relación con el número de funciones ácidas libres es de un 1%, es

decir, se trata de ácidos orgánicos débiles o relativamente débiles comparándolos con los ácidos

minerales. Se estima que una molécula de tartárico (diácido) libera lI-li, el mélico libera 1/3 H~ y

Parte General 69

cl láctico de 1/6 a 1/7 de 11¾ cl tartárico es por tanto un ácido más fuerte. Estos ácidos son

parcialmente neutralizados por el Kt. que es el principal catión de la baya y por otra parte por el

Ca2~ y el M8

2 Los ácidos totalmente neutralizados no van a participar en el valor de la acidez,

Para expresar la acidez se usan dos valores el pH y la acidez de valoración (Figura 13).

El pH indica la %de protones libres y se mide gracias a un pH-metro. La “acidez de valoración”

o ‘total’ corresponde a la suma de la “acidez real” (que es pequeña) y la “acidez potencial”. es

decir. la suma de los protones presentes y los íonizables. La “acidez total” de una solución da

solamente la suma dc los ácidos libres sin tener en cuenta su Ñerza, por lo que no queda bien

definida la acidez. Por el contrarío, la “acidez real” o concentración de hidrogeniones. expresada

por el pH. relaciona a la vez la fuerza y la cantidad de los ácidos presentes. Para una misma

acidez total, la acidez tartárica es mayor que la málíca. la que significa que el pl-l de la solución

de tartárico es más bajo.

ACIDOSTOTALES

¾

Acidos salificados por 1<, Ca. Mg Acidos libres

WLIWWWWAcidez real Acidez potencial

mmww

Acidez de valoracIón (o totalrAcidez real (protones) 4Acidez potencial (no IonIzados)

Figura 13.- Equilibrio entre los ácidos y los cationes en el mosto de uva (Champagnol. 1993).

La mayor parte de las propiedades del mosto y vino y de los fenómenos que en él ocurren

dependen de su acidez. El sabor ácido está condicionado por la abundancia de protones, es decir.

por la acidez real indicada por el pH-metro. Así para una misma acidez de valoración. el sabor

ácido será tanto más fuerte cuando la proporcÉón de tartárica sea mayor. En esta acidez de

degustación va a influir también la proporción de ácidos que estén salificados, es por tanto el

resultado del equilibrio entre ácidos y cationes.

l3oulton (1980) estudió las relaciones entre la acidez total o de titulación y el pH en el

tejido de la uva, Este autor observó que la diferencia entre el número de protones esperados en

70 ConstituyentesQuímicos

función de los aniones ácidos presentes, y los encontrados en la valoración, eran exactamente

iguales al número de cationes metálicos monovalentes del tejido.

Ht esperados según los H~ medidos por cationes metálicosaniones orgánicos ácidos = valoración + monovalentes

En dicho trabajo se propone que en general el potasio y otros cationes metálicos

monovalentes son absorbidos por la cepa y van a entrar en el tejido del racimo y de la uva a

través de un intercambio estequiométríco con los hidrogeniones que derivan de los ácidos propios

de la planta. La absorción y acumulación de estos iones en la fruta va a implicar una serie de

intercambios, cada uno asociado con movimientos a través de las membranas celulares. En este

proceso, el equilibrio de cargas se mantiene, pero tanto el pH como la acidez total de la savia

celular se modifica. Los elementos minerales sólo se pueden transportar a través de las

membranas celulares por uno de estos cuatro mecanismos: difusión activa o pasiva, transporte

activo e intercambio enzimático. Si los minerales entran por cualquiera de los tres primeros

mecanismos, los protones de los ácidos se retendrían y se recobrarían totalmente en la valoración

a punto final adecuado, Esos protones valorables serían iguales a los esperados por las

concentraciones de los aniones ácidos, pero eso no ocurre. Se ha observado que sólo se

encuentran cl 68% de los H~ esperados, el resto se cree que son intercambiados a través de la

membrana de las células por iones como el potasio y el sodio. Ese intercambio se pensó por tanto

que iba acompañado por un enzima unido a la membrana con una fuerte preferencia por el

potasio sobre otros cationes metálicos monovalentes.

Existen evidencias de estos mecanismos enzimáticos gracias al estudio de la absorción de

las sustancias minerales por las raíces (Leonard y Hanson, 1972) y de ciertos microorganismos

(Rothstein. 1972),

El último término de la ecuación de Boulton (1980) representa los protones propuestos

por ese intercambio. El pH del mosto es el resultado de un equilibrio entre los protones de la

disociación y los protones que se han eliminado por los cationes,

Las características ácidas de las uvas maduras son un criterio de calidad. Los ácidos

contribuyen organolépticaniente a la aceptabilidad de la uva fresca y a la calidad de un vino o

jugo de uva. Para vinificación se prefiere un mosto de pH bajo, y así la selección de uvas frescas

se hace en función de la acidez total y del pH, que son las medidas habituales. El valor final del

Parte General 71

pH del mosto de las bayas depende de la acidez total, de las concentraciones relativas de los

distintos ácidos orgánicos (relación: málico/tartárico), y de sus sales ácidas, fundamentalmente de

potasio. que es el catión mayoritario (Peynaud y Ribéreau-Oayon, 1971; Winkler y col., 1974).

Los valores de acidez total en el mosto de uva suelen estar comprendidos entre 3,5 y 7,5 g/L

(expresados en ácido tartárico), mientras que los valores de pH oscilan entre 3,1 y 3,6.

La acidez del vino será importante, según que el mosto de origen sea rico en ácidos.

pobre en potasio, y que la relación tartárico/málico sea elevada, este índice en el mosto es un

buen criterio de apreciación del potencial ácido de la vendimia. Ribéreau-Gayon (1965-1970)

muestran valores diferentes para esta relación según que el momento sea el envero (0,79-0,90) o

la madurez (1,33-3,19); Kliewer (1967) examinó 26 especies de Vitis en el momento de la

madurez observando valores de esta relación comprendidos entre 0,24 y 5,85.

En cambio existen unas condiciones que no son las más adecuadas para una buena

vinificación, Las uvas con altos niveles de potasio, pueden tener elevada acidez total y pH, la

mayor acidez puede ser por el alto valor de málico y el alto pH se relaciona con un alto nivel de

potasio y de mayor proporción de málico que de tartárico, ya que éste es más fuerte (<pKa y

produce un menor pH).

La acidez del mosto (Chanipagnol, 1986) es debida principalmente a dos ácidos

organicos: tartárico y málico. Así el mosto en el envero tiene una acidez elevada (pH2,3-2,9)

con una concentración de ácido málico comprendida entre 200-400 meq/L, y la de tartárico entre

100-200 meq/L; mientras que el resto de los ácidos orgánicos, sobre todo el cítrico, y los ácidos

minerales son poco abundantes. El mosto al llegar a la madurez alcanza valores de pH=3,2-4,0

estando las concentraciones de ácido tartárico comprendidas entre 80-120 meq/L y las del málico

entre 10-40 meq/L. Por tanto a lo largo de la maduración se observa una disminución de la acidez

total y un aumento del pH <Figura 14).

Los valores más comunes que alcanzan estos ácidos a lo largo de la maduración vienen

expresados en los siguientes Cuadros 3 y 4.

Constimyentes Químicos

Cuadro 3.- Cantidades medias de tartárico y málico (meq/L) en el(Ribéreau-Gayon, 1965-1970>,

Envero

Años Tartárico Mélico Tart./MÉI. Tartárico

mosto a lo largo de los años

Madurez

Mélico Tart./Mál.

82 1.331965 164 207 0,79 109

1966 156 197 0,79 117 44 2.66

1967 176 202 0,87 102 32 3.19

1968 151 206 0,73 104 73 1,42

1969 183 203 0,90 132 55 2,40

¡970 153 186 0,82 103 34 3,01

Cuadro 4.- Valores de acidez total, tartárico, málico y pH encontrados en variedades de Vitis enel momento del envero y la maduración (a: Ribéreau-Gayon y Peynaud,Bourgogne; c: Kliewer (1967); d: Boulbas, Bourseix y Guitraud (1971).

E-M: Envero-Madurez (Vendimia)

72

1952; b: Ferré (1934), en

Variedad Acidez total <g/L) Tartárico (gIL) Mélico (g/L) pH

*EM *EM *EM *EM

Mcrlot 27,0-7,8 18,5-7,1 17,8-2,1 2,3-3,5

CabernetSauvignon 26,7-8,1 18,5-8,1 18,7-3,3 2,4-3.4

Malbee 28,3-11,6 10,4-10,9 18,6-5,4 -

Piriot noir 13,2-7,5

26 especies de Vitis 28,5-3,5 11,9-3,0 27,2-1,3 2,84,4

Sultanina 16,7-8,6 22,5-0,3

Cora Chirine 2,7-1,4 0,9-0.6

7.3

4a4

Parte General

Figura 14.- Evolución de la acidez total (valoración a un pH final de 8,2 y expresada en WL dcácido tartárico,) y pH a lo largo de la maduración, determinados en el mosto dc racimosexpuestos a la luz y sombreados (Crippen y Morrison, 1986).

3.2.2.-BIOSINTESISY DEGRADACION

La síntesis y metabolismo de los ácidos orgánicos y azúcares en las plantas. es un

proceso complejo que requiere numerosos sistemas enzimáticos, estos enzimas tienen distintos

óptimos de temperatura, y por tanto distinta actividad.

El análisis cuantitativo de la fracción ácida de T4tis vinífera L., muestra que el tartárico y

el málico representan los ácidos mayoritarios en todas las partes de la cepa, salvo en la raíz;

mientras que el cítrico forma parte del 30-40% de la acidez total en las raíces, y menos dcl 2%dc

la acidez total en el resto de las panes de la cepa.

La constitución de la baya es muy heterogénea desde el punto de vista de la acidez, así la

concentración de ácidos libres en la baya madura, aumenta desde la periferia al interior del grano,

mientras que cuando la uva está verde es al contrario <Ribéreau-Gayon y col,, 1975).

Además de las diferencias entre los modelos de acumulación de los ácidos tartárico y

málico en las bayas y hojas, los dos ácidos tienen básicamente diferentes rutas biosintéticas y

.2

ezo.

7 9 II 13WEEKS APTER ANTHESIS


metabólicas; y pese a la semejanza en su estructura, estas rutas metabólicas no parecen estar

relacionadas. Después de suministrar 14C02 bajo distintas condiciones de asimilación, las

diferencias de tartárico y málico radioactivo muestran una fuerte evidencia de que los dos ácidos

no están relacionados metabólicaniente; así el málico es la principal sustancia radioactiva que

aparece en las bayas después de la fijación del ‘4C0

2, tanto en la oscuridad como en condiciones

diurnas (Stafford y Loewus, 1958), mientras que el tartárico no incorpora dc forma inmediata

ningún ‘4C del dióxido de carbono radioactivo en la oscuridad ni en condiciones fotosintéticas, y

sólo después de un largo periodo de tiempo y en muy baja cantidad se detecta radioactividad, por

lo tanto se considera como un producto secundario.

Se pensó que esos ácidos eran únicamente sintetizados en las hojas y transportados al

interior de las bayas. Sin embargo, Hale (1962) demostró al administrar directamente 14C02 a los

racimos, que las bayas pueden ser un lugar para la síntesis de estos compuestos ya que encontró

un alto porcentaje de ácidos orgánicos marcados, si bien las uvas van a depender

fundamentalmente de las sustancias que le llegan, ya que tienen un potencial fotosintético bajo; en

este sentido se comprobó que la uva es incapaz de madurar una vez que se ha arrancado de la

planta (Peynaud y Ribéreau-Gayon, 197]).

Parece que los dos ácidos dicarboxilicos, bajo condiciones fisiológicas normales, no son

únicamente translocados desde las hojas a las bayas, sino que son sintetizados localmente a partir

de precursores como los carbohidratos, ya que una migración tan intensa es dificil de explicar.

Esto se comprobó al inyectar ‘4C en las hojas y no encontrar en un periodo corto de tiempo

carbono radioactivo en las bayas (Ruffuer, 1973). Se cree por tanto que la sacarosa más que los

ácidos dicarboxílicos, es el principal componente translocado por los tallos de la cepa y que es

transportada desde las hojas a las bayas en desarrollo, donde se produce el ácido málico y

posteriormente se almacena en el mesocarpio. Este tejido, que representa la pulpa de la baya,

consiste en contenedores de reserva, adaptados para secuestrar componentes importados de la

periferia.

En algunos experimentos se observó, después de la administración de ‘4C02 a las hojas,

que los dos ácidos tenían radioactividad, si bien en el málico aparecía más rápidamente. En este

caso el marcaje de los ácidos de las bayas es mayor cuando se utilizan las hojas de cepas con

bayas herbáceas que con bayas próximas a la maduración (Hardy, 1967). En estos ensayos no

está claro si los ácidos marcados encontrados en las bayas, son translocados desde las hojas o se

.75Parte General

forman a partir de la sacarosa que llega a la baya, conclusión igual a la que se llega en el

experimento realizado por Ruffiier (1973>.

Por tanto se considera que los cambios en las concentraciones de los ácidos y azúcares. a

lo largo de los distintos estados de desarrollo de la baya, pueden ser debidos tanto a cambios en la

composición de los componentes translocados, como a cambios en el metabolismo de la sacarosa

que migra a la baya.

Las rutas metabólicas de cada ácido se analizan de forma independiente:

3.2.2.1.-D(+’>Tartárico

Esta sustancia cuantitativamente es la más importante dentro de los ácidos, tanto en las

hojas como en las bayas de ¡1¡lis vinífera L., siendo la uva el único fruto europeo que contiene

ácido tartárico en esa proporción. Para analizar la biosíntesis y degradación de este ácido, se han

hecho estudios con marcadores radioactivos, tanto en las hojas como en las bayas.

A) Biosíntesis

Hale (1962), postuló que la biosíntesis o al menos su acumulación, tanto en las hojas

como en las bayas puede estar relacionada de algún modo con el metabolismo de crecimiento.

En el caso de las hojas, se vio que sólo las hojas de un tamafio determinado y en un

estado decrecimiento, eran capaces de sintetizar tartárico a un ritmo adecuado (Kliewer, 1966).

Cuando las hojas alcanzan aproximadamente la mitad de su tamaiio final, la concentración de

este ácido no va a variar mucho. Este hecho lo comprobaron (Kliewer y Nassar, 1966) al inyectar

en hojas jóvenes y adultas, en el primer caso más de la mitad de la fracción ácida se

encontró en forma de tartárico, mientras que en el segundo caso sólo se encontró entre el 2-12%

(el resto estaba en forma de málico).

Según Kriedemann (1977) las hojas jóvenes son más productoras de ácidos orgánicos,

como el ácido tartárico, mientras que las adultas producen mayores cantidades de azúcares,

La baya herbácea también es un lugar de biosíntesis de los ácidos, si bien la intensidad de

formación del tartárico disminuye mucho a partir del envero, mientras que no ocurre lo mismo

con el málico.

Las rutas que se han estudiado son principalmente a partir de la glucosa con distintas

ramificaciones:


Fiseher(1896> mostró que los átomos de carbono 2 y 3 del ácido tartárico tienen la

misma configuración estérica que la D(+)glucosa. La primera ruta de biosíntesis que se sugirió

fue la del aztcar como un posible precursor de este ácido, y aunque esta hipótesis se basó en

consideraciones estequiométricas relativas a los carbonos 1 y 4 de la glucosa, y a semejanzas en

la configuración de los átomos de carbono del ácido D(+)tartárico, datos experimentales

posteriores comprobaron que la glucosa es el metabolito precursor del ácido D(+)tartárico en la

uva (Ribéreau-Gayon, 1963).

Ribéreau-Gayon (1968) informó que en las bayas la glueosa-l-’4C se transforma más

fácilmente en ácido tartárico que la glucosa-6-’4C, con lo que se dedujo que el ‘4C-l de la

molécula de glucosa es dos veces más efectivo en transmitirse al carbono carboxilico del ácido

tartárico bajo condiciones fotosintéticas que el ‘~C-6, mientras que en la oscuridad no se produce

incorporación del radiocarbono de la glucosa-6-’4C al tartárico.

Se puede interpretar la síntesis del tartárico a partir de la ruptura de la molécula de

glucosa entre los átomos 4 y 5 (Figura 15). La glucosa pasarla primero por oxidación al ácido

glucónico, en su forma fosforilada, lueg.o al ácido ceto-5-glucónico (este compuesto no se aisló),

y por posterior oxidación se llega hasta el ácido D(+)tartárico (Okainoto, 1963). Estos procesos

indican que la síntesis del ácido D(+ftartárico a partir de la glucosa está en relación con el

funcionamiento del ciclo de las pentosas, que es particularmente activo en los órganos jóvenes.

;IHa to.~

HO$4 2¿HO+l

3Lo~ — SLOM +

4L0H

Glucosa Ac. ceto-5 AIdÉ<dc delQIUCÓflICO AIdeh~dO del ácido glicólico

ácido tartárico

Oxidación

A.cldo tartárico

Figura 15.- Formación del tartárico a partir de la glucosa (Ribéreau-Gayon, 1975).

Parte General 77

Algunos trabajos de Peynaud (1947) mostraron la presencia de L(-)tartárico en la vifla

pero en pequeñísima cantidad, posteriormente Maroc (1967), estudiando con hojas de

Pelargoniuin. propuso un modelo diferente de síntesis que originaría la formación del ácido L(-

)tartárico. En este caso la glucosa.-6-’4C, y bajo condiciones fotosintéticas también Ja gluconato-

6-’~C. son más efectivos en transmitir esa radioactividad al tartárico que la glucosa-l-’4C: de

modo que la molécula de glucosa se roniperia entre el C-2 y C-3 y seria la molécula C3-C6 la que

formaría parte del ácido tartárico.

Según Hardy (1967) la baja radioactividad de] tartárica encontrada en las bayas maduras

tratadas con ácido ‘4C-L(-) mÉlico, pudo ser probablemente por una previa conversión del málico

en azucar.

Se cree que en Vitis son posibles dos rutas de síntesis del D(+)tartárico a partir dc [a

glucosa, bien manteniendo la estructura original de la glucosa (el C-1 de la glucosa pasa al C-1

del D(-l-)tartárico) o invirtiendo el esqueleto de modo similar a lo que ocurre en la biosíntesis del

ascórbico en los animales.

Saito y Kasai (1969), mostraron que el ácido L-ascórbico-I-’4C es un precursor del

tartárico en las bayas de uva, alcanzando niveles de transformación del 70% en las primeras 24

horas, mientras que trabajos anteriorescon L-ascórbico-6-14C administrado a hojas de vid no

produjeron tartárico (Stafford y Loewus, 1958). Ruffiier y Rast (1974> realizaron estudios

adicionales con ascórbico radioactivo añadido a homogeneizado de bojas, obteniendo tartárico y

un compuesto con dos átomos de carbono radioactivos, indicando que existía un paso no

enzimático. La administración de ácido ascórbico radioactivo ha mostrado que se produce una

ruptura entre los átomos de carbono 5 y 6, y una incorporación de un 95% de la radioactividad en

los grupos carboxílicos del tartárico,

De las dos rutas que sigue la glucosa hasta el tartárico, una pasa por el ascórbico como

intermediario y otra no. Saito y Loewus (1979) intentaron estudiar la vía mayoritaria en las

bayas, comprobando que en condiciones de fotosíntesis es por la ruta del ascórbico, si bien en la

oscuridad o cuando se aumenta la concentración de ascórbico en e] inedia es por la otra ruta.

Por tanto la síntesis del tartárico sigue la vía del gluconato-glucono-lactona-ascórbico o a

través de un intermediario como es el ácido pretárico (1,2-dihidroximetil hidrógeno L(+)tartárico)

que fue aislado por Kotera y col. (1972) y se demostró su presenciaen la síntesisbacterianade!

tartárico.


Se ha estudiado la síntesis del tartárico a partir de la transformación de compuestos

aldurónicos, Se ha demostrado que el glucurónico y particularmente la glucurono-lactona, son

buenos precursores del ácido tartárico en las uvas, alcanzando en el primer caso incorporaciones

del 50% a las observadas después de administrar ‘4C-gluconato, y en el segundo caso incluso

supera en efectividad a] gluconato. El hecho de que la glucosa-6-’4C no transmita el radiocarbono

al tartárico en la oscuridad (Ribéreau-Gayon, 1968), puede indicar que es el ácido galacturónico

más que el glucurónico, el precursor aldurónico del tartárico, del mismo modo que fue propuesto

como alternativa a la ruta del glucónico para la síntesis de ascórbico en las plantas (Isherwood y

Mapson, 1962). El paso de glucosa a ácido galacturónico es una reacción dependiente de la luz,

esto es lo que explicaría el fallo para formar tartárico a partir de glucosa-6-’4C en la oscuridad

mientras que si es posible en presencia de luz.

Existe una relación entre el crecimiento de la planta y el comportamiento fisiológico de

los ácidos tartárico y ascórbico, así como la biosíntesis de estos compuestos (Hale, 1962). Son

sustancias similares y además proceden de una hexosa vía ácidos aldónicos y/o aldurónicos, esto

apoya la teoría del ascórbico como precursor del tartárico.

Las vías citadas a partir del gluconato y de compuestos aldurónicos no son exeluyentes,

siempre que dispongan de los precursores adecuados, y parecen ser independientes de la luz.

Estudiando otras vías posibles Maroc-Gyr (1965) propuso el ‘4C-glicolato como un

activo precursor del ácido tartárico, al igual que la glucosa, tanto en los géneros Vifis como

.Peiargontum.Posteriormente se rechazó la hipótesis de la relación metabólica directa entre cl

glicolato, la glucosa y el tartárico, proponiendo el ácido oxaglicólico como intermediario. Por

tanto el esquema metabólico de síntesis de tartárico propuesto por este autor suponía dos

caminos, uno desde la glucosa que producía L(+)tartárico y el segundo por condensación de dos

moléculas de glicolato para formar el D(-) o meso tartrato vía el oxaglicolato.

B) Catabolismo

En los estudios de Kliewer (1964) se observa la proporción de ‘4C02 que es incorporada

al ácido tartárico, indicando que el ritmo de síntesis de dicho ácido es mucho menor que el del

ácido málico (aunque a medida que se aproxima la madurez de las uvas la proporción de tartárico

es superior a la de málico), sin embargo una vez que ha sido incorporado el tartárico en la baya,

su metabolización es muy lenta. Kliewer (1964) sugiere que el ácido tartárico se metaboliza

Parte General 79

lentamente, bien por falta de un activo sistema enziinático capaz de metabolizar ese ácido, o por

la presencia de una sustancia que impide la descomposición debido a una inhibición enzirnática.

Saito y Kasai (1968) justifican sin embargo la acumulación del tartárico durante la

madurez, por una conversión de éste a sal insoluble, almacenándose como formas cristalinas

inertes que tienen una gran resistencia a Ja metabolización por los sistemas enzimáticos.

La eliminación del ácido tartárico puede ser por respiración celular del tejido de la baya.

si bien este proceso en el interior de la baya y bajo esas condiciones así como su importancia

fisiológica es cuestionada (Peynaud, 1958).

3.2.2.2.- L(-)MáIíco

Se considera un activo metabolita intennediarjo en cl metabolismo de la uva, Parece

jugar un importante papel en reacciones anabólicas, tales como la fijación del ‘~CO2 tanto en la

oscuridad como en presencia de la luz, y también en los procesos catabólicos de los ácidos

durante la maduración. De acuerdo con esta doble función fisiológica, este ácido se va a

acumular en los tejidos jóvenes como los de las bayas herbáceas.

No parece necesario separar los mecanismos bioquímicos para el málico en la hoja y la

baya, se cree que pueden seguir un mismo esquema. Sc estudian por separado los mecanismos

bioquímicos de biosíntesis y de degradación.

A) Biosíntesis

Se han estudiado distintos sistemas enzirnáticos, no incluidos en el ciclo de Krebs. que

están implicados en las rutas biosintóticas del mÉlico y su acumulación en las bayas.

Sissakian y col. (1948) mostraron que la capacidad de las bayas para formar ácidos

empezaba a disminuir desde el inicio de la maduración hasta la total madurez fisiológica.

Los mecanismos de formación del ácido málico más estudiados son:

a) Fijación del CO2 (tanto en condiciones fotosintéticas como en la oscuridad).

El proceso es una t3-carboxilación del ácido pirúvico, a de su derivado el fosfoenol-

pirúvico. en condiciones no fotosintéticas, que conducen al ácido oxalacético como intermediario,

y luego al málico (Figura 16), siendo el C%fijado en la posición C4 del ácido mÉlico, el que

corresponde al átomo de carbono del grupo carboxilico. La reacción es tan rápida y completa que


no se aprecia nada de ácido oxalacético libre (Lakso y Kliewer, 1978). El t’nzima responsable de

esta síntesis es la fosfoenolpiruvato-carboxilasa, y su actividad se inhibe por la presencia de

ácido málico, probablemente como un mecanismo de “feedback” evitando la acumulación

excesiva en el citoplasma. Por tanto a partir del envero cuando las concentraciones de málico

llegan al máximo se inicia una disminución de su actividad y una menor fijación en la oscuridad

del dioxido de carbono. Esta reacción de Wood-Werktnan es muy importante en la vilia, sobre

todo en la baya verde, por sintetizarse así una parte importante del málico que contienen.

Tanto en las hojas como en las uvas verdes, que son expuestas durante un tiempo a14C02 y a la luz, se aislan glúcidos radioactivos, estando en mayor proporción en las hojas que en

las bayas. Adiferencia de las bojas, las uvas verdes incorporan más rápido el14~Q

2 en el málico.

y además de forma preferente en los ácidos frente a los glúcidos.

000 H,O I4 C00 t0O~ 1

4—cwo¡- 4—<—— +lt HO-1—H 2

¿ti, 00,HOPO¡- NADH NAD 3

Posfoenol. Oxalacetato MalatopirUVaIo

Figura 16.- Formación del ácido málico por fijación del anhídrido carbónico sobre el ácido

fosfoenolpirúvico (Ribéreau-Gayon, 1975).

En el caso de las hojas, aunque la asimilación del CO2 es fundamentalmente por

fotosíntesis, en condiciones de oscuridad va a predominar el mecanismo de 8-carboxilación del

ácido pirúvico. observándose así por la noche en algunas plantas (crasuláceas) un aumento

considerable dc la acidez, de modo que existe una competencia entre los dos mecanismos de

asimilación de CO2.

Por tanto se puede concluir que en condiciones diurnas, en las hojas, la asimilación del

CO2 es principalmente por fotosíntesis y se obtiene mayor proporción de glúcidos que de ácidos,

mientras que en las bayas verdes (aunque también realizan la fotosíntesis) la fijación del CO2es

principalmente para originar ácidos. La asimilación de CO2 en la oscuridad, tanto en hojas como

en bayas verdes, se realiza por el mecanismo alternativo al de fijación por fotosintesis (8-

Parte General si

carboxilación), y origina en un 90% ácido málico; mientras que en las bayas maduras la

incorporación de CO2 no se produce.

No está indicada una correlación entre el aumentode ácido málica y la ausencia de

luminosidad, sino que se ha observado incluso un aumento de acidez después de un proceso de

iluminación, De acuerdo con esos resultados se cree que la ruta fotosintética de las hojas origina

como productos iniciales ácido fosfoglicérico y hexosas mono y difosfatos. mientras que la

incorporación de ‘4C0

2 al ácido málíco en períodos de tiempo de corta duración sefialan a este

ácido como producto final o intermediario. Se ha intentado relacionar a la serma y al glicolato

como posibles precursores en la síntesis del ácido málico pero no existe una evidencia clara, sin

embargo no se puede descartar la relación por un lado entre los componentes de la

fotorrespiración, y por otro de los compuestos glicoliticos.

b) Paso de glucosa a málico via plicolisis

En las hojas no hay una acumulación excesiva de los distintos componentes,

probablemente porque los asimilados se tranglocan hacia órganos dc acumulación, como es el

caso de las bayas. De los estudios disponibles se sabe que las bayas carecen de enzimas capaces

de sintetizar azúcares, y al parecer el azúcar importado se metaboliza a través de las rutas de la

glicolisis y hexosa-monofosfato originando máfleo, como indica e] mélico radioactivo que aparece

después de inyectar14C-sacarosa a las bayas verdes.

Después de la introducción de glucosa marcada en las hojas y bayas verdes, se observó

que el ácido málico tenía una elevada radioactividad, así como el aspártico, lo cual indica que el

oxalacético que es su precursor directo, es un intermediario en el paso dc glucosa a málico

(Figura 16). Por tanto la glucosa se degrada por la giucolisis hasta llegar al ácido fosfoenol-

pirúvico. y éste por carboxilación origina el málico, siguiendo el proceso anterior de la 13-

carboxilación del ácido pirúvico o de su derivado.

La oxidación de carbohidratos a ácidos es una reacción que libera energía, y por eso el

aumento de la producción de ácidos orgánicos se favorece a bajas temperaturas.

El proceso contrario se va a producir en la haya madura, y eso va a ser importante en la

disminución de la acidez durante la maduración.

e) Paso del cítrico a ácido mÉlico


El ácido cítrico procede de la oxidación de los glúcidos de reserva, tanto de las ramas

como de las raíces. Debido a la proporción elevada del cítrico en las ralees, se supone que una

vez fonnado allí se moviliza y se transporta hacia las partes aéreas, donde se oxida a málico por

las reacciones del ciclo de Krebs, quedándose acumulado de esa forma en las hojas y en las

bayas. La proporción del cítrico es mayor en los órganos donde es más dificil la llegada del

oxígeno, que es el que lo destruye.

B) Catabolismo

Existe una diferencia entre las uvas verdes y las maduras en su capacidad de metabolizar

el ácido málico. Según Kriedemann (1968), el málico se metaboliza más fácilmente en bayas

maduras que en las herbáceas.

Mientras que el contenido de tartárico por baya pennanece más o menos constante.

debido a la falta de metabolización de éste, el ácido málico en las bayas va a disminuir tanto en

concentración como en valor absoluto, ya que ese ácido se va a utilizar en la respiración, y en la

conversión en azúcar (esto ocurre en menor proporción), y además se observa que la cantidad de

ácidos translocados desde las hojas a las bayas se va a reducir.

El descenso neto en el contenido de la acidez durante la maduración, es causada por el

descenso en málico (Rufiher y col., 1982a y 1983a). Esto se atribuye flmdamentalmente a los

sistemas enzimáticos que lo degradan como: el enzima málico (dependiente de NADP), la málico-

deshidrogenasa y en menor proporción la fosfoenolpiruvato-carboxiquinasa (Figura 17).

Se han utilizado marcadores radioactivos para estudiar el metabolismo del ácido málico

en la baya, en varios estados de desarrollo. Esos estudios (Ruifuer y col., 1975) muestran que en

las bayas inmaduras, el ácido málico (presumiblemente en la vacuola) está aislado de los enzimas

degradativos, mientras que después del envero el ácido málico está disponible para la respiración

y la gluconeogénesis. Sin embargo los mecanismos que disparan esos cambios metabólicos del

envero no están totalmente aclarados.

Los procesos fimdamentales que provocan disminución del ácido málico en las bayas son

por falta de migración desde otras partes de la planta, y por degradación del mismo.

a) Disminución de la migración a las bayas desde las hojas

Se cree que el ácido ¡itálico acumulado en las hojas, aumenta su concentración en

presencia de la luz, y desciende bajo condiciones donde prevalece la demanda energética sobre el

Parte General 83

suministro de compuestos de 3 átomos de carbono para la B-carboxilación, presumibleniente el

fosfoenolpiruvato.

b) Gluconeogénesis

La coincidencia, durante el proceso de maduración, de la desaparición dc los ácidos y

acumulación de azúcares, ha llevado a estudiar la posible relación metabólica entre estos SUcCSOS

contrarios. Se demostró que existe un flujo inverso de carbono, desde los ácidos a los azúcares.

sin embargo la contribución de esa reacción gluconeogenética a la concentración de azúcar es

más bien limitada. No se puede interpretar que el aumento de azúcares al final de la maduración

sea debido a este proceso de transformación, ya que la uva madura contiene como promedio.

entre 2-5 gIL de ácido mático en el mosto y de 150-250 giL de glúcidos.

Figura 17.- Enzimas que participan en el metabolismo del ácido málico,

Carbohidratos

4.PEP’

Piruvato-carboxilasa

málico

Piruvato

4,Acetil -CoA

4,Citrato

‘ir

L-Malato

I Malato-deshidrogenasa

Oxalacetato

PEP-carhoxiquinasa

El proceso ocurre a través de la oxidación del málico a oxalacético (mÉlico-

deshidrogenasa), el cual se descarboxila en ácido pirúvico (fosfoenolpiruvato-carboxiquinasa), y

EnzimE


siguiendo el proceso inverso de la glicolisis se llega a producir hexosas. A través de reacciones

anapleróticas se puede obtener piruvato a partir de ácido málico (enzima málico, dependiente dcl

NADE>), y éste posteriormente sigue la secuencia de la ruta de la gluconeogénesis o bien la

respiración del piruvato resultante (ciclo de Krebs).

El málico es un ácido importante del ciclo de los ácidos tricarboxílicos, por eso se cree

que el metabolismo principal puede ser por el enzima málico-deshidrogenasa que produce

oxalacético. El oxalacético puede ser introducido otra vez en el ciclo de Krebs, o ser convertido

en piruvato y participar en la sintesis de carbohidratos. También puede ser convertido en acetil-

CoA y participar en el metabolismo de los ácidos grasos, o entrar en rutas que nos dirijan a la

formación de metabolitos secundarios como los flavonoides.

Aunque se ha mostrado inequívocamente que la temperatura es el factor predominante

que va a mediar la concentración del ácido inálico en la madurez, no se ve relación directa entre

los cambios de temperatura y la gluconeogénesis (Rufflier, 1982).

La acumulación de málico se ve favorecida por temperaturas relativamente frías más que

por templadas, y por tanto por un control de las temperaturas que pueden afectar a los enzimas

que participan en la biosíntesis y degradación del málico. El intervalo de temperaturas entre 10 y

200C es el óptimo para el proceso gluconeogenético, ya que a esas temperaturas tanto la

disponibilidad del sustrato como la actividad enzimática son elevados.

Lakso y Kliewer (1975) extrajeron enzimas como la fosfoenolpiruvato-carboxilasa y el

enzima málico (más estable al calor) en bayas inniaduras. Rufflier y col. (1976) estudiaron las

actividades de estos dos enzimas, y observaron que eran similares hasta el momento del envero.

pero después del envero la actividad del enzima málico aumentaba, disminuyendo la del primero.

Esto lo interpretó como que el ácido mÉlico es metabolizado por el enzima málico a una velocidad

independiente de la temperatura ambiente, y la relación de NADP y NADPH queda constante. La

caracterización bioquímica del enzima málico de las uvas, manifestó una atípica dependencia de

su actividad de los niveles de málico y no de la temperatura; así al existir elevada concentración

de málico y con un pH ligeramente alcalino se dispara el proceso de descarboxilación de este

ácido. El efecto contrario sucede con un aumento en la actividad de la ruta de las pentosas fosfato

que reduciría la desearboxilación de este ácido. Las transfonnaciones gluconeogenéticas del

málico conllevan un flujo inverso de carbono de la glicolisis.

Al inicio de la maduración se ha descubierto un bajo ritmo de fijación del CO2 y una

caída en la actividad de la fosfoenolpiruvato-carboxilasa, en cambio la actividad de la

Parte General 85

fosfoenolpiruvato-carboxiquinasa (enzima clave que inicializa la gluconeogénesis y cuya

actividad n¿ se ve afectada hasta que se superan temperaturas de 40-450C según observaciones

de Ruffner y Kliewer. 1975) simultáneamente aumenta tres veces.

Sin embargo, los resultados de Steffan y col. (1975) indican que el metabolismo del

málico es mayor a 300C que a 200C. Por tanto las actividades de los enzimas no parecen ser la

clave dc la explicación de esa respuesta a la temperatura. Buttrose y col. <1971) también

comprobaron concentraciones de málico más altas en bayas desarrolladas a 200C que a 300C, y

proponen que ese menor valor de niálico en las bayas desarrolladas a mayores temperaturas

puede ser por un mayor ritmo de respiración de la baya.

Lakso y Kliewer (1978) estudiaron la fijación del 1~CO2 en Ja oscuridad y llegaron a los

mismos resultados que los de Kriedeniann (1968). Encontraron que entre 10 y 4OCC los procesos

de fijación predominan sobre la respiración en las bayas inmaduras, si bien esa fijación va a ir

disminuyendo a medida que la baya va madurando.

c) Resniración

Se muestra que a elevadas temperaturas, los procesos de catabolismo del málico que

prevalecen, distintos de la gluconeogénesis, firndamentalniente se deben a la respiración. La

respiración es un proceso catabólico, considerado en conjunto como una oxidación. Supone una

incorporación al ciclo de Krebs para la obtención de energía en los procesos que se necesiten,

Después del envero los niveles de málico de la baya van a ser afectados sobre todo por

los efectos de la temperatura en la respiración. El ácido málico es el sustrato fundamental dc La

respiración en la baya después del envero, presumiblemente por la ruptura de los compartimentos

celulares y el contacto con los diferentes enzimas. La razón del aumento de la respiración de los

ácidos en la baya coincidiendo con el momento de máxima concentración de azúcares no es del

todo conocido.

3.2.2.3.-Cítrico

Según Kliewer (1966) las raíces tienen que contener un sistema enzimático

considerablemente diferente al del resto de la píanta, ya que es el único lugar con una mayor

proporción de cítrico que de málico.

A) Biosíntesis

g6 Constiluventes Químicos

Este ácido se puede formar en las raíces por dos mecan,smos Ñndamcnialmente

<Kursanov. 1957):

a) Fiiación del CO2 orocedente del suelo <a través de los carbonatos>.

Se fija sobre ácido fosfoenol-pirúvico para dar ácido mático, que se va a oxidar a ácido

cítrico por el ciclo de Krcbs,

b) Oxidación de la 2lucosa

Los glúcidos procedentes de las hojas migran a las raíces, allí se oxidan a ácido cítrico

por las reacciones de la glicolisís.

E) Catabolismo

El metabolismo dc este ácido es por oxidación del mismo a través del ciclo de Krebs

3.2.3.-EVOLUCION

A pesar de la similitud química. los ácidos tartárico y múlico muestran distintos modelos

de evolución tanto en hojas como en bayas.

Es importante el tiempo transcurrido desde la acumulación a la degradación del málico

así como la regulación del enzima málico. para determinar la acidez final de la ftuta,

En el curso del desarrollo vegetativo, las hojas y las bayas verdes son la sede de La

síntesis de los ácidos orgánicos ya que son productos de la fotosíntesis, dc modo que se van a

acumular en la baya durante el período inicial de desarrollo de la misma, mientras que en los

últimos estados de maduración se activa la síntesis de los azúcares sin que apenas se sinteticen

ácidos orgánicos que además van a ir progresivamente disminuyendo <StaffordyLoewus. 1958).

La disminución de la acidez se debe a la suma de todos los fenómenos que a continuación

se mencionan. El contenido de cada uno dc los ácidos orgánicos es el resultado de un equilibrio

entre los recursos y las pérdidas, es decir, tanto el tartárico como el málico van a disminuir sus

concentraciones a partir del envero debido a distintos procesos:

-Formación de sales mono o dibásicas: disminuyen así los dos ácidos, principalmente el

tartárico. Saito y Kasai (1968) informaron de la acumulación de tartárico en forma de sales

insolubles, que no sc degradan por los enzimas, a diferencia del ácido libre que sí es

metabolizado.

87Parte General

-La respiración: origina una disminución de los dos ácidos. Hardy (1968) y Saito y Kasai

(1968) mostraron que ambos ácidos marcados radioactivamente, e inyectados a las bayas verdes,

se degradaban rápidamente a ‘4C02. Kriedemann (1968) vio cómo el cociente respiratorio se

doblaba en el paso del envero, disminuyendo ambos ácidos muy rápidamente después de este

momento.

-Fenómenos de dilución: debido a un aumento en el volumen de la baya. Según Ribéreau-

Gayan y col. (1989), la dilución y la combustión respiratoria son los principales factores que

disminuyen el valor de la acidez, y no tanto la salificación de los ácidos.

-Aumento de la permeabilidad de la membrana: que permite a los ácidos almacenados en

las vacuolas, ponerse en contacto con los enzimas degradativos del citoplasma, favoreciéndose así

una mayor metabolización de los ácidos y un rápido descenso de la acidez (Freeman y Kliewer,

1983).

-Disminución de la translocación de estos ácidos: durante el periodo posterior al envero

desciende la translocación desde las hojas, o de otras zonas de la cepa, hacia las bayas. El

tartárico y el málico se han detectado en el floema de los tallos, justo después de la aparición del

fruto, pero no durante el período de maduración (Kliewer, 1971).

-Disminución de la capacidad de las bayas para sintetizar los ácidos: la facilidad de

realizar la fotosíntesis, y la fijación de ‘4C0

2 en la oscuridad por las bayas, es relativamente alta

en las bayas verdes, pero disminuye mucho en el inicio de la maduración (Kliewer, 1964;

Kriedemann. 1968; y Meynhardt, 1965). En el periodo anterior al envero, la incorporación del

‘4C0

2 por los ácidos orgánicos en las bayas, generalmente excede al de formación dc los

azúcares, mientras que sucede lo contrario en el período posterior al envero (Hardy, 1968;

Kliewer. 1964: Saito y Kasai, 1968).

Hawker (1969) en posteriores investigaciones trabajando con fijación de14C0

2 en la

oscuridad, informó que el ácido málico es el principal producto sintetizado, y esa reacción es

probablemente catalizada por la fosfoenolpiruVat&carbOxilasa~ enzima cuya actividad es 8 veces

mayor en el período anterior al envero que en el posterior.

-Actividad de los enzimas málico y málico~deshidrOpena5a enzimas que son capacesAe

degradar el málico (Hawker, 1969; Neubauery Zscheile, 1968). Además Hawker (1969) encontró

que la actividad de esos dos enzimas aumentaba durante la maduración de la fruta. Los enzimas

de las uvas capaces de romper el tartárico todavía no se han identificado.


-Transformación del ácido málico en i2lucosa: aunque la proporción en que esto ocurre no

es muy significativa, en cuanto a la cantidad de acidez que ha disminuido.

Amerine (1956) y Van der Heide y Sehmitthenner (1922) indicaron que hay un gradual

aumento de acidez total desde la periferia hacia el interior en las uvas a medida que van

madurando. Sin embargo se encontró elevada concentración de málico en el hollejo, si bien esta

discrepancia se explicó por los elevados niveles de potasio y calcio, que van a formar sales de

tartárico y málico en el hollejo, lo que significa una baja acidez total ya que los hidrogeniones

liberados van a ser tamponados por el propio medio del zumo o bien son transportados a las

células vecinas por un intercambio con otros cationes metálicos (Boulton, 1980).

Se van a estudiar de forma individualizada la evolución de cada uno de los ácidos

órgánicos:

D(+ltartárico

El tartárico permanece constante en los inicios del desarrollo de la baya, luego va a ir

disminuyendo por una progresiva metabolización, llegando a valores finales que oscilan entre 3-7

g/L aunque estas cifras dependen de muchos factores. Según Johnson y Nagel (1976) y Crippen y

Morrison <1986) el tartárico, expresado en concentración, va a disminuir durante la maduracion.

mientras que si se expresa por baya el contenido se mantiene prácticamente estabilizado durante

toda la estación <Figura 18).

Mientras que el ácido málico es un producto primario del metabolismo, el tartárico juega

un papel de producto final (Saito y Kasai, 1968), y se puede considerar un metabolito secundario

(Ruffiier, 1982). La cantidad prácticamente constante de tartárico después del envero, les hizo

suponer que o bien el tartárico no se degrada después del período de acumulación, o bien que los

procesos de síntesis y de degradación están prácticamente equilibrados. Estudios con marcadores

permitieron comprobar que el tartárico se sintetiza en los inicios del desarrollo de la baya y

durante el período de maduración la cantidad de tartárico permanecía prácticamente constante,

sin apenas síntesis o degradación (Saito y Kasai, 1968; Hardy, 1968).

Iland y Coombe (1988) trabajaron en la variedad Shiraz, y comprobaron mediante

extracciones diferenciales durante el proceso de maduración que el ácido tartárico se salificaba

mientras que el málico permanecía más como ácido libre, tanto en la piel como en la pulpa.

Debido a la lenta acumulación, la curva de su concentración viene determinada por el

crecimiento de la baya, esto significa que se va a acumular con un ritmo menor al ritmo de

Parte General 89

crecimiento de la baya. La concentración de tartárico disminuye durante los dos estados de

crecimiento rápido de la baya, y aumenta ligeramente en el período anterior al envero que es un

momento de lento crecimiento. Estos resultados de Crippen y Morrison (1986) confirmaron los

trabajos previos dc Saito y Kasai (1968) y Coombe y Jones <1983).

L<-’jmálico

Se acumula al principio alcanzando valores en el envero de unos 15 mg/g de peso ftesco

en la baya, pero el descenso que sigue al envero va a ser mucho más rápido y continuo llegando a

cifras finales de 2-3 mg/g de peso fresco en menos de una semana. Este descenso va a ser debido

tanto a una disminución en la síntesis como a un aumento en el metabolismo (Possner y col..

1983).

Según Crippen y Morrison (1986), la semejanza de gráficos entre la evolución del málico

en función de la concentración o por unidad de baya, indica que el modelo de acumulación y

descenso fue poco afectado por las variaciones del peso de la baya (Figura 18).

24

204

~ IR’

‘2E

e o.1-

1‘E

1

1 3 3 7 9 II t3WEEKS AflEP ANTNESIS

Figura 18.- Contenido total de málico y tartárico (expresados en mg/g y mg/baya) en el mosto alo largo del proceso de maduración en dos tipos de tratamientos: con exposición de racimos ysombreados (Crippen y Morrison, 1986>.

SUN

SHACÉ —

LSD P<O.O~

1

4.

WEEKS AFTER ANTHESIS

le


Modelos similares fueron indicados por Kliewer y col. (1967), Ruffner (1982) y Johnson

y Nagel (1976). Si bien los modelos seguidos en la acumulación y en la disminución del málico

son similares en los ensayos realizados con el mosto o con la pulpa de la baya, el tiempo

empleado en la disminución no fue el mismo, ya que en el mosto necesité dos semanas más que la

pulpa para comenzar el descenso que se inició después del envero. Ese retraso observado en la

eliminación del rnálico en el mosto apoya la teoría de Ruffher y col. (1984) en la que el málico

tiene que pasar de las vacuolas al citoplasma para ser degradado.

Se ha observado la evolución de los ácidos tartárico y málico a lo largo de la maduración

en distintas variedades de uva (Figura 19), comprobando que existe la misma tendencia en todas

y con pequeñas modificaciones en función de las caracteristicas climatológicas del alio que se

trate, pero sólo afectan en ciertos puntos de la evolución y de un modo circunstancial.

Figura 19.- Evolución del ácido tartárico y málico en cinco variedades de uva (Ribéreau-Gayon,1975).

Debido al papel del málico en determinar la calidad de la baya, se ha dado una gran

importancia al fenómeno de la disminución de la acidez después del envero. Los modelos de su

acumulación y degradación se han estudiado por distintos autores y lo explican por distintas

teorías:

a) Sacher (1973) y Rufifher y ccl. (1976), sugirieron que en la regulación del málico

podria intervenir la modificación de la permeabilidad de la membrana de los tonoplastos, en el

sentido de aumentarla a medida que la fruta madura; si bien los mecanismos de estos cambios que

2<

lo

30AOV 7

20 SI U 20 30— en. AOU?

aSZM.

91Parte General

permitirían la salida del málico de la vacuola no son del todo conocidos. Esta explicación se

dedujo debido a que en aquel momento no se podía afirmar el efecto de la temperatura sobre la

actividad de los enzimas que participaban en la degradación del mélico.

lland y Coombe (1988), sugirieron una desorganización de las membranas de las células

de la pulpa a medida que las uvas maduraban. La mayor salida de mélico, frente a tartárico y

potasio. puede estar asociada al mayor ritmo de eliminación de éste o a una propiedad de las

membranas que favorece su salida al citoplasma. Otra posibilidad es que el málico esté en células

diferentes y separadas de donde se almacena el tartárico y potasio, esto podría apoyar el hecho de

que el málico exista totalmente como ácido libre y de que existan compartimentos con valores de

pH diferentes.

b) Las publicaciones de Meynhardt (1965)y Hawker<1969) introdujeron las técnicas de

determinación de las actividades enzimáticas en uvas, y se pudo explicar el modelo de

acumulación y disminución de los ácidos, valorando “in vitro” los enzimas implicados.

e) Otra de las posibles explicaciones de la regulación de los niveles del niálico en el

proceso de maduración, es la teoría de la conipartimentación (Ruffiier, 1982) más que por la de

los cambios en la actividad total de los enzimas. Esto se comprobó gracias al estudio de

determinados solutos marcados dentro de los tejidos, que dan información de las propiedades de

las membranas y de la compartimentación de los distintos compuestos.

Lakso (1973) y Lakso y Kliewer (1978), también informaron de la existencia de

compartimentos metabólicamente diferentes para el ácido mélico denominados “pool”: el llamado

“pool de reserva que es inerte, el “pool metabólico’ rápidamente equilibrado, y el “pool

intermedio (Figura 20). Este último es un paso intermedio de fácil acceso de los compuestos que

van a ser metabolizados, y garantiza así el mantenimiento de las condiciones vitales de las células

cuando están sometidas a condiciones de estrés, esto ocurre generalmente cuando la fotosíntesis

es baja. Mientras que cl suministro de asimilados sea adecuado, el pool intermedio se va a

rellenar y los excedentes son o bien exportados o, en el caso del tejido periférico de la baya, se

incorporan al pool de almacenamiento.

El “pool metabólico se encuentra normalmente en el citoplasma y en las mitocondrias, y

el “pool de reserva en las vacuolas. Este reparto de componentes (tanto en el caso del málico

como de los azúcares) en pooís activo e inactivo, se controlaría por las distintas características de

permeabilidad de las membranas celulares. Se ha demostrado que la acumulación del málico es

penneasa dependiente.

92 Constituyentes Quimícos

Toda esta teoría se estudió al inyectar ‘4C-málico a través del pedicelo de uvas en

maduración y observar la existencia de una alta respiración del málico, que no se correspondía

con el descenso que pasaba ‘in vivo” del málico en los frutos, indicando que la

compartinlentacíón más que el cambio en la actividad enzimática podría regular los niveles de

málico durante el proceso de maduración. En el caso del málico radioactivo inyectado, que

simulaba málíco de reserva, la metabolización ocurrió de un modo más lento, independientemente

del estado de desarrollo de las bayas, concluyendo la existencia de dos tipos dc lugares para el

almacenamiento del málico, uno inerte y otro activo metabólicamente.

M1.boIIc pool,

_____ £nhssrd ,.g.j<eto.y aIÑtI

• ld.RIIF¡.d ,.guhtory t.rgsts

Figura 20.- Bioquímica y compartimentación del metabolismo del málico y azúcar en las cepas(Ruffher, 1982).

Sc observó que el ácido málico radioactivo inyectado, se translocaba desde el centro

hacia la periferia durante la maduración, mientras que no existía movimiento en las uvas verdes;

en este caso existe un gradiente de concentración desde el hollejo a las semillas en orden

decreciente, lo que significa que en estos cambios está implicada no solo las células individuales

sino toda la baya <Stefan y Rapp, 1979). La utilización del málico se produce en el tejido de la

Sto,.ga In dnSfl,,dLM.w.cIMI*.d tBW

<¡sin poal

93Parte General

periferia de la baya en maduración <más que en el del centro de la baya), resultando en una

disminución del ‘pool metabólico’, que es rellenado del compartimento de reserva, creando así un

gradiente radial de málico en la baya.

Durante la maduración tanto el ácido málico (Steffan y Rapp, 1979) como el enzima

málico (Poseer y col., 1983) migran desde el centro de la haya hacia la periferia. Así la intensidad

metabólica en la periferia de la baya va a determinar la degradación del málico en el conjunto del

fruto. La migración del ácido tartárico sigue una tendencia opuesta, y se cree que el objetivo es

para mantener las concentraciones osmóticas.

Después del inicio de la maduración se producen en la uva unos cambios metabólicos que

se observan sobre todo en la gran reducción de la metabolización de] azúcar vía glicolisis, y la

consecuente producción dc málico. Después del envero la sacarosa importada es hidrolizada, y

almacenada en vacuolas del mesocarpio, el complejo enzimático responsable de su transporte y

activación como sacarosa-fosfato, necesita energía (ATP). La energía utilizada en este proceso y

en el resto de reacciones bioquímicas que se producen en este momento de desarrollo de la haya.

se van a obtener del proceso de la respiración, gracias a las sustancias del pooí intermedio de

reserva. Debido a la inhibición de la glicolisis, se produce una disminución de las sustancias del

pooí intermedio y los niveles vitales de] pool metabólico se deben mantener por una importación

de málico de las células de reserva.

En general en la baya, dependiendo de las demandas energéticas de ese momento, el ácido

málico del compartimento metabólico es respirado o, como consecuencia del flujo inverso de

carbono de la glicolisis, se dirige hacía la gluconcogénesis. Esta última ruta es favorecida en

condiciones de frío, cuando la respiración es baja.

Por esas hipótesis se puede decir que las fluctuaciones de las concentraciones dcl ácido

málico durante el proceso de maduración de las bayas, se explica por distintos mecanismos

regulatorios, como es la diferencia en la actividad enzimática, inhibición feedback...

3.2.4.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LOS ACIDOS

ORGANICOS

La radiación solar, la temperatura, y la disponibilidad de agua, son factores que influyen

de forma importante en el desarrollo y maduración de los frutos. Sus efectos se reconocen por la

capacidad de acortar y alargar los procesos fisiológicos y bioquímicos que ocurren durante el


desarrollo y maduración de la baya, dichos factores pueden afectar a la síntesis, metabolismo, o a

la acumulación d¿ los ácidos orgánicos. Así la evolución de la acidez total se ha estudiado sobre

todo desde un punto de vista vitícola y no tanto enológico.

3.2.4.1.-Rie2o

Se han estudiado repetidamente los efectos de la manipulación del estado hídrico de la

cepa, alterando tanto la cantidad como el tiempo en el que se produce el efecto, y observando

cómo afecta a los distintos componentes de la baya.

Matthews y Anderson (1988) establecieron diferencias en el estado hídrico de la planta

según que las cepas estuvieran regadas o que el suministro de agua se cortase antes o después del

envero. Las concentraciones de la acidez total y del potasio fueron ligeramente mayores en los

tratamientos con déficit temprano, antes del envero, que en el control o en los de déficit tardío,

esto podría atribuirse a que ese déficit moderado anterior al envero ha tenido mayor efecto sobre

el crecimiento de la baya que en el metabolismo de sus componentes. La acidez total en vendimia

fue ligeramente menor en los mostos procedentes de vides sometidas a déficit hídrico temprano

respecto a los otros tratamientos, debido a una velocidad de metabolización de los ácidos más

rápida en este tipo de tratamientos que en los demás, aunque las diferencias en el crecimiento de

la baya pueden confundir estas interpretaciones. Las concentraciones de málico en vendimia son

menores en aquellos tratamientos con déficit hídricos tempranos, independiente del nivel de agua

aplicado durante la maduración,

Estos autores sugieren que el modelo de disminución que sigue la acidez total después del

envero, se deben más a las diferencias en el catabolismo del málico a partir del envero que a las

concentraciones del málico alcanzadas en esa fecha. Se observa un gran efecto sobre el valor del

málico y escaso en el de la acidez, con lo que déficits de agua tempranos van a provocar un

aumento en el valor de la relación tartárico/málico, esto es importante como práctica de

desacidificación de los mostos con elevada acidez total.

Así la cuestión es si el riego es el responsable de los distintos sucesos o son una serie de

procesos fisico-quimicos los que contribuyen a disminuir la calidad. Es decir, si el riego lo que

hace es prolongar el tiempo de maduración, también puede aumentar el tiempo de exposición de

las bayas a la radiación solar y como consecuencia también la temperatura del tejido de las

mismas, favoreciendo la respiración y el consumo del málico.

95Parte General

Freeman y Kliewer (1983) comprobaron que el tartárico es mas estable a altas

temperaturas y se degrada más lentamente que el málico. El riego tampoco afectó el pH, si bien

las diferencias observadas pudieron ser por circunstancias estacionales. Hravdo y Hepner (1985)

no encontraron efecto sobre el pH, probablemente por la correlación entre el málico y el potasio.

ya que el pH se determina por el equilibrio entre los hidrogeniones y entre sodio y potasio.

El riego puede aumentar la acidez total debido a su efecto retardante de la maduración.

En los tratamientos de regadío dicho efecto es debido fundamentalmente al málico. ya que el

ácido tartárico apenas fue afectado. Parece que el efecto del riego en el ácido málico es

principalmente indirecto, y está asociado al equilibrio entre el crecimiento vegetativo y

reproductivo. La concentración de málico en tratamientos con déficit total fue también baja, esto

indica que el déficit hídrico antes del envero disminuye la cantidad final de málico

independientemente del estado hídrico durante la maduración.

3.2.4.2.-Radiación solar y temDeratura

La radiación solar es una variable microclimática que va a contribuir a la modificación

de la composición y el desarrollo de las uvas maduras, debido probablemente a una combinación

de efectos directos de la luz y de indirectos de la temperatura. Se ha demostrado

experimentalmente que el tiempo que tardan las uvas en alcanzar un estado de madurez, se

relaciona con la suma de temperaturas a las que ha estado sometida (Winkler, 1962): es decir, las

uvas maduran más rápido cuando las cepas se desarrollan a temperaturas más elevadas,

incidiendo en el metabolismo de los distintos componentes y en la relación que existe entre ellos.

Peynaud y Maurie (1958) demostraron que las temperaturas altas favorecían la

combustión de los ácidos en las uvas por el proceso de respiración, mientras que si eran bajas se

mejoraba la síntesis de los mismos.

Burkhardt y col. (1951) determinaron que la concentración del ácido málico en las bayas

se encontraba en menor cantidad cuando las estaciones eran templadas que cuando eran frías. de

modo que en climas fríos el efecto de la temperatura sobre las cepas es menos pronunciado.

Varios investigadores como Kliewer y Lider (1968), Shaulís y col. (1966), y Kobayasi y

col. (1960) comprobaron que el aumento de las temperaturas dentro de un intervalo, favorecía un

aumento del tamaño de la baya, junto con un incremento de los sólidos solubles totales además de

una disminución de la acidez total.


Radler (1965> estudió el efecto de las temperaturas elevadas sobre los distintos

componentes de las bayas de la variedad Thompson Seedless durante su maduración, sometiendo

artificialmente parte de los racimos de las distintas cepas a un aumento de las temperaturas y

comparándolos con los racimos control. En las bayas sometidas al efecto del calor (33±20C).

observó una disminución del tamaño aproximadamente en 2/3 respecto al peso de los racimos

control, hecho que influirá en los componentes presentes en la baya. Según este autor el modelo

de evolución seguido por la acidez, es el mismo en las uvas sometidas a altas temperaturas que en

las del tratamiento control, es decir, se produce un aumento hasta alcanzar un máximo (~30 g/L)

y un posterior descenso que continúa hasta el fmal de la maduración (~5 g/L), si bien la

concentración alcanzada en el máximo de la curva por las bayas calentadas era ligeramente

superior debido al menor tamaño de la haya; sin embargo al expresar la acidez en mg/haya el

máximo es comparativamente inferior; y el descenso posterior de la concentración es más rápido.

ya que las temperaturas altas aumentan necesariamente la respiración. El nivel final de ácidos en

las bayas en vendimia es prácticamente el mismo en los dos tratamientos, es decir, según Radíer

(1965) el efecto de la temperatura no originé en el momento de la vendimia diferencias

significativas en la cantidad de ácidos orgánicos. En estos experimentos el efecto de la

temperatura es pequeño ya que se realizaron en lugares de climas cálidos, posiblemente los

efectos serián más pronunciados si se comparasen con ensayos realizados en climas más fríos.

Ruffher y col. (1976) comprueban que después de transcurrido el proceso dc

acumulación de ácidos en la baya, los valores de la acidez total están fundamentalmente

representados por el tartárico más que por el málico. Sin embargo, a partir del envero y durante

toda la maduración la disminución de los ácidos, se debe principalmente al descenso del málico:

este fenómeno fue estudiado ya por Du Plessis (1968) que encontró que el ácido málico tenía

mayor efecto en la disminución de la acidez que el tartárico.

Ruffiier y Rast (1974) consideran que en los tejidos jóvenes, se produce un aumento

intenso del ácido tartárico en condiciones calurosas por una rápida conversión de la glucosa por

la vía hexosa-nionofosfato, resultando ser un producto de oxidación de la glucosa. Saito y Kasai

(1969> demostraron que la luz se requería para la síntesis de tartárico en las bayas, mientras que

el málico se sintetizaba tanto con la luz como en condiciones de oscuridad. Esto sugirió que los

tratamientos de sombreado con contenidos bajos de tartárico eran debidos precisamente a la falta

de radiación solar que favorecerla la síntesis de este ácido.

97Parte General

Morrison y Noble <1990) vieron, al igual que Saito (1968), una mayor acumulación de

tartárico en los inicios del desarrollo, antes de que existiera una cantidad elevada de hojas que

produjesen condiciones estrictas de sombreado. Solamente cuando los tratamientos de sombreado

son severos el proceso es más lento y se retrasa la acumulación de dicho ácido.

Parece que el metabolismo del ácido tartárico no es afectado por las temperaturas

inferiores a 300C (Kliewer y Lider, 1968; Rufifier, 1982). Sin embargo, en el experimento de

Reynolds y col. (1986), las temperaturas alcanzadas en el estado III de maduración por las bayas

expuestas a la radiación, son suficientemente altas como para disminuir la cantidad de tartárico,

en mayor proporción respecto a las sombreadas.

Experimentos realizados por Kliewer (1964) mostraron que el “‘CO2 incorporado a los

ácidos orgánicos de las bayas sometidas a bajas temperaturas (<250C) era 2 6 3 veces más

importante que el encontrado en bayas expuestas a temperaturas más altas (>300C). Esas

temperaturas bajas favorecen la síntesis del málico por B-carboxilación, ya que es un proceso de

naturaleza exotérmico. Como consecuencia de la fijación del CO2 en la oscuridad según la

temperatura, se indica que la disminución del contenido en málico no sólo es por una disminución

de la síntesis, ya que temperaturas mayores de 300C pueden degradar más rápidamente el málico.

Carroll y Marcy (1982) experimentaron cómo las temperaturas afectaban en mayor

medida a las concentraciones de málico y escasamente a las de tartárico; de aquí que los ensayos

se hayan enfocado preferentemente hacia el estudio de los enzimas y de las reacciones

bioquímicas relativas a la síntesis y degradación del ácido málico más que al tartárico. La

mayoría de los estudios proponen un óptimo de temperatura a 25”C para la síntesis de málico <en

función de las actividades de los enzimas fosfoenolpiruvato-carboxilasa y fosfoenolpiruvato-

carboxiquinasa) (Lakso y Kliewer, 1975,1978) y una temperatura mínima de 3OCC para su

degradación.

Los efectos de la exposición de los racimos al sol en el metabolismo ácido (málico,

tartárico, pH. y acidez total), son casi exclusivamente sobre el málico. Klenert <1975) observó

que el valor de la acidez total en los racimos expuestos respecto a los sombreados fue mayor en cl

periodo anterior al envero, presunúblemente debido a un aumento en la actividad de esos dos

enzimas antes mencionados (Ruffiier, 1976).

En general, los ensayos manifiestan que la disminución de la radiación solar en toda la

viña o en los racimos individuales, ha supuesto mayores valores de acidez total y de málico en las

uvas maduras, observando que las temperaturas de las bayas totalmente expuestas al sol

Constítuyenles Ouínucos98

oscilaron entre 6 y 100C y más que las de la sombra. Los estudios no muestran si el aumento 11w

debido directamente a una escasa intensidad luminosa, a bajas temperaturas en los tejidos. o a

una combinación de los dos factores. Los trabajos sobre variaciones de la temperatura para un

determinado nivel de ácidos en las uvas indican, que el momento en el que se producen esos

procesos es importante porque influye en el nivel de ácidos al final de la maduración. La relación

entre la acidez total y la temperatura está bien establecida (Amerine, 195]; Ribéreau-Gayon.

1959: Radíer, 1965; Kliewer, 1971), y se cree que es debida a un aumento de la actividad del

enzima málico después del envero (Lakso y K]iewer, 1975,1978).

Rcynolds y col. (1986), observaron en sus ensayos durante el periodo anterior al envero.

que aunque las temperaturas diurnas de los frutos expuestos al sol eran mayores a las óptimas de

los enzimas, y las temperaturas alcanzadas por los frutos sombreados eran menores a las

óptimas, los primeros frutos tenían un contenido en acidez mayor. Mientras que después del

envero, al aumentar la actividad del enzima málico, el descenso en la concentración de la acidez

se producía mucho más rápido en los frutos expuestos a la radiación solar que en los sombreados:

de aquí se deduce que este proceso va asociado a un aumento dc la temperatura de la baya.

Se han estudiado posibles explicaciones para la observación de la disminución de la

acidez en relación con la temperatura, según las teorías ya estudiadas:

-Cambio de nermeabilidad de las membranas que encierran al ácido málico

.

Hale (1977) sugirió un mecanismo mediatizado vía potasio de modificación de la

permeabilidad de la membrana, de modo que este catión podía alterar el efecto de la temperatura

sobre la concentración de niálico, es decir, el potasio tendría un efecto positivo sobre el contenido

6eí málico. Esto podría justificar los inesperados niveles elevados de ácidos encontrados en

algunas uvas que hablan madurado a altas temperaturas (Amerine, 1956; Peynaud y Maurié.

1956: Du Plessis, 1968).

-Distintas actividades de los enzimas del metabolismo del málico en función dc la

temneratura

.

Se ha demostrado la presencia de enzimas que participan en ha síntesis y degradación. si

bien las actividades de los enzimas sólo establecen un potencial de reacción puesto que es

necesario conocer los distintos factores que pueden incidir (la disponibilidad de sustratos,

inhibidores y activadores de los enzimas ). El papel de la temperatura en la regulación de esos

procesos enzimátícos que participan en el metabolismo del málico, no está totalmente conocido, si

99Parte General

bien parece que las temperaturas afectan considerablemente menos al proceso de acumulación

que al de degradación.

-Teoría de la comnartimentación

.

Se comprobó la actividad radioactiva del málico después de administrar 141202 a distintas

temperaturas a bayas verdes, y se observó que el ‘pool metabólico” descendía rápidamente al

aumentar la temperatura.

Lalcso y Kliewer (1978) revelaron que otro posible efecto de la temperatura en el

metabolismo del málico en la uva es la rapidez de transferencia entre el pooí metabólico y el de

reserva, de modo que la transferencia suele ser elevada a temperaturas altas, mientras que se

acumula una mayor cantidad cuando descienden las temperaturas. Observaron que los efectos de

la temperatura en el málico dentro del “pool metabólico” y por tanto la modificación de su

contenido, es un indicador de cómo la temperatura induce equilibrios entre síntesis y degradación.

Ejemplo: entre 10 y 200C el mayor taniaflo de este pool indica una síntesis neta, mientras que a

40012 este pooí es muy pequeño indicando un fuerte predominio de la degradación sobre la

síntesis, incluso teniendo en cuenta que a esa temperatura la síntesis que se estima, con la fijación

en la oscuridad, fue alta. Las temperaturas moderadas de 20 o 30012 serán las más apropiadas

para una mayor acumulación y una transferencia moderada.

-Otras explicaciones

.

Langridge y McWilliaun (1967) averiguaron que el 1202 es más soluble a bajas

temperaturas, y la disminución de la acidez es independientemente del efecto de la temperatura en

los enzimas. Concentraciones elevadas de CO2 tienden a suprimir la degradación del málico por

descarboxilación por el enzima málico.

3.2,4,3.-Técnicas de control de la superficie foliar

La eliminación de ciertas hojas puede afectar a la intercepción de la radiación solar del

resto de las hojas o los racimos, así como a la temperatura que los rodea; por tanto dicha

operación va a modificar el microclima de las cepas, y en consecuencia la composición de la

baya. Los racimos que están sometidos a las condiciones de un canopy denso y sombreado, tienen

bajas concentraciones de azúcar, fenoles y elevadas cantidades de acidez total, málico, potasio y

pH comparándolas con los racimos bien expuestos.


En los procesos de defoliación van a intervenir además factores como es el tiempo en el

que se realice, la severidad, el cultivar, el clima, y quizás el tipo de hojas eliminadas. Según

Reynolds y Wardle (1989) las diferencias en la producción y la composición de la uva asociadas

con la severidad y el tiempo de defoliación, pueden ser explicadas por: diferencias en el desarrollo

de tallos anticipados, reducciones en el vigor, eliminaciones de áreas funcionales de las hojas, y

cambios en las densidades del canopy con sus repercusiones en la exposición de las hojas y de la

ftuta.

Hunter y col. (1991) encontraron que la acidez total de uvas que procedian de cepas

parcialmente defoliadas era ligeramente mayor hasta el envero. Al incidir mayor intensidad

luminosa en el canopy, debido a esa parcial defoliación, se comprueba que la actividad

fatosintética en las hojas ha aumentado, además en el sentido de producir más ácidos orgánicos

que azúcares (Kriedemann, 1970). Por el contrario la defoliación parcial no tuvo efecto en el

modelo dc acumulación de los ácidos en las bayas, es decir, independiente del momento de

defoliación, las mayores concentraciones de ácido tartárico y de málico se alcanzaron durante las

fases de crecimiento rápido de las bayas, produciéndose después del envero un descenso también

rápido de Jos dos ácidos orgánicos, siendo mucho más pronunciado en el málico, y

estabilizándose para el tartárico en una concentración 4 veces mayor que el málico. La

defoliación parcial no produjo diferencias significativas en el pH de los mostos, esto pudo ser

porque no se registraron diferencias de temperaturas en el canopy por esos tratamientos. Sin

embargo Kliewer y Lider (1970> manifestaron que en condiciones de sombreado se produce un

aumento en el valor de la acidez total, debido a un incremento en el número de tallos anticipados,

lo que supone una mayor superficie del área foliar.

Bledsoe y col. (1988) mostraron un descenso en la acidez total debido a un proceso de

defoliación, mientras que la disminución en el pH del mosto fue el resultado de reducciones en las

concentraciones tanto del málico como del potasio. El que los niveles de málico sean mayores

influye en un mayor pH, debido a la mayor proporción del málico respecto a la acidez total

(menor relación tartárico/málico) al ser éste más débil que el tartárico, El otro factor responsable

del descenso en el pH es la reducción significativa del potasio al eliminar las hojas, observándose

que en cualquier momento la concentración de potasio en el mosto era menor en los tratamientos

con defo]iación frente al control. En vendñnia los niveles de potasio del mosto estaban en función

de las hojas eliminadas.

ParteGeneral IDI

1-late (1977)propusounarelacióncausalentrepotasioy málico en las uvasmaduras.al

encontrarquebayascon elevadocontenidoen potasiotambiénlo teníanen málico. acideztotal y

pH. A medidaque aumentala defoliación. la densidaddel canopy disminuye, permitiendoun

mayorpasodeluz solar conlas consiguientesreduccionesdel málico, pH y potasio.

3.3.-FRACCIONMINERAL: 1<, Ca,Mg, Ns


Como todoslos productosvegetales,la uvacontienenumerosassustanciasmineralesque

la planta extraedel suelo. Las sustanciasmineralesselocalizansobretodo en las partessólidas

de la uva: hollejo, pepitas,paredescelulopécticasde lascélulasde la pulpa, mientrasqueel jugo

vacuolar, os decir el mosto, es proporcionalmentemenos rico <Ribéreau-Gayony col.. 1975:

Peynaud, 1974; Mullins y col., 1992). El hecho de que la acumulaciónse realice de forma

preferenteen el hollejo que en el jugo vacuolarhaceque I.a cantidadde cenizasde un vino tinto

seamuchomayorque la deuno blancodebidoal propio procesodc vinificación empleadoen cada

caso.

Castino(1988) analizómuestrasde distintasvariedadesde uvascomprobandoque los

elementosmineralesprincipalessoíx: 1<, Ca, Mg, Na, Cl, 5 y P. Entre los cationes,el potasioes el

más abundanteen el mosto (casi el 50% de toda la fracción minera>), le sigue el calcio ~.‘ cl

magnesioy finalmenteel sodio; ademásexistenotros, aunqueen menorproporción incluso en

cantidadestrazas(0,002-0,0008gIL) comoel hierro,zinc,manganeso...

Cadauno de estoscationestieneunalocalizaciónespecial(Cuadro5> y tina determinada

flrnción. En la uvamadura,la mitad del potasioselocalizaen la piel, el calcio es un constituyente

importantede la paredcelular y de las pectinas,mientras que el magnesioforma parte de la

clorofila y de las membranascelulares, ademásde participar como catalizadorde enzinrns

implicadoscii la respiración, fotosíntesisy síntesisde ácidosnucleicos. De gran importancia

tambiénesel sodio porsu contribucióna la bombadesodio-potasio,en las mitocondrias.o enel

movimientodela saviapor el floema.

La determinaciónde estos minerales (1-2% del peso de la pulpa> se puede hacer

conociendoel valor de las cenizas (que es el residuo de la calcinacióndel extracto seco.

completamentedesprovistode todo indicio de carbón)y de su alcalinidad.La alcalinidad delas

11)2 ConsiiiiiycníesQuimicos

cenizasno es un dato constantesino que varia en firnción de distintos factoresentre los que

destacala pluviometria.es decir la humedaddel suelo. Esahumedadfavoreceel ascensoa todas

las panesdc la plantade sustanciasmineralesque vandisueltasenagua,pero eseaguasc elimina

por el procesodetranspiraciónen los órganosaéreoslo queobliga a un ascensocontinuadodc la

saviaque transportaestoscationes(Ríbéeau-Gavony col.. t973).

Cuadro5.- Distribución de los cationes principales en las diferentespartesde la uva, expresadosen rng!g de cenizas(Ribéreau-CiayonvPeynaud.[964).

Todos estoscationesvan a controlarel pH del mosto,siendoel pH uno de los factores

quemásafectaa la calidadtantodcl mostocomodelvino, puestoque no solo contribuyeal gusto

ácido, sino queafectaa la estabilidadmicrobianas’ al color de los vinos tintos (Eoulton, 1986)

Asi por ejemploelevadosvaloresde potasio,quepuedenser debidosaunaexcesivafertilización.

repercutenen un color másazuladoy menosdeseableen los vinos, debido a que provocan una

disminuciónde la acidezconel consiguienteaumentoen cl valor delpH y asi sc modificael color

de las solucionesde antocianospor un cambio en la estructuramolecularde esos compuestos

(Monis y col,, 1983). Los contenidosdc potasio en e> mosto se correlacionancori el pH. la

intensidady [a tonalidadpero no con la medidade la absorbanciaa 520 nm en la muestra

acidificada.

lland y Coambe0988)estudiaronmostosde Australiaquese caracterizanpor teneruna

mayor proporciónde potasio que los procedentesde Europa, y observaronque en generalel

potasioestápresenteen alias concenrracionesen todaslas partesde la plantay en el casode la

hayacl potasiose distribuia tanto enla pulpa corno en el hollejo,aunqueen mayor proporciónen

éste último. Al potasiole han atribuido muchasfuncionesen las plantascomoson la activación

enziniácica.procesosde transportea través de la membrana,transportede los azúcarespor el

floema, neutralizaciónde los anionesy un papelosmótico. De todasellas destacasu papelen el

hollejode mantenerel equilibrioanteel aumentodc los aniones,mientrasqueen la pulpasupapel

Hoja Raspón Hollejo Pepitas Pulpa

1< 400 362 360 230 480

Na 12 16 16 14 24

Ca lOO 97 lSD 228 52

Mg 36 41 30 51 34

ParteGeneral liii

es incierto. Hale <1977)sugirió la existenciade una relación entrefa presenciade potasio, la

pemicabílídadde la membrana.y la respiracióndel mático.

El pl-! es controladopor el equilibrio entrecationesy aniones,siendoel potasioel catión

mayoritarioy el malatoy tartratolos principalesaniones(Sorners. 1975; ¡ionIcen. >980: lland.

1 987>. El potasiose ha consideradocomoun factor de considerableinfluencia en el equilibrio

ácido del mosto y vino, pudiendo afectar asi aL valor de pl-l. al color y a los procesosde

fermentaciónque allí se producen.nsj como al aromay la limpidez de los vinos embotellados

(Sonxers. ¡975),

E3oulton <1980)estudióla relación entreel potasioy los protonesvalorables.mostrando

el intercambiode protonesde los ácidosorgánicospor cationesmonovalentes(este iniercamubioes

debido probablemente a la actividaddel enzimaadonosintrifosfatasa),originándoseun descenso

de acidez y un incremento del valordel pH, Postuléque el potasiosc transportabaen Ja cepa

comoun compuesto unidoa un enzimaen contradeun gradientedeconcentración.

Los resultadosde Crippen y Morrison <1986) confirman parte de la teoría antenor

mostrandoun posibleintercambiode l(~ por los U’ de los ácidos orgánicos. duranteeldesarrollo

de la hayaqueva a influir en el pH del mosto. Perosccomprobóque,al inicio del desarrollo.la

sumade los protonesvalorables y de los ionespotasiono era igual al númerotoral dc protones

disponiblescorrespondientesa la suma de tartrato+malatosino mayor. quizás debido a la

presenciade otras especiesque proporcionanprotones,en cambioal final de la estación,si se

produceeseequilibrio

Hay una gran evidenciacadavezmasacentuadade que existeunaexageradaabsorción

de potasioque puede ser atribuidaa diferenciasgenéticasmanifestadas por la presenciade los

distintostipos de raícesque sehan estudiado(Hale. 1977. Rabí y col.. 1988>. El pH por tanto

puedeser afectadopor las distintas concentrac¡onesdc potasiopresentes debidoa la diferente

absorcióny ransportede ese catión desdelas raíceshacia los callos, aunqueestos mecanismos

todavíano estánclaros

Es necesarioconsiderarel efecto del potasio sobre el pH del mosto al flual de la

maduración. asi valoresaltosde pH pueden ser alríbwdosa una exageradaabsorciónde potasio

del suelo, aumentandoel pH a pesarde la posible elevadaactdczpor la presenciade grandes

proporciones de málico. Storey ([987> sugirió que el ácido niálico es el principal anión

eoinplementano(leí potasio.si bien no observóuna correlacióndirecta entre las concentraciones

de málico y potasioen ninguno de los tejidosde la haya Concentraciones elevadasde potasioen


el suelosesuelencorrelacionarpositivamentecon niveleselevadosen muchaspartesde la planta.

particularmenteen las hojas, si bien los niveles en el mostono sonmuy grandesa menosquese

apliquenfertilizacionescon muchaproporciónde potasio(Morris y col., 1981).

El ritmo de absorciónde potasioaumentadurantelas fasesde crecimientovegetativoy

de desarrollode la fruta. produciendounagradualsalificacióndelos ácidostartáricoy málico en

varios estados dc desarrollo de la baya, hecho que ha sido ampliamentedocumentado

(Christensen,1969:Hale, 1977; Kliewer, 1965; Kliewer, 1971).

El ácido¡nálico libre sedegradagradualmentepor la respiración,pero la salificaciónva

a reducir la cantidadde málico disponible para este proceso,aumentandoasí la cantidadde

málicoen el mosto (Hepner,1983: Johnsony Nagel, 1976; Mattick y col,, 1970).El potasioesel

catiónque va a salificar fundamentalmenteel tartárico(aunquetambiénsehan encontradosales

cálcicas). y esto va a influir en el pH del mosto. El tartrato ácido de potasio precipita

parcialmente.mientras que la sal neutra lo hacecasi totalmenteen las bayas,mostos y vinos.

reduciendolos contenidosde tartáricodel vino especialmentecuando el mosto se encuentraa

bajastemperaturasy si estáen elevadasconcentracionessefavorecetambiénla precipitación.El

acido málico y sus sales elevan la acidez y disminuyenel pH en la fruta madura, pudiendo

tamponarconsiderablescantidadesde potasioque luegopuedenserliberadasduranteel proceso

de fermentacióno precipitarposteriormenteen forma de tartratosen la botella (Mattick y col..

1970).

Ademásdel potasio,el calcio y el magnesiomantienenun eqtíilibrio frentea los ácidos

presentestantoorgánicoscomo inorgánicos,a partede susflmcioncs característicascomoson la

formaciónde paredescelularescomopectatocálcicoo corno cofactoresde enzimasen cl casodel

magnesio.Es impotante el nivel de calcio del terreno donde se encuentranlos viñedos ya que

elevadascantidadesde cal activa puedenproducir clorosis. Los tejidos jóvenes son ricos en

potasiomientras queen los tejidos másviejos seacumulancalcioy magnesio,y asímientraslos

mostos son ricos en Ca, Mg y K a los vinos les ocurre lo contrario debido a los procesosde

precipitacióndetartratode calcioy depotasio.En los vinos las cantidadesde potasioy calcio son

menoresqueen los mostosrespectivossi bien el magnesiono semodificamucho.

3.3.2.- ORIGEN Y EVOLUCION

tuSParteGeneral

Si seestudiala evolucióndel pesode las cenizasde las bayasasí comosu alcalinidad.se

observaun aumentocontinuadodurantetodo el cursode crecimientoy maduración,es decir.

aumentala cantidadde ácidos salificados.Constantemente,las raícesextraendel suelo cationes

mineralesy se distribuyenpor toda la planta. llegandohastael fruto. si bienéstees menosrico en

sustanciasmineralesque las demáspanesverdesde la planta.

La alcalinidaddelas cenizasno es un datoconstantede un aflo a otro, ya quelas litivias.

y por tanto la humedaddel suelo, no son los únicos factoresque favorecenese ascensode las

materiasmineralespor todo el vegetal,sino quela transpiraciónde la plantafavorececl ascenso

de la saviay por tanto la migracióndelos minerales.

Se han realizadoun gran númerode análisis de los elementosmineralesen las distintas

panesde la uva paraconocersu composicióna lo largo del procesode maduración.Se observa

íue la alcalinidadde las cenizasaumentaen la pulpa, hollejo y raspóndurantela maduración,lo

que significa un incrementoen la cantidad de ácidos salificados. En cl caso del hollejo las

materiasmineralesllegan a doblar y triplicar su valor, en el raspónse multiplica por 1.5-25.

mientrasqueen la pulpasólo por 1.2 a 1,9 (Peynaudy Maurie. 1951).En los estudiosrealizados

en el mostosobreesoselementos(Cuadro 6) se observaunamigraciónpotásicaimportantey una

estabilizaciónrápidade los elementosalcalinotérreos.

Cuadro6.- Evolución de las materiasminerales(meq/IOOO bayas)y las cenizas(g) en el mostode bayasde la variedadMerlot duranteel procesode maduración(Ribéreau-Gayon.1975>.

12/8 2018 30/8 10/9 2019 30/9 7/10

Cenizas 1,7 2.3 2,1 3.7 2,8 3.9 5.0

Alcalinidad de cenizas 22,8 23.0 27,0 39,0 36,7 39.8 28.0

Potasio 16.2 20,5 21.6 35.4 42,5 50,5 42.8

Sodio 0.5 0.8 0,9 0,8 1,0 0.9 1.7

Calcio+Magnesio 7,0 11.2 12,6 11.5 8,8 9.5 134)

Donéchey Chardonnet(1992)estudiaronen bayasde lavariedadCabemetSauvignonla

evolución de los principalescationes duranteel procesode maduración.Observaronque el

desarrollode las bayasiba acompañadode un aumentode los principalescationes,expresadoen

cantidadpor haya.estetipo deevoluciónesel resultadode unaintensamigraciónquea su vez va

a depender(le diversosfactoresclimáticos.edafológícosy biológicos.


Hrazdinay col. (l¶J84)estudianlos cambiosfisiológicosy bioquiniicosque ocurrenen el

desarrolloy maduraciónde las uvas. caneretaníenieen relación a la evoluciónde los cationes

mayoritarios. En la evolución de los cationesobservaronque el potasioaumentótanto en el

periodo de desarrollocomoen el de maduraciónalcanzandovalores quince vecessuperioresen

las bayasmadurasrespectoa las del períodoherbáceo;el contenidode sodio no mostró cambios

consistentes,mientrasque la cantidaddc calcio magnesiofue aumentandoa lo largo <leí periodo

de desarrollo(expansióndc la haya) y se mantuvodurantela maduración,llegandoal final a

duplicarsc los valores, sin embargosi los resultadosde calcio magnesiose expresasenen

concentraciónseobservatina clara disminución.

Parael notasioel aumentoque sc produce a lo largo de la evolución (Figura 21) es

particularmenteimportante, tanto en la pulpa como en el hollejo (iland, 1984). Esto último es

interesantesobretodo en las vinificacionesen tinto que se hacen en presenciade los hollejos

favoreciendoas¡ el pasodel potasioal mostoy produciendoun aumentodel pl-1. mientrasque la

llegadade otroscationeses máslimitada,

1< nbr 2

VT fl ___

Mt o.:

T -r -r -~

$ 15 25

Ni 1Figura 21.- Cambios dcl potasio y sodio durantela maduraciónexpresadoscii concentración

(rng/g) a la izquierdax en cantidadpor hayaa la derecha,tanto en la pulpa (.) corno en el hollejo<o> de bayasde lavariedadShiraz (!land y Coembe.¡988).

Existen varios estudiosque indicancómoel potasiode las esu’ucturasvegetativasde las

cepas(preferentementede las hojas) se redistribtixe a los racimos a medidaque progresala

ParteGeneral 1 (Fi

estaciónde crecimiento (Conradie, 1981; Sínart, 1985), mientras que otros dicen que esa

redistribucióndesdelos órganosa&eoshastalas bayasesescasa<‘Willianis y Matthews, >990).

Williams y Biscay(1991) intentarondeterminarel aportedelpotasiodesdelos distintos

tejidos de las estructurasvegetativasa las bayas durante el crecimiento de las mismas, y

comprobaronque la concentracióndc potasio de las hojas, tallos y sarmientosdescendía,al

mismotiempoqueaumentabaen un 77% en los racimos;y permanecíaconstanteen lasraíces.sc

demuestraasíunamigracióndel potasiodesdelas estructurasvegetativashacia los racimos.Sin

embargose ha observadoque no todo el descensodel potasio se justifica totalmentepor la

migraciónya que en partees debido a la caídade las hojas que todavíacontienenconsiderables

cantidadesde potasio. Pareceque la procedenciadel potasiode los racimoses preferentemente

desdelas hojas y de los tallos más que directamentedesdelas raíces,puestoque el nivel de

potasioen éstasa lo largo de la estaciónva aumentando,si bien lógicamentecl origen de todocl

potasioprocedede la absorciónradicular.

El calcio se localiza en la bayaprincipalmentea nivel de las paredescelulares.Al inicio

del desarrollo,las cantidadesde calcio de las paredescelularesde la pulpa y el hollejo aumentan

en relacióna la multiplicación celular (Figura 22), siendoen esteperiodo la pulpa más rica en

calcioqueel hollejo (Harrisy col., 1968).A partir del envero,el agrandamientode las células de

lapulpavaacompañadodeunadisminuciónen la cantidadde calcio de lasmismas,querepercute

en unadisminución grandede la cantidadde calcio de las célulasde la pulpa y unamigración

hacia la zonapelicular. La migraciónde este catión se favorece por ¡a soltíbilización de las

pectinasgraciasalaacciónde los enzimaspectoliticos(Fi]s-Lycaony Buret, 1990>.

El permanenteaumentodel nivel depotasiopuede crearefectososmóticos,sobretodo al

final cuandoel incrementodevolumende las célulasdcl pericarpiocesa,y así la tendenciade las

célulasa expandirseesmayor, flasándoseen los efectoscasicontrariosdel potasioy dcl cafejoen

relación a la estabilidadde la paredcelular, el aumentode la relaciónRiCaa lo largo del proceso

de formación del fruto sc cree que podríafavorecerla permeabilidadde la membranade las

células al avanzarla maduración(Sacher, 1973). Possnery Kliewer (1985) observanque el

aumentode la relaciónR/Ca seproduceen toda la baya,pero principalmenteen la pulpa, y su

evolución secaracterizaporqueno es un aumentolineal sino que presentadosmesetas(Figura

23), la primerasealcanza55 díasdespuésde floración conun valor paraesarelaciónde 20 y la

segundaseproduce90 días despuésde floración con cifrasdc 40. Se observóque la combustión

ConstituyentesQuímicos

del málico se iniciaba prácticamenteal mismo tiempo que la relación 1</Ca habíaalcanzadola

primeramesetay cesabaal llegar el valorde esecocientea la segundameseta.

Unaposibleexplicaciónde esteprocesoes queal superaresarelación fa primera meseta

se estimulaun flujo de máticodesde la vacuola al citoplasma,dondeel málico disminuye su

síntesis(Laksoy Kjiewer. 1975>y seacelerasu degradación(Possnery col., 1981). pero todavía

en un medio bien organizado<Rufflicr. 1982b), Cuando la relación 1</Ca alcanzala segunda

mesetaseproducetina disolución de la lamelay la degradaciónde la estructurafibrilar a través

dela paredcelularconduciendoal inicio de la senescencia.

e 50

wa, 40

Ej 30

E 20

o‘ao

LI.

¼.a>E

20 40 <0 <0 lOO >0

Da» after anthesls

Figura 22,- Cambios en la concentracióndecalcio, expresadaen mg/g de peso (e) ymg/baya <o). En la parteinferior se estudialaevolucióndelcalcio en las distintaszonasde labaya<Possnery col., 1985>.

20 40 00 80 lOO 120

Oays afler anthesis

Figura 23.- Cambios en la relaciónpotasio/calcioen el conjunto de la baya a lo

______________________ largo del proceso de desarrollo(V= envero)(Possnery col., 1985).

La evolución del calcio y potasio es contraría a partir del envero debido a una

modificaciónde los flujos del floenia y xilema; segúnOúringy Oggionni (1986) la acumulación

del calcio dependede la intensidadde la transpiración.Estedesequilibriode los dos cationes

contribuyea aumentarla permeabilidadde las paredescelularesde la pulpa, facilitando así tina

acumulaciónde azúcaresy unamigración del ácidomnálico en el cursodela maduración(Steffan

y Rapp. 1979). Inversamente,el enriquecimientoparietal de calcio de las célulasde los hollejos

• lv

a

01o

ParteGeneral 109

frena el procesode senescencia(Brady, 1987). Es importanteel manteninijentomás o menos

prolongadode la cohesiónde las paredescelularesdel exocarpiopor ser uno de los factoresdc

resistenciaal ataquede parásitos.

La evolucióndel magnesiosehaceen dos fasessucesivas,con ti¡ia concentraciónniíiiinia

que caracterizael envero(Figura 24). Al final, las concentracionesdel calcio y magnesiovan a

disminuir por la dilución resultantedel aumentoen volumen de la baya, al ensancharselas

células.

Al inicio del desarrollode la fruta,unaparteimportantedel magnesiosequedaa nivel de

las paredescelularesde la pulpay del hollejo yaqueformapartede la clorofila, siendola pulpa

más rica en magnesioque cl hollejo. En el enverodesapareceestafraccióndel magnesioparietal

y queda corno fracción libre que es utilizado como cofactor por numerosos enzimas

intracelulares,esta parte de magnesio queda relativamenteconstante en el curso de la

maduración.

1o1

40v

200

20

15200

loloo

Y Ié~1 26411 ISN 1 615222981220273

i 41>12V 1 .uour ¡SÉpIEMfl~¡ 0C700ft 1 flCVUM~UM

Figura 24.-Cambiosen el contenidode calcio (.) ymagnesio(o> duranteel desarrolloy maduracióndebayas de fa variedad Chaunac(Hrazdina y col,,1984).

E

t.lg Ca• 2~ 6

0 20 40 60 80 100 i20

Jourfi aprÉs <loralsonFigura 25.-Evoluciónde la relación K/Ca y M.en el grano de uva en el curso de la madura(¡Jonéchey Chardonnct,1992).

La relaciónpotasio/calcioaumentafuertementeal inicio de la maduración.mientrasque

las proporcionesde calcio y magnesiopermanecenrelativamenteconstantesdurantela totalidad

del ciclo dc desarrollode las bayas (Figura 25). Hrazdinay col. (1984) trabajandocon la

variedadChaunacobservaronuna disminuciónde los dos cationesduranteel desarrollode las

O

o

K/Ca

lío Const¡tgyentesQuímicos

bayas permaneciendocon niveles bajos y constantesdurantela maduración. Catalinay col.

(1982) observanuna línea ascendentedel magnesioy un descensodel calcio, mostrandouna

relación Ca/Mg con valoresmayoresa la unidadal principio y a medidaque seaproxima a la

madurezvan siendoinferioresaesacifra.

La evolucióndel sodio (Figura21) al igual queocurrecon el potasiopor lo generalsuele

aumentardurantela maduración(¡Chiba y Mattick, 1978),aunquealgunosautores(Hrazdinay

col., 1984) seinclinan máspor una inapreciablevariacióndel sodio.Las concentracionesde este

catiónsuelensermuy bajasexceptoen los mostosdc viñedospróximosal mar.

3.3.3.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LA FRACCION

MINERAL

3,3.3.1.-Riego

La migración de los cationes que salifican los ácidos de las bayas proceden

principalmentede las raíces,esefenómenoestáligado al movimientode aguapor la cepa,y está

favorecidopor veranoslluviosos al principio y muy cálidosal final, lo que origina una fuerte

transpiraciónpor partede laplanta(Andrades,1991; Catalinay col., 1982).

Hepnery col. (1985) estudiaronlos efectosdel riegoy la producciónsobrelos nivelesde

potasioen variedadesde uva Carignaney CabernetSauvignon.Diseilaronun experimentocon

cuatroviñedos a los queaplicabandistintas cantidadesdc aguay dentrode cadauno de esos

tratamientospracticaronaclarcosde racimosen distinta proporción,parecequepartedel efecto

del riego esindirectoy seproduceatravésdc su efectoen cl aumentodc la producción.En estos

ensayosobservaronque el contenidoen potasiotendía a aumentaren los tratamientosde poca

cargade racimos,mientrasqueel sodio, calcioy magnesiotendíana descenderen esemismotipo

dc tratamientos;así las relacionesRiNa y K/Ca+Mg resultaronsersignificativamentemayorescii

estetipo detratamiento,y señalaronqueesasrelacioneseranmás sensiblesadicho factorque las

cantidadesabsolutasdecadacatiónestudiadode forma individual. El aumentode potasioen las

vendimiasde menoresproduccionesseapreciópor el aumentode la alcalinidadde las cenizas,en

cambio el pH no varié mucho en función de la producción, probablementeporque las

concentracionesde cationesy dc anionesfluctúan paralelamente,Al comparartratamientoscon

distinta cantidadde agua aplicadaobservaronque en aquellos donde el riego es mayor las

cantidadesde potasio también lo son así como el valor de ácidos y de pH. Estos autores

‘ItParteGeneral

establecenrelacionesentreel pH, el potasio,y la acidezcix función de la diferentedisponibilidad

de aguaasí como la producción,y posiblementetambiéncon los nivelesabsolutosde potasioy el

tipo dc cultivar.

Boulton (1980) resumió los resultadosde varios autoresy concluyó que niveles de

producciónelevadosprovocandisminucióndel contenidoenazúcar,tamañode bayay pH, si bien

producenun aumentode la acidez, el potasio. cl málico y cl tartárico; ademásconcluyó que el

riego aumentala producción,tamañode baya,acideztotal, pH y potasio.Estos resultadosson

distintosa los deHepnery col, (1985)en cuantoa la incidenciadc la producciónsobreel potasio.

pH, y los ácidos mientras que las conclusionesen cuanto al riego son similares. Estas

discrepanciaspuedenserdebidasa que Hepnery col, (1985)vendimiarontodos los tratamientos

teniendoen cuentaun mismonivel desólidos solublestotalesy no en la misma fecha,y por tanto

eseretrasoen el momentode la vendimiapudo causarunadisminuciónde los ácidosy aumento

del pH.

Freemany Klicwer (1983)vieron que el ritmo de acumulaciónde potasio.a medidaque

aumentanlos sólidossolublestotales,sigueun modelosigmoidal. Lasbayasde cepasno regadas.

mostraron un mayor tiempo dc reposoen el que la concentraciónde potasiocambió poco en

relación con las bayasde cepasregadas.Susdatosmuestranqueel potasiono compitecon los

azucarespor llegar a las bayas, ya que tienen distintosmodelosde acumulación.Al empezara

acumularselos azúcares,el potasioaumentarápidamente,le sigueun periodode lento almacenaje

(entre 10 y 1 70Brix), y a continuaciónse incrementade forma rápida.El riego reducela fasede

aumentolento. y en consecuenciaa igual cantidadde 0Brix las bayasde cepasregadastienen

mayoresnivelesdepotasioque las no regadas.

SegúnMatthewsy Anderson(1988) el ascensode potasioes continuadohastael envero

y desciendeligeramentedespués,tantoen los tratamientoscon déficits dc aguaantesdel envero

como despuésdel mismo,del mismomodoqueel pH fue aumentandoa medidaqueel potasio iba

disminuyendo.

3.3.3.2.- Radiaciónsolary temperatura

Crippen y Morrison (1986) determinaron las temperaturasde los racimos con

iluminación directay la de aquellosquese encontrabansituadosde forma natural a la sombra.

observandoque lastemperaturasde los sombreadoseranmásbajaspor el díay más elevadaspor

la nochecon respectoa los que estabaniluminados.Señalarondistintosmodelosde acumulación

112 Constip~yeii(esQuinlicos

para el potasio en función de que el cálculo de su contenido se realice por baya o en

concentración.La evolución(expresadaen concentración)mostrabaun descensoinicial debidoa

que duranteel período de crecimiento rápido de la baya se produceuna absorciónlenta de

potasio.y un posterioraumentodebido al efectocombinadodel menorcrecimientode la bayay la

mayorvelocidadde absorcióndel potasio.No existendiferenciassignificativasentreel contenido

en potasioenla fruta expuestaal sol y la que estáa la sombra,

Aunquelamayoríade ]os trabajossehanconcentradoen el microclima de los racimos,se

ha sugeridoque el sombreadode las hojas puedejugar un papel importanteen los cambios

eciuposicionalesde las bayas(Crippcny Morrison, 1986).

Morrison y Noble (1990) observaronen experienciascon sombreadode las hojas, que

además de un retrasoen la maduración,el valor de pH y los contenidosde potasioeranmayores

que los encontradosen los tratamientossin sombreado,a igualdad de nivelesen azúcaro málico.

lo queestá de acuerdocon trabajos previos (Rojas-Lara,1989; Smart. 1985>. Esto sugiereque

hay efectosespecíficosdel sombreadode las hojas en la acumulacióndel potasioen la bayaque

no estánrelacionadasconel retrasoenla maduración.

Freemany Kliewer (1984> sugirieron que el potasiose mueve desdelas hojas hacia las

bayasde los racimosque estánmadurando,sin embargoWilliains y col. <1987) demostraronque

lasaltasconcentracionesde potasioque seacumulanen la fruta despuésdel envero,procedei~en

último términodel suelo,y no del potasioalmacenadoen lashojas. Los altosnivelesdepotasioen

las uvasde las cepascon sombreadode hojas,señalanquedurantela maduraciónde las bayas,el

camino mayoritariode movimentodel potasiodesdeel suelo al racimo, es el camino indirecto

desde las hojas a través del floema, más que por translocacióndirectadesde el xilema a los

racimos.Estahipótesisseapoyaen Ja evidenciade la interrupción quesufre el xile>na hacia la

haya al inicio de la maduración(Diiring y col,, 1987),queevita la llegadade calcioa las bayas,

perono la depotasio,

Rojas-Laray col. (1989); Stnarty col. (1985), y Bledsoey col, (1988); observaronque

las bayasqueprocedíande cepastotalmentesombreadas,teníanuna concentraciónde potasio

mayorque las bayas que procedíande cepastotalmenteexpuestasal sol, existepor tanto una

correlaciónnegativaentrela concentraciónde potasioy la exposiciónal sol. La cantidaddc este

catión por bayava aumentandoen todos los tratamientosa lo largo del procesode maduración.

aunqueenestecasolos valoressonmenoresenel tratamientode sombreadoque en los expuestos

ParteGeneral 113

a radiación solar, sugiriendoque el hecho de la mayor concentraciónen los tratamientosde

sombreadoseadebidoal efectode un reducidocrecimientode la baya.

El tratamiento de sombreado de las hojas más que el de los racimos influye

fundamentalmenteen el contenidoen málico y enel de potasio,y asíe] valor de pH tambiénfue

mayory menorel del azúcar,

3.4.- FRACCIONNITROGENADA

3.4.1.- GENERALIDADES

Sehanencontrado,tanto en el mostocomoen el vino, un grannúmerode sustanciasque

contienennitrógeno.talescomoamonio,aminoácidos,proteínas,vitaminas,aminasy nitratos. La

proporción de nitrógenoen el mosto es extremadamentevariabledependiendode una serie de

factorescomosonla regiónde procedencia,los distintos tipos decepas,el estadode maduracion.

las condicionesde cultivo, las condicionesclimatológicasdel año, la preparaciónde la muestray

el métodode análisis(Castino, 1988).

Así, la cantidad de nitrógenoen la madurez (0,2-2 gIL) es una característicade la

variedad,de modo que en las mismascondicionesde cultivo las variedadesCabernetSauvignon.

Malbeey Sauvignonsonmásricasen nitrógenoque la Sémillony la Merlot,

Oughy Stashalc(1974)mostraronque lacantidadde nitrógenoquees absorbidopor las

cepasparaser convertidoen nitrógenoamínico va a dependerdel vigor de las cepas,de los

rizomasasí como de las condicionesnutricionales.Muchoscompuestosque contienennitrógeno

entranen el metabolismode unagranpartede sustancias,algunasde las cualestienenunagran

importanciapor su propiedadessensoriales.

Las materiasnitrogenadasen el mosto se encuentranen cantidadesapreciablesy se

puedenagruparcomo: compuestosinorgánicosentrelos quedestacael catiónamonio, y de origen

orgánicoque incluiría a-aminoácidoselementalesy polímerasque comprendendesdedipéptidos

hastaproteínassencillasdeelevadopesomolecular,

Dentro del grano de uva se sabe que el contenido en nitrógeno de la pulpa es

relativamentebajo (15%>, mientras que las concentracionespresentesen el hollejo y en las

semillasestánen mayor proporción(50%), sólo el 25%se encuentraenel zumo. La prolinay la

arginina son los aminoácidospredominantesde la mayoría de las uvasmadurasde todos los


cultivares de Vmsvinifera, si bien su importanciaen la calidadde ]as uvasy en los vinos no es

de] todo conocida.Se puedeconsiderarquelos valoresde prolina oscilanentreel 5 y el43% del

nitrógeno total del mosto, aunqueesa cantidaddependedel estado de maduracióny de la

variedad. Ough<196R) mostróqueentreel 50-80%del contenidototal de prolina <Cuadro7) se

localizabaenel mosto.

Cuadro7.-Distribución enporcentajedelnitrógenototal y de la prolinaen las distintaspartesdelracimo (Ough. 1 96g).

Los aminoácidosen el mosto son importantes como fuente de nitrógeno para las

levadurasdurantela fermentaciónalcohólica,tambiéncomonutrientesparalas bacteriasdurante

la fermentaciónmaloláctica,y comoprecursoresde sustanciasaromáticascomociertosalcoholes

superiores(Huangy Ougb, 1989). Así el consumode aminoácidospor levaduraspuedeseguir

tres caminos: asimilación directa, desaminacióny descarboxilación(reacciónde Ehrlich) con

formación dealcoholessuperiores,y óxido-reducciones<Castino, 1988).Esdecir, la uva contiene

sustanciasnitrogenadasque van a disminuir progresivamenteamedidaque transcurrael proceso

defermentaciónde los mostos.

Existeuna fracciónde la materianitrogenadadel mostoqueesfácilmenteasimilabley va

a poder ser utilizada por las levadurasy bacteriasen la elaboraciónde un vino, que está

constituidapor amonio, presenteen grandescantidadesaunqueno suficientesparauna rápida

fermentación,aminoácidos libres y polipéptidos de bajo peso molecular, los aminoácidos

mayoritariosen los mostossonla prolina,treonina,ácidoglutániicoy arginina.La otra fracción

nitrogenadano puedeserhidrolizadapor los microorganismosy por tanto no sepuedeutilizar, y

esté representadapor polipéptidos altamentepolimerizados; que se caracterizanporque en

% de N total % deProlina

Variedad Mosto SemilIas+ Raspón Pulpa Mosto Sem¡llas+ Raspón PulpaHollej os Hollejos

Petite Bouscbet 18,1 65,3 9,4 7,4 71,7 18,5 4,7 4,9

Petite Sirab 14,0 64,7 8,8 12,4 59,2 26,3 2,3 12,0

Grillo 26,2 51,2 7,5 15,1 62,3 18,4 1,4 17,8

Sauvignon Blanc 28,9 35,6 11,8 17,7 52,5 13,5 12,5 21,3

ParteGeneral 115

función del tamañomolecular que tenganlas proteínasproduciránfloculación al ponerseen

contactocon los taninospresentesen las vacuolas<Ribéreau-Gayony col,, 1975).

Los compuestosnitrogenadosson de extrema importancia en el crecimiento de las

levadurasy a vecespuedenserun factor limitante,por ello la mezclade distintoscompuestosque

contienennitrógenofavorecemás el crecimientode levadurasque la presenciade un único tipo.

Ademásmuchosfactorescomoel pH, la deficienciade vitaminas(factoresde crecimiento).y la

disponibilidadde oxigeno, afectana la capacidadde las levaduraspara utilizar un particular

compuestoquecontenganitrógenocomofuentedel mismo.

El contenidode nitrógenoamínico libre se ha usadocomo indicadordel nitrógenototal

disponibleen el mosto, poresolos análisis químicos van a sobreestimarla cantidadde nitrógeno

disponible,si bien no todoesenitrógenovaapoderserutilizado por laslevaduras.

El segundonutriente más importantepara la fermentación,ademásdel contenido en

azúcar,esel nitrógenoasimilabletantopor la cantidadcomopor la composiciónde esafracción

nitrogenada.Variosestudios(Oughy col., 1991)muestranla preferenciade las levaduraspor el

amonio y otros aminoácidosdistintosde la prolina. Así entrelos cambiosgeneralesqueocurren

en el mostoduranteel procesode la fermentacióny crecimientode las levadurasdestacala rápida

disminucióndel catión amonio que desaparececasi por completoy la rápida eliminación de la

mayoríade los aminoácidosdel jugo de uva, esdecir, el pasode mostoa vino va acompañadode

consumopor las levadurasdeesassustanciasy una disminuciónde la cantidadde nitrógenototal

en el vino final (Amerine y Ough, 1988). La concentraciónde prolina en el jugo de uva será

probablementemayoren el mostoque en e] vino obtenido despuésdelas condicionesnormalesde

fermentación.ya que normalmenteduranteel crecimiento de las levadurasy fermentacióndel

mostopor ellasno seelimina la prolinasino que seincrementaen el vino, y solo seutilizaráeste

aminoácidoen condicionesextremas.

El catabolismode la prolina como fuente de carbonoy de nitrógeno por parte del

microorganismoque participaen el procesode la fermentación,requierela síntesisde enzimas

como la prolina-permeasay la prolina-oxidasa,necesitúndoseuna activación de estos dos

enzimaspor el sustrato.Las levadurastienen un sistemade transporteen la membranaque lo

puedenutilizar parasecretarla prolinaal medio, la permeasaresponsablepuedeser reprimida

por el amonio y por el resto de aminoácidospresentes.La prolina oxidasa,es el enzimaque

participaen la primerareaccióncatabólicade la prolina, requierela participacióndel citocromo

;1


C, queasu veznecesitala presenciadeoxigenomolecularparasu regeneración,de modo que si

el medio es anaerobiova a ocurrirpococatabolismo.

El amonio y algunos aminoácidos,como la glutanxina, pueden reprimir e inactivar

irreversiblementela penneasaquees responsabledel transportede la prolina, inclusotambiénla

oxidasa<Courchesney Mangasanik.l983~ Ough. 1974).En el momentoen queesosaminoácidos

han disminuido en cantidad suficiente cesala represión sobre la prolina-permeasa,y la

fermentaciónse ha completadoasí casi de forma anaeróbica.De hecho, las levadurasen ese

momento, han sintetizadosuficientecantidadde prolina para su uso y en algunos casos lo

excretanal medio. Poresoel queseconsumadespuésmásprolina no esdebidoa unaaireación

posterior,sino a unadisminuciónde la cantidadde nitrógenoque inhibía a ese enzima,y así la

prolinano esuna frentede nitrógenodesperdiciada.

Ougby Stashalc(1974) observaronquela prolinasólosemetabolizabapor las levaduras

bajo condicionesseverasdedisponibilidaddenitrógeno,si bienel amonio inhibe la utilización de

la prolina incluso sin la presenciade otros aminoácidos.También secomprobóque la presencia

de glutámico, que es el precursorde la prolinametabólicamente,no reprimetotalmenteel usode

la prolina.

Monteiro y Bisson(1991) comprobaronque determinadasfuentesde nitrógenoson más

fácilmenteconvertidasen intermediariosbiosintéticos(glutamato,glutaminay amonio)que otros,

o requierenmenosenergíaparasu degradación,permitiendomayorrapidezen el crecimiento.Las

levadurasno poseentodala maquinariaenzimáticaparadegradartodos los aminoácidos,comoes

el casode la bistidinay la Usina.

Los procesosquepuedenaumentarla presenciade sustanciasnitrogenadasen el vino son

la autolisis delas levadurasy la maceraciónde las partessólidasde las uvasen la vinificación en

tinto, debido a que estastécnicasde vinificación utilizan altas temperaturasy favorecenla

extracción de sustanciasnitrogenadasde las pepitas y de los hollejos. Sin embargoen la

elaboraciónde los vinos blancos las temperaturasde vinificación usadasy la presenciade

materiassólidasfavorecenla insolubilizaciónde la materianitrogenada.

Coembey Monk (1979) observanuna elevadaacumulaciónde L-prolina y escasa

proporción de sustanciasnitrogenadas asimilables en los mostos procedentes de zonas

australianas.Para compensaresta deficiencia nitrogenada, que puede causar una mala

fermentacióny elevadaproduccióndeH25, sesueleañadira los mostosfosfato de diamonioantes

>do durantela fermentación.Es necesariacontrolar este tipo de prácticasya que el fosfato de

117ParteGeneral

diamoniopuedeliberarurea,siendoéstaun precursordel carbamatode etilo quesesuponequees

carcinógeno. Bajo ciertas condiciones los aminoácidos también pueden ser precursores

posiblementede subproductosindeseablesenvinos, comoel carbamatode etilo, ya queunade las

principalesvías deformación deureaesel catabolismode la arginina(Monteiroy col.. 1989).

En algunos casosexisteen los mostos una pequeñacantidad de materianitrogenada

presentequepuedesertóxica y sueleprocederdel usode ciertospesticidasy herbicidas,si bienel

usode estassustanciasestéestrechamentecontroladoy regulado.

3,4.2.- ORIGEN Y EVOLUCION

La cantidadde sustanciasnitrogenadasva a aumentardeforma continuaen el mostoa lo

largo de la maduración, de modo que el proceso de eliminación y degradaciónde estos

compuestosnitrogenadoscomienzacon el inicio del procesodela fermentaciónalcohólica.

La mayoríade los compuestosnitrogenadosdel mostotienensuorigen en el metabolismo

de las plantas.Estacomposicióninicial seva a modificar duranteel procesode fermentacióndel

mosto por las levadurasque van a transformarprofundamentela fracción nitrogenada,ya que

utilizan entreun 60-70%del nitrógenodel mosto, y ademáspuedensecretarciertoscompuestos

nitrogenadosde su metabolismo,inclusotransformarunosen otros.

El catiónamonio, los aminoácidos,y los polipéptidosdébilmentepolimerizadossonlas

formas habitualesde migración,ya que el pequeñovolumen de susmoléculasles permitecircular

fácilmenteen la planta.El catiónamonio,únicaforma inineral denitrógenoenlas bayas,procede

de los nitratos que las plantas toman del suelo y de las degradaciones,mientras que los

aminoácidosy los polipéptidosprovienende las hojas. Las peptonasy las proteínasque son

moléculasmayoresson sintetizadasen la propiabayaa partir de los compuestosque le llegan

durantela maduración(Ribéreau-Gayony col., 1975). En ese sentido se observóen estudios

anteriores(Kliewer, 1970)que existíaun alto grado de correlaciónentreel contenidototal de

nitrógenode las bayasy el delashojas. Si seconsiderael granoentero,seobservaque al final de

la maduración,seha producidounadetenciónde lamigracióndel nitrógenoy unadistribucióndel

mismopor el granode uva. Las pepitasllegan a la madurezfisiológica antesquela maduración

tecnológicadel fruto, y comienzana cederpartede sunitrógenoen beneficiode la pulpa , así las

pepitasllegan a cederhastaun 15-20% de sunitrógeno.

ConstituyentesQuímicos

Kliewer y col. (1968) no encontraroncantidadeselevadasde prolina en las hojas. y

tampocoen las raíces,ni en otras partesde almacenajede la planta,por lo que manifiestanque

existeunaevidenciaindirectade que la prolinasesintetizaen la propia haya.La relación directa

entre los sólidos solubles totales y la prolina en el mosto puede indicar que los enzimas necesarios

para su síntesis se relacionan de algún modo con el proceso de maduración de las uvas.

A medida que va transcurriendo el proceso de la maduración se va almacenando

nitrógeno en las bayas (Cuadro 8), aumentan progresivamente los aminoácidos, y sobre todo el

nitrógeno polipeptidico, mientras que disminuye el catión amonio debido a que se emplea en la

síntesisde otrassustanciasnitrogenadasorgánicas.En la madurezla cantidad de nitrógeno en la

pulpapuedellegara alcanzarvalorescincovecesmayoresque en el momentodel envero,si bien

Ja cantidadde nitrógenoal final de la maduraciónes muy característicode la cepa(Ribéreau-

Gayon y col., 1975).

Cuadro 8.- Evolución del nitrógeno en el grano de uva, ev.1000 granos <Peynaud y Maurié, 1953).

Semiflon. expresado en mg de N por

25/8 419 14/9 24/9 1/10 8/10

Peso (1000 granos) 950 1000 1640 1710 1790 1830

NIotal 970 1130 2250 1360 1520 1590

N insoluble:

-Pepitas 435 444 474 400 394 386

-Hollejo 345 208 481 620 770 865

N soluble de la pulpa: 195 208 292 341 354 363

-NH4 95 64 80 68 85 98

-NI!2 75 98 128 150 138 139

-N-Proteico 6 16 40 57 63 55

-N-Pol¡peptídico 19 30 44 66 68 71

El catión amonio o nitrógeno mineral, llega a la haya de una manera continua, pero suconcentración no aumenta, sino que generalmente disminuye porque se dirige a la formación de

otras sustancias nitrogenadas orgánicas, ya que a partir del envero se inicia una síntesis activa de

proteínas,

118

Parte General

Lafon-Lafourcade y Guimberteau (1962) trabajando con uvas de la variedad Merlot y

Cabernet Sauvignon (Figura 26) encontraron que en el curso de la maduración aumenta la

cantidad de aminoácidos libres, como la prolina, serma y treonina, tanto en la baya como en el

mosto, En la baya herbácea la proporción de nitrógeno aminado es bajo y es a partir del envero

cuando la uva comienzaa sintetizarcantidadessensiblesde aminoácidos,y de moléculasmás

pesadas como hexosaminas. El aumento de nitrógeno aminado es proporcionalmente menos

importanteque el denitrógenototal.

mgtI

CASERNETSAUVIGNON

Trnnlna

lo IB 29Agosto

A7I¡flIflfi

SMI...

23SMhmM.

11

Figura 26.- Evolución de ciertosaminoácidosdurantela maduración<Lafon-Lafourcade,1962).

Kliewer (1968) encontróque el total de aminoácidoslibres aumentabade dos a cinco

vecesdurantela maduración,siendola argininay la prolinalos aminoácidospredominantesen la

mayoria de las variedades.Este autor posteriormente(1970) comprobóque en el periodo

comprendidoentrela faseherbáceahastael final de la maduraciónla concentraciónde prolinay

del ácido glutániico, en algunas variedades, alcanzaban valores de dos a seis veces mayores al

valor inicial, comprobando que el nitrógeno de los aminoácidos libres constituye el 60-90 %del

nitrógeno total del jugo de uva. Es necesario que las medidas de las evoluciones de esos

compuestos se hagan en fruta vendimiada procedente de cepas libres de virus, crecidas bajo las

11%

400

300

loo


mismas condiciones climáticas, de cultivo y de terreno, y que los valores comparados se realicen

en las mismas condiciones de maduración.

Kliewer (1969) especuló que el aumento en concentración de los aminoácidos libres a

medida que la fruta madura, puede ser debido a una menor demanda de estos metabolitos en el

proceso de crecimiento. El aumento de algunos aminoácidos puede estar relacionado con el

descenso del ácido málico y el aumento del enzima málico-deshidrogenasa durante la maduración

(Hawker, 1969). Las cantidades elevadas de o,alacetato producidas podrían ser transaminadas

directamente para formar aminoácidos o descarboxiladas por el enzima málico a piruvato que

podría entonces participar en reacciones de transaniinación,

Kluba y col. <1978) comprobaron que la mayoría de los aminoácidos aumentaban en

concentración durante y después del envero. Algunos pennanecían en el mismo nivel o mostraban

tendencias en aumento a través de todo el período de muestreo, y ninguno parecía disminuir. El

momento en que un aminoácido comienza a aumentar depende de la variedad.

Peynaud y col. <1961) encontraron que a medida que las uvas maduran, hay un aumento

de las formas de nitrógeno que no van a ser fácilmente utilizables posteriormente por las

levaduras. Esto podría explicar porqué algunos mostos de uvas sobremaduras fermentan

lentamente.

Estudios en uvas y vino (Kliewer, 1968; Ough, 1971) han mostrado que la prolina es el

aminoácidoen fonnalibre queestápresentegeneralmenteen mayorescantidades.

Las condiciones que causan una acumulación de la prolina son inherentesa las uvasy al

metabolismo de las levaduras, así todos los factores que provoquen un aumento de la absorción

del nitrógeno, probablemente provocaran un aumento en las cantidades de este aminoácido

(Ough, 1974). Independientemente de cuales son esos factores, las razones principales de la

abundancia de este aminoácido en el mosto es por un exceso de nitrógeno disponible que hace que

se acumule en las bayas a lo largo de la maduración, y en el caso del exceso en el vino es porque

es dificil paraSaccharomyces cerevisiae nietabolizar este aminoácido durante la fermentación,

Las razonesdel fracasode Sacc±haromycesen utilizar este aminoácidocomoelementonutritivo

prioritario han sido ya estudiadas (Duteurtre y col., 1971).

3.4.3.- FACTORES QUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LA FRACCION

NITROGENADA

Parte General 121

3.4.3,1.- RieQo

La prolina es el principal aminoácido libre en los mostosde la mayoríade los cultivares.

Las respuestas de la prolina al nivel de agua todavía no están claras, El estrés hídrico pue&

inducir acumulación de prolina en las hojas de la cepa y en otras partes de la planta (Ough. 1968:

Coombe y Monk. 1979), sin embargo, en las bayas. la cantidad de prolina se relaciona con 1 os

sólidossolublestotalesmásque conel estrés.

Coombe y Monk (1979) no observaron cambios en la concentración de prolina en

función del estrés hídrico al que se sometió la planta, mientras que Bravdo y Hepuer (1985)

encontraron que el riego y las altas cosechas producían una reducción de prolina. También

Matthewsy Anderson(1988)observaronqueen vendimiala concentraciónde la prolínaeramás

elevada en los mostos procedentes de cepas con bajo nivel de agua, respecto a los que procedían

de cepas regadas.

Freeman y Kliewer (1983) a diferencia de los autores anteriores observaron que las

bayasde cepasregadas,tienen mayor concentraciónde prolina que las procedentesde las no

regadas, cuando sc compara en la misma fecha de vendimía o con el mismo nivel de sólidos

solubles totales; así el riego y el aclarado de racimos aumentó la concentración de prolina

trabajando con uvas de la variedad de Carignane. El descenso en la cantidad de prolina al

aumentarel estréshídrico, no fue debido a un adelantoen la maduración,ya que la proliria

aumentó en todo momento en el proceso de maduración,

Kliewer y Ough (1970) vieron que la concentraciónde prolina, aminoácidos libres

totales, y nitrógeno total era niús elevada en el mosto de uvas procedentes de cepas con pocos

racimos y bajo peso de cosecha, que en los que procedían de cepas con mayores pesos. Esto se

puede explicar por las relaciones entre el origen y el destino de las sustancias, es decir, cuanto

mayor sea la superficie de la estructuraque origina los nutrientes (por ejemplo el área foliar en el

caso de los carbohidratos o el área de las raíces en el caso de la absorción de nitrógeno y

almacenaje de aminoácidos) en relación al destino (número de frutos), mayor será la

concentraciónde estassustanciasen la baya.A medidaque la cargadecosechadisminuye,existe

menos competencia por los compuestos nitrogenados, y así queda una mayor disposición de

sustancias para el resto de la fruta. Estas explicaciones las comprobaron con unas relaciones

entre el área foliar total por grano defrutay la concentración dc nitrógeno en el mosto.

3.4,3.2.- Radiación solar y temperatura

122 Constituyentes Onímicos

Buttrosey col. (1971) observaronque la síntesiso acumulacióndeprolina en las bayas

de la variedad Cabernetcomparadasen el mismo estadode madurezfue mayor a 300C que a

200C, esto puede ser debido a que la cantidadde nitrógeno disponible aumentecuando las

temperaturasseanmáselevadas.Sin embargoestehechono estáconfirmadoya queenel casodel

aminoácidoarginina la evolución no transcurrióde la mismamanera.Estopuedeser debido al

aumento de cz-cetoglutaratoal aumentarel grado de respiración,despuésde una aminación

reductivade esteceto-ácidoseproduceácidoglutámnico quees un intermediarioen la síntesisde

prolinay dearginina.

Winkler y col. (1974>observanque la prolina suelepresentarseen mayorescantidadesen

uvasvendimiadasen aflos templadosque enfríos.

3.5.- COMPUESTOSFENOLICOS


Los polifenoles constituyen un grupo de metabolitos secundariosen las plantas

superiores.Su singularidadradicano solo en su carácterpolifenólico o en el rangode sus pesos

moleculares,sino en su capacidadparacomplejarsefuertementecon proteínas,ciertos tipos de

polisacáridosy carbohidratos,ácidosnucleicos y alcaloides.Así los caracteresorganolépticos

(sabor, color, aroma), el valor nutricional, los efectos farmacológicosy fisiológicos de las

plantas,así como su descomposiciónmicrobiana,sonaspectosquevana sermodificadospor los

polifenolesquecontienen,Las distintasespeciesquímicasy la diversidadde su distribuciónhace

queno se les puedaatribuir unaúnicafunción fisilógica. El contenidode los fenolestotalesen las

uva.s se encuentraalrededorde varios gramospor kilogramo de pesofresco, mientras que el

contenidodeestoscompuestosfenólicosque en el mostopuedeoscilarentre0,5-5g/L.

Los fenolespresentesen las uvasy sus cantidadesrelativas,sonunafuncióngenéticade

la variedad a la que pertenecen,de las condicionesde cultivo, así como de las influencias

ambientalesy estacionalesque ocurran. La transformaciónde los compuestosfenólicos se

producemuy rápidamentetantoduranteel estrujadoinicial de la uvascomoen la fermentacióno

en el env~¡ecimientode los vinos, y ademássonlos sustratosen las reaccionesde pardearniento

enzimáticoen los mostos y de autoaxidaciónen los vinos (Ribéreau-G.ayon,1987; Sapis, 1991;

Somers,1986).

Parte General 123

Los compuestosfenólicostienenuna gran importanciaen enologíaya que intervienenen

los caracteresorganolépticosdel vino (color, astringencia,amargor,dureza,aroma),participan

en las transformacionesque sufre el vino (aflejarniento, nivel de oxidación y pardeanilento).

ademásde tener efectos fisiológicos en el organismohumano debido a sus propiedades

bactericidas~• acciónvitamínica1’. Así las propiedadesfisico-quimicasde los extractosfenólicos.

fundamentalmentelas procianidinas,catequinasy antocianinas,son las responsablesprincipales

de las característicasde los vinostintos comosabor,aromay color (Somers,1971).

La presenciade estos compuestosen los vinos dependede la tecnologíaseguidaen el

procesode vinificación, esdecir, del gradode maceracióndelas panessólidasdc las uvasen los

mostos, de los procesosde fermentacióny de las técnicasa las que se sometenesosvinos,

modificandode esemodo la composiciónnatural de las uvas.Así en el casode los vinos blancos

que seelaborana partirdel jugo de las uvaspreviaseparaciónde las panessólidas, la cantidad

de sustanciasfenólicas es inferior a la de los vinos tintos ya que se evita la disolución de los

mismos.

Muchas de las diferenciasentre los distintostipos de vinos, tanto blancoscomo tintos,

sondebidasa los diversosgruposy cantidadesde fenolespresentes,y a las reaccionesque tienen

lugar. La diferentecomposiciónfenólica entre los vinos puedeser cualitativa,con presenciao

ausenciade algunos componentes(por ejemplo la presenciade antocianosúnicamenteen las

variedades tintas), o cuantitativa por la distinta cantidad de los diferentes componentes

(Singleton. 1980).

Los compuestosfenólicosposeenuna elevadareactividadquímica,puedenparticiparen

complejasreaccionesy unaconsecuenciadc estoes la dificultadde aislarsusestructurasde una

determinadamuestra(Ribéreau-Gayony Glories, 1986).

Harborney Simmonds(1964)proponenuna clasificaciónde estassustanciasen función

de la estructurade las moléculasdistinguiendocuatrogruposfhndanientales,fenolessencillos,

fenolesflavonoideos,fenolespolimerizadosy fenolesminoritarios.En el casodc la uva y el vino

sepuedehaceruna clasificacióngeneralde los compuestosfenólicosmás representativossegún

su estructura:

1- Fenolesno flavonoides(C6, C6-C1, C6-C2 y C6-C3): consideradoscomo restosdel

metabolismode síntesisde otras estructurasmás complejas, y puedenestaren forma libre o

124 ConstituyenteSQt

combinada. En la uva están en cantidades muy pequeñas, mentras que en el vino hay una

proporción.

-Fenoles sencillos

-Acidos fenólicos

2- Fenoles flavonoides (C6-C3-C6): además de las clorofilas que dan el tono verd

vegetales los compuestos flavonoideos y carotenoideos son los pigmentos responsables dc

de los colores que pueden aparecer. Los compuestos carotenoideos se localizan

cloroplastosy cromoplastos,generalmentesuelenapareceren los frutosmadurosde cole

amarillo o naranja;los flavonoidesse localizan en las vacuolasy los compuestoscole

aparecenen flores y frutos sobretodo en los tejidos de la epidermis. Dentro de los flave

destacanlos responsablesdel color (antocianos,calconas,auronas,flavonoidesamarille

puedensero no coloreados,observándosedos máximos dentro de su espectro,uno en cl

otro en el visible. Los fiavonoidesincoloros en reaccionesde copigmentaciórldan eom;

coloreados;si bienhay que teneren cuentaque algunosflavonoidespuedenserincoloros

hombreperovisiblesparaalgunosinsectos.Destacancompuestosdeltipo:

-Catequinas

-Antocianosy susderivados

-Flavonoidesmonoméricos

-Flavonoidesoligoméricos(Taninos)

Los compuestosflavonoidesse localizan en los hollejos, semillas y tejido va

mientrasque los pequefioscomponentesno-flavonoidesestánpresentesen el jugo va

fundamentalmenteen el mesocarpio.Los fenoles flavonoideosconstituyenel grupomás

entrelos compuestosfenólicosde los vegetalesy es necesarioun procesode maceración

menosprolongadoparasu extracciónde los hollejos. Somersy Pocock(1986)observan

extracciónfenólicaen un vino puedeincluso llegar a ser inferior al 15% de la cantidad

disponibleen los hollejos, inclusodespuésdeun tiempo largo decontactocon los hollejos.

Estos flavonoidespresentanunaestructuracaracterísticaconstituidapor un esquc

25 átomos de carbono (Figura 27), distribuidos en dos ciclos bencénicosunidos 1

125Parte General

heterociclooxigenadocon tresátomosde carbono,pudiendoquedar cerrado o no, originando un

terceranillo y formandolos distintostipos de flavonoides.Convencionalmentese llama anillo A

al núcleobencénicounido al heterociclo,y anillo B al otro bencenounido por la posición 2 al

heterociclo. En la mayorpartede los caso.sel anillo A estádihidroxiladoen posición“¡neta” y el

anillo B puede estar mono, di o trihidroxilado, además estos OHpueden estar parcial o totalmente

metoxilados. todo ello permite diferenciar los distintos individuos de un mismo grupo de

flavonoides.Las característicasestructuralesde las distintasfamilias delos flavonoidesdependen

de los distintosgradosde oxidacióndelheterociclo,

¿ 2I~J7fl:. Figura 27.- Estructura general de los

flavonoides.b

La forma habitual de presentarseen la naturalezaes en combinacióncon los azúcares

mediante uniones 0-heterosídicas y con menor frecuencia con uniones C-heterosídicas. La

estructura del flavonoide sin glúcido se llama aElucona (se denomina terminado en ‘Una” salvo en

los antocianos que se llama “idina” o “idol’) y en el caso de los antocianos son las responsables

del color. Los azúcares que normalmenteintervienenen los glicósidos son hexosas(glucosa.

galactosa),pentosas(arabinosay xilosa), metilpentosas(ramnosa),o ácidos urónicos. Unidosal

azucar por enlace ester puede haber ácido acético o ácidos cinámicos, estructuras que

corresponderíana los llamadosheterósidosacilados.

Debido a su diversidadquímica, la cantidadde fenolestotalesdebenser valoradoscon

unidades arbitrarias, o por referencia a un fenol estándar, en mg/L de una manera aproximada.

Los componentes fenólicos mayoritarios de Vuis vin<fera L. son las procianidinas (o

proantocianidinas, taninos condensados> fiavanos o flavolanos), las catequinas, los

hidroxicinamatos, y los pigmentos antociánicos presentes en los hollejos de las uvas tintas.

Todas esas sustancias de carácter fenólico presentan ciertas propiedades que son debidas

a la presencia del grupo hidroxilo unido al anillo bencénico, y por otra parte, al ciclo bencénico

en relación a la presenciade hidroxilos u otros sustituyentes.Entre las propiedadesmás

importantesdestacan:


-carácter ácido: el enlace OHunido al benceno se puede fácilmente romper y el hidrógeno

de ese grupo fenólico es el que confiere el carácter ácido. Ese carácter ácido se puede modificar

por ia presenciade otros sustítuyentes que estén en el anillo;

-formación de puentes de hidró2eno: esta facilidad permite asociacionesinter e

intramolecularesque puedenmodificar las propiedadesfisicas del compuestocomo puntos de

fisión, ebullición, solubilidad,...Estos puentesde hidrógenodisminuyen la reactívídadde los

compuestosviéndoseafectadasu capacidaddefonnaréstereso éteres;

-formación de comolejoscon metalesy otras sustancias:se forman quelatoscon los

metales<Fe,Al, Sn...)queparticipanasíen la coloraciónde las sustanciasy queen algunoscasos

aumentanla estabilidadde los zumos,Tambiénformanunionescon proteínas,pectinas,azúcares

etc., formando copignientos de diversas tonalidades. Estos complejos se utilizan para su

identificacióny parala medidade estassustanciasa travésdelos espectrosdeabsorción;

-oxidación: es una reacciónmuy importante,que puedetranscurrirpor vía química o

enzimútica, fonnándose radicales libres inestables que reaccionan rápidamente para

polimerizarse,dando lugar a un oscurecimientode los tejidos. La mayoríade los fiavonoides

tienenacciónantioxidante,quedependede la presenciade un grupoortodifenol (en el anillo 13),

aunquela existenciade tres grupos hidroxilo vecinos potencian el efecto. Estapropiedadse

utiliza desdeel puntode vista analíticoparala medidade estoscompuestoscomoesel casode la

reaccióncon ci reactivode Foiin-Ciocalteu.TodasJascaracterísticasredox de estoscompuestos

hacenque en el vino actúencomo un tampón frente a oxidantesy reductores,permitiendola

elaboraciónde un vino conbuenaspropiedades;

-reaccionesdecopulación:consalesdediazonioqueseutilizan parasu identiflcacióm

-rcaccionesde condensacióncon aldehidos:quedan lugara la formaciónde polímerosde

alto pesomoleculary originanprecipitaciónde fenoles en presenciade fornialdehidoen medio

ácido,dandocompuestosdedistintascoloraciones;

-solubilidad:dependede su estructura,así la presenciade gruposOH no sustituidosy de

azúcaresfavoreceel aumentode la polaridady por tantode su solubilidaden agua,mientrasque

la metoxilación la disminuye. En general se dice que las aglíconasson insolubles en aguay

solublesen eter, cloroformo,alcohol etc, (disolventesapolares),mientrasque los glicósidosson

solublesen alcohol,acetatodeetilo, acetonaetc. (disolventespolares>.Porejemplolas moléculas

deantocianospresentansolubilidadenmedio alcohólico-ácido;

ParteGeneral 127

-propiedadestínicas:sebasanen la capacidadde los taninosparaunirsea las proteínas,

polimeros de celulosa..., así al precipitar los taninos a las proteínas y mucopolisacáridos

provocan una sensación de astringencia. Duranteel proceso de maduración de la uva aumenta la

condensaciónde los compuestosfenólicos y disminuye la astringencia,ya que las flavonasmuy

condensadasson menos solubles y se unen a otros componentes;estefenómenojunto con la

disminuciónque se producedel ácido málico son los responsablesde que la fruta madurano

tenga asperezaa diferencia de la que está verde. En los vinos que presentanuna elevada

polimerizacióndeestoscompuestosseproduceunainsolubilización,formándoseenturbiamientos

y depósitos,se pierdenlas propiedadestánicas,y ademásse producencoprecipitacionescon el

bitartratopotásico.

Se han estudiadodistintosmétodoscuantitativospara determinarla capacidadde los

polifenolesaasociarsereversiblementecon las proteínas.Se sabequelos polifenoles inhiben los

enzimas (Goldstein y Swain, 1965), y esta propiedad ha sido utilizada para medir

cuantitativamenteno sólo las variacionesdeJa afinidadde las proteínasindividualespordistintos

polifenoles, sino también la capacidadde otros sustratospara destruir y así modificar esta

capacidadde unión (Ozaway col., 1987).Se sabequeen el procesodemaduraciónla estructura

celularde muchasfrutas se modifica, se aManday esto va acompañadopor una liberaciónde

pequeñosfragmentossolublesde pectinasen los queseproduceunade-esterificaciónen algunos

de los residuosde metil-D-galacturonato.Pareceasí altamenteprobable que la pérdidade

astringenciaen el procesode la maduración,pueda ser por la producción de significativas

cantidadesde fragmentosde la estructurade pectinasolublesen agua,amedidaqueseproduceel

ablandamiento.Estos polisacáridossolubles tienen la estructuraapropiaday se producenen

cantidadessuficientesparacompetir con los niucopolisacáridosy proteínaspor los polifenoles

cuandola fruta llega a la boca,produciéndoseunamodificaciónde la sensaciónde astringencia.

Los compuestosfenólicos en mostos y vinos son una mezcla muy heterogéneay

desempeñanun papel importanteenlos caracteresde los vinos, si bienlas sustanciasfenólicasde

las uvas tintas son más numerosasque las blancas y están constituidos principalmentepor

antocianosy taninos:

A) Antocianos

ConstituyentesQuímicos128

Constituyen casi el 50% de la totalidad de los fenoles de las uvas tintas. Son los

pigmentos responsablesdel color rojo característicode las uvas tintas y en la mayoría de las

variedadessc localizan en las vacuolasde las primerasseis capasde células inmediatamente

inferiores a la epidermis en el hollejo, y sólo en algunas variedadesllamadas tintoreras sc

encuentran en las células del mesocarpio con la consiguiente coloración de la pulpa. Las uvas

contienen cantidades relativamente grandes de antocianos y otros polifenoles que contribuyen a su

aspecto, sabor y calidad. Para que el vino tinto tenga ese color es necesario una maceración y

extracciónde los pigmentosde los hollejos duranteel procesodevinificación.

Los antocianosson derivados del catión flavilio o 2-benzopirilio <Figura 28) que se

diferencianpor la naturalezade la sustitucióndel núcleo lateral, por el númerosde glucosas

esterificadas,la proporción de la acilación de las glucosasy la naturalezade los ácidos

esterificados.Así por sustitución con grupos OH o CH2OH en el anillo 13 se originan las

diferentesantocianinas.dentrode las quedestacan:cianidina,delfinidina, petunidina,peonidinay

malvidina, siendoestaúltimala másabundanteen YYtisvin<fera L..

Figura 28.- Estructurade los antocianospresentesen la mayoría de las variedadesde Viusviní/bra (Ameriney Ough, 1988).

1%

HO o

Antociaiddinas ¡ti

Cianidina OH OH H

Peonidina OCH3 OH H

Delfinidina OH OH OH

Petunidina OCH3 OH OH

Malvidina OCH3 OH OCH3

Derivados

Monoglucósido R1= glucosa(unido a la posición 1 de la glucosa)

Diglucósido R1 y R= glucosa(unido a la posición 1 de la glucosa)

ParteGeneral 129

Se presentan como monoglucósidos, que pueden estar a su vez esterificados con ácidos

acético,cumárico, cafeico y ferúlico principalmente,y casi nuncaestánlibres a menosque seproduzcauna hidrólisis originando así compuestosmás inestables.La inestabilidad de las

antocianinasaumentaal hacerlola hidroxilaciónen el anillo E, mientrasque la metoxilaciónlas

hacemásestables,poresolos derivadosde la malvidinason los másestables.

Los compuestosantociánicosy los flavonolesseesterificancon azúcares,de modo queesasuniones0-heterosídicassepuedenromper liberandolas agluconascorrespondientesque son

más insolubles que los correspondientesglícósidos,por lo que precipitanformando depósitos

típicos delos vinostintos envejecidos,si bien esahidrólisisno destruyeel color,

Los compuestosantociánicospresentanunas propiedadesfisico-quimicas que les

permitencambiardc estructurasegúnel medio en el que seencuentreny esoinfluye en el color

que adquierenesospigmentos(Ribéreau-Gayon,1975):

a) En un medio débilmenteácido (Figura29), la formacoloreadaroja estáen equilibrio

reversiblecon la incolora,y encondicionesalcalinasse puedeproducirun colorazulde modoque

el grado de equilibrio varía en función del valor de pH. La variacióndel color esdebidoa la

capacidadde los antocianosde existir en cuatroformas estructurales,así los antocianosen el

hollejo de las uvas se encuentranen equilibrio entrela sal de flavilio roja, la baseanhidra

púrpura,y las formascarbinol incoloras(Hrazdinay Moskowitz, 1980),Esosprocesossontodos

endotérmicosen el sentidode las agujasdel reloj> así el calorlas desplazaa la forma incolora de

la calconamientrasque el enfriamientoy la acidificaciónfavorecenel pasoa la forma de catión

flavilio (Brouillard, 1982).

b)Los iones bisulfito SO~}f secondensanconlos antocianos(Figura29), y suponenuna

disminución del color por formaciónde una combinaciónincolora; al serunareacciónreversible

la coloraciónreaparecea medidaqueseelimina el SO2,bienpor evaporacióno por adicióndeun

agenteque se una fuertementeal bisulfito como es el formaldehido.Los taninos tienen menor

sensibilidadfrentea la reaccióncon502.

e) Por fenómenosde reducciónlos antocianostambiénpierdenel color, originando la

consiguientedecoloración si bien es una reacción igualmente reversible. Las condiciones

reductorasduranteel procesode fermentaciónde los mostos de uva es una de las fuentesde

pérdidadecolor enlos vinos tintos.


oN ~ 061 0G~*1 CARBINOL

0141 NOlDAL BASEBASE COLORLESS

VIOLET

HAcH H

H Ec~ 01 so2061HO H SOH

3 . ONALCONEFLAVKNE YELLOW

SULPONATECOLORLESS

Figura 29.- Reacciones de equilibrio dc antocianos (Singleton, 1988).

Sin embargo los fenómenos de oxidación rompen el anillo pirrólico y decoloranla

solución. La transformación oxidativa de compuestos fenólicos en polímeros coloreadosde

estructura quinónica generalmente pardos o negros constituye lo que se denomina pardeamiento

enzimútico. Está catalizado por la polifenoloxidasa (localizada en el hollejo y partes sólidasde la

pulpa) en presencia de oxígeno. Los fenoles de los tejidos vegetalesestánseparadosde las

fenolasas por membranas de los distintoscompartimentoscelularesque los contienen,asídurante

e1 estrujado de las uvas se rompen las membranasque los mantenían aislados, se ponen en

contactoy se producenesosefectosoxidativos, Entre los compuestoscon elevadatendenciaal

pardeamientoestán los flavonoides, entre los que destacan los antocianos, catequinas,

proantocianidinas,flavonolesy flavonas.El pardeamientoque ocurreen la post-fermentaciónse

debea procesosno enzimáticosya que los enzimasestánen su mayor partedesnaturalizados

(Hoaper y col., 1985). Existen unos factores que favorecen el pardeamientocomo son las

elevadosvaloresde pH, detemperaturas,y presenciade oxigeno.

d) Los antocianosque tengandos grupos OH en posición ono en el anillo 13, forman

complejoscon metalespesados>comoel aluminio y el hierroférrico, y danunacoloraciónazul.

H

OMe

tirLAVYLIuk4ION

RED H, AGE

POLYMERICPIGMENT(TAWN Y)

131ParteGeneral

e) Todos tienen un espectrovisible similar, así en soluciónácida acuosaposeenuna

absorciónmáximaa unasX comprendidasen la regiónde 525-535nm, y una absorciónmínimaa

unaXde420nm.

f) Fenómenosde copigmentacióntanto intra como intermolecular.El co-pigmentono

tiene color por sí mismo, su función es aumentarla estabilidadde las moléculascoloreadas,

cuandoexistecantidadadecuada.Estoscomplejosformadostienenmayor intensidadcolorante,y

los máximosde absorciónsondesplazadosa longitudesde ondamayores.

En el caso de las intramoleculares,se pueden formar complejos de antocianos

poliacilados,y en estecasoel desplazamientodel color es debidoa la presenciade al menosdos

ácidos cinámicosunidos al azúcar. La estructuraadoptadafavorece la protección del grupo

pirilium bloqueandoel procesode hidratación,con lo que se reducela abundanciade formas

incolorascarbinoly calcona.

En el casode las intermolecularesel copigmentono es unamoléculade antocianosino

otrasmoléculas(flavonasy fiavonoles)que producenel desplazamientodel máximo de absorción

en el visible hacia longitudes de onda más altas originando coloracionesmás oscuras. Las

condensacionesdc los antocianos con catequinas dan lugar a una incorporación de esos

pigmentosa los polimerosrojos del vino.

Estos pigmentos antociánicospresentanuna estructuracaracterísticay debido a la

deficienciaelectrónicadel ion flavilium les hacemuy susceptiblesa la decoloración,es decir a la

degradación,favorecida por factores intrínsecos y externos. Esos factores van a ser los

responsablesde las variacionesdelcontenidodepigmentosen los hollejos: contenidode azúcaren

la piel, actividadde la fenilalanina-amonio-liasa,ciertos enzimas (fenolasas,glicosidasas),pH

vacuolar, presenciadc oxígeno,efectosgenéticos,tamañode baya,luz y temperaturaduranteel

procesodemaduración(sontermolábilesy fotodegradables).

B) Taninos

Se puededecir que en las ftutas (cerezas,fresas,uvas..)el contenidode taninosvaría

entreun 0,2 y un 1% en pesofresco, mientras que en las verduras la concentraciónpodría

situarsealrededorde un 15%. Singleton(1980)observaqueen el casode las uvastintas el 50%

de los taninosse localizanen el hollejo, mientrasqueen las uvas blancassólo el 25%siendoen

estecasolas semillasel lugarprincipal de acumulación.

1

j

ConstituyentesQuímicos132

Los taninos son sustancias polimerizadas cuyas unidades monoméricas son fenoles, y

según la naturaleza de esas moléculas simples se distinguen los taninos condensados (más

abundantesy ampliamentedistribuidos)y los hidrolizables.Los taninostienenunas propiedades

fisico-quimicas y biológicas muy especiales, como: capacidad de unirse a proteinas y

carbohidratos.

Los taninos de la uva pertenecen al grupo de los condensados, son compuestos

oligómeros y polimeros de 3-flavanoles (catequinas) y sobre todo de 3,4-flavandioles

(leucoantocianidinas)unidaspor enlacecarbono-carbono,queno sonsusceptiblesa la hidrólisis.

Al calentar los taninos en medio ácido se rompe el enlace interfiavano dando como productos de

degradaciónmonómerosde antocianidinas,por eso se los denominaproantocianidinas.Las

proantocianídinasmás polimerizadassuelenser más abundantesque los oligómeros dímerosy

trimeros, pero se caracterizan peor; Hasiam (1989) observa que las proantocianidinas

polimerizadas solubles están compuestas enteramente por unidades de 3-flavanol.

E MOO 014014 “0

OHHO O

OH

MO OOHo”‘OK

H OHOH >40 O (5-044

HO 0(3.044

3 1 OH OHOH

MD O</j-OH2

CMOH

HO O~,~1

‘OH044

Figura 30.- Estructuras formadas a partir de 3-fiavanoles: 1= tetrámerode epicatequlna,2=trimero de epicatequina y una catequina, 3= pentámero de epicatequina,4= hexámero deepicatequina <Bourzeix y Kovac, 1989).

El término de leucoantocianidinas (tanto monómeras como polímeras) también conocidas

como 3,4-flavandioles se utiliza desde 1920 para designar a los productosnaturalesque se

caracterizan porque por calentamiento en medio ácido originan antocianidinas rojas.

133Parte General

PosteriormenteFreudenbergy Weinges (1962> designaron con el nombre de proantocianidinas a

las sustancias capaces de transformarse en antocianidinaspor calentamientoen medio ácido lo

que equivale al anterior término; así Haslam (1982) definió las leucoantocianidinas como

monómeros de proantocianidinas y a las proantocianidinas condensadas como oligómeros de 3-

flavanoles (Figura 30). La complejidad de estos compuestos se debe a los distintos tipos de

monómeros que los constituyen, al elevado número dc ellos que se van a unir, así como al tipo de

unión que se establece. Las procianidinas condensadas corresponderían a los taninos condensados

(Weinges y col., 1968).

Las leucoantocianidinas, se transforman en antocianidinas, por calentamientoen medio

ácido, si bien esa reacción no es total ya que incluye sólo un pequeña parte de las moléculas, el

resto soporta una condensación que conduce a productos marrón-negruzco insolubles que son los

flovafenos. lo que las diferencia de las catequinas, ya que éstas, en las mismas condiciones,se

transforman íntegramente en flovafenos. La polimerización de esas moléculas se denomina

flavolano.

Según Ribéreau-Gayon y Stonestreet (1966) los flavanos se encuentran en los tejidos

vegetales y por tanto en la uva y el vino; las posibles formas en las que pueden encontrarse son:

-formas monómeras: que comprenden distintascatequinas;

-formas débilmente polimerizadas: de 2 a 10 moléculas elementales que se unen con las

proteínas, y las confieren las propiedadesde taninos(astringencia),siendoesaspropiedadesmás

acusadas de dimeros a tetraméros;

-formas fuertemente polimerizadas:quecomprendenmásde 10 moléculaselementales,y

se unen más enérgicamente a las proteínas, disminuyendo las propiedades tánicas, hasta

desaparecer al ir aumentando el peso molecular.

La fracción de taninos la forman una mezcla molecular heterogénea de pigmentos

poliméricos fenólicos, sin conocer en todos los casos exactamente su constitución. Son más

oscuros que las antocianinas, y presentan una mayor absorbancia en la región dc 400-5 00 nm, y

el máximo en el visible entre 535-540 nm (Somers, 1968). Los pigmentos de taninos representan

la mayor proporción de los fenoles totales en todas las variedades,sin embargoel pequefioaporte

de esta fracción al color total es debido al menor valor del coeficiente de extinción comparado con

el de las antoclaninas.


La existencia de una fracción de pigmentos poliméricos, tanto en uvas como en vinos

tintos, ha sido manifestado. así como su importancia frente a las antocianinas monómeras

(Somers, 1968).

Las catequinas y proantocianidinas sonmásabundantesen los tejidos lignificados,así las

semillas de las uvas y los raspones son mucho más ricos que los hollejos y la pulpa (Singleton y

Esau. 1969; Bourzeix y Kovac, 1986). Las cantidades presentes en las distintas partes de las

uvas van a influir en la proporción que aparece en el vino, según el proceso de vinificación

seguido, si bien la cantidad de catequinas y proantocianidinas que quedan después de la

vinificación en las semillas todavía sigue siendo elevada, pudiéndose usar estos restos para otros

propósitoscomoson los cosméticoso farmacológicos.El estudiode estassustanciastanto en las

uvascomo en el vino ha sido degran importanciapor su repercusiónpositiva en la alimentación

humana al ser capaces de captar radicales libres y su relación con enfermedades vasculares.

3.5.2.- BIOSINTESIS Y CATABOLISMO

Los compuestos fenólicos provienen del metabolismo secundario de los vegetales, siendo

los productos de partida de la lignina y celulosa de las plantas. Los hidratos de carbono

sintetizados en las hojas y en los frutos se degradan para obtener la energía que necesita la planta,

siendo una pequeña parte utilizada para sintetizardistintassustanciasentrelas que seencuentran

los compuestos polifenólicos. Los avances en los estudios de la biosíntesis de estos compuestos

han sido gracias a las experiencias realizadas a nivel enzímático y a los trabajos con elementos

trazadores. El almacenamiento de los compuestosfenólicosseproduceen todoslos órganosde la

planta (hojas. ramas, raíces, flores y frutos>, pero preferentemente en las capas epidérmicas y

subepidérmicas, si bien existen algunas excepciones como es el caso de algunos frutos que se

encuentran en el pericarpio (naranja roja, uva tintorera)o deraícescomola remolacha.

Los flavonoides se sintetizan sólo por los vegetales a nivel celular y se localizan en las

vacuolas si bien no se cree que éstas sean el lugar de la biosíntesis.Se conocenlos pasosde los

distintos procesos de biosíntesis,exceptoenel casodelos antocianosen los que ciertasetapasno

están totalmente definidas.

La cepa constmye a partir de moléculas elementales de 15 átomos de carbono, diferentes

compuestosfenólicos condensadosen firneión de las condiciones naturales de maduración

(Ribéreau-Oayony Glories, 1980),

135Parte General

A) Biosíntesis

Tanto Ribéreau-Gayon <1968) como Harborne (1975) han demostrado que la biosíntesis

de los compuestos aromáticos de la planta tiene como punto de partida los hidratos de carbono, y

en el caso de los compuestos fenólicos los precursores principales son los ácidos siquimico y

acético.existiendoportanto dosvías metabólicas<Figura31>,

CARBOHIDRATOS

Fosfoenolplinvato

Ciclo de Krebs

Fenoles de mohos

imvato

Acetil-CoAMalonil-CoA

Eritrosa-4-fosfatoirÁcido 5-dehidrosiqulinico

4Acido gálico

Acido protocatéquicOFenilalanina

Tirosina

~1cido~ cinA icos Alacaloides, compuestos

1 nitrogenadosFlavonoides Lignina Acetofenonas, Fenoles

simples

Figura 31.-Esquemade los fenómenosde síntesisdelos flavonoidesen lasplantassuperiores.

La formación de compuestos aromáticos a partir de la glucosa con el siquimico como

intermediario, fue demostrada por Davis (1955) al estudiar la síntesis de los aminoácidos

aromáticos por ciertos microorganismos, y hay razones para creer que en los vegetales superiores

esta vía funciona del mismo modo. El uso de marcadores permitió identificar los intermediarios

que participaban así como los enzimas en juego en esos mecanismos, aunque no todos están bien

determinados. Por esta vía el ácido siqubnico origina la fenilalanina (precursorcomún de la

mayoría de los polifenoles en las plantas superiores) y la tirosina a través del ácido prefénico,

‘1


esos aminoácidos aromáticos dan lugar a los ácidos cinámicos (especialmente el p-cumárico.

cafeicoy ferúlico) ampliamentedistribuidosen las plantasy quedesempeñanun papelimportante

en la biosíntesisde ligninas, flavonoidesy otros compuestosrelacionados;dichos ácidosno se

encuentran en forma libre sino como ésteres.

Las primerasaportacionesde formaciónde compuestosaromáticosa partir de unidades

de acetato.scdebena Birch y Unovan(1953).La unión de tresmoléculasde ácido acéticocon

una molécula de ácido, bajo la forma de acil-CoA, da un compuesto que puede ser posteriormente

ciclado siguiendo distintos caminos; si el ácido que interviene en la condensación es un ácido

cinámico conduce a una calcona y posteriormente a diferentesflavonoides<Figura 32).

Por tanto los dos precursores, 4-cumaroil-CoA y malonil-CoA, son derivados de los

carbohidratos, siendo el primero el que origina el anillo B y el heterociclo oxigenado mientras que

el segundo forma el anillo A. El malonil-CoA se sintetiza a partir de un intermediario de la

glucolisis, acetil-CoA y CO2, mientras que el 4-cumaroil-CoA tiene un origen más complejo a

través de la vía del siquimato (principal vía de los aminoácidosaromáticosen plantassuperiores)

siguiendo la ruta de las pentosas-fosfato. El paso de la fenilalanina a trans-cinamato por el

enzima fenilalanina-amonio-liasa (PAL) es el que une el metabolismo primario con la vía de los

fenilpropanoides. El paso fUndamental en la biosíntesis de flavonoides es la condensación de tres

moléculas de malonil-CoA con el ester del ácido hidroxicinámico como CoA (normalmente 4-

cumaroil-CoA) para dar como intermediario una calcona de 15 átomos de carbono.

Ebel y Hahlbrock (1982) vieron que sobre la calcona, que es el primer intermediario para

la biosíntesisde toda clasede flavonoides(Figura 33), se induce una isomerización por una

caleonaisomerasa.produciendouna flavanona (naringenina), que despuésde una serie dc

diferentes reaccionescatatizadaspor enzimas, nos conducena la formación de flavonas,

flavonoles, isoflavonas, catequinas o antocianinas. Se conoce poco acerca de la transformación

final en antocianos (Ebel y col., 1982; Hrazdina, 1982), pero parece evidente que en todos los

casos las siguientes modificaciones ocurren de un modo similar: hidroxilación, metilación.

glicosilación, y esterificación de los glucósidos(principalmentecon ácidos hidroxicinámicosy

alifáticos), dando la gran variedad de flavonoides encontrados en la naturaleza.

Debido a la ausenciade pelargonidinaen el contenidoantociánicodelas Vitáceas,secree

que la primera hidroxilación del anillo E probablemente ocurre en la flavanona inicial, haciendo

que la cianidina sea el primer pigmento en los hollejos de las uvas (Hrazdina y col., 1982).

137Parte General

Figura 32.- Esquema de la posible ruta de biosintesis de los flavonoides

— carbohidratos

5iquimatoy 1

ArogeJiatO

Ho -Genisteifla

1Pteroaarpaflos 121h±drCkaSWPfcrol. KaempferOl

itj

IQJ

~~cope1arqonidi~flfi AfzsX,china

4,2,4 ,6~TetrahidrOXIChalCOfla 4,6 ,4~rr±hidrOXiaUrOfla

Naringeflina Apiqeflina

pelargonidina

isj

HO O t propelargonidina B—3¡ +

O—GIc

C•4

piazgonidin~2—g1UCdSi~


El comportamientobioquímicode los antocíanosestámuy relacionadocon la reactividad

de otras clases de flavonoides, y así se asume que la glicosilación y esterificación son los últimos

pasos de transformaciones de flavonoides y que las agliconas son los últimos sustratos eficaces de

hidroxiiasas y metiltransferasas. A diferencia de las agliconas de las flavonas y flavonoles. las

antocianidinas casi no aparecenen la naturalezay nuncase han observado en los extractos que

no han sido previamente concentrados, y así cuando apreciaron presencia de malvina fue debido a

un exceso de calentamiento en el proceso de concentración que pudo producir una hidrólisis. Los

primeros productos estables en la biosíntesis de antocianinas son los 3-0-glicósidos

CoA-5CHALCONE HO CHALCONE

o / OH aMA ~ OH / \ OH ISOMERASE

p-COUMARYL•CoA OH ONARINGENIN CHALCONE OH

PLA VaNES

HO~. o /\oH 1 HO~. .. —4 OH

OH O FLAVONOISNARINOENIN

OHHO~ Oe/\OH

NICH

CYANIDIN•a-GLuCOSIDE

Figura 33.- Ruta metabólica que conduce a la formación de antocianos a partir de la p-cumaroil-CoA, la cual procede de la fenilalanina (Hrazdina y col., 1984).

fundamentalmente con la glucosa. La primera hidroxilación se cree que ocurre en el anillo B de la

flavanona inicial, posteriores hidroxilaciones y metilaciones de los grupos hidroxilo llevan a las

distintas estructuras de los flavonoides, así la pelargonidina que es la primera antocianina estable

por hidroxilación da la cianidina que es el primer pigmento que ya se ha encontrado en los

hollejos de las uvas. La cianidinaes el pigmentomás primitivo (Hrazdina,1982) y debido a su

estructurade orto-difenol le hacemuy sensiblea la acciónde las polifenoloxidasas(Cashy col.,

¡976),favoreciendoasíquesetransformeenlos pigmentosmásestablescomoson la peonidinao

malvidina. La transformaciónde la cianidinaen pigmentosmás estables requiere de dos enzimas

(Figura 34):

IH

OVANIDIN

Parle General 139

Cba¡cone

Ho

HO oAl o

ÑO O

flavanone4,

HO HO

MTJ Dp-3—Ol

OH

Ho — ) OHDM.

o-Os

HO

14Pt-a—a(

MT

OH

OMe

Pn—3—GI

OH

~OM.

Mw-a—al

Figura 34,- Esquemade las reaccionesrelacionadascon la biosíntesisde los antocianos:FH=flavonoide-3-hidroxilasa.MT=z O-dihidroxifenol-O-metiltransferasa(Roggeroy col., 1986).

-la flavonoide-3-hidroxilasa(PH), capaz de transformarcianidina en delfinidina, y

H0~

FH

—03

3—El

OH

01.4.

H.

quizáspeonidinaen petunidina;

ConstituyentesQulmicos140

-la metiltransferasa (MT), responsablede la metilaciónde las funcionesfenólicasen las

posiciones3 y 5 por la transferenciade grupos metilo de S-adenosín-metionina,induciendo

transformacionesde cianidinaenpeonidina,delfinidina en petunidina,y petunidinaen malvidina.

Estos enzimas no muestran actividad hacia los monofenoles, y en todos los casos el grupo OHen

4 permanece sin cambiar.

La presencia en las plantas de fiavonoides puede ser controlada por factores endógenos o

inducidapor otros factoresexternos,comoesel casode la luz, fenómenosde estrés(pH elevado,

ciertasproteinaso ácidosnucleicos,iones de metalespesados,herbicidas). La identificaciónde

inductoresen la biosíntesisde antocianosy otros compuestosfenólicosenplantas,especialmente

en las uvas,esde considerableimportanciaya que estoscompuestoscontribuyena la calidadde

la fruta. La fenilalanina-amonio-liasa (PAL), es generalmente el enzima clave en la ruta del

siquimato que canaliza la fenilalanina fuera de la síntesis de proteínashacia compuestos

flavonoides o de antocianos. Así todos los factores que influyan en la actividad de la PAL,

tendrán una importante incidenciaen la síntesisy acumulaciónde los antocianosen las uvas.Se

encontró actividad de la PAL en las capas de células epidérmicas de las bayas, pero no en el

mesocarpio <Roubelakis-Angelakis y Kliewer, 1986). Posteriormente se sugirió que la síntesis de

antocianos y otros polifenoles en los hollejos puedeser reguladapor el nivel de carbohidratos,

aunque posteriormente no se verificó esta relación. Roubelakis-Angelakisy Kliewer (1986),

mostraronque la actividadde la PAL puedesermodificada(activadao no) por varios factores

como la luz, infecciones, etileno, auxinas, carbohidratos etc,, así la sacarosa sola o junto con

etefón <ácido 2-cloroetíl fosfónico) causaban un aumento de la actividad. En las bayas se observó

un aumento paralelo de la actividad de este enzimay de la acumulación de antocianos en los

hollejos a medida que progresa la maduración.

Pirie y Mullins (1976,1980) trabajaron en tejidos aislados de hojas y frutos y

encontraron que los carbohidratos endógenos podían actuar como un disparo en la acumulación

de antocianos y otros fenoles, si eso fuese cierto cualquier cambio en la concentración de los

azúcares de la piel, modificará los antocianos o fenoles totales, Posteriormente se observó que los

niveles de estos compuestos pueden cambiar al aplicar luz y/o etefón, sin que se aprecien cambios

significativos en los valores de carbohidratos en el hollejo (Wicks y Kliewer, 1983). Estos autores

afirman que la acumulación de pigmentos en la piel se debe más a cambios en factores

ambientales tales como la luz y temperatura que a cambios hormonales.

Parte General 141

Los mecanismos químicos y enzimáticos que intervienen en la polimerización dc los

taninos no son bien conocidos. Las características de los taninos son debidas a esa condensacion,

observando que los flavan-3,4-dioles se polimerizan más fácilmente que los flavan-3-oles y

juegan el papel más importante.

Según Ribéreau-Gayon y Glories <1986) la constitución de los taninos es compleja. se

forman a partir de una molécula elemental muy reactiva, que es la procianidina,a través de

fenómenos de condensación y polimerización (Figura 35). Por fenómenosde oxidación la

procianidina se condensa y en asociación con otras moléculasoriginalos taninos,quetienencolor

amarillo pálido y una gran astringencia. La procianidina puede polimerizarse sin necesidadde

una previa oxidación, formándose taninos condensados de color amarillo-rojo, que presentan

menor astringencia. Un mayor grado de po]imerizaciónnos lleva ataninosaltamentecondensados

de un color amarillo-marrón, que al alcanzar tamaños suficientemente grandes pueden precipitar.

Además esta condensación y polimerización puede ocurrir con otras moléculas distintas de

procianidinas como son los polisacáridos y péptidos, que pueden disminuir la astringencia de los

taninos.

HO

MdTHOCYMflNS PROCYANI01143

4 ~1~ÉQUILISAIU4 DfiGRAeATION CONMHSATION POLYPERISATIOfi c0I4DÉI$SATION OXInATION

4 11 1 ECUILIDAI 14$ 1A Y 1-A U IP

TrC

Figura 35.- Reaccionesquepuedenconducira los distintostipos de compuestosfenólicos: A=Antocianoslibres, T=taninos,T-A= Taninos-Antocianos,TC= Taninoscondensados(Ribéreau-Gayon y Glories, 1986>.

CHj~

4.


Los taninossepuedencondensartambiéncon moléculasde antocianos(Somersy Evans.

1977: Glories. 1 984a.b), formando un complejo estable que favorece que los antocianos

combinadosseanmenossensiblesque los antocianoslibres a la decoloraciónpor valoresaltos de

pH y mezclascon bisulfito; así en las mismascondicionesde pH, la proporciónde moléculasde

antocianosen la forma coloreadaes mayor cuandose encuentrancombinadosque en la forma

libre. Estas combinacionescon los antocianosgarantizanuna mejor estabilidad en el color

durante el envejecimiento de un wno.

B) Catabolismo

El conocimientode los procesosde degradaciónde los compuestospolifenólicos en la

uva recolectadaes importantea la horade obtenerun vino de calidad.Despuésde la recolección

de las uvasesoscompuestosfenólicospuedensufrir una serie de reaccionesquímicas que los

alteren en función de sus propias propiedadescaracterísticas:hidrólisis, complejación con

metales,efectodel pH, oxidación,pardeamientoenzimáticoetc. Estetipo de reaccionestambién

ocurren en los procesosde transformacionesindustriales de esos alimentos (elaboración.

conservación,envejecimiento)que repercutenen la calidadfinal. Portanto estetipo de cambios

en estos compuestosocurrena partir del estrujadode las uvasmientrasque las que suceden

propiamenteen la hayano sondel todoconocidas.

3.5.3.-EVOLUCJON

Paraestimarla importanciadel momentode la vendimiasobrelos compuestosfenólicos.

es necesarioconocerlos cambiosen su contenidoa lo largo del procesode maduración.Las

bayas verdes contienen cantidadessignificativas de clorofila, a medida que se produce la

maduraciónla concentracióndesciendehastaqueel color verdecambiacon la presenciade otros

pigmentos,los cualesaumentanhastaun máximoal final deesteperiodo.El colorde la bayaestá

en funcióndeltipo de pigmentosqueposea(esun factorgenético),así la presenciade carotenoso

xantófllasda un color amarillentoy los antocianosunacoloracióntinta.

Somers(1971)compruebaque los distintoscomponentesfenólicosenlas uvastintas,van

a sufrir variacionescuali y cuantitativasen fUnción de variacionesambientales,técnicas de

cultivo y segúnla variedadquesetrate, El estudiode la evolución deestoscompuestosesdifícil

por la necesidadde su extraccióna partir de los distintos órganosde la cepa; los resultados

143Parte General

obtenidosa lo largode la maduraciónpor Ribéreau-GaYon(1971,1972)apartir de los hollejos y

de las semillasfiguran en el Cuadro9 (realizanunaextraccióncon una soluciónhidroalcohólica,

practicandotres extraccionesa temperaturaambientey otras tres cancalor lo que permite el

estudio de la facilidad de estos compuestospara pasardel tejido vegetal a la solución que es

importantetecnológicamente).

Es importantediferenciardondeseva a estudiarla evoluciónde estosconiptiestOs en el

extractode los hollejos, o bien enel jugo extraídodel estrujadode lauvas.

El hollejo es la fuentemás importantede la hayapara la extracciónde fenoles en el

proceso de vinificación. En extractos(metanol:agua)de tejidos con células que tienen una

concentraciónde fenolesrelativamentealta, secompruebaque éstos representanel 90-95% dc

sustanciasque absorbenluz a 280 nm.

Cuadro9.- Evolucióndelos compuestosfenólicosen el cursodela maduración(gIL) en bayasdela variedadCabemet-Sauvignon(Ribéreau-Gayon,1972).

Ribéreau-Gayon(1986)trabajandocon uvastintasextraelos compuestosfenólicosde las

diferentespartesde las uvas(hollejos, semillasy raspón)y observaquea partirdel envero,quees

cuando los antocianos empiezan a aparecer, el nivel de taninos en la piel ya está en

concentracionesaltas.Los compuestosfenólicostotalesaumentanduranteel primerperiododc la

maduración,acontinuaciónsepuedeobservarunaestabilizaciónincluso una disminuciónen kas

últimasfasesde esteproceso.Duranteestepeñadoes probableque ocurrauna condensaciónde

los taninoscon los antocianos,cuyacargaglobal positiva parcialmenteimpide que reaccionecon

las proteínas,así sefavorecela disminuciónde la astringenciaen las bayasmaduras.

Hollejos Semillas

Fechas Antocianos Taninos Taninos

24(8 0,45 4,20 7,35

31/8 1,20 4,15 3,65

7/9 1,45 2,70 3,50

14/9 2,15 3,75 2,10

21/9 2,30 4,25 2,10

28/9 2,65 8,30 1,40

5/10 2,10 4,35 2,15


Fine y Mullins <1980) mostraronuna acumulaciónde fenolestotalesen la piel de las

uvascoincidiendocon el periodode la maduración(estadoIII de crecimientode la baya),ese

incrementoseproducehastaunasemanaantesde vendimiar.Esteaumento(Figura36)de fenoles

a partir del momentodel enverocoincidecon otros procesosque seproducenduranteestafase

talescomoaumentoen la deformabilidaddela baya,pérdidade clorofila delhollejo, acumulación

de azúcaresy de antocianosen cl hollejo deuvastintas (Coombe, 1973). El aumentode fenoles

en el hollejo durantela maduracióntambiénleha ocurrido aHuangy col. (1988).

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Figura 36.- Concentracionesde los azúcarestotales, fenoles totales y antocianos del hollejode bayas de la variedad Shiraz durante elperiodo de m4duración,localizadasen viñedoscon una situación geográfica característica(Piriey Mullins. 1980).

Los resultadosobtenidosal estudiarla evolución de los polifenolestotales no siempre

coinciden,así los valoresqueSingleton (1966) encuentraen la madurezsondc 3770 mg/Kg de

uva mientrasque Flanzy y col. (1972) obtiene5460 mg/Kg de uva. Esto puedeser debido a

distintascircunstanciascomosonel tipo de variedadde uva <mayorcontenidoen las tintas debido

a la presenciade antocianos),condicionesde cultivo, obtención de la muestra, etc. Ribéreau-

Gayon(1971-1972>estudiandola evoluciónenel hollejo de bayasCabernetSauvignony Merlot

en Burdeosencuentraun aumentohastaunasemanaantesde la vendimiaen que se produceun

descenso.

Los ácidosfenólicosseencuentranenmayor proporciónen los hollejos queen la pulpa

aunqueen cantidadesinferiores a la de los antocianos,pero desdeel envero a la madurez

Fernandezde Simon y col. (1987-1989)observaronun aumento.

Parte General 145

Pirie y Mullins (1977> trabajandocon uvas de la variedadShiraz sugirieronque los

azúcaresen los hollejos de las uvas, tienen un papelreguladoren la producciónde antocianos.Y

de polifenoles en general, durante la maduraciónde la ftuta. Sin embargoesoscambios en el

contenido de los azúcaresno son detectadosa travésde la medidade 0Brix sobreel jugo obtenido

por presión de las bayassino en el hollejo, así estosautores comprobaron grandes variaciones en

el contenidode antocianosa iguales valores de 0Brix en el mosto, Wicks y Kliewer (1983)

comprobaronque modificacionesen el nivel de los antocianosy polifenoles totales,no iban

acompañadosde cambiosen el nivel de los azúcaresdel hollejo. Esto lo verificó tambiénTomana

y col. (1979> al someterlos racimos de la cepaa distintas temperaturas,observandoque la

coloraciónes mayora bajastemperaturasy el nivel de carbohidratossolublesno seve afectado.

Por tanto puedeque lo único que ocurraes simplementeun acúmulosimultáneode azúcaresy

antocianosdurantela maduración,esdecir, el nivel de carbohidratosen el hollejo másque un

factor causal es un ‘factor limitante. Esta interpretaciónsurgió para unificar las diversas

teorías,esdecir, la máxima acumulacióndeantocianoso síntesisde fenoles,es función del nivel

de carbohidratos,si bien la pendientede eseaumentodependede factoresambientalestalescomo

la luz, temperatura,hormonas(etileno>.. mientras que el nivel de carbohidratosen el hollejo

sigueun control independiente.Hay que teneren cuentaque la totalidad de los carbohidratosno

estándisponiblespara reaccionesde biosíntesissino que se puedendistribuir entre la pared

celular,el citoplasmay las vacuolasy poresodiferentesmodificacionesrealizadaspuedequeno

seaprecientanto comoen el casode los antocianos.

Hrazdina y col, (1984), observaronal igual que Kluba y Mattick (1978) que la

acumulaciónde antocianinas,se iniciaba un poco despuésde aumentarla concentracióndc los

azúcares,y esaacumulacióndeantocianinasen el hollejo de la baya, signeunacurva dc forma

sigmoide (Figura 37>. La formación de los antocianos,como del resto dc los compuestos

fiavonoidesy de lignina, dependede la disponibilidadde fenilalanina,la cualse sintetizaa partir

de los azúcarespor la rutadel siquimato.

Budin (1983) señalaque la acumulaciónde estos compuestosse inicia con una síntesis

moderadaseguidode un aumentorápido y una posteriorestabilización.Observaque primero

aparecenpequeñascantidadesde petunidina-3-glucósidoy el derivadoacetiladomientrasque los

derivadosde delfinidina y malvidina aparecenposteriormente.Roggeroy ccl, (1986) observan

unadisminuciónde delfinidina y cianidinaal inicio de la maduraciónmientrasque aumentanlos

pigmentosmásestablescomosonla petunidina,peonidina,y malvidina.

‘tes


m~ pr gmaUére séchelo

ee1

5

1MG-CyMG,-Pn

o

Figura 37.-Cambiosen la concentraciónde Figura 38.-Cambiosen la concentracióndeantocianos totales en la maduración de bayas los antocianos en los hollejos de bayas de lade la variedad Chaunac (Hrazdina y col., variedad Cabernet Sauvignon durante la1984). maduración (Darné, 1988).

Huglin (1986) observaque dentrode un mismo cultivar incluso dentro de una misma

plantano todos los racimoscomienzanla maduraciónen el mismo momentoy así el enverode

todos ellos va a dejender de la posición del racimo en la cepa, de su orientación, etc. Por tanto en

funciónde la variedad de las condicionesde cultivo, así comode las condicionesatmosféricas,el

momentode iniciarsela maduraciónesdistinto observándosediferenciasen el nivel en el que se

encuentranlos distintoscompuestosque seempiezanaacumular.

El enriquecimientode los antocianosa lo largo de la maduraciónes continuo (Rogeroy

¿o!., 1986) aunqueexisteun ligero descensoantes de la vendimia. SegúnGonzalez(1989) de

todos ellos el cianidín-3-glucósidoes el componenteque seencuentraen menorconcentración

durantetoda la maduración.Darné(1988) estableceque las formas predominantesduranteJa

maduraciónson las formas aciladasy libres del malvidin-3-g!ucósido,las primerasaumentan

desde el inicio del envero y las segundas en la última semana igualándose al final las

concentraciones(Figura38).

Somers <1976) observó en la fracción de taninos cambios grandes y progresivos, durante

las dos semanassiguientesal envero, seguido de un mantenimientode los niveles por baya

duranteJamaduración.Estoscambioscualitativossepuedenapreciarpor la variaciónprogresiva

del color (amarillo-pálido, luego amarillo-marrón, marrón-rojo y cada vez más rojo). Se

MG,-DpA

MG,.Mv

It 21fl4 1118251 41522291 Auousr U SFIW4ffi 1 OCTO.s, 1 ftOvSM4ffi 44

147Parte General

comprobóun aumentoinicial en el contenidode taninosdel hollejo a partir del envero,y luego

nivelescasiconstantesdurantela maduración,

Ribéreau-Gayony Glories (1986) observaronlo mismo,es decir, el contenidodetaninos

en los hollejos eselevadoen el enveroy representaaproximadamentela mitad del valor total que

se alcanzaen la madurez.La evolución de taninos es igual a la seguidapor los antocianos,es

decir muestranuna acumulaciónen el hollejo, que seinicia en el envero, aumentarápidamente

hastallegar a la madurezy luego decreceligeramente.Es muy importantela influencia de las

condicionesclimáticasduranteun alio, El estadode condensaciónde los taninosvariaa lo largo

delprocesode maduración,asíla astringenciade los frutosno madurosse debea la presenciade

taninos en un estado de condensaciónintermedio mientras que a medida que avanza la

maduraciónla astringenciadisminuye debido a un aumentodel grado de polimerizaciónque

conduceamoléculasconun pesomolecularsuperiora3000.

Sureshy Ethiras(1987) indicanque los taninosaumentana partir del enverollegando a

un máximo y disminuyendoun poco en el momentode la vendimia. Femandezde Simón y col.

(1989) observanque las concentracionesde ácido gálico, catequinay epicatequinadisminuyen

durantela maduración.

Singleton (1966) observó que la concentración de fenoles en las uvas desciende

considerablementea medidaque se producela maduración,Resultadossimilares los obtuvieron

Crippen y Morrison (1986) al encontrarque la concentraciónde fenoles solublesen el mosto

descendíaa lo largo del periodo de crecimiento,desdefloración a vendimia,mientrasque si se

expresabapor unidadde bayaseobservabaun aumentohastaun máximo en el inicio del estado

III decrecimientoa partirdel cual seproduceun descenso(Figura39).

Estos modelosde evolución muestranla dependenciade la concentracióncon el tamaño

de la baya,así la disminución de la concentraciónde polifenoles al inicio del crecimientodc la

bayano fue debidoaun descensoen el contenidode polifenolessino a un aumentoen el tamaflo

de la baya.La polimerizaciónde polifenolesseasociaal procesode maduración,seobservaen

ese estudioun inicial aumentode la polimerizaciónen los extractosde las bayasque desciende

hastaun mínimoal iniciarseel estadoIII y a continuaciónvolveráa aumentarhastavendimia.

Somers(1976)observóque el contenidoen taninosaumentabaen los hollejos despuésdel

enveroen las bayasShyraz,sin embargoRibéreau-Gayony Glories<1980) muestranun descenso

dela polimerizaciónde fenolesen los hollejos dela variedadMerlot y un aumentoen las semillas

de estamismavariedaddurantela maduración.

ConsIItuy9ntes Químicos

A

Rs ,4o.~S

Su,,

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a—-—-—

Sfltd* AA

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2 4 6 8 lO 12 14 lE

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WetI’s Altar AníhesÉs

FiguTa39.- Evolucióndelos polífenolestotalesexpresadosen ácidogálico (mg/g y mg/baya)a lolargode la maduraciónentratamientossometiendolos racimosa sombreadoo soleado(CrippenyMorrison, 1986>.

Dumazerty col, (1973)estudiandola evoluciónde los taninosen extractosde bayasde la

variedad Mauzactasé observaronque las concentracionesde taninos totales. catequinasy

proantocianidinassufrían un descensoprogresivodesdeel enveroa la maduración,mientrasque

en las partessólidasdondeseacumulanfundamentalmenteel procesoeracl inverso,

3.5.4.-FACTORESQUE AFECTAN A LA EVOLUCION DE LOS POLIFENOLES

Las condicionesde maduracióntienen una influencia decisiva en la concentraciónde

antoc.ianosy taninos, Ribérean-Gayany Glories (1986) mostraronla diferente composición

químicade lasuvasmaduras,del mismocultivar durantecincoafiossucesivos,y asídependiendo

de las condicionesclimáticas,la concentraciónde compuestosfenólicospuededuplicarsede un

alio al siguiente,y estavariaciónesmuchomayorque la observadaparalos cambiosde azúcaro

de ácidosen el mosto,Los factoresnaturalesvan a influir en la síntesisde compuestosfenólicosy

las condicionesdecultivotambiénpuedenafectarmuchoal contenidode esetipo de compuestos,

ya que cualquiertécnica que aumenteJa producción,va a disminuir el color y la cantidadde

taninos.

148

40

~, 30

w

o,E ~o

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A~

LSD 0O.06

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Parte General 149

3.5.4.1,- Riego

La disposiciónde aguapor partedc la cepaes muy importanteen Jaacumulaciónde

taninos y antocianos.La estructurafisica deJ terrenodeterminala regulacióndel suministro de

agua y su uso durante la maduración (Seguin, 1970), y se cree que las concentraciones mayores

dc fenolesseencontraronen zonasdondecl sueJoproducíaun cierto déficit deaguaen el periodo

de Ja maduración y mantenía a la planta en un estado de relativa sequedad.

Freemany Kliewer (1983) observanque el contenidode antocianosen el hollejo de las

uvasde cepasregadas,fue menorque en el de las no regadas,cuandosecomparana una fecha

determinadao a un nivel de azúcarfijo, llegandoa ser un 44%mayoren las cepasconun ligero

estréshídricorespectoa las regadas,lo mismoque sucedióa Piriey Mullins (1977).

Freemany Kliewer (1983) no observandiferenciassignificativasen la concentraciónde

antocianosen el hollejo segúnel niveJ de carga,si bien seha mostradoque la acumuJaciónde

antocianossepuedemejorardisminuyendola relacióncargade cosecha/áreafoliar.

Bravdo y Hepner(1985) encontraronuna disminución de la intensidaddeJ color como

consecuenciade una menorcantidaden el contenidode antocianosdebido al excesode riego.

ademásde producirseun aumentoen el pM y en e] contenidode potasio. Este fenómeno lo

atribuyen al aumento en e] tamaño de las bayas y por tanto al aumento de la relación

pulpa/hollejo.que provocaque los antocianosextraidossediluyan.

Matthewsy Anderson(1988)tambiénobservanla influenciadelestadohídricode la cepa

en la concentraciónde los fenoles. Realizarontratamientosmanteniendodéficits de agua en

periodostempranosy tardíosdel procesode maduración,viendoquelas concentracionesen estos

casos,eranmayoresque en cepasregadascontinuamente.Esasvariacionesseproducentantoen

los compuestosno-flavonoideslocalizadosen las vacuolasde las céluJasdel mesocarpiocomoen

los flavonoidesde los tejidos dérmicos(importantesen las característicassensorialesde] vino). El

desarrolJodel color sevio que eramás sensibleal nivel deaguaen los estadosinicialesque en los

tardíosdel procesodemaduraeton.

Se han estudiadolos efectos del estrés hídrico sobre la PAL, enzima clave en la

biosíntesisde flavonoides,observandoque un déficit hídrico dcl 2% reducela actividaden un

40%.

3.5.4.2.-Radiaciónsolary temperatura

Constituyentes QuímicosIsp

Un aumento en la exposición de la luz de las bayas se ha relacionado con un aumento en

el contenidode fenoles(Kliewer, 1977). Crippen y Morrison <1986) mostraronque los fenoles

solubles fueron significativamentemayores en las bayasexpuestasal sol (expresadoscomo

fenolespor haya),inclusosin haberdiferenciassignificativasen la concentración.Los antocianos

estaban en una mayor concentración en las bayas expuestas al sol que las que estaban a la

sombra antesde la vendimia, pero en vendinija existía una menor concentraciónen las uvas

expuestas(aunqueel contenido por baya no se modificaba). La menor concentraciónen

antocianospuedeser atribuido al mayortamañode las bayasexpuestasal sol (a diferenciade

otros estudios>,o bien a un efecto de calentamientodel sol sobrelas bayasexpuestas,y como

consecuenciaa unamenorrelacióndeantocianoscon los polifenolestotales.

Kliewer (1977),y Crippeny Morrison<1986>,comprobaronqueel sombreadoreducela

concentraciónde antocianosen las variedadestintas, incluso cuandose comparan las bayas

sombreadasdel mismo contenido de azúcar. Rojas-Laray Morrison (1989) vieron que el

contenidode antocianosse reducíaal producir un sombreadosobre los racimos,mientrasque

apenasse produce cuando el sombreadose provoca sobre las hojas. Las condiciones de

sombreadovana retrasartantoel crecimientode la fruta comosu desarrollo,

Estudios similares realizados por Morrison y Noble <1990> demostraron lo mismo, es

decir, el efecto de sombreadoen la acumulaciónde antocianinasy en la actividaddel enzima

fenilalanina amonio liasa (PAL), influyen en la composición de la fruta tanto por la diferencia de

luz que les llega de una forma directa, como por la diferencia de temperaturaalcanzada,en

generallas bajastemperaturasestimulanla actividadde la PAL. Se compruebaque la actividad

de la PAL. seestimulapor la luz presentandofuerteabsorciónen la regiónde 200 a 300 nm que

favorecela biosíntesisde los fenlípropanoides,ademásesmuy importanteel tiempo de duración

de luz, así se comprueba que existe una buena correlación entre la concentración de fenoles y la

duracióndel fotoperiodo.

Ribéreau-Gayon(1959) estudiala influencia dc los factoresclimáticossobrela evolución

de los antocianosobservandoque la cantidadde estos compuestosdisminuían cuando se

iluminabanlas cepaspor la noche,es decir, es necesariouna alternanciade periodosde luz y

sombríospara su síntesis.Puisais y Leon (1967) confirmaron los datosde Ribéreau-Gayon

(1964)ya que la acumulaciónde antocianosesregular,sin embargose alcanzandistintosvalores

segúnlas diferentesvariedadesdeuvasestudiadas.

Parte General 151

Altas temperaturas se han relacionado con descensos en el contenido de los polifenoles, y

repentinoscalentamientospuedencausardisminucionesdel contenidode antocianosen las uvas.

Roubelakis-Angelakisy Kliewer (1986) comprobaronqueno habíaaumentode la concentración

de antocianosen los hollejos de las uvas guardadasen la oscuridad,a cualquier temperatura,

durante todo el proceso experimental, Las mejores coloracionesse observaron con altas

intensidadesde luz, y contemperaturasdiurnas/nocturnasde 15/15 0C o 15/250C.

Kliewer <1973)observóquelasaltastemperaturasdisminuíanla formacióndepigmentos

rojos, de forma que las bajas concentracionesencontradasen las uvas maduradasa altas

temperaturaspodíanser el efecto de la reducciónprovocadaen la síntesiso del aumentode la

degradaciónde dichoscomponentes.La cantidadde antocianosaumentacon fototemperaturasde

15-200Cy con temperaturasnocturnasde 15-200C.

3.5.4.4.-Técnicasde controldela superficiefoliar

La parcial defoliacióncomo prácticade conduccióndel canopy, ha sido ampliamente

usadapor los viticultores paraconseguiruvasde mejorcalidad. Huntery col. (1991) vieron que

la concentraciónde antocianos,en los hollejos de uvas procedentesde cepas parcialmente

defoliadas,tendíaa ser mayor y se comprobóque cuantomás tarde se empezaseeseproceso,

mayorera la cantidadde pigmentos,siendomáximacuandose realizaen el envero.Aunquelas

hojas empezabana estar senescentes,todavía tenían una actividad fotosintética adecuada

estimuladapor el procesode defoliaciónademásde teneractividad superiorqueenel casode Jas

cepascontrol. El enveroes el momentocuandoseproducela mayoracumulaciónde fotosintatos

en los racimos,siendosuperioren las cepasdefoliadas,en estetipo de tratamientosse produce

una mayor acumulaciónde pigmentos específicos,posiblementedebido a la presenciade una

mayor disponibilidad de precursores,resultantesde una mayor actividad fotosintética. y una

estimulaciónde la actividadenzimática(principalmentedel PAL). La actuaciónsobreesteenzima

es lo que permitequescdesviela fenilanina fuerade la rutade biosíntesisde las proteinashacia

la de los flavonoides.La luz esindispensableparala actividaddeeseenzimay por tanto tieneun

granefectosobrela biosíntesisy acumulaciónde antocianos,asíla mejoraen las condicionesde

luz en el interiordel canopyy en las zonaspróximasal racimo (procesosde defoliación)puede

jugarun papel importanteenla obtencióndeunamayorpigmentaciónen cl hollejo delas uvas.

Excepto en las cepasdefoliadasa partir del envero se observaque el contenido de

antocianospor baya,fue ligeramentesuperior en las cepasno defoliadas aunqueno existían


diferenciassignificativas.La defojiaciónpodríahaberimpedidouna plenaactividadde la bayay

por tantorepercutiren la biosíntesisde antocianos,provocándoseun descensoen la translocación

de azúcares hacia los hollejos.

Es evidente que en la medida que se mejoren las condiciones microcJimáticas así como la

relaciónorigen/destinoparalos distintoscompuestos,por procesosde defoliaciónpor ejemplo, el

crecimiento vegetativo y reproductivo y la composición de la haya se verán afectadas.

consiguiéndosemáximasproduccionesde alta calidad.En la mayoríade los casosestos factores

favorecieronel metabolismode la cepa.Con esemenorcrecimientovegetativose consigueque

todaslashojas tenganmáximaexposicióny existamenorpérdidadeenergía.

Los cambioscualitativostantoen la luz dentrodel canopycomoen la temperaturaque

alcanzala baya.sonimportantesenel controlde la composiciónfenólica de la uva (Smart,

1987).Esteautorobservóquecuandola relaciónáreafoliar/racimoseraelevada,porteneruna

razonablecantidaddehojasexpuestas,los valoresdeantocianosy densidadde color eranmás

altos, Cuandolos canopysson densosla energíaradianteno es suficienteparaaumentarmucho

las temperaturasde lasuvasy esoseconsideraunaexplicaciónde la mayorcoloración(climas

fríos favorecenaumentode la coloración>.

III. PARTE EXPERIMENTAL

153Parte Experimental

1.- CARACTERIZACION DEL CULTIVO EXPERIMENTAL

.

Los viñedos donde se ha realizado la toma de muestra del material vegetal. estan

localizados en Madrid, Estas parcelas experimentales se sitúan en los campos de prácticas de la

Escuela Técnica Superior de Ingenieros Agrónomos, de la Ciudad Universitaria. En estos

terrenos se realizan los ensayos durante los años 1990, 1991,1992 y 1993.

1.1.-CARACTERISTICAS CLIMATICAS Y EDAFOLOGICAS

.

Los observatoriosmeteorológicosusadosparala caracterizaciónclimáticadel ensayo,han

sido el de Cuatro Vientos, por ser el más cercano,con una serie completade 30 años(1961-

1990). y los datos procedentes de la Estación Meteorológica del Vivero IFIE. que si bien se

encuentra más próxima a la parcela de ensayo, está más influenciada por el río Manzanares, y

sólo cuenta con una serie de 17 años (1975-1991). Los datos proporcionados por las

mencionadas estaciones climatológicas se refieren a temperaturas, precipitaciones y humedad

relativa<Cuadro 1 y CuadroIT). Lastemperaturasmediasanualesaportadasoscilanentre14,02 y

12.78 0C. siendoJulio el mesmáscalurosoy Enero el más frío, mientrasque las precipitaciones

mediasestáncomprendidasentre462,7 y 537,6mm,

Tambiénse ha utilizado la Estación Meteorológicade Botánica Agrícola de la Escuela

TécnicaSuperiorde IngenierosAgrónomosdc Madrid, ubicadaa muy pocosmetrosde la parecía

de ensayo junto al Complejo de la Moncloa. Se trata de una estación meteorológica automatizada

(METEODATA-256 de OBÓNICA SA.>, quea intervalosde 10 minutos,suministravaloresde

precipitación, temperatura, radiación global, radiación fotosintéticamente activa <PAR),

humedad,velocidad de viento... <Cuadro III). Con estos valores se han calculadolos datos

termopluviométricosduranteel periodo activo de crecimientoque comprendedesdeel desborre

hastala vendimia(CuadroIV).

La parecía del ensayo está situada a una latitud 4Q0 26 36” norte, y longitud 30 44’ 18”

oeste. con una altitud de 595 m. El clima de la parcela corresponde al de una zona templada de

contmentalidadextremadebido a la altura en la que se encuentra,acentuándoseel periodo

invernal muy frío y el estival muy caluroso que coincide con una estación extremadamente seca y

con insolación óptima, dando en conjunto un periodo anual de baja precipitación, de reparto

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ParteExperimencal 159

irregular. El que los veranosseancalurososva a favorecerJa buenamaduracióndel fruto en

Septiembre,

Las diferenciasde calidadque sepuedenencontraren dos parcelaspróximassometidasa

un mismoclimaestánligadasa las propiedadesy naturalezadel suelo <Reynier, 1989>. De modo

quela unión suelo-variedadsometidaa unasmismascondicionesclimáticasorigina unosmostos

con determinadaspeculiaridades.

Las característicasfisicas y quimicasdel suelode la parcelade ensayoseencuentranen el

Cuadro V. Los sueloshan sido clasificadosdentro del orden Entisoles (USDA. 1992), grupo

Arent, ya quese encuentranen unazonaabancalada,derelativa modernidad,queimposibiiita la

existenciade horizontesde diagnóstico.

Es un suelo pocoevolucionadosobrematerialesde terrazasdel Manzanares alterado por

abancalamiento.Físicamentese caracterizapor una textura ifancoarenosacon niveles de arcilla

quegarantizanla fertilidad, y no tienebarrerasfisicas en profundidadque limiten el desarrollo

del viñedo, Químicamentepresentavalores de pH ligeramentealcalinos con niveles bajos en

caliza total activa y sin problemasen cuantoa salinidad. Respectoa la fertilidad presentaun

complejode cambio compensadocon niveles ligeramentealtas en magnesio.La capacidad de

intercambiocatiónico(C.I.C.) garantizala vocaciónagraria del suelo.

1.2.- CARACTERíSTICAS DEL VIÑEDO

.

EJ material vegetalutilizadoen la realización de este estudio hansido bayasde la variedad

Tempranillo<Vids vin<fera L.), plantadasen 1982. El portainjertoesRichter 110. y el injerto en

campo sc realizó en la primavera de 1983.

El CuadroVI recogeel resumende los datos fenológicosmás representativosparacada

año. Los datos relativos a las características vegetativas y reproductivas figuran en el Cuadro

VII.

El ensayoserealizaendossistemasde conducción:

a) En esnaldera. Se caracteriza por los siguientes parámetros:

-el mareo de plantación es dc 2 x 1,35 m,

-la densidaddeplantaciónesde3700cepasx

-la orientaciónde la alineaciónde lasplantasesNorte-Sur,

-la alturadel troncoesde 50 cm, y la alturadel primeralambrede sosténes de 60 cm.

Caracterizacióndel Cultivo

-la disposiciónde la vegetaciónes enplanovertical ascendente,con dosnivelesde alambre

doble (95/125 cm> y un tercerosimple (155 cm); la altura de la vegetaciónse mantienepor

despuntes en verde,

-el sistema de poda es en Guyot~ las varas se sujetan en el momento de la poda al primer

alambre (60 cm).

CuadroVI.- Característicasfenalógicas de] viñedo durante los alias 1990-1993.

Alio Desborre Floración Envero Madurez*

1990 26-Marzo 2-Junio 17-Julio 6-Septiembre

1991 13-Abril 2-Junio 2-Agosto 10-Septiembre



*Fechade vendimia

-Ja carga de las yemas dejadas en la poda del invierno, se ha modificado según las

necesidadesdc cadatratamientoa medidaque transcurríael ensayo,con el fin de equilibrar la

plantay asegurarlas podasvenideras,

b) En vaso,Se caracterizaporlos siguientesparámetros:

-el mareodeplantaciónesde 3 x 1,88 ni,

-ladensidaddeplantaciónesde 1770 cepasx

-la orientaciónde la alineacióndelas plantasesNorte-Sur,

-la alturadel troncoesde 60 cm,

-la disposiciónde la vegetacióneslibre entodaslas direcciones,

-la padaes cortaen pulgar.

tina mayor profundización sobre las características del viñedo en el que se han realizado

los ensayos tanto a nivel ecofisiológico comoagronómico, han quedado puestas de manifiesto por

Bartolomé (1993> y Baeza (1994),

160

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ParteExperimental 163

2.-. PLANTEAMIENTO EXPERIMENTAL

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2.1.- TRATAMIENTOS REALIZADOS

.

En el presenteestudiosehanrealizadodostipos de experimentosdiferentes:

A) Modificación del sistemade conducción.Se camparanlas calidadesde los mostos

obtenidosa partir de cepasque son conducidasde forma diferente: unas segúnel sistema

tradicional en vaso y otras en espaldera.En amboscasos,las parcelasdonde seencuentran

situadas,van a estarequilibradascon un sistemade riegodotadodegoterosautocompensantesde

4 Lib, lo quepermiteregaro no segúnlas necesidadesy objetivosde cadatratamiento.

B) Modificación del régimenhídrico. En estecaso seobservacómo afecta al mosto el

estréshídrico al que sesometenlas plantas.Secomparancepasconducidasen espaldera,si bien

unasson regadasy otras se sometena un déficit hídrico controjado. En este último casolas

plantasno hanrecibido ningúnaportede aguadistinto de la precipitaciónatmosféricadurantelos

añosdeexperimentación.

La cantidadde aguatotal aplicadacon el riego, en el periodo 1990-1993, se recogeen el

CuadroVIII:

Cuadro VIII.- Característicasdel riego practicadaen el viñedo durantelos cuatro años deexperimentación.

Año Inicio del riego__] Aguaaplicada

1990 28-Junio 298

1991 30-Mayo 378

1992 1-Mayo 328

1993 5-Julio 272

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165ParteGeneral

2.2.-DISEÑO ESTADíSTICO

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El diseñoexperimentalcorrespondea un modeloaleatorioconlas siguientescaracteristicas:

-La disposiciónde los tratamientosexperimentalesse llevó a cabo al azar, situándose

separadamenteen la parcela.

-Las repeticionesdecadatratamientoestuvierondistribuidasaleatoriamentedentrode cada

unade las zonas,con riegoy sin riego,en vasoy espaldera.

-Las zonas,de regadíoy de secano,hanestadoseparadasmedianteunabandade cepas,a 6

m de distancia,porlo que sedescartacualquiertipo de interferenciaentreun tratamientoy otro,

Además, todas las cepasde control han estadosiemprebordeadascon cepas en idénticas

condiciones.

El tamaño de la parcela elemental fue de 7 cepas, y el número de repeticionespor

tratamientohansido de4, esdecir, existencuatrogruposde 7 cepaspor cadatipo detratamiento

realizado.

La poblaciónque va a constituir las parcelaselementalesse seleccionócuidadosamente,de

forma quetodos los individuosdel ensayofueranhomogéneos.

2.3.- MUESTREODEL MATERIAL VEGETAL

.

El muestreodel material vegetal se realiza al azar, tomando las bayas de los distintos

racimoscorrespondientesa las cepasdecadatratamiento.La tomade muestraserealizasiempre

a la mismahora, entrelas 9 y las 10 de la mañana,recogiendocuidadosamentelas bayas de la

zonaapical,basal,y centraldelos racimosqueestÉnsituadostantoal sol comoa la sombra.Las

bayassedebensepararcon cuidadodel raspónparano rasgaríasy evitar así la pérdidademosto.

Existen cuatrogruposde 7 cepaspor cadatratamiento,esdecir, cuatrorepeticionespor

cadatratamiento,obteniéndose110 bayasporcadarepeticion.

Las fechasdel muestreo,que determinanla variabledel tiempo, semiden en dias después

del inicio de la fechadel desborre,por tantovariansegúnel añode experimentación(CuadroIX>.

La toma demuestraseinicia desdeel momentodel cuajado(fasede crecimientode la haya)y se

terminaen el momentode plenamadurez(la vendimia). La frecuenciadcl muestreoen todoslos

tratamientosy durantelos cuatroañosserealizaen intervalosde 7 a 10 dias.

ParteGeneral 167

3.- METODOLOGIA ANALITICA

.

3.1.-PREPARACIONDE LA MUESTRA

Parala obtención del mosto se debetener en cuenta las posiblesmodificacionesde los

constituyentespresentesen la baya en el curso de las distintas manipulaciones. Las

determinacionesque se realicen inmediatamentea la obtencióndel mostodebenhacerselo más

rápidamenteposibleparaevitar posiblesfermentaciones,sobretodo cuandolas temperaturasson

elevadas.

Las bayasunavezrecogidasse llevan rápidamenteen neveraal laboratorio,y del total se

va a hacerunaseparaciónen dosgrupos,paraesadivisión setieneen cuentala zonade la haya

dondeseva a estudiarla evoluciónde los distintoscomponentes:

-Obtencióndel mosto

:

Se pesan 100 bayas(balanzaelectrónicaCobos,mod. C-600-SX), se trituran de forma

adecuadacon un brazomecánicoparaconseguirextraerla máximacantidadde mosto posible,

teniendocuidadode no romperlas pepitasni los hollejos. A continuaciónsemide el volumende

mosto obtenido, es decir los mL de mosto por 100 bayas para el posterior cálculo del

rendimiento.

-Obtenciónde los hollejos

:

Se pesaun númerosuficientede bayasy sc pelan,separandoel hollejo de la pulpa. Los

hollejos sepesanen frescoy secongelana temperaturasquese encuentranentre-200C y -300C,

enatmósferainerteyen Jaoscuridadparasu posterioranálisis,

3.2.- DETERMINACIONESANALíTICAS ENEL MOSTO

.

Una vez que seha obtenidoel mosto se divide en dos partes,en unaparteserealizanlos

análisis iniciales inmediatos, mientras que e] resto del mosto se congola a temperaturas

comprendidasentre-200Cy -300C,paraposterioresanálisis,

A> ANALISIS TNMEDLATOS DEL MOSTO

168 MetodologíaAnalítica

Pararealizar estosanálisisse lleva el mosto obtenidodirectamentea centrifugara 3000

rpm durante2 minutos (centrífugaSorvatí,mod.t-6000)obteniéndoseun jugo clarificado, limpio

de pulpay otras sustanciasen suspensión.En el sobrenadantedeesemostocentrifugadosehacen

las siguientesdeterminaciones:

3.21-0BRIX.

Esta determinaciónse realizaparamedirel porcentajede azúcarespresentesen cl mosto.

El fundamentode estatécnicaes por refractometría,es decir, se mide el índice de refracciónde

los sólidos solublespresentesen el mosto. Paraesta medida se toma una alicuota del mosto

centrifugadoy se depositaentrelos dos prismas(uno fijo y otro móvil) de un refractómetrotipo

Abbé(Zeiss,mod.A>, que estánen contactoa travésde sus carashipotenusa.El instrumentose

dirige a unafuente de luz que penetrapor la parteinferior del conjuntode los dos prismas (el

prismaque recibe la luz tiene la carahipotenusaesmeriladaparaque difunda la luz recibida).

atraviesala sustanciaproblema y penetraen el otro prisma por su cara hipotenusacon la

incidencia rasante,formandoen su interior el ángulo límite y saliendoal aire segúnla dirección

deemergenciaquecorrespondapor el índicede refraccióndel vidrio delprisma.La luz penetraen

el anteojodemaneraquecoincidacon el centrode su retículo,cuandoestoseconsigueel campo

circulardel anteojoaparececon la mitad superioriluminaday la inferior oscurecida,de modo que

el diámetroque separaambasmitadescoincidecon el centro del retículo en aspa que lleva el

anteojo.Las lecturasde la escalagraduadasepuedenhaceren función del índicede refraccióno

del 0Brix directamente,

Como el indice de refraccióndeun liquido varíaen funciónde la temperaturaes necesario

que los prismasdondeserealiza]a lecturaesténtermostatizadosa200C, estoseconsiguegracias

a unacorrientedc aguaquesehacecircujar a esatemperaturaa travésde la monturaque sostiene

a los dos prismas. Lleva incorporadoun termómetroque permite hacer lecturas de 0Brix a

cualquiertemperatura,si bien es necesarioque se realiceuna posteriorcorreccióndel dato de

acuerdoa unastablas(laulmesy Simonneau,1946).

32.2.-PH.

ParteGeneral 169

Es unamagnitudglobal quenos da ideade la acidezrealo concentraciónde hidrogeniones,

que estáen relación a la vez con la fuerzay la cantidadde los ácidos presentes.Este índice

generaldependedelas concentracionesde los ácidosy las basespresentesen el mosto,perorio da

a conocer detalladamentela composición de los mismos en el medio. Los hidrogeniones

procedentesdc la ionización de los ácidos presentesson por tanto los que confieren las

propiedadesácidasal mosto. La formade expresaresteconceptoes,pH=-log[Hfl. La medidadel

pH esunaoperaciónfisico-quimicaqueno alterael equilibrio del sistema.

Para la medidadel pH en el mosto se utilizó un pH-metro (Crison,mod. Microph 2001),

junto con un electrodode vidrio, pudiendomedir en milivoltios o directamenteen pH. Se toma

una cantidad suficiente de mosto centrifugado para que cubra el electrodo y se realice

correctamentela lectura. El pH-metro se debe calibrar antesde realizar las medidas de las

muestrascon solucionestampón de pH4 y pH?.

3.2.3.-ACIDEZ TOTAL.

Es una determinaciónque nos da ideade la cantidadde hidrógenosácidospresentes,es

decir,de los procedentestantode los ácidostotalmentelibres comode los queestánparcialmente

salificados. Hay que tener en cuenta que los hidrógenos que están libres pueden estar

parcialmentedisociadoso ionizados.

El modo de realizar ¡a determinaciónes mediante una volumetría ácido-base, cuyo

fundamentoconsisteen la neutralizaciónde los gruposcarboxilosde la muestraal añadirun

álcali de una concentración conocida. El momento en el que se consideraque ya están

neutralizadostodos los ácidoses cuandosealcanzaun pH de 8,2 a 200C (Amerine y Ough,

1988>. Estevalor depH seha seleccionadoya quelos ácidospresentesen los mostossondébiles

y al ser valorados con un álcali fuerte el punto final real será mayor que 7,0, estando

comprendidonormalmenteentre7,8 y 8,3 (AOAC, 1970;AmericanSocietyof Enologist, 1972).

Sobreun volumen conocidode mosto centrifugadoy homogeneizadoseañadehidróxido

sódico(NaOH> 0,1 N de factorconocido,a medidaqueseafladenlos gruposOH semodifica el

valor de pH debidoa la neutralizaciónde los ácidos,terminandola valoración cuandoel pH

llegue al valorestablecido,Paracontrolar exactamenteel momentofinal de la volumetría,seusa

un pH-metroy un electrododevidrio introducidoen el volumenelegido de mostoqueestásiendo


agitadocan un magnetoagitadorbastaqueseacabael análisis.El resultadoseexpresaen ácido

tartárico(gIL).

El volumende mostoquesetoma variaen función del momentode la maduración,siendo

menoren las primerasfechasdel muestreo.Se debeañadiraguahastaaproximadamente50 mL

paraque cubraal electrodoselectivo,ya que estono modifica el númerode equivalentesácidos

presentesenel volumendemostoelegido.

3.2.4.-CARACTERíSTICASCROMÁTICAS.

Seutiliza el métodooficial recomendadopor la 01V (Oficina Internacionalde la Viña y el

Vino, 1979). Las caracteristicascromáticasse refieren a la luminosidad y cromaticidad. La

luminosidadcorrespondea la transmitancia(variaen función inversaa la intensidadcolorante)y

la cromaticidad correspondea la longitud de onda dominante (caracterizaa la tonalidad

colorante)y a la pureza.

La intensidadcolorante(D420+D,~0> se mide por la sumade las absorbanciasa dos

longitudesde onda(2e.=420nm y >~=520 tun> en un espectrofotómetrode ultravioleta-visibley en

cubetasde 1,0 cm de espesor,mientrasque la tonalidadcolorante(D420/D,20>correspondeal

cocientede las absorbanciasanteriores.La medidadel valorde las absorbanciasdel mostoa esas

dos longitudesde ondase realizafrente al aguaen el mismo tipo de cubetaselegidaspara el

mosto.

El mostohomogeneizado(nuncadiluido>, seintroduce en cubetasde cuarzode 10 mm, 5

mm, o 2 mm de pasoóptico. La elecciónde la cubetaestáen funciónde la intensidadcolorante

del mosto,existiendounarelación inversa,de modoquecuantomayorseala intensidadcolorante

del mostomenores la longitud depasoóptico dela cubetaquesenecesita.Las cubetasutilizadas

debenserlas adecuadasparaquela lecturadeabsorbanciaestécomprendidaentre0,3 y 0,7. Este

método no defineel color sino esas dos característicascromáticasque son importantespara

estudiarla evoluciánde la intensidady tonalidaddel colordel mosto.

La definición de intensidady tonalidadserefierensiemprea valores obtenidosen cubetas

de 10 mm de pasoóptico por lo que en casode utilizar cubetasde 5 mm o 2 mm, el resultado

final de absorbanciasemultiplicarápor 2 y 5 respectivamente.

Parte General 171

Se utilizó un espectrofotómetro de doble haz de ultravioleta-visible (Perkin-Elmer, mod.

550-SE>,cuyo intervalode longitudesde ondaestácomprendidoentre 195 mii y 750 nm.

B) ANALISIS NO INMEDIATOS DEL MOSTO

Para la realización de estos análisis se utilizó el mosto congeladoque se encontraba

dividido en viales independientespara cada determinación,evitando de este modo procesos

repetidosde congelacióny descongelaciónde la muestra,con las posiblesalteracionesde los

componentes.

Los viales de mosto congeladose pusieron en un bafio de agua,a temperaturasno

superioresa 400C, hastaque el mostoestabatotalmentehomogeneizadoy disueltostodos los

tartratosquehabíanprecipitadopor el frio. Las determinacionesque serealizaronfueron:

3.2.5.-AZUCARES.

Los azúcaresdelmosto secuantificanindividualmentepor CromatografiaLíquida de Alta

Eficacia(HPLC> segúnel métododescritopor Sepúlveday Kliewer (1986).Se han identificado

comoazúcaresmayoritariosla D(+)glucosa,la D(-)fructosa,y la sacarosaaunqueéstaúltima en

cantidadesde trazas. Aunque existennumerosastécnicaspara medir estos compuestos,tales

como los análisis volumétricos o test enzimáticos, la cromatogratia líquida va a poder determinar

de un modo rápidoy simultáneolos azúcarespresentesy su concentración.Los detectoresmás

utilizados son los de índice de refracción, tmnbién se usanlos de pulso amperométrico,y en

algunasocasioneslos detectoresde ultravioleta-visible ya que los azúcarespresentesno son

sensiblesespecialmentea ninguna longitud de onda exceptola fructosa. Es necesarioque la

columnaelegidaseaselectivade los azúcarespuestaque podríanexistir interferenciascon otros

compuestoscomo es el caso de los ácidos. La cromatografia gaseosatambién es un

procedimientorápidoaunqueenestecasoal no serlos azúcaressustanciasfácilmentevolátileses

necesariounaderivatizaciónquepermitasu medida.

El sistemacromatográficoutilizadoen la separaciónde los azúcaresestácompuestode:

-Dos bombasisocráticas(Waters,mcxi 510).

-Inyectorconíoop variable(Waters,mod. 717).

-Precolumnacon un relleno igual al de la columnaque seutiliza (Waters,Guard-Pak”~

Inserts).

Metodología Analítica172

-ColumnaAminex HPX-87P <Bio-Rad), de 300 x 7,8 mm, y de 9 ilm de tamañode

partícula.

-Horno o sistemade control de la temperaturade la columna, pudiendoalcanzar1500C

(Wate rs).

-Detector de índice de refracción diferencial, termostatizadointernamentedc forma

electrónicaparaunamayorestabilidaden la lectura(Waters,mod. 410).

La muestraunavezhomogeneizadasediluye o no en funcióndel momentode maduración

en el que se encuentre,ya que a medidaque se aproximala fechade la madurezaumentala

concentraciónde los azúcaresy se debeaumentarla dilución practicadacon aguabidestilada.

Esa muestraa un pH adecuadose pasó a través de cartuchosSep-pack Cl 8 (Millipore)

previamenteactivadoscon metanol y agua bidestilada,a continuaciónse filtró por un filtro

Millipore de 0,45 j.tm de diámetrode poro <sistemade filtración Micro-Syringe25 mm Filter-

Holder Luer Inlet, Millipore). Posteriormentelas muestrasse inyectandirectamenteen el sistema

cromatográfico, siendo el volumen de 10 pl.

El métodocromatográficoseguidoconsistióen una elución isocráticaa un flujo constante

dc 0,6 mL/mm, utilizando como fase móvil agua bidestilada de 18 megaohms x cm de

resistividad,obtenidagraciasa un sistemaMilli-Q (Millipore) y desgasificadacon helio para

evitar presenciade burbujas.La fasemóvil que arrastraa muestrasy patronesva a pasarpor la

columna,queestádentrode un hornoa unatemperaturacontroladade 850C, llegandoal final al

detectorde indice derefracción,terruostatizadointeriormenteaunatemperaturade 400C.

La identificaciónde cadacomponenteserealizautilizando sustanciaspatrónpinchadasde

forma sucesivay observandosu tiempode retención,o tiempo quetardaen eluir dc la columna

(Figura1).

El cálculode las concentracionesdecadacomponenteen el mosto, sebasaen la aplicación

a las áreasde los picos cromatográficosidentificados,de su correspondienterecta de regresión,

siguiendo el método de calibración con patrón externo. Este valor se multiplica por el factor de

dilución, sólo en los momentos realizados (1:2) que coincide con las fechas finales de

maduración,y seobtienela concentracióndel azúcaren g/L demosto.

Los ensayosrealizadossonlos siguientes:

a) Rectas de calibrado

ParteGeneral 17

Es necesarioconocerla linealidadde un método analíticoque permitaobtenerresultados

directamenteproporcionalesa las concentracionesde las sustanciaspresentesen la muestra,así

comolos limites inferiory superiordeconcentracionesquedeterminanel intervalodentrodel cual

secumplela ley de Lambert-Beerparaaplicarloa las distintasmuestras.

¿oto

30flO

26tO

iono

í~no lino

Figura 1.- Cromatograma5=arabinosa,6zfructosa.

de sustanciaspatrón: 1=sacarosa,2=glucosa,3=xilosa, 4=galactosa,

Seprepararonsolucionespatróna partir de D(+>glucosa(Merck), D(-)fructosa(Merck), y

sacarosa<Merck) en concentracionesc ~cientesdesde 1-120gIL para la glucosay fructosa y

entre0,1-1,0g/L para la sacarosa,pai determinarel rangode linealidad de cada uno de los

azúcaresdentrode las condicionesest lecidas. Las concentracioneselegidaspara realizar la

calibraciónestánen función delas cantidadesquehay en el mosto a lo largo detodo el procesode

maduración,si bienhayqueteneren cuentael rangolineal dentrodel quesemuevecadaazúcar.

Las curvasde calibradose hicierona partir de 8 puntos paracadaazúcar,serepresentan

en la Figura II.

Lasecuacionesde las rectasde regresiónobtenidasparacadapatrónson:

2

E

1 a

Oto 2fi0 400 600Minuts

174 Metodología Analítica

Figura II.- Curvasdecalibradode los tresazúcares.

GLUCOSA

a=4, 5423•10~

b=0, 0412

r=0, 9998

2e+IJO8 2.Se+OO6

a=3, 610710~

t=0, 0297.r=0, 9977

ioa

4 a=4, 4052~10~b=0, 0116i-=0, 9999

FRUCTOSA

8’

Bi

Al

SACAROSA

o.

ParteGeneral 175

y=4,4052•lW5x+0,0116Glucosa

r=0.9999

Fructosa y= 4,5423.lW5x+0.0412r=0,9998

Sacarosa y = 3,6107.1W5x + 0,0297r=0,9977

donde la y es la concentracióndel azúcarcorrespondienteen g/L y la x es el área del pico

cromatográfico.

Las ecuacionesde regresiónlineal no tienenun término independientesignificativamente

distinto de cero, y los coeficientesde correlación de esas rectas para los tres azúcaresson

próximosa la unidad, por lo quese ponede relievequeel métodoesadecuado.

b) Ensayode exactitud

Paraconocerel gradode exactitudde los resultadosobtenidosconla metodologíaaplicada,

seañadenconcentracionescrecientesconocidasde los tresazúcaresde interés(gIL) a la matriz de

la muestra>‘ posteriormentesedeterminanlos porcentajesde recuperaciónalcanzados.

Las concentracionesobtenidas para cada azúcar son datos medios que proceden de

triplicadosy se expresanengIL (Tabla1>.

Los datosde recuperaciónsecalculana partir dc la siguientefórmula:

ConcentraciónFinal — ConcentraciónInicial%Rccuperación Concentraciónadicionada loo

Los porcentajesde recuperación obtenidosseflalan que el método es adecuadopara la

cuantificaciónindividual de azúcaresen mosto.

e) Ensayode precisión

MetodologíaAnalítica176

Es necesarioconocerel gradode variabilidadentrelos resultadosindividualesobtenidosde

un método,cuandoel procedimientose aplica repetidamenteamúltiplesmuestreos.

Tabla1.- Ensayode exactituddel métodode análisis de azúcares.

C. Inicial C. Adicionada C, Final Recuperación0/o

Y±DE 3t±DE C.V.

2,18 20,00 22,74+010 102,80±0,56 0,50%

Glucosa 2,18 50,00 53,41±0,15 102,60±0,37 0,40%

2,18 100,00 105,31+093 103,10±0,94 0,90%

2,44 20,00 22,90+007 102,30±0,35 0,30%

Fructosa 2,44 50,00 53,73+016 102,60±0,30 0.30%

2.44 100,00 105,34+092 102,90±0,92 0,90%

- 0,16 0,17+001 107,10±4,26 4,00%

Sacarosa - 0,40 0,42+002 103,90±4,65 4,50%

- 1,00 1,08±0,02 107,90±1,68 1,60%

TablaII.- Ensayodeprecisióndel métodode análisisdeazúcares.

ParteGeneral 177

Se procedea aplicar sobre la misma muestrael método de cuantificación de azúcares,

repitiéndolo duranteseisdías consecutivos.Cadadato obtenido correspondea la mediade un

triplicado expresadoen gIL (TablaII). No sc handetectadocantidadesapreciablesde sacarosa

utilizando estemétodo.

A travésde los coeficientesde variaciónobtenidosse compruebala gran semejanzade los

resultadosa lo largo de los distintos días, y por lo tanto la escasavariabilidad del método

utilizado.

d) Otrosensayos

Se ha comprobadola metodologíaaplicada en este trabajo (método A) descrito por

Sepúlveday Kliewer (1986), con la ensayadapor otros autores(métodoB) (Riclunondy col.,

1981;Wilson y col., 1981),paraconocerposiblesdiferenciasúnicamenteen lo queserefiere a la

extracciónde los distintos azúcares,ya que la técnicausadapor I-IPLC esla misma en ambos

casos(colunma,fasemóvil y detector).

El método seleccionado(métodoE) paraestablecerla comparativaen esteensayorequiere

la extracciónde los azúcaresa partir de un volumen conocidode mostocon metanol al 80% en

caliente manteniéndolo a reflujo media hora, seguido de una centrifugación a 3500 r.p.m. durante

media hora. Unavez separadoel sobrenedanteseevaporaa sequedaden un rotavapor<a 400C)

redisolviéndoloen aguabidestiladaen un volumenque seconsidereadecuadoen función de la

concentraciónde azúcarpresente.Desdeaquí la metodologíaseguiríalos mismospasosque las

ya utilizados en la metodología A previamente descrita.

La respuesta de ambas metodologías ha sido óptima como demuestran los respectivos

coeficientesde variación, inferioresal 2%, al mismo tiempo que estánmuy próximos entresí

(Tabla III). La elección del método aplicadoa esteestudio(Método A> se realizó en basea la

escasavariabilidaddel métodoasí como a la rapidezy sencillezdel mismo debidoa la cantidad

de muestrasmanejadas.En el caso de la metodologíaB se pierde en velocidady sensibilidad

aunquepermiteobtenerunamuestramáslimpia de las posiblesinterferenciasde matriz.

No sehandetectadocantidadesapreciablesde sacarosautilizandoestosmétodos.


TablaIII.- Comparaciónde dosmetodologíasparael análisisde azúcares.

METODO A METODO B

3.2.6.- ACIDOS ORGANICOS.

Estos compuestosson los que más van a contribuir al sabory a la estabilidadfisica del

mostode uvay del vino.

Existen varios métodosquese han desarrolladoparael análisis de los ácidos orgánicos

como son los colorimétricos,enzimáticosy cramatográficos,éstosúltimos capacesde analizar

simultáneamentevariosácidos,

La cromatografialíquida esuna buenaherramienta,pero la falta de un fuertecromóforoen

la mayoríade los ácidosde interés,originaproblemasde interferenciascomola coeluciónde los

compuestos,y de bajasensibilidad.

Para optimizar la separacióncromatográficade los ácidosorgánicosen mostos, se debe

establecerel tipo adecuadode columna,fasemóvil y detector.

Parala separaciónseusancolumnasde fasesreversaso de intercambioionico. En el caso

dela utilización de unafaseestacionariade fasereversasenecesitaunapreparaciónpreviade la

muestra,mientras que si la fase estacionariaes de intercambioionico se reduce mucho ese

proceso.Conla resmadc intercambiolonico los procesosimplicadosen la separacióny retención

de los compuestosvana sertantounaparticióncomounaexclusióno intercambioionico.

1 Cadadatocorrespondea la mediade un triplicado expresadoen gIL.

Parte Experimental 179

Respectoa la fase móvil utilizadase aumentóla concentraciónde ácido y con elevados

volúmenesde estafase.permiteunaaltarecuperaciónde los diferentesácidosorgánicos.

Los detectores más utilizados son los de absorción en el ultravioleta y los de índice dc

refracción,Si seempleaun detectorde indice de refracciónpuedenexistir interferenciascon los

azúcaresde] mosto, y debehacerseen este casoantesdel análisis por }{PLC una separación

previade los azúcaresde la muestraen dosfracciones:neutray ácida, Sepropusola separación

de los azúcaresy de los compuestosfenólicos con cartuchosSep-packCtS (Millipore) de la

fracción ácida, especialmente de los antocianos.

Se intenta en general una mayor limpieza de la muestraque evite cualquier tipo de

interferencia.Mientrastodosestosprocedimientosde limpiezade la muestramejoranla exactitud

del análisiscromatográficode los ácidos,sesaerificala sensibilidad,simplicidad. y velocidad.

Los ácidos orgánicos mayoritarios identificados en el mosto se determinan simultáneamente

graciasa la técnica de HPLC, y destacan tres fundamentalmente, el D(+)tartárico, el L(-)málico y

el citríco. este último se encuentraen muypequefiaproporción,

El cromatógrafoutilizado es el mismo que se citó anteriormente,las diferencias se

encuentran en las condiciones fijadas como la columna empleada, la fase móvil. y el detector

utilizado:

-Precolumna del mismo relleno que la columna utilizada (Waters, Guard~PakTM Inscrts>.

-Columna Aminex HPX-87C (Bio-Rad>. de 300 x 7,8 mm y de 0 ~m de taniallo de

partícula.

-Detector de ultravioleta-visible de longitud de onda variable (Waters, mod. 996),

Al igual que en el caso de los azúcares,la muestrade mostosedescongelaen las mismas

condicionespararedísolverlos tartratos,sepasapor sep-pacKCl 8 a pH adecuado,y por filtro

Millipore de 0.45 pm de diametrode poro (sistemade filtración Micro~-Syringe 25 mm Filter-

Holder Luer lnlet, Millipore), finalmente se inyectan 10 pl (el mismo volúmen que en los

patrones>.

Las condicionescromatográficasque se empleanimplican una separaciónisoerática,

utilizandocomoeluyenteun ácido mineral diluido a un flujo de 0,6 mL/mm. La composiciónde

la fase móvil es una mezcla de dos soluciones, un 96% de una mezcla equiniolecular de S04H2

0,005 M (Titrisol de Merck) y SO4Cadihidratado0,0005M <Merck> y un 4% de acetonitrila

(Scharlau).La separaciónse realiza en una columna empaquetadacon resmade intercambio

¡80 Metodolo2ía Analítica

fuertementecatiónica, sometidaa una temperaturade SMC dentro de un horno controlado

electrónicamente.pasandofinalmentea un detectordeultravioleta-visiblea unaX de 210 mu

La identificaciónserealizaen función de los tiempos de retenciónde los patronesde cada

ácido, inyectadosde forma sucesivaenunascondicionesya fijadas(Figura III), Se compruebala

purezadel pico graciasa la normalizacióny comparaciónde los espectrosen vanasseccionesde

cadapico cromatográfico<Figura IV).

QDG

“o

010

020

olio

Figura 111.- Cromatogramade sustancias5=finnárico.

patrón: l=c¡trieo, 2=tartúrico. 3=mñlico, 4=acétieo.

En este caso se sabe que el área del pico crornatográfico de un ácido cualquiera

correspondea la sumadel ácido libre, la sal ácida y la sal neutra.Las proporcionesen que se

encuentranesoscompuestossepuedencalcularpor las fórmulasdc Henderson-Hasselbach.

La cuantificaciónde los ácidosorgánicosen las muestrasde mosto serealizautilizando la

calibracióncon patrónexterno,basadaen la aplicacióna las áreasdc los picos eromatográficos

identificadosde la correspondienterectade regresión.El valor obtenLdosemultiplica por el factor

de dilución, en casode haberlorealizado,y se obtienela concentracióndc cadaácido en gIL de

mosto. Lasdilucionescon aguabidestiladasólo serealizancuandolascantidadesdeácidos

2

a

5

uN itt. IBM

1

$10 110 1014

MirUs


FiguraTV,- Espectrosde los ácidosorgánicospresentesen el mosto.

crrnxco

Y

22056 2¿OflO 26~flO 2OBflvn

Y TRRflWXCO

22050 240D0 26050 29000

vn

MALIOO

Y.

22050 24450 26050 28050vn

EUWLRICO

—--— _________

220W 24090 26090 2*096nwi

MetodologiaAnalitíca182

presentesen el mosto son muy elevadas,y esto sucedeen las fechas iniciales de muestreo,a

medidaqueavanzala maduraciónva a ir disminuyendoprogresivamenteesaacidez.

Estemétodoseha validadoa travésde los siguientesensayos:

a) Rectasde calibrado

Paradeterminarla linealidadde respuestay el rangodel métododeanálisisde los distintos

ácidos orgánicos, se utilizaron concentracioneS crecientes para cada uno de los distintos

componentesestándar,asíparael ácidotartáricoel intervalo de concentracionesestáentre 1-18

g/L, parael málicoentre1-23 gIL, y parael cítricoentre0,1-1,0g/L.

Se prepararonsolucionespatrónque contenianmezclasde los distintosácidosdc calidad

analítica,el D(+)tartárico (Merck>, DL-málico (Merck), y citrico (Merck) Estas solucionesse

usan para realizar las curvas de calibrado correspondientesa cada ácido, eligiendo

concentracionescrecientesdecadauno de ellos en función de lascantidadespresentesen el mosto

a lo largo detodoel procesode maduración,y teniendoen cuentael rangolineal dentrodcl que se

muevecadaácido. Una vez inyectadoslos patrones,se hicieron las curvasde calibradocon cada

uno deellos <FiguraV)

Las ecuacionesdelas rectasde regresiónobtenidasparalos distintosácidosson:

7y=7,347410 x+0,OIOO

Citricor=0.9982

7Tartaneoy~z5,8530.IW x—0,0944

r=0,9997

Málíco y 1,1300 xO,lr=0,9992

dondela y es la concentraciónde cadaácido expresadaen gIL y la x es el área del pico

cromatográfico.


FiguraV .- Rectasde calibradode los tresácidosorgánicos.

CITRICO

b=—0~ 0944¿-=0, 9997

b=—0,1180

a&?, 347410’.b=0,0100i-=0, 9982

0.8-

0.13-

0.4•

0.2~

1

1

1

1

1

TARTÁRICO

a=5, 8530•10~

2.9001

MALICO

1 a=1, 1300.106

r=0, 9992

EetOOfi


A travésde los coeficientesde correlaciónpróximos a la unidaden el caso de los tres

ácidos, así como los términos independientespróximos a cero, es posible comprobarque el

métodoes adecuadoparael análisisde ácidosorgánicosenmosto.

ti) Ensayode exactitud

Paraconocerla exactitudde este método se realizarontresadicionesde concentraciones

diferentescon los tres ácidos, inycctándosea continuaciónpara conocerla recuperacióndel

componenteañadido.

Las concentracionesde los tres ácidos procedende la mediade un triplicado y vienen

expresadasen giL.

Los porcentajesde recuperaciónobtenidosparacadaácidoorgánicofiguranen laTabla IV

Tabla IV.- Ensayode exactitudparael métodode análisisde los ácidosorgánicos.

Del conjunto de porcentajesde recuperaciónobtenidosse deduce que este método es

adecuadoparael análisisindividual de ácidosorgánicosen mostos.

C. Inicial C. Adicionada C. Final Reeuperaeión%

i~±DE C.V.

3,92 4,00 7,74+0 04 96,20±2,69 2,80%

Tartárico 3,79 6,00 9,82+004 98,90±1,51 1,50%

3,96 9,00 13,07±0,09 102,00±0,45 0,40%

3,62 4,00 7,53+004 97,60±2,10 2.20%

Mélico 3,56 6,00 9,62+004 9990+1,16 1,20%

3,70 9,00 12,89+013 103,00±0,85 0,80%

0,21 0,50 0,65+001 89,00±3,08 0,80%

Cítrico 0,2] 1,00 1,06+00] 84 90+020 0,20%

0,21 2,00 1,90+001 84,30±0,64 0,80%

c) Ensavodeprecisión

Parte Experimental

TablaV.- Ensayodeprecisióndelmétodode análisisde ácidosorgánicos.

Tabla VI.- Comparaciónde las metodologíasaplicadasal análisisde ácidosorgánicos.

Ensayo Tartárico Mático Cítrico

METODO A

1 3.10 3,39 0,37

2 2.99 3,38 0,36

3 2.98 3,19 0.37

4 3,04 3,45 0.39

5 3.16 3,44 0.37

y 3,06 3,37 0.37

DE 0,08 0,11 0.01

C.V. 2,50% 3,20% 2,60%

METODO U

1 2,89 3,44 0,34

2 2,74 3,28 0,35

3 2,86 3.10 0,37

4 2,84 3,284 0,36

5 3,00 3,26 0,36

y 2,86 3,27 0,36

DE 0,09 0,12 0,0I

C.V. 3.30% 3,70% 3,00

185


Es necesarioconocerla reproductibilidaddel métodoaplicado,es decir, la variabilidad de

la medidadeterminadaen diferentesdias. Se aplicapor triplicadoel método auna muestray se

repite el procesoduranteseis días diferentes,correspondiendocadaunode los datosobtenidosa

la mediade un triplicadoexpresadoeng/L. (Tabla V>.

Se han obtenido coeficientes de variación inferiores al 5% que indican la adecuada

precisión del métodoseleccionado.

d) Otros ensayos

Antes de elegir el métodode análisis se compruebanlos resultadoscon otra metodologia

paracompararlas concentracioneshalladas.El métodode comparaciónseleccionadoconsisteen

la extracciónde los ácidosdel mostodeigual modoqueen sereslizabael casode la extracciónde

los azúcares.Eseextractoa pH adecuadosepasaa travésdeun sep-paeKCl 8 paraeliminar los

polifenoles.fundamentalmenteantocianos,finalmentesepasapor un filtro Millipore de 0,45 ¡m

y se inyectan 10 4 en el cromatógrafo.

Todos los datos obtenidosparacada ácido correspondena la media de un triplicado y

vienenexpresadosengIL, repitiéndoseel métododurantecincodíasconsecutivos(TablaVI).

Los coeficientesde variaciónenel métodoE sonligeramentemayoresqueen el método

A.

3.2.7.- CATIONES MAYORITARIOS.

Las técnicas empleadas para medir los cationes en el mosto han sido la espectroscopia de

emisión atómica y de absorción atómica, que fundamentalmente consisten en la absorción de

radiacionesa determinadaslongitudesde ondaporpartede los átomosenestadofundamental.La

fluentede radiacionescaracteristicasdel elementoquedeseamosanalizar,seobtienemedianteuna

lámparaquecontieneun cátodode la mismanaturalezaqueel elementoque queremosmedir. A

estalámparase le suministrauna fbertecantidadde energíamedianteuna corrienteeléctrica, a

una diferenciade potenciale intensidaddeterminada.Esa energíaescapazde excitar el cátodo,

para llevar sus átomosal estadoexcitado,emitiendo radiacionescaracteristicasdel elementoa

medir.


El sistema para obtener los átomos en estado fundamental consiste en un nebulizador capaz

de llevar la muestra a un sistema de energía que va a romper los enlaces de las moléculas. Ese

sistema energético suele ser una llama obtenida por la combustión del acetileno y el aire. Una vez

que seobtienenlos átomosenestadofundamentalsehaceincidir las radiacionesde la lámparade

ese mismo tipo de elementopor lo que se consiguela excitaciónde los átomosal absorberla

radiación. La radiaciónque atraviesala llama pasaun monocromadorcon una capacidadde

resolución que permite aislar Ja radiación de interés, Juego es recogida por el detector y

procesadas por un sistema electrónico,

La diferencia entre el proceso de absorción atómica y el de emisión, es que en el primer

caso se mide la cantidad de luz transmitida al atravesar ésta un medio absorbente y en el segundo

la cantidad de energía emitida, En el caso de la espectroscopia de emisión no se utiliza lámpara

como fuente dc energía de excitación sino la propia llama que además lleva a los átomos al estado

fundamental, y la cantidad de luz emitida es proporcional al número de átomos en estado

excitado. En el caso de la técnica de absorción sc sabe que en función de la intensidad de la

radiaciónque llega al detectorsecuantificael elementopresenteen la muestray la absorciónde

la radiación obedece la ley de Lambert-Beer.

La técnica de absorción atómica ofrece unas ventajas como son la gran sencillez de

operación, los límites de detección inferiores a Las ppm y que presenta relativamente pocas

interferencias. Los inconvenientesson las posibles interferencias, el tener que analizar los

elementosde uno en uno, y el hecho de que las curvas de calibrado sólo son lineales en un

intervalo corto deconcentraciones.

Los elementosmás significativos en el mosto desdeel punto de vista cuantitativoson cl

potasio. calcio, magnesio, y sodio. Para su determinación se sigue el método oficial de análisis de

zumos de uva descrito en el B.O.E. 110 <7-Mayo-1988).

Se utilizó un espectrofotómetro de absorción atómica (Perkin-Elmer, mcd. 1100), que

puede ser usado tanto para absorción como para emisión atómica, en este último caso no se usa

lámparaporquela energíade excitaciónla proporcionauna llama fonnada por una mezclade

aire-acetileno(8,0-2,5L/min respectivamente).

La preparación de la muestra consistió en descongelar y centnfugar el mosto,

homogeneizar el sobrenadante, tomar una parte alicuota y diluiría en función de la concentración

del cation correspondiente, dependiendo esto del momento de la maduración que se trate, y del

intervalo lineal de cada uno de ellos. La muestra después de ser aspirada por el efecto venturi


llega a la llama y después de 0,3 segundos se hace la lectura a la A adecuada, el tiempo que

utiliza en la medidaesde 1 segundo, repitiéndose tres veces la lecturade la muestra,

En el casode la determinacióndel yotasio y del sodio la medidaserealiza por emisión

atómica previa adición de cloruro de litio, tanto a patrones como a muestras, para evitar las

interferenciaspor la ionizaciónparcial que puedensufrir los metalesalcalinos al utilizar una

llama de aire-acetileno. Esta llama tiene una energía suficiente como para provocar una

ionizaciónde esoselementosy por tanto van a existir menor cantidadde átomos en estado

fundamental con las consiguientes lecturas de absorbanciainferiores. Para eliminar esta

interferencia,se añadeun elementomás fácilmenteionizableo en una concentraciónmayor al

elemento a medir, para que se origine una mayor densidad electrónica que impida la ionización

del elementoalcalinode interés.

Las condicionesutilizadasen la cuantificacióndel potasioson: una A de lecturade 766.5

tun y un slit de 0,7 nm; mientras que en el caso del sodio: la A de lectura es de 588,7 nm y el slit

de 0.2 nm. Se hacen tres lecturas por muestra y el dato final es la media.

En el caso del £¡j~jo y del magnesiola determinaciónes por absorciónatómica. Para

evitar las interferenciasquímicasdebidoa la presenciade fosfitos en la muestraseañadeóxido

de lantanotanto a patronescomoa muestras.Esta interferenciaes debidaa la posibleformación

de compuestostermoestables(entrelos fosfatos presentesy el calcio o el magnesio)a la

temperatura de combustiónde la llama, interfiriendo así en la obtención de átomosen estado

fundamental.Las moléculasde fosfato cálcicoo magnésicoatraviesanla llama sin absorberla

radiación, pero el óxido de lantano añadido reacciona con el fosfato desplazando al calcio o

magnesio y originando un compuesto que ya si absorbe la radiación en la llama. Las

concentraciones aiiadidas suelen estar entre cl 0,1 y 1%; concentraciones superiores no suponen

ninguna ventaja desde el punto de vista de eliminación de interferencias:

(P04)2Ca3 + La203 —* PO4La + CaO

CaO—* Ca +02

Lascondicionesenlas queserealizó la medidaparala cuantificacióndel calciosongracias

a una lámpara de calcio de cátodo hueco (Perkin-Elmer) alimentada con una corriente continua de

LO mAque proporciona una energía suficiente <60-70), la A de lectura es de 422,7 nm. y el síU de

0,7 nm. En el caso del magnesiolas condicionesutilizadasson las mismasque en el casodel

uy


calcio salvo que la lámpara usada es de magnesio (Perkin-Elmer) alimentada con una corriente de

6 mA, y la A delecturaesde284,9 nm,

Los ensayos realizados para estos cationes son:

a) Rectasdecalibrado

Cadavezque se empezó una serie de muestras sc prepararon soluciones patrón de cada

elemento, con sus adecuadas curvas de calibración, siendo todas las curvas del mismo elemento

muy semejantes entre sí. Es necesario trabajar siempre en el intervalo de la linealidad de

concentración de cada elemento, y las muestras deben ser diluidas en el caso de superarla

máximaconcentración,peronuncaextrapolar.

En el casodel potasiosepreparansolucionespatróncon concentracionescrecientesde 1 a

5 ppm parael 1<, a partir de una soluciónmadrede cloruro de potasiode 1000 pprn (Perkin-

Elmer). y parael sodio a partir de una soluciónpatrónde sodio de 1000 ppm (Perkin-Elmer)se

preparansolucionesde 1 hasta3 ppmde Na. A cadauno de los patrones,tanto de sodio comode

potasio,seañadeunacantidadde clomrode litio tal que cadapatróntengaunaconcentraciónde

2 gIL de litio. Paralelamentesepreparaun blanco quees una soluciónde 2 gIL de litio en agua

bidestilada.Se miden las lecturas de los patronesdirectamenteen el espectrofotómetropor

emisión, y con esasmedidasseobtienenlas curvasrespectivasde calibrado<Figura VI).

Las ecuacionescorrespondientesa esas curvas de calibrado obtenidas a partir de

concentracionesconocidasy de las lecturasmedidasson:

y5~3J4O~ x— 0,2897

Potasio r=0,9915

y=3,6771’x—0,1228Sodio

r = 0,9927

dondelayes la concentracióndel potasioo del sodio expresadaen mg/L y la x es la lectura en el

espectrofotómetro.


FiguraVI.- Rectasde calibradode los cationesmedidospor emisión.

POTASIO

1

2..

1..

u.

Paralos dos casoslos coeficientesde correlaciónobtenidosde las rectasde regresiónson

muy próximos a la unidad,lo queponede relievequeel métodoesadecuado.

Esaecuaciónseaplica a cadauna de las lecturasde las muestrasobteniendoun datodc

concentracióny quesemultiplica por un factorde dilución, siendoen el casodel potasiode 500,

y en el del sodiode 10, así seconocela concentraciónde potasioy sodio enel mosto expresada

en g/L o mg/L respectivamente.

En el caso del calcio y del magnesio, los patrones que se preparan son de concentracioneS

crecientescomprendidasentre1 y 7 ppm para el calcio y entre 0.5 y 2,0 ppm para el magnesio.

preparadasapartir de unasoluciónmadrede 1000ppm de calcio o magnesio(Perkin-Elnier). A

a=5, 3340b=—o~ 2897z=0, 9915

socio

a=3, 6771~—0, 1228r=0, 9927

0.2 0.4


todos ellos se les añade la cantidad adecuada de óxido de lantano (Merck) para que la

concentración final sea de 0,5%. Paralelamente se prepara la solución blanco que contiene

únicamenteun 0.5%de lantanoen aguabidestilada,Se miden en el espectrofotómetro,obteniendo

unaslecturasde absorbancíaque permitenrepresentarlas distintascurvas de calibrado (Figura

VII).

Figura VII.- Curvas de calibrado de los cationes que se determinan por absorción atómica.

CALCIO

MAGNESIO

Las ecuaciones de las rectas obtenidas a partir de los datos de esas concentraciones y las

correspondienteslecturasson:

a=18, 4008bz0, 0627

r=0, 9992.

¡Li 0.2 (1.3 0.4

a=4, 9888b=—O, 0706r=0, 9939

MetodologíaAnalítica192

y= l8.4008.x—0,O627Calcio

r=0.9991

y = 4.9888x — &0706Magnesio r = 0,9939

donde la y es la concentracióndel calcio expresadaen mg/L y la x es la lectura en cl

espectrofotómetro.

Para los dos casos los coeficientes de correlación obtenidos de las rectas de regresión son

muy próximos a la unidad, lo que pone significa que el método es adecuado.

Esa ecuación se aplica a cada una de las lecturas de las muestras obteniendo un dato de

concentración y que sc multiplica por un factor de dilución, siendo 20 para el caso del calcio y

100 para el magnesio, y así se cuantifica la concentración dc esos cationes en el mosto

expresados en mg/L.

b) Ensayo de exactitud

Para que los datos obtenidos sean exactos es necesario además de una buena calibración

eliminar las posibles interferencias.Una manerade comprobar la existencia de interferencias es

añadir sobre la matriz de la muestra con la que se trabaja distintas concentraciones conocidas del

elementoa medir, de tal maneraque la diferenciade la lecturaentrela muestraadicionaday sin

adicionar sea igual a la concentración del elemento añadido.

Las concentraciones de sodio, calcio, magnesio y potasio proceden de la media de un

triplicado y vienen expresadas en mg/L (Tabla Vii).

Del conjunto de porcentajes de recuperación obtenidos se deduce que estos métodos son

adecuadosparael análisisdecationesenel mosto.

c) Ensayo de precisión

Se han realizado a partir de la misma muestra análisis por triplicado durante un periodo de


Tabla Vil,- Ensayo de exactitud para el método de análisis de los cationes mayoritarios.

C. Inicial C. Adicionada C, Final Recuperación0/o

Y±DE ~±DE CV.

1.17 1,00 2 21+0,03 103 7+4 16 4,00%

Potasio 1.17 2,00 324+0,05 103,2±2.84 2,80%

1,17 3,00 4 10+0,03 97,5±1,08 1.10%

0,54 0,50 110+0,04 112,9±2,73 2,40%

Sodio 0,54 0,80 133+0,06 98 9+1 02 1,00%

0,54 1,20 1 65+0,04 92,6±1,23 1.30%

1,28 1,00 230+0,11 102,3±2,08 2,00%

Calcio 1,28 2,00 3 32+0,04 102,0±5,00 4,90%

1.28 3,00 432+0,07 101 4+4 84 4,80%

0.39 0,50 086+0,01 94,7±1.16 1.20%

Magnesio 0,39 1,00 1 33+0,02 94,3±2,08 2,20%

0,39 1,50 1 86+0,02 980+1 30 1.30%

Tabla VIII.- Ensayo de precisión de los métodos de análisis de cationes en mostos.

Ensayo Potasio Sodio Calcio Magnesio

1 1,17 0,48 1,28 0,39

2 1,30 0,48 1,17 0,42

3 1,25 0,43 1,10 0,36

4 1,26 0,46 1,16 0,37

5 1,26 0,44 1,19 0,37

6 1,17 0,43 1,16 0,39

1,24 0,45 1,18 0,38

DE 0,04 0,02 0,04 0,01

C.V. 3,40% 5,10% 3,30% 3,90%

MetodologiaAnalítica

seis días consecutivos para cada uno de los elementos. Los resultados correspondientes a cada

cation están expresados en mg/L (Tabla VIII).

Se han obtenido coeficientesde variación inferiores al 5% excepto para el sodio, que

indicanunaadecuadaprecisióndel método.

d) Otrosensayos

Se ha realizadola detenninaciónde los cationes del mostopor la vía seca(método 13)

siguiendoel método oficial de análisis de zumos de uva descritoen el ROE. líO (7-Mayo-

1988), para contrastar los datoscon los obtenidos por el método aplicado en estetrabajo (método

A).

Tabla IX.-Cornparación de las metodologíasaplicadas al análisisdecationesen el mosto.

Ensayo Potasio Sodio Calcio Magnesio

METODO A

1 2,50 0,88 1,94 0,43

2 2,54 0,90 1,88 0,45

3 2,56 0,80 1.86 0.43

4 2,55 0,79 1,84 0.43

5 2,51 0,89 1.90 0,42

y 2,53 0,85 1,88 0,43

DE 0,03 0,05 0,04 0,01

CA’. 1,00% 6,20% 2,00% 2,50%

METODO B

1 2,08 091 2,04 0,44

2 2,07 0,97 2,14 0,45

3 1,91 1,13 2.07 0,42

4 1,89 0,98 2,16 0,43

5 1,91 1,02 2,10 0,4!

y 1,97 1,00 2,10 0,43

DE 0,09 0,08 0,05 0,02

CA’, 4,80% 8,20% 2,30% 3,70%

194


En el primercasosetratade eliminar las posiblesinterferenciasdebidasa la matriz de la

muestra,sin embargorequierehacer mayor númerode manipulacionesque pueden introducir

erroresmásaltos,

El método consiste en tomar un volumen exactamentemedido dc mosto bien

homogeneizadoque seva a evaporaren estufadeairecalienteparaeliminarla totalidaddel agua

hastaalcanzarunaconsistenciasiruposa.Se incineraen la muflaa 550 0C durante6 a E ¿¡oras.

hastaconseguircenizastotalmenteblancas.Mora se añaden2 mL de CII-! al 50% y 2 mL de

NO3)-! al 50% para su disolución, se flítra por un filtro de jarabe<Albea 240) a un matraz

aforado,completandocon aguabidestiladahastaun volumen fijado en fUnción del elementoa

medir, El blancoserealizó de la mismamanerasustituyendoel volumen de muestrapor agua

bidestilada.En el casodel sodio y el potasiose aliadióclorurode litio en una concentracióndc 2

gIL y parael calcio y el magnesioseañadióóxidode lantanoen unaproporcióndo un 0.5%. El

procesoserealizópor triplicadoparacadauno de los cationesdurantecinco díasconsecutivos.

Los datosportantoson la mediadeesetriplicadoexpresandolos cationesenmgIL (Tabla IX).

Los coeficientesde variaciónobtenidospor el método B para los distintos cationes son

superioresa los alcanzadosporel métodoA.

3.2,8,-FRACCIONPOLIFENOLICA.

A pesardela crecienteimportanciaen los métodosinstrumentales,la espectrofotometríasc

sigue usandofrecuentementepara la determinaciónde muchassustancias.Estos métodosson

fáciles de realizar, requieren un instrumental relativamente sencillo, y son suficicnwmente

sensiblespara ciertos compuestos.Las radiacionesvan a incidir sobre la materia y se vn a

producir una absorciónde la misma, esaabsorciónse va aemplearpara identificar sustancias

debidoa que las distintasinteraccionesson característicasde las distintasespeciesquímicas.

El espectrofotómetropermitehacerincidir los fotonesde una determinadafrecuenciaen cl

compuestoestudiado,y va a detectar y registrar si esos fotones han sido absorbidoso

transmitidos.La intensidadde absorcióna una determinad.aA dependede la naturalezade las

moléculasabsorbentes,dela concentraciónde las moléculas,y de la longitud de la trayectoriade

la radiación,y seexpresasegúnla ecuaciónde Lambert~-Beer:

A=s . c.l


dondeA es la absorbancia,s es el coeficientedeextinciónmolar, c es la concentraclánen moles

por litro, y 1 es la longitud de la trayectoriaen cm.

La transmitancia de la luz se relaciona con la absorbancia por la siguiente ecuación:

A=-logT

Estaley asumequela radiaciónincidenteesmonocromática,el espesores constantex’ cada

sustanciaabsorbentese comportade forma independienteal resto. Al representargráficamente

las absorbancias frente a las concentracionesdauna línea rectaquepasapor el origen ;‘ con una

pendientecuyo valor es s.l. sí aumentamosprogresivamentelas concentraciones llega un

momento en que deja de ser lineal y no se cumple la ley, por lo que las muestras muy

concentradasdebende serdiluidas pordebajodeeselímite. Debidoa la relaciónlogarítmicaentre

transmitanciay concentración,pequeñoserroresen la medidade la transmitanciasetraducenen

altoserroresrelativosen la concentracióncalculada,cuandolas transmitanciassonaltaso bajas.

Poresose debeajustarla concentraciónde la muestracon diluciones paraque la absorbancia

esté comprendidaentre0,2 y 0,7. En los modernosespectrofotómetrosno existen errores tan

grandesdebido a la mejora en los sistemaselectrónicospara obtener adecuadasrelaciones

señal/mido.

Después de una reacción química los elementos se determinan midiendo la absorción

selectivade luz por los productosresultantesde la reacción.Las reaccionesquímicasserealizan

con reactivos redox o agentes coniplejantes,que son fundamentaim9nteorgánicos. Esos

compuestosformadossepuedenextraeren disolventesorgánicosaumentandoasí la selectividady

la sensibilidad, la selectividad se puedeaumentaroptimizando el valor de pH o añadiendo

sustanciascomplejantesqueenmascaranlas interferencias.La determinacióncuantitativasebasa

enla reacciónde Lambert-Beer.

3.2,8.1.-Polifenolestotales

Segúnla bibliograflarevisadala metodologíamás utilizado en el análisisde mostoses la

descritapor Singletony Rossi(1965),utiLizandola técnicade absorciónenel ultravioleta-visible.

El método para los polifenolesse basaen la reacciónde color con el reactivo de Folin

Ciocalteu,cuya absorbanciasemide a 765 ¡ini. En este análisis,el reactivode Folin-Ciocalteil

(mezclade ácidos fosfotúngsticoy fosfomolíbdicO) se reduceal ponerseen contactocon los

compuestospolifenólicos,desarrollándoseuna coloraciónazul (mezclade óxidosde tungstenoy


dc molibdeno que tienen dicho color), cuya intensidad será directamenteproporcionala la

cantidadde compuestospolifenólicos presentesen la muestra.Como todadeterminacióngeneral

estareaccióntiene el inconvenientede englobaraquellassustanciasfácilmenteoxidablescomo es

el caso de los azúcares, siendo mássusceptiblela fructosaquela glucosadebidoa la fonnacíón

de endioles en medio alcalino. Se ha realizado la determinación de esa posible interferencia de los

azúcares en el mosto analizado (Tabla XII)

Se utilizó un espeetrofotómetro (Perkm-Elmer, mod 550-SE), cuyo intervalo de longitudes

de onda está comprendido desde 195 nm hasta 750 nm.

El método consiste en tomar 1 tnL del mosto y añadirlo en un matraz aforado dc 100 mL

A continuación se añaden 60 mLdc agua destilada, se agima y se adicionan 5 mL del reactivo de

Folin-Ciocalteu(Carlo-Erba),mezclandobien el conjunto Despuésdc 30 segundosy antesde 8

minutos se añaden 15 mL de carbonato sódico anhidro (Panreac) al 20%. se mezcla todo y

finalmente se enrasa el matraz con agua destilada. La disolución se deja en reposo durante 2

horas a unos 240C, para que se estahilice y desarrolle la coloración, La intensidad del color se

mide a 765 nm, en cubetas de cuarzo de lO mmde paso óptico, y frente a un blanco que se

prepara igual que las muestras, pero con 1 mLde agua destilada.

Otro modo de determinar los polifenoles totales es midiendo la absorbancia del mosto a 280

nm. Esta absorción en el ultravioleta es principalmente debida a los ciclos bencénícos. y nos da

una aproximación de ¡os compuestos fenólicos. La medida se hace en cubetas de cuarzo de lO

mmde paso óptico frente al agua destilada. Existe una relación entre esta determinación y el

indicede Folin-Ciocalteu:

= 1.2 Y 1,3FC

3.2.8.2.- Antocianostotales.

Se sigue el método general estandarizado por Ribéreau-Gayon y Stonestreet (¡965). El

fundamento se basa en la diferente absorciónde los pigmentos presentes,medida en un

espectrofotómetro de ultravioleta-visible.

El procesoconsisteen provocarun descensodel pH del mosto (j,FhO,5-O,8),paraasegurar

que las moléculas de antocianos estén bajo la forma de ion flavilio (color rojo>. La intensidad de

MetodologíaAnalitica198

colorproducidasedeterminaa ¡maX de 520 nm, longitud de ondade máximaabsortividadmolar

de la malvidina.3.glucósidOqueesel pigmentomayoritarioen las uvasde Vais vms/eraL.

La modificación de la intensidad colorante entre dos valores de pH. es proporcional a la

concentración de pigmentos. Estos cambios de color y por tanto de las absorbancias. van a

afectarde forma acusadaa los pigmentos sin polimerizar. mientrasquesólo ligeramentea los

polimerizados.

El métodoconsisteen añadiracadauno de los dos tubosdeensayo1 mL de mostoy 1 mL

de ¡ma solución al 0,1%de CIH en etanol del 95%. En estemomentose añadea uno dc los dos

tubos 10 mL deCIH al 2% y al otro 10 ¡nL de solucióntampónfosfato/citratocon un pH de 3.5.

La lectura de la absorbancia se realiza en un espectrofotómetro (Perkin-Elmer. mod. 550-SE). a

520ma frentea un blanco,queenestecasoesagua,utilizando cubetasde cuarzode 10 mm de

paso óptico. Se calcula la diferencia de absorbanciasde las disoluciones de distinto pH.

correspondientesa los dostubos.

Todas las lecturas de absorbanciadebenhacersedentro de la bara de la adición de

reactivos,yaquesino seoxida la materiacolorante.

3.2.8.3.-Taninoscondensadostotales.

El métodoque sesiguió es el recomendadopor Ribéreau-Gayony Stonestreet(1966)para

los taninos procedentesde los leucoantocianoscondensados.Ellos utilizaron, ademásde ésta.

otrastécnicasdiferentesqueno dieronmejoresresultados.

El fundamento de este método consiste en utilizar la propiedad que poseenestos

compuestosdetransformarseen antocianospor calentamientoen medio ácido.La reacciónno es

total y el rendimientono es muy elevadodependiendode la técnica,que debeser rigurosamente

fijada, si bien es suficientepararealizarunamedida global de estoscompuestos.El rendimiento

de la transformaciónes mejoren medioalcohólicoqueacuoso,pero la reproductibilidadno es tan

buena.Se puedenproducirreaccionesde condensaciónacentuadaque conducena productosde

colormarrón-negroinsolubles,los flobafenos.

La dosificacióncolorimétricaserealizasobrelos antocianosformadas,teniendoen cuenta

queseadmiteenunaprimera aproximación,quelos queya existían(en el casode las variedades

tintas), no vana variarmuchoduranteel procesode calentamiento.


El métodoconsisteen añadira cadauno de los dos tubosde ensayoutilizados4 mL de Ja

misma muestradel mosto, previamentediluido sí es necesario(en nuestracaso las muestrasde

mostosediluyen ¡:10). A cadauno dc ellos seañade2 mL de aguadestiladay 6 mL de Cli-! al

35%. Uno de los dos tubos se calienta al baño maria a 1000C bajo refrigerantedurante 15

minutos, a continuaciónse dejaenfriar 10 minutosen una corrientede aguaen la oscuridad.Se

añadeen los dos tubos, correspondientesa la misma muestrade mosto, 1 mL de etanol que

intensificay estabilizala coloración.

Ahora semide la densidadóptica de los dastubos en un espectrofotómetro(Perkin-Elmcr,

mod. 550-SE)a 550 nm, en cubetasde cuarzode lO mm de pasoóptico. frente al aguacomo

blancode referencia.La diferenciade absorbanciade los dos tubos correspondea los ¿mtocianos

formadosduranteel calentamiento.Esadiferenciade absorbanciasecomparacon la de unacurva

patrón,obteniendola concentraciónde taninosdel mosto.

Los ensayosrealizadospara validar los métodosespectrofotométricosque se acabande

describirson los siguientes:

a) Rectasdc calibrado

Paraconocerla linealidadde estosmétodosy el rangode concentracionesdentrode las que

sepuedenrealizarla medidadelas muestrasseconstruyenlas siguientescurvasde calibrado:

*Polifenoles totales. Se preparan soluciones patrón de ácido gálico (Merck> en

concentracionesfinales que están comprendidasentre 50 y 500 mg/L, comprobandoque se

cumpla la ley de Lambert-Bceren eseintervalo escogido.A travésde los datos obtenidosde

absorbanciasy concentracionesserepresentalas curvasde calibrado(FiguraVIII).

Cadavez que se inicia una serie de análisisde muestrasen dias distintosse realizaeste

proceso.es decir sepreparansolucionespatrón recientes.La ecuaciónde la recta de regresión

quedadefinidapor la siguienteecuación:

y = 875,8035~x — 1,4744

r=0,9997Polifenolestotales

200 MetodologíaAnalluca

dondelay esla concentraciónde los polifenolestotalesexpresadosen mgfL de ácidogálico y la x

es la lecturaenel espectrofotómetrode ultravioleta-visible.

Esa ecuaciónse aplicaa cada una de las lecturas de las muestrasobteniendoun dato de

concentracióny quesemultiplica por el factorde dilución, en casode haberlorealizado.y así la

concentraciónde polífenolestotalesquedaexpresadaen mg/L de mosto.

*Alltocimos totales. La curva de calibradose realizó usandocomo patrón el cloruro de

malvidin-3-O-glucósido (Sarsynthesé). Se preparan soluciones patrón de concentraciones

comprendidasentre25 y 300 mg/L en unasolución de CIH al 0,1%en etanol de 95%. A cada

unasele aplicó el métodoanterior,con la diferenciade queen vez deañadir 1 mL de soluciónal

0,1%de CIH en etanoldel 95%, seañadió 1 mL deunasoluciónde ácidotartáricoal 0.5%(p/v)

en etanol al 10%, consiguiendoun pH de 3,2 de esasolución, Todos los patronesseIcen a 52<)

nm frenteal agua.La curvade calibradoquedarepresentadaen la FiguraViii.

La ecuaciónquedefinela curvaanteriorvieneexpresadacomo:

y = 259.0395 x + 0,3545Antocianostotales

r = 0,9986

dondey esla concentraciónde antocianostotalesen la muestrade mosto,expresadocomo mg de

cloruro de malvidin-3-O-glucósidopor 1000mL de mosto, y x es la diferenciade absorbancias

medidasen el espectrafotómetrodeultravioleta-visible.

Esa ecuaciónse aplica a cadauna de las lecturas de las muestrasobteniendoun datode

concentracióny que se multiplica por el factorde dilución, en casode haberlorealizado,y se

obtienela concentraciónde antocianostotalesexpresadaen mg/L de mosto.tTa¡~frios totales. La curva de calibrado se realizó a partir de solucionespatrón de

catequina(Sigma) preparadasen concentracionescrecientescomprendidasentre 0,1 y 0,8 g/L.

De cadaunade esassolucionespatrónsetomaron en sendostubos, 4 mL y se continuó con el

métododescritoanteriormente.Sc obtieneasí unacurvade calibradoen la que serepresentanlas

diferenciasde absorbanciafrentea lasconcentraciones(FiguraVIII).

La ecuaciónde estarectaderegresiónvienedefinidapor:

201ParteExperimental

FiguraVIII.- Curvasde calibradode los compuestospolifenólicosen el mosto.

POLIFENOLESTOTALES

30’

25’

200~

150-

100-

0.0~

0.t¡

1

a=875, 8035b=—1, 4’744

1-=0, 9997

0.4 0.5

ANTOCIANOSTOTALES

a=259, 0395±2=0,3545r=O, 9986

0.2

TANINOSTOTALES

0.01

a=0, 0506

j~0, 0054-‘=0,9947

0.2 lA


y = 0,0506x+ 0,0054Taninos totales

r = 0,9947

dondey es la concentraciónde taninostotalesen la muestrade mosto,expresadocomo mg de

catequina por 1000 mL de mosto, y x es la diferencia de absorbanciasmedidas en el

espectrofotómetrode ultravioleta-visibleentrelos dostubos.

Esa ecuaciónse aplica a cadauna de las lecturas de las muestrasobteniendoun dato de

concentracióny que se multiplica por el factorde dilución, en casode haberlorealizado,y se

obtienela concentracióndetaninostotalesexpresadoenmg/L demosto.

b) Ensayode exactitud

La validacióndel ensayode exactitudpara estosmétodosfigura en la TablaX, y se ha

realizadode la siguienteforma

*Polifenoles totales. Se calculanlos porcentajesde recuperaciónobtenidosdespuésde la

adición de concentracionescrecientesde ácidogálico (mgIL) a la muestrade mosto, y el datoes

¡a mediade aplicartresvecesel métododeanálisis,

*Ajitocianos totales. Paraconocerla exactitudde estemétodose ha realizadounaadición

de malvidina en distintas concentraciones(nig/L) a la muestrade mosto y correspondena la

mediade un triplicado.

*Taninostotales. En estecasono seha utilizado la catequinacomosustanciaaadicionar,

sino que se han añadido concentraciones crecientes del propio mosto, si bien las concentraciones

de los taninos totales vienen expresadas en mg/L de catequina en el mosto,

El porcentaje de recuperación en estos métodos se encuentra dentro de unos límites

aceptables, próximos al 100%, siendo ligeramente inferiores en el métodos de los taninos totales.

e) Ensayodeprecisión

El estudio de la variabilidad de estas metodologías se recogen en la Tabla XI, y se han

realizadoasi:

Parte Expcrimental 203

Tabla X .- Ensayode exactitud de los métodosde análisis de la fracción polifenólicaen losmostos.

C. Inic¡al C. Adicionada C. Final Recuperae¡6n/o

Y±DE ¡±DE CXV.

116,43 60.00 177,68±1.76 102,09±3.23 3.20%

Polifenoles 116,43 ¡00,00 220,40±3,0l 103,97±3.47 3.30%

totales 116.43 150,00 278,49±2.41 108,04±2.43 2.30%

4.80 4,79 l0.07±0,l8 109.89±3.59 3.30%

Antoc¡anos 4,80 9,59 13.70+0 18 92,71±1.79 1.90%

totales 4.80 14.75 20.30±1.10 101,67±2.74 2.70%

0,12 0,12 0,24±0,01 88,90±2,39 2,70%

Taninos 0,12 0,25 0,35±0,01 90,90±3.05

totales 0,12 0,37 0,48±0,01 94,70±3,49 3.70%

Tabla Xl.- Ensayomostos

dc exactitud de los métodos de análisis dc la fracción polifenólíca en los

Ensayo Polifenoles totales Antocianos totales Taninos totales

116.43 9.59 0.16

2 104.95 9.59 0.15

3 ll0,53 9.59 0,15

4 105.70 9,94 0,16

5 ¡16.27 9,16 0,16

6 109,6$ 0.16

y 110,59 9,58 0,16

DE 4.96 0,28 0,00

C.V. 4,50% 2,90% 1,50%


*polifenoles totales. Se procede a aplicar sobre ¡a misma muestra de mosto el análisis de

los polifenoles totales por triplicado durante seis días. Los datos se expresan en nigfL de ácido

gálico.

*Antocianos totales. Se ha realizado este método por triplicado durante cinco dias

diferentes. Los resultados han sido expresados en mgfL de antocianos totales.

*Taninos totales. Se ha realizado la medida de los taninos totales por triplicado durante

cinco días consecutivos. Las valores se expresan en mg/L de catequina.

El ensayode precisiónpermite comprobarque la variabilidadde estosmétodoses escasa.

comosededucedelos coeficientesdevariacióninferioresal 5%.

d) Ensayode interferencia

TablaXli.- Ensayodeinterferenciadelos azúcaresen el métodode los polifenolestotales.

Glucosa DO-765 Fructosa DO-765

5 0,003 5 0,004

20 0,004 20 0,006

40 0,006 40 0,010

80 0,008 80 0,020

120 0.010 120 0,023

Se puedecomprobarque senecesitancantidadesmuy elevadasde glucosay fructosapara

que las absorbanciasseanligeramenteapreciables,si bien estosvaloresno son significativos en

cuantoa la interferenciaen la valoración global de los polifenoles totales, por lo tanto este

métodoesadecuadoparaestadetemiinacióngeneral.

3.2.9.-PROLINA.

Es el aminoácidopresenteenmayorcantidaden casitodos los mostosy/o jugos de uva. El

flindantentodel métodoseguido(Ough, 1969),consisteen la formaciónde un derivadocoloreado

al reaccionarel aminoácidocon la ninhidrina en medio ácido, posteriormentese mide a la

longitud de onda de máximaabsorción,en un espeetrofotómetrode ultravioleta-visible(Perkin-


Elnier, mod. 550-SE).La pérdidade color es de aproximadamenteun 2% por hora, así que se

debeleerantesdeesetiempo.

La reacciónen presenciade ninhidrina es característicade los gruposa-amino En la

calefacciónde un a-aminoácidocon dos equivalentesde ninhidrina se obtiene un producto

intensamentecoloreado.El formaldehidoen excesosecombanafácilmentecon los gruposamino

libres dc los aminoácidos,originandometil derivados.No esunareacciónexclusivade la prolína.

sin embargoal ser ésteun aminoácidomayoritario en el mosto su cuantificaciónse ve poco

afectadapor el restode los aminoácidosy la reacciónsepuedeconsideraren estecasoespecífica

parasu determínacion.

El métodoconsisteen tomar 0,5 mL dc muestrade mostodiluida o no y añadirlaen un

tubo de ensayocon tapón de rosca. En nuestrasmuestraslas dilucionesusadasson distintas

segúnel momentode maduración<1:10. 1:20. y 1:25). teniendoen cuentaque el valor dc prolína

va aumentandoprogresivamentetambién lo hace la dilución. Se adicionan0.25 mL de ácido

fórmico (Carlo Erba)y 1 mL de la disoluciónde ninhidrina (Panreac)al 3%en eter monometil-

etilenglicol (o metil Cellosolve. de Merck), obteniendoel conjuntoun color amarillo Se mezcla

bien el contenidode los tubos,y sesumergenen un bailo de aguahirviendoexactamentedurante

15 minutos. Despuésde estetiempo, los tubossecolocanen otro bañotermostatizadoa 200C y se

les añadeSmL de una mezclade isopropanol:agua(1:1), Se agítael contenidode los tubos~ se

transfieredirectamentea cubetasdecuarzode lO mm depasode óptico, la absorbanciasemidea

517 nm ftente a un blancoque se preparacon aguaen vez de muestra,siguiendo los mismos

pasos.

Los ensayospracticadosson:

a) Rectasde calibrado

Se preparanpatronesde concentracionescrecientescomprendidasentre O y 60 ppm. que

comprendanun límite menoral inferior y mayoral superiora las concentracionessupuestamente

presentesen la muestra.Se obtienen las lecturas en el espectrofotómetroque nos permiten

conocerla lincalidad del métodoy el intervalode concentracionesen el que nospodemosmover

paraaplicardirectamentea las muestras.


La curva de calibrado se hace a partir de soluciones patrón de prolina (Merck). A partir de

las absorbancias correspondientes a dichas concentraciones se representa la siguiente curva

(Figura IX).

Figura IX.- Curva de calibrado para la prolina en el mosto.

PROLINA

1

La ecuación de la recta aplicada al análisis de las muestras es:

y = 65,6022-x — 0,1670Prolina r = 0.9996

dondey es la concentración de prolina en la muestra de mosto, expresado como mg por ¡000 mL

de mosto. y x es la absorbanciaa esa longitud de onda medida en el espectrofotómetro de

ultravioleta-visible.

Esaecuaciónse aplica a cadaunade las lecturasde las muestrasobteniendoun dato de

concentración y que se multiplica por el factor de dilución, en casode haberlo realizado,y se

obtiene la concentración de prolina expresada en mg/L de mosto.

0.1 0.2

m=65, 6022b=—0, 1670¿-=0,9996

0,6 0.7

b) Ensayo de exactitud

Parte Exoeriníeníal 201

Para conocer la exactitud del método se añaden concentraciones crecientes y conocidasde

prolina al mosto midiendo las lecturas tanto de las muestras como dc las que están adjcionadas.

Las concentraciones de la prolina proceden de la medía de un triplicado y vienen

expresadasen mg/L de mosto(TablaXIII).

El porcentajede recuperaciónen este método se encuentradentro de unos límites

aceptables. próximos al 100%.

Tabla XIII.- Ensayo de exactitud del método de análisis de la prolina en el mosto.

TablaXIV.- Ensayode precisiónparael métodode análisisde la prolina.

C. Inicial C. Adicionada C. Final Recuperacíón%

Y±DE lUDE C.V.

¡6,20 5,00 21,11±6,78 98,27±3,58 3,60%

Prolina 16,20 10,00 26,26±0,54 100,60±1,93 1.90%

16,20 15,00 31.67±0.47 103,10±3,54 3.40%

Ensayo Pralina

14,27

2 15,55

3 16,03

4 15,23

5 15,74

6 14,22

7 15,17

DE 0,76

CM. 5,00%

208 MetodologíaAnaiitica

e) Ensayode vrecisión

Se ha realizado un triplicado del análisis de la prolina en el mosto durante seis dias

consecutivos para conocer la reproductibilidad del método, Los datos medios se expresan en

mg/L de mosto, y figuran en la Tabla XIV.

El ensayo de precisión permite comprobar que la variabilidad de estos métodos es escasa.

comosededucede los coeficientesdevariacióninferioresal 5%.

3.3.- DETERMINACIONESANALíTICAS EN EL HOLLEJO

.

En el extractode los hollejos serealizaronvanasdeterminaciones,y paraello es necesario

unapreviapreparaciónde la muestra.Despuésde recogerun númeropreviamentedeterminadode

bayas se pesarony pelaron,separandolos hollejos de la pulpa. a continuaciónse congelaron

inmediatamentea -200C paraposterioresanálisis. Los hollejos también se pesaron en frescopara

poder expresar los datos en función de los gramos de bayas o de la superficie del hollejo.

3,3.1.- PREPARACIONDELEXTRACTO.

Se partede un pesode hollejos exactamente conocido y se introducen en un recipiente

cerrado con 50 mL de disolvente extractante,metanol acidulado <metanol:CII-D. en una

determinadaproporción(95:5). Se dejanlos recipientescon los hollejos en maceracióndentro de

un arcón congelador a -200C en atmósfera inerte, y en la oscuridad, durante 24 horas. A

continuación se decanta el extracto y se vuelve a realizar la adición del nietanol acidulado4 éste

proceso se repite tantas veces coma sea necesario hasta la extracción total del color de los

hollejos. Para conseguir la máxima extracción el último residuo de hollejos se trata con la

solución extractante durante 4 minutos en el ultrasonido. Finalmente los extractos obtenidos se

reúnen y se filtran a través de una placa filtrante A4. con un tamaño de poro de ¡00 gm.

lavándose el residuo final con otros 50 mL de metanol ácido. Todos los extractos que se van

obteniendo se conservan en el congelador a la misma temperatura.

En nuestro caso se han realizado de 4 a 6 extracciones según el momento de toma de

muestra debido a la mayor o menor cantidad de pigmentos en los hollejos.


En el extractofinal se procedea unaconcentraciónhastaun volumenun pocomenorde 50

mL medianteuna evaporacióna vacíoen rotavapor,en un baño a una temperaturainferior a

350C. Esteconcentradosetransvasaa un matrazaforadade 50 mL y seenrasacon el mismo

metanolacidulado.

Sobre ese extracto final concentradoes donde se van a realizar todas las demás

determinaciones.

3.3.2.-ANTOCIANOS INDIVIDUALES.

Los antocianosindividuales se han analizadopor HPLC y para la detecciónse han

aprovechadosus propiedadesespectrofatométricasutilizando un detector de diodo array. El

métodoseguidoen su determinaciónha sido descritoporHebreroy col. (1988),

El análisis de estos compuestosse realizainmediatamentedespuésde su obtención,es

decir,sólo sedescongelanlos hollejos quesepuedananalizara] realizarla extracción.

De eseextractoanterior,setomauna partealícuotaqueva aestaren función del momento

de toma de la muestra.Ese volumenexactamentemedido,se evaporaa sequedad,en las mismas

condicionescitadasanterionuente,y scadicionaunacantidadconocidade “vino sintético quees

una soluciónde tartárico0,5%(p/v), en unadisolución etanálicaal 10%,ajustandoel pH a 3,2

(OJenes,1984>. La disolución en esa.mezclaacuosa,en vez de alcohólica,favoreceuna mejor

resolucióndc los picos,

Se pasapor un filtro de 0,45 pm de taniafio de poro y 13 mm de diametro <Millex-HV13,

Millipore) y seinyectan50 ML en el cromatógrafa.

Las condicionescromatográficasutilizadashan sido:

-Dos bombasquepennitenrealizarunaeluciónengradiente(Waters,mcd, 510).

-Inyectorde ioop variable(Waters,mcd. 717).

-Precoluninadel mismorellenoal de la columnautilizada(Waters,Guard~PakTMInserts).

-ColumnaLlBondapakC18 de 300 x 3,9mm, y de 10 ~imde tamaiiodepanículade forma

irregular (Waters).

-Hornoquemantienela temperaturade trabajofijadaparala columna{Waters).

-Detectorfotodiodo array, que permitela utilización simultáneade varias longitudesde

ondaparaidentificary cuantificar(Waters,mcd. 996).


El procesode separaciónconsisteen unaeluciónen gradientecon una fasemóvil que está

compuestade una mezclade dos disolventes,cadauno de los cualesse filtra a través de una

placa de 0,45 .tni y se desgasificacon helio antesde su utilización. El solvente“A” es una

soluciónal 4.5% de ácido fórmico en aguabidestiladay el solvente“E” es acetonitrilo puro,

siendotodos los reactivosde calidadparaHPLC. El flujo de la fasemóvil es dc 1.5 mL/mm

durantetodo el análisis.

El gradienteseinicia con un 10%del solvente“8” quepasaráa un 20%en 20 minutos,y

a un 25%en 10 minutosmás,finalmentevuelve a las condicionesinicialesde 10% de “8’ en un

tiempodc 5 minutos. Es necesariodejar a la columnaun tiempo de estabilizaciónpara que se

repitala pinchadaenlas mismascondiciones.

Debidoa que la columnasesometea unascondicionestanextremasdepH (el solvente“A”

formadoporácido fórmico al 4,5%suponeun pH entre1,7-1,8),puedenproducírserupturasdc

las uniones de la fase estacionaria(Si-O), por eso es necesarioun lavadomuy meticuloso y

prolongado al final de cada procesode trabajo. Ese lavado se realiza con una solución de

acetonitriloal 60%en aguabidestilada.

La columnasemantienea unos300C paraproporcionarunamayorestabilidady que no le

afectenlas condicionesexternasde temperatura.

La identificaciónde los pigmentosseha realizadopor sus característicasespectroscópicas

(1-lebreroy col., 1988),y bibliográficamenteen función de las característicasde polaridadde las

moléculas, quedando así condicionadasu elución en fúnción de la estructura molecular

(Gonzalez-SanJoséy col., 1988),y confirmándoloconunospatronessintetizados.

En la columna de fase reversaseleccionada,el orden de eluciánde los cinco pigmentos

antocianicosidentificadosha sido: Delfinidina, Cianidina, Petunidina,Peonídinay Malvidina.

Despuésde esoscincomonoglucósidoslos compuestossonésteresde los monoglucósidos(Figura

x).Paraconocerla purezade cadapico se realizaronsimultáneamentemedidasa 520 nm y

313 nm, obteniéndoserelacionesconstantes,asícomo los espectrosde cadaantociano(Figura

Xl) envariospuntosdel picocromatográficoy comparándoloscon los de la bibliografia(Hebrero

y col. 1988).

La cuantificaciónseva a hacersiguiendoel métodode calibraciónporpatrónexternoy por

medida de las áreasde cada pico. Al no disponer de patronescomercialespara todos los

pigmentosantocianicosprincipalesdc las uvasde Vías vínifera, los resultadoscuantitativosde

211ParteExperimental

los cincoantocianossevan a referiral cloruro demalvidina-3-O-glucósido,que esel mayoritario

y del que si se disponecomercialmente,aunquelo ideal seria conocerel factor de respuesta

individual paraaplicarloa cadaunodeellos.

020

D

ojo

ano

Minuta

Figura X .- Cromatogramade un extractode hollejos de bayasde la variedadTempranillo:l=delfmidina, 2=cianidina,3=petunidina,4=peonidina,5=malvidina,6-1 l=ésteres.

Los ensayosrealizadosson:

a)Rectasde calibrado

Sepreparansolucionespatróndeconcentracionesconocidasparaconocerla linealidady el

rangode concentracionesen el que sedebetrabajar.Se analizanlasmuestrasdirectamenteo bien

diluidas.

En nuestrocasola calibraciónserealizaapartirde un patrónde cloruro denulvidina-3-O-

glucósido(Extrasynthese)de 500 mg/L, enrasandocon Clii al 0,1%en etanol. A partir de esta

soluciónseprepararonpatronesdeconcentracionescrecientescomprendidasentre10 y 350mg,/L

con el mismodisolvente,utilizando9 puntosde calibración.Se inyectaronenel cromatógrafo

5

1

E

lODO 15E

II

.7 9

25 DO flM


FiguraXL- Espectrosde los cincoantocianos.

/ “

/,1

250W 5MW 35600 ¿MM *36to SL~S0 floto‘a

CIANIOnA/

2xxA

/~

k — ..

25400 30008 35000 ¿0008 45040 50008 55006a

Pnrti¡<ID IRA

254*0 50008 35090 ¿0600 45000 50000 55030‘a

EEOtflDIkA

.x’1

./

¿ti, lunxlxc’a’ ,/\

Y. SNr~ ~

=30W 2000 350.N ZOOM ¿SOS 30008 35008r’t

wunxnx~ 5fl3~rv~

2C9r.~. ,1

N —9-

VA - Y.V.i

flCM 50600 356*0 4*000 ¿5004 340W 550*0

ParteE xperimental 213

obteniéndoseunospicos con unasáreasparacadaunade las concentracionescuyarepresentación

gráficavienedefinida en la FiguraXII.

La ecuacióndela rectade calibradoes:

Malvidma y=1,8886-lW5x—2,1616r=O,9995

dondey esla concentracióndelos distintosantocianos(en funciónde] clorurode malvidina-3-O-

glucósido)y la x sonlasáreashalladaspor la integraciónde los distintospicos.

Esa ecuaciónse aplicaa cadauna de las lecturasdc las muestras,obteniendoun dato de

concentracióny expresadoen mg de cloruro de malvidina-3-O-glucósidopor 1000 mL del

extractoquesemultiplica porel factorde dilución, encasodc haberlorealizado,

FiguraXli,- Rectadecalibradopara¡a malvidina

MALVIDINA

350

300

250

200

150

100

50

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Paraconocerla exactituddel método seañadencantidadesconocidasde malvidinaen uno

de los extractosy despuésde aplicarel método se inyectaen el cromatógrafo,conociendoasí la

214 Metodología Analitica

concentracióndel extractoy dcl queestáadicionado.Los porcentajesde recuperacióncalculados

screcogenen la TablaXV.

Las concentracionesdela malvidinavienenexpresadasen mgfL del extractoy sonla media

detriplicados.El porcentajede recuperaciónen estemétodose encuentradentrodc unoslimites

aceptables,próximosal 100%.

Tabla XV- Ensayode exactituddel método dehollejos de las uvas.

análisisde la malvidina en el extracto de los

e) Ensayode precisión

Se realiza el análisis de la malvidina por triplicado durantecinco daspara conocerla

variabilidaddel método.Esosdatosprocedende la media del triplicado y seexpresaen mg/L de

malvidinaen el extracto.Los datosfiguran en la TablaXVI.

C. Inicial C. Adicionada C. Final Recuperac¡ón%

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TablaXX’].- Ensayo de precisión para el análisis de malvidina en el hollejo de las uvas.


El ensayode precisiónpermite comprobarque la variabilidadde estosmétodosesescasa,

comosededucede los coeficientesde variacióninferioresal 5%.

3.3.3.-FRACCION POLIFENOLICA Y CARACTERISTICASCROMATICAS.

En el hollejo se vanarealizarunaseriededeterminacionesqueya hansido descritasen la

parte experimentalde esta memoria como son: POLIFENOLES TOTALES (apart. 3.2.&),

ANTOCIANOS TOTALES (apart. 3.2.9), y TANINOS TOTALES (aparÉ 3.2.10) Los

métodosseguidosparala determinaciónson los mismos indicadosparael casode los mostos.En

estecasosetoma del extractode hollejo obtenido 1 ¡nL y se diluye hasta10 mL con agua.Los

resultadossevan a expresaren todoslos casosenmg/lOOg bayas,por lo que el datoobtenidode

aplicarsu correspondienterectadc calibradosemultiplicaporun factor (SOIP) dondeP esel peso

de las bayasusadasparaobtenerlos hollejos. Sin embargola expresiónparacadadeterminación

esdistinta:

-Antocianostotales:Se expresancomomg de cloruro demalvidina-3-O-glucósidopor 100

g debayas.

-Taninostotales:Seexpresancomomg decatequinapor 100 g de bayas.

-Polifenolestotales:Seexpresacomomg deácidogálico por 100g de bayas.

Finalmentelas medidasde las densidadesópticasa dos longitudesde onda (D420 y ~52o)

descritasanteriormente(apart. 3.2.4), proprocionanel valor de la intensidad y la tonalidad

colorante. El color rojo procedede los antocianosy e] color amarillo-castañode los taninos.

Debido al caráctercoloidal de la materia colorante no se puede diluir al realizar dicha

determinación,por Jo quese debeelegir unacubetade unalongitud de pasoóptico adecuada,si

biense debemultiplicar finalmentepor un valor quenos indique todaslas absorbanciascomosi

sehubiesenleido en cubetasde 10 mm. No existe una correlacióndirectaentrela cantidadde

pigmentosy el color, yaque intervienenotros factoresfisico-quimicoscomoesel pH, el potencial

de oxido-reducciónetc,Todaslas lecturasdebenestarinterpretadasen fUnción de las condiciones

en la queestánhechas,y susmedidasdan ideade cómoevolucionanel color rojo y amarillo.


Para procedera la medida de la densidadóptica a 280 nm (~2sÓ) mencionadacon

anterioridadCapan.3.2.8),esnecesariouna dilución 1:100paraqueJa lecturade la absorbancia

puedaestardentrodel orden de 0,5. La medidase haceen cubetasde cuarzode lO mm de paso

óptico frente al aguadestilada,por lo queel valorde esadensidadópticasc multiplica por lOO ‘

nosda un indice que serelacionaestrechamentecon el índicede Folin-Ciocalteu,

IV. RESULTADOS

IV. RESULTADOS

Resultados 217

1,- RESULTADOS EXPERIMENTALES

Los datosexpenmentalesobtenidosen este estudiose recogenen su totalidad en 1 (>0

Gráficosasí cornoen 138 Tablasagrupadasen el apanadode Resultados.

Los resultadosanaliticos de cada determinaciónen cada una de las fechas de la

evolución, correspondenal valor medio de un cuacimplicadode la muestra.Las expresionesdc

los resultadosvariansegúncadauno de los componentes.si bien seutilizaron principalmentelas

expresionesde la concentraciónpeso/volumeno peso/peso.

Li.- TABLAS

Se handiseñadode la siguientemanera:

a) En las tablasnumeradasdesdela Tabla 1 hasta la Tabla46 se recogenlos resultados

de los distintos parámetrosanalizados,tanto en el mosto comoen los hollejos. en función del

diferentesistemahídricoaplicadodurantelos años1990-1993.

b) En las tablasnumeradasdesdela Tabla 47 hastala Tabla92 se incluyen los valores

de los distintos parámetrosanalizados,tanto en el mosto como en los hollejos. en función del

sistemadeconducciónutilizadodurantelos años1990-1993.

1 2.- GRÁFICOS

Se han representadográficamentela evoluciónde los valoresde los distintos parámetros

estudiados.intercalándoseen el texto en el apanadode Discusión de Resultados.Esos gráficos

estánhechosen ftinción de dos expresiones:g/L que es importante desde el punto de vista

enológico.vg/lOO bayasque esutilizadoen estudiosde fisiología de la baya.

t- TRATAMIENTO ESTADISTICO

Resultados218

El análisis estadísticose ha realizadomediantela utilización del programaMSTAT-C

versión LO (Russel y col.,1990) original de la Universidaddel estadode Michigan (EE.UU).

ademásdel programaStatgraphics.versión 1.1 paraWindows(ManugistiesInc).

Los resultadosestadísticosseobtienenal aplicarel programaa los datosagrupadossegún

los distintostratamientosestudiados:

a> Análisis de la varianza

Los datosexperimentalesde todos los parámetrosanalizadosparaunamismavariedaddc

uva y para cada tratamiento (secano-regadío,vaso-espaldera),en cada uno de los años dc

experimentación,sepuedenagruparen función de la variable tiempo, comparandoasí si existen

diferencias significativas para cada uno de esos componentesentre los dos tratamientos

enfrentadosen cadauna de las fechasde muestreo.Tenemosun modelo completamenteal azar

con grupos dc cuatro observacionespara cada fechay tratamiento,con sus correspondientes

datosmedios,desviacionesestándar,y otros parámetrosestadísticos.Estemismo tipo de análisis

se aplicó a los valoresde los distintosparámetrosentre los mismostipos de tratamientoscuando

el mostoalcanzalos 20”Brix y en el momentode la vendimia.

La significacióndel análisis de la varianzase ha determinadoparaalcanzarlos siguientes

nivelesdeprobabilidad:p=O,OS<*) y p=O,OI(**).

El hechode que los coeficientesde variación oscilende unas fechasde muestreoa otras.

paraun mismoparámetro,índica la heterogeneidadde la ¡nuestra,ya que incluso dentro de un

mismo racimo las bayas situadas en las distintas posiciones maduran de una manera

independienteal resto. Peroaunqueel muestreopuedaintroducir cierta variabilidadpor la propia

muestraestudiada,no produceuna dispersiónde valoreselevadaque impida discernirentre la

variabilidad debida al muestreoy la debidaal tiempo de maduración.Según Coombc y ¡latid

(1986)esedesarrolloindependientede las bayastienerepercusionesen la calidaddel mostofinal,

dependiendode la cantidadde bayascon cualidadesóptimasquesondiluidas por aquellasde peor

calidado no totalmentemaduradas.

El testde Duncanseaplicó a todos los componentesanalizadosdentrode cadauno de los

tratamientosestudiados,contrastandoasí las variacionesexistentesentrecadauna dc las fechas

de muestreo,indicandosi realmenteesos valoresson distintos significativamentea lo largo del

tiempoparaun componentey un tratamiento,el nivel de significaciónesde p=O,OS<‘9.

Sc aplica tambiénun modelo factorial, cuandosetrata de analizardos factores,año y

tratamiento,o fechay tratamiento,tomando el tratamiento(factor principal), y considerandoel

Resultados 219

año o la fechacomo (factor secundario).En estecaso se fija la variabletratamientoparaver

cómo afectael alío o la fecha a los datosobtenidos.En el casodel año, sólo se aplica a los

valoresobtenidosa 20 0Brix y en el momentode la vendimia;mientrasqueel de la fechaseaplica

a todoslos parámetros.

b) Análisis derearesión

Paraestudiarla relación de las variablesse han utilizado términos de regresiónlineal.

Además del modelo lineal simple (y= ax-i-b) sehan empleadomodeloslinealizables(y=aLnx-i-b,

Lny=zax+b). estimandopor mínimos cuadradoslos parámetrosdel modelo (a y b), y calculando

los coeficientesde correlaciónlineal (r) comomedidade ajuste.Seha contrastadola posibilidad

de que los parámetrossean nulos calculándoseigualmenteel correspondienteanálisis de la

varianzade la regresión.Por último semuestrantambiénlos gráficosde los ajustesobtenidos,en

los que se incluyen los datos experimentalesde partida y los intervalos de confianza

correspondientes.

La representacióngráficade los ajustesseencuentraen el apanadode la Discusión de

Resultados.

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Tabla 121.” Nivelesde significación del valor dci pesodc las bayas.dadaspor el anál>s,sdevarianza1realizadoparacadafechademuestreo,en los distintos tratamientosexperimentales(S~secano.R=regadio,V=vasc,E=espaldee-a).

1992 1993

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1’eg,no significativo, •=p=O.05,**p=O,OI.

2Diasdespuésdel desborre,

Tabla 322.- Niveles de significacióndci valor del peso dc los hollejos y la relación pulpa/hollejodc las bayas, dadas por el análisis de varianza1 realizado para cada fecha de muestreo, en losdistintos tratamientos experimentales (S=secano, Rzregadio, V=vaso,E=espaldcra).

Pesode los hollejos

1992 1993

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1992 1993

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1ns=nosignit’xcativo, ‘=p=O,OS. =psO,Oi.2t>~~~.-<ydespués del desborre.

Tabla 123.- Niveles de signifleación de] valor de la densidad óptica a 52<) mii ;- 42<) nm en loshollejos de las bayas,dadasporel análisisde varianza’realizadoparacadafechade muestreo,enlos distintostratamientosexperimentales(S=secano,R=¿regadio,Vzvaso,E=espaldera),

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1992 1993

FECHA2 S-R E-Y FECUA2 S.-R E-y

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DO-420

1992 1993

FECHA2 SAI E-Y FECHA2 S-R E-y

123 ns xis 129 ns ns

130 rus rus 136 rus rus

137 xis xis 143 xis rus

144 rus * 150 ** rus

151 * * 157 ** rus

158 lis rus 164 rus rus

1ns=nús¡gniflcoxzvo. •‘=32=OyO5í~p=O,Úíkflas después del desborre,

Tabla 124,.- Niveles de significación del valor de la intensidad colorante (D520+0420) y tonalidadcolorante (D42<9D520} en los hollejos de las bayas, dadas por el análisis de varianza

1 realizadopara cada fecha de muestreo, en los distintos tratamientos experimentales (S=secano. R=regadío,Vzvaso-y E=espaldi-’ra).

Intensidad colorante

1992

JFECHA2

1993

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1992 1993

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Tabla 125.-Nivelesde significación del valor de los poliferuoles totales y la derusidad óptica a 2>40nm en los hollejos de las bayas, dadas por el análisis de varianza1 realizado para cada fecha demuestreo, en los distintos tratamientos experimentales (S=secano. R=regadío. Y=vaso. E~espaldera).

Polifenolestotales

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1993

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Tabla 126.- Niveles de sigruiflcacióru del valor de los antocianos y taninos totales en los hollejosde las bayas, dadas por el análisis de varianza’ realizado para cada fecha de muestreo, en losdistintos tratamierutos experlinerutales (S=secano, R=regadio, V=vaso,E=espaldera).

Antacianostotales

1992 1993

FECHA2 S-R E-Y 1 FECHA2 SAI E-Y

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137 ** ns 143 rus rus

144 ** * 150 rus rus

151 ** ** 157 rus 115

158 rus ns 164 n5 ns

Taninostotales

1992 1993

FECHA2 S-R E-y FECHA2 S-R E-Y

123 * * 129 ** **

130 rus ns 136 * **

137 * ns 143 ** xis

144 ** ns 150 ** rus

151 ** * 157 * 115

158 * ns 164 rus fis

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Tabla 135.- Distintos niveles de significación1 de los parámetros analizados en el mosto de bayasde la variedad Tempranillo a 2O0Brix, sometidas a distintos tratamierutos experimentales.

Peso(100bayas)GlucosaFructosaGlucosa/FructosapHAcidez TotalTartáricoMálicoCítricoTartárico/MálicaTartárico/AcidezAzúcares/Acidez0flrix/Acidez TotalPotasioCalcioMagnesioSodioProlina

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3A correspondea lostres nAosdemuestreo(1990,1991.-1992),4T correspondeal tratamientoentredistirutossistemasde conducción.

Tabla 136.- Distintos niveles de signiflcacióru’ de los parámetros analizados eru los hollejos debayas de la variedad Tempranillo a 2O0Brix, sometidas a distintos tratamientos experimentales.

Peso (g)Hollejos (g)

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‘Nivel de significación:ns=nosignificativo, *p=O,OS**p=OOI

2T correspondeal tratamientoentredistintascondicioneshídricas.3A corresponde a los tresañosde muestreoCI 990y 1991, 1992).

4T correspondeal tratamientoentredistintossistemasde conducción.

Tabla 137.- Distintos niveles de significación’ de los parámetros analizados en el mostode bayasde la variedad Tempranullo en la fecha de la verudimia, sometidas a distintos tratamientosexperimetitales-

Peso (100 bayas)0BrixGlucosaFructosaGlucosa/FructosapHAcidez TotalTartáricoMálicoCítricoTartárico/MálicoTartárico/AcidezAzúcares/Acidez0flrix ¡Acidez TotalPotasioCalcioMagnesioSodioProlina

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1Nivel designilicación:ns=nosigixilicativo *=p=O,OS,**~±p=O,OI.2T correspondenl tratamientoentredistintascondicioneshídricas.

3A correspondea los tres añosdemuestreo(1990. 3991. 1992).4T correspondeal tratamientoentredistintossistemasdeconducción.

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Tabla 138.- Distintos niveles de significacióru’ de los parámetros analizados en los hollejos debayas de la variedad Tempranillo eru la fecha de la verudimia, sometidos a distintos tratamientosexperimentales -

A3 TxA A2 TxA

Peso(g)Hollejos <g)

** ** rus ns ** ns

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Intensidad * ** rus rus ** gisTonalidad * * rus liS rus gi5Polifenoles Totales * lis rus rus rus rus

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Antocianos Totales xis rus rus rus xis rusTaninos Totales ** ** ** rus ** rusDelfinidina rus lis rus rus rus xisCianidina . ** gi5 * rus rus **

Petunidina ns xis rus * 115 115

Peonidina * xis rus * * **

Malvidina rus rus rus rus rus rus1Nivel de significación:ns=nosignificativo,.=p=O,O5,**p=O,0i2T correspondeal tratamientoentredistintascondiciorueshídricas.3A correspondea los dosañosdemuestreo(1992,1993)-4T correspondeal tralamientoentredistintossistemasdeconducción.

ABRIR CAPÍTULO V

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4 ~5¿ VARIACIONES EN LA COMPOSICION QUíMICA DE LAS