Km. 12 Carr. Veracruz-Córdoba, Boca del Río, Ver. C.P. 94290 Tel. y Fax, (01 229) 9860189, 9862818, 9861894 e-mail: [email protected]
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REQUERIMIENTOS DE PROTEÍNA, LÍPIDOS Y CAROTENOIDES
PARA CRECIMIENTO Y REPRODUCCIÓN DEL PEZ PAYASO
Amphiprion ocellaris Y DEL CAMARÓN PIMIENTA Lysmata
wurdemanni.
TESIS
QUE COMO REQUISITO PARA OBTENER EL GRADO DE:
DOCTOR EN CIENCIAS EN ACUACULTURA
PRESENTA
M.C. LORENZO DÍAZ JIMÉNEZ
DIRECTOR DE TESIS
DRA. MARTHA PATRICIA HERNÁNDEZ VERGARA
BOCA DEL RÍO, VER., SEPTIEMBRE DE 2018
SECRETARÍA DE EDUCACIÓN PÚBLICA
TECNOLÓGICO NACIONAL DE MEXICO
INSTITUTO TECNOLÓGICO DE BOCA DEL RÍO
DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN
Instituto Tecnológico de Boca del Rio
I
RESUMEN
Se realizó una serie de experimentos para determinar el requerimiento de proteína, lípidos y
carotenoides necesarios para el crecimiento y reproducción del pez payaso Amphiprion ocellaris
y del camaron pimienta Lysmata wurdemanni. Además de lo anterior, se evaluaron condiciones
ambientales para el cultivo, como: iluminación y color del fondo de peceras, para determinar su
efecto sobre el creciminiento y pigmentación corporal de ambas especies. Durante la evaluacion
de requerimientos nutrimentales en los peces, se usaron 11 dietas con contenidos de proteína de
370 a 430 g kg–1 y lípidos de 80 a 120 g kg–1, mientras que para los camarones se utilizaron nueve
dietas con proteína de 330 a 390 g kg–1 y lípidos de 70 a 90 g kg–1. Como fuentes de carotenoides
en las dietas de los peces, se utilizó astaxantina y luteina, mientras que en las dietas de los
camarones se uso astaxantina y β-caroteno. Los pigmentos se usaron en concentraciones de 0.5,
1 y 1.5 %. En la evaluacion de color de fondo e iluminación se utilizaron peceras negras y blancas,
y espectros de luz rojo y blanco, además de un grupo control (peceras sin iluminaciónn y color de
fondo negro). Los resultados demostraron que el requerimiento de proteína/lípidos (P/L)
adecuado para juveniles de pez payaso es de 430/100 g kg–1 de P/L, con lo que se tienen alta
supervivencia y ganancias en peso similares a las dietas comerciales, además, se recomienda
incluir un alto porcentaje de proteína vegetal (≥ 18 %) en la dieta. En los camarones se determinó
que una relación 340/70 g kg–1 de P/L, es suficiente para promover un crecimiento eficiente, sin
embargo durante la fase reproductiva es necesario incrementar el contenido nutrimental en la dieta
(410/90 g kg–1) para mejorar la calidad y viabilidad de los huevos. Los peces alimentados con las
dietas con 0.5 y 1 % de astaxantina tuvieron una pigmentación rojiza y contenido de carotenoides
totales en piel y músculo significativamente superior (P<0.05) en comparación a los peces de los
demás tratamientos. En los camarones, ambas fuentes de carotenoides promovieron su
crecimiento, reproducción y pigmentación, sin embargo, la variación de los niveles de inclusión
en la dieta afectaron su aprovechamiento. En ambas especies, el color de fondo negro de las
peceras mejoró su pigmentación corporal, mientras que el espectro de luz no tuvo un efecto
significativo. Lo anterior, es necesario que se considere durante la producción en cautiverio con
la finalidad de mejorar la calidad de los peces y camarones.
Palabras clave: Especies marinas ornamentales, requerimientos nutrimentales, crecimiento,
reproducción y pigmentación corporal.
II
ABSTRACT
A series of experiments was carried out to determine the protein, lipids and carotenoids
required for the growth and reproduction of the clownfish Amphiprion ocellaris and the
peppermint shrimp Lysmata wurdemanni. In addition to the above, environmental
conditions were evaluated for the culture, such as: illumination and background color of
fish tanks, to determine its effect on the growth and corporal pigmentation of both species.
During the evaluation of nutritional requirements in the fish, 11 diets with protein
contents of 370 to 430 g kg-1 and lipids of 80 to 120 g kg-1 were used, while for shrimp,
nine diets with protein of 330 to 390 g kg-1 and lipids of 70 to 90 g kg-1 were used. As
sources of carotenoids in fish diets, astaxanthin and lutein were used, while astaxanthin
and β-carotene were used in the diets for shrimp. The pigments were used in
concentrations of 0.5, 1 and 1.5 %. In the evaluation of background color and lighting,
black and white fish tanks and red and white light spectra were used. In addition a control
group of fish tanks without illumination and black background color. The results showed
that the protein/lipids (P/L) requirement for juvenile clownfish is 430/100 g kg-1 of P/L,
which has high survival and weight gains, similar to those of commercial diets. In
addition, it is recommended to include a high percentage of vegetable protein (≥ 18%) in
the diet. In the shrimp, it was determined that a ratio of 340/70 g kg-1 of P/L is sufficient
to promote efficient growth, however during the reproductive phase it is necessary to
increase the nutritional content in the diet (410/90 g kg-1) to improve the quality and
viability of the eggs. Fish fed diets with 0.5 and 1% astaxanthin had a reddish
pigmentation and total carotenoid content in skin and muscle significantly higher (P
<0.05) compared to the fish of the other treatments. In the shrimp, both sources of
carotenoids promoted their growth, reproduction and pigmentation, however, the
variation of the levels of inclusion in the diet affected their assimilation. In both species,
the black background color of the fish tanks improved their body pigmentation, while the
light spectrum did not have a significant effect. The previous, it is necessary to be
considered during the production in captivity with the purpose of improving the quality
of the fish and shrimp.
Keywords: Marine ornamental species, nutritional requirement, grown, reproduction and
corporal pigmentation.
III
DEDICATORIA
A mis padres, por el amor y fuerza que transmiten a la familia.
A mis hermanas, por su tenacidad y perseverancia.
A mi familia, por su apoyo incondicional.
A las personas que se dedican a la actividad acuícola y a aquellas que procuran que
México sea un mejor país.
IV
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por la beca núm. 387491.
A la Dra. Martha Patricia Hernández Vergara y al Dr. Carlos Ivan Perez Rostro por su
confianza y apoyo.
A la Dra. Maria Isabel Jimenez Gracia, al Dr. Alejandro Pérez Legaspi y al Dr. Miguel
Angel Olvera Novoa por sus recomendaciones y sugerencias para la mejora de este
documento.
Al Dr. Luis Alfredo Ortega Clemente y a la IQ. Erendira Rocha Miler por sus sugerencias
y espacio otorgado durante los análisis químicos y proximales.
A mis compañeros y amigos: Magdiel, Alfredo, Andres, Veronica, Carlos, Daniel, Yadira
y Julieta por su apoyo durante la construcción de los sistemas de cultivo y mantenimiento
de animales.
IV
ÍNDICE
RESUMEN ....................................................................................................................... I
ABSTRACT .................................................................................................................... II
DEDICATORIA ........................................................................................................... III
AGRADECIMIENTOS ................................................................................................ IV
INDICE DE TABLAS ................................................................................................ VII
INDICE DE FIGURAS ............................................................................................. VIII
INTRODUCCIÓN .......................................................................................................... 1
2. ANTECEDENTES .................................................................................................... 10
2.1 Generalidades de Amphiprion ocellaris ................................................................ 10
2.1.1 Distribución .................................................................................................... 12
2.1.2 Grupos sociales y reproducción del genero Amphiprion ................................ 12
2.1.3 Crianza en cautiverio ...................................................................................... 13
2.1.4 Estudios nutricionales ..................................................................................... 14
2.2 Generalidades de los camarones Lysmata ............................................................. 15
2.2.1 Distribución de Lysmata wurdemanni ............................................................ 17
2.2.2 Sistema de reproducción ................................................................................. 17
2.2.3 Avances en protocolos de producción de camarones carídeos ornamentales 20
2.2.4 Estudios nutricionales de Lysmata spp. .......................................................... 21
2.3 Los carotenoides y su aplicación en la acuacultura. ............................................. 22
3. JUSTIFICACIÓN ..................................................................................................... 25
4. HIPÓTESIS ............................................................................................................... 26
5. OBJETIVOS .............................................................................................................. 27
5.1 Objetivo general .................................................................................................... 27
5. 2 Objetivos particulares ........................................................................................... 27
6. ÁREA DE ESTUDIO ................................................................................................ 28
7. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................ 29
7.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris....................................................................................... 29
7.1.1 Primer experimento ........................................................................................ 29
7.1.2 Segundo experimento ..................................................................................... 32
7.1.3 Análisis químico y proximal de las dietas experimentales de E1 y E2 .......... 35
7.1.5 Análisis de resultados ..................................................................................... 35
V
7.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 36
7.2.1 Producción de postlarvas ................................................................................ 36
7.2.2 Diseño y dietas experimentales ...................................................................... 37
7.2.3 Sistema experimental ...................................................................................... 39
7.2.4 Manejo y mantenimiento ................................................................................ 40
7.2.5 Variables de respuesta .................................................................................... 40
7.2.6 Análisis estadístico ......................................................................................... 42
7.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris .............. 43
7.3.1 Experimento 1 ................................................................................................ 43
7.3.2 Experimento 2 ................................................................................................ 46
7.3.3 Variables de respuesta .................................................................................... 47
7.3.4 Análisis estadístico ......................................................................................... 48
7.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ........................................ 49
7.4.1 Postlarvas de camarón pimienta ..................................................................... 49
7.4.2 Diseño y dietas experimentales ...................................................................... 49
7.4.3 Sistema experimental ...................................................................................... 51
7.4.4 Manejo y mantenimiento ................................................................................ 51
7.4.5 Variables de respuesta .................................................................................... 52
7.4.6 Análisis estadístico ......................................................................................... 53
7.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 54
7.5.1 Obtención de Postlarvas ................................................................................. 54
7.5.2 Diseño experimental ....................................................................................... 55
7.5.3 Sistema experimental ...................................................................................... 55
7.5.4 Manejo y mantenimiento ................................................................................ 56
7.5.5 Variables de respuesta .................................................................................... 57
4.5.6 Análisis estadístico ......................................................................................... 59
8. RESULTADOS ......................................................................................................... 60
8.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris....................................................................................... 60
8.1.1 Primera experimento (E1) .............................................................................. 60
8.1.2 Segundo experimento (E2) ............................................................................. 63
VI
8.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 66
8.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris .............. 71
8.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ....................................... 79
8.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 84
9. DISCUSIÓN .............................................................................................................. 89
9.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris....................................................................................... 89
9.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 94
9.3 Efecto del color de fondo del sistema de cultivo, espectro de luz y carotenoides en
la dieta, sobre el crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion
ocellaris ....................................................................................................................... 98
9.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ..................................... 104
9.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................. 109
10. CONCLUSIONES ................................................................................................ 114
10.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris..................................................................................... 114
10.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................. 114
10.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris ............ 114
10.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni. .................................... 115
10.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................. 115
11. LITERATURA CITADA ..................................................................................... 116
12. ANEXOS ................................................................................................................ 141
VII
INDICE DE TABLAS
Tabla 1. Requerimiento de proteína en peces juveniles…………………………….…….. 4
Tabla 2. Requerimiento de proteína en crustáceos juveniles……………………………... 5
Tabla 3. Posición taxonómica de Amphiprion ocellaris……………………………….….. 11
Tabla 4. Posición taxonómica del camarón pimienta Lysmata wurdemanni……………... 16
Tabla 5. Lista de especies estudiadas del genero Lysmata que presentan HPS…………... 19
Tabla 6. Formulación y contenido proximal de las dietas evaluadas en E1………….…… 30
Tabla 7. Formulación y composición proximal de las dietas evaluadas en E2………….... 33
Tabla 8. Formulación y contenido proximal de las dietas experimentales………………... 38
Tabla 9. Ingredientes y composición proximal de las dietas experimentales…………….. 44
Tabla 10. Formulación y contenido proximal (promedio ± DS) de la dieta base………… 50
Tabla 11. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E1………………………. 62
Tabla 12. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E2……………………… 65
Tabla 13. Variables de respuesta evaluadas durante el cultivo del camarón pimienta L.
wurdemanni.......................................................................................................................... 68
Tabla 14. Promedio ± desviación estándar variables asociadas al efecto de la dieta en el
crecimiento y reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni………………………. 69
Tabla 15. Valores promedio ±D.E. de las variables evaluadas en E1……………….……. 71
Tabla 16. Valores promedio ±D.E. de la composición de color RGB, L*a*b* y su
representación en la escala Pantone® en el E1……………………………………………. 73
Tabla 17. Resultados de supervivencia y crecimiento (promedio ±D.E.) de los peces del
E2………………………………………………………………………………………….. 76
Tabla 18. Valores promedio ±D.E. de la composición de color RGB, L*a*b* y su
representación en la escala Pantone® de los tratamientos de E2……………………….…. 77
Tabla 19. Presencia y ausencia de bandas negras en los peces de todos los tratamientos.... 78
Tabla 20. Promedio (± desviación estándar) de las variables de respuesta evaluadas….… 80
Tabla 21. Promedio (± desviación estándar) de las variables reproductivas evaluadas…... 81
Tabla 22. Resultados de las variables de crecimiento evaluadas en los camarones durante
el estudio……………………………………………………………………………….…. 84
Tabla 23. Variación de pigmentación del camarón pimienta sometidos a los diferentes
tratamientos………………………………………………………………………………. 86
VIII
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Composición por familia de los peces marinos de ornato importados en
Estados Unidos..…………………………………………………………………….…….. 1
Figura 2. Estructura química de algunos carotenoides: A) β-caroteno, B) astaxantina, C)
4-hidroxizeaxantina, D) luteína 5,6 epóxido y E) rentin A…………………………….…. 7
Figura 3. Pez payaso Amphiprion ocellaris (a) y su distribución (b)….………………….. 12
Figura 4. Camarón pimienta Lysmata wurdemanni (a) y su distribución (b)…………….. 17
Figura 5. Gónada hermafrodita de L. seticaudata………………………………………… 19
Figura 6. Papel de la astaxantina en el mejoramiento de la calidad de huevo……………. 23
Figura 7. Posible vía metabólica oxidativa de la luteína en peces dorados………………. 24
Figura 8. Localización del área estudio………………………………………………….... 28
Figura 9. Sistema experimental para el mantenimiento de peces payaso A. ocellaris……. 31
Figura 10. Sistema experimental para el mantenimiento del camarón pimienta L.
wurdemanni…………………………………………………………………..…………… 40
Figura 11. Sistema experimental utilizado durante el E2……………………………….... 46
Figura 12. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los peces por
medio de imágenes digitales…………………………………………………………….... 48
Figura 13. Sistema experimental para el mantenimiento del camarón pimienta L.
wurdemanni……………………………………………………………………………….. 51
Figura 14. Sistema experimental utilizado para el desarrollo del estudio………….……... 56
Figura 15. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los camarones
mediante imágenes digitales…………………………………………………………….... 57
Figura 16. Incremento en peso (g) del pez payaso A. ocellaris durante 105 días de
cultivo……………………………………………………………………………………... 61
Figura 17. Incremento en peso (g) del pez payaso A. ocellaris durante 100 días de
cultivo………………………………………………………………………….………….. 64
Figura 18. Incremento en peso (g) del camarón pimienta L. wurdemanni durante 90 días
de cultivo………………………………………………………………………………….. 66
Figura 19. Variacion en la pigmentación de la gonada (a y c) y el huevo (b y d) entre
camarones de los diferentes tratamientos…………………………………………………. 70
Figura 20. Contenido promedio de carotenoides totales en la piel de los peces por
tratamiento………………….……………………………………………………………... 74
Figura 21. Contenido de carotenoides totales en el músculo de los peces sometidos a los
diferentes tratamientos.…………………………………………………………………… 75
IX
Figura 22. Variación del contenido de astaxantina en abdomen y cefalotorax del
camarón pimienta L. wurdemanni………………………………………………………… 83
Figura 23. Promedios y desviación estándar de los valores de RGB obtenidos en los
camarones sometidos a los tratamientos y su comparación con postlarvas (PL) y
parentales (fenotipo silvestres) utilizados en el estudio…………………………………... 85
Figura 24. Contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotórax de los
camarones………………………………………………………………….……………… 87
Figura 25. Valores promedios de RGB y desviación estándar observados en los
camarones después de ser cambiados de tratamiento…………………………………….. 88
INTRODUCCIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
1
INTRODUCCIÓN
En el ámbito mundial, los organismos marinos tropicales se encuentran entre los recursos
acuáticos más cotizados en el comercio de animales de ornato. De acuerdo con la FAO
(2006), el comercio internacional de peces cultivados generó en el año 2000 cerca de
nueve billones de dólares, de los cuales el 10 % derivó de ventas de peces marinos, donde
Asia fue el continente que produjo más del 50 % del volumen total, seguido por algunos
países africanos. En Estados Unidos, el cultivo de peces ornamentales se han convertido
en una industria muy importante, principalmente en el estado de la Florida, donde se
tienen registrados aproximadamente 178 productores, los que durante el año 2003
obtuvieron alrededor de 47 millones de dólares por la venta de sus productos. A diferencia
de lo anterior, únicamente el 50 % de los países de Latinoamérica y del Caribe cultivan
organismos marinos de ornato, con lo que contribuyen únicamente con 4 millones de
dólares en exportaciones (Santos Acevedo et al., 2011).
En el mercado de la acuariofilia marina se distribuyen de entre 20 a 24 millones de
individuos alrededor del mundo anualmente, de los cuales, los peces de la familia
Pomacentridae contribuyen con valores próximos al 50 % del total que se comercializa,
debido a que los peces payaso Amphiprion ocellaris y damiselas Chromis viridis son dos
de las especies con mayor demanda (Wabnitz et al., 2003) (Figura 1).
Figura. 1. Composición por familia de los peces marinos de ornato importados en
Estados Unidos (Rhyne et al., 2012).
INTRODUCCIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
2
Con respecto a la comercialización de invertebrados marinos (moluscos, camarones y
anémonas), se estima que anualmente se ditribuyen de entre 9 y 10 millones de
organismos, donde los camarones limpiadores Lysmata spp., Stenopus spp. y las
anémonas del genero Heteractis spp. representan aproximadamente el 15 % del volumen
total de las ventas (Wabnitz et al., 2003; Bruckner, 2005; Rajasekar et al., 2009).
A pesar de la demanda e incremento actual (14 % anual) del comercio de especies
ornamentales de arrecife (Wabnitz, 2003; Lango et al., 2012), a la fecha, existe poca
información referente al cultivo comercial de peces e invertebrados que permita cubrir el
mercado. Al respecto, se reporta que únicamente una quinta parte de los bivalvos gigantes
Tridacnia spp. son cultivados en condiciones controladas, entre el 1 y 10 % de los peces
marinos ornamentales y menos del 1 % de las especies de corales se mantienen en ciclo
completo en cautiverio (Wabnitz et al., 2003). Lo anterior hace suponer que la demanda
de especies ornamentales de arrecife es cubierta por organismos silvestres, lo que genera
problemas en al medio natural, derivado de la extracción indiscriminada y de las técnicas
de captura (uso de explosivos, cianuro y anestésicos en altas concentraciones) que son
utilizadas para cubrir las necesidades de esta actividad comercial (Santos-Acevedo et al.,
2011). La falta de investigaciones relacionadas con conocimientos básicos de la biología,
nutrición y requerimientos ambientales de especies arrecifales de ornato limita el
desarrollo de protocolos de producción sustentable en condiciones controladas.
Una de las principales restricciones durante el desarrollo de protocolos de cultivo para
especies acuícolas es la alimentación exógena en cada fase de crecimiento. Por ello es
importante conocer el requerimiento de proteínas y lípidos (principalmente) para el
desarrollo de especímenes en cautiverio. Otros ingredientes como los carbohidratos y
aditivos como los carotenoides, también deben ser de interés para los investigadores que
desean mejorar la producción de peces y crustáceos de ornato, debido a la importancia
metabólica y funcional de estos durante el desarrollo del ciclo de vida de las especies
(Calado, 2009; Amar et al., 2012; Hekimoğlu et al., 2017).
Las proteínas son las sustancias más abundantes en un organismo, por lo que durante un
cultivo acuícola se consideran como uno de los nutrientes más importantes para el
crecimiento eficiente, pero además es el macro componente más costoso en la dieta (Abdo
de la Parra et al., 2010). La proteína se digiere o hidroliza y libera aminoácidos libres,
INTRODUCCIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
3
que se absorben en el tracto intestinal y se distribuyen por medio de la sangre a los órganos
y tejidos. Estos aminoácidos son utilizados por los diversos tejidos para sintetizar nuevas
proteínas que contribuyen al mantenimiento y crecimiento de la especie (Wilson, 2002).
Existen diferentes tipos de proteínas (compuestas por 20 aminoácidos) y cada una cubre
una función específica (Nelson y Cox, 2009). Las enzimas por ejemplo, son proteínas
especializadas responsables de la actividad catalítica; mientras que la hemoglobina es
unas de las proteínas que transporta el oxígeno a los tejidos en un organismo (Webster y
Thompson, 2015). Sin embargo, es necesario considerar que factores como: la edad,
calidad de la proteína, tasa de alimentación, presencia de alimento vivo, calidad del agua
y energía dietética afectan el requerimiento de proteína en los peces y crustáceos
(Izquierdo et al., 2001; Johnston et al., 2003), por lo que mantener condiciones
controladas o estándares con base a requerimientos propios de las especies, aseguran un
uso eficiente de la proteína ingerida.
En general, el requerimiento de nutrientes en los organismos cambia en el tiempo, por lo
que el mayor aporte de proteína debe suministrarse durante las primeras fases de
desarrollo, debido al crecimiento exponencial; mientras que durante la fase juvenil o
adulta el requerimiento nutrimental suele disminuir. Así mismo, el requerimiento puede
variar con relación a las condiciones del hábitat, por lo que se reporta que los peces
marinos requieren de 40 a 50 % de proteína durante la fase juvenil, mientras que las
especies dulce acuícolas requieren (regularmente) de 30 a 35 % de proteína para su
óptimo crecimiento durante la fase juvenil (Tabla 1).
INTRODUCCIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
4
Tabla 1. Requerimiento de proteína en diferentes especies de peces juveniles (Wilson,
2002).
Especie Fuente de proteína Requerimiento
estimado (%) Referencia
Anguila europea
Anguilla anguilla
Harina de pescado 40 De la Higuera et al.
(1989)
Halibut del Atlántico
Hippoglossus
hippoglossus
Harina de pescado 51 Helland and
Grisdale-Helland
(1998)
Lubina de Asia Lates
calcarifer
Caseina, gelatina 45 Boonyaratpalin (1991)
Lubina europea
Dicentrarchus labrax
Harina de pescado 50 Hidalgo and Alliot
(1988)
Pargo japones Pagrus
Major
Caseina 55 Yone (1976)
Salmon del Atlántico
Salmo salar
Harina de pescado 55 Grisdale-Helland
and Helland (1997)
Bagre de canal Ictalurus
punctatus
Proteína de huevo
entero
32-36 Garling and Wilson
(1976)
Carpa común Cyprinus
carpio
Caseina 31-38 Ogino and Saito
(1970)
Takeuchi et al. (1979)
Carpa dorada Carassius
auratus
Harina de
pescado, caseina
29 Lochmann and
Phillips (1994)
Tilapia del Nilo
Oreochromis niloticus
Caseina 30 Wang et al. (1985)
Tilapia azul Oreochromis
aureus
Caseina, albumina
de huevo
34 Winfree and Stickney
(1981)
Al igual que los peces, los crustáceos también requieren de un alto aporte de proteína (30-
55 %) en su dieta, el cual varía entre especies, edad, hábitos alimenticios y otros procesos
biológicos como la reproducción (Rainuzoo et al., 1997; Wouters et al., 2001) (Tabla 2).
INTRODUCCIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
5
Tabla 2. Requerimiento de proteína en diferentes crustáceos juveniles.
Nombre común Nombre científico Requerimiento
estimado (%) Referencia
Camarón blanco Litopenaeus vannamei 32-36 Kureshy y Davis
(2002)
Camarón kuruma o tigre Marsupenaeus
japonicus
50-55 Guillaume (1997)
Camarón tigre Penaeus monodon 40 Alava y Lim (1983)
Langostino malayo Macrobrachium
rosenbergii
30 y 35 Goda (2008)
Langostino Macrobrachium
americanum
37 Mendez-Martínz et
al. (2017)
Langosta autraliana Cherax
quadricarinatus
31-34 Thompson et al.
(2005)
Los lípidos, por otra parte, son los compuestos más estudiados en la nutrición de peces y
crustáceos debido a sus funciones metabólicas (almacenamiento y distribución de
energía) y su participación en estructuras celulares (Sargent et al., 2002). Los lípidos se
pueden dividir en dos grupos según la polaridad: lípidos polares, como los fosfolípidos,
que desempeñan papeles predominantemente estructurales; y lípidos neutros, que son los
principales responsables del almacenamiento de energía en forma de triacilgliceroles
(TAG) y otros componentes de almacenamiento como los esteroles. Los TAG representan
la forma más densa de suministro de energía (38.5 kJ g-1), proporcionando
aproximadamente el doble en comparación del aporte de las proteínas (23.6 kJ g-1) o
carbohidratos (17,3 kJ g-1); por lo tanto, los lípidos son los nutrientes más eficiente para
maximizar tanto la ingesta de energía como su almacenamiento (Tocher, 2003).
En las dietas de peces marinos, los lípidos se utilizan en concentraciones de 9 a 18 %,
dependiendo del estadio de vida, donde los niveles más bajos se requieren durante el
crecimiento de juveniles y mantenimiento de adultos, y el mayor contenido lípidos en la
dieta se usa durante la fase larvaria y reproductiva de algunas especies (Cahu y
Zambonino, 2001; Izquierdo et al., 2001; Abdo de la Parra et al., 2010; Henry y
Fountoulaki, 2014). Por otra parte, se reporta que el requerimiento de lípidos en
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crustáceos está entre 6.5 y 15 %, los cuales deben incluir preferentemente ácidos grasos
altamente insaturados (Bray et al., 1990; García-Galano, 2000; Wouters et al., 2001).
Los ácidos grasos, son la fuente preferida de energía metabólica en peces y crustáceos,
especialmente en especies marinas, como lo demuestran los altos niveles de aceite (más
del 20 % del peso húmedo) que pueden contener algunas especies como el pez capelán y
arenque (Sargent et al., 2002). Sin embargo, los ácidos grasos son moléculas altamente
susceptibles a la oxidación, degradándose por peroxidación lipídica. La peroxidación
conlleva la formación de radicales libre altamente tóxicos para la célula que pueden ser
responsables de alteraciones en el patrón normal de desarrollo y crecimiento del
organismo (Gisbert y Estévez, 2008). Afortunadamente, la formación de radicales libres
puede disminuir mediante la inclusión de otras biomoleculas como los carotenoides
debido a su efecto antioxidante y provitamina A (Chien et al., 2003; Wade et al., 2015b).
Los carotenoides, que destacan por su actividad antioxidante, son pigmentos naturales de
color rojo, naranja y amarillo, que son sintetizados por plantas y algunos microorganimos
(Alcaino et al., 2016). Estos compuestos no pueden ser sintetizados de novo por animales,
por lo que tienen que ser incorporados en las dietas en las formas más afines a los procesos
metabólicos de cada especie (Tanaka et al., 1992). Los carotenoides están representados
por más de 750 estructuras químicas, las cuales se componen por una cadena
hidrocarbonada de 40 átomos de carbono que consiste de ocho unidades de isopreno
(tetraterpenos) (Rodríguez-Amaya, 1999). La gran diversidad de estos pigmentos,
generalmente deriva de una estructura aciclica C40H56 que absorbe luz en longitudes de
onda de 400 a 500 nm (Alcaino et al., 2016) (Figura 2).
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Figura 2. Estructura química de algunos carotenoides: A) β-caroteno, B) astaxantina, C)
4-hidroxizeaxantina, D) luteína 5,6 epóxido y E) rentin A (Ho et al., 2013).
En peces y camarones se ha evaluado el efecto que tiene la incorporación de carotenoides
en las dietas con la finalidad de mejorar su crecimiento, supervivencia y pigmentación
corporal (Diler et al., 2005; Göcer et al., 2006: Seyedi et al., 2013). Con base a dichos
estudios, se considera que la astaxantina es el pigmento de mayor importancia en la dieta
de especies acuícolas, debido a que su asimilación es hasta 10 veces mayor en
comparación con el β-caroteno y otros compuestos (Meyers y Latscha, 1997). Sin
embargo la astaxantina es un pigmentos muy caro y puede representar hasta el 20 % del
valor de la dieta (Pham et al., 2014), por lo que es necesario evaluar otras fuentes de
pigmentos como el β-caroteno o Luteína como alternativa. La importancia principal del
β-caroteno radica en su función como provitamia A, además de que algunos organismos
como los camarones, pueden metabolizarlo para producir esteres de astaxantina (Meyers
y Latscha, 1997). La luteína, por otra parte, es responsable del color amarillo de la piel y
tejidos grasos, además de que se le atribuyen beneficios a la salud, como la supresión del
crecimiento de tumores y la potenciación de la proliferación de linfocitos (Amar et al.,
2012).
Además de los carotenoides, la pigmentación de los camarones y peces de ornato puede
mejorar mediante la adaptación del entorno donde se desarrollan. Lo anterior se debe
principalmente a la necesidad de disminuir la fotorecepción mediante el camuflaje, lo
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cual surge como estrategia de protección contra depredadores (Moyle y Cech, 2004). Un
cambio en la intensidad, espectro de luz o color de fondo pude provocar un gradual y
reversible cambio de color en los peces y crustáceos (Yasir y Quin, 2009b). Al respecto,
autores como Shin et al. (2012) y Song et al. (2016) han evaluado el efecto del espectro
de luz sobre el crecimiento y estrés en peces. Con lo que se determinó que la luz verde y
azul promueve un mayor crecimiento, además reducen el estrés y los daños en la retina
de los peces, mientras que el fondo oscuro (negro y/o azul) de la unidad de cultivo mejora
la acumulación de astaxantina en la piel del pargo Pagrus auratus (Doolan et al., 2008)
y reduce el estrés en el pez jundiá Rhamdia quelen. Para el caso de los crustáceos, se ha
demostrado que los colores de fondo oscuros promueven una mayor pigmentación, en
comparación con los contenedores claros o blancos (You et al., 2006; Tume et al., 2009;
Parisenti et al., 2011). Además, los crustáceos pueden modificar su color corporal, debido
a la presencia y concentración de proteínas como la crustacianina, que al tener afinidad
con la astaxantina, provoca un desplazamiento batocrómico (de 470 a 632 nm), y con ello
un cambio de color, de rojo a café, azul o verde (Weesie et al., 1995; Parisenti et al.,
2011; Wade et al., 2012).
Debido a las variaciones en la expresión de color, la pigmentación en el cuerpo también
se mide mediante la composición de color RGB (Red, Green y Blue, por sus siglas en
ingles) o L*a*b*, con valores definidos por la CIE (Comission Internationale de
I´Éclairage) (Ahmad y Reid, 1996; Tlusty, 2005; Calvo et al., 2016). En la composición
de color RGB, cada color primario puede tener valores de 0 a 255 y los niveles mínimos
producen colores oscuros o negro, mientras que los niveles máximos producen colores
claros o blanco (Nishad y Chezian 2013). Sin embargo, los valores de RGB por si solos
no describen el brillo o luminosidad de un color, por lo que en ocasiones es necesario usar
otras herramientas como la escala colorimétrica Pantone® para facilitar la interpretación
de resultados (Gregati et al., 2010).
A pesar de la importancia que tiene la proteína, lípidos, carotenoides y condiciones para
el cultivo de especies ornamentales de arrecife, a la fecha no se cuenta con información
suficiente que permita la producción controlada de especies con interés comercial, por lo
que la presente investigación tiene como finalidad aportar conocimientos relacionados a
los requerimientos de nutrimentales (proteína, lípidos y carotenoides) y condiciones de
mantenimiento en cautiverio, con los que se puedan generar protocolos para el
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crecimiento y reproducción controlada del pez payaso Amphiprion ocellaris y el camarón
pimienta Lysmata wurdemanni. Lo anterior con la finalidad de disminuir el esfuerzo
pesquero sobre las especies, y con ello lograr su aprovechamiento sustentable.
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2. ANTECEDENTES
2.1 Generalidades de Amphiprion ocellaris
El pez payaso A. ocellaris, es un pez de arrecife de coral tropical que pertenece a la familia
Pomacentridae, esta especie es una de las más llamativas en el mercado de los peces
ornamentales marinos debido a su coloración, forma y comportamiento (Dhaneesh et al.,
2009). Es el pez marino ornamental que más se comercializó de 1997 a 2002, lo anterior
de acuerdo con las estadísticas de venta que indican que contribuyeron con un 15.6 % del
total de especies exportadas en el mundo y más del 25 % en los países europeos (Wabnitz
et al., 2003).
De acuerdo con diversos reportes se sabe que existen 28 especies de pez payaso
(anemonefish o clownfish), distribuidos en dos géneros: Amphiprion y Premma
(Dhaneesh et al., 2009). La clasificación de esta especie se basa principalmente en
características morfológicas como: tamaño de dientes, forma, proporciones del cuerpo,
patrones de coloración, entre otros. Sin embargo, actualmente la identificación de larvas
de peces payaso se realiza por medio de métodos moleculares (PCR), lo que permite
identificar a un pez a nivel de especie, y con esto realizar una clasificación taxonómica
de los peces sin que estos lleguen a la edad adulta donde se presentan diferencias
morfológicas visibles (Boonphakdee y Sawangwong, 2008) (Tabla 3).
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Tabla 3. Posición taxonómica de Amphiprion ocellaris (EOL, 2014).
Reyno Animalia
Phylum Chordata
Subphylum Gnathostomata
Clase Actinopterygii
Subclase Teleostei
Superorden Acanthopterygii
Orden Perciformes
suborden Labroidei
Familia Pomacentridae
Genero Amphiprion Bloch and Schneider, 1801
Especie Amphiprion ocellaris Cuvier, 1830
Los peces adultos del genero Amphiprion tienen una longitud máxima de entre 8 y 12 cm,
y viven en profundidades de 12 a 20 metros en arrecifes de coral, asociados con anemonas
(Kholer et al., 1994), lo anterior debido a que las anemonas proporcionan a los peces
protección ante depredadores. En general, el porcentaje de mortalidad de los peces payaso
es baja en comparación con otros peces de arrecife de coral (Buston, 2003), debido a la
protección que le ofrecen las anemonas, por esta razón autores como Buston y García
(2007) han definido, por medio de modelos matemático, que la longevidad de los peces
payasos puede ser hasta de 30 años, lo cual representa una edad seis veces mayor a lo
esperado para peces de ese tamaño.
Por lo general, el pez payaso A. ocellaris tiene una coloración anaranjada o rojo-marrón,
con tres bandas blancas, distribuidas de la siguiente manera: una en la cabeza, la segunda
en el cuerpo y la tercera en el pedúnculo caudal. Las bandas blancas terminan con una
banda delgada de color negro (Muthuramalinga et al., 2014). La pigmentación de A.
ocellaris puede variar durante la fase de crecimiento, pero es estable a partir de los 40
mm de longitud total; a diferencia de especies como Amphiprion clarkii, que modifican
su pigmentación por efecto del cambio de sexo y comportamientos sociales (Nelson et
al., 1994) (Figura 3a).
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2.1.1 Distribución
El pez payaso A. ocellaris se distribuye en la región tropical Indo-Pacífico. Se reporta
además en el mar Indo-Malaysia en las islas de Ryukyu, y entre el sureste de Asia y
noroeste de Australia (Nelson et al., 2000). (Fig. 3b).
Figura 3. Pez payaso Amphiprion ocellaris (a) y su distribución geográfica (b) (OBIS,
2018a).
2.1.2 Grupos sociales y reproducción del genero Amphiprion
A diferencia de los peces damisela (también miembros de la familia Pomacentridae), los
peces payaso tienen una conducta particular, que se caracteriza por su asociación
simbiótica con anemonas y la formación de grupos (grupos sociales tipo “filas o colas”),
los cuales están constituidos por parejas monógamas y algunos sub-adultos o juveniles
(Mitchell, 2005; Dhaneesh et al., 2009). Dentro de cada “fila”, la reproducción se limita
a la pareja dominante. El vínculo entre el macho y la hembra (pareja dominante) solo se
rompe cuando uno de los miembros de la pareja se pierde (Buston, 2003). En la mayoría
de los casos, la hembra es más grande, por lo que es más vulnerable a la depredación. En
una población de pez payaso, la conversión de un macho funcional a una hembra, o de un
a)
b)
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macho inmaduro en un macho adulto suele tardar desde varios meses a un año (Yasir y
Qin, 2007).
Después de que se establece una pareja reproductora de peces payaso A. ocellaris estos
se reproducen todo el año, con mayor incidencia en los meses más cálidos de verano
(Kohler et al., 1994), y con intervalos entre desoves de 14 a 21 días (Dhaneesh et al.,
2009). La hembra desova huevos con forma de cápsula (elíptica) sobre una superficie
limpia, y posteriormente el macho los fertiliza. El desove tiene una duración de entre una
hora y una hora con 45 minutos. El color de los huevos recién puestos puede variar de
entre una coloración anaranjada brillante a un tono amarillento (Yasir y Qin, 2007) y
miden de entre 2 a 2.3 mm de longitud y de 1 a 1.2 mm de ancho. Una vez fertilizados,
los huevos del pez payaso son adhesivos, por lo que permanecen pegados a una superficie
hasta el momento de su eclosión. El número de huevos por desove puede variar de 400 a
700, dependiendo del tamaño de la hembra (Dhaneesh et al., 2009).
El proceso de desarrollo embrionario de los peces payaso se divide en 26 etapas, con base
en las características morfológicas de los embriones en desarrollo. La eclosión de los
huevos ocurre entre 151 y 152 horas después de la fecundación, a una temperatura
promedio de 28 °C, salinidad de entre 25 y 26 ‰, pH de 7.5 a 8.1, oxígeno disuelto de 4
a 6 gm/L e intensidad lumínica de 600 a 900 lux (Dhaneesh et al., 2009).
2.1.3 Crianza en cautiverio
A pesar de que el pez payaso tiene la capacidad de reproducirse todo el año, la
reproducción en cautiverio en ocasiones no se presenta o es mínima, esto puede deberse
principalmente a la baja calidad del agua y las condiciones ambientales en las que se
mantienen (Fernando et al., 2006). Por lo anterior, se considera que para tener éxito
durante la cría de peces payaso en cautiverio, es necesario el control de la temperatura y
fotoperiodo para promover la actividad reproductiva y producción de crías (Kohler et al.,
1994). Además de lo anterior, se considera que la cría de larvas de peces ornamentales
marinos es una actividad relativamente complicada, debido a su tamaño inicial, a las
condiciones del sistema de cultivo y a los requerimiento nutricionales, principalmente
durante la primera alimentación (Dhaneesh et al., 2012).
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Durante el cultivo y crecimiento de las larvas de peces marinos, la primera alimentación
exógena es un punto que se considera crítico, y de la cual puede depender la
supervivencia, lo anterior debido al bajo desarrollo gastro-intestinal y a los altos
requerimientos nutrimentales de las especies durante la fase larvaria (Kanzawa, 2000).
Por lo anterior, recientemente la desnutrición se incluye en la lista de los factores que
generan estrés en peces, en particular, en lo que se refiere a deficiencias de ácidos grasos
esenciales y micronutrientes, los cuales son necesarios para el desarrollo larvario óptimo
(Cahu et al., 2003; Olivotto et al., 2009). Al respecto, Dhaneesh et al. (2012)
determinaron que es necesario alimentar a las crías de Amphiprion percula 12 horas
después de su eclosión para obtener supervivencias superiores al 40 %, de lo contrario, la
supervivencia se reduce a 0 % después de ocho días de cultivo, sobre todo si las crías de
esta especie son alimentadas después de 24 horas post-eclosión. En contraste, Putra et al.
(2012) mencionan que el tracto digestivo (estomago e intestino) de las larvas de
Amphiprion frenatus, se desarrolla dos días después de su eclosión y a partir de ese tiempo
es que inician sus necesidades de alimentación exógena, las cuales se pueden cubrir
mediante la incorporación de rotíferos como alimento inicial, con lo que se logra una
metamorfosis completa a los 14 días de edad. Por su parte, Olivotto et al. (2009)
definieron que una dieta con base en copépodos Centropages typicus, mejora de manera
significativa la supervivencia (80 %) de larvas (11 días post-eclosión) de Amphiprion
clarkii a diferencia de aquellas alimentadas con una combinación de artemia y rotíferos
(41 %).
Por otra parte, se ha definido que para reducir el tiempo y el costo de la crianza de pez
payaso es necesario ajustar el fotoperiodo de las unidades de cultivo, ya que se considera
que un fotoperiodo de 16 horas de luz/8 horas de oscuridad acelera de manera
significativa la velocidad de crecimiento de los peces payaso A. ocellaris, a diferencia de
fotoperiodos con 12 horas de luz/12 horas de oscuridad y 24 horas de luz/0 horas oscuras
(Arvedlund et al., 2000).
2.1.4 Estudios nutricionales
A la fecha, son mínimos los estudios relacionados a los requerimientos alimenticios de
peces payaso, sin embargo se sabe que algunas especies como Amphiprion akindynos,
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Stegastes nigricans y Stegastes rocasensis son omnívoras, y que se alimentan
principalmente de algas (Rhodophyta, Phaeophyta y Chlorophyta), además de rotíferos,
isópodos, larvas de crustáceos y peces (Galetto y Bellwood, 1994: Souza et al,. 2011).
Por otra parte, se tiene conocimiento de que A. percula acepta dietas formuladas secas,
con las que se pueden tener un crecimiento similar al de los peces alimentados con
camarón, calamar, mejillón, alimento vivo (Artemia) o sus combinación con dietas
formuladas (Gordon et al., 2000).
Las especies de sistemas arrecifales con tendencias herbívoras, se caracterizan por tener
un intestino largo y un estomago elástico, en el que se mantiene un pH ácido de hasta 1.4
(en peces que consumen fitoplancton) y de 2.4 a 2.7 en peces omnívoros con preferencias
herbívoras como los peces damisela (miembros de la familia Pomacentridae) (Gerking,
1994; Elliott y Bellwood, 2003). El intestino largo, permite que los peces pequeños (20
mm) puedan retener el alimento hasta por 4.5 h, mientras que los peces de 80 mm, retienen
el alimento por 10 h, lo que permite aumentar la eficiencia de la asimilación de nutrientes
(Cleveland y Montgomery, 2003). A pesar de lo anterior, aun se desconocen los
requerimientos óptimos de proteína y lípidos para el desarrollo del pez payaso. De manera
general, el requerimiento de proteína en los peces marinos se estima de entre 50 y 70 %
en juveniles y larvas (Cahu y Zambonino, 2001), mientras que en la fase adulta puede
disminuir de entre 35 y 45 % (Coutinho et al., 2012). Por otra parte, los lípidos pueden
variar de 9 a 18 % (Cahu y Zambonino, 2001; Izquierdo et al., 2001; Henry y Fountoulaki,
2014). En algunas investigaciones realizadas en peces de ornato dulceacuicolas se ha
podido definir que especies omnivoras como los peces dorados del género Carassius
requieren alrededor de 30 % de proteína, mientras peces carnívoros como los del genero
Symphysodon requieren hasta 50 % de proteína (Sales, 2003). Aunque puede haber
similitud entre los requerimiento nutrimentales en los peces de agua dulce o salada, la
composición de ácidos grasos y aminoácidos suele ser diferente.
2.2 Generalidades de los camarones Lysmata
Los camarones del género Lysmata se encuentran dentro de la familia Hippolytidae en la
que se conocen actualmente 36 especies (Anker et al., 2009) (Tabla 4).
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Tabla 4. Posición taxonómica del camarón pimienta Lysmata wurdemanni (ITIS, 2018).
Reyno Animalia
Phylum Arthropoda
Subphylum Crustacea (Brünnich, 1772)
Clase Malacostraca (Latreille, 1802)
Subclase Eumalacostraca (Grobben, 1892)
Superorden Eucarida (Calman, 1904)
Orden Decapoda (Latreille, 1802)
suborden Pleocyemata (Burkenroad, 1963)
Infraorden Caridea (Dana, 1852)
Superfamilia Alpheoidea (Rafinesque, 1815)
Familia Hippolytidae (Dana, 1852)
Genero Lysmata (Risso, 1816)
Especie Lysmata wurdemanni (Gibbes, 1850)
Los miembros del género Lysmata habitan en los mares tropicales, templados y frio-
templados de todo el mundo, en laderas rocosas y arrecifes coralinos. Estos organismos
son omnívoros y se alimentan de detritus orgánico, aceptando cualquier alimento muerto,
aunque prefieren restos animales que vegetales (Calado, 2009). Los camarones Lysmata
son conocidos como limpiadores de ectoparásitos de la boca y branquias de peces de
arrecife, y de manera particular, el camarón pimienta Lysmata wurdemanni se reconoce
por la capacidad que tienen para eliminar anémonas (Aipstacia) que se convierten en
plaga en los acuarios marinos (Rhyne y Lin, 2004). En general, los camarones del género
Lysmata son utilizados en el campo de la acuariofilia conjuntamente con Stenopus
hispidus y Stenopus scutellantus debido a su colorido y gran actividad en comparación
con otros camarones (Lavens y Sorgeloos, 1996).
El camarón pimienta se caracteriza por tener un cuerpo semi-translucido con bandas rojas
longitudinales, transversales y oblicuas. El caparazón está cubierto por bandas
transversales y oblicuas en forma de V, mientras que las pleuras abdominales tiene bandas
longitudinales cortas y estrechas, además, la tercera pleura cuenta con una banda
transversal ancha (que aparece con una pigmentación más intensa que las demás).
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Algunos individuos pueden tener pigmentación azul mezclada con el color rojo
dependiendo de las variaciones del ecosistema (Rhyne y Lin, 2006) (Figura 4a).
2.2.1 Distribución de Lysmata wurdemanni
El camaron pimienta L. wurdemanni se distribuye en las costas del atlántico, del norte al
sur de America, de New Jersey a Brazil (Lin y Zhang, 2001) (Figura 4b). Habitan
comúnmente sobre fondos rocosos de los arrecifes de coral, además de escolleras, boyas
y muelles a profundidades de 1 a 25 m (Rhyne y Lin, 2006).
Figura 4. Camarón pimienta Lysmata wurdemanni (a) y su distribución geográfica
natural (b) (OBIS, 2018b).
2.2.2 Sistema de reproducción
Como un rasgo ancestral de los decápodos, la mayoría de carídeos tienen fertilización
externa y su comportamiento de apareamiento es muy variable (Correa y Thiel, 2003),
estos crustáceos, a diferencia de los peneideos, realizan una incubación de sus huevos en
la región abdominal. Sin embargo, los miembros de la familia Penaeidae, se caracterizan
por su rápido crecimiento y grandes poblaciones. Por lo anterior, el 70% de la producción
a)
b)
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de camarón en el mundo de pesca y acuacultura está representada principalmente por el
género Penaeus (Bauer, 2004).
La mayoría de los carídeos tiene sexos separados (gonocórica), aunque aproximadamente
del 10 al 15 % de las 2,500 especies conocidas son hermafroditas protándricos (Bauer,
2001). La familia Hippolytidae tiene varias especies que muestran protandria en al menos
dos géneros: Thor y Lysmata. En el hermafroditismo protándrico, cada individuo maduro
comienza como macho y luego de llegar a un determinado tamaño o edad, éste se
desarrolla como hembra. Sin embargo, se ha observado que algunas especies de Lysmata
mantienen la función masculina (FM) durante la "fase femenina (FF)" (Curt, 1998).
Durante muchos años, se pensaba que el hermafroditismo protándrico (HP) era la única
forma de hermafroditismo en los crustáceos decápodos, sin embargo esta percepción
cambió en la última década con el descubrimiento de dos especies de Lysmata que
presentaban otra forma de hermafroditismo (hermafroditismo protándrico simultáneo
“HPS”) (Curt et al., 2010), lo que permite aseverar que todas las especies de Lysmata
estudiadas hasta la fecha son hermafroditas protándricos simultáneos (HPS). Este sistema
sexual inusual parece ser un rasgo compartido por todas las especies estudiadas del género
(Baeza et al., 2009) (Tabla 5).
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Tabla 5. Lista de especies estudiadas del genero Lysmata que presentan HPS (Baeza et
al., 2009).
Especies (HPS) Referencia
L. grabhami Wirtz, 1997.
L. amboinensis Fiedler, 1998.
Lysmata wurdemanni Bauer y Holt, 1998.
Lysmata seticaudata Risso, 1816.
Lysmata Nilita D'Udekem y D'Acoz, 2003.
Lysmata californica Bauer y Newman, 2004.
Lysmata Hochi Baeza y Anker, 2008.
Lysmata Bahía Rhyne y Lin, 2006.
Lysmata intermedia Baeza, 2008.
Lysmata nayaritensis Baeza, Reitz y Collin, 2008.
Lysmata boggessi Rhyne y Lin, 2006.
Lysmata galapagensis Wicksten, 2000
En los crustáceos con HPS, los jóvenes “FM” presentan ovotestis, con los testículos bien
desarrollados y ovarios sin desarrollo, posteriormente, durante la fase femenina (FF), los
organismos son capaces de reproducirse como machos y hembras. En el cambio de FM a
FF, los individuos pierden los apéndices masculinos, y presentan características
femeninas asociadas con la crianza de embriones, pero retienen los ductos masculinos y
la habilidad de producir esperma (Bauer, 2001; Baeza et al., 2009) (Figura 5).
Figura 5. Gónada hermafrodita de L. seticaudata (Bauer, 2001).
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20
Durante la reproducción de crustáceos carídeos así como de otras especies marinas, la
disposición de alimento y las variaciones de temperatura (principalmente), juegan un rol
significativo en los patrones de reproducción (Bauer, 1992; Cahu, 2000; Arcos, 2004),
derivado de lo cual, la fecundidad es uno de los rasgos más estudiados de una población.
En este sentido, al igual que en otras especies, en los crustáceos, el tamaño del huevo ha
sido utilizado tradicionalmente como un indicador del índice de fecundidad, el cual está
directamente relacionado con el contenido de energía del mismo, y de lo cual depende
además el número de huevos que produzca una hembra y del tipo de desarrollo
embrionario de una especie. En el caso de los crustáceos carídeos se ha observado que a
menor latitud, existe una mayor fecundidad, relacionada directamente con la disminución
del tamaño del huevo; por otro lado, el desarrollo de los embriones durante la incubación
es afectada tanto por factores alométricos como ecológicos (Oyarzún et al., 2010).
2.2.3 Avances en protocolos de producción de camarones carídeos ornamentales
En la última década, el interés por producir crustáceos marinos ornamentales ha crecido
considerablemente, debido a la demanda y precio individual que alcanzan estos
organismos en el mercado (Wabnitz et al., 2003; Calado et al., 2005; Calado et al., 2007).
Desafortunadamente, algunas especies del género Lysmata, retrasan su desarrollo larvario
y metamorfosis por razones aun desconocidas, debido a lo cual pueden presentar mudas
durante los estadios larvarios sin que haya metamorfosis, manteniéndose en un estado
latente (como larvas) durante largos periodos de tiempo (de 45 a 150 días, dependiendo
de la especie) (Fletcher et al., 1995; Rhyne y Lin, 2004; Cunha et al., 2008). Este tipo de
desarrollo complica la producción de estos organismos, además de incrementar los costos
por el tiempo en que se mantienen dentro de los sistemas de cultivo larvario. Al respecto
Calado et al. (2008) han desarrollado sistemas de crianza (estructuras cilíndricas con
fundo esférico) para la larvicultura de crustáceos ornamentales, con la finalidad de
obtener una producción a escala comercial a partir de mantener un sistema acorde con las
características ambientales necesarias para cada especie.
Por otro lado, las investigaciones relacionadas con la búsqueda de nuevas fuentes de
alimentos para los estadios larvarios de organismos acuáticos, se dirigen hacia el
incremento de la supervivencia de larvas, además de reducir los costos de producción de
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21
especies de importancia comercial. Para lo anterior, se han evaluado suplementos
alimenticios (Selco®, Algamac® y Microfeast®) para el enriquecimiento del alimento
vivo, con lo que se ha mejorado significativamente la supervivencia de larvas en
comparación a cuando se usan dietas sin enriquecer (González et al., 2003).
2.2.4 Estudios nutricionales de Lysmata spp.
Los estudios de nutrición de larvas de crustáceos que se tienen registrados a la fecha, han
tenido como propósito principal el aumento de la supervivencia, mejorar la calidad del
huevo y la fecundidad, además de la disminución de costos de producción (Wouters,
2008). Autores como Brito (2001), Rhyne y Lin (2004) mencionan que durante el
desarrollo larvario de Litopenaeus vannamei puede sustituirse hasta el 50 % de nauplio
de Artemia por dietas formuladas, sin embargo se recomienda la adición de microalgas
para un óptimo desarrollo. De modo distinto, se ha reportado que los camarones del
género Lysmata son estrictamente carnívoros y carecen de enzimas digestivas para la
asimilación de fitoplancton (Rhyne y Lin, 2004) por lo que su alimentación es más
especializada; sin embargo, las observaciones de Simoes et al. (2003), contradicen lo
anterior debido a que durante una evaluación del tracto digestivo de larvas de Lysmata
debelius registraron la presencia de microalgas en el tracto digestivo horas después de su
eclosión, lo que sugiere que es necesario realizar más investigación en aspectos
fisiológicos de crustáceos carídeos, puesto que aunque los crustáceos Lysmata no tengan
las enzimas digestivas necesarias para la digestión de microalgas, estos crustáceos tal vez
puedan usar las enzimas presentes en el zooplancton para aprovechar diferentes nutrientes
como ocurre en peces marinos (Civera-Cerededo et al., 2004).
Además de la proteína, otros elementos importantes para la nutrición de larvas de
crustáceos son los ácidos grasos polinsaturados (HUFAS), que son elementos limitantes
para los crustáceos, por lo que requieren obtenerlos a partir de fuentes externas, debido a
la imposibilidad de convertir los ácidos grasos 18C a 20C y 22C (Calado et al., 2005). En
este sentido se creé que la inclusión de los fosfolípidos (PL), esteroles (ST) y
fosfatidilcolina (PC) en la dieta, mejoran la supervivencia, crecimiento y resistencia al
estrés en crustáceos (Gong et al., 2000; Calado et al., 2005).
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Los avances en la nutrición y alimentación larvaria de algunos crustáceos ornamentales
del genero Lysmata, se han logrado a partir de la evaluación de diferentes ingredientes
frescos como mejillones, calamar y dorada (pez marino). Al respecto, Calado et al. (2005)
reportan que obtuvieron una mayor supervivencia en juveniles de Lysmata seticaudata
alimentados con dorada en comparación con los alimentados con calamar y mejillón,
además de un cambio más rápido de machos (FM) a hermafrodita protándrico simultaneo
(HPS) en comparación con los resultados de las otras dietas; lo anterior posiblemente
relacionado con los altos niveles de lípidos presentes en el pescado en comparación con
los moluscos.
Una estrategia muy eficiente durante la alimentación de estadios larvarios de crustáceos
es el enriquecimiento de los nauplios de Artemia, debido a que es una presa con el tamaño
idóneo para estas etapas, sin embargo no cuenta con un perfil de aminoácidos adecuado
para algunas especies. Al respeto Gonzales et al. (2003), evaluó la eficiencia nutrimental
de la Artemia enriquecida con sustitutos de leche materna como dieta para larvas de L.
wurdemanni, donde mencionan que la leche materna “NAN®” mejora la supervivencia
(62 ± 2.26 %) en comparación a los resultados con “Advance®” (29.33 ± 5.57 %) o
Microfeast® (8.67 ± 2.32 %). Lo anterior indica que la adición de este tipo de compuestos
mejora la supervivencia de L. wurdemanni durante los primeros días de vida. Rhyne y
Lin (2004) por su parte, indican que la combinación de nauplios de Artemia con dietas
comerciales como ArteMac® aumenta la supervivencia (29 %) de larvas de Lysmata sp.,
en comparación a los resultados con unicamente Artemia.
2.3 Los carotenoides y su aplicación en la acuacultura.
Los carotenoides son responsables de la pigmentación corporal de peces y crustáceos, y
de ello dependen numerosos procesos conductuales y fisiológicos relacionados con la
propia supervivencia de los organismos, de modo que un aporte adecuado de pigmentos
en la dieta se relaciona con funciones tan importantes como la comunicación, el camuflaje
o la fotoprotección (Tejera, 2006).
A pesar de su distribución universal y su extensa abundancia en una variedad de
organismos acuáticos, los carotenoides son sintetizados de novo solamente por plantas y
algunos microorganismos. Debido a lo anterior, los animales dependen del suplemento
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de carotenoides en la dieta para abastecer sus requerimientos específicos. Es decir la
distribución cuantitativa y cualitativa de carotenoides en animales acuáticos, es el
resultado de sus hábitos dietéticos específicos, de las características de absorción, y de las
actividades metabólicas de transformación (Meyers, 2000). En la actualidad, se conocen
de manera clara las ventajas que tiene la inclusión de carotenoides a dietas para
organismos acuático, de donde se ha demostrado que tienen un efecto positivo en la
eliminación de radicales libres en las células y en la mejora de pigmentación de moluscos
(Canales-Gómez et al., 2010), peces (Whyte et al., 1998; Barbosa et al., 1999; Ponce et
al., 2004) y camarones (Meyers, 2000) (Figura 6).
Figura 6. Papel de la astaxantina en el mejoramiento de la calidad de huevo (Meyers,
2000).
Se ha demostrado que los carotenoides promueven una mayor supervivencia de
camarones en cultivo gracias a su efecto antioxidante, como es el caso del camarón
Marsupeneus japonicus en el que se logró incrementar su supervivencia al 91.3 % cuando
se alimentaron con dietas ricas en carotenoides (Yamada et al., 1990).
Las concentraciónes de carotenoides totales presentes en carideos y penaeideos están
dentro del rango de 60 y 499 mg kg-1, siendo los miembros de la familia Penaeidae los
que alcanzan los valores más altos, aunque las diferencias interespecificas pueden ser tan
grandes como de un 300 % (Meyers, 2000). La vasta mayoría de los crustáceos decápodos
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se caracterizan por una predominante acumulación de astaxantina en sus tejidos, lo que
representa del 65 al 98 % del contenido total de carotenoides. Dicho pigmento presenta
varias ventajas con respecto a otros carotenoides, por ejemplo, mayor estabilidad y alto
poder antioxidante (10 veces mayor que B-caroteno y 500 veces más que alfa-tocoferol)
(Meyers, 2000; Hernandez et al., 2015).
Al igual que en los crustáceos, en los peces de ornato, y en particular los peces payaso,
su demanda en el mercado de la acuariofilia marina se debe a la pigmentación rojiza de
su cuerpo, por lo que autores como Yasir y Quin (2010) han incluido astaxantina, β-
caroteno y cantaxantina (20, 50 y 100 ppm) a dietas para el pez payaso A. ocellaris con
la finalidad de mejorar su pigmetación corporal, sin embargo, determinaron que solo la
astaxantina mejora el tono rojo de la piel. De manera similar Tanaka et al. (1992)
observaron que la pigmentación del pez payaso A. ocellaris mejoró significativamente al
agregar astaxantina en las dietas en comparación de cuando se utiliza zeaxantina.
Los pigmentos que pueden aprovechar los peces para cubrir sus requerimientos
metábólicos están relacionados con sus habitos alimenticios y las fuentes dsponibles en
su hábitat. En ciprinidos, como la carpa dorada C. auratus, se demostró que tienen la
capacidad de metabolizar luteína vía alfa doradexantina (4-ketoluteina) y Beta-
doradexantina (4-ketozeaxantina) a partir de una la oxidación e isomerización (anillo de
alfa-ionona → anillo de Beta-ionona) (Figura 7) (Ohkubo et al., 1999) (Figura 7).
Figura 7. Vía metabólica oxidativa de la luteína en carpa dorada (Ohkubo et al., 1999).
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La luteína y la tunaxantina son los responsables del color amarillo en el cuerpo de algunos
peces (Tanaka et al., 1992), por lo que se cree que las lipoproteínas de los ciprinidos
tienen una mayor afinidad por pigmentos como la luteína, que da como resultado un
transporte de sangre más rápido y, por lo tanto, una deposición más eficiente (Yuangsoi
et al., 2011). Autores, como Yonekura y Nagao (2007) han demostrado que los
carotenoides polares como la luteína (y la zeaxantina) tienen características de
biodisponibilidad más altas en compración con los carotenos, por lo que se obtiene una
mayor transferencia a través del intestino. Esto está relacionado con las cadenas laterales
de OH-OH que poseen y que están ausentes en los carotenos, como el β-caroteno.
JUSTIFICACIÓN
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3. JUSTIFICACIÓN
En la actualidad, el mantenimiento de acuarios marinos es uno de los pasatiempos más
populares en el mundo, ya que cada año, 46 millones de organismos son extraidos de los
arrecifes de coral para cubrir la demanda del mercado. Estados Unidos es el país que
realiza la mayor cantidad de importaciones de organismos marinos de ornato, seguido de
Europa y Japón, lo que genera un comercio de aproximadamente 300 millones de dólares
al año. A pesar de lo anterior, el desarrollo de biotecnología para el cultivo de vertebrados
e invertebrados marinos aun es mínima. Por lo que a la fecha solo se producen en
condiciones controladas entre el 1 y 10 % de los peces marinos y menos del 1 % de los
crustáceos que se comercializan con fines ornamentales. Debido a la necesidad de generar
protocolos de cultivo para especies marinas de ornato, el presente estudio tiene la
finalidad de contribuir al conocimiento de los requerimientos de proteína, lípidos y
carotenoides para el crecimiento y reproducción del pez payaso Amphiprion ocellaris y
el camarón pimienta Lysmata wurdemanni, que son dos de las especies con mayor
demanda en el mercado. Además de proponer condiciones de cultivo que mejoren la
supervivencia y pigmentación corporal de los peces y camarones con la finalidad
aumentar su competitividad en el merdado y con ellos lograr su aprovechamiento
sustentable.
HIPÓTESIS
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4. HIPÓTESIS
HO: La variación del contenido de proteína, lípidos y carotenoides en la dieta del camarón
pimienta L. wurdemanni, y el pez payaso A. ocellaris no afecta su supervivencia,
crecimiento y reproducción.
H1: La variación del contenido de proteína, lípidos y carotenoides en la dieta del camarón
pimienta L. wurdemanni, y el pez payaso A. ocellaris afecta su supervivencia, crecimiento
y reproducción.
OBJETIVOS
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5. OBJETIVOS
5.1 Objetivo general
Evaluar el requerimiento de proteína, lípidos y carotenoides para crecimiento y
reproducción del camarón pimienta Lysmata wurdemanni y del pez payaso Amphiprion
ocellaris.
5. 2 Objetivos particulares
a. Determinar la relación proteína/lípidos más eficiente para el crecimiento y
reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso A. ocellaris.
b. Evaluar el efecto de la inclusión de carotenoides en dietas para juveniles del
camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso A. ocellaris, con base a su peso
ganado y pigmentación corporal.
c. Determinar el efecto de la iluminación y color de fondo en la pigmentación y
crecimiento de juveniles del camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso
A. ocellaris.
ÁREA DE ESTUDIO
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6. ÁREA DE ESTUDIO
El presente estudio se realizó en el “Laboratorio de cultivo de crustáceos nativos” del
Instituto Tecnológico de Boca del Rio (ITBoca), ubicado entre los 19º 05´ 50” latitud
norte y 96º 06´ 32” longitud oeste, en el municipio de Boca del Río, Veracruz, México
(Figura 8).
Figura 8. Localización del área estudio.
MATERIALES Y MÉTODOS
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7. MATERIALES Y MÉTODOS
7.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris
Se realizaron dos experimentos con juveniles del pez payaso A. ocellaris en condiciones
de laboratorio. En el primero (E1) se evaluó el requerimiento de proteína (g kg–1) y en el
segundo (E2) el requerimiento de lípidos (g kg–1). En ambos estudios se utilizaron peces
payaso de una edad similar, procedentes de la unidad de producción Ornamental Life S.A.
de C.V., ubicada en Ensenada, Baja California, México. El número de peces usado en
cada experimento derivó de la disponibilidad de especímenes.
7.1.1 Primer experimento
El E1 tuvo una duración de 105 días. Se utilizaron 90 peces payaso con un peso promedio
de 0.54 ± 0.14 g y longitud de 3.02 ± 0.25 cm, con la finalidad de determinar el efecto de
la variación del contenido de proteína en las dietas, sobre su supervivencia y crecimiento.
7.1.1.1 Diseño y dietas experimentales
Se utilizó un diseño experimental de ocho tratamientos con 10 réplicas (considerando
cada individuo como réplica) y una distribución completamente al azar. Se evaluaron 4
concentraciones de proteína: 370, 410, 440 y 460 g kg–1 y 2 de lípidos: 80 y 100 g kg–1.
Como tratamiento control (C) se usó una dieta comercial para peces marinos de ornato
(SPECTRUM®, New Life International Inc.) (Tabla 6).
MATERIALES Y MÉTODOS
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Tabla 6. Formulación y contenido proximal de las dietas evaluadas en E1.
* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón: 46.5 % de proteína, 9.8 % de lípidos, 4.4 % de
carbohidratos. Spirulina platensis (SPIRULINA SPRING®, Naturales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos.
Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, Mexico). Premezcla de
vitaminas y minerales: KIRKLAND, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmento: Pigmento de origen vegetal (HI RED, Indutrial Orgánica, NL, Méx.
**Ingredientes de la dieta control (SPECTRUM®, New Life International Inc.): Harina de krill ártico, harina de pescado, harina de trigo, alga Ulva, alga
Chlorella, Spirulina, Betacaroteno, alga Kelp, ajo, alfalfa, almeja, aceite de pescado, alga wakame, algas espinosas, vitaminas y minerales.
Tratamiento 370/80 410/80 440/80 460/80 370/100 410/100 440/100 460/100 Control
Harina de pescado 291 359 241 138 235 252 367 460
Harina de camarón 249 262 316 356 314 360 361 356
Spirulina 68 76 182 315 47 76 58 57
Harina de trigo 174 97 190 118 291 211 108 39
Aceite de cártamo 8 0 0 0 28 21 11 2
Almidón 140 136 1 3 15 11 26 16
Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15 15
Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15 15
Carboximetil C 20 20 20 20 20 20 20 20
Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5 5
Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5 5
DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5 5
Pigmento 5 5 5 5 5 5 5 5
Composición química y proximal
Proteína (g kg-1) 373 418 445 467 356 406 449 467 337
Lípidos (g kg-1) 87 87 88 79 102 96 98 113 150
Cenizas (g kg-1) 228 239 121 253 235 259 273 303 83
Energía (Kcal 100g-1) 491.3 512.1 507.4 509.6 501.7 497.2 498.2 502.6 587.2
MATERIALES Y MÉTODOS
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Las dietas se formularon mediante ecuaciones simultaneas en una hoja de cálculo Excel
Microsof® con base en los requerimientos de proteína y lípidos recomendados para
algunas especies de peces marinos (Abdo-de la Parra et al., 2010; Bowyer et al., 2013).
Para la elaboración de los pellets de cada dieta, se empleó la metodología descrita por
Hernández-Vergara et al. (2003) y Cervantes-Santiago et al. (2010) y se obtuvieron
partículas acorde al tamaño de la boca de los peces (≤ 800 µm) (Tabla 6) (Anexo 1).
7.1.1.2 Sistema experimental
Los peces se mantuvieron en un sistema de encierros individuales elaborados con PVC y
acrílico (15 cm de largo, 15 cm de ancho y 20 cm de profundidad), que se instalaron
dentro de dos tinas rectangulares de fibra de vidrio con área de 2 m2 y 0.30 m de
profundidad (45 encierros por tina). Cada unidad de cultivo tuvo suministro de agua
independiente de acuerdo a lo recomendado por Harrison (1990), con un flujo de 1 L seg-
1, conectados a un sistema de recirculación con filtración mecánica y biológica (roca
volcánica y fibras sintéticas), además de un filtro rápido de arena (CRISTAL-FLO™,
Starite Industries Inc. USA de 100 lbs), un filtro UV de 30 watts (UVC-30, Boyu Group,
China) y un intercambiador de calor (DS-7, Delta Star, USA), para mantener constante la
temperatura del agua (Figura 9).
Figura 9. Sistema experimental para el mantenimiento de peces payaso A. ocellaris. a)
Desproteinizador, b) reservorio de agua marina, c) reservorio de agua dulce, d) filtro
biológico, e) filtro rápido de arena, f) intercambiador de calor y g) unidades
experminentales.
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7.1.1.3 Manejo y mantenimiento
Los peces payaso se alimentaron dos veces al día en intervalos de 5 horas (11:00 y 16:00
h) con una ración equivalente al 4 % de su biomasa individual (Johnston et al., 2003).
Cada 15 días se registró el peso (g) y longitud total (cm) de cada pez, y posteriormente se
ajustó la cantidad de alimento en base al incremento de biomasa. Previo a la biometría,
los peces se anestesiaron con una solución de aceite de clavo de 150 mg L-1 (con base a
pruebas en el laboratorio) en agua marina proveniente del mismo sistema de cultivo.
Todos los días se registró la temperatura (°C), oxígeno disuelto (mg L–1), salinidad (g L–
1) y pH, por medio de una sonda multiparamétrica (YSI 556-MPS-Mulri-Prove, YSI,
Yellow sprinsg, OH), y cada 15 días la concentración de amonio (NH3), nitrito (NO2) y
nitrato (NO3), fosfato (PO4) y dureza (KH) por medio de pruebas colorimétricas (Hagen,
NUTRAFI N®, Canadá).
7.1.2 Segundo experimento
Durante 100 días se cultivaron 80 peces payaso A. ocellaris con peso y longitud promedio
de 1.5 ± 0.2 g y 4.3 ± 0.2 cm, respectivamente, con la finalidad de determinar el efecto
de la variación del contenido de lípidos en la dietas, sobre su supervivencia y crecimiento.
Durante el estudio los peces permanecieron en pares, para observar su comportamiento
y posible formación de parejas.
7.1.2.1 Diseño y dietas experimentales
Para el estudio, se utilizó un diseño experimental de un factor con 10 réplicas y una pareja
de peces por réplica. Se formularon cuatro dietas isoproteicas con 430 g kg-1 de proteína
y 100, 110 y 120 g kg-1 de lípidos. El alimento comercial SPECTRUM® (New Life
International Inc.) se usó como control (C). Para la formulación y elaboración de las
dietas, se utilizó la misma metodología descrita para el E1, por lo que los ingredientes
utilizados durante las formulaciones fueron similares (Tabla 7).
MATERIALES Y MÉTODOS
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Tabla 7. Formulación y composición proximal de las dietas evaluadas en E2.
Ingredientes (g kg-1)/Tratamiento 430/100 430/110 430/120 Control
Harina de pescado 199 286 269
Harina de camarón 204 262 376
Espirulina 181 58 3
Harina de trigo 325 292 244
Aceite de cártamo 3 25 37
Almidón 18 7 2
Premezcla mineral 15 15 15
Premezcla vitaminas 15 15 15
Carboximetil celulosa 20 20 20
Extracto de ajo 5 5 5
Lecitina de soya 5 5 5
DHA (Krill) 5 5 5
Pigmento 5 5 5
Composición química y proximal
Proteína (g kg-1) 429 434 443 337
Lípidos (g kg-1) 102 113 120 150
Cenizas (g kg-1) 121 161 175 83
Energía (Kcal/100 g) 515.2 496.7 503.4 587.2
* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón:
46.5 % de proteína, 9.8 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Spirulina platensis (SPIRULINA
SPRING®, Naurales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de
carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos.
Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, Mexico). Premezcla de vitaminas y minerales:
KIRKLAND, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmento: Pigmento de origen vegetal (HI RED,
Indutrial Orgánica, NL, Méx.
**Ingredientes de la dieta control (SPECTRUM®, New Life International Inc.): Harina de krill
ártico, harina de pescado, harina de trigo, alga Ulva, alga Chlorella, Spirulina, Betacaroteno, alga
Kelp, ajo, alfalfa, almeja, aceite de pescado, alga wakame, algas espinosas, vitaminas y minerales.
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Previo a la formulación y elaboración de las dietas, se eliminó una parte de la fracción
lipídica en la harina de pescado, mediante su remojo en hexano (Hernández-Vergara,
2001). Lo anterior debido al alto contenido de lípidos en la harina que impedía obtener
los niveles de lípidos propuestos para la investigación. Previo al uso de la harina se
verificó que no se tuvieran restos del solvente, mediante el olor de la misma.
7.1.2.2 Sistema experimental
Para el estudio se utilizó el mismo sistema de recirculación que se usó durante el E1,
únicamente se incrementaron las dimensiones de los encierros para colocar dos peces en
una sección de 30 × 15 × 20 cm (largo, ancho y profundidad, respectivamente).
En cada encierro se colocaron dos secciones de tubo de PCV de 2ʺ de diámetro y 10 cm
de longitud como sustrato de protección para los peces.
7.1.2.3 Manejo y mantenimiento
Los peces payaso se alimentaron dos veces al día en intervalos de cinco horas (11:00 y
16:00 h) con una ración equivalente al 4 % de su biomasa individual (Johnston et al.,
2003). El registro de los datos morfométricos se realizó cada 20 días. Durante la biometría
se registró el peso (g) y longitud total (cm) de cada pez y posteriormente se ajustó la
cantidad de alimento en base al incremento de la biomasa. Previo a la biometría, los peces
de cada pareja fueron anestesiados con una solución de aceite de clavo y agua marina
(150 mg L–1) proveniente del sistema de cultivo. Para la recuperación de la anestesia, los
peces se colocaron en un contenedor con agua marina y aireación constante hasta que
comenzaban a nadar nuevamente.
Diariamente se registró la temperatura (°C), oxígeno disuelto (mg L–1), salinidad (g L–1)
y pH con una sonda multiparamétrica, y cada 15 días se determinó la concentración de
amonio (NH3), nitrito (NO2) y nitrato (NO3), fosfatos (PO4) y dureza (KH) mediante
pruebas colorimétricas (Hagen, NUTRAFIN®, Canadá).
MATERIALES Y MÉTODOS
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7.1.3 Análisis químico y proximal de las dietas experimentales de E1 y E2
El contenido de proteína, energía (Kcal 100g-1), en las dietas se determinó con un
analizador elemental Flash 2000 (THERMO SCIENTIFIC®, USA), a una temperatura de
combustión de 950 ºC, y se usó metionina como estándar. Para determinar el contenido
de proteína se utilizó un factor de conversión de 5.8, de acuerdo con Gnaiger y Bitterlich
(1984) para muestras de origen marino. El contenido de lípidos se determinó por
triplicado mediante el método Soxhlet y cenizas mediante calcinación a 650 °C por 5
horas en una mufla (ARSA, AR-340, México), ambos en base a las técnicas de la A.O.A.C
(2000).
7.1.4 Variables de respuesta
El efecto de las dietas experimentales sobre los juveniles de pez payaso se determinó en
relación a la supervivencia, peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi) × (100)), peso ganado individual
(PGI= (∑PGI/T) ×(1000)), tasa de crecimiento específico (TCE= (InPf-InPi/T) × (100)),
alimento consumido individual (ACI= (ΣAI/días de cultivo)×(1000)), tasa de conversión
alimenticia (TCA= (Ac)/(Bf-Bi)) y la razón de eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)).
Donde Pi= Peso inicial (g), Pf= Peso final (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo
en días, In= Logaritmo natural, Ac= Alimento consumido, Bf= Biomasa final, Bi=
Biomasa inicial, ΔP = Incremento de peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = %
de proteína en la dieta.
7.1.5 Análisis de resultados
Previo al análisis de datos, se realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de
varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens, respectivamente (Sokal y
Rholf, 1995; Zar, 2010). Posteriormente, los datos se evaluaron mediante un análisis de
varianza (ANOVA) bifactorial con un nivel de significancia del 95 %, y una prueba de
medias de Tukey. Todos los análisis se realizaron en el programa Statistica V. 10.0 (Dell,
Round Rock, TX).
MATERIALES Y MÉTODOS
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7.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni
7.2.1 Producción de postlarvas
Las postlarvas para el estudio se obtuvieron mediante la reproducción controlada de un
lote de 10 parejas de camarones pimienta L. wurdemanni, mantenidas en el laboratorio
de cultivo de crustáceos nativos del ITBoca. Las parejas se colocaron en 10 tanques
cuadrados de 8 L de capacidad, instalados dentro de una tina rectangular de 2 m2 y 20 cm
de columna de agua. La tina se conectó a un sistema de recirculación de agua marina
(salinidad = 34 ± 1.0 g L-1 y temperatura = 28 ± 1.8 °C) que contó con filtración mecánica
y biológica por medio de bioesferas, fibras sintéticas y roca volcánica. Un mes previo a
la reproducción, las parejas se alimentaron con una dieta fresca (calamar y mejillón) a
sasiedad aparente con el propósito de promover la maduración gonádica. Durante la
reproducción se mantuvo un registro diario del avance del desarrollo gonádico (Gregati
et al., 2010) y/o de la masas ovígera. Las hembras que tenían masa ovígera con el
desarrollo embrionario similar fueron seleccionadas para obtener el mayor número de
larvas de una misma edad para el estudio.
Se colectaron 650 larvas provenientes de tres hembras en la que la eclosión del huevo
ocurrió en un mismo día, las cuales se distribuyeron en cinco incubadoras con un diseño
similar al descrito por Calado et al. (2008). Las incubadoras se conectaron a un sistema
de recirculación que mantuvo las mismas condiciones de calidad del agua del sistema de
reproducción, donde permanecieron hasta la obtención de postlarvas (Díaz et al., 2017).
Después de 45 días de cultivo se obtuvieron 150 postlarvas con un peso inicial de 0.09 ±
0.03 g y longitud total de 1.68 ± 0.2 cm, las cuales se utilizaron para el estudio
nutrimental. El limitado número de PLs fue debido al número de larvas que completaron
su metamorfosis en un tiempo similar (< 48 h de diferencia), debido a que la especie
presenta un desarrollo larval asincrónico, en el que la metamorfosis puede tardar de 38 a
67 días (Zhang et al. 1998).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
37
7.2.2 Diseño y dietas experimentales
Durante el estudio se utilizó un diseño experimental con nueve tratamientos que
consistieron de tres concentraciones de proteína (340, 370 y 400 g kg–1) y tres de lípido
(70, 80 y 90 g kg–1), además, se utilizó una dieta comercial para camarón (35/7-Silver
Cup, Grupo El Pedregal, Toluca, México) como control. Cada tratamiento tuvo tres
replicas y en cada replica se colocaron cinco postlarvas.
Las dietas se formularon mediante una hoja de cálculo en Excel, variando el contenido
de proteína y lípidos (Tabla 8).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
38
Tabla 8. Formulación y contenido proximal de las dietas experimentales.
Dieta
Ingredientes (g Kg-1) 340/70 340/80 340/90 370/70 370/80 370/90 400/70 400/80 400/90 Control (C)
Harina de pescado 95 134 103 167 207 148 216 166 172
Harina de camarón 151 241 331 172 241 344 271 194 379
Spirulina 142 52 26 148 59 39 94 194 61
Harina de trigo 479 407 359 301 301 328 277 308 277
Aceite de pescado 4 5 7 1 4 5 1 0 1
Aceite de canola 9 27 41 8 27 38 22 4 34
Almidón 54 70 70 133 96 32 50 65 7
Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15 15 15
Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15 15 15
Carboximetil celulosa 20 20 20 20 20 20 20 20 20
Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5 5 5
Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5 5 5
DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5 5 5
Pigmento 5 5 5 5 5 5 5 5 5
Composición química y
proximal
Proteína (g kg–1) 341 345 347 371 374 376 407 408 408 383
Lípidos (g kg–1) 68 81 94 68 85 92 71 87 96 171
Cenizas (g kg–1) 95 121 122 123 127 130 149 129 150 127
Energía (Kcal 100 g–1) 577.1 576.2 572.2 565.8 576.6 582.5 564.8 573.7 569.9 595.6
* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón: Niveles usados en la formulación: 73 % de proteína,
9.8 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Nivel real: 70 % de proteína y 9 % de lípidos. Spirulina platensis (Spirulina Spring®, Naurales Roel, Edo Méx.,
Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Premezcla
de vitaminas y minerales: Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
39
Previo a la preparación de las dietas, los ingredientes se secaron, molieron y tamizaron a
300 µm. Los ingredientes secos se mezclaron por 15 min en una batidora KitchenAid®
Pro 600 (E.U.A) y posteriormente se agregaron las vitaminas, minerales, aditivos y
líquidos. Una vez que se obtuvo una mezcla homogénea, se elaboraron los pellets con un
molino para carne. Los pellets se secaron en un horno con circulación de aire forzado a
60 °C por 24 h, posteriormente se molieron para obtener un tamaño de partícula de 2 a 3
mm, y finalmente se empacaron y mantuvieron en refrigeración (-18 °C) durante su uso.
El contenido de proteína y energía en las dietas se determinó con un analizador elemental
Flash 2000 (Thermo Scientific®, USA) a una temperatura de combustión de 950 ºC,
usando metionina como estándar y un factor de conversión de 6.25 para proteína. Previo
al análisis químico, las muestras se mantuvieron a peso constante por 24 h a 60 ºC, y
posteriormente, se pesaron entre 3 y 6 mg en una microbalanza (Mettler Toledo, XP6)
con una precisión de 0.01 mg. El contenido de lípidos se determinó mediante el método
Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la A.O.A.C (2000). El contenido de
cenizas se determinó mediante calcinación de 1 g de muestra a 650 °C por 5 horas en una
mufla (Arsa, AR-340, México).
7.2.3 Sistema experimental
Para el estudio se utilizaron 21 unidades experimentales de PVC (20×20×15 cm de largo,
ancho y alto, respectivamente) en las que se colocaron las postlarvas de cada réplica. Las
unidades experimentales se colocaron dentro de una tina de fibra de vidrio rectangular (1
× 2 m) con una columna de agua de 15 cm y un suministro de agua (1 L min-1)
independiente mediante manguera para acuario. El sistema se mantuvo con agua marina
en recirculación continua, y filtración mecánica-biológica mediante fibras sintéticas,
arena silica y bioesfera; además de un desproteinizador tipo skimmer (Figura 10).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
40
Figura 10. Sistema experimental para el mantenimiento del camarón pimienta L.
wurdemanni. a) unidades experimentales, b) filtro mecanico y c) filtro biológico.
7.2.4 Manejo y mantenimiento
El estudio tuvo una duración de 90 días. Durante ese tiempo, los camarones fueron
alimentados dos veces al día (9:00 y 18:00 h) con el equivalente al 5 % de su biomasa
total. La ración alimenticia se ajustó cada 15 días, después de las biometrías. Durante las
biometrías se determinó el peso individual con una balanza digital (OHAUS Scout Pro,
China) y la longitud total (desde el telson a la punta del rostrum) con una regla graduada
(mm).
Todos los días se registró la temperatura (°C) y oxígeno disuelto (mg L-1) con un oximetro
(DO210, Extech Instruments, FLIR©, Wilsonville, OR. USA). El amonio, nitrito, nitrato,
fosfato, dureza, pH y calcio se monitorearon cada dos semanas mediante pruebas
colorimétricas (API, Mars Fishcare North America, Inc. y Hagen, Nutrafin®, Canadá).
7.2.5 Variables de respuesta
Al final del estudio, se evaluó el efecto de las dietas en los camarones con base a la
supervivencia (%), peso ganado (PG), peso ganado individual (PGI), alimento consumido
individual (ACI), tasa de crecimiento específico (TCE), tasa de conversión alimenticia
(TCA) y la razón de eficiencia proteica (REP) de acuerdo a los siguientes modelos
matemáticos:
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
41
PG (%)= (Pf-Pi/Pi)×(100)
PGI (g día-1)= (∑PGI /(T)
ACI (mg día-1)= ΣAI/días de cultivo
TEC (% día-1)= (InPf-InPi/T)×(100)
TCA= (Ac)/(Bf-Bi)
REP= ΔP/(∑AI×F)
Donde, Pi= Peso inicial (g), Pf= Peso final (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días,
In= Logaritmo natural, Ac= Alimento consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP =
Incremento de peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/ 100.
Diariamente se registró el número de mudas y hembras ovadas por tratamiento con la
finalidad de identificar el efecto de las dietas sobre estas variables. Para su análisis, los
datos del número de mudas se agruparon por periodos de 15 días, mientras que los datos
del número de hembras ovadas se agruparon en periodos de 10 días.
Al final del estudio se colectó la masa ovígera de tres hembras (por tratamiento) para
analizar y registrar el color, el contenido de proteína y carbono; además de determinar la
viabilidad de los huevos entre tratamientos. Para lo anterior, las hembras fueron
anestesiadas con una solución de aceite de clavo (180 mg L‒1) diluido en 1 L de agua
proveniente del sistema de cultivo. Previo a la colecta de los huevos, se fotografió
individualmente la región abdominal de las hembras (Cámara D3100, Nikon, Imaging
Japan Inc, Tokyo. Lente 18-55 mm, f/5.6, 1/200 s, ISO-400) para registrar el color de la
masa ovígera con base en la escala de color Pantone®.
La masa ovígera que se usó para el análisis proximal se colecto entre 8 y 12 h después del
desove. Previo a su análisis, se eliminó el exceso de agua con papel absorbente y
posteriormente se pesaron entre 3 y 6 mg de muestra (microbalanza (Mettler Toledo, XP6
con precisión de 0.001 mg) para su evaluación en un analizador elemental Flash2000
(Thermo Scientific®, USA). Además de lo anterior, se dio seguimiento al desarrollo de la
masa ovígera de otras tres hembras por tratamiento, mediante observaciones in situ con
la finalidad de determinar la viabilidad de acuerdo al porcentaje de desoves que
eclosionaron.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
42
7.2.6 Análisis estadístico
Previo al análisis de datos, se realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de
varianzas mediante pruebas de Saphiro-Wilk y Levens (Zar, 2010; Sokal y Rholf, 1995).
Posteriormente los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA) con un nivel
de significancia del 95 %, y se realizó una prueba a posteriori (Medias de Tukey) para
identificar las diferencias. Los análisis se realizaron con el software Statistica V-10.0
(Dell, Round Rock, TX).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
43
7.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris
Se realizaron dos experimentos simultáneos con la finalidad de evaluar variables que
puedan afectar la pigmentación corporal del pez payaso A. ocellaris. En el experimento 1
(E1) se evaluó el efecto del tipo de pigmento y su nivel de inclusión en la dieta, y en el
segundo (E2) la respuesta a una variación en el color de luz y del fondo en los tanques de
cultivo. En ambos experimentos se utilizaron juveniles de peces payaso (de un mismo
lote y edad) con peso y longitud de 0.26±0.07 g y 2.4±0.2 cm, respectivamente;
provenientes del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, ubicado en
Mazatlán, Sinaloa, México. El limitado número de peces usado para ambos experimentos
fue debido a que se estableció que se requería de peces de una misma edad para disminuir
variables de error, sin embargo no existen muchas empresas que puedan proveer de un
número signicativo de organismos de una misma edad y que asegure sean de procedencia
acuícola
7.3.1 Experimento 1
7.3.1.1 Diseño y dietas experimentales
Se usó un diseño experimental de seis tratamientos, con tres réplicas y cinco peces por
réplica (15/tratamiento). Los tratamientos se diferenciaron por la inclusión de astaxantina
(A) o luteína (L) en la dieta, en concentraciones de 0.5, 1.0 o 1.5 %; por lo que se
denominaron como: A(0.5), A(1.0), A(1.5), L(0.5), L(1.0), L(1.5), además se agregó un
grupo control (sin adición de pigmentos) al que se le denominó “C”.
Como base para la inclusión de los carotenoides, se usaron dietas isoprotéicas (41 %) e
isolipídicas (10 %) (Tabla 9).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
44
Tabla 9. Ingredientes y composición proximal de las dietas experimentales.
Tratamientos
Ingredientes (g kg1) A(0.5) A(1.0) A(1.5) L(0.5) L(1.0) L(1.5) TC
Harina de pescado 293 293 293 293 293 293 293
Harina de camarón 117 117 117 117 117 117 117
Espirulina 192 192 192 192 192 192 192
Harina de trigo 205 205 205 205 205 205 205
Aceite de pescado 10 10 10 10 10 10 10
Aceite de cártamo 36 36 36 36 36 36 36
Almidón 57 52 47 57 52 47 62
Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15
Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15
Carboximetil celulosa 40 40 40 40 40 40 40
Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5
Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5
DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5
Pigmento 5 10 15 5 10 15 0
Composición química y
proximal (%)
Proteína 41.2 41 40.9 41 41.2 40.9 41
Lípidos 9.9 9.9 10 9.9 10.1 10 9.9
Cenizas 12.2 12 12 12.1 11.9 12 12.1
Humedad 3.9 4 4.5 4.4 3.8 4.4 3.9
Energía (kcal 100g1) 533 534 526 536 532 531 537
* Harina de pescado: 65 % de proteína, 10 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón:
70 % de proteína, 9 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Espirulina: Spirulina platensis
(SPIRULINA SPRING®, Naturales Roel, Edo Méx., Mx), 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16
% de carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos.
Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, México). Premezcla de vitaminas y minerales:
Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmentos: Luteína (Luteina-Zanahoria, Anahuac,
Ciudad de México, México) o Astaxantina (Natural, Genchem biotechnology Co., LTD. Taiwan.
China), según el tratamiento.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
45
Los ingredientes de la dieta se molieron y tamizaron a 200 micras, posteriormente se
mezclaron por 20 min hasta obtener una mezcla homogénea, que se pasó por un molino
de carne para obtener pellets de aproximadamente 5 mm. Después se procedió al secado
en un horno de circulación forzada a 60 °C por 24 h. Previo a su uso, las dietas fueron
molidas y tamizadas para obtener particulas de entre 400 y 800 micras, que se embolsaron
y mantuvieron en refrigeración (-4°C) durante su uso. Previo al inicio del estudio, se
determinó el contenido de proteína y energía (kcal kg-1) de las dietas experimentales con
un analizador elemental FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA). Para determinar el
contenido de proteína se utilizó un factor de conversión de 6.25. El contenido de lípidos,
se determinó mediante el método Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la
A.O.A.C (2000) (Tabla 9).
7.3.1.2 Sistema experimental y calidad del agua
Se utilizaron 21 unidades experimentales cuadradas de PCV (30 × 20 × 25 cm de largo,
ancho y alto, respectivamente) con suministro de agua individual. Las unidades se
colocaron dentro de una tina de fibra de vidrio de 1 × 2 m y una columna de agua de 20
cm, conenctada a un sistema de recirculación con filtración mecánicabiológica (fibras
sintéticas, arena silica y bioesferas) y un desproteinizador tipo skimmer. El sistema de
recirculación permitió mantener la calidad del agua constante y dentro de los rangos
óptimos para la especie (Yasir y Qin 2010; Seyedi et al. 2013). La temperatura se mantuvo
en 26±1.5°C, el oxígeno disuelto en 5±0.3 mg/L y la salinidad en 35±1.5. El amonio en
0.02±0.01, nitrito= 0.08±0.05, nitrato= 7±3, fosfatos= 5±2, calcio, dureza= 220±15 y pH
= 8±0.4.
7.3.1.3 Manejo experimental
El experimento tuvo una duración de 80 días, periodo en que los peces fueron alimentados
dos veces al día (10:00 y 17:00 h) con raciones equivalentes al 5 % de su biomasa total.
Las raciones de alimento se ajustaron cada 20 días de acuerdo al incremento de biomasa
registrada durante las biometrías, en las que se determinó individualmente el peso y
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
46
longitud total de los peces con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla
graduada en milímetros.
7.3.2 Experimento 2
7.3.2.1 Diseño y sistema experimental
Se utilizó un diseño experimental de cuatro tratamientos, en el que se evaluaron dos
colores de fondo en las peceras: negro (N) y blanco (B), y dos espectros de luz: rojo (R)
y blanco (Bl), además de un tratamiento control: fondo negro y con luz natural (SL). Cada
tratamiento (NR, NBl, BR, BBl y SL) tuvo tres réplicas y cinco peces/réplica.
Para el estudio se usaron 15 peceras de 36 L de capacidad (40 × 30 × 30 cm de largo,
ancho y alto, respectivamente). Las paredes y el fondo de seis peceras se pintaron de
negro, otras seis se pintaron de blanco y en tres únicamente el fondo y la pared posterior
se pintaron de negro (SL). A 30 cm de distancia de la parte superior de tres de las peceras
negras y blancas se colocaron focos fluorescentes (uno por pecera) de luz blanca neutra
(13 W, 330 lux), y sobre las otras tres peceras de cada color, se colocó un foco rojo (13
W, 33 lux). Las peceras del grupo control no tuvieron iluminación extra, únicamente la
iluminación natural del laboratorio (15 lux). Las peceras se distribuyeron al azar en un
estante de madera de dos niveles y se mantuvieron conectadas a un sistema con
recirculación y filtración mecánica-biológica por medio de fibras sintéticas, roca
volcánica y bioesferas (Figura 11).
Figura 11. Sistema experimental usado durante el E2. Peceras del tratamiento con fondo
negro (a), blanco (b) y control (c). Focos blancos (d) y rojos (e). Posición del filtro (f).
MATERIALES Y MÉTODOS
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47
7.3.2.2 Manejo y mantenimiento
El experimento tuvo una duración de 90 días. Durante el estudio, los peces fueron
alimentados dos veces al día (10:00 y 17:00 h) a saciedad aparente con la dieta A(1) del
experimento 1. Antes de la primera alimentación se retiró el alimento no consumido del
día anterior y las heces mediante sifoneo. La calidad del agua se mantuvo constante
durante todo el experimento: El amonio se mantuvo en 0.04±0.02 mg L–1, nitrito=
0.13±0.3 mg L–1, nitrato= 11±7 mg L–1, fosfatos= 4±1.9 mg L–1, dureza= 200±38 mg L–
1, calcio= >400 mg L–1, pH= 8±0.2, salinidad= 33±2 mg L–1, temperatura= 28±0.6 °C y
oxígeno= 5±0.2 mg L–1.
Al inicio y final del estudio, se determinó el peso y longitud total individual de los peces
con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en milímetros.
7.3.3 Variables de respuesta
Al finalizar el E1, se determinó la supervivencia, peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi)×100), peso
ganado individual (PGI= (∑PGI semanal)/T), tasa de crecimiento específico (TCE=
((InPf-InPi)/T)×100), tasa de conversión alimenticia (TCA= Ac/(Bf-Bi)) y la razón de
eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)). Donde Pf= Peso final (g), Pi= Peso inicial (g),
ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días, In= Logaritmo natural, Ac= Alimento
consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP = Incremento de peso (g), ΣAI
= Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/100.
Además de lo anterior, se determinó el contenido de carotenoides totales en la piel y
músculo de los peces mediante espectrofotometría, siguiendo la metodología propuesta
por Yanar et al. (2012). Para lo cual, se disectaron tres peces por tratamiento para obtener
por separado el músculo (en forma de filete) y la piel. Posteriormente, cada tejido se
colocó en tubos de vidrio de 12 ml de capacidad, en donde se agregaron 10 ml de acetona
anhidra. Los tubos se cubrieron con papel aluminio y se llevaron a refrigeración (4 °C)
por 72 h, previos a su análisis. Después del periodo de refrigeración, las muestras se
centrifugaron (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a 4000 rpm por 7 min a 4 °C. El
sobrenadante se colocó en viales de 10 ml para su posterior lectura en un
espectrofotómetro UV visible (Genesys 10S, Thermo Scientific) a una absorbancia de
450 nm.
MATERIALES Y MÉTODOS
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En el E2 se determinó la supervivencia y PG después del periodo de cultivo. Los peces
de ambos experimentos se fotografiaron con una cámara D3100 (Nikon, Imaging Japan
Inc, Tokyo) y un lente 18-55 mm, bajo las mismas condiciones (f/5.6, 1/200 s, ISO-400)
en modo manual. Posteriormente, se analizó la composición de colores RGB (Red, Green
y Blue, por sus siglas en inglés) y el espacio de color L*a*b* de las imágenes digitales
con el software ImageJ (National Institute of Health, Bethesda, MD, USA) y Adobe
Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA, USA) (Tlusty, 2005; Calvo
et al., 2016). Para la comparación de la composición de color se utilizó la aleta caudal
como referencia, debido a que en esa zona de observo una pigmentación más homogénea
y uniforme entre los peces de cada tratamiento. Con lo anterior, se obtuvieron los
promedio de RGB y L*a*b* de cada pez por tratamiento, los cuales, a su vez, se utilizaron
para realizar una comparación con la escala colorimétrica Pantone® (Figura 12).
Figura 12. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los peces por
medio de imágenes digitales. “a” representa el área que se utilizó para el análisis de la
composición de color RGB y L*a*b*.
7.3.4 Análisis estadístico
A los datos obtenidos de supervivencia, crecimiento, contenido de carotenoides totales,
valores de RGB y L*a*b* se les realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de
varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens (Zar, 2010 y Sokal y Rholf,
1995), respectivamente. Los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA) con
un nivel de significancia del 95 %, para determinar si existían diferencias entre
tratamientos. A los datos de las variables que tuvieron diferencias significativas se les
aplicó una prueba a posteriori de Medias de Tukey. Todos los análisis se realizaron a un
nivel de significancia de 95 % con el software STATISTICA V. 10.0 (Dell, Round Rock,
TX).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
49
7.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni
7.4.1 Postlarvas de camarón pimienta
Para el estudio se usaron 105 postlarvas (PL) de camarón pimienta L. wurdemanni de una
misma edad (metamorfosis completa de entre 45 y 47 días), provenientes de los desoves
de tres hembras (3 a 4 cm de longitud total) del lote de reproductores mantenido en las
unidades de producción del Itboca. El cultivo larvario se realizó en incubadoras con fondo
esférico (Calado et al., 2008) instaladas en un sistemas de recirculación con agua marina
a una salinidad de 34 ± 2 g L-1 y temperatura de 27±1.5 °C, de acuerdo al protocolo
establecido por Díaz et al. (2017).
7.4.2 Diseño y dietas experimentales
Se usó un diseño experimental de seis tratamientos con tres réplicas y cinco postlarvas
(peso promedio inicial de 0.03±0.007 g y longitud de 1.15 ± 0.12 cm) por réplica. El
número de PLs por réplica se estableció debido al reducido número de postlarvas que se
obtuvieron en un periodo de dos días (edad similar).
Se evaluaron seis dietas isoprotéicas (34 %) e isolipídicas (8 %), en las que se
incorporaron tres niveles de astaxantina (A) o β-caroteno (B) en proporciones de 0.5, 1.0
o 1.5 %. Los tratamientos fueron: A(0.5), A(1.0), A(1.5), B(0.5), B(1.0), B(1.5) y un
tratamiento control sin pigmentos (TC) (Tabla 10).
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
50
Tabla 10. Formulación y contenido proximal (promedio ± DS) de la dieta base.
Ingredientes g kg-1
Harina de pescado 244
Harina de camarón 93
Spirulina 105
Harina de trigo 407
Aceite de pescado 2
Aceite de cártamo 23
Almidón 35
Premezcla de mineral 15
Premezcla de vitaminas 15
Carboximetil C 40
Extracto de ajo 5
Lecitina de soya 5
DHA (Krill) 5
**Pigmento 0, 5, 10 y 15
Composición química y proximal de dieta base (%)
Proteína 33.6±0.3
Lípido 8.4±0.2
Ceniza 9.5±0.4
* Harina de pescado: 64 % de proteína, 10 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón:
73 % de proteína, 9 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Spirulina: Spirulina platensis (Spirulina
Spring®, Naurales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos.
Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Aceite de cártamo
(Oléico®, Coral Internacional, México). Premezcla de vitaminas y minerales: Vitaminas,
minerales y luteína, Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx.
**Pigmento: 0, 5, 10 y 15 g kg-1 de la fuente de astaxantina (A) o β‒caroteno (B). A = Astaxanthin
(Natural), Genchem biotechnology CO., LTD. Taiwan. China. B = Beta-carotene (15 MG).
General nutrition center. Pittsburgh, Pensilvania, EUA
La dieta base que se usó durante el estudio, fue resultado de la evaluacion previa del
requerimiento de proteína y lípidos para crecimiento y reproducción del camarón
pimienta L. wurdemanni.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
51
Las dietas se elaboraron de acuerdo a la metodología descrita por Hernández-Vergara et
al. (2003) y Cervantes-Santiago et al. (2010). Previo a su uso, las dietas fueron molidas
y tamizadas para obtener un tamaño de particular de entre 500 y 1000 micras. Se
determinó su contenido de proteína y energía (kcal kg-1) con un analizador elemental
FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA). Para determinar el contenido de proteína se
utilizó un factor de conversión de 5.8, en base a la recomendación de Gnaiger y Bitterlich
(1984) para muestras de origen marino. El contenido de lípidos, se determinó mediante
el método Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la A.O.A.C (2000) (Tabla 1).
7.4.3 Sistema experimental
El estudio se realizó en un sistema de recirculación con 21 unidades experimentales
cuadradas de PCV (20 × 20 × 15 cm de largo, ancho y alto, respectivamente) con
suministro de agua individual. Las unidades se colocaron dentro de una tina de fibra de
vidrio de 1 × 2 m y una columna de agua de 15 cm. El sistema contó con filtración
mecánicabiológica (fibras sintéticas, arena silica y bioesferas) y un desproteinizador tipo
skimmer (Figura 13).
Figura 13. Sistema experimental para el mantenimiento del camarón pimienta L.
wurdemanni. a) unidades experimentales, b) filtro mecanico y c) filtro biológico.
7.4.4 Manejo y mantenimiento
Durante los 105 días que duró el estudio, las PLs fueron alimentadas dos veces al día
(9:00 y 18:00 h) con raciones equivalentes al 5 % de su biomasa total. Antes de la primera
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52
alimentación, se sifoneó el fondo de las unidades experimentales para eliminar el
alimento no consumido y heces. La ración alimenticia se ajustó cada 15 días de acuerdo
al incremento de biomasa registrada durante las biometrías, en las que se determinó
individualmente el peso y longitud total (desde el telson a la punta del rostrum) de los
camarones con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en
milímetros.
Diariamente se registró la temperatura (°C) y oxígeno disuelto (mg/L) con una sonda para
laboratorio (DO210, Extech Instruments, FLIR©, Wilsonville, OR. USA). El amonio,
nitrito, nitrato, fosfato, calcio, dureza y pH se monitoreo cada dos semanas mediante
pruebas colorimétricas (API, Mars Fishcare North America, Inc. y HAGEN
NUTRAFIN®, Canadá).
7.4.5 Variables de respuesta
Al finalizar el experimento, el efecto de las dietas se evaluó en función a la supervivencia,
peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi)×100), peso ganado individual (PGI= (∑PGI semanal)/T),
tasa de crecimiento específico (TCE= ((InPf-InPi)/T)×100), alimento consumido
individual (ACI= (ΣAI/días de cultivo)), tasa de conversión alimenticia (TCA= Ac/(Bf-
Bi)) y la razón de eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)). Donde Pf= Peso final (g), Pi=
Peso inicial (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días, In= Logaritmo natural,
Ac= Alimento consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP = Incremento de
peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/100.
Todos los días se registró el número de mudas y hembras ovígeras por tratamiento
mediante revisión visual directa. Se sumaron las mudas registradas en periodos de 12 días
para su análisis estadístico, mientras que el número de mudas y hembras ovígeras se
agruparon en periodos de 7 días.
El efecto de las dietas sobre la calidad del huevo del camarón pimienta, se evaluó
mediante un análisis químico proximal, donde se consideró como parámetros de calidad
el contenido de proteína y energía almacenada en huevos fértiles con 12 h de vida en
promedio. Para lo anterior, durante la última semana de cultivo se extrajeron tres hembras
ovadas de cada tratamiento, y previo a la extracción de la masa ovígera, se anestesiaron
con una solución de aceite de clavo (180 mg L‒1) diluido en 1 L de agua proveniente del
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
53
sistema de cultivo. La masa ovígera se separó de los pleópodos con pinzas para disección,
y se colocó en una placa plástica con 30 pocillos de 2 ml de capacidad. La muestra fresca
se trasportó al Laboratorio de Investigación en Biotecnología Acuícola del ITBoca,
posteriormente se eliminó el exceso de agua con papel absorbente, y se pesó una muestra
de entre 2 y 6 mg con una microbalanza (Mettler Toledo, XP6) con precisión de 0.001
mg. El contenido de proteína, C, N, H y energía (kcal 100g‒1) se determinó en un
analizador elemental FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA).
El contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotorax de los camarones se
determinó mediante espectrofotometría de acuerdo a lo descrito por Yanar et al. (2012).
Para lo cual, al final del estudio, se disectaron tres camarones de cada tratamiento, para
obtener por separado el cefalotórax y el abdomen. Cada parte del cuerpo se colocó
individualmente en tubos de vidrio de 12 ml de capacidad, en los que se agregaron 10 ml
de acetona anhidra. Posteriormente la muestra se trituró con una varilla de vidrio hasta
obtener una muestra homogénea. Los tubos se cubrieron con papel aluminio y se llevaron
a refrigeración (4 °C) por 72 h previas a su análisis. Después del periodo de refrigeración,
las muestras se colocaron en una centrifuga (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a 4000
rpm por 7 min a 4 °C. El sobrenadante se colocó en viales de 10 ml para posteriormente
determinar el contenido de carotenoides totales en un espectrofotómetro UV visible
(GENESYS 10S, Thermo Scientific) a una absorbancia de 450 nm (Anexo 2).
7.4.6 Análisis estadístico
Previo al análisis de datos, se realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de
varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens, respectivamente (Sokal y
Rholf, 1995). Posteriormente, los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA)
de una via, seguido de una prueba a posteriori de Medias de Tukey. Se utilizó un análisis
de regresión lineal para definir la relación entre la concentración total de astaxantina en
el cuerpo del camarón pimienta y el contenido de carotenoides en las dietas evaluadas.
Todos los análisis se realizaron a un nivel de significancia de 95% con el software
STATISTICA V. 10.0 (Dell, Round Rock, TX).
MATERIALES Y MÉTODOS
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54
7.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni
7.5.1 Obtención de Postlarvas
Las postlarvas usadas en el estudio se obtuvieron a partir de la reproducción de 10 parejas
de camarones pimienta L. wurdemanni, mantenidas en el laboratorio de cultivo de
crustáceos nativos del ITBoca, en Boca del Río, Veracruz, México.
Cada pareja se mantuvo en un contenedor cuadrado de 8 L de capacidad, con agua marina
a 34 ± 1.0 ‰ y temperatura de 28 ± 1.8 °C. Los contenedores se colocaron dentro de una
tina rectangular de 2 m2 y 20 cm de profundidad, conectada a un sistema de recirculación
con filtración mecánica y biológica por medio de bioesferas, fibras sintéticas y roca
volcánica. Un mes previo a la reproducción y durante su permanencia en el sistema, las
parejas se alimentarona saciedad aparente, con una dieta fresca (calamar y mejillón).
Durante la reproducción se mantuvo un registro visual diario del desarrollo de las gónadas
(Gregati et al., 2010) y/o de la masas ovígera para identificar y seleccionar hembras con
desarrollos embrionario similar, con la finalidad de obtener el mayor número posible de
postlarvas de una misma edad para el estudio.
Al final del proceso de reproducción se obtuvieron 750 larvas provenientes de cuatro
desoves ocurridos el mismo día. Las larvas se distribuyeron en cinco incubadoras con un
diseño similar al descrito por Calado et al., (2008), donde permanecieron durante su
desarrollo. Las incubadoras se conectaron a un sistema de recirculación con filtración
mecánica y biológica para mantener las mismas condiciones de calidad del agua del
sistema de reproducción.
Durante el cultivo, las larvas fueron alimentadas tres veces al día con nauplios de Artemia
y flan de calamar (Díaz et al., 2017). A pesar de mantener larvas de una misma fecha de
eclosión, entre el día 45 y 46 se obtuvieron únicamente 105 postlarvas (con peso promedio
de 0.08±0.03 g y longitud total de 1.81 ± 0.2 cm), que fueron usadas durante el estudio.
MATERIALES Y MÉTODOS
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55
7.5.2 Diseño experimental
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar de un factor, con cuatro
tratamientos/tres réplicas y siete postlarvas de camarón por réplica (21 camarones por
tratamiento). Los tratamientos se formaron a partir de dos colores de fondo de las
unidades experimentales: blanco (B) y negro (N), y dos espectros de luz (mantenido sobre
las unidades experimentales): blanco (Bl) y rojo (R). Los tratamientos se definieron
como: BBl, BR, NBl, NR, además se agregó un grupo control (SL), con fondo negro y
luz natural.
7.5.3 Sistema experimental
Para el estudio se utilizaron como unidades experimentales 15 peceras de 36 L de
capacidad (40 × 30 × 30 cm de largo, ancho y alto, respectivamente) distribuidas al azar
en un estante con dos niveles, conectados a un sistema con recirculación y filtración
mecánica-biológica.
Los lados y fondo externo de seis peceras se pintaron de blanco, otras seis se pintaron de
negro, en tres únicamente el fondo y la pared posterior se pintaron de negros (SL). A 30
cm de la parte superior de las peceras se colocó la iluminación (1 foco/pecera): en tres
peceras de cada grupo se colocaron focos fluorescentes (13 W) de luz blanca neutra (330
lux) y en otras tres peceras, se colocaron focos de color rojo (13 W, 33 lux). Las peceras
del grupo control se mantuvieron con la iluminación natural del laboratorio (15 lux)
(Figura 14).
MATERIALES Y MÉTODOS
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Figura 14. Sistema experimental utilizado para el desarrollo del estudio. Peceras del
tratamiento con fondo negro (a), blanco (b) y control (c). Focos blancos (d) y rojos (e).
Posición del filtro (f).
7.5.4 Manejo y mantenimiento
Las postlarvas de camarón pimienta se mantuvieron durante 100 días en el sistema
experimental, tiempo en el que se alimentaron a saciedad aparente dos veces al día (9:00
y 18:00 h), con una dieta experimental (37 % de proteína y 8 % de lípidos). Previo a la
alimentación, los restos de alimento no consumido y heces se retiraron de las peceras
mediante sifoneo. Al inicio y final del estudio, se determinó individualmente el peso y
longitud total de los camarones (desde el telson a la punta del rostrum) por medio de una
balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en milímetros.
La calidad de agua se determinó mediante pruebas colorimétricas (Hagen, Nutrafin®,
Canadá) y una sonda para laboratorio DO210, Extech Instruments, Flir©, Wilsonville,
OR. USA). Durante el estudio se tuvo una temperatura promedio de 28±0.8 °C y una
concentración de oxígeno disuelto de 5±0.2 mg L–1. La concentración promedio de
amonio fue de 0.04±0.02 mg L–1, nitrito de 0.13±0.3 mg L–1, nitrato de 11±7 mg L–1,
fosfatos de 4±1.9 mg L–1, dureza de 200±38 mg L–1, calcio de >400 mg L–1, pH de 8±0.2
y salinidad de 33±2 mg L–1.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
57
7.5.5 Variables de respuesta
El efecto de los tratamientos se determinó en función de la supervivencia (S= (número
final de camarones/número inicial de camarones) × 100) y peso ganado (PG= (peso
finalpeso inicial/peso inicial) × 100) (Méndez-Martínez et al. 2016). Así mismo para
tener el registro de la variación del color corporal, durante la biometría final, se tomaron
fotografías digitales individuales con una cámara D3100 (Nikon, Imaging Japan Inc,
Tokyo) y un lente 18-55 mm, bajo las mismas condiciones de iluminación (f/5.6, 1/200
s, ISO-400). La composición de color RGB (Red, Green y Blue, por sus siglas en ingles)
de las imágenes digitales se analizó con el software ImageJ (National Institute of Health,
Bethesda, MD, USA) y Adobe Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated, San Jose,
CA, USA). Para lo anterior, se tomó como área de comparación la parte central del
abdomen (entre el segundo y tercer somito abdominal), debido a que en esa región se
observó una pigmentación constante en todos los camarones. Los datos permitieron
obtener un valor promedio de RGB de cada camarón por tratamiento (Figura 15).
Figura 15. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los camarones
pimienta mediante imágenes digitales.
La composición de color RGB de todos los tratamientos se comparó con el color inicial
de las postlarvas y el color de los reproductores, los cuales mantuvieron una pigmentación
similar a la de camarones silvestres. Los valores promedio de RGB de los camarones
experimentales se usaron para realizar comparaciones con la escala colorimétrica
MATERIALES Y MÉTODOS
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58
Pantone® mediante un convertidor web (https://codebeautify.org/rgb-to-pantone-
converter).
Además de lo anterior, con los datos obtenidos de la composición de color RGB (escala
de 0 a 255) (Ahmad y Reid, 1996; Nishad y Chezian 2013), se propuso la siguiente
ecuación para obtener un índice de color (IC) e interpretar cuantitativamente la intensidad
o brillo del color en el cuerpo del camarón pimienta y poder realizar una comparación
objetiva.
𝐼𝐶 = 𝑅 + 𝐺 + 𝐵
765
Donde, a los valores de R, G, B se les asignaron valores con límites de 0 a 255, los cuales
se obtuvieron con el software Adob Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated,
California, EUA), y 765 es una constante que resulta de la suma del máximo valor de
RGB.
El contenido de carotenoides totales se determinó mediante espectrofotometría de UV
visible a partir de muestras de tejido proveniente del cefalotórax y el abdomen de seis
camarones por tratamiento, por lo que previo al análisis los camarones se sacrificaron
mediante un shock térmico (frío). Posteriormente se disectaron para separar el abdomen
del cefalotórax; cada sección se colocó en un tubo de cristal de 12 ml con 10 ml de acetona
anhidra, y con una varilla de vidrio se trituró la muestra para homogenizarla. Los tubos
de cubrieron con papel aluminio y se refrigeraron a 4 °C por 72 h. Después del periodo
de refrigeración, las muestras se centrifugaron (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a
4000 rpm por 7 min a 4 °C. Las muestras se analizaron en un espectrofotómetro de UV
visible (Genesys 10S, Thermo Scientific) a 450 nm (Yanar et al., 2012).
Al finalizar el periodo de evaluación, nueve camarones de cada tratamiento se cambiaron
de tratamiento con la finalidad de determinar si el efecto del color del fondo e iluminación
de las unidades experimentales era reversible o permanente. Los cambios se hicieron de
la siguiente manera:
Camarones de BBl a NBl.
Camarones de BR a NR.
MATERIALES Y MÉTODOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
59
Camarones de NBl a BBl.
Camarones de NR a BR.
Después de 72 h del cambio de tratamiento, se tomaron fotografías a cada individuo (bajo
las mismas condiciones que las primeras fotografías) y se compararon con las imágenes
digitales iniciales.
4.5.6 Análisis estadístico
A los datos obtenidos de supervivencia, crecimiento, valores de RGB y contenido de
carotenoides totales en el cuerpo de los camarones, se les realizaron pruebas de
normalidad y homogeneidad de varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y
Levens (Zar, 2010 y Sokal y Rholf, 1995), respectivamente. Posteriormente, se realizó un
análisis de varianza (ANOVA) de una vía, seguido de una prueba a Medias de Tukey.
Todos los análisis se llevaron acabo con un nivel de significancia del 95 %. Se utilizó el
software Statistica V. 10.0 (Dell, Round Rock, TX).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
60
8. RESULTADOS
8.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris
8.1.1 Primera experimento (E1)
Los parámetros de calidad del agua se mantuvieron constantes durante todo el estudio:
temperatura promedio = 28 ± 0.9 °C, salinidad = 32 ± 0.5 g L–1, oxígeno disuelto = 4.9 ±
0.57 mg L–1, pH = 8.2 ± 0.17. La concentración de amonio, nitrito y nitrato en 0.1 ± 0.2
mg L–1, 1.07 ± 1.35 y 5 ± 3.8 mg L–1, respectivamente.
Durante el análisis proximal de las dietas experimentales y control, se observó que el
contenido de lípidos (150 g kg-1) en la dieta control fue superior al señalado en la etiqueta
(60 g kg-1), y por tanto el contenido de carbono (47.2) y energía (587 kcal 100g-1), era
significativamente superior (P > 0.01) al contenido promedio de las dietas experimentales
(Tabla 1).
Después de 105 días de cultivo, se registró una supervivencia del 100 % en todos los
tratamientos. Los peces mantuvieron un crecimiento constante, donde la dieta C
promovió la mayor TCE y el tratamiento 370/100 dio el menor resultado a partir del día
45 de cultivo, en contraste con los demás tratamientos, mientras que los peces del
tratamiento control incrementaron su tasa de crecimiento a partir del día 75 de cultivo,
seguidos por los peces del tratamiento 460/100 (Figura 16).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
61
Figura 16. Peso promedio (g) de los peces payaso A. ocellaris durante 105 días de
cultivo.
La ganancia en peso (PG) de los peces alimentados con la dieta control fue similar a la
que se obtuvo con las dietas 440/80, 460/80, 410/100, 440/100 y 460/100 y
significativamente superior a los resultados con los tratamientos 370/80, 410/80 y
370/100. (Tabla 11).
Pes
o p
rom
edio
(g)
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
62
Tabla 11. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E1.
Dieta PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TCE (% día-1) ACI (mg día-1) TCA REP
370/80 0.90±0.16 50.34±21.63b 2.81±1.18 ab 0.16±0.06ab 60.00±9.08 25.14±12.34ab 0.13±0.05b
410/80 0.80±0.19 45.27±20.44b 2.37±1.10 ab 0.15±0.06b 54.12±11.56 26.72±10.07ab 0.10±0.04b
440/80 0.80±0.19 63.24±34.63ab 2.73±0.83 ab 0.20±0.08ab 51.92±14.13 20.60±7.27ab 0.12±0.05b
460/80 0.79±0.16 69.40±26.33ab 3.00±1.09 ab 0.21±0.06ab 51.92±8.69 18.68±5.62ab 0.13±0.03b
370/100 0.84±0.18 38.05±26.92b 2.13±1.36 b 0.13±0.07b 58.75±12.33 35.61±17.13b 0.11±0.06b
410/100 0.89±0.18 62.50±25.58ab 3.13±1.12 ab 0.20±0.07ab 59.02±12.33 20.92±8.72ab 0.14±0.04ab
440/100 0.84±0.26 64.55±33.26ab 2.99±1.61 ab 0.20±0.09ab 54.16±15.70 25.65±21.15ab 0.13±0.06b
460/100 0.84±0.15 53.47±25.88ab 2.66±1.09 ab 0.17±0.07ab 55.33±9.94 25.04±14.56ab 0.11±0.04b
Control 0.92±0.23 94.12±45.43a 4.06±1.62 a 0.26±0.1a 54.03±12.52 15.84±8.77a 0.20±0.07a
*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre tratamientos.
** PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TCE= Tasa de crecimiento específico, ACI= Alimento consumido individual, TCA=
Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
63
La TCA de los peces alimentados con la dieta control fue similar a los valores de
optenidos en los peces de los demás dietas, con excepción del resultado en el tratamiento
370/100 que produjo el valor más alto. Por otra parte, las REP del grupo control y del
tratamiento 410/100 fueron significativamente superiores a la mayoría de los tratamientos
(Tabla 11).
8.1.2 Segundo experimento (E2)
Durante el segundo experimento la temperatura se mantuvo a 27 ± 0.5 °C, salinidad en
36 ± 1.3 g L–1, oxígeno disuelto en 5 ± 0.2 mg L–1 y pH en 8 ± 0.07. Los compuestos
nitrogenados como: amonio, nitrito y nitrato se mantuvieron en 0.03 ± 0.02, 0.01 ± 0.02
y 9 ± 7 mg L–1, respectivamente. Los fosfatos tuvieron un promedio de 4 ± 1 mg L–1,
dureza de 177 ± 17 mg L–1 y el calcio > 400 mg L–1.
Debido a los resultados del E1, donde parece existir un efecto en el desempeño de los
peces por el alto contenido de energía (587 Kcal 100g-1) y lípidos (150 g kg-1) en la dieta
control, más que por el contenido de proteína, durante el E2 se consideró mantener un
valor promedio de proteína de 430 g kg-1 e incrementar el contenido de lípidos en las
dietas. Además el contenido de carbono en las dietas experimentales se incrementó (42 y
44 %) a valores similares a los presentes en la dieta control (47 %) (Tabla 2).
La supervivencia de los peces del E2 fue del 100 %, a excepción de los peces del
tratamiento 430/110 (94 %), sin embargo esta mortalidad no se considera efecto de las
dietas, sino de una conducta agresiva entre las parejas.
Por otro lado, durante los primeros 60 días de cultivo, el incremento en peso fue constante
en todos peces sometidos a los diferentes tratamientos, después de ese periodo,
únicamente los peces del tratamiento control mantuvieron la misma tendencia y los demás
disminuyeron su velocidad de crecimiento (Figura 17).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
64
Figura 17. Peso promedio (g) de los peces payaso A. ocellaris durante 100 días de
cultivo. El valor en el día “0” corresponde a una muestra de 20 peces de la población
utilizada para el experimento.
Los peces del tratamiento control y del 430/100 tuvieron el mayor PG y TCE, en
comparación con los tratamientos 430/110 y 430/120, que mantuvieron valores similares.
La mejor TCA se observó con la dieta control y la 430/100, mientras que los peces
alimentados con la dieta control generaron la mejor REP con valores significativamente
superiores al resto de los tratamientos, los cuales mantuvieron valores similares (Tabla
12).
Pes
o p
rom
edio
(g)
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
65
Tabla 12. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E2.
Dieta S (%) PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TCE (% día-1) ACI (g día-1) TCA REP
430/100 100 1.90±0.37 30.59±10.61 ab 5.64±2.61 ab 0.14±0.04 ab 0.13±0.01 25.9±8.01 ab 0.09±0.03 b
430/110 94 1.84±0.26 21.77±9.13 b 4.11±1.74 b 0.11±0.04 b 0.13±0.02 37.56±17.48 a 0.07±0.03 b
430/120 100 1.90±0.22 25.49±14.36b 4.68±2.11 b 0.12±0.06 b 0.14±0.02 34.45±16.10 a 0.08±0.08 b
Control 100 2.28±0.42 43.59±12.50 a 7.90±1.65 a 0.19±0.05 a 0.15±0.02 18.64±5.09 b 0.18±0.04 a
*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre tratamientos.
** S= Supervivencia, PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TEC= Tasa de crecimiento específico, ACI= Alimento
consumido individual, TCA= Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
66
8.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni
Los parámetros de calidad del agua se mantuvieron constantes y dentro del rango
reportado para el mantenimiento y reproducción de la especie (Zhang et al., 2007; Calado
et al., 2009 Jhonson y Rhyne, 2015). La temperatura se mantuvo en 26 ± 0.8 °C, la
salinidad en 34 ± 0.5 g L–1, oxígeno disuelto en 5 ± 0.12 mg L–1 y pH en 7.9 ± 0.2. El
amonio se mantuvo en valores promedio de 0.04 ± 0.03 mg L–1, el nitrito en 0.09 ± 0.04
mg L–1, el nitrato en 14 ± 8 mg L–1, el fosfato en 3.5 ± 1.2 mg L–1, el calcio >400 mg L–1
y la dureza en 224 ± 18 mg L–1.
La mayor supervivencia se registró en los tratamientos 370/70 y 400/90, pero sin que se
presentaran diferencias significativas entre tratamientos. El crecimiento de los camarones
pimienta alimentados con las dietas experimentales fue similar y constante, además de
superior a los camarones del grupo control (Figura 18).
0 15 30 45 60 75 90
Días de cultivo
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
Incr
emen
to e
n p
eso (
g)
340/70
340/80
340/90
370/70
370/80
370/90
400/70
400/80
400/90
C
Figura 18. Peso promedio (g) de los camarones pimienta L. wurdemanni durante 90 días
de cultivo.
Pes
o p
rom
edio
(g)
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
67
El PG y TCA de los camarones alimentados con las dietas 370/90 y 400/80 fue
significativamente superior al observado en los camarones de la dieta control, aunque
similar al de los otros tratamientos. La mayoría de tratamientos, excepto 370/70, 400/70
y 400/90 tuvieron una REP estadísticamente superior al resultado del grupo control (Tabla
13).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
68
Tabla 13. Variables de respuesta evaluadas durante el cultivo del camarón pimienta L. wurdemanni.
T S
(%)
LF
(cm)
PF
(g)
PG
(%)
PGI
(mg día-1)
TCE
(% día-1)
ACI
(g día-1) TCA REP
340/70 87 2.9±0.1 a 0.39±0.05 a 149±25ab 3±0.5 a 0.53±0.06 a 0.13 a 44±8 b 0.07±0.02 a
340/80 93 2.8±0.1 a 0.37±0.02 a 141±17ab 3±0.3 a 0.51±0.04 a 0.13 a 46±7 b 0.06±0.01 a
340/90 80 2.6±0.3 ab 0.31±0.08 ab 156±43ab 3±0.9 a 0.54±0.10 a 0.11 ab 45±7 b 0.06±0.01 a
370/70 100 2.7±0.2 ab 0.31±0.04 ab 115±8ab 2±0.3 ab 0.44±0.02 ab 0.11 ab 50±6 ab 0.06±0.01 ab
370/80 87 2.7±0.1 ab 0.33±0.01 ab 146±42ab 3±0.3 a 0.51±0.10 a 0.11 ab 43±10 b 0.06±0.01 a
370/90 87 2.7±0.2 ab 0.33±0.07 ab 159±19a 3±0.5 a 0.55±0.04 a 0.11 ab 40±6 b 0.06±0.01 a
400/70 73 2.8±0.2 ab 0.34±0.04 a 139±22ab 3±0.2 a 0.50±0.05 a 0.11 ab 44±4 b 0.05±0.00 ab
400/80 93 2.9±0.1 a 0.37±0.04 a 173±35a 3±0.3 a 0.58±0.07 a 0.12 ab 38±4 b 0.06±0.01 a
400/90 100 2.6±0.2 ab 0.29±0.05 ab 153±54ab 2±0.6 ab 0.53±0.13 a 0.11 ab 54±26 ab 0.05±0.02 ab
C 93 2.2±0.04 b 0.19±0.02 b 65±9b 1±0.1 b 0.29±0.03 b 0.07 b 77±11 a 0.03±0.00 b
*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre dietas.
** T= Tratamiento, S= Supervivencia, LF= Longitud final, PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TCE= Tasa de crecimiento
específico, ACI= Alimento consumido individual, TCA= Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
69
Las primeras hembras ovadas (camarones en fase femenina, FF) se registraron a los 75
días de edad promedio (un mes después de completar la metamorfosis) en los tratamientos
340/70, 370/80 y 400/70. El mayor número de mudas y hembras ovadas se registró en los
tratamientos 340/70 y 370/90, los cuales fueron significativamente superiores a los
obtenidos con la dieta control (Tabla 14).
Tabla 14. Promedio ± desviación estándar variables asociadas al efecto de la dieta en el
crecimiento y reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni.
Tratamiento
% de mudas % de hembras
ovígeras
% de
desoves
viables
Proteína (%) C (%)
340/70 73±47 b 33±27b 30b 45.5 b 33.11
340/80 60±20ab 33±13b 0c 38.7 bc 22.69
340/90 40±53 ab 20±13ab 0c 29.3 c 20.91
370/70 40±33ab 27±7ab 0c 30.3 c 21.23
370/80 27±20ab 20±13ab 0c 30.7 c 23.45
370/90 73±40 b 33±13b 0c 31.4 c 22.22
400/70 47±27ab 33±13b 0c 30.2 c 20.38
400/80 60±20ab 27±7b 100a 57.7 a 45.48
400/90 53±20 ab 20±13ab 0c 38.0 bc 27.50
C 7±0 a 7±7a * * *
*Tratamiento (C) sin desove para su análisis. El 7 % corresponde solo a una hembra ovada
registrada durante todo el periodo de cultivo.
**Proteina (%) = Contenido de proteína en la masa ovígera de cada tratamiento. C % =Porcentaje
de carbono registrado en la masa ovígera en cada tratamiento.
***El % de mudas registrado expresa el porcentaje promedio de mudas observadas (en periodos
de 15 días) en relación al total de camarones por tratamiento. El % de hembras ovígeras representa
el porcentaje promedio de hebras ovígeras registradas (en periodos de 10 días) con respecto al
total de camarones por tratamiento.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
70
Las hembras que fueron alimentadas con las dietas 340/70 y 400/80 tuvieron huevos
viables, los cuales además tuvieron el mayor contenido de proteína y carbono en
comparación con la composición de los huevos de los demás tratamientos (Tabla 14).
Además, los huevos viables presentaron una pigmentación verde-oscuro (Pantone® 340
C) a diferencia de aquellos que no lograron el desarrollo embrionario (verde-claro,
Pantone® 3242 C) (Figura 19).
Figura 19. Variacion en la pigmentación de la gonada (a y c) y el huevo (b y d) entre
camarones de los diferentes tratamientos.
Tratamientos 340/70 y 400/80
Tratamientos sin desoves viables
a)
d)
b)
c)
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
71
8.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris
En el E1 la supervivencia de los peces fue similar entre tratamientos, sin embargo, se
considera que la mortandad registrada no se debió a los tratamientos sino a agresiones
entre los peces de una misma unidad experimental. Los peces muertos presentaron
lesiones en aletas y piel, además de abdomen hundido (indicador de inanición).
El mejor crecimiento se obtuvo con los tratamientos A(0.5), L(0.5) y L(1) aunque no fue
significativamente diferentes en comparación con el crecimiento en los otros
tratamientos. De igual modo, el PG, TCA, TCE y REP fue similar en los peces sometidos
a los diferentes tratamientos (Tabla 15).
Tabla 15. Valores promedio ±D.E. de las variables evaluadas en E1.
T S (%) LF (cm) PF (g) PG (%) TCA TCE REP
A(0.5) 73±12 3±0.05 0.5±0.03 90±12 31±7 0.3±0.03 0.1±0.02
A(1) 93±12 2.8±0.03 0.4±0.02 66±9 37±7 0.2±0.02 0.08±0.01
A(1.5) 80±20 2.7±0.08 0.4±0.04 62±17 33±9 0.2±0.05 0.1±0.02
L(0.5) 87±12 3±0.1 0.5±0.04 107±16 22±3 0.4±0.03 0.1±0.02
L(1) 87±12 2.9±0.3 0.5±0.2 93±80 38±25 0.3±0.2 0.1±0.06
L(1.5) 80±0 2.6±0.1 0.4±0.07 38±26 61±31 0.2±0.08 0.06±0.04
TC 73±31 2.9±0.2 0.5±0.04 88±44 23±13 0.29±0.1 0.1±0.07
*T =Tratamiento, S= Supervivencia, LF=Longitud final, PF= Peso final, PG= Peso ganado,
TCA= Tasa de conversión alimenticia, TEC= Tasas especifica de crecimiento y REP= Razón de
eficiencia proteica. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de
cada pigmento.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
72
Los peces alimentados con las dietas suplementadas con astaxantina tuvieron una
pigmentación más oscura, con valores de “G” (composición de color RGB) menores
significativamente en comparación a los valores observados en los peces de los
tratamientos con luteína (pigmentación más clara). Lo anterior fue similar a los resultados
del espacio de color L*a*b*, donde los valores de L* (luminosidad del color) de los peces
alimentados con luteína fueron estadísticamente superiores en comparación a los
tratamientos con astaxantina. Los valores de +a* (que representa el rojo) en los peces de
los tratamientos A(0.5) y A(1) fueron estadísticamente superiores en comparación a lo
observado en los peces de los tres tratamientos con luteína (Tabla 16).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
73
Tabla 16. Valores promedio ±D.E. de la composición de color RGB, L*a*b* y su
representación en la escala Pantone® en el E1.
T R G B L* a* b* Color
(R,G,B) Pantone®
A(0.5) 222±12 107±8a 10±6 58±2ab 41±6a 64±2ab
237,104,8
1505 C
A(1) 209±25 108±13a 17±6 56±5ab 35±9a 61±4ab
250,107,17
Bright
Orange C
A(1.5) 192±18 96±12a 21±12 51±5a 34±5ab 54±6a
207,93,12
717 C
L(0.5) 214±14 139±19b 35±12 64±6b 21±5c 61±2ab
228,165,52
130 C
L(1) 216±15 138±13b 21±10 64±5b 22±3c 65±6b
233,149,14
144 C
L(1.5) 210±24 136±13b 35±29 63±5b 21±6c 58±11ab
251,146,6
1495 C
TC 188±24 114±21ab 21±10 55±8ab 23±6bc 58±5ab
219,122,11
138 C
* T= Tratamiento. R, G y B= Promedio ±D.E. de los valores de RGB. L*, a*, b*= Promedio
±D.E. de los valores de L*a*b*. Color (R, G, B,)= Valores de RGB usados para la representación
gráfica del color. Pantone®= Código del color que se muestra en cada tratamiento. A=
astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de cada pigmento.
El contenido de carotenoides totales en la piel en los peces de A(0.5) y A(1) fue
estadísticamente superior en comparación con los demás tratamientos, mientras que la
menor acumulación de pigmentos la tuvieron los peces de L(0.5), L(1) y TC. (Figura 20).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
74
A(0.5) A(1) A(1.5) L(0.5) L(1) L(1.5) CT
Tratamiento
2
4
6
8
10
12
14
16
18
Co
nte
nid
o d
e ca
rote
nid
es t
ota
les
(g k
g-1
)
Figura 20. Contenido promedio de carotenoides totales en la piel de los peces por
tratamiento. Letra diferente en barras, denotan diferencia estadística significativa entre
tratamientos. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de cada
pigmento.
En el músculo de los peces sometidos a los tratamientos A(0.5) y A(1) se tuvieron las
concentraciones de carotenoides totales significativamente más altas en comparación a
los demás tratamientos, los cuales mantuvieron valores similares, a excepción de los
peces del grupo control que tuvieron la menor concentración (Figura 21).
a
a
b
c c
b
c
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
75
Figura 21. Contenido de carotenoides totales en el músculo de los peces sometidos a los
diferentes tratamientos. Letra diferente en barras, denotan diferencia estadística
significativa entre tratamientos. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de
inclusión de cada pigmento.
En E2 la supervivencia de los peces en los tratamientos con fondo negro (independiente
del tipo, presencia o ausencia de iluminación) fue del 100 % a diferencia de los
mantenidos en los tratamientos con fondo blanco (80 y 87 %), aunque no diferente
significativamente. El crecimiento de los peces de todos los tratamientos fue similar
(Tabla 17).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
76
Tabla 17. Resultados de supervivencia y crecimiento (promedio ±D.E.) de los peces del
E2.
T S (%) LF (cm) PF (g) PG (%)
BBl 80±20 3.2±0.4 0.76±0.2 190±46
BR 87±12 3.3±0.4 0.74±0.3 186±18
NBl 100 3.2±0.3 0.72±0.2 177±48
NR 100 3.2±0.4 0.67±0.2 158±57
SL 100 3.2±0.4 0.72±0.3 177±65
*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca, NR=
Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz. S= Supervivencia, LF= Longitud final, PF=
Peso final y PG= Peso ganado.
La luminosidad del color (L*) en el cuerpo de los peces fue similar para todos los
tratamientos, al igual que el valor de b*, sin embargo, los valores de +a* (pigmentación
rojiza) de los peces en los tratamientos NB1 y SL fueron estadísticamente superiores en
comparación con los peces del tratamiento BR. Los valores de R y G (de la composición
de color RGB), para todos los peces, fueron similares sin importar el tratamiento, mientras
que en los peces de BR, los resultados de B fueron estadísticamente superiores en
comparación a los valores de los demás peces (Tabla 18).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
77
Tabla 18. Valores promedio ±D.E. de la composición de color RGB, L*a*b* y su
representación en la escala Pantone® de los tratamientos de E2.
T R G B L* a* b* Color
(R,G,B) Pantone®
BBl 205±23 115±13 6±9ª 57±6 29±7ªb 64±5
244,120,0
716 C
BR 183±14 121±26 36±27b 56±8 17±8ª 53±6
193,134,25
131 C
NBl 195±39 100±20 5±8ª 53±10 33±10b 60±8
248,106,11
1585 C
NR 200±29 112±24 8±9ª 56±9 29±8ªb 62±8
237,131,0
144 C
SL 208±26 98±14 6±4ª 55±6 39±10b 62±5
236,100,12
1505 C
T= Tratamiento, BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo
negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz. R, G y B= Promedio ±D.
E. de los valores de RGB. L*, a*, b*= Promedio ±D.E. de los valores de L*a*b*. Color (R, G,
B,)= Valores de RGB usados para la representación gráfica del color. Pantone®= Código del color
que se muestra en cada tratamiento.
La presencia e intensidad de la banda negra, característica del cuerpo de los peces payaso,
varió en relación con el color de fondo de las peceras. El 60 % de los peces mantenidos
en las peceras con fondo blanco no presentaron (o era poco visible) la banda negra en el
cuerpo, mientras que el 100 % de los peces de las peceras con fondo negro presentaron
bandas negras bien definidas (Tabla 19)
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
78
Tabla 19. Presencia y ausencia de bandas negras en los peces de todos los tratamientos.
T
BBl
BR
NBl
NR
SL
*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,
NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
79
8.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni
Durante el estudio, los parámetros de calidad de agua se mantuvieron constantes y dentro
de los rangos reportados para desarrollo del género Lysmata (Zhang et al., 2007; Calado
et al., 2009 Johnson y Rhyne, 2015) por lo que se considera no tuvieron efecto sobre los
resultados. Los valores promedio de los parámetros fueron: amonio= 0.04±0.02 mg L–1,
nitrito= 0.13±0.3 mg L–1, nitrato= 11±7 mg L–1, fosfatos= 4±1.9 mg L–1, dureza= 200±38
mg L–1, calcio= >400 mg L–1, pH= 8±0.2, salinidad= 33±2 mg L–1, temperatura= 28±0.8
°C y oxígeno= 5±0.2 mg L–1.
La supervivencia de los camarones de todos los tratamientos fue del 100 % durante los
primeros 90 días de cultivo, pero en las últimas dos semanas del estudio se registró
mortalidad en los tratamientos con β-caroteno y control, en rangos del 2 al 9% (Tabla 20).
El PG, TEC, TCA y REP fue similar entre los camarones pimienta L. wurdemanni
sometidos a los diferentes tratamientos (Tabla 20).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
80
Tabla 20. Promedio (± desviación estándar) de las variables de respuesta evaluadas.
*Datos con diferente subíndice denotan diferencia significativa (P< 0.05).
**Supervivencia (S), peso inicial (PI), peso final (PF), peso ganado (PG), peso ganado individual (PGI), alimento consumido individual (ACI), tasa de
conversión alimenticia (TCA), tasa especifica de crecimiento (TEC) y razón de eficiencia proteica (REP). Astaxantina (A) y β-caroteno (B). Porcentaje
de inclusión del pigmento (0.5, 1 y 1.5).
El número de mudas registrado durante el estudio fue similar entre tratamientos, mientras que el porcentaje de hembras ovígeras del
tratamiento A(1.0) fue significativamente superior al obtenido con los tratamientos A(0.5), B(0.5), B(1.0), B(1.5) y TC (Tabla 21).
Tratamiento S (%) PI (g) PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TEC (% día-1) ACI (g) TCA REP
A(0.5) 100a 0.04±0.01 0.28±0.01 717±287 2.7±0.05 1±0.16 0.07±0.01 25±4 0.12±0.02
A(1.0) 100a 0.05±0.01 0.27±0.03 461±169 2.4±0.41 0.82±0.14 0.07±0.01 31±6 0.10±0.02
A(1.5) 100a 0.04±0.01 0.28±0.06 554±155 2.7±0.65 0.90±0.12 0.08±0.02 29±2 0.10±0.01
B(0.5) 98±4ab 0.04±0.01 0.28±0.03 660±140 2.7±0.35 0.97±0.09 0.07±0 25±4 0.12±0.02
B(1.0) 98±4ab 0.01±0.01 0.25±0.02 575±288 2.4±0.36 0.89±0.2 0.06±0.01 26±8 0.12±0.04
B(1.5) 96±4ab 0.04±0.01 0.27±0.04 610±88 2.6±0.41 0.94±0.06 0.06±0.01 23±1 0.13±0.01
TC 91±4b 0.03±0.01 0.29±0.03 834±433 2.8±0.42 1.05±0.21 0.05±0.01 19±4 0.16±0.03
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________
81
Tabla 21. Promedio (± desviación estándar) de las variables reproductivas evaluadas.
* El “Porcentaje de mudas” expresa el porcentaje promedio de mudas registradas en periodos de 12 días en relación al total de camarones por tratamiento.
** El “Porcentaje de hembras ovígeras” representa el porcentaje promedio de hebras ovígeras registradas (durante cada semana de cultivo) con respecto
al total de camarones por tratamiento.
*** T = tratamiento, N = nitrógeno, C = carbono e H = hidrógeno. A = astaxantina y B = β-caroteno. 0.5, 1 y 1.5 = Porcentaje de inclusión del
pigmento.
Contenido químico y energético de la masa ovígera
T Porcentaje de
mudas
Porcentaje de
hembras ovígeras N (%) C (%) H (%) Proteína (%)
Energía
(kcal 100g-1)
A(0.5) 38±20 13±0cb 7.3±0.3ab 29.9±1.4ab 7.5±0.7ab 42.3±1.7ab 342±16ab
A(1.0) 41±15 33±0a 8.4±1.4ª 35.1±5.4ª 8.2±1.1ª 48.9±8ª 397±51ª
A(1.5) 41±11 24±4ba 7.6±1ab 30.6±4.2ab 6.2±1.1ab 44.0±6ab 320±51ab
B(0.5) 31±16 13±11cb 7.9±0.6ab 32.5±2.1ª 6.5±2.2ab 46.3±3.4ab 337±82ab
B(1.0) 31±8 18±4cb 6.5±0.4b 25.5±0.7b 5.7±1.4ab 37.7±2.3b 285±49ab
B(1.5) 43±4 4±4c 7.9±0.2ab 32.1±0.2ª 6.7±1.3ab 45.7±1.4ab 342±45ab
TC 29±8 20±7cb 7.9±0.4ab 33.2±1.1ª 4.8±0.7b 46±2.6ab 276±13b
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
82
Los resultados indican que tanto la fuente de carotenoides como el porcentaje de inclusión
en la dieta afecta la composición química y proximal de los huevos. El contenido de
proteína en los huevos de las hembras alimentadas con la dieta A(1.0) fue
significativamente superior (P<0.05) al que se obtuvo con la dieta B(1.0). Similar a lo
anterior, el mayor contenido de energía se presentó en los huevos provenientes de las
hembras alimentadas con el tratamiento A(1.0), el cual fue estadísticamente superior
(P<0.05) en comparación con el contenido de energía de los huevos producidos por las
hembras del tratamiento control. Por otra parte, el contenido de carbono en los huevos de
los tratamientos A(1.0), B(0.5), B(1.5) y TC fue de entre 7 y 10 % superior al registrado
en los del tratamiento B(1.0) (Tabla 3).
Respecto a la acumulación de carotenoides en los camarones, se registró una correlación
altamente significativa (P < 0.01) entre el aumento del nivel de inclusión de carotenoides
en la dieta y su acumulación en el cuerpo. Los camarones alimentados con la dieta
suplementada con la mayor cantidad de astaxantina, acumularon una menor cantidad del
pigmento en el abdomen (r = -0.93) y el cefalotórax (r = -0.91) en contraste con los
camarones alimentados con la mayor concentración de β-caroteno, quienes acumularon
la mayor concentración de carotenoides totales en el abdomen (r = 0.80). Sin embargo el
contenido de carotenoides en abdomen y cefalotórax de los camarones del tratamiento
A(0.5) (≈215 mg kg-1) fue similar al contenido pigmentos en el abdomen de los camarones
de B(1.5) (≈231 mg kg-1) y ambos valores significativamente superiores a los registrados
en los tratamientos A(1.0), A(1.5), B(0.5) y TC (Figura 22).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
83
Figura 22. Variación del contenido de astaxantina en abdomen y cefalotorax del
camarón pimienta L. wurdemanni, con respeto a la fuente de pigmento (A = astaxantina
y B = β-caroteno) y nivel de inclusión en la dieta (porcentaje de inclusión = 0.5, 1 y
1.5).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
84
8.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni
Después de 100 días de cultivo, la supervivencia de los camarones sometidos a los
diferentes tratamientos fue similar (Tabla 22).
Tabla 22. Resultados de las variables de crecimiento evaluadas en los camarones
durante el estudio.
Tratamiento Supervivencia (%) LF (cm) PF (g) PG (%)
BBl 86 2.5±0.4b 0.26±0.1 148±119
BR 90 2.5±0.4b 0.29±0.1 182±115
NBl 90 2.7±0.3a 0.31±0.1 196±120
NR 86 2.8±0.4a 0.34±0.1 242±107
SL 90 2.7±0.3a 0.33±0.1 211±101
*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,
NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/luz natural.
La mayor ganancia en peso (%) se obtuvo en los camarones de los tratamientos NR y SL,
sin que fueran estadísticamente superiores a los valores promedio de los demás
camarones. A diferencia de lo anterior, la longitud final de los camarones de los
tratamientos NBl, NR y SL fue significativamente superior (P<0.05) en comparación con
los de los tratamientos BBl y BR.
Los valores de RGB de los camarones que se mantuvieron en los tratamientos BBl y BR
fueron similares a los observados en las postlarvas al inicio del estudio (color blanquecino
o baja pigmentación), a diferencia de los camarones de los tratamientos NBl, NR y SL
que fueron significativamente inferiores (mayor pigmentación). Por otra parte, se observó
que la composición de color RGB que mantuvieron los camarones de los tratamientos
NBl, NR y SL fue similar a los valores de los reproductores (Figura 23).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
85
PL BBl BR NBl NR SL Reproductores
Tratamiento
40
60
80
100
120
140
160
180
200
220
Valo
r d
e R
GB
R
G
B
Figura 23. Promedios y desviación estándar de los valores de RGB obtenidos en los
camarones sometidos a los tratamientos y su comparación con postlarvas (PL) y
parentales (fenotipo silvestres) utilizados en el estudio. BBl= Fondo blanco/luz blanca,
BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y
SL= Fondo negro/sin luz
En general se observó que el fondo de las peceras tiene mayor efecto sobre la expresión
del color corporal, en comparación con la iluminación. Además, se observó que el índice
de color con valores ≤ 5 representan la mayor pigmentación en los camarones (Tabla 23).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
86
Tabla 23. Variación de pigmentación del camarón pimienta sometidos a los diferentes
tratamientos.
Pigmentación después de 90 días de
cultivo.
Pigmentación después de cambiar a los
camarones de tratamiento (del día 91 al
93).
Tratamiento Max. Min. Tratamiento Max. Min.
BBl
De BBl a NBl
IC:
P:
0.6
4735 C
0.6
401 C
0.4
7525 C
0.5
7522 C
BR
De BR a NR
IC:
P:
0.7
7528 C
0.6
WGray5C
0.5
7614 C
0.6
479 C
NBl
De NBl a BBl
IC:
P:
0.3
449 C
0.5
7614 C
0.5
4715 C
0.7
407 C
NR
De NR a BR
IC:
P:
0.3
450 C
0.5
479 C
0.5
7522 C
0.6
4725 C
Control
IC:
P:
0.3
7763 C
0.4
7585 C
Postlarva
Reproductor
IC:
P:
0.7
407 C
0.5
7614 C
Escala del índice de color:
*Los valores del índice de color (IC) y código Pantone® (P), corresponden al promedio de la
composición de color RBG obtenida en el total de la imagen mostrada.
**BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,
NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
87
La concentración de carotenoides totales presentes en el tejido abdominal de los
camarones fue similar entre tratamientos; mientras que el contenido del pigmento en el
cefalotórax de los camarones de los tratamientos NR y SL fue significativamente
superiores en comparación con los del tratamiento BBl, y similares al resto de los otros
tratamientos (Figura 24).
Figura 24. Contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotórax de los
camarones. BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo
negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.
Después del periodo en que los camarones se cambiaron de tratamiento, se observó que
aquellos provenientes de los tratamientos BBl y BR (menor coloración) aumentaron su
expresión de pigmentos, incluso a valores similares a los que presentaron los camarones
de los tratamientos NBl, NR y SL. Mientras que los camarones que se cambiaron del
color de fondo negro a blanco disminuyeron su pigmentación (Tabla 2). Al igual que el
índice de color, el valor de RGB incrementó en los camarones, que por el tratamiento de
origen, tenían mayor pigmentación (Figura 25).
RESULTADOS
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
88
Figura 25. Valores promedios de RGB (composición de color R=Red, G=Green y
B=Blue) y desviaciones estándar observadas en los camarones después de que se
cambiaron de tratamiento.
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
89
9. DISCUSIÓN
9.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris
La producción controlada de peces del género Amphiprion se realiza desde hace algunos
años, gracias a los resultados de investigaciones previas de su biología reproductiva,
desarrollo embrionario y larvario (Dhaneesh et al., 2009; Olivotto et al., 2011; Putra et
al., 2012). Sin embargo, el efecto que tiene la variación del contenido de proteína y lípidos
en la dieta sobre el crecimiento de juveniles y adultos, así como en la calidad de la
progenie, no se había evaluado. Por lo que se considera importante la presente
investigación debido a que este es uno de los primeros estudios para determinar los
requerimientos de proteína y lípidos del pez payaso, el cual de acuerdo a nuestros
resultados, tiene una preferencia particular por proteína vegetal y un alto requerimiento
específico de energía.
En principio se estableció que durante los estudios, se deberían mantener los parámetros
de calidad del agua dentro de los límites recomendados para el óptimo crecimiento de la
especie (Watson y Hill, 2006; Dhaneesh et al., 2012). Lo anterior debido a que una buena
calidad del agua promueve el bienestar animal y la ingesta de alimento (Ye et al., 2011).
Durante el experimento E1 se estableció que los peces deberían estar en contenedores
individualmente, ya que los peces payaso desarrollan rangos sociales que pueden
interferir en el crecimiento de algunos miembros de la población (Buston, 2003). Así
mismo, D´Abramo y Castell (1994) recomiendan mantener a peces o crustáceos en
contenedores individuales durante las evaluaciones nutrimentales para reducir el número
de variables que pudieran afectar el crecimiento de la especie en estudio. A diferencia de
lo anterior durante el experimento E2, los peces se mantuvieron en pares con la finalidad
de estimular la formación de parejas reproductoras, sin embargo, se observaron algunas
peleas y mortalidad, posiblemente, debido a la dominancia social que conlleva el cambio
de sexo (Iwata et al., 2008).
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
90
Los resultados obtenidos durante el E1 demuestran que tanto el contendido de proteínas
como el de lípidos afectan el crecimiento de los peces payaso, ya que las dietas
experimentales que contenían más de 400 g kg-1 de proteína generaron una mayor
ganancia en peso (63-69 %) en comparación con la observada con las dietas que contenían
menos de 380 g kg-1 de proteína (≤ 50 % de PG), independientemente del contenido de
lípidos. Sin embargo, la dieta control que contenía una menor cantidad de proteína,
promovió valores superiores en las variables de respuesta evaluadas, lo que pudo estar
relacionado con su alto contenido de energía, proveniente de los lípidos, el cual fue
superior al de las dietas experimentales. Estas obervaciones concuerdan con los resultados
de investigaciones en las que se indica que el requerimiento proteínico (en general) de los
peces marinos es superior a 400 g kg-1. Al respecto Deng et al. (2011) y Coutinho et al.
(2012) indican que el incremento de los niveles de proteína en la dieta promueve un mayor
crecimiento en peces marinos.
Al igual que en los peces payaso, estudios previos indican que la ganancia en peso del
sargo picudo Diplodus puntazo aumenta conforme se incrementa el contenido de proteína
en la dieta de 150 a 450 g kg-1, además que un aporte de 429 g kg-1 es suficiente para su
crecimiento óptimo, independientemente del contenido de lípidos (120 y 180 g kg-1)
(Coutinho et al., 2012). Por su parte, Abdo-de la Parra et al. (2010) reportan que el pargo
lunarejo Lutjanus guttatus tiene mayor crecimiento y supervivencia (97 %) cuando se
alimenta con dietas que contienen entre 450 y 500 g kg-1 de proteína, a diferencia de
cuando son alimentados con dietas que contienen ≤ 400 g kg-1 de proteína, lo anterior, sin
importar el contenido de lípidos que varió de 90 a 150 g kg-1. Sin embargo, es necesario
considerar que tanto el pargo como el sargo son peces con pesos significativamente
superiores en comparación con los peces payaso, por lo que pueden requerir un mayor
contenido de proteína en la dieta debido a que la velocidad de crecimiento y longitud final
en la fase adulta es superior.
A diferencia de los peces de consumo, los peces marinos de ornato suelen ser especies
pequeñas (< de 20 cm de longitud en la fase adulta), y son pocos los estudios dirigidos a
determinar sus tasas de crecimiento en función de los requerimientos nutrimentales, lo
que dificulta una comparación objetiva. Al respecto Gordon et al. (2000) indican que
después de probar dietas secas (440/80 g kg-1 P/L), una combinación de dieta seca con
Artemia (470/110 g kg-1 P/L), y dieta seca con músculo de camarón (480/80 g kg-1 P/L),
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
91
en peces payaso Amphiprion percula (de 32 días de edad), estos tuvieron una ganancia
en peso promedio de 0.25 g, una TCA de ≈10.3 y REP de ≈0.22, lo que indica que las
tasas de crecimiento en estos peces son inferiores a otros grupos de peces, aunque se les
proporcionen dietas con alto contenido de proteína. De manera similar, durante el primer
mes de cultivo en el E1 se registró una ganancia en peso promedio de 0.11 g por mes, una
TCA de entre 15 a 20 y una REP de 0.11 a 0.20. Al respecto, se considera que la baja
velocidad de crecimiento y mínimo aprovechamiento de la proteína, puede ser una
característica general de los peces de la familia Pomacentridae, que se relaciona con un
alto requerimiento energético asociado a su gran actividad y constante movimiento, lo
que ocasiona que gran parte de la proteína se use como fuente de energía (Tocher y
Glencross, 2015), debido a lo ausencia de otras fuentes como los lípidos o carbohidratos.
Lo anterior, puede ser precisamente la razón por la cual la dieta control promovió los
mejores resultados de crecimiento durante ambas etapas experimentales, ya que si bien
tenía menor contenido de proteína, tuvo un mayor contenido de lípidos y de energía en
comparación con las dietas experimentales.
Por otro lado, durante la formulación de las dietas experimentales, se propuso agregar
harina de Spirulina como fuente de proteína vegetal, debido a que tanto Galetto y
Bellwood (1994) como Letourneur et al. (1997) indican que los peces de la familia
Pomacentridae como el payaso Amphiprion akindynos y el pez damicela Stegastes
nigricans ingieren hasta un 63 % de algas con respecto volumen del alimento consumido.
Lo anterior permitió demostrar que el origen de la proteína también tiene influencia sobre
el crecimiento de los peces, debido a que se observó que al incrementar el contenido de
Spirulina, se obtuvo un mayor PG. Estos resultados pueden deberse a que el tracto
digestivo de los peces de la familia Pomacentridae es largo y pueden retener el alimento
de 4.5 a 10 horas (dependiendo de la edad del pez), lo que permite una mayor digestión y
absorción, debido al periodo de tránsito en el intestino (Cleveland y Montgomery, 2003;
Elliott y Bellwood, 2003). Aunque los hábitos alimenticios de los miembros de la familia
Pomacentridae pueden cambia con la edad (Souza et al. 2011), el consumo de algas como
materia de difícil digestión, promueve un pH acido en el estomago de hasta 2.7, el cual
permite romper las paredes celulares de alimentos vegetales para su digestión y
asimilación (Galetto y Bellwood, 1994).
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
92
Los resultados de la presente investigación, que se relacionan con la baja tasa de
crecimiento observada en los peces y a su gran actividad, sugieren realizar nuevas
investigaciones que permitan determinar el gasto energético de la especie, y posibles rutas
metabólicas de los nutrientes. Debido a que durante el estudio, se observó que los peces
alimentados con la dieta control (340/150 g kg-1, P/L, 587.2 Kcal 100g–1) tuvieron un
crecimiento significativamente superior a las dietas experimentales con contenidos de
proteína superiores, pero de menor contenido energético.
Al incrementarse el contenido energético mediante un mayor contenido lipídico en las
dietas durante el E2, se observó una mayor tasa de crecimiento en los peces, aunque
similar entre aquellos alimentados con la dieta 430/100 y la dieta control. El porcentaje
de lípidos propuestos para las dietas estuvo dentro de los rangos que se reportan para para
otras especies de peces marinos de interés comercial, los cuales requieren en promedio
100 g kg-1 con lo que se considera cumple sus requerimentos de energía y ácidos grasos.
Al respecto se reporta que el pargo lunarejo Lutjanus guttatus tiene una mejor tasa de
crecimiento y conversión alimenticia cuando se alimenta con dietas que contienen 90 g
kg-1 de lípidos y entre 450 o 500 g kg-1 de proteína (Abdo de la Parra et al., 2010) en
comparación con dietas con menor contenido. Ghanawi et al. (2011) observaron que el
pez sigano jaspeado Siganus rivulatus requiere 98 g kg-1 de lípidos en la dieta cuando el
contenido de proteína es de 301 g kg-1, y niveles superiores a 125 g kg-1 de lípidos hacen
que disminuya el consumo de alimento y la velocidad de crecimiento. Esto se atrobuye a
que S. rivulatus es una especie herbívora y por ello más eficiente para transformar la
energía de las dietas en comparación con los peces carnívoros. Además, se considera que
los peces herbívoros tienen un metabolismo más acorde para el aprovechamiento de
carbohidratos en comparación con las especies omnívoras (Hidalgo et al. 1999). Con base
a lo anterior es posible establecer que algunos peces pueden satisfacer parte de su
requerimiento energético a partir de carbohidratos, y con ello disminuir el requerimiento
de lípidos en la dieta.
Durante el E2 se observó una mejora significativa de crecimiento de los peces en
comparación del primer experimento, particualrmente con la dieta 430/100, la cual
contenía una mayor proporción de ingredientes (Spirulina y harina de trigo) que aportaron
además de proteína, carbohidratos y energía, lo que permitió que los peces tuvieran una
tasa de crecimiento similar a la de los peces del tratamiento control. Lo resultados
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
93
anteriores sugieren que al igual que especies como el pez conejo Siganus canaliculatus,
el pez payaso puede tener la capacidad enzimática para metabolizan carbohidratos, con
lo que se facilita la hidrolisis de almidón y la obtención de energía (Sabapathy y Teo,
1993). Al respecto Shiau y Lin (2001) demostraron que se puede reducir el nivel proteína
de 460 a 420 g kg-1 en dietas para el mero Epinephelus malabaricus, cuando se aumenta
el contenido de almidón de 195 a 246 g kg-1, lo anterior sin que se reduzca la ganancia en
peso y eficiencia del alimento, por lo que consideran que los carbohidratos son una fuente
alterna de energía en las dietas para algunos peces marinos.
Es importante considerar que los peces, más que un requerimiento específico de
proteína/lípidos, tienen una necesidad de cubrir sus necesidades energéticas y que
dependiendo del buen balance de los nutrientes energéticos es como se pueden cubrir los
requerimientos nutrimentales. Por lo que los resultados de nuestra investigación refuerzan
esta hipótesis, y por tanto se considera que los peces payaso requieren de una relación
C:N en la dieta de 6-8:1, para asegurar su crecimiento óptimo. Lo anterior debe
considerarse durante el balanceo proteico y energético de las dietas, de manera que se
incremente el contenido de carbohidratos para optimizar el aprovechamiento de la
proteína y lípidos. La ventaja de que los peces payaso puedan aprovechar proteína vegetal,
permite considerar la pertinencia de evaluar la incorporación de ingredientes no
tradicionales a su alimentación como puede ser la harina de biofloc, que puede aportar
ácidos grasos y aminoácidos necesarios para el desarrollo de especies marinas omnívoras
(Valle et al., 2014).
DISCUSIÓN
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
94
9.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camaron pimienta Lysmata wurdemanni
Los resultados de la presente investigación representan un avance importante en la
implementación de los protocolos de cultivo de camarones pimienta en cautiverio, debido
a que se pudo cambiar la dieta fresca tradicional por un alimento pelletizado, sin que este
cambio afectara su supervivencia o crecimiento, lo cual se considera como el primer paso
en la domesticación de la especie. Al respecto Calado et al. (2005) indican que durante el
mantenimiento de juveniles de Lysmata seticaudata fue posible sustituir el alimento
fresco (mejillón Mytilus galloprovincialis, almeja Cerastoderma edule o Calamar Loligo
vulgaris) por una dieta formulada para dorada Sparus aurata, lo que mejoro
significativamente la supervivencia de los camarones en comparación a otras dietas.
En este estudio, las dietas experimentales cubrieron los requermientos nutrimentales del
camarón pimienta, a pesar de las diferencias en contenido de proteína y lípidos, debido a
que los camarones sometidos a los diferentes tratamientos tuvieron un peso ganado
similar y significativamente superior al de los camarones de la dieta control. Estos
resultados pueden deberse a la capacidad que tienen los crustáceos para regular su
metabolismo en función de la cantidad y calidad del alimento que consumen, con lo que
pueden asegurar sus requerimientos basales de energía (Vinagre y Chung, 2016). Dicha
adaptación se debe en gran parte a que los crustáceos cuentan con enzimas digestivas de
bajo peso molecular (proteasas de 11000 Daltons) en el hepatopáncreas; las cuales tienen
una gran actividad metabólica, y con lo que pueden digieren de manera más eficiente a
las proteínas en comparacion con otros organismos, ya que se cree que son exclusivas de
este grupo de invertebrados (Zwilling et al., 1981). En este contexto, se observó que a
pesar de la variación del número de mudas entre tratamientos, el crecimiento fue similar,
por lo que se considera que gran parte de la proteína consumida se utilizó como fuente de
energía para su mantenimiento. Al respecto, durante un estudio para identificar las rutas
metabólicas del langostino malayo Macrobrachium rosenbergii, Teshima et al. (2006)
indican que al suministrarles una dieta con 350 g kg–1 de proteína, el 68 % del total se
utilizó para crecimiento, mientras que si se proporcionaban dietas con 400 y 450 g kg–1,
únicamente el 47 y 39 % (respectivamente) se disponía para crecimiento, debido a que un
exceso de proteína solo se utiliza como fuente de energía.
DISCUSIÓN
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95
Con base a los resultados del presente estudio, se puede considerar que el requerimiento
mínimo de proteína para el crecimiento del camarón pimienta es similar al reportado para
camarones peneidos, donde especies omnívoras como el camarón Litopenaeus setiferus
y Litopenaeus vannamei requieren de entre 300 y 350 g kg–1 para su óptimo crecimiento
durante la fase juvenil y adulta, mientras que especies con hábitos carnívoros como el
camarón Kuruma Marsupenaeus japonicus requiere entre 400 a 570 g kg–1 proteína
(Kureshy y Davis, 2002; Takeuchi y Murakami, 2007). Es importante no olvidar, que el
requerimiento de energía de los camarones esta directamente relacionado con el
contenido en la dieta, por lo que dependiendo su valor calórico, el volumen de ingesta
puede variar. Al respecto, se reporta que el camarón blanco L. vannamei aumenta su
ingesta de alimento en respuesta a una reducción del nivel de proteína en la dieta, como
una adaptación para compensar la deficiencia de nutrientes, además se demostró que la
especie tiene la capacidad de sintetizar carbohidratos a través de la ruta gluconeogenica
(Rosas et al., 2002; Pascual et al., 2004), y con ello una amplia capacidad de adaptación
metabólica.
Con base en lo anterior, es posible considerar que el camarón pimienta L. wurdemanni
tiene la capacidad de regular su metabolismo y con ello utilizar a los lípidos y
carbohidratos como principales fuentes de energía para aprovechar la proteína disponible
para el crecimiento, y ser más eficiente en su asimilación cuando los niveles de inclusión
son menores al 350 g kg–1. Este supuesto se refleja precisamente en los resultados del
REP de este estudio, donde el tratamiento 340/70 tuvo un REP de 0.07, mientras que en
los tratamientos 400/70 y 400/90 fue de 0.05.
Similar a los resultados obtenidos con la variación de proteína, los niveles de lípidos
evaluados no afectaron el crecimiento y supervivencia de los camarones, lo que refuerza
la hipótesis de la eficiencia metabólica de la especie, y permite suponer que el
requerimiento de lípidos es similar al de otros crustáceos omnívoros (7 y 10 %) (Cahu,
2000; García-Galano, 2000). Por otra parte, es importante señalar que la dieta control
generó la menor ganancia en peso, lo cual puede deberse al alto contenido de lípidos (170
g kg–1), ya que se ha reportado que el altos niveles de lípidos en la dieta satisfacen
rápidamente el requerimiento de energía; lo que genera una sensación de saciedad, pero
sin cubrir el requerimiento nutrimental para el óptimo crecimiento de los camarones
(Wouters, 2001).
DISCUSIÓN
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El requerimiento de lípidos en los crustáceos, al igual que el de proteína, varía de acuerdo
al estadio de vida, ya que algunas especies como Litopenaeus stylirostris requieren
niveles inferiores a 90 g kg–1 de lípidos para crecimiento, pero durante la maduración y
reproducción se incrementa el contenido de lípidos en la dieta (110 g kg–1) para asegurar
la calidad y viabilidad de los gametos (Bray et al., 1990; Wouters et al., 2001). Con base
en lo anterior, y debido a que el camarón limpiador L. wurdemanni es una especie
hermafrodita protandica simultanea (Bauer y Baeza, 2004), se puede suponer que el
requerimiento de lípidos es menor durante la fase masculina (FM), en comparación a la
fase femenina (FF), donde requiere una mayor cantidad de lípidos debido a la generación
de gónadas.A respecto Hernández-Vergara et al. (2003) observaron que las hembras de
la langosta australiana Cherax quadricarinatus (especie gonocórica) acumulan de manera
más eficiente los lípidos hepatopancreáticos en comparación a los machos, debido al
desarrollo de la gónada. Lo que pudo ocurrir durante la presente investigación, ya que se
observó que los camarones en FF alimentados con la dieta que contenía 410 g kg–1 de
proteína y 90 g kg–1 de lípidos, fueron los que tuvieron una masa ovígera con mayor
pigmentación en comparación a los otros tratamientos, además de una mayor
acumulación de proteína (58 %) y carbono (45 %) en el huevo.
Una herramienta muy importante para determinar la calidad de huevos fértiles de especies
acuáticas, es la evaluación de su contenido de proteína y energía. Por lo que después de
analizar la masa ovigera de las hembras sometidas a los diferentes tratamientos, se
encontró que los huevos del camarón pimienta, tienen un contenido proteíco similar al
reportado para otros crustáceos omnívoros como el langostino Macrobrachium
americanum (55 % de proteína en huevos con un día post desove) o la langosta de agua
dulce Cherax quadricarinatus (58 % de proteína en huevos con un día post desove)
(García-Guerrero et al., 2003; García- Guerrero, 2009). De modo distinto, en algunas
otras especies de crustáceos, el contenido de proteína que se reporta es menor a 50 %, sin
embargo se observá una mayor reserva de lípidos, lo cual es necesario, debido a que
algunos desarrollos embrionarios que requieren una mayor cantidad de energía, como es
el caso del langostino Macrobrachium borelli (Heras et al., 2000). Es importante
considerar que el contenido de lípidos en el huevo disminuye conforme avanza el
desarrollo embrionario, debido al desgaste de energía que conlleva el desarrollo de
órganos y apéndices de la larva, por lo que durante la fase final se puede registrar un
DISCUSIÓN
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mayor contenido de proteína, que finalmente es la responsable del crecimiento muscular
y formación de organos (Guerrero y Sandoval, 2012).
Si bien el contenido de proteína o de lípidos de manera individual parece no afectar el
crecimiento de los camarones pimienta L. wurdemanni, los resultados indican que durante
la fase de reproducción se requiere de un mayor contenido de ambos nutrientes en la dieta.
Esto debido a que los camarones alimentados con la dieta 410/90 tuvieron un 100 % de
desoves viables. En contraste con lo anterior, con la dieta control que tuvo un alto
porcentaje de lípidos pero menor de proteína, el crecimiento fue bajo y durante la
reproducción solo se logró un desove, que no fue viable. Similar a nuestros resultados,
Tziouveli et al. (2012) reportaron una baja fecundidad (de 49 a 529 larvas) en el camaron
limpiador L. amboinensis despues de que fueron alimentados con dietas con alto
contenido de lipidos (200 y 220 g kg–1 de lípidos.
Es importante destacar que durante la fase reproductiva de camarones peneidos se
recomienda complementar su dieta con ingredientes frescos de origen marino, debido a
su aporte de acidos grados altamente insaturados (Kanazawa, 1985; Kanazawa, 2001;
Wouters et al., 2001). Mientras que nuestros resultados indican que el camaron pimienta
L. wurdemanni acepta dietas artificiales, tanto para la fase de crecimiento como para la
fase reproductiva, donde unicamente se debe ajustar el contenido de proteína y lípidos en
relación con la fase de vida, lo que para fines acuícolas representa una gran ventaja
operativa.
DISCUSIÓN
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98
9.3 Efecto del color de fondo del sistema de cultivo, espectro de luz y carotenoides
en la dieta, sobre el crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso
Amphiprion ocellaris
Este es uno de los primeros estudios en el que se evalúa el efecto tanto de los pigmentos
en las dietas como algunos factores asociados al mantenimiento de los peces payaso en
cautiverio, sobre el color de su cuerpo y la concentración de pigmentos en el músculo y
piel, lo que se considera un avance importante para futuras producciones sustentables de
la especie.
Durante el primer experimento, la supervivencia de los peces fue similar entre
tratamientos, por lo que se considera que tanto la calidad del agua como las dietas
experimentales, particularmente las fuentes de pigmentos probados fueron eficientes. De
igual manera, Seyedi et al. (2013) reporta supervivencias similares entre grupos de peces
payaso A. ocellaris que fueron alimentados con dietas suplementadas con 90, 180 y 270
mg kg de astaxantina. Sin embargo, en este estudio se observaron encuentros antagónicos
entre los peces, que ocasionaron mortandad en algunos de los tratamientos, lo cual no se
considera efecto de las dietas experimentales sino de la conducta agresiva de algunos de
los peces, asociada posiblemente al cambio de sexo en los peces dominantes del grupo
(Iwata et al., 2008). Este comportamiento se debe a que en las poblaciones de peces
payaso del genero Amphiprion se forman jerarquías sociales, donde el cambio sexual de
macho a hembra ocurre en el pez dominante, el cual presenta una mayor longitud y
conducta agresiva hacia los demás miembros de la población (Buston 2003; Iwata et al.
2008).
Con la suplementación de carotenoides en la dieta de peces se espera que tanto la
supervivencia como el crecimiento mejoren, debido a sus propiedades antioxidantes, de
bloqueo de oxígeno “singlet” y actividad de provitamina A, lo que además ayuda a reducir
los efectos del estrés (Torrissen y Christiansen 1995; Wade et al., 2015b). Al respecto,
Amar et al. (2012) observaron que la inclusión de astaxantina sintética a la dieta de la
trucha arco iris aumentó la supervivencia (78 %) en comparación a las dietas
suplementadas con carotenoides de origen natural (50 a 67 % de supervivencia). Esto
después de que los peces fueron expuestos al virus IHNV. En contraste, durante la
presente investigación, la presencia de carotenoides en la dieta no incrementó la
DISCUSIÓN
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supervivencia o crecimiento de los peces, sin embargo si mejoró el color de la piel, sobre
todo en aquellos a los que se les incluyó astaxantina en las dietas. Similar a los resutltados
de este estudio, Seyedi et al. (2013) observaron que los peces payaso A. ocellaris
alimentados con calamar suplementado con astaxantina en concentraciones de 90 a 270
mg kg1, tuvieron un crecimiento similar entre tratamientos. A diferencia de lo anterior,
se ha reportado que el pez payaso Amphiprion frenatus tiene un mayor crecimiento
cuando se alimenta con dietas suplementadas con alga Porphyridium cruentum, a
diferencia de cuando se le suminstran dietas con Nannochloropsis oculata o sin
suplemento de pigmentos (Hekimoğlu et al., 2017). Estos resultados demuestran la
capacidad que tienen los peces payaso para aprovechar diferentes fuentes de pigmentos.
De igual manera, se ha demostrado que la trucha arco iris Oncorhynchus mykiss, es capaz
de metabolizar diferentes fuentes de pigmentos como: la astaxantina, pimiento rojo o
harina de camarón, con lo que mejora su tasa de crecimiento a diferencia de aquellos
peces alimentados con dietas sin pigmentos lo que se atribuye al fortalecimiento del
sistema inmune (Diler et al., 2005). No obstante, existen algunos estudios (Wang et al.,
2006; Pamh et al., 2014) en especies marinas y dulce acuícolas, en donde se tienen tasas
de crecimiento similar al usar dietas con astaxantina, β-caroteno o extractos de fuentes
naturales (pimentón o Hematococcus pluvialis) en comparación con dietas sin
suplementar.
En esta investigación, se observó que la fuente de carotenoides usada afecta la expresión
del color en la piel de los peces, ya que la luteína promovió una pigmentación amarilla y
valores de L* más altos, debido al color natural del pigmento (Amar et al., 2012); en
contraste con los peces alimentados con astaxantina, en los que se observó un color de
piel más rojizos (valores más altos en a*), particularmente con la dieta A(0.5) y A(1.0).
Estos resultados pueden indicar que los peces payaso A. ocellaris tienen una limitada
capacidad para metabolizar y transformar la luteína en astaxantina, a diferencia de peces
como la carpa dorada C. auratus, que es capaz de metabolizar y transformar luteína a
astaxantina vía α doradexantina (4-ketoluteina) y Beta-doradexantina (4-ketozeaxantina)
por oxidación e isomerización (anillo de alfa-ionona → anillo de Beta-ionona) (Teruhisa
et al., 1970; Ohkubo et al., 1999). La eficiencia de la luteína para mejorar la pigmentación
de la piel de peces ciprínidos puede deberse a la presencia de lipoproteínas que tienen una
gran afinidad por la luteína a diferencia de otros carotenoides, lo que genera un rápido
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transporte por la sangre, y por lo tanto una acumulación más eficiente, de tal manera que
se pueden obtener resultados similares a cuando se suministra astaxantina directamente
en la dieta (Yuangsoi et al., 2011). De modo distinto, se reporta que el salmón del
atlántico solo aprovecha pequeñas concentraciones de luteína en comparación a la
astaxantina, lo cual está relacionado con la interacción de los lípidos y su particular
composición de ácidos grasos (Amar et al., 2012).
Los resultados demuestran que los peces payaso tienen mayor afinidad por la astaxantina
en comparación con la luteína, lo cual, es similar a lo reportado en la Carpa Koi Cyprinus
carpio, que acumula una mayor cantidad de pigmentos en la piel cuando son alimentados
con dietas suplementadas con astaxantina o fuentes de astaxantina como la microalga H.
pluvialis en comparación con dietas sin pigmentos (Gouveia et al., 2003). Además de lo
anterior, los tratamientos con astaxantina promovieron una mayor acumulación de
carotenoides totales en el músculo de los peces en comparación a las dietas con luteína o
la dieta control. Al respecto Wang et al. (2006) observaron que la incorporación de
astaxantina o β-caroteno en la dieta del pez Tetra Hyphessobrycon callistus promovió una
mayor acumulación de pigmentos en el músculo (400% más) en comparación con los
peces alimentados con una dieta sin pigmentos.
A pesar del avance en el conocimiento del papel metabólico de los pingentos en especies
acuáticas y de la necesidad de incorporarlo en la alimentación de peces y crustáceos,
existe poca información relacionada a la acumulación de pigmentos en la piel y músculo
de peces de ornato. Por lo que los resultados de la presente investigación se consideran
un aporte importante al conocimiento ya que indican que el contenido de carotenoides
totales en el músculo de los peces payaso del tratamiento control fue similar a lo reportado
para la trucha arcoíris (6.42 mg kg1) alimentada con dietas que contenían 100 mg de
astaxantina (Büyükçapar et al., 2007).
Por otra parte, se observó que la inclusión de astaxantina en concentraciones de entre 0.5
a 1% en la dieta mejora significativamente la pigmentación rojiza de los peces, lo cual se
debe a su almacenamiento en la piel. La ventaja que presenta la astaxantina sobre los otros
pigmentos es que su transporte y almacenamiento es más eficiente, pero además tiene
funciones como provitamina A (Al-Kalifa y Simpson, 1988; Lovell, 1998; Bjerkeng,
2008), lo que mejora el estado de salud de los peces. Los resultados de esta investigación
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coinciden con los de Yasir y Quin (2010) quienes observaron que al agregar astaxantina
(independientemente del nivel de inclusión: 20, 50 o 100 ppm) en las dietas para peces
payaso, estos presentaron una coloración roja más intensa en comparación a los peces
alimentados con dietas suplementadas con β-caroteno. Por su parte, Tanaka et al. (1992)
observaron que los peces payaso A. ocellaris alimentados con dietas que contienen 160
mg kg1 astaxantina mejoraron su pigmentación (coloración naranja-rosado) en
comparación a los peces alimentados con dietas suplementadas con < 80 mg kg1 de
astaxantina o zeaxantina, con la que desarrollan una coloración naranja-claro.
En el presente estudio se observó un menor contenido de carotenoides totales en el tejido
de los peces alimentados con la dieta que contenía el nivel más alto de astaxantina, lo cual
pudo deberse a que el nivel de inclusión de 1.5 % del pigmento a la dieta fue excesivo y
generó un estrés metabólico que desencadenó un proceso de eliminación y por
consiguiente un desgaste energético innecesario. Al respecto, Teimouri et al. (2013)
observaron que la concentración más eficiente de Spirulina platensis que se debe incluir
en dietas para trucha arco iris Oncorhynchus mykiss es de 2.5 %, debido que el aumento
en el nivel de inclusion (10 %) no mejora la acumulación de carotenoides en el tejido del
pez.
Los resultados del segundo experimento indican que el color de fondo de las unidades
experimentales tambien puede afectar la expresión del color de los peces, ademas de la
supervivencia, ya que en las unidades experimentales con fondo negro, la supervivencia
de los peces payaso fue del 100 %, en comparación a los mantenidos en unidades con
color de fondo blanco (80 a 87 %). Esto pudo deberse a una condición de estrés por la
presencia de una mayor iluminación, ya que los peces muertos tenían en común pérdida
de peso, daños en aletas y piel, debido a agresiones de los peces dominantes hacia los
peces más pequeños (Iwata et al., 2008). Además de signos físicos, el estrés que
ocasionan los sistemas de cultivo en los peces puede promeover signos subclínicos como
incremento del nivel de cortisol en la sangre. Lo anterior lo observaron Rotllant et al.
(2003), quienes reportan un incremento en los niveles de cortisol del pargo Pagrus pagrus
mantenido en contenedores con fondo blanco a diferencia de cuando se mantienen en
contendores oscuros. Los caballitos de mar Hippocampus abdominalis, por su parte,
pueden desarrollarse en contenedores con diferentes colores de fondo, sin que afecte su
supervivencia y crecimiento (Martinez-Cardenas y Purser, 2007). Es importante
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considerar, con base a los resultados de la presente investigación que los peces payaso
tanto en estadios larvarios como en juveniles, pueden presentar un mayor bienestar aimal
cuando se mantienen en contenedores con fondo oscuros (Arvedlund et al., 2000; Olivotto
et al., 2008). Ademas de que los contenedores oscuros contribuyen a una mayor eficiencia
alimenticia debido principalmente al contraste de la presa con el entorno (Jentoft et al.,
2006; Barcellos, 2009; Cobcroft y Battaglene, 2009).
Durante el E2 se observó que el crecimiento de los peces payaso fue similar entre
tratamientos, sin importar el color de fondo o la luminosidad probada, por lo menos en su
fase juvenil. En contraste, Shin et al. (2012) determinaron que el pez payaso de cola
amarilla Amphiprion clarkii puede mejorar su crecimiento (mayor expresión de ARNm
de la hormona de crecimiento) cuando se mantiene un espectro de luz verde y azul en las
unidades de cultivo, a diferencia de los peces cultivados bajo el espectro de color rojo.
Asimismo, se ha determinado que el espectro de luz rojo incrementa el nivel de estrés del
pez dorado Carrassius auratus, a tal magnitud que incluso puede generar daños en la
retina; de modo distinto de cuando se mantienen bajo un espectro de luz verde o azul
(Song et al., 2016).
A diferencia del crecimiento, los resultados demuestran que el color de fondo de las
unidades de cultivo influye sobre la expresión de color en la piel de los peces, donde los
mejores resultados se obtuvieron con el color de fondo negro. En este sentido, Yasir y
Qin (2009a) determinaron que los peces payaso A. ocellaris mejoran el color naranja-
rojizo en la piel cuando son mantenidos en unidades de cultivo con colores de fondo azul
o verde, mientras que la intensidad disminuye cuando se mantienen en contenedores con
color fondo rojo o blanco; además señalan que la intensidad de luz baja (20-50 lx)
promueve un mayor brillo en la piel del pez payaso.
Los cambios de color de la piel de algunos organismos acuáticos se presentan
principalmente por una adaptación al medio ambiente, como estrategia de protección
contra depredadores (camuflaje) (Oshima, 2001). Estos cambios son resultado de la
absorción, reflexión, y dispersión de la luz por los pigmentos y microestructuras dentro
del integumento de los peces (Moyle y Cech, 2004). En nuestro estudio los peces
sometidos a los tratamientos con fondo blanco, tuvieron una pigmentación más clara, e
incluso las franjas negras del cuerpo estaban poco definidas, lo que se considera fue una
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estrategia del mecanismo de camuflaje, ya que los peces trataban de mantener colores
similares a los del entorno. Lo anterior se ha observado en otras especies como el pargo
Pagrus auratus, el cual tiene una pigmentación más clara cuando los mantienen en
tanques blancos en comparación a al color que expresaen tanques negros (Doolan et al.,
2008).
Los resultados del estudio demuestran que la fuente y nivel de inclusión de carotenoides
a la dieta del pez payaso A. ocellaris afecta su pigmentación; de igual manera, el color de
fondo del tanque de cultivo tiene un efecto sobre la expresión del color en la piel. Por lo
que se recomienda mantener a los peces payaso en tanques con fondo negro (con o sin
iluminación extra) e incluir en la dieta 0.5 % de astaxantina para mejorar su pigmentación
corporal, con lo cual pueden competir en el mercado con peces silvestres.
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9.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni
El presente estudio es el primero en el que se evalúa el efecto de dos fuentes de
carotenoides en el crecimiento, composición proximal y contenido energético del huevo
de L. wurdemanni, por lo que se considera que los resultados son importantes para el
conocimiento de la especie.
Los resultados demuestran que independientemente de la fuente de carotenoides y el nivel
de inclusión en la dieta, su presencia promovió una mayor supervivencia en comparación
con el tratamiento control. Lo anterior puede ser debido a la propiedad antioxidante de
los carotenoides, que eliminan radicales libres derivados de una condición de estrés y
previenen la peroxidación de PUFAs en las dietas y tejido animal, lo que repercute
positivamente en su estado de salud y supervivencia (Chien et al., 2003; Wade et al.,
2015b). Al respecto Göcer et al. (2006), señalan que la adición de astaxantina (100 mg
kg-1) en dietas para camarón Penaeus semisulcatus promueve una mayor supervivencia
(92 %) en comparación con dietas con otras fuentes de carotenoides de origen vegetal
(75- 82 % de supervivencia). Niu et al. (2009) reportan resultados similares, debido a que
observaron que la inclusión de entre 100 y 400 mg kg-1 de astaxantina a la dieta de
postlarvas de Litopenaeus vannamei, permitió obtener una mayor supervivencia (70 a 78
%) a diferencia de aquellas dietas sin pigmentos (49 % de supervivencia). Por lo que se
recomienda incorporar a la dieta carotenoides como antioxidantes, particularmente
astaxantina que es 10 veces más eficiente que el β-caroteno (Meyers y Latscha, 1997), el
cual es metabolizado por los crustáceos para formar esteres de astaxantina, lo que
ocasiona un gasto energético superior al que se genera por el uso directo de astaxantina
(Meyers y Latscha, 1997; Hernández et al., 2015). Estas diferencias metabólicas son las
que pudieron dar como resultado que las dietas con astaxantina promovieran una mayor
supervivencia, calidad del huevo y pigmentación en comparación con el β-caroteno.
Además de la supervivencia, autores como Calado (2009), Flores et al. (2007) y Wade et
al. (2015b), mencionan que la presencia de carotenoides en la dieta de camarones
incrementan su velocidad de crecimiento. Sin embargo, en este estudio se observó un
crecimiento similar entre tratamientos, independientemente del nivel de inclusión,
ausencia/presencia o fuente de pigmentos. Este resultado se puede atribuir a que la dieta
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base cubrió los requerimientos nutrimentales mínimos para el crecimiento de la especie,
ya que durante su formulación se usaron ingredientes como harina de camarón y Spirulina
sp., que además de proteína, pudieron aportar pigmentos en proporciones suficientes para
cubrir requerimientos mínimos para el desarrollo de la especie.
Similar a los resultados de esta investigación, Göcer et al. (2006) determinaron que la
inclusión de pimiento rojo, flor de cempasúchil o astaxantina sintética a dietas para el
camarón P. semisulcatus, no afectaron su crecimiento, ya que registraron una ganancia
en peso similar entre tratamientos, lo que pudo deberse al alto nivel de nutrientes en la
dieta base (450 g kg-1 de proteína y 100 g kg-1 de lípidos). Por su parte Ju et al. (2011)
reportaron que el camarón blanco L. vannamei mantuvo tasas de crecimiento similares
cuando se les proporcionan dietas con astaxantina extraída de la microalga Haematococus
pluvialis o astaxantina sintética, lo que sugiere su capacidad de aprovechar ambas fuentes,
que es precisamente lo que ocurrió durante el presente estudio con las dos fuentes de
carotenoides evaluadas. En contraste, Wade et al. (2015a) indican que el crecimiento de
juveniles de Penaeus monodon fue significativamente superior al proporcionarles en las
dietas astaxantina, en comparación con aquellos en los que no se les proporcionó, lo que
indica que es un elemento fundamental en la nutrición eficiente de la especie.
El aprovechamiento del tipo y cantidad de carotenoides entre especies de crustáceos
puede ser diferente debido a sus habitos alimenticios, requerimientos metabólicos, e
incluso estadios de vida. En este contexto, especies carnívoras como Penaeus notialis y
P. monodon (Guillaume, 1997; Galindo et al., 2001) tienen requerimientos nutrimentales
superiores en comparación con especies omnívoras como L. vanammei, Macrobrachium
rosembergii o L. wurdemanni (Pascual et al., 2004; Rhyne y Lin, 2004; Teshima et al.,
2006). En este sentido se ha reportado que los crustáceos (principalmente las especies
omnívoras) tienen la habilidad de modificar su actividad metabólica de acuerdo a la
disponibilidad o calidad del alimento, con lo cual pueden aprovechar más eficientemente
los nutrientes de la dieta, como es el caso de los carotenoides (Pan et al., 2001; Calvo et
al., 2016).
Por otro lado, al igual que los lípidos, los carotenoides juegan un rol importante en la
reproducción de crustáceos, principalmente en la formación de gametos, en el número de
huevos y la tasa de eclosión o el total de larvas producido (Wade et al., 2015b). En este
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estudio se observó que la inclusión de 1 % de astaxantina en la dieta del camarón
pimienta, promovió que un mayor número de hembras maduraran sexualmente y tuvieran
desoves (33 % de la población) a diferencia de las dietas suplementadas con β-caroteno
(del 4 a 18 % del total de camarones) o la control (20 %). Lo anterior se debe a que los
crustáceos metabolizan mejor la astaxantina que el β-caroteno, y con ello, se facilita la
acumulación de pigmentos en el hepatopáncreas. Después su almacenamiento, los
carotenoides son utilizados para la maduración gonádica, ya que durante la vitelogénesis
secundaria son transportados por la hemolinfa a los ovarios (Wouters et al., 2001; Wade
et al., 2015b), lo que también propicia una mayor pigmentación de la gónada (Kalinina
et al., 2009).
Durante el mantenimiento de reproductores en cautiverio, se ha reportado una
dimisnución en la pigmentación de la gónada de los camarones. Por ello, Regunathan y
Wesley (2006) evaluaron el efecto de la incorporación de Spirulina (30 g kg-1) en trozos
de calamar como alimento para el camarón Fenneropenaeus indicus, con lo que mejoró
la calidad de los desoves, además de que aumentó el número y viabilidad de los nauplios.
Durante el presente estudio se tuvo un resultado similar, ya que al incorporar 1 % de
astaxantina en la dieta se registró un mayor contenido de proteína y energía en el huevo,
a diferencia de lo registrado en TC. Estos resultados indican que si bien los camarones
requieren ≤ 0.5 % de carotenoides en la dieta para su crecimiento, durante la fase
reproductiva es necesaria incrementar su nivel de inclusión para mejorar la calidad y
viabilidad de los desoves, debido a que los ovocitos dependen directamente de los
nutrientes trasferidos por la madre para desarrollarse (Racotta et al., 2003).
Los resultados de este estudio indican una clara interacción entre los carotenoides y la
composición de proteína y energía de los huevos en desarrollo, lo que se relaciona con la
función que tienen los pigmentos como moléculas bioactivas y su conversión en
retinoides, los cuales están implicados en el desarrollo celular (Liñán-Cabello et al.,
2002). Sin embargo es importante considerar que conforme se lleva a cabo el desarrollo
embrionario, la composición proximal de los huevos puede variar debido al uso de energía
para el desarrollo del embrión hasta su eclosión (García-Guerrero et al., 2003).
Por otra parte, se observó que las dos fuentes de carotenoides, promovieron la
acumulación de pigmentos en L. wurdemanni, sin embargo, el aumento en los niveles de
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astaxantina generó una disminución en la concentración de carotenoides totales en el
tejido de los camarones, posiblemente relacionado con un exceso que tuvo que ser
eliminado por excreción, que a su vez pudo ocasionar un mayor gasto metabólico para su
liberación. Lo anterior es importante de considerar, sobre todo porque la astaxantina
puede depositarse de forma libre, esterificada y en complejos de proteína
(carotenoproteínas) (Matsuno, 2001), sin embargo posiblemente el organismo tiene un
límite de almacenamiento, y el resto debe eliminarse junto con las heces sin que se
metabolice. En contraste, al aumentar el nivel de inclusión de β-caroteno en la dieta, la
acumulación de carotenoides totales también incremento en el tejido, debido a la
capacidad que tienen los crustáceos para oxidar las posiciones 3, 3´,4, 4´ de los anillos β-
ionona del β-caroteno y transformarlo en esteres de astaxantina durante el metabolismo
lo que permitió el incremento paulatino en relación con la concentración en la dieta
(Meyers y Latscha, 1997; Tapia-Salazar et al., 2008), a diferencia de las dietas con
astaxantina, la cual se integró directamente a los procesos metabólicos de los camarones
(Chien y Jeng, 1992). Al respecto Yamada et al. (1990) reportan que en el camarón
Penaeus japonicus, se puede incrementar el contenido de carotenoides en el músculo de
14 a 40 mg kg-1 al aumentar de 0 a 200 mg kg-1 la astaxanina en la dieta, sin embargo esa
correlación se pierde al agregar 400 mg kg-1 de astaxantina, lo que demuestra un límite
máximo de almacenamiento, similar al observado en los camarones pimienta de la
presente investigación.
Los resultados de este estudio indican además que el camarón pimienta L. wurdemanni
tiene la capacidad de almacenar una conentración de pigmentos superior al reportado para
otros crustáceos comerciales (Boonyaratpalin et al., 2001; Supamattaya et al., 2005;
Göcer et al., 2006; Yanar et al., 2012), lo cual se debe posiblemente a las coloraciones
intensas que son características de los crustáceos carideos de arrecife, de ahí su interés en
acuarofilia. Sin embargo, es importante considerar que la coloración corporal puede
variar entre individuos de una misma especie (hasta del 300 %) debido al sexo, edad,
madures sexual o tipo de alimento consumido (Meyers, 2000). Al respecto Négre-
Sadargues et al., 2000 observaron que los juveniles del camarón de mar profundo
Rimicaris exoculata acumulan una mayor cantidad de carotenoides en el músculo (325
µg g-1) en comparación a los adultos (79 µg g-1). En este estudio, la mayor concentración
de carotenoides totales en el cefalotórax de los camarones del tratamiento B(0.5) a
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diferencia del contenido en el abdomen, pudo ser resultado del proceso de ovogénesis
observado en la mayoría de las hembras de este grupo en comparación con los camarones
de los demás tratamientos, a pesar de que se inició con postlarvas de una edad similar.
Otras variables como: las condiciones de iluminación, color del fondo, época del año y
estado fisiológico de los animales, son responsables de la variación del contenido de
pigmentos en los crustáceos, por lo que deben ser considerados durante su cultivo (Yanar
et al., 2004; Parisenti et al., 2011; Calvo et al., 2016).
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9.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni
La característica más importante de las especies de ornato es la intensidad y variación de
sus colores, lo que en muchas ocasiones puede definir el precio en el mercado. Sin
embargo factores como la alimentación, edad, sexo y condiciones ambientales pueden
afectar el color de los organismos (Pan et al., 2001; Yasir y Qin, 2009; Wade et al., 2015).
Por lo que es importante establecer las condiciones de mantenimiento y cultivo en
cautiverio que permitan preservar y mejorar la coloración de peces y camarones (Calvo
et al., 2016). En este contexto, el presente estudio es el primero en demostrar que el color
de fondo de las unidades experimentales tienen efecto sobre la acumulación y expresión
de carotenoides en el cuerpo del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.
Por otro lado, los resultados indican que tanto la supervivencia como el peso ganado (%)
de los camarones pimienta sometidos a los diferentes tratamientos fueron similares, lo
que indica que la variación del color de fondo, espectro de luz y luminosidad (15 a 300
lx) no influyó en estas variables. Al respecto You et al., (2006) observaron que el
crecimiento del camarón blanco Litopenaeus vannamei fue similar a una luminosidad de
18 a 210 lx, aunque al aumentarla de 450 a 2500 lx si se presentó un incremento
significativo del crecimiento. Lo anterior pudo deberse a que en condiciones de alta
luminosidad, algunos crustáceos disminuyen su actividad, sin embargo, siguen
consumiendo alimento, lo que permite que se almacene una mayor cantidad de energía
que se destina para el crecimiento (Xiaowu et al., 2011). No obstante, el efecto de la
luminosidad en los crustáceos puede variar entre especies, ya que de manera natural
habitan en una gran variedad de ecosistemas. En el caso del camarón pimienta, su
tolerancia a la alta luminosidad puede ser limitada debido a que en el medio natural,
durante el día se mantienen en cuevas de los sistemas arrecifales y en la noche tienen una
mayor actividad, lo que en general es una característica de los crustáceos (Aréchiga et al.,
1993; Calado, 2009).
Por otra parte se observó que los camarones de los tratamientos con fondo negro
(ambiente más oscuro) tuvieron una mayor longitud final (cm) y un mayor peso ganado
(%), lo que pudo deberse a que los camarones tuvieron mayor actividad y menor estrés
en comparación con los tratamientos de fondo blanco, lo cual pudo propiciar una mejor
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eficiencia digestiva (El-Sayed y El-Ghobashy, 2011). El estrés en los organismos
acuáticos puede tener repercusiones negativas en su estado de salud y por tanto en el
crecimiento, por lo que el color de fondo del sistema de cultivo es de gran relevancia,
principalmente en las fases larvarias de peces y crustáceos (Rabbani y Zeng, 2005;
Cobcroft y Battaglene, 2009; El-Sayed y El-Ghobashy, 2011). Al respecto Rabbani y
Zeng (2005) demostraron que las larvas del cangrejo Scylla serrata, tuvieron una mayor
supervivencia en contenedores de fondo oscuro (negro, verde oscuro y marrón) en
comparación con los observados en colores claros. Además, los fondos obscuros
promovieron una mayor velocidad de crecimiento, lo que se atribuyó a una alimentación
más eficiente por el contraste del color de fondo con la presa y a la disminución del estrés
en las larvas.
El resultado más relevante de este experimento fue el conocer el efecto que genera el
color de fondo de la unidad experimental y el espectro de luz sobre la acumulación de
carotenoides totales en el cefalotórax de los camarones. Lo cual se debe a que los
camarones de los tratamientos NR y SL tuvieron un mayor contenido carotenoides totales
en el cefalotórax en comparación con los tratamientos BBl, BR e incluso NBl, lo que
marca una tendencia a que el ambiente más oscuro promueve una mayor almacenamiento
de pigmentos. Esto puede deberse a que los camarones mantenidos en el color de fondo
negro incrementaron el contenido de caroteproteinas (crustacianina) (Weesie et al., 1995;
Velu et al., 2003) en el hepatopáncreas para mejorar el camuflaje. La crustacianina, es
una proteína única en los crustáceos y tiene una alta afinidad con la astaxantina, con lo
que promueve su acumulación y cambios en la expresión de color de los tejidos (Wade et
al., 2012). Esto puede ocasionar que de manera natural los camarones presenten
variaciones en la coloración corporal, a pesar de mantenerse en condiciones similares,
como ocurrió durante la presente investigación, en la que se observaron variaciones tanto
en el color corporal como en la intensidad de su expresión. Los camarones mantenidos
en las peceras con fondo negro presentaron, en algunos casos, una pigmentación marrón
e incluso tonos de color azul a diferencia de los que estaban en el fondo blanco, donde
los camarones tenían una mínima expresión de color rojo. Esta variación en la
pigmentación se debe precisamente a la intervención de la crustacianina, que provoca un
desplazamiento batocrómico en los cromatóforos de los crustáceos (Parisenti et al., 2011).
Esta modificación ocasiona que la longitud de onda que absorbe la astaxantina cambie de
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475 a 632 nm, con lo que es capaz de absorber los colores verde, azul o morado del
espectro de luz (Bauer, 2004).
Lo anterior se observa precisamente en los resultados de la escala de valores de RGB,
donde los camarones que se mantuvieron en los tratamientos con fondo negro tuvieron
los valores más bajos de verde (G) y azul (B), lo que representa una mayor intervención
de esos colores en la expresión de color. Al respecto, se reporta que camarones L.
vannamei cultivados en sistemas con fondo negro presentaron una pigmentación más
oscura en comparación con aquellos cultivados en un sistema con fondo blanco. Además,
los camarones que permanecieron en fondo obscuro presentaron una coloración naranja
más intensa después de su cocción, lo que indica una mayor acumulación de pigmentos
en el cuerpo (Parisenti et al., 2011). Por su parte Tume et al. (2009) reportan que el
camarón tigre Penaeus monodon mantiene la misma concentración de astaxantina en el
cuerpo (29-33 µg g-1), independientemente de que se cultive en tanques negros o blancos
aunque, sin embargo, la pigmentación naranja y roja después de la cocción, es superior
en los camarones cultivados en sistemas con fondo negro.
Por otro lado, durante el estudio se comprobó que el contenido de carotenoides totales en
el abdomen de los camarones sometidos a los diferentes tratamientos era similar, a pesar
de las variaciones en la expresión de color. Debido a ese resultado, es que se decidió
cambiar a los camarones de tratamientos durante 72 h, y con lo que se corroboró la
presencia de los pigmentos, debido al cambio en la expresión de color en el cuerpo. Los
resultados sugieren que el cambio de fondo blanco al negro promovió la expansión de los
cromatóforos; mientras que el cambio de fondo al negro, promovió su contracción como
estrategia de camuflaje (Tume et al., 2009).
La adaptación al color de fondo (camuflaje) en los crustáceos, surge principalmente como
una medida para disminuir la fotorrecepción, y con ello evitar ataques por depredadores
(Stevens y Merilaita, 2009; Shiraki et al., 2010). Es importante considerar que el
camuflaje solo se da por la percepción de luz mediante los ojos, ya que se ha demostrado
que los cromatóforos de crustáceos Paleomonidos no cambian cuando uno de los ojos es
removido, sin embargo, si ambos ojos son removidos, los cromatóforos se expanden,
independientemente de la intensidad de luz y del color de fondo (Perkins, 1928). Por otra
parte, se ha demostrado que el langostino Macrobrachium tenellun expande sus
DISCUSIÓN
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112
cromatóforos como respuesta a la exposición a altas intensidades de luz (3500 lux). Sin
embargo, independiente del camuflaje, esta adaptación surge como una respuesta
fisiológica contra posibles daños tisulares, que en el entorno natural se asocian a la
exposición del espectro infrarojo y ultravioleta de la luz (Vega-Villasante et al., 2015).
Otros factores como la alimentación, calidad del agua, fase de desarrollo, rango social,
dimorfismo sexual y contaminación por metales pesados como el cobre, pueden afectar
la acumulación y expresión de pigmentos en los camarones (Pan et al., 2001; Todd et al.,
2011; Martínez et al., 2014).
Se considera que usar los valores de la composición de color RGB por tratamiento, fue
una herramienta eficiente debido a que describieron objetivamente la variación de color
que se observó visualmente. Por otra parte, los valores de RGB, que comprenden de una
escala de 0 a 225 (Ahmad y Reid, 1996; Tlusty, 2005), permiten establecer límites con
los que se pueden desarrollar ecuaciones que describan un proceso físico como es la
pigmentación de los camarones. Al respecto, Wade et al. (2014) mencionan que la
evaluación del color en los camarones mediante imágenes digitales puede tener limitantes
o errores durante la interpretación o conversión de los datos, por lo que se deben buscar
alternativas más confiables. La evaluación del color sobre un área específica del cuerpo
de los camarones puede disminuir el error inherente a la técnica. Por lo anterior, en este
estudio se usó la región correspondiente al segundo y tercer somito abdominal, debido a
que todos los camarones mantuvieron una expresión de color constante en esta sección.
A diferencia de lo anterior, Calvo et al. (2016) seleccionaron la región del pedúnculo
ocular y el segundo segmento abdominal para la evaluación del color del camarón
pimienta L. boggessi. Estas regiones puedes establecerse previamente, y de acuerdo a las
variaciones fenotípicas que presenta cada especie de crustáceo.
Una ventaja de utilizar los valores para el color en RBG, es que estos pueden ser aplicados
en diferentes software para el procesamiento o edición de imágenes digitales, y obtener
un color promedio, que pueda compararse posteriormente con escalas colorimétricas
como la Pantone®. Tanto la escala Pantone® como el “índice de color” propuesto para el
presente estudio, pueden ser un complemento a la observación in situ, como lo sugiere
Gregati et al. (2010), para evaluar la pigmentación y desarrollo de la gónada del camarón
bandeado Stenopus hispidus.
DISCUSIÓN
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113
Con los resultados del IC, se determinó que los valores de 0 a 0.5 representaban las
coloraciones más intensas (menor luminosidad), similar al de los camarones silvestres,
mientras que los valores de 0.6 a 1 correspondieron a las coloraciones de baja intensidad
(mayor luminosidad) que pudiera no expresar la pigmentación necesaria para la
comercialización de los camarones. El estudio demostró que es conveniente utilizar color
de fondo oscuro para mejorar el crecimiento y pigmentación corporal del camarón
pimienta L. wurdemanni, además que la luminosidad baja (15-33 lx) en combinación con
el color de fondo oscuro mejora la acumulación de carotenoides en la región del
cefalotórax, lo que podría mejorar la calidad de los gametos.
CONCLUSIONES
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114
10. CONCLUSIONES
10.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez
payaso Amphiprion ocellaris
El pez payaso A. ocellaris requiere para su crecimiento eficiente una dieta con 41
% de proteína y 10 % de lípidos.
EL crecimiento de los peces payaso mejora al incorporar en las dietas proteína de
origen vegetal en las formulaciones, con lo que incluso se podría disminuir en
nivel de la proteína en la dieta (< 40 %) al utilizar contenidos de lípidos ≥ 10 %.
10.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni
Una relación de 330/70 g kg-1 de proteína/lípidos, es suficiente para el crecimiento
óptimo de la especie, sin embargo, es necesario incrementar su contenido en la
dieta (410/90 g kg-1) para una maduración gonádica eficiente.
10.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el
crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris
La incorporación de astaxantina o luteína, y la variación de color de fondo o
iluminación no afecta la supervivencia y crecimiento de juveniles de peces
payaso.
La adición de 0.5 % de astaxantina a la dieta de los peces es suficiente para
mejorar la pigmentación roja, mientras que la luteína promueve una pigmentación
amarillenta, independientemente del nivel de inclusión a la dieta.
La inclusión de 0.5 y 1.0 % de astaxantina en las dietas promueve una mayor
acumulación de pigmentos en el tejido del pez, la cual es estadísticamente superior
a lo que se acumula cuando se usa luteína.
El fondo de color negro mejora la pigmentación roja y la presencia de las bandas
negras en el cuerpo del pez payaso, mientras que en fondo con color blanco,
disminuye la expresión de pigmentos.
CONCLUSIONES
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
115
10.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y
pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.
La variación en el tipo y cantidad de carotenoides evaluado no afecto el
crecimiento del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.
La suplementación de dietas con carotenoides promueve el aumento de la reservas
energéticas en embriones del camarón pimienta L. wurdemanni.
El camarón pimienta L. wurdemanni puede metabolizar β-caroteno para
almacenar esteres de astaxantina.
Tanto la astaxantina como el β-caroteno promueven la pigmentación del camarón
L. wurdemanni.
10.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del
camarón pimienta Lysmata wurdemanni
El color de fondo del sistema de cultivo o tipo de iluminación, no tiene efecto
sobre la supervivencia, crecimiento y contenido de astaxantina en el abdomen del
camarón pimienta.
El fondo negro y luminosidad ≤ 30 lux mejoran la acumulación de pigmentos en
el cefalotórax de los camarones.
El color del fondo del sistema de cultivo afecta la expresión de pigmentos en el
camarón, a diferencia del tipo de iluminación que parece no tener efecto.
Los valores de RGB y el índice de color propuesto describen de manera efectiva
la variación en la pigmentación de los camarones, por lo que ambas variables
pueden ser utilizadas para el análisis cuantitativo del color en los camarones de
ornato u otras especies.
LITERATURA CITADA
Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________
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ANEXOS
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141
12. ANEXOS
Molienda de harinas. Preparación y pesado
de aceites, vitaminas, minerales y aditivos.
Tamizar ingredientes solidos
de 300 a 400 micras.
Mezclar de 15 a 20 min hasta
obtener una masa homogénea y con
textura pastosa
Agregar el resto de
ingredientes solidos
(previamente molidos).
Agregar agua a 60 °C (El
equivalente al 35 % del peso
total del alimento
Mezclar harinas por 15 min.
Anexo 1. Elaboración de dietas
Mezclar por 10 min.
Agregar aceites (Los pigmentos
pueden ser diluidos previamente
en uno de los aceites)
Mezclar por 15 min.
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Pelletizar y deshidratar por 24 h a
60 °C.
ANEXOS
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Anexo 2. Contenido de carotenoides totales
Piel o musculo de los peces o
camarones
≈ 1 g de muestra
Lectura en espectrofotómetro de
UV visible a 750 nm
Almacenamiento a 4
°C por 48 h
Centrifugar a 4000 rmp por
7 min
10 ml de acetona
anhidra