Manual de Practica Ecologia

Universidad Nacional Agraria de La Selva Facultad de Recursos Naturales Renovables

Área de Biología y Administración del Ambiente

Manual de Prácticas de Ecología

Blgo. Edilberto Chuquilín Bustamante Blgo. Manuel A. Ñique Álvarez

© ECB 2004. Nymphaea amazonum. Planta flotante en el Humedal “Laguna los Milagros”.



Blgo. Edilberto Chuquilín Bustamante Blgo. Manuel A. Ñique Álvarez

Profesores de Biología y Ecología Área de Biología y Administración del Ambiente

Departamento Académico de Ciencias Ambientales y Biológicas Facultad de Recursos Naturales Renovables Universidad Nacional Agraria de La Selva

Tingo Maria – Perú

Edilberto Chuquilín Bustamante Manuel Ñique Alvarez -1-


__________________________________________________ © 2009 - Blgo. Edilberto Chuquilín Bustamante

Blgo. Manuel A. Ñique Álvarez __________________________________________________

Reservados todos los derechos conforme a Ley Hecho el depósito legal

__________________________________________________

PRIMERA EDICIÓN, 2009 Datos de catalogación bibliográfica Este manual deber ser citado de la siguiente manera: CHUQUILIN B., E. y M. ÑIQUE. 2009. Manual de Prácticas de Ecología. Área de Biología y Adm.

del Amb., Facultad de Recursos Naturales Renovables, Universidad Nacional Agraria de la Selva. Tingo María, Perú.



INDICE

Contenido Pag.

ESQUEMA DEL INFORME CIENTIFICO 5

FACTORES AMBIENTALES 7

ADAPTACIONES MORFOLOGICAS DE LAS PLANTAS SEGÚN DISPONIBILIDAD DE AGUA

9

ESTRATIFICACIÓN DE LA RADIACIÓN SOLAR Y DE LA TEMPERATURA EN LA VEGETACIÓN

10

LA TEMPERATURA EN UN AMBIENTE ACUÁTICO ARTIFICIAL 12

CRECIMIENTO POBLACIONAL DE Drosophila melanogaster “mosca del vinagre” “mosca de la fruta” EN CONDICIONES DE LABORATORIO

14

CRECIMIENTO POBLACIONAL DE LEVADURAS 15

RELACIONES BIÓTICAS DE LAS PLANTAS 17

MÉTODO DE ESTUDIO DE LA DIVERSIDAD FLORÍSTICA 19

DETERMINACION DE OXIGENO DISUELTO EN AGUA 21

PRODUCTIVIDAD PRIMARIA EN UN ECOSISTEMA ACUATICO 22

ESTIMACION DE LA PRODUCCIÓN DE OXÍGENO Y FIJACIÓN DE CARBONO EN LA FOTOSÍNTESIS DE PLANTAS ACUATICAS

23

PRACTICA COMPLEMENTARIA CRECIMIENTO POBLACIONAL 25





ESQUEMA DEL INFORME CIENTIFICO El informe debe ser consistente, preciso y ordenado. Según, el Centro de Investigación de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (CIUNAS) y con el fin de uniformizar la presentación se describe a continuación el esquema general referencial del informe de prácticas.

I. INTRODUCCIÓN

En este capítulo, se presenta la justificación del tema que se investigará. Se recomienda que el estudiante realice una lectura previa y se complemente con la información proporcionada por el profesor. Se plantean específicamente los objetivos del tema que se investigará, que sirven como referencia para formular la o las hipótesis del tema de investigación.

II. REVISIÓN DE LITERATURA

En este capítulo, se presenta los antecedentes y conceptos generales del tema que se investigará y la información debe referirse solamente a los asuntos que tenga relación directa y específica con el tema de investigación. La forma de redacción de las citas bibliográficas será indicada por el profesor. Por ejemplo, las citas más comunes serían las siguientes:

Según VÁSQUEZ (1993), los factores ambientales se clasifican en factores abióticos y bióticos.

Los factores ambientales se clasifican condiciones y recursos (BEGON et al., 1988).

KREBS (1985) y BEGON et al. (1988) indican que la distribución y abundancia de los seres vivos están influenciadas por los factores ambientales.

La distribución y abundancia de los seres vivos están influenciadas por los factores ambientales (KREBS, 1985 y BEGON et al., 1988).

III. MATERIALES Y MÉTODOS

En este capítulo, se describen los materiales y reactivos necesarios para desarrollar las actividades descritas en el procedimiento del método. El procedimiento debe describirse de manera secuencial.

IV. RESULTADOS

Los resultados se presentarán en forma objetiva, exacta, clara y lógica, utilizando cuadros, figuras o fotografías con su respectivo título que describa de manera resumida la información correspondiente. El título de los cuadros va en el encabezado de los mismos (Por ejemplo, Cuadro 1. Temperatura y humedad atmosférica de la Laguna “Los Milagros”). Los gráficos, fotografías, esquemas y dibujos se consideran como figuras y el título va en el pie de de éstas (Por ejemplo, Figura 1. Variación de la temperatura del agua de acuerdo a la profundidad en la Laguna “Los Milagros”).

V. DISCUSIÓN

En este capítulo, revela la capacidad de análisis del investigador, evaluando los resultados obtenidos en la investigación; es decir, discutir e interpretar los resultados según los objetivos planteados, comparándolos con la literatura pertinente.

VI. CONCLUSIONES

Es este capítulo, el investigador debe presentar en forma lógica, clara y concisa la o las conclusiones. Estas deben ser solamente en los hechos comprobados y ya discutidos en el capítulo anterior.

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

En este capítulo, se describen las fuentes generales de información bibliográfica. El estudiante debe de ampliar las fuentes descritas en cada práctica con otras más actualizadas (textos universitarios, artículos científicos, páginas Web científicas o información didáctica de Internet), siempre que sean fidedignas y confiables. Se recomienda utilizar las normas oficiales de redacción de referencias bibliográficas. No se recomienda utilizar enciclopedias o cualquier otro texto que no sea de nivel universitario.



Resumen del esquema del informe científico:

CARATULA (En hoja aparte) UNAS

FRNR

DACRNR

LOGOTIPO DE LA UNAS

TITULO

AUTOR (ES)

PROFESOR (ES)

CIUDAD, PAIS

AÑO

I. INTRODUCCIÓN Justificación del problema

Objetivos e hipótesis

II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA Antecedentes del problema y conceptos generales

III. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1 Lugar de ejecución o descripción de la zona de estudio

3.2 Materiales

3.3 Metodología (Procedimiento)

IV. RESULTADOS Los datos obtenidos se representarán en cuadros, gráficos o esquemas.

V. DISCUSIÓN Interpretar los resultados y comparar con los de otros investigadores.

VI. CONCLUSIONES

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS



FACTORES AMBIENTALES OBJETIVOS

- Determinar los factores ambientales abióticos de un ecosistema MATERIALES Y MÉTODOS 1. Materiales:

- 01 wincha de 3 m - pH-metro - 01 wincha de 50 m - Agua destilada - Cuaderno de registro de datos (de

hoja cuadriculada) - Machetes, rafia

- Mapa de la zona de estudio - Pala recta - Termómetros - Bolsas de polietileno de ½ Kg. - Higrómetros, GPS - Cilindros muestreadores de suelo

2. Procedimiento - Selección y reconocimiento de la zona de estudio

o Zona de estudio: Laguna “Los Milagros”, BRUNAS, etc. - Medición de los factores ambientales abióticos:

Temperatura ambiental Temperatura superficial del agua - Cuerpo de agua léntico - Cuerpo de agua lótico Temperatura superficial del suelo - Suelo sin cobertura - Suelo con cobertura herbácea-arbustiva - Suelo con cobertura arbórea - Suelo inundado - Suelo con hormiguero pH del Agua pH del suelo Humedad relativa Humedad del suelo: tomar muestras de suelo con los cilindros (200g) y colocarlos en bolsas de polietileno. Pesar 100g de la muestra y dejar secar en una estufa a 105°C durante 24 hrs. Pesar las muestras. Luego determinar la humedad del suelo.

- Registro datos: registrar los datos en el cuaderno y ordenar en una matriz de datos (Cuadro 1). Realizar dos repeticiones y obtener el promedio. Procesar los datos obtenidos e interpretar.

Cuadro 1. Matriz de datos de factores ambientales abióticos Variables ambientales

Componentes del ecosistema ↓

Temperatura

Promedio

pH

Promedio

Humedad

Aire Agua superficial (Eco. léntico) Agua superficial (Eco. lótico) Suelo sin cobertura Suelo con cobertura herbácea-arbustiva Suelo con cobertura arbórea

Suelo inundado Suelo con hormiguero



BIBLIOGRAFÍA DE CONSULTA BEGON, M.; J.L. HARPER y C.R. TOWNSEND. 1988. Ecología: Individuos,

Poblaciones y Comunidades. Ediciones Omega, S.A. Barcelona, España. KREBS, J.C. 1985. Ecología: estudios de la distribución y abundancia. 2ª Edic. Edit.

Harla, S.A. México. SMITH, R. L. y SMITH, T. M. 2000. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España. FRANCO, J; G. DE LA CRUZ y A. CRUZ. 1989. Manual de Ecología. Edit. Trillas, S.A.

México.



ADAPTACIONES MORFOLOGICAS DE LAS PLANTAS SEGÚN DISPONIBILIDAD DE AGUA

OBJETIVOS

- Determinar las adaptaciones morfológicas de las plantas en un ecosistema MATERIALES Y MÉTODOS 1. Materiales:

- 01 wincha de 3 m - 01 wincha de 50 m - Cuaderno de registro de datos (de hoja cuadriculada) - Mapa de la zona de estudio - Machetes - Pala recta - 01 cono de rafia


o Zona de estudio: Laguna “Los Milagros”, BRUNAS, etc. - Muestras:

o Observar y anotar las adaptaciones morfológicas de las plantas en la zona litoral de un cuerpo de agua léntico

o Realizar calicatas en el suelo y medir la profundidad de las raíces de las plantas. Observar y anotar los tipos de raíces.

- Registro de datos: registrar los datos en el cuaderno, ordenar en una matriz. Esquematizar, procesar e interpretar los datos obtenidos.



Harla, S.A. México. MOLLES. M. 2006. Ecología: Conceptos y aplicaciones. 3ª edición. Ed. Mac Graw-Hill.

Barcelona. SMITH, R. L. y SMITH, T. M. 2000. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.


México.



ESTRATIFICACIÓN DE LA RADIACIÓN SOLAR Y DE LA TEMPERATURA EN LA VEGETACIÓN

OBJETIVOS

- Determinar la estratificación térmica y lumínica en vegetación herbácea, arbustiva y arbórea o cultivo

MATERIALES Y MÉTODOS 1. Materiales:

- 01 wincha de 3 m - 01 wincha de 50 m - Cuaderno de registro de datos (de hoja cuadriculada) - Mapa de la zona de estudio - Luxímetro - Termómetro


Zona de estudio: - Definir la población a muestrear:

Tipo de vegetación: - Método para ubicar las unidades de muestreo en la zona de estudio

Sistemático preferencial Aleatorio

- Registro y análisis de datos Tomar la luminosidad y temperatura en la estructura vertical de la

vegetación (parte superior, media, inferior y suelo) y registrar los datos en el cuaderno y ordenar en una matriz de datos (Cuadro 2, 3 y 4). Realizar dos repeticiones y obtener el promedio.

Cuadro 2. Matriz de datos de luminosidad y temperatura en vegetación herbácea

Vegetación herbácea Estratos

Luxes

Promedio

Temperatura

Promedio

0 m (suelo) Estrato inferior ( a 10cm del suelo) Estrato medio Estrato superior

Cuadro 3. Matriz de datos de luminosidad y temperatura en vegetación arbustiva

Vegetación arbustiva Estratos

Luxes

Promedio

Temperatura

Promedio

0 m (suelo) Estrato inferior ( entre 0.5 y 1 m) Estrato medio Estrato superior



Cuadro 4. Matriz de datos de luminosidad y temperatura en vegetación arbórea Vegetación arbórea

Estratos

Luxes

Promedio

Temperatura

Promedio

0 m (suelo) Estrato inferior ( entre 1 y 2 m) Estrato medio Estrato superior

Procesar la matriz de datos en el

programa Excel Graficar los datos Realizar un esquema indicando la

cantidad de luminosidad y la temperatura en la estructura vertical de la vegetación (Figura 1).

Figura 1. Esquema de vegetación arbórea para la toma de datos de

luminosidad y temperatura. BIBLIOGRAFÍA DE CONSULTA BEGON, M.; J.L. HARPER y C.R. TOWNSEND. 1988. Ecología: Individuos,



Barcelona. SMITH, R. L. y SMITH, T. M. 2000. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España.



LA TEMPERATURA EN UN AMBIENTE ACUÁTICO ARTIFICIAL

OBJETIVOS

- Determinar la temperatura a distintas profundidades en un ambiente acuático artificial


- 02 peceras - 01 regla de 30 o 50cm - Cuaderno de registro de datos (de hoja cuadriculada) y papel milimetrado - Termómetros - Lápiz indeleble - Soporte universal - Focos de tungsteno de 100 W con soquete, cable y enchufe - Cronómetro

2. Procedimiento - En las dos peceras verter agua hasta 2 cm. del borde. - Marcar sobre las peceras cada 5cm desde la altura de la superficie del agua hasta la

base de la pecera. - Montar cada foco de tungsteno en el soporte universal y conectar al tomacorriente. - En una de las peceras, colocar el foco encendido a 5 cm. sobre de la superficie del

agua, y en la otra pecera colocar el otro foco a 25 cm. - De inmediato y al mismo tiempo tomar las medidas de temperatura a las distintas

profundidades en las peceras. Estos datos corresponden al tiempo cero. - Luego, cada 15 minutos y sin agitar el agua tomar las mediciones respectivas de

temperatura en un periodo de tiempo de 60 minutos. - Registrar los datos en el cuaderno y ordenar en una matriz de datos (Cuadro 5 y 6). - Realizar los gráficos respectivos en el papel milimetrado o en el programa

Microsoft Excel. - Interpretar los datos.

Cuadro 5. Matriz de datos de temperatura a distintas profundidades en un ambiente acuático artificial iluminado con foco de tungsteno de 100 W a 25 cm. sobre la superficie del agua.

Minutos Profundidad (cm) 0 15 30 45 60

0 5 10 15 20 25



Cuadro 6. Matriz de datos de temperatura a distintas profundidades en un ambiente acuático artificial iluminado con foco de tungsteno de 100 w a 5 cm. sobre la superficie del agua.

Minutos Profundidad (cm) 0 15 30 45 60

0 5 10 15 20 25


Poblaciones y Comunidades. Ediciones Omega, S.A. Barcelona, España. FRANCO, J; G. DE LA CRUZ y A. CRUZ. 1989. Manual de Ecología. Edit. Trillas, S.A.

México. KREBS, J.C. 1985. Ecología: estudios de la distribución y abundancia. 2ª Edic. Edit.


Madrid, España.



CRECIMIENTO POBLACIONAL DE Drosophila melanogaster “mosca del vinagre” “mosca de la fruta” EN CONDICIONES DE LABORATORIO

OBJETIVO

- Determinar el crecimiento poblacional de Drosophila melanogaster MATERIALES Y METODOS 1. Material

a. Material biológico Individuos silvestres de Drosophila melanogaster

b. Medio de cultivo Plátano maduro de seda licuado (2 unidades) + colapiz + mycostatin (1 tableta)

c. Material y equipo de laboratorio - 4 frascos de vidrio boca ancha y estériles, con tapa de algodón - 20 frasquitos de penicilina con tapa de algodón - Mortero - 02 estiletes - Agitador - Plumones de tinta indeleble - Bolsas de polietileno transparentes - Estereoscopio

2. Procedimiento - Recolección de la muestra: Colocar trozos de fruta (manzana, plátano o papaya) en

bolsas de polietileno transparentes y dejar durante 24 horas en un lugar adecuado; luego, cerrar las bolsas cuidadosamente y llevar al laboratorio.

- Preparación del medio de cultivo: mezclar el plátano licuado con colapiz y mycostatin en polvo hasta que tenga una consistencia pastosa. Colocar una porción del medio en los frascos de vidrio de boca ancha.

- Cruzamiento: Colocar 5 hembras y 5 machos en un frasco con medio. Esperar hasta que aparezcan las pupas. Eliminar los progenitores. Con la ayuda de un estilete sacar las pupas de las paredes del frasco y cada pupa se colocará en un frasquito de penicilina que contiene medio. Una vez que las pupas se han convertido en insectos adultos, seleccionar hembras y machos. Realizar el cruzamiento colocando en un frasco con medio, 5 hembras y 1 macho y en otro frasco, 5 hembras y 5 machos. Anotar la fecha y hora del cruzamiento. Observar cada 12 horas y anotar el tiempo en que aparecen los huevos, larvas, pupas y adultos. Luego, cuantificar diariamente el número de pupas marcando el frasco con un plumón de tinta indeleble para determinar la curva de crecimiento. Registrar los datos observados.



Harla, S.A. México. SMITH, R. L y SMITH, T. M. 2001. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España.



CRECIMIENTO POBLACIONAL DE LEVADURAS OBJETIVO

- Determinar el crecimiento poblacional de levaduras MATERIALES Y METODOS 1. Materiales:

- Suspensión de levaduras - Medio: Caldo nutritivo, caldo saboureaud, solución de sacarosa o glucosa - 12 tubos de ensayo - Matraz - Pipetas de 1ml y 10ml - Pipetas cuentaglóbulos - Láminas cubreobjetos y portaobjetos - Cámara cuenta células - Microscopios

2. Procedimiento:

2.1 Diluciones sucesivas - Preparar una suspensión de levaduras al 1 ó 5 % en un matraz - Marcar 12 tubos de ensayo con las respectivas diluciones (10-1, …., 10-12) y colocar

en cada uno 9 ml de medio de cultivo. - Tomar 1 ml de la suspensión de levaduras y agregar al primer tubo de ensayo (10-1)

y agitar. De este tubo tomar 1 ml y agregar al segundo tubo y agitar. Repetir sucesivamente el procedimiento hasta el último tubo.

1 ml

9 ml de medio de cultivo

Susp. Levaduras 1 ó 5% 10-1 10-2 10-3 10-4 10-5 10-6 10-7 10-8 10-9 10-10 10-11 10-12

2.2 Recuento microscópico: Sin cámara. Para tiempo cero (T0): tomar una gota de la dilución 10-2 y realizar un preparado en fresco y luego contar, en tres o cuatro zonas del preparado, el número de células por campo del microscopio y determinar el promedio del número de células. El resultado se multiplica por el inverso de la dilución (100) para obtener el número inicial de células. En caso de que existan numerosas células por campo en esta dilución, tomar de las diluciones 10-3 o 10-4.

10X 40x Para tiempo (T1, T2, T3, ….., T10): Seguir el mismo procedimiento que para T0 cada 12 o 24 horas durante 10 días.



Cuadro 7. Número de levaduras durante 10 días contadas cada 12 ó 24 horas. Tiempo N° Levaduras/campo T0=10-2 T1=10-2 T2=10-2 T3=10-3 T4=10-3 T5=10-4 T6=10-4 T7=10-5 T8=10-7 T9=10-8

T10=10-10 Con cámara. Con una pipeta cuentaglóbulos tomar una muestra de la dilución 10-2 ó 10-3 y realizar el conteo de las células en la cámara. El número de células se calcula mediante la siguiente fórmula: N° células/ml = (n/4)(104)(10-3), donde n es el número promedio de células contadas en la dilución respectiva.

2.3 Registro de datos: registrar los datos en el cuaderno y ordenar en una matriz de datos (Cuadro 7). Realizar los gráficos respectivos en el papel milimetrado o en el programa Microsoft Excel. Interpretar los datos.


Poblaciones y Comunidades. Ediciones Omega, S.A. Barcelona, España. FRANCO, J; G. DE LA CRUZ y A. CRUZ. 1989. Manual de Ecología. Edit. Trillas, S.A.

México. KREBS, J.C. 1985. Ecología: estudios de la distribución y abundancia. 2ª Edic. Edit.


Barcelona. SMITH, R. L y SMITH, T. M. 2001. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España. VÁSQUEZ, G. 1993.Ecología y Formación Ambiental. Edit. McGraw-Hill, S.A. Mexico.



RELACIONES BIÓTICAS DE LAS PLANTAS OBJETIVOS

- Determinar las relaciones bióticas de plantas en un bosque MATERIALES Y MÉTODOS 1. Materiales:

- 01 wincha de 3 m - 01 wincha de 50 m - Machete - Cuaderno de registro de datos (de hoja cuadriculada) - Mapa de la zona de estudio - Higrómetro

2. Procedimiento

- Selección y reconocimiento de la zona de estudio Zona de estudio:

- Definir la población a muestrear: Tipo de vegetación:

- Método para ubicar las unidades de muestreo Sistemático preferencial

- Unidades de muestreo En la zona de estudio delimitar las unidades de muestreo paralelas a la

pendiente En un área de 25m x 2m. En una línea de 25 m.

- Registro y análisis de datos En cada unidad de muestreo determinar los tipos de relaciones

interespecíficas y registrarlos en el cuaderno. Registrar las especies involucradas en cada relación biótica. Asimismo, anotar la cantidad de cada tipo de relación (Cuadro 8).



Cuadro 8. Matriz de datos de relaciones interespecíficas de plantas.

Especies Tipo de relación biótica Especie 1 Especie 2

Número

Mutualismo

Comensalismo

Competencia

Depredación

Parasitismo




Barcelona. SMITH, R. L y SMITH, T. M. 2001. Ecología. 4a. Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España. VÁSQUEZ, G. 1993.Ecología y Formación Ambiental. Edit. McGraw-Hill, S.A. Mexico.



MÉTODO DE ESTUDIO DE LA DIVERSIDAD FLORÍSTICA OBJETIVOS

- Determinar el área mínima de muestreo - Determinar la distribución de especies en un gradiente - Determinar índices de diversidad


- 01 cono de rafia - 01 wincha de 3 m - 01 wincha de 50 m - Jalones - Muestreador - Tijera podadora, machete - Cuaderno de registro de datos (de hoja cuadriculada) - Prensa botánica y periódico - Mapa de la zona de estudio - Higrómetro, termómetro

2. Procedimiento

2.1 Vegetación - Selección y reconocimiento de la zona de estudio

Zona de estudio: ……………………… - Definir la población a muestrear:

Vegetación herbácea y/o bosque Variables: abundancia de especies (densidad, cobertura, dap, frecuencia)

- Área mínima de muestreo En vegetación herbácea y/o bosque

- Forma de las unidades muestrales Sin área: Método de intercepción de línea (Línea de Canfield) = 20 m (Se

puede hacer en 50 m); medir la cobertura de las especies A, B, C, D, E, F

Con área: Cuadrados (en un transecto de 50 m.)

Método de Gentry: parcelas de 2 m x 50 m paralelas a la pendiente y separadas cada 10 metros


10m 10m 10m

K K K

C F C

E B A


- Método para ubicar las unidades de muestreo en la zona de estudio

Sistemático preferencial - Toma de muestras botánicas y registro de datos

Colectar y colocar las muestras botánicas en la prensa, cada muestra debe tener su código respectivo

Registrar los datos en el cuaderno y ordenar en una matriz de datos Matriz de datos (cuadros de doble entrada) para métodos con área (Cuadro

1) y para métodos de intercepción de línea (Cuadro 2) Cuadro 9. Matriz de datos de diversidad ……………………………………………….……

Cuadros o transectos Familia, género, especie o nombre común 1 2 3 4 5 6 7 8

n

Total (∑): N

Cuadro 10. Matriz de datos de la línea de Canfield ………………………..……………… Línea 1 Línea 2 Línea 3 Línea 4 Familia, género, espeie o nombe común l a l a l a l a

Total (∑): N l: cobertura interceptada de la especie i a: ancho máximo interceptado perpendicularmente a la línea

- Análisis de datos Procesar la matriz de datos en el programa Excel Determinar índices de diversidad: Margalef, Shannon, Equidad, Jaccard o

Sorensen Graficar (Ordenar) las especies en un gradiente ambiental Procesar los datos en programas de análisis de clasificación y ordenación


Poblaciones y Comunidades. Ediciones Omega, S.A. Barcelona, España. MAGURRAM, A. 1988. Diversidad Ecológica y su medición. Edic. Vedra. Barcelona,

España. FRANCO, J; G. De la Cruz; A. Cruz. 1989. Manual de Ecología. Editorial Trillas. S.A.

México. MORENO, C.E. 2002. Métodos para Medir la Biodiversidad. M&T–Manuales y Tesis

SEA, Vol. 1. Zaragoza, España.



DETERMINACION DE OXIGENO DISUELTO EN AGUA OBJETIVOS

- Determinar el oxigeno disuelto en el agua de un ecosistema léntico o lótico MATERIALES Y METODOS 1. Materiales

- Kit de análisis de oxígeno disuelto 2. Procedimiento: a. Preparación de la muestra:

- Dejar sumergida la botella DBO en el agua a ser probada durante 5 minutos. Tapar

la botella y evitar la presencia de burbujas de aire en la muestra.

- Destapar cuidadosamente la botella DBO. Agregar el contenido de los cojines de

oxígeno disuelto 1 y Oxígeno disuelto 2. Mezclar vigorosamente. Aparece un

precipitado de color naranja a marrón (si el oxígeno está presente en la muestra).

- Dejar en reposo hasta la formarse dos capas, la capa superior es transparente.

Nuevamente agitar y dejar en reposo.

- Agregar el contenido del cojín de oxígeno disuelto 3. Mezclar. El precipitado se

disuelve y la mezcla aparece de color amarillo (si el oxígeno está en la muestra).

b. Titulación:

- 5. Llenar el frasco del Kit con la muestra preparada.

- 6. Realizar la titulación de la muestra en el tubo DBO agregando gota a gota la

solución estándar de tiosulfato de sodio hasta que la muestra se vuelva transparente.

1 gota de tiosulfato de sodio = 1 mg O2/l = 1 ppm O2 disuelto

BIBLIOGRAFÍA DE CONSULTA KREBS, J.C. 1985. Ecología: estudios de la distribución y abundancia. 2ª Edic. Edit.



México.



PRODUCTIVIDAD PRIMARIA EN UN ECOSISTEMA ACUATICO OBJETIVOS

- Determinar la productividad primaria en un ecosistema léntico o lótico MATERIALES Y METODOS 1. Materiales:

- 01 botella transparente denominada botella clara (BC) de 200 ml., 500 ml. o 1 l. con tapa esmerilada

- 01 botella transparente denominada botella inicial o testigo (BI) de 200 ml., 500 ml. o 1 l. con tapa esmerilada

- 01 botella oscura (BO) de 200 ml., 500 ml. o 1 l. con tapa esmerilada. Esta botella se obtiene cubriéndose con una envoltura de papel aluminio o pintura plateada o negra, o envuelta con una cinta adhesiva o bolsa negra, de tal manera que impida totalmente el paso de la luz al interior de la botella).

- 01 dispositivo adecuado para sostener a las botellas durante el tiempo de incubación.

- Kit de análisis de oxígeno disuelto - 01 cono pequeño de rafia

2. Procedimiento: 2.1. Oxigeno disuelto (OD)

- Sumergir la botella BI hasta que esté llena de agua y sin burbujas, e inmediatamente determinar el OD.

- Llenar las botellas BC y BO con agua y tapar herméticamente, evitando la formación de burbujas. Luego, dejar sumergidas con la boca a nivel de superficie (0 m) del agua, durante 5 horas (mientras más horas de incubación, más precisión).

- Luego del tiempo de incubación, en ambas botellas se determina el OD. - El mismo procedimiento se repite para determinar el OD a diferentes profundidades

(0.5 m., 1 m., 2 m., 5 m., etc.) en un ecosistema acuático. - Se recomienda realizar por lo menos un duplicado de cada determinación con el fin

de verificar los resultados.





México.



ESTIMACION DE LA PRODUCCIÓN DE OXÍGENO Y FIJACIÓN DE CARBONO EN LA FOTOSÍNTESIS DE PLANTAS ACUATICAS

OBJETIVOS - Determinar el volumen de oxígeno producido en la fotosíntesis.

- Determinar la cantidad de carbono fijado en la fotosíntesis.

MATERIALES Y MÉTODOS

1. Materiales - Plantas de Eloea sp.

- Vaso de precipitación

- Tubos de ensayo graduados

- Embudos

- Soportes universales

- Lámpara eléctrica con focos de tungsteno de 50 W y 100 W

- Termómetros

- Papel milimetrado

- Calculadora

- Cubeta de plástico con 10 a 15 litros de agua

2. Procedimiento

- Realizar el montaje de dos sistemas, tal como se muestra en la Figura 1. El sistema I será iluminado con un foco de tungsteno de 50 W y el sistema II, con un foco de 100 W.

- Tomar dos plantas de Elodea sp., extraer 10 hojas de cada planta. Determinar el área de cada hoja colocándolas sobre papel milimetrado y calcular el área promedio. Luego, contar el número de hojas por verticilo y el número de verticilos y calcular el área foliar total de cada planta.

- Para el sistema I, en un embudo, colocar la planta de Elodea sp. que ha sido determinada su área foliar teniendo en cuenta que las hojas no interfieran el paso de la luz unas de otras.

- En un vaso de precipitación en posición invertida, colocar el embudo conteniendo la planta.

- Sumergir el vaso de precipitación, cogiendo cuidadosamente el embudo, en una cubeta que contenga 10 l. de agua y colocar un tubo de ensayo en la salida del embudo evitando la formación de burbujas.

- Sacar el sistema de la cubeta y eliminar el agua del vaso de precipitación hasta que aproximadamente el tercio inferior de tubo de ensayo (base del tubo) quede libre. Repetir desde el paso tres para el montaje del sistema II.

- A cada sistema, I y II, se los coloca en un soporte universal y se ilumina con un foco de tungsteno de 50 W y de 100 W, respectivamente.

- Colocar un termómetro en cada sistema, observar la liberación de oxígeno y dejar en reposo durante 24 horas o más.



- Anotar el volumen del gas producido y analizar los datos con las fórmulas de la ley general de los gases ideales.

- Calcular los gramos de oxígeno producido y gramos del carbono fijado por área foliar por tiempo, e interpretar los resultados.

20-25 cm.

Figura 1. Esquema del sistema para la determinar el volumen de oxígeno en la fotosíntesis.

BIBLIOGRAFÍA DE CONSULTA FERNÁNDEZ, G. y M. JOHNSTON. 1986. Fisiología Vegetal Experimental. Servicio

Editorial IICA. San José, Costa Rica. FRANCO, J; G. DE LA CRUZ y A. CRUZ. 1989. Manual de Ecología. Edit. Trillas, S.A.

México. MULLER, L. 1964. Manual de Laboratorio de Fisiología Vegetal. Instituto

Interamericano de Ciencias Agrícolas (IICA) de la OEA. Turrialba, Costa Rica. SMITH, R. L. y SMITH, T. M. 2000. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España.



PRACTICA COMPLEMENTARIA: CRECIMIENTO POBLACIONAL

INTRODUCCION Las curvas de crecimiento en un medio limitado en recursos muestran una característica en forma de S (sigmoide). Una de éstas es la curva logística en la cual pueden reconocerse tres fases (Figura 1).

Figura 1. I) Los individuos se están ajustando a las nuevas condiciones del ambiente y pueden presentar un retraso en el crecimiento. II) Hay un crecimiento exponencial sin limitaciones en recursos (espacio y alimento) hasta el punto K/2, que representa la máxima velocidad de crecimiento. También se denomina punto de inflexión, porque la curva de concavidad y a partir de éste comienza a manifestarse la presión del ambiente mediante los factores

dependientes de la densidad. III) Cuando Nt = K, la curva se hace asintótica. Sin embargo, una población no mantiene una Nt máxima constante sino que presenta cierta fluctuación, y la K debe calcularse como la media geométrica de varias estimaciones en el tiempo.

K/2

Nt K

t

I

II

III

La ecuación diferencial que describe el modelo logístico e crecimiento es

)(Κ−Κ

=ΔΔ NrN

tN (1)

Donde, si N = 0; rNtN

=ΔΔ , el crecimiento es exponencial, y si N = K; 0=

ΔΔ

tN , no hay

crecimiento.

El resultado de la integración de la ecuación (1) se muestra a continuación.

rtaeNt −+

Κ=

1 (2)

)ln(0

0

NN

a−Κ

= (3)

donde, Nt = número de individuos en un tiempo t; K = capacidad de carga del ambiente; a = factor proporcional al número inicial de individuos; t = tiempo; r = tasa instantánea de crecimiento poblacional; N0 = número inicial de individuos.

Haciendo una transformación lineal a la ecuación (2) se obtiene

)ln(Nt

Ntrta −Κ=− (4)

y el resultado de esta transformación es una recta (Figura 2).

r

a

Figura 2. El valor absoluto de la pendiente es r y la ordenada al origen es a.

t Edilberto Chuquilín Bustamante Manuel Ñique Alvarez -25-


OBJETIVOS - Determinar el crecimiento poblacional exponencial y logístico mediante modelos de

simulación.

MATERIALES Y MÉTODOS

1. Materiales

Opción A - 01 tablero de ajedrez de 24 cm. x 24 cm. con un marco de 3 cm. de ancho - 250 g. de semillas de lenteja o trigo - 01 vaso de precipitación de 250 ml. - 01 regla o escuadra de 30 cm. - 02 hojas de papel milimetrado

Opción B - 01 cartulina blanca con 64 cuadrículas de 8 cm. x 8 cm. cada una (similar al tablero de

ajedrez) - 01 marco de madera de 64 cm. x 64 cm. de perímetro interno - 01 vaso de precipitación 500 ml. - 500 g de frijoles - 01 hoja de papel milimetrado

2. Procedimiento A

2.1 Crecimiento exponencial

- Sugerencias: el tablero de ajedrez representa el área sobre la cual se establecerá la población y las semillas representarán a los individuos de la población y con ellas se realizarán lanzamientos sobre el tablero los cuales representarán el tiempo. Los cuadros blancos del tablero son considerados áreas favorables para la reproducción, mientras que los oscuros constituyen áreas no favorables. Todos los lanzamientos deben ser semejantes.

- Colocar seis semillas de un sólo tipo en un vaso de precipitación y lanzarlas sobre el tablero desde una altura de 15 cm. Eliminar las semillas que caigan en cuadros oscuros. Las semillas que se salgan del tablero no se eliminan, se incorporarán lanzándolas otra vez.

- Triplicar cada semilla localizada en los cuadros blancos y registrar los datos en el Cuadro 1.

- Colocar semillas en el vaso de precipitación tomando en cuenta el número total resultante de las semillas triplicadas. Realizar un segundo lanzamiento, eliminar las caigan en cuadros oscuros y triplicar las caigan en cuadros blancos.

- Repite este procedimiento 10 veces más, incluyendo el segundo lanzamiento y registrar los datos en el Cuadro 1.

- En un papel milimetrado, con los datos del Cuadro 1 construir un gráfico que represente el crecimiento poblacional.

2.2 Crecimiento sigmoideo - Colocar tres semillas de un sólo tipo en un vaso de precipitación y lanzarlas sobre el

tablero desde una altura de 15 cm. - Las semillas que caigan solas, tanto en el cuadro blanco como en el oscuro, se triplican. - Las semillas que caigan en parejas se utilizan para el siguiente lanzamiento. Si caen

más de dos semillas en el mismo cuadro se eliminan. - Repite este procedimiento 10 veces más y registrar los datos en el Cuadro 2.



- En un papel milimetrado, con los datos del Cuadro 2 construir un gráfico que represente el crecimiento poblacional.

3. Procedimiento B

3.1 Crecimiento logístico

- Sugerencias: considerar que un organismo se reproduce por bipartición y que la población se inicia a partir de un individuo. Todos los lanzamientos deben ser semejantes. Los frijoles que caigan solos, tanto en el cuadro blanco como en el oscuro, se reproducen. Si caen dos frijoles en el mismo cuadro no se reproducen y se utilizan para el siguiente lanzamiento. Si caen más de dos semillas en el mismo cuadro éstas mueren y se eliminan.

- Colocar el marco de madera sobre la cartulina. - Colocar un frijol en un vaso de precipitación y lanzarlo sobre el tablero desde una

altura de 30 cm. Este frijol caerá en un cuadro y se reproduce. Registrar los datos en el Cuadro 3.

- Colocar semillas en el vaso de precipitación tomando en cuenta el número resultante del frijol reproducido y realizar un segundo lanzamiento.

- Repetir el procedimiento hasta que en los últimos diez lanzamientos no haya un aumento consistente de Nt y registrar los datos en el Cuadro 3.

- Calcular K como la media geométrica de los diez últimos lanzamientos. - En un papel milimetrado, con los datos del Cuadro 3 construir un gráfico que

represente el crecimiento poblacional. - Con los datos del Cuadro 3, efectuar la regresión con la ecuación (3). Eliminar los

puntos que tengan N mayor que K. Sustituir lo parámetros a y r en la ecuación (2), r debe ser tomado como valor absoluto. Registrar los datos de la regresión en la Cuadro 4.

Cuadro 1. Datos de simulación de crecimiento exponencial utilizando un tablero de ajedrez.

Número de lanzamientos (t)

Número de semillas/ lanzamiento (Nt)

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Cuadro 2. Datos de simulación de crecimiento sigmoideo utilizando un tablero de ajedrez.

Número de lanzamientos (t)

Número de semillas/ lanzamiento (Nt)

1 2 3 4 5



6 7 8 9 10

Cuadro 3. Datos de simulación de crecimiento exponencial en un tablero de ajedrez. t Nt M S = Nt - M A Nt + 1 = S+A 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25

Cuadro 4. *Datos de regresión.

t )ln(Nt

Nt−Κ t2

[ ]2)ln(Nt

Nt−Κ tNt

Nt )ln( −Κ

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11



12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25

* No incluir ninguna Nt que sea mayor que K. BEGON, M.; J.L. HARPER y C.R. TOWNSEND. 1988. Ecología: Individuos,


Harla, S.A. México. SMITH, R. L y SMITH, T. M. 2001. Ecología. 4a Edic. Edit. Pearson Educación, S.A.

Madrid, España.


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Manual de Practica Ecologia