1

2

Propagación in vitro de la cactácea Echinocactus platyacanthus

Resumen Echinocactus platyacanthus es una cactácea mexicana que se distribuye únicamente en los

estados de Chihuahua, Coahuila, Hidalgo, Guanajuato, Nuevo León, San Luis Potosí,

Tamaulipas y Zacatecas. Esta especie es de crecimiento lento y cuenta con pocos individuos

jóvenes en la población natural; su uso no permitido en dulces tradicionales y forraje de

ganado hacen de ella una especie vulnerable por tanto está enlistada en la NOM-059-

SEMARNAT-2010 como "sujeta a protección especial", en la Lista Roja de la IUCN y

apéndice II de CITES.

Su importancia biológica, ecológica y económica hacen que la urgencia de conservarla sea

propagada por cualquier método, sin embargo las formas tradicionales de propagación ya no

son efectivas para abastecer la demanda del mercado comercial. Debido a su lenta

reproducción, al saqueo ilegal de sus poblaciones y a la poca tolerancia a cambios abruptos

en su hábitat, es necesario implementar nuevas tecnologías que permitan disminuir las

presiones que existen en las poblaciones naturales. Se propone el Cultivo de Tejidos

Vegetales como una opción viable para su conservación ya que permite propagar numerosas

especies a gran escala (Mammillaria, Turbinicarpus, Pelecyphora, Strombocactus entre

otros), a partir de estructuras somáticas a mediano plazo.

Este trabajo se centra en la propagación in vitro de E. platyacanthus a partir de 25 semillas

que se germinaron en medio Murashige & Skoog (MS) 50/100 y 100% (al 50% de sus

componentes inorgánicos y 100% de orgánicos; al 100% de todos sus componentes), y 25

semillas en condiciones de invernadero, de las cuales, germinaron 14 al cabo de 22 días, y

11 en 4 semanas respectivamente. Posteriormente se seleccionaron cuatro plántulas

germinadas in vitro y se les hizo un corte transversal para sembrarlas en medio MS (50/100 y

100%) suplementado con ANA/BAP (0/0; 0/1; 1/0 y 1/1 mg/L). La respuesta de los explantes

en dichos medios adicionados con hormonas se evaluó semanalmente. Se observó

desarrollo de callo de tipo friable y en algunos casos continuó el desarrollo de raíces y

espinas del explante original. Debido a un estrés lumínico, los ejemplares sufrieron una

severa oxidación que no permitió continuar con el proyecto por la falta de material vegetal.

3 Introducción

La Biotecnología es la ciencia que se refiere a toda aplicación tecnológica que utiliza

sistemas biológicos y organismos vivos para la creación o modificación de productos o

procesos para usos específicos (Convenio sobre la Diversidad Biológica, Naciones Unidas,

1999). Esta ofrece herramientas para un desarrollo sostenible de la agricultura y contribuye a

satisfacer las necesidades de una población en crecimiento. Uno de los procedimientos más

importantes en la Biotecnología es el Cultivo de Tejidos Vegetales (CTV) que se refiere al

conjunto de metodologías usadas para obtener plantas completas a partir de pequeñas

fracciones de tejido (explantes) en medios nutritivos bajo situaciones controladas de luz,

temperatura, pH y humedad. Se utiliza para obtener copias idénticas de plantas en poco

tiempo (Olivera, 2013).

Existen tres vías de multiplicación in vitro:

1. Organogénesis: formación de órganos adventicios, como tallos, hojas y raíces. Puede

tener una fase intermedia de desarrollo de callo.

2. Embriogénesis somática: formación de embriones que no provienen de la fusión de

gametos masculino y femenino, sino que se desarrollan de una célula de cualquier

parte de la planta. Puede tener una fase intermedia de desarrollo de callo.

3. Multiplicación a partir de yemas preformadas: éstas se pueden encontrar en la base

de las hojas. Las yemas se desarrollarán en tallo luego de ser puestas en contacto

con los medios de cultivo (González et al., 2012)

Los reguladores de crecimiento vegetal (RCV), también llamadas hormonas vegetales, son

sustancias producidas por células en sitios estratégicos de la planta y que actúan sobre otras

células como mensajeros químicos. Son capaces de regular de manera predominante los

fenómenos fisiológicos de la planta. Son un factor interno que incide en el desarrollo de una

planta, dentro de los procesos que regulan, se encuentran los de correlación, es decir, que

recibido el estímulo en un órgano, lo amplifica, traduce y genera una respuesta en otra parte

de la planta. Los más utilizados en el CTV son las auxinas y citocininas (Ácido α-

naftalenacético (ANA) y 6-N-Bencilaminopurina (BAP)). Se puede señalar que una mayor

concentración exógena de citocinina que de auxina favorecerá el desarrollo de hojas y tallos;

un balance a favor de las auxinas promoverá el desarrollo de raíces y callo. Concentraciones

4 relativamente altas de auxinas en presencia o no de citocininas promoverían el desarrollo de

embriones somáticos (González et al., 2012)

Es importante mencionar que el CTV ha resultado exitoso en varios miembros de la familia

Cactaceae (Mammillaria, Turbinicarpus, Pelecyphora, Strombocactus entre otros), en donde

los brotes en la propagación in vitro crecen más rápido y en mayor cantidad en comparación

con el cultivo tradicional (Machado y Prioli, 1996).

El estudio de las cactáceas actualmente ha cobrado un enorme interés, hecho que se

sustenta en los diversos valores de uso que se les adjudica: ornamental, medicinal y

alimentario principalmente (Díaz et al., 2008).

Una cactácea mexicana que merece especial atención es Echinocactus platyacanthus;

endémica de México que se distribuye en la mitad sur del desierto de Chihuahua, en

Coahuila, Guanajuato, Hidalgo, Nuevo León, Querétaro, San Luis Potosí, Tamaulipas,

Zacatecas, Puebla y Oaxaca. Junto con Ferocactus histrix, es el cactus barril más abundante

y extendido en México.

Marco teórico

Los cactos (o cactus) son nativos de América –con excepción de la Rhipsalis baccifera, que

se extiende a lo largo de África tropical- y se distribuyen desde el sur de Canadá hasta

Argentina, siendo México el país que posee la mayor diversidad de especies dentro de este

grupo, además de un alto índice (78%) de endemismo (Hernández y Godínez, 1994). A su

vez, la familia Cactaceae se divide en cuatro subfamilias: Pereskioideae, Opuntioideae,

Maihuenioideae y Cactoideae (Anderson, 2001).

Existen alrededor de 1400 especies, de las cuales 669 son mexicanas y 518 de ellas son

endémicas (Guzmán et al, 2003.)

Morfología

La estructura distintiva en la familia de las cactáceas es la aréola, que está especializada en

producir espinas, vástagos, y en ocasiones flores. La aréola se encuentra sobre podarios y

costillas, generalmente mantienen dos zonas de crecimiento: en la parte superior, se hallan

los meristemos floríferos, y en la inferior, los que producen las espinas. En algunas

ocasiones, las aréolas desarrollan tricomas (pelos) que se asemejan a las fibras del algodón.

5 El tallo conforma casi en su totalidad el cuerpo de la planta, está engrosado por el desarrollo

del parénquima, generalmente es de color verde. El tallo puede adquirir tres formas distintas:

cladodio (tallo aplanado en forma de raqueta), tallo columnar (forma cilíndrica con o sin

ramificaciones) y tallo globoso (casi esférico, con forma de barril). El tallo es una estructura

hinchada y carnosa, adaptada para la acumulación de agua, está diseñado de tal forma que

conduce el agua directamente a las raíces. Las flores de los cactus comúnmente tienden a

ser grandes, vistosas, además de presentarse aisladas.

➢ Echinocactus platyacanthus

E. platyacanthus es una cactácea toneliforme, verde amarillenta y

muy maciza. Los ejemplares adultos miden aproximadamente de

0.5 a 2 m de altura y de 0.4 a 0.8 m de ancho. Esta especie

requiere ser conservada, ya que se reproduce lentamente y no

tolera la alteración de su hábitat, sin una mayor protección podría

verse amenazada. Parte de su distribución se encuentra dentro del

Área Natural Protegida del Real de Guadalcázar y la Reserva de la

Biosfera Tehuacán-Cuicatlán (Jiménez, 2012). Es afectada

severamente debido a la destrucción de su hábitat natural por el cambio de uso de suelo

(agricultura y ganadería), asentamientos humanos, y por la extracción ilegal para su

comercialización (Álvarez, 1997; Huerta y Escobar 1998; Casas et al. 1999). Precisamente

por esto se encuentra sujeta a protección especial en la NOM-059-SEMARNAT-2010

(SEMARNAT, 2010), en la lista roja de la IUCN y en el apéndice II de CITES. La regulación

de su uso en dulces y forrajes es necesaria para proteger a ésta especie de una baja más

rápida. Estudios sobre la demografía de esta especie sugieren que su conservación sólo

puede lograrse si se interrumpe la remoción y destrucción de individuos adultos, dado que su

valor se aproxima apenas a uno (Jiménez, 2012).

➢ Mammillaria schiedeana

Es una especie endémica de México, particularmente de los estados de Guanajuato, Hidalgo,

Querétaro, San Luis Potosí y Tamaulipas. Crece en elevaciones de 1.300 a 1.600 m sobre el

nivel del mar, en piedra caliza y laderas rocosas. Hasta ahora se conocen otras dos

subespecies, Mammillaria schiedeana subs. dumetorum y Mammillaria schiedeana subs. giselae. También conocida como Biznaga de Metztitlán. Es una planta pequeña, con tallos

cespitosos de 2.5 a 10 cm de alto y 2 a 4 cm de diámetro. Por su forma y su color dorado en

6 las espinas es una planta muy apreciada por los coleccionistas. Es recolectada ilegalmente

para después ser vendida como ornamento. Está catalogada como amenazada de extinción

en la NOM-059-SEMARNAT-2010, vulnerable en la lista de la IUCN y CITES (apéndice II),

debido a su restringido rango de distribución, escasa

producción de semillas y baja tasa de germinación.

La pérdida de estas especies tendrían

consecuencias negativas a nivel ecológico, económico y

cultural, por ende es urgente contar con un sistema

eficiente en aras de su propagación como el Cultivo de

Tejidos Vegetales, que permite multiplicar cantidades

masivas de plantas en poco tiempo y a gran escala a partir de tejidos somáticos (Morgan,

2008).

El presente trabajo describe la propagación in vitro de Echinocactus platyacanthus y

Mammillaria schiedeana, con el propósito de generar un protocolo que permita obtener plantas completas, como una alternativa para evitar su extinción.

Objetivo general

● Desarrollar un protocolo que permita la propagación in vitro de Echinocactus

platyacanthus. Objetivos particulares

● Lograr el establecimiento aséptico de la especie E. platyacanthus.

● Evaluar la germinación de E. platyacanthus, en medios de cultivo MS al 100 % y

50/100 .

● Conocer las respuestas de los tejidos al estímulo de los reguladores del crecimiento

vegetal ANA y BAP en diferentes concentraciones en plántulas germinadas in vitro de

E. platyacanthus.

Problema La especie E. platyacanthus es muy común, pero es de crecimiento lento lo que la hace

vulnerable a su eliminación. El tiempo de generación puede ser de 100 años o más; su

7 crecimiento en el campo es tan lento que las plántulas de dos años llegan a tener sólo 2.5 cm

de altura. Tiene una densidad promedio estimada de 15 individuos/hectárea (Hernández et

al., 2013)

Se encuentra en riesgo por factores que inciden negativamente en su supervivencia como el

uso de sus frutos en dulces tradicionales (acitrón). También se utiliza como forraje vivo para

cabras y burros que se alimentan de las estructuras reproductivas (flores y frutas) así como

también de los tallos sin espinas (Jiménez, 2012). Debido a su lento crecimiento, baja tasa

de germinación y la amenaza bajo la que se encuentra es un candidato potencial para ser propagado por Cultivo de Tejidos Vegetales.

Hipótesis

La propagación de la especie Echinocactus platyacanthus mediante el Cultivo de Tejidos

Vegetales y Reguladores de Crecimiento Vegetal será más rápida que por propagación en

condiciones naturales . Metodología

El proceso se llevó a cabo en Laboratorio LACE de Biología y el Invernadero del plantel.

Material biológico:

Se empleó un lote de 50 semillas de Echinocactus platyacanthus y 50 de Mammillaria

schiedeana donadas por el Jardín Botánico de la UNAM.

Material para medio de cultivo:

● Agua destilada

● Vaso de precipitados de 1L

● Probeta de 100 ml y 1L

● Stocks de macro y micronutrientes, sacarosa y agar

● Parrilla de agitación

● Tiras de pH, hidróxido de sodio 1M y ácido clorhídrico 1M

● 30 frascos de vidrio con tapa de capacidad de 115 ml con

tapa

Material para desinfección:

● Agua destilada

● 4 vasos de precipitados de 500 ml

● Solución jabonosa (detergente líquido)

8

● Alcohol al 70%

● Solución de hipoclorito de sodio al 30% v/v

Material para siembra:

● 4 Pinzas

● 4 Bisturíes

● 8 Cajas petri

● Campana de flujo laminar

● Frasco con alcohol 96% para instrumental

● Rollo plástico de Egapack

Prueba de viabilidad

● 1gr de cloruro de Tetrazolio en

● Agua destilada

Procedimiento: Elaboración de medio de cultivo: En una parrilla de agitación

se preparó medio de cultivo MS agregando los stocks (Tabla

1) al agua destilada en una concentración 50/100 (al 50% de

sus componentes inorgánicos y 100% de orgánicos) y 100%

(al 100% de todos sus componentes) para la germinación de

las semillas y medio MS 50/100 suplementado con ANA/BAP

(0/0; 0/1; 1/0 y 1/1 mg/L) para las plántulas regeneradas in

vitro. Se agregó la sacarosa, se ajustó el pH a 5.7 con ayuda

de hidróxido de sodio 1M o ácido clorhídrico 1M y finalmente

se agregó el agar. Posteriormente se vació 25 ml en cada

frasco y se esterilizó en autoclave junto con pinzas de

disección, bisturíes y cajas petri. Estos se mantuvieron

cerrados hasta la siembra.

Desinfección de semillas.

Las semillas se lavaron con agua destilada y detergente líquido en agitación constante en

una parrilla de agitación magnética durante 15 minutos. Después se sumergieron en alcohol

etílico al 70%, durante 1 minuto en agitación constante; enseguida se sumergieron en una

solución al 30% v/v de hipoclorito de sodio. Bajo condiciones asépticas, en una campana de

9 flujo laminar, para eliminar los restos de hipoclorito de sodio se enjuagaron tres veces con

agua destilada estéril. Las semillas se colocaron en una caja Petri y con la ayuda de pinzas

de disección se sembraron 12 semillas de E. platyacanthus en medio de cultivo MS 50/100 y

13 semillas en MS 100% (Figura 1). Se realizó lo mismo con las semillas de Mammillaria

schiedeana.

Siembra in vitro y en invernadero

Dentro de la campana de flujo laminar, previamente desinfectada con alcohol al 96° se

destapó cada frasco y se colocó la tapa hacia arriba cerca del mechero. Con ayuda de pinzas

de disección, se colocaron entre cinco y cuatro semillas por frasco. Se tomó la tapa y se pasó

rápidamente por la flama y se tapó el frasco con las semillas. Los bordes de la tapa se

sellaron usando un rollo de plástico (Egapack). Los frascos se mantuvieron en un sitio donde

recibieron luz suficiente de dieciséis horas y ocho horas de oscuridad; y una temperatura

aproximada de 25°C.

Para ambas especies se realizó un grupo control in vitro y en sustrato. En las instalaciones

del invernadero se sembraron 25 semillas en una charola de germinación con sustrato

(esterilizado) para cactáceas (Tepojal, composta y tierra negra (3:1:1)). Se regaron una vez

por semana y se monitorearon hasta su germinación.

Prueba de viabilidad

Se disolvió 1gr de cloruro de Tetrazolio en 100ml de agua destilada, se rompió la testa para

exponer al embrión a la solución y se humedecieron con Tetrazolio en una caja petri, ésta se

mantiene 24 horas en la oscuridad para evitar que la luz interfiera con las reacciones de

oxidación del embrión. Pasado este tiempo se observó en cada parte seccionada de la

semilla su coloración.

Multiplicación de brotes

Después de 60 días a partir de la germinación de E. platyacanthus, de la concentración

50/100 se eligieron cuatro plántulas de 5mm o más de altura que habían desarrollado raíz.

Se les realizó un corte transversal, obteniendo ocho explantes y se sembraron dos en cada

frasco, teniendo los siguientes tratamientos para activar las aréolas:

10

● Tratamiento 1: MS 50/100 adicionado con hormona BAP (1 mg/ L).

● Tratamiento 2: MS 50 /100 adicionado con hormona ANA (1 mg/L) y BAP (1 mg/ L).

● Tratamiento 3: MS 50/100 adicionado con hormona ANA (1mg/L) ● Tratamiento 4: MS 50/100 (testigo).

*En el caso de contaminación por hongos y/o bacterias se realizó un cambio de medio de

cultivo en un nuevo frasco con las mismas concentraciones de RCV, realizando una

desinfección previa.

Resultados y Análisis

➢ Germinación y prueba de viabilidad de Mammillaria schiedeana

Después de que algunos medios de cultivo MS 50/100 y 100% presentaran contaminación

por bacterias y de no observar germinación durante 5 semanas, se llevó a cabo una prueba

de viabilidad de semillas con Tetrazolio (una semilla es viable cuando su embrión está vivo),

mediante esta técnica se comprobó si las semillas estaban vivas o muertas. Se usan como

indicador de viabilidad las sales de Tetrazolio, estas sales son incoloras pero cuando se

reducen adquieren un color rojo intenso. Si la semilla es viable su embrión se teñirá de rojo

con la solución de Tetrazolio; por el contrario, si la semilla no es viable, es decir, está muerta:

su embrión no se colorará de rojo. El resultado se expresa en porcentaje de semillas viables

del lote, en este caso el porcentaje de viabilidad de Mammillaria schiedeana fue 28%, es

decir, no viables (Imagen 1 y 2).

Imagen 1 y 2. Semillas de Mammillaria schiedeana en microscopio Zeiss en aumentos A-.8 y

B-3.2 después de realizar la prueba con Tetrazolio.

➢ Germinación de Echinocactus platyacanthus

A B

11 Se decidió trabajar con Echinocactus

platyacanthus, debido a la disposición

de semillas y a su categoría de riesgo.

Las semillas de E. platyacanthus se

sembraron en los medios de cultivo

MS 50/100 y 100% y en tierra (testigo)

el día 24 de Octubre del año 2016. En

el medio de cultivo MS 50/100, el 38%

de las semillas germinaron mientras

que en el medio de cultivo MS 100 sólo el 36% de las semillas lo hicieron (Gráfica 1), por lo

que funcionó mejor el medio de cultivo MS 50/100 (Imagen 3).En total germinaron 11

semillas del grupo control en tierra en cuatro semanas, sin embargo sufrieron constante

contaminación, por lo que a pesar de ser desinfectadas no sobrevivieron.Los explantes del

tratamiento 2 (Figura 5-B) fueron los que mayor crecimiento tuvieron, en estos se obtuvo

notablemente la presencia de callo

friable, desarrollo de raíces del

explante original y un crecimiento

acelerado en comparación a los

tratamientos 3 y 1 (Figura 5-C y

A), en los cuales el crecimiento se

vio lento y la aparición de callo no

fue abundante. El callo friable

tiene la característica de que las células tienen el espacio necesario para dividirse, a

diferencia de un callo compacto las células están demasiado cerca, evitando una división

celular adecuada. Sin embargo, en el tratamiento 4 (Figura 5-D), se observaron mejores

resultados que en el tratamiento 3 y 1. Se cree que este resultado sucedió a la concentración

endógena de hormonas en el explante, probablemente una alta concentración de ANA y BAP

que por separado como en los tratamientos 3 y 1. En condiciones in vitro explantes de E.

platyacanthus crecieron en 7 semanas bajo los tratamientos con ANA (1 mg/L) y BAP (1

mg/L), y en 4 semanas más alcanzaron una talla aproximada de 5 mm aproximadamente.

En contraste en su ambiente natural, le toma 1 año en crecer 1 cm.

12

Se observaron resultados favorables cuando las hormonas se encuentran en combinación

(tratamiento 2) o cuando no se aplican (Tratamiento 4), debido a que los efectos de las

hormonas endógenas que posee la planta naturalmente se vieron potenciados por estos

tratamientos (Tabla 2).

Debido a un estrés lumínico, consecuencia de no tener las instalaciones adecuadas de una

cámara de incubación donde la luz y temperatura son controladas, los explantes en los

diferentes tratamientos con RCV sufrieron una oxidación severa que mató al tejido (Figura 6),

lo que eliminó la posibilidad de continuar registrando resultados del material vegetal en esta

investigación. Sin embargo, los resultados obtenidos con los tratamientos 2 y 4, indican que

el CTV es viable para la propagación de la especie Echinocactus platyacanthus, además de

otras cactáceas y suculentas.

A

B A

Imagen 3. Germinación de E. platyacanthus en A-MS 50/100 y B-100%. Se observa rompimiento de testa y desarrollo de raíz.

Figura 5. Tratamientos A-1; explante sin desarrollo aparente de callo, B-2; desarrollo de callo friable, espinas y

raíz, C-3; explante sin desarrollo aparente de callo y D-4; desarrollo de callo y espinas.

B C D

13

Figura 6. Explantes oxidados por estrés lumínico.

Conclusión El cultivo de plantas in vitro es una estrategia de conservación de

especies con problemas poblacionales, como un lento desarrollo y la

escasez de ejemplares jóvenes que permite propagar a la especie

multiplicándola rápidamente. Los resultados obtenidos en la presente

investigación, sugieren que propagar Echinocactus platyacanthus

mediante Cultivo de Tejidos y aplicando reguladores de crecimiento

vegetal(hormonas) pues utilizar este método en lugar de propagación

tradicional ofrece un mejor control sobre la contaminación, un factor

que perjudica la germinación; más un crecimiento mucho más rápido de la planta (5 mm en

cuatro semanas) en comparación con el crecimiento en condiciones de campo (1 cm por

año).

Estas plántulas obtenidas a corto plazo posteriormente pueden ser utilizadas en programas

de inserción.

Dichos programas pueden emplearse, incidiendo benéficamente en la conservación de la

especie de una manera más rápida y eficaz.

De haber podido continuar con la investigación, las plántulas hubieran sido trasplantadas al

invernadero del plantel.

Se recomienda ampliamente continuar con este estudio ya que en esta investigación se

sentaron las bases para protocolos de especies de la misma familia de Echinocactus

platyacanthus.

Bibliografía

● Anderson, E. (2001). The Cactus Family (1a ed., Vol. 1). Portland: Timber Press,

Incorporated.

● Convenio sobre la Diversidad Biológica, Río de Janeiro, 5 de junio de 1992

● Díaz Hernández, H., Navarro Carvajal M., Rodríguez Mendoza C. (2008,

octubre/diciembre) Aspectos de la morfometría y fenología reproductiva de

Echinocactus platyacanthus en la Barranca Huexotitlanapa en Tecali de Herrera,

Puebla. Cactáceas y suculentas mexicanas

14

● Díaz Hernández, H., Navarro Carvajal M., Rodríguez Mendoza C. (2008,

octubre/diciembre) Aspectos de la morfometría y fenología reproductiva de

Echinocactus platyacanthus en la Barranca Huexotitlanapa en Tecali de Herrera,

Puebla. Cactáceas y suculentas mexicanas

● Flores, T. O. (7 de abril de 2013). CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES,

HERRAMIENTA PARA LA INVESTIGACIÓN Y PRODUCCIÓN AGRÍCOLA. Boletín

UNAM. Recuperado el 5 de febrero 2017, en

http://www.dgcs.unam.mx/boletin/bdboletin/2013_213.html

● González-Caballero, O, W.R. Juárez-Pérez, B. Estrada-Galván, P. Heredia-Guzmán,

A. Jiménez-Rodríguez, M. Mata-Rosas y V.M. Chávez-Ávila. 2012. El Cultivo de

Tejidos Vegetales;alternativa de oportunidades para el desarrollo de México. Revista

la vida en la sierra, 3(1):5-9.

● Guzmán U, Arias S & Dávila P. 2003. Catálogo de Cactáceas Mexicanas. UNAM.

CONABIO. D.F. México

● H. B., & Mejorada, H. S. (n.d.). Las Cactáceas de México (Vol. II). Universidad

Nacional Autónoma de México.

● Hernández, H. M. y H. Godínez. 1994. Contribución al conocimiento de las cactáceas

mexicanas amenazadas. Acta Botánica Mexicana 26: 33-52.

● Hernández, H.M., Cházaro, M. & Gómez-Hinostrosa, 2013. Echinocactus

platyacanthus. The IUCN Red List of Threatened Species 2016.

● Jiménez, C. J. (1 de enero de 2012). Las cactáceas mexicanas y los riesgos que

enfrentan. Revista Digital Universitaria UNAM. Recuperado el 5 de febrero de 2017 en

http://www.revista.unam.mx/vol.12/num1/art04/

● Machado, M. y A. J. Prioli. 1996. Micropropagation of Cereus peruvianus Mill

(Cactaceae) by areole activation. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant

32:199-203

● Morgan, W.M. Cultivo de tejido vegetal. (Vegetal tissue culture) 2000, International

● Murashige, T. y F. Skoog. 1962. A revised medium from rapid growth and bioassays

with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum. 15: 473-497

● Plant Laboratories, Baltonsborough, UK.

● SEMARNAT. 2010. Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2010, Protección

ambiental-Especies nativas de México de flora y fauna silvestres-Categorías de riesgo

15

y especificaciones para su inclusión, exclusión o cambio-Lista de especies en riesgo.

Diario Oficial de la Federación.