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Instituto Politécnico NacionalUnidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología
INFORME TECNICO DE LA OPCION CURRICULAR EN LA MODALIDAD DE:
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN
Estrategia de reactivación en el desempeño de un reactor fúngico de lecho fluidizado con Trametes
versicolor inmovilizado en aserrín de encino y carbon activado
Que para obtener el Título de Ingeniero Biotecnológo
Presenta
JESÚS VARGAS GALLEGOS
DIRECTOR DE PROYECTO EXTERNO: Dr. HECTOR M. POGGI-VARALDO
DIRECTOR DE PROYECTO INTERNO: Dr. SERGIO GARCIA SALAS
México, D.F. Mayo 2007
Este trabajo se realizó bajo la dirección del
Dr. Héctor M. Poggi-Varaldo en el laboratorio 33
Grupo de Biotecnología Ambiental del
Departamento de Biotecnología y Bioingeniería
CINVESTAV, I.P.N.
AGRADECIMIENTOS
Gracias Dios por permitirme terminar mi carrera
Gracias a mis padres que siempre estuvieron conmigo, de quienes solo recibí apoyo y compresión, gracias por todos sus sacrificios para poderme dar mi educación.
Gracias a mis hermanos por todo su apoyo para llegar al termino de un ciclo mas en mi preparación, por su esfuerzo y tiempo que invirtieron en mi.
Gracias a todos mis amigos de la UPIBI, que siempre estuvieron conmigo en las buenas y en las malas
Gracias al laboratorio 33 del DBB del CINVESTAV, IPN por su apoyo para la realización de este proyecto.
Gracias a ti…..
Por ser parte de mí y alegrarme la vida
GRACIAS…….
i
Indice
Pág.
Lista de figuras ii
Lista de tablas iii
Notación iv
Resumen v
1. Introducción 1
1.1 Tratamientos de efluentes de la industria de la celulosa y papel 2
1.2 Lignina 3
1.3 Tratamientos de efluentes contaminados con licor negro de la industria de la celulosa y papel kraft 5
1.4 Microorganismos inmovilizados 6
1.5 Hongos inmovilizados 7
1.6 Hongos utilizados en el tratamiento de efluentes de la industria de la celulosa y papel 8
1.7 Enzimas de hongos basidiomicetos 8
2. Justificación 12
3. Hipótesis 12
4. Objetivos 13
4.1 Objetivo General 13
4.2 Objetivos Específicos 13
5. Metodología 14
5.1 Plan de trabajo 14
5.2 Descripción de actividades 15
5.3 Métodos analíticos 19
5.3.1 Determinación de actividades enzimáticas 19
5.3.2 Ensayo de adsorción 21
5.3.3 Medición de respuesta 22
6. Resultados y Discusión 23
7. Conclusiones 34
8. Referencias 36
9. Anexos 37
9.1 Protocolo de dinámica de adsorción 37
9.2 Figuras de dinámica de adsorcion a todas las concentraciones 43
ii
Lista de figuras
Pág.
Figura 1. Manufactura de la celulosa y papel 2
Figura 2. Estructura de la lignina 3
Figura 3. Esquema de tratamiento de licor negro 4
Figura 4. Esquema hipotético de la degradación de la lignina 4
Figura 5. Estructura terciaria de la Manganesoperoxidasa 9
Figura 6.Estructura de la Lacasa de Trametes versicolor 10
Figura 7.Diagrama de bloques del plan de trabajo 14
Figura 8. Reactores fúngicos con pellets híbridos para el postratamiento de efluente anaerobio kraft 18
Figura 9. Dinámica de remoción bruta de color 24
Figura 10. Dinámica de remoción bruta de Lignínoides 24
Figura 11. Dinámica de remoción bruta de DQO 25
Figura 12. Dinámica de actividad de la enzima Manganesoperoxidasa 26
Figura 13. Dinámica de actividad de la enzima Ligninoperoxidasa 27
Figura 14. Dinámica de actividad de la enzima Lacasa 28
Figura 15. Dinámica de actividad de la enzima Proteasas 29
Figura 16. Dinámica de color adsorbido sobre pellets híbridos estériles 32
Figura 17. Ajuste de la dinámica de color adsorbido sobre pellets híbridos estériles 32
Figura 18. Modelo hiperbólico de Freundlich para la adsorcion de color en pellets híbridos estériles al 7º día 33
iii
Lista de tablas
Pág.
Tabla 1. Hongos filamentosos capaces de degradar compuestos tóxicos 11
Tabla 2. Respuestas del ensayo de inmovilización del micelio sobre aserrín de encino (pellets mixtos) y aserrín de encino/carbón activado (pellets triples) a nivel matraz. 16
Tabla 3. Tabla de seguimiento y análisis para el experimento de inmovilización de Trametes versicolor sobre aserrín de encino (pellets mixtos) y aserrín de encino/carbón activado (pellets híbridos) en medio líquido. 17
Tabla 4. Factores de operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets mixtos de Trametes versicolor. 18
Tabla 5. Respuestas de remoción de contaminantes en la operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets mixtos de Trametes versicolor. 18
Tabla 6. Sustratos y longitudes de onda utilizados para la determinación de la actividad enzimática 19
Tabla 7. Longitudes de onda utilizadas para la determinación de remoción 20
Tabla 8. Seguimiento y análisis para el experimento de los efectos de remoción de contaminantes en la operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets híbridos de Trametes versicolor, así como su actividad enzimática. 20
Tabla 9. Concentraciones de efluente anaerobio para ensayo adsortivo 21
Tabla 10. Resultados de eficiencias 26
Tabla 11. Resultados de promedios de actividades enzimáticas de MnP, LiP, Lacasa y Proteasas 29
Tabla 12. Procesos de tratamiento de aguas en reactores que utilizan hongos basidiomicetos 30
Tabla 13. Soluciones de EAn y EAn diluido 31
Tabla 14. Datos de matraz 7 ( 0 mL de agua destilada + 50 mL de efluente anaerobio) 31
iv
NOTACIÓN
EAn Efluente anaerobio
ICP Industria de la celulosa y papel
MnP Manganesoperoxidasa
LiP Ligninoperoxidasa
Lac Lacasa
Pro Proteasas
DQO Demanda Química de Oxigeno
DQO Demanda Biológica de Oxigeno
CAG Carbon Activado Granular
RLE Reactor de Lecho Empacado
RLF Reactor de Lecho fluidizado
TRH Tiempo de Residencia Hidráulico
Tv Trametes versicolor
Eficiencia
un Eficiencia unitaria neta
sun Eficiencia especifica unitaria neta
v
RESUMEN
En el presente trabajo se determinó el efecto de una estrategia de reactivación
implementando un recambio parcial de biocatalizadores fúngicos (25%) cada 60 días
para reactores de lecho fluidizado operados a dos tiempos de residencia hidráulicos de
5 y 2.5 días, sobre la eficiencia de remoción de materia contaminante como DQO,
color y lignínoides.
Para la formación de los biocatalizadores se empleo aserrín de encino y carbon
activado como soporte, el tamaño promedio de la partícula del aserrín de encino y
carbón activado fue menor a 250 µm, a una proporción masa micelio/masa soporte de
15 mg aserrín/15 mg carbón activado/30 mg hongo, la cepa empleada fue Trametes
versicolor (CDBB-h-1051), el reactor de lecho fluidizado que se empleo fue de una
capacidad de 1.7 L, los biocatalizadores empleados fueron de un tamaño aproximado
de 5 mm.
Al día 60 cuando ocurre el primer recambio parcial de biocatalizadores (25%) se
observó un decremento en las remociones de color, lignínoides y DQO, pero pasando
10 días de adaptación aumentaron y se estabilizaron. Para el segundo recambio
parcial de biocatalizadores se decidió hacer el recambio al día 130 con
biocatalizadores acondicionados para evitar la fase de adaptación del hongo dentro del
reactor, permitiendo que las eficiencias de remoción de contaminante se mantuvieran
en sus valores estables sin caída de eficiencia.
Las remociones obtenidas para los reactores fueron: a TRH de 5 días: color
61.01±0.50%, lignínoides 24.94±0.93%, DQO 38.71±15.49%, mientras que a TRH de
2.5 días fueron: color 61.69±0.53%, lignínoides 26.66±0.49%, DQO 38.41±10.93%.
La disminución del TRH no tuvo efecto negativo sobre la eficiencia removedora de
contaminantes del proceso.
La estrategia de recambio de biocatalizadores mejoró la remoción de color, no así la
de lignínoides y DQO, respecto a la operación de un biorreactor sin recambio de
pellets, durante un periodo de operación total de 181 días.
La dinámica de adsorción de color expresado en mg/mg de cloroplatinato de potasio
sobre pellets híbridos sigue un comportamiento potencial con respecto al tiempo, con
la ecuación q=0.00045*t1.173, con r =0.98, la isoterma de adsorcion de color sobre los
pellets híbridos se ajustó razonablemente bien al modelo hiperbólico de Freundlich con
la ecuación expresada en (mg/mg) q=0.0254*C0.256; con r=0.89.
1
1. INTRODUCCIÓN
El crecimiento poblacional de los últimos años, así como la laceración del entorno y el
vertimiento de efluentes y otras sustancias contaminantes al medio han llevado al
mundo a trazar estrategias en pos de aprovechar al máximo los recursos naturales. Es
por ello que la minimización de residuos se ha convertido en un aspecto fundamental
en las industrias de procesos, motivado esto por el incremento de los costos de
disposición, las responsabilidades legales y las regulaciones ambientales que cada
vez con más fuerza se imponen en las empresas.
La industria de la celulosa y papel (ICP) tradicionalmente ha sido una de las mayores
consumidoras de agua fresca. Una reducción en el consumo de agua fresca en este
tipo de industrias, provoca una disminución en la generación de residuales, pudiera
tener lugar solo si minimizamos el consumo de agua en la empresa a través de un
reciclo de los efluentes que son vertidos en el proceso (Hernández-Touset et al.,
2002).
Durante la manufactura de celulosa Kraft, la digestión de las astillas de madera se
realiza con la mezcla NaOH/Na2S con el propósito de solubilizar la lignina, un polímero
aromático, amorfo y altamente condensado, que representa entre el 20 y 30 % en
peso de la madera. Luego, la lignina solubilizada es concentrada y quemada para
generar energía que se usará en el mismo proceso de celulosa.
La celulosa que se obtiene en este proceso es posteriormente oxigenada para
continuar la deslignificación; así el proceso alcanza así tenores de alrededor de 2 - 3
% de lignina residual.
En una segunda etapa, durante el proceso de blanqueo que generalmente utiliza una
mezcla de cloro y dióxido de cloro, se forman fenoles clorados por reacción de la
lignina residual, que está químicamente unida a la celulosa. Aunque el volumen de
efluente generado en la secuencia de blanqueo es mucho menor (alrededor de 10 m3/
ton), en esta etapa se forman los compuestos de mayor peligrosidad. Estos
compuestos han sido descritos en la literatura como bio-acumulables, tóxicos y con
alto potencial carcinogénico (Mansilla. et al., 2000).
2
Figura 1. Manufactura de la celulosa y papelPoggi-Varaldo, 1994a; Poggi-Varaldo, 1994b
Varias especies de basidiomicetos, han sido estudiadas en los últimos años gracias a
su capacidad de degradar la lignina, entre ellos el hongo Trametes versicolor, cuyo
sistema enzimático está comprendido por las enzimas Ligninaperoxidasa (LiP),
Manganesoperoxidasa (MnP) y Lacasa (LAC), las cuales tienen un potencial de uso
industrial, además de su viabilidad para decolorar efluentes provenientes de industrias
productoras de textiles y papeles (Addleman et al., 1995).
1.1 Tratamientos de efluentes de la industria de celulosa y papel
Los sistemas convencionales de tratamiento de efluentes de una planta de celulosa
son en general bastante eficientes en la remoción de la demanda biológica de oxígeno
y constan de un proceso primario (flotación con aire, floculación y sedimentación) y
otro secundario (lagunas aireadas, lodos activados). Sin embargo, si la carga de
compuestos organoclorados generados en la etapa de blanqueo es muy alta, los
procesos secundarios de tratamiento pueden colapsar por la baja biodegradabilidad de
la materia orgánica disuelta, en especial si el efluente contiene ligninas cloradas de
alta masa molecular. Se puede llegar a inactivar, e incluso destruir la flora microbiana,
debido a la alta toxicidad del sustrato. Parte de este problema se ha resuelto con la
incorporación de nuevas secuencias de blanqueo, donde se reemplaza totalmente al
MADERA PREPARACIÓN
PAPEL
BLANQUEO
DIGESTIÓN QUIMICA
MANUFACTURADE
PAPEL
SST(FIBRAS Y CARGAS)
MAT. ORGANICADISUELTA Y COLOIDAL
SST, TANINOS,MAT. ORGANICA
PERSISTENTETOXICA
SSTORGANO-CLORADOS
MAT. ORGANICAPERSISTENCIA Y TOXICIDAD
SST(FIBRA, CARGA,
Y TINTA)
DESTINTADO
Proceso Kraft
SST, MAT ORGANICA(LIGNINA, RESINAS, CARBOHIDRATOS)
PERSISTENCIA Y TOXICIDAD
PAPELRECICLADO
3
cloro molecular por dióxido de cloro (procesos ECF, del inglés Elementary Chlorine
Free) o por reemplazo total de compuestos de cloro (procesos TCF, del inglés Total
Chlorine Free). Estos procesos no eliminan totalmente el impacto ambiental de las
descargas líquidas, en el primer caso por la persistencia de algunos compuestos
organoclorados, y en el segundo por la necesidad de agregar grandes cantidades de
quelantes de hierro, tales como EDTA y DTPA, que generan un nuevo problema de
contaminación.
En estos casos de aguas con contaminantes altamente tóxicos es conveniente realizar
un pretratamiento, previo a la etapa biológica, que permita aumentar la
biodegradabilidad y disminuir la toxicidad del agua residual.
1.2 Lignina.
Los efluentes de la industria de la celulosa y papel contienen cantidades significativas
de fragmentos de lignina, esto debido a la digestión química de la astilla de madera. La
lignina es la tercera fracción mayoritaria de la biomasa lignocelulósica. Se trata de un
polímero tridimensional amorfo formado por la polimerización deshidrogenativa de
unidades de fenilpropano ligadas por diferentes tipos de enlaces que se alternan de
manera desordenada (figura 2).
Figura 2. Estructura de la lignina.Adler. (1977)
4
La lignina es una molécula muy compleja y con un elevado peso molecular. La
lignina es el polímero natural más complejo en relación a su estructura, es por esa
razón que sirve para proporcionar rigidez a la pared celular de las plantas, creando
tejidos resistentes al ataque de los microorganismos, impidiendo la entrada de las
enzimas destructivas en la pared celular). En estudios realizados en el grupo de
Biotecnología Ambiental del CINVESTAV-IPN (Estrada-Vázquez et al., 1999), se
evaluaron las eficiencias de remoción de color y lignínoides mediante un
tratamiento realizado en un RANLEF, utilizando como material de soporte carbón
activado granular y como inóculo la biomasa de un digestor anaerobio, seguido por
dos tipos de postratamiento, uno biológico y otro fisicoquímico. Al efluente
resultante del tratamiento anaerobio, al cual se le dará el post-tratamiento aerobio
con hongos basidiomicetos propuesto en este trabajo se ha denominado Efluente
Anaerobio (Fig. 3).
Figura 3. Esquema de tratamiento de licor negroPoggi-Varaldo (1994)
Figura 4. Esquema hipotético de la degradación de la LigninaBonnarme Pascal et al., (1991)
5
1.3. Tratamiento de efluentes contaminados con licor negro de la industria de la celulosa y papel Kraft.
Los procesos de tratamiento empleados están determinados en gran medida por las
normas de descargas y por el costo de inversión y operación. En general existen dos
formas para el tratamiento de estos efluentes: tratamientos fisicoquímicos y
tratamientos biológicos (Estrada-Vázquez et al., 1999).
Los primeros utilizan métodos como: floculación, filtración, adsorción, etc., que se
logran adicionando sustancias químicas al agua o mediante el paso del efluente a
través de un lecho inorgánico (arena, resina, etc.) mientras que los segundos utilizan
consorcios microbianos (Bacterias) y algunos organismos (Microorganismos “hongos”),
para remover a los contaminantes. Estos últimos constituyen una aplicación de la
Biotecnología, teniendo una gran área de aplicación en este campo. Puesto que los
sistemas fisicoquímicos tienen una participación muy costosa para eliminar
contaminantes orgánicos, es mejor utilizar los biológicos para tal fin; dentro de los
cuales tenemos los procesos aerobios y los procesos anaerobios. Tomando en cuenta
que los efluentes de la ICP tienen como componentes mayoritarios derivados de
ligninas (Livernoche et al., 1983; Estrada et al., 1999), ocasionan un aumento en color
y materia orgánica como la DBO y DQO. En México, el endurecimiento de la
reglamentación ambiental está haciendo que la industria adopte en forma generalizada
el tratamiento secundario y parcialmente incluye procesos de tratamiento avanzado o
terciario, cuando no hace muchos años solo era necesario el tratamiento primario.
La presión de los costos a su vez está induciendo a la aplicación de los tratamientos
biológicos anaerobio y aerobio, especialmente utilizando configuraciones con
reactores con biomasa inmovilizada. Dentro de los procesos aerobios podemos
encontrar típicamente las lagunas aireadas y los lodos activados, mientras que para
los procesos anaerobios encontraremos principalmente los reactores anaerobios de
biomasa adherida. Estos procesos exhiben gran capacidad para reducir DBO y DQO,
más no así una reducción en el color y otros componentes recalcitrantes producidos
por la lignina en los efluentes.
Se ha encontrado que los hongos del tipo Basidiomiceto, tienen capacidad de
biodegradación de lignina, y que además de metabolizar y degradar lignina natural
también degrada lignina del proceso Kraft y lignosulfonatos (Livernoche et al., 1983).
En estudios realizados posteriormente (Estrada-Vázquez et al., 1999), se evaluaron
las eficiencias de color y lignínoides mediante un tratamiento realizado en un reactor
anaerobio de lecho fluidizado (RANLEF), utilizando como material de soporte carbón
6
activado granular y como inóculo la biomasa de un digestor anaerobio (EAn), seguido
por dos tipos de postratamiento, uno biológico y otro fisicoquímico.
El post-tratamiento biológico se realizó en lotes con hongos (Trametes versicolor y
Lentinus edodes) utilizando micelio libre, micelio inmovilizado en alginato de calcio y
CAG; y para el fisicoquímico se acondicionaron tres columnas empacadas con CAG
en serie para el tratamiento de los EAn. Los resultados obtenidos muestran que
existen una mayor eficiencia en la remoción de color y lignínoides con los hongos
inmovilizados en alginato de calcio, destacando Le. Sin embargo, se observo que las
eficiencias de remoción de éstos parámetros en el tratamiento anaeróbico con un
RANLEF fueron mas altas que las encontradas en bibliografía para el reactor
anaerobio de mantos de lodos (RANMAL), (Estrada-Vázquez et al., 1997);
demostrando con esto que los RANLEF tiene una mayor capacidad de remoción de
materia orgánica, además de diversas ventajas operacionales.
1.4. Microorganismos inmovilizados.
La inmovilización de células es un método bien establecido en los campos científico e
industrial. El punto realmente importante es que en general la actividad removedora
del microorganismo no se pierde y es estable por largos periodos de tiempo.
La inmovilización de enzimas permite una mejora significativa de su estabilidad, lo que
hace posible su empleo en la obtención a nivel industrial de productos químicos,
farmacéuticos, alimentos, tratamiento de residuos, diagnóstico y tratamiento de
enfermedades.
En últimos años los procesos con biomasa inmovilizada se han desarrollado
intensivamente. Existen diferentes materiales que pueden servir como soporte para la
inmovilización de células, tomando en cuenta que la célula debe quedar atrapada de
forma física sobre un soporte, Hackel, Kierstan and Bucke proponen el alginato como
un medio de soporte para la inmovilización, el cual en la actualidad es ampliamente
utilizado.
Por otro lado el carbon activado granular (CAG) ha demostrado poseer una gran
capacidad de adsorción, debido a su gran área superficial por lo que se ha usado
ampliamente como soporte de bacterias en el tratamiento de aguas.
7
También se ha observado que puede remover gran parte de la materia orgánica
presente en ella. Aprovechando estas características el CAG sé ha empleado como
material de inmovilización para hongos (Estrada et al., 1999) y bacterias o mezclado
con alginato de calcio para la inmovilización de bacterias teniendo la ventaja de contar
con una bio-regeneración provocada por los microorganismos inmovilizados en él
alginato de calcio.
1.5. Hongos inmovilizados.
Ya existen diversos estudios en los que se reportan la inmovilización de enzimas o
microorganismos. En uno de estos estudios se encontró que la inmovilización del
hongo tiene mejores eficiencias de remoción de contaminantes que el micelio libre
(Estrada-Vázquez, 1997) independientemente de la gran ventaja económica que esto
representa.
Se ha reportado la existencia de otros soportes como son: las astillas de madera
empleado en un proceso de biodegradación de 2,4-DCP mediante la inmovilización de
Phanerochaete chysosporium en soporte de madera de encino y pino (cubos) en un
reactor de lecho empacado. Y un proceso para la degradación de diuron que también
emplea astillas de madera. En trabajos realizados por el grupo de Biotecnología
Ambiental de DBB se inmovilizo el hongo Trametes versicolor (Tv) sobre cubos de
madera de encino y pino, para el postratamiento de efluentes de la industria de la
celulosa y papel (ICP) un reactor aerobio de lecho empacado, inmovilizando 8
mg/cubo requeridos. La inmovilización se dividió en dos etapas: la primera en cajas
Petri para facilitar la adhesión del hongo a la madera y la segunda consistió en el
afirmamiento del hongo a los cubos en cultivo líquido. El tiempo total requerido para
lograr los 8 mg/cubito fue de 10 días (5 días en caja + 5 días en afirmamiento), tanto
para pino como para encino.
En los ensayos de postratamiento del efluente anaerobio (Ean) en matraz, se pudo
constatar que en general las remociones de los parámetros contaminantes fue
significativamente mayor a pH 4.5 que a pH 7 (P (F) < 0.001). El efecto del tipo de
madera sobre dichas respuestas fue diverso: la remoción de materia orgánica como
DQO fue superior con Tv inmovilizado sobre encino, mientras que las remociones de
color y lignínoides resultaron significativamente superiores con Tv en pino. A nivel
matraz, se consiguió mantener la actividad depuradora del hongo durante 8 ciclos de 7
días, es decir, durante un período de 56 días sin necesidad de adicionar fuentes de
carbono solubles.
8
Respecto al postratamiento del EAn en reactor fúngico empacado se presentó un
periodo de transición en los primeros 10 días de operación en donde las remociones
de los parámetros contaminantes fueron pobrísimas. A partir de ese punto las
remociones brutas fueron de 27.19 5.96 % DQO, 62.59 3.91 % color, 46.85
5.29% lignínoides para TRH de 5 días, y 32.08 4.26 % DQO, 69.22 3.88 % color,
54.52 2.93 % lignínoides para TRH de 2.5 día. Se notó un ligero incremento en las
remociones a TRH 2.5 días, pero no fue estadísticamente significativo.
1.6. Hongos utilizados en el tratamiento de efluentes de la industria de la celulosa y papel
Se ha demostrado que los hongos basidiomicetos de la Pudrición Blanca degradan la
lignina, un polímero en la madera ambientalmente persistente, teniendo una utilidad
potencial en la biocatalización de la remoción de compuestos orgánicos tóxicos de las
aguas residuales de la industria de la celulosa y papel (Cornwell et al.; 1990). Uno de
estos organismos en particular, Phanerochaete chrysosporium, se tiene reportado la
degradación de compuestos de ligninas cloradas resultado de la producción de
celulosa Kraft de madera. También se encuentra reportado la mineralización de una
gran variedad de otros compuestos policíclicos aromáticos y clorados; demostrando
mejores eficiencias de remoción de color que otros microorganismos (Esposito et al;
1991) aunque el pH óptimo para la actividad depuradora de los hongos es de
aproximadamente 4.5 siendo que los EAn tienen un pH aproximado de 8.5, lo cual
implica un gasto al acidificar el efluente anaerobio. Dentro de los estudios de remoción
de color, se ha observado que Tv posee una gran eficiencia de degradación superior a
otras especies de hongos basidiomicetos (Esposito et al., 1991; Estrada; 1997).
1.7 Enzimas de hongos basidiomicetos
Se sabe que las enzimas ligninoliticas son principalmente del tipo oxido-reductasa que
catalizan reacciones de oxido-reducción por la transferencia de hidrógeno o de
electrones de un donador en estado oxidado, hacia un receptor en estado reducido.
Sin embargo, aun no se han podido determinar todas las enzimas que intervienen en
la degradación de la lignina y compuestos tóxicos.
La remoción de la lignina esta asociada a la presencia de tres de las enzimas típicas
de Trametes versicolor, Ligninoperoxidasa (LiP), Manganesoperoxidasa (MnP) y
lacasa (Lac).
9
Ligninaperoxidasa (LiP): posee un peso molecular de 38 a 43 kDa y contiene
protoporfirina IX como grupo prostético (Messner, 1998). Esta enzima oxida el núcleo
aromático (fenólico y no fenólico) por la remoción de un electrón, generando radicales
fenoxi y radicales catión. Por último, reacciona espontáneamente con nucleótidos
(principalmente con agua) y oxígeno molecular. El resultado es una “combustión
enzimática” en la cual las uniones C-C y C-O son divididas, depolimerizando el
polímero y abriendo los anillos aromáticos, formando en consecuencia abundantes
productos aromáticos y alifáticos. LiP no es aparentemente producida por algunos
hongos de pudrición blanca, incluyendo Ceriporiopsis subvermispora, lo que hace
pensar que no es requerida en todos los hongos, es decir, que los hongos de pudrición
blanca tienen más de un sistema enzimático para degradar la lignina. Las lignina
peroxidasas se componen de ácidos isoenzimáticos codificados por genes de
estructura múltiple, cuya expresión esta regulada por nutrientes. La lignina peroxidasa
exhibe el ciclo común de peroxidasa catalítica, basado en reacciones de oxidación
sucesivas produciendo la oxidación del sustrato (Akhtar et al, 1997).
Manganesoperoxidasa (MnP): su peso molecular es similar al de LiP; también
contiene protoporfirina IX y cataliza oxidaciones de un electrón en compuestos
fenólicos y no fenólicos, específicamente de Mn2+ a Mn3+, el cual a su vez oxida
lignina (Fig. 3). El sustrato primario es Mn (II) que se oxida a Mn(III) y es estabilizado
formando complejos con ácidos orgánicos (Messner, 1998). A pesar de que esta
enzima ha sido encontrada en casi todos los estudios con hongos de pudrición blanca,
su función exacta y las reacciones químicas que llevan a la oxidación de lignina aún no
están claras. Las manganeso peroxidasas se componen, como las LiP, de múltiples
ácidos isoenzimáticos codificados por genes de estructura múltiple, cuya expresión
está regulada por nutrientes; en el caso de MnP, también ocurre una regulación por
Mn2+. Las manganesoperoxidasas son ligeramente más grandes que LiPs, pero
exhiben el mismo ciclo catalizador de peroxidasas (Akhtar et al., 1997).
Fig. 5 Estructura terciaria de la Manganesoperoxidasa(Adaptado de www.peroxidase.at)
10
Lacasa: corresponde a una oxidasa que contiene cobre, con un peso molecular entre
60 y 80 kDa (Fig. 4). Esta enzima cataliza cuatro oxidaciones de un electrón de la
mayoría de los compuestos fenólicos, formando radicales fenoxi libres como
intermediarios (Messner, 1998). Lacasa es producida (secretada) por la mayoría pero
no por todos los hongos de pudrición blanca. Como LiP, lacasa no es aparentemente
requerida para la degradación de la lignina en todos los hongos. Lacasa oxida
unidades fenólicas en la lignina a radicales fenoxi (Akhtar et al, 1997). Actualmente se
acepta que la mayor parte de las enzimas que degradan la lignina parecen ser
capaces de actuar a distancia de la hifa, en la profundidad de la pared celular de la
madera, por vía de complejos de manganeso o por vía de otros compuestos de bajo
peso molecular llamados mediadores (Messner, 1998).
Fig. 6 Estructura de la Lacasa de Trametes versicolor(Adaptado de chemistry.umeche.maine.edu)
Los basidiomicetes de pudrición blanca tienen un complejo mecanismo que involucra
enzimas que atacan directamente a la lignina, como LiP, MnP y lacasa, pero también
tienen enzimas que producen peróxido de hidrógeno para ayudar a la acción catalítica
de las peroxidasas (como glucosa oxidasa y glioxal oxidasa), enzimas que pueden
participar en la ruptura de los fenoles, aldehídos, otros derivados de la lignina (como
quinona oxidoreductasa), o hidrocarburos aromáticos policíclicos. (Silva, 2002).
11
Tabla 1. Hongos filamentosos capaces de degradar compuestos tóxicos.Hongo Compuesto Referencia
Phanerochaeta chrysosporium
Blanqueo de aguas PCFIsecticidas OF2,4-diclorofenol2,4,5-triclorofenolHCFenentrenoTrinitotoluenoMono y DiclorobencenoEtileno, tolueno, xilenoBifenilos policloradosColorante azo
Kondo y col., 1994Mileski y col., 1992Bumpus y col., 1993Valli y Gold, 1991Joshi y Gold, 1993Sutherland, 1992Brodkorb y Legge, 1992Bumpus y Tartaco, 1994Yadav y Reddy, 1993Yadav y col., 1995Yadav y col., 1995Paszczynski y col., 1992
Phanerochaeta sordidaBlanque de aguas Kondo y col., 1994
Trametes versicolorBlanqueo de aguasPCF
Roy y Archibald, 1993Allegan y col., 1992
Cunninghamella elgans HCBenzopirenoFluoranteno y acenafteno
Sutherland, 1992Cerniglia y Gibson, 1979Pothuluri y col, 1992
Trichoderma virgatum PCF Cserjesi y Jonson, 1971Trichoderma harzianum PCF Cserjesi, 1967Trichoderma viride PCF Cserjesi, 1967Aspergillus achraceus HC Sutherland, 1992Aspergillus flamigatus p-Cresol Kandam y Drew, 1985Aspergillus clavatus Glucosinolato Smits y col., 1993Coprinus macrohizus Fenol Kassim y col., 1994Phellinus bedius PCF Allegan y col., 1992Rhizopus sp. PCF Tomasini y col., 1996Fusarium PCF Seigle-Murandi, 1993Nota: PCF: pentaclorofenol, HC: hidrocarburos, OF: organofosfatados
12
2. JUSTIFICACIÓN.
Se ha observado que los efluentes de la ICP son de difícil tratamiento debido a su alto
contenido de derivados de la lignina. El postratamiento anaerobio puede degradar
efectivamente una buena parte de la materia orgánica biodegradable, pero aun
quedara en el efluente una gran porción de compuestos recalcitrantes, los hongos
basidiomicetos representan una alternativa viable para la remoción de la lignina y sus
derivados, lo cual se puede ver incrementado por las ventajas de su inmovilización.
Debido a que actualmente no existe un método, que además de disminuir las unidades
de color, abata la carga orgánica del efluente, se propone un postratamiento aerobio
con hogos basidiomicetos.
3. HIPOTESIS
La estrategia de recambio parcial de pellets híbridos (biocatalizadores) en un reactor
de lecho fluidizado para el post-tratamiento del efluente anaerobio (EAn) será mas
efectiva que la operación simple del reactor con pellets híbridos sin recambio de
biocatalizador.
13
4. OBJETIVOS.
4.1. GENERAL.
Evaluar el efecto de una estrategia de reactivación implementando un recambio
parcial de biocatalizadores en un reactor de lecho fluidizado con Trametes
versicolor inmovilizado en aserrín de encino y carbón activado (pellets híbridos)
en la remoción de contaminantes de la industria de la celulosa y papel
4.2 ESPECÍFICOS.
4.2.1 Evaluar la influencia del tiempo de residencia hidráulico sobre el
desempeño del reactor
4.2.2 Determinar la eficiencia de los reactores de lecho fluidizado
mediante los parámetros de DQO, color y Lignininoides en los ensayos
continuos
4.2.3 Determinar las actividades enzimáticas de MnP, LiP, Lac y Pro en
ensayos continuos.
14
5. METODOLOGIA.
5.1. Plan de trabajo
Actividad 1. Formación de Biocatalizadores
Actividad 2. Implementación de los reactores
Actividad 3. Operación de los reactores a tiempos de residencia hidráulicos de
5 y 2.5 días con recambio parcial de biocatalizadores.
Actividad 4. Determinación de la remoción de contaminantes, color, lignínoides
y DQO.
Actividad 5. Determinación de las actividades enzimáticas (MnP, LiP, Lac y
Proteasas) que están relacionadas con la remoción de contaminantes
Figura 7. Diagrama de bloques del plan de trabajo
EVALUACIÓN DE ENSAYOS DE
REMOCIÓN EN REACTORES
Implantación dereactores
Operación de reactoresde lecho fluidizado con
biocatalizadores fúngicos (pellets
híbridos)
Preparación de Biocatalizadores
Depuración de efluente anaerobio (continuo)
Determinación de actividades
enzimáticas
15
5.2. Descripción de actividades
Actividad 1. Formación de Biocatalizadores
En esta primera actividad es necesario la propagación de la cepa Trametes versicolor
que nos permita contar con el micelio suficiente para los ensayos de inmovilización,
así como la procuración de los soportes (aserrín de encino, carbón activado, cubos de
encino).
a) Procuración de cepas y mantenimiento
En esta actividad se realizara la resiembra y verificación de la pureza de la cepa de
acuerdo a las técnicas empleadas en microbiología para el mantenimiento y
propagación de hongos. Se cuenta con la cepa Trametes versicolor (CDBB-h-1051),
proveniente de la colección de cultivos microbianos del CINVESTAV-IPN. Esta cepa
fue gentilmente donada por el Dr. Ian Reid de Paprican Canadá, 1994.
Para la propagación de Trametes versicolor en medio sólido se cultivo en cajas Petri
conteniendo agar de papa y dextrosa (PDA). La cajas se incubaron a 28 °C durante 7
días, tiempo requerido para observar un cubrimiento de la placa de agar; una vez
cubierta la placa con micelio se procedió a cortar cuadritos de agar de
aproximadamente 5mm por 5mm e inocular en tubos inclinados conteniendo PDA.
Los tubos inclinados se incubaron a 28°C por 7 días. La propagación en medio líquido
se realizo mediante el lavado de tubos con 3ml de agua destilada para separar el
micelio crecido en los tubos. El líquido del lavado se utilizo para inocular los matraces
(3 tubos por matraz) con aproximadamente 9 ml por matraz conteniendo medio líquido
de extracto de malta (EMA) y se incubaron a 28°C y 100 rpm durante 7días.
Esto sirve para crecimiento. Para inducir el sistema ligninolítico, se ha reportado que
los hongos necesitan crecer en medio deficiente de nitrógeno. Para Trametes
versicolor se ha recomendado el medio micológico (MM), por lo que se incubaron en
MM durante 7 días a 28 ºC a 100 rpm.
b) Preparación del soporte
En esta actividad se determinara el tamaño promedio de la partícula de aserrín de
encino y carbón activado granular en m, mediante el uso de un tamaño de malla;
para soporte grueso se utilizo malla 35 – 60 y para soporte fino malla 60-150.
16
c) Formación de biocatalizadores
En esta actividad se realizo un estudio para determinar la relación hongo/aserrín de
encino (pellets mixtos) hongo/aserrín de encino/carbón activado (pellets mixtos) en las
proporciones que se presentan a continuación, expresados en base seca, buscando la
formación de pellets discretos con una cantidad de 40 mg de micelio inmovilizado (Tv).
Proporción masa micelio / masa soporte (s)
30 mg Aserrín/ 30 mg Hongo
15 mg Aserrín/ 15 mg Carbón activado/30 mg Hongo
10 mg Aserrín/ 20 mg Carbón activado/30 mg Hongo
Las proporciones antes mencionadas para el estudio de inmovilización se eligieron en
base al artículo presentado por Zhang y Yu 2000, quienes trabajaron con un sistema
similar para la decoloración del colorante violeta 7 inmovilizando hongo sobre carbón
activado, así como los tipos de inmovilización.
Para iniciar la formación de los pellets es necesario dar un tratamiento previo al
soporte, con la finalidad de acelerar la adhesión del micelio (Tv) sobre el soporte. El
tratamiento consiste en poner primero en contacto el soporte (aserrín de encino solo y
aserrín de encino-carbón activado) en un matraz (250 mL) con 100 mL de medio de
inducción (liquido) para la formación de pellets, embebiéndose el soporte con el medio
para posteriormente esterilizar a 121 °C (15 psi) por 15 min., dejando reposar el
medio estéril con el soporte por 24 hrs. antes de inocular los matraces con 10 ml de
micelio (7 días de crecimiento) previamente disgregado en un homogenizador
(licuadora), todo en condiciones de esterilidad.
En la Tabla 2, se muestran las respuestas a medir, para determinar la cantidad de
Trametes versicolor inmovilizado en un periodo de 7 días, a 28 °C y 80 rpm por
matraz, esperando lograr 8 mg de Trametes versicolor inmovilizado por pellets
discreto.
Tabla 2. Respuestas del ensayo de inmovilización del micelio sobre aserrín de encino (pellets mixtos) y aserrín de encino/carbón activado (pellets triples) a nivel matraz.
PARÁMETROS INICIO FINAL METODONúmero y tamaño de pellets X Visual, reglaMasa del hongo inmovilizado XMasa del hongo suspendido XMasa de aserrín suspendido X
Masa de carbón activado suspendido X
Notas: Incubación de 7 días a 28 °C y 80 rpm en medio líquido
Como control, se pondrá matraces con hongo solo para ver la formación de pellets
normales.
17
En la Tabla 3, se muestra el seguimiento de análisis que se lleva para el experimento
de inmovilización de Trametes versicolor sobre aserrín de encino (pellets mixtos) y
aserrín de encino/carbón activado (pellets triples), así como determinar el tiempo
requerido y la forma para inmovilizar 8 mg de biomasa/mg de aserrín (pellets mixtos) y
8 mg de biomasa /mg se aserrín de encino / mg de carbón activado (pellets triples).
Tabla 3. Tabla de seguimiento y análisis para el experimento de inmovilización de Trametes versicolor sobre aserrín de encino (pellets mixtos) y aserrín de encino/carbón activado (pellets híbridos) en medio líquido.
PARÁMETRO INICIO INTERMEDIO FINAL METODO OBS.
Masa Hongo en pellet y suspendido
X X Std. Meth 2540G
Masa Aserrín en pellet y suspendido
X X
Masa Carbón activado en pellet y
suspendidoX X
Número de pellets X
Tamaño de pelletsX
Incubación de
7 días a 28
°C y 80 rpm
en medio
líquido
Actividad 2. Implementación de los reactores
En esta actividad se llevará a cabo el diseño y procuración de materiales de los
reactores de lecho empacado con hongos inmovilizados a nivel laboratorio, basándose
en los experimentos de inmovilización.
a) Selección de materiales para la construcción de los reactores prototipo a nivel
laboratorio.
b) Diseño y dimensiones de los reactores.
c) Determinación de las condiciones de operación.
Actividad 3. Operación de los reactores a tiempos de residencia hidráulicos de 5 y 2.5
días con recambio parcial de biocatalizadores (25%).
18
Figura 8. Reactores fúngicos con pellets híbridos para el postratamiento de efluente
anaerobio kraft
Tabla 4. Factores de operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets mixtos de Trametes versicolor.
FACTOR NIVEL
RLF5 días
2.5 días
Tabla 5. Respuestas de remoción de contaminantes en la operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets mixtos de Trametes versicolor.
PARÁMETROSOPERACIÓN DEL
RLEOPERACIÓN DEL
RLFOBS .
ηun y ηsun DQO X Xηun y ηsun Color X Xηun y ηsun Lignínoides X XCrecimiento de hongo X XRemoción de madera X XRemoción de celulosa/hemicelulosa
X X
Remoción de lignina X X
19
Los controles necesarios para la determinación de los parámetros de respuesta de la
remoción de contaminantes es un reactor estéril. Este se esteriliza en autoclave a 15
psia por 1 hora. El efluente anaerobio junto con los biocatalizadores (pellets híbridos)
se expondrá a 300 mg/ L de azida de sodio y se tindalizaran a 15 psia por 1 hora en
dos ocasiones para asegurase de la esterilidad completa de los reactores durante la
operación. También se realizará toma frecuente de muestra de los reactores control y
realizar siembra en placa y observar cuentas totales de bacterias y hongos, de esta
manera se determinará si los reactores se mantienen estériles.
Actividad 4. Determinación de la remoción de contaminantes, color, lignínoides y
DQO.
Actividad 5. Determinación de las actividades enzimáticas (MnP, LiP, Lac y
Proteasas) que están relacionadas con la remoción de contaminantes
5.3 Métodos analíticos
5.3.1 Determinación de actividades enzimáticas.
El efluente contaminado entra en contacto con el hongo inmovilizado dentro del
reactor, para su depuración de manera continua se toma una muestra de 340 ml,
para un tiempo de residencia hidráulico de 5 días y 540 ml para un TRH de 2.5 días,
con el objeto de comparar la eficiencia depuradora en ambos TRH.
Las muestras obtenidas de los reactores, fueron centrifugadas a 8,000 rpm durante 20
minutos, con el objeto de eliminar la biomasa que probablemente se haya
desprendido, así como partículas suspendidas en el efluente, evitando así interferencia
en los resultados del análisis espectrofotómetrico realizado posteriormente.
Tabla 6. Sustratos y longitudes de onda utilizados para la determinación de la actividad enzimática
Enzima Sustrato Longitud de onda (nm)
MnP Albúmina 610
LiPAlcohol
Veratrilico310
Lac ABTS 420
Proteasas Azocaseína 520
20
Tabla 7. Longitudes de onda utilizadas para la determinación de remoción
Parámetro Longitud de onda (nm)
Color 436
Lignínoides 254
Tabla 8. Seguimiento y análisis para el experimento de los efectos de remoción de contaminantes en la operación de los reactores de lecho fluidizado con pellets híbridos
de Trametes versicolor, así como su actividad enzimática.
PARÁMETRO AFLUENTE EFLUENTEFASE
GASEOSAFASE
SÓLIDAMETODO OBS.
DQOX X Std Meth.
5220C
ColorX X Std Meth.
5550B
LignínoidesX X Std Meth.
5550B
MnP X
LiP X
Lac X
Proteasas X
Masa del soporte
X
Hongo en base seca
X Std Meth. 2540G
21
5.3.2 Ensayo de adsorción.
Para verificar la adsorción que se pudieran estar agregando a nuestro sistema
biológico, se realizó un ensayo de adsorción en micelio inactivado.
El ensayo consta de colocar en matraces Erlenmeyer de 250 ml diferentes
concentraciones de EAn (Tabla 9) por duplicado para observar su comportamiento en
color y lignínoides, por lo tanto cada matraz contiene 50 mL de EAn con 5 pellets
híbridos, incubándolos a 28ºC, 100 rpm, a pH 4.5, por 7 días.
Tabla 9. Concentraciones de efluente anaerobio para ensayo adsortivo
Ean (mL) Agua destilada (mL)50 040 1030 2025 2520 3010 405 45
Se obtienen la absorbancia de cada concentración y se transforman a mg/L de cloro
platinato de potasio a partir de la siguiente formula (Wingate et al., 2005):
exp*56.9726
/.. AbsAbs
LmgPtCl .....................................................................................[1]
Donde:
ClPt mg/L= Concentración de cloro platinato en mg/L
Abs exp.= Absorbancia leída experimentalmente
22
5.3.3 Medición de respuesta
En base a los datos experimentales registrados, se midieron las siguientes respuestas
de remoción de contaminantes
Remoción bruta.- Es la disminución de contaminante, respecto a los valores iniciales
del mismo.
Eficiencia unitaria neta.- Es la eficiencia de remoción de la unidad experimental activa,
descontando el valor de la unidad control.
Eficiencia especifica unitaria neta.- Es la eficiencia de la unidad experimental activa,
descontando el valor de la unidad control, y por unidad de biomasa.
El tratamiento de datos para obtener las respuestas se realizó de la siguiente manera:
Eficiencia unitaria neta (un): DQO, color, lignínoides
un = [((Pi – Pf ) - (Pic – Pfc)) / (Pi)]*100………………………………………………….[2]
Eficiencia específica unitaria neta (sun): DQO, color, lignínoides
sun = [(Pi – Pf ) - (Pic – Pfc)] / (Pi * Bo) ……………………………………...................[3]
Donde:
Pi = Valor inicial del parámetro.Pf = Valor final del parámetro.
Pic = Valor inicial del control.
Pfc = Valor final del control.
Bo = Biomasa inicial en el reactor.
23
6. RESULTADOS Y DISCUSION
Los reactores (Control, Activo1 TRH 5días, Activo2 TRH 2,.5 días) operaron por un
periodo de 181 días, con dos recambios de biomasa del 25% (17 pellets), uno al día
60 y otro al día 130, este ultimo con biomasa previamente acondicionada, los
reactores mostraron remoción de color, lignínoides y DQO, al igual que la producción
de sus enzimas como son LiP, Lac, y proteasas, que están relacionadas con la
remoción de contaminantes.
Los contaminantes que dan coloración al EAn son los de origen ligninolítico, así que su
remoción se ve reflejada en la disminución de los niveles de color en el efluente (Fig. 9
y 10)
En los primeros días de operación las eficiencias para color y lignínoides son menores
al 40%, esto debido a que existe una etapa de adaptación del microorganismo al
medio, donde las actividades enzimáticas al principio son bajas.
La adaptación del hongo al medio es aproximadamente durante los primeros diez días,
como se observa en las graficas (Fig. 9, 10 y 11) las eficiencias tienden a disminuir al
pasar 60 días de operación, esto es debido a que el hongo tiende a saturarse de
contaminante, el recambio con biomasa nueva 17 pellets por reactor (25%) hace que
las eficiencias disminuyan, pero pasando 10 días de adaptación de la nueva biomasa
se nota como aumentan la eficiencia en la remoción de color, lignino y DQO.
La estrategia original es hacer un recambio de biomasa cada 60 días de operación,
como se nota al día 60 las actividades disminuyen y con el recambio disminuye a un
mas, y empieza aumentar después de que la biomasa nueva se adapta pasando 10
días, lo que se hizo fue hacer un recambio hasta el día 130 ya que las actividades se
mostraron constantes, al día 130 se hace el recambio con biomasa previamente
acondicionada a las mismas condiciones a las cuales estaría en el reactor, se nota que
las remociones aumentan y se mantienen constantes para el caso de color y
lignínoides (Fig. 9 y 10), no tanto así para la DQO (Fig. 11).
El acondicionamiento de los biocatalizadores utilizados para el segundo recambio se
hizo de la siguiente manera., se incubaron 17 pellets (25% de la biomasa total) en 300
mL de EAn, a pH 4.5, 80 rpm, durante 10 días, esto con el fin de que cuando se
incorporaran al reactor la eficiencia si no aumentara mínimo se mantuviera constante,
esto se hizo con el fin de no afectar tanto la eficiencia del reactor y evitar los 10 días
de acondicionamiento de los biocatalizadores dentro del reactor.
24
Figura 9. Dinámica de remoción Bruta de Color
Figura 10. Dinámica de remoción Bruta de Lignínoides
0
20
40
60
80
100
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
h B
ruta
co
lor
(%)
TRH (5 días) TRH (2.5 días) Control
TRH 5 días TRH 2.5 días
Control
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
-70
-50
-30
-10
10
30
50
70
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
h B
ruta
lig
nín
oid
es
(%
)
TRH (5 días) TRH (2.5 días) Control
TRH 5 días TRH 2.5 días
Control
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
25
Los puntos donde se observan valores negativos de las eficiencias (Fig. 9, 10 y 11), se
presume una desorción de compuestos coloreados al EAn, ya sea por parte del
soporte de aserrín o bien por el micelio, que puede en los primeros días adsorber
compuestos para posteriormente desorberlos al medio, lo cual también explicaría la
actividad presente en el reactor abiótico, donde fenómenos fisicoquímicos dan lugar a
adsorciones y desorciones.
El efecto del TRH sobre el desempeño de los reactores no es significativo, ya que los
reactores no muestra gran diferencia en la remoción de contaminantes (color y
lignínoides y DQO) ya que estos se comportan muy parecidos, se esperaba que el
reactor de TRH: 5 días mostrara una eficiencia mejor al de 2.5 días ya que este esta
en un contacto mayor con el contaminante permitiéndole una remoción mayor, pero se
observa claramente que el reactor de 2.5 días muestra en algunas ocasiones mejor
desempeño que el otro reactor, dando opción a que se trabaje con este tipo de
reactores.
Figura 11. Dinámica de remoción Bruta de DQO
En la remoción de DQO se observa claramente que la eficiencia empieza a decaer
aproximados los 60 días de operación del reactor, al hacer el recambio parcial de
biocatalizadores se observa nuevamente la remoción de DQO, cuando se hace el
segundo recambio de biocatalizadores acondicionados al día 130 se observa que el
comportamiento de la eficiencia mejora notablemente
-50
-30
-10
10
30
50
70
90
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
h B
ruta
DQ
O(%
)
TRH (5días) TRH (2.5días) Control
TRH 5 días TRH 2.5 días
Control
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
26
0.000
0.005
0.010
0.015
0.020
0.025
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
U M
nP
/mL
extr
ac
to m
ue
str
a
TRH(5días) TRH(2.5días)
TRH 5 días
TRH 2.5 días
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
Tabla 10. Resultados promedio de eficiencias de remoción de contaminantes en los reactores fúngicos de lecho fluidizado
Color Lignínoides DQO
Reactor
Bruta un sun Bruta un sun Bruta un sun
RLF con estrategia dereactivación a TRH 5 días
61.01±0.50
16.65±0.85
9.28E-5 ±
2.69E-6
24.94±0.93
7.62±1.18
6.07E-5±3.95E-6
38.71±15.49
39.24±25.39
2.89E-4±1.87E-4
RLF con estrategia dereactivación a TRH 2.5días
61.69±0.53
17.32±0.69
1.00E-4±2.42E-6
26.66±0.49
9.34±0.79
7.07E-5±2.33E-6
38.41±10.93
38.00±16.23
2.77E-4±1.19E-4
RLF sin estrategia dereactivación a TRH 5 días
46.89±0.88
3.20E-4±6.01E-6
48.83±1.60
2.80E-4±3.00E-6
48.35±4.08
3.20E-4±3.00E-5
El comportamiento del reactor con un TRH de 5 días y el de 2.5 días no muestra gran diferencia,
solamente en la remoción de color en el de 2.5 días.
Los resultados mostrados en la tabla 10 muestran una mejora en la remoción de color, no así la
de lignínoides y DQO, respecto a la operación del biorreactor sin recambio de pellets
Figura 12. Dinámica de actividad de la enzima Manganesoperoxidasa
27
Para las actividades enzimáticas se observa un comportamiento parecido que en la de las
remociones de contaminantes.
Una de las enzimas con mayor cantidad es la MnP, esta enzima se mantiene presente durante los
181 días de operación del reactor, se nota como la concentración de la enzima disminuye al día
60, implementando la estrategia de recambio de biocatalizadores la actividad aumenta y
disminuye pasando unos días manteniéndose constante.
Al hacer el segundo recambio con biocatalizadores acondicionados al día 130, se esperaba que la
concentración de la enzima aumentara, no fue así pero se logro mantener constante la presencia
de la enzima hasta el día 181, como se ve en la figura 11 el reactor de TRH 2.5 días se ve por
muy poco superado por el reactor de TRH de 5 días, arrojando como resultado que es mas
factible trabajar con el reactor de TRH de 2.5 días de operación.
Las actividades se expresaron de la siguiente manera:
La de mayor concentración fue Proteasas, seguida de MnP, después fue Lacasa y por ultimo LiP
(Tabla 11), esto se debe a que el hongo Tv produce en mayor cantidad las proteasas y estas
tienden a inhibir a las demás enzimas, mostrándose más susceptible a las proteasas la Lacasa y
LiP.
Figura 13. Dinámica de actividad de la enzima Ligninoperoxidasa
0.0000
0.0001
0.0002
0.0003
0.0004
0.0005
0.0006
0.0007
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
U L
iP/m
L e
xtra
cto
de
mu
estr
a
TRH (5 días) TRH (2.5 días)
TRH 5 días TRH 2.5 días
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
28
La actividad de LiP se comporta parecidamente a la de MnP, hay mayor presencia de enzima al
principio pero baja su concentración, aunque esta enzima es la que se expreso en menor cantidad
también se mantuvo presente durante los 181 días de operación del reactor.
El efecto del segundo recambio con biocatalizadores acondicionados al día 130, permite que esta
enzima aumente su concentración y que se mantenga presente hasta el final del experimento.
Figura 14. Dinámica de actividad de la enzima Lacasa
La actividad de la enzima Lacasa es la tercera con mayor concentración, al día 60 se nota como
decae su concentración, haciendo el recambio de biocatalizadores se puede apreciar como tiende
aumentar pero nuevamente vuelve a decaer, al día 130 cuando se hace el recambio con
biocatalizadores acondicionados la concentración no aumenta pero si se mantiene constante
hasta el día 181.
Se nota al igual que en las actividades pasadas que el reactor con TRH de 2.5 días de operación
es más eficiente que el reactor de TRH de 5 días.
0.0000
0.0005
0.0010
0.0015
0.0020
0.0025
0.0030
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
U L
ac
/mL
ex
tra
cto
de
mu
es
tra
TRH(5días) TRH(2.5días)
TRH 5 días
TRH 2.5 días
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
29
Figura 15. Dinámica de actividad de la enzima Proteasas
La enzima Proteasas fue la que se expreso en mayor cantidad durante los 181 días de operación
del reactor, esta enzima muestra un comportamiento diferente al de las otras, ya que esta al
principio se expresa en bajas cantidades, pasando los primeros 60 días de operación tiende
aumentar y al día 130 cuando se hace el segundo recambio con biocatalizadores acondicionados
aumenta su concentración.
Tabla 11. Resultados de promedios de actividades enzimáticas de MnP, LiP, Lacasa y Proteasas
TRH (5 días) TRH (2.5 días)Enzima Actividad (U /mL) Actividad (U /mL)
Manganeso peroxidasa 2.32E-03 ± 9.40 E-04 2.12E-03 ± 9.75E-04
Lignino peroxidasa 1.26E-04 ± 3.12E-05 1.08E-04 ± 1.51E-05
Lacasa 5.42E-04 ±1..5 E-04 5.14E-04 ± 1.96E-04
Proteasas 9.05E-02 ± 8.25E-03 7.22E-02 ± 8.54E-03
Las actividades en los diferentes TRH muestran un comportamiento muy parecido en el reactor de
5 días y en el de 2.5 días de operación.
Las cuatro enzimas (MnP, LiP, Lac y Proteasas) siempre estuvieron presentes durante los 181
días de operación del reactor, aunque las que estuvieron en mayor concentración fueron
Proteasas y MnP, Lac y LiP fueron las que se expresaron en menor cantidad durante los 181 días
de operación del reactor.
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180
Tiempo (días)
U p
rote
asa/
mL
ext
rac
to m
ues
tra
TRH 5días TRH 2.5 días
TRH 5 días
TRH 2.5 días
1er Recambio de biocatalizadores
2do Recambio de biocatalizadores
30
Tabla 12. Procesos de tratamiento de aguas en reactores que utilizan hongos basidiomicetos
Reactor m.o CondicionesPeriodo activo
Efluente Eficiencia de Remoción Referencia
RLF(1) Lentinus edodes
Sin maltosa AlgCa
14 días
Licor Negro Diluido (EICP)
sun Color:0.00073±0.073. Lig:0.0005 ± 0.0005
sun(%) Color:42±14 Lig:59±14
Ramírez Canseco et al., (2000)
RLF(2)Lentinus edodes
Choques con maltosa
10000 mg/ L cada 8 días
AlgCa
35 días
Licor Negro Diluido (EICP)
sun Color:0.0012±0.11 Lig:0.0009±0.0008
un (%) Color:66±16,
Lig:65±15
Ramírez Canseco et al., (2000)
RLF(3)Lentinus edodes
3000 mg/ L maltosa continua AlgCa
64 días
Licor Negro Diluido (ICP)
sun Color: 0.21±0.18 Lig:0.001±0.0008
un (%) Color:68±15 Lig:59±14
Ramírez Canseco et al., (2000)
RLETrametes versicolor(biocubos)
Sin fuente de carbono
soluble, TRH 5 y 2.5 días
90 díasEAn (ICP)
sun Color:0.0004±1E-4 Lig:0.0003±1E-4
DQO:0.0004±2E-4
un (%) Color:52.42±21 Lig:38.68±18
DQO:43.42±24
Ortega-Clemente
et al.,(2003)
RLFLentinus edodes
(biocubos)
Sin fuente de carbono
soluble, TRH 5 días
60 díasEAn (ICP)
sun Color:0.00012±1E-4 Lig:0.00003±1E-5 DQO:0.0003±6E-5
un(%) Color:23.36±13
Lig:3.32±15 DQO:39.49±16
Marín-Mezo et al.,(2003)
RLF
Trametes versicolor(pellets
híbridos)
Sin fuente de carbono
soluble, TRH 5 días
100 días
EAn (ICP)
sun Color:
0.00032 ± 6E-6 Lig:
0.00028 ± 3E-6 DQO:
0.00032 ± 3E-5
Bruta (%) Color:46.89±0.88
Lig:48.83±1.6 DQO:48.35±4.08
Ortega-Clemente –
Gamboa Suasnavart
(2005-2006)
RLF
Trametes versicolor(pellets
híbridos)
Sin fuente de carbono soluble,
estrategia de recambio parcial de
pellets cada 60 días, TRH
5 días
181 días
EAn (ICP)
sun Color:
9.28E-5±2.69E-6 Lig:
6.07E-5±3.95E-6 DQO:
2.89E-4±1.87E-4
ruta (%) Color:61.01±0.50 Lig:24.94±0.93
DQO:38.71±15.49
Ortega-Clemente –
Vargas-Gallegos (2006-2007)
RLF
Trametes versicolor(pellets
híbridos)
Sin fuente de carbono soluble,
estrategia de recambio parcial de
pellets cada 60 días, TRH
2.5 días
181 días
EAn (ICP)
sunColor:
1.00E-5 ± 2.42E-6 Lig:
7.07E-5±3.95E-6 DQO:
2.77E-4±1.19E-4
ruta (%) Color:61.69±0.53Lig:26.66±0.49
DQO:38.41±10.93
Ortega-Clemente –
Vargas-Gallegos (2006-2007)
31
Para la realización del ensayo de adsorcion se realizaron diluciones como se muestra en la tabla
13.
Tabla 13. Soluciones de efluente anaerobio y efluente anaerobio diluido
No. EAn (mL) Agua destilada (mL)1 100 02 80 20 4 + 1 4:53 60 40 3 + 2 3:54 50 50 1 + 1 1:25 40 60 2 + 3 2:56 20 80 1 + 4 1:57 10 90 1 + 9 1:10
Tabla 14. Datos de matraz 7 ( 0 mL de agua destilada + 50 mL de efluente anaerobio)
Muestratiempo (horas)
Promedio Abs
C (mgClPt/L)
qVolumen
(L)Masa seca
1 0 0.2273 2210.4 0.0000 0.050 452 12 0.2264 2202.1 0.0088 0.048 453 24 0.2251 2189.0 0.0219 0.046 454 48 0.2238 2176.3 0.0333 0.044 455 72 0.2211 2150.5 0.0558 0.042 456 96 0.2191 2131.1 0.0881 0.040 367 120 0.2145 2086.3 0.1309 0.038 368 144 0.2092 2034.3 0.1761 0.036 369 168 0.2053 1996.4 0.2021 0.034 36
Se realizaron 7 ensayos, la tabla 14 muestra solo el ensayo 7 ya que este es el que presenta la
mayor concentración de EAn, se realizo la grafica de q vs t, y se ajustaron al modelo hiperbólico
de Freundlich todas las Muestras 9 a 7 días de adsorción de cada ensayo.
32
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
elle
t)
Figura 16. Dinámica de color adsorbido sobre pellets híbridos estériles
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
elle
t)
Figura 17. Ajuste de la dinámica de color adsorbido sobre pellets híbridos estériles
33
La figura 17 muestra el ajuste dinámico de q vs t para efluente anaerobio 100%, orden mixto m, la
ecuación fue la siguiente.
q = ko*tm, donde: [4]
Ko =0.00045m = 1.173
Por lo tanto la ecuación queda de la siguiente manera.
q = 0.00045*t1.173; r =0.98 [5]
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0 500 1000 1500 2000
C (mg ClPt/L)
q (
mg
ClP
t/m
g p
elle
t)
Figura 18. Modelo hiperbólico de Freundlich para la adsorcion de color en pellets híbridos estériles al 7º día
La figura 18 muestra que el isoterma de adsorcion se ajusta al modelo hiperbólico de Langmuir,
para realizar este isoterma se tomaron todas las muestras 9 a 7 días de adsorción y se describe
con la siguiente ecuación:
q = 0.0254*C0.2562; r =0.89 [6]
34
7. CONCLUSIONES
Efecto de la estrategia:
Al día 60 ( primer recambio de biocatalizadores) se observa un incremento en las
remociones de Color, Lignínoides y DQO, superando la baja de desempeño entre los días
40 – 60
Al segundo recambio de pellets con biocatalizadores acondicionados se comprueba que
las actividades se mantienen constantes permitiendo que el tiempo de operación del
reactor se prolongue hasta 181 días.
El recambio con biocatalizadores acondicionados es más favorable que el recambio con
biocatalizadores no acondicionados.
Las remociones brutas para el reactor de TRH de 5 días fueron de:
Color 61.01± 0.50%, Lignínoides 24.94±0.93%, y DQO 38.71±15.49%, para el reactor de
TRH de 2.5 días fueron de: Color 61.69±0.53%, Lignínoides 26.66±0.49%, DQO
38.41±10.93%.
La estrategia de recambio de biocatalizadores mejora la remoción de Color, no así la de
Lignínoides y DQO, respecto a la operación del biorreactor sin recambio de pellets.
La dinámica de adsorción de color del EAn acondicionado expresado en mg/mg de
cloroplatinato de potasio sobre pellets híbridos sigue un comportamiento potencial respecto
al tiempo, con la ecuación q=0.00045*t1.173, con r =0.98
La isoterma de adsorción de color del EAn acondicionado ajustó razonablemente bien al
modelo hiperbólico de Freundlich expresado en mg/mg de cloroplatinato de potasio sobre
pellets híbridos con la ecuación q=0.0254*C0.256; con r =0.89
35
• No hay un efecto significativo del TRH sobre el desempeño de los biorreactores
• Al primer recambio de biocatalizadores (día 60) existe una fase de adaptación, caso
contrario al del segundo recambio (día 130) ya que el pellet entra acondicionado al reactor.
• Se preferiría trabajar en un futuro con un reactor de TRH de 2.5 días ya que presenta
comportamiento parecido a uno de uno de 5 días
• No se agregó ninguna fuente de carbono soluble al medio, manteniéndose presentes las
actividades enzimáticas durante los 181 días de operación de los reactores.
36
8. REFERENCIAS
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37
9. ANEXOS
9.1 Protocolo de dinámica de Adsorcion
Protocolo ensayo de dinámica de adsorciónJesús Vargas-Gallegos y Héctor M. Poggi-Varaldo
Grupo de Biotecnología Ambiental, CINVESTAV, 2007
La sorción o adsorción es la transferencia selectiva de uno o más solutos de una fase fluida a un lote de partículas sólidas. En general, la adsorción incluye la acumulación de moléculas de solutos en una interfase. La acumulación por unidad de área es pequeña; por consiguiente, se prefieren los sólidos altamente porosos con áreas internas muy grandes por unidad de volumen. Los adsorbentes son materiales naturales o sintéticos de estructura amorfa o microcristalina. Los utilizados en gran escala incluyen el carbón activado, la alúmina activada, el gel sílice, entre otros. Los principales usos de la adsorción en fase líquida incluyen: 1. la decoloración, el teñido o el desengomado de combustibles y lubricantes, disolventes orgánicos y aceites vegetales y animales. 2. la recuperación de productos químicos biológicos procedentes de caldos fermentativos o extractos de plantas. 3. la clarificación de alimentos y los productos farmacéuticos. 4. la purificación de los efluentes de proceso para control de la contaminación, entre otros.
La eliminación de color en aguas residuales es hoy uno de los principales problemas de la industria textil, la industria de la celulosa y papel entre otras. La adsorción con carbón activado es el tratamiento que elimina color con altas eficiencias pero es un proceso caro. La biomasa de una variedad de microorganismos incluyendo bacterias, hongos y algas es capaz de adsorber y acumular muy diversos compuestos (Aretxaga et al., 2001). Los procesos con sistemas biológicos han tenido mayor atención debido a su bajo costo y por ser ambientalmente amigables.
La adsorción y desorción de contaminantes juegan un papel muy importante en el transporte y la disponibilidad de contaminantes en suelos y sedimentos. También son la base para medir, diseñar y operar otros procesos de interés ambiental tales como la remoción de compuestos tóxicos y materia orgánica recalcitrante de efluentes líquidos y gaseosos (Poggi-Varaldo et al., 2002)
El agua modelo es el efluente proveniente de un tratamiento anaerobio de licor diluido, llamado efluente anaerobio (EAn) (Ortega-Clemente et al., 2004).
Este EAn tiene un contenido de materia orgánica como DQO, color y Lignininoides, Este EAn acondicionado se ajusta a pH 4.5 con buffer de fosfatos para efectuar el ensayo de adsorción por duplicado.
El ensayo consta de colocar en matraces Erlenmeyer de 250 ml diferentes concentraciones de EAn para observar su comportamiento en color y lignínoides, por lo tanto cada matraz contiene 50 mL de EAn con 5 pellets híbridos, incubándolos a 28ºC, y 100 rpm durante 7 días.
38
I. Propósito
Este ensayo se realizo para verificar la adsorción que se pudieran estar dando a un sistema biológico.
II. Equipo Matracez Erlenmeyer de 250 mL Pipetas de 1 y 10 mL Pinzas Espátula Espectrofotómetro ultravioleta-visible Celda de cuarzo Centrifuga Incubadora Capsulas de porcelana Desecador Termómetro
III. Reactivos Acido clorhídrico 1N Azida de sodio Buffer de fosfatos pH 7
IV. Procedimiento pasó por paso
1. Formar pellets triples con micelio de Trametes versicolor, aserrín de encino, y carbón activado.
Hongo basidiomiceto y condiciones de cultivoSe cuenta con la cepa Trametes versicolor (CDBB-h-1051), proveniente de la colección de cultivos microbianos del CINVESTAV-México. Para la propagación de Tv en medio sólido se cultivo en tubos inclinados con PDA (agar papa dextrosa) se incubaron a 28°C por 7 días. La propagación en medio líquido se realizó mediante el lavado de tubos con 10 mL de agua destilada estéril para separar el micelio crecido en los tubos. El líquido del lavado se utilizó para inocular los matraces (1 tubos por matraz) con medio micológico (MM) y se incubaron a 28°C y 100 rpm durante 7días (Estrada-Vázquez et al., 1997).
Formación de biocatalizadores (Pellets híbridos)El tamaño promedio de la partícula de aserrín de encino (A) y carbón activado granular (CA) es menor a 250 µm. El tamaño aproximado se determino mediante el uso de un tamaño de malla fina de 60-150. Cada unidad experimental (matraz Erlenmeyer de 250 mL) contiene 100 mL de medio modificado de inducción de formación de pellets (10.0 g/L glucosa, 2.5 g/L de peptona de soya, 1.0 g/L K2HPO4, 1.0 g/L KH2PO4, 0.5 g/L MgSO4·7H2O, 0.3 g/L NaCl, 1.0 g/L NH4CL, 0.1 g/L CaCl2·2H2O, 0.02 g/L Tiamina·HCl), se adiciona el soporte en una relación 15 mg de A y 15 mg de CA; se esterilizan a 121 °C por 30 minutos, dejando reposar el medio estéril con el soporte por 24 hrs. Posteriormente se inocula con 30 mg (base seca) de Tv y se agitan a 80 rpm a 28°C por 7 días.
39
2. Selección de pellets híbridos.
Se seleccionaron pellets híbridos con un diámetro aproximado de 5 mm, 5 pellets por matraz (esto en condiciones de esterilidad). Posteriormente los pellets híbridos se esterilizaron en una autoclave a 121 ° C por 1 h dejando incubar durante 24 h a temperatura ambiente.
3. Preparar soluciones diluidas de efluente anaerobio, en las proporciones de la tabla 1.
Tabla 1: Soluciones de EAn y EAn diluido
No. EAn (mL) Agua destilada (mL)1 100 02 80 20 4 + 1 4:53 60 40 3 + 2 3:54 50 50 1 + 1 1:25 40 60 2 + 3 2:56 20 80 1 + 4 1:57 10 90 1 + 9 1:10
4. A las soluciones de la Tabla 1 y a los pellets seleccionados esterilizarlos.
5. Las soluciones esterilizadas deben ser acondicionadas a pH = 4.5 con HCl. 1 N, gota a gota. También añadirles azida de sodio en tal cantidad que dé una concentración de 500 mg/L. (por ejemplo, para 100 mL de solución, será 50 mg de azida en cada caso). Esto asegurará la esterilización.
6. Determinar la absorbancia inicial a 460 nm (absorbancia de color) para cada solución, antes de meterla a matraz. Anotar las absorbancias correspondientes en bitácora y convertir a unidades de mg cloroplatinato/L (mg CPt/L), ver Ec. 1
7. Verter 50 mL de solución en matraces de 250 mL, y cargar 5 pellets estériles. Cada solución tendrá dos matraces.
8. Incubar los matraces en una agitadora a 100 rpm y 28 ºC, durante 7 días.
9. Tomar una muestra pequeña 2 mL cada 12 horas el primer día, y después una por día.A cada muestra determinarle la absorbancia de color a 460 nm de acuerdo al protocolo establecido en el grupo. Anotar las absorbancias en una Tabla (Tabla 2).
10. Al 4to día, con unas pinzas estériles, retirar un pellet de cada matraz para compensar por el volumen retirado de solución. Conservar los pellets, identificarlos, separarlos y mantenerlos en refrigeración.
11. Al 7º día, tomar la última muestra para determinar absorbancia.Cosechar los pellets de cada matraz (4) y juntar cada conjunto de 4 con el pellet que se retiró en el día 4º, bien identificado por matraz
40
Tabla 2. Tabla de control de absorbancias
Tiempo (h)0 12 24 48 72 96 120 144 168
Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L Abs mgClP/L
Dilución 1Duplicado D1
Dilución 2Duplicado D2
Dilución 3Duplicado D3
Dilución 4Duplicado D4
Dilución 5Duplicado D5
Dilución 6Duplicado D6
Dilución 7Duplicado D7
41
12. Preparar cápsulas de porcelana limpias, incineradas y enfriadas. Pesar y anotar los pesos (P1)
13. Poner los conjuntos de pellets de cada matraz en cápsulas. Anotar los pesos. (P2)
14. Poner a secar las cápsulas en estufa a 80 ºC por 3 horas, y después a 103 ºC durante el resto del día.
15. Enfriar las capsulas en desecador y anotar sus pesos secos. (P3).
16. Graficar C (promedio de duplicado) versus tiempo para cada tratamiento (dinámica de la concentración de color en matraz)
Graficar q (promedio) versus tiempo para cada tratamiento (dinámica de la concentración de color en pellets)
Graficar q al 7º día (promedio de duplicado) versus C al 7º día (promedio de duplicado) para los 7 tratamientos en una figura x-y, donde y = q, x = C. Es la isoterma de adsorción.
V. Cálculos
1. Se obtienen las absorbancias de cada concentración y se transforman a mg/L de cloro platinato de potasio a partir de la siguiente formula (Wingate et al., 2005):
erimentalaAbsorbanciAbs
LmgPtCl exp*)(1
56.9726/..
[1]
Donde:
ClPt mg/L= Concentración de cloro platinato en mg/L
Abs exp.= Absorbancia leída experimentalmente
Se grafica concentración de Cloroplatinato vs tiempo
2. Para cada matraz y para cada tiempo, calcular q (el color adsorbido en los pellets) como sigue:
qt =V solución *(Color inicial–Color a tiempo t)/ masa seca de pellets a tiempo t [2]
Notar que el V solución y la masa seca de pellets disminuye a tiempo 4 días.
3. La masa seca de pellets para los primeros cuatros días, se calcula como sigue:
Masa seca de pellets = P3 – P1 [3]
42
VI Referencias
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43
9.2 Figuras de dinámica de adsorcion a todas las concentraciones
0
50
100
150
200
250
300
350
0 50 100 150
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 1. C vs tiempo del ensayo con 45 mL de agua destilada + 5 mL de efluente anaerobio
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q(m
g C
lPt/
mg
pellet)
Figura 2. q vs tiempo del ensayo con 45 mL de agua destilada + 5 mL de efluente anaerobio
44
480490500510520530
540550560570580
0 50 100 150
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 3. C vs tiempo del ensayo con 40 mL de agua destilada + 10 mL de efluente anaerobio
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 4. q vs tiempo del ensayo con 40 mL de agua destilada + 10 mL de efluente anaerobio
45
1000
1020
1040
1060
1080
1100
1120
1140
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 5. C vs tiempo del ensayo con 30 mL de agua destilada + 20 mL de efluente anaerobio
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 6. q vs tiempo del ensayo con 30 mL de agua destilada + 20 mL de efluente anaerobio
46
1000
1050
1100
1150
1200
1250
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 7. C vs tiempo del ensayo con 25 mL de agua destilada + 25 mL de efluente anaerobio
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
0.16
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 8. q vs tiempo del ensayo con 25 mL de agua destilada + 25 mL de efluente anaerobio
47
1200
1220
1240
1260
1280
1300
1320
1340
1360
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 9. C vs tiempo del ensayo con 20 mL de agua destilada + 30 mL de efluente anaerobio
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
0.16
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 10. q vs tiempo del ensayo con 20 mL de agua destilada + 30 mL de efluente anaerobio
48
1550
1600
1650
1700
1750
1800
1850
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 11. C vs tiempo del ensayo con 10 mL de agua destilada + 40 mL de efluente anaerobio
0.000.020.04
0.060.080.100.120.14
0.160.180.20
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 12. q vs tiempo del ensayo con 10 mL de agua destilada + 40 mL de efluente anaerobio
49
1950
2000
2050
2100
2150
2200
2250
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
C (
mg
ClP
t/L
)
Figura 13. C vs tiempo del ensayo con 0 mL de agua destilada + 50 mL de efluente anaerobio
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
0 50 100 150 200
Tiempo (h)
q (
mg
ClP
t/m
g p
ellet)
Figura 14. q vs tiempo del ensayo con 0 mL de agua destilada + 50 mL de efluente anaerobio
