UVM_MANUAL DE PRÁCTICAS

MANUAL DE PRÁCTICAS

LABORATORIO INTEGRAL DE QUIMICA ORGANICA

Para el Plan de Estudios de

QUIMICO FARMACEUTICO BIOTECNOLOGO

Autor: Davir González Calderón

Marzo de 2013

UNIVERSIDAD DEL VALLE DE MEXICO Campus Toluca

http://www.google.com.mx/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&frm=1&source=images&cd=&cad=rja&docid=FrP_gsXDhgOr8M&tbnid=TqyHaaovZXMHmM:&ved=0CAUQjRw&url=http://karmma-kalipzo47.blogspot.com/p/mision-la-razon-de-ser-de-la.html&ei=pF8-UbGCM4nS2AWFvYH4Aw&bvm=bv.43287494,d.b2I&psig=AFQjCNGsfs6XwESaTeMiW5cqGDxhXq2XBA&ust=1363128583881366

Laboratorio de Química Orgánica Químico Farmacéutico Biotecnólogo

1

Índice Temático

SESIÓN PRIMERA 3 ENCUADRE DEL CURSO.

P L A N D E P R A C T I C A S

PRACTICA 1 EXTRACCIÓN DE LA TRIMIRISTINA A PARTIR DE LA NUEZ

MOSCADA: SEPARACIÓN DE COMPUESTOS ORGÁNICOS POR

EXTRACCIÓN Y DESTILACIÓN Y CRISTALIZACIÓN.

17

PRACTICA 2 OBTENCIÓN Y SEPARACIÓN DE LOS PIGMENTOS

VEGETALES DE HOJAS DE ESPINACA: PARTE 1. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA (TLC)

24

PRACTICA 3 OBTENCIÓN Y SEPARACIÓN DE LOS PIGMENTOS

VEGETALES DE HOJAS DE ESPINACA: PARTE 2. CROMATOGRAFÍA EN COLUMNA

33

PRACTICA 4 EXTRACCIÓN DE ADN DE FRUTAS, VERDURAS Y TEJIDO

ANIMAL: EXTRACCIÓN DE BIOMOLÉCULAS POR PROCESOS

QUÍMICO-ENZIMÁTICOS

38

PRACTICA 5 SÍNTESIS DE LA CAFEÍNA A PARTIR DE LA TEOBROMINA: PARTE 1: EXTRACCIÓN DE LA TEOBROMINA DEL POLVO DE

COCOA

46

PRACTICA 6 SÍNTESIS DE LA CAFEÍNA A PARTIR DE LA TEOBROMINA: 54

PARTE 2: SUSTITUCIÓN NUCLEOFÍLICA BIMOLECULAR

(SN2). MONITOREO DE UNA REACCIÓN QUÍMICA POR

TLC

PRACTICA 7 SÍNTESIS DE SABORIZANTES FRUTALES: ESTERIFICACIÓN DE FISHER

63


2

PRACTICA 8 SÍNTESIS DE LA ERITROSINA B: UN COLORANTE ARTIFICIAL ALIMENTICIO PARTE 1. OBTENCIÓN DE LA FLUORESCEÍNA COMO

INTERMEDIARIO

71

PRACTICA 9 SÍNTESIS DE LA ERITROSINA B: UN COLORANTE ARTIFICIAL ALIMENTICIO PARTE 2. YODACIÓN DE LA FLUORESCEÍNA

80

PRACTICA 10 SÍNTESIS DE UN CONSERVADOR ALIMENTICIO: REACCIÓN DEL HALOFORMO

85

PRACTICA 11 SÍNTESIS DE LA VAINILLINA: UN SABORIZANTE NATURAL

91

PRACTICA 12 SÍNTESIS DE LA ADENINA: REPRODUCCIÓN DE LOS ACONTECIMIENTOS PRIMITIVOS

DE LA TIERRA (REACCIÓN EN MODELO PREBIÓTICO)

102

PRACTICA 13 SÍNTESIS DE UNA CHALCONA: OBTENCIÓN DE UNA CETONA α,β–INSATURADA MEDIANTE

LA CONDENSACIÓN ALDOLICA DE CLAISEN-SCHMIDT

111

PRACTICA 14 OBTENCIÓN DE JABONES A PARTIR DE GRASAS

ANIMALES Y VEGETALES: REACCIÓN DE SAPONIFICACIÓN

118

BIBLIOGRAFIA GENERAL 123


3

ENCUADRE del CURSO: PLAN DE TRABAJO FORMA DE EVALUACION INTRODUCCION AL USO DE EQUIPO DE MICROESCALA MANEJO DEL SOFTWARE ‘CHEMOFFICE’ NORMAS DEL LABORATORIO (SEGURIDAD E HIGUIENE) SUSTANCIAS PELIGROSAS CLASIFICACION DE RESIDUOS QUIMICOS

Sírvase el siguiente modelo como una propuesta (misma que ha

sido tomada de otros cursos de laboratorio). El Profesor de la

asignatura puede considerar las modificaciones pertinentes en

base a sus criterios de evaluación.

FORMA DE EVALUACION

A) TRABAJO ESCRITO: Consta de dos partes Plan de Trabajo y Reporte de Trabajo.

PLAN DE TRABAJO: Se debe presentar en hojas blancas. Este deberá

presentar los siguientes puntos.

1) Carátula (se anexa el formato) en donde se asentará la

calificación de acuerdo con los rubros siguientes:

2) Objetivo

3) Hipótesis

4) Fundamento teórico con superíndices para referenciar.

Sesión Primera:


4

5) Monografía del producto (Cuando se tenga que obtener un

producto).

6) Materiales y Reactivos.

7) Toxicología de los reactivos químicos que se utilicen.

8) Metodología por pasos.

9) Rendimiento teórico y mecanismo.

10) Un diagrama de eliminación o tratamiento de residuos

Importante: Bibliografía, anotada correctamente, de por lo menos tres

fuentes (uno de orgánica, uno de toxicología y uno de ecología)


5

LABORATORIO DE QUIMICA ORGANICA

PLAN DE TRABAJO

EQUIPO No.___

PLAN DE LA PRÁCTICA No.___

TITULO:

INTEGRANTES:

FECHA:

PUNTOS A CALIFICAR OBSERVACIONES CAL

Presentación Objetivo Hipótesis Marco Teórico referenciado Monografía del producto Toxicología de reactivos Metodología bloques Material y reactivos Rendimiento Teórico Mecanismo de reacción Bibliografía Disposición o tratamiento de residuos

TOTAL



6

REPORTE DE TRABAJO: El alumno deberá fotocopiar esta página para ser

usado como formato estándar. Esta puede ser llenada de forma manuscrita.

UNIVERSIDAD DEL VALLE DE MEXICO LABORATORIO INTEGRAL DE QUIMICA ORGANICA

GRUPO EQUIPO FECHA REPORTE DE LA PRACTICA No.

.

CONTRASTE DEL OBJETIVO:

CONTRASTE DE HIPOTESIS:

RESULTADOS:

DISCUSION DE RESULTADOS:

CONCLUSIONES:

CONTESTAR CUESTIONARIO AL REVERSO.

OBSERVACIONES:

CALIFICACION REPORTE:



7

B) BITACORA DE TRABAJO:

Es el documento fehaciente de los experimentos realizados durante el curso, y cuya

escritura conducirá a la reproducción exacta del experimento. Cada experimento

escrito deberá ser fechado y firmado por un integrante del equipo de trabajo, el cual lo

deberá entregar a su compañero de equipo, este último en caso de entender lo escrito

en la bitácora, firmará de leído y entendido.

Esta será revisada por el profesor al término de cada práctica. Fotocopiar la siguiente

página para ser usado como formato estándar. Esta deberá ser llenada de forma

manuscrita.


8

UNIVERSIDAD DEL VALLE DE MÉXICO

LABORATORIO INTEGRAL DE QUIMICA ORGANICA NOMBRE: EXPERIMENTO No.: FECHA: TITULO:

1

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9

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FIRMA: LEIDO Y ENTENDIDO:

FECHA: FECHA:

C) EVALUACION ESCRITA:

Serán dos exámenes parciales los cuales tienen la finalidad de evaluar el aprendizaje del

alumno durante las sesiones de laboratorio.

D) SEMINARIOS:

En cada una de ellas se presentará un seminario el cual será desarrollado por parte de un

equipo de acuerdo al rol asignado por el profesor.


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NORMAS DE SEGURIDAD E

HIGIENE EN EL LABORATORIO

En cualquier curso de laboratorio particularmente aquel que involucre el uso de reactivos químicos, siempre existe el peligro de un accidente. Los compuestos químicos (orgánicos e inorgánicos) son a menudo tóxicos e inflamables, el material de vidrio se puede romper e infringir cortaduras severas y los reactivos pueden causar quemaduras e inflamación. Cualquier persona que entre a un laboratorio químico sin el conocimiento de la seguridad en el laboratorio está jugando con su salud, de ahí le necesidad de seguir algunas reglas de seguridad, para la prevención de accidentes. Normas personales

1) Cada grupo se responsabilizará de su zona de trabajo y por su material. 2) La utilización de bata es obligatorio, ya que evita que posibles proyecciones de

sustancias químicas lleguen a la piel. 3) Es importante que si tiene el cabello largo llevarlo recogido. 4) En el laboratorio no se podrá fumar, beber, ni comer. 5) Usar lentes o gogles de seguridad en el laboratorio todo el tiempo. Si se requieren

lentes de aumento se sugiere que los cristales sean endurecidos o de mica. También debe evitarse el uso de lentes de contacto debido a la generación de vapores y reactivos corrosivos que pueden causar un daño ocular.

6) Los zapatos de trabajo (no sandalias, ni tenis, ni de tacón) siempre se llevarán cerrados para tener protección adecuada contra salpicaduras químicas y vidrio roto.

7) Debe de utilizar guantes todo el tiempo para evitar que los reactivos tengan contacto con la piel.

Normas referentes a la utilización de productos químicos

1) Antes de utilizar un determinado compuesto, asegurarse bien de que es el que se necesita; para ello leeremos, si es preciso un par de veces, la etiqueta que lleva el frasco.

2) Como regla general, no tocar con la mano y menos con la boca, ningún producto químico.

3) No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar al profesor.

4) No pipetear con la boca los disolventes. Utilizar la perilla o una jeringa. 5) Los ácidos requieren un cuidado especial. Cuando queramos diluirlos, nunca

echaremos agua sobre ellos; siempre al contrario, es decir, ácido sobre el agua. Siempre trabajarlos en la campana.

6) Colocar los desechos en el contenedor adecuado y de la manera indicada por el instructor. Los desechos químicos, por razones de seguridad y protección al


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ambiente, no se deberán tirar en la tarja de lavabo, previa autorización del instructor del laboratorio.

Normas en el laboratorio.

1) Nunca trabajar solo en el laboratorio o ejecutar experimentos no autorizados. Si se considera necesario trabajar en el laboratorio fuera del horario establecido, se deberá obtener el permiso necesario y asegurar que se estará acompañado por otra persona mientras el interesado está trabajando.

2) Cualquier accidente serio que involucre envenenamiento o daño corporal deberá ser tratado con un médico competente, pero para minimizar los efectos de tales accidentes los estudiantes y docentes deberán estar familiarizados con los procedimientos básicos de primeros auxilios. Si por desgracia ocurre un accidente que requiera tomar acciones rápidas para prevenir daños permanentes (lavados de quemaduras químicas con agua, etc.), se deberá informar al profesor de inmediato y seguir la acción apropiada según se describe a continuación.

3) Si ocurriese la entrada de reactivos químicos a los ojos, deberá lavarlos inmediatamente con los párpados abiertos y corriente de agua. Si utiliza lentes de contacto deberá removerlos antes de la irrigación. La irrigación deberá ser continua por lo menos durante 15 minutos y enseguida acudir al oftalmólogo para ser examinados. El uso de ácido bórico o cualquier otra solución neutralizante no se recomienda para lesiones oculares, pues en algunos casos causa más daño que cuando se irriga. Si llegarán a penetrar partículas de vidrio o de otra clase en los ojos, deberá recibir atención médica de inmediato, remover cualquier partícula de vidrio es trabajo de un especialista.

4) El área afectada por una quemadura con reactivos químicos deberá ser enjuagada de inmediato con agua, usando una ducha de seguridad si el área lesionada es extensa, o una llave de agua si el área es pequeña. La rapidez del lavado es el factor más importante para reducir la extensión de la lesión. El agua deberá fluir continuamente por un mínimo de 20 minutos y el área afectada se deberá cubrir con gasas esterilizadas o paño limpio. La quemadura deberá ser examinada por un médico a menos que la piel solo presente un ligero enrojecimiento y sea un área pequeña. El uso de soluciones neutralizantes, ungüentos y grasas no se recomiendan en casos como estos a menos que se indique específicamente. En estos casos el lavado con agua siempre será primero antes del uso de cualquier agente. Si la quemadura es extensa o severa, la víctima deberá acostarse con la cabeza y el pecho un poco más abajo que el resto del cuerpo. Si la víctima está consciente y es capaz de tragar, se le dará de beber abundantes líquidos no alcohólicos hasta llegar al médico.


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Normas referentes a la instalación

1) Ubicar los lava-ojos en el laboratorio y aprender a utilizarlo. 2) Ubicar la regadera de emergencia y aprender su uso. 3) Ubicar las campanas de trabajo. 4) Ubicar área de pesado. 5) Ubicar las puertas de emergencia.

Normas referentes a la utilización del material de vidrio.

1) Cuidado con los bordes y puntas cortantes de tubos u objetos de vidrio. Alisarlos al fuego. Mantenerlos siempre lejos de los ojos y de la boca.

2) El vidrio caliente no se diferencia a simple vista del vidrio frío. Para evitar quemaduras, dejarlo enfriar antes de tocarlo (sobre ladrillo, arena, planchas de material aislante.

3) Las manos se protegerán con guantes o trapos cuando se introduzca un tapón en un tubo de vidrio.

Normas referentes a la utilización de balanzas

1) Cuando se determinen masas de productos químicos con balanzas, se colocará papel de filtro sobre los platos de la misma y, en ocasiones, será necesario el uso de un "vidrio de reloj" para evitar el ataque de los platos por parte de sustancias corrosivas.

2) Después de realizar el pesado debe de dejarse limpia y apagada la balanza. Normas referentes a la utilización de gas

1) El uso del gas butano requiere un cuidado especial: si se advierte su olor, cerrar la llave y avisar al profesor.

2) Si se va a utilizar un producto inflamable, cierre inmediatamente la llave general de gas y ventilar muy bien el local.

SUSTANCIAS QUÍMICAS PELIGROSAS

Las sustancias químicas se clasifican, en función de su peligrosidad, en:

1) Explosivos: Sustancias y preparados que pueden explosionar bajo el efecto de una llama.

2) Comburentes: Sustancias y preparados que, en contacto con otros, particularmente con los inflamables, originan una reacción fuertemente exotérmica.


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3) Extremadamente inflamables: Sustancias y productos químicos cuyo punto de ignición sea inferior a 0°C, y su punto de ebullición inferior o igual a 35°C.

4) Fácilmente inflamables: Se definen como tales: Sustancias y preparados que, a la temperatura ambiente, en el aire y sin

aporte de energía, puedan calentarse e incluso inflamarse. Sustancias y preparados en estado líquido con un punto de ignición igual o

superior a 0°C e inferior a 21°C. Sustancias y preparados sólidos que puedan inflamarse fácilmente por la

acción breve de una fuente de ignición y que continúen quemándose o consumiéndose después del alejamiento de la misma.

Sustancias y preparados gaseosos que sean inflamables en el aire a presión normal.

Sustancias y preparados que, en contacto con el agua y el aire húmedo, desprendan gases inflamables en cantidades peligrosas.

5) Inflamables: Sustancias y preparados cuyo punto de ignición sea igual o superior a

21°C e inferior a 55°C. 6) Muy tóxicos: Sustancias y preparados que por inhalación, ingestión o penetración

cutánea puedan entrañar riesgos graves, agudos o crónicos, e incluso la muerte. 7) Nocivos: Sustancias y preparados que por inhalación, ingestión o penetración

cutánea puedan entrañar riesgos de gravedad limitada. 8) Corrosivos: Sustancias y preparados que en contacto con los tejidos vivos puedan

ejercer sobre ellos una acción destructiva. 9) Irritantes: Sustancias y preparados no corrosivos que por contacto inmediato,

prolongado o repetido con la piel o mucosas pueden provocar una reacción inflamatoria.

10) Peligrosos para el medio ambiente: Sustancias y preparados cuya utilización presente o pueda presentar riesgos inmediatos o diferidos para el medio ambiente.

11) Carcinógenos: Sustancias y preparados que por inhalación, ingestión o penetración cutánea puedan producir cáncer o aumento de su frecuencia.

12) Teratogénicos: Sustancias y preparados que por inhalación, ingestión o penetración cutánea puedan inducir lesiones en el feto durante su desarrollo intrauterino.

13) Mutagénicos: Sustancias y preparados que por inhalación, ingestión o penetración cutánea puedan producir alteraciones en el material genético de las células.

Algunas de estas sustancias se reflejan en el etiquetado de los productos químicos

mediante un símbolo o pictograma, de manera que se capte la atención de la persona que va a utilizar la sustancia.

En el caso de incendio grave, la primera reacción deberá ser localizar las rutas de evacuación lo más rápido posible. Si el fuego es pequeño o dentro de un contenedor tal como un vaso o una cubeta, se extinguirá fácilmente colocando una tela mojada con agua


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sobre la tapa del contenedor. Si se considera conveniente se deberá recurrir al extintor del tipo adecuado (fuegos A, B, C o D) e intentar apagar el incendio apuntando el extintor a la base del fuego manteniendo una prudente distancia. Se debe estar preparado para llamar a los bomberos si el fuego se tornará incontrolable. Si el cabello o las ropas son alcanzados por el fuego de inmediato recurra a las regaderas que se encuentran en cada laboratorio o la manta antifuego para sofocarlo.

MICRO Y MACROESCALA EN

UN LABORATORIO DE QUÍMICA

La actividad en un laboratorio de química orgánica se puede desarrollar a tres niveles, según la cantidad de sustancia que se emplee: macro escala, mini escala y micro escala. La química a nivel micro o mini escala en el campo de la investigación y la docencia ha tenido un desarrollo muy vigoroso en las áreas de la química general y química sintética (inorgánica y orgánica) para mostrar la reactividad de diversos sistemas de interés básico, ambiental, industrial, etc. Con un gran impacto en la disminución de costos, tiempo de operación y tratamiento de residuos. Algunos fundamentos y conceptos básicos a considerar sobre la química a estos niveles son:

Los experimentos se pueden llevar a cabo con cantidades de reactivo comprendidas entre

0.005 y 0.5 g, por lo que las pesadas deben realizarse en balanzas con al menos dos cifras decimales, tres cifras decimales sería lo mejor. Téngase en cuenta que con estas cantidades una desviación de 0.1 g en un reactivo supone porcentualmente un error muy significativo en las proporciones adecuadas de los reactivos empleados.

Las cantidades de disolvente suelen estar por debajo de los 100 microlitros y cinco mililitros. Por ello se deben usar pipetas, micro pipetas, dosificadores o jeringas con la graduación y precisión adecuada para cada experimento.

El material empleado requiere una adaptación a las cantidades usadas, especialmente cuando estas son inferiores a los 100 miligramos.

Las ventajas del uso de técnicas a nivel mini y micro escala en el laboratorio son muy evidentes. Entre las más importantes podemos citar las siguientes. Reducir los costos por alumno en cada experimento. Posibilitar el aumento del número y variedad de experimentos con el mismo presupuesto. Permitir la realización de experimentos que impliquen la utilización de reactivos costosos. Reducir la cantidad de reactivos empleados y consecuentemente los residuos generados. Minimizar el tiempo de reacción y experimentación, por lo que se puede dedicar más

tiempo al análisis de resultados. Optimizar el aprovechamiento de de los laboratorios. Permitir el desarrollo de nuevas técnicas. Requerimiento de un menor espacio de almacenamiento para reactivos y materiales


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Promover el principio de las tres “r”: reducir, reciclar y recuperar. Perfección en la formación de los alumnos, ya que los obliga a ser más cuidadosos en

todas las etapas de la experimentación.

A continuación se muestra de manera general el material que se encuentra en un equipo Corning o Microescala. Figura 1.

Figura 1. Material general de vidrio que se encuentra en un maletín de microescala o macroescala.

Otros materiales de laboratorio se encuentran especificados en cada una de las Practicas de este manual.

CLASIFICACIÓN DE RESIDUOS

CÓDIGO CARACTERÍSTICAS DE LA SUSTANCIA EJEMPLO

A Disolventes orgánicos y soluciones de sustancias orgánicas que no contienen halógenos

Acetona.

B

Disolventes orgánicos y soluciones de sustancias orgánicas que contienen halógenos

Cloroformo

C Residuos sólidos orgánicos

Ácido acetil salicílico

D Soluciones salinas (inorgánicas)

Sulfato de cobre


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E

Residuos inorgánicos tóxicos, así como las sales de y sus soluciones de metales pesados

Sales de plomo, talio, selenio

F Compuestos combustibles tóxicos

Benceno

G Mercurio y sales de mercurio

Sulfato de mercurio

H Sales metálicas regenerables

Cloruro de plata

I Sólidos inorgánicos

Carbonato de bario

K

Residuos de vidrio, plástico, metal, columna y cartuchos para HPCL.

Recipientes rotos, papel pH, sílica gel, etc.


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EXTRACCION de la TRIMIRISTINA a partir de la NUEZ MOSCADA: SEPARACION DE COMPUESTOS ORGANICOS POR EXTRACCION Y DESTILACION Y CRISTALIZACION.

INTRODUCCION

na separación es el proceso, por el cual una mezcla se divide en al menos dos fracciones de diferente composición. Para lograr una separación se aprovecha

el hecho de que los diversos componentes de una mezcla tienen diferentes propiedades físicas y químicas. Algunas técnicas de separación que aprovechan diferentes propiedades, se resumen en la siguiente tabla.

Tabla 1: Fundamento de las diferentes técnicas de separación de compuestos químicos.

Técnicas de separación

Principio

FILTRACIÓN Baja solubilidad DESTILACIÓN Diferencia en punto de ebullición SUBLIMACIÓN Diferencia en punto de sublimación EXTRACCIÓN Diferencia de solubilidad en dos disolventes inmiscibles CRISTALIZACIÓN Diferencia de solubilidad en disolventes fríos y calientes CROMATOGRAFÍA Diferencia de movilidad de una sustancia que migra a través de un

“soporte”

LA EXTRACCIÓN:

Es una operación que contiene por objeto separar una sustancia deseada del material solido o líquido que la contiene, haciendo uso de disolventes, de tal forma seleccionados que permitan la disolución de dicha sustancia sin disolver a otras que estén presentes. En el laboratorio, la extracción se aplica en general para efectuar separaciones y purificaciones de productos naturales y de productos de síntesis orgánica.

U

Práctica 1:


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La extracción está basada tanto en la polaridad de los compuestos por separar como en la del disolvente empleado. Es decir, sustancias polares disuelven sustancias polares y las no polares son disueltas por las sustancias no polares, de ahí se dice que “lo semejante disuelve a lo semejante”.

La extracción puede llevarse a cabo entre fases: Sólido–Líquido o Líquido–Líquido.

En la extracción Sólido–Líquido, el sólido contenido en una mezcla puede

ser extraído por un disolvente polar o no polar dependiendo de su naturaleza. Posteriormente el sólido es eliminado y el sólido separado es recuperado.

En la extracción Líquido–Líquido, el compuesto (solido o liquido) se

encuentra disuelto en un disolvente “A” y para extraerlo se emplea un disolvente “B” (“A” y “B” deben ser inmiscibles). Después que el sistema es agitado, el compuesto deseado pasa de “A” a “B”. Los extractos obtenidos a partir de diluciones acuosas, son generalmente desecados antes de eliminar el disolvente, empleándose diversas sustancias higroscópicas tales como: Sulfato de sodio anhidro, sulfato de magnesio anhidro o cloruro de calcio anhidro.

LA DESTILACIÓN:

Es una operación unitaria, que contiene por objeto la separación de los componentes de una mezcla líquida mediante la diferencia de volatilidades relativas existentes en el sistema. Para nuestro caso, en esta práctica el uso de la técnica de destilación se basa en el interés de eliminar el disolvente empleado y así concentrar el extracto obtenido, el disolvente tiene un punto de ebullición menor al del extracto, esto permitirá que el extracto siempre permanezca en el contenedor inicial. La Cristalización: La cristalización es considerada como un método de purificación de los compuestos sólidos (únicamente) y está basada en las propiedades de solubilidad en disolventes a diferentes temperaturas. En realidad, el termino cristalización se refiere al ordenamiento uniforme de los átomos o moléculas capaces de formar cristales sólidos, pero a veces el mismo término se usa para las sustancias amorfas (donde los átomos o moléculas se encuentran en forma desordenada) y evitar ser confundidas con la Precipitación. La Precipitación se fundamente en la sobresaturación y/o insolubilidad de una sustancia sin importar la temperatura, la Cristalización depende meramente de la temperatura.

Hoy en día se conoce la composición química de todos los alimentos; este hecho se debe en gran parte a la aplicación de las técnicas de separación antes


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mencionadas. En esta sesión se llevara a cabo la separación de biomoléculas de frutos secos por la técnica de extracción y destilación.

OBJETIVO GENERAL

Aislar el triglicérido trimiristina (Fig. 1) de la nuez moscada mediante la técnica de Extracción, Destilación y Cristalización.

Fig. 1: Estructura química de la Trimiristina.

OBJETIVOS PARTICULARES

1) Conocer las partes del equipo de microescala así como adquirir la habilidad para ensamblar este dispositivo.

2) Comprender el fundamento del método de extracción, destilación y cristalización en la separación de compuestos orgánicos de frutos secos.

3) Comprender las características físico-químicas que deben cubrir los disolventes

usados en los procesos de extracción, destilación y cristalización.

MARCO TEORICO

Este apartado forma parte de la investigación extra-clase del alumno, por lo que deberá describirlo en su Plan de trabajo.

Los puntos a calificar en el Marco Teórico son:


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1) Fundamento de los métodos de Filtración, Extracción y Destilación. 2) Fundamento de las características físico-químicas de los disolventes

usados en los procesos de extracción y destilación.

Explicación de solubilidad como fenómeno físico.

Relación entre solubilidad y estructura molecular.

Polaridad y solubilidad.

Efecto de las fuerzas intermoleculares en la solubilidad.

Solvatación e hidratación.

Disolventes próticos y apróticos

3) Fundamento y uso de la filtración por embudo Buchner y Matraz kiatasato. 4) Generalidades de la Nuez Moscada y de la Trimiristina. 5) Generalidades de los Triglicéridos.

MATERIAL Y REACTIVOS

Bata y lentes de seguridad.

3 nueces moscada enteras

Equipo de microescala

Termómetro

Cinta Teflón

Sal de mesa

Espátula de calibre fino

Franela

Probeta de 50 mL

3 Mangueras de latex (80 cm)

2 soportes universales

3 pinzas de tres dedos con contrapinza o nuez.

2 vasos de precipitado de 50 mL

2 vaso de precipitados de 100 mL

Embudo de tallo corto

Papel filtro

Matraz kitasato de 100 mL Escobillón, zacate y detergente.

Cloroformo

Cloruro de calcio

Etanol ----------------------------------------------- Parrillas de calentamiento Embudos buchner Matraces kitazato

____________________________ Equipo expositor: 1 bolsa de hielo


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CONSIDERACIONES PREVIAS

1) Durante el tiempo del reflujo, el Equipo Expositor comenzará su seminario correspondiente.

2) Durante toda la sesión hasta el final de la misma, el equipo expositor será

el responsable de mantener la limpieza de la balanza analítica, de los reactivos y de la campaña de extracción, así como de la limpieza y orden del laboratorio al final de la práctica.

3) La entrada y estancia del alumno en el laboratorio estará condicionada al

respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y guantes látex es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

Extracción de la Trimiristina.

1) Con asesoría del profesor, armar el sistema de reflujo.

2) Haga un baño de sal a una temperatura de 65-70 ºC: Coloque 1/3 de sal de mesa en el vaso de precipitados de 100 mL. Para calentar la sal contenida en el vaso de precipitados use la parrilla de calentamiento. Use termómetro para monitorear constantemente la temperatura del baño de sal. Nota: Nunca infiera la temperatura del sistema por el lector o indicador de la parrilla de calentamiento, use siempre termómetro.

3) Moler 2.0 g de nuez moscada y colocarlos en el matraz redondo de 10 mL

del equipo de microescala y adicionar 4.0 mL de cloroformo.

4) Asegure el matraz redondo en el refrigerante (condensador). Nota: En la experiencia se ha observado que cuando el equipo de microescala presenta desgastes de uso, las juntas, empaques y roscas no sellan eficientemente el sistema lo que puede provocar fuga constante del disolvente evaporizado. Si esto llegase a ocurrir, se recomienda usar cinta


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teflón para sellar la junta del matraz de bola con el refrigerante, esto evitara cualquier fuga en el sistema.

5) Someter la mezcla de reacción a reflujo constante durante 30 min

manteniendo siempre constante la temperatura de 65-70 ºC (las temperaturas elevadas podrían sobresaturar de vapor el sistema de reflujo y llevar a su proyección).

6) Pasado este tiempo se enfría y se adiciona 0.3 g de cloruro de calcio. 7) Filtrar en embudo buchner/matraz kitazato con ayuda de alto vacio.

Destilación: concentración de la Trimiristina.

8) Montar el sistema de destilación.* 9) El extracto clorofórmico se destila hasta tener un líquido oleoso.

Cristalización: Purificación de la Trimiristina.

10) En un vaso de precipitados de 50 mL enfriar 10 mL de etanol (usar baño de hielo). Espere hasta que el etanol se encuentre totalmente frio.

11) El líquido oleoso se vierte en el etanol frio. Por enfriamiento cristaliza la

trimiristina. 12) Sobre un papel filtro previamente pesado, filtre al vacio el triglicérido

obtenido en embudo buchner/matraz kitazato. 13) El sólido se lava tres veces con 5.0 mL de etanol frio, mantenga el

producto sobre el embudo aproximadamente 5 min hasta que el etanol se haya eliminado por completo.

14) Se formara un polvo fino, se pesa el producto sobre el papel filtro y por

diferencia de pesos obtener el rendimiento de la trimiristina.

Prueba de solubilidad: Condiciones necesarias para una cristalización.

* En esta sesión evitar el uso del Rotavapor, esto con la finalidad de que el alumno aprenda el montaje del sistema de destilación convencional y comprenda el principio del mismo.


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15) Coloque 0.01 g de Trimiristina en un tubo de ensaye. Agrege1.0 mL de etanol a temperatura ambiente, agite vigorosamente la muestra ¿La muestra se disuelve? Anote sus observaciones.

16) Entonces caliente ligeramente el tubo sobre el baño de sal previamente usado. ¿La muestra se disuelve? Anote sus observaciones.

17) Deje enfriar el tubo a temperatura ambiente. Observe lo que pasa.

Entonces sumerja nuevamente el tubo de baño de hielo. Anote sus observaciones.

18) Discuta sus observaciones en su Reporte de Resultados.

CUESTIONARIO

1) ¿Porque el agua fría en un refrigerante debe circular en sentido ascendente?

2) ¿Qué función tiene el cloruro de calcio en la extracción? 3) ¿Por qué precipita la trimiristina cuando se usa etanol frio? 4) ¿Por qué se lava al final del proceso la trimiristina con etanol frio?

5) Discuta el fundamento fisicoquímico de lo que ocurre en los pasos 15-17.


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OBTENCION y SEPARACION de los PIGMENTOS VEGETALES de HOJAS de ESPINACA. PARTE 1: CROMATOGRAFIA EN CAPA FINA (TLC)

INTRODUCCION

n la sesión anterior se describió la separación de un compuesto orgánico

(trimiristina) del resto de los componentes originales del fruto seco. En

principio, el alumno no observó alguna otra dificultad de mezcla de productos

significativos ya que, por una parte, el uso de disolventes adecuados y las técnicas

adecuadas de separación llevaron al aislamiento del triglicérido con cierta pureza

aceptable. Este hecho no siempre es así, ya que en otras ocasiones, un sustrato

puede contener dos o más componentes con propiedades fisicoquímicas

semejantes en las mismas proporciones, esto significaría que en una extracción se

obtendrían dos o más productos, que al presentar semejanzas entre sí, sería muy

difícil una separación de estas por una simple cristalización. En esta y próxima

sesión estudiaremos la Cromatografía en Capa Fina (TLC, Thin Layer

Chromatography por sus siglas en ingles) y Cromatografía en Columna (CC), que

en principio, resolvería el problema antes mencionado.

Los métodos cromatográficos son considerados sumamente eficaces en la

purificación de sustancias, ya que tienen como finalidad la separación de una

mezcla en sus constituyentes individuales. El estudio de los métodos

cromatográficos (Esq. 1) es muy amplio e imposible de cubrir en su totalidad en

pocas sesiones de laboratorio. Por lo tanto, se cubrirán en este curso únicamente

las cromatografías en placa fina y en columna por ser estas las técnicas más

usadas en la purificación de sustancias en el laboratorio.

E

Práctica 2

Práctica 2:


25

Esq. 1: Clasificación de los métodos cromatográficos

Todas las separaciones cromatográficas se logran mediante la distribución de

los constituyentes de una mezcla entre dos fases, de las cuales una es fija y se

llama Fase Estacionaria y la otra que se desplaza se denomina Fase Móvil.

CROMATOGRAFÍA EN PLACA:

La Cromatografía en Placa es un método que consiste en separar mezclas de

compuestos, empleando como fase estacionaria un adsorbente adherido a placas

de vidrio, platico o aluminio, y como fase móvil un determinado disolvente o mezcla

de varios según sea el caso, dependiendo del enfoque que tenga la separación. La

cromatografía en placa se puede efectuar de dos formas: en Placa Fina (TLC) con

fines analíticos y en Placa Prepara con el objeto de “preparar” compuestos puros, el

principo de funcionamiento en ambas es el mismo, la diferencia en el enfoque y en

las especificaciones de la placa.

ADSORBENTES EMPLEADOS:

El adsorbente que constituye la fase estacionaria es de naturaleza variada

dependiendo del tipo de cromatografía que se lleve a cabo. Por ejemplo, en los

casos de cromatografía en placa y en columna se emplean como adsorbentes

alúmina (Al2O3) y gel de sílice (SiO2), siendo este último el más usado (empleado en

este curso). El gel de sílice o sílica gel, es un sólido blanco que puede encontrarse

Mezcla de

Productos

METODOS CROMATOGRAFICOS

SIMPLES

PLACA COLUMNA

INSTRUMENTALES

GASES LIQUIDOS

Compuesto Puro


26

pulverizado en diferentes tamaños (número de mallas) que de acuerdo al tipo de

cromatografía en placa o en columna, es el gel de sílice que se emplea.

DISOLVENTES EMPLEADOS:

Estos son también de naturaleza variada y su empleo va a depender del tipo

de compuesto o compuestos por separar y su polaridad. El éxito de una buena

separación por cromatografía dependerá tanto de la polaridad tanto de la sustancia

por separar como de los disolventes empleados para su separación. En términos

prácticos se dice que un compuesto es polar cuando es fuertemente adsorbido en la

fase estacionaria y no polar cuando no es retenido. En cuanto a los disolventes, se

consideran polares aquellos que son muy eficientes en desplazar sustancias

adsorbidas y no polares aquellos que desplazan con mayor dificultad (lentitud) a las

sustancias adsorbidas (Fig. 1).

Compuestos menos polares.Sufren menor retencion en lafase estacionaria.

Compuestos más polares.Sufren mayor retencion en lafase estacionaria.

La polaridad del disolvente modula laseparacion de los compuestos. A mayorpolaridad mayor es el "arrastre" de loscomponentes y viceversa.

Fig. 1 Dependencia en la polaridad de los compuestos y del disolvente en la TLC.

Existe una relación razonable entre las constantes dieléctricas de un

disolvente y su polaridad, por lo tanto, se pude enlistar una serie de disolventes con

polaridad creciente que pudiera ser utilizada según se requiera (Tabla 1).


27

Tabla 1: Constantes dieléctricas de disolventes comunes en

cromatografía.

Po

la

rid

ad

c

re

cie

nt

e

Disolvente Constante dieléctrica*

Disolventes no polares

Hexano 2,0

Benceno 2,3

Tolueno 2,4

Éter dietílico 4,3

Cloroformo 4,8

Disolventes polares apróticos

1,4-Dioxano 2,3

Acetato de etilo 6,0

Tetrahidrofurano 7,5

Diclorometano 9,1

Acetona 21

Acetonitrilo 37

Disolventes polares próticos

Ácido acético 6,2

n-Butanol 18

Isopropanol 18

n-Propanol 20

Etanol 24

Metanol 33

Ácido fórmico 58

Agua 82

* La Constante dieléctrica es una medida de la capacidad del solvente para

solventar a los iones.

La importancia de la TLC en el laboratorio radica en que esta permite de una

manera relativamente sencilla y con pocos recursos desde explorar y controlar la

separación de una mezcla hasta seguir el avance de una reacción, incluso aun en

casos donde se cuente con instrumentos de análisis, es recomendable explorar

previamente mediante una TLC.

http://es.wikipedia.org/wiki/Disolvente

http://es.wikipedia.org/wiki/Constante_diel%C3%A9ctrica

http://es.wikipedia.org/wiki/Hexano

http://es.wikipedia.org/wiki/Benceno

http://es.wikipedia.org/wiki/Tolueno

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%89ter_diet%C3%ADlico

http://es.wikipedia.org/wiki/Cloroformo

http://es.wikipedia.org/wiki/Dioxano

http://es.wikipedia.org/wiki/Acetato_de_etilo

http://es.wikipedia.org/wiki/Tetrahidrofurano

http://es.wikipedia.org/wiki/Diclorometano

http://es.wikipedia.org/wiki/Acetona

http://es.wikipedia.org/wiki/Acetonitrilo

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_ac%C3%A9tico

http://es.wikipedia.org/wiki/Butan-1-ol

http://es.wikipedia.org/wiki/Isopropanol

http://es.wikipedia.org/wiki/Propan-1-ol

http://es.wikipedia.org/wiki/Etanol

http://es.wikipedia.org/wiki/Metanol

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_f%C3%B3rmico

http://es.wikipedia.org/wiki/Agua


28

OBJETIVO GENERAL

Extraer y separar los carotenos, xantofilas, clorofila α, clorofila β y luteínas de

mediante la técnicas de Cromatografía en Capa Fina (TLC).


1) Comprender el concepto de cromatografía y aplicarlo en la separación de pigmentos vegetales.

2) Comprender el concepto de polaridad en cromatografía y su influencia en

la separación exitosa de una mezcla de compuestos.

3) Calcular el RF de cada uno de los compuestos e interpretar este valor. 4) Comprender el uso y funcionamiento del equipo de Rotavapor.

MARCO TEORICO

Este apartado forma parte de la investigación extra-clase del alumno, por lo que

deberá describirlo en su Plan de trabajo. Los puntos a calificar en el Marco Teórico son:

1) Fundamento de los distintos métodos cromatográficos. 2) Disolventes más usados y orden de polaridad de los mismos. 3) Cálculo del Rf en la TLC y su significado. 4) Generalidades de los pigmentos fotosintéticos y su orden de polaridad. 5) Fotosíntesis. 6) Uso de los pigmentos vegetales como colorantes naturales en productos

alimenticios.


29


6 hojas de espinaca Bata y lentes de seguridad. Tijeras Lápiz 1 pinzas de cirujano Papel filtro Capilares de vidrio boca pequeña. 1 frascos Gerber grande limpio. Un frasco color ámbar con taparrosca 1 vaso de precipitados de 100 mL Matraz erlenmeyer de 100 mL Espátula delgada. Franela.

3 mangueras de látex (80 cm de largo) Escobillón, zacate y detergente.

Metanol Acetato de etilo Hexano

_____________________________ Placas de Cromatografía en Capa Fina

(cromatofolios) Parrillas de calentamiento. Rotavapor con matraz redondo de 250

mL


1) Durante toda la sesión hasta el final de la misma, el equipo expositor será el responsable de mantener la limpieza de la balanza analítica, de los reactivos y de la campaña de extracción, así como de la limpieza y orden del laboratorio al final de la práctica.

2) El equipo expositor deberá preparar la mezcla de elución para la TLC

Hexano-Acetato de etilo (7:3): Con ayuda de una probeta de 50 mL medir 35 mL de hexano, verterlos en un matraz erlenmeyer de 100 mL. Posteriormente medir 15 mL de acetato de etilo y mezclarlos con agitación moderada en el matraz erlenmeyer. Tapar con papel aluminio la boca del matraz para evitar la evaporación.


respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata y lentes de seguridad es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO


30

Extracción de los Pigmentos de las hojas de espinaca:

1) Lavar perfectamente 6 hojas verdes y tiernas de espinacas con agua y después separar los peciolos y venas grandes de las hojas.

2) Cortar las hojas de espinacas con tijeras en trozos los más finamente

posible. 3) Colocar los trozos de espinaca en un vaso de precipitados de 100 mL y

adicionar aproximadamente 50 mL de metanol. Calentar moderadamente en la parrilla de calentamiento hasta que el disolvente adquiera una coloración verde intensa.

4) El disolvente se decanta en un matraz erlenmeyer de 100 mL. 5) Se repite el paso 3 y 4 para obtener una mayor cantidad de pigmento.

Cromatografía en Capa Fina (TLC)

6) Con asesoría del profesor colocar la muestra pigmentada en la TLC: Se marca la placa de TLC con ayuda de un lápiz (grafito) los puntos en donde se va a aplicar la muestra (tres puntos). Con un capilar, tomar un poco de la disolución orgánica que contiene los pigmentos y pinchar la TLC en los tres puntos con concentraciones diferentes. Para evitar que la mezcla difunda por la placa mientras es pinchada, vaciar el contenido del capilar poco a poco sobre el punto y soplar suavemente en cada pinchada para secar el disolvente. Las diferentes concentraciones es para que el alumno observe la relación entre la concentración con la intensidad, abultamiento y altura de las manchas una vez corrida en el disolvente.

1 2 3

Mayorconcentración

Medianaconcentración

Menorconcentración

7) A un frasco de Gerber grande se adicionan unos mililitros de una mezcla hexano/acetato de etilo 7:3; así mismo se coloca un papel filtro soportado


31

en la pared del frasco. Agite ligeramente el frasco de forma circular para que esta se sature de los vapores del disolvente.

8) Con ayuda de unas pinzas de cirujano se coloca la placa de TLC dentro

del frasco Gerber teniendo cuidado de que el disolvente del frasco no toque las aplicaciones del pigmento (en caso de que esto ocurra, elimine un poco del disolvente del frasco, tape y vuelva a agitar). Tapar el frasco Gerber. Se observará como por efecto de capilaridad el disolvente comenzará a subir por la placa.

9) Antes de que el disolvente llegue al tope de la placa ésta se saca del frasco con ayuda de las pinzas, marque rápidamente con un lápiz el nivel alcanzado por el disolvente en la placa (frente del disolvente), sople sobre la placa para permitir que el disolvente se evapore.

10) Se observará la posición de las manchas separadas en el siguiente

orden: carotenos (mancha superior amarilla-naranja), feofitina (ligeramente

visible en la TLC), clorofila α (mancha color verde ‘militar’), clorofila β

(mancha color verde ‘olivo’) y por último, en la parte inferior de la TLC tres fracciones correspondientes a las xantofilas (manchas amarillas-ligeramente verdes). Note como la concentración de las aplicaciones afecta el desplazamiento y uniformidad de las mismas. Se dice que una mancha muy concentrada y “abultada” no es confiable para una cierta interpretación.

11) Calcule el Rf de cada uno de los pigmentos, tome como manchas de

lectura aquellas que correspondan a la aplicación con concentración moderada, no tome lecturas de una y otra aplicación, solo elija una de las tres.


32

x

a

b

Linea base

Frente del disolvente

Punto de aplicación

A

B

Rf (A)=ax

Rf (B)=bx

Concentración del pigmento en Rotavapor y almacenamiento.

12) En un matraz redondo de rotavapor de 250 mL (asignado por el

laboratorio) y con asesoría del profesor, colocar la solución con el extracto de pigmentos y evaporar el disolvente a sequedad.

13) El concentrado del pigmento se raspa del matraz redondo con ayuda de

la espátula y se coloca en un frasco color ámbar, se tapa y se guarda para la siguiente práctica. Se deberá tener cuidado que el pigmento permanezca siempre guardado en la oscuridad.

CUESTIONARIO

1) Investigue la estructura química de cada uno de los pigmentos, en base a

esta información discuta su polaridad y de una explicación de por qué tuvieron cierto desplazamiento en la TLC.

2) ¿Por qué cuando introducimos la TLC a la cámara de cromatografía (frasco Gerber) se debe tener cuidado que las aplicaciones del pigmentos en la TLC no toque la mezcla de elución?

3) ¿Qué significa el Rf de cada sustancia en la TLC? 4) ¿Por qué debe cerrarse el frasco mientras está corriendo la placa? ¿Cómo

afecta esto en los resultados? 5) ¿Qué otros disolventes pudieran sustituir los usados para correr la TLC?

¿Por qué?


33

OBTENCION y SEPARACION de los PIGMENTOS VEGETALES de HOJAS de ESPINACA. PARTE 2: CROMATOGRAFIA EN COLUMNA

INTRODUCCION

a en la sesión anterior abordamos parte del fundamento de la Cromatografía,

en particular de la TLC. Pero como el estudiante se habrá dado cuenta, la

TLC tiene una limitante: la separación de los compuestos es posible pero solo para

unos cuantos microgramos de la muestra, es decir, hasta ahora no hemos podido

separar la cantidad total del extracto vegetal, por lo tanto, la TLC es solo analitica.

Aun así, es posible separar el extracto vegetal mediante una ‘Placa Preparativa’

(25×25 cm y 0.5 cm de espesor) pero su uso también es limitado a una cantidad no

mayor de 200 mg de muestra. Un método más convencional para lograr este

propósito es la Cromatografía en Columna (CC) que obedece al mismo principio de

la TLC, pero a diferencia de esta última, la CC es capaz de separar cantidades

mucho mayores de muestra; la CC no trabaja por capilaridad sino por gravedad.

OBJETIVO GENERAL

Purificar cada uno de los pigmentos vegetales obtenido de las hojas de espinacas por Cromatografía en Columna.

Y

Práctica 3:


34


1) Comprender el fundamento de la CC mediante la separación total de cada uno de los pigmentos obtenidos de las hojas de espinacas.

2) Cuantificar el contenido de clorofila β del extracto vegetal. 3) Comprender la relación entre la TLC y la CC, similitudes y diferencias. 4) Conocer los factores que afectan y determinan la separación exitosa de

una mezcla por CC.

MARCO TEORICO

Este apartado forma parte de la investigación extra-clase del alumno, por lo

que deberá describirlo en su Plan de trabajo. Puntos a calificar en el Marco Teórico.

‘Fundamento de la Cromatografía en Columna (CC)’

Los otros puntos como: Disolventes más usados y orden de polaridad de los

mismos, y Generalidades de los pigmentos fotosintéticos y fotosíntesis ya han sido

descritos en el Plan de Trabajo anterior por lo que se prescindirán de ellos.


Concentrado del pigmento (recolectado en

la práctica anterior) Bata, lentes de seguridad y cubrebocas. Algodón una cuchara de platico desechable 3 pipetas pasteur con bulbo (microperilla) 15 tubos de ensaye con gradilla. Matraz erlenmeyer de 100 mL Embudos de tallo corto. Espátula. Franela.

1 manguera de látex (80 cm de largo) 1 soporte universales 2 pinzas de tres dedos con contrapinza o

Bureta Sílica gel Metanol Acetato de etilo Hexano Sulfato de Sodio anhidro (Na2SO4)

_______________________________ Buretas Rotavapor y matraz redondo de 25 mL


35

nuez. Escobillón, zacate y detergente.




respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

3) PRECAUCIÓN, la sílica gel es altamente peligrosa si es ingresada a vías

respiratorias causando cáncer de pulmón a largo plazo, por lo que este paso deberá realizarse en la campana de extracción usando siempre cubrebocas.

PROCEDIMIENTO

Preparación de la Columna de Cromatografía (asesoría del profesor):

1) A la parte inferior de una bureta se le coloca un tapón (no muy ajustado) de

algodón por la parte interior, esto podrá hacerse con la ayuda del vacío. 2) Se agrega un poco de sulfato de sodio anhidro al interior de la bureta. 3) Posteriormente agregar sílica gel a la bureta haciendo uso de la cuchara

desechable. El volumen ocupado por la sílica gel será de 40% del volumen total de la bureta sersiorandose que ésta quede bien empacada con ayuda de LIGEROS golpecitos a la columna (cuidado de no golpear fuertemente la columna para no causar fracturas en ella) esto para compactar la sílica gel en la misma. Posteriormente se le adiciona nuevamente un poco de sulfato de sodio anhidro a la parte superior de la columna.


36

4) Monte la bureta en un soporte universal ajustando el mismo con 2 pinzas de tres dedos. Es importante que la columna se encuentre en forma vertical (90º), la mínima inclinación podría echar a perder la cromatografía.

Corrimiento de la muestra:

5) Preparar 100 mL del sistema de elución identificada para la TLC

(hexano/Acetato de etilo 7:3). Usar probeta para medir cantidades auxiliándose de un matraz erlenmeyer para homogenizar la solución.

6) La muestra se suspende con unos mililitros del sistema de elución y con

ayuda de una pipeta pasteur se coloca en el interior de la columna. Tener cuidado que al verter la solución ésta no toque las paredes de la columna, en caso de que esto ocurra, enjuagar las paredes con un poco del sistema de elución usado.

7) Una vez que todo el pigmento este dentro de la columna agregue

lentamente por las paredes de la misma sistema de elución suficiente para un aforo del 90% de la columna.

8) Por gravedad, se observa como los distintos pigmentos se van separando. 9) Recolectar en el inferior de la columna, mediante los tubos de ensaye, las

fracciones de la cromatografía. 10) Identificar los diferentes tonos de colores en los tubos de ensaye

recolectados: las primeras fracciones naranjas-amarillas corresponden a

los carotenos, las siguientes de color verde ‘militar’ a la clorofila α,

después la clorofila β (verdes ‘olivo’, pigmento más abundante) y por último las fracciones correspondientes a las xantofilas (amarillos). La intensidad de los colores puede variar en base la concentración de las diluciones en los tubos de ensaye. (haga uso de cámara fotográfica para el reporte de sus resultados).

11) Seleccionar las fracciones de la clorofila β, destilar el disolvente en el

equipo de rotavapor y obtener el rendimiento en base al peso de las espinacas trituradas (practica anterior).


37

CUESTIONARIO

1) ¿Por qué es necesario llevar a cabo primero la Cromatografía en Capa

Fina (TLC) antes que la Cromatografía en columna? 2) ¿Qué es mejor? ¿Tomar fracciones con cantidades pequeñas o grandes

de recolección? ¿Por qué? 3) ¿Qué es mejor? ¿Qué la altura de sílica gel en la columna sea corta o

alta? ¿Por qué? 4) ¿Qué función tiene el sulfato de sodio anhidro en la columna?

5) En el paso 4, ¿Por qué es importante que la columna permanezca en

forma vertical?


38

EXTRACCION de ADN de FRUTAS, VERDURAS y TEJIDO ANIMAL: EXTRACCION DE BIOMOLÉCULAS POR PROCESOS QUIMICO-ENZIMÁTICOS

INTRODUCCION

n las sesiones anteriores, hemos realizado la separación de compuestos

químicos presentes en algunos alimentos, esto con el fin de demostrar las

técnicas de separación usados cotidianamente en el laboratorio de química

orgánica; aunque cabe mencionar que los procesos anteriores tienen su

fundamento en procesos más físicos que químicos. Hoy abordaremos los métodos

de extracción que van más allá de una simple solubilidad ante un cierto disolvente o

capacidad de adhesión a una fase estacionaria.

Los ácidos nucleídos son los portadores químicos de la información genética

de un organismo. Una diminuta cantidad de ácido desoxirribonucleico (ADN) en un

huevo fertilizado determina casi todas las características físicas del animal en su

desarrollo completo. La diferencia entre una rana y un ser humano esta codificada

en una parte relativamente pequeña de este ADN. Cada célula lleva un juego

completo de instrucciones genéticas que determina el tipo de célula, su función,

cuando crece y se divide, y como sintetiza todas las proteínas, enzimas,

carbohidratos y demás sustancias que la célula y el organismo necesita para

sobrevivir.

El ADN lo aisló por primera vez, durante el invierno de 1869, el

médico suizo Friedrich Miescher mientras trabajaba en la Universidad de Tubinga.

Miescher realizaba experimentos acerca de la composición química del pus de

vendas quirúrgicas desechadas cuando notó un precipitado de una sustancia

desconocida que caracterizó químicamente más tarde. Lo llamó nucleína, debido a

que lo había extraído a partir de núcleos celulares. Se necesitaron casi 70 años de

E

Práctica 4:

http://es.wikipedia.org/wiki/1869

http://es.wikipedia.org/wiki/Suiza

http://es.wikipedia.org/wiki/Friedrich_Miescher

http://es.wikipedia.org/wiki/Universidad_de_Tubinga

http://es.wikipedia.org/wiki/Pus

http://es.wikipedia.org/wiki/Cirug%C3%ADa


39

investigación para poder identificar los componentes y la estructura de los ácidos

nucléicos.

Hoy se sabe que el ADN es un largo polímero formado por unidades

repetitivas de nucleótidos, los cuales son nucleósidos (Adenina, Guanina, Timina y

Citosina) fosforilados unidos por enlaces glicosídicos. Una doble cadena de ADN

mide de 22 a 26 angstroms (2,2 a 2,6 nanómetros) de ancho, y una unidad (un

nucleótido) mide 3,3 Å (0,33 nm) de largo. Aunque cada unidad individual que se

repite es muy pequeña, los polímeros de ADN pueden ser moléculas enormes que

contienen millones de nucleótidos. Por ejemplo, el cromosoma humano más largo,

el cromosoma número 1, tiene aproximadamente 220 millones de pares de bases.

Watson, Crick y Wilkins recibieron conjuntamente, en 1962, después de la muerte

de Rosalind Franklin, el Premio Nobel. Sin embargo, el debate continúa sobre

quién debería recibir crédito por el descubrimiento.

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_desoxirribonucleico#Componentes

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_desoxirribonucleico#Estructura

http://es.wikipedia.org/wiki/Pol%C3%ADmero

http://es.wikipedia.org/wiki/Angstrom

http://es.wikipedia.org/wiki/Nan%C3%B3metro

http://es.wikipedia.org/wiki/Mol%C3%A9cula

http://es.wikipedia.org/wiki/Nucle%C3%B3tido

http://es.wikipedia.org/wiki/Cromosoma_1

http://es.wikipedia.org/wiki/Par_de_bases

http://es.wikipedia.org/wiki/Premio_Nobel_en_Fisiolog%C3%ADa_o_Medicina


40

OBJETIVO GENERAL

Extraer ADN de células vegetales y animales.


1) Extraer ADN de fresas, guisantes e hígado de pollo mediante procesos bioquímicos.

2) Observar las diferencias y similitudes de técnicas de extracción (para la

presente practica con las realizadas anteriormente) 3) Ampliar el conocimiento del estudiante en los diferentes métodos de

extracción orgánica.


Bata, lentes de seguridad y guantes de latex

Fresas, guisantes o higado de pollo (según sea el caso)

Sal de mesa

Ablandador de carne en polvo

Jabón liquido sin aditivos

Varillas de madera

Matraz erlenmeyer de 100 mL

Recipiente casero (1/2 L de capaciad)

Vaso de precipitados de 100 mL

Vaso de precipitados de 50 mL

Tela de algodón 30×30 cm

Espátula delgada

Papel filtro y tijeras

Agitador de vidrio

Probeta de 50 mL

Pipetas de 5 y 10 mL

2 pipetas pasteur con bulbo.

Vidrio de reloj

Franela, escobillón y detergente.

Etanol 98% --------------------------------------------------------------

Embudos buchner

Matraces kitazato _______________________________________ Equipo expositor:

1 bolsa de hielo

Batidora manual


41



2) El equipo expositor será el responsable de proporcionar una batidora

portátil. 3) Es recomendable que el alumno se cerciore que las fresas sean de

invernadero y no silvestres. Las fresas silvestres son diploides, es decir, que contienen dos copias de cada cromosoma. Las fresas producidas comercialmente son octoploides, pues contienen ocho copias de cada cromosoma lo que las hacen particularmente buenas para este experimento. Las fresas que se comercializan de forma congelada pueden ser también útiles.

4) Es recomendable que el hígado de pollo sea lo más fresco posible.

5) Es preferible usar un jabón líquido claro, libre de aloe, perfumes,

colorantes y otros aditivos.

6) Es importante que el alcohol etílico no sea menor al 90% ya que los resultados no serán los esperados.

7) Durante toda la práctica, el alumno deberá usar guantes de látex para

evitar cualquier contacto con el material biológico, pues las manos secretan continuamente grasa.

8) El uso de las diferentes fuentes biológicas será de la siguiente manera:

Equipos 1-4: Fresas. Equipos 5-7: Guisantes Equipos 8-10: Hígado de pollo.


42

PROCEDIMIENTO

1) En un matraz erlenmeyer de 100 mL coloque 50 mL de etanol al 90%. Deje enfriar en baño de hielo para ser usado más adelante.

2) En un contenedor casero de 1/2 litro de capacidad coloque un hígado,

50 g de guisantes o 12 fresas (según sea el caso) (las fresas deberán estar previamente lavadas sin la capucha verde).

3) Añada 60 mL de agua corriente.

4) Con ayuda de una batidora manual, muela moderadamente el material

biológico. En este paso se permitirá el rompimiento de las células vegetales o animales lo que dejara los núcleos celulares sueltos.

5) Sobre un vaso de precipitados de 100 mL coloque una tela de algodón la

cual servirá como filtro. Vierta la masa biológica sobre la tela de algodón. Envuelva el material biológico con la tela y por acción mecánica, forzar la filtración recibiendo el líquido filtrado en el vaso de precipitados.

6) Realice otra filtración más fina del líquido sobre papel filtro al alto vacio

con ayuda de matraz kitazato/embudo buchner.

7) Agregue 2.0 g de sal de mesa. Con ayuda de un agitador de vidrio agite moderadamente la solución por 5 minutos.

Con la acción mecánica de la licuadora manual se permitió el

rompimiento de las células dejando libre a los núcleos. El cloruro de sodio (sal de mesa) alterará la presión osmótica de los núcleos lo que llevará a su estallido para que queden libres las fibras de cromatina.


43

8) Agregue 0.3 g de ablandador de carne domestico en polvo. Agita muy lentamente la solución con el agitador de vidrio por 1 min para homogenizar. Deja reposar por 10 min. iSé cuidadoso! Si lo agitas demasiado fuerte romperás el ADN haciéndolo más difícil de ver. El ablandador de carne tiene un alto contenido de enzimas

proteolíticas, estas actúan como tijeras rompiendo los enlaces peptídicos. Esto permitirá que las proteínas que rodean al ADN se rompan.

9) En otro vaso de precipitados de 50 mL homogeniza perfectamente 4.0 mL de jabón líquido en 10 mL de agua corriente.

10) Agrega la solución de jabón a la solución biológica. Agite MUY

LENTAMENTE por 5 Segundos. deja reposar por 5 min.

Aunque anteriormente las proteínas que rodean al ADN fueron hidrolizadas, las fracciones de las proteínas y aminoácidos remanentes aun siguen pegadas al ADN. La acción del detergente es formar un complejo con las proteínas, aminoácidos y lípidos para separarlas del ADN. Así nos quedará el ADN libre de las proteínas que tiene asociadas.


44

11) En una probeta de 50 mL coloca solamente 25 mL de la solución

biológica. Hazlo cuidadosamente sin agitar mucho la solución. Pon en posición diagonal la probeta para recibir la solución biológica.

12) Con ayuda de una pipeta de 10 mL se adicionaran 20 mL de etanol

previamente enfriado. La adición del etanol se hará cuidadosamente dejando caer SUAVEMENTE Y LENTAMENTE el alcohol POR LAS PAREDES de la probeta, esto se hace con el fin de evitar cualquier agitación brusca en la superficie de la solución biológica.

13) El alumno observara inmediatamente que la fase superior alcohólica

comienza a ponerse turbia. El ADN se está separando de la fase acuosa inferior. Espere 10 min hasta que la mayor cantidad de ADN sea separada. Observe que en la interfase se encuentra el mayor cúmulo de ADN, en la demás solución alcohólica se observará una tela de ADN.

Este paso final es el proceso para precipitar el ADN. El ADN es

soluble en agua y, por tanto, no visible en la mezcla que se filtró al inicio. Sin embargo, el ADN es insoluble en etanol en presencia de sal. Por lo tanto, la adición cuidadosa de etanol sobre la parte superior de la mezcla de ADN causará que el ADN se ‘salga’ de la solución y formar hilos visibles, insolubles.

14) Con ayuda de una pipeta pasteur, extraiga lo más que pueda la fase

alcohólica sin extraer el ADN formado.

CÉLULA DETERGENTE


45

15) Con ayuda de una varilla de madera, recoja el ADN y colóquela en un

vidrio de reloj previamente pesado. Deseche la fase acuosa en la tarja.

16) Repita los pasos 11-15 con la demás solución biológica que se dividió y que quedo en el matraz de precipitados de 100 mL.

17) En casa deje a la intemperie el producto recolectado evitando las altas temperaturas y acción solar. Deje a que el alcohol se evapore. Después del tercer día, pide permiso en el laboratorio para pesar el vidrio de reloj y por diferencia de pesos calcule el rendimiento del ADN. Pide los resultados a otros dos equipos que hayan realizado la extracción de ADN con otra fuente biológica, en tu reporte final discute los tres resultados.

CUESTIONARIO

1) Para el uso de tejido animal ¿porque es preferible usar hígado y no otro

órgano de animal?

2) ¿Cuál es el nombre de la enzima contienen los ablandadores de carne?

3) ¿Cuál es el ingrediente activo en el jabón que permitió la emulsificación de los lípidos y proteínas?

4) Investigue como podría determinar la presencia y pureza del ADN extraído en esta práctica.


46

SINTESIS DE LA CAFEINA A PARTIR DE LA TEOBROMINA Parte 1: Extracción de la Teobromina del Polvo de Cocoa

INTRODUCCION

a teobromina es un alcaloide de la familia de las metilxantinas, familia que incluye también a la teofilina y la cafeína. En estado puro, es un polvo blanco.

Es soluble en ácidos y bases, poco soluble en agua y alcohol etílico, y prácticamente insoluble en éter etílico. Esta sustancia se encuentra en la planta del cacao (Theobroma cacao), principalmente en las semillas, las cuales contienen entre un 1% a un 4% de ésta. Al fermentar y secar las semillas, y luego procesar el extracto obtenido, se obtiene el chocolate. El chocolate negro contiene aproximadamente 1,5% de teobromina, esto es, diez veces más que el chocolate

L

Práctica 5:

HN

N N

N

O

O

CH3

CH3CH3I

MeONa

MeOH

N

N N

N

O

O

CH3

CH3H3C

Teobromina Cafeina

http://es.wikipedia.org/wiki/Alcaloide

http://es.wikipedia.org/wiki/Metilxantina

http://es.wikipedia.org/wiki/Teofilina

http://es.wikipedia.org/wiki/Cafe%C3%ADna

http://es.wikipedia.org/wiki/Solubilidad

http://es.wikipedia.org/wiki/Agua

http://es.wikipedia.org/wiki/Etanol

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%89ter_et%C3%ADlico

http://es.wikipedia.org/wiki/Cacao

http://es.wikipedia.org/wiki/Chocolate


47

con leche común. La teobromina estimula el sistema nervioso central, provoca broncodilatación y diversos efectos cardiovasculares; sin embargo, en los humanos no se ven estos efectos al consumir chocolate, siendo muy raras las intoxicaciones, aunque es posible que puede producir dolor de cabeza, inapetencia o alergias en personas sensibles o en cantidades grandes.

La cafeína es una sustancia amarga que se encuentra en el café, el té, bebidas gaseosas, chocolate, nueces de cola y ciertas medicinas. Tiene muchos efectos en el metabolismo del cuerpo, incluyendo la estimulación del sistema nervioso central. Ésta puede hacerlo sentirse más alerta y aumentar su energía. La cafeína fue descubierta en 1819 por el químico alemán Friedrich Ferdinand Runge: fue él quien acuñó el término Koffein, un compuesto químico en el café, el cual pasaría posteriormente al español como cafeína. Las fuentes de cafeína más comúnmente usadas son el café, el té y en menor medida el cacao.

SUSTITUCIÓN NUCLEOFÍLICA BIMOLECULAR (SN2)

La sustitución nucleofílica bimolecular conocida también como reacción SN2, es un tipo de sustitución nucleofílica, donde un par libre de un nucleófilo (Nuc:—) ataca un centro electrofílico y se enlaza a él, expulsando otro grupo denominado grupo saliente (X—) En consecuencia, el grupo entrante reemplaza al grupo saliente en una etapa (Esq. 1)

XNuc:_

+ C CNuc + X

_

nucleófilo electrófilo(sustrato unido al grupo saliente)

producto gruposaliente

Esq. 1: Forma general de una Sustitución Nucleofílica Bimolecular, SN2.

Esta sustitución nucleofílica de un solo paso es un ejemplo de mecanismo SN2 (abreviatura de sustitución nucleofílica bimolecular). El término bimolecular quiere decir que en el estado de transición hay implicadas dos moléculas que colisionan. Las reacciones bimoleculares normalmente tienen ecuaciones de velocidad de segundo orden.

Durante esta reacción, un nucleófilo fuerte (donante de un par de electrones) con carga negativa ataca a un sustrato, es decir, el compuesto que es atacado por el reactivo o nucleófilo. El átomo de carbono del sustrato es electrofílico ya que va unido a un átomo (X) electronegativo. La densidad electrónica se representa alejada del carbono debido a la inducción ejercida por el grupo saliente, lo que hace que el átomo de carbono tenga una cierta carga positiva parcial.

δ- δ

+

sustrato

XC

http://es.wikipedia.org/wiki/Estimulante

http://es.wikipedia.org/wiki/Sistema_nervioso_central

http://es.wikipedia.org/wiki/Intoxicaci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Dolor_de_cabeza

http://es.wikipedia.org/wiki/Inapetencia

http://es.wikipedia.org/wiki/Alergia

http://es.wikipedia.org/wiki/1819

http://es.wikipedia.org/wiki/Friedrich_Ferdinand_Runge

http://es.wikipedia.org/wiki/Caf%C3%A9

http://es.wikipedia.org/wiki/Caf%C3%A9

http://es.wikipedia.org/wiki/T%C3%A9

http://es.wikipedia.org/wiki/Cacao

http://es.wikipedia.org/wiki/Sustituci%C3%B3n_nucleof%C3%ADlica

http://es.wikipedia.org/wiki/Nucle%C3%B3filo

http://es.wikipedia.org/wiki/Electr%C3%B3filo

http://es.wikipedia.org/wiki/Enlace_covalente

http://es.wikipedia.org/wiki/Grupo_saliente


48

Durante la transición bimolecular en las reacciones SN2 entre el nucleófilo y el grupo saliente, ¿Cuál es la disposición espacial del nucleófilo en la reacción con el grupo saliente cuando los reactivo pasan a través del estado de transición en su transformación en productos? Como se muestra en Esq. 2, el nucleófilo ataca al sustrato por la cara opuesta al enlace con el grupo saliente. Esto se denomina “desplazamiento por la cara de detrás”, o sustitución con inversión de la configuración.

Nu:_ C

R

RR

Nu C

R

RR

XX

_

C

R

RR

Nu + X

_

nucleófilo electrófiloestado de transición

producto gruposaliente

Esq. 2:: Este mecanismo de reacción muestra el cambio de configuración estereoquímica que sufre una molécula durante una SN2

Obsérvese que las flechas que se usan para mostrar el movimiento del par de electrones van desde el nucleófilo rico en electrones hasta el átomo de carbono pobre en electrones, electrófilo. El carbono solo puede alojar ocho electrones en su capa de valencia, por lo que el enlace C—X debe comenzar a romperse cuando el enlace Nu—C comienza a formarse. El grupo saliente X, se desprende con el par de electrones con el que estaba enlazado al átomo de carbono.

OBJETIVO GENERAL

Extraer la teobromina de la Cocoa para la posterior síntesis de la cafeína.

HN

N N

N

O

O

CH3

CH3CH3I

MeONa

MeOH

N

N N

N

O

O

CH3

CH3H3C

Teobromina Cafeina

Cocoa enPolvo

extracción


49


PARA ESTA SESIÓN:

Extraer la Teobromina de la Cocoa en polvo mediante los procesos de extracción ya estudiados.

MARCO TEORICO


Los puntos a calificar en el Marco Teórico, entre otros, son:

1) Generalidades del chocolate (defina que es el Cacao y que es la Cocoa)

2) Componentes químicos que se encuentran en la Cocoa y sus proporciones.

3) Propiedades de la teobromina

4) Propiedades y generalidades de la cafeína


Cocoa en polvo (se consigue fácilmente

en tiendas de materias primas) Bata, lentes de seguridad, guantes de

látex. Agitador de vidrio 1 pipeta de 1.0 mL 1 perilla 3 pipetas pasteur y un bulbo Embudo de vidrio Tela de algodón o felpa

Metanol Éter etílico Cloroformo MgO Sulfato de sodio anhidro.

____________________________________ Parrilla de calentamiento Cubetas y bombas de reflujo. matraces erlenmeyer de 250 mL matraces redondos de 250 mL boca


50

Algodón Vaso de precipitados de 50 mL Probeta de 50 o 100 mL Vidrio de reloj Papel filtro y tijeras 1 frasco pequeño para almacenar el

producto. Espátula delgada Franela.

3 mangueras de látex (80 cm de largo)

1 soporte universal 2 pinzas de tres dedos con contrapinza

o nuez. Escobillón, zacate y detergente.

esmerilada 24/40 refrigerantes entrada esperilada 24/40 Vasos de precipitados de 250 mL Rotavapor Embudo Buchner Matraz kitazato


1) Es de suma importancia que el alumno se cerciore de usar COCOA pura (sin algunos otros aditivos), esta se caracteriza por ser un polvo amargo, de color café con olor característico a chocolate. Este experimento no es exitoso si se usa otro producto comercial de chocolate ya que contiene varios aditivos que estropean los resultados.

2) Durante el tiempo del reflujo, el Equipo Expositor comenzará su seminario correspondiente.

3) Durante toda la sesión hasta el final de la misma, el equipo expositor

será el responsable de mantener la limpieza de la balanza analítica, de los reactivos y de la campaña de extracción, así como de la limpieza y orden del laboratorio al final de la práctica.

4) La entrada y estancia del alumno en el laboratorio estará condicionada

al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad guantes de látex y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.


51

PROCEDIMIENTO

1) En un vaso de precipitados de 250 mL homogenice 20 g de polvo de cocoa y 6 g de MgO (use agitador de vidrio para mezclar).

2) Agregue 40 mL de agua corriente y 20 mL de metanol. Mezcle perfectamente.

3) En la parrilla de calentamiento lleve la mezcla a sequedad total

(temperatura 150 ºC). Se obtiene un sólido grumoso.

4) Transfiera la muestra solida a un matraz redondo de 250mL (boca esmerilada 24/40).

5) Añada 60 mL de cloroformo.

6) Prepare un sistema de reflujo. Use un refrigerante con boca 24/40.

7) La mezcla se somete a reflujo constante por 30 min.

8) Después de este tiempo, quite con cuidado la parrilla de calentamiento

y deje enfriar el matraz.

9) Con ayuda de un embudo de vidrio y matraz erlenmeyer de 250 mL, filtre la mezcla de la siguiente forma: En un trozo de tela de algodón o

afelpado (30x30 cm) filtre el disolvente del matraz sobre el embudo de vidrio, colocando el total de la masa sólida en el centro de la tela, junte las esquinas de la tela y ejerza presión mecánica sobre la muestra para extraer el máximo de disolvente (use guantes de látex). Evite cualquier partícula del sólido en el filtrado color amarillo contenido en el matraz erlenmeyer.

10) El sólido recolectado en la tela se vuelve a verter en el matraz de bola,

añada nuevamente otros 60 mL de cloroformo y realice otra extracción a reflujo por 30 min. Filtre como lo hizo anteriormente.

11) Al matraz erlenmeyer que contiene la recolección de extractos añada 2

g de sulfato de sodio anhidro. Agite vigorosamente.

12) Filtre el disolvente sobre algodón y embudo de vidrio. Reciba el filtrado en un matraz redondo de 250 mL.


52

13) Elimine el disolvente en el rotavapor. Se observara la aparición de un sólido.

14) Vierta en el matraz redondo 1.0 mL de cloroformo raspando las paredes

del matraz con ayuda de una espátula delgada, esto para concentrar el sólido en el cloroformo.

15) Con ayuda de una pipeta pasteur extraiga la solución y colóquelo en un

vaso de precipitados de 50 mL.

16) Vierta nuevamente 1.0 mL de cloroformo en el matraz redondo para recolectar el máximo del sólido. Extraiga nuevamente con la pipeta pasteur y coloque en el vaso de precipitados.

17) Adicione 40 mL de éter etílico en el vaso de precipitados.

18) Permita la cristalización de la teobromina en el fondo del vaso por 45

minutos (evite cualquier movimiento en el vaso).

En este paso, la teobromina es altamente insoluble en éter etílico lo que provocara que todos los demás componentes indeseables se solubilicen en el éter y la teobromina se separe en el fondo del vaso. Esto es por lo tanto, el paso de la purificación.

La teobromina comienza a cristalizar cerca de los 15 minutos.

19) Con una pipeta pasteur extraiga el máximo de disolvente. Evite succionar la teobromina cristalizada en el fondo del vaso.

20) Adicione 3 mL de éter etílico al vaso de precipitados y con una pipeta

pasteur limpia succione el sólido y filtre sobre un papel filtro previamente pesado. Utilice embudo buchner y matraz kitazato en un sistema al vacío.

21) Enjuague el vaso con otros 3 mL de éter etílico para extraer el máximo

de la teobromina. Filtre.

22) Lave la teobromina que se encuentra en el papel filtro con otros 10 mL de éter etílico.

23) Seque el papel filtro sobre la parrilla de calentamiento a una

temperatura moderada. Pese el papel filtro y por diferencia de pesos


53

calcule el rendimiento. Guarde la teobromina en un frasco pequeño y limpio para la siguiente sesión.


54

SINTESIS DE LA CAFEINA A PARTIR DE LA TEOBROMINA Parte 2: Sustitución Nucleofílica Bimolecular (SN2) Monitoreo de una Reacción Química por TLC

OBJETIVO GENERAL

Extraer la teobromina de la Cocoa para la posterior síntesis de la cafeína.

HN

N N

N

O

O

CH3

CH3CH3I

MeONa

MeOH

N

N N

N

O

O

CH3

CH3H3C

Teobromina Cafeina

Cocoa enPolvo

extracción


PARA ESTA SESIÓN:

1) Sintetizar la cafeína a partir de la teobromina por medio de una SN2.

2) Comprender en la práctica el principio de la SN2.

3) Comprender el fundamente del seguimiento de una reacción química por TLC.

Práctica 6:


55


Teobromina (practica anterior) Equipo de microescala 1 agitador magnético muy pequeño Bata, lentes de seguridad, guantes de

látex. Termómetro 2 pipeta de 1.0 mL 1 pipeta de 5.0 mL 1 perilla 3 pipetas pasteur y un bulbo Embudo de vidrio Algodón 1 tubo de ensaye de 15 cm con

taparrosca. Probeta de 50 o 100 mL Vidrio de reloj 1 frasco pequeño para almacenar el

producto. Espátula delgada Franela.



o nuez. Escobillón, zacate y detergente. Es importante que para el desarrollo

de la TLC consulte el material requerido según lo especificado en la práctica No. 2

Metanol Metóxido de sodio Yodometano Cloroformo Sulfato de sodio anhidro.

____________________________________ Parrilla de agitación y calentamiento Cubetas y bombas de reflujo. Rotavapor



56

1) Nota para el profesor: El monitoreo de la reacción puede ser seguida a temperatura ambiente o por catálisis calorífica (las observaciones realizadas para ambas se muestran más adelante). El seguimiento de una o de otra estará sujeto a las consideraciones del profesor. Seguir la reacción a temperatura ambiente aumentaría las perspectivas del estudiante en el significado del monitoreo por TLC del avance de una reacción, pero esto involucraría el gasto masivo de recursos como lo son las placas de TLC (el cual depende también del número de equipos en el laboratorio) así como un mayor tiempo en el desarrollo de la sesión de laboratorio. La otra propuesta es monitorear la reacción en el minuto 10 a temperatura ambiente (donde se muestras aproximadamente el 50% de avance de la reacción), posteriormente llevar la reacción a catálisis calorífica durante 30 minutos (40 minutos de reacción) y llevar a cabo un segundo monitoreo para observar la reacción total (“desaparición” de la teobromina y “aparición” de la cafeína); las ventajas para este último es el entendimiento por el alumno del efecto calorífico en una reacción SN2 (mayor reacción a menor tiempo), el ahorro de recursos y tiempo en el desarrollo de la sesión. Una última propuesta es dividir y asignar a un determinado número de equipos el seguimiento de la reacción a temperatura ambiente y otra por catálisis calorífica

2) La reacción por catálisis calorífica se lleva a cabo a una temperatura de 50–60 ºC. Es importante que antes de comenzar con el procedimiento ya se tenga preparado el sistema de reflujo y calentamiento (baño de sal) a esta temperatura. Coloque 1/3 de sal de mesa en un vaso de precipitados de 50 mL. Para calentar la sal contenida en el vaso de precipitados use la parrilla de calentamiento. Use termómetro para monitorear constantemente la temperatura del baño de sal. Nota: Nunca infiera la temperatura del sistema por el lector o indicador de la parrilla de calentamiento, use siempre termómetro.

3) El equipo expositor deberá preparar 30 mL del sistema de elución diclorometano/metanol 95:5 para ser usado por el resto del grupo. Use probeta para medir los disolventes. Guarde el sistema de elución en un matraz erlenmeyer de 50 mL y tape con algodón.

4) El profesor deberá preparar la referencia de cafeína pura disuelta en

cloroformo (una pisca de cafeína en 0.5 mL de cloroformo).

5) Es importante que cada equipo guarde teobromina, la cual servirá como referencia en el seguimiento de la reacción por TLC. En un frasco muy pequeño coloque una pisca de teobromina y añada 2 gotas de metanol.


57

Cuando vaya a aplicar la referencia de teobromina en la placa de TLC es importante que agite el frasco vigorosamente.




al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad guantes de látex y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

1) En el matraz redondo de 10 mL del equipo de microescala provisto con un agitador magnético pequeño disuelva 0.02 g de teobromina en 1.0 mL de MeOH. Observe que la teobromina no se disuelve en el metanol

2) Entonces adicione 0.015 g de metóxido de sodio y agite

moderadamente por un minuto (use parrilla de agitación).

Observe que la teobromina se ha disuelto completamente. La solución torna a un color amarillo

3) Entonces vierta a la solución 0.3 mL de yodometano. Es importante

que este paso lo haga en la campana de extracción; use guantes de látex, lentes de seguridad y cubrebocas.

4) Con el tapón de rosca, tape el matraz de reacción.

5) Comience la reacción (agitación magnética) y monitoreo por TLC.

Si la reacción se hace a temperatura ambiente monitoree la reacción al minuto 10, 30, 50, 70 y 100.


58

Si la reacción se lleva a cabo por catálisis calorífica entonces monitoree la reacción de la siguiente forma: agite la reacción a temperatura ambiente por 10 minutos y entonces monitoree la reacción. Con el sistema de reflujo del equipo de microescala someta inmediatamente la reacción a 50–60 ºC por 30 minutos más. Después de este tiempo, quite cuidadosamente la fuente de calentamiento, deje enfriar el sistema de reflujo, quite el refrigerante y monitoree la reacción por TLC.

Es importante que para el desarrollo de la TLC (pinchado y

corrimiento) cuide las observaciones descritas en la práctica No.2.

Use capilares finos para la toma de muestras.

En la placa de TLC marque tres puntos de aplicación con un grafito (lápiz), a la primera identifíquela con la letra T (teobromina) a la segunda con la letra C (cafeína) y a la tercera como R (reacción). Use un capilar para cada una de ellas para evitar contaminación cruzada.

Cuando pinche las aplicaciones de referencia de teobromina y cafeína cerciórese bajo la luz UV que la intensidad (concentración) de dichas aplicaciones es la adecuada.

Para realizar la aplicación de la reacción en la TLC, destape la reacción, extraiga una alícuota con el capilar y coloque solo una pinchada en la TLC (se ha observado que una sola pinchada en la TLC es suficiente para una mejor resolución en la lectura de la misma).

Para esta ocasión use un sistema de elución Diclorometano/Metanol 95:5 (preparada por el equipo expositor)

Una vez que corra la TLC en la cámara de elución, sople sobre la TLC para evaporar el disolvente y observe bajo luz UV. Marque con un grafito las manchas observadas. Haga un dibujo en su bitácora, calcule el Rf para cada mancha observada.

A continuación se muestran las observaciones esperadas por el alumno para el monitoreo de la reacción a temperatura ambiente. Nota: el alumno deberá anotar sus propias observaciones percibidas en su bitácora.


59

0

20

40

60

80

100

120

0.0 10.0 30.0 50.0 70.0 100.0

% estimado de teobromina

% estimado de cafeina

Porcentaje estimado en TLC de los compuestos en la reacción a

temperatura ambiente

Minuto % de

Teobromina % de

Cafeína

0 100 0

10 50 50

30 30 70

50 20 80

70 15 90

100 0 100


60

Las observaciones en TLC que el alumno podría esperar para la reacción a temperatura ambiente así como para la reacción en catálisis calorífica se muestran a continuación: T= Teobromina; C= Cafeína; R= Reacción en proceso

El alumno podrá notar también en la TLC que en la aplicación de la reacción se observa un subproducto en la parte inferior (Rf=0.1) el cual se elimina durante el work-up de la misma (siguientes pasos).

6) Una vez que se ha observado reacción total, el metanol de la reacción se evapora en el rotavapor.

7) Posteriormente se adiciona 1.0 mL de cloroformo agitando ligeramente y manualmente el matraz para disolver el producto.

8) Con una pipeta pasteur extraiga la solución y colóquela en un tubo de

ensaye de 15 cm con tapon de rosca.

9) Adicione al tubo 3 mL de agua corriente, tape el tubo con el tapón de rosca y agite vigorosamente.

Rf = 0,35

Rf = 0,45

10 min

CT R

30 min

CT R

50 min

CT R

70 min

CT R

90-100 min

CT R

40 min

CT R

Temperatura Ambiente

50-60 °C

Temperatura Ambiente

DCM/MeOH 95:5


61

10) Con otra pipeta pasteur limpia extraiga cuidadosamente la fase orgánica

(inferior) y hágala pasar por una cama de sulfato de sodio anhidro en un embudo de vidrio soportado en algodón. Reciba el filtrado en un matraz limpio redondo de 10 mL previamente pesado.

11) Añada otro mililitro de cloroformo al tubo de ensaye, agite, extraiga y vuelva a pasar por el mismo sulfato de sodio.

12) Vierta 4 mL de cloroformo sobre el sulfato de sodio recolectando siempre en el matraz redondo.

13) Entonces rotaevapore el disolvente a sequedad total. Observe la

formación de cristales sedosos y blancos de cafeína.

14) Pese el matraz y por diferencia de pesos calcule el rendimiento.

15) Determine el punto de fusión y compárelo con el reportado en la literatura.

CUESTIONARIO

1) Explique en términos fisicoquímicos por que la reacción es acelerada o catalizada cuando se somete energía calorífica.


62

2) ¿Cuál es el fundamento de hacer pasar la solución de la muestra por sulfato de sodio anhidro?

3) Proponga otro método de síntesis para metilar la teobromina a la

cafeína.


63

SINTESIS DE SABORIZANTES FRUTALES: ESTERIFICACION DE FISHER

INTRODUCCION

LA QUÍMICA DEL AROMA Y EL SABOR:

or más que los nutriólogos o entusiastas de la alimentación para la salud deseen lo contrario, lo que elogiamos de una comida o alimento en general, es

su aspecto, aroma y sabor y no su riqueza en nutrientes. Esta actitud de los comensales no es tan torpe como pudiera parecer a primera vista. Los órganos de los sentidos implicados en la detección del aroma y sabor, evolucionaron para desempeñar una función esencial: establecer qué era y qué no era adecuado como alimento. Como regla general, la palatabilidad al consumir un alimento traduce su valor nutritivo.

Se considera al sabor como una propiedad de los líquidos, sólidos y gases en

disolución que se detectan en la boca a través de las células receptoras localizadas tanto en las papilas gustativas de la lengua como en otras partes de la cavidad bucal. El aroma se considera una propiedad de las sustancias volátiles que es detectada por las células receptoras del sistema olfatorio de la nariz.

El interés fundamental de la química en el flavor (aroma-sabor) de los

alimentos es la identificación de las sustancias concretas responsables de los elementos constitutivos del mismo así como identificar las estructuras químicas que desencadenan una particular respuesta en nuestros órganos de los sentidos. El químico se encuentra a numerosas dificultades en la investigación del flavor. El primer problema consiste en la inexistencia de sondas físicas o químicas que puedan detectar específicamente las sustancias de interés. No existe el equivalente para el flavor a los espectrofotómetros, que cuantifican la absorción de la luz de distintas longitudes de onda por los pigmentos. Aquí, solo el éxito de un método

P

Práctica 7:


64

analítico puede depender de la experiencia de un equipo de degustación entrenado o de la nariz de un experimentador. Una segunda complicación puede deberse a que un flavor en particular dependa de la combinación de varias sustancias químicas en proporciones específicas.

Una de las principales biosíntesis dentro de los frutos para la obtención de

sus componentes aromáticos y saborizantes es a partir de los aminoácidos gracias a la acción de las proteasas a través de reacciones de desaminación, descarboxilación, reducción y esterificación con lo cual se sintetizan diversos esteres como el acetato de isoamilo típico en el platano, butirato de metilo en manzanas, butirato de etilo en piña y manzana, acetato de octilo en naranja, etc. (Fig. 1 y Esq. 1)

Fig. 1: Esteres presentes en frutas.

H3CO

O

H3CH2CO

O

CH2CH2CH3

CH2CH2CH3 CH3(CH2)6CH2O CH3

O

Butirato de Metilo(manzana)

Butirato de Etilo(piña) Acetato de Octilo

(naranja)

(CH3)2CHCH2CH2O CH3

O

Acetato de isoamilo(platano)

Esq. 1: Biogénesis del acetato de isoamilo por conversión enzimática de aminoácidos (Leucina).

H2N CH C

CH2

OH

O

CH CH3

CH3

L-Leucina

CO2

NH2C

CH2

CH CH3

CH3

OH

H

CH2

CH2

CH CH3

CH3

OH

H3C C

O

SCoA

CoSAH

CH2

CH2

CH CH3

CH3

O

C

O OCH3

acetato deisoamilo(platano)

LA ESTERIFICACIÓN DE FISHER:

La esterificación de Fischer-Speier o esterificación de Fischer es un tipo

especial de esterificación que consiste en la formación de un éster por reflujo de un

http://es.wikipedia.org/wiki/Esterificaci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%89ster

http://es.wikipedia.org/wiki/Reflujo


65

ácido carboxílico y un alcohol, en presencia de un catalizador ácido. La reacción fue descrita por vez primera por Emil Fischer y Arthur Speier en 1895. La mayoría de ácidos carboxílicos son aptos para la reacción, pero el alcohol debe ser generalmente un alcohol primario o secundario. Los alcoholes terciarios son susceptibles a la eliminación, y los fenoles suelen ser muy poco reactivos para dar rendimientos útiles. Los catalizadores más comúnmente usados para una esterificación de Fischer incluyen al ácido sulfúrico, ácido tósico y un ácido de Lewis como el triflato de escandio(III). Para sustratos más valiosos o sensibles (por ejemplo, biomateriales), suele usarse DCC. La reacción suele llevarse a cabo sin un solvente, particularmente cuando hay un gran exceso de reactante, o en un solvente no polar. Los tiempos de reacción comunes varían de 1 a 10 horas a temperaturas de 60-110°C.

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar el acetato de isoamilo (plátano), butirato de metilo (manzana), butirato de etilo (piña) y el acetato de octilo (naranja) como saborizantes/aromatizantes naturales mediante la Esterificación de Fisher.

HO C

O

R2 +

alcohol ácido carboxilico éster

R1 OH + R1O C

O

R2 H2OH+ cat.

agua


1) Comprender y conocer los factores que intervienen en una síntesis química como la estequiometria, temperatura, catálisis, etc.

2) Comprender el fundamento de la Esterificación de Fisher.

3) Conocer y comprender el work-up (tratamiento) de una reacción, como son: neutralización de ácidos, separación de fases, desecación, destilación, etc.

MARCO TEORICO


http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_carbox%C3%ADlico

http://es.wikipedia.org/wiki/Alcohol

http://es.wikipedia.org/wiki/Catalizador

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido

http://es.wikipedia.org/wiki/Hermann_Emil_Fischer

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Arthur_Speier&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Reacci%C3%B3n_de_eliminaci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Fenol

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_sulf%C3%BArico

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=%C3%81cido_t%C3%B3sico&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_de_Lewis

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_de_Lewis

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Triflato_de_escandio(III)&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Biomaterial

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=N,N%27-diciclohexilcarboiimida&action=edit&redlink=1


66

Por lo tanto, los puntos a calificar en el Marco Teórico son:

1) Saborizantes en la industria alimenticia. 2) Fundamento de las reacciones de condensación de los ácidos

carboxílicos con los alcoholes (Esterificación de Fisher). 3) Mecanismo general de la Esterificación de Fisher 4) Propiedades de los ácidos carboxílicos y alcoholes. 5) Sustancias químicas usadas para la desecación de fases orgánicas y su

fundamento. 6) Características de cualquier Reacción Catalítica y un catalizador

MATERIAL Y REACTIVOS Equipo de microescala. Bata, lentes de seguridad, guantes de

látex y cubrebocas Termómetro Cinta teflón 1 vaso de precipitados de 50 mL. 1 matraz erlenmeyer de 100 mL 2 pipetas de 2.0 mL 1 perilla Sal de mesa. 3 pipetas pasteur y un bulbo 1 frasco pequeño para almacenar el

producto. Espátula. Franela.



o nuez. Escobillón, zacate y detergente.

Alcohol etílico Alcohol isoamilico Metanol Octanol Ácido acético glacial (>98%) Ácido sulfúrico concentrado (>98%) Ácido butírico Bicarbonato de sodio Sulfato de sodio anhidro.

____________________________________ Parrilla de calentamiento Cubetas y bombas de reflujo. 1 matraz erlenmeyer de 250 mL


67


1) PRECAUCION: EL ACIDO SULFÚRICO Y ACETICO SON ALTAMENTE CORROSIVOS Y DESPRENDEN GASES LOS CUALES QUEMAN AL CONTACTO LAS VÍAS RESPIRATORIAS SI SE INHALAN. TRABAJE SIEMPRE ESTOS COMPUESTOS EN LA CAMPANA DE EXTRACCION, USE GUANTES, LENTES DE SEGURIDAD, CUBREBOCAS Y BATA.

2) El ácido butírico desprende un olor fétido penetrante, por lo que se

recomienda evitar mancharse con la ropa. 3) Durante el tiempo del reflujo, el Equipo Expositor comenzará su

seminario correspondiente. 4) El equipo expositor deberá preparar 170 mL de bicarbonato de sodio al

10% para uso de todo el grupo. Pida al responsable del laboratorio un matraz erlenmeyer de 250 mL.




al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.


68

PROCEDIMIENTO

Tabla 1: Condiciones de reacción para la Esterificación de Fisher

Alcohol A Acido B Ester

H3CO

O

H3CH2CO

O

CH2CH2CH3

CH2CH2CH3

CH3(CH2)6CH2O CH3

O

Butirato de Metilo(manzana)

Butirato de Etilo(piña)

Acetato de Octilo(naranja)

CH3OHHO

O

CH2CH2CH3

CH3CH2OH HO

O

CH2CH2CH3

CH3(CH2)6CH2OH HO CH3

O

+

+

+

metanol

etanol

n-octanol

ácido butírico

ácido butírico

ácido acético

H

H

H

HO CH3

O

ácido acético

(CH3)2CHCH2CH2O CH3

O

Acetato de isoamilo(platano)

H(CH3)2CHCH2CH2OH +

alcohol isoamilico

1.0 mL 1.0 mL

0.6 mL 1.0 mL

0.9 mL 1.0 mL

1.0 mL 0.7 mL

95-100 ºC

75-80 ºC

75-80 ºC

95-100 ºC

Rol de Equipos:

Equipos 1-7: Síntesis del sabor plátano

Equipos 8: Síntesis del sabor manzana

Equipos 9: Síntesis del sabor piña

Equipos 10: Síntesis del sabor naranja

1) Monte el equipo de reflujo. 2) Prepare el baño de sal y con la ayuda de su termómetro mantenga la

temperatura especificada en la Tabla 1 (según sea el caso). Coloque 1/3 de sal de mesa en el vaso de precipitados de 50 mL. Para calentar la sal contenida en el vaso de precipitados use la parrilla de calentamiento. Use termómetro para monitorear constantemente la temperatura del baño de sal. Nota: Nunca infiera la temperatura del sistema por el lector o indicador de la parrilla de calentamiento, use siempre termómetro.


69

3) En el matraz cónico de 5.0 mL del equipo de microescala se mezclan el alcohol A y el Ácido B en base a las cantidades especificadas en la Tabla 1 (según sea el caso).

4) Se adicionan 2 gotas de ácido sulfúrico concentrado. Verifique que la

concentración del ácido sulfúrico no sea menor al 98% 5) Coloque el matraz en el sistema de reflujo y baño de sal. Se

recomienda sellar con cinta teflón para evitar fugas inesperadas. 6) Comience la reacción a reflujo por 50 min. Es importante medir la

temperatura constantemente con el termómetro, se ha observado para la síntesis del saborizante de piña y manzana que un aumento de la temperatura especificada lleva a rendimientos bajos del producto, visualmente la reacción puede tornar a un color café-oscuro, en condiciones normales este cambio de color no debe ocurrir. En el caso del acetato de isoamilo el cambio a un color café es normal.

7) Después de este tiempo la mezcla se saca del baño de sal y se deja

enfriar a temperatura ambiente. En este paso observe la formación de dos fases, la fase inferior (de menor proporción) corresponde al agua formada como subproducto de la reacción.

8) Con una pipeta de 2.0 mL vierta lentamente 2.0 mL de bicarbonato de

sodio al 10% (tenga cuidado, la mezcla de reacción producirá violentas burbujas de CO2 que podrían expulsar el producto contenido en el matraz). Espere un momento. Con su dedo pulgar (se supone que usted porta guantes látex) tape la boca del matraz y haga movimientos de 180 º arriba y abajo. Entonces con ayuda de una Pipeta Pasteur extraiga cuidadosamente la fase acuosa (inferior) y deseche. Repita este paso 6 veces más. En las últimas dos extracciones, la agitación con el dedo pulgar hágalo vigorosamente.

9) El producto se seca añadiendo 0.6 g de sulfato de sodio anhidro, se

agita el matraz. 10) Con otra pipeta pasteur se extrae cuidadosamente (sin extraer

partículas de Na2SO4) el producto desecado y se transfiere a un frasco pequeño previamente pesado. Por diferencia de pesos se calcula el rendimiento.


70

CUESTIONARIO

1) ¿Explique que es una reacción catalítica?

2) En caso de no disponer del ácido sulfúrico, ¿Qué otro ácido se puede utilizar?

3) ¿Por qué se hacen los lavados con bicarbonato de sodio? Escriba la ecuación química.

4) En el paso 8 se describió que la fase acuosa es la que se encuentra en la parte inferior y la fase orgánica en la parte superior. En cualquier otro caso, ¿Cómo podemos saber que fase es la acuosa y que fase es la orgánica?

5) Explique el fundamento fisicoquímico de usar temperaturas en una

reacción química.


71

SINTESIS DE LA ERITROSINA B: UN COLORANTE ARTIFICIAL ALIMENTICIO

Parte 1: Obtención de la FLOURESCEÍNA como intermediario

.

INTRODUCCION

tro de los aditivos alimentarios más importante y usado en la industria alimentaria son los colorantes. El color en los alimentos es muy importante

para el consumidor, ya que, siendo el primer contacto que tiene con ellos, es determinante para la aceptación o rechazo de los mismos. El color representa una parte esencial en la vida cotidiana del hombre desde los aspectos sociales, culturales, ambientales, etc. el color se basa en una serie de procesos físicos, químicos, fisiológicos y psicológicos. Esta percepción es especialmente evidente en el área alimentaria, donde la relación entre el color y el sabor son muy importantes para que el consumidor adquiera un producto. Un producto puede ser sustituido por otro si este no cumple con las propias “normas de calidad” del consumidor, como el no tener un color homogéneo y consistente, por lo que se busca siempre una apariencia natural.

Los colorantes usados en la industria alimenticia se clasifican principalmente en naturales y sintéticos (Esq. 1)

Ya al principio del curso, separamos los pigmentos de los extractos

vegetales los cuales son usados también como colorantes naturales en los alimentos. Como el alumno se habrá dado cuenta, el uso de colorantes naturales a niveles industriales presenta algunos inconvenientes: Los rendimientos de la fuente natural son muy bajos y algunos de ellos (como las clorofilas) se descomponen fácilmente por el efecto de la luz (fotosensibles); esto se traduce como materias primas poco rentables.

O

Práctica 8:


72

Esq. 1: Clasificación de los colorantes alimenticios

La ERITROSINA B es un xanteno y es el principal colorante (rojo) certificado

para uso en la industria alimenticia a nivel mundial, éste se usa principalmente en confiteria, helados, cremas, bebidas y jarabes; estadísticas describen que de todos los productos alimenticios usados en la industria para teñir a los alimentos color rojo, el 30% de estos usan a la eritrosina como colorante de elección. La eritrosina está catalogada en la Federal Food, Drug, and Cosmetic Act (FD&C) como Red No. 3; por el Sistema Internacional de Numeración (INS) bajo el código E-127, según lo determinado por el órgano correspondiente del Codex Alimentarius y por el Colour Index con el No. 45430.

Eritrosina B Flouresceina

La eritrosina B se obtiene principalmente de la FLUORESCEÍNA. La fluoresceína es una sustancia colorante orgánica utilizada en el examen de los vasos sanguíneos del ojo y en ciertas técnicas odontológicas. Fue descubierta por el Premio Nobel de Química (1905) Johann Adolf von Baeyer (1835-1917). La

Colorante

Naturales

Sintéticos

Orgánicos

Inorgánicos

Orgánicos

Vegetales

Animales

Minerales

Clorofila

Carotenoides

Antocianinas

Betalaínas

Flavonoides

Otros

Ácido carmínico

Ácido kermésico

Otros Dióxido de titanio

Negro carbón

Otros Xantenos

Azo

Antraquinonas

Otros

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Sistema_Internacional_de_Numeraci%C3%B3n&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Codex_Alimentarius

http://es.wikipedia.org/wiki/Compuesto_org%C3%A1nico

http://es.wikipedia.org/wiki/Odontolog%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/Adolf_von_Baeyer


73

fluoresceína es una sustancia colorante orgánica hidrosoluble de color amarillo perteneciente al grupo de las xantinas que produce un color fluorescente verde intenso en soluciones alcalinas (con pH mayor a 7). Cuando se expone a la luz (principalmente a la luz UV), la fluorescencia absorbe ciertas longitudes de onda y emite luz fluorescente.

La reacción más importante de los compuestos aromáticos es la Sustitución

Electrofílica Aromática (SEA), donde un electrófilo (E+) reacciona con un anillo

aromático y sustituye uno de los hidrógenos:

Ar–H + E–X → Ar–E + H–X

►Donde Ar es un compuesto aromático y E un electrófilo.

Mediante este tipo de reacción es posible anexar distintos sustituyentes al anillo aromático. Se le puede Halogenar (-F, -Cl, -I, -Br,), Nitrar (-NO2), Sulfonar (-SO3H), Alquilar (-R), etc. Todas estas reacciones pueden ser llevadas a cabo seleccionando los reactivos y condiciones apropiadas.

Al igual que el alqueno, el benceno tiene nubes de electrones π arriba y debajo de los enlaces σ que forman el anillo. Aunque los electrones π del benceno toman parte de un sistema aromático estable, permanecen disponibles para atacar un electrófilo fuerte y producir un carbocation (Esq. 2). Este carbocatión estabilizado por resonancia se le llama complejo σ, por que el electrófilo está unido al anillo de benceno por un nuevo enlace σ. El carbocatión σ es no aromático, porque el átomo de carbono hibrido sp3 interrumpe al anillo de orbitales p. Esta falta de aromaticidad contribuye a que el ataque electrófilo sea muy endotérmico. El complejo σ recupera la aromaticidad, por la pérdida del protón en el átomo de carbono tetraédrico, que origina un producto de sustitución.

Fig. 2 Los electrones π del benceno atacan un electrófilo fuerte dando un carbocatión estabilizado por

resonancia, que se llama complejo σ. La pérdida de un protón forma el producto de sustitución y regenera al sistema aromático.

http://es.wikipedia.org/wiki/Xantina

http://es.wikipedia.org/wiki/Fluorescencia

http://es.wikipedia.org/wiki/Disoluci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Base_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/PH

http://es.wikipedia.org/wiki/Longitud_de_onda

http://es.wikipedia.org/wiki/Hidrocarburo_arom%C3%A1tico

http://es.wikipedia.org/wiki/Electr%C3%B3filo


74

La formación del complejo σ determina la velocidad y el estado de transición que conduce a dicha formación, ocupa el punto máximo en el diagrama de energía (Esq. 3). Este paso es muy endotérmico debido a que forma un carbocatión no aromático. El segundo paso es exotérmico y se recupera la aromaticidad, además se origina una molécula de H-X. La reacción general es exotérmica.

Esq. 3 El diagrama de energía de la SEA indica que el primer paso es endotérmico y determinante en

la velocidad y que el segundo paso es muy exotérmico.

La síntesis de eritrosina propuesta para esta práctica está basada en el trabajo publicado por McCullagh y Daggett en el 2007 en la revista Journal of Chemical Education (Synthesis of Triarylmethane and Xanthene Dyes Using Electrophilic Aromatic Substitution Reactions) (ver bibliografía).

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar la Eritrosina B a partir de la Fluoresceína como intermediario mediante la Sustitución Electrofílica Aromática (SEA). (Dos sesiones)

O

O

O

OHHO

+ 2H

180-190 ºC

OHO O

COOH

OHO OH

O

O

4I2, NaI, NaHCO3

100 ºC

ONaO O

COONa

I

I

I

I

Flouresceína

Eritrosina B

anhidridof talico

Resorcinol


75


PARA ESTA SESIÓN:

1) Sintetizar la Fluoresceína a partir del anhídrido ftálico y resorcinol. 2) Verificar la fluorescencia en condiciones básicas de la fluoresceína

mediante la incidencia de luz UV. 3) Entender y comprender la reacción de Sustitución Electrofílica

Aromática (SEA) y las condiciones necesarias de reacción.

MARCO TEORICO

Este apartado forma parte de la investigación extra-clase del alumno, por lo que deberá describirlo en su Plan de trabajo. Por lo tanto, los puntos a calificar en el Marco Teórico entre otros son:

1) Generalidades de la Sustitución Electrofilica Aromática 2) Generalidades de los colorantes alimenticios. 3) Generalidades de la Eritrosina B 4) Generalidades de la Fluoresceína 5) Mecanismo de reacción.


Bata, lentes de seguridad y guantes de latex

1 termómetro

2 tubos de ensaye grandes (15 cm) con tapa de rosca.

Algodón


1 tubos de ensaye de 15 cm

1 agitador de vidrio

1 pipeta 1 mL.

1 perilla

Anhídrido ftálico

Resorcinol

Acido sulfúrico --------------------------------------------------------------

Parrillas de calentamiento.

Embudos buchner

Matraces kitazato

Lámpara de UV _______________________________________


76


Sal de mesa

Espátula

1 vidrio de reloj para pesar los reactivos

1 frasco pequeño para almacenar el producto.

Franela, escobillón, zacate y detergente.

Equipo expositor: 1 bolsa de hielo



2) El equipo expositor deberá preparar 20 mL de HCl al 60% y 100 mL de

NaOH al 15% para todo el grupo. Asesórese con el profesor. 3) La entrada y estancia del alumno en el laboratorio estará condicionada

al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata y lentes de seguridad es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

SINTESIS DE LA FLUORESEINA

1) En un vaso de precipitados de 50 mL, prepare un baño de sal a una

temperatura constante de 125-130 ºC sobre una parrilla de calentamiento (use siempre termómetro para medir la temperatura del baño de sal).

2) En un tubo de ensaye de 15 cm con rosca mezcle 0.1 g de anhídrido

ftálico y 0.15 g de resorcinol. Agite el tubo para homogenizar la muestra. 3) En la campana de extracción, y con ayuda de una pipeta, agregue 2

gotas de ácido sulfúrico concentrado (al 98%). Acerque la punta de la


77

pipeta a la mezcla de los reactivos, evite que el ácido corra por las paredes.

4) Tape el tubo de ensaye sin sellar herméticamente. 5) Sumerja el tubo de ensaye al baño de sal por 30 min (asegúrese que la

temperatura permanezca en todo tiempo a 125-130 ºC). 6) Observaciones durante la reacción: Durante la reacción se observara la

fundición de los reactivos hasta la formación de una masa solida muy oscura. En la superficie se podrá apreciar un tono ligeramente metálico.

7) Después de este tiempo saque el tubo y deje enfriar la reacción (aun

no apague el calor del baño de sal). Añada 2.0 g de hielo finamente picado y agite vigorosamente. NOTA:† El alumno se dará cuenta que la mezcla demuestra ser una masa muy sólida totalmente adherida a las paredes del tubo de ensaye (verifique esto con ayuda del agitador de vidrio, no trate de despegar el sólido del tubo) para nuestro procedimiento, esto es bueno, entonces continúe con los siguientes pasos.

8) Adicione 5 mL de agua corriente, agite vigorosamente, decante y

deseche (evite perder producto solido). 9) Entonces adicione otros 3 mL de agua y 1.0 mL de HCl al 60 % 10) Caliente el tubo a 125-130 ºC por 5 min (tape sin sellar

herméticamente). Decante nuevamente y deseche. 11) Adicione 3.0 mL de agua y solo 3 gotas de HCl al 60%, tape el tubo sin

sellar, y entonces sumerja nuevamente el tubo al baño de sal a 125-130 ºC hasta que la fluoresceína se desadhiera del tubo de ensaye.

12) Observaciones: Note que el sólido comienza a desintegrarse en un

polvo fino que precipita en el fondo del tubo. La solución comienza a cambiar a un color marrón.

13) Saque el tubo y deje enfriar.

† Se ha observado que esto no ocurre cuando se manejan cantidades mayores a los 0.2 g de anhídrido ftálico, ya que el sólido formado no es adherible a las paredes. Si esto ocurre, añada poca cantidad de la solución de HCl (pues la fluoresceína es soluble en esta), filtre y lave.


78

14) Filtre el sólido sobre un papel filtro previamente pesado con ayuda del alto

vacio (usar embudo buchner/matraz kitazato). Lave el producto con 30 mL de agua helada. Espere hasta sequedad del producto.

15) Pese el papel filtro y por diferencia de pesos calcule el rendimiento.

16) Se obtiene un polvo rojizo-marrón. Guarde el producto en un frasco limpio.

Prueba de fluorescencia:

17) En otro tubo de ensaye de 15 cm coloque 10 mL de una solución de NaOH al 15%

18) Añada una pisca de fluoresceína. Agite hasta que la fluoresceína se disuelva.

19) En un ambiente oscuro haga incidir luz UV a la solución y observe lo que

pasa. Anote y tome fotografía para su reporte.

CUESTIONARIO

1) Explique en término físicos ¿Por qué la fluoresceína emite fluorescencia

cuando se hace incidir una longitud de onda corta como la luz UV?

2) La fluoresceína al ser un compuesto orgánico, ¿Por qué es soluble en agua?

3) Es más común que una reacción química se lleve a cabo con ayuda de un

disolvente para mejorar la interacción entre las moléculas y disociación de iones. En este caso la reacción se hizo en ausencia de disolvente, entonces ¿Qué factor fue determinante para que la reacción fuese exitosa?

4) De otros ejemplos de colorantes de la familia de los xantenos.


79

BIBLIOGRAFIA

1) McCullagh, J. V.; Daggett, K. A., Synthesis of Triarylmethane and Xanthene Dyes Using Electrophilic Aromatic Substitution Reactions. J. Chem. Edu. 2007, 84,11, 1799-1802

2) Markow, P. G. et al. A Global Perspective on the History, Use, and Identification of Synthetic Food Dyes. J. Chem. Edu., 2011, 88, 1, 24-28.


80

SINTESIS DE LA ERITROSINA B: UN COLORANTE ALIMENTICIO

Parte 2: YODACIÓN de la FLOURESCEÍNA

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar la Eritrosina B a partir de la Fluoresceína como intermediario mediante la Sustitución Electrofílica Aromática (SEA). (Dos sesiones)

O

O

O

OHHO

+ 2H

180-190 ºC

OHO O

COOH

OHO OH

O

O

4I2, NaI, NaHCO3

100 ºC

ONaO O

COONa

I

I

I

I

Flouresceína

Eritrosina B

anhidridof talico

Resorcinol


PARA ESTA SESIÓN:

1. Sintetizar la Eritrosina B mediante la yodación de la fluoresceína en condiciones básicas.

Práctica 9:


81

2. Sintetizar la eritrosina B a través de una Sustitución Electrofílica Aromática (SEA).

3. Conocer y comprender el comportamiento de solubilidad de los

compuestos orgánicos y sus sales en medios acuosos y orgánicos.

.


Bata, lentes de seguridad y guantes de látex

Fluoresceína (practica anterior)

2 vasos de precipitados de 50 mL

1 termómetro

Sal de mesa

1 tubo de ensaye grande (15 cm) con tapa de rosca

Espátula delgada

Vidrio de reloj

Agitador de vidrio

3 pipetas de 1.0 mL

1 pipeta de 10 mL

2 matraces erlenmeyer de 50 mL

Algodón.

Embudo de vidrio de tallo corto.



I2

NaHCO3

NaI

Agua destilada

Éter etílico

Sulfato de sodio anhidro

Tiosulfato de sodio --------------------------------------------------------------

Parrillas de calentamiento.

Embudos buchner

Matraces kitazato

Embudos de separación de 60 mL con tapa

Rotavapor con matraz redondo de 50 mL



2) El equipo expositor deberá preparar 15 mL de tiosulfato de sodio al 10%, 15 mL de HCl al 40% y 20 mL de NaOH al 15% para todo el grupo. Asesórese con el profesor.


respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El


82

uso de bata y lentes de seguridad es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

SINTESIS DE LA ERITROSINA B:

1) En un vaso de precipitados de 50 mL, prepare un baño de sal a una

temperatura constante de 120 ºC sobre una parrilla de calentamiento (use siempre termómetro para medir la temperatura del baño de sal).

2) En un tubo de ensaye grande de 15 cm agregue 0.05 g de fluoresceína, 0.126 g de NaHCO3, 0.04 g de NaI y 0.152 g de I2. Si el yodo se presenta en forma de perlas, macerar con ayuda del agitador de vidrio.

3) Por último agregue 1.0 mL de H2O destilada y tape ligeramente el tubo sin

sellar herméticamente para evitar una fuerte presión dentro del tubo. El tubo deberá tener tapón con rosca o podrá usarse un corcho de tal medida.

4) Sumerja el tubo en el baño de sal (mantenga constante la temperatura,

use termómetro).

5) Caliente el tubo durante 45 min.

6) Observaciones durante la reacción: La mezcla de reacción comenzará a burbujear y tornará a un color rojo intenso. Si se agita el tubo se podrá apreciar un tono rosa en las paredes del tubo.

7) Después de este tiempo, saque el tubo del baño de sal y deje enfriar.

8) Agregue 1.0 mL de una solución de tiosulfato de sodio al 10%. Agite

durante 30 s.

9) Vierta al tubo 7.0 mL de agua corriente y transvase a un embudo de separación de 60 mL. Repita esta operación.

10) Añada 20 mL de éter etílico. Observe las dos fases: La fase acuosa

(inferior) presenta un color rojo profundo pues contiene a la eritrosina B. La fase orgánica (superior) permanece incolora.


83

11) Añada lentamente 1.0 mL de HCl al 40%. Tape el embudo, agite

vigorosamente hasta que la eritrosina B pase de la fase acuosa a la fase orgánica. Elimine la presión. Observe que ahora la fase acuosa permanece incolora y la fase orgánica con un color naranja.

12) Separe las fases. Reciba la fase acuosa en un matraz erlenmeyer de 50

mL, neutralice con bicarbonato de sodio (hasta ya no ver aparición de CO2) y deseche a la tarja.

13) Reciba la fase orgánica en un matraz erlenmeyer de 50 mL y deseque con

1.0 g de sulfato de sodio anhidro agitando moderadamente.

14) Filtre la solución sobre algodón y embudo de vidrio de tallo corto, reciba el filtrado en un matraz redondo para rotavapor de 50 mL (proporcionado por el laboratorio). Enjuague el matraz erlenmeyer con otros 15 mL de éter etílico y repita este paso.

15) Destile el disolvente en rotavapor.

16) Con ayuda de una espátula delgada, raspe el matraz y transfiera el sólido

color naranja a un vidrio de reloj para pesar el producto. Anote el peso.

17) Vierta el producto en un vaso de precipitados de 50 mL y regenere la eritrosina B en base a la siguiente relación: 1.5 mL de NaOH al 2%: 0.1 g de producto naranja. Cerciórese que el vaso permanezca en todo tiempo diagonalmente, esto para provocar el agrupamiento de los reactivos y su fácil interacción.

18) Adicione la solución de NaOH agitando el contenido del vaso con ayuda de un agitador de vidrio o espátula. Homogenice completamente el sólido en la solución de NaOH. Observe el cambio de color naranja a rojo-rosado (regeneración de la eritrosina B).

19) Evapore a sequedad sobre la parrilla de calentamiento a una temperatura no mayor a 60 ºC.

20) Raspe la eritrosina B y pese para obtener el rendimiento.


84

CUESTIONARIO

1) En el paso (6) ¿Por qué la reacción genera burbujas?

2) En el paso (8) ¿Por qué se agrega tiosulfato de sodio a la reacción?

3) En el paso (11) ¿Por qué es necesario pasar la eritrosina B de la fase

acuosa a la fase orgánica? Considere que en este paso la eritrosina B ya estaba formada, pudimos haber evaporado a sequedad el agua y obtener el sólido deseado, si esto fuera así ¿Qué hubiese pasado con el rendimiento experimental? Explique.

4) Escriba la ecuación química que ocurre para la eritrosina B cuando se

adiciona HCl en el paso (11)

5) En el paso (18) ¿por qué decimos que la eritrosina B se ‘regenera’ cuando agregamos NaOH? Escriba la ecuación química.


85

SINTESIS DE UN CONSERVADOR ALIMENTICIO: REACCION DEL HALOFORMO

INTRODUCCION

CONSERVADORES QUÍMICOS EN LA INDUSTRIA ALIMENTARIA:

odos los alimentos, ya sea de origen vegetal o animal, están compuestos por materia orgánica, es decir, provienen de células vivas, por lo tanto, están

sujetos a factores físicos, químicos y biológicos de degradación y descomposición. Dentro de los factores biológicos, los microorganismos son considerados como los agentes principales del deterioro de los alimentos. Los métodos de conservación de alimentos se clasifican en tres grupos principales: Métodos Físicos (Ej. Esterilización o Pasteurización), Métodos Biológicos (Fermentación) y Métodos Químicos. En estos últimos, son considerados como aditivos alimentarios, que añadidos a los alimentos detienen o minimizan el deterioro causado por la presencia de diferentes tipos de microorganismos (bacterias, levaduras y mohos).

Se sabe con certeza que más del 20% de todos los alimentos producidos en el mundo se pierden por acción de los microorganismos y, por otra parte, estos alimentos alterados pueden resultar muy perjudiciales para la salud del consumidor, por lo tanto el primer empleo es el de evitar el deterioro. Los alimentos en mal estado pueden llegar a ser extremadamente venenosos y perjudiciales para la salud de los consumidores, un ejemplo de esto es la toxina botulínica generada por la bacteria Clostridium botulinum que se encuentra presente en las conservas mal esterilizadas, embutidos, así como en otros productos envasados, esta sustancia se trata de una de las más venenosas que se conocen (incluso puede ser más tóxica que el cianuro en una misma dosis).

La acción conservante del ácido benzoico fue descrita por primera vez en el año de 1875, por H. Fleck, al intentar encontrar un sustituto del entonces ya familiar ácido salicílico. Fue Fleck quien estableció una relación entre la acción de ambos ácidos y la del fenol. A diferencia del ácido salicílico, el ácido benzoico no pudo

T

Práctica 7

Práctica 10:

http://es.wikipedia.org/wiki/Aditivo_alimentario

http://es.wikipedia.org/wiki/Microorganismo

http://es.wikipedia.org/wiki/Bacteria

http://es.wikipedia.org/wiki/Levadura

http://es.wikipedia.org/wiki/Moho

http://es.wikipedia.org/wiki/Alimento

http://es.wikipedia.org/wiki/Veneno

http://es.wikipedia.org/wiki/Toxina_botul%C3%ADnica

http://es.wikipedia.org/wiki/Clostridium_botulinum

http://es.wikipedia.org/wiki/Conserva

http://es.wikipedia.org/wiki/Embutido

http://es.wikipedia.org/wiki/Cianuro


86

inicialmente producirse sintéticamente en grandes cantidades, por lo que, hasta el cambio de siglo, no pudo ser introducido en la conservación de los alimentos. Desde entonces, ha sido un conservante ampliamente usado en todo el mundo, principalmente debido a su bajo precio.

El ácido benzoico ha sido catalogado por el Sistema Internacional de Numeración (INS) bajo el código E-210, según lo determinado por el órgano correspondiente del Codex Alimentarius.

LA REACCIÓN DEL HALOFORMO Y LA GENERACIÓN DE ÁCIDOS CARBOXÍLICOS:

La reacción del haloformo es una reacción orgánica en la que se produce un haloformo (CHX3, donde X es un halógeno) por halogenación exhaustiva de una metilcetona (una molécula que contiene el grupo R-CO-CH3) en presencia de una base. R puede ser hidrógeno, un alquilo o un arilo.

En esta reacción dos productos son formados: (1) un haloformo, como son

CHCl3, CHBr3 o CHI3 dependiendo del halógeno usado; y (2) un ácido carboxílico que muestra la pérdida de un átomo de carbono a la cetona de partida.

Esta reacción fue usada tradicionalmente para determinar la presencia de una metilcetona, o un alcohol secundario oxidable a metil cetona, a través de la ‘Prueba del Yodoformo’. Hoy en día, las técnicas espectroscópicas como RMN y la espectroscopia IR son preferidas, debido a que requieren muestras más pequeñas, pueden ser no destructivas (para la RMN) y son fáciles y rápidas de efectuar. Anteriormente esta reacción fue usada para producir yodoformo y bromoformo, inclusive cloroformo, a nivel industrial. En química orgánica, esta reacción puede ser usada para convertir una metilcetona terminal en un ácido carboxílico apropiado.

En este experimento, un blanqueador doméstico será usada como fuente de cloro debido al contenido en solución de hipoclorito de sodio (NaOCl). En esta solución, el halógeno y la base están presentes debido al equilibrio de reacción en la solución comercial:

H2O + NaOCl + NaCl 2 NaOH + Cl2



http://es.wikipedia.org/wiki/Codex_Alimentarius

http://es.wikipedia.org/wiki/Reacci%C3%B3n_org%C3%A1nica

http://es.wikipedia.org/wiki/Hal%C3%B3geno

http://es.wikipedia.org/wiki/Halogenaci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Cetona_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/Base_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/Hidr%C3%B3geno

http://es.wikipedia.org/wiki/Radical_alquilo

http://es.wikipedia.org/wiki/Radical_arilo


http://es.wikipedia.org/wiki/Bromoformo

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http://es.wikipedia.org/wiki/Alcohol_secundario

http://es.wikipedia.org/wiki/Reacci%C3%B3n_del_haloformo#prueba_del_yodoformo

http://es.wikipedia.org/wiki/Reacci%C3%B3n_del_haloformo#prueba_del_yodoformo

http://es.wikipedia.org/wiki/Espectroscopia_RMN

http://es.wikipedia.org/wiki/Espectroscopia_IR

http://es.wikipedia.org/wiki/Yodoformo

http://es.wikipedia.org/wiki/Bromoformo


http://es.wikipedia.org/wiki/Qu%C3%ADmica_org%C3%A1nica

http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Haloform_Reaction_Scheme.png


87

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar el ácido benzoico (conservador alimenticio) por oxidación de la acetofenona a través de la reacción del haloformo.

C

O

CH3 C

O

OH + HCCl3

1) NaOCl

2) H+

acetofenona ácido benzoico clorof ormo


1) Comprender y conocer la reacción del haloformo como ruta sintética para la preparación de ácidos carboxílicos.

2) Conocer el uso de la solución básica acuosa del hipoclorito de sodio

como fuente de cloro molecular (Cl2). 3) Comprender y reforzar el uso de técnicas apropiadas para el work-up de

las reacciones orgánicas, como son la extracción liquido-liquido, filtración, precipitación, entre otras.

4) Comprender y reforzar la importancia de la Química Orgánica en la

síntesis de Aditivos Alimenticios.

MARCO TEORICO


que deberá describirlo en su Plan de trabajo. Puntos a calificar en el Marco Teórico, entre otros, son:

1) Generalidades de los conservadores alimenticios (clasificación, ejemplos de sus aplicaciones, estructuras químicas, toxicología, aplicaciones)


88

2) Reacciones de las cetonas 3) Métodos de síntesis de los ácidos carboxílicos. 4) Mecanismo de reacción


Blanqueador domestico Bata y lentes de seguridad. Equipo de microescala 1 barra magnética pequeña de

agitación 1 pipeta de 1 mL 2 pipetas de 10 mL 1 perilla 2 matraces erlenmeyer de 50 mL Papel filtro y tijeras 1 frasco pequeño color ambar para

almacenar el producto. Espátula. 1 soporte universal con pinza de tres

dedos Franela, escobillón, zacate y

detergente.

Acetofenona Éter etílico Ácido clorhídrico al 38-40% Bicarbonato de sodio Agua destilada

-------------------------------------------------------------- Parrillas de agitación magnética Embudos de separación de 60 mL Matraz kitazato Embudo buchner


1) La presente práctica fue reproducida usando blanquedor domestico de la marca Cloralex Clásico®

, es importante que el blanquedor usado no contenga algunos otros aditivos, como colorantes, estabilizantes, etc. Verificar el contenido de hipoclorito de sodio.



3) El expositor se encargara del tratamiento de los residuos ácidos

acuosos: Recolecte los residuos ácidos acuosas en un matraz erlenmeyer de 500 mL (pida este matraz al responsable del laboratorio).


89

Vierta lentamente bicarbonato de sodio y agite. Repita hasta ya no observar generación de CO2. Deseche a la tarja.

4) En caso de no contar directamente con el HCl al 40%, equipo expositor

deberá preparar la solución de acuerdo al HCl que se disponga. Haga los cálculos pertinentes, use agua destilada. Asesórese con el profesor.


al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y guantes látex es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

1) En el matraz redondo de 10 mL del equipo de microescala verter 0.2 mL

de acetofenona y 7.0 mL de blanquedor doméstico. 2) Colorar en el interior del matraz una pequeña barra de agitación

magnética 3) Colocar el condensador de aire al matraz y fijarlo en el soporte universal

sujetado a las pinzas de tres dedos. 4) El matraz se somete a agitación magnética (usar parrilla de agitación)

por 30 min a temperatura ambiente. Comience los primeros 10 min con agitación vigorosa y posteriormente permita la agitación moderada.

5) Observaciones durante la reacción química: La solución permanecerá

en todo tiempo incoloro y transparente. Al inicio observara que la acetofenona permanece inmiscible en la solución (dos fases). Después la solución tornara a una sola fase y posteriormente se comenzará a observar la formación del cloroformo en el fondo del matraz (dos fases).

6) Después de este tiempo, la mezcla de reacción se transfiere a un

embudo de separación de 60 mL. El embudo de separación deberá estar sujeto a un soporte universal con ayuda del anillo metálico o pinzas de tres dedos.


90

7) Vierta 10-15 mL de éter etílico al embudo de separación. 8) Tape el embudo de separación y agite vigorosamente. Libere la presión.

Coloque nuevamente en el soporte universal. Observe las dos fases que se formaron, la fase inferior acuosa y la fase superior orgánica. En este paso, el ácido benzoico se encuentra en la fase acuosa, la extracción con éter remueve al cloroformo formado en la reacción y cualquier traza de acetofenona que no haya reaccionado.

9) En un matraz erlenmeyer de 50 mL reciba la fase acuosa. 10) En otro matraz erlenmeyer de 50 mL reciba la fase orgánica. 11) Vierta nuevamente la fase acuosa al embudo de separación para

realizar otra extracción (ya que en la fase acuosa pueden quedar remanentes de subproductos). Repita los pasos 7-10. Utilice los mismo matraces para recolectar la fase acuosa y orgánica.

12) Al matraz que contiene la fase acuosa agregue lentamente y con

agitación manual 1.0 mL de HCl al 40%. Observe como precipita el ácido benzoico.

13) Los cristales de ácido benzoico formados se filtran en embudo

buchner/matraz kitazato al alto vacío. Utilice papel filtro previamente pesado.

14) Enjuague los cristales de ácido benzoico con 30 mL de agua destilada.

Mantenga en el embudo hasta total sequedad. 15) Se pesa el papel filtro y por diferencia de pesos se calcula el

rendimiento.

CUESTIONARIO

1) Para el paso (12) explique el fundamento de lo ocurrido. Escriba la

ecuación química.

2) Proponga otra ruta de síntesis para el ácido benzoico.


91

SINTESIS DE LA VAINILLINA: UN SABORIZANTE NATURAL

INTRODUCCION

a vainillina (3-metoxi-4-hidroxibenzaldehído) es el compuesto primario de la vaina de la vainilla. La vainilla es una de las sustancias olorosas más

apreciadas por las industrias alimenticias, cosméticas y farmacéuticas, ya que se usa como agente saborizante en alimentos, bebidas y elementos farmacéuticos así como base en formulaciones de perfumes. La extracción de la vainillina de la planta de vainilla es costosa con bajos rendimientos además que se presenta como una mezcla de cientos de compuestos diferentes que van incorporados a la misma. La síntesis de la vainillina en el laboratorio presume ser un compuesto puro y más barato. La vainillina es un compuesto cristalino de color blanco con olor característico, soluble en cloroformo y éter.

Vainillina

En los sistemas biosintéticos, la Ruta del Ácido Shikímico proporciona la porción aromática de los compuestos relacionados con el ácido shikímico, siendo esta ruta la más conocida por su papel en la producción de fenilalanina y aminoácidos aromáticos; en la biogénesis de la vainillina, la ruta del ácido shikímico es la más estudiada. (Esq.1).

L

Práctica 11:

http://es.wikipedia.org/wiki/Vainilla

http://es.wikipedia.org/wiki/Sabor

http://es.wikipedia.org/wiki/Alimento


http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%89ter_(qu%C3%ADmica)


92

COOH

OH

OH

HO

COOH

NH2

COOH COOH

OH

COOH

OH

OH

COOH

OH

OCH3

CHO

OH

OCH3

Azucares

ácidoshikímico

L-Fenilalanina ácidocinámico

ácidocumar ico

ácidocaf éico

ácidof erúlico

vainil lina

Ruta del ácidoShikímico

COSCoA

OH

OCH3

Feruloi l-CoA

COSCoA

OH

OCH3

HMPHP-CoA

HO

COSCoA

OH

OCH3

(4-hidroxi-3-metoxibencil)-aceti l CoA

O

S

CoA

OH

OCH3

vaini ll in-CoA

O

Ruta del ácidoferúlico

Esq. 1: Biogénesis de la vainillina a través de la ruta del ácido shikímico y ácido ferúlico.

Además de la Sustitución Electrofílica Aromática (ver Práctica No. 8), otra reacción importante de los compuestos aromáticos es la Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA). En la que un nucleófilo desplaza a un buen grupo saliente de un anillo aromático (Esq. 2).

X

R

Nu

X

Nu

R

X= buen grupo saliente

N=Nucleofilo Esq. 2: Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

La SNA se efectúa en un mecanismo de Adición–Eliminación (Esq. 3).

http://es.wikipedia.org/wiki/Nucle%C3%B3filo

http://es.wikipedia.org/wiki/Grupo_saliente

http://es.wikipedia.org/wiki/Hidrocarburo_arom%C3%A1tico


93

X

R

Nu

X= buen grupo saliente

N=Nucleof ilo

lenta

X

R

Nu X

R

Nu X

R

Nu X

R

Nu

rápida

Nu

R

+ X

Esq. 3: Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA).

1) Adición: El nucleófilo ataca al carbono que tiene el grupo saliente desde una trayectoria que es casi perpendicular al anillo aromático. El ataque nucleofílico forma un carbanión intermediario estabilizado por resonancia llamado Complejo de Meisenheimer (por Jacobo Meisenheimer, 1876-1934).

2) Eliminación: El grupo saliente se desplaza y la aromaticidad del anillo se

restablece.

En una reacción de SNA, el nucleótido que entra debe ser una base más fuerte que el sustituyente que se reemplaza, pues la base más débil de las dos será la que se elimine del compuesto intermediario. En 2007, Taber, et al. publicó en el Journal of Chemical Educacion su trabajo titulado ‘Vanillin Synthesis from 4-Hydroxybenzaldehyde’, mismo que será desarrollado en esta ocasión.

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar la vainillina a partir del 4-hidroxibenzaldehido.

OH

O H

Br2

p-hidroxibenzaldehido

OH

O H

BrOH

O H

O

MeMeOH

NaOMe, CuBr

AcOEt,

3-bromo-4-hidroxibenzaldehído

vainillina

(SEA) (SNA)


94


1) Sintetizar el 3-bromo-4-hidroxibenzaldehido mediante una Sustitución Electrofílica Aromática (SEA) a partir del 4-hidroxibenzaldehido.

2) Sintetizar la vainillina usando una Sustitución Nucleofílica Aromática

(SNA) a partir del 3-bromo-4-hidroxibenzaldehido.

MARCO TEORICO


Puntos a calificar en el Marco Teórico (entre otros):

1) Generalidades de los saborizantes naturales alimenticios incluyendo la vainillina (clasificación, ejemplos de sus aplicaciones, estructuras químicas, toxicología, aplicaciones)

2) Generalidades de la Sustitución Electrofílica Aromática (SEA) 3) Generalidades de la Sustitución Nucleofílica Aromática (SNA) 4) Mecanismo de Reacción de la presente práctica.


Bata, lentes de seguridad, guantes de latex y cubrebocas.

Equipo de microescala 1 termómetro 1 frasco Gerber 1 pinzas de cirujano para manipular

la TLC 1 cuchara de plástico desechable

para la sílica gel 1 manguera de látex para ejercer

4-hidroxibenzaldehido Vainillina (4-Hidroxi-3-metoxibenzaldehido) NaOMe Br2 Metanol CuBr Acetato de Etilo (1 L) Hexano (1 L) Sílica gel Ácido clorhídrico


95

presión de aire sobre la columna cromatográfica

4 pipetas Pasteur y un bulbo 2 tubos de ensaye de 15 cm 15 tubos de ensaye (que puedan

contener un volumen de 5 mL) Algodón 1 soporte universal 1 pinzas de tres dedos 2 capilares de boca pequeña 1 agitador de vidrio pipetas de 1 y 10 mL 1 perilla 1 vaso de precipitados de 50 mL para

baño de sal Sal de mesa Probeta 1 matraz erlenmeyer Espátula. 2 pipetas pasteur Jeringa de plástico desechable de 10

mL 1 vidrio de reloj para pesar los

reactivos Mangueras de látex para el

refrigerante. 1 frasco pequeño color ámbar para

almacenar el producto. Franela, escobillón, zacate y

detergente.

Sulfato de sodio anhidro --------------------------------------------------------------

Cubetas y recirculadores. Parrillas de calentamiento. Lámpara de UV Buretas Placas de TLC Matraz redondo para rotavapor _______________________________________ Equipo expositor: 1 bolsa de hielo


1) El equipo expositor deberá preparar 30 mL del sistema de elución Hex/AcOEt 6:4 para ser usado por el resto del grupo.

2) El equipo expositor deberá preparar 150 mL del sistema de elución Hex/AcOEt 7:3 para ser usado por el resto del grupo.

3) Durante toda la sesión hasta el final de la misma, el equipo expositor será

el responsable de mantener la limpieza de la balanza analítica, de los


96

reactivos y de la campaña de extracción, así como de la limpieza y orden del laboratorio al final de la práctica.


respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata y lentes de seguridad es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

Se usaran dos matraces redondos de microescala (capacidad de 5.0 mL) debidamente etiquetados como “A” y como “B”. En el Matraz A se llevara a cabo la primer reacción (de bromación) mientras que en el Matraz B se llevara a cabo la segunda reacción de la síntesis. Antes de preparar las mezclas de reacción de los matraces, se montará el equipo de reflujo y un baño de sal a 130 ºC (use termómetro). Los siguientes pasos requerirán la sincronización de los integrantes de cada equipo.

1) Al Matraz A añadir 1.6 mL de la solución de Br2/MeOH 0.5 M y

colocarlo en un baño de hielo. 2) Al Matraz B añadir 1.4 mL de la solución NaOMe/MeOH 4.0 M, 0.1 mL

de acetato de etilo (AcOEt) y 0.08 g de CuBr. 3) Llevar a reflujo la mezcla de reacción a una temperatura de 130 ºC en

baño de sal. Entonces contar 7 minutos.

Se recomienda utilizar cinta teflón para sellar la junta del matraz con el refrigerante.

Use el tapón de rosca para el refrigerante, sin sellar herméticamente, para evitar presión en el sistema.

4) Cuando el Matraz B corra en el minuto 6, al Matraz A (en baño de

hielo) se le añaden 0.1 g de 4-hidroxibenzaldehido, tape este matraz con su tapón de rosca y agitarlo manualmente durante 45 segundos.

5) Ya en el minuto 7, vierta rápidamente el Matraz A en el Matraz B. 6) Deje transcurrir el reflujo del Matraz B durante 1 hora.


97

Se recomienda utilizar cinta teflón para sellar la junta del matraz

con el refrigerante. Use el tapón de rosca para el refrigerante, sin sellar

herméticamente, para evitar presión en el sistema. 7) Al término de la hora de reflujo, dejar que el Matraz B alcance la

temperatura ambiente. 8) Coloque el matraz en el rotavapor para extraer el disolvente. 9) Vierta 3.0 mL de la solución acuosa de HCl al 10%, agite el matraz para

homogenizar. 10) Con ayuda de una pipeta Pasteur succione todo el contenido y

transfiéralo a un tubo de ensaye de 15 cm etiquetado como “A” (es indispensable que los tubos de ensaye sean de 15 cm). Con otros 3.0 mL de la solución ácida enjuague el matraz B, succione y colóquelos en el tubo A.

11) Entonces agregue al tubo A 5 mL de acetato de etilo (AcOEt).

Colóquese su guante de látex. Con su dedo pulgar tape la boca del tubo A, y agite el contenido 180º de arriba a abajo. Con una pipeta Pasteur extraiga la fase orgánica (superior) y colóquela en otro tubo de ensaye etiquetado como B. Repita este paso con otros 5 mL de AcOEt.

12) Agregue al tubo B no más de 0.2 g de sulfato de sodio anhidro. Agite

como lo hizo en el paso (11). 13) Para verificar la presencia de la vainillina y los subproductos formados,

lleve a cabo una TLC como lo hizo en la práctica 2 y 6, usando el sistema Hex/AcOEt 6:4. Observe la presencia de la vainillina en luz infrarroja (asesoría con el profesor). Es necesario usar vainillina pura de referencia en la TLC

14) Lleve el tubo B con el profesor quien verterá el contenido del tubo a un

matraz redondo (el matraz será proporcionado por el laboratorio) para elimina el disolvente en el rotavapor

15) El sólido color café se raspa y se coloca en un matraz y se sella con el

tapón de rosca. Este se guarda en el refrigerador, para purificarlo en la próxima sesión.


98

PERCOLACIÓN DE LA MUESTRA IMPURA:

Una percolación es una purificación “exprés” que tiene el fin de elimina impurezas

mayores aunque es posible que algunas impurezas menores, despreciables o

insignificantes permanezcan en el producto semi-puro. Para poder llevar a cabo

este tipo de purificaciones exprés, es necesario que las impurezas mayores sean lo

bastante polares para no correr en la micro-columna y obviamente que el producto

de interés tenga poca polaridad para poder correr y separarse rápidamente en la

micro-columna. Para nuestro caso, la percolación de la vainillina es un ejemplo claro

para poder llevar a cabo una percolación de la muestra impura. El sólido obtenido

tiene un color café, pero la vainillina es incolora; esto es porque la reacción origino

subproductos inherentes los cuales permanecen en la base de la TLC. El alumno

también habrá observado en la TLC que la reacción origina un subproducto semi-

polar casi despreciable. Si deseáramos obtener la vainillina 100% pura tendríamos

que llevar a cabo una purificación por columna para también eliminar el subproducto

semi-polar formado, pero para fines prácticos, será suficiente obtener la vainillina

semi-pura por una percolación.

16) Arme un sistema de percolación con una jeringa de plástico desechable

de 10 mL y una pipeta pasteur tal y como se muestra en la figura siguiente, la idea es armar una micro-columna cromatográfica (ver Práctica No. 3). A una pipeta pasteur colóquele un pequeño tapón de algodón en la parte interior e inferior para poder soportar la sílica gel, cuide de no poner un tapón muy apretado ya que el corrimiento de la cromatografía será dificultosa. Agregue sílica gel a un tercio de la pipeta con ligeros golpes para compactar la sílica. Raspe con una espátula delgada el matraz que contiene el producto impuro y adicione con cuidado el polvo al interior de la micro-columana sobre la sílica gel. Entonces coloque otro tapón de algodón. De una manguera látex, corte 1.5 cm de ésta la cual servirá para unir la jeringa con la pipeta pasteur. Llene la jeringa (sin aguja) con 10 mL de un sistema de elución Hex/AcoEt 7:3. Una la jeringa con la pipeta. Presione el émbolo de la jeringa para hacer pasar el sistema de elución por la micro-columna cromatográfica. Reciba el disolvente en un vaso de precipitados de 50 mL. Repita con otros 10 mL de sistema de elución. La vainillina (invisible) bajara rápidamente por la micro-columna. Observará que las impurezas coloridas (café) trataran de bajar muy lentamente por la micro-columna; si observa que estas impurezas están por caer al vaso de precipitados, entonces detenga el corrimiento.


99

17) Evapore el disolvente en el rotavapor, raspe el sólido (vainillina), pese y calcule el rendimiento.


100

CUESTIONARIO

1) ¿Por qué es necesario poner en baño de hielo el matraz A en el paso

3? 2) Aproximadamente 80% de 4-hidroxibenzaldehido reacciona para dar la

vainillina. Un 8% reacciona para dar un subproducto. Escriba la estructura de este subproducto. Fundamente su respuesta escribiendo su mecanismo de reacción.

3) Nuestra síntesis se fundamenta por el proceso y la formación del

Complejo Sigma y el Complejo de Meisenheimer. Explique el fundamento de cada uno de estos procesos, sus diferencias entre sí, y en qué proceso de nuestra síntesis se llevan a cabo.

4) Investigue las estructuras químicas de la capsaicina, gingerol, eugenol y

benzaldehído. Describa sus fuentes naturales, discuta las diferencias y similitudes estructurales con la vainillina así como las características en aroma y sabor de cada una de estas.

5) Investigue otras rutas sintéticas de la vainillina, especifique los reactivos

y las condiciones de reacción (es necesario citar las referencias bibliográficas).

ANEXO: PREPARACION DE SOLUCIONES PARA EL GRUPO

25 mL de Br2/MeOH 0.5 M: 0.64 mL de bromo en 25 mL de metanol.

Precaución: el bromo es altamente toxico y volátil, use campana de extracción, lentes, guantes de látex y cubrebocas. El bromo al ser un líquido volátil, deberá tener cuidado al extraer con pipeta, pues la succión es rápida y puede proyectarse a la perilla.

25 mL de solución NaOMe/MeOH 4 M: 5.4 g de NaOMe en 25 mL de MeOH

100 mL de solución acuosa de HCl al 10%: 30 mL de ácido clorhídrico al 30 % mas 60 mL de agua destilada.


101

BIBLIOGRAFIA

1) Taber, D. F. et al. Vanillin Synthesis from 4-Hydroxybenzaldehyde. J. Chem. Educ., 2007, 84, 7, 1158

2) Ainscough, E. W.; Brodie, A. M. The determination of vanillin in vanilla extract: An analytical chemistry experiment. J. Chem. Educ. 1990, 67, 12, 1070.

3) Gleason, F. K.; Raymond, Ch., Plant Biochemistry. Ed. Jones & Bartlett Learning, USA, 2012.

4) Havkin-Frenkel, D.; Belanger, F. C., Biotechnology in Flavor Production. Ed. Blackwell Publishing, UK, 2008.

5) Van den Heuvel, R. H.; Fraaije, M. W.; Laane, C.; Van Berkel, W. J., Enzymatic synthesis of

vanillin, J. Agric. Food Chem. 2001,49, 6, 2954.

6) Schmidt, H. L.; Werner, R. A.; Roßmann, A.; 18O Pattern and biosynthesis of natural plant

products, Phytochemistry, 2001, 58, 1, 9–32.

7) Negishi, O.; Sugiura, K.; Negishi, Y., Biosynthesis of Vanillin via Ferulic Acid in Vanilla planifolia, J. Agric. Food Chem. 2009, 57 (21), 9956–9961

http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ed067p1070?prevSearch=Vanillin%2BSynthesis%2Bfrom%2B4-Hydroxybenzaldehyde&searchHistoryKey=

http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ed067p1070?prevSearch=Vanillin%2BSynthesis%2Bfrom%2B4-Hydroxybenzaldehyde&searchHistoryKey=

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11409992

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0031942201000176



http://www.sciencedirect.com/science/journal/00319422

http://www.sciencedirect.com/science/journal/00319422/58/1

http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Journal_of_Agricultural_and_Food_Chemistry&action=edit&redlink=1


102

SINTESIS DE LA ADENINA: REPRODUCCION DE LOS ACONTECIMIENTOS PRIMITIVOS DE LA TIERRA (REACCION EN MODELO PREBIÓTICO)

INTRODUCCION

l alumno ha de recordar que en la Practica No. 4 llevamos a cabo la extracción

de ADN de compuestos biológicos. En esta ocasión sintetizaremos un

monómero de ese material genético: la Adenina, mediante la reproducción de un

modelo químico que ocurrió hace miles de millones de años.

E

Práctica 12:


103

Nuestra tierra en sus orígenes sólo existía como una nube de gas, que estaba

tan caliente que incluso los más simples compuestos no podría existir. Bajo la

influencia de la gravedad, los átomos que componen la nube de gas primordial

habrían comenzado a organizarse en capas, con las más densas de los gases en el

centro y los menos densos en los bordes exteriores. A medida que la nube se

enfría, sus componentes más íntimos condensa en un líquido, mientras que las

capas exteriores se mantuvo en la forma de una envoltura de gas. El enfriamiento

continuo permitió la formación de moléculas: las más simples formadas primero, las

cuales reaccionaron entre sí para formar moléculas más complejas. Poco a poco, la

corteza de la Tierra se desarrolló a partir de una envoltura sólida de compuestos

condensados que rodean el núcleo caliente del planeta. Como el centro fundido de

la Tierra continuó enfriándose, se contrajo. La capa rígida de encima, no puede

contraerse junto con el centro líquido, lo que formó grietas y pliegues a través de las

cuales las rocas fundidas se vertieron sobre la superficie del planeta. Modernos

eventos geológicos como las erupciones volcánicas y formación de montañas, son

evidencia de que estos mismos fenómenos se siguen produciendo hoy en día. Al

principio, la atmósfera de la Tierra primitiva consistía sólo en aquellos átomos que

se encentraban en la parte exterior de la nube de gas inicial. Una combinación del

enfriamiento atmosférico y la actividad volcánica, generaron un conjunto más

diverso de moléculas, las cuales durante un proceso largo de evolución dieron

origen a las moléculas de la vida, entre estas, las síntesis de nucleótidos,

monómeros de ácidos nucleídos.

Esq. 1: Mapa de la evolución biológica de las especies.

Animales Plantas Arqueobacterias Bacteria

s

Ancestro común para toda vida hasta hoy existente

Origen de la vida

Síntesis de

Nucleótidos

EVOLUCION

QUIMICA


104

Aunque la composición exacta de la atmósfera primitiva de la Tierra no se

conoce con exactitud, varios modelos sugieren que contenía agua (H2O), dióxido de

carbono (CO2), metano (CH4), amoníaco (NH3), y el nitrógeno molecular (N2). En

1961, Oró y Kamat publicaron en la revista Nature su trabajo titulado Amino-acid

Synthesis from Hydrogen Cyanide under Possible Primitive Earth Conditions. Oró y

Kamat consideraron al hidrogeno de cianuro (HCN) como el precursor principal de

las bases nitrogenadas en la atmosfera de la tierra primitiva. En 1973 Snyder et al.

demostró lo antes propuesto por Oró y Kamat al encontrar HCN en el espacio

interestelar. Desde entonces surgieron varios modelos teóricos y prácticos para la

síntesis de las bases nitrogenadas. Algunos de estos modelos sugirieron que el rol

que juega el HCN para la síntesis de adenina era la formación de intermediarios

clave, como la formamida en equilibrio con el formato de amonio (Esq. 2) así como

la formación de diaminomaleonitrilo (DAMN) (Esq. 3).

Esq. 2: Equilibrio químico entre el HCN, formamida y formato de aminio

Esq. 3: Cuatro moléculas de HCN se polimerizan para formar diaminomaleonitrilo (DAMN).

Se han realizado varios experimentos orgánicos que han demostrado la

síntesis de adenina a partir de formamida y DAMN. Estas reacciones han sido

consideradas relevantes para entender la química prebiótica y astroquímica ya que

la formamida, formato de amonio, y DAMN son todos, productos del compuesto

químico interestelar HCN. En 2007, Von Rague Shleyer et al. publicó su trabajo

titulado ‘Chemical evolution: The mechanism of the formation of adenine under

prebiotic conditions’ en donde propone los compuestos intermediarios en la

formación de adenina (Esq. 4). Ese mismo año, Glaser et al. publicó en la revista


105

Astrobiology su trabajo titulado ‘Adenine Synthesis in Interstellar Space:

Mechanisms of Prebiotic Pyrimidine-Ring Formation of Monocyclic HCN-Pentamers’

mismo que concuerda con lo planteado por Von Rague.

Esq. 4: Intermediarios de reacción interestelar propuestos por Von Rague y Glaser para la

síntesis de adenina a partir de HCN

Recientemente (2011) el Dr. Nicholas V. Hud, director de la División de

Astroquímica y Química Evolutiva de la NASA ha publicado en el Journal of

Chemical Education un procedimiento en modelo prebiótico para la síntesis de

adenina a partir de formamida, formato de amonio y Diaminomaleonitrilo para ser

desarrollado en los programas de Prácticas de laboratorio a nivel licenciatura del

Instituto Tecnológico de Georgia. Este mismo procedimiento es el que se describe a

continuación.

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar la adenina en modelo prebiótico (a partir de formamida, formato de amonio y Diaminomaleonitrilo)


1) Generar una base púrica en condiciones semejantes a las de la tierra primitiva.


106

2) Conocer las características y propiedades de los compuestos heterociclos y su importancia en los compuestos de la vida.

3) Identificar y comparar la adenina sintetizada por TLC con adenina de

referencia.

4) Fundamentar por medio de la síntesis orgánica las teorías de la evolución biológica.


Bata, lentes de seguridad, guantes de látex y cubrebocas.

2 tubos de ensaye con taparosca 1 espátula delgada 2 pipetas de 1.0 mL Agitador de vidrio Termómetro Sal de mesa 1 vaso de precipitados de 100 mL Matraz erlenmeyer de 50 mL Para desarrollar la TLC, remítase al

material requerido según la Practica No.2

Formato de amonio Formamida

diaminomaleonitrilo (DAMN). Acetonitrilo

Metanol Acetato de etilo

-------------------------------------------------------------- Lámpara UV

_______________________________________




al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.


107

3) El formato de amonio, la formamida y el DAMN son irritantes. Es obligatorio el uso de guantes de látex y cubrebocas.

4) Antes de comenzar el procedimiento que se describe, es importante que

prepare el baño de sal a 240 ºC. Use vaso de precipitados de 100 mL y sal de mesa. Recuerde usar termómetro.

5) El equipo expositor deberá preparar el sistema de elución Acetato de

etilo/acetonitrilo/Metanol/Agua 6:1:1:1. En un matraz erlenmeyer de 50 mL vierta 12 mL de acetato de etilo, 2.0 mL de acetonitrilo, 2.0 mL de metanol y 2.0 mL de agua corriente. Agite vigorosamente hasta que se observe la disolución total de los componentes. Tape con algodón o papel aluminio.

PROCEDIMIENTO

1) En un tubo de ensaye con rosca colocar 0.1 g de formato de amonio y 0.6 mL de formamida.

2) Tape el tubo de rosca sin sellar herméticamente. Agite la solución.

Anote sus observaciones describiendo los cambios de apariencia física de la solución.

3) Coloque el tubo en el baño de sal por 5 minutos a 240 ºC.

4) Con mucho cuidado, saque el tubo del baño de sal y permita que se

enfríe. Asegúrese que el formato de amonio se encuentre totalmente disuelto en la formamida, si no es así, entonces deje el tubo en el baño de sal por otros 3 minutos.

5) Una vez frio el tubo de ensaye, vierta inmediatamente y exactamente

0.012 g de DAMN. Agite vigorosamente el tubo para homogenizar con un agitador de vidrio. Anote sus observaciones.

6) Tape el tubo y colóquelo nuevamente en el baño de sal. Deje calentar por

20 min.

7) Después de este tiempo, saque el tubo y deje enfriar. Anote la apariencia física de la solución.


108

8) Añada 1.0 mL de agua corriente.

9) Desarrolle una TLC conforme al procedimiento de la Practica No. 2.

Use como sistema de elución Acetato de etilo/acetonitrilo/Metanol/Agua 6:1:1:1

Es importante correr la TLC con un patrón de adenina como referencia.

referencia(adenina pura)

Reacción

Para la preparar la referencia de adenina, en un tubo de ensaye o frasco pequeño y limpio disuelva una pisca de adenina con 1 mL de agua, si es necesario caliente ligeramente el tubo o frasco para disolver completamente la adenina.

Cuando coloque las aplicaciones en la TLC cerciórese bajo la luz UV que las concentraciones son las convenientes.

10) Observe la placa en UV. Con un lápiz, marque las manchas que se

observan.

11) Calcule el Rf de las manchas. Dibuje en su bitácora la placa de TLC desarrollada.

NOTA: Hasta aquí, los objetivos planteados para esta práctica han sido alcanzados. Los fundamentos de la TLC y Cromatografía en Columna ya han sido cubiertos en este curso, aun así, el profesor puede considerar necesario invertir otra sesión para aislar la adenina por Cromatografía en Columna y así ampliar las perspectivas del alumno para esta sesión. Llévese a cabo la purificación en columna de la adenina conforme al procedimiento de la Practica No. 3, considere que la adenina no se puede


109

ver a simple vista en la columna, por lo tanto debe utilizar la TLC para monitorear las fracciones recolectadas.

CUESTIONARIO

1) Describa que es un heterociclo en la química orgánica. 2) Enliste a las familias de los heterociclos. 3) El heterociclo sintetizado en esta sesión, ¿a qué grupo pertenece? 4) Describa otras rutas sintéticas usadas comúnmente para obtener este

tipo de heterociclos. 5) Proponga otras materias primas para sintetizar la adenina por otro

método. Escriba el mecanismo de reacción.

BIBLIOGRAFIA

1) Hud, N. V et al. Adenine Synthesis in a Model Prebiotic Reaction: Connecting Origin of Life

Chemistry with Biology. J. Chem. Educ. 2011, 88, 1698–1701

2) Hudson, R. L., Astrochemistry: Examples in the Classroom. J. Chem. Educ., 2006, 83 (11), 1611

3) Miller, S. L., A Production of Amino Acids Under Possible Primitive Earth Conditions, Science, 1953, 528-529.

4) Joyce, G. F. RNA Evolution and the Origins of Life, Nature, 1989, 338, 217-224

5) Mann, A.P.C.; Willis, D.A. A List of Interstellar Molecules, Nature, 1980, 283, 721 - 725

6) Oro,J; Kamat, S.S. Amino-acid synthesis from hydrogen cyanide under possible primitive earth

conditions. Nature, 1961, 190, 442 – 443

7) Snyder, L. E. & Buhl, D. Interstellar mathylacetylene and isocyanic acid, Nature, Phys. Sci. 1973, 243, 45.


110

8) Shuman, R.F; Shearin, W. E; Tull, R. J., Chemistry of hydrocyanic acid. Formation and

reactions of N- (aminomethylene) diaminomaleonitrile, a hydrocyanic acid pentamer and

precursor to adenine. J. Org. Chem. 1979, 44, 4532–4536

9) Roy, D.; Najafian, K.; Von Rague Shleyer, P., Chemical evolution: The mechanism of the formation of adenine under prebiotic conditions, Proc. Nat. Acad. Sc., 2007, 104, 44, 17272-17277.

10) Glaser, R.; Hodgen, B.; Farrel, D.; McKee, E. Adenine Synthesis in Interstellar Space:

Mechanisms of Prebiotic Pyrimidine-Ring Formation of Monocyclic HCN-Pentamers. Astrobiology, 2007, 7, 3, 455-470

11) Hill, A.; Orgel, L. E.; Synthesis of Adenine from HCN Tetramer and Ammonium Formate. Origins

of Life and Evolution of the Biosphere, 2002, 32, 99–102.

12) Al-Azmi, A.; Elassar, A.Z.A.; Booth, B. L. The chemistry of diaminomaleonitrile and its utility in heterocyclic synthesis. Tetrahedron, 2003, 59, 2749–2763

13) Wills, C.; Bada, J. L. The Spark Of Life: Darwin And The Primeval Soup; Basic Books: New

York, 2000.

14) www.centerforchemicalevolution.org


111

SINTESIS DE UNA CHALCONA: OBTENCION DE UNA CETONA α,β-INSATURADA MEDIANTE LA CONDENSACION ALDOLICA DE CLAISEN-SCHMIDT

INTRODUCCION

LAS CHALCONAS: COMPUESTOS VIRTUOSOS DE LA NATURALEZA.

as chalconas son absorbidos en la dieta diaria y parecen ser agentes

prometedores quimiopreventivos del cáncer. Las chalconas representan un

grupo importante de la familia de polifenoles, que incluye un gran número de

moléculas de origen natural (Esq. 1).

Esq. 1: Las chalconas son derivados de los flavonoides, compuestos polifenólicos.

Esta familia de chalconas posee una interesante gama de actividades

biológicas, incluyendo la antibacteriana, antioxidantes, anti-inflamatorios, anti-

cancerígenos, citotóxicos, e inmunosupresores. La mayoría del contenido de

L

Práctica 13:


112

chalconas en cítricos y plantas diversas está representada por la naringenina–

chalcona (Esq. 2).

CO

OH

S CoA

HO SCoA

O OOH

OH

OOH

HOchalconasintetasa

4-cumarolil-CoA

malonil-CoA

Naringenina chalcona

+

Esq. 2: La naringenina chalcona es un ejemplo representativo de la biosíntesis de estos

compuestos en la naturaleza.

En los últimos años, se ha incrementado la atención sobre las chalconas

debido a sus actividades biológicas. En efecto, las chalconas constituyen un

importante grupo de compuestos naturales que son especialmente abundantes en

frutas (p. ej., cítricos y manzanas), vegetales (p. ej., tomates, cebolla, patatas) y

diversas plantas y especias (Esq. 3). Muchos de los cuales han sido utilizados

durante siglos en la medicina tradicional.

OH

OH

OOH

HO

Nar ingenina chalcona

OH

OH

O

HO

OOH

O

O

i soliquir itigenina1,2-dihidroparatocarpina A

O

OOH

HOO

OO

HO

OH

OH

OH

HO

HO

OH

OH

OO

HO

i soliquir itina apiosida

xantohumol

OH

OOH

O

mirigalona B

OCH3

OH

OOH

HO

HO

xantohumol D Esq. 3: Ejemplo de chalconas encontradas en la naturaleza


113

Aunque las chalconas se producen de forma natural, la química orgánica

dispone de éstas en grandes cantidades a través de síntesis eficientes y simples.

CONDENSACIÓN ALDÓLICA CLAISEN-SCHMIDT.

Los compuestos carbonilicos de aldehídos y cetonas pueden funcionar como

nucleófilos al formar carbaniones en el átomo de carbono vecino al carbonilo: el

átomo de carbono alfa. Por ejemplo, se puede quitar un protón del carbono alfa

para formar un ion enolato estabilizado por resonancia, que es un nucleófilo fuerte

y puede formar un enlace con un electrófilo (Esq. 4).

C

O

C

H

BaseC

O

CC

O

CE

C

O

C

E

ion enolato Esq. 4: El hidrogeno de carbono alfa de un carbonilo es extraído por una base para formar un

ion enolato.

Algunas de las reacciones más importantes de los iones enolatos de los

compuestos carbonílicos son las condensaciones. Las condensaciones unen entre

sí dos o más moléculas. La condensación aldólica implica la adición nucleofílica

de un ion enolato a otro grupo carbonilo. El producto, que es una β-hidroxicetona o

β-hidroxialdehido (según sea el caso) se llama aldol. Bajo ciertas condiciones, se

puede deshidratar para formar un compuesto carbonílico α,β-insaturado (Esq. 5).

R1

H

O

R2

H R3 R4

O

+OH

R1 R4

O OH

R2

R3

OHR1 R4

O

R2

R3

H2O+

aldol alf a-beta-insaturado Esq. 5: Formación de un compuesto carbonílico α,β-insaturado por la deshidratación de un aldol.

Para los esquemas anteriores, la condensación aldólica puede ser ventajosa

cuando se parte de un solo reactivo. Pero cuando un enolato de un aldehído (o

cetona) se agrega a un grupo carbonilo de otro (también con hidrógenos α), el

resultado no puede ser del todo satisfactorio, pues se obtendrá una mezcla de


114

productos. (Esq. 6) A la adición de dos grupos carbonilo diferente se le llama

condensación aldólica cruzada.

H

O

H

O

+OH

H

OH O

3-hidroxibutanal(de dos moleculas de etanal)

H

OH O

H

OOH

H

OOH

3-hidroxi-2-metilpentanal(de dos moleculas de propanal )

3-hidroxi-2-metilbutanal 3-hidroxipentanal

(de una molecula de etanal y una de propanal)

etanal propanal

Esq. 6: Subproductos originados por la condensación aldólica cruzada del etanal con el

propanal.

El problema anterior puede evitarse si la reacción se planea de tal modo que

sólo uno de los reactivos pueda formar un ion enolato (gracias a la presencia de

hidrógenos α) pero el otro no (con ausencia de hidrógenos α). En tales casos, el

compuesto β-hidroxicarbonilo sería solo un intermediario ya que la enona (carbonilo

α,β-insaturado) sería el producto final de la reacción. A este tipo de reacción se le

conoce como CONDENSACIÓN ALDÓLICA CLAISEN-SCHMIDT. Esta se define como la

condensación de un aldehído aromático con un aldehído o cetona alifático en

presencia de una base fuerte (hidróxido o ion alcóxido) para formar un aldehído o

cetona α,β-insaturado (Esq.7).

H

O

R1

O

+ OH

aldehidoaromatico cetona, R1= alquilo

R2

H2C R1

O

R2

aldehído, R1= H carboníloalf a,beta-insaturado

R1

O

R2

OH

OH

beta-hidroxicarbonílo

+ H2O

Esq. 7: Condensación Aldólica Claisen-Schmidt. Note la ausencia de hidrógenos alfa en el

aldehído aromático.

Para el Esquema 7, el β-hidroxicarbonílo formado pierde agua tan pronto

como se forma, ya que el nuevo doble enlace esta conjugado no sólo con el grupo

carbonilo sino también con el anillo del benceno; esta conjugación favorece y

estabiliza el producto α,β-insaturado, y por consiguiente, determina que su

formación sea fácil.


115

OBJETIVO GENERAL

Sintetizar una CHALCONA mediante la CONDENSACIÓN ALDÓLICA CLAISEN-

SCHMIDT a partir del salisaldehído y acetofenona.

H

O O

+NaOH/EtOH 10%

salisaldehído acetofenona

+ H2O

OH

CH3

O

chalcona

OH


1) Conocer y comprender las condiciones de reacción de la Condensación Aldólica Claisen-Schmidt.

2) Comprender y demostrar que la Condensación Aldólica Claisen-Schmidt es un método versátil en la síntesis de chalconas.

MARCO TEORICO

Este apartado forma parte de la investigación extra-clase del alumno, por lo que deberá describirlo en su Plan de trabajo. Por lo tanto, los puntos a calificar en el Marco Teórico entre otros son:

1) Generalidades de las chalconas.

2) Generalidades de las condensaciones aldólicas

3) Condensación Aldólica Claisen-Schmidt.

4) Mecanismo de reacción.


116


Bata, lentes de seguridad y guantes de látex

1 matraz erlenmeyer de 50 mL


1 pipeta de 5 mL

2 pipetas de 1.0 mL

Perilla

Agitador de vidrio


Manguera látex para el alto vacio



Acetofenona

Salisaldehido

NaOH

Etanol --------------------------------------------------------------

Embudos buchner

Matraces kitazato



2) El equipo expositor deberá preparar 40 mL de NaOH/EtOH al 10%. Asesórese con el profesor.

3) La entrada y estancia del alumno en el laboratorio estará condicionada al respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata y lentes de seguridad es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido. Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

1) En un vaso de precipitados de 50 mL adicionar 0.5 mL de acetofenona y

0.5 mL de salisaldehido. Mezcle perfectamente con ayuda de un agitador de vidrio.


117

2) Una persona integrante del equipo deberá mantener en agitación constante (con agitador de vidrio) la mezcla de reacción mientras la otra persona adiciona lentamente 3.0 mL de NaOH/EtOH al 10%.

Se observara la formación instantánea de la chalcona mientras

esta precipita. La mezcla de reacción se torna color amarilla.

3) Mantenga la agitación por 10 minutos.

4) Agregue a la mezcla de reacción 2.0 g de hielo finamente picado.

5) Entonces sobre un papel filtro previamente pesado, filtre el sólido formado al alto vacio con ayuda de un embudo buchner y un matraz kitazato.

6) Enjuague el sólido con 50 mL de agua helada (use agua corriente).

7) Deje el sólido al alto vacio a sequedad total.

8) Pese el papel filtro y por diferencia de pesos calcule el rendimiento. Guarde la chalcona en un frasco limpio.

Se obtiene un sólido ligeramente amarrillo.

CUESTIONARIO

1) Describa otros métodos de síntesis para las chalconas (es necesario la

fuente bibliográfica).

2) Proponga las materias primas para la síntesis de la naringenina chalcona.

3) De nombre IUPAC a la chalcona sintetizada en esta práctica.


118

OBTENCION de JABONES a partir de GRASAS ANIMALES y VEGETALES: REACCION DE SAPONIFICACION

INTRODUCCION

a hidrólisis catalizada por acido de un éster es simplemente la inversa de la Esterificación de Fisher. La adición de un gran exceso de agua impulsa al

equilibrio hacia el ácido y el alcohol. Por otro lado, la hidrólisis básica de los ésteres y ácidos carboxílicos se llama saponificación.

ionhidróx ico

éster

HO + O C

O

R2Na O C

O

R2Na + O HR

carbox ilato(estearato de sodio)

alcohol

saponif icaciónR

ionhidróx ico

ácidocarboxil ico

HO + O C

O

RNa O C

O

RNa + O HH

agua

saponif icaciónH

carbox ilato(estearato de sodio)

El termino saponificación (Latín saponis, jabón) significa literalmente “fabricación de jabón”. El jabón se fabrica por hidrólisis básica de las grasas, que son esteres de ácidos carboxílicos de cadena larga (ácidos grasos) o triglicéridos. Cuando se hidroliza una grasa con hidróxido de sodio, las sales de carboxilato de cadena larga que se producen, son lo que conocemos como jabón. Esta reacción se descubrió antes de 500 A.C. cuando se encontró que se obtenía cuajo cuando la grasa animal se calentaba con cenizas de madera. Las sustancias alcalinas de las cenizas promueven la hidrólisis de los enlaces éster de la grasa. Estos compuestos tienen la particularidad de ser anfipáticos, es decir tienen una parte polar y otra apolar (o no polar), con lo cual pueden interactuar con sustancias de propiedades dispares. Este hecho es lo que confiere a los jabones como agentes limpiadores.

L

Práctica 14:

http://es.wikipedia.org/wiki/Anfip%C3%A1tico

http://es.wikipedia.org/wiki/Mol%C3%A9cula_polar


119

OBJETIVO GENERAL

Obtener un jabón mediante la reacción de una base fuerte con una grasa

animal o vegetal (Reacción de Saponificación).

éster(T r iglicer ido)

R C

O

O Na+

ácidocarboxilico(ác. graso)

R C

O

O

H2C

CH

H2C

O C

O

R1

OC

O

R2

O C

O

R3

+ NaOHH2O

H2C

HC

H2C

OH

OH

OH

+

COOR1 Na

COOR2 Na

COOR3 Na

NaOHH2O

H2OH +


1) Comprender las reacciones de saponificación que sufren los ésteres representadas por sebo de res y manteca vegetal.

2) Comprender las reacciones de saponificación que sufren los ácidos

carboxílicos representadas por aceite comestible casero.

MARCO TEORICO


que deberá describirlo en su Plan de trabajo. Puntos a calificar en el Marco Teórico, entre otros, son:

1) Generalidades de los jabones.

2) Características de los jabones (parte hidrofóbica e hidrofílica)

3) Forma de actuar de un jabón.


120

4) Clasificación de grasas y aceites

5) Reacción de saponificación (mecanismo de reacción)

6) Diferencia entre un jabón y un detergente

7) Como elaborar un detergente


Bata, lentes de seguridad y

cubrebocas. Termómetro 1 vaso de precipitados de 50 mL. 1 matraz erlenmeyer de 50 mL 2 pipetas de 2 mL 1 perilla Papel filtro y tijeras 1 vaso de precipitados de 100 mL

para baño de sal Sal de mesa 1 agitador de vidrio Espátula. Franela. Escobillón, zacate y detergente.

Etanol Hidróxido de sodio

Cloruro de sodio

Agua destilada

Ácido bórico --------------------------------------------------------------

Parrilla de calentamiento con agitación magnética.

Matraz kitazato Embudo buchner

Por el alumno:

5 g de grasa (según sea el caso)

Perfume



2) El equipo expositor deberá preparar la solución de ácido bórico al 20% para todo el grupo (15 mL).


respeto de las normas de seguridad previamente discutidas (sesión 1). El uso de bata, lentes de seguridad y cubrebocas es imprescindible. Las señoritas deberán tener en todo tiempo el pelo debidamente recogido.


121

Queda estrictamente prohibido el uso de sandalias o cualquier calzado abierto.

PROCEDIMIENTO

Rol de Equipos:

Equipos 1-3: Sebo de res (ésteres)

Equipos 4-6: Manteca vegetal (ésteres)

Equipos 7-10: Aceite comestible casero (ácidos grasos)

1) En un vaso de precipitados de 50 mL se disuelven 2.0 g de hidróxido de sodio en una mezcla de 2.0 mL de etanol y 2.0 mL de agua destilada.

2) Entonces se colocan 1.0 g del ácido graso (según sea el caso). 3) Prepare un baño de sal en un vaso de precipitados de 100 mL a una

temperatura constante de 70 ºC (use termómetro). 4) Entonces sumerja el vaso con la mezcla de reacción en el baño de sal. 5) Agite constantemente la mezcla de reacción con un agitador de vidrio

durante 45 min. Use cubrebocas para evitar respirar los vapores. 6) En un matraz erlenmeyer de 50 mL se disuelven 2 g de cloruro de sodio

en 8 mL de agua destilada. 7) Vierta el contenido del vaso que contiene el jabón formado en la

solución de NaCl con agitación vigorosa. 8) El jabón formado se filtra al vacio con ayuda de un embudo buchner y

matraz kitazato lavando con 30 mL de agua destilada. 9) Saque el jabón sólido y vuélvalo a colorar en el vaso de precipitados. En

este momento el pH del jabón es cerca de 11. Para neutralizar el jabón se usa ácido bórico, el cual es usado como agente amortiguador de pH.

10) Agregue al jabón 1.0 mL de ácido bórico al 20 %. Homogenice lo más

posible con el agitador de vidrio


122

11) Deje el jabón en el vaso de precipitados y agregue unas gotas de perfume.

12) En casa: Deje el jabón a la intemperie para que se seque. 13) En la próxima sesión de laboratorio pese el jabón, calcule el rendimiento

obtenido, y anótalo en el reporte a entregar.

CUESTIONARIO

1) Explique porque los jabones “limpian” (dibuje un esquema) 2) ¿Por qué se adiciona cloruro de sodio a la mezcla saponificante? 3) Explique cómo podría regenerarse el ácido graso. Escriba la ecuación

química. 4) Muchas regiones en el mundo disponen de agua domestica con

contenido de iones calcio, magnesio y/o hierro. Aunque estas aguas ricas en minerales pueden ser saludables para beber, los iones reaccionan con los jabones formando sales insolubles llamada nata de agua dura (esta se puede observar como sarro formado en las paredes de la ducha). Escriba la ecuación que muestre la reacción con los iones calcio, magnesio y hierro.


123

BIBLIOGRAFÍA GENERAL CONSULTADA PARA LA ELABORACION DE ESTE MANUAL

1) Brewster, R.Q. Valder Werf, C.A. y McEwen, W.E., “Curso de química

orgánica experimental”, editorial alambra, colección Vértix, No. 26, 1a

reimpresión, Madrid, 1978.

2) Shriner, R.L., Fuson, R.C. y Curtin, D.Y., “Identificación sistemática de

compuestos orgánicos”, editorial Limusa, 2a reimpresión, México, 1974.

3) Domínguez, X.A. y Domínguez S., X. A., “Química orgánica experimental”,

editorial Limusa, 1a edición, México, 1982.

4) Mayo, D.W., Pike, R.M. Butcher, S.S. and Trumper P.K. “Microscale

techniques for the organic laboratory”, editorial John Wiley and Sons, New

York, 1991.

5) Williamson, K.L., “Macroscales and microscale organic experiments”,

editorial D.C. Heath, 2a edition, Lexington, 1994.

6) Lehman, John W., “Operational organic chemistry a laboratory course”,

edit. Allyn and Bacon, Inc., Boston, 1981.

7) Mayo, D.W., Pike, R.M. and Trumper, P.K. “Microscale organic laboratory

with multistep and multiscale syntheses”, editorial John Wiley and Sons,

3a. edición, New York, 1994.

8) Morrison R. y Boyd, “Química orgánica”, Grupo Editorial Iberoamericana,

5a edición, México, 1990.

9) McMurry John, “Química orgánica”, Grupo Editorial Iberoamericana, 3a

edición, México 1994.

10) March, Jerry, “Advanced organic chemistry”, editorial Wiley Interscience,

4a. edit., New York, 1992.

11) Fausto Antonio de Azevedo, “Guía sobre las necesidades mínimas para un

laboratorio de ecotoxicología”, Centro Panamericano de ecología Humana

y Salud, OPS, Organización Mundial de la Salud; México, 1986.


124

12) Robert A, Corbitt, “Standard handbook on enviromental engineering”, Mc.

Graw Hill Publishing Company, New York, 1990.

13) Emil T. Chanlett, “La protección del medio ambiente”, Instituto de

Administración Local, Madrid, 1976.

14) N. Irving Sax. “Dangerous properties of industrial materials”, Van Nostrand

Reinhold Company, New Cork, 1979.

15) Richard J. Lewis, Sr., “Hazard chemicals. Desk references”, 3a. edition,

Van Nostrand Reinhold Company, New York, 1993.

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