UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO ......El suscrito, Ing. For. Rolando Manuel López Tobar, Docente de la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, certifica que el Estudiante

UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO

FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES

ESCUELA DE INGENIERÍA FORESTAL

Proyecto de Investigación previo a la

obtención del título de Ingeniera

Forestal

Proyecto de investigación:

“DESINFECCIÓN DE SUSTRATOS PARA EL CONTROL DE FITOPATÓGENOS EN LA

GERMINACIÓN Y DESARROLLO DE PLÁNTULAS DE Ochroma pyramidale (Cav. Ex.

Lam.)Urb. (balsa) A NIVEL DE VIVERO”

Autor:

VILLVICENCIO MURILLO MAROLI MABEL

Director del Proyecto de Investigación:

ING. FOR. LOPEZ TOBAR ROLANDO MANUEL MSC.

QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR

2019

ii

Declaración de Autoría y Cesión de Derechos

Yo, Maroli Mabel Villavicencio Murillo , declaro bajo juramento que el trabajo aquí descrito

es de mi autoría; el cual no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación

profesional y que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este

documento.

La Universidad Tecnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos correspondientes

a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su Reglamento y

por la normatividad institucional vigente.

-------------------------------------------------------

Maroli Mabel Villavicencio Murillo

iii

Certificación del Director de Proyecto de Investigación

El suscrito, Ing. For. Rolando Manuel López Tobar, Docente de la Universidad Técnica

Estatal de Quevedo, certifica que el Estudiante Maroli Mabel Viilavicencio Murillo , realizó

el Proyecto de Investigación de grado titulado Desinfección de sustratos para el control de

fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav.

Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero. previo a la obtencion del título de Ingeniero Forestal,

bajo mi dirección, habiendo cumplido con todas las disposiciones reglamentarias establecidas

para el efecto.

---------------------------------------------------

Ing. For. Rolando Manuel López Tobar

DIRECTOR DEL PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

iv

UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO

FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES

CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL

PROYECTO DE INVESTIGACIÓN:

Desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y

desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav. Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de

vivero.

Presentado al Consejo Directivo como requisito previo a la obtención del Título de Ingeniera Forestal:

APROBADO POR:

Ing. Carlos Belezaca P. Ph.D.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Ing. Nicolás Cruz, Ph.D. Ing. Enrique Nieto, Ph.D.

INTEGRANTE DEL TRIBUNAL INTEGRANTE DEL TRIBUNAL

Quevedo - Los Ríos - Ecuador

2019

v

AGRADECIEMIENTO

A Dios, todo poderoso, que me ha conservado con vida, salud, me dio inteligencia, y ha guiado,

cuidado de mí hasta hoy.

A mis padres, por su dedicación y amor incondicional, y a mis abuelos por brindarme su ayuda

y su amor, y a mis hermanos y mi sobrina.

A la escuela de Ingeniería Forestal, Facultad de Ciencias Ambientales, por darme la

oportunidad de formarme académicamente y culminar mis estudios.

A mi tutor Ing. Rolando López Tobar y mis docentes Dr. Carlos Belezaca Pinargote, Ing. Edwin

Jiménez, Ing. Pedro Suatunce, gracias por su ayuda brindada.

A la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A., por haberme facilitado sus

instalaciones para realizar este trabajo de investigación, de esta manera muy especial mi gratitud

al Ing. Marcelino Guachambala, gerente del departamento de Genética, a la Ing. Cinthia

Zambrano, Ing. Bernardo Castro, Ing. Geovanna Loor, por depositar su confianza en mí y por

su ayuda para realizar este proyecto.

Al Ing. Ricardo Paredes, Jefe de vivero, quien me ayudó mucho con el proyecto de

investigación y al personal de trabajo de vivero quienes forman parte de este proyecto por su

ayuda incondicional en especial el Sr. Marcelo.

A mis compañeros tesistas Henry Huaraca, Nicolás Yépez, Erick Pinargote, Kevin Villacis

gracias por acompañarme día a día y por brindarme su amistad.

A mis compañeros y amigos Ximena C, Derian S, Kevin A, Danny S, Mery A, María L, Jennifer

M, Kevin P, Cristian A, Paulo I, Angie S, Joselyn Q, Karla L, Luis C, Mariela M, Rony S, Jean

Pierre S .

A mi mejor amigo Jefferson Castro, gracias por siempre estar conmigo, escucharme y ayudarme

cuando lo necesito siempre estaré agradecida te quiero 3 millones.

vi

DEDICATORIA

A Dios, por permitirme alcanzar esta meta que es muy importante para mí y

gracias por darme paciencia y sabiduría para poder triunfar en la vida

profesional.

A mis queridos padres, Rodolfo Samuel Villavicencio Suarez y Fabiola del

Rosario Murillo Cercado, y mi querido hermano Elkin Rodolfo Villavicencio

Murillo y a la niña de mis ojos mi Génesis Fabiana Villavicencio Murillo y

Adriana Annabelle Villavicencio Murillo por brindarme su amor y su apoyo

durante este camino muy difícil y de lucha, a mis abuelitos queridos que siempre

me apoyan y me apoyaran gracias por darme buenos consejos y todo el amor

del mundo son mis segundos padres viviré siempre agradecida.

vii

RESUMEN EJECUTIVO

La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A COMPOSITIES S.A,

ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la provincia de los Ríos. Se planteó determinar

el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium

spp bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se procedió a desinfectar

los sustratos Compost de balsa convencional y Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid

y tindalización, se realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron

las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA),

cada tratamiento estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de

84 cavidades cada una. En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables

fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7 plantas por bandeja). La

menor carga microbiana (bacteria y hongos), se registró en el sustrato Suelo puro con basamid.

La mejor desinfección de sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid

en proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El mayor porcentaje

de germinación fue notable en compost de balsa con desinfección a tindalización con un

porcentaje de 99,49%. En el análisis de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron

3 y 9.

Palabras claves: desinfección, balsa, sustrato, tratamiento.

viii

ABSTRACT

The present investigation was carried out in the company PLANTABAL 3A COMPOSITIES

S.A, located in the canton Quevedo, belonging to the province of Los Ríos. It was proposed to

determine the treatment with greater efficacy in the disinfection of substrate for the control of

Fusarium spp under greenhouse in the balsa seedbed (Ochroma pyramidale). We proceeded to

disinfect the substrates Compost of conventional raft and Substrate of pure earth, by means of

steam, basamid and tindalization, analyzes of soil and microbial load were carried out, and

finally the balsa seeds were sown. The 19 treatments were distributed in a complete randomized

design (DCA), each treatment consisted of 1176 balsa seedlings distributed in 14 trays of 84

cavities each. In plants of 3.5 weeks of germination, phenotypic variables were evaluated, and

for the effect, 98 plants were used per treatment (7 plants per tray). The lowest microbial load

(bacteria and fungi) was recorded in the substrate Pure soil with basamid. The best substrate

disinfection was determined in balsa compost with basamid disinfection in proportion (400 g /

m3), surpassing the pure balsa compost (control). The highest percentage of germination was

remarkable in balsa compost with disinfection to tindalization with a percentage of 99.49%. In

the analysis of phenotypic variables, the best treatments were 3 and 9

Keywords: disinfection, raft, substrate, treatment.

ix

Índice

Contenido Págs.

Declaración de Autoría y Cesión de Derechos ........................................................................... ii

Certificación del Director de Proyecto de Investigación .......................................................... iii

AGRADECIEMIENTO ............................................................................................................. v

DEDICATORIA ........................................................................................................................ vi

RESUMEN EJECUTIVO ........................................................................................................ vii

ABSTRACT ............................................................................................................................ viii

Índice ......................................................................................................................................... ix

Índice de cuadros ...................................................................................................................... xii

Índice de gráficos .................................................................................................................... xiii

Código Dublín ......................................................................................................................... xiv

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................... 1

CAPÍTULO I ............................................................................................................................ 3

CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN ....................................................... 3

1.1. Problematización de la Investigación .............................................................................. 4

1.1.1. Diagnóstico .................................................................................................................. 4

1.1.2. Pronóstico .................................................................................................................... 4

1.1.3. Formulación del problema ........................................................................................... 4

1.1.4. Sistematización ............................................................................................................ 4

1.2. Objetivos ......................................................................................................................... 5

1.2.1. General ......................................................................................................................... 5

1.2.2. Específicos ................................................................................................................... 5

1.3. Justificación ..................................................................................................................... 5

CAPÍTULO II ........................................................................................................................... 6

FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA INVESTIGACIÓN .......................................... 6

2.1. Marco Conceptual ........................................................................................................... 7

2.1.1. Sustrato ........................................................................................................................ 7

2.1.2. Características del sustrato .......................................................................................... 7

2.1.2.1. Propiedades físicas ................................................................................................... 7

2.1.2.3. Otras propiedades ..................................................................................................... 8

2.1.3. Funciones del sustrato ................................................................................................. 8

x

2.1.4. Mezclas del sustrato ..................................................................................................... 9

2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato ................................................................. 10

2.1.5.1. Compost de balsa ................................................................................................... 10

2.1.5.2. Tierra Pura ............................................................................................................. 10

2.1.6. Finalidad del sustrato ................................................................................................. 10

2.1.7. Desinfección de sustratos .......................................................................................... 11

2.1.8. Vapor ......................................................................................................................... 11

2.1.9. Basamid ..................................................................................................................... 11

2.1.9.1. Dosificación ........................................................................................................... 12

2.1.10. Tindalización ............................................................................................................. 12

2.1.11. Patógenos ................................................................................................................... 13

2.1.11.1. Fusarium spp. ........................................................................................................ 13

2.1.11.2. Phytophthora spp. .................................................................................................. 13

2.1.12. Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb ........................................................ 14

2.1.12.1. Descripción taxonómica ......................................................................................... 14

2.1.12.2. Descripción botánica .............................................................................................. 14

2.1.12.3. Ecología ................................................................................................................. 15

2.1.12.4. Distribución ............................................................................................................ 16

2.1.12.5. Características edafoclimaticas .............................................................................. 16

2.1.12.6. Usos de la madera .................................................................................................. 16

2.1.13. Productos químicos.................................................................................................... 17

2.1.13.1. Bacthon .................................................................................................................. 17

2.1.13.2. Tricho-D ................................................................................................................. 17

2.1.13.3. Micosplag ............................................................................................................... 18

2.1.13.4. Bionutrientes .......................................................................................................... 18

2.2. Marco Referencial ......................................................................................................... 19

CAPÍTULO III ....................................................................................................................... 21

METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................... 21

3.1. Materiales y métodos .................................................................................................... 22

3.1.1. Localización del área a evaluar ................................................................................. 22

3.1.2. Materiales .................................................................................................................. 23

3.1.2.1. Materiales de campo .............................................................................................. 23

3.1.2.2. Materiales de oficina .............................................................................................. 23

3.1.2.3. Software ................................................................................................................. 24

xi

3.2. Tipo de investigación .................................................................................................... 24

3.3. Metodología .................................................................................................................. 24

3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental ......................................................................... 24

3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados ...................................................................... 26

3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego ...................................................... 27

3.3.1.3. Variables estudiadas ............................................................................................... 27

3.3.2. Análisis estadístico .................................................................................................... 28

CAPÍTULO IV ....................................................................................................................... 30

RESULTADOS Y DISCUSION ............................................................................................ 30

4.1. Análisis de suelo referente a carga microbiana ............................................................. 31

4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo ...................................................... 31

4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo ......................................................... 31

4.2. Análisis de variables fenotípicas ................................................................................... 32

4.2.1. Altura ......................................................................................................................... 32

4.2.2. Diámetro .................................................................................................................... 33

4.2.3. Largo de tallo ............................................................................................................. 34

4.2.4. Peso de tallo ............................................................................................................... 36

4.2.5. Peso de raíz ................................................................................................................ 37

4.2.6. Peso de hoja ............................................................................................................... 38

4.2.7. Porcentaje de germinación de Balsa .......................................................................... 39

4.3. Análisis del suelo .......................................................................................................... 39

4.3.1. Carga eléctrica y nitrógeno total orgánico ................................................................. 40

4.3.2. Aniones ...................................................................................................................... 40

4.3.3. Cationes ..................................................................................................................... 40

4.3.4. Micro elementos ........................................................................................................ 40

4.4. Discusión ....................................................................................................................... 43

CAPITULO V ......................................................................................................................... 45

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................................................... 45

5.1. Conclusiones ................................................................................................................. 46

5.2. Recomendaciones .......................................................................................................... 47

CAPITULO VI ....................................................................................................................... 48

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ................................................................................. 48

6. Bibliografía ....................................................................................................................... 49

CAPITULO VII ...................................................................................................................... 52

xii

ANEXOS ................................................................................................................................. 52

Índice de cuadros

Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de

balsa a nivel de vivero. ............................................................................................................. 25

Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale (cm) de 3.5 semanas de edad en

sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes + bacterias.

Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias

estadísticamente similares (P

xiii

Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican medias

estadísticamente similares (P

xiv

Código Dublín

Título:

Desinfección de sustratos para el control de fitopatógenos en la

germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (Cav.

Ex.Lam.)Urb. (balsa) a nivel de vivero.

Autora: Villavicencio Murillo Maroli Mabel

Palabras claves: Desinfección Balsa Sustrato Tratamiento Fitopatógenos

Fecha de publicación:

Editorial: FCAMB; Carrera de Ingeniería Forestal; Villavicencio , M.

Resumen:

La presente investigación se realizó en la empresa PLANTABAL 3A

COMPOSITIES S.A, ubicada en el cantón Quevedo, perteneciente a la

provincia de los Ríos. Se planteó determinar el tratamiento con mayor

eficacia en la desinfección de sustrato para el control de Fusarium spp

bajo invernadero en el semillero de balsa (Ochroma pyramidale). Se

procedió a desinfectar los sustratos Compost de balsa convencional y

Sustrato de tierra pura, mediante vapor, basamid y tindalización, se

realizaron análisis de suelo y carga microbiana, y por último se sembraron

las semillas de balsa. Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño

completo al azar (DCA), cada tratamiento estuvo constituido por 1176

plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de 84 cavidades cada una.

En plantas de 3.5 semanas de germinación, se evaluaron variables

fenotípicas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7

plantas por bandeja). La menor carga microbiana (bacteria y hongos), se

registró en el sustrato Suelo puro con basamid. La mejor desinfección de

sustrato se determinó en compost de balsa con desinfección basamid en

proporción (400 g / m3), superando al compost de balsa pura (testigo). El

mayor porcentaje de germinación fue notable en compost de balsa con

desinfección a tindalización con un porcentaje de 99,49%. En el análisis

de variables fenotípicas, los mejores tratamientos fueron 3 y 9.

Descripción: 62 Hojas: dimensiones, 29 x 21 cm + CD-ROM

URI:

1

INTRODUCCIÓN

Ochroma pyramidale, comúnmente conocida como balsa, es una especie forestal y

maderera, que se cultiva de manera natural y por reforestación, especialmente en la selva

sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y maderables de mayor

aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de importancia en la

economía de nuestro país. En el comercio internacional se conoce por su nombre común de

balso ecuatoriano. La especie ha alcanzado un alto nivel de desarrollo, desde su reforestación

hasta su posterior transformación, convirtiéndola en la madera de balsa de mayor calidad a

nivel mundial (Gonzáles et al., 2010).

En la actualidad, Ecuador posee, más de 20 mil hectáreas de plantaciones entre bosques

naturales y reforestados. Siendo las zonas de mayor producción las provincias del Guayas,

El Oro, Los Ríos y Pichincha (Gonzáles et al., 2010).

En nuestro país apenas 10 por ciento es utilizado para elaborar artesanías caseras, mientras

que el 90 por ciento se exporta principalmente a Estados Unidos y Comunidad Económica

Europea en forma de tableros, láminas, bloques y madera aserrada (Gonzáles et al , 2010).

La germinación de las semillas es un proceso fisiológico complejo causado por inhibición

de agua después de los posibles mecanismos de latencia. La variación y la velocidad de la

germinación total ocurren en la mayoría de las especies que se reproducen por semillas. La

variación existe entre poblaciones y entre semillas de la misma planta. Los mecanismos que

regulan el inicio de la germinación están bajo presiones selectivas; así; la variación de la

capacidad germinativa entre y dentro de las especies se interpreta como una adaptación a las

condiciones específicas del hábitat local y regional (Jiménez et al., 2017).

La Ventaja de cultivar en invernadero es controlar con precisión el suministro de insumos

de acuerdo al desarrollo fenológico, manejar las condiciones de temperatura, ventilación,

humedad, luminosidad, bióxido de carbono, control de organismos nocivos, etc. El resultado

final se traduce en una mejor productividad, mayor rendimiento, sin embargo, así como los

invernaderos propician condiciones óptimas para el desarrollo de los cultivos también

aportan las condiciones ideales para la proliferación de enfermedades (Aguirre, 2013).

2

El componente biológico, posible causal de una enfermedad puede estar asociado a la

presencia de un hongo que son los organismos más frecuentes, que pueden ocasionar

enfermedades a la plántula, o actuar como vectores de otros organismos dañinos, por ello es

necesario conocer su ciclo de vida para un efectivo diagnóstico.

Respecto a la germinación y crecimiento de la balsa con la aplicación de diversos sustratos,

se cuenta con información moderada que ratifiquen los resultados de estos tratamientos, por

lo cual el presente estudio se refiere a la búsqueda de un mejor sustrato y tratamiento pre-

germinativo que ayude a la producción de esta especie de forma cuali - cuantitativa (Jiménez

et al., 2017).

CAPÍTULO I

CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN

4

1.1. Problematización de la Investigación

1.1.1. Diagnóstico

Se desconoce cuál es el método de desinfección más eficiente para sustrato que se aplicara

en Ochroma pyramidale (balsa).

1.1.2. Pronóstico

Se pronostica que existe un método de desinfección para evitar Fitopatógenos y obtener un

buen desarrollo en Ochroma pyramidale (balsa).

1.1.3. Formulación del problema

¿Qué tipo de procedimiento se debe de realizar para obtener el mejor método de desinfección

de sustratos para el control de Fitopatógenos en la germinación y desarrollo de plántulas de

Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero?

1.1.4. Sistematización

¿Cuáles son los tratamientos con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el

control de Fusarium spp y Phythopthora en el semillero de balsa?

¿Cuál es el crecimiento de Ochroma pyramidale (balsa) bajo invernadero?

5

1.2. Objetivos

1.2.1. General

Establecer métodos de desinfección de sustratos para el control de Fitopatógenos en la

germinación y desarrollo de plántulas de Ochroma pyramidale (balsa) a nivel de vivero.

1.2.2. Específicos

Determinar el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección de sustratos para el

control de Fusarium spp y Phythopthora en semilleros de balsa (Ochroma

pyramidale) bajo invernadero.

Evaluar el crecimiento de balsa (Ochroma pyramidale) bajo invernadero.

1.3. Justificación

La balsa al ser una especie comercial a nivel nacional e internacional, genera un alto valor

comercial y un gran aporte económico para el país, gracias a su exportación y de la misma

manera incrementa la superficie plantada en el desarrollo forestal, generando empleo.

La complejidad de la enfermedad y los diferentes agentes que se pueden desencadenar ha

hecho necesario revisar los procesos de producción de las plántulas de balsa, atribuyendo la

presencia del daño fisiológico en el tallo de la balsa por donde ingresan agentes patógenos

por lo cual, se realizará principalmente una desinfección del sustrato para reducir o eliminar

los agentes causales.

En la presente investigación se evaluaron diferentes métodos de desinfección de los sustratos

y se evaluara la germinación y crecimiento inicial de ochroma pyramidale a nivel de vivero.

Al aplicar los métodos de desinfección de sustratos se buscó reducir el porcentaje de

incidencia de fusarium sp, la cual se traducirá para la producción de las plántulas.

CAPÍTULO II

FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA

INVESTIGACIÓN

7

2.1. Marco Conceptual

2.1.1. Sustrato

Un sustrato es la mezcla de distintos materiales utilizados en un vivero, entre los que

encontramos: tierra vegetal, tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra del lugar. El

sustrato de almacigo es el medio en el cual germinarán las semillas. Este debe ser un material

fino, poroso, suelto y liviano, de tal manera que permita una buena formación de la raíz un

sustrato adecuado es aquel que elimina o minimiza los efectos de los problemas en la

producción de plantas. El sustrato de los almácigos debe presentar textura franco arenosa,

los envases deben presentar consistencia adecuada para mantener la semilla en su sitio el

volumen no debe variar drásticamente con los cambios de humedad, textura media para

asegurar un drenaje adecuado y buena capacidad de retención de humedad, fertilidad

adecuada, libre de sales y materia orgánica (Miriam, 2014).

2.1.2. Características del sustrato

El mejor sustrato de cultivo para cada caso concreto, variará de acuerdo con numerosos

factores: tipo de material vegetal con el que se trabaja (semillas, plantas, estacas, etc.),

especie vegetal, condiciones climáticas, sistemas y programas de riego y fertilización,

aspectos económicos, etc. Las plantas pueden ser sostenidas y cultivadas en diferentes tipos

de materiales. De hecho, las plantas pueden ser cultivadas y sobrevivir en cualquier medio

de cultivo si las raíces pueden penetrar en el sustrato (Rodríguez, 2013).

Para obtener buenos resultados durante la germinación, el enraizamiento y el crecimiento de

las plantas, se requieren las siguientes características del medio de cultivo:

2.1.2.1. Propiedades físicas

A. Elevada capacidad de retención de agua fácilmente disponible o asimilable.

B. Suficiente suministro de aire.

C. Distribución del tamaño de las partículas que mantenga las condiciones antes

mencionadas.

8

D. Baja densidad aparente, elevada porosidad total.

E. Estructura estable, que impida la contracción (o hinchazón) del sustrato

2.1.2.2. Propiedades químicas

A. Baja o apreciable capacidad de intercambio catiónico, dependiendo de que la

fertirrigación se aplique permanentemente o de modo intermitente, respectivamente.

B. Suficiente nivel de nutrientes asimilables.

C. Baja salinidad.

D. pH ligeramente ácido y moderada capacidad tampón.

E. Mínima velocidad de descomposición.

2.1.2.3. Otras propiedades

A. Libre de semillas de malas arvenses, nemátodos y otros patógenos, y sustancias

fitotóxicas.

B. Reproducibilidad y disponibilidad.

C. Bajo costo.

D. Fácil de mezclar.

E. Fácil de desinfectar y estabilidad frente a la desinfección.

F. Resistencia a cambios extremos físicos, químicos y ambientales (Rodríguez, 2013).

2.1.3. Funciones del sustrato

Hay cuatro funciones con las que debe cumplir un medio para mantener un buen crecimiento

de las plantas (VIFINEX, 2002).

Proporcionar un anclaje y soporte para la planta.

Retener humedad de modo que esté disponible para la planta.

Permitir el intercambio de gases entre las raíces y la atmósfera.

Servir como depósito para los nutrientes de la planta.

9

La única función garantizada por el medio, después de hecha la mezcla, es el soporte; las

demás deben ser controladas por el productor. Para alcanzar sus funciones el sustrato

utilizado debe ser (VIFINEX, 2002):

De peso liviano.

De buena porosidad.

Bien drenado, pero con buena capacidad de retención de humedad.

Ligeramente ácido y con buena capacidad de intercambio de cationes.

Capaz de mantener un volumen constante tanto cuando está húmedo o

seco.

Fácil de almacenar por periodos largos sin cambios en sus propiedades

físicas y químicas.

De fácil manejo y mezcla.

2.1.4. Mezclas del sustrato

La mezcla de la mayoría de los materiales inorgánicos con orgánicos, juega un papel

importante en la obtención de uno nuevo, dado que la materia orgánica es un componente

activo y su incorporación en el sustrato inorgánico mejora el espacio poroso, incrementa la

retención de humedad y capacidad de intercambio catiónico. Por otra parte, en los sustratos

las propiedades físicas se consideran más relevantes que las químicas, debido a que estas

últimas son difíciles de corregir después de establecer el cultivo, por lo que desde el inicio

deben ser las más apropiadas (Morales y Casanova, 2015).

Para cumplir con el suministro de agua y aire, los sustratos orgánicos deben poseer una

porosidad mayor del 85% y capacidad de retención de agua, aunado a un drenaje rápido y

una aireación entre 10 y 30%. Un elemento importante a considerar cuando se utilizan

materiales orgánicos es su contenido de materia orgánica, ya que la biodegradabilidad de

esta afecta las propiedades del sustrato, principalmente las físicas, dado que constituye la

mayor parte de la fase sólida (Morales y Casanova, 2015).

En mezclas de materiales orgánicos e inorgánicos, cuando el tamaño de partícula del material

inorgánico es mayor a 1 mm de diámetro que el orgánico, la capacidad de aireación se

10

incrementa, lo que facilita el trasporte de nutrimentos y el desarrollo de las raíces (Morales

y Casanova, 2015).

2.1.5. Descripción de los materiales del sustrato

2.1.5.1. Compost de balsa

Es el proceso biológico anaeróbico, mediante el cual los microorganismos actúan sobre la

materia orgánica degradando los residuos de la balsa y transformándolos a compost de balsa

para ser utilizado en vivero que es utilizada en la siembra de semillas de balsa.

2.1.5.2. Tierra Pura

Tierra pura o también conocida como tierra de sembrado es un medio el cual sirve para

cultivar plantas, se lo obtiene recolectando la primera capara de tierra de los cultivos de

cacao o de guaba, el sustrato de tierra pura es un material orgánico y para utilizarlo en vivero

y para otras plantas ornamentales se realiza una desinfección para eliminar hongos y

patógenos.

2.1.6. Finalidad del sustrato

Se conoce que las características de los sustratos han de ser diferentes en función de su

finalidad; por ejemplo, si va destinado a unos semilleros se requiere un sustrato de fácil

manejo, con el mínimo de perturbación para las raíces, de textura fina y elevada retención

de agua para mantener una humedad constante, escasa capacidad de nutrición y baja

salinidad. Características diferentes deberían de tener los sustratos destinados al

enraizamiento o crecimiento y desarrollo de las plantas (Pastor, 2000).

No obstante, se debe ir as allá, ya que se tiene constancia de que las características de os

sustratos inducen características diferenciales de las plantas que crecen en ellos. En este

sentido, se obtienen plantas cuyo destino sea trasplantarlas a un terreno definitivo (Pastor,

2000).

11

Esto puede provocar que para las zonas con elevadas restricciones hídricas y con escasos

aportes de lluvia sea un aspecto a considerar, ya que puede aumentar el índice de

supervivencia de las plantas trasplantadas al terreno definitivo (Pastor, 2000).

2.1.7. Desinfección de sustratos

La desinfección del suelo es necesaria para luchar contra los organismos como hongos,

bacterias y nematodos, los cuales se incrementan año a año. La investigación en el mundo

está dirigida a buscar métodos de desinfección de suelo económicos, sin riesgos y con

mínimo efecto negativo sobre el medio ambiente.

Es necesario e importante desinfectar los sustratos para almácigos debido a que un hongo o

enfermedad podría eliminar miles de plántulas. Se puede desinfectar de las siguientes

maneras: Aplicar agua hirviendo con regadera, formol concentrado al 40% (Paco, 2014).

2.1.8. Vapor

El vapor de agua se produce en una caldera y se libera de ella bajo ligera presión (33.77 a

101.32 Pa). La tasa de inyección del vapor de agua no debe exceder la tasa de condensación,

la cual es 87.963 kg h–1 m–2 de superficie del medio expuesta, cuando ocurre esta condición,

el vapor no fluye hacia el exterior del sustrato. Al mezclar aire con el vapor de agua, la

temperatura de la mezcla se reduce de 100 º C a temperaturas más bajas pero sin

condensación del vapor. La temperatura exacta del vapor de agua aireado depende de la

temperatura del aire, humedad relativa y temperatura del vapor de agua saturado (Chávez,

2019).

2.1.9. Basamid

Basamid Granulado (Dazomet 98%) es un fumigante en formulación micro granulada para

el tratamiento del suelo en pre-plantación utilizado para el control de plagas y enfermedades

transmitidas por el suelo. Se trata, por tanto, de un fumigante capaz de combatir hongos,

nematodos (formas móviles y formadores de nódulos), insectos así como malas hierbas (de

semilla y de rizoma). Su principio activo (Dazomet) también presenta una eficacia

12

contrastada frente a diversas bacterias en hortícolas, ornamentales, tubérculos, bulbos,

solanáceas y replantación de frutales. El producto Basamid es totalmente respetuoso con el

medio ambiente encajando perfectamente entre las alternativas de desinfección de suelos al

Bromuro de Metilo (BM), producto tradicionalmente utilizado pero retirado por su efecto en

la reducción de ozono, puede aplicarse tanto en invernadero como en campo abierto,

incorporándolo al terreno en la fase previa al cultivo mostrando una alta eficacia si se

respetan los plazos de espera entre desinfección, aireación y plantación. En función de la

severidad de la plaga o de la enfermedad transmitida, Basamid puede aplicarse como único

producto o en combinación con otros, quedando idealmente incluido en el programa de

desinfección de suelos CLEANSTART de Certis (Dossier, 2010).

2.1.9.1. Dosificación

A continuación se muestran los usos autorizados de Basamid indicando las dosis

recomendadas calculadas para profundidades de labor de 20 a 25cm. En los casos que se

requiera desinfectar a mayor profundidad, se añadirán de 15 a 20 gr /m2 de Basamid por

cada 10 cm de aumento. La incorporación superficial (5-10 cm) puede resultar efectiva en el

control de malas hierbas (Dossier, 2010).

2.1.10. Tindalización

Este tratamiento es también denominado esterilización intermitente, y consiste básicamente

en tratamientos térmicos repetitivos con descansos entre ellos de aproximadamente 24 horas.

En el primer tratamiento se destruyen las formas vegetativas, mientras que las esporuladas

que sobreviven vuelven a la forma vegetativa durante el reposo, para luego ser tratadas

nuevamente con calor. En general se efectúan tres tratamientos en este tipo de método

(Alejandro, 2012).

13

2.1.11. Patógenos

2.1.11.1. Fusarium spp.

Fusarium oxysporum es un organismo muy amplio a nivel de especie, se han clasificado más

de 120 diferentes formas especiales (formae specialis). Este término está basado en la

infección que produce el patógeno en un hospedante específico. Las formas especiales a su

vez se subdividen en razas, las cuales han sido descritas al basarse en la habilidad del

patógeno de infectar diferentes haplotipos o variedades en una especie hospedante (Retana

et al., 2017).

Los principales mecanismos de dispersión del patógeno son los movimientos de suelo

infectado, el agua de escorrentía y el uso de almácigo infectado. Este hongo tiene la

capacidad de sobrevivir por largos periodos en el suelo, debido a sus estructuras de

resistencia denominadas clamidosporas, lo que vuelve inefectiva la rotación de cultivos a

corto (Retana et al., 2017).

2.1.11.2. Phytophthora spp.

Phytophthora es un patógeno con un mecanismo de acción eficiente debido a que puede

sobrevivir en los residuos de cosecha eliminados y/o abandonados en un campo que ha sido

destruido por la enfermedad. Bajo condiciones ambientales favorables, produce esporangios,

los cuales se diseminan por el aire o por el suelo a otros cultivos. El patógeno inicia su

desarrollo y los esporangios pueden infectar, a través del suelo, del agua de riego y del aire,

las raíces, los tallos y el follaje sanos. El patógeno se incrementa en las plantas infectadas,

luego invade plantas del mismo campo y posteriormente, constituye un foco de infección

para otros campos. Las oosporas, las cuales se encuentran en los residuos vegetales y/o en

el suelo y tienen una viabilidad hasta de 2 años, constituyen otra fuente de infección

(Aristizábal y Torres, 2015).

El mecanismo de infección se da cuando las estructuras reproductivas se establecen en las

hojas y/o en el lugar de inserción de la hoja con el tallo. La infección en las hojas se produce

en el ápice y en los bordes de los foliolos, donde casi siempre existe una película de agua.

La infección en campo normalmente ocurre bajo condiciones de temperatura y humedad

14

relativa alta, por encima de los 25°C y 90-95% de humedad relativa. Los esporangios

penetran a través de las estomas o directamente por la cutícula. Finalmente, las células

mueren, los tejidos se necrosan y las hojas infectadas muestran manchas negras o marrones.

El desarrollo del patógeno continúa dentro de los tejidos a lo largo de los espacios

intercelulares y también dentro de las células. Otro mecanismo de infección se produce a

través del suelo. La humedad, la cantidad de esporangios viables que caen, la temperatura

del suelo y probablemente la condición supresiva de los suelos y la susceptibilidad de la

especie favorecen la infección en el campo (Aristizábal y Torres, 2015).

2.1.12. Balsa Ochroma pyramidale (Cav.ex Lam.) Urb

Ochroma pyramidale, también llamada balsa, es una especie forestal y maderera que posee

gran demanda en el mercado internacional. Se cultiva de manera natural y por reforestación,

especialmente en la selva sub-tropical de Ecuador, donde es uno de los recursos forestales y

maderables de mayor aprovechamiento; por tal razón es uno de los rubros económicos de

importancia en la economía de nuestro país.

2.1.12.1. Descripción taxonómica

Reino: Plantae

División: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida

Orden: Malvales

Familia: Malvacea

Género: Ochroma

Nombre Común: Balsa

2.1.12.2. Descripción botánica

Forma. Árbol perennifolio, de 15 a 30 m (hasta 35 m) de altura, con un diámetro a la altura

del pecho de 20 a 40 cm (hasta 60 cm).

15

Copa / Hojas. Copa ancha, abierta, redondeada o irregular. Hojas dispuestas en espiral,

simples; láminas de 13 por 13 a 35 por 35 cm, grandes, casi redondas, acorazonadas, margen

entero o repando; nervios principales 7 a 9, muy prominentes en el envés, pecíolo café rojo.

Tronco / Ramas. Tronco recto y cilíndrico, con raíces tubulares pequeñas en los troncos

grandes (contrafuertes). Pocas ramas gruesas ascendentes, extendidas y distanciadas.

Corteza. Externa lisa con algunas cicatrices lineares protuberantes, parda a pardo grisácea,

con lenticelas pequeñas, suberificadas y protuberantes. Interna de color crema amarillento a

rosado, cambiando a pardo rosado, fibrosa. Grosor total: 8 a 12 mm.

Flor(es). Flores grandes, solitarias, axilares, sobre pedúnculos hasta de 20 cm de largo;

ligeramente perfumadas, actinomórficas, de 10 a 17 cm de largo; cáliz rojo a guinda; pétalos

amarillo pálidos con los bordes rojizos.

Fruto(s). Cápsulas de 15 a 25 cm de largo por 3 a 5 cm de ancho, verdosas semileñosas,

negras cuando maduran, alargadas, con 8 a 10 costillas longitudinales prominentes, muestran

ranuras y están divididas en 5 partes; conteniendo de 500 a 800 semillas.

Semilla(s). Semillas elongadas muy pequeñas, de 2.5 a 4 mm de largo por 1 a 1.5 de ancho,

que presentan un extremo acuminado, son muy ligeras, morenas, opacas, rodeadas por un

abundante vello sedoso de color café amarillento (CONABIO, 2000).

2.1.12.3. Ecología

La balsa requiere de un clima cálido y húmedo. La cantidad mínima de precipitación que

tolera es de alrededor de 1500 mm anuales, excepto a lo largo de corrientes de agua, en

donde el nivel del agua subterránea se encuentra cerca de la superficie y puede ser absorbida

por las raíces; además esta especie demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien

drenado. De hecho, se reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las

inundaciones (González et al., 2010).

16

2.1.12.4. Distribución

O. pyramidale es una especie arbórea originaria de América tropical, desde el 2.-

Antecedentes 11 sudeste de México hasta Bolivia y hacia el este, a través de Venezuela,

Ecuador y las Antillas. En condiciones apropiadas, puede crecer desde el nivel del mar hasta

altitudes de 1800 msnm. Para su desarrollo, requiere un clima cálido y húmedo y un suelo

rico en nutrientes y bien drenado (Mabberley, 1993).

La balsa se encuentra en todo el litoral ecuatoriano y hacia la parte occidental de la cordillera

de los Andes, concentrando su producción en los sectores de Quevedo, Santo Domingo de

los Tsáchilas y Quinindé (Bravo, 2008).

2.1.12.5. Características edafoclimaticas

La balsa demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien drenado. De hecho, se

reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las inundaciones. La especie

tiene su mejor crecimiento en suelos aluviales a lo largo de ríos y es aquí en donde se le

encuentra con mayor frecuencia. La balsa coloniza suelos arcillosos, margosos y limosos, e

incluso el relleno de construcción recientemente depositado, pero no tolera los suelos de alta

salinidad. Los rodales de balsa se pueden encontrar tanto en áreas llanas como en pendientes

escarpadas (Francis y Lowe, 2000).

2.1.12.6. Usos de la madera

Elementos aislantes térmicos, de sonido y de resorte. Marquetas arquitectónicas,

aeromodelismo, elementos flotadores, embalajes especiales. Es utilizado para alivianar

tableros listonados, como aislante eléctrico y térmico, contra vibraciones y para boyas

(Espinoza, 2014).

17

2.1.13. Productos químicos

2.1.13.1. Bacthon

El Bacthon es un inoculante biotecnológico que desintoxica el suelo agrícola y las raíces,

formulado con microorganismos benéficos que contribuye a la formación de humus en el

suelo y a la recuperación de su fertilidad está conformado por su ingrediente activo

Azospirullum brasilense, Azotobacter chroococcum, Lactobacillus acidophillus,

Saccharomyces cerevisae (Lazo Yamila et al ., 2017).

Modo de acción

Bacthon desintoxica y limpia el suelo de las toxinas, alcoholes y amoniacos que se acumulan

con los años de laboreo, por la descomposición y fermentación de los residuos de cosecha,

por la acumulación de agroquímicos, por la acumulación de las sales de los fertilizantes.

También digiere y bio transforma los residuos orgánicos de cultivos anteriores como hojas,

tallos, raíces, frutos que se colocan sobre el suelo o se incorporan, hasta convertirlos

nutrientes mejorando la fracción orgánica, la estructura y la fertilidad. Le aportan nitrógeno

al suelo, solubilizan el fósforo, facilitan la asimilación en las plantas de los fertilizantes

químicos, orgánicos, minerales y los nutrientes que están bloqueados en el suelo. Es

promotor del crecimiento vegetal, estimulando el desarrollo y la formación de las raíces de

la planta para lograr una buena asimilación de nutrientes con un buen establecimiento inicial.

Cuando la planta tiene una buena formación de raíces se nutre mejor, tolera las condiciones

difíciles en el campo, la estructura de la planta es mejor, tolera el volcamiento y contribuye

a que la planta tome mejor sus nutrientes para una buena bio nutrición con productividad.

Además al digerir y bio transformar la materia orgánica de los cultivos anteriores contribuye

con la eliminación de los hospederos de fitopatógenos y de insectos plaga que están en el

suelo (Lazo Yamila et al ., 2017).

2.1.13.2. Tricho-D

Es un acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico que actúa como

antagonista de varios problemas en el suelo que dañan las raíces y la planta, mejora la

18

formación radicular, bloquea la acción de las enfermedades en el suelo y en las raíces del

próximo cultivo para un suelo sano y un cultivo sano contiene un ingrediente activo de

minerales nutrientes y esporas en latencia del hongo Trichoderma harzianum, grupo de

insumo Acondicionador de suelo, bioestimulante y agente biotecnológico (Lazo Yamila et

al., 2017).

Composición garantizada Nitrógeno 1.1% 3,3 g Calcio (cao) 1.5% 4,5 g Magnesio (mgo)

18.70%56,1 g Sílice (seo) 39.50% 118,5 g Trichoderma harzianum: 100 millones de esporas

por gramo. 20% 60,0 g Ingredientes aditivos. c.s.p. 300 g 19,2%57,6 g. Dosis aplicar 3 g/L

de agua en aspersión al suelo húmedo en capacidad de campo cada una o dos semanas hasta

el trasplante (Lazo Yamila et al ., 2017).

2.1.13.3. Micosplag

El Micosplag actúa protegiendo las raíces de los cultivos del daño por los nematodos con

antagonismo, parasitismo y bioregulación. La acción se inicia cuando las esporas en latencia

encuentran en el suelo los nutrientes, la temperatura, humedad adecuada para germinar y

para iniciar la colonización del suelo y de las raíces. El Micosplag actúa sobre los nematodos

por antagonismo protegiendo las raíces y evitando su daño, por parasitismo cuando le coloca

una trampa para alimentarse del nematodo y por bioregulación al crecer grandes cantidades

de agentes benéficas en el suelo, su ingrediente activo son esporas en latencia de los hongos

entomopatogenos Paecilomyces lilacinus, Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana así

se disminuye el daño en las raíces activas para una buena nutrición y además bioregula la

población de nematodos en el suelo de una forma constante hasta disminuirlos a niveles que

no hacen daño económico al cultivo. De esta forma las raíces se forman bien y la planta

mejora su nutrición (Lazo Yamila et al., 2017).

2.1.13.4. Bionutrientes

Los bionutrientes o estimulantes de crecimiento vegetal son productos anti estrés con

sustancias naturales propias del metabolismo vegetal, que estimulan y vigorizanlos cultivos,

desde la germinación hasta la fructificación, disminuyen las daños por salinidad, sequía,

exceso de humedad, fito-toxicidad, enfermedades, plagas, ciclones, granizadas, podas y

trasplantes. Frecuentemente reducen los ciclos de los cultivos, potencian la acción de los

19

fertilizantes, agroquímicos y bioproductos propios de la agricultura ecológica lo que en

muchos casos contribuye a reducir las dosis recomendadas de algunos agroquímicos

sintéticos. Resultan particularmente eficientes en policultivos propios de la agricultura de

bajos insumos y también se expresan en la agricultura intensiva, en cultivos con manejo

integrado con acción de fertilización química y plaguicidas, como caña de azúcar, maíz, soja

donde el incremento delos rendimientos es la principal manifestación (Viñals-Verde et al .,

2011).

2.2. Marco Referencial

Aguirre, (2013) realizó una investigación, donde evaluó métodos de desinfección de sustrato

para el control de la enfermedad Damping-off en semillero de Teca (Tectona grandis L. F.),

bajo invernadero en la empresa SERAGROFOREST, provincia Santo Domingo de los

Tsáchilas, el tratamiento con mayor eficacia en la desinfección del sustrato para el control

del complejo Damping-off en semillero de teca y evaluó el crecimiento de plantas de teca

bajo invernadero, los tratamientos fueron: solarización, solarización y Trichoderma

harzianum, terraclor, terraclor y Trichoderma harzianum, retostado, retostado y Trichoderma

harzianum, Trichoderma harzianum y testigo (sin desinfección), tratamientos para la

desinfección del sustrato cascarilla de arroz (60%) + tierra amarilla (40%).

Maynor, (2014) determino el mejor sustrato para la producción de Tabebuia donnell-smithii

en vivero, en el municipio de Santa Catalina La Tinta, Alta Verapaz. Se utilizaron 5 sustratos:

T1) 100% suelo (testigo); T2) Arena, gallinaza, suelo (2:1:1); T3) Suelo, arena,

lombricompuesto (1:1:1); T4) Lombricompuesto, suelo, arena (2:1:1) y T5)

Lombricompuesto, arena (1:1). Al inicio del experimento se evaluaron las propiedades

físicas y químicas de los sustratos utilizados y al momento del traslado a campo definitivo

se evaluó el crecimiento de las plántulas y la consistencia de los sustratos. Las variables de

crecimiento evaluadas fueron las siguientes: Altura, diámetro, relación altura/diámetro,

número de hojas, peso fresco tallo, peso fresco radicular y longitud radicular.

Cardenas, (2015) menciono que la desinfección química de suelos es sencilla de aplicar y

con alta eficiencia, sin embargo, es importante considerar el alcance de los efectos de su

aplicación a nivel de salud humana y ambiental. A diferencia de la situación actual de

fumigantes químicos (Bromuro de Metilo principalmente) el Dazomet ingresó como la

20

primera sustancia activa con actividad fumigante autorizada en el Anexo I de la Unión

Europea, este fumigante de amplio espectro (categoría toxicológica III según la OMS) no

causa daño a la capa de ozono, está disponible en el mercado y tiene eficiencia probada

contra hongos, nematodos, malezas e insectos.

De acuerdo a Cardenas, (2015) las alternativas ecológicas más estudiadas debido a su bajo

impacto ambiental, está la desinfección por calentamiento solar del suelo (solarización). Esta

técnica, utilizada por primera vez en Israel, consiste en cubrir suelo húmedo con plástico en

la época del año de mayor radiación solar por un período de tiempo prolongado. Con ello

aumenta la temperatura del suelo a niveles nocivos, para provocar la muerte y disminución

de poblaciones de multitud de organismos, muchos de ellos patógenos que causan daños a

las plantas.

CAPÍTULO III

METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN

22

3.1. Materiales y métodos

3.1.1. Localización del área a evaluar

La investigación se realizó en el vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A, la

cual se encuentran ubicada en el Km 4 1/2 de la vía Quevedo – Valencia, provincia de Los

Ríos, Ecuador (Gráfico 1).

Gráfico 1. Localización del vivero perteneciente a la empresa PLANTABAL S.A.

23

3.1.2. Materiales

3.1.2.1. Materiales de campo

Tableros (hoja de datos)

Cámara fotográfica

Lapiceros

Botas

Herramientas (carretilla, pala, regadera etc.)

Sustrato

Fertilizantes

Bomba de mochila

Mascarilla

Guantes

Etiquetas

Bandejas

Balde

Fundas

Bacthon

Tricho-D

Micosplag

Bionutrientes

Calibrador

Flexómetro

3.1.2.2. Materiales de oficina

Laptop

Impresora

Lápiz

Pendrive

Artículos científicos

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3.1.2.3. Software

Paquete Microsoft Office 2016 (Word, Excel, Power point)

Programa estadístico InfoStat

3.2. Tipo de investigación

En esta investigación se empleó el método analítico - evaluativo, en los diferentes tipos de

tratamientos de desinfección del suelo. Se realizó un Diseño completamente al azar para

probar cual es el tratamiento de desinfección que obtenga mejor resultados en las plantas.

3.3. Metodología

3.3.1. Tratamientos y Diseño experimental

Se emplearon dos sustratos, el primero consistió en compost de balsa que estuvo compuesto

de 100% de desperdicios de balsa (ramas, hojas, partes del tronco, etc.). El segundo sustrato

fue tierra pura (de sembrado) compuesta por hojarasca de huerto, tamizado y listo para usar

en bandejas de germinación. Estos sustratos fueron la base para la combinación de métodos

de desinfección que constituyeron los diferentes tratamientos:

T1 = Suelo puro sin desinfección

T2 = Compost de balsa + Tindalización

T3 = Compost de balsa puro

T4 = Suelo puro + Vapor

T5 = Compost de balsa + Basamid

T6 = Compost de balsa + Vapor

T7 = Suelo puro + Basamid

T8 = Suelo puro + Tindalización

En los sustratos de los ocho tratamientos que constituyeron los métodos de desinfección se

analizaron las variables químicas (pH, macro y micronutrientes), y variables microbiológicas

(número de unidades formadoras de colonias bacterianas y fúngicas).

25

Los sustratos empleados (compost de balsa, y tierra pura) se desinfectaron mediante dos

métodos físicos: tindalización y vapor de agua, y mediante un método químico empleando

Basamid (Dazomet 98%) en presentación granulada. El método de tindalización consistió

en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos, cada 24 horas, durante tres días. El método

de desinfección por vapor radicó en calentar los sustratos a 90 oC por 45 minutos en una sola

oportunidad. Mientras que el método químico consistió en dispersar el pesticida Basamid

granulado en el sustrato, homogenizarlo, luego cubrirlo con plástico negro y dejarlo reposar

15 días.

Los sustratos desinfectados (tratamientos) antes mencionados fueron la base para el

establecimiento de un nuevo experimento a nivel de vivero, conformado por 19 tratamientos,

incluido el control. Los tratamientos estuvieron constituidos por la combinación de sustratos

desinfectados (según cada tratamiento), aplicación de controladores biológicos (hongos,

bacterias según el tratamiento correspondiente) y nutrientes + bacterias (macro y

micronutrientes + Bacillus spp.). En la tabla 1 se muestran los tratamientos estudiados.

Cuadro 1. Tratamientos empleados para la desinfección de sustratos en la multiplicación de

balsa a nivel de vivero.

T1 : (S1D1M1). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por

litro de agua +Tricho-D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T2 :

(S1D1M2). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bacthon 10cc por

litro de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de

agua).

T3 : (S1D1D3). Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr

por litro de agua).

T4 : (S1D2M1). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de

agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T5 : (S1D2M2). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de

agua + Fitodherma 5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).

T6 : (S1D2M3). Sustrato de compost de balsa +Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro

de agua).

T7 : (S1D3M1). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro

de agua +Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T8 : (S1D3M2). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bacthon 10cc por litro

de agua + Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T9 : (S1D2D3). Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por

litro de agua).

26

T10 : (S2D1M1). Tierra pura + Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua +

Tricho D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 gr por litro de agua).

T11 : (S2D1M2). Tierra pura +Tindalización + (Bacthon 10cc por litro de agua +

Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T12 : (S2D1D3). Tierra pura + Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).

T13 : (S2D2M1). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D

3 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).

T14 : (S2D2M2). Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua + Fitodherma

5 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).

T15 : (S2D2D3). Tierra pura + Vapor + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).

T16 : (S2D3M1). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho

D 3 gr por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua).

T17 : (S2D3M2). Tierra pura + Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +

Fitodherma 5 g por litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

T18 : (S2D3D3). Tierra pura + Basamid + (Bionutrientes 2 g por litro de agua).

T19 : Testigo sustrato convencional de plantabal.

Los 19 tratamientos se distribuyeron en un diseño completo al azar (DCA), cada tratamiento

estuvo constituido por 1176 plántulas de balsa distribuidas en 14 bandejas de polímeros de

84 cavidades cada una. Las evaluaciones de variables fenotípicas (altura, diámetro, peso

fresco y seco de sistema foliar y radicular, longitud de raíz) se realizó en plantas de 3.5

semanas después de germinadas, y para el efecto se empleó 98 plantas por tratamientos (7

plantas por bandeja).

Por cada sustrato se empleó 1.25 m3, distribuidos en las cavidades de las bandejas. La

aplicación de las combinaciones de biodesinfectantes Bacthon, Tricho-D, Micosplag,

Fitodherma, y los bionutrientes se realizó con bomba de mochila dirigido a cada cavidad que

contenía el sustrato, en función a cada tratamiento. Cada cavidad equivalía a una planta. Se

realizaron tres aplicaciones en diferentes periodos. La primera aplicación se realizó después

de la siembra de la semilla, y las bandejas se cubrieron con plástico color negro, con el

propósito de generar un ambiente térmico favorable que estimulara la germinación de la

semilla y la colonización microbiana.

3.3.1.1. Dosis de los bioproductos utilizados

Bacthon: 10 cc por litro / segunda dosis: 5 cc por litro

Tricho-D: 3 g por litro

27

Micosplag: 1 g por litro

Fitodherma: 5 g por litro

Bionutrientes: 2 g por litro

3.3.1.2. Tratamiento pre-germinativo, siembra y riego

Para garantizar la germinación adecuada de la semilla de balsa, se realizó un tratamiento pre-

germinativo, que consistió en sumergir las semillas de balsa en agua hervida durante 1

minuto. Posteriormente las semillas se secaron y colocaron dentro del sustrato contenido en

cada cavidad. Para el efecto se realizaron evaluaciones diarias con el propósito de vigilar la

humedad del sustrato. Cuando se detectó deficiencias hídricas se realizaron los riegos

pertinentes.

3.3.1.3. Variables estudiadas

Densidad microbiana en los sustratos

Al momento de la evaluación de variables fenotípicas (3.5 semanas), se analizó la densidad

microbiana (bacterias y hongos) de los sustratos que fueron previamente desinfectados. Se

empleó el método de recuento de células viables en medios de cultivo sólidos, mediante

siembra en superficie. Para este procedimiento, por cada tratamiento se recolectó siete

submuestras y formó una muestra homogénea, a partir de la cual se utilizó 1 g de sustrato

para hacer cinco disoluciones seriadas, con factor de 1/10.

Para el recuento de bacterias y hongos se seleccionaron las dos últimas diluciones (1x10-4 y

1x10-5), a partir de las cuales se inocularon 200 µL por duplicado en placas de Petri

conteniendo medio de cultivo papa-dextrosa-agar + antibióticos (PDA+A) para el caso de

hongos, y agar nutritivo (AN) para el conteo de bacterias aeróbias mesófilas, mediante la

ayuda de un asa de Drigalsky, distribuyendo la muestra de forma uniforme sobre el agar. El

proceso de incubación para hongos fue de 8 días a 20 oC, y para bacterias de 72 horas a 30

oC. Adicionalmente se utilizó un control negativo para cada uno de los medios de cultivo

empleados, con el propósito de asegurar el procedimiento.

28

Luego del tiempo de incubación se contabilizo el número de unidades formadoras de

colonias por gramos de suelo (UFC g-1s). Para los cálculos de densidad microbiana se aplicó

la siguiente ecuación:

𝑈𝐹𝐶

𝑚𝐿=𝐴

𝐵+ 𝐹𝐷

Donde:

A = Número de colonias

B = Volumen sembrado (0.2 mL)

FD = Factor de dilución aplicado (104 en el caso de hongos y de la dilución 105 en el caso

de bacterias)

Altura de planta

Se midió desde el cuello de la raíz hasta el ápice o punto de crecimiento vegetativo, a las 3.5

semanas en 98 plantas por cada tratamiento. Se expresó en cm.

Diámetro de tallo

Se registró en el tercio medio de la planta a las 3 semanas y media en 7 plantas al azar por

cada 14 bandejas de tratamiento. Para el efecto se utilizó un calibrador, expresando el valor

en mm.

Longitud radicular

A las 3 semanas y media se extrajo 7 plantas por cada 14 bandejas por tratamiento y se

procedió a medir su longitud radicular, medida desde el cuello de la raíz hasta la punta de la

cofia. Para evitar daños en la misma, se extrajo con cuidado y se las lavó con agua para quitar

residuos de suelo.

3.3.2. Análisis estadístico

29

Los datos obtenidos se analizaron empleando herramientas de estadística descriptiva. Para

establecer si existían o no diferencias estadísticas significativas en las variables evaluadas

como altura, diámetro, largo de tallo, largo de raíz, peso de tallo, peso de raíz, peso de hojas

de ochroma pyramidale (balsa), los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA)

con un nivel de significancia de 95% (P < 0.05), previa comprobación de los supuestos de

normalidad y homocedasticidad de varianzas. Posteriormente se aplicó la prueba de tukey

(mínima diferencia significativa), con un nivel de significancia del 95% (P < 0.05). Para el

efecto se empleó el paquete estadístico Programa estadístico InfoStat versión para Windows.

CAPÍTULO IV

RESULTADOS Y DISCUSION

31

4.1. Análisis de suelo referente a carga microbiana

4.1.1. Recuento bacterias a partir de muestras de suelo

En el gráfico 2 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo

refencia a la densidad bacteriana donde se muestra que, hay mayor cantidad de bacterias en

el suelo puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de bacterias se encontró en

el suelo de compost de balsa desinfectado con basamid y suelo puro desinfectado con

basamid.

Gráfico 2.- Densidad bacteriana en unidades formadoras de colonias por gramo de suelo

(UFC g-1 s).

4.1.2. Recuento hongos a partir de muestras de suelo

En el gráfico 3 se presenta los tratamientos con sus métodos de desinfección haciendo

refencia a la densidad fúngica, donde se muestra que hay mayor cantidad de hongos en el

suelo compost de balsa puro (sin desinfección), mientras que, la menor cantidad de hongos

se encontró en el sustrato suelo puro con basamid y suelo puro con tindalización.

32

Gráfico 3- Densidad microbiana unidades formadoras de colonias (hongos) por gramo

de suelo (UFC g-1 s).

4.2. Análisis de variables fenotípicas

4.2.1. Altura

Una vez analizados los datos colectados, se encontraron diferencias estadísticas

significativas entre los tratamientos estudiados (F=413.81; P=0.0001), tal como se detalla

en el cuadro 2, donde la mayor altura de plantas se obtuvo en los tratamientos 3 (S1D1D3)

y 9 (S1D2D3) con 29.6 cm y 28.1 cm, respectivamente, quienes fueron similares

estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. La menor altura de plantas se

detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.9 cm y 7.7 cm,

respectivamente.

Cuadro 2. Alturas promedio de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en


Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales indican

medias estadísticamente similares (P

33

10 8.00 I H

4 9.27 H

7 11.35 G

1 15.72 F

5 17.76 E

14 17.95 E

15 18.61 E D

11 18.80 E D C

17 18.94 E D C

12 19.70 D C

6 20.02 D C

2 20.20 C

19 20.23 C

18 20.29 C

8 22.86 B

9 28.14 A

3 29.60 A

Fuente: Autor

4.2.2. Diámetro


significativas entre los tratamientos estudiados (F=135,65; P=0,0001) , tal como se detalla

en el cuadro 3, donde el mayor diámetro de plantas se obtuvo en los tratamientos 3

(S1D1D3) y 9 (S1D2D3) con 4.12 mm y 4.25 mm, respectivamente, quienes fueron similares

estadísticamente, pero diferentes a los demás tratamientos. El menor diámetro de plantas se

detectó en los tratamientos 13 (S2D2M1) y 16 (S2D3M1) con 5.87 mm y 7.66 mm,

respectivamente.

34

Cuadro 3. Diámetros promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en




35

Cuadro 4. Largo de tallo, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad

en sustratos desinfectados más la adición de controladores biológicos y nutrientes +

bacterias. Valores corresponden a promedios de 98 plantas (repeticiones). Letras iguales

indican medias estadísticamente similares (P

36

Cuadro 5. Longitud de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad




37

Tratamiento Peso de tallo

media(g) 1

13 0.06 A

16 0.09 A

10 0.13 A

4 0.17 A

5 0.82 A

6 1.01 A

14 1.03 A

17 1.08 A

1 1.09 A

11 1.17 A

15 1.34 A

8 1.49 A

2 1.54 A

12 1.59 A

19 1.67 A

18 1.79 A

9 1.86 A

3 1.94 A

7 11.49 A

Fuente: Autor

4.2.5. Peso de raíz

Una vez analizados los datos colectados, no se encontraron diferencias estadísticas

significativas entre los tratamientos estudiados (F=1,035132; P=0,415620), tal como se

detalla en el cuadro 7.

Cuadro 7. Peso de raíz, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad en




38

3 1.17 A

8 1.26 A

6 1.26 A

5 1.37 A

11 1.43 A

2 1.54 A

19 1.58 A

15 1.67 A

12 1.85 A

18 2.17 A

14 10.17 A

9 12.47 A

Fuente: Autor

4.2.6. Peso de hoja


significativas entre los tratamientos estudiados (F=2,041919; P=0,005994), tal como se

detalla en el cuadro 8, donde el mayor peso de hojas de plantas se obtuvo en los tratamientos

1 (S1D1M1) con 3.54 g y, respectivamente, quienes fueron similares estadísticamente, pero

diferentes a los demás tratamientos. El menor peso de hojas de plantas se detectó en los

tratamientos 13 (S2D2M1) con 0.39 g respectivamente.

Cuadro 8. Peso de hojas, promedios de plantas de O. pyramidale de 3.5 semanas de edad




39

8 2.11 A

15 2.16 A

2 2.16 A

11 2.30 A

9 2.31 A

3 2.31 A

19 2.49 A

18 2.73 A

1 3.54 B

Fuente: Autor

4.2.7. Porcentaje de germinación de Balsa

Se detalla el porcentaje de germinación de Balsa (Ochroma pyramidale) en almaciguera, se

utilizó 2 tipos de sustratos (Compost de balsa y tierra pura) con 3 métodos de desinfección

(Vapor, basamid y tindalización); en el sustrato de compost de balsa utilizando el método de

desinfección de tindalización se observa un 99.49 % de germinación dando un total de 195

semillas germinadas.

Respecto al sustrato de tierra pura, el método de vapor presentó el 72.45% de germinación

con un total de 142 semillas germinadas.

En resumen el sustrato compost de balsa en los 3 tratamientos se obtuvo 3232 semillas

germinadas a diferencia del sustrato tierra pura que se obtuvieron 2628 semillas germinadas.

En el sustrato compost de Balsa se obtiene el mayor número de semillas germinadas.

4.3. Análisis del suelo

Tomando en consideración el pH en se desarrolla de manera óptima O. piramydale (5.5,

6.5), En el tratamiento consistente en compost de balsa desinfectado con Basamid se detectó

resultado con un pH de 5.9, mientras que en el sustrato tierra pura desinfectada con vapor se

encontraron valores de 6.5, y en el sustrato tierra pura desinfectada con basamid los valores

bordearon el 6.4.

40

4.3.1. Carga eléctrica y nitrógeno total orgánico

En lo referente a carga eléctrica y nitrógeno total del suelo, se encontró que los tratamientos:

compost de balsa puro (control sin desinfección), y compost de balsa desinfectado con

Basamid, presentaron valores de 1.90 mS/cm y 173 ppm; 1.10 mS/cm y 73ppm,

respectivamente, valores muy superiores a los niveles optimos (0.90 mS/cm y 57 ppm,

respectivamente) reportados en la literatura. Mientras que en los demás tipos de sustratos se

detectaron valores muy por debajo de los niveles óptimos (Tabla 9).

4.3.2. Aniones

Al analizar la carga de los aniones: nitrato (NO3-1), cloro (Cl-1), y sulfato (SO4

-1), fosforo (P-

1) los valores más altos se encontraron en los tratamientos compost de balsa puro (control) y

compost de balsa desinfectado con Basamid, con valores de 763 ppm y 316 ppm; 32 ppm y

7.1 ppm; 144 ppm y 201 ppm; 30 ppm y 1.0 ppm, respectivamente, mientras que para el

bicarbonato (HCO3-1) el valor más alto se detectó en los tratamiento: tierra pura desinfectada

con vapor (24 ppm) y tierra pura desinfectada con tindalización (24 ppm). Estos valores en

algunos casos están muy por encima de los valores optimos citados por la literatura (Cuadro

9).

4.3.3. Cationes

Al analizar la carga de los cationes; potasio (K+1), sodio (Na++1), magnesio (Mg++1), y silicio

(Si+1), los valores más altos se encontraron en el tratamiento compost de balsa puro (control)

con valores de 352 ppm, 4.6 ppm, 78 ppm y 8.4 ppm, respectivamente. Mientras que los

valores de amonio (NH4+1) estuvieron cercanos al valor óptimo (1.8 ppm) en todos los

tratamientos. Para el calcio (Ca++1) los mayores valores se encontraron en el tratamiento

compost de balsa desinfectado con Basamid (140 ppm) (Cuadro 9).

4.3.4. Micro elementos

En cuanto al hierro (Fe+1) los contenidos obtenidos fluctuaron entre 0.497 ppm y 0.028 ppm,

valores que están por debajo del optimo (0.559 ppm). Mientras que para manganeso (Mn),

zinc (Zn), boro (B), y cobre (Cu), los contenidos estuvieron en los rangos de 0.088 ppm y

41

0.027 ppm; 0.026 ppm y 0.013 ppm; 0.324 ppm y 0.061 ppm; 0.064 ppm y 0.013 ppm,

valores que en algunos caso estuvieron distantes y en otros caso cercanos a los contenidos

optimos (Cuadro 9).

42

pH(1)

CE (1)

(mS/cm) NO3

- (1)

Cl –(1) SO4=(1) HCO3- (1) P (1)

NH4+ (1)

K+ (1)

Na+ (1)

Ca++ (1)

Mg++ (1)

Si (1) Fe (1) Mn (1) Zn (1) B (1) Cu (1)

6.0-6.2 0.90 57 248

43

4.4. Discusión

En las variables altura y diámetro se obtuvo un mayor valor promedio en los tratamientos

3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro de agua) 29.6

cm, 28.1cm y en el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes

2 g por litro de agua) 4.25 mm ,4.12 mm; difiriendo con el estudio elaborado por (Aguirre,

2013) en el cual registró mayor altura de plántulas de teca a los 30 días al utilizar sustrato

desinfectado mediante el Retostado (R) y Retostado &Trichoderma harzianum (R&Th), con

4,8 cm y 4,9 cm y el diámetro de plantas a los 60 y 90 días (Cuadro 36), fue en promedio

2,4 mm y 4 mm, respectivamente.

(Maynor, 2014) En el análisis de la investigación Evaluación de cinco sustratos para la

producción en vivero de palo blanco (Tabebuia donnell-smithii rose), el tratamiento 5

(lombricompuesto + arena), obtuvo el promedio más alto del peso radicular de las plántulas

(5.48 ), lo que no concuerda en la presente investigación que presento un promedio en peso

radicular de (12.47 g) para el tratamiento 9 Sustrato de compost de balsa + Basamid +

(Bionutrientes 2 g por litro de agua) S1D2D3.

En la presente investigación se manifestó que el mejor promedio de longitud radicular fue

para el tratamiento 3 Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por

litro de agua) y el tratamiento 9 Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes

2 g por litro de agua) con 12.8 cm y 12,7 cm, lo que no concuerda con ( Ilbay, 2012). Que

presenta que, las plántulas experimentaron mayor crecimiento en longitud del sistema

radicular en el tratamiento T1A1 (turba 75% + ácidos húmicos 25%) con promedio 8,21 cm

respectivamente.

44

Tomando en consideración el pH en se desarrolla de manera óptima O. piramydale (5.5,

6.5), y al analizar la recomendación emitida por la FAO (2,002) para la propagación de plantas

en vivero, encontramos que los sustratos se encuentran dentro de los niveles optimos. De igual

manera al comparar con los resultados obtenidos por (Maynor, 2014) coincidimos en los

niveles de pH obtenidos.

CAPITULO V

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

46

5.1. Conclusiones

Al analizar los niveles óptimos en diferentes sustratos encontramos que el mejor sustrato

es el compost de balsa con desinfección basamid en proporción (400 g / m3), superando

al compost de balsa pura (testigo).

Al analizar la variable altura tenemos que el mejor desarrollo se obtuvo en el tratamiento

3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gramos por litro de

agua) y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g

por litro de agua) son los mejores mientras que los presentaron el menor desarrollo

fueron el tratamiento 13) Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua

+Tricho D 3 g por litro de agua + Micosplag 1 g por litro de agua). y 16 Tierra pura +

Basamid + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 g por litro de agua + Micosplag

1 g por litro de agua).

Al analizar la variable diámetro encontramos que el mejor desarrollo se obtuvo en los

sustratos 3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 g por litro

de agua) y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes

2 g por litro de agua) y el menor desarrollo lo encontramos en los tratamientos 10, 13

y 16.

En la variable largo de tallo encontramos que el mejor desarrollo se dio en el sustratos

3 (Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr por litro de agua)

y en el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por

litro de agua) el menor desarrollo lo encontramos en los sustratos 10, 13 y 16.

En la variable longitud raíz el mejor desarrollo lo encontramos en los tratamientos 3

(Sustrato de compost de balsa +Tindalización + (Bionutrientes 2 gr por litro de agua)

y el tratamiento 9 (Sustrato de compost de balsa + Basamid + (Bionutrientes 2 g por

litro de agua) aunque en los tratamientos 1 -5-6-14-17- también se encontraron

buenos resultados, mientras que los menores desarrollo en longitud de raíz fueron en

los tratamientos 13 Tierra pura + Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho

D 3 g por litro de agua +Micosplag 1 gr por litro de agua) y el tratamiento 4 Sustrato

47

de compost de balsa +Vapor + (Bacthon 10cc por litro de agua +Tricho D 3 gr por

litro de agua +Micosplag 1 g por litro de agua).

En lo referente al peso seco del tallo y peso de raíz los tratamientos presentaron

niveles óptimos.

En lo referente al peso de hojas encontramos que todos los tratamientos tienen niveles

altos de significancia a excepción del tratamiento 1 (testigo).

Se concluye que el mejor porcentaje de germinación de balsa (Ochroma pyramidale)

usando dos sustratos (compost de balsa y tierra pura) y tres métodos de desinfección

(basamid, vapor y tindalización), el mayor porcentaje de germinación fue notable en

com

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UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO ......El suscrito, Ing. For. Rolando Manuel López Tobar, Docente de la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, certifica que el Estudiante