EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN …biblio3.url.edu.gt/publijrcifuente/TESIS/2018/06/14/... · 2018-04-04 · previo al año nuevo y navidad. La producción de

EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL CULTIVO DEMANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA UTATLÁN, SOLOLÁ.

CAMPUS DE QUETZALTENANGOQUETZALTENANGO, MARZO DE 2018

CARLOS LUIS ZAVALA YAC CARNET 15303-09

TESIS DE GRADO

LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLAFACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS

UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR

CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLASTRABAJO PRESENTADO AL CONSEJO DE LA FACULTAD DE

EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL CULTIVO DEMANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA UTATLÁN, SOLOLÁ.

EL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA EN EL GRADO ACADÉMICO DE LICENCIADO

PREVIO A CONFERÍRSELE

QUETZALTENANGO, MARZO DE 2018CAMPUS DE QUETZALTENANGO

CARLOS LUIS ZAVALA YAC POR

TESIS DE GRADO

UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVARFACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS

LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA

ING. JOSÉ JUVENTINO GÁLVEZ RUANO

DRA. MARTA LUCRECIA MÉNDEZ GONZÁLEZ DE PENEDO

P. JULIO ENRIQUE MOREIRA CHAVARRÍA, S. J.

LIC. ARIEL RIVERA IRÍAS

LIC. FABIOLA DE LA LUZ PADILLA BELTRANENA DE LORENZANA

SECRETARIA GENERAL:

VICERRECTOR ADMINISTRATIVO:

VICERRECTOR DE INTEGRACIÓN UNIVERSITARIA:

VICERRECTOR DE INVESTIGACIÓN Y PROYECCIÓN:

P. MARCO TULIO MARTINEZ SALAZAR, S. J.

VICERRECTORA ACADÉMICA:

RECTOR:

AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR

AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS

DECANA: LIC. ANNA CRISTINA BAILEY HERNÁNDEZ

SECRETARIO: MGTR. LUIS MOISES PEÑATE MUNGUÍA

DIRECTOR DE CARRERA: MGTR. JULIO ROBERTO GARCÍA MORÁN

TERNA QUE PRACTICÓ LA EVALUACIÓN

NOMBRE DEL ASESOR DE TRABAJO DE GRADUACIÓNING. OTONIEL GARCÍA CIFUENTES

DR. WILLIAM ERIK DE LEÓN CIFUENTES ING. LEONEL ABRAHAM ESTEBAN MONTERROSO LIC. CARLOS ROMAN MONTERROSO NATARENO

AUTORIDADES DEL CAMPUS DE QUETZALTENANGO

P. MYNOR RODOLFO PINTO SOLIS, S.J.DIRECTOR DE CAMPUS:

MGTR. NIVIA DEL ROSARIO CALDERÓN SUBDIRECTORA ACADÉMICA:

MGTR. MAGALY MARIA SAENZ GUTIERREZSUBDIRECTORA DE INTEGRACIÓN UNIVERSITARIA:

MGTR. ALBERTO AXT RODRÍGUEZSUBDIRECTOR ADMINISTRATIVO:

MGTR. CÉSAR RICARDO BARRERA LÓPEZSUBDIRECTOR DE GESTIÓN GENERAL:

Agradecimientos

A Dios: Por el don de la vida y sabiduría. “Bienaventurado el

hombre que halla la sabiduría” Proverbios 3:13.

A mi Asesor: Ing. Otoniel García Cifuentes, por su asesoría, revisión y

corrección de la presente investigación.

A mis Catedráticos: Por compartir sus conocimientos y experiencias durante

los seis años de estudio universitario.

A la Universidad: Rafael Landívar, Facultad de Ciencias Ambientales y Agrícolas, por

ser parte de mi formación profesional.

Dedicatoria

A Dios: Por su bendición y su infinito amor.

A mis Padres: Carlos Bartolomé Zavala Tacan (+) y Santos Quilina Yac

Ixcol a quienes quiero mucho, por sus enseñanzas y

apoyo.

A mi Esposa e Hija: Claudia Chacach y Luzmy Azucena por su gran amor y

cariño.

A mis Hermanos: Amilcar Zavala, Sandra Sucely Zavala y Aníbal Zavala por

su apoyo, con mucho aprecio.

A mi Familia: Antonio Chacach, Paulina Yoc, Liria Chacach, Romelia

Chacach, Linda Chacach, Amilcar Chacach, Adrián Cruz,

abuelos, tíos, tías, primos y primas, con cariño y aprecio.

A mis Amigos: Por ser parte de mi formación profesional, con mucho

aprecio.

Índice

Pág.

1. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………. 1

2. MARCO TEÓRICO…………………………………………………………. 3

2.1 REGULADORES DE CRECIMIENTO……………………………………. 3

2.1.1 Auxinas………………………………………………………………………. 4

2.1.2 Citoquininas………………………………………………………………….. 7

2.1.3 Giberelinas…………………………………………………………………… 8

2.1.4 Ácido abscísico………………………………………………………………. 8

2.2 SUSTRATOS………………………………………………………………… 8

2.2.1 Tipos de sustratos más comunes…………………………………………. 11

2.3 CULTIVO DE MANZANILLA……………………………………………….. 12

2.3.1 Descripción…………………………………………………………………... 13

2.3.2 Usos de la planta y frutos…………………………………………………... 13

2.3.3 Clima y suelos……………………………………………………………….. 14

2.3.4 Propagación sexual…………………………………………………………. 15

2.3.5 Propagación vegetativa…………………………………………………….. 15

2.4 INVESTIGACIONES RELACIONADAS AL TEMA………………………. 19

3. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO.. 24

4. OBJETIVOS…………………………………………………………………. 26

4.1 OBJETIVO GENERAL……………………………………………………… 26

4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS……………………………………………….. 26

5. HIPÓTESIS………………………………………………………………….. 27

5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA……………………………………………….. 27

6. METODOLOGÍA…………………………………………………………….. 28

6.1 LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO………………………………………….. 28

6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL……………………………………………… 28

6.2.1 Estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis)……………. 28

6.2.2 Arena blanca…………………………………………………………………. 28

6.2.3 Broza…………………………………………………………………………. 29

6.2.4 Tierra Negra…………………………………………………………………. 29

6.2.5 Hormonas enraizantes……………………………………………………… 29

6.3 FACTORES A ESTUDIAR…………………………………………………. 32

6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS……………………………… 32

6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL…………………………………………………. 33

6.6 MODELO ESTADÍSTICO…………………………………………………… 33

6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL…………………………………………………. 33

6.8 CROQUIS DE CAMPO…………………………………………………….. 34

6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO………………………………………….... 35

6.9.1 Selección del área…………………………………………………………... 35

6.9.2 Limpieza del terreno………………………………………………………… 35

6.9.3 Selección de sustratos……………………………………………………… 35

6.9.4 Desinfección de los sustratos……………………………………………… 35

6.9.5 Elaboración de tablones de enraizamiento………………………………. 35

6.9.6 Selección de estacas……………………………………………………….. 36

6.9.7 Siembra de estacas de tallo……………………………………………….. 36

6.9.8 Control de malezas…………………………………………………………. 37

6.9.9 Riego…………………………………………………………………………. 37

6.9.10 Toma de datos………………………………………………………………. 37

6.10 VARIABLES DE RESPUESTA……………………………………………. 37

6.10.1 Porcentaje de pegue………………………………………………………… 37

6.10.2 Longitud radicular…………………………………………………………… 37

6.10.3 Número de brotes…………………………………………………………… 38

6.11 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN………………………………………… 38

6.11.1 Análisis estadístico………………………………………………………….. 38

6.11.2 Análisis económico………………………………………………………….. 38

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………………………. 39

7.1 PORCENTAJE DE PEGUE………………………………………………… 39

7.2 LONGITUD RADICULAR…………………………………………………... 44

7.3 NÚMERO DE BROTES…………………………………………………….. 48

7.4 ANÁLISIS ECONÓMICO…………………………………………………… 52

7.5 CORRELACIÓN……………………………………………………………... 54

7.5.1 Longitud radicular vs Número de brotes………………………………….. 54

7.5.2 Porcentaje de pegue vs Número de brotes………………………………. 54

8. CONCLUSIONES…………………………………………………………… 56

9. RECOMENDACIONES…………………………………………………….. 57

10. BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………... 58

11. ANEXOS……………………………………………………………………... 63

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro Pág.

Cuadro 1. Tratamiento evaluado sobre el efecto de tres enraizadores en tres

sustratos en el cultivo de manzanilla; Santa Lucía Utatlán, Sololá,

2016. ............................................................................................................ 32

Cuadro 2. Porcentaje de pegue de la evaluación del efecto de tres enraizadores

en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis); Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016. .................................... 39

Cuadro 3. Análisis de varianza para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo

de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres

enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 40

Cuadro 4. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A

Sustratos para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de

Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y

tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 41

Cuadro 5. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B

Fitohormonas para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de



Cuadro 6. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción

AxB para la variable Porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla

(Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres

sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .............................................. 43

Cuadro 7. Longitud radicular en metros para la evaluación del efecto de tres

enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus


Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable Longitud radicular, en el cultivo


enraizadores y tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 45


sustratos para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de


tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ....................................... 46


enraizadores para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de




AxB para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla



Cuadro 12. Número de brotes para la evaluación del efecto de tres enraizadores

en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus


Cuadro 13. Análisis de varianza para la variable número de brotes, en el cultivo


enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. ............... 49


sustratos para la variable Número de brotes, en el cultivo de




enraizadores para la variable número de brotes, en el cultivo de




AxB para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla



Cuadro 17. Costos de los tratamientos evaluados en el cultivo de Manzanilla

(Crataegus guatemalensis); Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. .................. 53

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Pág.

Figura 1. Estructura química del Ácido Indolbutírico (Calderón, 2005)…………….. 7

Figura 2. Unidad experimental en la evaluación de tres enraizadores en tres

sustratos en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016. 34

Figura 3. Croquis de campo en la evaluación de tres enraizadores en tres

sustratos, en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016…………………………………………………………………………….. 34

Figura 4. Correlación Longitud radicular vs Número de brotes; Santa Lucia

Utatlán, Sololá, 2016………………………………………………………….. 54

Figura 5. Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes; Santa Lucia

Utatlán, Sololá, 2016………………….…………………………………….. 55

EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN EL

CULTIVO DE MANZANILLA (Crataegus guatemalensis) EN SANTA LUCÍA

UTATLÁN, SOLOLÁ.

Resumen

El objetivo principal de este estudio fue evaluar el efecto de enraizadores en

diferentes sustratos en el cultivo de Manzanilla en Santa Lucia Utatlán, Sololá. Se

utilizó un diseño bloques completos al azar con parcelas divididas, con nueve

tratamientos y tres repeticiones, para un total de 27 unidades experimentales. En

donde se evaluó el efecto de los sustratos (arena blanca, broza y tierra) y

enraizadores (Ácido Indolebutyrico-3 al 15.30 %, Ácido indolbutírico IBA al 98 %,

NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético al 66.4 %). Cada unidad experimental compuesta

por tablones directos al suelo de 0.50 m de ancho por 0.50 m de largo, sembrando

un total de 100 estacas y evaluando 64 estacas del medio dejando el efecto de

borde. Las variables evaluadas fueron: porcentaje de pegue, longitud radicular y

números de brotes. El mejor tratamiento fue la combinación de los factores Arena +

Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) correspondiente al tratamiento uno, el cual presentó

mejor resultado con media de 29.68 % de pegue, promedio de 0.029 m de longitud

radicular, y una media de 39 brotes por tratamiento. Sin embargo para el análisis

económico del tratamiento uno, presenta un costo de producción de Q 224.25

alcanzando el 27.09 % de rentabilidad.

1

1. INTRODUCCIÓN

El cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) se encuentra en Guatemala, México y

Ecuador, siendo las únicas localizaciones informadas a la fecha. La producción de

frutas es utilizada para la elaboración de mermeladas destinadas al consumo familiar,

algunos productores comercializan las frutas en épocas de fin de año (Octubre a

Diciembre), se demanda este producto para agregar a las bolsas de fruta que se utiliza

para elaborar el ponche navideño, también es utilizada para la decoración de viviendas

previo al año nuevo y navidad. La producción de patrones se considera funcional para

porta injertos de Manzana (Malus domestica) y Pera (Pyrus communis), ambos cultivos son

potenciales en el área y con tendencia al mejoramiento genético de variedades

existentes.

A nivel local los cultivos de manzana y pera son injertadas sobre patrones de manzana

criolla, las plántulas injertadas se comercializan en el mercado a un costo de Q 25.00,

los costos de producción se incrementan debido al bajo porcentaje de enraizamiento de

las estacas, su desarrollo y mantenimiento del patrón de manzana criolla. En el

mercado frutícola se considera potencial la demanda de estacas de tallo enraizadas,

para ser utilizadas como porta injerto en los cultivos mencionados, considerando que su

enraizamiento implica menos tiempo a comparación de los hijuelos de manzana que

son los utilizados a nivel local.

Los fruticultores o viveristas del altiplano occidental del país, utilizan métodos empíricos

para la propagación asexual de la manzanilla, a causa de esto los productores no

alcanzan los estándares de calidad de producción en el tiempo requerido.

La investigación se realizó con el fin de generar información técnica agronómica sobre

la reproducción asexual del cultivo de manzanilla, se evaluó los efectos de tres

enraizadores en tres sustratos, el material experimental utilizado presentó uniformidad

en tamaño, diámetro y nudos para evaluar el porcentaje de pegue, longitud radicular y

2

número de brotes. La generación de información técnica pretende que el agricultor haga

uso eficiente de los recursos e incremente la productividad de la planta.

3

2. MARCO TEÓRICO

2.1 REGULADORES DE CRECIMIENTO

Generalmente es necesario agregar uno o más sustancias reguladoras, frecuentemente

auxinas y/o citoquininas, pero a veces también giberelinas, ácido abscícico o etileno

para mejorar el desarrollo del cultivo y órganos (Margara, 1988).

El requerimiento de estas sustancias, sin embargo, varía considerablemente con el

tejido a usar para propagar y depende fundamentalmente del nivel endógeno de

fitohormonas naturales (Seemann, 1993).

Los reguladores de crecimiento de plantas o fitorreguladores son compuestos orgánicos

de origen natural o sintético que, en pequeñas concentraciones, aceleran, inhiben o

modifican de alguna forma los procesos fisiológicos de las plantas. El concepto de

regulador de crecimiento es más amplio e incluye al de fitohormona cuando el regulador

es producido por la misma planta. Por su naturaleza química y por el efecto que

producen en las plantas, los fitorreguladores pueden clasificarse en cinco grupos

(Coleto, 1995).

1. Auxinas

2. Giberelinas

3. Citoquininas

4. Etileno

5. Inhibidores y retardantes del crecimiento.

A pesar de que en muchas especies vegetales se presentan naturalmente mecanismos

de reproducción vegetativa, es posible que mediante intervención humana se hagan

más eficientes y se generen nuevos tipos de multiplicación. El éxito de la propagación

vegetativa depende de muchos factores como, por ejemplo, el tipo de especie que se

quiere reproducir, el método de reproducción vegetativa que se emplee, las

características fisiológicas del material a multiplicar, el genotipo empleado y la

4

metodología de manejo utilizada durante el proceso de propagación (Rodríguez y Nieto,

2002).

La reproducción por medio de estacas permite una rápida obtención de material para

siembra de un Genotipo uniforme y es muy útil para la reproducción de aquellas

especies que son difíciles de propagar por semilla. En la práctica del estacado pueden

utilizarse sustancias para estimular el proceso de enraizamiento, favoreciendo la

formación de raíces adventicias. En 1935, el descubrimiento del efecto estimulante de

las hormonas sobre el enraizamiento de estacas, hizo posible la elaboración de nuevas

técnicas de propagación. Se ha encontrado que algunas auxinas, como el ácido indol-

butírico (AIB) y el ácido indol-acético (AIA), estimulan la producción de raíces (Villegas

1984; Kramm, 1987).

Existen inductores químicos artificiales, elaborados con ácido alfa-naftalenacético

(ANA) como ingrediente activo, que son reguladores fisiológicos que actúan sobre los

puntos de crecimiento activo de las raíces de las plantas y afectan las divisiones

celulares promoviendo la emisión radical. Actualmente se ha despertado gran interés

por el uso de estimuladores de enraizamiento de origen natural, como el cristal de

sábila (Aloe vera (L.) Burm. f.) y la cocción de las hojas del sauce (Salix humboldtiana

Willd), entre otros (Hartmann y Kester, 1998).

2.1.1 Auxinas

Las auxinas son un grupo de fitohormonas que tienen la capacidad de producir un

agrandamiento y alargamiento celular, y al mismo tiempo, promueven la división celular

en el cultivo de tejidos. Además promueven la dominancia apical o inhibición del

desarrollo de las yemas laterales por la yema apical (Roca y Mroginski, 1991).

El ácido indolacético (AIA) además de presentar la ventaja de ser natural, es el único

que posee el menor efecto inhibitorio en la formación del tallo. Por otro lado el ácido

naftalénacético (ANA) es una auxina fuerte, muy estable y se utiliza especialmente para

promover la rizogénesis (Margara, 1988).

5

El objetivo de tratar estacas con sustancias reguladoras de crecimiento del tipo auxinas,

es aumentar el porcentaje de estacas que forman raíces, acelerar la iniciación de ellas,

aumentar el número y calidad de las raíces producidas por estaca y aumentar la

uniformidad del enraizamiento. Es posible que en las plantas que enraízan con

facilidad, no se justifiquen los gastos y esfuerzos adicionales del tratamiento. El mejor

uso de las hormonas de enraizamiento, es en estacas que enraízan con dificultad,

aunque se debe aclarar que los tratamientos con estas sustancias pueden, como

máximo, aumentar una latente potencialidad rizógena, pero no crearla. Sin embargo, el

empleo de estas sustancias no permite que se ignoren otras buenas prácticas de la

propagación por estacas, tales como el mantenimiento de éstas en condiciones

apropiadas de agua, temperatura y luz (Hartmann, Kester, Davies y Geneve, 2002).

a. Efectos biológicos de las auxinas

Los efectos biológicos más importantes que tienen las auxinas son: la estimulación de

la división celular, inicio de la formación de raíces de varias especies, inicio de la

floración, inducción del amarre de frutos y desarrollo de frutos jóvenes, entre otros

(Weaver, 1985).

b. Mecanismos de acción de las auxinas

Las auxinas incrementan la flexibilidad de las paredes celulares con lo cual se pierde la

presión de turgencia de la célula. Al perderse la presión de turgencia, el agua ingresa al

interior de la célula y de esta manera la misma se expande (Weaver, 1985).

c. Utilización de reguladores de crecimiento para estimular el enraizamiento

Las auxinas son los reguladores de crecimiento más usados para estimular el

enraizamiento de las plantas. Dentro de las auxinas sintéticas se conocen dos

productos como los que proporcionan mejores resultados estos son: ácido indolbutírico

(AIB) y el ácido naftalenacético (ANA). El ácido indolbutírico es un compuesto

persistente que se retiene cerca del sitio de aplicación ya que se desplaza muy poco y

por lo cual es muy efectivo (Weaver, 1985).

6

d. Métodos de aplicación de reguladores de crecimiento

Existen tres métodos para aplicar los reguladores de crecimiento a las estacas y que

son los únicos que actualmente se han utilizado en forma amplia y práctica, estos son:

la inmersión rápida, el remojo prolongado y el espolvoreado (Weaver, 1985).

e. Método de espolvoreado

Este método consiste en mezclar un producto con algún polvo fino inerte (talco) según

la concentración a aplicar, que varía de 200 a 5000 ppm (dependiendo del tipo de

madera de la estaca). El polvo se aplica en el área basal de las estacas humedecidas

con agua y luego se coloca en el medio de enraizamiento. Una de las desventajas de

este método es que el polvo se puede desprender de la estaca al insertarla en el

sustrato y además que el exceso de polvo en el área basal puede ocasionar toxicidad

(Weaver, 1985).

f. Método de inmersión rápida

Consiste en sumergir durante 5 segundos los extremos basales de las estacas en una

solución concentrada (500 – 10000 ppm) del producto químico en alcohol isopropilico al

75%. Una vez absorbido el producto, las estacas se colocan en el medio de

enraizamiento. Es un método ventajoso porque requiere de menos equipo que en los

otros dos métodos y que la misma solución puede usarse repetidas veces siempre y

cuando sellen herméticamente para evitar la evaporación del alcohol (Weaver, 1985).

g. Método de remojo prolongado

Se sumergen los extremos basales de las estacas durante 24 horas en soluciones de 5

a 200 ppm del regulador de crecimiento. Se dejan en un lugar sombreado a

temperatura ambiente. Solo se mojan 2.5 centímetros basales, bajo condiciones

ambientales de elevadas temperaturas y baja humedad relativa se producirá una mayor

absorción del producto debido a la corriente transpiratoria, por lo tanto, se aconseja

mantenerlas en atmosfera húmeda para que se produzca una absorción más lenta pero

continua.

7

h. Ácido Indolbutírico (IBA)

El ácido indolbutírico es más estable, menos soluble. Emigra menos fácilmente en los

tejidos, su acción es muy localizada, es por tanto muy eficaz y se emplea a dosis más

bajas. El ácido indolbutírico es un regulador de crecimiento para las plantas,

principalmente utilizado para estimular el crecimiento de las raíces, herbáceas o

semileñosas, entre sus funciones está, la inhibición del desarrollo de las yemas axiales,

dando origen a un fenómeno que se conoce como dominancia apical, promueve el

fototropismo positivo, lo cual estimula al desarrollo de raíces laterales y adventicias,

provoca la supresión de las acciones de las hojas y estimula el desarrollo de los frutos

(Calderón, 2005).

Figura 1. Estructura química del Ácido Indolbutírico (Calderón, 2005).

2.1.2 Citoquininas

Las funciones destacables de las citoquininas son la estimulación de la división celular,

la inhibición de desarrollo de raíces laterales, el rompimiento de la latencia de yemas

auxiliares, retrasan la senescencia o envejecimiento de los órganos vegetales y

promueven la organogénesis en los callos celulares (Roca, et al., 1991).

Para estimular una proliferación de tejidos en los cultivos se utiliza frecuentemente una

baja concentración de citoquininas, por el contrario, si se utiliza una elevada

concentración, se favorece a la proliferación in vitro de meristemos axilares en cultivo

de ápices y para reprimir la obtención de macollos de yemas. Si se utiliza una

concentración moderada de citoquininas, esta favorece a la formación de nuevas

yemas sobre callos. La incorporación de BAP al medio, en una concentración entre 0,1

y 10 mg/L, es esencial para el inicio del enraizamiento (Margara, 1988).

8

Son compuestos con actividad citoquininica los siguientes (Coleto, 1995).

1. BA (6 – bencilamino purina)

2. Cinetina (6 furfurilamino purina)

3. 2 ip (6 dimetilamino purina)

4. PBA (6 bencilaminotetrahidropiranil purina)

5. Zeatina (6 – hidroximetilbuterilamino purina)

2.1.3 Giberelinas

Existen varios tipos de giberelinas, siendo las más comunes las GA1, GA3, GA4, GA7 y

GA9. En la planta cumplen variadas funciones, como por ejemplo biorregulador esencial

en la organización de tejidos, reprimiendo los procesos de formación de callos y la

iniciación de órganos en algunos casos. Otras funciones destacables de las giberelinas,

son el incremento en el crecimiento de tallos, la inducción de la brotación de yemas,

interrumpen el periodo de latencia de las semillas y promueven el desarrollo de los

frutos (Margara, 1988).

2.1.4 Ácido abscísico

El crecimiento y la reproducción dependen del agua y los minerales disueltos. Cuando

una planta carece de agua suficiente, las células de la raíz producen más ácido

abscísico (ABA), que el xilema lleva con rapidez a las hojas. El ácido abscísico es parte

de la respuesta al estrés que hace que los estomas se cierren para que la planta tenga

pérdidas mínimas de agua (Starr y Taggart, 2008).

2.2 SUSTRATOS

El sustrato para enraizamiento de esquejes debe tener condiciones similares a las del

medio para germinación de semillas, prestando atención sobre todo a la porosidad libre

para favorecer el intercambio gaseoso, factor de gran importancia en el proceso de

rizogénesis (Águila y Martínez, 1989).

El medio de enraizamiento desempeña tres funciones (Llurba, 1997).

1. Sostener la porción vegetativa en su lugar, durante el periodo de enraizamiento.

9

2. Proporcionar humedad constante a la porción vegetativa.

3. Permitir el intercambio gaseoso entre el medio y la porción vegetativa.

Según Abad, (1991), en el sector hortícola, sustrato se define como todo material sólido

distinto del suelo in situ, natural, de síntesis o residual, mineral u orgánico, que

colocado en un contenedor, en forma pura o en mezcla, permite el anclaje del sistema

radical, desempeñando por lo tanto, un papel de soporte para la planta. El sustrato

puede intervenir (material químicamente activo) o no (material inerte) en el complejo

proceso de la nutrición mineral de la planta. Y su finalidad es proporcionar un medio

para producir una planta/cosecha de calidad, en un periodo de tiempo corto y con los

más bajos costos de producción. En adición el sustrato no debería provocar un impacto

medioambiental de importancia (Águila, et al., 1989).

Un buen sustrato debe permitir que a tensiones más bajas de agua (alta humedad en el

mismo) exista un elevado porcentaje de aire con fácil circulación. Para muchas plantas

la velocidad de formación de raíces y la morfología de las mismas dependerán del tipo

de sustrato utilizado. Los esquejes enraizados en arena gruesa producen raíces largas,

quebradizas y poco ramificadas, mientras que en turba fibrosa son ramificadas,

delgadas y flexibles. Estas variaciones se deben a la mayor capacidad de retención de

agua y aire de la turba frente a la arena, a igualdad de volúmenes. Los sustratos que

retienen mucha agua y dejan poca porosidad para el aire provocan, con frecuencia, la

asfixia de la base del esqueje ya que el proceso de formación de raíces tiene un

elevado requerimiento de oxígeno (Águila, et al., 1989).

En instalaciones más complejas el suelo se ha sustituido por materiales de origen

natural o artificial. Estos sustratos se pueden utilizar solos o bien mezclados, de forma

que presenten características de retención de agua, aireación y densidad idóneas. Para

una altura de cultivo de 10 cm el sustrato, recién saturado de agua, debe presentar el

50% de porosidad cargado de agua y el otro 50% de aire. Este comportamiento se

consigue con facilidad al mezclar materiales que posean elevada retención de agua con

otros que presenten gran capacidad de aire y drenaje rápido. Entre los primeros cabe

10

citar como muy utilizados la turba ácida, la vermiculita y la lana de roca a copos. La

arena de cuarzo troceada, las esferas de poliestireno, la perlita de grado hortícola, la

tierra volcánica y la arcilla expandida pertenecen al segundo grupo. Otros materiales

poseen características intermedias: tierra de bosque, cortezas fermentadas, virutas y

orujo fermentado, etc. (Águila, et al., 1989).

El tamaño de las partículas de los materiales a utilizar es muy importante. Para la

mayoría de sustratos con el aumento del tamaño se favorece la aireación, y con su

disminución la capacidad de retención de agua. Por ello se debe prestar gran atención

a la granulometría a la hora de formular las mezclas. Los buenos sustratos deben

quedar adheridos a las raíces formadas una vez terminado el enraizado. De esta forma

el esqueje se trasplanta con cepellón y el éxito de esta última operación queda

garantizado (Águila, et al., 1989).

Las condiciones de esterilidad del sustrato son un aspecto de amplia repercusión,

puesto que evitan una contaminación o infección inicial. La mayoría de sustratos

comerciales vienen ya esterilizados y de no ser así debe procederse a su desinfección.

La presencia de semillas en sustratos de origen natural no esterilizados es un grave

inconveniente, que debe subsanarse con tratamientos previos a su utilización (Águila, et

al., 1989).

En la actualidad se utiliza con relativa frecuencia el enraizado de esquejes individuales

en pequeños contenedores (de 5 a 7 cm de altura). Estos contenedores se colocan

sobre una delgada capa de sustrato o sobre platabandas de poliestireno perforado a

modo de cajas de fácil manejo.

Los contenedores se rellenan del sustrato adecuado y se procede a la plantación de los

esquejes. Esta técnica también es muy útil para esquejes de gran tamaño de plantas

ornamentales, que se enraízan en contenedores de dimensiones adecuadas al esqueje

(10, 15, 17 cm) (Águila, et al., 1989).

11

2.2.1 Tipos de sustratos más comunes

La mayoría de los sustratos artificiales contienen componentes orgánicos en una alta

proporción, puesto que éstos tienen unas propiedades muy adecuadas para el cultivo

de las plantas, como son: una baja densidad aparente, una elevada porosidad, una

gran capacidad de retención de nutrientes y una alta retención de agua. Los materiales

orgánicos, en función de su propia naturaleza y de la especie a cultivar, no son siempre

adecuados para su uso como único componente del sustrato, por lo que conviene en

esos casos que se mezcle con una porción de otro material mineral, de origen natural o

artificial, como puede ser la perlita, arena, fibra de coco, picón volcánico, vermiculita,

etc., que poseen unas densidades aparentes muy bajas (Calderón, 2005).

a. Arena blanca

La arena está formada por pequeños granos de piedra, de alrededor 0.05 a 2.0 mm de

diámetro que se originan por la intemperización de diversas rocas, dependiendo su

composición mineral de la que tenga la roca madre. En propagación de plantas

generalmente se emplea arena de cuarzo, que es en forma predominante un complejo

de sílice. La arena de grado más satisfactorio para el enraizamiento de estacas es la

que en albañilería se usa para blanqueados. La arena es el más usado de los medios

para enraizamiento. Cuando seca, pesa alrededor de 1.7 kg x dm3 (100 libras por pie3).

De preferencia se debe fumigar o tratar con calor antes de usarla, ya que puede

contener semillas de malezas y algunas especies de hongos que producen

ahogamiento. La arena virtualmente no contiene nutrientes minerales y no tiene

capacidad amortiguadora (buffer) respecto a sustancias químicas (Hartmann, et al.,

1987).

b. Broza

En la actualidad se emplean varias definiciones del término hojarasca, algunos autores

la definen como uno de los horizontes constituyentes del suelo y es llamado horizonte

A0 (Ibañez 2006), otros autores la definen como broza obteniendo de ella “tierra de

hoja” (Hartmann, et al., 1987). La descomposición de la hojarasca constituye una vía

principal de entrada de los nutrientes en el suelo y es uno de los puntos clave del

12

reciclado de materia orgánica y nutrientes (Vitousek et al. 1994). La materia orgánica

del suelo es uno de los materiales más complejos que existen en la naturaleza,

esencialmente todos los residuos de plantas y animales retornan al suelo donde se

mineralizan o descomponen por acción de los microorganismos, convirtiéndose en

humus, el cual actúa como un deposito que libera gradualmente los elementos N, P, S,

y micronutrientes esenciales para la nutrición de las plantas y para la población

microbiana del suelo (Cenicafe 1993)

c. Tierra negra

El Horizonte A es la parte del suelo más expuesta a las acciones meteorizantes del sol,

la lluvia, el viento, el hielo y también de los seres vivos. Los materiales que se

descomponen con facilidad tienden a emigrar, dejando concentrados en el horizonte A

los minerales más resistentes y la materia orgánica. Este hecho tiene mucha

importancia para el crecimiento de las plantas. Los minerales resistentes que quedan

en los suelos muy meteorizados, se descomponen más lentamente para ser una fuente

adecuada de nutrientes para las plantas. Los suelos más fértiles han sufrido menos

meteorización y contienen todavía minerales que se descomponen rápidamente,

liberando cada año nutriente en abundancia. Los procesos de meteorización rompen las

partículas minerales del suelo y disminuyen su tamaño. Parte de la arena se reduce en

limo y parte del limo se transforma en arcilla. Algunos constituyentes se vuelven

solubles y emigran del suelo por la acción percolante del agua. El horizonte A es la

parte más lavable del suelo (Thompson y Troeh, 2002).

2.3 CULTIVO DE MANZANILLA

El cultivo de la manzanilla pertenece a la familia de la Rosaceae, la especie (Crataegus

mexicana) se encuentra cultivada en las montañas de México y Guatemala; la especie

(Crataegus stipulosa) se cultiva en los valles andinos de Perú y Ecuador. Se le conoce

con el nombre de tejocote, níspero, manzanita o manzanilla. Sus nombre botánicos son

(Crataegus mexicana), (Crataegus stipulosa) y (Crataegus pubescens) (Geilfus, 1994).

13

2.3.1 Descripción

Las dos especies son tan parecidas que se consideran a menudo como una sola. Son

arbustos de 4 a 6 metros de alto, con ramas a veces espinosas. Producen flores

blancas en racimos. Los frutos son redondos o en forma de pera, de 2 a 5 cm de

diámetro. En la extremidad llevan restos del cáliz. Son de color amarillo o anaranjado; la

pulpa es firme, poco jugosa contiene 3 a 5 semillitas muy duras (Batis, Alcocer, Gual,

Sánchez y Vázquez, 1999).

Los pecíolos hasta de 1 cm de largo, láminas pecioladas, alternas, simples, romboideo-

elípticas a ovadas u oblongas a obovadas, de 3 -11 cm de largo por 1-5 cm de ancho,

ápice agudo u obtuso, borde aserrado a veces algo lobado, base cuneada, haz verde

oscuro poco piloso o glabro, envés más pálido, esparcida o densamente pubescente;

corimbos de pocas flores; sépalos cinco, lanceolados, tomentosos, de alrededor de 5

mm de largo, subenteros o glanduloso-aserrados; pétalos cinco, blancos, de 1 cm de

largo o menos; semillas cafés, lisas. (Geilfus, 1994)

2.3.2 Usos de la planta y frutos

Se come a veces cruda, pero sobre todo en jaleas, compotas y conservas de sabor

agradable. La madera sirve para mangos de herramientas. Se considera como una

especie melífera. La madera es muy dura y compacta. Una de las características del

fruto es su alto contenido de pectina, misma que se utiliza en la industria farmacéutica,

textil y siderúrgica, para la elaboración de cosméticos y como coagulante de

mermeladas y jaleas; también se utiliza como forraje para cerdos, borregos, conejos y

chivos. Presenta usos medicinales, la raíz se utiliza contra la diarrea y como diurético,

el fruto se usa para tratar la tos, la congestión de pecho y para padecimientos del

corazón (Batis, et al., 1999).

Árbol frutal que además es utilizado como patrón de semilla para injertar manzano,

peral, membrillo. El fruto se utiliza como medicamento para enfermedades como la tos,

pulmonía, bronquitis, resfrío y dolor de pulmón. Como tonificante y para la tos, se usa el

cocimiento de cinco frutos secos en ¼ de litro de agua, endulzado con miel, por nueve

14

días, tres veces al día. En el caso de tos aguda o crónica se prepara con flor de sauco,

itamo real, cáscara de chirimoya o de lima más ocote o simplemente con canela. Para

la pulmonía y asma, se prepara con eucalipto, flor de buganvilia, corteza de capulín,

sauco, flor de obelisco y gordolobo. Las hojas y la corteza en té se usan para combatir

diarreas, dolor de estómago y para que no hagan daño los corajes. En el caso de la

diarrea, se cuece la raíz de tejocote, más tres cogollos de hierbabuena en un cuarto de

litro de agua y se toma tres veces al día (Marín y Rodríguez 1993).

Según Saltic (2010), en su publicación de Prensa Libre titulada “Manzanilla, fruta con

aroma de la época” menciona; Para los pequeños productores de Manzanilla de Santa

María de Jesús, Sacatepéquez, noviembre y diciembre son la mejor época del año, ya

que es cuando se incrementa la demanda de esta fruta, utilizada en parte para la

decoración en época navideña. Hace unos años la producción de manzanilla en este

lugar se limitaba a los cultivos silvestres; sin embargo conforme la demanda se

incrementa, los campesinos han puesto mayor atención y cuidado a la siembra y

cosecha de la fruta. Hasta ahora se hacen injertos de manzanilla, en especial la de tipo

corona, la cual tiene un color más intenso, lo que hace que tenga mayor demanda.

Cada agricultor cuenta con cuatro árboles; compradores de San Juan Sacatepéquez,

San Pedro Sacatepéquez y desde el Salvador llegan al poblado para adquirir

manzanilla, la cual llevarán a los diversos mercados del país.

2.3.3 Clima y suelos

Son especies de montaña que se pueden cultivar entre 1,000 y 3,000 metros de altura.

Se acomodan en suelos rocosos y pobres pero crecen mejor en suelos profundos.

Prefieren un clima seco, requiere de una textura arcillosa, franca, pedregosos y de color

negro, con un pH de 6.5 a 7.5, suelos generalmente ácidos (Batis, et al., 1999).

Requiere de una temperatura media de 15 – 18 °C, mínima: 1 - 3 °C y máxima: 32 – 37

°C, precipitación (mm) entre 600 y 1,200 mm, con una media de 644 mm. Es una

especie demandante de luz; tolera bajas temperaturas (Geilfus, 1994).

15

2.3.4 Propagación sexual

a. Obtención y manejo de la semilla

Las semillas a utilizar deben provenir de individuos sanos (libres de plagas y

enfermedades), vigorosos, y con buena producción de frutos. Con esto se pretende

asegurar que las plantas obtenidas de esas semillas hereden las características de los

parentales. La facultad germinativa es del 60%. El letargo es de 2 a 3 años y es

necesaria una mínima estratificación. Se presenta un marcado letargo debido a la

combinación de una cubierta impermeable de la semilla y a condiciones del embrión. Se

aconseja retirar el endocarpo para mejorar la germinación de las semillas (Arriaga,

Cervantes y Vargas-Mena, 1994).

2.3.5 Propagación vegetativa

Varetas, acodos, esquejes, raquetas estacas. Se pueden propagar mediante injertos en

"t" o de raíz en patrones de manzanilla.

Esto se puede lograr debido a que todas las células poseen toda la información

genética necesaria para regenerar el organismo completo. Al poseer la misma

información genética, la planta originada va a tener las mismas características que la

planta de la cual fue tomada (Hartmann, et al., 1998).

a. Manejo en vivero de los trasplantes

El sustrato del propagador debe estar compuesto por una mezcla de limo, arcillas y

tierra de monte, ésta debe esterilizarse con agua caliente a 50°C antes de sembrar las

estacas. Las estacas se siembran cuidando de no dejar hueco entre el suelo y la

estaca, periódicamente se revisan y se riegan cada tercer día, durante los meses de

marzo a mayo (Marín, et al., 1993).

b. Propagación por medio de estacas

Para propagar una planta por medio de estacas; se corta una porción de tallo, raíz u

hoja de la planta madre, se coloca en condiciones favorables y se induce a la formación

de raíces y brotes. Las estacas se pueden clasificar de acuerdo a la parte de la planta

16

de donde proceden, así que puede haber estacas de tallo, de hoja, y yema, y de raíz

(Hartmann, et al., 1998).

c. Formación de raíces adventicias

Este tipo de raíces se origina en el tejido del xilema secundario joven. Pueden ser de

dos tipos, raíces preformadas y raíces de lesiones; las primeras están en los tallos o

ramas cuando aún están adheridas a la planta madre y se vuelven latentes cuando se

cortan las estacas y se ponen en condiciones favorables; las segundas se desarrollan

solo después de haber hecho la estaca (Hartmann, et al., 1998).

Al hacer una estaca, las células quedan expuestas y se da un proceso de cicatrización,

formándose una capa de suberina que protege al resto de células, luego estas células

se empiezan a dividir y forman el callo; por último, por procesos de desdiferenciación,

empiezan a formarse las raíces adventicias (Hartmann, et al., 1998).

Por lo general, el origen y desarrollo de las raíces adventicias es dentro del tallo, cerca

del cilindro vascular, fuera del cambium; se mantienen en reposo hasta que se hace las

estacas y se colocan en condiciones ambientales favorables. Por ejemplo el (Populus sp)

se forma en el tallo a mediados del verano y luego emergen de las estacas hechas en

primavera siguiente (Hartmann, et al., 1998).

La formación de raíces adventicias puede depender de ciertos factores inherentes no

translocables, determinados por el genotipo de las células individuales del tejido.

Aunque es probable que para establecer condiciones que favorezcan la iniciación de

raíces existan interacciones entre ciertos factores fijos no móviles situados dentro de las

células; podrían ser ciertas enzimas y nutrientes fácilmente conducibles y factores

endógenos del enraizamiento (Hartmann, et al., 1998).

d. Formación del callo

El callo es una masa irregular de células de parénquima en varios estados de

lignificación. Este se origina en las células jóvenes del cambium vascular y el floema

17

adyacente, pero también puede contribuir a su formación, células de la corteza y de la

médula. Se cree que a partir del callo se empieza a formar las raíces, por lo que al

haber callo, se está asegurando que la estaca empezara a enraizar (Hartmann, et al.,

1998).

e. Proceso del enraizamiento

El enraizamiento es el desarrollo de las raíces cuya formación está influida por factores

fisiológicos, bioquímicos y anatómicos y por las relaciones existentes entre ellos, en las

estacas de tallo la mayoría de las raíces adventicias se originan en partes y formas

diferentes de las normales. Se inicia con la división celular, seguida por el desarrollo de

grupos de células en división hasta formar un meristemo apical de la raíz. Esta raíz

perfora la salida a través de las capas superficiales de células, hasta salir a superficie


Según el proceso del enraizamiento de estacas de especies leñosas es complejo

debido a los diversos factores que influencian la capacidad de enraizamiento, sin

embargo puede considerarse simple en el momento que se encuentre un método

básico que logre facilitar el proceso del enraizamiento (Leakey y Mesén, 1991).

f. Factores endógenos que influyen en el enraizamiento

Edad de la planta madre y de la estaca

Es un factor muy importante en plantas de difícil enraizamiento. Las estacas tomadas

de plantas jóvenes tienen más capacidad de formación de raíces adventicias que las

tomadas de plantas viejas, esto se debe a la diferencia fisiológica entre plántula y una

planta madura. La condición inmadura llamada juvenilidad es importante en la

propagación. Los brotes juveniles enraízan más rápido. Las plantas madres al momento

de cortar las estacas deben estar en estado activo de crecimiento y no de floración,

para que se encuentre en su máxima capacidad regeneradora (Hartmann, et al., 1998).

18

Nutrición de la planta patrón

El estado nutricional de la planta madre tiene gran influencia en el desarrollo de raíces y

ramas en las estacas separadas de ella. Es muy importante la concentración de

carbohidratos o almidones seguidos de la presencia de nitrógeno, potasio y zinc. Entre

las plantas progenitoras el equilibrio entre el contenido bajo de nitrógeno y alto en

carbohidratos, puede favorecer el enraizamiento (Hartmann, et al., 1998).

Niveles de auxina.

Las auxinas se sintetizan en hojas y yemas, estas sustancias en las células jóvenes no

diferenciadas, provocan la síntesis de ácido ribonucleico que interviene en la iniciación

de primordios de raíces adventicias del tallo (Hartmann, et al., 1998).

Posición de la estaca en la planta madre

Las estacas pueden tomarse de ramas laterales o terminales suculentas, siendo

mejores las primeras, debido a que ya ha disminuido el crecimiento rápido y han

acumulado carbohidratos. Las estacas pueden separarse de diferentes regiones de las

ramas, cuya composición química varía de la base a la punta, incrementándose el

contenido de nitrógeno y disminuyendo el contenido de carbohidratos.

Generalmente enraízan mejor las estacas tomadas de las partes basales de la rama

debido a las altas reservas de carbohidratos, en otros casos son mejores las estacas

terminales, pues producen sustancias endógenas promotoras de enraizamiento, o hay

menor diferenciación, facilitándole a las células volverse meristemáticas (Hartmann, et

al., 1998).

Cofactores de enraizamiento

Existen sustancias específicas formadoras de raíces como las rizocalinas presentes en

las hojas, yemas y cotiledones; éstas son requeridas al igual que los terpenoides

oxigenados y otras sustancias no identificadas aún, para la iniciación y desarrollo

radicular (Bidwell, 1990).

19

g. Factores exógenos que influyen en el enraizamiento

Condiciones ambientales

Los requerimientos de cada especie, el ambiente bajo el cual se desarrollan las estacas

va a ser variable en cuanto a los siguientes factores:

Humedad: las estacas necesitan cierto nivel de humedad para vivir. En estacas con

hojas, el enraizamiento se ve estimulado pero la perdida de agua a través de ellas

puede disminuir el contenido de agua en las estacas, las cuales llegan a morir por

desecación antes de formar raíces (Hartmann, et al., 1998).

Temperatura: la temperatura puede regular la producción de raíces, que debe

desarrollarse antes del crecimiento del tallo y desarrollo de las yemas, recomendándose

temperaturas mayores para la base de la estaca y menores para la etapa terminal


Luz: es un factor importante pues las estacas con hoja elaboran productos fotosintéticos

importantes para la iniciación y el crecimiento de raíces, requiriendo intensidad y

longitud de luz suficientes para producir carbohidratos, los que serán utilizados

después. Las estacas de madera dura sin hojas dependen de los carbohidratos

almacenados. Si las necesidades de auxinas son satisfechas externamente, la

presencia de luz parece tener un efecto inhibidor sobre la iniciación de las raíces


2.4 INVESTIGACIONES RELACIONADAS AL TEMA

Según Barrera (2011), en su tesis titulada “Evaluación de cinco sustratos y dos

concentraciones de ácido indolbutírico para el enraizamiento de esquejes de morera

(Morus alba: moraceae). Parcelamiento Cuyuta, Masagua, Escuintla”, concluye; los

sustratos arena pómez, y tierra+arena+materia orgánica (2:1:1) propiciaron un

enraizamiento más acelerado de los esquejes de morera (90% a los 30 días de iniciado

el experimento). A partir de los dos meses de plantación, todos los sustratos, a

excepción de peat most, tuvieron un comportamiento similar (de 88.33% a 96.67%; peat

20

most 45%). En su orden, los sustratos tierra+arena+materia orgánica (2:1:1), y arena

pómez fueron los que más favorecieron la formación de biomasa radicular y foliar en

esquejes de morera. Recomendando para futuras evaluaciones que involucren

diferentes sustratos, estos deberán contar con la caracterización físico-química de los

mismos, para manejarlos de acuerdo a sus propiedades, principalmente en el aspecto

de aportes de agua y evaluar otras dosis de IBA, diferentes productos hormonales y

métodos de aplicación, para generar alternativas tecnológicas que permitan mejorar el

enraizamiento en esquejes de morera.

Solares (2013), en su tesis titulada “Evaluación de tres sustratos en el cultivo de Morera

(Morus alba: Moraceae) y su respuesta en la producción de biomasa para alimento del

gusano de seda (Bombix mori), Bárcenas, Villa Nueva, Guatemala, concluye; que con la

utilización del sustrato bovinaza obtuvo los mejores rendimientos en la reproducción de

rebrotes, antes y después de la poda de formación siendo este el mejor sustrato. El

sustrato bovinaza con el lombricompost estadísticamente no tuvo significancia en la

producción de biomasa, siendo de mejor opción el sustrato bovinaza por ser de menor

costo. Así mismo recomienda el uso del sustrato tierra negra + arena blanca + bovinaza

(50%:20%:30%) por presentar los mejores rendimientos en la producción de rebrotes

en la planta de morera y un mejor rendimiento de biomasa (materia verde) y a un costo

menor comparado con el tratamiento a base de lombricompost.

Según Gutiérrez (1997), en su tesis titulada “Variabilidad en las características

morfológicas y estructurales en diversas accesiones de (Crataegus pubescens) (HBK)

Steud. Rosaceae: Maloideae y su probable mecanismo de adaptación a las diversas

condiciones ambientales”, recomienda; promover la explotación del fruto de (Crataegus

pubescens) dada su importancia económica que requiere apoyar estudios para

caracterizar el valor de sus pectinas, generando grandes beneficios económicos ya que

se desarrolla sobre los 2000 msnm. Así mismo menciona que (Crataegus pubescens) ha

despertado un gran interés en fruticultura ya que se ha utilizado como patrón para

injertar manzano, su madera es de grano fino, con radios medulares oscuros, se utiliza

para la elaboración de herramientas y otros utensilios.

21

Según Golcher (2008), en su tesis titulada “Evaluación de dos tipos de injerto de Pera

Bos (Pyrus comunis) y dos porta injertos en San Bartolomé Milpas Altas, departamento

de Sacatepéquez”, recomienda utilizar cualquiera de los patrones evaluados para la

reproducción vegetativa de la pera, ya que ambos respondieron de la misma forma. La

Manzanilla (Crataegus stipulosa) tiene la característica de emitir brotes en el cuello y en

las raíces principalmente, a su lado se separan estos brotes (hijuelos de la raíz) es

como generalmente se le multiplica, por el otro lado significa una desventaja, pues es

necesario pasar por lo menos dos veces por año quitándolos. Tanto la Manzanilla

(Crataegus stipulosa) como la pera Kieffer (Pyrus communis L.) utilizadas como patrón

respondieron de igual forma al porcentaje de pegue.

García (2008), en su tesis titulada “Evaluación de enraizadores para la producción de

buganvilia (Bougainvillea spectabilis Wild) bajo tres sustratos” menciona; los productores

de la región del suroccidente, no tienen precedentes para la utilización de productos

fitohormonales en la reproducción asexual de buganvilia a través de estacas, sino

únicamente la reproducción tradicional, empleando para ello técnicas rudimentarias que

en su mayoría de casos llegan a catalogarse como precarias. Las plantas de buganvilia

(Bougainvillea spectabilis Wild), tiene la característica de poderse reproducir

asexualmente, empleando para ello la técnica de estacas, se determinó que el mejor

producto fitohormonal (enraizador) es: Rootex 30, ya que a los 60 días después de la

siembra, las estacas de buganvilia presentaron un mayor número de raíces y longitudes

aceptables.

Según Saltic (2010), en su publicación de Prensa Libre titulada “Manzanilla, fruta con

aroma de la época” menciona; Para los pequeños productores de Manzanilla de Santa

María de Jesús, Sacatepéquez, noviembre y diciembre son la mejor época del año, ya

que es cuando se incrementa la demanda de esta fruta, utilizada en parte para la

decoración navideña. Hace unos años la producción de manzanilla en este lugar se

limitaba a los cultivos silvestres; sin embargo conforme la demanda se incrementa, los

campesinos han puesto mayor atención y cuidado a la siembra y cosecha de la fruta.

Hasta ahora se hacen injertos de manzanilla, en especial la de tipo corona, la cual tiene

22

un color más intenso, lo que hace que tenga mayor demanda. Cada agricultor cuenta

con cuatro árboles, compradores de San Juan Sacatepéquez, San Pedro Sacatepéquez

y desde el Salvador llegan al poblado para adquirir manzanilla, la cual llevarán a los

diversos mercados del país.

Según Aldana (2010), menciona que las hormonas enraizantes son compuestos

orgánicos que estimulan la actividad fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la

formación y desarrollo de raíces. Estas se utilizan para lograr la emisión de raíces en

esquejes, estacas o ramillas en cultivos como el cacao que no produce raíces en las

ramas fácilmente. En el mercado se consigue una amplia gama de hormonas

enraizantes en polvo y para disolver en agua. En un recipiente limpio se deposita la

hormona en la cantidad que permita impregnar bien la base de la ramilla. En un

recipiente limpio y desinfectado se deposita agua limpia para humedecer la punta o

área de corte realizado en la estaca. Humedecida la punta del tallo de la estaca se

introduce dentro del recipiente que contiene la hormona, logrando que esta quede

adherida con facilidad.

Según Weaver (1985), se le llama auxinas al grupo de compuestos que se caracterizan

por tener capacidad de inducir la extensión de las células de los brotes. Para Hartmann,

HT. Kesler, DE. (1998) las auxinas tienen varias ventajas al ser aplicadas a estacas:

aceleran su iniciación y aumentan la uniformidad del enraizamiento. Las auxinas

pueden ser naturales, ya que son producidas por la misma planta, tal es el caso del AIA

(ácido indolacetico), detectado en varios tejidos vegetales, y el IAN (indolacetonitrilo)

extraído de hojas y tallos de plantas superiores de crecimiento rápido; también pueden

ser sintéticas, y entre esta están él IBA (ácido indolbutítico).

Según Aldana (2010), menciona que las hormonas enraizantes son compuestos

orgánicos que estimulan la actividad fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la

formación y desarrollo de raíces. Estas se utilizan para lograr la emisión de raíces en

esquejes, estacas o ramillas en cultivos como el cacao que no produce raíces en las

ramas fácilmente. En el mercado se consigue una amplia gama de hormonas

23

enraizantes en polvo y para disolver en agua. En un recipiente limpio se deposita la

hormona en la cantidad que permita impregnar bien la base de la ramilla. En un

recipiente limpio y desinfectado se deposita agua limpia para humedecer la punta o

área de corte realizado en la estaca. Humedecida la punta del tallo de la estaca se

introduce dentro del recipiente que contiene la hormona, logrando que esta quede

adherida con facilidad.

24

3. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO

La manzanilla es un cultivo nativo del altiplano occidental del país con baja explotación

económica, ya que por sus características morfológicas que presenta la planta ha

dificultado su propagación en campo y es por ello que los productores de plantas

frutales no han encontrado la manera efectiva y eficiente de reproducir dicho cultivo.

Ante esta dificultad los productores en campo prefieren propagar las plantas utilizando

el método de reproducción por hijuelos, sin embargo este método requiere de mayor

tiempo y espacio (área de terreno) para su propagación porque se necesita de gran

número de plantas madres para obtener el material vegetativo necesario para

cultivarlas y explotarlas económicamente, situación que ha sido difícil de lograrlo, ya

que la poca cantidad de frutos que los agricultores producen en sus parcelas la

comercializan, por la demanda en el mercado nacional, limitándose a la extracción y

comercialización de semilla para su reproducción sexual.

Actualmente los productores en campo demandan el cultivo en plántulas, sin embargo

lo productores de frutales en vivero del occidente del país se han encontrado con la

dificultad para la propagación asexual del cultivo debido a que la planta posee un tallo

leñoso y para su propagación por método de estacas de tallo no se logra la generación

de raíces, porque los productores no utilizan fitohormonas para inducir el enraizamiento,

surgiendo la necesidad de buscar prácticas que faciliten la reproducción asexual del

cultivo.

Dicha situación se manifiesta en la alta demanda y baja oferta de patrones (plántulas)

de Manzanilla, por tal razón se propone la evaluación del efecto de tres enraizadores en

tres sustratos para la propagación de estacas de tallo del cultivo de Manzanilla,

considerando que es un cultivo con alta resistencia a plagas y enfermedades, siendo

muy efectivo para la utilización de porta injertos en cultivos con potencial económico

tales como Pera, Manzana y Manzanilla mejorada, buscando una alternativa efectiva

con los sustratos y enraizadores para la propagación asexual del cultivo, la reducción

25

en los costos de comercialización de las plántulas de Pera, Manzana y Manzanilla

mejorada, el abastecimiento de la demanda de patrones con viveristas del altiplano

occidental del país y el incremento en la explotación económica del cultivo transformado

en conservas.

La finalidad de la investigación fue generar y facilitar información técnica y práctica a los

fruticultores y/o viveristas frutícolas del altiplano occidental del país para reducir costos

desde la propagación por estacas, producción de patrones de manzanilla y el injerto de

variedades de Pera, Manzana y Manzanilla mejorada.

26

4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar el efecto de enraizadores en diferentes sustratos en el cultivo de Manzanilla

(Crataegus guatemalensis) en Santa Lucia Utatlán, Sololá.

4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre el porcentaje de pegue

en el cultivo de Manzanilla.

Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre la longitud radicular en

el cultivo de Manzanilla.

Determinar el efecto de tres enraizadores y tres sustratos sobre el número de brotes en

el cultivo de Manzanilla.

Determinar el costo de producción de cada uno de los tratamientos evaluados en el

cultivo de Manzanilla.

27

5. HIPÓTESIS

5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA

Al menos un tratamiento mejora el porcentaje de pegue en el cultivo de Manzanilla.

Al menos un tratamiento mejora la longitud radicular en el cultivo de Manzanilla.

Al menos un tratamiento incrementa el número de brotes en el cultivo de Manzanilla.

28

6. METODOLOGÍA

6.1 LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO

La investigación tipo experimental se realizó en el Paraje Parracaná, Cantón Chuchexic,

municipio de Santa Lucia Utatlán, departamento de Sololá. La ubicación geográfica de

la cabecera municipal comprendida en las coordenadas Latitud Norte-Sur 14°76'06'' y

longitud Este-Oeste 91°26'06'', se encuentra a una altura de 2,492 msnm. Santa Lucía

Utatlán, colinda con los siguientes municipios al Norte con Nahualá y Totonicapán; al

Este con San José Chacayá; al Sur con San Marcos La Laguna y Santa Clara La

Laguna; al Oeste con Santa Catarina Ixtahuacán (SEGEPLAN, 2010).

El municipio de Santa Lucia Utatlán se clasifica en dos zonas de vida, Bosque muy

húmedo Montano Bajo Subtropical (50.37 km2) y Bosque muy húmedo Montano

Subtropical (0.70 km2) (SIG-MAGA, 2006).

6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL

Para la realización de la presente investigación en su fase experimental, se utilizaron y

aplicaron los siguientes materiales:

6.2.1 Estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis)

Para el presente ensayo se utilizaron tallos de Manzanilla de 0.25 metros de longitud y

un diámetro comprendido en los rangos de 0.005 a 0.010 m, las cuales fueron

introducidas en los sustratos, previamente aplicada las fitohormonas para su

enraizamiento.

6.2.2 Arena blanca

La arena es un elemento granular que se encuentra en la naturaleza. Está compuesta

de partículas muy finas de rocas y minerales. En geología se considera arena a

cualquier partícula mineral con un diámetro de 0.06 a 2 milímetros, que es llamada

individualmente como grano de arena. Las siguientes partículas de menor tamaño se

llaman limos y las siguientes de mayor tamaño, grava (Hartmann, et al., 1987).

29

La arena está formada principalmente por silicatos, que son producto de la combinación

de varios elementos metálicos con los elementos más comunes de la corteza terrestre:

El oxígeno y el silicio. Los silicatos, por lo tanto, son el grupo mineral más variado y

extenso en la tierra. Su densidad es media, son duros, translúcidos y transparentes. El

silicio presente en la arena generalmente se encuentra en la forma de cuarzo, que es el

mineral más resistente a las condiciones climáticas (Hartmann, et al., 1987).

6.2.3 Broza

Se utilizó hojarasca descompuesta (broza) de bosques latifoliadas tales como Aliso

(Alnus acuminata), Encino (Quercus sp), la broza estaba descompuesta en su totalidad

(humus), donde se obtuvo un buen sustrato libre de hojas u otros objetos, se tamizó el

material recolectado obteniendo broza fina. Se consideró que este material contiene

nematodos, plagas, semillas de malezas y agentes patógenos, de modo que tuvo que

aplicarse insecticida-nematicida antes de utilizarla. En consecuencia del ataque de los

microorganismos, la materia orgánica se degrada y experimenta una serie de cambios

en su composición, hasta que alcanza una cierta estabilidad biológica o se mineraliza.

6.2.4 Tierra Negra

El Horizonte A es la parte del suelo más expuesta a las acciones meteorizantes del sol,

la lluvia, el viento, el hielo y también de los seres vivos. Los materiales que se

descomponen con facilidad tienden a emigrar, dejando concentrados en el horizonte A,

los minerales más resistentes y la materia orgánica. Los minerales resistentes que

quedan en los suelos muy meteorizados, se descomponen más lentamente para ser

una fuente adecuada de nutrientes para las plantas. Parte de la arena se reduce en limo

y parte del limo de transforma en arcilla (Thompson y Troeh, 2002).

6.2.5 Hormonas enraizantes

Las hormonas enraizantes son compuestos orgánicos que estimulan la actividad

fisiológica de la planta, favorecen y aceleran la formación y desarrollo de las raíces.

Estas se utilizan para la lograr la emisión de raíces en esquejes, estacas o ramilla en

cultivos como el cacao que no produce raíces en la ramas fácilmente. En el mercado se

30

consigue una amplia gama de hormonas enraizantes en polvo y para disolver en agua

(Aldana, 2010).

Las hormonas enraizantes utilizadas en la investigación son:

a. Descripción comercial de las hormonas enraizantes

Hormona vegetal: Acido Indolebutyrico-3

Nombre comercial: Rootex

Formulación: Polvo humectante

Ingredientes activos: Fungicida captan cis-N-l (triclorometril) -4

ciclohexeno- 1,2 dicarboximida.

15.00 %

Acido Indolebutyrico-3 0.30 %

Inertes y compuestos relacionados. No más de: 84.70 %

Total 100.00 %

Indicado para: Rootex, polvo humectante, es un producto a base de una

concentración de Captan, lo cual protege sus almácigos,

semilleros, tubérculos, plántulas en crecimiento, y tratamiento

de semillas, contra toda clase de hongos o flora bacterial

nociva a sus cultivos, y por acción hormonal aumenta el

crecimiento de raíces y brotes laterales.

Aplicación: Cuando se trate de trasplante use de 3 a 4 medidas (90 g. a

120 g.) por 16 litros de agua, y aplique su aspersión a la raíz

desnuda. Agréguese el polvo hormonal por contacto en la

base de sus estacas para promover raíz. Cuando se trata de

semilleros, incorpore 30 gramos por m2 de Rootex. Para el

caso de semillas, mezcle 2 onzas de Rootex por cada 10

libras.

Miscibilidad: Con los pesticidas del suelo usuales en la Agricultura.

Toxicología: Banda verde, Ligeramente toxico.

Presentación: Sobre de 100 g.

Empresa: BIONAGRO, Guatemala y COSMOCEL, México (Bionagro,

2013).

31

Hormona vegetal: Indole-3-butyric acid (IBA)

Nombre comercial: IBA 98 SP

Formulación: Polvo soluble

Ingredientes activos: Indole-3-butyric acid (IBA) 98.00 %

Ingredientes inertes 2.00 %

Total 100.00 %

Indicado para: Enraizamiento de estacas semi leñosas y leñosas.

Aplicación: Diluir los 10 gramos de producto comercial en 200 ml de

alcohol etílico al 90 %, luego aforar con agua destilada hasta

completar un litro de solución (800 ml de agua destilada); la

preparación hacerla en recipiente color ámbar. En la solución a

9800 ppm de IBA, sumergir 2.50 cm de las estacas por 5

segundos y luego sembrar.

Miscibilidad:

Toxicología: Banda verde. Ligeramente tóxico.

Presentación: Sobre de 10 gr.

Empresa: Marketing ARM International, Florida, USA (Marketing ARM,

Guatemala, 2011).

Hormona vegetal: NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético

Nombre comercial: Raizal 400

Formulación: Polvo soluble

Ingredientes activos: Nitrógeno total (N) 9.00 %

Fósforo (P2O5) 45.00 %

Potasio (K2O) 11.00 %

Magnesio (Mg) 0.60 %

Azufre (S) 0.80 %

Fitohormonas 0.04 %

Ingredientes inertes 35.56 %

Total 100.00 %

Indicado para: Nutriente enraizador de plántulas.

32

Aplicación: Trasplantes en campo y frutales en viveros, disuelva ½ a 1 kg

de RAIZAL* 400 en 100 L de agua. Aplique 50 a 80 ml de

solución por planta, preferentemente al momento del

trasplante o inmediatamente después.

Toxicología: Banda verde. Ligeramente tóxico.

Presentación: Sobre de 454 gr.

Empresa: ArystaLifeScience (Noviembre, 2008).

6.3 FACTORES A ESTUDIAR

Los factores estudiados fueron los sustratos (Factor A) y fitohormonas (Factor B) en la

emisión de brotes y raíces en el cultivo de manzanilla.

6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS

Los tratamientos fueron tres sustratos (arena blanca, broza y tierra) las cuales sirvieron

para el enraizamiento de los esquejes, al momento de la siembra se aplicó tres

enraizadores: b1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %), b2 Ácido indolbutírico (IBA 98 %), b3

NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %), para inducir a la emisión de raíces y

consecuentemente la formación de retoños de los esquejes.

Cuadro 1. Tratamiento evaluado sobre el efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de manzanilla; Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016.

Tratamiento Factor A Factor B

T1 Arena blanca Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)

T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)

T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)

T4 Arena blanca Ácido indolbutirico (IBA 98 %)

T5 Broza Ácido indolbutirico (IBA 98 %)

76 Tierra Ácido indolbutirico (IBA 98 %)

T7 Arena blanca NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)

T8 Broza NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)

T9 Tierra NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)

33

6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL

Se utilizó el diseño de bloques completos al azar con arreglo de parcelas divididas, con

nueve tratamientos y tres repeticiones, para un total de 27 unidades experimentales. En

donde en el factor A se evaluó el efecto de los sustratos: arena blanca, broza y tierra y

en el factor B el efecto de los enraizadores: b1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %), b2

Ácido indolbutírico (IBA 98 %), b3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %).

6.6 MODELO ESTADÍSTICO

El modelo estadístico para la presente evaluación se describe a continuación:

Yijk = μ + ai+Tj+ (aT)ij + Eijk

Dónde:

Yijk= Una observación del i-ésimo nivel del factor sustrato y i-ésimo nivel del factor

enraizadores a i-ésimo repetición. (Variable respuesta).

μ = Media general.

ai = Efecto del i-ésimo nivel del factor sustratos.

Tj= Efecto del i-ésimo nivel factor enraizadores.

(aT) ij= Efecto de la interacción entre sustrato x enraizadores.

Eijk= Efecto del error experimental.

6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL

Se utilizaron tres bloques con nueve unidades experimentales cada uno, en donde los

tratamientos fueron distribuidos al azar. Cada unidad experimental compuesta por

tablones directos al suelo, con dimensiones de 0.50 metros de ancho por 0.50 metros

de largo y el distanciamiento entre los esquejes fue de 0.05 metros, cada unidad

experimental estuvo compuesta por 100 estacas, se evaluaron las 64 estacas del medio

dejando el efecto de borde.

34

7.

8.

9.

10.

11.

Figura 2. Unidad experimental en la evaluación de tres enraizadores en tres sustratos

en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

6.8 CROQUIS DE CAMPO.

Dónde: a1, a2, a3 son los sustratos y b1, b2, b3 son los enraizadores.

N

BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III

b3 b1 b2

b1 b2 b3

b3 b2 b1

b2 b3 b1

b3 b1 b2

b2 b1 b3

b1 b2 b3

b2 b3 b1

b1 b3 b2

Figura 3. Croquis de campo en la evaluación de tres enraizadores en tres sustratos, en el cultivo de Manzanilla; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

0.50 metros

0.5

0 m

etros

0.25 Metros Cuadrados

Parcela

Neta (0.16

m2), 64

estacas.

Parcela bruta

(0.25 m2)/ 100

estacas.

35

6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO

Se realizaron todas las labores que el productor efectúa y que fueron recomendadas

para producción de esquejes de manzanilla en condiciones de campo abierto.

6.9.1 Selección del área

Consistió en identificar y seleccionar un área de terreno con todas las condiciones

necesarias para el establecimiento del experimento, tomando en cuenta la entrada de

luz solar, la disponibilidad de agua y accesibilidad al lugar.

6.9.2 Limpieza del terreno

Esta actividad consistió en eliminar todo material que existía donde se ubicó el

experimento, tales como piedras, malezas, entre otros, con el fin que existiera una

mejor facilidad de trabajo. La actividad se realizó manualmente utilizando azadones,

rastrillos, machetes, carretas, costales.

6.9.3 Selección de sustratos

Para el caso de arena blanca se seleccionó el sustrato libre de tierra, se cernió

utilizando únicamente las partículas con un promedio de 0.03 mm de diámetro. La broza

(hojas descompuestas de latifoleadas) se cernió obteniendo sustrato fino sin hojarasca

y en el caso de tierra se utilizó la textura de suelo franco arenoso localizada donde se

realizó la investigación.

6.9.4 Desinfección de los sustratos

La desinfección consistió en aplicar Carbofurán al 5 %, a razón de 2 gramos por metro

cuadrado; para evitar el ataque de insectos y nematodos; y para el control de hongos se

aplicó Captán 50 WP a razón de 3 gramo por 1 litro de agua, en forma de “lechada”.

6.9.5 Elaboración de tablones de enraizamiento

Consistió en la elaboración de tablones con dimensiones de 0.50 m de ancho por 0.50

m de largo, se realizó directo al suelo, para cada unidad experimental se colocó madera

a los laterales para evitar el deslizamiento de los sustratos. El sustrato en cada unidad

36

experimental tuvo un espesor de 0.20 m, favoreciendo la buena colocación de las

estacas de tallo.

6.9.6 Selección de estacas

Las estacas seleccionadas fueron de plantas en edad joven (3 a 4 años), no se

seleccionaron estacas de plantas de mayor edad a las mencionadas. De dichas plantas

de Manzanilla se obtuvieron ramas, luego se seleccionaron estacas de 0.25 m de

longitud y diámetro comprendido en los rangos de 0.005 a 0.010 m.

6.9.7 Siembra de estacas de tallo

La siembra se efectuó a un distanciamiento de 0.05 m. al cuadro, en cada unidad

experimental existieron 100 estacas; al momento de la siembra las estacas se

sumergieron 0.02 m en los enraizadores siendo las siguientes dosis y concentraciones:

Ácido Indolebutyrico; se agregó el polvo hormonal por contacto en la base de las

estacas para promover el enraizamiento, la estaca se sumergió 0.02 m en el polvo, la

concentración fue del 15.30 %.

Ácido indolbutirico; se tomaron 10 gramos de producto comercial (IBA 98 %) y se

diluyeron en un recipiente de vidrio color ámbar con 200 ml de alcohol etílico al 90 % y

800 ml de agua destilada hasta completar un litro de solución, al realizar la mezcla se

obtuvo 9800 ppm. Esta solución se trasladó al momento de su uso en un recipiente de

plástico de boca ancha lo cual permitió introducir las estacas a una altura de 0.02 m por

un tiempo de 5 segundos.

Ácido Naftalenacético; Se disolvió 0.01 kg de Raizal en 1 litro de agua aplicando con

bomba de mochila en forma de chorro 80 ml de solución por estaca al momento del

trasplante, la concentración fue del 66.40 %.

37

6.9.8 Control de malezas

El control de malezas se realizó a cada 30 días de una forma manual, evitando la

competencia con el cultivo en luz, agua y otros.

6.9.9 Riego

El riego se aplicó según los requerimientos del sustrato, cabe mencionar que el sustrato

arena blanca requirió constantemente la aplicación de agua por su baja capacidad de

retención de humedad.

6.9.10 Toma de datos

La toma de datos se realizó a los 120 días después de la siembra, tomando datos en

porcentaje de pegue, longitud radicular y número de brotes. Las variables se midieron

en porcentaje, número de brotes y longitud radicular utilizando cinta métrica.

6.10 VARIABLES DE RESPUESTA

6.10.1 Porcentaje de pegue

El pegue del material vegetativo se refiere a las estacas de tallo que hayan generado

raíz en los sustratos después de haber aplicado el estimulador de enraizamiento

durante la siembra. El porcentaje se estableció de acuerdo al número de estacas de

tallo con raíces sobre la población total. La variable se midió a los 120 días después de

realizado la siembra en los sustratos, arrancando las estacas del sustrato, verificando la

raíz y brotes en cada estaca; se realizó en este tiempo debido a que a los 60 días no

era conveniente arrancar las estacas.

6.10.2 Longitud radicular

La longitud radicular se refiere al tamaño de las raíces adventicias generadas por el

estimulador de enraizamiento aplicada durante la siembra, el tamaño de las raíces se

midió con una cinta métrica, arrancando el material experimental, la medición se realizó

120 días después de la siembra en los sustratos, obteniendo dato de todas las estacas

que generaron raíz, los datos se expresan en metros.

38

6.10.3 Número de brotes

Se refiere a la cantidad de yemas que generó nuevo crecimiento de hojas, la medición

se efectuó contando el número de yemas que han formado hojas de las estacas

enraizadas en cada tratamiento y se realizó a los 120 días después de la siembra en los

sustratos, evaluando el efecto sobre la calidad de las estacas.

6.11 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN

6.11.1 Análisis estadístico

Para efectuar el análisis estadístico se utilizó uno hoja electrónica para la obtención de

los datos, se realizó el Análisis de Varianza para determinar si existe significancia o no

para los factores, para los que presentaron significancia se realizó la prueba de

Diferencia Mínima Significativa (DMS) ingresando las medias de los factores en la hoja

de cálculo.

6.11.2 Análisis económico

Se realizó un análisis de costos de producción, tomando en cuenta los costos de mano

de obra y los costos de insumos de cada tratamiento, con los datos obtenidos se

procedió a la determinación de la rentabilidad de cada uno de los tratamientos.

R = I N_ x 100

CT

Dónde:

R = Rentabilidad

IN = Ingreso Neto

CT= Cotos total

39

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1 PORCENTAJE DE PEGUE

Para la variable porcentaje de pegue en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla

(Crataegus guatemalensis) se presentan a continuación los datos de investigación

recopilados en campo, así mismo se presentan los análisis correspondientes como lo

es, el análisis estadístico y prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) por las

significancias presentadas en los factores A y B.

Cuadro 2. Porcentaje de pegue de la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres

sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis); Santa Lucía Utatlán,

Sololá, 2016.

Trat. Factor A Sustrato

Factor B Enraizadores

Bloque I

Bloque II

Bloque III Total Medias

T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 29.69 28.13 31.25 89.063 29.68

T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 00.0

T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 6.25 4.69 4.69 15.625 5.20

T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.00 0.00 0.00 0.000 0.00

T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 3.13 3.13 3.13 9.375 3.12

T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 3.13 3.13 4.69 10.938 3.64

T7 Arena

NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %) 12.50 14.06 15.63 42.188 14.06

T8 Broza


T9 Tierra


Total Bloques 54.69 53.13 59.38 167.18 55.72

En el cuadro 2, se puede observar que el tratamiento 1 (Arena + Ácido Indolebutyrico-3

(15.30%)), presentó mejor resultado con una media de 29.68 % de pegue, seguido de

40

tratamiento 7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4 %)) con una media de

14.06% de pegue, este resultado nos indica que las dosis de enraizadores aplicadas en

las estacas de tallo sembradas en el sustrato arena, desarrollaron fácilmente callo,

luego se formaron las raíces y brotes, favoreciendo el tipo de sustrato el cual es

considerado como material inerte, libre de plagas y enfermedades, sin embargo para el

tratamiento 4 (Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %)) el resultado obtenido fue cero

por ciento, entendiéndose que el enraizador no tuvo efecto en las estacas de tallo,

siendo el mismo sustrato. Los valores de los tratamientos que presentaron cero por

ciento de pegue (T2, T4, T8 y T9), fueron tomados en cuenta para la elaboración del

análisis de varianza y medias que a continuación se presentan.

Cuadro 3. Análisis de varianza para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa

Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

NS = No existe diferencia significativa

** = Diferencia altamente significativa

C.V. = 13.74 %

Después del análisis anterior, el factor A (sustratos) muestra diferencia altamente

significativa, es decir, que los diferentes sustratos (arena, tierra y broza) influyen en el

porcentaje de pegue del material vegetativo al momento de enraizarlo, así también

existe diferencia significativa respecto al factor B (enraizadores), en donde el uso de los

diferentes enraizadores evaluados tienen efectos diferentes en el porcentaje de pegue.

Con respecto a los bloques no hubo diferencia entre factor A, factor B e interacción.

Fuentes de Variación

GL Sumas Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada P=0.05

Bloques 2 2.349121 1.174561 2.3595 NS 6.944

Factor A (Sustrato)

2 426.049805 213.024902 427.9304 ** 6.944

Error A 4 1.991211 0.497803

Factor B (Enraizadores)

2 967.007446 483.503723 667.6361** 3.885

Interacción 4 959.05957 239.764893 331.0744** 3.259

Error B 12 8.690430 0.724202

Total 26 2365.14758

41

Así mismo se puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior, muestran

un coeficiente de variación para el factor A y B de 13.74% lo que indica que el ensayo

fue bien manejado para la variable porcentaje de pegue, obteniendo datos confiables

menores al 20% permisible.

Cuadro 4. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A Sustratos

para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán,

Sololá, 2016.

Sustrato Media DMS 5%

1 Arena 11.6289 A

3 Tierra 4.6867 B

2 Broza 2.2533 C

DMS = 1.5141

En el cuadro anterior se puede apreciar que sí existe diferencia significativa entre

tratamientos por la influencia del sustrato utilizado en el porcentaje de pegue, así la

agrupación de las literales en tres grupos que se observan en dicho cuadro demuestran

que en el grupo A el sustrato Arena resulta ser el mejor tratamiento, con un porcentaje

de pegue de 11.62, esto se debe a que dicho sustrato no se compactó con los riegos

realizados existiendo mejor filtración de agua, por lo que las estacas de tallo tuvieron

propiedades muy adecuadas para su pegue, no existiendo pudrición de estacas por

exceso de humedad; mientras los sustratos tierra del grupo B y broza del grupo C

presentan un porcentaje de peque de 4.68 y 2.25 respectivamente; 59.67 % y 80.65 %

menos eficientes al sustrato arena, considerando que influyo la baja porosidad de los

sustratos, compactándose rápidamente con los riegos efectuados y la retención alta de

humedad, observándose al momento de recopilar los datos que las estacas

presentaban pudrición en la parte baja. En la sumatoria de las medias de cada sustrato

se tomaron en cuenta los cuatro tratamientos T2, T4, T8, T9 que presentaron cero por

ciento de pegue, considerando que los sustratos no presentaron las condiciones

necesarias para su pegue.

42

Cuadro 5. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B Fitohormonas para la variable porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

Enraizadores Porcentaje DMS 5%

1 Ácido Indolebutyrico-3(15.30%) 14.5811 A

3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4%) 2.9477 B

2 Ácido indolbutirico (IBA 98%) 1.04 C

DMS = 1.5992

En el cuadro anterior se puede apreciar que sí existe diferencia en el uso de los

enraizadores para el enraizamiento de estacas de Manzanilla (Crataegus guatemalensis),

así la agrupación de las literales en tres grupos que se observan en dicho cuadro

demuestran que la aplicación del enraizador Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) resultó

ser el mejor tratamiento perteneciente al grupo A, con un porcentaje de pegue de 14.58,

esto se debe a que el enraizador se aplicó por contacto en la base de las estacas,

asegurando que el polvo hormonal llegase al sustrato para su efecto; con respecto al

grupo B se encuentra el enraizador NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %)

presentó un porcentaje de pegue de 2.94 y el grupo C el enraizador Ácido indolbutirico

(IBA 98 %) con un porcentaje de pegue de 1.04, al utilizar estos últimos tratamientos el

pegue se reduce a 79.77 % y 92.87 % respectivamente. Los valores de cero por ciento

de las medias de los tratamientos T2, T4, T8, T9 fueron tomadas en cuenta en la

sumatoria, sin embargo podemos considerar que la forma de aplicación del enraizador

NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %) no es efectiva debido a que dos

tratamientos obtuvieron cero por ciento de pegue.

Los resultados de ANDEVA indican que el efecto combinado de los factores A x B

(sustrato x enraizadores) resulta ser estadísticamente significativo, es decir que el

efecto de ambos factores son dependientes sobre la variable porcentaje de pegue,

presentándose a continuación.

43

Cuadro 6. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Porcentaje de pegue, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016.

Tratamiento Media DMS 5%

1 29.68 A

7 14.06 B

3 5.20 C

6 3.64 C

5 3.12 C

2 0.00 D

4 0.00 D

8 0.00 D

9 0.00 D

DMS = 2.58

En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al

5% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador

porcentaje de pegue, en donde se identifica que se formaron cuatro grupos

estadísticamente siendo superior la interacción del T1 (Arena + Ácido Indolebutyrico-3

(15.30 %)) que presentó una media de 29.68 porciento de pegue, la cual se ubica en el

grupo A, seguido de la interacción del T7 con 14.06 porciento de pegue en el grupo B,

en ambos grupos podemos observar que el sustrato arena combinado con los

enraizadores se obtienen resultados superiores a los demás. Para los tratamientos T3,

T6, T5 con 5.20, 3.64, 3.12 porciento de pegue respectivamente se ubican en el grupo

C y con respecto a los tratamientos T2, T4, T8 y T9 todos con porcentaje de pegue de

cero por ciento se catalogaron en el grupo D indicando que son inferiores

estadísticamente a los demás tratamientos.

44

7.2 LONGITUD RADICULAR

Para la variable longitud radicular en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla





Cuadro 7. Longitud radicular en metros para la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis);

Santa Lucía Utatlán, Sololá, 2016.


Factor B Enraizadores Bloque I

Bloque II


T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.030 0.027 0.029 0.086 0.029

T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000

T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 0.012 0.010 0.010 0.032 0.011

T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000

T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.027 0.026 0.030 0.083 0.028

T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 0.027 0.027 0.028 0.082 0.027

T7 Arena


T8 Broza


T9 Tierra


Total Bloques 0.106 0.101 0.110 0.317 0.106

En el cuadro 6, se puede analizar que en los tratamientos 1, 5 y 6 se obtuvo una media

de 0.029, 0.028 y 0.027 metros de longitud radicular respectivamente, indicador que

muestra que con una longitud radicular mayor a los 0.02 metros es adecuada para el

trasplante a las bolsas para la producción de patrones, asegurando el pegue en el

45

sustrato a utilizar, sobresaliendo el tratamiento 1 que es la combinación de Arena +

Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %).

Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable Longitud radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos, Santa

Lucia Utatlán, Sololá, 2016.



C.V. = 8.11 %

De acuerdo con lo que se observa en el cuadro de ANDEVA se deduce que existe

diferencias altamente significativas al 5 % entre tratamiento. Se puede observar que sí

existe diferencia altamente significativa respecto al factor A (Sustratos), es decir, que

los diferentes sustratos (arena, tierra, broza) influyen en la “longitud radicular” de los

materiales vegetativos enraizados. El factor B (enraizadores), muestra de igual modo

diferencia altamente significativa, es decir, que el uso de las diferentes hormonas

enraizadores tiene efectos diferentes en la “longitud radicular”. Con respecto a los

bloques no hubo diferencia significativa con relación al factor A, factor B e interacción.

Para analizar este comportamiento en el cuadro 8 y 9 aparecen las comparaciones de

medias a través de la Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS). Así mismo se

puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior muestran un coeficiente

de variación para el factor A y B de 8.11 % lo que significa que el ensayo fue bien

Fuentes de Variación G

L

Sumas

Cuadrados

Cuadrados

Medios

F

Calculada

F

Tabulad

a P=0.05

Bloques 2 0.000005 0.000002 1.5249NS 6.944

Factor A (Sustratos) 2 0.000979 0.000489 330.3076** 6.944

Error A 4 0.000006 0.000001

Factor B

(Enraizadores) 2 0.000088 0.000044 48.2852**

3.885

Interacción 4 0.002941 0.000735 810.3982** 3.259

Error B 12 0.000011 0.000001

Total 26 0.004030

46

aplicado para la variable “longitud radicular”, considerándose que la variabilidad de los

datos son adecuados debido a que es menor al 20 % permisible.

Cuadro 9. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A sustratos para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis),

utilizando tres enraizadores y tres sustratos, Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


2 Broza 0.018333 A

1 Arena 0.013111 B

3 Tierra 0.003778 C

DMS = 0.0023

En el cuadro anterior se puede observar que sí existe diferencia significativa entre

tratamientos por la influencia del sustrato utilizado para la variable longitud radicular, en

el este caso se formaron tres grupos estadísticos, siendo el tratamiento número dos

(Broza) el grupo A con una media de 0.018 metros; el tratamiento número uno (Arena)

se ubica en el grupo B con una media de 0.013 metros; para ambos sustratos se pude

analizar que la estructura y porosidad de las mismas influyeron en el desarrollo de la

raíz, no así en el tratamiento número tres (Tierra) del grupo C donde se obtuvo una

media de 0.003 metros, 79.44 % menos de crecimiento radicular con respecto al

sustrato broza, en este caso influyo la compactación del sustrato por la aplicación de

riego y la baja porosidad. En la sumatoria de las medias de cada sustrato se tomaron

en cuenta los cuatro tratamientos T2, T4, T8, T9 que no desarrollaron raíz,

considerando que los sustratos no presentaron las condiciones necesarias para su

encallamiento y desarrollo radicular.

Cuadro 10. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B enraizadores para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016.

Enraizadores Media DMS 5%

1 Ácido Indolebutyrico-3(15.30 %) 0.013333 A 3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %) 0.012667 A 2 Ácido indolbutirico (IBA 98 %) 0.009222 B

DMS = 0.0018

47

En el cuadro anterior se puede observar que sí existe diferencia significativa entre

tratamientos por la influencia de los enraizadores para la variable longitud radicular. En

el cuadro anterior se observa la agrupación de los tratamientos en dos literales, para la

literal A (Grupo A) se encuentra el tratamiento uno siendo Ácido Indolebutyrico-3 (15.30

%) y el tratamiento tres siendo NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.4 %), con medias

de 0.013 y 0.012 metros respectivamente, mismas que resultan ser estadísticamente

iguales, en la literal B (Grupo B) se encuentra el tratamiento dos, siendo Ácido

indolbutirico (IBA 98 %) con una media de 0.0092 metros, habiendo una reducción del

29.23 % de crecimiento radicular en relación al grupo A. Los valores de cero de las

medias de los tratamientos T2, T4, T8, T9 fueron tomadas en cuenta en la sumatoria,

sin embargo podemos considerar que no son efectivas debido a que los cuatro

tratamientos no desarrollaron raíz.

Los resultados de ANDEVA indican así mismo que el efecto combinado de los factores

enraizadores por sustrato resulta ser estadísticamente superior, es decir, que el efecto

de ambos factores son dependiente sobre la variable longitud radicular, para ello se

realizó la DMS para la interacción siendo el siguiente cuadro.

Cuadro 11. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Longitud Radicular, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


1 0.0290 A

5 0.0277 A

6 0.0273 A

3 0.0113 B

7 0.0107 B

2 0.0000 C

4 0.0000 C

8 0.0000 C

9 0.0000 C

DMS = 0.003

48

En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al 5

% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador

longitud radicular, en donde se identifica que se formaron tres grupos estadísticamente,

el grupo A lo representan los tratamientos T1, T5 y T6, las cuales presentaron los

mejores resultados combinando ambos factores con una media de 0.029, 0.027 y 0.027

metros de longitud radicular respectivamente, en el grupo B lo representan los

tratamientos T3 y T7 con una media de 0.11 y 010 metros de longitud radicular

respectivamente y el grupo C lo integran los tratamientos T2, T4, T8, y T9, todas con

cero metros de longitud radicular; con estos datos podemos decir que estadísticamente

la prueba de Diferencia Mínima Significativa indica que la combinación de los mejores

tratamientos son los que se agrupan en la literal A.

7.3 NÚMERO DE BROTES

Para la variable número de brotes en estacas de tallo del cultivo de Manzanilla





Cuadro 12. Número de brotes para la evaluación del efecto de tres enraizadores en tres sustratos en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis); Santa Lucía Utatlán,

Sololá, 2016.

Trat.

Factor A Sustratos


Bloque I

Bloque II


T1 Arena Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 37 39 41 117 39

T2 Broza Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 3 2 3 8 2.67

T3 Tierra Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 28 30 27 85 28.33

T4 Arena Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 4 6 4 14 4.67

T5 Broza Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 8 6 7 21 7

T6 Tierra Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 15 13 16 44 14.67

49

T7 Arena

NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 10 11 11 32 10.67

T8 Broza


T9 Tierra


Total Bloques 116 115 122 353 117.66

En el cuadro anterior podemos analizar que en los tratamientos 1, 3 y 6 se obtuvieron

mayor cantidad en números de brotes, con una media por tratamiento de 39, 28.33 y

14.67 brotes respectivamente, siendo las combinaciones Arena + Ácido Indolebutyrico-3

(15.30 %) y Tierra + Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) los que produjeron mayor número

de brotes. Se hace mención que los tratamientos T2, T4, T8 y T9 quienes presentaron

en la variables anteriores cero metros de longitud radicular y cero por ciento de pegue,

en este caso para la variable número de brotes si presentaron valores inferiores a los

demás tratamientos, esto es debido a que las estacas de tallo únicamente lograron el

desarrollo de callo, lo que favoreció a que la estaca desarrollara brotes.

Cuadro 13. Análisis de varianza para la variable número de brotes, en el cultivo de

Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos;

Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.



C.V. = 10.71 %

Fuentes de Variación

GL Sumas Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada F Tabulada P=0.05

Bloques 2 3.185059 1.592529 1.6224NS 6.944

Factor A (Sustratos) 2 1433.407715 716.703857 730.1627**

6.944

Error A 4 3.92627 0.981567

Factor B (Enraizadores) 2 833.407715 416.703857 212.2909**

3.885

Interacción 4 1486.370605 371.592651 189.3089** 3.259

Error B 12 23.554688 1.962891

Total 26 3783.85205

50

De acuerdo con los datos que se observan en el cuadro de ANDEVA, el factor A

(Sustratos) muestra diferencia altamente significativa, es decir que los diferentes

sustratos (arena, broza y tierra) influyen en el número de brotes de los esquejes de

manzanilla al ser colocados en los diferentes sustratos. También se puede inferir que sí

existe diferencia significativa en relación al número de brotes que emergen de las

estacas de manzanilla, debido a la influencia del factor B (enraizadores). Para los

bloques no hubo diferencia significativa comparada al factor A, factor B e interacción.

Para analizar este comportamiento en el cuadro 14 y 15 aparecen las comparaciones

de medias a través de la Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS). Así mismo

se puede observar que los datos obtenidos en el cuadro anterior muestran un

coeficiente de variación para el factor A y B de 10.71 % lo que indica que el estudio fue

bien manejado para la variable longitud radicular, no existiendo cambios significativos,

asegurando que los datos son confiables debido a que la variación se encuentra por

debajo del 20 %.

Cuadro 14. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor A sustratos para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

Sustratos Medias DMS 5%

1 Arena 23.3333 A

2 Broza 8.7777 B

3 Tierra 7.1111 B

DMS = 2.2456

Con los datos del cuadro anterior se deriva que si existe diferencia significativa entre

tratamientos relacionados al número de brotes debido al efecto de los diferentes

sustratos utilizados, así la agrupación de las literales en dos grupos que se observan,

señalan que el uso del sustrato arena del grupo A resulta ser el mejor con relación al

número de brotes promedio emitidos por tratamiento de 23.33, lo que da a entender que

con la arena se obtuvo mayor cantidad de rebrotes, recomendando para futuras

51

evaluaciones su uso, asegurando el aporte de agua constante debido a sus

propiedades; mientras que los sustratos broza y tierra son estadísticamente iguales con

un promedio de 8.77 y 7.11 brotes por tratamiento estando por debajo del sustrato

arena.

Cuadro 15. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para el factor B enraizadores para la variable número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

Enraizadores Media DMS 5%

1 Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 18.1111 A

3 NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.40 %) 15.7777 A

2 Ácido indolbutirico (IBA 98 %) 5.3333 B

DMS = 2.4926

Según los datos del cuadro anterior se deduce que existe diferencia significativa entre

tratamientos relacionados al número de brotes debido al efecto de la aplicación de

enraizadores. Así la agrupación de las literales en dos grupos que se observan,

demuestran que la aplicación de los enraizadores Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %) y

NPK, Mg, S, Ácido Naftalenacético (66.40 %) ambos del grupo A resultan ser iguales y

mejores tratamientos, con una media de número de brotes emitidos por tratamiento de

18.11 y 15.77 respectivamente; mientras en el grupo B el enraizador Ácido indolbutirico

(IBA 98%) resulta ser el más bajo en cuanto a la variable con 5.33 brotes por

tratamiento, representado un 70.56 % menor al mejor tratamiento. La diferencia se debe

a que los dos mejores enraizadores influyeron en la emisión de brotes por su acción

hormonal y sus contenidos de nutrientes, facilitando a las estacas de tallo en edad

juvenil el surgimiento de nuevos brotes.

Los resultados de ANDEVA indican que el efecto combinado de los factores A x B

enraizadores por sustrato resulta ser estadísticamente significativo, es decir que el

efecto de ambos factores son dependientes sobre la variable número de brotes,

presentándose a continuación.

52

Cuadro 16. Prueba de Diferencia Mínima Significativa (DMS) para la interacción AxB para la variable Número de brotes, en el cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis), utilizando tres enraizadores y tres sustratos; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


1 39 A

3 28.33 B

6 14.66 C

7 10.66 D

5 7 E

8 6.33 F

4 4.66 F

9 4.33 F

2 2.66 F

DMS = 4.21

En el cuadro anterior se puede apreciar los resultados de la prueba de medias DMS al 5

% realizada a la interacción A (sustratos) por el factor B (enraizadores) en el indicador

número de brotes, en dicha prueba se formaron seis grupos, en el grupo A se ubica el

mejor tratamiento T1 siendo (Arena + Ácido Indolebutyrico-3 (15.30 %)) que presentó

una media de 39 brotes por tratamiento, seguidamente los tratamientos T3, T6, T7 y T5

se ubican en los grupos B, C, D y E respectivamente, estadísticamente la prueba de

DMS indica que dichos grupos no son iguales entre si y no son iguales al grupo A. Para

los tratamientos T8, T4, T9 y T2 se ubican el último grupo F en este caso

estadísticamente la prueba de Diferencia Mínima Significativa indica que dichos

tratamientos son iguales.

7.4 ANÁLISIS ECONÓMICO

Los cálculos del análisis económico se realizó con la finalidad de establecer los costos

de producción de cada tratamiento evaluado y su rentabilidad, de tal manera que al

integrar datos por parte del productor pueda establecer una producción comercial del

cultivo, los cuales se presenta en el cuadro 14.

53

Cuadro 17. Costos de los tratamientos evaluados en el cultivo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis); Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

Tr

at.

Paquete tecnológico Costos

totales Q Rentabilidad %

T1 Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 224.25 27.09

T2 Broza + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 243.00 -100

T3 Tierra + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) 218.75 -76.93

T4 Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 230.08 -100

T5 Broza + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 248.83 -87.94

T6 Tierra + Indole-3-butyric acid (IBA) (98 %) 222.58 -84.28

T7 Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 218.48 -38.21

T8 Broza + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 237.23 -100

T9 Tierra + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %) 210.98 -100

Analizando el cuadro anterior podemos mencionar que el tratamiento T1 (Arena + Acido

Indolebutyrico-3 (15.30 %)) presentó un costo de producción de Q 224.25, considerado

como un costo intermedio con respecto a los demás tratamientos, siendo el único

tratamiento que por sus rendimientos de producción y bajas perdidas alcanzó una

rentabilidad de 27.09 %, lo que indica que se recupera el quetzal invertido y se recibe Q

0.27 más.

Para los demás tratamientos según el análisis económico efectuado respecto al costo

de producción, indica que el tratamiento T9 (Tierra + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético

(66.40 %)) y T7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.40 %)) presentan un

costo de producción bajo a los demás tratamientos con Q 210.98 y Q 218.48

respectivamente, esto se debe a que el costo de inversión en insumos tales como

enraizadores y sustratos son bajos, sin embargo ambos tratamientos mencionados no

son rentables, similar sucede a los tratamientos T2, T3, T4, T5, T6 y T8.

54

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Núm

ero

de

bro

tes

Longitud radicular

Correlacion Longitud radicular vs Número de brotes

Longitud radicular Número de brotes

7.5 CORRELACIÓN

7.5.1 Longitud radicular vs Número de brotes

La correlación que existe entre estas dos variables es de 0.58, debido a que dicho

resultado es menor a 0.70, entonces se puede concluir que la longitud radicular tiene

baja correlación lineal con el número de brotes.

7.5.2 Porcentaje de pegue vs Número de brotes

La correlación que existe entre las dos variables es de 0.80, debido a que el resultado

es mayor a 0.70, entonces se puede concluir que si existe relación lineal positiva entre

las dos variables, es decir que se esperaría que a mayor porcentaje de pegue de las

estacas de tallo se obtiene mayor número de brotes.

La fórmula utilizada para la correlación es la siguiente:

r=

√

Figura 4. Correlación Longitud radicular vs Número de brotes; Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

∑xy - (∑ x ) ( ∑ y )_____ ∑xy - (∑ x ) ( ∑ y )_____

n

[∑x2 - (∑ x )2] n

[∑x2 - (∑ x )2] n

55

0

10

20

30

40

50

60

70

80

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nú

mer

o d

e b

rote

s

Porcentaje de pegue

Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes

Porcentaje de pegue Número de brotes

Figura 5. Correlación Porcentaje de pegue vs Número de brotes; Santa Lucia Utatlán,

Sololá, 2016.

56

8. CONCLUSIONES

De acuerdo al análisis estadístico aplicado a los distintos tratamientos, se determinó

que al menos un tratamiento tuvo un efecto diferente sobre las variables porcentaje de

pegue, longitud radicular y número de brotes en la reproducción de estacas de tallo de

Manzanilla (Crataegus guatemalensis), por consiguiente se acepta la hipótesis alternativa.

Las mismas pruebas estadísticas dan a conocer que el mejor tratamiento es el uso del

sustrato arena más la aplicación del enraizador Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) (T1),

ya que se obtuvo un porcentaje de pegue de 29.68, con una longitud radicular de 0.029

metros y un número de 39 brotes promedio por tratamiento.

El tratamiento T1 (Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %)), presentó un costo de

producción de Q 224.25, obteniendo un beneficio-costo positivo de Q 0.27, lo que

significa que por Q 1.00 invertido, se obtiene Q 0.27 más; esto debido a que los costos

iniciales se hacen en cuanto al total de estacas sembradas, pero los ingresos son

generados por las plantas efectivas, en este caso rindió una producción de 57 estacas,

con una rentabilidad sobre costos de 27.09%.

Las pruebas estadísticas dan a conocer que el segundo mejor tratamiento (T7) es el

uso del sustrato arena más la aplicación del enraizador NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacético (66.40 %), ya que se obtuvo un porcentaje de pegue de 14.06, con una

longitud radicular de 0.011 metros y un número de 10.66 brotes promedio por

tratamiento.

El factor A (Sustratos) y factor B (Enraizadores), presentaron interacción

estadísticamente significativa en los porcentaje de pegue, longitud radicular y número

de brotes, lo que significa que el efecto de ambos factores son dependientes.

57

9. RECOMENDACIONES

Para la reproducción de estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) bajo

condiciones edafoclimáticas similares al experimento (campo abierto) es conveniente el

uso de Acido Indolebutyrico-3 (15.30 %) + Arena Blanca, por el número de estacas

enraizadas y con brotes, sin embargo los costos de producción son altos a comparación

de los demás tratamientos.

Se recomienda que los productores validen la tecnología e información generada en la

presente investigación, así mismo los efectos de los enraizadores en las estacas

durante el trasplante a bolsas para la producción de patrones.

La arena como sustrato se recomienda para la reproducción de estacas de tallo ya que

se evidenció su efectividad para las variables porcentaje de pegue y número de brotes,

sin embargo es necesario realizar pruebas combinado con sustrato broza para la

generación de raíz, debido a que dicho sustrato fue más eficiente para la variable

longitud radicular.

Según análisis del cultivo de Manzanilla (Crataegus guatemalensis) existe alta demanda

de estacas enraizadas para la utilización de patrones, por lo que se recomienda su

reproducción utilizando el paquete tecnológico T1, ya que en ella se obtiene una

rentabilidad del 27.09% sobre costos de producción.

Se sugiere investigar la reproducción de estacas de tallo de Manzanilla (Crataegus

guatemalensis) en un tiempo mayor a cuatro meses y con un plan fitosanitario durante el

tiempo de reproducción, debido a que algunos formaron únicamente callo y otros

presentaron pudriciones en la parte enraizada. Así mismo recomienda investigar

métodos de siembra de estacas de tallo con diferentes grados de inclinación 90°, 45°,

0°.

58

10. BIBLIOGRAFÍA

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63

11. ANEXOS

64

Anexo 1: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Porcentaje de pegue; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016.

Trat. FACTOR A Sustrato

FACTOR B Enraizadores


Número de estacas pegadas

% de pegue


% de pegue


% de pegue

T1 Arena Acido Indolebutyrico-3

(15.30%) 19 29.69 18 28.13 20 31.25

T2 Broza Acido Indolebutyrico-3

(15.30%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00

T3 Tierra Acido Indolebutyrico-3

(15.30%) 4 6.25 3 4.69 3 4.69

T4 Arena Acido Indolbutirico (IBA

98%) 0 0.00 0 0.00 0 0.00

T5 Broza Acido Indolbutirico (IBA

98%) 2 3.13 2 3.13 2 3.13

T6 Tierra Acido Indolbutirico (IBA

98%) 2 3.13 2 3.13 3 4.69

T7 Arena NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacetico (66.4%) 8 12.50 9 14.06 10 15.63

T8 Broza NPK, Mg, S, Acido


T9 Tierra NPK, Mg, S, Acido


65

Anexo 2: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Longitud radicular; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016.

Trat. FACTOR

A Sustrato

FACTOR B Enraizadores


Número de estacas

con raíz

Promedio de longitud

radicular / estacas

Número de estacas

con raíz


radicular / estacas

Número de estacas

con raíz


radicular / estacas

T1 Arena

Acido Indolebutyrico-3

(15.30%) 19 0.03 18 0.027 20 0.029

T2 Broza


(15.30%) 0 0 0 0 0 0

T3 Tierra


(15.30%) 4 0.012 3 0.01 3 0.01

T4 Arena Acido Indolbutirico

(IBA 98%) 0 0 0 0 0 0

T5 Broza Acido Indolbutirico

(IBA 98%) 2 0.027 2 0.026 2 0.03

T6 Tierra Acido Indolbutirico

(IBA 98%) 2 0.027 2 0.027 3 0.028

T7 Arena

NPK, Mg, S, Acido Naftalenacetico

(66.4%) 8 0.01 9 0.011 10 0.013

T8 Broza


(66.4%) 0 0 0 0 0 0

T9 Tierra


(66.4%) 0 0 0 0 0 0

66

Anexo 3: Cuadro de resultados obtenidos en campo para la variable Número de brotes; Santa Lucia Utatlán, Sololá,

2016.




# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

T1 Arena


(15.30%) 20 1.85 37 18 2.16 39 22 1.86 41

T2 Broza


(15.30%) 3 1 3 2 1 2 2 1.5 3

T3 Tierra


(15.30%) 14 2 28 14 2.14 30 12 2.25 27

T4 Arena

Acido Indolbutirico (IBA 98%) 3 1.33 4 2 3 6 3 1.33 4

T5 Broza

Acido Indolbutirico (IBA 98%) 4 2 8 3 2 6 2 3.5 7

T6 Tierra

Acido Indolbutirico (IBA 98%) 9 1.66 15 8 1.62 13 10 1.6 16

T7 Arena

NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacetico (66.4%) 8 1.25 10 10 1.1 11 10 1.1 11

67




# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

# de estacas

con brotes

Prom. de

brotes / estacas

Número de

brotes / Trat.

T8 Broza

NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacetico (66.4%) 5 1.2 6 5 1 5 8 1 8

T9 Tierra

NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacetico (66.4%) 2 2.5 5 2 1.5 3 3 1.66 5

68

Anexo 4. Costo de producción de tratamiento T1 (Arena + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.

Descripción Unidad de

medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra

1.1 Selección y limpia del terreno Jornales 0.055 Q 50.00 Q 2.75

1.2 Selección de estacas de tallo y siembra Jornales 0.66 Q 50.00 Q 33.00

1.3 Riego Jornales 0.47 Q 50.00 Q 23.50

1.4 Control de malezas Jornales 0.19 Q 50.00 Q 9.50

1.5 Monitoreo y toma de datos Jornales 0.44 Q 50.00 Q 22.00

Q 108.25

2 Insumos

2.1

Cajones de madera (Depreciación por 4 ciclos de siembra) Unidad 1 Q 11.50 Q 11.50

2.2 Captan Kilogramos 0.0036 Q 99.00 Q 0.36

2.3 Carbofuran 5GR Kilogramos 0.0014 Q 66.00 Q 0.09

2.4 Estacas de Manzanilla Estacas 300 Q 0.10 Q 30.00

2.5 Agua para riego Metros cúbicos 0.75 Q 25.00 Q 18.75

2.6 Acido Indolebutyrico-3 (15.30%) Kilogramos 0.083 Q 350.00 Q 29.05

2.7 Arena Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25

Q 116.00

TOTAL COSTOS

Q 224.25

3 INGRESOS

3.1 Ingreso bruto Estacas/Tratam

iento 57 Q 5.00 Q 285.00

TOTAL INGRESO BRUTO

Q 285.00

4 ANALISIS FINANCIERO

COSTOS TOTALES

Q 224.25

INGRESOS TOTALES

Q 285.00

UTILIDAD (IB-CT)

Q 60.75

RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100

27.09%

69

Anexo 5. Costo de producción de tratamiento T2 (Broza + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra


Construcción de cajas Jornales 0.22 Q 50.00 Q 11.00

Preparación de sustrato Jornales 0.13 Q 50.00 Q 6.50





Q 108.25

2 Insumos

2.1







2.7 Broza Metros cúbicos 0.15 Q 300.00 Q 45.00

Q 134.75

TOTAL COSTOS

Q 243.00

3 INGRESOS


iento 0 Q 5.00 Q -

TOTAL INGRESO BRUTO Q -


COSTOS TOTALES Q 243.00

INGRESOS TOTALES Q -

UTILIDAD (IB-CT) -Q243.00

RENTABILIDAD ((IB-CT)/CT)*100 -100.00%

70

Anexo 6. Costo de producción de tratamiento T3 (Tierra + Acido Indolebutyrico-3 (15.30%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1







2.7 Tierra Metros cúbicos 0.15 Q 125.00 Q 18.75

Q 108.50

TOTAL COSTOS Q 216.75

3 INGRESOS


iento 10 Q 5.00 Q 50.00

TOTAL INGRESO BRUTO Q 50.00



INGRESOS TOTALES Q 50.00



71

Anexo 7. Costo de producción de tratamiento T4 (Arena + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1






2.6 Indole-3-butyric acid (IBA) (98%) Kilogramos 0.0033 Q 9,500.00 Q 31.35

2.7 Alcohol etílico 90% Litros 0.0666 Q 13.00 Q 0.87

2.8 Agua destilada Litros 0.2666 Q 10.00 Q 2.67

2.9 Arena blanca Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25

Q 121.83

TOTAL COSTOS

Q 230.08

3 INGRESOS


iento 0 Q 5.00 Q -







72

Anexo 8. Costo de producción de tratamiento T5 (Broza + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1










Q 140.58


3 INGRESOS


iento 6 Q 5.00 Q 30.00







73

Anexo 9. Costo de producción de tratamiento T6 (Tierra + Indole-3-butyric acid (IBA) (98%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1










Q 114.33


3 INGRESOS


iento 7 Q 5.00 Q 35.00







74

Anexo 10. Costo de producción de tratamiento T7 (Arena + NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1






2.6 NPK, Mg, S, Acido Naftalenacético (66.4%) Kilogramos 0.24 Q 95.00 Q 22.80

2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48

2.8 Arena Blanca Metros cúbicos 0.15 Q 175.00 Q 26.25

Q 110.23

TOTAL COSTOS

Q 218.48

3 INGRESOS


iento 27 Q 5.00 Q 135.00

TOTAL INGRESO BRUTO

Q 135.00




UTILIDAD (IB-CT) -Q 83.48


75

Anexo 11. Costo de producción de tratamiento T8 (Broza + NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1







2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48


Q 128.98

TOTAL COSTOS

Q 237.23

3 INGRESOS


iento 0 Q 5.00 Q -







76

Anexo 12. Costo de producción de tratamiento T9 (Tierra + NPK, Mg, S, Acido

Naftalenacético (66.4%)), en Santa Lucia Utatlán, Sololá, 2016.


medida Cantid

ad Precio

Unitario Total Q.

1 Mano de obra








Q 108.25

2 Insumos

2.1







2.7 Agua Litros 24 Q 0.02 Q 0.48


Q 102.73


3 INGRESOS


iento 0 Q 5.00 Q -







77

Anexo 13. Correlación para las variables Longitud Radicular vs Número de brotes, en


X Longitud radicular

Y Número de brotes XY X2 Y2

0.029 39 1.131 0.000841 1,521

0.000 2.67 0 0 7.12

0.011 28.33 0.31 0.000121 802.58

0.000 4.67 0 0 21.80

0.028 7 0.19 0.000784 49

0.027 14.67 0.39 0.000729 215.20

0.011 10.67 0.11 0.000121 113.84

0.000 6.33 0 0 40.06

0.000 4.33 0 0 18.74

0.106 117.67 2.13 0.00259 2,789.34

Anexo 14. Correlación para las variables Porcentaje de pegue vs Número de brotes, en


X Porcentaje de pegue

Y Número de brotes XY X2 Y2

29.68 39 1,157.52 880.90 1,521

00.0 2.67 0 0 7.12

5.20 28.33 147.31 27.04 802.58

0.00 4.67 0 0 21.80

3.12 7 21.84 9.73 49

3.64 14.67 53.39 13.24 215.20

14.06 10.67 150.02 197.68 113.84

0.00 6.33 0 0 40.06

0.00 4.33 0 0 18.74

55.72 117.66 1,530.08 1,128.59 2,789.34

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EVALUACIÓN DE TRES ENRAIZADORES EN TRES SUSTRATOS EN …biblio3.url.edu.gt/publijrcifuente/TESIS/2018/06/14/... · 2018-04-04 · previo al año nuevo y navidad. La producción de