UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE …repositorio.educacionsuperior.gob.ec/bitstream/28000/969/1/P... · objeto de control ... Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en

i

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS

TESIS DE GRADO

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

INGENIERO AGRÓNOMO

TEMA:

“IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE HONGOS

ENTOMOPATÓGENOS EN INSECTOS PLAGA DE TOMATE

Y PIMIENTO EN LAS PROVINCIAS DE GUAYAS, SANTA

ELENA Y MANABÍ”

POR:

REYES VILLÓN HÉCTOR ANTONIO

Director de tesis:

Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas

Guayaquil - Ecuador

2007 – 2009

ii

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS

La presente tesis de grado titulada “IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE

HONGOS ENTOMOPATÓGENOS EN INSECTOS PLAGA DE TOMATE Y

PIMIENTO EN LAS PROVINCIAS DE GUAYAS, SANTA ELENA Y

MANABÍ”

Realizada por el Egdo. HÉCTOR ANTONIO REYES VILLÓN, bajo la dirección

de la Ing. Agr. M.Sc. Leticia Vivas Vivas ha sido aprobada y aceptada por el

Tribunal de Sustentación como requisito parcial para obtener el título de

INGENIERO AGRÓNOMO.

TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN

Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas Ing. Agr. Valeriano Bustamante

Presidente Examinador Principal

Directora de Tesis

Ing. Agr. MSc. José Carrillo P. Ing. MSc. Agr. Manuel Ramírez R.

Examinador Principal Examinador Alterno

Guayaquil – Ecuador

2007 – 2009

iii

DEDICATORIA

Primero a Dios, por que gracias a la ayuda de él he podido culminar una etapa en

mi vida.

A mis padres Azucena Villón Mazzini, Silverio Reyes Lino, por su esfuerzo

constante en conseguir que su hijo tenga un futuro prometedor

Mis hermanos Angélica, Juana, Rosa, Jessica, Francisco, Iván y Omar por su

incesante apoyo, a mi familia en general que de manera directa o indirectamente

me apoyaron para cumplir con mi meta.

A mi primo Francisco, a su esposa Cynthia y a sus hijas, por todos sus consejos y

apoyo que me brindaron todo el tiempo.

A todos mis amigos que constantemente me brindaron su apoyo en todo momento.

iv

AGRADECIMIENTO

El escritor deja constancia de sus más sinceros agradecimientos a personas e

instituciones que brindaron su cooperación para que se realice este trabajo de

investigación.

Al Departamento Nacional de Protección Vegetal, Sección Fitopatología, de la

Estación Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto

Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP.

A la Universidad de Guayaquil en particular a la Facultad de Ciencias Agrarias.

A la Universidad Península de Santa Elena, Facultad de Ciencias Agrarias.

De manera muy especial a la Ing. Msc. Leticia Vivas Vivas Directora del Proyecto

PIC 2006-1-13 “Alternativas biológicas para combate de insectos plagas y de

fitopatógenos de suelo en cultivos hortícolas en las provincias de Guayas y Manabí”

y Directora de mi Tesis, por sus constantes consejos y motivación durante el

transcurso del trabajo.

A la Dra. Carmen Triviño Responsable del Departamento Nacional de Protección

Vegetal a los Ing. Agr. Agr. M.C. Myriam Arias, Jefa de la Sección de Entomología,

Ing. Alfonso Espinoza Jefe de la Sección de Fitopatología, al Ing. Jimmy Pico

Responsable NVPV Estación Experimental de la Amazonía Central por su apoyo y

colaboración en este presente trabajo de investigación.

A mis compañeros y amigos Nicolás Damiani., Leiver Parrales., José Ruiz, Rolando

Capuz, Nelson Moreano, Roberto Preciado, Vanessa Pino, Dídimo Mendoza,

Alexandra Tomalá, Alexandra Zuñiga, Soraya Cevallos, Diego Portalanza, Leodan

Mora, Víctor Rivera P. y Fernando Delgado, por brindarme su apoyo, colaboración.

A todos mis compañeros que en todo momento estuvieron dándome apoyo y

consejos para seguir adelante.

A todo el personal técnico y administrativo del INIAP E.E.L.S que me brindaron su

amistad y ayuda en todo lo que estuvo a su alcance.

Y a todos los pequeños agricultores que me permitieron realizar muestreos y parte de

este trabajo en sus cultivos.

Gracias a todos

v

Las investigaciones, resultados, conclusiones

y recomendaciones del presente trabajo, son

de exclusiva son responsabilidad del autor.

_____________________________

HÉCTOR ANTONIO REYES VILLÓN

[email protected]

vi

ÍNDICE

Contenido Página

I. INTRODUCCIÓN …………………………………………………. 1

Objetivo general …………………………………………………... 2

Objetivos específicos ……………………………………………… 2

II. REVISIÓN DE LITERATURA …………………………………... 3

A. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS…………………………. 3

1. GENERALIDADES DE LOS HONGOS

ENTOMOPATOGENOS ……………………………………

3

2. MODO DE ACCIÓN DE LOS HONGOS

ENTOMOPATÓGENOS ……………………………………

4

3. PRINCIPALES HONGOS ENTOMOPATÓGENOS………. 6

3.1. Beauveria bassiana………………………………………... 6

3.2. Metarhizium anisopliae……………………………………. 7

3.3. Verticillium lecanii………………………………………… 8

3.4. Nomurea rileyi……………………………………………... 9

3.5. Entomophthorales………………………………………….. 10

B. INSECTOS PLAGAS EN CULTIVOS HORTÍCOLAS……. 11

1. Bemisia tabaci y B. argentifolli……………………………… 11

2. Prodiplosis longifila………………………………………… 12

3. Tuta absoluta………………………………………………... 12

4. Trips palmi…………………………………………………... 13

5. Aphis gossypii y Myzus persicae……………………………. 13

6. Spodoptera sunia……………………………………………. 14

vii

7. Diaphania spp……………………………………………….. 14

8. Corythucha gossypii………………………………………… 15

III. MATERIALES Y METODOS…………………………………… 16

A. UBICACIÓN.…………………………………………………. 16

B. FACTORES DE ESTUDIOS………………………………….. 16

C. FASES DE INVESTIGACION……………………………….. 16

D. MANEJO DEL EXPERIMENTO…………………………….. 17

1. Muestreo de insectos enfermos………………………………… 17

2. Aislamiento e identificación de Entomopatógenos……………. 17

3. Multiplicación de Entomopatógenos…………………………... 17

4. Pruebas de patogenicidad en condiciones de laboratorio……… 18

4.1. Tratamientos…………………………………………………. 18

4.2. Análisis estadísticos…………………………………………. 18

4.3. Variables registradas………………………………………… 19

DL50.………………………………………………………… 19

TL50…………………………………………………………. 19

5. Prueba en condiciones de invernadero………………………… 19

5.1. Tratamientos…………………………………………………. 20

5.2. Análisis estadísticos…………………………………………. 20

6. Pruebas de eficacia a nivel de campo…………………………. 21

6.1. Ensayos en la Provincia del Guayas………………………… 21

Tratamientos en tomate……………………………………… 21

Análisis estadísticos…………………………………………. 21

Tratamientos en pimiento……………………………………. 22

Análisis estadístico…………………………………………... 22

viii

6.2. Ensayos en la Provincia de Santa Elena……………………... 23

Tratamientos…………………………………………………. 23

Análisis estadísticos…………………………………………. 23

Tratamientos…………………………………………………. 24

Análisis estadísticos………………………………………….. 24

D. VARIABLES REGISTRADAS …………………………… 25

Organismos entomopatógenos en invernadero y campo………. 25

Porcentajes de insectos vivos y muertos en el campo…………. 25

Daños…………………………………………………………... 25

Efectos de entomopatógenos sobre otros organismos no

objeto de control………………………………………………...

25

IV. RESULTADOS…………………………………………………. 26

4.1. Identificación de hongos entomopatógenos sobre insectos

plaga en cultivos de tomate y pimiento…………………

26

4.2. Determinación de la eficiencia de hongos entomopatógenos

nativos sobre insectos plaga de estas hortalizas en

condiciones de laboratorio e invernadero…………………..

28

4.2.1. Laboratorio……………………………………………… 28

4.2.2. Invernadero…………………………………………….. 30

4.2.3. Determinación de la eficiencia de hongos

entomopatógenos nativos sobre insectos plaga de estas

hortalizas en condiciones de campo………………………

34

4.2.3.1. provincia del Guayas…………………………………... 34

a. Tomate……………………………………………………… 34

ix

b. Pimiento…………………………………………………… 35

4.2.3.2. Provincia de Santa Elena………………………………. 38

Río Verde……………………………………………… 38

Manglaralto…………………………………………….. 38

V. DISCUSIÓN……………………………………………………… 41

Identificación de hongos entomopatógenos………………… 41

Eficacia de hongos entomopatógenos………………………. 41

VI. CONCLUSIONES………………………………........................... 43

VII. RECOMENDACIONES………………………………………… 44

VIII. BIBLIOGRAFÍA ………………………………………………. 45

IX. ANEXO…..………………………………………………………. 50

x

Índice de Cuadros

Pág.

Cuadro 1. Hongos entomopatógenos identificados. 2007 – 2008……... 26

Cuadro 2. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en el

cultivo tomate. E. E. L. S. 2008 – 2009. ………………….

32

Cuadro 3. Porcentajes promedios de insectos vivos en ensayo de

pimiento en condiciones de invernadero. E. E. L. S. 2009..

33

Cuadro 4. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en campo

en el cultivo de tomate. E. E. L. S. Guayas, 2008 – 2009….

36


en el cultivo de pimiento. E. E. L. S. Guayas, 2008 –

2009...

37


en el cultivo de tomate. UPSE. Santa Elena, 2008 – 2009….

39

Cuadro 7. Porcentaje de daño de P. longifila en cinco cultivares de

tomate. Manglaralto, Santa Elena, 2008……………………

40

xi

Índice de figuras

Pág.

Figura 1. Porcentaje de mortalidad de A. gossypii por el hongo

Entomophthoral, E. E. L. S, en condiciones de

laboratorio. 2008-2009………………………………

28

Figura 2. Porcentaje de mortalidad de P. longifila por el hongo B.

bassiana, E. E. L. S, en condiciones de laboratorio. 2008-

2009……………………………………………………

21

Figura 3. Porcentaje de mortalidad de P. longifila por el hongo L.

lecanii, E. E. L. S, en condiciones de laboratorio. 2008 –

2009……………………………………………………..

30

Índice de fotografías

Pág.

Foto 1. Estructura de L. lecanii (A) y M. persicae colonizado por el

hongo (B). 2008……………………………………………..

26

Foto 2. Crecimiento del hongo Entomophthoral (A) y esporas sobre

un segmento de la pata del insecto………………………….

27

Foto 3. Estructura de Nomurea sp. (A) y mosca blanca infectada por

el hongo (B). 2008 – 2009…………………………………..

27

xii

Índice de Anexos

Cuadro 1A. Porcentaje de mortalidad de Aphis gossypii causado

por el hongo Entomophthoral en condiciones de laboratorio,

2008………………………………………………………….

50

Cuadro 2A. Porcentaje de mortalidad de P. longifila causado por

el hongo con el hongo B. bassiana en condiciones de

laboratorio. 2008…………………………………………….

50

Cuadro 3A. Porcentaje d e Mortalidad de P. longifila causado por

el hongo L. lecanii en condiciones de laboratorio. 2008…….

50

Cuadro 4A. Porcentaje de daño de negrita en tomate en condiciones

de invernadero. E.E.L.S. 2008-2009………………………..

51

Cuadro 5A. Porcentajes de larvas de negrita en tomate en

condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-2009…………...

52

Cuadro 6A. Porcentajes de moscas blancas vivas en tomate en

condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-2009…………..

53

Cuadro 7A Porcentajes de mosca blancas muertas en tomate en

condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-2009…………...

54

Cuadro 8A. Porcentaje de daño de minador en tomate en condiciones

de invernadero E.E.L.S. 2008-2009………………………

55

Cuadro 9A. Porcentaje de áfidos vivos en pimiento en condiciones de

invernadero E.E.L.S. 2008-2009………………………….

56

Cuadro 10A. Porcentaje de moscas blancas vivas en pimiento en

condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-2009……….

57

Cuadro 11A. Porcentaje de daños de negritas en tomate en

condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

58

Cuadro 12A. Porcentaje de negritas vivas en tomate en condiciones

de campo E.E.L.S. 2009………………………………….

59

Cuadro 13A. Porcentaje de daños de minador en tomate en

condiciones de campo E.E.L.S. 2009…………………….

60

Cuadro 14A. Porcentaje de minadores vivos en tomate en

condiciones de campo E.E.L.S. 2009……………………..

61

Cuadro 15A. Porcentaje de moscas blancas vivas en tomate en

xiii

condiciones de campo E.E.L.S. 2009…………………….. 62

Cuadro 16A. Porcentaje de chinche de encaje en tomate en

condiciones de campo E.E.L.S. 2009……………………..

63

Cuadro 17A. Porcentaje de áfidos vivos en pimiento en condiciones

de campo E.E.L.S. 2009………………………………….

64

Cuadro 18A. Porcentaje de áfidos muertos en pimiento en


65

Cuadro 19A. Porcentaje de moscas blancas vivas en condiciones de

campo E.E.L.S. 2009…………………………………….

66

Cuadro 20A. Porcentaje de mosca blanca muerta en pimiento en


67

Cuadro 21A. Porcentaje de trips vivos en pimiento en condiciones de

campo E.E.L.S. 2009.

68

Cuadro 22A. Porcentaje de daño de negrita en tomate en condiciones

de campo UPSE. 2009…………………………………….

69

Cuadro 23A. Porcentaje de moscas blancas vivas en tomate en

condiciones de campo UPSE. 2009……………………….

70

Cuadro 24A. Porcentaje de moscas blancas muertas en tomate en


71

Cuadro 25A. Porcentaje de minadores vivos en tomate en


72

Cuadro 26A. Porcentaje de Spodopteras vivas en tomate en


73

xiv

RESUMEN

Los cultivos hortícolas en especial tomate y pimiento son afectados por varios

insectos plaga. En tomate los principalmente Prodiplosis longifila, Bemisia tabaci,

Tuta absoluta y trips palmi; en pimiento Myzus persicae y Aphis gossypii, para su

manejo los productores utilizan productos de categorías extremada y altamente

tóxicos, los aplican hasta 23 ciclos por cultivo. El presente estudio estuvo

relacionado con la búsqueda de agentes biológicos para disminuir el uso de estos

agroquímicos. Los objetivos fueron los siguientes: 1) Identificar hongos

entomopatógenos de insectos plaga en los cultivos de tomate y pimiento, 2)

Determinar la eficiencia de hongos entomopatógenos nativos sobre insectos plaga de

estas hortalizas en condiciones de laboratorio e invernadero y 3) Evaluar cepas

nativas de entomopatógenos bajo condiciones de campo.

Los muestreos se realizaron en campos de productores hortícolas de las provincias de

Guayas, Santa Elena y Manabí. En dos muestras de la provincia del Guayas se

identificaron los hongos entomopatógenos Lecanicillium lecanii sobre M. persicae y

un Entomophthoral sobre A. gossypii; en Manabí se identifico el hongo Nomurea

rileyi infectando moscas blancas. Posteriormente, se efectuaron pruebas de

patogenicidad en condiciones de laboratorio invernadero y pruebas de eficacia en

campo.

En condiciones de laboratorio se evaluaron a L. lecanii y Beauveria bassiana sobre

P. longifila, se determinó que la DL50 fue 1x1010

en ambos casos; la DL50 del

hongo Entomophthoral sobre A. gossypii fue 1x108

TL50. En los tres hongos

estudiados la TL50 estuvo entre 72 y 96 horas después de la inoculación.

En condiciones de invernadero se utilizaron 11 tratamientos: 1) Dosis baja Beauveria

bassiana 1 x 10⁶, 2)Dosis intermedia Beauveria bassiana 1 x 10⁸, 3)Dosis baja

Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶, 4) Dosis intermedia Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸, 5)

Dosis baja Entomophthoral 1 x 10⁶, 5) Entomophthoral 1 x 10⁸, 7) Dosis baja

Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶, 8) Dosis intermedia Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸,

9) Phytosect, 10) Testigo convencional (químico) y 11) Testigo absoluto. L. lecanii

presentó el mayor porcentaje (9,52) de moscas blancas muertas.

En condiciones de campo se realizaron mezclas de los entomopatógenos: B.

bassiana, L. lecanii, M. anisopliae y la bacteria Bacillus thuringiensis, los que fueron

aplicados con frecuencias de 5, 10, 15 y 20 días, se compararon con un biológico

comercial, testigo químico y un absoluto. Los mejores resultados sobre fueron la

mezcla de entomopatógenos con frecuencias de 5 y 10 días, con 53.97 y 41,27% de

insectos muertos.

xv

SUMARY

Horticultural crops especially tomato and bell pepper are affected by various plague

insects. Tomatoes are mainly affected by Prodiplosis longifila, Bemisia tabaci, Tuta

absoluta and also trips palmi. In bell pepper we found Myzus persicae and Aphis

gossypii, to fight this plagues the producers are using extreme and highly toxic

products, applying up to 23 times per crop cycle. This study was related

to seek biological agents to reduce the use of these agrochemicals. This research had

the following specific objectives: 1) Identify entomopathogenic fungi of insect pests

in tomato and bell pepper crops. 2) Determinate the efficiency of native

entomopathogenic fungi on plague insects in laboratory and greenhouse conditions,

and 3) Evaluate native strains of entomopathogenic under field conditions.

The sampling were conducted in fields of agricultural producers in the provinces of,

Guayas, Santa Elena and Manabi. We identified the folowing entomopathogenic

fungi: Lecanicillium lecani over M. persicae and Entomophthoral over A. gossypii in

two samples in Guayas province, In Manabí we indentified Nomurea rileyi fungi

infecting Benisia tabaci (whitefly). Subsequently pathogen testings under laboratory,

greenhouse and effectiveness of field tests were made.

Under laboratory conditions were evaluated blocks with L. lecani and Beauveria

bassiana over P. longifilia, we found that LD50 was 1x10 10 in both cases, the LD50

of the Entomophthoral fungi over A. gossypii was 1x1010

. The LT50 in the 3 cases

was between 72 and 96 hours after the inoculation.

In greenhouse conditions were used 11 treatments: 1) Low dose B. bassiana 1x106,

2) intermediate dose B. bassiana 1x108, 3) low dose L. lecanii 1x10

6, 4) intermediate

dose L. lecanii 1x108, 5) low dose Entomophthoral 1x10

6, 6) intermediate dose

Entomophthoral 1x108, 7) low dose M. anisopliae 1x10, 8) intermediate dose M.

anisopliae 1x108, 9) phytosect, 10) chemical witness and 11) absolute witness. L.

lecanii had more percentage (9,52) of death whiteflies.

In crop conditions, mixed, entomopathogenic fungi: B. bassiana, L. lecanii, M

anisopliae and Bacillus thuringiensis bacteria those who were applied with

frequencies of about 5, 10, 15 and 20 days, we compared against one biological

commercial, chemical witness and an absolute witness. The best results were those,

mixed, entomopathogenic with frequiencies of 5 and 10 days, with 53.97 and 41,27%

of death insects.

1

I. INTRODUCCIÓN

En Guayas y Manabí los cultivos de tomate y pimiento en el 2006 ocuparon

alrededor de 4.169 ha y en su mayoría se ubican en unidades de producción

agrícola (UPA`s) de menos de una hectárea. Estos cultivos son afectados por

insectos plagas, entre más importantes en el cultivo de tomate son Prodiplosis

longifila (negrita), Tuta absoluta (minador), Spodoptera sunia (langosta) entre

otros y en el cultivo de pimiento se reportan a pulgones de los géneros Aphis sp y

Myzus persicae que reducen los rendimientos y afectan la calidad de los frutos

(Valarezo y Cañarte, 1997a), por otra parte, el consiguiente aumento en los costo

de producción por efectos de control, tal es el caso que, en la provincia de Manabí

los productores invierten alrededor del 50% del costo de producción en labores de

combate de plagas, especialmente con productos extremada y altamente tóxicos,

con promedio de 23 aplicaciones durante el ciclo de producción de tomate y

pimiento, las mismas que se realizan 24 horas antes de cosechar y en ciertos casos

inclusive durante la cosecha (Carvajal, 1997).

Las exigencias de los consumidores por productos limpios esta en aumento y por

otra parte la necesidad de preservar el agroecosistema es la base para la búsqueda

de agentes de control biológico que ayuden a regular poblaciones de insectos plaga.

El control biológico es un método de protección de las plantas que se basa en el uso

de parasitoides, depredadores y microorganismos o sus metabolitos en el control de

plagas, enfermedades y malezas. Los hongos entomopatógenos han sido

mencionados desde antes de Cristo, varios estudios han demostrado que algunas

cepas nativas son eficientes en la regulación de población de insectos plagas; así

por ejemplo Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Cordyceps sinensis.

(Fernández-Larrea, 2001). En Ecuador, se ha observado que bajo condiciones de

temperatura y humedad algunos insectos plaga son infectados por hongos; entre

2

ellos los géneros Entomophthora, Hirsutella, Metarhizium (Vivas, 2003) y B.

bassiana (Reyes, 1991).

En base a lo expuesto es importante conocer la presencia de cepas nativas de

hongos entomopatógenos para incluirlos dentro del manejo integrado de insectos

plaga en cultivos hortícolas; por lo que la presente investigación tuvo los siguientes

objetivos:

OBJETIVO GENERAL

Identificar y evaluar hongos entomopatógenos para el combate biológico de

insectos plaga en cultivos hortícolas.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Identificar hongos entomopatógenos de insectos plaga en los cultivos de tomate

y pimiento.

Determinar la eficiencia de hongos entomopatógenos nativos sobre insectos

plaga de estas hortalizas en condiciones de laboratorio e invernadero.

Evaluar cepas nativas de entomopatógenos bajo condiciones de campo.

3

II. REVISIÓN DE LITERATURA

A. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

1. GENERALIDADES DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

Los hongos entomopatógenos constituyen un grupo importante entre los

agentes de control biológico; se conocen desde tiempos remotos así pues,

Aristóteles fue el primero en observar que las abejas eran afectadas por

microorganismos, pero hasta 1834 Agostino Bassi demostró que la

enfermedad que afectaba a las larvas de Bombix mori (gusano de seda) era

causada por un hongo. Posteriormente, en 1879 Metchnikoff dirigió las

primeras investigaciones para utilizar microorganismos contra insectos-plaga

mediante la infección de larvas de Anisoplia austriaca con el hongo

Metarhizium anisopliae. Por otra parte, algunos textos refieren que el primer

hongo entomopatógeno Cordyceps fue observado en 1726 por Reaumur

(Fernández-Larrea, 2001).

El grupo más importante de hongos entomopatógenos son los Hyphomycetes

en los cuales se desconoce la fase sexual. Los géneros Beauveria,

Metarhizium, Verticillium, Hirsutella y Paecilomyces son los más reportados

(Fernández-Larrea, 2001); también se reportan hongos del orden

Entomophthorales, género Entomophthora (Alves, 1986).

En ambientes acuáticos los hongos entomopatógenos pertenecen

principalmente a la división Mastigomycotina, Zygomycotina, debido a su

actitud de producir esporas móviles que producen individuos altamente

patogénicos para larvas de mosquitos (Unphlett, 1973). Ecológicamente son

parásitos obligados que pueden sobrevivir como saprófitos por períodos

4

considerables, adaptados a habitats acuáticos o semiacuáticos y producen

oosporas cubiertas que pueden sobrevivir en ausencia de agua.

Los bosques húmedos tropicales poseen una rica variedad de microflora

entomopatogénico (Evans, 1982). Estas variedades han evolucionados de

diversas formas la cual refleja la alta comunidad de artrópodos de las plantas,

muchos de los cuales están interrelacionados. Este mismo autor en 1974,

indicó que los hongos entomopatógenos, constituyen un factor integral para el

control de las poblaciones de artrópodos. El ciclo de vida de un hongo está

íntimamente ligado al insecto (Soper, 1974).

2. MODO DE ACCIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

Los artrópodos poseen un sistema inmunológico primitivo (inmunugranulina)

es capaz de reaccionar a la entrada de un patógeno al interior de su cuerpo

(Boucias y Latge, 1986). En algunos casos, la relación interna del huésped

puede ser fuerte para eliminar el patógeno, en muchos casos de recuperación

han sido reportados en lepidóptero (larvas), luego de la infección de un

entomopatógeno (Hypomicetes) indicando una fuerte reacción al hongo

(Fargues, 1981, Ignoffo, 1982).

Mecanismos de defensa han sido estudiadas (Gotz y Boman, 1985) y la

fagocitosis a sido raramente escrita (Vey y Fragües, 1977), probablemente

por el gran tamaño de las esporas (comparadas con las bacterias) hacen difícil

que las células hemolíticas las rodeen; sin embargo, la presencia de toxinas

como las destroxinas ayudan a la fagocitosis. La mejor respuesta celular del

insecto es la encapsulación hemocítica de los elementos fungosos seguidos

por el reconocimiento del hongo por la hemolinfa.

5

En la pared celular de los hongos entomopatógenos se encuentran enzimas

específicas para las carbohidratos que han sido encontrados en la hemolinfa

del insecto las mayorías de las enzimas encontradas fueron galactosas

específicas (Renwrantz, 1983).

Los hongos entomopatógenos como la mayoría de los patógenos de plantas

y vertebrados, infectan sus huéspedes desde la cutícula externa Este modo de

infección es único y característico de los hongos, en cambio otros organismos

entomopatógenos incluidos las bacterias, virus y microsporidios penetran vía

intestinal. Samson y Evans (1982) mencionan que existen tres fases en la

micosis de los insectos: 1) Adhesión y germinación de la espora en la

cutícula del huésped, 2) Penetración del tegumento por el tubo germinativo y

3) Colonización del hongo dentro del cuerpo del insecto provocándole la

muerte. La morfología del proceso de infección ha sido estudiada

comprensivamente, pero mecanismos biofísicos y bioquímicos determinan la

susceptibilidad o resistencia de un artrópodo con un hongo potencialmente

activo. Sin embargo, en los últimos 10 años, se ha puesto más énfasis en el

estudio de la relación huésped – patógeno.

Para el establecimiento de la micosis es necesario un contacto entre la espora

y el insecto. En caso de algunos entomopatógenos que producen esporas que

vuelan en el aire el contacto es al azar, las oportunidades de infección

dependen de las condiciones climáticas y del número de inóculo; otros casos,

cuando las esporas móviles zoosporas, Aphoromyces o zygotes

Coelomomyces al metabolismo de este. (Cerenius y Soderhall, 1984;

Travland, 1979).

La epicutícula es el sitio de inicio de la interacción hongo-hospedero cuyo

proceso se cumple cuando la espora se adhiere al insecto, debe germinar para

6

producir un tubo germinativo con el que penetrara la cutícula, y a su vez las

hifas. Las esporas germinativas de algunos entomopatógenos como M.

anisopliae, B bassiana, C. psoropharae, producen células apresorias en el

interfaz tubo-epicuticula (Zaccharuck, 1970; Brobyn y Wilding 1977). El

apresorio posee un material mucilaginoso responsable para adherirse a la

cutícula. La fase de germinación ha sido reconocida como una etapa critica en

el establecimiento de la infección y la determinación de la patogenicidad de

la cepa, la correcta germinación del hongo en el hospedero no es simple

sinónimo de infección. Milner (1982) reportó que las conidias de Erinia

neoaphnan eran capaces de germinar en hospederos susceptibles y resistentes

de Acythosiphum, pero la penetración fue inhibida en el áfido resistente al

arribo de los elementos del hongo dentro del insecto, depende de la habilidad

de los tubos germinativos para penetrar la epicutícula y pro cutícula.

La cutícula por su dureza y fuerza es hecha la mayor barrera para la infección

fungal. La parte principal del integramento esta compuesto de quitina y una

matriz de fibras proteicas; la procuticula puede ser diferenciada en una

exocuticula esclerotizada, compuestos y una suave endocuticula dependiendo

de la naturaleza de las proteínas con la quitina; durante la esclerotización

compuestos de panales (N-acetylldopmina, y N-alanyldopamina) son

oxidados enzimaticamente.

3. PRINCIPALES HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

3.1. Beauveria bassiana (Hyphomycetes: Moniliaceae)

Es el causal de las muscardinas blanca en algunos insectos. Produce una

toxina de alto peso molecular que se llama beauverin. Alrededor del 98% de

las esporas son ovales. Tiene actividad proteolítica y es soluble en agua

(Kuno, Mullett y Hernández, 1982).

7

Alves (1986) informa que este hongo infecta cerca de 200 especies de

insectos, se caracteriza por que los conidios puede ser globosos, subglobosos

o elipsoidales formados en densos condióforos. La germinación de los

conidios ocurre en un período de 12 horas después de la inoculación, el

hongo penetra frecuentemente vía tegumento debido a la acción mecánica y

enzimática que dura cerca de 12 horas, después de 72 horas el insecto está

totalmente colonizado. Las condiciones favorables son 90% de humedad

relativa y temperaturas entre 23 a 28oC. Uno de los primeros ensayos de

control microbiano se realizó en 1893, sobre larvas de Lymantria monarcha.

B. bassiana, fue registrada en 1999 como “Mycotrol” por la Enviromental

Protection Agency en Estados Unidos, para el control de saltamontes, moscas

blancas, trips, áfidos y muchos otros insectos plaga. Este producto es estable

por más de 12 meses almacenados a 25ºC (Wraight, Jackson y Kock, 2001).

3.2. Metarhizium anisopliae (Hyphomycetes: Moniliaceae)

La especie M. anisopliae (Metsch) Sorok, es un entomopatógeno que afecta

más de 200 especies de insectos en siete órdenes, se caracteriza por la

formación de varios conidios encima del esterigma. En esta especie con

frecuencia ocurre la heterocariosis, cuyo resultado es la diferencia en cuanto a

las virulencias de las cepas, producen quitinasa, lipasa y proteasa para la

penetración en la cutícula. Invade al huésped a través de la cutícula bucal.

Los insectos mueren por la pérdida de nutrientes y por las toxinas que son de

dos tipos: destruxina A y destruxina B (Alves, 1986; Kuno, Mullett y

Hernández, 1982; Monzón, 2001). Recientes estudios con M. anisopliae

demostraron claramente que la proteasa es el factor clave para la penetración

del hongo en la cutícula del insecto. La cutícula esta formada en un 70%

aproximadamente de proteínas, lo que explica que sean las proteasas más

importantes que la quitinasas. Después de la muerte del insecto, el hongo

crece dentro del cadáver y todos los tejidos internos son penetrados por hifas

8

filamentosas de M. anisopliae, en varias especies de insectos plaga (Rosset y

Moore, 1998).

Metchnikoff, empezó la producción en masa de este hongo para el control de

Anisopliae austriaca en Rusia y para 1884 una pequeña planta de producción

estaba operando para abastecer de inoculo principalmente para la remolacha

azucarera (Krassilstschink, 1888). Las aplicaciones en campo indicaron que

este hongo causaba mortalidad de 55-80% en larvas de este insecto (Alves,

1986).

3.3. Verticillium lecanii (Hyphopmycetes: Moniliaceae)

El hongo Verticillium se caracteriza por poseer conidióforos delgados,

ramificados, por lo menos algunas ramas verticiladas; conidios ovales o

elípticos, hialinos, unicelulares, producidos apicalmente, solitarios o en

pequeñas cabezuelas (Romero, 1988). Actualmente, este género se lo ha

clasificado como Lecanicillium lecanii (Zare y Gams, 2001).

Las condiciones favorables para el hongo son temperaturas entre 20 a 25oC y

la humedad relativa alta (Alves, 1986). El hongo L. lecanii es un

entomopatógeno que aparece frecuentemente sobre áfidos y escamas en

regiones tropicales y subtropicales. Este género también fue reportado

atacando insectos del orden Coleóptera, Díptera, Himenóptera y sobre ácaros.

Entre las especies que afectan a los insectosh están los hongos L. lecanii, L.

clamidosporium y L. indicum (Keiko, 2003; Garza, 1996). V. lecanii, se ha

utilizado para controlar a la mosca blanca B. tabaci.

9

Petch (1925) evaluó a L. lecanii contra Cocus veridis en Indonesia y Srilanca,

con resultados satisfactorios. L. lecanii a sido probado experimentalmente por

un gran número de países con resultados diferentes como fue empleado en

Brasil para el control de Cocus veridis en café.

3.4. Nomurea rileyi (Hyphomycetes: Moniliceae)

El hongo N. rileyi es un hongo entomopatógeno que ocurre naturalmente

sobre más de 32 especies de plagas de los ordenes: Coleóptera, Lepidóptera y

Ortóptera, que son de importancia económica en algunas regiones del mundo.

Este género se caracteriza por poseer condióforos con fialides originados en

el mismo punto, las fialides son engrosadas en la base o con un pequeño

cuello, sobre ellos se originan los conidios que miden de 3.5 a 6.0 μm de

largo por 1.2 a 3.1 μm de diámetro (Alves, 1986).

Dependiendo de la ubicación geográfica posee variabilidad patogénica. Este

entomopatógeno penetra frecuentemente vía tegumento utilizando la

actividad enzimática de las proteasas, quitinasas y lipasa. También se ha

observado que en Anticarsia gemmatalis puede ingresar vía oral (Alves,

1986).

El ciclo de vida sobre Trichoplusi ni fue de 12 días a 25oC, la germinación de

las esporas puede ocurrir en 12 horas, la invasión de hemocele en 24 horas, la

colonización dura entre 3 y 5 días y la muerte ocurre a los 6 o 7 días después.

Los condióforos y conidios se forman después de 12 días de iniciada la

infección (Alves, 1986).

La temperatura favorable para el hongo es de 26oC y la humedad relativa

entre 60 y 100%, la conidiogénesis puede ser afectada cuando la humedad

relativa es menor al 70% (Alves, 1986).

10

3.5. Entomophthorales (Zygomycotina: Entomophthoraceae)

En el grupo de hongos del orden entomophthorales se mencionan los géneros

Entomophthora, Erynia, Massospora, entre otros. Este hongo afecta a

insectos de los ordenes: Homóptera, Díptera, Orthóptera y Lepidóptera

(Alves, 1986).

El género Entomophthora, se caracteriza por que los conidios son ovoides

elípticos o piriformes, dependiendo de la especie y de las condiciones

ambientales. La penetración al hospedero puede ocurrir principalmente vía

tegumento que depende de los procesos mecánicos químicos (enzimáticos),

el entomopatógeno en condiciones favorables invade completamente las

cavidades del cuerpo del insecto y cuando son desfavorable forma esporas de

reposo (Alves, 1986).

El género Erynia, fue observado sobre Spodoptera frugiperda, Trichoplusia

ni en el estado de Río Grande del Norte (Brasil). Massospora, afecta a

cicadélidos provocando la enfermedad llamada gangrena seca, ataca los

segmentos terminales del abdomen (Alves, 1986).

El desarrollo de hongos Entomophthorales como micoinsecticidas ha tenido

obstáculos principalmente relacionados a la producción masiva y estabilidad

de propágulos para el almacenamiento y formulación (Gray, y Markham,

1997; Pell, et al, 2001; Wraight, Jakson, Kock, 2001). Investigación limitada

en varias especies de Entomophthorales pueden haber superado algunos de

estos problemas (Pell, et al, 1998; Shah, Aebi y Tour, 2002) pero hay

barreras significativas que involucran la producción a gran escala así como la

formulación apropiada y la tecnología de aplicación.

http://www.monografias.com/cgi-bin/search.cgi?query=problemas&?intersearch

11

B. INSECTOS PLAGA EN CULTIVOS HORTÍCOLAS

1. Bemisia tabaci y B. argentifolii (Homóptera: Aleyrodidae)

Las especies Bemisia tabaci y B. argentifolii conocidas como moscas blancas

causan problemas entomológicos en por lo menos, 18 de las 22 provincias del

Ecuador. Constituyen plaga de importancia económica en pimiento, melón,

tomate, sandia, pepino y soya en el litoral. Se atribuyen pérdidas que van del

25 al 50%. Se ha determinado que su población esta influenciada por las

lluvias y aumentan su incidencia en los meses secos del año (Valarezo, 2002).

Este insecto se ha convertido actualmente en uno de los principales problemas

entomológicos del tomate durante la época seca. Las ninfas y adultos

succionan la sabia del follaje y provocan amarillamiento de las mismas; si se

presenta en altas poblaciones, las hojas se cubren de una capa negra llamada

fumagina que altera el proceso fotosintético de la planta y desmejora la

presentación de los frutos (Valarezo y Cañarte 1997a).

Los adultos colonizan las partes jóvenes de las plantas, realizan las

oviposiciones en el envés de las hojas; de éstas emergen las ninfas que son

móviles. Tras fijarse en la planta pasan por tres instares ninfales. La ninfa es

ovalada semitransparente hasta llegar a la etapa de adulto (Castaños, 2000),

El adulto es pequeño mide 1.5 mm, su cuerpo está cubierto de una capa

cerosa y polvorienta de color blanco, vive aproximadamente 37 días, puede

tener en el año más de 10 generaciones y una hembra llega a poner hasta 300

huevecillos (Valarezo y Cañarte 1997b).

12

2. Prodiplosis longifila (Díptera: Cecidomyiidae)

Según estudios realizados a este insecto se lo conoce como “negrita”, para

alimentarse prefiere la base de los foliolos del tomate, afectando severamente

brotes tiernos, inflorescencia y frutos pequeños, deformándolos y volviendo a

la planta improductiva. Su daño es una lesión en los tejidos cuyas

sintomatología se presenta como un ennegrecimiento en los brotes,

inflorescencia y en la base de los frutos (Valarezo et al, 2002).

Los adultos de P. longifila no se alimentan, la larva posee un aparato bucal

chupador siendo los instares I y II los más agresivos, provocan una laceración

de los tejidos epidérmicos, dañando las células subepidérmicas del

parénquima. Esta quemazón se debe a las sustancias tóxicas que inyecta la

larva durante el proceso de alimentación (Arias, 2001).

Las larvas causan daños en las flores cuando se alimentan, ya que destruyen

las células y la epidermis del ovario, pistilo y estambres (Peña y Mead, 1998).

Las larvas se ubican debajo de los sépalos succionan la savia, inyectan

sustancias tóxicas en las yemas florales, foliares y en los frutos tiernos. Las

partes afectadas se marchitan toman una coloración negra y chamuscada, de

ahí toma el nombre de “negrita o chamusca” (INIAP, 1997). Por otra parte,

las larvas al infestar los brotes y cojinetes foliares en tomate, reducen los

rendimientos considerablemente cuando sus ataques son tempranos (Valarezo

y Cañarte, 1997a).

3. Tuta absoluta (Lepidóptero: Gelechiidae)

El minador pequeño de las hojas del tomate causa daños tanto a los foliolos

como a los frutos. Las larvas al emerger, penetran en el foliolo, consume el

13

mesófilo, dejando solo la epidermis, quedando una zona transparente

conocida como mina, dentro de la cual puede observarse el estado ninmaduro.

También puede atacar tallos y frutos, generalmente cerca del pedúnculo

floral, aunque puede hacerlo en cualquier parte del mismo (Marcano, 1996;

Saini y Alvarado, 2006).

4. Thrips palmi (Thisanoptera: Thripidae)

El piojillo amarillo T. palmi es una plaga polífaga que afecta alrededor de 50

especies de plantas cultivadas, representativas de más de 20 familias

taxonómicas, especialmente cucurbitáceas y solanáceas (Martin y Mau, 1992;

CABWEB, 1999). El daño causado no es muy diferente al causado por

muchas otras especies de thrips, cuando las poblaciones son altas su

alimentación causa a la planta una apariencia bronceada o plateada,

especialmente en las venas de las hojas y superficies de los frutos. Las hojas y

brotes terminales se vuelven raquíticos y las frutas cicatrizadas y deformadas

(CABI, 2000).

Las ninfas y adultos se alimentan gregariamente en las hojas, las ramas son

atacadas particularmente cerca de los puntos de crecimiento y son

encontrados en medio de los pétalos y ovarios en desarrollo, en las flores y en

la superficie de los frutos, hasta llegar a matar a la planta. El insecto puede

ser encontrado en grietas u otras partes ocultas de la planta (Sakimura et al,

1986).

5. Aphis gossypii y Myzus persicae (Homóptera: Aphididae)

Los géneros de los pulgones que afectan a los cultivos hortícolas son Aphis y

Myzus, más comunes y abundantes en invernaderos. Presentan polimorfismo,

14

con hembras aladas y ápteras de reproducción vivípara. A. gossypii se

caracteriza por las formas ápteras, en el cuerpo aparecen sifones negros,

verdes o amarillentos, mientras que M. persicae son completamente verdes

(en ocasiones pardas o rosadas). Forman colonias y se distribuyen en focos

que se dispersan, principalmente en primavera y otoño, mediante las hembras

aladas (Infoagro, 2007).

Son insectos chupadores que debilitan, causan amarillamiento y deforman las

hojas. Producen una secreción azucarada en la que se desarrolla el hongo

causal de la fumagina que impide la capacidad fotosintética de las hojas

(Castaños, 2000).

6. Spodoptera sunia (Lepidóptera: Noctuidae)

Las mariposas son de hábitos nocturnos y depositan sus masas de huevecillos

en el envés de las hojas. Las larvas se alimentan vorazmente de las hojas y

después se desplazan a los frutos. Las larvas del último instar caen al suelo o

en los residuos de plantas para pupar y cumplir su ciclo (Castaños, 2000).

7. Diaphania spp (Lepidóptera: Pyralidae)

Las larvas de D. hyalinata y D. nitidalis se alimentan de las hojas, flores y

frutos, causan caída, pudrición y pérdida del valor comercial de los frutos, en

los tallos ocasionan la muerte de la porción distal (King y Saunders, 1984).

D. hyalinata se alimenta principalmente de las hojas de sus plantas

hospederas preferidas como el calabacín y la calabaza. Cuando la

disponibilidad del follaje disminuye, o la especie de planta es de las menos

preferidas como el melón, la larva se alimenta de la superficie del fruto o

eventualmente se introduce en él, produciendo cicatrices en la superficie del

15

fruto. Estudios en el sur de Florida (EUA) causó 23% de pérdidas en los

rendimientos por la destrucción del follaje y de 9 a 10% por daño en el fruto

(Capinera, 2000).

8. Corythucha gossypii (Hemiptera: Tingidae)

El chinche de encaje se encuentra distribuido al sur de Estados Unidos,

México América Central y El Caribe. Esta especie afecta varios cultivos entre

ellos yuca, leguminosas, chile, berenjena, tomate, camote, algodón y

guanábana. Su metamorfosis es incompleta: los huevos son puestos uno a uno

en el envés de las hojas, a menudo dentro o junto a las nervaduras,

generalmente cubierto por una secreción gomosa negra. Las ninfas pasan por

cinco estadios, amarilla pálida al principio, con marcas pardas sobre el tórax y

abdomen, los paquetes alares se vuelven pardos. Se alimentan en colonias de

todas las edades sobre el envés de las hojas, a menudo cerca de una nervadura

principal. El adulto llega a medir de 3 a 4 mm de largo, blanco-grisáceo

vidrioso, con reticulaciones como encaje en la expansión del pronoto y alas

delanteras, cabeza debajo de un capuchón puntiagudo, alas ligeramente

yuxtapuesta y redondeadas en el ápice cuando el insecto esta en descanso.

Los daños los causan los adultos y las ninfas cuando chupan la sabia del

envés de las hojas, causan senescencia prematura, se nota primero un

punteado blanco cremoso, seguido por áreas de amarillamiento o bronceado

en el haz de las hojas. En grandes números retardan el crecimiento, durante

las epocas secas (Fennah 1947; Wolcott 1955; Santoro 1960).

16

III. MATERIALES Y MÉTODOS

A. UBICACIÓN

Los trabajos de identificación y pruebas de patogenicidad se realizaron en el

laboratorio e invernadero del Departamento Nacional de Protección Vegetal,

Área de Fitopatología de la Estación Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique

Ampuero Pareja”, INIAP; ubicada en el Km 26,5 al este de Guayaquil en la vía

Durán – Tambo, parroquia Virgen de Fátima, cantón Yaguachi, provincia del

Guayas. Sus coordenadas son 2º 15` 15” latitud sur y 73º 38` 40” longitud

occidental y a 17 msnm1/

, con una pluviosidad de 1154.3 mm, temperatura

media anual 26.5ºC y 76.2 % de humedad relativa media anual2/

.

El trabajo de campo se realizó en la E. E. L. S en la Provincia de Guayas y en

los campos experimentales de la Universidad de la Península de Santa Elena en

la provincia de su mismo nombre.

B. FACTORES ESTUDIADOS

Se estudiaron cepas nativas de los hongos entomopatógenos Lecanicillium

lecanii, Entomophthoral, Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae.

C. FASES DE INVESTIGACIÓN

Los experimentos se realizaron en: laboratorio, invernadero y campo.

-----------

INAMHI

Datos meteorológicos del año 2.007 obtenidos en INIAP, Estación Experimental Boliche

17

D. MANEJO DE LOS EXPERIMENTOS

1. Muestreo de insectos enfermos

El muestreo se realizó en campos de productores hortícolas en tres provincias y en

las siguientes localidades: Cone, Vuelta Larga, Cerecita, Playas y Daular (Guayas);

El Azúcar, Las Juntas, Julio Moreno, Manglaralto, Olon, El Cerrito, Río Verde y

Clementina (Santa Elena), y en Lodana, Valdez de Rocafuerte y Cantagallo

(Manabí). El muestreo fue aleatorio, el número de muestras dependió de la

presencia de insectos infectados en los cultivos de tomate, pimiento.

2. Aislamiento e Identificación de entomopatógenos

Los insectos plaga procedentes del campo fueron analizados en forma directa,

también se los sometieron a cámara húmeda y al aislamiento en medios de cultivos.

Para el aislamiento, los insectos enfermos se los desinfectaron con una solución de

hipoclorito de sodio al 1% durante 5 minutos y se los enjuagó con agua destilada

estéril para eliminar los residuos del desinfectante, luego se sembraron en medio de

cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA), Zanahoria Dextrosa Agar, Soya Dextrosa Agar

y Agar Saboraud, después de 5 a 7 días fueron identificados mediante el uso de

claves especializadas de Ainsworth, Sparrow and Sussman (1973); Barnett (1973);

Poinar y Thomas (1984).

3. Multiplicación de entomopatógenos

Los entomopatógenos identificados se multiplicaron en medios de cultivos Papa

Dextrosa Agar (PDA). También se utilizó arroz como sustrato para la

multiplicación masiva.

18

4. Pruebas de patogenicidad en condiciones de laboratorio.

La prueba de patogenicidad en laboratorio se realizaron con los hongos

Entomophthoral sobre Aphis gossypii y Lecanicillium lecanii y B. bassiana,

sobre P. longifila.

4.1. Tratamientos

Para cada uno de los insectos y con los hongos se evaluaron cinco tratamientos:

1) 1x104

conidios-1

ml de agua destilada estéril

2) 1x106

conidios-1


3) 1x108

conidios-1


4) 1x1010

conidios-1


5) 1x100 (testigo absoluto)

4.2. Análisis estadístico

Se utilizó un diseño completamente al azar con 100 individuos de cada especie y

con 5 tratamientos. El esquema del andeva fue el siguiente:

Fuente de variación Grados de libertad

Total 99

Tratamientos 4

Error 95

Para la comparación de la medias se utilizó la prueba de rangos múltiples de

Duncan p=0.05

19

Para determinar el TL50 y DL50 se utilizó la prueba de Probit, cuyo modelo

matemático es el siguiente:

y = y0 + kp

Donde: y0 = dosis, k = valores de tabla y p = porcentaje de mortalidad (números de

insectos muertos y números de insectos vivos).

4.3. Variables registradas.

Dosis letal media (DL50)

En cada una de las cepas y concentraciones se determinó el número de insectos

muertos. Esta información permitió medir la efectividad de cada una de las cepas.

La evaluación se hizo cada 24 horas y hasta 10 días después de la inoculación.

Tiempo letal medio (TL50)

Se observó diariamente el número de insectos muertos; esto permitió definir la

agresividad de cada cepa.

5. Pruebas de eficacia en condiciones de invernadero

Con las dos mejores dosis de los entomopatógenos del estudio de laboratorio se

realizó con el estudio en invernadero sobre los insectos plaga P. longifila, mosca

blanca, minadores y áfidos en los cultivos de tomate y pimiento. Se evaluaron los

entomopatógenos B. bassiana, L. lecanii, M. anisopliae y Entomophthoral.

20

5.1. Tratamientos

T1 = Dosis baja Beauveria bassiana 1 x 10⁶

T2 = Dosis intermedia Beauveria bassiana 1 x 10⁸

T3 = Dosis baja Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶

T4 = Dosis intermedia Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸

T5 = Dosis baja Entomophthoral 1 x 10⁶

T6 = Entomophthoral 1 x 10⁸

T7 = Dosis baja Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶

T8 = Dosis intermedia Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸

T9 = Phytosect

T10 = Testigo convencional (químico)

T11 = Testigo absoluto

5.2. Análisis estadístico

Se utilizó un diseño completamente al zar (DCA) con 3 unidades experimentales,

el esquema del análisis de varianza fue el siguiente:


Total tr-1

32

Tratamientos t-1 10

Error t (t-1)(r-1) 22

Para la comparación de las medias se utilizó la prueba de rangos múltiples de

Duncan p=0.05

21

6. Pruebas de eficacia a nivel de campo

Con la dosis más eficiente de los dos estudios anteriores se realizaron los trabajos

de campo ubicados en la Estación Experimental del Litoral Sur (Guayas), en la

Universidad Estatal Península de Santa Elena, Extensión Manglaralto y en el

campo experimental en la comuna Río Verde (Santa Elena).

6.1. Ensayos en la provincia del Guayas

En Guayas se realizaron ensayos en los cultivos de tomate cultivar Heatwave

Vffnt y pimiento Quetzal, se probaron mezclas de los hongos entomopatógenos

B. bassiana, L. lecanii, M. anisopliae y la bacteria Bacillus thuringiensis. Se

estudiaron cuatro frecuencias de aplicaciones de las mezclas de hongos y bacteria,

se comparó con el producto comercial Phytosect con dos frecuencias.

Tratamientos en tomate

T1 = Mezcla de hongos cada 5 días




T5 = Phytoset cada 10 días



Análisis estadístico

Se utilizó un diseño de bloques completamente al azar con tres repeticiones;

cada repetición formada por tres plantas. El esquema del análisis de varianza fue

el siguiente:

22

Tratamientos en Pimiento







T7 = Testigo químico



Se utilizó un diseño de bloques completamente al azar con tres repeticiones; cada

repetición formada por tres plantas. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:


Total tr-1 23

Tratamientos t-1 7

Repetición r-1 2

Error t (t-1)(r-1) 14

En ambos cultivos para la comparación de la medias se utilizó la prueba de

rangos múltiples de Duncan p=0.05


Total tr-1 20

Repetición r-1 2

Tratamientos t-1 6

Error experimental (t-1)(r-1) 12

23

6.2. Ensayos en la provincia de Santa Elena

En Manglaralto se realizaron ensayos de tomate y pimiento, se utilizaron cinco

cultivares por cada cultivo. Se evaluaron los hongos B. bassiana y

Entomophthoral, también se comparó con Phytosect y extracto de ruda. Los

cultivares de tomate utilizados fueron Sheila, Rebeca, Jennifer, Dominique y

Titan; y los cultivares de pimiento Irazu largo, Quetzal, Salvador, Martha y

Dhara R se comparó con extracto de ruda.

Tratamientos

Se estudiaron 4 tratamientos por cada cultivar de tomate para el control de

insectos plaga en tomate y pimiento, se describen a continuación:

T1 = Beauveria bassiana

T2 = Entomophthoral

T3 = Phytoset

T4 = Extracto de ruda (comparativo debido a que el cultivo era “orgánico”)


Se utilizó un diseño de bloques completos al azar con dos repeticiones por

cultivar de tomate, en pimiento no se hizo este análisis debido a la no

presencia de insectos plaga. El esquema del análisis de varianza fue el

siguiente:


Total tr-1 39

Tratamientos t-1 19

Repetición r-1 1

Error t (t-1)(r-1) 19

Para la comparación de la medias se utilizó la prueba de rangos múltiples de

Duncan p=0.05

24

En Río Verde se hizo un ensayo de tomate cultivar Heatwave Vffnt, se

evaluaron mezcla de los hongos entomopatógenos B. bassiana, M. anisopliae

y la bacteria Bacillus thurigiensis, con frecuencias de aplicaciones cada 5 días.

Tratamientos

Se estudiaron 8 tratamientos para el control de insectos plaga:







T7 = Testigo químico



Se utilizó un diseño de bloques completamente al azar (DBCA) con tres

repeticiones. El esquema del análisis de varianza fué el siguiente:


Total tr-1

Tratamiento 6 t-1

Repeticiones r-1

Error t (t-1)(r-1)

Para la comparación de la medias se utilizó la prueba de rangos múltiples de Duncan

p=0.05

25

E. VARIABLES REGISTRADAS

Organismos entomopatógenos en el campo

En cada uno de los lugares de muestreos se registraron las cepas de él o los

entomopatógenos encontrados.

Porcentaje de insectos vivos y muertos en invernadero y campo

Los datos registrados fueron población de los insectos a controlar antes,

durante y después de la aplicación; número de insectos vivos y muertos.

Daños

Igualmente, cada 5 días se observaron los daños causados por los insectos y fueron

transformados a porcentaje para su respectivo análisis.

Efecto de el o los entomopatógenos sobre otros organismos no objetos de control

Se observó que los microorganismos entomopatógenos no afectaron a otros,

artrópodos especialmente insectos benéficos

26

IV. RESULTADOS

4. 1. Identificación de hongos entomopatógenos de insectos plaga en los cultivos de

tomate y pimiento.

En el Cuadro 1 se observan dos géneros y un orden de hongos entomopatógenos,

en Guayas se muestrearon 27 fincas productoras de hortalizas, solamente en la

muestra tomada en INIAP se encontró a Lecanicillium lecanii (Foto 1A) sobre

adultos de Myzus persicae (Foto 1B) en el cultivo de pimiento, igualmente el

hongo Entomophthoral sobre Aphis gossypii (Foto 2A y 2B). En Manabí se

obtuvieron 10 muestras y solamente en una se observó a Nomurea sp. (Foto 3A y

3B) sobre mosca blanca. En Santa Elena se colectaron 20 muestras en las que no se

observó ningún insecto infectado por entomopatógenos.

Cuadro 1. Hongos entomopatógenos identificados. 2007 - 2008

Entomopatógeno Insectos plaga Provincia

Aphis

gossypii

Bemisia

tabaci

Myzus

persicae

Lecanicillium lecanii X Guayas

Entomophthoral X X Guayas

Nomurea sp X Manabí

Foto 1. Estructura de L. lecanii (A) y M. persicae colonizado por el hongo (B).

2008

A B

27

Foto 2. Crecimiento del hongo Entomophthoral (A) y esporas sobre un segmento de

la pata del insecto.

Foto 3. Estructura de Nomurea sp (A) y mosca blanca infectada por el hongo (B).

2008 – 2009.

A B

A B A B

28

4.2. Determinación de la eficiencia de hongos entomopatógenos nativos sobre

insectos plaga de estas hortalizas en condiciones de laboratorio e

invernadero.

4.2.1 Laboratorio

En la Figura 1 (Cuadro 1A) se muestran las barras del porcentaje de mortalidad del

áfido A. gossypii por el hongo del orden Entomophthoral. El porcentaje mas alto

(63%) de mortalidad lo tuvo el tratamiento 4 (1x1010

), estadísticamente diferente

de los demás tratamientos. La dosis 1x106 tuvo 1 % de mortalidad, 1x10

4 con 5%

y la dosis 1x108

con 6% y fueron iguales estadísticamente entre si y con el testigo

absoluto.

0

10

20

30

40

50

60

70

1x104 1x106 1x108 1x1010 1x10o

Tratamientos

% m

ort

alid

ad

bb

bb

a

Figura 1. Porcentaje de mortalidad de A. gossypii por el hongo Entomophthoral, en

condiciones de laboratorio. E. E. L. S, 2008-2009.

De acuerdo al análisis Probit se determinó que la dosis letal media fue 1x1010

y el

tiempo letal medio entre 72 y 96 horas después de la inoculación.

1X104 1X106 1X108 1X100 1X1010

29

En la Figura 2 (Cuadro 2A) se muestran las barras del porcentaje de mortalidad en

adultos de P. longifila por el hongo B. bassiana. El porcentaje mas alto de

mortalidad (22) lo tuvo el tratamiento 4 (1x1010

), estadísticamente diferente de los

demás tratamientos. Las dosis 1x104, 1x10

8 tuvieron 16 y 8% en su orden y

fueron iguales entre si, el porcentaje de mortalidad mas bajo lo tuvo el tratamiento

2 (1x106) con 1% de mortalidad, estadísticamente igual al testigo absoluto.

Figura 2. Porcentaje de mortalidad en adultos de P. longifila por el hongo B.

bassiana, en condiciones de laboratorio. E. E. L. S, 2008-2009.

De acuerdo al análisis de probit se determinó que la dosis letal media fue 1x1010

y

el tiempo letal medio estuvo entre 72 y 96 horas después de la inoculación.

En la Figura 3 (Cuadro 3A) se muestran las barras del porcentaje de mortalidad del

P. longifila por el hongo L. lecanii. El porcentaje más alto (31) de mortalidad lo

tuvo el tratamiento 4 (1x108), estadísticamente diferente de los demás tratamientos.

Las dosis 1x104, 1x10

6 y 1x10

10 con 3, 12 y 5% de mortalidad y fueron iguales

estadísticamente entre sí y con el testigo absoluto.

ab

b

ab

a

b0

5

10

15

20

25

1x104 1x106 1x108 1x1010 1x10o

Tratamientos

% m

ort

ali

dad

1X104 1x106 1X108 1X1010 1X100

30

b

b

a

b

b

0

5

10

15

20

25

30

35

1x104 1x106 1x108 1x1010 1x10o

Tratamientos

% m

ort

ali

dad

Figura 3. Porcentaje de mortalidad de P. longifila por el hongo L. lecanii en

condiciones de laboratorio. E. E. L.S. 2008-2009.

De acuerdo al análisis de probit se determinó que la dosis letal media fue 1x1010

y

el tiempo letal medio estuvo entre 72 y 96 horas después de la inoculación.

4.2.2. Invernadero

Los resultados del estudio de entomopatógenos para el manejo de insectos plaga en

el cultivo de tomate se presentan en el Cuadro 2 (Cuadros 4 y 5A). Los porcentajes

más bajos de larvas vivas de P. longifila se obtuvieron en los tratamientos con

1x106 de B. bassiana y 1x10

8 de L. lecanii, ambos con 0% y fueron iguales

estadísticamente entre sí. El tratamiento con el hongo Entomophthoral en dosis

1x106 tuvo el porcentaje más alto (4.76) de larvas vivas y fue diferente de los

demás tratamientos, seguido de V. lecanii y del tratamiento testigo absoluto ambos

con 3.17% e iguales entre si. Los demás tratamientos fueron iguales entre si y

tuvieron promedios de 1.59% de larvas vivas.

1X104 1X106 1X108 1X1010 1X100

31

En cuanto al porcentaje de brotes dañado por P. longifila los valores más bajo de

daño lo tuvieron los tratamientos B. bassiana en dosis de 1x106 y L. lecanii 1x10

8

con 26.98 y 33.33% en su orden; los valores más altos fueron para los tratamientos

M. anisopliae en dosis 1x106 con 66.67%, seguido del testigo convencional con

58,73%, iguales entre sí.

Para B. tabaci se observó que el mayor porcentaje de mosca blanca vivas fue en el

testigo convencional con 90. 48% estadísticamente diferente, seguido del

tratamiento de B. bassiana 1x10⁸ con 79,37%, igual a los tratamientos del 3 al 8;

los valores mas bajos lo presentaron B. bassiana en dosis 1x106 (60.32) y el testigo

absoluto (69.84), iguales estadísticamente entre sí. En cuanto al porcentaje de

moscas blancas muertas los valores más altos lo presentaron los tratamientos

convencional y L. lecanii en las dosis 1x106 y 1x10

8 todos con 9.52%

estadísticamente iguales entre sí. Los porcentajes mas bajos lo presentaron B.

bassiana en dosis 1x106

y Entomophthoral en dosis de 1x106 y fueron iguales

entre si (Cuadro 2, Cuadros 6 y 7A).

En T. absoluta se observaron porcentajes de daños altos en los testigos

convencional y absoluto con valores de 46,03 y 41,27%, el porcentaje de menor

daño se encontró en los tratamientos de Phytosect con 11,11% y B. bassiana en las

dosis 1x106 y 1x10

8 ambas con 12,70% (Cuadro 2 y Cuadro 8A).

En el cultivo de pimiento se observaron áfidos y mosca blancas. La mayor cantidad

de áfidos se presentaron en los tratamientos de B. bassiana en dosis 1x10⁸ y L.

lecanii 1x106

con 6,35% cada uno, seguido de M. anisopliae en las dosis 1x106 y

1x108 con 1,59%, en los demás tratamientos no se observaron estos insectos.

32

Cuadro 2. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en el cultivo de tomate. E. E. L. S. 2008 – 2009

Tratamientos P. longifila B. tabaci

Daño minador Larvas vivas Daño en brotes Vivos Muertos

1 Beauveria bassiana 1 X 10⁶ 0,00 b 26,98 e 60.32 b 0,00 b 12,70 de

2 Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 1,59 ab 46,03 bcd 79,37 ab 6,35ab 12,70 cde

3 Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 3,17 ab 55,56 abc 77,78 ab 9,52 a 15,87 bcde

4 Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 0,00 b 33,33 de 77,78 ab 9,52 a 33,33 abc

5 Entomophthoral 1 x 10⁶ 4,76 a 53,97 abc 74,61 ab 0,00 b 17,46 abcd

6 Entomophthoral 1 x 10⁸ 1,59 ab 57,14 ab 76,19 ab 6,35 ab 25,40 abc

7 Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶ 1,59 ab 66,67 a 73,02 ab 4,76 ab 20,63 abc

8 Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 1,59 ab 39,68 bcde 73,02 ab 4,76 ab 25,40 abc

9 Phytosect 1,59 ab 34,92 cde 68,26 b 4,76 ab 11,11 e

10 Testigo convencional 1,59 ab 58,73 ab 90,48 a 9,52 a 46,03ab

11 Testigo absoluto 3,17 ab 47,62 abcd 69.84 b 7,94 ab 41,27 a

CV (%) 21,42 33.95 15,80 35.18 24.70

1/ las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales entre si, de acuerdo a la prueba de rangos múltiples de Duncan

p=0.05

33

En cuanto a B. tabaci se presentaron en los tratamientos con L. lecanii 1x108 y B.

bassiana 1x 10⁸ con 36,51 y 34,92% en su orden, los valores mas bajos fueron en

los tratamientos con Phytosect y L. lecanii 1x106 con 17,46 y 19,05%

respectivamente; en este ensayo no se presentaron insectos muertos (Cuadro 3 y

Cuadros 9 y 10A).

Cuadro 3. Porcentajes promedios de insectos vivos en ensayo de pimiento en

condiciones de invernadero. E. E. L. S. 2009

Tratamientos Áfidos vivos Mosca blanca

vivas

1 Beauveria bassiana 1 x 10⁶ 0,00 b1/

28,57ab

2 Beauveria bassiana 1 x 10⁸ 6,35a 34,92a

3 Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 6,35a 19,05 bc

4 Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 0,00 b 36,51a

5 Entomophthoral 1 x 10⁶ 0,00 b 33,33ab

6 Entomophthoral 1 x 10⁸ 0,00 b 28,57ab

7 Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶ 1,59ab 28,57ab

8 Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 1,59ab 25,40abc

9 Phytosect 0,00 b 17,46 c

10 Testigo convencional 0,00 b 25,40abc

11 Testigo absoluto 0,00 b 25,40abc

CV (%) 28,30 27,37

1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales

estadísticamente de acuerdo a la prueba de rangos múltiples de Duncan p=0.05

34

4.2.3. Determinación de la eficiencia de hongos entomopatógenos nativos sobre

insectos plaga de estas hortalizas en condiciones de campo.

4.2.3.1. Guayas

a. Tomate

En el Cuadro 4 (Cuadros 11 y 12A) se muestra el porcentaje de brotes dañado por

P. longifila los valores más bajo de daño lo tuvieron los tratamientos de mezcla de

hongos cada 10 y 20 días con 30,93 y 31,67% en su orden; los valores más altos

fueron para los tratamientos testigo convencional y Phytosect cada 15 días con

62,71 y 50,12% respectivamente, en el caso de larvas vivas de P. longifila los

porcentajes más bajos los tuvieron los tratamientos con phytosect cada 10 días y el

testigo absoluto con 2,96 y 3,11%. Y mayor población de larvas hubo en los

tratamientos de mezcla de hongos cada 5 y 10 días con valores 7,19 y 7,78% en su

orden.

Para B. tabaci se observó que el mayor porcentaje de mosca blanca vivas fue en los

tratamientos con mezcla de hongos cada 5 y 10 días con porcentajes de 1,48 y 1,30

en su orden estadísticamente iguales, el testigo absoluto no presento mosca blancas

con 0,00% seguido del tratamiento con Phytosect cada 10 días con 0,49%,

estadísticamente diferente (Cuadro 4 y Cuadros 14 y 15A).

En T. absoluta se observaron porcentajes de daños altos en los tratamientos de

mezcla de hongos cada 20 días seguido de Phytosect cada 15 días con valores de

18,59 y 11,85%, el porcentaje de menor daño se encontró en los tratamientos de

testigo absoluto con 5,93% seguido de mezcla de hongos cada 5 días con 6,66% y

minadores vivos se observaron en los tratamientos de Phytosect con 10,62 y mezcla

de hongos cada diez días con 8,11% y los porcentajes mas bajos los tuvieron el

testigo absoluto y la mezcla de hongos cada 5 días con 3,46 y 3,70% en su orden

(Cuadro 4 y Cuadro 13A).

35

El chinche de encaje fue más agresivo en los tratamientos Phytosect y testigo

absoluto provocando muerte de plantas antes de la cosecha. Los tratamientos con

mezcla de hongos no se observó este insecto plaga (0,00%) (Cuadro 4 y Cuadro

16A).

b. Pimiento

En el Cuadro 5 (Cuadros 17 y 18A) se muestra el porcentaje de áfidos vivos, los

valores más bajo fueron para el testigo químico con 23,15% seguido de Phytosect

cada 15 días con 25,00%; los valores más altos fueron para el testigo absoluto con

47,22% y Phytosect cada 10 días con 34,26%. En el caso de áfidos muertos los

valores mas altos lo obtuvieron los tratamientos mezclas de hongos con frecuencias

de aplicación de cada 5 y 15 días, y Phytosect cada 10 días con valores de 7,41% los

tres tratamientos. Los valores más bajos lo obtuvieron el testigo absoluto con 2,78%

seguido de Phytosect cada 15 días con 0,93%.

De B. tabaci se observó mayor número de mosca blanca vivas en el tratamiento de

hongos cada 20 días con 34,26% seguido de la mezcla de hongos cada 10 días y

Phytosect cada 15 días con 29,63%. Los valores mas bajos lo obtuvieron los

tratamientos de mezcla de hongos cada 5 días y 15 días con valores de 15,74 y

21,30% en su orden. Los porcentajes moscas blancas muertas en los tratamientos con

mezcla de hongos con frecuencias de aplicaciones de 15 y 10% días con porcentajes

de 18,26 y 12,04%, y los valores más bajos los obtuvieron Phytosect con 3,71% y el

testigo químico con 6,48% (Cuadro 5y Cuadros 19 y 20A).

En trips se observaron mayores porcentajes de insectos vivos en los dos tratamientos

con Phytosect (cada 10 y 15 días) con valores de 33,33 y 23,15% en su orden. El

porcentaje menor de insectos lo obtuvieron mezcla de hongos cada 20 días con

4,63% y el testigo químico con 5,56% (Cuadro 5 y Cuadro 21A).

36

Cuadro 4. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en campo en el cultivo de tomate. E. E. L. S. Guayas, 2008 – 2009

1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de rangos múltiples de

Duncan p=0.05

Tratamientos P. longifila B. tabaci Minador

Chinche de

encaje

Larvas vivas Daño en brotes Vivos Vivos Daños Vivos

1 Mezcla de hongos cada 5 días 7,19a 38,52ab 1,48a 3,70 b 6,66 b 0,00 b

2 Mezcla de hongos cada 10 días 7,78a 30,93 b 1,30a 8,11a 7,41 bc 0,00 b

3 Mezcla de hongos cada 15 días 6,30ab 33,96 b 0,93ab 7,04ab 11,26 b 0,00 b

4 Mezcla de hongos cada 20 días 4,82 b 31,67 b 0,74ab 7,59ab 18,89ª 0,00 b

5 Phytosect cada 10 días 2,96 c 42,82ab 0,49 bc 10,62 bc 10,12 bc 49,07a

6 Phytosect cada 15 días 3,46 c 50,12ab 0,99ab 5,19 cd 11,85ab 50,00a

7 Testigo absoluto 3,21 c 62,71a 0,00 c 3,46 d 5,93 c 50,93a

CV (%) 12,54 8,99 16,90 24,24 21,42 4,28

37

Cuadro 5. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en campo en el cultivo de pimiento. E. E. L. S. Guayas, 2008 – 2009

1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de rangos múltiples de

Duncan p=0.05

Tratamientos Áfidos B. tabaci Trips

Vivos Muertos Vivos Muertos Vivos

1 Mezcla de hongos cada 5 días 29,63 b 7,41a 15,74 c 11,11ab 12,04 c

2 Mezcla de hongos cada 10 días 26,85 b 6,48ab 29,63ab 12,04ab 12,04 c

3 Mezcla de hongos cada 15 días 25,92 b 7,41a 21,30 bc 18,56a 8,33 cd

4 Mezcla de hongos cada 20 días 31,48ab 2,78 b 34,26a 11,11ab 4,63 d

5 Phytoset cada 10 días 34,26ab 7,41a 25,93ab 3,71 b 33,33ª

6 Phytoset cada 15 días 25,00 b 0,93 c 29,63ab 7,41 b 23,15 b

7 Testigo químico 23,15 b 2,78 b 25,93ab 6,48 b 5,56 d

8 Testigo absoluto 47,22a 1,85 bc 25,93ab 10,19ab 14,81 bc

CV (%) 14,65 32,84 14,98 32,36 23,09

38

4.2.3.2. Santa Elena

Río Verde

En el Cuadro 6 (Cuadro 22A) se muestra el porcentaje de brotes dañado en el cultivo

de tomate por P. longifila los valores mas altos de daño lo tuvieron los tratamientos

de mezcla de hongos cada 5 y 10 días y Phytosect cada 10 y 15 días con 4,76%, los

valores más bajos fueron para el testigo y los tratamientos de mezcla de hongos cada

15 y 20 días con valores de 0,00 y 1,59% en su orden.

De B. tabaci se observó mayor número de mosca blanca vivas en los dos testigos

(químico y absoluto) y en el tratamiento de Phytosect cada 15 días con 100%. el

valor mas bajo lo obtuvo el tratamiento de mezcla de hongos cada 20 días con

96,83%, los demás tratamientos fueron iguales con 98,41%. Y moscas blancas

muertas en los tratamientos de mezcla de hongos cada 5 y 20 días con valores de

53,97 y 46,03% en su orden y los porcentajes más bajos los obtuvieron los testigos

químico y absoluto con valores de 14,29 y 9,52% (Cuadro 6 y Cuadros 23 y 24A).

En T. absoluta se observaron porcentajes de daños altos en tratamiento con Phytosect

cada 15 días y el testigo químico con valores de 26,98 y 19,05%, el porcentaje menor

de daño se encontró en los tratamientos de mezcla de hongos cada 5 y 20 días y

Phytosect con el 14,29% cada uno (Cuadro 6 y Cuadro 25A).

Manglaralto

En el Cuadro 7 se muestran los porcentajes promedios de brotes dañados por P.

longifila. Los cultivares Titan con B. bassiana tuvo el porcentaje promedio más bajo

de daño (18.33), con el hongo Entomophthoral fue el cultivar Sheila con 11.33%, el

tratamiento con Phytosect los valores mas bajos de daño fueron Jennifer con 7.33%,

Rebeca con 10.80 y Titan con 10.69%.

39

Cuadro 6. Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en campo en el cultivo de tomate. UPSE. Santa Elena, 2008 – 2009

1/ Las cifras de las columnas con la (s) misma (s) letra (s) son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de rangos múltiples de Duncan

p=0.05

Tratamientos P. longifila B. tabaci Minador Spodoptera

Daño en brotes Vivos Muertos Vivos Vivos

1 Mezcla de hongos cada 5 días 4,76a 98,41ab 53,97a 17,46 e 14,29 b

2 Mezcla de hongos cada 10 días 4,76a 98,41ab 41,27 b 19.05 de 26,98a

3 Mezcla de hongos cada 15 días 1,59ab 98,41ab 42,86 b 30,16 c 17,46 b

4 Mezcla de hongos cada 20 días 1,59ab 96,83 b 46,03ab 23,81 d 14,29 b

5 Phytoset cada 10 días 4,76a 98,41ab 31,75 c 39,68 b 19,05ab

6 Phytoset cada 15 días 4,76a 100,00a 23,81 d 63,49a 14,29 b

7 Testigo químico 3,17ab 100,00a 14,29 e 61,91a 15,87 b

8 Testigo absoluto 0,00 b 100,00a 9,52 e 55,56a 17,46 b

CV (%) 30,24 0,81 10,46 8,61 18,37

40

Cuadro 7. Porcentaje de daño de P. longifila en cinco cultivares de tomate.

Manglaralto, Santa Elena, 2008

Cultivar

Porcentaje de daño de P. longifila

B. bassiana Entompohthoral Phytosect Extracto de ruda

Jennifer 21,00 18,33 7,33 6,33

Dominique 25,67 19,67 13,67 10,30

Rebeca 23,20 18,00 10,80 14,40

Sheila 25,67 11,33 16,17 11,00

Titan 18,33 14,33 10,69 14,30

Manabí

En la provincia de Manabí no se realizaron estudios de eficacia a nivel de campo con

los entomopatógenos debido al recorte del presupuesto en el 2009.

41

V. DISCUSIÓN

Identificación de hongos entomopatógenos

El hongo entomopatógeno Lecanicillium lecanii se lo encontró sobre áfidos

coincide con lo que mencionado por Alves (1986) quien indica que V. lecanii es un

entomopatógeno que aparece frecuentemente sobre áfidos y escamas en regiones

tropicales y subtropicales.

Se identificó un género del hongo Entomophthoral el cual se encontró infectando

áfidos, esto coincide con lo reportado por Alves (1986) quien indica que este hongo

infecta insectos de los ordenes: Homóptera, Díptera, Orthóptera y Lepidóptero.

En mosca blanca se identificó al hongo entomopatógeno Nomurea sp. resultado

que difiere con los reportes de Alves en los que menciona que N. rileyi es un hongo

entomopatógeno que ocurre naturalmente sobre más de 32 especies de plagas de

los ordenes Coleóptera, Lepidóptera y Orthóptera.

Eficacia de hongos entomopatógenos

El hongo B. bassiana en pruebas de patogenicidad en condiciones de laboratorio

sobre larvas de P. longifila en dosis de 1x106 conidios ml

-1, si bien no tuvo

presencia de larvas muertas, su efecto repercutió sobre la emergencia de adultos,

esto es una alternativa que debe incluirse dentro del manejo integrado de este

insecto plaga.

42

En invernadero hubo poca presencia de P. longifila y minador, sin embargo

presentó el mayor numero de mosca blanca muertas. En campo se probaron con

mezclas de hongos y hubo áfidos vivos con síntomas del hongo.

En el caso de Lecanicillium lecanii asperjado a larvas de P. longifila en

condiciones de laboratorio no tuvo efecto sobre ellas, pero si en la emergencia de

los adultos. El ciclo de vida promedio de P. longifila fluctúa entre 15 y 20 días, y

el período de colonización del hongo es de 15 días de acuerdo a lo reportado por

Moreira (1993) en su estudio de V. lecanii sobre Hemileia vastatrix en café.

En invernadero hubo pocas moscas blancas muertas, pero hubo menor presencia de

insectos con respecto a los demás tratamientos y en campo hubo áfidos y moscas

blancas muertas por el hongo.

Entomophthoral, en laboratorio tuvo un buen porcentaje de áfidos muertos; y en

invernadero hubo poca mosca blanca muerta. No fue posible su uso en campo

porque no se pudo reproducir masivamente.

La bacteria entomopatógena Bacillus thuringiensis se usó en el campo para

controlar a Spodoptera sunia y Tuta absoluta, con buenos resultados. Lo cual

coincide con reportes de varios autores que confirman que han dado buenos

resultados sobre Lepidópteros.

43

VI. CONCLUSIONES

En base a los resultados del presente estudio se concluye:

Los hongos entomopatógenos identificados fueron Lecanicillium (Verticillium)

lecanii, Nomurea sp. y un género del orden entomophthoral.

Las pruebas de patogenicidad con L. lecanii indicaron que la DL50 para causar la

mortalidad de adultos de P. longifila fue 1x108 conidios ml-

1, mientras que B.

bassiana fue 1x1010

conidios ml-1. La dosis letal media del hongo entomophthoral

fue 1x1010

conidios ml-1 para causar la muerte de Aphis gossypii. El tiempo letal

medio para los hongos evaluados fue tres días.

En condiciones de campo las aspersiones con los hongos entomopatógenos cada 10

días tuvieron mejor efecto sobre las poblaciones de los insectos evaluados.

44

VII. RECOMENDACIONES

En base a los resultados se recomienda:

Incluir hongos y bacterias entomopatógenos en el manejo insectos plaga.

Reducir las frecuencias de aplicación de los entomopatógenos a 2 veces por

semana dependiendo del tipo de insecto plaga, éstas deben además realizarse en

horas de la mañana o en las últimas horas de la tarde.

45

VIII. BIBLIOGRAFIA

Ainsworth, G. Sparrow, F. and Sussman, A. 1973. The fungi. Academic Press,

EE.UU. Volúmen IV A. p. 621

Alves, S. 1986. Controle microbiano de insectos. Manole, São Paulo, Br. 407p.

Arias, M. 2001. Biología y comportamiento de Prodiplosis longifila en tomate bajo

condiciones de campo, invernadero y laboratorio. Estación Experimental Boliche.

INIAP. Ecuador. p. 20

Boucias, D.G. & Latgé, J. P. 1986. Adhesion of entomopathogenic fungi on their host

cuticle. In: Fubdamental and applied aspects of invertebrate pathology (Eds. R.A.

Sanson, J.M. Vlak & D. Peters), Foundat. Fourth Int. Colloq. Invert. Path,

Wageningen, Netherlands, pp. 432-434.

Brobyn, P.J. & Wilding, N. 1977. Invasive and developmental proceses of

Entomophthora species infecting aphids. Trans. Br. Mycol. Soc. 69: 349-366.

Barnett, T. 1973. Illustrated Genera of Imperfect Fungi. Burgess, EE.UU. p. 218

CABI.2000. Data sheet for Thrips palmi. Crop Protection Compendium. Global

Module. 2nd

. Edition. CAB International. UK.

CABWEB. 1999. Thrips palmi. Cab Web. Member Area. Consultado el 19 de marzo

del 2008, disponible en línea. http//pest.cabweb.org:81/MENBER/n_thrips.htm

Capinera, J. 2000. Diaphania nitidalis (Stoll) (Insecta: Lepidoptera: Pyralidae):

Distribution – Life Cycle and Description - Host Plants – Damage – Natural Enemies

– Management – Selected References. Project Cordinator: Thomas Fasulo, University

of Florida. Publication Number: EENY-164. Publication Date: October 2000.

Copyright: 2000, University of Florida

Carvajal, T. 1997. En Manual de Cultivos Hortícolas. (Estación Experimental

Portoviejo). p. 5.

Castaños, C.M. 2000. Horticultura Manejo simplificado. Universidad Autónoma de

Chapingo. México, Imprenta Universitaria de la AUCH, p. 282 – 331

Cerenius, L. & Soderhall, K. 1984. Chenotaxis in Aphanomyces astaci, an arthropod-

parasitic fungus. J. Invert. Path. 43: 278-281.

Evans, H.C. 1982. entomogenous fungi in tropical forest ecosystems: an appraisal.

Ecol. Entoml. 7: 47 – 60.

Fargues, J. 1981. Spécificité des Hyphomycetes entomopathogénes et resistance

interspecifique des larves d’insectes. These Doct. d’Etat., Univ. Paris 6, 2vol.

Fennah, R.G. 1947. The insect pests of food crops in the Láser Antilles. Antigua,

BWI, Dep. Agric. 207 p.

46

Fernández-Larrea, O. 2001. Temas Interesantes Acerca del Control Microbiológico de

Plagas. Instituto de Investigaciones de Sanidad Ambiental. Habana-cuba, Ed. Centro

de Información y Documentación de sanidad Vegetal. p. 6-15

Garza, E. 1996. Agentes de Control Biológico en el combate de plagas agrícolas. En

Agricultura Orgánica: Producción de México hacia el mundo. Memorias del foro

Nacional Sobre Agricultura Orgánica, México. p. 48-55

Gotz, P. & Boman, H.G. 1985. Insect Immunity. In: Comprehensive insect

physiology, biochemistry and pharmacology, Vol. 3. (Eds. G.A. Kerkut & L.I.

Gilbert), Pergamon Press, Oxford, pp. 453-485.

Gray, S. and Markham P. 1997. A model to explain the growth kinetics of the aphid-

pathogenic fungus Erynia neoaphidis in liquid culture. Mycol Res 101-1475-1483.

Infoagro, 2007. Cultivo de sandia. Consultado el 28 de septiembre del 2007,

disponible en http//www.infoagro.com/frutas/frutas_tradicionales/sandia2.htm

INIAP, 1997. Determinación del ciclo biológico, comportamiento y hospedero de

Prodiplosis longifila en tomate. Virgen de Fátima, Yaguachi, Ecuador. Informe

Técnico Anual. E.E. Boliche. p. 18

Ignoffo, C.M. 1982. Environmental persistente of Nomurea rileyi. Proc. Third Int.

Colloquium Invert. Path., Brighton, pp. 331-335.

Keiko, S. 2003. Entomopatógenos, consultado 2 de mayo del 2003.

King, A. B. S. y J.L. Saunders. 1984. Las plagas invertebradas de cultivos anuales

alimenticios en América Central. London: Overseas Development Administration,

ODA. 182 p

Krassilstschink, I.M. 1888. La production industrielle des parasites vegetaux pour la

destruction des insectes niusibles. Bull Scient. Fr. Belg. 19: 461-472.

Kuno, G; Mullett, J. y Hernández de M. 1982. Patología de insectos con énfasis en las

enfermedades infecciosas y sus aplicaciones en el control biológico. Universidad del

valle. Departamento de Biología, sección entomología. Estación Experimental de

Biología, 2da

edición. Cali, Colombia. p. 212.

Marcano, R. 1996. Efectos de diferentes niveles de defoliación artificial sobre el

rendimiento del tomate (Lycopersicum esculentum) en cualquier etapa del crecimiento

del cultivo. Agronomía Trop. 46(2): p. 209-217.

Martin, J. and Mau, R. 1992. Thrips palmi (Karny). Corp Knowledge Master.

Consultado el 19 de marzo del 2008 y disponible en línea http://www.extenso.

Hawaii.edu/Kbase/crop/Type/t_palmi.htm.

Milner, R.J. 1982. On de occurrence of pea aphids, Acyrthosiphon pisum resistant to

isolates of the fangal pathogen Erinia neoaphidis. Ent. Exp. Appl. 32: 23-27.

47

Monzón. A. 2001. Producción, uso y control de calidad de hongos entomopatógenos

en Nicaragua. En Manejo Integrado de Plagas, CATIE, Costa Rica. No. 63. p. 95-103

Moreira, R. 1993. Estudio sobre combate biológico de la roya del cafeto con el hongo

Verticillium sp. Tesis de Ingeniero Agrónomo, UTM p. 53

Pell, J. K; Barker, A. D. P; Clark, S. J; Wilding, N. and Alderson, P. G. 1998. Use of a

novel sporulation monitor quantify the effects of formulation and storage on conidia

production by dried mycelia of the entomopathogenic fungus zoophthora radicans.

Biocontrol Sci Technol 8-13-21.

Pell, J. K; Eilenberg, J; Hajek, A.E. and Steinkraus, D. C. 2001. Biology, ecology and

pest management potential of Entomophthorales. In: Butt TM, Jackson C, Magan, N.

(eds) Fungi as biocontrol agents. Progress, problems and potential. CAB International,

Wallingford, pp 71-153

Peña, j. and Mead, f. 1998. Florida Department of agriculture and consumer Services,

Division of Plant Industry. USA. University of Florida

Petch, T. 1925. Entomogenous fungi an their use in controlling insects pests. Bulletin

of the Departament of Agriculture, Ceylon no 71, Government Printer, Colombo, 40 p

Poinar, G. and Thomas, G. 1984. Laboratory guide to insect pathogens and parasites.

Plenun publishing corporation. New York. p. 392

Renwrantz, L. 1983. Involvemen of agglutinins (lectins) in invertebrate defence

reactions: the immuno-biological importante of carbohidrate-specific binding

molecules. Dev. Comp. Immunol. 7: 603-608

Reyes, J. 1991. Utilización de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y

Metarhizium anisopliae para el control de Alurnus humeralis (Rosemberg) en palma

africana. Tesis de Ingeniero Agrónomo, UTM p.45.

Romero, S. 1988. Hongos Fitopatógenos. Universidad Autónoma de Chapingo.

México. p. 296

Rosset, P. y Moore, M. 1998. La seguridad alimentaria y la producción local de

biopesticidas en Cuba Boletín del ILEIA Junio. P. 18-19.

Saini, E. y Alvarado, L. 2006. Insectos y Ácaros perjudiciales a los Cultivos de tomate

y pimiento y sus Enemigos Naturales. INTA, Publicación del instituto de

Microbiología y Zoología Agrícola- Nº 1, Castelar, Bs. As. p. 6

Samson, R.A. & Evans, H.C.1982. Two new Beauveria spp. From south America. J.

Invert. Path. 39: 93-97.

Sakimura, K; Nakahara, L. and Denmark, H. A. 1986. A thrips, Thrips palmi. Karny

(Thisanoptera: thripidea). Entomology Circular, Division of Plant Industry, Florida

Department of Agriculture and Consumer services. Nº 280. p. 4

48

Santoro, R. 1960. Notas de entomologia agrícola dominicana. Rep. Dominicana,

Secretaria de Estado de Agricultura y Comercio. 474 p.

Shah, P. A. Aebi, M, and Tour, U. 2002. Effects of constant and fluctuating

temperatures on sporulation and infection by the aphid-pathogenic fungus Pandora

neoaphidis. Entomol Exp Appl 103-257-266

Soper, R.S. 1974. The genus Massospora, entomopathogenic for cicadas. Part 1.

Taxonomy of the genus. Mycotaxon 1: 13-40

Travland, L.B. 1979. Initiation of infection of mosquito larvae (Culiseta inornata) by

Coelomomyces psorophorae. J. Invert. Path. 33: 95-105.

Umphlett, C.J. 1973. A note to identify a certain isolate of Lagenidium which Kills

mosquito larvae. Mycologia 65: 970-972

Valarezo, O. y Cañarte, E. 1997a. Manejo de Insectos-Plaga. Portoviejo, Ecuador, en;

Manual de Cultivo Hortícolas. E.E. Portoviejo, INIAP, p. 28-34

Valarezo, O. Cañarte, E. 1997b. Proyecto Integral Agrícola carrizal Chone. E.E.

Portoviejo, INIAP, Combate de Mosca Blanca en Tomate. p. 1-11

Valarezo, O; Cañarte, E; Navarrete, B; Arias, M; Jinés, A; Proaño, J; Garzón, A;

Porro, M. y Pisco, J; 2002. Recomendaciones para el manejo de “negrita” en tomate.

Convenio INIAP-PRONSA_CEDEGE. Departamento Nacional de Sanidad Vegetal.

Sección Entomología. Estación Experimental Portoviejo, Ecuador. Plegable

Divulgativo Nº 191

Valarezo. O. 2002. Manejo Sostenible de moscas blancas como plagas y vectores del

virus en el trópico. En Cabezas, L. El INIAP y la Cooperación Internacional. INIAP-

GTZ. Ecuador. p. 10

Vey, A. & Fargues, J. 1977. Histological and ultrastructural studies of Beauveria

bassiana infection in Leptinotarsa decemlineata larvae during ecdysis. J. Invert. Path.

31: 207-215.

Vivas, L. 2003. Identificación y evaluacion de hongos entomopatógenos en

Perkinsiella saccharicida (Kirk.) y Mahanarva andigena (Jacobi) en caña de azúcar.

Tesis de Maestria. UG – ESPOL. P. 26.

Wolcott, G. N. 1955. Entomologia economica puertorriqueña. Estación Experimental

Agrícola, Universidad de Puerto Rico. Boletín no. 125. 208 p.

Wraight, S. P; Jackson, M. A. and Kock, S. L. 2001. Production, stabilization and

formulation of fungal biocontrol agents. In Butt, T. M; Jackson, C. and Magan, N.

(eds) Fungi as Biological Control Agent: Progress, Problems and Potential. CABI

International. Fungi as Biocontrol Agents.

49

Zaccharuck, R.Y. 1970. Fine structure of the fungus Metarhizium anisopliae infecting

three species of larval Elateridae (Coleoptera) II. Conidial germ tubes and appressoria.

J. Invert Peth. 15: 372-396.

Zare, R; and Gams W. 2001. A revision of Verticillium sect. Prostata, 4. The genera

Lecanicillium and Simplicillium gen nov. Nova Hebwigia 73-1-50

50

IX. ANEXOS

Cuadro 1A. Porcentaje de mortalidad de Aphis gossypii causado por el hongo Entomophthoral en

condiciones de laboratorio, 2008.

Cuadro 2A. Porcentaje de mortalidad de P. longifila causado por el hongo con el hongo B. bassiana

en condiciones de laboratorio. 2008

Cuadro 3A. Porcentaje d e Mortalidad de P. longifila causado por el hongo L. lecanii en condiciones

de laboratorio. 2008

Dosis HORAS

Total 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240

1x104

0 0 2 2 0 0 1 0 0 0 5 B

1x106

0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 B

1x108

1 0 0 2 0 3 0 0 0 0 6 B

1x1010

0 0 6 2 3 12 4 2 29 5 63

A

1x100

0 0 0 2 5 4 2 0 1 0 14 B

Dosis

HORAS

Total 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240

1x104 0 0 0 12 0 0 1 2 1 0 16 AB

1x106 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 B

1x108 0 0 0 0 3 1 3 0 0 1 8 AB

1x1010

0 0 0 5 4 1 5 6 1 0 22 A

1x100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 B

Dosis

HORAS

Total 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240

1x104

0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 3 B

1x106

0 0 0 0 0 0 7 4 1 0 12 B

1x108

0 1 1 3 5 5 11 0 5 0 31 A

1x1010

0 3 0 1 0 1 0 0 0 0 5 B

1 x100

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 B

51

Cuadro 4A. Porcentaje de daño de negrita en tomate en condiciones de invernadero. E.E.L.S. 2008-

2009.

Tratamientos Repeticiones Daño de

negrita

Rango

I II III

T1= Beauveria bassiana 1 X 106

47,62 9,52 23,81 26,98 B

T2= Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 23,81 61,90 52,98 46,03 AB

T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 38,10 71,40 57,14 55,56 AB

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 33,33 52,38 14,29 33,33 B

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 47,62 57,14 57,14 53,97 A

T6= Entomophthoral 1 x 10⁸ 57,14 61,90 52,38 57,14 AB

T7= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶ 76,19 66,67 57,14 66,67 AB

T8= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 4,76 76,19 57,14 39,68 AB

T9= Phytosect 33,33 38,10 33,33 34,92 AB

T10= Testigo convencional 52,38 80,95 42,86 58,73 AB

T11= Testigo absoluto 28,57 52,38 61,90 47,62 AB

ANALISIS DE VARIANZA

Grados de suma de Cuadrados F-Cal F. tabla

F de V libertad cuadrados medios

------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 8.53 4.265 2.01 0.1607

Tratamientos 10 27.96 2.796 1.32 0.2877

Error 20 42.52 2.126

------------------------------------------------------------------------

Total 32 79.01

------------------------------------------------------------------------

Gran medias= 6.807 Gran Suma= 224.640 Total casos= 33

Coeficiente de Variación= 21.42%

52

Cuadro 5A. Porcentajes de larvas de negrita en tomate en condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-

2009.

Tratamientos R I R II R III Negritas vivas Rango


0,00 0,00 0,00 0,00 E

T2= Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 0,00 0,00 4,76 1,59 BCD

T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 0,00 9,52 0,00 3,17 ABC

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 0,00 0,00 0,00 0,00 DE

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 9,52 4,76 0,00 4,76 ABC


T7= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶ 0,00 0,00 4,76 1,59 A

T8= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 0,00 4,76 0,00 1,59 BCDE

T9= Phytosect 4,76 0,00 0,00 1,59 CDE

T10= Testigo convencional 4,76 0,00 0,00 1,59 AB

T11= Testigo absoluto 0,00 0,00 9,52 3,17 ABCD




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 6 78.64 13.106 3.21 0.0084

Tratamientos 10 18.19 1.819 0.45 0.9172

Error 60 244.67 4.078

------------------------------------------------------------------------

Total 76 341.50

------------------------------------------------------------------------

Gran medias = 5.948 Gran Suma = 457.993 Total casos = 77

Coeficiente de Variación = 33.95%

53

Cuadro 6A. Porcentajes de moscas blancas vivas en tomate en condiciones de invernadero E.E.L.S.

2008-2009.

Tratamientos R I R II R III Mosca blanca

vivas

Rango


85,71 52,38 42,86 61,91 B


T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 61,90 90,48 80,95 77,78 A

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 71,43 76,19 85,19 77,78 A

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 80.95 76,19 66,67 74,61 B




T9= Phytosect 33,33 90,48 80,95 68,26 AB

T10= Testigo convencional 85,71 100,00 85,71 90,48 A





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 5.20 2.602 1.47 0.2528

Tratamientos 10 21.27 2.127 1.21 0.3445

Error 20 35.29 1.765

------------------------------------------------------------------------

Total 32 61.77

------------------------------------------------------------------------



54

Cuadro 7A Porcentajes de mosca blancas muertas en tomate en condiciones de invernadero E.E.L.S.

2008-2009.

Tratamientos R I R II R III Moscas blancas

muertas

Rango


0,00 0,00 0,00 0,00 B


T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 4,76 19,05 9,52 9,52 AB

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 4,76 9,52 14,29 9,52 AB

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 0,00 0,00 0,00 0,00 AB



T8= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 0,00 14,29 0,00 4,76 B

T9= Phytosect 4,76 9,52 0,00 4,76 B


T11= Testigo absoluto 0,00 23,81 0,00 7,94 C




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 6 247.64 41.273 6.09 0.0001

Tratamientos 10 115.80 11.580 1.71 0.0997

Error 60 406.72 6.779

------------------------------------------------------------------------

Total 76 770.16

------------------------------------------------------------------------



55

Cuadro 8A. Porcentaje de daño de minador en tomate en condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-

2009.

Tratamientos R I R II R III Daño de

minador

Rango


28,57 4,76 4,76 12,7 DE

T2= Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 0,00 0,00 38,10 12,7 E

T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 0,00 28,57 19.05 15,87 DE

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 28,57 42,86 28,57 33,33 ABC

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 14,29 23,81 14,29 17,46 CDE

T6= Entomophthoral 1 x 10⁸ 19,05 23,81 23,81 25,4 BCD

T7= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁶ 28,57 28,57 4,76 20,63 BCDE

T8= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 4,76 57,14 14,29 25,4 BCDE

T9= Phytosect 4,76 4,76 23,81 11,11 DE


T11= Testigo absoluto 9,52 57.14 57,14 41,27 AB




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 6 529.00 88.167 11.51 0.0000

Tratamientos 10 310.45 31.045 4.05 0.0003

Error 60 459.60 7.660

------------------------------------------------------------------------

Total 76 1299.05

------------------------------------------------------------------------



56

Cuadro 9A. Porcentaje de áfidos vivos en pimiento en condiciones de invernadero E.E.L.S. 2008-

2009.




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 6 47.48 7.913 3.01 0.0122

Tratamientos 10 65.49 6.549 2.49 0.0142

Error 60 157.52 2.625

------------------------------------------------------------------------

Total 76 270.49

------------------------------------------------------------------------



Tratamientos R I R II R III Áfidos

vivos

Rango


0,00 0,00 0,00 0,00 B

T2= Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 19,05 0,00 0,00 6,35 A

T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 0,00 19,05 0,00 6,35 A

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 0,00 0,00 0,00 0,00 B

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 0,00 0,00 0,00 0,00 B

T6= Entomophthoral 1 x 10⁸ 0,00 0,00 0,00 0,00 B



T9= Phytosect 0,00 0,00 0,00 0,00 B

T10= Testigo convencional 0,00 0,00 0,00 0,00 B

T11= Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0,00 B

57

Cuadro 10A. Porcentaje de mosca blancas vivas en pimiento en condiciones de invernadero E.E.L.S.

2008-2009.


vivas

Rango


19,05 23,81 42,86 28,57 AB

T2= Beauveria bassiana 1 X 10⁸ 28,57 33,33 42,86 34,92 A

T3= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁶ 19,05 14,29 23,81 19,05 BC

T4= Lecanicillium lecanii 1 x 10⁸ 33,33 38,10 38,10 36,51 A

T5= Entomophthoral 1 x 10⁶ 23,81 52,38 23,81 33,33 AB



T8= Metarhizium anisopliae 1 x 10⁸ 19,05 14,29 42,86 25,4 ABC

T9= Phytosect 38,10 0,00 14,29 17,46 C

T10= Testigo convencional 33,33 28,57 14,29 25,4 ABC

T11= Testigo absoluto 19,05 52,38 4,76 25,4 ABC




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 0.17 0.085 0.04 0.9590

Tratamientos 10 14.70 1.470 0.73 0.6892

Error 20 40.29 2.015

------------------------------------------------------------------------

Total 32 55.16

------------------------------------------------------------------------



58

Cuadro 11A. Porcentaje de daños de negritas en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Daño

negrita

Rango

T1= Mezcla de hongos cada 5 días 34,46 27,22 53,89 38,52 A


T3= Mezcla de hongos cada 15 días 30,56 33,00 38,33 33,96 AB

T4= Mezcla de hongos cada 20 días 38,89 22,78 33,33 31,67 B

T5= Phytoset cada 10 días 30,00 30,56 35,56 42,82 C

T6= Phytoset cada 15 días 37,78 37.22 37,78 50,12 C





------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 4.44 2.220 7.46 0.0079

Tratamiento 6 2.75 0.459 1.54 0.2466

Error 12 3.57 0.298

------------------------------------------------------------------------

Total 20 10.76

------------------------------------------------------------------------



59

Cuadro 12A. Porcentaje de negritas vivas en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Negritas

vivas

Rango





T5= Phytoset cada 10 días 3,33 1,11 2,22 2,96 AB


T7= Testigo absoluto 5,00 5,56 1,67 3,21 A




------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 0.45 0.226 2.69 0.1080

Tratamiento 6 5.41 0.902 10.75 0.0003

Error 12 1.01 0.084

------------------------------------------------------------------------

Total 20 6.87

------------------------------------------------------------------------



60

Cuadro 13A. Porcentaje de daños de minador en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Daño de

minador

Rango

T1= Mezcla de hongos cada 5 días 8,33 4,44 7,22 6,66 BC

T2= Mezcla de hongos cada 10 días 6,67 3,89 11,67 7,41 BC

T3= Mezcla de hongos cada 15 días 18,78 6.67 8,33 11,26 B


T5= Phytoset cada 10 días 10,72 3,33 6,67 10,12 BC

T6= Phytoset cada 15 días 4,44 4,44 2,78 11,85 CD

T7= Testigo absoluto 1,11 2,22 2,78 5,93 D


Grados de suma de Cuadrados F-Cal F tabla


------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 1.16 0.580 1.56 0.2507

Tratamiento 6 13.21 2.202 5.91 0.0045

Error 12 4.47 0.372

------------------------------------------------------------------------

Total 20 18.84

------------------------------------------------------------------------



61

Cuadro 14A. Porcentaje de minadores vivos en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Minador

vivo

Rango











------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 0.72 0.359 0.84 0.4568

Tratamiento 6 2.21 0.368 0.86 0.5516

Error 12 5.15 0.429

------------------------------------------------------------------------

Total 20 8.07

------------------------------------------------------------------------

Gran medias = 2.701 Gran Suma= 56.730 Total casos = 21


62

Cuadro 15A. Porcentaje de moscas blancas vivas en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.


viva

Rango







T7= Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0 C




------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 0.10 0.050 1.01 0.3921

Tratamiento 6 0.69 0.115 2.35 0.0984

Error 12 0.59 0.049

------------------------------------------------------------------------

Total 20 1.38

------------------------------------------------------------------------



63

Cuadro 16A. Porcentaje de chinche de encaje en tomate en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Chinche de

encaje

Rango





T5= Phytoset cada 10 días 47,22 50,00 50,00 49,07 A






------------------------------------------------------------------------

Repetición 2 0.14 0.071 2.96 0.0900

Tratamiento 6 193.63 32.271 1338.08 0.0000

Error 12 0.29 0.024

------------------------------------------------------------------------

Total 20 194.06

------------------------------------------------------------------------



64

Cuadro 17A. Porcentaje de áfidos vivos en pimiento en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III áfidos vivos Rango






T6= Phytoset cada 15 días 30,56 19,44 25,00 25 B

T7= Testigo químico 16,67 33,33 19,44 23,15 AB





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 2.18 1.090 1.68 0.2225

Tratamientos 7 8.79 1.255 1.93 0.1398

Error 14 9.11 0.650

------------------------------------------------------------------------

Total 23 20.08

------------------------------------------------------------------------



65

Cuadro 18A. Porcentaje de áfidos muertos en pimiento en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Áfidos muertos Rango






T6= Phytoset cada 15 días 2,78 0,00 0,00 0,93 B

T7= Testigo químico 5,56 2,78 0,00 2,78 B





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 19.83 9.917 2.95 0.0852

Tratamientos 7 21.77 3.110 0.93 0.5163

Error 14 47.05 3.360

------------------------------------------------------------------------

Total 23 88.65

------------------------------------------------------------------------



66

Cuadro 19A. Porcentaje de moscas blancas vivas en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.


vivas

Rango





T5= Phytosect cada 10 días 22,22 19,44 36,11 25,93 B







------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 3.64 1.822 3.10 0.0770

Tratamientos 7 7.00 1.000 1.70 0.1885

Error 14 8.24 0.588

------------------------------------------------------------------------

Total 23 18.88

------------------------------------------------------------------------



67

Cuadro 20A. Porcentaje de mosca blanca muerta en pimiento en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos

R I R II R III Mosca blanca

muerta Rango





T5= Phytosect cada 10 días 2,78 2,78 5,56 3,71 AB

T6= Phytosect cada 15 días 2,78 5,56 13,89 7,41 AB

T7= Testigo químico 8,33 0,00 11,11 6,48 AB





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 8.52 4.259 1.08 0.3674

Tratamientos 7 42.18 6.026 1.52 0.2379

Error 14 55.39 3.957

------------------------------------------------------------------------

Total 23 106.09

------------------------------------------------------------------------



68

Cuadro 21A. Porcentaje de trips vivos en pimiento en condiciones de campo E.E.L.S. 2009.

Tratamientos R I R II R III Trips vivos Rango

T1= Mezcla de hongos cada 5 días 8,33 16,67 11,11 12,04 C


T3= Mezcla de hongos cada 15 días 5,56 11,11 8,33 8,33 CD

T4= Mezcla de hongos cada 20 días 2,78 8,33 2,78 4,63 D

T5= Phytosect cada 10 días 33,33 36,11 30,56 33,33 A


T7= Testigo químico 5,56 0,00 11,11 5,56 D

T8= Testigo absoluto 11,11 13,86 19,44 14,81 BC




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 0.49 0.243 0.34 0.7194

Tratamientos 7 30.50 4.357 6.05 0.0022

Error 14 10.09 0.721

------------------------------------------------------------------------

Total 23 41.08

------------------------------------------------------------------------



69

Cuadro 22A. Porcentaje de daño de negrita en tomate en condiciones de campo UPSE. 2009.

Tratamiento R I R II R III Daño de

negrita

Rango








T8= Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0 A




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 16.39 8.197 1.70 0.2175

Tratamientos 7 31.20 4.458 0.93 0.5154

Error 14 67.32 4.809

------------------------------------------------------------------------

Total 23 114.92

------------------------------------------------------------------------



70

Cuadro 23A. Porcentaje de moscas blancas vivas en tomate en condiciones de campo UPSE. 2009.

Tratamiento R I R II R III Mosca

blanca

vivas

Rango





T5= Phytosect cada 10 días 100,00 100,00 95,24 98,41 C

T6= Phytosect cada 15 días 100,00 100,00 100,00 100,00 D

T7= Testigo químico 100,00 100,00 100,00 100,00 E

T8= Testigo absoluto 100,00 100,00 100,00 100,00 E




------------------------------------------------------------------------

Repetición 6 0.37 0.061 1.35 0.2586

Tratamientos 7 0.17 0.024 0.53 0.8086

Error 42 1.92 0.046

------------------------------------------------------------------------

Total 55 2.46

------------------------------------------------------------------------



71

Cuadro 24A. Porcentaje de moscas blancas muertas en tomate en condiciones de campo UPSE. 2009.

Tratamiento R I R II R III Muertas Rango







T7= Testigo químico 14,29 14,29 14,29 14,29 A





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 0.03 0.014 0.04 0.9624

Tratamientos 7 41.95 5.993 17.01 0.0000

Error 14 4.93 0.352

------------------------------------------------------------------------

Total 23 46.91

------------------------------------------------------------------------



72

Cuadro 25A. Porcentaje de minadores vivos en tomate en condiciones de campo UPSE. 2009.

Tratamiento R I R II R III Minadores

vivos

Rango

T1= Mezcla de hongos cada 5 días 14,29 19,05 19,05 17,46 E

T2= Mezcla de hongos cada 10 días 19,05 19,05 19,05 19.05 DE


T4= Mezcla de hongos cada 20 días 14,29 33,33 23,81 23,81 D



T7= Testigo químico 57,14 66,67 61,90 61,91 A





------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 2.08 1.042 3.60 0.0549

Tratamientos 7 60.53 8.647 29.83 0.0000

Error 14 4.06 0.290

------------------------------------------------------------------------

Total 23 66.67

------------------------------------------------------------------------



73

Cuadro 26A. Porcentaje de Spodopteras vivas en tomate en condiciones de campo UPSE. 2009.

Tratamiento R I R II R III Spodopteras

vivas

Rango




T4= Mezcla de hongos cada 20 días 9.52 14,29 19,05 14,29 B




T8= Testigo absoluto 9,52 28,57 14,29 17,46 B




------------------------------------------------------------------------

Repeticiones 2 1.87 0.937 1.56 0.2452

Tratamientos 7 4.79 0.685 1.14 0.3946

Error 14 8.43 0.602

------------------------------------------------------------------------

Total 23 15.09

------------------------------------------------------------------------



Documents

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE …repositorio.educacionsuperior.gob.ec/bitstream/28000/969/1/P... · objeto de control ... Porcentajes promedios de insectos vivos y daños en