langif.uaslp.mxlangif.uaslp.mx/.../Producto_3/03-01-ARP-USA.docx · Web viewEs el punto de unión del limbo o lámina y la vaina de la hoja. Su superficie interior se conoce como

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ANÁLISIS DE RIESGO POR REGIÓN AGROECOLÓGICA

Introducción

Entre las disposiciones generales establecidas en la CIPF, se establece que las ONPF's tienen como responsabilidad, entre otras, la realización de análisis del riesgo de plagas. Las medidas fitosanitarias que establezca la SAGARPA, serán las necesarias para asegurar el nivel adecuado de protección y condición fitosanitaria en todo o parte del territorio nacional, para lo cual tomará en consideración la evidencia científica y en su caso, el análisis de riesgo de plagas.

La sanidad vegetal tiene como finalidad promover y vigilar la observancia de las disposiciones legales aplicables; diagnosticar y prevenir la diseminación e introducción de plagas de los vegetales, sus productos o subproductos que representen un riesgo fitosanitario; así como establecer medidas fitosanitarias y regular la efectividad de los insumos fitosanitarios y de los métodos de control integrado.

El análisis de riesgo de plagas (ARP) es un proceso de evaluación de las evidencias biológicas (con énfasis en aspectos epidemiológicos) u otras evidencias científicas y económicas para determinar si un organismo es una plaga, si debería ser reglamentado, y la intensidad de cualesquiera medidas fitosanitarias que hayan de adoptarse contra él [FAO, 2009]. El ARP está dentro del ámbito de la CIPF ya que las plagas tienen implicaciones en el comercio exterior y el análisis inicia por la identificación de una vía de entrada. Es la determinación del potencial de daño de una plaga o enfermedad, en términos cuantitativos y cualitativos, a fin de establecer las medidas fitosanitarias de mitigación de riesgo. Estos análisis, tradicionalmente están dirigidos a mitigar el riesgo a través de protocolos de cuarentena en las zonas geográficas de origen del producto, como la desinfección post-cosecha (fumigación), las inspecciones en los puntos de salida y de entrada, o prohibiciones tajantes.

Un análisis de riesgo epidemiológico (ARE) es un ARP que inicia con una plaga especifica, hace énfasis en la epidemiología de la plaga, se utiliza información biológica, ubicación geográfica de los hospedantes, datos climáticos y se usan modelos para representar el riesgo de introducción, dispersión y establecimiento de la plaga. Las medidas fitosanitarias que se propongan deben plantearse para el área en peligro. La representación espacial y temporal de los riesgos asociados a una plaga es primordial para diseñar y desarrollar programas para manejo integrado de plagas, muestreo y pronóstico en materia de sanidad vegetal que se enmarcan en la Ley Federal de Sanidad Vegetal (DOF, 2007). En el ARE, la plaga no necesariamente debe tener implicaciones en el comercio exterior, pero tiene importancia económica para el país.

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Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria

ESTUDIO DE CASO: CAÑA DE AZUCAR

1. Generalidades de la caña de azúcar.

1.1 Historia de la caña de azúcar.

La caña de azúcar era conocida desde los primeros tiempos, aunque la extracción real de azúcar parece haber sido descubierta mucho más tarde. La mención más antigua que ha podido establecerse de la caña de azúcar es en el 325 A. de C., cuando el azúcar y por inferencia la caña de azúcar, se registra en el oeste de la India (GEPLACEA, 1989).

El lugar de origen de las cañas de azúcar silvestres (Saccharum spontaneum y S. robustum) ha sido objeto de discusión desde hace mucho tiempo. Las pruebas aportadas por Bames y Sartori parecen haber ubicado definitivamente el origen de la caña de azúcar en Nueva Guinea, donde se ha venido cultivando como planta hortícola para mascar durante miles de años (GEPLACEA, 1989).

Aparentemente, desde Nueva Guinea se propagó al seguir las migraciones de los tiempos antiguos. La difusión de la caña de azúcar hacia occidente fue extremadamente lenta, desde los tiempos en que los soldados de Alejandro el Grande vieron el azúcar y la caña de azúcar en el Valle del Indo, 325 A. de C. (GEPLACEA. 1989).

Cristóbal Colón en su segundo viaje (1493) llevó y sembró por primera vez la caña de azúcar en Santo Domingo. Ya para el siglo XVI, la caña era un artículo importante de comercio entre Europa y las regiones productoras de Brasil. Cuba y México (Hurnbert. 1968).

El cultivo de la caña de azúcar en México fue establecido por los españoles poco después de la conquista de México a mediados del siglo XVI. Hernán Cortés introdujo la caña a la Nueva España, siendo Santiago Tuxtla. Veracruz, el primer lugar del territorio donde se cultivó esta planta por los años 1522-1525.

Posteriormente ordenó la construcción del Ingenio Tepeca, en los alrededores de Santiago y la obra se concluyó en 1534, año en que se inició la fabricación de azúcar en el país (Flores, 1994).

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2. Clasificacion taxonómica.

Reino: Vegetal

División: Phanerogamae

Sub-División: Angiosperrnae

Clase: Monocotiledoneae

Orden: Glumiflora

Familia: Poaceae

Género: Saccharum

Especie: S. officinarum L.

2.1 Descripcion botanica

2.1.1. Tallo

El tallo es la parte más importante de la planta, en él se encuentran almacenados los azucares (Vara et al., 1979).

La caña de azúcar se propaga asexualmente por medio de trozos, que contienen una o más yemas cada uno. Cada yema puede desarrollarse en un tallo primario, el cual a su vez puede formar tallos secundarios. El tallo consta de las siguientes partes:

2.1.2. Canutos o entrenudos:

Son las unidades de las que se compone el tallo, cada canuto consiste de un entrenudo, siendo este el lugar donde se inserta la hoja. Al caerse la hoja, queda la cicatriz foliar. Los canutos o entrenudos comienzan muy cortos en la base, aumentan de longitud de manera paulatina, hasta alcanzar un máximo, después de lo cual comienza un decrecimiento.

La disposición de los canutos a lo largo del tallo es en línea recta, aunque algunas variedades tienen una distribución irregular (Van Dillewijn, 1975).

2.1.3. Yemas:

Es un retoño embriónico, consistente en un tallo en miniatura con hojas diminutas, en las cuales las exteriores tienen la forma de escama. Están ubicadas en la banda de las raíces, normalmente se presenta una yema en cada nudo, aunque algunas veces están ausentes en varios o todos los nudos, mientras que en otros casos se presentan dos o más yemas en un mismo nudo (Van Dillevijn. 1975).

2.1.4. Anillo de crecimiento:

Es una banda estrecha en donde se produce el alargamiento de los canutos y tiene lugar el crecimiento del tallo (Vara et. al., 1979).

2.1.5. Banda raíz:

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Es la región basal del entrenudo donde radican los primordios de raíz. Está limitada en sus lados superior e inferior por el anillo de crecimiento y la cicatriz foliar respectivamente (Van Dillewijn, 1975).

2.1.6. Anillo ceroso:

Queda situado a continuación de la cicatriz de la hoja. Tiene aproximadamente un centímetro de ancho y se reconoce por estar recubierto de una fina capa de cera que puede considerarse como un revestimiento protector (Vara el al., 1979).

2.2. Hojas

De los tallos brotan las hojas, éstas son lanceoladas, lineales, largas y agudas. Presentan una nervadura central fuerte y se encuentran dispuestas en el tallo en forma alterna. Su color es verde y la tonalidad cambia de acuerdo con la variedad. El borde es dentado (Vara el al.. 1979).

La hoja consiste de dos partes fundamentales: El limbo o lámina y la vaina, separadas por una articulación (Van Dillewijn, 1975).

2.2.1. Limbo o lámina:

Puede alcanzar una longitud de hasta 2 m, y su ancho varía entre 3 y 7 cm, estas dimensiones cambian en cada variedad. La lámina termina en un extremo puntiagudo, la nervadura central corre a lo largo y por la parte media de la lámina: paralelamente a la nervadura central corren diversos haces vasculares. En la cutícula tanto del haz como del envés de la lámina, se encuentran presentes los estomas (Martín et. al., 1987).

2.3. Vaina

Es la parte de la hoja que abraza al tallo, cubre enteramente el entrenudo del cual nace (Vara et al. 1979). Es de forma tubular, es más ancha en la base y se estrecha gradualmente hacia el cuello.

2.3.1. Articulación de la lámina:

Es el punto de unión del limbo o lámina y la vaina de la hoja. Su superficie interior se conoce como garganta y la exterior por cuello.

2.3.2. Aurículas:

Son apéndices en forma de orejas, ubicadas en la parte superior del margen de la vaina.

2.4. Raíz

Se desarrollan dos tipos de raíces:

2.4.1. Raíces transitorias, primarias o temporales:

Nacen del trozo plantado, se originan del anillo radicular. son delgadas y muy ramificadas.

2.4.2. Raíces definitivas o secundarias:

Son raíces del vástago, que brotan de los anillos radiculares inferiores de los brotes, son gruesas, carnosas, blancas y menos ramificadas.

El número potencial de raíces del trozo está regido por el número de primordios de raíz presentes en el trozo de sernilla.

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La vida de las raíces del vástago también es limitada, pero como cada nuevo vástago habrá de producir sus propias raíces, el sistema radicular de la planta en conjunto será renovado continuamente (Van Dillewijn, 1975).

2.5. Inflorescencia

La inflorescencia es una panícula, abierta y ramificada. Que se desarrolla a partir del último entrenudo; su forma varía de acuerdo con la longitud de los ejes principal y lateral, el grado de su ramificación, etc., es típica de cada especie y aún para la mayoría de las variedades (Van Dillewijn, 1975; Vara et al., 1979).

El eje principal presenta ejes laterales de primer orden, y estos, a su vez, ejes laterales de segundo orden. Algunas veces se presentan ejes laterales de tercer orden.

Las espiguillas están dispuestas en pares, siendo de cada par, una espiguilla sesil y la otra pedicelada. Cada espiguilla está rodeada en la base por un anillo de pelos largos, que le dan aspecto sedoso a toda la inflorescencia (Van Dillewijn, 1975).

Sobre las espiguillas se desarrollan flores hermafroditas, las cuales pueden producir semillas fértiles. Las semillas de la caña son extremadamente pequeñas (Van Dillewijn, 1975: Vara el al., 1979).

3. Utilización de la caña de azúcar.

La importancia del cultivo y la industrialización de la caña de azúcar tradicionalmente radican por el producto primario obtenido, que es la sacarosa. En la actualidad se sabe que otros productos derivados del procesamiento, también son importantes, tales como el bagazo que se emplea para la producción de papel, también se pueden obtener por aglutinamiento y prensado, tablas duras para diferentes usos: la cachaza sirve para el desarrollo de microorganismos, por lo que se puede utilizar en forma de composta y actuar como mejorador de suelos.

Las mieles finales o incristalizables se mezclan con forrajes para alimentación del ganado, éstas últimas contienen principalmente los azúcares glucosa y fructuosa, además de compuestos como gomas y pectinas, a partir de las mieles se elabora el alcohol y levaduras, el alcohol es utilizado con buenos resultados en mezclas con gasolina. De la industrialización se puede obtener ácido cítrico y se han realizado investigaciones para obtener detergentes (Velázquez, 1988).

En cuanto a la utilización del alcohol de caña en mezcla con gasolina para su uso en automóviles, se ha realizado investigación al respecto en Brasil (Velázquez, 1988).

Situación de la caña de azúcar en México.

El desarrollo de la industria azucarera durante el presente siglo ha sido espectacular. Durante las últimas décadas contadas a partir de 1960 el área cultivada y la producción de caña han sido cada vez mayores, con excepción de ciertos años en que debido a sequía, heladas, ciclones o inundaciones, se han resentido algunas depresiones.

El cultivo de la caña de azúcar en México representa una de las actividades de mayor importancia en la economía nacional y junto con el maíz, frijol, sorgo, trigo y café, esta catalogado entre los seis productos básicos alimenticios (Anónimo, 1994 a).

Atendiendo a su área de distribución y a las diversas labores de cultivo desde su siembra hasta la cosecha, la caña de azúcar constituye una fluente de ingresos para un gran número de personas de la población rural (Flores, 1994),

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6. Importación de material propagativo

La importación de trozos de caña de azúcar (vastagos), se hace principalmente con el fin de obtener variedades con buenas características y aprovechar el cultivo comercial en México, además son usadas como progenitores en trabajos de hibridación (Flores, 1994).

La importación de variedades de caña de azúcar, se realiza mediante el intercambio de material con instituciones.

Los países con los que se realiza el intercambio son los siguientes Estados Unidos (Florida, Lousiana y Texas), Cuba, Jamaica, Puerto Rico, Barbados, Guatemala, Costa Rica, Colombia, Venezuela, Brasil, Bolivia, Argentina, Honduras, Australia, Sudáfrica, India, Filipinas e Islas Mauricio.

Se llegan a importar alrededor de treinta variedades anuales, cada variedad consta de trozos de caña de 250 gr cada uno (Flores, 1994).

Las variedades a importar son las más sobresalientes (en diferentes evaluaciones de rendimiento en campo y en la industria, así como resistencia a plagas etc.), en el país de origen, estas variedades en México deben ser evaluadas en los diferentes ingenios, el objetivo es tener variedades que compitan con las mejores que están en el mercado (Flores, 1994).

Cuando se solícita una variedad determinada, el país de origen manda los trozos de caña de la variedad solicitada en un paquete, Junto con un certificado de sanidad, que indica que el material está libre de plagas, los extremos de cada trozo de caña que se manda son sellados. Los vástagos son sometidos a un tratamiento con agua caliente por 20 minutos a 50 °C, con el fin de eliminar las plagas que pudieran estar presentes (Flores, 1994).

Antes de ser evaluadas las variedades en las distintas regiones cañeras del país. se someten a un período de cuarentena, en la estación cuarentenaria destinada por la Dirección General de Sanidad Vegetal, a fin de para disminuir el riesgo de introducir plagas de importancia cuarentenaria al país. En caso de presentarse alguna plaga exótica el material enfermo es incinerado, en caso contrario una vez que es aprobado, son distribuidas a las diferentes regiones cañeras (Flores, 1994).

7. Literatura Consultada

Anónimo 1993 a Global Plant Quarantine Information System Food and AtricuIture Organization of the United Nations (FAO).

Flores C.S 1994. Plagas de la caña de azúcar en México 350 pp.

GEPLACEA 1989 Manual sobre comercialización internacional de azúcar Mexico DF. 551 pp.

Humbert R,P, 1968 The growing of sugar Cano. Elsevier Publishing Company New York E U. A. 710 pp. 0 R.; Vigoa 11.R Leon M 1987. La calla de aztlicar en Cuba Editorial Cientifico-Técnica La Habana. Cuba. 612 pp

Van Dillewijn C. 1975. Botánica de la caña de azúcar Instituto Cubano del Libro. La Habana Cuba 460 pp

Vara S F; Alcolea FR.. Torres G R.; Harrictte R M.; Romero y M Tabares R 1979 Agrotecnia de la caña Empresa Editorial Oriente. Santiago de Cuba. 228 pp.

Velázquez Z G. 1988. Evaluación agroindustrial de plantas micropropagadas de Saccharum sp. CV 13 4362 en Córdoba Veracruz Colegio de Postgraduados. Centro de Genética. Montecillos, México.

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ANÁLISIS DE RIESGO DE PLAGAS (ARP) PARA LA IMPORTACIÓN DE MATERIAL PROPAGATIVO (TROZOS Y/O VÁSTAGOS) DE CAÑA DE AZÚCAR (SACCHARUM OFFICINARUM) ORIGINARIOS Y PROCEDENTES DE LOS ESTADOS DE FLORIDA,

LOUISIANA Y TEXAS EN LOS ESTADOS UNIDOS, PARA EVALUACIÓN EN CAMPO.

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Etapa l

Identificación de Plagas Cuarentenarias Potenciales.

A. Metodología.

Inicialmente se integró una lista, lo más completa posible, mediante la búsqueda en diferentes fuentes informativas que refieren directa ò indirectamente a los Estados de Florida, Louisiana y Texas en los Estados Unidos, de donde se pretenden importar los Trozos (Vastagos) de Caña de Azúcar. La lista inicial (Cuadro 1) se integro por 173 organismos considerados como plagas, enfermedades y malezas asociadas a la especie a importar, Saccharum officinarum.

Se ordenaron las diferentes plagas de acuerdo al tipo de organismo (insectos, ácaros, hongos, nematodos, bacterias, virus, malezas, etc.), reportadas en distintas fuentes informativas para el cultivo y lugar de origen referido.

Posteriormente, se revisó cada una de las plagas para ubicar la familia a la que pertenecen, así como para determinar su presencia y/o ausencia en México, así como su situación reglamentaria en el país, lo anterior para establecer su estatus cuarentenario en apego a los lineamientos nacionales e internacionales para la elaboración del ARP.

Para identificar su presencia y/o ausencia tanto en los Estados de Florida, Louisiana y Texas en los Estados Unidos, como en México, se utilizaron las siguientes Bases de Datos:

Bases de Datos. CABI. 2007. Crop Protection Compendium. Global Module. CAB International. United

Kingdom. Data Base European and Mediterranean Quarantines Pest Data Sheet. UK (PQR) Global Plant Quarantine Information System. Version 2.1. Food and Agriculture Organization

of the United Nations (FAO).

Etapa Il. Evaluación del Riesgo de Plagas

El proceso para la evaluación del riesgo de plagas puede dividirse en tres pasos relacionados entre sí: - categorización de las plagas (Cuadro1). - evaluación de las probabilidades de introducción y dispersión (Cuadro2) - evaluación de las consecuencias económicas potenciales (incluidas los impactos

ambientales) (Cuadro 2).Evaluación del Riesgo de Plagas

El proceso para la evaluación del riesgo de plagas puede dividirse en tres pasos relacionados entre sí:

categorización de las plagas

Evaluación de las probabilidades de introducción y dispersión y

Evaluación de las consecuencias económicas potenciales (incluidas los impactos ambientales).

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Cuadro 1. Plagas asociadas al cultivo de Caña de Azúcar (Saccharum officinarum) presentes los Estados de Florida, Louisiana y Texas en los Estados Unidos de América y su situación fitosanitaria en México.

No. Tipo de plaga

Identidad de la plaga Florida, Louisiana y Texas Presencia o ausencia en el área de ARP

Nombre científico Orden:FamiliaCPC

EPPO

FAO

Otras fuentes

Inf. del país de origen

CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

1 Ácaro Oligonychus grypus

Prostigmata: Tetranychidae

P P ND

A A ND

2 Ácaro Oligonychus pratensis

Prostigmata: Tetranychidae

P ND

ND

A ND

ND

50

3 Bacteria Acidovorax avenae subsp. avenae, Pseudomonas rubrilineans

Burkholderiales:

Comamonadaceae

P ND

ND

P P ND

7, 8, 66 H.R

4 Bacteria Erwinia carotovora subsp. Atroseptica

Enterobacteriales:

Enterobacteriaceae

P ND

ND

P ND

ND

42, 46, 49

5 Bacteria Erwinia chrysanthemi

Enterobacteriales:

Enterobacteriaceae

P ND

P A ND

A 7,8,11 NOM-07,

NOM-12

6 Bacteria Erwinia chrysanthemi pv. zeae

Enterobacteriales:

Enterobacteriaceae

P ND

ND

A ND

ND

66 H.R

7 Bacteria Leifsonia xyli subsp. xyli

Actinomycetales:

Microbacteriaceae

P ND

ND

P ND

ND

67, 68

8 Bacteria Pantoea agglomerans

Enterobacteriales:

Enterobacteriaceae

P ND

ND

P ND

ND

27, 28, 38

9 Bacteria Pseudomonas rubrisubalbicans

Pseudomonadales:

Pseudomonadaceae

P ND

ND

A ND

ND

8

10 Bacteria Xanthomonas albilineans

Xanthomonadales:

Xanthomonadaceae

P ND

P P ND

P 3, 9, 10

11 Hongo Aspergillus niger Hongo anomorfico

P ND

ND

A ND

ND

7,8,15,17

12 Hongo Bipolaris sacchari Hongo anomorfico

P ND

ND

P ND

ND

8, 62, 69, 115

13 Hongo Ceratocystis paradoxa

Microascales: Ceratocystiace

ae

P ND

ND

P ND

ND

8, 14, 63

NOM-007

14 Hongo Chalara elegans Hongo anomorfico

P ND

ND

A ND

ND

4, 14, 23

15 Hongo Cochliobolus lunatus, (asexual Curvularia lunata)

Pleosporales: Pleosporaceae

P ND

ND

P ND

ND

7,8

16 Hongo Cochliobolus sativus

Pleosporales: Pleosporaceae

P ND

ND

P ND

ND

7,8,14,16

17 Hongo Corticium rolfsii Polyporales: Corticiaceae

P ND

ND

P ND

ND

8,9,22 H.R.

9

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No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

18 Hongo Fusarium oxysporum

Ascomycetes: Hypocreales

P ND

ND

P ND

ND

7,8, 14

19 Hongo Fusarium sacchari Ascomycetes: Hypocreales

P ND

ND

P ND

ND

20 Hongo Gibberella fujikuroi, Fusarium moniliforme

Hypocreales: Nectriaceae

P ND

P P ND

A 7,8,9,14,18

H.R

21 Hongo Gloeocercospora sorghi

Hongo anomorfico

P ND

ND

P ND

ND

7, 8, 62

22 Hongo Glomerella tucumanensis, Physalospora tucumanensis

Ascomycetes: Glomerellaceae

P ND

ND

A ND

ND

8, 14

23 Hongo Lasiodiplodia theobromae

Hongo anomorfico

P ND

ND

P ND

ND

8,12, 34

24 Hongo Macrophomina phaseolina

Hongo anomorfico

P ND

P P ND

P 7,8,9,14,19

25 Hongo Phytophthora erythroseptica var. erythroseptica

Pythiales: Phythiaceae

P ND

P A ND

A 14

26 Hongo Phytophthora megasperma

Pythiales: Phythiaceae

P ND

P A ND

A 14, 70

27 Hongo Puccinia melanocephala

Uredinales: Pucciniaceae

P P P A-4 P P P 61, 69

28 Hongo Puccinia kuehnii Uredinales: Pucciniaceae

A ND

A A-4 A ND

A

29 Hongo Pythium graminicola

Oomycetes: Saprolegniales

P ND

A P ND

P 7, 8

30 Hongo Pythium myriotylum

Oomycetes: Saprolegniales

P A A P A A 71 H.R.

31 Hongo Sclerospora graminicola

Sclerosporales: Sclerosporacea

e

P ND

ND

P ND

ND

14, 58, 60, 66

32 Hongo Sclerotinia sclerotiorum

Helotiales: Sclerotiniaceae

P ND

ND

P ND

ND

7, 9, 10, 14

33 Hongo Sclerophthora macrospora

Sclerosporales:

Verrucalvaceae

P P P P P P 7,8,11, 60, 66

H.R.

34 Hongo Ustilago scitaminea Ustilaginales:Ustilaginaceae

P ND

P P ND

P 14, 69

35 Insecto Agrotis ipsilon Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

P ND

ND

2, 3, 24

36 Insecto Anomala arginata Coleoptera: Scarabaeidae

ND

ND

ND

A-1 ND

ND

ND

37 Insecto Aphis gossypii Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3

38 Insecto Aphis spiraecola Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,6

39 Insecto Araecerus fasciculatus

Coleoptera: Anthribidae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3

40 Insecto Aspidiotus destructor

Hemiptera: Diaspididae

P ND

ND

P ND

ND

72, 73

41 Insecto Blissus leucopterus Homoptera: Ligueidae

P ND

ND

P ND

ND

1,3,16

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Producto 3

No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

42 Insecto Brevennia rehi Hemiptera: Pseudococcida

e

P ND

ND

A ND

ND

43 Insecto Carpophilus humeralis

Coleoptera: Nitidulidae

P ND

ND

A ND

ND

110

44 Insecto Chrysodeixis includens

Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

A ND

ND

1, 2, 3, 35

45 Insecto Coptotermes formosanus

Isoptera: Rhinotermitidae

P ND

ND

A ND

ND

46 Insecto Cyclocephala parallela

Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

A-1 A ND

ND

47 Insecto Diaprepes abbreviatus

Coleoptera: Curculionidae

P P P A A A

48 Insecto Diatraea grandiosella

Lepidoptera: Crambidae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3,24

49 Insecto Diatraea lineolata Lepidoptera: Crambidae

P ND

ND

P ND

ND

80, 81

50 Insecto Diatraea saccharalis

Lepidoptera: Crambidae

P A A A-3 P P P 1,2,3,24

51 Insecto Dinoderus minutus Coleoptera: Bostrichidae

P ND

ND

A ND

ND

1

52 Insecto Dyscinetus morator Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

A-1 A ND

ND

53 Insecto Dysmicoccus brevipes

Hemiptera: Pseudococcida

e

P ND

ND

P ND

ND

1, 20, 21

54 Insecto Elasmopalpus lignosellus

Lepidoptera: Pyralidae

P ND

ND

A-4 P ND

ND

1, 2, 3, 39

55 Insecto Eoreuma loftini Lepidoptera: Crambidae

P ND

ND

P ND

ND

81, 82

56 Insecto Ferrisia virgata Hemiptera: Pseudococcida

e

P ND

ND

P ND

ND

1,3

57 Insecto Hercinothrips femoralis

Thysanoptera: Thripidae

P ND

ND

A ND

ND

83, 84 NOM-007

58 Insecto Hyperomyzus lactucae

Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

85, 86

59 Insecto Leptodictya tabida Hemiptera: Tingidae

P ND

ND

P ND

ND

69, 87

60 Insecto Ligyrus subtropicus Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

A-1 A ND

ND

61 Insecto Lissorhoptus oryzophilus


P P A P P P 25, 60, 74

62 Insecto Maconellicoccus hirsutus


e

P ND

ND

P ND

ND

88 DNE

63 Insecto Melanaphis sacchari


P ND

ND

A ND

ND

64 Insecto Melanotus communis

Coleoptera: Elateridae

P P ND

A-4 A A ND

65 Insecto Metamasius hemipterus


P P ND

P P ND

36, 40

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No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

66 Insecto Metamasius hemipterus sericeus


P ND

ND

A ND

ND

67 Insecto Mocis latipes Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

P ND

ND

89, 90

68 Insecto Myndus crudus Hemiptera: Cixiidae

P P ND

P P ND

72, 73 NOM-007

69 Insecto Myzus persicae Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

2, 3, 49

70 Insecto Nola sorghiella Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

P ND

ND

91, 92

71 Insecto Opogona sacchari Lepidoptera: Tineidae

P ND

P A ND

A NOM-007

72 Insecto Orthezia insignis Hemiptera: Ortheziidae

P ND

ND

P ND

ND

73 Insecto Peregrinus maidis Hemiptera: Delphacidae

P ND

ND

P ND

ND

1, 60

74 Insecto Perkinsiella saccharicida

Hemiptera: Delphacidae

P P P A-2 A A A

75 Insecto Phyllophaga spp. Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,24

76 Insecto Phyllophaga latifronts

Coleoptera: Scarabaeidae

ND

ND

ND

A-1 ND

ND

ND

77 Insecto Planococcus citri Hemiptera: Pseudococcida

e

P ND

ND

P ND

ND

6, 47 NOM-009

78 Insecto Prosapia simulans Hemiptera: Cercopidae

P ND

ND

A ND

ND

87, 93

79 Insecto Reticulitermes flavipes

Isoptera: Rhinotermitidae

P ND

ND

A ND

ND

87, 94

80 Insecto Rhopalosiphum padi

Homoptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3.60

81 Insecto Rhopalosiphum rufiabdominale


P ND

ND

P ND

ND

1, 2, 3

82 Insecto Rhynchophorus cruentatus


P ND

ND

A ND

ND

95, 113

83 Insecto Saccharicoccus sacchari


e

P ND

ND

P ND

ND

1, 3

84 Insecto Scapteriscus sp. Orthoptera: Gryllotalpidae

P ND

ND

P ND

ND

96, 114

85 Insecto Sipha flava Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

A-4 A ND

ND

69, 87

86 Insecto Spodoptera frugiperda

Lepidoptera: Noctuidae

P P ND

P P ND

1, 2, 3

87 Insecto Xyleborus volvulus Coleoptera: Scolytidae

P ND

ND

P ND

ND

97, 98

88 Insecto Xylosandrus crassiusculus

Coleoptera: Scolytidae

P ND

ND

A ND

ND

89 Maleza Acanthospermum hispidum

Asterales: Asteraceae

P ND

ND

A ND

ND

NOM-43

12

Aná

lisis

de

Rie

sgo

por R

egió

n A

groe

coló

gica

Producto 3

No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

90 Maleza Ageratum conyzoides


P ND

ND

P ND

ND

5, 75

91 Maleza Amaranthus hibridus

Caryophyllales:

Amaranthaceae

P ND

ND

A-4 P ND

ND

5, 37

92 Maleza Amaranthus lividus Caryophyllales:

Amaranthaceae

P ND

ND

A-4 A ND

ND

5, 111

93 Maleza Amaranthus spinosus

Caryophyllales:

Amaranthaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 24

94 Maleza Argemone mexicana

Papaverales: Papaveraceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 26, 31

95 Maleza Avena fatua Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5,16

96 Maleza Bidens pilosa Asterales: Asteraceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 24

97 Maleza Cenchrus echinatus

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 32, 33

98 Maleza Chloris barbata Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

99, 100

104 Maleza Cyperus esculentus

Cyperales: Cyperaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 78

105 Maleza Cyperus rotundus Cyperales: Cyperaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 15

106 Maleza Dactyloctenium aegyptium

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 76

107 Maleza Digitaria longiflora Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 101

108 Maleza Datura stramonium Solanales: Solanaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

109 Maleza Digitaria sanginalis Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 76

110 Maleza Echinochloa crus-galli

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5,16

111 Maleza Eleusine indica Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 15

112 Maleza Euphorbia hirta Euphorbiales: Euphorbiaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 78

113 Maleza Heliotropium europaeum

Boraginales: Boraginaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 30

114 Maleza Heliotropium indicum

Boraginales: Boraginaceae

P ND

ND

P ND

ND

5. 30

115 Maleza Imperata cylindrica Cyperales: Poaceae

P P P A A A NOM-43

116 Maleza Ipomoea triloba Solanales: Convolvulacea

e

P P ND

P A ND

5, 33, 37

117 Maleza Lantana camara Lamiales: Verbenaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 101

13

Info

rme

2009


No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

118 Maleza Leersia hexandra Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 76

119 Maleza Lolium multiflorum Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 101

120 Maleza Melilotus indica Fabales: Fabaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 102

121 Maleza Murdannia nudiflora

Commelinales: Commelinacea

e

P ND

ND

P ND

ND

5, 33, 43

122 Maleza Panicum dichotomiflorum

Cyperales: Poaceae

A ND

ND

A-4 A ND

ND

5, 112

123 Maleza Panicum maximum Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 33, 43

124 Maleza Panicum repens Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 78

125 Maleza Parthenium hysterophorus


P ND

A P ND

P 5, 78

126 Maleza Passiflora foetida Violales: Passifloraceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 45, 78

127 Maleza Pennisetum purpureum

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A-4 A ND

ND

5, 101

128 Maleza Phragmites australis

Cyperales : Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 101

129 Maleza Poa annua Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

130 Maleza Polygonum hydropiper

Polygonales: Polygonaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 30

131 Maleza Portulaca oleracea Caryophyllales: Portulacaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 78

132 Maleza Raphanus raphanistrum

Capparales: Braassicaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

133 Maleza Rottboellia cochinchinensis

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

101 NOM-43

134 Maleza Rumex crispus Polygonales: Polygonaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

135 Maleza Senna obtusifolia Fabales: Fabaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 33,44

136 Maleza Setaria parviflora Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

137 Maleza Setaria pumila, S. glauca, S. lutescens

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 76

138 Maleza Setaria verticillata Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 30

139 Maleza Sonchus arvensis Asterales: Asteraceae

P ND

P P ND

P

140 Maleza Sorghum halepense

Cyperales: Poaceae

P P P P p P 5,16

141 Maleza Tagetes minuta Asterales: Asteraceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 48

142 Maleza Tribulus terrestris Geraniales: Zygophyllaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 79

14

Aná

lisis

de

Rie

sgo

por R

egió

n A

groe

coló

gica

Producto 3

No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

143 Maleza Tridax procumbens Asterales: Asteraceae

P ND

P P ND

P 5, 79

144 Maleza Urochloa plantaginea

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 102

145 Maleza Urtica urens Urticales: Urticaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 103

146 Maleza Vicia sativa Fabales: Fabaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 102

147 Maleza Xanthium strumarium


P ND

ND

A ND

ND

5, 79

148 Nematodo

Belonolaimus longicaudatus

Belonolaimidae P ND

ND

A-4 P ND

ND

8, 57

149 Nematodo

Criconemella sp. Criconematidae P ND

ND

P ND

ND

8, 57

150 Nematodo

Helicotylenchus dihystera

Hoplolaimidae P ND

ND

P ND

ND

8,13, 41

151 Nematodo

Helicotylenchus multicinctus

Hoplolaimidae P ND

ND

P ND

ND

13, 51

152 Nematodo

Helicotylenchus pseudorobustus

Hoplolaimidae P ND

ND

A ND

ND

8,13

153 Nematodo

Hemicriconemoides mangiferae

Criconematidae P ND

ND

P ND

ND

154 Nematodo

Hirschmanniella oryzae

Pratylenchidae P P A A A A 8

155 Nematodo

Hoplolaimus columbus

Hoplolaimidae P ND

ND

A ND

ND

156 Nematodo

Longidorus sp. Longidoridae P ND

ND

P ND

ND

105, 106

157 Nematodo

Meloidogyne arenaria

Meloidogynidae

P ND

ND

P ND

ND

13, 56, 59

H.R.

158 Nematodo

Meloidogyne javanica

Meloidogynidae P ND

ND

P ND

ND

13, 107 NOM-012

159 Nematodo

Pratylenchus brachyurus

Pratylenchidae P ND

ND

P ND

ND

13, 108

160 Nematodo

Paratrichodorus porosus

Trichodoridae P ND

ND

A ND

ND

161 Nematodo

Pratylenchus zeae Pratylenchidae P ND

ND

A-4 A ND

ND

162 Nematodo

Pratylenchus penetrans

Pratylenchidae P P ND

P P ND

13, 24 H.R.

163 Nematodo

Radopholus similis Pratylenchidae P P P P P A 8, 52, 53

H.R.

164 Nematodo

Rotylenchulus parvus

Hoplolaimidae P P ND

A A ND

H.R.

165 Nematodo

Scutellonema brachyurus

Hoplolaimidae P ND

ND

A ND

ND

13 H.R.

166 Nematodo

Trichodorus sp Trichodoridae P ND

ND

A ND

ND

8, 59, 109

H.R.

167 Nematodo

Tylenchorhynchus annulatus

Dolichodoridae P ND

ND

A ND

ND

15

Info

rme

2009


No. Tipo de plaga



EPPO

FAO

Otras fuentes


CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes SR

PAM

y/o REG.

168 Nematodo

Tylenchorhynchus claytoni

Dolichodoridae P P A A A A 13 NOM-014

169 Nematodo

Xiphinema americanum

Dorylaimida: Xiphinematidae

P ND

A P ND

A 8,13

170 Virus Barley yellow dwarf viruses

Luteoviridae P ND

A P ND

P 7, 54, 55

171 Virus Maiz Dwarf Mosaic Virus

Potyviridae P ND

A P ND

A 7, 24, 58

172 Virus Maize stripe virus Tenuivirus P P P A A A 64, 65

173 Virus Sugarcane chlorotic streak virus

No clasificado P P P P A A

P= Presente A=Ausente ND= No Disponible

SR= Situación Reglamentaria

PAM o REG= Plaga Ausente de México o Regulada

P DR= Presente con distribución restringida

CPC= CABI. 2007. Crop Protection Compendium. CAB International (CABI). Wallingford, United Kingdom.

FAO= FAO. 1994. Global Plant Quarantine Information System. Version 2.1. Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO).

EPPO= EPPO. 2007. Plant Quarantine information Retrieval System (PQR). Ver. 4.6. European and Mediterranean Plant Protection Organization (EPPO).

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Cuadro 2. Listado de plagas asociadas al cultivo de Caña de Azúcar proveniente de los Estados de Florida, Lousiana y Texas, en los Estados Unidos, ausentes y/o reguladas en México, así como su daño económico.

No. PlagaAsociació

n con Vastagos

Sustento

Hospederos asociados

presentes en el área de ARP

Daño Económico

1 Acanthospermum hispidum No

Es una hierba anual erecta de hasta 90 cm. de altura. Las semillas de esta maleza pueden contaminar los granos al momento de la cosecha. Los aquenios miden 6 mm de largo y están cubiertos con numerosas y cortas espinas (CABI, 2007).

2 Anomala marginata No

Esta especie aún cuando ha sido colectada en áreas destinadas a la producción de caña en Florida, nos se le ha reportado causando daños en este cultivo (Gordon y Anderson, 1981).

3 Brevennia rehi NoEste insecto se desarrolla y alimenta sobre el follaje de la planta (CABI, 2007).

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No. PlagaAsociació

n con Vastagos

Sustento



Daño Económico

4 Carpophillus humeralis No

Los huevecillos son colocados en frutos sobre maduros, en materia verde en descomposición, ataca tejidos en fermentación. En Puerto Rico se asocia al cultivo de piña, generalmente aparece en suelos húmedos y áreas con pobre manejo fitosanitario (CABI, 2007). En plantíos de caña es muy común, pero no se le considera una plaga. Se reporta atacando muchos frutos y granos alrededor del mundo (internet II).

5 Coptotermes formosanus No

Como otras termitas subterráneas C. formosanus se alimenta de árboles muertos y desechos de madera posados sobre la superficie del suelo. Sin embargo se le empieza a encontrar en áreas urbanas, principalmente en estructuras de madera. Se restringe a áreas con alta humedad entre los 35 grados al norte y sur del ecuador, su actividad declina durante el invierno (CABI, 2007)

6 Cyclocephala parallela No

Los inmaduros de esta familia de coleópteros causan daños severos al alimentarse de las raíces de la caña de azúcar, provocando la caída de las plantas, su ciclo de vida lo desarrolla en el suelo (Gordon y Anderson, 1981).

7 Diaprepes abbreviatus No

Los adultos se alimentan en las hojas, generalmente a lo largo de los bordes de hojas tiernas, dando por resultado muescas características. Los daños causados por la alimentación de los adultos se consideran de poca importancia sobre caña de azúcar. Las raíces de la caña de azúcar son dañadas por las larvas que causan algunas veces marchitamiento y muerte descendiente de plantas enteras (Wyniger, 1962)

8 Dinoderus minutus Si

Los escarabajos adultos se protegen en residuos de cañas derribadas, penetrando a través de heridas, de grietas y del extremo del corte, hacen túneles horizontales a lo largo de los tejidos fibrovasculares de las cañas; las larvas hacen los túneles longitudinales. La pieza dañada de la caña llega a ser polvorienta, y el polvo se tamiza por la perforación que el escarabajo ha dejado. Poblaciones grandes dejan numerosos túneles en la caña, haciéndola inútil. También una gran cantidad de agujeros en la superficie de las cañas (CABI, 2007).

Harina de trigo (Triticum aestivum), cacao (Theobroma cacao), frijol (Phaseolus vulgaris), maíz (Zea mays), arroz blanco (Oryza sativa), granos almacenados (Binda y Joly , 1991; Schmidlin, 2005).

D. minutus es una especie cosmopolita, que cabe fácilmente en las diferentes regiones del mundo, principalmente en bambú y también en los alimentos secos (Spilman, 1982; Schmidlin, 2005). Este escarabajo es probablemente la más destructiva y generalizada plaga insectil en los tallos cortados de bambú (INBAR, 2010).

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No. PlagaAsociació

n con Vastagos

Sustento



Daño Económico

9 Dyscinetus morator No

Los estados inmaduros de este insecto aparentemente no causan daños en caña de azúcar, toda vez que se han colectado adultos con lámparas de luz blanca de manera recurrente en áreas cañeras sin reporte de daños (Gordon y Anderson, 1981).

10 Erwinia chrysanthemi Si

E. chrysanthemi puede afectar a cualquier órgano de la planta como: raíces, vástagos, hojas y órganos almacenados, dependiendo de la especie de la planta y de las condiciones ambientales. La bacteria afecta el tejido parenquimatoso y paquetes vasculares, induciendo una putrefacción suave y el marchitamiento de toda la planta y partes afectadas. (CABI, 2007).

Tomate (Lycopersicon esculentum), plátano (Musa spp.), tabaco (Nicotiana tabacum), arroz (Oryza sativa), petunia (Petunia hybrida), prímula (Primula spp.), hierba santa o manzanilla (Tanacetum parthenium). Otros hospedantes de forma secundaria o esporádica son: endivia o escarola (Cichorium endivia), achicoria (Cichorium intybus), papa (Solanum tuberosum) (CABI, 2007).

E. chrysanthemi causa pérdidas en crisantemos cultivados en invernadero, todas las plantas jóvenes pueden ser destruidas en las camas de propagación bajo condiciones ambientales favorables. Sin embargo, los daños en los crisantemos al aire libre suele estar restringida a un número limitado de tallos (CABI, 2007).

11Erwinia chrysanthemi pv. zeae

SI

Los tallos caídos y torcidos son una buena señal de que está presente la enfermedad. Uno a varios entrenudos se torna de color marrón oscuro, con textura suave y húmeda. Estos síntomas se pueden presentar sobre vastagos, yemas, brotes, tallos, etc. Tanto de manera interna como externa, síntomas visibles a ojo(CABI, 2007).

Los principales hospedantes son el maíz (Zea mays), sorgo (Sorghum bicolor), piña (Ananas comosus), aráceas, ciclamen, zanahoria (Daucus carota), camote (Ipomoea batatas), tomate (Lycopersicon esculentum), plátano (Musa spp.), arroz (Oryza sativa), orquídea alevilla (Phalaenopsis spp.),, caña de azúcar (Saccharum officinarum), ETC.

Es una de las cuatro principales enfermedades del tallo de maíz en la India y se ha observado en la naturaleza hasta con un 80 a 85% de incidencia (CABI, 2007).

12 Fusarium sacharii No

Es considerado como la forma telemorfica de un aislamiento de Gibberella fujikuroi al cual también se le llego a clasificar como Cephalosporium sachari, especies reportadas como presentes en México, sólo presentando variaciones moleculares para su clasificación (Leslie et. al. 2005).

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No. PlagaAsociació

n con Vastagos

Sustento



Daño Económico

13 Hemicriconemoides mangiferae No

Se mueve internamente por las raíces y se alimenta del contenido celular, afectando principalmente el cortex (CABI, 2007).

14 Hirschmanniella oryzae No

Es un nematodo endoparásito migratorio de la raíz (CABI, 2007).

15 Hoplolaimus columbus No

H. indicus es un nematodo semiendoparasito que ataca las raíces de las plantas, los requerimientos ambientales óptimos son una temperatura de 30ºC, suelos arenosos con un pH de 7, con 16% de humedad. El ciclo de vida toma de 4 a 5 semanas. Sólo se disemina por raíces en tratados internacionales (CABI, 2007).

16 Imperata cylindrica No

Esta maleza es un pasto perenne de crecimiento erecto, con hojas de forma lanceolada de hasta 1.5 mt. de largo, por 2 cm. de ancho (Meeker y Minno, 2002). Es una maleza muy prolífica en la producción de semillas (CABI, 2007).

17 Ligyrus subtropicus No

El ciclo de vida completo de este insecto se desarrolla en el suelo, a diferencia de otras gallinas ciega, Ligyrus subtropicus se alimenta de las raíces de la caña de azúcar durante todo el año. En Florida, EE. UU. (Cherry, 1991).

18 Maconellicoccus hirsutus Si

M. hirsutus puede ser transportado a través del viento y principalmente por la movilización internacional de plantas ornamentales. Su dispersión se asocia principalmente a estructuras vegetativas (CABI, 2007).

Hospederos primarios son: Abelmoschus esculentus, Annona muricata, Annona squamosa, Citrus spp., Glycine max, Gossypium arboreum, Gossypium hirsutum,Morus alba, Musa x paradisiaca, Persea americana, Spondias purpurea, Tectona grandis, Theobroma cacao y Vitis vinifera (CABI, 2007).

Se reporta una reducción en el rendimiento de fibra de Hibiscus cannabinus, Boehemeria nivea e Hibiscus sabdariffa var. Altisima con 21.4 y 40% para este ultimo, en los países de la India y Bangladesh. También en la India, pero en vid provocó un 90% de destrucción en los racimos de uva en el área de Bangalore (CABI, 2007).

19 Melanaphis sacchari No

M. sacchari infesta ambos lados del follaje, donde aparecen manchas de color rojo o líneas pálidas, las que más tarde se tornan de color rojo. Los daños van acompañados de una mielecilla que cubre la superficie de la hoja (CABI, 2007).

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20 Melanothus communis No

Esta plaga se pueden diseminar como huevecillos y larvas mediante la movilización de suelo, que es donde habita, las lavas se ha diseminado a través de tubérculos de papa, Sólo se ha dispersado por estructura vegetales subterráneas (CABI, 2007).

21

Metamasius hemipterus sericeus, Sphenophorus sericeus

Si

Estos cucurculionides se alimentan de frutos y tallos en descomposición principalmente, sin embargo también se les ha encontrado atacando tallos verdes, haciendo pequeñas galerías (Coto y Sauders, 2004)

Infesta principalmente plátano (Musa spp.), y los híbridos interespecíficos de caña de azúcar (Saccharum spp.). También varias palmas ornamentales (CABI, 2007)

En la Florida nfesta del 8 al 32% de os tallos. Las pérdidas estimadas en caña de azúcar en la Florida han alcanzado los $ 402.40 dl/ha, o casi 6 millones de dólares en toda la industria (Weissling y Giblin, 1998).

22 Oligonychus grypus No

El ciclo de vida de este acaro lo desarrolla sobre el follaje, produciendo puntos amarillentos a lo largo del nervio central de hojas y de vez en cuando en pecíolos. La alimentación continua del ácaro puede provocar que la hoja entera se torne bronceada, necrótica y a menudo caiga de la planta (CABI, 2007)

23 Oligonychus pratensis No

Las colonias de ácaros prefieren la superficie superior de hojas viejas. Durante la sequía la infestación es fuerte y los ácaros habitan ambas superficies de la hoja e incluso se mueven a hojas jóvenes (CABI, 2007)

24 Opogona sacchari SI

Los primeros estados de larva hacen túneles en madera y ramas frescas, son plagas principales de dracenas y yuca, las larvas viven en el tejido cortical de la planta, se alimentan del follaje destruyendo el xilema, y en estados avanzados las hojas caen y puede provocar el colapso de la planta (CABI, 2007).

Se encuentra principalmente en plátano (Musa spp.), piña (Ananas comosus), bambú (Bambusa spp.), maíz (Zea mays) y caña de azúcar (Saccharum officinarum), dracenas (Dracaena spp.), ave del paraíso (Strelitzia spp.), yucas (Yucca spp.); (CABI, 2007)

Presenta riesgo principalmente en ornamentales perennes o leñosas de invernadero y el comercio de estas plantas lleva un serio riesgo de distribución de esta especie plaga (CABI 2005; Sanabria, 2006).

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Sustento



Daño Económico

25 Orthezia insignis

Las colonias se establecen principalmente en las hojas donde se alimentas de la savia mediante la extracción de savia (Zurhilma, 2003). O. insignis secreta una mielecilla que en ocasiones atrae hormigas. (CABI, 2007). Esta plaga no es considerada como una plaga de importancia cuarentenaria por el CABI.

26 Paratrichodorus porosus No

P. porosus es un ectoparasito de las raíces y se encuentra siempre en el suelo, alrededor de las raíces pero nunca dentro de ellas, provoca achaparramiento de las plantas (CABI, 2007).

27 Perkinsiella saccharicida No

Los daños causados por P. saccharicida incluyen laceración de las hojas por oviposición de huevecillos o por la alimentación de ninfas y adultos del follaje, el tejido dañado frecuentemente es infectado por Glomerella tucumanensis, además de ser vector de sugarcane Fiji virus (CABI, 2007).

28 Phyllophaga latifronts No

Esta Plaga se alimenta en estado larval de las raíces de la caña de azúcar, se le encuentra principalmente en suelos compuestos de arena y materia orgánica, en ocasiones causan daños significativos debido al corte de raíces, provocando la caída de las plantas (Gordon y Anderson, 1981)

29

Phytophthora erythroseptica var. erythroseptica

Si

Los vástagos infectados demuestran necrosis vascular interna y en algunos casos, también la parte más inferior de los vástagos, presentando los mismos síntomas externos de la pierna negra, causados por Erwinia spp. Ha sido diseminado en cualquier estructura vegetativa de diversas plantas (CABI, 2007).

Saccharum officinarum (Caña de azúcar), Solanum tuberosum (papa), Tulipa sp. (Tulipán). Como hospederos secundarios se pueden reportar: Cymbidium sp., Lycopersicon esculentum (tomate), Pericallis cruenta (cineraria), Vicia faba (vigna), Vicia sativa (len), Zizania palustris (arroz silvestre) (CABI, 2007)

30 Pratylenchus zea No

Causan lesiones en la raíz y son endoparásitos migratorios, que producen necrosis en las raíces, reduciendo como consecuencia la altura de las plantas y el número de hijos. http://www.infoagro.com/herbaceos/cereales/arroz.htm

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Sustento



Daño Económico

31 Pseudomonas rubrisubalbicans No

Esta enfermedad inicialmente ataca la hoja bandera, manifestándose con una coloración rojiza frecuentemente con márgenes de color blanco, estas manchas crecen paralelas a la nervadura. Cuando la infestación es severa las líneas pueden coalecer formando bandeados de color rojo, las partes afectadas por el patógeno son las hojas únicamente. Esta enfermedad rara vez causa pérdidas en el cultivo, en sorgo no hay evidencias de daño. Su forma de dispersión es por la movilización de esporas sobre las hojas, las cuales son visibles al ojo humano (CABI, 2007).

32 Puccinia kuehnii No

La roya anaranjada es una enfermedad que históricamente ha causado pocos daños, rara vez causa pérdidas económicas. La diseminación de este patógeno es básicamente por esporas en el viento (hasta 2000 Km.) o bien por lluvia, únicos mecanismos de dispersión. O bien se reporta su dispersión por movilización de hojas con esporas (CABI, 2007).

33 Pythium myriotylum No

No se transmite a través de semilla. Es un patógeno del suelo que ocasiona pudrición en la raíz de las plántulas P. myriotylum es diseminado por micelio o zoosporas, las cuales necesitan humedad para su movilización. La diseminación de este patógeno es por suelo o raíces infectadas, así mismo se ha documentado su movilización en rizomas de ginger. Probablemente el micelio se pueda movilizar por el viento cuando existan condiciones de alta humedad (CABI, 2007).

34 Rotylenchulus parvus No

Las hembras son endoparasitos sedentarios que se posan sobre un sitio en la raíz del hospedante para alimentarse, provocando distorsión de las raíces y en ocasiones necrosis. En República dominicana los daños en caña de azúcar se manifiestan como un declinamiento de la planta por los daños al sistema radicular, así como un achaparramiento y clorosis del follaje, además de senescencia en sus etapas tempranas (CABI, 2007).

35 Rottboellia cochinchinensis No

Se reporta que las semillas de esta maleza pueden contaminar principalmente grano pequeño, como es el arroz, donde se reportan pérdidas importantes por la competencia de esta maleza (CABI, 2007).

36 Scutellonema brachyurus No

Se desarrolla en la rizosfera de las plantas (CABI, 2007).

37 Sonchus arvensis NoEl control de esta maleza es difícil ya que tiene una raíz regenerativa que permite re invadir áreas. Así mismo la alta producción de semilla brinda a la maleza también la capacidad de

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Info

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No. PlagaAsociació

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Sustento



Daño Económico

invadir nuevas áreas, es una maleza que alcanza 1.5 mt. de altura (CABI, 2007).

38Sugarcane chlorotic streak virus

Si

39 Tylenchorhynchus annulatus No Es un ectoparásito de la raíz (CABI, 2007).

40 Tylenchorhynchus claytoni No Es un ectoparásito de la raíz (CABI, 2007).

41 Xylosandrus crassisculus No

Son plagas principalmente en especies forestales, esta especie se distingue de otras por preferir tejidos frescos, tales como maderas húmedas. Generalmente ataca en altas densidades en dirección de los rayos solares, pero principalmente en tallos delgados. No se reporta du dispersión en caña, sólo en especies forestales (CABI, 2007).

Literatura consultada en el Cuadro 2

CPC= CABI. 2007. Crop Protection Compendium. CAB International (CABI). Wallingford, United Kingdom.

Cherry, R. H. 1991. Feeding rates of different larval instars of a sugarcane grub, Ligyrus subtropicus Blatchely (Coleoptera: Scarabaeidae). J. Agric. Entomol. 8:163-168.

Leslie, J. F.; Doe, F. J. Brett A. S. and Bullock S 2005.Description of Gibberella sacchari and neotypification of its anamorph Fusarium sacchari © 2005 by The Mycological Society of America. The Mycological Society of América. Mycologia, 97(3), 2005, pp. 718-724

Coto D. y Saunders J. 2004. Insectos Plagas de Cultivos Perenes con Énfasis en Frutales en América Central. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE)

Gordon D. R. Anderson D. M. 1981. The species of Scarabaeidae (Coleoptera) Assiocited with Sugarcane in South of Florida. Systematic Entomology Laboratory. USDA.

http://www.infoagro.com/herbaceos/cereales/arroz.htm

INBAR, (consulta) 2010. Barrenador de Ghoon (Dinoderus minutus Fabricius). Post-harvest pests, Consulta marzo de 2010 en: http://www.inbar.int/publication/txt/tr13/POSTright.htm

Internet II. http://www.padil.gov.au/viewPest.aspx?id=927

Meeker JR, Minno MC, 2002. Cogongrass (12/10/2003). http://www.invasiveplants.net/biologicalcontrol/28CogonGrass.html

Sanabria C. U., 2006. Plan de acción de Opogona sacchari (Borje). Comisión Técnica Fitosanitaria. Costa Rica. Consulta marzo de 2010 en: http://www.protecnet.go.cr/vigilancia_control_plagas/Documentos%20pdf/plan%20de%20accionopogona%20version%201.pdf

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Producto 3

Schmidlin, S. L. M., 2005. Comportamiento de dinoderus minutus fabricius (1775) (coleoptera: bostrichidae) en láminas torneadas de madeira. Sector de Ciencias Agrarias, Universidad de Federal do Paraná. Consulta marzo de 2010 en: http://dspace.c3sl.ufpr.br:8080/dspace/bitstream/1884/2503/1/Comportamento%20de%20Dinoderus%20minutus%20fabricius.pdf

Weissling, T. J. and Giblin R. M. D., 1998. Silky Cane Weevil, Metamasius hemipterus sericeus(Oliver) (Insecta: Coleoptera: Dryophthoridae). Entomology and Nematology Department, University of Florida. Consulta marzo de 2010 en: http://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/IN/IN21000.pdf

Zurhilma Narváez. 2003. Entomofauna Agrícola Venezolana. Universidad Central de Venezuela. Facultad de Agronomía. Maracay

Ficha técnica

Nombre científico: Dinoderus minutus Fabricius

Sinónimos: Apate minutus Fabricius Dinoderus siculus Baudi

Dinoderus substriatusNombre común: Barrenador del bambú

A. Clasificación TaxonómicaA.1. Ubicación Taxonómica

Reino: Animalia

Phylum: Arthropoda

Clase: Insecta

Orden: Coleoptera

Familia: Bostrichidae

Género: Dinoderus

Especie: D. minutus F. (CABI, 2007).

A.2. Características Morfológicas

Los huevos son de color blanco, de superficie

rugosa y forma alargada (Fig. 1) (Plank, 1948

citado por SARLO, 2000; Schmidlin, 2005).

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Info

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Figura 1. Huevecillo de D. minutus.

La larva es blanca con la cabeza parcialmente

hipognata y esclerozada, escarabeiforme

(cuerpo en forma de "C"), tiene una longitud de 4

mm y la anchura del protórax de 1.0 mm. Con 6

patas cortas, abdomen con 9 segmentos visibles

con franjas laterales de setas (Fig. 2a)(Costa et

al., 1988; Schmidlin, 2005).

La pupa es exarata, ya que sus apéndices son

visibles (Fig. 2b)(INBAR, 2010). Tiene color

amarillo claro (Plank, 1948; SARLO, 2000;

Schmidlin, 2005).

Figura 2. Estados de D. minutus. a) larva, b) pupa y c) adulto.

Los adultos son de cuerpo cilíndrico, endurecido

(Fig. 2c) (Schmidlin, 2005). De color café, rojizo

o marrón, de 2.31 mm de longitud y 0.81 mm de

ancho; el protórax está proyectado ocultando la

cabeza (prognato) (Ahmed y Zulfiqr, 2006).

Está cubierto de densas puntuaciones y setas

que son más evidentes en la parte posterior de

las alas (Fig. 3) (INBAR, 2010). Y presenta 10

antenómeros, rara vez 11 (Spilman, 1982;

Schmidlin, 2005)

Figura 3. Vista lateral de D. minutus.

B. Rango de hospederos

Los principales hospederos se encuentran en los

géneros Bambusa, Dendrocalamus y

Phyllostachys (CABI, 2007). Las especies que

se ven afectadas por este barrenador son:

Bambú (Bambusa breviflora , B. pervariabilis

(CABI, 2007), B. bambos, B. polymorpha, B.

textilis, B. vulgaris), bambú gigante

(Dendrocalamus giganteus, D. hamiltonii, D.

strictus), Bambú moso (Phyllostachys

pervariabilis, P. pubescens (INBAR, 2010), P.

heteroclada, P. heterocycla, P. pubescens

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Producto 3

(CABI, 2007), también puede encontrarse

causando estragos en: orquídeas (Gaur et al,

1984; Ahmed y Zulfiqr, 2006), la tacuara

(Guadua spp.) (Montoya, 2005), mimbre

(Richardson, 1978; Schmidlin, 2005), harina de

trigo (Triticum aestivum), cacao (Theobroma

cacao), frijol (Phaseolus vulgaris), maíz (Zea

mays), arroz blanco (Oryza sativa), granos

almacenados (Binda y Joly , 1991; Schmidlin,

2005).

yuca seca (Manihot esculenta) (NOERDJITO,

2003; Schmidlin, 2005), bosques (Davies, 1984;

Schmidlin, 2005), caña de azúcar (Saccharum

officinarum) y pinos (Pinus spp.) (CABI, 2007).

C. Distribución GeográficaEs amplia, ya que se reporta como presente en

los continentes Europeo, Asiático, Africano,

Americano y Oceánico; con la siguiente

distribución en cada uno de ellos. En Europa:

Alemania, en Asia: China (Anhui, Beijing, Fujian,

Guangdong, Guangxi, Guizhou, Hainan, Henan,

Hong Kong, Hubei, Hunan, Shaanxi, Shandong,

Shanxi, Sichuan y Zhejiang), India, Indonesia,

Israel, Japón, Malasia, Sarawak, Filipinas, Sri

Lanka y Vietnam; aunque D. minutus es

endémica en África (Silva y Faroni, 1994; Sarlo

2000; Schmidlin, 2005), solo lo reportan en: la

República Democrática del Congo, Costa de

Marfil, Mauricio, Sierra Leona, Tanzania

(Zanzíbar, Zambia y Zimbabwe); en America:

Cuba, Trinidad y Tobago, Islas de Barlovento,

EUA (California y Florida), Brasil, Chile,

Colombia (CABI, 2007) y Venezuela (Binda y

Joly, 1991; Schmidlin, 2005); y en Oceanía: Fiji,

Papúa Nueva Guinea, Islas Salomón.

C.1. Distribución de hospederos en México

La distribución de hospederos potenciales en el

territorio nacional es amplia ya que el cultivo de

maíz se reporta prácticamente en todos los

estados, dentro de los hospederos con mayor

potencial se reportan los siguientes en los

cuadros 1, 2 y 3.

Cuadro 1. Maíz (Zea mays): la superficie

nacional total sembrada es de 8 443 836.91 ha,

con una producción de 37 218 452.56 ton y un

valor de la producción de 73 469 900.34 miles

de pesos.

Estado Superficie

Sembrada (Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Sinaloa 606 916.85

5 368 861.92 14,934,529.25

Jalisco 753 651.15

7 378 934.05 10 012 572.50

México 575 353.70

2 912 798.80 6 139 830.13

Cuadro 2. Trigo (Triticum aestivum): la superficie

nacional total sembrada es de 847 488.84 ha,

con una producción de 4 274 264.68 ton y un

valor de la producción de 15 535 534.94 miles

de pesos.

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Estado Superficie Sembrada

(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Sonora 288 998 1 769 966.05

7 192 992.3

Guanajuato

144 045 809 153.99 2 716 276.8

B. C 96493 535 201.11 2 007 488.7

Cuadro 3. Caña de azúcar (Saccharum

officinarum): la superficie nacional total

sembrada es de 758, 580.41 ha, con una

producción de 51, 931, 329.12 ton y un valor de

la producción de 20, 891, 955.52 miles de pesos

(SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz 268,122.00 18,160,401.00 6,999,520.59

Jalisco 71,548.96 5,974,607.95 2,565,918.64

S. L. P. 67,081.00 3,819,687.70 1,709,548.36

D. Biología

Su reproducción es continua y tiene de 4 a 7

generaciones por año (Monte, 1943; Schmidlin,

2005). Los adultos y larvas se pueden encontrar

en cualquier momento del año, aunque son

menos activos en invierno (INBAR, 2010).

El período de oviposición es de unos 41 días y la

vida media es de 110 días y puede haber

variaciones entre hembras (79 días) y machos

(128 días). El período de la etapa de huevo a

adulto es de aproximadamente 52 días (7

semanas y 3 días) (Plank, 1948; SARLO, 2000;

Schmidlin, 2005).

El periodo de pre-oviposición va de 2 a 3 días

después de la copula (Ahmed y Zulfiqr, 2006).

Los huevos son dejados de forma individual en

minas fabricadas por los adultos, eclosionan

entre 5 y 8 días (INBAR, 2010). La viabilidad del

huevecillo es de 75 a 80 días (Ahmed y Zulfiqr,

2006). La hembra produce un promedio de cinco

huevos por día (Plank, 1948; SARLO, 2000;

Schmidlin, 2005).

Las larvas perforan longitudinalmente en el tallo

y toman unos 40 días para desarrollarse

(INBAR, 2010). El desarrollo larval de este

insecto se compone de cuatro instares (Plank,

1948; SARLO, 2000; Schmidlin, 2005).

El periodo de prepupa puede comenzar de 3 a 4

días (Ahmed y Zulfiqr, 2006) o bien 24 horas

antes de la última muda. (Plank, 1948; SARLO,

2000; Schmidlin, 2005). La pupación tiene lugar

en capullos hechos en el extremo de los túneles

por las larvas (INBAR, 2010).

Los escarabajos adultos recientemente

emergidos pueden volar o puede explorar otras

partes de la misma caña (INBAR, 2010). Tienen

hábitos crepusculares, ya que se vieron más

activos en condiciones de poca luz y es

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generalmente visto volar por la tarde (Plank,

1948 citado por SARLO, 2000; Schmidlin, 2005).

E. DañosSe caracteriza por la presencia de polvo fino

resultante del material infestado (Fig. 5). En el

bambú, el ataque se inicia 24 horas después de

cortar los tallos (Plank, 1948; SARLO, 2000;

Schmidlin, 2005).

Figura 3. Evidencia de daño causado por D. minutus.

Los adultos cavan en tallos cortados a través de

heridas, grietas y los extremos cortados, y hacen

túneles horizontales a lo largo de los tejidos

fibrovasculares de la caña (Fig. 6); las larvas

hacen túneles longitudinales (INBAR, 2010).

Figura 4. Evidente daño en cañas por D. minutus.

Crea una galería abierta para la cría y después

la cierra con su propio polvo de madera.

Las larvas recién emergidas tallan la madera y

hacen galerías paralelas a los vasos causando

un daño irreparable a la materia (Singh y

Bhandar, 1988; SARLO, 2000; Schmidlin, 2005).

En un primer momento las larvas son poco

voraces y estas se vuelven más, conforme

alcanzan su próximo instar (Plank, 1948 citado

por SARLO, 2000; Schmidlin, 2005).

El escarabajo tiene una marcada preferencia por

tallos recién cortados de algunas especies de

bambú. Una gran población de la broca dejará

numerosos túneles en el tallo, lo que la hace

37

Info

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2009


inútil y sin uso. Los tallos jóvenes cortados que

crecen en la sombra y en sitios húmedos son

más susceptibles a los ataques (INBAR, 2010).

F. Importancia económicaD. minutus es una especie cosmopolita, que

cabe fácilmente en las diferentes regiones del

mundo, principalmente en bambú y también en

los alimentos secos (Spilman, 1982; Schmidlin,

2005). Este escarabajo es probablemente la

más destructiva y generalizada plaga insectil en

los tallos cortados de bambú (INBAR, 2010).

Es una plaga importante de materiales secos de

madera. La plaga perjudica gravemente a estos

productos y los hace inadecuados para su uso

(Ahmed y Zulfiqr, 2006).

El tratamiento adecuado sobre D. minutus debe

ser administrado a tiempo para evitar la pérdida

del material en cuestión en un año (HICKIN,

1975; Schmidlin, 2005).

D. minutus está provisto para causar grandes

pérdidas de productos maderables,

especialmente en los puertos (Albert, 1992,

Schmidlin, 2005).

G. Control

H.1. Cultural

Factores tales como la luminosidad y la

temperatura son críticos en el tema de la

actividad de vuelo de los adultos, pero la

influencia de la temperatura en una escala

menor (Plank, 1948 citado por SARLO, 2000;

Schmidlin, 2005).

El momento y la edad de la tala son muy

importantes. Las cañas tendrán menos

carbohidratos solubles, proteínas y humedad a

medida que envejecen, y son menos activos

fisiológicamente en la temporada de invierno y

por lo tanto más resistentes a los barrenadores

de la madera. Por lo que, la cosecha de cañas

deberá ser de 3 a 4 años de edad y la tala en la

temporada de invierno son especialmente

recomendadas (INBAR, 2010).

H.2. Físico

Sumersión de los tallos cortados en agua: es

adecuado sólo para los bambúes, con un

contenido bajo de almidón (Sulthoni 1990).

Calefacción de cañas por fuego o agua hirviendo

o poniéndolos bajo la luz solar directa en verano

puede matar a los barrenadores en las cañas

(Yao Kang et al. 1986; INBAR, 2010).

Algunos microondas y técnicas avanzadas de

infrarrojos se han desarrollado recientemente

para matar a los barrenadores en las cañas de

bambú (Yao Kang et al. 1986; INBAR, 2010).

H.3. Biológico

En recientes estudios se puede incorporar en el

control de D. minutus a Acarophenax lacunatus

(De oliveira et al., 2002). Y a Spathius bisignatus

y S. vulnificus (Hymenoptera: Braconidae),

puesto que parasitan a este barrenador (INBAR,

2010).

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Producto 3

H.4. Químico

Algunas sustancias que se recomiendan para la

sumersión del bambú son: cobre-cromo-

composición de arsénico (CCA), cobre,

dicromato de potasio, bórax (CCB), ácido bórico,

bórax pentaclorofenol, bórax: ácido

bórico+solución de sulfato de cobre, ácido

bórico, 0,5 pentaclorofenato y el 5% de alcohol

(INBAR, 2010).

Algunos insecticidas que se recomiendan son:

BHC (Duval 1950; Ahmed y Zulfiqr, 2006),

cipermetrina y permetrina (Varma et al, 1988;

INBAR, 2010). Otro es foxim que puede proteger

de ataques por más de un año (Zhou et al

Huiming . 1987; INBAR, 2010).

Sulthoni (1990; INBAR, 2010) reportaron el

tratamiento de secado de bambú por inmersión

en aceite diesel como un método sencillo y

barato de la preservación de bambú.

Material de bambú afectados también pueden

ser tratadas mediante la fumigación en cámaras

o depósitos cerrados con fluoruro de sulfurilo a

un ritmo de 30 a 50 g / m³ de madera para 24

horas (Li Yanwen et al., 1996; Zhilin Chen et al.,

1999, 2000; CABI, 2007).

H. Literatura Consultada

Ahmed K. N. and Zulfiqr C. M., 2006.

Observation on powder-post beetle,

dinoderus minutus (fab.) (coleoptera:

bostrichidae) infesting drybamboo and

wooden materials in Bangladesh. J. bio-

sci. 14: 131-132. Consulta marzo de

2010 en:

http://www.banglajol.info/index.php/JBS/

article/viewFile/459/472

CAB International, 2007. Crop Protection

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.

40

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Nombre científico: Erwinia chrysanthemi

(Burkholder et al. 1953) Dye 1969.

Sinónimos: Pectobacterium chrysanthemi

Erwinia carotovora subsp. chrysanthemi

Pectobacterium carotovorum var. chrysanthemi

Nombre común: Tizón Bacteriano del Crisantemo

Marchitamiento bacteriano del clavel,

Podredumbre blanda del clavel,


Dominio: Bacteria

Phylum: Proteobacteria

Clase: Gammaproteobacteria

Orden: Enterobacteriales

Familia: Enterobacteriaceae

Género: Erwinia

Especie: E. chrysanthemi

(CABI, 2007).


E. chrysanthemi pv. chrysanthemi es una

bacteria Gram-negativa, anaeróbica facultativa,

forma de varilla y tamaño de 1.05-3.85 x 0.46-

1.06 µ. Es móvil, con un número variable de

flagelos peritricosos (CABI, 2007).

B. Rango de hospedantes

E. chrysanthemi pv. chrysanthemi es una de las

bacterias que más daño causan al follaje y flores

de plantas ornamentales, sus hospedantes son

de gran importancia económica; los principales

hospedantes son:

Crisantemo (Chrysanthemum coronarium, Ch.

frutescens, Ch. máximum, Ch. morifolium),

clavel (Dianthus caryophyllus), noche buena

(Euphorbia pulcherrima), begonia (Begonia

spp.), violeta africana (Saintpaulia ionantha),

dalia (Dahlia spp.) (Bautista et al, 2002); cebolla

(Allium cepa), Col (Brassica oleracea var.

capitata), chile (Capsicum annuum), taro o ñame

(Colocasia esculenta), Espuelas de caballero

(Consolida ambigua), cucurbitáceas, Lirio

leopardo (Dieffenbachia maculata), calankoe

(Kalanchoe blossfeldiana), lechuga (Lactuca

sativa), margarita (Leucanthemum vulgare),

tomate (Lycopersicon esculentum), plátano

(Musa spp.), tabaco (Nicotiana tabacum), arroz

(Oryza sativa), petunia (Petunia hybrida),

prímula (Primula spp.), hierba santa o

manzanilla (Tanacetum parthenium). Otros

41

Info

rme

2009


hospedantes de forma secundaria o esporádica

son: endivia o escarola (Cichorium endivia),

achicoria (Cichorium intybus), papa (Solanum

tuberosum) (CABI, 2007).

C. Distribución GeográficaEste patógeno se encuentra distribuido en tres

continentes, donde su distribución es restringida

y vigilada. En Europa se reporta en: Austria,

Bélgica, Yugoslavia, Francia, Italia y Reino

Unido; en Asia: Bangladesh, China (Jilin) y

Japón (Honshu); en América se reporta en:

Canadá (Ontario), EUA (Connecticut, Florida,

Nueva York, Ohio y Pensilvania) y Brasil (CABI,

2007).

C.1. Distribución de hospederos en MéxicoLa distribución de hospederos en el territorio

nacional es amplia ya que se reportan muchos

de ellos en diversos estados a lo largo de todo el

territorio, dentro de los hospederos de mayor

importancia se reportan los siguientes en los

cuadros 1, 2 y 3.

Cuadro 1. Crisantemo (Chrysanthemum spp.):

con una superficie sembrada a nivel nacional de

2, 581. 75 has. y un valor de la producción de $

1, 359, 703. 27 (SIAP, 2008).

EstadoSuperficie sembrada

(ha)

Valor de producción

($)

Participación en Sup. Sem.

(%)

México 2, 308. 5

11, 412,

700

1, 265, 631.

85

Morelos 270. 5 447, 260 93, 686. 48

Cuadro 2. Melón (Cucumis melo): con una

superficie sembrada a nivel nacional de 24, 911.

68 has. y un valor de la producción de $ 1, 704,

397. 55 (SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

Coahuila 4, 652 104, 507. 45 306, 030. 92

Guerrero 3,867 77, 218 129,666.3

Sonora 3,114 84,004.37 312,002.96

Cuadro 3. Nochebuena (Euphorbia

pulcherryma): con una superficie sembrada a

nivel nacional de 218. 52 has. y un valor de la

producción de $ 291, 279. 10 (SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

Morelos 74. 6 4, 743, 500 83, 516. 40

Puebla 54. 7 1, 254, 700 52, 774. 50

Michoacán 48 2, 400, 000 43, 200

D. BiologíaDurante el desarrollo de la enfermedad son

esenciales las condiciones de alta temperatura y

humedad; generalmente se manifiesta debajo de

los 27 ºC y menos del 80% de humedad relativa.

Además, el patógeno es afectado por las

condiciones del hospedante, ya que el tejido

suculento es más fácilmente afectado; mientras

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que las plantas menos suculentas son menos

susceptibles (Bautista et al, 2002).

Linares (2005) menciona que Erwinia

chrysanthemi es causante del tizón bacteriano y

que se presenta en condiciones de elevada

temperatura (de 27 a 32 ºC) y alta humedad

relativa. Se disemina de forma mecánica; por

medio de las manos y herramientas

principalmente.

E. SíntomasEl tizón bacteriano, causado por Erwinia

chrysanthemi, es una enfermedad relativamente

nueva (Romero, 1996). Los primeros síntomas

se caracterizan por la aparición de un color gris

en las hojas, al que le sigue el marchitamiento

durante los días de intensa iluminación. La

médula se vuelve gelatinosa y el tallo se aplasta

fácilmente o puede cuartearse. También

aparecen lesiones por hidrólisis del tejido

(Linares, 2005).

Bajo condiciones favorables, la pudrición avanza

hasta la base del tallo. Los tejidos internos son

completamente podridos y convertidos en una

masa gelatinosa. En algunos casos el tallo se

agrieta y a través de las grietas salen gotas de

un líquido café rojizo y pegajoso. La pudrición de

las raíces no es severa, aunque en algunos

casos, es extensa. El grado de daño que causa

el tizón depende de la variedad cultivada y de

las condiciones del medio ambiente.

En ornamentales recuentemente se encuentran

plantas con una sola rama enferma, mientras las

otras permanecen aparentemente sanas y dan

flores de calidad satisfactoria. En otros casos, la

pudrición queda confinada a la parte superior del

tallo y de la base salen brotes nuevos que llegan

a producir flor. Cuando los esquejes son

infectados en su base se desarrolla una

pudrición de color café a negro. La médula, con

frecuencia es totalmente disuelta, en cuyo caso,

la base del tallo queda vacía. Los esquejes

infectados ocasionalmente enraízan, lo más

común es que se marchitan y mueren (Romero,

1996). El síntoma predominante es ocasionado

por la producción de enzimas pectinoliticas que

afectan gran cantidad de tejido en las plantas

(hojas, tallo y raíces) (Bautista et al, 2002).

F. Importancia económicaE. chrysanthemi causa pérdidas en crisantemos

cultivados en invernadero, todas las plantas

jóvenes pueden ser destruidas en las camas de

propagación bajo condiciones ambientales

favorables. Sin embargo, los daños en los

crisantemos al aire libre suele estar restringida a

un número limitado de tallos.

Aunque E. chrysanthemi ataca una amplia gama

de plantas, la importancia económica de este

agente patógeno no está claro, esto es en parte,

debido a la incertidumbre de la identificación del

agente patógeno, que puede confundirse con

otros del mismo género (Erwinia spp.) (CABI,

2007).

G. Control Deben destruirse las plantas tan pronto como

aparezcan los síntomas (Linares, 2005).

Puesto que algunas plantas pueden estar

enfermas y no mostrar síntomas, existe la

posibilidad de diseminar la bacteria por medio

de material vegetativo. Entonces, para el control

lo más importante es el uso de esquejes sanos,

43

Info

rme

2009


la esterilización del suelo, y si se van a obtener

esquejes o cosechar flores, los tallos deben

romperse y no cortar con navaja o tijeras. Y, si

para el enraizamiento de los esquejes se usa

enraizador, la suspensión que de éste se

prepare debe ser completada con un bactericida

efectivo, como estreptomicina. Por otro lado,

como el tizón bacteriano es muy sensible al

medio ambiente, mucho puede hacerse

regulando temperatura y humedad (Romero,

1996).




International.






Romero, S. C., 1996. Plagas y enfermedades de

ornamentales. UACh-SAGAR. pp. 244.

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de 2010 en:

http://www.sra.gob.mx/internet/informaci

on_general/programas/fondo_tierras/

manuales/Cultivo_del_Crisantemo.pdf

44

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Ficha técnica

Nombre científico: Erwinia chrysanthemi pv. zeae

(Sabet 1954) Victoria et al. 1975.

Sinónimos: Erwinia carotovora Erwinia carotovora f.sp. zeae

Erwinia maydis Pectobacterium chrysanthemi pv. zeae

Nombre común: Pudrición Bacteriana del Tallo,

Pudrición Acuosa del Tallo.


Dominio: Bacteria

Phylum: Proteobacteria

Clase: Gammaproteobacteria

Orden: Enterobacteriales

Familia: Enterobacteriaceae

Género: Erwinia

Especie: E. chrysanthemi

pv. Zeae

Fuente:

(Sabet 1954) Victoria et al. 1975 (CABI, 2007).


Erwinia chrysanthemi pv. zeae (Sabet) Victoria

et al. (sin. E. carotovora f. sp. zeae Sabet) causa

podredumbre bacteriana del tallo. La bacteria es

en forma de un pequeño bastón de entre 0.6 a

0.9 x 1.0 a 1.7 micras, de ancho y largo,

respectivamente. Es gram negativo, anaerobio

facultativo, oxidasa negativo, catalasa positivo,

arginina e hidrolasa negativo; es móvil ya que

presenta flagelos peritricos y una capsula. En

agar las colonias son de color blanco grisáceo,

salientes, brillantes y lisas, con márgenes

enteros. Después de entre 3 y 6 días de

crecimiento en agar papa-glucosa (pH 6.5), las

colonias tienen una forma característica

prominente, con márgenes ondulados a

coracoides (es decir, tienen una apariencia de

huevo frito). Se han notificado numerosos

serovares, lo cual revela la heterogeneidad del

organismo. El tipo de huéspedes es muy amplio

e incluye tanto monocotiledóneas como

dicotiledóneas (White, 2004).

B. Rango de hospedantes

Los hospedantes de este patógeno se

encuentran ampliamente distribuidos en todo el

país. Los principales hospedantes son el maíz

(Zea mays), sorgo (Sorghum bicolor), pasto de

Sudán (Sorghum sudanense); no obstante,

45

Info

rme

2009


también puede afectar a la piñuela o lengua de

suegra (Aechmea fasciata), cebolleta (Allium

fistulosum), piña (Ananas comosus), aráceas,

ciclamen, zanahoria (Daucus carota), dracena

de hoja fina (Dracaena marginata), noche buena

(Euphorbia pulcherrima), sisca (Imperata

cylindrica), camote (Ipomoea batatas), tomate

(Lycopersicon esculentum), plátano (Musa spp.),

arroz (Oryza sativa), pasto de Guinea (Panicum

maximum), pasto bahía (Paspalum spp.), pasto

elefante (Pennisetum purpureum), petunia

(Petunia hybrida), orquídea alevilla

(Phalaenopsis spp.), árbol del amor o filodendro

(Philodendron spp.), caña de azúcar

(Saccharum officinarum), violeta africana

(Saintpaulia ionantha), papa (Solanum

tuberosum), pasto alto (Urochloa mutica) (CABI,

2007).

C. Distribución Geográfica

Su distribución es amplia, ya que se encuentra

en cinco continentes. En Europa: Francia,

Alemania, Grecia, Italia, Países Bajos, Portugal,

Rusia, España, Suiza y Reino Unido; en Asia:

China (Jiangsu y Taiwán), India, Irán, Japón

(Hokkaido), Corea del Sur, Corea del Norte,

Malasia y Filipinas; en África: Comoras, Egipto,

Mauricio, Reunión, Sudáfrica, Sudán y

Zimbabwe; en América: Brasil, Colombia, Costa

Rica, Cuba, EUA (Arkansas, California, Florida,

Georgia, Illinois, Nueva York, Carolina del Norte,

Pennsylvania, Dakota del Sur y Wisconsin),

Guyana, Honduras, Jamaica, Panamá y Puerto

Rico; y en Oceanía: Australia (Nueva Gales del

Sur), Islas Cook y Nueva Zelanda (CABI, 2007).


La distribución de hospederos en el territorio

nacional es amplia ya que se reportan en

diversos estados a lo largo de todo el territorio,

dentro de los hospederos de mayor importancia

se reportan los siguientes en los cuadros 1, 2 y

3.

Cuadro 1. Crisantemo (Chrysanthemum spp.):

con una superficie sembrada a nivel nacional de

2, 581. 75 has. y un valor de la producción de $

1, 359, 703. 27 (SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

México 2, 308. 5 11, 412, 700 1, 265, 631. 85

Morelos 270. 5 447, 260 93, 686. 48

Cuadro 2. Melón (Cucumis melo): con una

superficie sembrada a nivel nacional de 24, 911.

68 has. y un valor de la producción de $ 1, 704,

397. 55 (SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

Coahuila 4, 652 104, 507. 45 306, 030. 92

Guerrero 3,867 77, 218 129,666.3

Sonora 3,114 84,004.37 312,002.96

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Producto 3

Cuadro 3. Noche buena (Euphorbia

pulcherryma): con una superficie sembrada a

nivel nacional de 218. 52 has. y un valor de la

producción de $ 291, 279. 10 (SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

Morelos 74. 6 4, 743, 500 83, 516. 40

Puebla 54. 7 1, 254, 700 52, 774. 50

Michoacán 48 2, 400, 000 43, 200

D. BiologíaEste patógeno se encuentra en climas cálidos y

húmedos (CIMMYT, 2004). Se presenta en

forma aislada en aéreas con alta cantidad de

lluvia y en terrenos sujetos a inundación, es

favorecida por altas temperaturas de entre los

30 y 35 ºC y pobre circulación del aire (SARH,

1992).

La bacteria pasa el invierno solo en el tejido del

tallo por encima de la superficie del suelo. Los

estomas, hidatodos o heridas en las hojas o

tallos son los lugares lógicos de entrada. No se

ha informado que esta bacteria sea transportada

por las semillas. Las larvas del taladrador del

maíz (Chilo partellus (Fig. 1)) han sido

implicadas en la transmisión de la bacteria

(White, 2004).

Figura 5. Asociación de Ch. partellus conE. ch. pv. zeae en maíz.

La permanencia de plantas enfermas en el

campo contribuye a la diseminación rápida de la

enfermedad, por insectos y el salpique de agua

por lluvia o riego (EMM, 2010). Esta se propaga

rápidamente en la planta hospedante y la

destruye (CIMMYT, 2004). La infección es

favorecida por días muy calurosos,

generalmente después de una lluvia o un riego

(EMM, 2010).

E. SíntomasLos síntomas primarios aparecen generalmente

a mediados de la estación, cuando las plantas

se encaman de repente (White, 2004). Los

síntomas se presentan en los nudos cercanos a

la línea del suelo y son caracterizados por una

pudrición blanda de dichos tejidos (Fig. 2), los

cuales adquieren una coloración café, las

plantas atacadas pueden mostrar marchitez y

debilitamiento (Fig. 3); los haces vasculares

permanecen intactos (SARH, 1992).

47

Info

rme

2009


Figura 6. Pudrición en tallo.

Figura 7. Plantas marchitas.Las plantas infectadas son de color oscuro,

tienen un aspecto acuoso en la base del tallo, se

acaman y mueren poco después de la floración,

la descomposición bacteriana produce un olor

característico desagradable (CIMMYT, 2004).

Los cogollos se vuelven amarillos (Fig. 4), los

cuales pueden ser fácilmente desprendidos del

tallo; el tejido de la base del cogollo es blando,

de color crema (EMM, 2010).

Figura 8. Cogollo amarillento.En plantas adultas de maíz, la hoja adyacente a

la mazorca se presenta seca y erecta, el tallo

muestra síntomas de pudrición suave. Las

mazorcas de plantas infectadas presentan

pudrición acuosa del olote y los granos toman

color blanco perla, son acuosos y con mal olor

(EMM, 2010).

Durante periodos de rápido crecimiento

vegetativo aparece una podredumbre de la parte

superior de las plantas de maíz que son regadas

por aspersión con agua de rio, lago o estancada.

Las puntas de las hojas más altas se marchitan,

y aparece una pudrición blanda viscosa en la

base del verticilo. La pudrición se extiende

rápidamente hacia abajo hasta que las plantas

colapsan.

Los síntomas pueden ser similares a los de la

podredumbre del tallo por Pythium (White,

2004).

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F. Importancia económica

La podredumbre bacteriana del tallo ha sido

notificada en todo el mundo (White, 2004), es

causada por Erwinia chrysanthemi pv. Zeae

(Sabet, 1954) Victoria 1975, es un problema

difícil y la enfermedad más destructiva del maíz

en el exterior de Shivaliks al noroeste de los

Himalayas; en el sur de muchos países de Asia

Oriental la enfermedad causa importantes

pérdidas de producción (Kalia, (consulta) 2010).

Es una de las cuatro principales enfermedades

del tallo de maíz en la India y se ha observado

en la naturaleza hasta con un 80 a 85% de

incidencia (thind y Payak, 1985; CABI, 2007).

En los países tropicales y subtropicales, es una

enfermedad grave de maíz, particularmente en

condiciones de alta temperatura y humedad

(Reifschneider y Lopes, 1982; Saxena y Lal,

1984; Sah, 1991; CABI, 2007). En las regiones

templadas, como los EUA, la enfermedad es

sólo problema cuando el riego es por aspersión

(Kelman et al., 1957; Hartman y Kelman, 1973;

Otta y Wood, 1977; Lopes et al., 1986; CABI,

2007).

Durante el verano de 1985, en Puerto Rico se

observó de la parte superior del tallo y hojas de

sorgo una pudrición blanda con mal olor; el

probable agente causal fue E. chrysanthemi pv.

zeae (Hepperly y Ramos-Dávila, 1987; CABI,

2007).

G. ControlG.1. Cultural

Se recomienda arar en otoño, para incorporar al

suelo los residuos (White, 2004).

Evitar la acumulación excesiva de agua en el

terreno (Almodóvar, 2008).

Prevención de las altas tasas de fertilizantes

nitrogenados e incrementar las dosis de fósforo

y potasio, ya que esto disminuyen la incidencia

(Saxena y Lal, 1981; CABI, 2007).

G.2. Genético

Las variedades resistentes son necesarias como

la solución más aceptable para evitar

importantes pérdidas en el rendimiento (Kalia,

(consulta) 2010).

Las diferencias en la susceptibilidad se han

detectado entre líneas de maíz en la India

después de la inoculación artificial. La

resistencia ha sido identificada en los híbridos

que tienen cantidades más altas de fenoles

totales presentes (Lal et al., 1970; thind y Payak,

1978; CABI, 2007).

G.3. Químico

La cloración del agua de riego reduce la

infección por E. chrysanthemi pv. zeae

(Thompson, 1965; Lal et al., 1970; CABI, 2007).

El hipoclorito de calcio es eficaz cuando se

aplica al suelo (thind y Soni, 1983; CABI, 2007).

El Hidróxido de calcio (Lal y Saxena, 1978;

CABI, 2007) y estreptomicina (thind et al., 1984;

49

Info

rme

2009


CABI, 2007) son eficientes controladores de este

patógeno..


Almodóvar, W., 2008. Enfermedades del maíz.

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_fPGw&hl=es&ei=mReoS9rfE4mwsgP0z

OX5Dw&sa=X&oi=book_result&ct=result

&resnum=6&ved=0CCAQ6AEwBTgU#v

50

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Figura 1. Adultos, ninfas y huevecillos de Maconellicoccus hirsutus. University of Florida, 2005.

Producto 3

=onepage&q=erwinia%20chrysanthemi %20pv.%20zeae&f=false

Ficha técnica

Nombre científico: Maconellicoccus hirsutus (Green)

Sinonimias: Maconellicoccus pasaniae

Phenacoccus hirsutus

Pseudococcus hibisci

Nombre común: cochinilla rosada,

Cochinilla rosada del hibisco

Plaga

A.1. Ubicación taxonómica Phyllum: Arthropoda

Clase: Insecta

Orden: Hemiptera

Familia: Pseudococcidae

Género: Maconellicoccus

Especie: M. hirsutus

(CABI, 2007)

A.2. Descripción morfológicaHuevo: Son de color rosa salmón (Figura 1),

aunque esto no es visible debido a que la

colonia esta cubierta de una sustancia harinosa

(CABI, 2007).

Ninfa: Son de color rosa y de tamaño pequeño

de 0.3 mm de longitud (CABI, 2007).

Adulto: Las hembras inmaduras tienen el cuerpo

de color gris rosa cubierto de una capa cerosa

harinosa (Figura 1), miden de 2.5 a 4 mm de

longitud, cuerpo blando, elongado, ligeramente

aplanado, en maduración, secretan a través del

abdomen una sustancia pegajosa de color

blanco y un ovisaco de protección para los

huevos.

Las antenas presentan 9 segmentos

combinados, una barra lobular anal, numerosos

ductos dorsales orales, las setas dorsales

flageladas. Los machos tienen alas simples,

antenas largas, filamentos blancos cerosos que

se proyectan posteriormente y carecen de partes

bucales (CABI, 2007).

Rango de Hospederos

M. hirsutus es un insecto altamente polífago, a

nivel mundial se reporta alimentándose sobre 73

familias y de más de 200 géneros de plantas.

Muestra cierta preferencia por especies de la

51

Info

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2009


familia Malvaceae, Leguminosae y Moraceae.

Cuando esta plaga fue introducida a los países

tropicales, en ausencia de enemigos naturales

ataco un amplio rango de especies (usualmente

leñosos) agrícolas y forestales. También infesta

algodón y soya cultivos anuales que son

raramente atacados por piojos harinosos. Se

encuentra distribuido en el sur de Estados

Unidos y el sur de Europa donde prefiere vid y

algodón. Uno de los hospederos preferidos es

Hibiscus rosa-sinensis (CABI, 2007).

Las especies vegetales reportadas por el CABI

(2007) como hospederos primarios son:

Abelmoschus esculentus, Annona muricata,

Annona squamosa, Citrus spp., Glycine max,

Gossypium, Gossypium arboreum, Gossypium

herbaceum, Gossypium hirsutum, Hibiscus,

Hibiscus cannabinus, Hibiscus rosa-sinensis,

Hibiscus sabdariffa, Malpighia glabra, Manilkara

zapota, Morus alba, Musa x paradisiaca, Persea

americana, Spondias purpurea, Tectona grandis,

Theobroma cacao y Vitis vinifera .

Como hospederos secundarios el CABI (2007)

reporta: Abutilon indicum, Acanthus ilicifolius,

Annona cherimola, Annona reticulata, Anthurium

, Arachis hypogaea, Aralia , Artocarpus altilis,

Asparagus officinalis, Azadirachta indica,

Bauhinia, Beta , Bignonia , Boehmeria , Brassica

oleracea, Capsicuum sp., Chrysanthemum

coronarium, Citrus aurantiifolia, Citrus x paradisi,

Clitoria ternatea, Codiaeum variegatum, Coffea,

Coffea arabica, Colocasia, Corchorus,

Corchorus capsularis, Corchorus olitorius,

Cucumis melo, Cucurbita moschata, Cucurbita

pepo, Dahlia, Diospyros kaki, Dodonaea viscosa,

Duranta, Erythrina spp., Erythrina variegata,

Ficus benghalensis, Ficus benjamina, Ficus

carica, Ficus elastica, Ficus platyphylla, Ficus

semicordata , Gliricidia , Grewia , Helianthus

annuus , Heliconia, Hevea brasiliensis, Hibiscus

elatus, Hibiscus manihot, Hibiscus mutabilis,

Hibiscus schizopetalus Lactuca sativa, Lantana

camara, Leucaena, Leucaena leucocephala,

Lycopersicon esculentum, Macaranga , Malus

sylvestris, Mangifera indica, Manihot esculenta,

Medicago sativa, Mimosa pudica, Musa,

Mussaenda, Myrtus communis, Nerium

oleander, Opuntia , Parkinsonia aculeata,

Parthenium hysterophorus, Persea , Phaseolus

vulgaris, Phoenix dactylifera, Phyllanthus niruri,

Prunus domestica, Psidium guajava,

Rhododendron spp, Saccharum officinarum,

Senna siamea, Spondias dulcis, Spondias

mombin (CABI, 2007)

Distribución geográfica

M. hirsutus es probablemente nativo del sur de

Asia y ha sido accidentalmente introducido a

otras partes del mundo, recientemente a

Norteamérica (Florida, California y México) y el

Caribe donde se ha extendido ampliamente

(CABI, 2007).

Su presencia se ha registrado en varios países,

de distintos continentes, por ejemplo en Asia:

Bangladesh, Brunei Darussalam, Camboya,

China (Guangdong, Hong Kong, Macau, Shanxi,

Taiwan, Yunnan), Indonesia, Japón, Laos,

Líbano, Malasia, Maldiva, Myanmar, Nepal,

Omán, Pakistán, Filipinas, Arabia Saudita,

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Producto 3

Singapur, Sri Lanka, Tailandia, Emiratos Arabes

Unidos, Yemen; en Africa: Benin, Burkina,

Camerún, Chad, Congo, República Democrática

del Congo, Costa de Marfil, Egipto, Gabón,

Gambia, Kenia, Liberia, Níger, Nigeria, Senegal,

Seychelles, Somalia, Sudan, Tanzania, en

América: Antigua y Barbuda, Aruba, Bahamas,

Barbados, Belice, Islas Virginias Británicas,

Curasao, Dominica, República Dominicana,

Guyana Francesa, Granada, Guadalupe,

Guyana, Jamaica, Martinica, Montserrat,

Antillas Holandesas, Puerto Rico, Nevis y San

Kitts, Santa Lucia, San Vicente y las

Granadinas, San Martín, Suriname, Trinidad y

Tobago, Estados Unidos (California, Florida,

Hawaii), México, Islas Virginias Americanas,

Venezuela; en Oceanía: Australia, Federación

de Estados de Micronesia, Guam, Papua Nueva

Guinea, Tonga y Tuvalu (CABI, 2007).

C.1. Distribución de hospederos en MéxicoEn México se encuentran algunos de las

especies reportadas como hospederos

primarios, dentro de los que destacan los

cultivos de mango plátano y melón, entre otros:

Cuadro 1. Mango, Mangifera indica . Superficie

sembrada a nivel nacional; 179,209.93 has.

Valor de producción de; $ 4,100,368.19 miles de

pesos (SIAP, 2007).


(ha)

Valor de producción (miles de $)


(%)

Sinaloa 27,422.50 540,590.65 15.3

Veracruz 26,064.05 273,804.81 14.5

Michoacán 24,052.28 300,156.01 13.4

Cuadro 2. Plátano, Musa paradisiaca. Superficie

sembrada a nivel nacional; 82,089.82 has. Valor

de producción; $ 5,227,920.48 miles de pesos

(SIAP, 2007).


(ha)

Valor de producción (miles de $)


(%)

Chiapas 21,699.82 1,720,249.10 26.4

Veracruz 16,463.05 471,236.04 20.0

Tabasco 15,111.00 1,695,043.20 18.4

1. Melón (Cucumis melo): con una superficie

sembrada a nivel nacional de 24, 911. 68 has. y

un valor de la producción de $ 1, 704, 397. 55

(SIAP, 2008).


(ha)


($)


(%)

Coahuila 4, 652 104, 507. 45 306, 030. 92

Guerrero 3,867 77, 218 129,666.3

Sonora 3,114 84,004.37 312,002.96

Aspectos biológicos y dispersión

53

Info

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2009


Las hembras son sésiles, a excepción del primer

ínstar ninfal, el cual posee movimiento y son las

que se desplazan en busca de un lugar donde

alimentarse, ya sea brotes de crecimiento en

ranuras o grietas, donde desarrollan densas

colonias (CABI, 2007). Las hembras desarrollan

tres ínstares ninfales y los machos cuatro.

Pueden encontrarse en tallos, hojas, brotes,

frutos y raíces de varias plantas (University of

Florida, 2005). Se reporta que los machos

poseen un estado pupal con locomoción (CABI,

2007).

Cada hembra adulta oviposita de 150 a 600

huevecillos en aproximadamente una semana y

estos eclosionan en 6 o 9 días (CABI, 2007),

otros autores reportan que cada ovisaco puede

contener hasta 654 huevos y que tardan de 3 a

9 días en desarrollarse (APHIS, 1996).

Una generación puede desarrollarse en

aproximadamente 5 semanas en temperaturas

cálidas (CABI, 2007) y bajo condiciones

controladas de laboratorio, el tiempo de

desarrollo se reduce a 23 a 30 días y puede

desarrollar unas 15 generaciones al año (APHIS,

1996). En la India, fue estudiada la duración del

ciclo de vida de este insecto sobre calabaza,

observándose que a una temperatura media de

31° C en abril, el ciclo de vida es de 24 días, y a

una temperatura media de 25° C en noviembre,

se desarrolla en 48 días (Babu y Azam, 1987).

Otros reportes señalan que el desarrollo de

huevo a adulto en machos es de alrededor de 25

días y en hembras de 26 días con un rango de

temperatura de 24 a 28° C, y que toma más de

35 días para desarrollarse a diferentes

condiciones ambientales (Jacobsen y Hara,

2003). El USDA (2007) reporta que a un

requerimiento de 300 grados días de desarrollo

a una temperatura base de 17.5º C, M. hirsutus

puede desarrollar de manera general de 8 a 11

generaciones en las áreas costeras del Pacifico,

Atlántico y mar Caribe y en las áreas más

centrales del país o en la parte montañosa, el

número de generaciones se reduce de 5 a 7.

En los países que presentan frío invernal, esta

especie supervive a estas condiciones

desfavorables en estado de huevo u otros

estados biológicos, ya sea sobre la planta

hospedera o en el suelo (CABI, 2007). Se

menciona que los huevecillos que superviven el

invierno se localizan en grietas o bajo la madera,

depresiones de las hojas, dentro de los racimos

de frutos o de agrupamientos de hojas

(University of Florida). La cochinilla rosada al

igual que otras cochinillas, se desarrolla en las

grietas o hendiduras de la corteza u otras áreas

que le ofrezcan protección. Este comportamiento

reduce la efectividad de los tratamientos

postcosecha y dificulta la inspección (Jacobsen

y Hara, 2003).

La dispersión local de M. hirsutus ocurre en el

primer instar ninfal, en el cual es ligero y puede

sobrevivir un día sin alimentarse. No puede

caminar grandes distancias pero es fácilmente

transportado por el agua, viento, animales y el

hombre. También se reporta la dispersión de los

ovisacos por el viento y se señala que la

sustancia pegajosa que presentan los huevos

ayuda a que se adhieran fácilmente a los

animales y el hombre (APHIS, 1996).

En la India se reporta el transporte de ninfas de

M. hirsutus por otras especies de piojos

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Figura 4. Daño ocasionado por M. hirsutus en hojas de Cítricos. University of Florida, 2005.

Producto 3

harinosos. (CABI, 2007). La introducción

accidental de esta plaga a otros países a

ocurrido a través de material vegetal infestado

(CABI, 2007).

Daños

M. hirsutus inyecta probablemente una sustancia

fitotóxica a la planta al momento de alimentarse,

las plantas tolerantes cuando son infestadas,

reducen la extensión y expansión de las hojas y

las ramas pueden llegar a hincharse. En plantas

menos tolerantes los daños son más marcados y

los nuevos brotes de crecimiento forman

arrosetamientos (Figura 4), donde este insecto

se oculta. En hospederos altamente susceptibles

no permite la expansión de hojas, donde se

establece la colonia provoca defoliación total y

en algunos casos la muerte de la planta (CABI,

2007).

Importancia económica

En el Caribe, los daños que ocasionó han sido

reportados sobre Annona spp., Spondias spp.,

Abelmoschus esculentus, mango, Hibiscus

sabdariffa, Albizia saman y otras ornamentales

de importancia para la industria turística, así

como árboles forestales de Hibiscus elatus y

Tectona grandis (CABI, 2007).

Importancia Económica

En las especies de algodón cultivadas en Egipto

y la India, se han reportado fuertes daños por el

ataque de esta plaga, que ha ocasionando la

reducción del crecimiento de la planta. También

se reporta una reducción en el rendimiento de

fibra de Hibiscus cannabinus, Boehemeria nivea

e Hibiscus sabdariffa var. altissima con 21.4 y

40% para este ultimo, en los países de la India y

Bangladesh. También en la India, pero en vid

provocó un 90% de destrucción en los racimos

de uva en el área de Bangalore. Se menciona

que todos los daños severos ocasionados por

esta plaga se localizan en áreas que se

encuentran entre los 7° y 30° de latitud Norte

(CABI, 2007).

Su reciente introducción al territorio de los

Estados Unidos pone en riesgo a las áreas

agrícolas, forestales y de propagación o

reproducción. Se ha estimado que si esta plaga

llega a establecerse y no se realizan actividades

de control, puede ocasionar un impacto

económico de US $750 millones (Follett, 2004).

En Hawaii donde fue introducida desde 1984 no

se ha convertido en una plaga de importancia

económica, probablemente a causa de que es

regulada por enemigos naturales (APHIS,

1996).

Control

55

Info

rme

2009


Para el manejo de esta plaga, se utiliza el

control biológico, por ejemplo en Egipto y el

Caribe, el depredador Cryptolaemus

montrouzieri reduce las poblaciones de

cochinilla rosada, sin embargo en Egipto no

sobrevive al invierno en número suficiente como

para continuar con un buen control, pero los

parasitoides Anagyrus kamali y Achrysophagus

sp., reducen las poblaciones de la plaga por

debajo de los niveles de importancia económica.

En las áreas productoras de vid de la India que

poseen inviernos fríos, los agentes de control

biológico utilizados son los parasitoides

Anagyrus dactylopii y Scymnus coccivora,

S.conformis y S.gratiosus, además de utilizar

bandas pegajosas. (CABI, 2007).

Debido a su habito de ocultarse y de cubrir su

cuerpo con secreción cerosa, se dificulta el

control químico, por lo que los insecticidas

sistémicos son los más efectivos, en la India se

tienen algunas evidencias de casos de

resistencia a Aldicarb, por lo que los insecticidas

únicamente son utilizados en casos de

infestaciones severas, ya que las poblaciones de

la plaga son reguladas por sus enemigos

naturales. También la aplicación de aceites

inorgánicos ofrece un buen control del insecto

sobre guayaba (CABI, 2007).

En la india, el principal agente de control

biológico utilizado sobre vid, es el parasitoide

Anagyrus dactylopii y los predatores Scymnus

coccivora y S. gratiosus, como parte de un

Manejo Integrado de

M. hirsutus tiende a incrementar su tolerancia a

la irradiación conforme se desarrolla, ya que el

estado adulto es el más tolerante. Los

huevecillos y ninfas son controlados con dosis

de 100Gy (greys), sin embargo algunos

adultos presentan progenie viable a ésta dosis.

Pero bajo una dosis de 250 Gy se tuvo buen

control, ya que los huevecillos no eclosionaron

(Jacobsen y Hara, 2003).

La utilización de vapor caliente para el control

postcosecha a dado buenos resultados de

control de todos los estados de M. hirsutus a 47°

C durante 45 minutos y a 49° C durante 10

minutos (Follet, 2004).

Bibliografía

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Plant Protection & Quarantine. APHIS.

USDA.

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Pesquera. Secretaria de Agricultura,

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Pseudococcidae). Journal Economic

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mealybug. Department of Entomology

and Nematology. University of Florida

Institute of Food and Agricultural

Sciences

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http://www.siap.sagarpa.gob.mx/

Info

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2009


Ficha técnica

Nombre científico: Metamasius hemipterus sericeus Olivier

Sinónimos: Sphenophorus sericeus

Nombre común: Picudo rayado, picudo de seda de la caña


Reino: Animalia

Phylum: Arthropoda

Clase: Insecta

Orden: Coleoptera

Familia: Curculionidae

Género: Metamasius

Especie: M. hemipterus sericeus

(CABI, 2007).


Los adultos varían en color de rojo a naranja y

negro (Fig. 1). Además, el patrón de coloración

de los élitros, pronoto y el vientre es también

variable. Los fémures son normalmente de color

rojo, o rojo con patrón negro. Longitud total de

adultos de la punta del rostrum hasta el extremo

del pigidio varía desde 9 hasta 14 mm. Las

larvas son curculioniformes (sin patas), y son de

color crema a amarillo. Su cabeza prominente es

de color marrón rojizo y muy esclerosada (dura)

y tienen una protuberancia ventral posterior

(Weissling y Giblin, 1998).

Figura 9. Adulto de Metamasius hemipterus sericeus.

B. Rango de hospederosInfesta principalmente plátano (Musa spp.), y los

híbridos interespecíficos de caña de azúcar

(Saccharum spp.). También varias palmas

ornamentales como: palmeras canarias (Phoenix

canariensis), palma MacArthur (Ptychosperma

macarthurii), palma majestad (Ravenia rivularis),

palma real (Roystonia regia), palma huso

(Hyophorbe verschaffeltii), la palma de

Washington (Washingtonia robusta) (Giblin-

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Producto 3

Davis et al. 1994, Peña et al. 1995, Vaurie 1966;

Weissling y Giblin, 1998) y la palma dátil

(Phoenix dactylifera) (CABI, 2007).

C. Distribución GeográficaSu distribución es muy limitada, ya que el CABI

(2007) solo la reporta en EUA (Florida).




Caña de Azúcar se reporta prácticamente en

todos los estados de clima calido, dentro de los

hospederos con mayor potencial se reportan los

siguientes en los cuadros 1, 2.

Cuadro 1. Plátano (Musa spp.): la superficie

nacional total sembrada es de 79,375.14 ha, con

una producción de 2, 150, 800. 84 ton y un valor

de la producción de 4, 514, 292. 80 miles de

pesos (SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Chiapas 25,007.88 831,006.41 1,954,600.21

Veracruz

15,162.83 164,829.38 396,127.24

Tabasco 10,422.28 545,387.30 1,032,013.82



sembrada es de 758, 580. 41 ha, con una

producción de 51, 931, 329. 12 ton y un valor de

la producción de 20, 891, 955. 52 miles de

pesos (SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz

268,122.00 18,160,401.00 6,999,520.59

Jalisco 71,548.96 5,974,607.95 2,565,918.64

S. L. P. 67,081.00 3,819,687.70 1,709,548.36

D. BiologíaSu ciclo de vida consta de: huevecillo, varios

estadios larvales, pupa y adulto (Weissling y

Giblin, 1998).

Los adultos pueden vivir por 60 días y las

hembras depositan un promedio de 500 huevos

(Castrillón y Herrera 1980; Weissling y Giblin,

1998). Las hembras son atraídas a ovipositar en

tallos de caña de azúcar dañados o estresados,

pseudotallos de banano, fruta madura (piña,

mango, papaya), o vainas o tallos de palma

(Giblin-Davis et al. 1994; Weissling y Giblin,

1998).

Los huevos eclosionan en unos cuatro días y las

larvas comienzan a alimentarse. En la caña de

azúcar, las larvas se alimentan de la médula en

tejido sano. En los inicios de construcción de

túneles en palma, primero en los pecíolos,

heridas en pecíolos, corona o en el eje, y luego

59

Info

rme

2009


se extiende en la hoja sana o tejido del tronco

(Weissling y Giblin, 1998).

Después de aproximadamente siete semanas,

las larvas construyen un cocon pupal fibroso

(Woodruff y Baranowski 1985; Weissling y

Giblin, 1998).

Después de 10 días, las pupas se transforman

en adultos que de inmediato se pueden

desprender del capullo, o pueden quedar en el

capullo hasta que las condiciones son favorables

para la emergencia (Woodruff y Baranowski

1985; Weissling y Giblin, 1998).

El estado adulto es de vida libre y con frecuencia

se encuentran en o dentro de pseudotallos de

plátano, hojas de palma, tallos de caña de

azúcar o en la hojarasca (Weissling y Giblin,

1998).

E. DañosEn la palma de “manitas”, a las que afecta con

frecuencia, sus ataques se caracterizan por la

producción de un exudado de color ámbar y

gomoso en el tallo, eje de la corona o pecíolos, y

galerías en los pecíolos, hojas y tallos (Giblin-

Davis et al. 1994; Weissling y Giblin, 1998).

Por lo general, infestaciones de Metamasius

hemipterus sericeus en las palmas no son

letales. Sin embargo, los problemas estéticos se

observan como exudados corriendo por el tronco

de palma o el eje de la corona (Weissling y

Giblin, 1998).

Además, con el estrés creado por la infestación

de esta plaga, puede aumentar las posibilidades

de infestación por el picudo de palmito

(Rhynchophorus cruentatus). Mientras que

puede ser letal para las palmeras como P.

canariensis. Debido a que se pueden mover

fácilmente dentro de las plantas y es

considerado como un problema de

reglamentación (Weissling y Giblin, 1998).

F. Importancia económicaEn la Florida M. h. sericeus infesta del 8 al 32%

de tallos bajo cultivo. Las pérdidas estimadas en

la producción de caña de azúcar debido a M. h.

sericeus en la Florida han corrido tan alto como

$ 402.40 dl/ha, o casi 6 millones de dólares en

toda la industria (Sosa et al. 1997; Weissling y

Giblin, 1998).

G. ControlG.1. Biológico

El uso de entomopatógenos proporciona un

medio prometedor para el control de M. h.

sericeus. Los hongos entomopatógenos,

Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin y

Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin,

han ganado una considerable atención como

agentes potenciales de control de gorgojos

(Mesquita et al. 1981, Peña et al. 1995, Giblin-

Davis et al. 1996a; Weissling y Giblin, 1998).

Giblin-Davis et al. (1996a; Weissling y Giblin,

1998) demostraron que el nematodo

Steinernema carpocapsae fue eficaz contra las

larvas, pero no con los adultos.

Siequeira et al. (1996$; Weissling y Giblin, 1998)

identificaron depredadores pertenecientes a las

siguientes familias: Labiduridae, Histeridae,

Staphylinidae, Carabidae, Cicindelidae,

60

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Producto 3

Formicidae y Reduviidae. Un parasitoide fue

avistado e identificado como un taquínido.

G.2. Químico

Es el método recomendado para el control de

este insecto. Giblin-Davis et al. (1996a;

Weissling y Giblin, 1998) demostraron que los

adultos de M. h. sericeus fueron controlados por

los productos: acetato, carbofurano, clorpirifos,

ciflutrina, disulfotonsulfona, imidacloprid,

isofenphos, lindano y vydate.


CABI International, 2007. Crop Protection


International.






Weissling, T. J. and Giblin R. M. D., 1998. Silky

Cane Weevil, Metamasius hemipterus

sericeus(Oliver) (Insecta: Coleoptera:

Dryophthoridae). Entomology and

Nematology Department, University of

Florida. Consulta marzo de 2010 en:

http://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/IN/IN2100

0.pdf

61

Info

rme

2009


Ficha técnica

Nombre científico: Opogona sacchari Bojer

Sinónimos: Alucita sacchari Bojer

Gelechia ligniferalla Walker

Opogona subcervinella Walker

Nombre común: Polilla del banano,

Barrenador de la caña de azúcar.


Reino: Animalia

Phylum: Arthropoda

Clase: Insecta

Orden: Lepidoptera

Familia: Tineidae

Género: Opogona

Especie: Opogona sacchari Bojer

(Sanabria, 2006 y CABI, 2007).


Huevo: son muy pequeños (0.5–0.55 mm y 0.38

mm de diámetro), amarillos claros en el

momento de la ovoposición y marrón amarillento

justo antes de la eclosión (Fig. 1) (ASOCAN, s/f).

Larva: es blanca sucia y por partes transparente

de forma que es posible observar los intestinos

en su interior. Tiene una cabeza roja-marrón

brillante con un ocelo en cada lado y segmentos

torácicos marrones claramente visibles. Mide,

cuando alcanza la madurez de 21 a 30 mm de

largo y 3 mm de ancho (Fig. 1) (ASOCAN, s/f. y

EPPO, s/f).

Pupa: es de color marrón con menos de 10 mm

y se encuentra en algunos casos, en el interior

de un cocón de unos 15 mm al final de una

galería. En el abdomen tiene dos ganchos

curvados en su parte distal, característicos de la

especie (ASOCAN, s/f). (Fig. 1)

Adulto: es una palomilla pequeña de unos 3

centímetros de envergadura (INFOJARDIN,

2002-2009), 11 mm de largo, amarillento-

castaño. Las alas anteriores pueden mostrar

bandas longitudinales color marrón más

oscuras, y en el macho una mancha marrón

oscura hacia el ápice. Las alas posteriores son

más pálidos y brillantes (Fig. 1) (Süss, 1974;

Aguilar y Martínez, 1982; EPPO, s/f).

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Figura 10. Huevos, larva, pupa y adulto de Opogona Sacchari.

B. Rango de hospederosEstá ampliamente distribuida en plantas de

follaje y otros cultivos, en los trópicos y

subtrópicos; y ha empezado a incrementar su

importancia como plaga en plantas de paisaje y

ornamentales. El rango de hospederos se ha

expandido a 87 especies y 8 variedades de 28

familias (Shang-HanWu et al 2003; Sanabria,

2006).

Se encuentra principalmente en plátano (Musa

spp.), piña (Ananas comosus), bambú (Bambusa

spp.), maíz (Zea mays) y caña de azúcar

(Saccharum officinarum), dracenas (Dracaena

spp.), ave del paraíso (Strelitzia spp.), yucas

(Yucca spp.); también puede causar estragos

significativos en jengibre de concha (Alpinia

spp.), begonia (Begonia spp.), bugambilia

(Bougainvillea spectabilis), pimiento (Capsicum

annum), palmeras (Chamaedorea spp.), árbol

col (Cordyline spp.), lirio leopardo

(Dieffenbachia), ñame (Dioscorea spp.), noche

buena (Euphorbia pulcherrima), higueras (Ficus

spp.), platanillo (Heliconia spp.), amarilis

(Hippeastrum spp.), planta de la oración

(Maranta), árbol del amor (Philodendron spp.),

violeta africana (Saintpaulia spp.), planta

serpiente (Sansevieria spp.), gloxinia (Sinningia

speciosa), berenjena (Solanum melongena),

Bromeliaceae, Cactaceae (CABI, 2007),

tubérculos almacenados (Gibbs, 1991; Sanabria,

2006 y EPPO, s/f), kentia (Howea spp.), arecas

(Areca spp.) y la palmera canaria (Phoenix

canariensis) (ASOCAN, s/f).

C. Distribución GeográficaO. sacchari se origina en las regiones húmedas

tropicales y subtropicales de África, donde no es

una plaga importante (EPPO, s/f). Sin embargo

su potencial como plaga es amplio para los

países de estas regiones. En Europa se reporta

en: Holanda, (EPPO 2005 & CABI 2005;

Sanabria, 2006), Dinamarca, Italia (Carrai & Loi,

1987; EPPO, s/f), Polonia, Suiza (EPPO,s/f),

Francia, Alemania, Grecia (Mourikis &

Vassilaina-Alexopoulou, 1981; EPPO, s/f),

Bélgica, Finlandia, Suecia. (EPPO, s/f), Portugal

(Azores y Madeira), España (Islas Canarias) y

Rusia (CABI, 2007); en Asia: Japón y China

(Cantón, Fujian, Hainan, Guangdong y Hebei)

(Takahashi et al. 2000; Xie et al. 2000;

Yoshimatsu et al. 2004; Vorsino et al. (consulta)

2010 y CABI, 2007); en África: Cabo Verde,

Madagascar, Marruecos, Mauricio, Nigeria,

Reunión, Santa Helena, Seychelles, Sudáfrica

(EPPO 2005 y CABI 2005; Sanabria C. U.,

2006), África subsahariana e Isla Rodríguez

(EPPO, s/f) y en América: Barbados, Bermuda,

Brasil, EUA (Florida y Hawái), Honduras, Perú y

Venezuela (EPPO 2005 & CABI 2005; Sanabria,

2006).

63

Info

rme

2009





maíz se reporta prácticamente en todos los

estados, dentro de los hospederos con mayor

potencial se reportan los siguientes en los

cuadros 1, 2 y 3.

Cuadro 1. Plátano (Musa spp.): la superficie


una producción de 2, 150, 800. 84 ton y un valor

de la producción de 4, 514, 292. 80 miles de

pesos (SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Chiapas 25,007.88 831,006.41 1,954,600.21

Veracruz

15,162.83 164,829.38 396,127.24

Tabasco 10,422.28 545,387.30 1,032,013.82

Cuadro 2. Piña (Ananas comosus): la superficie


una producción de 718,292.15 ton y un valor de

la producción de 1, 945, 098. 25 miles de pesos.

(SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz 23, 558. 00 504, 516. 00 1,343,638.00

Oaxaca 2,327.00 118,756.20 255,533.86

Nayarit 1,421.75 39,062.65 162,233.71






pesos (SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz

268,122.00 18,160,401.00 6,999,520.59

Jalisco 71,548.96 5,974,607.95 2,565,918.64

S. L P. 67,081.00 3,819,687.70 1,709,548.36

D. BiologíaEs una mariposa nocturna que se refugia

durante el día debajo de los restos vegetales,

rugosidades y grietas (INFOJARDIN, 2002-

2009). Se moviliza volando distancias cortas, es

capaz de ser llevada en material de propagación

(esquejes) de plantas hospederas (Smith et al

1997; CABI 2005; Sanabria, 2006). Como una

plaga tropical, al parecer no puede sobrevivir en

condiciones de invierno severo (EPPO, s/f).

Los huevos son depositados en las grietas de

los tejidos vegetales tanto individualmente

(ASOCAN, s/f) o en grupos de 5 a 200,

eclosionan después de 7 días a 24 °C (Smith et

al 1997; Defra 2002; CABI 2005; Nelson &

Wright 2005; Sanabria, 2006) o en 12 días a 15

ºC (Veenenbos, 1981, EPPO, s/f).

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Producto 3

Tras la eclosión, las larvas taladran una galería

hacia el interior de la planta, siendo muy

móviles, voraces y evitan la luz; se alimentan de

tejidos vegetales vivos, muertos o en

descomposición. Los puntos de entrada más

usuales son las hojas jóvenes o heridas en

cualquier parte del tronco (ASOCAN, s/f). El

desarrollo larvario requiere de 50 días a 15 ºC

(Veenenbos, 1981; EPPO, s/f). Para pupar

hacen previamente un hueco de salida y forman

un capullo dentro de la planta (Smith et al 1997;

Defra 2002; CABI 2005; Nelson & Wright 2005;

Sanabria, 2006).

Las larvas también pupan en el material vegetal

en descomposición (ASOCAN, s/f). El periodo

de pupa dura 20 días a 15 ºC y el adulto vive

aproximadamente 6 días a 15 ºC (Veenenbos,

1981; EPPO, s/f).

El ciclo de vida tiene una duración de cerca 40

días a 25° C y 50 días a 15 °C (Smith et al 1997;

Defra 2002; CABI 2005; Nelson & Wright 2005;

Sanabria, 2006). Este período puede ser

reducido considerablemente bajo condiciones

más cálidas, lo que permite de 5 a 8 ocho

generaciones por año (Giannotti et al., 1977;

Heppner et al., 1987; EPPO, s/f y ASOCAN, s/f).

E. DañosLos síntomas difieren bastante según el tipo de

huésped (Fig. 2). El primer estadio larvario

realiza túneles de entrada en las heridas o en

los tejidos más blandos, y es prácticamente

indetectable (ASOCAN, s/f).

Posteriormente se alimenta de tejidos carnosos

y leñosos, los tallos se ahuecan gradualmente y

se llenan con desechos de los insectos. En

algunas plantas los cuellos de las raíces o

rizomas son comidos primero. En un avanzado

estado de infestación, los tejidos pueden

sentirse suaves y los deshechos son

abundantes. Las hojas pueden marchitarse y

caer prematuramente, en severas infestaciones

la planta puede colapsar.

Los tejidos dañados son colonizados luego por

bacterias y hongos secundarios, acelerando el

proceso de destrucción. (Smith et al, 1997; Defra

2002; CABI 2005; Nelson & Wright 2005;

Sanabria, 2006).

Además, cuando se presenta en la maduración

de frutas, las larvas perforan ésta causando

gomosis (exudados de hidratos de carbono

endurecidos), sobre la superficie del fruto

(Vorsino et al, (consulta) 2010).

Figura 11. Daños en diferentes hospederos causados por O. sacchari.

F. Importancia económica

65

Info

rme

2009


En África, Opogona sachhari no tiene un

impacto significativo, ya que el banano no es un

cultivo importante de exportación. En las Islas

Canarias y Brasil ha sido una plaga importante

en banano (Sampaio et al 1983; Sanabria,

2006). Presenta riesgo principalmente en

ornamentales perennes o leñosas de

invernadero y el comercio de estas plantas lleva

un serio riesgo de distribución de esta especie

plaga (CABI 2005; Sanabria, 2006).

Un estudio llevado a cabo en Dracaenas en

Brasil se determinó un daño del 59% de plantas

con síntomas (Bergmann et al, 1995; Sanabria,

2006). En Florida se encontró en Dracaena

fragans larvas en el 100% de 132 plantas en un

vivero en el Condado de Dade (De Chirico,

1994; Sanabria, 2006). Y el 50% de 500 plantas

inspeccionadas en Apopka, condado de Orange

(Wilber, 1994; Sanabria, 2006). Los niveles de

infestación en las coronas de piña oscilan entre

10-60% (Vorsino et al, (consulta) 2010).

G. Control

G.1. Cultural

Como medida preventiva, evitar dejar al

descubierto los sustratos donde las mariposas

pueden depositar los huevos (INFOJARDIN,

2002-2009).

Mantener bien regadas y nutridas las plantas.

Plantas sometidas a estrés son especialmente

sensibles al ataque de Opogona sacchari

(ASOCAN, s/f).

Evitar producir heridas a las plantas (ASOCAN,

s/f)

G.2. Físico

El suelo o sustrato debe tratarse con vapor para

eliminar las pupas. (EPPO, s/f).

Uso de técnicas de ambientes controlados,

ofrecen una alternativa en procedimientos

cuarentenarios (Hansen et al, 1997; Sanabria,

2006).

Control térmico en tallos de Dracaena fragans a

44°C, Exposiciones de 45 minutos no afectaron

la propagación y de 60 minutos no dañaron

permanentemente el follaje. Pocas larvas

sobrevivieron a los 15 minutos de exposición y

no sobrevivió ninguna a 30 minutos de

exposición (Hansen et al, 1997; Sanabria, 2006).

Las técnicas de inundación fueron discutidas por

Cheek (1994; CABI, 2007) para material de

propagación.

Los tubérculos de ñame pueden ser cubiertos

con cal o ceniza (Gibbs, 1991; CABI, 2007)

G.3. Biológico

Las feromonas sexuales son objeto de estudio

en Italia (Rotundo y Tremblay, 1982; EPPO, s/f).

También el uso de Bacillus thuringiensis se

recomienda (ASOCAN, s/f)

G.4. Químico

Es aconsejable utilizar insecticidas sistémicos

(Metil clorpirifos, Fenitrotion, Fention o Metomilo)

vía foliar o radicular con intervalos entre 7 y 10

días en el comienzo de la primavera y otoño

cuando se observen larvas vivas (INFOJARDIN,

2002-2009).

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Producto 3

También se pueden usar los tratamientos con

Fosmet o Imidacloprid como materia activa

sistémica (ASOCAN, s/f).

Las palomillas adultas pueden ser controladas

por nebulización con Permetrina (dos o tres

veces por semana, durante 4 semanas) o

mediante la colocación de tiras de Diclorvos

(una tira por cada 30 m3, para 3 meses) (EPPO,

s/f).

Tubérculos de ñame fueron tratados en

Barbados por inmersión en una solución de

Carbaril (Gibbs, 1991; CABI, 2007).


ASOCAN, s/f. Opogona sacchari (Bojer):

Lepidoptera: Tineidae. Boletín 7. GMR,

Canarias, España. Consulta marzo de

2010 en:

http://www.asocan.net/descarga/Docum

entos/Boletin%20Opogon



International.

EPPO quarantine, s/f. Opogona sacchari.

Prepared by CABI and EPPO for the EU

under Contract 90/399003 Data Sheets

on Quarantine Pests. Consulta marzo de

2010 en:

http://www.eppo.org/QUARANTINE/inse

cts/Opogona_sacchari/OPOGSC_ds.pdf

Galeon.com, (consulta) 2010. Opogona

sacchari. Imágenes. Consulta marzo de

2010 en:

http://plagasesparrago.galeon.com/albu

m1989996.html

INFOJARDIN, 2002-2009. Plagas de las

palmeras. Consulta marzo de 2010

en:http://articulos.infojardin.com/palmera

s/plagas-palmeras.htm

Invasive.org, (consulta) 2010. Taxonomic rank of

banana moth Opogona sacchari (Bojer).

USDA (APHIS, UAS, CSREES).

Consulta marzo de 2010 en:

http://www.invasive.org/species/subject.c

fm?sub=4770

Sanabria C. U., 2006. Plan de acción de

Opogona sacchari (Borje). Comisión

Técnica Fitosanitaria. Costa Rica.

Consulta marzo de 2010 en:

http://www.protecnet.go.cr/vigilancia_con

trol_plagas/Documentos%20pdf/plan

%20de%20accionopogona%20version

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67

Info

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2009


Ficha Técnica

Nombre científico: Phytophthora erythroseptica var erythroseptica

Sinónimos: Phytophthora erythroseptica Pethybridge

Phytophthora himalayensis Dastur

Nombre común: Pudrición rosada

Podredumbre rosada

Podredumbre acuosa de la patata

I. Clasificación TaxonómicaA.1. Ubicación Taxonómica.

Reino: Fungi

Phylum: Ascomycota

Clase: Oomycetes

Orden: Pythiales

Familia: Pythiaceae

Género: Phytophthora

Especie: P. erythroseptica

Var:. erythroseptica

(CABI, 2007).


Los aislamientos se desarrollan en medio de

cultivo PDA (papa dextrosa agar) colonias blancas

de aspecto rosado. Sus umbrales de desarrollo

están entre los 5 y 35°C. Observaciones al

microscopio de luz, mostraron micelio hialino y

aseptado. En medio V8, produjeron oosporas

apleróticas y anteridio anfigeno (Figura 1) y en

placas conteniendo agua destilada estéril con

hojas de ballica esterilizadas formaron

esporangios no papilados. El hongo es

homotálico. El diámetro promedio de las oosporas

es de 36 u (34.05 a 38.0 u) (Torres et. al. S/F).

Figura 1: Oosporas apleróticas con anteridio

anfigeno.

J. Rango de hospedantes

Se han reportado diferentes hospederos para este

patógeno, sin embrago su identificación ha sido a

nivel de especie, por lo que los hospederos

confirmados de la variedad o forma especial del

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Producto 3

patógeno son los siguientes: hospederos

principales: Saccharum officinarum (Caña de

azúcar), Solanum tuberosum (papa), Tulipa sp.

(tulipán). Como hospederos secundarios se

pueden reportar: Cymbidium sp., Lycopersicon

esculentum (tomate), Pericallis cruenta (cineraria),

Vicia faba (vigna), Vicia sativa (len), Zizania

palustris (arroz silvestre) (CABI, 2007)

K. Distribución Geográfica Aún cuando su dispersión es en todos los

continentes se restringe sólo a unos cuantos

países en cada uno de ellos, como reobserva a

continuación: En Europa se reporta como

presente en: Bélgica, Holanda, Francia, Austria,

Bulgaria, Grecia, Irlanda, Italia, Polonia, Rusia,

Serbia y Montenegro, Suiza, y Reino Unido. En

Asía se reporta en: India, Indonesia, Java,

Sumatra, Irán, Japón (Hokkaido) y Filipinas. En el

continente Africano sólo se reporta en Egipto. En

America esta presente en: Cuba, República

Dominicana, Canadá (British Columbia, Manitoba,

New Brunswick, Nova Scotia, Ontario y Quebec),

en Estados Unidos (California, Delaware, Florida,

Idaho, Illinois, Indiana, Louisiana, Maine,

Massachusetts, Minnesota, Mississippi, Nebraska,

New Jersey, New York, North Dakota, Ohio,

Oklahoma, Oregón, Pennsylvania, Rhode Island y

Washington), Perú y Venezuela y en Oceanía sólo

en: Australia y Nueva Zealanda (CABi, 2007).

C.1.Distribución de hospederos en México.En el Cuadro 1 se detallan los estados de la

República Mexicana con mayor importancia en la

producción de tomate

Cuadro 1. Tomate Lycopersicon esculentum:

Superficie sembrada a nivel nacional; 66,509.39

has. Valor de producción; $123,14,414.21 (SIAP,

2005).


(ha)


($)


(%)

Sinaloa 22,137.00 783,314.03 2,972,872.28

Michoacán 4,955.72 134,177.84 666,755.53

B.California 4,927.00 216,000.04 1,995,815.39

L. Biología y ecologíaP. erythroseptica es un patógeno cuyo hábitat es

el suelo y es endémico en suelos de muchos

países del mundo. Prevalece especialmente en

suelos mal drenados, donde el agua de lluvia o

de riego se encharca. Las oosporas del hongo

se mantienen en los residuos de tubérculos

afectados, mezclados con la tierra, donde

sobreviven por muchos años (Stamps, 1978).

Bajo condiciones de humedad en el suelo y

presencia de hospedante, las oosporas

germinan y producen esporangios dentro de los

cuales se forman zoosporas. Las oosporas,

esporangios y zoosporas constituyen las fuentes

de inóculo del patógeno que puede infectar a las

plantas en cualquier estado de desarrollo, pero

las plantas adultas próximas a la cosecha son

las más susceptibles (Lennard, 1980; Rowe and Nielsen, 1981). Los propágulos infectan las

raíces y posteriormente invaden a todos los

tejidos de la planta.

69

Info

rme

2009


Los riegos pesados realizados en el último

estado de desarrollo del cultivo, son muy

perjudiciales a las plantas.

Grandes cantidades de materia orgánica y/o

residuos de plantas que se encuentran en el

suelo ocasionan la absorción y retención del

agua y como consecuencia una fuerte incidencia

de la enfermedad. En suelos húmedos, la

enfermedad se desarrolla en un rango amplio de

temperaturas, pero la óptima está entre 20 y

30°C. La pudrición de tubérculos se produce de

6 a 30°C, pero el desarrollo es más rápido a

25°C. La temperatura y humedad del suelo

tienen influencia en el desarrollo de la

enfermedad.

P. erythroseptica puede producir oosporas

abundantemente en la base de los tallos,

estolones y raíces de la planta de papa y de

otros hospedantes, asi como también en el

interior de tejidos podridos, pero en este último

caso, la sobrevivencia es mínima debido a la

competencia que ejercen los saprófitos que se

encuentran en el suelo y la pobre habilidad de

desarrollo que muestra el micelio. Sin embargo,

las oosporas y aparentemente el micelio de P.

erythroseptica pueden ser transportados en la

superficie de tubérculos sanos (Cunliffe et al.,

1977) y cuando se presentan condiciones

favorables, el patógeno desarrolla e infecta

directamente el tubérculo. Los tallos, raíces,

estolones y tubérculos sanos adquieren la

enfermedad por contacto con tubérculos

infectados. Las oosporas que se encuentran en

el suelo y que fueron diseminadas en residuos

de tallos y raíces de papa infectados, persisten

en el suelo por varios años.

Cuando la humedad del suelo es muy alta en el

campo, los tubérculos son infectados a través de

los ojos y las lenticelas, pero si la humedad es

baja, la infección se produce por los estolones

(Cairns y Muskett, 1939). La infección directa

ocurre en el almacén bajo condiciones de

humedad relativa alta (Cunliffe et al., 1977).

M. Daños.Los tallos utilizados para nuevas plantaciones,

no pueden desarrollar raíces y los brotes no

germinan cuando están plantados en suelo

infestado. Los tejidos infectados se coalecen y

se tornan de consistencia acuosa. Dando como

síntomas la aparición de un manchado de color

rosa-salmón inicialmente, para luego tornarse de

color naranja-rojas que aparece en el interior del

tallo. En cultivares amarillo, el rayado se

observa generalmente a través del allo

aparentemente intacto. En las etapas

avanzadas, el allo entero llega a ser de

consistencia acuosa y de color rojizo y con un

olor dstinto (CABI, 2007)

En caña la enfermedad es conocida como

pudrición de la raíz de las estacas de la caña y

pudrición de las raíces y de la corona de la

Zisania (Erwin and Ribeiro, 1996; Gunnell and

Webster 1988). También son afectados otros

hospedantes pero con menor incidencia.

Los tubérculos usados como semilla, no

emergen cuando se siembran en suelos

infestados. En igual forma, los tubérculos semilla

aparentemente sanos desarrollan en

condiciones favorables de humedad en el suelo,

pero los brotes mueren, hay desarrollo escaso

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Producto 3

de raíces y pudrición del tubérculo madre,

ocasionando fallas en el campo.

Los brotes afectados que logran emerger son

débiles y las plantas provenientes de estos

brotes muestran síntomas de marchitez y

mueren en el primer estado de desarrollo

(Fernández-Northcote et al., 1972).

Cuando el suelo está infestado y existe

suficiente húmedad, la infección ocurre en

cualquier estado de crecimiento de la planta, por

lo tanto el síntoma de marchitez se presenta en

cualquier etapa del cultivo

Figura 2: Síntomas de P. erythroseptcsa pv.

erythroseptica sobre cultivo de papa.

El patógeno se desarrolla internamente, bloquea

el movimiento del almidón que es transportado

por los haces vasculares hacia los tubérculos,

pero este síntoma es también producido por

otros patógenos como Rhizoctonia y Verticillium

o por daños ocasionados por insectos y/o daños

mecánicos.

N. Importancia económica.

La enfermedad es importante porque puede

ocasionar pérdidas que alcanzan más del 80%

en el campo (Torres et al., 1985) y cuando está

asociada con la pudrición blanda causada por

Erwinia spp., puede ocasionar pérdidas totales

en condiciones de almacenaje.

G. Control

Prácticas culturales.- Para reducir la incidencia

de la enfermedad se recomienda realizar las

siguientes prácticas:

Usar como semilla certificada

procedentes de campos sanos.

Mejorar el drenaje de los suelos,

incorporando materia orgánica para

evitar la acumulación del agua.

Evitar el riego excesivo. Los riegos

ligeros y frecuentes son mejores que los

riegos pesados y distanciados.

Evitar los riegos en época cercana a la

cosecha. Las plantas adultas son más

susceptibles que las plantas jóvenes.

Control químico

La fumigación (antes de la siembra) de los

campos infestados, con bromuro de metilo

(separado del mercado por ser muy tóxico) o

con dazomet 98% y luego complementado con

una aplicación de 30 K/ha de ridomil 5G

(metalaxil), al momento de la siembra controla la

pudrición rosada de la papa (Torres et al., 1985).

Sin embargo, la insensibilidad de P.

erythroseptica a metalaxil ha sido también

reportada (al igual que P. infestans) en los

últimos tiempos.

71

Info

rme

2009





International.

Torres, H.; Mancilla, Sandra; Kalazich. S/F.

Pudrición rosada (Phytophthora

erythroseptica) en los campos de papa en

Chile. Centro Regional de Investigación -

Remehue del INIA en Osorno. Aptdo. 24-0

Osorno.

Cairns, H. and A.E. Muskett. 1939. Phytophthora

erythroseptica Pethyb. In relation to its

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Cunliffe, C., D. Lonsdale, and H.A.S. Epton.

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erythroseptica on stored potatoes. Trans.

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Erwin, D.C. and O.K. Ribeiro. 1996.

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73

Info

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2009


Ficha técnica

Nombre científico: Sugarcane Chlorotic Streak Virus

Traducción al Español: Virus Rayado de la Caña de Azúcar

Nombres comunes: Veteado de la caña de azúcar

Rayado de la hoja Enfermedad lineal

Virus de la estría

O. Clasificación TaxonómicaEucariota

Grupo: Virus

Genero: No Clasificado

Acronimo

SGCST0 (Sugarcane chlorotic streak agent)

(CABI, 2007).

A.2. Composición de acido nucleico

Las partículas virales están conformadas por un

capside descubierto de forma alargada y de

forma alargada, exhibe simetría icosaédrica. El

capside es geminado y tiene un diámetro de 20

nanómetros, con una longitud de 30 nanómetro.

El genoma esta compuesto por DNA no

segmentado en forma lineal. El genoma esta

compuesto por 2,760 nucleótidos (Brunt et. al.

1996)

Figura 1: Vista de viriones en microscopio electrónico

P. Rango de hospedantes

Sugarcane Chlorotic streak virus ha sido

observado atacando caña de azúcar así como

plantas cultivadas y silvestres de la familia

Poaceae (Bruehl, 1953; Egan, 1989). Dentro de

las que se incluyen Pennisetum purpureum,

Panicum maximum, Paspalum paniculatum,

Erianthus arudinaceus y Arundo donax.

Investigaciones realizadas bajo condiciones de

invernadero mostraron que las siguientes

especies de Saccharum probablemente son

atacadas por Sugarcane chlorotic streak: S.

officinarum, S. robustum, S. spontaneum, S.

edule y otros híbridos de Saccharum spp. Tanto

los clones de S. robustum y S. spontaneum

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fueron altamente susceptibles a este virus, así

como Saccharum officinarum (Egan, 1989).

Como hospederos secundarios de reportan:

Panicum maximum (Guinea grass), Pennisetum

purpureum (elephant grass) y algunos otros

hospederos silvestres (CABI, 2007).

Q. Distribución GeográficaLa distribución mundial de este virus es amplia a

nivel mundial, con excepción del continente

Europeo, como se puede observa a

continuación: en Asia se reporta en: China,

Taiwán, Indonesia, Java, Islas Molucas Papua,

Barat, Sulawesi, Filipinas, Tailandia, Turquía y

Vietnam. Mientras que en África se reporta en:

Costa de Marfil, Egipto, Kenya, Madagascar,

Malawi, Mali, Mauritania, Mozambique, Reunión,

Sudáfrica, Tanzania, Uganda y Zimbabwe. En

America se reporta en: Cuba, República

Dominicana, Granada, Guadaloupe, Haiti

Honduras, Jamaica, Martinica, Nicaragua,

Panamá, Puerto Rico, Santa Lucia, Trinidad y

Tobago, México, Estados Unidos (Hawai y

Louisiana), Argentina, Brasil, Colombia Guyana

Francesa, Guyana, Perú, Suriname y

Venezuela,. En Oceanía se reporta en Samoa

Americana, Australia, Fiji, Papua New Guinea y

Samoa (CABI, 2007).

C.1. Distribución de hospederos en MéxicoLa distribución de hospederos en el territorio

nacional es amplia ya que se reportan muchos

de ellos en diversos estados a lo largo de todo el

territorio, dentro de los hospederos de mayor

importancia se reporta el siguiente:






pesos (SIAP, 2008).


(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz

268,122.00 18,160,401.00 6,999,520.59

Jalisco 71,548.96 5,974,607.95 2,565,918.64

S. L P. 67,081.00 3,819,687.70 1,709,548.36

R. Biología y EcologíaEl agente causal del virus del rayado clorótico es

dispersado por agua de inundación o del drenaje

del cultivo, así como por la transferencia de

material vegetal propagativo. No hay vectores

insectiles conocidos (CABI, 2007).

Por otra parte (Brunt et. al. 1996) reporta a

Cicadulina mbila, C. bipunctata como vectores

naturales. El virus se transmite de manera semi-

persistente; conservándose aún cuando el

vector muda; no se replica en el vector; no es

transmitido a la progenie del vector; no requiere

un virus del ayudante para la transmisión del

vector

El uso de sistemas hidropónicos ha demostrado

que el agua en contacto con sistemas enfermos

de la raíz llega a ser contagiosa.

El período mínimo de la infección para las raíces

expuestas a la enfermedad es menos de 1 hora

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Info

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2009


y el período de incubación mínimo es 12 días

(CABI, 2007).

Una temperatura en el sistema radical de 30°C

favorece el desarrollo de los síntomas. La taza

de transmisión es alta si la raíz se inocula, ya

que en un plazo de 3 días aparece la infección

(CABI, 2007).

La que se puede mantener por lo menos 150

días en el sustrato (grava) del cultivo

hidropónico. Sin embargo el secado de la grava

por 5 días elimina al agente. El suelo infestado

puede seguir siendo infeccioso por hasta 9

meses cuando existen condiciones de humedad

(CABI, 2007).

El uso del material vegetal enfermo ha dado al

patógeno una distribución más amplia y niveles

más altos de la enfermedad en cosechas (CABI,

2007).

S. SíntomasLa enfermedad puede ser diagnosticada

examinando las hojas po la presencia de rayas

irregulares características, así como grietas

longitudinales en tallos maduros por los daños a

paquetes vasculares enrojecidos en la región

nodal (CABI, 2007).

Dado que la identidad del agente causal es

desconocida, no hay análisis específico

disponible (CABI, 2007).

Figura 2. Síntomas Típicos de SCSV

La enfermedad es caracterizada por las rayas

color crema de la hoja con los márgenes

ondulados irregulares. Estas rayas, que tienen

generalmente de 3 a 6 milímetros de ancho,

pueden llegar a cubrir la totalidad de lámina de

hoja. Inicialmente las rayas se desarrollan de

forma irregular y sinuosas, mientras más avanza

la infección se tornan más regulares y toma en

una tonalidad amarilla

El centro de las líneas se necrosa. El tejido

necrótico es gris ceniza y puede tener un borde

marrón o rojizo. Las rayas aparecen similares en

ambos lados de la lámina de hoja. Más de una

raya puede ocurrir en una sola hoja. Mientras

que progresan los síntomas, la hoja desarrolla a

menudo un aspecto escaldado con el desarrollo

de la necrosis a lo largo de los márgenes de la

hoja. El desarrollo del síntoma puede ser

acompañado marchitándose y la muerte de la

planta

T. Importancia económica

En un reporte de la primera conferencia sobre

caña de azúcar llevada a cabo en Egipto, se

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expresó que el rayado fue una de las

enfermedades mas importantes afectando el

rendimiento en Egipto Se indicó que esta

enfermedad fue la primordial razón para

abandonar el cultivar "Java 105", anteriormente

el más desarrollado en Egipto (Arrimar, 1983)

En un tiempo esta enfermedad fue de mucha

importancia en la variedad La en Natal, y no fue

posible ningún control efectivo durante todo el

tiempo que esta variedad fue cultivada.

Actualmente las variedades que se cultivan

comercialmente en Natal son inmunes o muy

resistentes (Storey y Thomson, 1961).

Las pérdidas de la producción tienden a ser

restringidas a las porciones expuestas a

inundaciones o mal drenadas de cosechas

afectadas; las pérdidas medias en áreas

enfermas es del 5 a 20%. Las pérdidas son de

vez en cuando más altas, especialmente en

sitios donde ha ocurrido la infección

anteriormente.

U. Control La mejora del drenaje de superficies cultivadas

reduce perceptiblemente la transmisión y el nivel

de enfermedad causados por la raya clorótica.

La enfermedad no se dispersa mecánicamente

(Hughes, 1940). Evitar cosechas bajo

condiciones excesivamente húmedas del suelo

puede reducir al mínimo niveles de la

enfermedad.

Los niveles de la enfermedad pueden ser

reducidos usando el material vegetal sano. La

inmersión del material vegetativo (los tallos o los

setts enteros) en agua en 50°C por 30 minutos,

o en 52°C por 20 minutos elimina la enfermedad

Bell, 1932, 1938, 1940).

En varios países, la inmersión del material

vegetal en agua en 50°C por 3 horas es práctica

rutinaria de controlar el retoño que impide la

enfermedad (xyli del xyli de Clavibacter) y

también controla la raya clorótica

V. Literatura Consultada

Bell AF, 1940. Annual Report. Brisbane,

Queensland: Bureau of Sugar

Experiment Stations, 19.

Brunt, A.A., Crabtree, K., Dallwitz, M.J., Gibbs,

A.J., Watson, L. and Zurcher, E.J. 1996

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http://biology.anu.edu.au/Groups/

CABI International, 2007. Crop Protection


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Egan BT, 1961. Chlorotic streak can spread in

flood. Cane Growers' Quarterly Bulletin,

25(1):29.

Hughes CG, 1940. Annual Report. Brisbane,

Queensland: Bureau of Sugar

Experiment Stations, 19.



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http://biology.anu.edu.au/Groups/

Info

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2009


Secretaria de Agricultura, Ganadera, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación.


ETAPA III.Manejo del Riesgo para la importación de material propagativo (Trozos y/o vástagos) de caña de azúcar (Saccharum officinarum) originarios y procedentes de los estados de Florida, Louisiana y

Texas en los Estados Unidos, para evaluación en campo.

Como resultado del Análisis de los cuadros 1 y 2 fueron identificadas 8 plagas con potencial

cuarentenario, las cuales representan un riesgo fitosanitario para México. Por lo que se proponen las

siguientes medidas de manejo.

1 El Certificado Fitosanitario Internacional debe especificar que el material propagativo (Trozos y/o

Vastagos) son originarios procedentes de los estados de Florida, Louisiana y Texas en los

Estados Unidos.

2 El Certificado Fitosanitario Internacional debe señalar que el material propagativo (Trozos y/o

Vastagos) se encuentra libre del Hongo: Phytophthota erythroseptica vr. Erythroseptica. De las

Bacterias: Erwinia chrysantemi, Erwinia chrysantemi pv. zeae. Del Virus: Sugarcane Chlorotic

Streak Virus y de los Insectos: Opogona sacchari, Dinoderus minutus, Maconellicoccus hirsutus

y Metamasius hemipterus sericeus

3 Los empaques utilizados deberán ser nuevos y limpios

4 El cargamento deberá estar libre de partículas de suelo o cualquier residuo vegetal.

5 Los vástagos serán sometidos a un tratamiento con agua caliente por 20 minutos a 50 °C, con el

fin de eliminar las plagas que pudieran estar presentes (Flores, 1994).

6 Aplicar Carboxin (20 %) + Captan (20 %) 3 gr/L de agua y Clorpirifos a una dosis de 2 g de i.

a./L. La aplicación de los tratamientos deberá ser anotada en el apartado correspondiente del

CFI.

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Producto 3

7 La semilla vegetativa de caña de azúcar deberá estar empacada en envases nuevos que

garanticen la exclusión de insectos y ácaros.

8 En el punto de ingreso se verificará que se cumplió con los puntos anteriores, además se

realizara una toma de muestra para inspección visual y en caso de no detectar algún agente

extraño, síntoma o signo de alguna plaga, el embarque se liberara.

9 En caso de detectar algún síntoma o signo de una potencial plaga de importancia

cuarentenaria, se tomará una muestra y será enviada a un laboratorio aprobado por la

Dirección General de Sanidad Vegetal.

10 La semilla vegetativa de caña de azúcar será liberada con acta de guarda cuarentena

custodia y responsabilidad a fin de asegurar que todo el material experimental sea

transportado a las Estaciones de Investigación de la Cámara Nacional de las Industrias

Azucarera y Alcoholera ubicadas en Tizimín, Yucatán y/o Tapachula. Chiapas, México en

espera del diagnóstico de la DGSV.

El jefe de Programa de Sanidad Vegetal de la entidad donde se siembre la semilla para evaluación, verificará que el producto y volumen importado se encuentra en los campos y laboratorios del importado

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langif.uaslp.mxlangif.uaslp.mx/.../Producto_3/03-01-ARP-USA.docx · Web viewEs el punto de unión del limbo o lámina y la vaina de la hoja. Su superficie interior se conoce como