Embed Size (px)
DESCRIPTION
Derechos Reservados 2010-2011: Publicación Rechazada.
Citation preview
1
PRODUCCIÓN DE CEDRO ROJO
(Cedrela odorata L.)
Marcelo Santiago Hernández
2
ÍNDICE
I INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………6
II DESCRIPCIÓN DE LA ESPECIE ................................................................ 8
2.1. Clasificación Taxonómica. ............................................................................................... 8
2.2. Descripción Botánica. ....................................................................................................... 8
2.2.1. Las hojas. ................................................................................................................... 8
2.2.2. Las flores. .................................................................................................................. 9
2.2.3. Frutos. ........................................................................................................................ 9
2.2.4. Semillas. .................................................................................................................... 9
2.3. Fenología. ...................................................................................................................... 10
2.3.1. Floración. ................................................................................................................. 10
2.3.2. Fructificación. .......................................................................................................... 10
2.4. Usos. ............................................................................................................................... 10
2.5. Condiciones ambientales y ecología............................................................................... 11
2.5.1. Distribución. ........................................................................................................... 11
2.5.2. Clima. ...................................................................................................................... 11
2.5.3. Altitud. ..................................................................................................................... 12
2.5.4. Temperatura. ............................................................................................................ 12
2.5.5. Precipitación. ........................................................................................................... 12
2.6. Suelos y Topografía. ...................................................................................................... 12
2.7. Cobertura Forestal Asociada. ......................................................................................... 14
III PRODUCCIÓN DE PLANTAS .................................................................................... 15
3.1. Recolección de Frutos. ............................................................................................... 15
3.2. Técnicas. ......................................................................................................................... 15
3.2.1. Secado. .................................................................................................................... 15
3
3.2.2. Cribado. ................................................................................................................... 16
3.3 Procesamiento de Frutos y semillas. ............................................................................... 16
3.4. Calidad Física y Germinación. ....................................................................................... 16
3.5. Almacenamiento. ............................................................................................................ 17
3.5.1. Almacenamiento a temperatura ambiente. .............................................................. 17
3.6. Siembra. .......................................................................................................................... 18
3.6.1. Almácigo o Semillero. ............................................................................................. 18
3.6.2. Trasplante. ............................................................................................................... 19
3.6.3. Deshierbe. ................................................................................................................ 20
3.7. Plantación. ...................................................................................................................... 20
3.7.1. Sistema de Plantación. ............................................................................................. 20
3.7.2. Método de Siembra. ................................................................................................. 21
3.7.3. Preparación del terreno. ........................................................................................... 21
3.7.4. Manejo en el Terreno. ............................................................................................. 22
3.7.5. Densidad de Plantación. .......................................................................................... 22
3.7.6. Época de Plantación. ............................................................................................... 23
3.7.7. Control de Maleza. .................................................................................................. 23
3.7.8. Podas. ....................................................................................................................... 23
3.8. Fertilización. ................................................................................................................... 24
3.8.1. Fertilizantes con macronutrientes. ........................................................................... 26
3.8.2. Fertilizantes con nutrientes secundarios. ................................................................. 27
3.8.3. Fertilizantes con micronutrientes............................................................................. 28
3.9. Técnicas de aplicación. ................................................................................................... 28
IV PLAGAS Y ENFERMEDADES .................................................................. 30
4.1. Plagas. ............................................................................................................................. 30
4
4.1.1. Hormiga arriera, Atta spp. ....................................................................................... 30
4.1.2. Lengüetas o Babosas, Sarasinula plebeia. .............................................................. 32
4.1.3. Piojo harinoso, Mastigimas spp. .............................................................................. 33
4.1.5. Gusano barrenador de la Meliáceas, Hypsipyla grandella. ..................................... 35
4.1.6. Gusano Minador, Phyllocnistis spp. ........................................................................ 36
4.2. Enfermedades. ................................................................................................................ 37
4.2.1. Antracnosis por Colletotrichum............................................................................... 37
4.2.2. Antracnosis por Gloeosporium. ............................................................................... 38
4.2.3. Damping-off por Pythium. ....................................................................................... 39
4.2.4. Damping-off por Rhizoctonia. ................................................................................. 41
4.2.5. Fusarium spp. .......................................................................................................... 42
4.2.6. Manchado por Alternaria alternata. ........................................................................ 43
4.2.7. Mancha foliar por Cylindrosporium. ....................................................................... 44
4.2.8. Mancha foliar grasienta por Phyllachora swieteniae. ............................................. 44
4.2.9. Mancha foliar por Phyllosticta. ............................................................................... 45
4.2.10. Mancha foliar por Septoria. ................................................................................... 46
4.2.11. Mancha foliar por Stemphylium. ............................................................................ 47
4.2.12. Muerte apical y cuello por Phomopsis. ................................................................. 48
4.3. Trastornos Fisiológicos. ................................................................................................. 49
4.3.1. Raíz Torcida. ........................................................................................................... 49
4.3.2. Quemaduras de Sol. ................................................................................................. 50
4.3.3. Temperaturas Bajas y Heladas. ............................................................................... 51
V CONCLUSIONES ......................................................................................... 52
VI BIBLIOGRAFÍA ......................................................................................... 53
5
ÍNDICE DE FIGURAS Y TABLAS Figura 1: Árbol de Cedro y sus partes. ....................................................................................... 8
Figura 2: Producción de plantas de cedro. ............................................................................... 20
Figura 3: Deshierbe manual. .................................................................................................... 20
Figura 4: Arboles establecidos en el terreno. ........................................................................... 22
Figura 5: Hormigas en el follaje. .............................................................................................. 30
Figura 6: Lengüeta en la bolsa de polietileno. ......................................................................... 32
Figura 7: Piojo harinosos en plántulas. .................................................................................... 33
Figura 8: Estado larval de Phyllophaga. .................................................................................. 34
Figura 9: Barrenador del tallo. ................................................................................................. 35
Figura10: Minador de las Hojas. .............................................................................................. 36
Figura 11: Manchas foliares de Colletoctichum. ...................................................................... 37
Figura 12: Macha Foliar por Gloesporium. .............................................................................. 38
Figura 13: Daños de Damping off. ........................................................................................... 39
Figura 14: Micelio de Rhizoctonia. .......................................................................................... 41
Figura 15: Micelio de Fusarium spp. ....................................................................................... 42
Figura 16: Micelio de Alternaria a. ......................................................................................... 43
Figura 17: Mancha foliar del cedro. ......................................................................................... 44
Figura 18: Mancha Foliar grasienta. ........................................................................................ 44
Figura 19: Micelio de Phylloticta. ........................................................................................... 45
Figura 20: Micelio de Septoria. ................................................................................................ 46
Figura 21: Conidioforos de Stemphylium. ................................................................................ 47
Figura 22: Daños causados por Phomopsis. ............................................................................. 48
Figura 23: Raíz torcida del cedro. ............................................................................................ 49
Figura 24: Efecto del Sol en las plantas. .................................................................................. 50
Figura 25: Muerte de plantas por bajas temperaturas. ............................................................. 51
Tabla 1: Macro y Micronutrientes ............................................................................................ 25
Tabla 2: Deficiencias nutricionales .......................................................................................... 25
6
PROLOGO
La Universidad Veracruzana atravez de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias,
Campus Tuxpan., comprometida a dar soluciones a los problemas que enfrenta la región, con
su desarrollo humano y profesional cuyo compromiso es siempre estar en servicio a la
comunidad.
La producción Cedro Rojo (Cedrela odorata), Es una obra de investigación de esta
máxima casa de estudios de Veracruz, en ella se abordaran los temas de su descripción
taxonómica y botánica, sus requerimientos edáficos, climáticos, topográficos, labores
culturales, manejo de plántulas, fertilización e identificación de las principales plagas y
enfermedades en vivero.
Con ello deseamos ponernos a su disposición la presente investigación.
Marcelo Santiago Hernández
AGRADECIMIENTOS
A todos los Técnicos y personal del Vivero Forestal Tuxpan de la Comisión Nacional Forestal
(CONAFOR), por sus aportaciones y sus enseñanzas que aprendí durante esta investigación y
en la realización del Servicio Social.
Muchas Gracias.
7
I INTRODUCCIÓN El cedro rojo (Cedrela odorata), es una de las maderas preciosas más empleadas y preferidas
en América Tropical, la madera se asemeja a la caoba; es aromática, fácil de trabajar y pulir,
con amplia gama de usos en construcción, carpintería y ebanistería. Se distribuye desde el
norte de México hasta el norte de Argentina (Aguilar Cumes & Aguilar Cumes. 1992).
Esta especie cada día es más preciada en México., Describiremos sus requerimiento
edáficos y climáticos, propagación, establecimiento de plantación así las diferentes plagas que
lo atacan ampliando la información general de la especie utilizando una revisión bibliográfica
para tener en cuenta su ecología, distribución, sus usos, en fin características generales del
comportamiento y resistencia que tiene dicha especie ante los agentes patógenos y dar un
posible control
La característica peculiar de esta especie es su corteza hendida a lo largo del fuste, de
color oscuro hasta moreno rojiza, con partes de la superficie blanquecina y brillante; el tronco
suele ser recto, esbelto y con pequeños contrafuertes en la base; las hojas al estrujarlas
despiden un olor amargo parecido al de los ajos, característica que se extiende al sabor de la
madera (Pennington, y Sarukhán. 2005).
Los árboles muy jóvenes tienen su corteza lisa y ligeramente blanquecina, también
típico de su aspecto, las inflorescencias son péndulas y presentan los frutos abiertos en el ápice
cuando han dejado salir la semilla, lo que ayuda a identificar la especie, el cedro es una
especie muy conocida debido a que por más de 50 años lo precioso de su madera, que se
exporta a otros países, ha constituido una de las principales fuentes de trabajo para muchas
personas (Wikipedia, 2010).
8
II DESCRIPCIÓN DE LA ESPECIE
2.1. Clasificación Taxonómica.
(Wikipedia, 2010 & Cintron, 1990)
2.2. Descripción Botánica.
Árbol grande de hasta 40 m de altura y hasta 2.0 m de diámetro; es deciduo, tiene copa
amplia, follaje ralo, de textura media. Presenta raíces extendidas y superficiales y la base del
fuste con aletones bien desarrollados en suelos poco profundos, y raíces profundas de base
acanalada en suelos fértiles.
El fuste es cilíndrico; la corteza muerta es agrietada, desprendible en placas grandes de
color gris; la corteza viva es fibrosa, rosada o rojo pardo. Su madera tiene albura de color
blanco grisáceo, con duramen color pardo rojizo y olor característico. Posee cierta resistencia
al ataque de hongos e insectos; es fácil de trabajar, cepillar, tallar, tornear y lijar. Tiene una
gravedad especifica de 0.36 g/cm3; su peso verde promedio es de 620 Kg/m3, con 74% de
humedad (Cintron, 1990).
2.2.1. Las hojas.
Son alternas paripinnadas, sin estípula, agrupadas al final de la rama, de 5 a 11 pared
de foliolos opuestos, lanceolados a obovados (Cintron, 1990).
Reino: Plantae.
Clase: Magnoliopsida
Orden: Sapindales.
Familia: Meliaceae.
Género: Cedrela.
Especie: Cedrela odorata L.
Figura 1: Árbol de Cedro y sus partes.
9
2.2.2. Las flores.
Cinco son perfectas, de color blanco, agrupadas en racimos florales o panículas
grandes de 30 a 50 cm, con cáliz irregularmente dentado. Son unisexuales y presentan cinco
pétalos pubescentes color crema verduzco. En flores femeninas las anteras son delgadas, el
estigma es verde, globoso y capitado (Cintron, 1990).
La capsula leñosa es redondeada en ambos extremos.
2.2.3. Frutos.
Son cápsulas con dehiscencia longitudinal septicida (se abre en cinco carpelos). Es
leñoso, color café oscuro, de superficie externa lenticelada y lisa. El fruto se desprende una
vez liberadas las semillas. En estado inmaduro, poseen un color verde y al madurar se tornan
café oscuro. En infrutescencias de hasta 30cm de largo, péndulas. Capsulas leñosas
dehiscentes (parecidas a nueces), de 2.5 a 5cm de largo, con un fuerte olor a ajo y produciendo
un exudado blanquecino y acuoso cuando están inmaduras.
El fruto contiene alrededor de 20 a 40 semillas y permanece adherido al árbol por
algún tiempo (CATIE a, 1997).
2.2.4. Semillas.
Presentan una forma ovoide, comprimida, de unos 5 a 6 mm de largo, provistas de un
ala lateral, oscura, lisa, membranosa, persistente, fácilmente quebradiza, de unos 18 20 mm de
largo, incluyendo a la semilla. La testa es de color castaño rojizo, el embrión es recto,
comprimido, de color blanco o crema y ocupa gran parte de la cavidad de las semillas.
Tiene dos cotiledones grandes, planos, foliáceos, frondosos, ligeramente ovoides
(CATIE a, 1997). La radícula es corta e inferior. Estas semillas presentan una delgada capa de
endospermo, triploide, firme, carnoso, amargo, blanco y opaco.
10
2.3. Fenología.
Existe asimetría en los procesos fenológicos según región y sitio.
2.3.1. Floración.
Esta especie en la región se encuentra en floración los meses de mayo, junio y julio.
2.3.2. Fructificación.
La formación de los frutos inicia en junio y julio, desarrollan y llegan a su madurez
hasta los primeros meses del siguiente año.
Los frutos alcanzan su madurez fisiológica a finales del mes de enero, febrero, marzo y
abril, y se ha observado en campo que durante el mes de marzo se aprecia el mayor número de
individuos con frutos maduros listos para su recolección.
A finales de año el cedro empieza a defoliarse para sobrellevar el periodo más seco de
la época de sequía, que se presenta los meses de febrero, marzo y abril. Por tal circunstancia
los árboles de cedro al momento de que los frutos alcanzan la madurez se encuentran sin
hojas, lo que facilita su estimación productiva y su recolección (CATIE b, 1997).
2.4. Usos.
La madera de cedro puede usarse en acabados y divisiones de interiores, muebles de
lujo etc. Se seca al aire con moderada rapidez, con leves defectos; las contracciones son bajas
y uniformes y se considera como una madera noble para el secado convencional en horno. Se
clasifica como una madera moderadamente difícil de preservar (IRENA, 1992)
11
2.5. Condiciones ambientales y ecología.
2.5.1. Distribución.
Se distribuye en las zonas de vida: Bosque Húmedo tropical (bh-T), Bosque Húmedo
subtropical (bh- S), Bosque Seco Tropical (bs - T) entre otros.
El cedro es un árbol del Neotrópico, encontrándose en los bosques de las zonas de vida
subtropical o tropical húmedas o Estacionalmente secas, desde la latitud 26º N.
En la costa pacífica de México, a través de la América Central y las Indias
Occidentales, hasta las tierras bajas y el pie de los cerros de la mayoría de la América del Sur
hasta una elevación de 1,200 m, con su límite sureño alrededor de la latitud 28º S. en
Argentina (Aguilar, 1966).
El cedro se puede encontrar siempre de manera natural en los suelos bien drenados, a
menudo pero no de manera exclusiva en piedra caliza y tolera una larga temporada seca pero
no prospera en las áreas con una precipitación de más de 3000 mm o en los sitios con suelos
densos o anegados.
Los árboles individuales se encuentran por lo general esparcidos en los bosques mixtos
semi-siempre verdes o semi-caducifolios dominados por otras especies (Ugalde, 1998).
2.5.2. Clima.
El cedro es una especie generalista en cuanto al clima, encontrándose sobre una vasta
distribución geográfica de fajas latitudinales cálidas, desde el bosque subtropical seco (en la
parte transicional húmeda) en México y en parte de las Indias Occidentales, a través del
bosque subtropical húmedo hasta el bosque subtropical muy húmedo en las Indias
Occidentales y la América Central, hasta las zonas de vida tropical húmeda y muy húmeda y
tropical Premontano húmeda y muy húmeda en la región ecuatorial (Aguilar, 1966).
12
Es más abundante en las tierras bajas y el pie de los cerros (viéndose reemplazada por
especies tales como C. montana y C. lilloi a mayores elevaciones) en los bosques húmedos. El
cedro sobrevive en las áreas con una menor precipitación (hasta de aproximadamente 1000
mm anuales), pero crece con lentitud y muestra una forma achaparrada.
En la América Central y del Sur, en las áreas con una precipitación anual de menos de
2000 mm y en los suelos derivados de piedra caliza, el cedro se puede convertir en la especie
localmente dominante. (Solano y Villalobos 2000).
2.5.3. Altitud.
Se le encuentra desde el nivel del mar hasta 1,200 msnm (PROSEFOR, 1997).
2.5.4. Temperatura.
Con temperaturas promedio entre 20 a 32ºC (PROSEFOR, 1997).
2.5.5. Precipitación.
Precipitación entre 1,200 a 3,000 mm por año, con una estación seca de tres a cuatro
meses (PROSEFOR, 1997).
2.6. Suelos y Topografía.
El cedro es una especie que requiere de suelos fértiles, profundos, bien drenados y
aireados con buena disponibilidad de elementos mayores.
Prefiere suelos de depósitos francos, no soporta suelos inundados, ni con altos
contenidos de aluminio, hierro y zinc llamados suelos ácidos. (Vázquez 1989).
13
El cedro puede ser muy demandante en cuanto a sus requisitos de suelo, pero hasta
ahora estos requisitos no se entienden con exactitud.
En las Indias Occidentales se le puede encontrar de manera más común en las arcillas
derivadas de piedra caliza, pero crece también en los sitios bien drenados sobre suelos ácidos
derivados de rocas volcánicas clasificados como Ultisoles.
El denominador común parece ser el drenaje y la aireación del suelo y no su Ph. En
Trinidad, el único factor común a todos los sitios mostrando un buen crecimiento fue el buen
drenaje de la superficie. De igual manera, en México y la América Central, el cedro es común
en los suelos y las ruinas bien drenados (Carpio, 1992).
La fertilidad del suelo puede ser también importante, ya que en algunas pruebas el
cedro creció de mejor manera en los suelos enriquecidos con los restos quemados del bosque
secundario. No se han efectuado estudios definitivos sobre los requisitos de nutrientes más allá
de la etapa de plántula.
Los síntomas de estrés ocasionado por los suelos pobres son: una apariencia quemada
de las raíces, el desarrollo de una forma de sauce llorón en los brinzales, las hojas se vuelven
delgadas y pendientes o la pérdida de hojas a intervalos irregulares durante la temporada
lluviosa (Salas, 1993).
14
2.7. Cobertura Forestal Asociada.
El cedro se distribuye en diferentes lugares del mundo debido a sus características
especiales, por ejemplo, en Puerto Rico el cedro se encuentra en las zonas de vida subtropical
húmeda y subtropical muy húmeda, pero es más común en la zona de vida subtropical húmeda
en los suelos derivados de piedra caliza.
Otras especies comúnmente encontradas en la capa arbórea de esta asociación son: el
tortugo amarillo (Sideroxylon foetidissimum), la sanguinaria (Sideroxylon salicifolia), la moca
(Andira inermis), el aquilón (Terebraria resinosa), el ucar (Bucida buceras), el cupey (Clusia
rosea), el guano (Ochroma pyramidale), la maga (Thespesia grandiflora), la uvilla
(Coccoloba diversifolia), el espino rubial (Zanthoxylum martinicense), el almácigo (Bursera
simaruba) y el cedro macho (Hyeronima clusioides). Sin embargo, casi todas estas especies
tienen una distribución local más extensa y una mayor abundancia que el cedro (MAGA,
1998).
En la parte continental de su distribución, el cedro se ve a menudo asociado con la
caoba (Swietenia macrophylla.) en los bosques húmedos y muy húmedos, pero la caoba se
encuentra usualmente presente en mucha más abundancia. Si se compara el cedro con las
caobas, con las que se encuentra estrechamente relacionado, el cedro es mucho más
demandante en cuanto a los requisitos del sitio, especialmente en cuanto al drenaje (MAGA,
1998).
En las áreas de su distribución que se encuentran en el extremo superior del espectro
de precipitación, el cedro invariablemente se encuentra en las cimas, el aspecto superior de las
pendientes, las ruinas de viejos edificios y la orilla de los caminos y carreteras o en otras áreas
con un suelo usualmente bien aireado ( González, 1991).
15
III PRODUCCIÓN DE PLANTAS
3.1. Recolección de Frutos.
Para iniciar la recolección oportuna de los frutos del cedro se tiene que tomar en cuenta
lo siguiente:
El fruto del cedro es una cápsula leñosa dehiscente, lo que significa que al llegar a su
madurez fisiológica se abre para facilitar la dispersión de las semillas por medio del viento. El
grado de madurez se refleja en las diferentes tonalidades del fruto.
Por consiguiente los frutos al acercarse a su madurez van tornándose de un color verde
a un color café oscuro, esto ocurre entre los meses de febrero, marzo y abril.
Sin embargo se ha observado que los frutos en un árbol no abren al mismo tiempo, por
lo que en la práctica para poder realizar la recolección es necesario constatar que algunos
frutos ya estén abiertos y dispersando semillas y del 70 al 80 % de los frutos ya estén
tornándose cafés oscuros para tener la certeza de la madurez óptima de los frutos.
Se recomienda de igual manera antes de decidir recolectar, el cortar algunos frutos de
diferentes partes del árbol y abrirlos para inspeccionar de manera directa la madurez de las
semillas (CATIE b, 1997).
3.2. Técnicas.
3.2.1. Secado.
Para facilitar la apertura de los frutos se deben exponer al sol directo durante 2 o 3 días,
con la finalidad de acelerar su secado.
Posterior a la exposición solar se recomienda cambiar los frutos a un sitio limpio, seco,
aireado y sombreado para la finalización del secado y la apertura de los frutos Al poner los
frutos en un lugar sombreado se evita que al ser liberadas las semillas queden expuestas al sol
16
directo, retardando su deshidratación y manteniendo un elevado porcentaje de viabilidad y
germinación.
Sobre este punto se ha observado que cuando los frutos se extienden en un lugar
expuesto a sol directo y se deja durante largos periodos para lograr la apertura de los frutos, las
semillas de los frutos que abren primero se deshidratan con mayor rapidez lo que ocasiona que
baje drásticamente el porcentaje de germinación del lote beneficiado (Kameswara, 2007).
3.2.2. Cribado.
Los frutos al secarse completamente inician la apertura (dehiscencia de los frutos) y las
semillas son liberadas. Y al momento de observar un 90% en la apertura de la totalidad de los
frutos ya se puede iniciar con el cribado.
El cribado o cernido se realiza con una malla metálica con abertura de 6 o 8 mm y el
objetivo es separar con mayor facilidad las semillas del resto del fruto (CONAFOR, 2009).
3.3 Procesamiento de Frutos y semillas.
Una vez colectados los frutos son transportados rápidamente al lugar de procesamiento.
Para extraer las semillas es necesario poner los frutos al sol para su postmaduración, luego se
colocan sobre un manteado, o preferiblemente, sobre un depósito grande (cajas grandes o
camas de germinación); luego se colocan al sol durante 24 a 35 horas, en jornadas de 4 a 6
horas por día, sin permitir que se sequen completamente para evitar que las semillas pierdan su
viabilidad. (Arguedas, 1997).
3.4. Calidad Física y Germinación.
Un kilogramo contiene aproximadamente de 15,700 a 60,000 semillas; con un
promedio de 32,000, y un contenido de humedad de 30%. Presenta un porcentaje de pureza de
17
40 a 70%. Bajo condiciones ambientales, la viabilidad de la semilla disminuye rápidamente
después de un mes.
En el germinador se riegan las semillas al voleo y se cubre con una capa de arena. La
germinación es epígea y se realiza por la parte inferior de la semilla; después de los
cotiledones, se desarrollan hojas trifoliadas, de 4 cm de longitud aproximadamente, las cuales
van cambiando a las formas maduras de hojas pinnadas.
La semilla fresca presenta una viabilidad del 80% y se logran porcentajes de
germinación de 85 a 95%, sin tratamiento pre germinativo. La germinación es epigea y se
inicia de 8 a 12 días después de la siembra y se completa de 15 a 18 días después.
Dadas las características morfológicas y anatómicas, así como la alta capacidad
germinativa natural, la especie no requiere tratamientos pre germinativo. Sin embargo, si se
desea una germinación más uniforme, se sumerge la semilla en agua a temperatura ambiente
por 24 horas antes de la siembra (CONAFOR, 2009).
3.5. Almacenamiento.
El cedro produce semillas clasificadas como ortodoxas, permitiendo su almacenaje a
temperaturas controladas, sin embargo se ha observado que cuando las semillas después de
beneficiadas permanecen a temperatura ambiente pierden rápidamente su potencial
germinativo (CONAFOR, 2009).
3.5.1. Almacenamiento a temperatura ambiente.
Cuando no se cuenta con equipo o un lugar donde se pueda controlar la temperatura y
humedad (Por ejemplo refrigeradores domésticos, neveras industriales, cámaras frías, cuarto
con aire acondicionado) se recomienda envasar las semillas de cedro en contenedores que
permitan el paso del aire entre las semillas para evitar que se eleve la temperatura y se acelere
el proceso de pérdida de viabilidad y almacenar en un lugar a la sombra y fresco, aireado.
18
Los envases pueden ser los fabricados con fibras naturales, los fabricados con fibra de
henequén son excelentes para tal fin. No se recomienda envasar las semillas en bolsas de
plástico.
Aun siguiendo las recomendaciones de envasado y almacenaje se ha comprobado que a
temperatura ambiente las semillas de cedro pierden drásticamente en pocos meses su
viabilidad, se reportan semillas que a 4 meses de colectadas pueden perder hasta el 60 % de
viabilidad, siendo progresiva la pérdida (CONAFOR, 2009).
3.6. Siembra.
Después de un mes almacenado nuestras semillas de cedro se procede a sembrar en
semilleros al voleo.
Para ello necesitamos hacer almácigos, en donde se va preparar la tierra moviéndola,
una vez ya terminado el proceso se continua regando la semilla al terminar se va a tapar un
una capa de tierra. Al terminar se le riega agua a baja presión (CATIE a, 1997).
3.6.1. Almácigo o Semillero.
El cedro se reproduce fácilmente por semilla, la germinación ocurre de 6 a 10 días, la
formación de plántula se completa de 15 a 18 días si la semilla está fresca y madura
fisiológicamente. La recolección de semillas se efectúa en marzo y abril, cuando el fruto tiene
coloración café oscura. La semilla debe de provenir de árboles fenotípicamente bien
seleccionados; es decir, fuste recto y grueso, sin ramificaciones, sin bifurcaciones, sanos y
vigorosos. La extracción de las semillas se hace exponiendo los frutos al sol durante 24 a 35
horas, ya separadas las semillas se exponen al sol 4 horas durante 3 días para su secado.
La germinación debe realizarse en charolas germinadoras o en almácigo de tierra
estéril. Para una germinación más uniforme, se sumerge la semilla en agua a temperatura
19
ambiente por 24 horas antes de la siembra. Bajo condiciones ambientales la capacidad
germinativa de las semillas disminuye rápidamente después de un mes.
3.6.2. Trasplante.
Este se realiza a partir de la aparición de las hojas verdaderas y las plántulas han
alcanzado de 5 a 8 cm de altura. Las bolsas más comunes son las de polietileno negro de 18 x
30 cm, rellenas de tierra de vega, previamente desinfectada con fungicida (1 libra de bromuro
de metilo, equivalente a 455 g I.A. por cada m3 de tierra) y enriquecida con estiércol o
fertilizante. Después del trasplante es necesario colocar sombra durante 10 días y retirarla
después para exponer las plantas a las condiciones de soleado. El tiempo de permanencia en
vivero es de 3 a 4 meses (Alvarado et al, 2004).
El trasplante se realiza con la aparición de los indicios de las hojas verdaderas. En
ese momento la plántula ha desarrollado raíces profundas, por lo que es necesario extraerlas
cuidadosamente con la ayuda de una espátula y colocarlas en un recipiente con agua para
evitar la desecación, así se procede a trasplantar en contenedores o en bolsas de polietileno.
Después del trasplante es necesario colocar sombra durante unos 10 días. Mal tiempo
de permanencia en el vivero es de tres a seis meses (PROSEFOR, 1997).
Debe remover las plantas dentro del vivero y disminuir el riego de estas durante el
último mes de permanencia en el vivero para rusificarlas. El día que se trasladan al sitio de
plantación se deben regar adecuadamente (Herrera, 1996).
20
Figura 2: Producción de plantas de cedro.
3.6.3. Deshierbe.
Se recomienda hacer una por semana para que las plántulas no generen mucha
competencia por la luz y los nutrientes con las demás especies.
3.7. Plantación.
3.7.1. Sistema de Plantación.
El cedro puede establecerse en terrenos afectados por incendios fortuitos o en áreas
destinadas al sistema RTQ pero bajo manejo agroforestal. El sistema ofrece varias opciones,
intercalado entre especies forestales de rápido crecimiento; estableciendo el cultivo de maíz
Figura 3: Deshierbe manual.
21
entre las calles hasta que la sombra de las especies forestales lo permitan, lo que ocurre en los
dos primeros años; después cuando la cubierta vegetal cubra el terreno, tercer o cuarto año,
puede sembrarse palma camedor o chile piquín, cultivos que requieren de sombra para su
producción.
3.7.2. Método de Siembra.
La cepa debe tener como mínimo 30 cm de ancho y 30 cm de profundidad, con ello se
beneficia el desarrollo del sistema radicular. Al momento de plantar se quita la bolsa de
polietileno y se coloca el pilón conteniendo la planta, el hoyo se rellena con tierra o sustrato
fértil y se apisona para que no queden cámaras de aire (CATIE a, 1991).
Esta especie no debe establecerse en plantaciones puras, sino en combinación con
otras especies de crecimiento más rápido (Leucaena leucocephala, Enterolobium
cyclocarpum, Tectona grandis, Samanea saman), para reducir el ataque del barrenador de los
brotes (Hypsipyla grandella) y dar sombra a las plantillas jóvenes, ya que la necesitan en la
primera etapa de su crecimiento (Macías et al, 2003).
Se debe evitar la combinación con eucalipto, especie de crecimiento rápido, para no
propiciar que las plantillas queden oprimidas.
Cedro es sumamente apetecido por el barrenador de yemas, por lo cual es
recomendable plantar en mezcla con otras especies unas 10 a 15 plantas por hectárea (CATIE
b, 1991).
3.7.3. Preparación del terreno.
Para establecer la plantación de cedro, la preparación del terreno consistirá en eliminar
la vegetación sin valor comercial y matorrales, de manera que queden los árboles de mayor
valor y tamaño, los cuales protegerán del sol y del barrenador Hypsipyla grandella (Macías et
al, 2003).
22
3.7.4. Manejo en el Terreno.
Debe hacerse una buena preparación del terreno y un buen control de malezas durante
los primeros tres años. Durante el primer año se debe realizar un plateo a los arbolitos, ya que
son muy susceptibles a la competencia de malezas.
El programa de manejo se basa en raleos con la finalidad de permitir el desarrollo de
los mejores árboles para producción de fustes de óptima calidad. El rodal debe ser manejado
como un conjunto, principalmente, si la otra especie también es maderable (CATIE a, 1991).
Se deben realizar de cuatro a cinco raleos hasta tener un promedio de 200 a 300 árboles
por hectárea. El ciclo completo (corta final) podría ser de 20 a 30 años (CATIE a, 1997).
3.7.5. Densidad de Plantación.
El espaciamiento recomendable es de 7 a 8 m entre hileras y plantas, de tal modo de
dejar el espacio para establecer el cultivo agrícola sembrado a espeque (método tradicional
regional) y en forma intercalada la especie forestal de rápido crecimiento, necesitándose 205
árboles de cada especie para una hectárea. Se recomienda utilizar el sistema de plantación
marco real o tresbolillo. Esta distancia es debido a que el cedro es muy susceptible al daño del
barrenador del cogollo, por el cual no debe establecerse en plantaciones puras, sino intercalado
con otras especies de crecimiento rápido como la melina, cedro rosado, teca o paulownia, y le
sirvan de barrera contra el insecto hasta que alcanza los 3 m de altura, además sirven de
sombra en la primera etapa de crecimiento (CATIE a, 1997).
Figura 4: Arboles establecidos en el terreno.
23
3.7.6. Época de Plantación.
Esta actividad se realiza durante la época lluviosa, que generalmente inicia a partir de
la segunda quincena de junio y hasta el mes de octubre. En la región Huasteca durante este
período se reciben entre 1,200 y 1,800 mm de lluvia. Un suelo con humedad favorece el
prendimiento, el arraigo de la planta y una población uniforme.
3.7.7. Control de Maleza.
Durante los tres primeros años de establecida la plantación debe realizarse al menos
dos o tres controles de maleza al año, para evitar la competencia por luz solar y nutrientes.
Para ello es necesario realizar raleos a la base de la planta y limpia entre calles. Estas pueden
ser en forma manual, con machetes o con aplicación de herbicidas (CATIE b, 1991
3.7.8. Podas.
Es una práctica que debe efectuarse periódicamente, desde el establecimiento y hasta
los dos o tres años de edad, con el objetivo de formar un fuste recto y sin ramificaciones.
Durante el período juvenil, el cedro normalmente emite brotes laterales, chupones y
ramificaciones debido al crecimiento natural, pero gran parte de ellos son debidos al daño
causado por el barredor de los renuevos en el brote de su dominancia apical, que obliga a la
planta a emitir nuevas yemas para sobrevivir.
Por lo tanto, la poda debe efectuarse las veces que sean necesarias para eliminar los
brotes emitidos pero dejando el brote más vigoroso, que será el futuro fuste productor de
madera. Esta labor se realiza con tijeras podadoras, machete o navaja (CATIE b, 1991).
24
3.8. Fertilización.
La importancia de la nutrición mineral en la calidad y cantidad del crecimiento en
plantas de especies forestales producidas en contenedor, no debe ser sobre enfatizada.
Probablemente, más que ninguna otra práctica de cultivo, con la posible excepción del riego,
la fertilización controla tanto la tasa como el tipo de crecimiento.
En el argot de la Fisiología Vegetal, los nutrientes minerales son los elementos
esenciales que las plantas obtienen del suelo. El término nutriente, es también comúnmente
empleado para referirse a un elemento esencial, aunque ésta no es la definición científica
exacta del término (Jones, 1983).
Para el crecimiento de plantas superiores, aunque se ha probado que el cloro es
esencial sólo para un número limitado de especies (Marschner, 1986). Para nuestra
conveniencia, los trece elementos están clasificados en seis macronutrientes, que son usados
por las plantas en cantidades relativamente grandes, y en siete micronutrientes, que son
requeridos en muy pequeñas cantidades.
Los macronutrientes son constituyentes de compuestos orgánicos, como las proteínas y
los ácidos nucleicos, o actúan en la regulación osmótica, y por lo tanto son encontrados en
cantidades relativamente grandes en los tejidos vegetales. Los micronutrientes, por el otro
lado, primeramente son constituyentes de enzimas, y se encuentran en proporciones
relativamente pequeñas en los tejidos vegetales (Sanderson, 1987).
25
Tabla 1: Macro y Micronutrientes
Tabla 2: Deficiencias nutricionales
Elemento o Ion Símbolo Químico
Macronutrientes
Nitrógeno N
Nitrato (a) NO₃₋
Amonio (a) NH₄₊
Fosforo P Fosfato H₂PO₄₋
Potasio K
Calcio Ca
Magnesio Mg
Azufre S
Sulfato (a) SO₄²¯
Micronutrientes
Hierro Fe Magnesio Mn
Zinc Zn
Cobre Cu
Boro B
Cloro Cl
Molibdeno Mo
Nitrógeno (N) Clorosis general, seguida de achaparramiento, en casos severos, el follaje es pequeño, de color amarillo-verde a
amarillo; esto puede ser seguido por coloración purpura y eventualmente por una necrosis de las puntas de las hojas.
Fosforo (P) La planta entera con frecuencia queda chaparro, aunque el tamaño del follaje puede o no resultar reducido. Los síntomas
foliares es de coloraciones de verde claro a amarillo.
Potasio (K) Síntomas en el follaje usualmente corto, clorítico, con un color verde en la base., en casos severos, tonalidades oscuras y
necrosis con muerte descendente desde la punta.
Calcio (Ca) Crecimiento mínimo en todos los meristemo; en casos severos las yemas terminales pueden morir o detener su
elongación.
Magnesio (Mg) Hojas con puntas amarillas o anaranjadas, en casos severos aparición de la necrosis.
Azufre (S) Follaje desde clorótico hasta amarillo-verde pálido, las hojas más jóvenes resultan afectadas limitando su crecimiento.
Hierro (Fe) La clorosis aparece primero en el follaje joven donde el color es de amarillo brillante a blanco.
Manganeso (Mn) Clorosis en el follaje, similar al anterior.
Zinc (Zn) Limitación externa del crecimiento del follaje, con mechones o enrosetamiento, seguido por muerte descendente en las
puntas.
Cobre (Cu) Acículas retorcidas en espiral, con puntas amarillentas con tonalidad de color bronce.
Boro (Bo) Clorosis y necrosis de la yema terminal.
Molibdeno (Mo) Clorosis, seguida de necrosis, empezando en la punta.
Cloro (Cl) No están referidos en cedro.
26
3.8.1. Fertilizantes con macronutrientes.
Los tres macroelementos primarios (N-P-K) en el envase del fertilizante: el N se
especifica como porcentaje, pero el P y el K son especificados como la forma óxida del
elemento, el P como porciento de P2O5, y el K como porcentaje de K2O. Por ejemplo, un
fertilizante 20-20-20 contendrá 20% de N, 20% de P2O5 (8.8% de P), y 20% de K2O (16.6%
de K). Los fertilizantes de grado alto se refieren a la cantidad total de nutrientes minerales en
el fertilizante; para el ejemplo del fertilizante 20-20-20, el análisis total sería de 45.4%.
El resto del contenido está compuesto de productos químicos accesorios que no son
nutrientes, aunque algunos fertilizantes con frecuencia contienen otros nutrientes secundarios
no especificados, incluyendo Ca y S. Los fertilizantes de alto grado, son el único tipo que
generalmente es empleado en viveros forestales que producen en contenedor, especialmente
para inyección líquida, pues los grados bajos contienen una cantidad inaceptable de material
inerte, que puede causar problemas de solubilidad en las soluciones de nutrientes. Las
proporciones relativas de N-P-K determinan la conveniencia de un fertilizante para
determinadas especies, o etapas de crecimiento (Alexander & Schroeder, 1987).
El nitrógeno es, con mucho, el nutriente mineral individual más importante en un
programa de fertilización, puesto que es el que más frecuentemente limita el crecimiento de
las plantas producidas en contenedor. El N está disponible en muchas formas, orgánicas e
inorgánicas. Las formas orgánicas de N, rara vez son usadas en estos viveros, a causa de su
variable tasa de liberación, bajo análisis de nutrientes y costo relativamente elevado
(Sanderson, 1987), pero están disponibles muchas fuentes inorgánicas de N. Hay dos iones N
inorgánicos que son absorbidos por las plantas: el amonio, un catión (NH4 +) cargado
positivamente, y el nitrato, un anión (NO3 -) cargado negativamente. El tipo de N tiene un
efecto en la disponibilidad, en la posible toxicidad de nutrientes, y en el pH del sustrato.
Los viveristas deberán verificar el análisis en el envase del fertilizante, para determinar cuál
forma de N es la más abundante. Algunos fertilizantes contienen sólo NO3 -, como el nitrato
de calcio, mientras que otros están compuestos exclusivamente de NH4 + (fosfato de amonio).
El nitrato de amonio contiene iguales cantidades de ambos iones de nitrógeno.
27
La urea [(NH2)2CO] es una forma de nitrógeno ampliamente usada, y comúnmente es
empleada para formular fertilizantes de alto grado para plantas de especies forestales
cultivadas en contenedor. La urea es descompuesta por microbios en NH4 +, y luego a NO3 -
en el medio de crecimiento. Estas reacciones son sensibles a la temperatura, además, los
sustratos artificiales, basados en turba, muy utilizados en la mayoría de estos viveros, pueden
no contener el número apropiado o el tipo adecuado de microorganismos para realizar las
conversiones anteriores. Scarrat (1986), estimó que la nitrificación del NH4 + puede ser
inhibida bajo condiciones de poca luz y medio de crecimiento húmedo, los cuales
frecuentemente ocurren durante el cultivo en la época invernal.
Bajo las elevadas temperaturas que usualmente acontecen en los invernaderos durante
el verano, la conversión a nitrato puede ocurrir muy rápidamente, y las frías temperaturas del
suelo en invierno pueden causar niveles tóxicos de NH4 +. Ciertas especies de plantas son
dañadas por elevados niveles de amonio o de nitrato (Sanderson, 1987).
3.8.2. Fertilizantes con nutrientes secundarios.
Los macronutrientes secundarios (Ca, Mg y S), generalmente son proporcionados por
el suelo y el agua, y por tanto no son agregados como fertilizante en los viveros que producen
a raíz desnuda. Con frecuencia son proporcionadas las cantidades adecuadas de Ca y Mg con
el agua de riego, especialmente en áreas donde el agua es "dura". El Ca es obtenido de la
caliza cálcica, y el Ca y el Mg de la caliza dolomítica; estos dos materiales comúnmente son
utilizados para aumentar el pH de suelos ácidos, o el de la turba de musgo, en el caso de los
viveros que producen en contenedor (Arnon & Stout, 1939.).
El azufre es proporcionado en cantidades relativamente pequeñas a través de la
descomposición de la materia orgánica, el agua de río, el agua de lluvia, y de muchos
plaguicidas (California Fertilizer Association, 1985). Los nutrientes secundarios también están
presentes en muchos productos químicos usados como fertilizantes, y en las formulaciones de
fertilizantes comerciales.
28
3.8.3. Fertilizantes con micronutrientes.
En los viveros que producen a raíz desnuda, las plantas pueden obtener los
micronutrientes del suelo, y la fertilización con microelementos no se aplica a menos que se
tenga carencia específica de éstos, como acontece cuando se tiene un pH elevado, o altos
niveles de calcio. La fertilización con micronutrientes es definitivamente necesaria en los
sustratos artificiales que se usan comúnmente en los viveros que producen en contenedor. El
balance de los diferentes micronutrientes en el sustrato, también es considerado crítico, pues
los niveles elevados de alguno de éstos pueden interferir con la disponibilidad de algún otro.
Los micronutrientes pueden ser aportados tanto de fuentes inorgánicas como de fuentes
orgánicas, y las propiedades de las diferentes fuentes varían considerablemente (Bunt, 1976).
3.9. Técnicas de aplicación.
Una vez que las soluciones de fertilizante han sido preparadas, el paso siguiente es
inyectarlas dentro del sistema de riego. Siempre es conveniente revolver la solución en los
tanques cada vez de la inyección, para asegurar que todas las sustancias químicas están bien
mezcladas. Si existe alguna cantidad excesiva de sedimento al fondo del contenedor (más de
unos 5 centímetros), entonces la solución de fertilizante deberá ser reformulada, pues algunas
sustancias químicas fertilizantes están reaccionando con los iones naturales Ca2+ y Mg2+, en
el agua de riego, formando precipitados.
Las aplicaciones de fertilizante líquido deberán programarse temprano, para dar tiempo
que el follaje se seque antes de la caída de la noche, de modo que la posibilidad de
enfermedades foliares como la pudrición por Botrytis se reduzca. La consideración clave en la
aplicación de fertilizantes líquidos, es el aplicar suficiente cantidad de solución cada vez, para
saturar completamente el sustrato, y para que fluya el exceso de sales fertilizantes. Mastalerz
(1977), recomienda que se aplique un 10% más de la solución cada vez, para asegurar que la
capacidad del contenedor sea cubierta, y para que la solución drene del contenedor.
29
Dicho autor, cita una cifra de 20 litros de solución por metro cuadrado de espacio de
las mesas de crecimiento en invernadero, para fertilizar apropiadamente un sustrato de
aproximadamente 15 cm de profundidad. Carlson (1983), sugiere 1 litro de solución para 100
cavidades de 40 cm3 de capacidad. Muchos viveristas tienen sus propios sistemas para regular
la cantidad de solución fertilizante a aplicar, tal como el control del tiempo en que los
aspersores se mantienen abiertos, especificando el número de veces que el chorro de riego
pasa sobre las mesas, o limitando la cantidad de solución que es aplicada durante cada
aplicación de fertilizante.
El paso final en la inyección de fertilizante líquido, es un enjuague con agua limpia,
para lavar la solución de fertilizante del follaje, a efecto de prevenir posibles quemaduras.
Esto es particularmente importante con ciertos fertilizantes, como es el cloruro de potasio
(KCl), el cual tiene una elevada potencialidad de formar sales. La duración de este enjuague
variará con el tamaño de las plantas, pero usualmente toma sólo de 15 a 20 segundos (Carlson,
1983).
Tradicionalmente, los viveristas retrasan la primera aplicación de fertilizante hasta que
la plántula recién germinada se ha establecido, usualmente cuando la testa es tirada de los
cotiledones de las plántulas (de 4 a 8 semanas después de la siembra). Las razones dadas para
este retardo en la fertilización, es que los hongos que originan la “chupadera” son estimulados
por el fertilizante Dice, Tinus & McDonald (1979), o bien que la solución de fertilizante
concentrado puede "quemar" a las plántulas suculentas en germinación. Sin embargo, si se
utiliza un buen sustrato y un apropiado procedimiento fitosanitario, la chupadera no debería
representar un problema serio en los viveros forestales que producen en contenedor, y la
quemadura por fertilizantes no debería ser un problema si los fertilizantes son enjuagados de la
plántula con prontitud.
30
IV PLAGAS Y ENFERMEDADES
4.1. Plagas.
4.1.1. Hormiga arriera, Atta spp.
Las hormigas arrieras pertenecen al orden Hymenoptera adultos son de tamaño variable de 3 a
14 milímetros de longitud, extremadamente polimórficos; los más pequeños con anchura de
cabeza menor a 1 milímetro y los más grandes con 4.5 milímetros; de anchura, son de color
café rojizo, con la parte dorsal de la cabeza y el tórax, lisa y brillante sin setas; sus antenas con
flagelo de nueve artejos, sin formar clava; el pronoto, el mesonoto y el propódeo con espinas o
tubérculos dorsales y pos pecíolo articulado a la parte antero ventral del gáster.
Las hormigas son insectos sociales, que presentan castas de reproductores y obreras;
los reproductores alados miden de 13 a 17 milímetros de longitud; puede haber hembras
ápteras, fecundas, que nunca abandonan el nido; las obreras se diferencian en tres castas: las
obreras grandes, generalmente son los soldados y pueden presentar mandíbulas bien
desarrolladas, cuidan el nido de otras hormigas y orientan el “tráfico“ de las obreras forrajeras
dentro y fuera del nido; las obreras de tamaño medio son las forrajeras de alimento y, por
último, las obreras más pequeñas cuidan las crías, cultivan los jardines de hongos y limpian el
nido.
El vuelo nupcial de los reproductores alados se realiza al inicio de la época de lluvias y
solo durante la mañana. Las hembras reproductoras pueden llegar a vivir más de diez años y
Figura 5: Hormigas en el follaje.
31
copulan con cuatro a ocho machos. La gran mayoría de las reproductoras aladas vírgenes, son
eliminadas por depredadores unas horas después de que han dejado el nido. En la construcción
del nido consumen mucho tiempo y energía; después del vuelo nupcial, la casta de
reproductores se desprenden de sus alas, la reina busca un sitio en el suelo, donde realiza una
perforación y desciende unos 20 ó 30 centímetros, construye una cámara aproximadamente de
6 centímetros de diámetro donde siembra el hongo Leucocoprinus gongylophora, que
transporta en una cavidad que tiene en el esófago. A los pocos días, el hongo se ha
desarrollado en todas direcciones y la reina pone los primeros tres o seis huevecillos, al cabo
de unas dos semanas habrá puesto unos 20 huevos. Al finalizar el primer mes, la colonia estará
constituida de huevecillos, larvas y pupas prácticamente cubiertos por el hongo.
Dentro de los métodos de control, el uso de insecticidas es el que proporciona una
acción más rápida y efectiva para disminuir las poblaciones de hormigas cortadoras de hojas,
por lo que es recomendable aplicar el cebo hormiguicida a base de Sulfluramida, en dosis de
10 a 20 gramos por cada boca del hormiguero, aplicando en forma circular a una distancia de
15 centímetros de la entrada y en forma lineal en las rutas de forrajeo en dosis de 10 a 15
gramos por metro lineal. Otro insecticida que se ha utilizado, es el Malation, aplicado con
termonebulizador.
Antes de realizar la aplicación se deben ubicar los diferentes accesos al nido y sellarlos
para evitar el escape del producto (CONAFOR, 2008).
32
4.1.2. Lengüetas o Babosas, Sarasinula plebeia.
Estos moluscos les llaman lengüetas, por la dureza de su piel, carecen de concha y son de
color café grisáceo a café claro, similares al suelo en que viven, su tamaño es grande, alcanzan
los 7-10 centímetros de longitud, la superficie del cuerpo es correosa y pueden tolerar periodos
largos de sequía.
El viverista detecta su presencia por los senderos de baba que dejan en el suelo o en las
bolsas. Son animales de vida libre y principalmente nocturnos. Durante el día están
escondidos en el suelo o bajo estructuras; aunque en días nublados o temprano en las mañanas
pueden estar activos y ser visibles (Cibrián, 2001).
El control manual usando trampas, permite mantener la plaga a un nivel en que no hace
daño de importancia, el uso de cebos envenenados se restringe a los casos de necesidad,
determinados por muestreos. Se sugiere el uso de pellets de metaldehído, este producto tiene
un atrayente para los moluscos y se aplica en pequeños montículos de 5 a 10 gramos alrededor
de las planta bandas (CONAFOR, 2008).
Figura 6: Lengüeta en la bolsa de polietileno.
33
4.1.3. Piojo harinoso, Mastigimas spp.
En los viveros que producen cedro rojo, así como en las plantaciones jóvenes de ambas
especies se encuentra los psílidos del género Mastigimas, se reconocen dos especies M.
cedrelae y M. schwarzi, ambas similares, pero difieren en que el pterostigma del ala anterior es
largo y delgado en M. cedrelae, además su tercer segmento antenal es más de tres veces tan
largo como el cuarto; en cambio, en M. schwarzi el tercer segmento antenal es corto y ancho y
la longitud del tercer segmento antenal es menos de 1.75 veces la longitud del cuarto.
Los adultos son pequeños, miden entre 3 y 5 mm de longitud. Las ninfas se reconocen
porque su cuerpo está completamente cubierto con hilos cerosos de color blanco, los hilos
forman rizos y son hidrófobos; las ninfas maduras miden con su cubierta de cera hasta 5
milímetros de diámetro, se pueden mover en el follaje o en los brotes en que están instaladas.
Se presentan varias generaciones por año, incrementan su población a partir del desarrollo de
los nuevos brotes y hojas; al inicio de la temporada de lluvias. Las infestaciones severas
reducen el crecimiento de los árboles, provocan la deformación de las hojas y eventualmente
causan la muerte de puntas, de ramas o del árbol (Cibrián, 2001).
Para el control se utilizan insecticidas sistémicos, como Pymetrozine (Plenum) o
Imidacloprid, se pueden mezclar con aceites parafínicos de petróleo, que faciliten el contacto
del insecticida con el cuerpo del insecto (CONAFOR, 2008).
Figura 7: Piojo harinosos en plántulas.
34
4.1.4. Gallina ciega, Phyllophaga spp.
Los adultos son coleópteros de forma oval, alargada, miden en promedio 12 milímetros de
longitud; son de color café rojizo a café oscuro; cuentan con antenas de tipo lamelado con 10
artejos, los últimos 3 aplanados y alargados hacia un lado. Sus larvas son escarabeiformes y de
color blanco a crema sucio, con la cabeza de color café rojiza; el abdomen dilatado y más
oscuro en los últimos dos segmentos, las larvas maduras alcanzan los 30 milímetros de
longitud.
Las pupas son de tipo exarata, color café pálido. Los huevecillos tienen forma
oval, miden dos milímetros de largo por uno de ancho, de color blanco aperlado. La mayoría
de las especies presentan un ciclo de vida anual, pero algunas requieren de dos años para
alcanzar el estado adulto. Las larvas se alimentan de las raíces y debilitan a las plántulas o
árboles jóvenes, matándolos en la mayoría de los casos.
El control de planta bandas infestadas, se logra con aplicaciones de insecticidas del tipo
clorpirifos en formulación granulada al 5%. Otras alternativas de uso son de Mocap 15G
aplicar de 6 a 8 gramos/m2. Una opción de control con hongos se logra con Beauveria
bassiana, la formulación con las esporas se aplica en la preparación del sustrato o como riego
de la planta que está creciendo en las bolsas (CONAFOR, 2008).
Figura 8: Estado larval de Phyllophaga.
35
4.1.5. Gusano barrenador de la Meliáceas, Hypsipyla grandella.
El ciclo de vida es muy rápido, pues apenas requiere de 30 a 50 días, por lo cual pueden
tenerse infestaciones severas durante la fase final del período de producción. Los árboles
atacados se reconocen con facilidad porque en los brotes aparecen grumos de excrementos y
restos de material vegetal, todo adherido con savia e hilos de seda; al abrir un brote dañado se
encuentra un túnel recto y en su interior la larva del insecto, de hasta 2 centímetros de
longitud, su coloración puede ser de cualquiera de los tonos que van del azul claro al violáceo
oscuro, pasando por los tonos apastelados; tiene cabeza bien diferenciada, patas verdaderas y
patas falsas, pequeñas, pero funcionales (Cibrián, 2001).
Se pueden proteger con insecticidas piretroides del tipo de cipermetrina o deltametrina
o mediante, la aplicación del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana (CONAFOR, 2008).
Figura 9: Barrenador del tallo.
36
4.1.6. Gusano Minador, Phyllocnistis spp.
El grupo de gusanos minadores de follaje comprende a varias familias de lepidópteros, una de
ellas, la familia Gracillaridae contiene a varios géneros que pueden estar en el vivero. Las
palomillas de estos insectos son delicadas y no se observan fácilmente, en cambio, las minas
en las hojas se pueden detectar con facilidad (CONAFOR, 2008).
Según el tipo de mina es el género de insecto que la causa: las que tienen forma
deserpentín, son excavadas por larvas del género Phyllocnistis, son comunes en los viveros
tropicales, donde hay cedro rojo y cítricos; las larvas perforan largos y sinuosos túneles,
cuando alcanzan la madurez, pupan en una cámara que hacen en el haz de la hoja. Otros
minadores hacen minas anchas, que pueden ser desde semicirculares hasta formas irregulares,
el género Phyllonorycter afecta a las hojas de los chopos y el género Cameraria ataca las
hojas de los encinos. Los ciclos de vida son parecidos, pero se diferencian las especies
tropicales de las templadas por la duración del mismo. En el trópico puede haber varias,
mientras que en las zonas De clima templado frío puede haber solo una.
Para el control de minadores, el vi verista debe saber reconocer el daño y sólo en casos
extremos de alta infestación, se debe aplicar un control. Se sugiere el uso de insecticidas
sistémicos del tipo Abamectina a razón de 0.5 gr por litro de agua, Diflubenzuron 1 L/ ha,
Cyromazina a dosis de 100-150 g/ha. Otra opción es con Diazinon, el cual tiene una acción
translaminar que permite al químico entrar en contacto con las larvas minadoras
Figura10: Minador de las Hojas.
37
4.2. Enfermedades.
4.2.1. Antracnosis por Colletotrichum.
En las hojas se encontraron infecciones de antracnosis. Las manchas foliares son de gran
tamaño, abarcan parte del margen de la hoja y están rodeadas por un halo amarillento; la
lesión es café oscuro y en su superficie, se presentan los acérvulos del hongo, reconocibles por
presentar setas en sus márgenes. Los acérvulos cerosos se encuentran en forma de montículo
o espiral, con espinas o setas oscuras alrededor de los conidióforos (Cibrián, 2001)..
Sus conidióforos son simples y elongados; se producen conidios elpisoides u ovoides,
hialinos y de una célula. Para proteger el follaje de posibles infecciones y limitar las actuales,
es suficiente asperjarlo con una formulación de clorotalonil a razón de 3 centímetros cúbicos
por litro de agua. Se asperja al notar los primeros síntomas y se pueden repetir aspersiones
cada 15 días (Bailey & Jeger, 1992).
Figura 11: Manchas foliares de Colletoctichum.
38
4.2.2. Antracnosis por Gloeosporium.
Provoca lesiones de color café obscuras a negras, hundidas, de uno a varios centímetros de
longitud, conocidas comúnmente como antracnosis, puede afectar tallos y generar manchas
foliares. El hongo fructifica formando acérvulos erumpentes, sin setas, en masas de color rosa
pálido, Los conidios son elipsoidales de ápices redondeados, cónicos o ligeramente ahusados y
ligeramente puntiagudos. Hialinos unicelulares; los conidios crecen en masa con coloraciones
salmón o amarillo anaranjado.
Para su desarrollo el hongo necesita de una humedad relativa superior al 90 %, por ello
se presenta en días lluviosos y con una temperatura de 25 grados centígrados. Si la enfermedad
está presente poco antes del inicio de la temporada de lluvias se sugiere la aspersión de
fungicidas.
Los productos cúpricos son efectivos para esta enfermedad, el caldo bórdeles,
oxicloruro de cobre mezclado con zineb, el benomil o clorotalonil a dosis recomendadas
(CONAFOR, 2008).
Figura 12: Macha Foliar por Gloesporium.
39
4.2.3. Damping-off por Pythium.
En los viveros que utilizan suelos de montes de encinos o coníferas, la mayoría de las
infecciones de Damping-off son causadas por este hongo. Los síntomas son característicos:
La plántula no nace o pocos días después de la germinación, se dobla por su base, en donde se
presenta una constricción oscura y generalmente húmeda.
Al revisar el tejido carnoso de la radícula o raíz se observan necrosis húmedas bien
definidas. Se caracteriza por presentar en su fase asexual, esporangios que dan origen a las
zoosporas. La reproducción sexual se realiza mediante oogonios y anteridios, la fusión de
ellos da origen a oosporas, las cuales pueden germinar de inmediato o permanecer en reposo;
en condiciones naturales son estructuras de resistencia que pueden permanecer en el suelo por
largo tiempo (Vázquez y Sánchez, 1981).
Las zoosporas, tienen dos flagelos, con los que pueden moverse en el agua del suelo,
especialmente en suelos inundados y de drenaje deficiente. Las zoosporas pueden orientarse y
agregarse alrededor de las raíces, y desarrollar una hifa que es capaz de penetrar en el tejido
suave de las raíces que apenas se están formando. Una vez que el hongo está adentro de la
planta se reproduce con rapidez, el micelio penetra en las células, rompe y destruye las
paredes celulares, y provoca la caída de las plántulas.
La infección se propaga con rapidez en el almácigo y en pocas horas o días se pueden
tener grandes manchones de planta muerta. Las condiciones que favorecen la enfermedad son:
Figura 13: Daños de Damping off.
40
suelos pesados, con deficiencia de drenaje; alta humedad en el ambiente; temperaturas de
medias a altas y sombra continua durante varias horas o días (Gómez , 1976).
En la prevención de la infección, el viverista debe atender varios aspectos: el primero
tiene que ver con el sustrato, de preferencia, se debe esterilizar, ya sea con un gas fumigante o
con medios físicos, depende del volumen a esterilizar; de los gases se recomienda el uso de
Vapam, que mata las oosporas que pueden venir en el suelo, el sustrato debe tener buen
drenaje y de ser posible inocularlo con hongos antagonistas del género Trichoderma; este
hongo inhibe el desarrollo de este y de otros patógenos, se sugiere su utilización de manera
rutinaria. También se debe manejar la temperatura e insolación, el cubrir de manera continua a
la planta puede favorecer a la enfermedad (Vázquez y Sánchez. 1981).
En infecciones presentes se puede utilizar con buen resultado, el fungicida Metalaxil
en dosis de 1 centímetro cúbico por cada litro de agua, la aspersión se debe realizar cada tercer
día, al mismo tiempo reducir la frecuencia de riego. Con este fungicida se puede hacer una
suspensión del 0.5% al 1% de ingrediente activo y aplicar un litro de suspensión por cada 100
kilogramos de semilla. En pequeños lotes de semilla se utiliza un recipiente cerrado de boca
ancha o un tambor con superficie interna lisa (CONAFOR, 2008).
41
4.2.4. Damping-off por Rhizoctonia. Es uno de los hongos más frecuentes en el vivero, que en condiciones naturales sólo presenta
micelio y esclerocios, es extremadamente raro que forme alguna estructura de reproducción
sexual. El micelio se caracteriza por ser de color café, septado y con ramificaciones que salen
en ángulo recto de 90 grados, característica fundamental para su reconocimiento. El micelio
se encuentra en el suelo y puede ser patogénico en una gran cantidad de plantas, se caracteriza
por ser de color café, septado y con ramificaciones que salen en ángulo casi recto,
característica fundamental para su reconocimiento y es fácil de observar (Ulloa y Herrera.
1994).
Rhizoctonia se desarrolla mejor en suelos ligeramente alcalinos, pero también le
favorecen los suelos pesados y de drenaje deficiente. La fumigación de sustratos para
almácigo antes de la siembra de la semilla es recomendable, se puede utilizar el Vapam o el
bromuro de metilo, éste en dosis de una libra por cada 3 metros cúbicos de sustrato; antes de
aplicar el fumigante, se cubre el suelo a tratar con un plástico impermeable, después se inserta
una manguera que conecta a la botella del fumigante y se procede a liberar el pesticida.
El producto se deja en funcionamiento por 24 a 48 horas y después se destapa para
permitir la aireación y liberación del gas. El suelo fumigado se puede usar 72 horas después de
quitar el plástico. El uso de Trichoderma lignorum como inhibidor de Rhizoctonia está en
aumento. Se puede aplicar en riego por aspersión a las charolas o camas de germinación
(Gómez, 1967).
Figura 14: Micelio de Rhizoctonia.
42
4.2.5. Fusarium spp.
Cuando la semilla se lleva al almácigo a la siembra directa en contenedor, sin haber recibido
tratamiento, puede ser infectada por hongos en la testa e incluso puede encontrarse
internamente en la semilla, principalmente por el género de Fusarium, destacando entre ellas a
F. oxysporum (Ulloa y Herrera. 1994).
Las plántulas germinan, pero a los pocos días, en la cubierta que aún envuelve el brote
de crecimiento y en las pequeñas hojas en formación, se genera un micelio blanco que infecta
el nuevo tejido. Este micelio mata la punta, e incluso puede bajar al cuello de la plántula. Al
dejar en cámara húmeda a plantas enfermas, es decir ponerlas dentro de una bolsa de plástico
con humedad, se propicia el desarrollo de un manto miceliar de color blanco en la superficie
del tejido vegetal o en la cubierta de la semilla.
Cuando el problema se observa en el vivero, en planta germinada, se recomienda la
aplicación de Tiabendazol en dosis de 1 gramo por cada litro de agua. La aspersión se hace
cubriendo el suelo y las plantitas, este fungicida es sistémico, puede ser absorbido por las
raíces.
Una opción de control biológico es el hongo Trichoderma. De los productos
disponibles en el mercado se pueden hacer pruebas para determinar su efectividad y su posible
uso en el manejo de hongos de este género (CONAFOR, 2008).
Figura 15: Micelio de Fusarium spp.
43
4.2.6. Manchado por Alternaria alternata.
Se registraron plantas con puntas muertas y follaje dañado, el cambio de color de la planta
ocurrió en el follaje recién formado; la clorosis inició en la parte basal de las acículas, primero
fue un color amarillo para luego presentarse una necrosis.
En invernaderos tipo túnel también se encontró al hongo, los arbolitos achaparrados
que tuvieron acículas de color rojizo mostraron infecciones en los brotes y el follaje. En la
superficie de las hojas se forma un micelio de color verde oscuro, algo grisáceo, de forma
algodonosa; asociado con lesiones cloróticas en la base de las acículas. Los conidióforos dan
origen a cadenas de 4 a 5 conidios, polimórficos formados por varias células, algunas con
septos longitudinales. El patógeno infecta las plantas debilitadas y es común en plantas
muertas (Guarneros, 1989).
La producción de conidios es continua en los invernaderos y el agua de riego facilita la
dispersión de esporas. La germinación de los conidios se presenta en la superficie de la acícula
y la penetración del micelio al tejido foliar se hace por los estomas. El hongo se desarrolla
parcialmente dentro del tejido de la planta y parcialmente en la superficie de las hojas, tallos y
brotes (Manion, 2003).
Para el manejo de la enfermedad se sugiere mejorar las condiciones de cultivo de las
plantas. Evitar re secamientos por altas temperaturas y anegamientos por riego excesivo o
daños por agroquímicos. Evitar la salinidad en suelos, ya que la hace susceptible a la
enfermedad. Para el control de infecciones se sugiere el uso de clorotalonil en dosis de un
gramo por cada litro de agua (CONAFOR, 2008).
Figura 16: Micelio de Alternaria a.
44
4.2.7. Mancha foliar por Cylindrosporium.
El hongo Cylindrosporium presenta acérvulos subepidermales, blancos, en forma de disco,
conidióforos cortos, simples, conidios hialinos, filiformes, pueden ser curveados o sigmoideos,
de una sola célula o con varias septas y miden 2.5 x 30 micrómetros.
Es considerado un patógeno parásito de hojas, pero puede estar presente desde la
semilla y comportarse como un hongo endófito. Los conidios sobreviven en el follaje que cae
al suelo. El micelio se desarrolla entre la cutícula y la epidermis. Para el manejo de esta
enfermedad se sugiere mejorar las condiciones de cultivo de las plantas; y se debe aplicar
clorotalonil al observar los primeros síntomas de las hojas (CONAFOR, 2008).
4.2.8. Mancha foliar grasienta por Phyllachora swieteniae.
En las hojas se presentan manchas circulares de 3-10 mm de diámetro, en infecciones severas
dichas manchas colapsan y la hoja adquiere un aspecto de mosaico, con colores oscuros y
claros; en ocasiones, la parte infectada puede tener un color verde más intenso que el tejido
sano, después, cambia de verde claro o café grisáceo.
Figura 17: Mancha foliar del cedro.
Figura 18: Mancha Foliar grasienta.
45
Su superficie tiene una textura grasosa; las manchas son obvias en ambos lados de las
hojas, pero solo por el haz se forman las estructuras de reproducción, éstas se forman en
decenas, dispersas dentro de la mancha.
Se sugiere aplicar como fungicida preventivo al oxicloruro de cobre, antes de que
ocurra la infección y al inicio de la temporada de lluvias (CONAFOR, 2008).
4.2.9. Mancha foliar por Phyllosticta.
Las manchas foliares tienen un área central oscura; aunque en algunos casos tiene el centro de
color claro; conforme avanza la infección, el margen lentamente se torna necrótico hacia el
centro de la hoja hasta secarla.
Phyllosticta, se reconoce por tener, inmersos en el tejido del hospedante, picnidios de
color negro, de forma globosa, provistos de un ostiolo corto. Los conidióforos son cortos
hialinos y simples, sus conidios son hialinos unicelulares, con formas de ovoides a alargados o
elipsoides. Puede invernar como micelio durmiente en ramas y ramillas en forma de pequeños
cancros, o en yemas infectadas (Kirk et al, 2001).
Es recomendable tener un manejo adecuado en el vivero, cuidar la densidad necesaria
para tener buena aireación, así como los monitoreos frecuentes para detectar su incidencia. En
cuanto se observen los primeros síntomas de Phyllosticta, se recomienda el uso de clorotalonil
(CONAFOR, 2008).
Figura 19: Micelio de Phylloticta.
46
4.2.10. Mancha foliar por Septoria.
En las hojas infectadas se observan manchas circulares bien delimitadas de color violeta con
grupos de picnidios pequeños, de color negro, subglobosos, con un ostiolo central y simple.
Los conidios son largos, multiseptados, hialinos, curveados y filiformes. Su fase sexual
pertenece a Mycosphaerella la cual forma en la misma hoja pseudotecios color verde olivo a
negro, pueden estar inmersos en un estroma, presenta ascas hialinas y conidios filiformes.
Las plantas son más susceptibles en condiciones de alta humedad y cuando están
protegidas por mallas que ofrecen sombra excesiva. Las infecciones por este hongo se
consideran importantes y se sugiere el uso de tiabendazol o clorotalonil, en aspersiones al
follaje, en solución de 3 centímetros cúbicos por cada litro de agua, se sugieren tres
aplicaciones con 15 días entre cada una de ellas (Manion, 2003).
También se recomienda aumentar tanto la ventilación entre las plantas como la
exposición a la luz directa del sol (Ulloa y Herrera. 1994).
Figura 20: Micelio de Septoria.
47
4.2.11. Mancha foliar por Stemphylium.
Causa manchas foliares, con áreas necrosadas de color café, que al colapsar ocasionan un
atizonamiento. Las manchas son de forma oval y se encuentran rodeadas por un halo
amarillento; también se puede presentar en tallos turgentes y verdes. Una vez avanzado el
síntoma ocasionan una severa defoliación. Las hojas se amarillean y caen.
El género Stemphylium presenta conidióforos cortos, solitarios o en grupos, simples ó
ramificados, septados. Conidios ovales, muriformes, constreñidos al nivel de la septa media,
oliváceos y equinulados (Manion, 2003).
Se presenta en condiciones de alta humedad y densidades de plantas altas, por ello se
recomienda realizar aplicaciones de tiofanato metílico, mancozeb y el tebuconazol a las dosis
indicadas (CONAFOR, 2008).
Figura 21: Conidioforos de Stemphylium.
48
4.2.12. Muerte apical y cuello por Phomopsis.
Es un hongo que afecta Cedrela odorata, sus infecciones pueden dañar severamente a la
planta. Causa cancros en tallos genera un colapso de tejido en la base del tallo, de tal forma
que se presenta una constricción severa, que con el paso de los días facilita la ruptura del tallo,
dejando en píe sólo la base de la planta. Se observan áreas necrosadas en el follaje de forma
irregular, de color castaño rojizo. En los arbolitos recién muertos, sobre la parte dañada se
aprecian numerosos picnidios circulares.
Cuando existen condiciones de alta humedad, en estos picnidios se forman cirros
conidiales, a manera de hilos blanquecinos enredados. Los conidióforos son simples y
desarrollan dos tipos de conidios, los conidios alfa que son elipsoidales y los betas que son
filiformes, a veces en forma de bastón. El estado sexual de este hongo pertenece al género
Diaporthe, pero es raro que se forme en campo.
También es posible realizar podas y aplicar un producto a base de carbendazim. Tratar
a la semilla con fungicidas del grupo de los bencimidazoles (CONAFOR, 2008).
Figura 22: Daños causados por Phomopsis.
49
4.3. Trastornos Fisiológicos.
4.3.1. Raíz Torcida.
En el vivero, la raíz torcida causa efectos de importancia, debido a las actividades de
transplante que realizan las personas que ahí trabajan; también, y ya no por responsabilidad
directa de transplante, se tiene un efecto similar cuando se utilizan envases no adecuados o que
la planta permanece demasiado tiempo dentro de ellos.
El resultado es algo parecido y se muestra en la lámina como raíz enredada, torcida o
como cola de cochino. El efecto en la planta es devastador, crece lentamente, no muere de
inmediato pero se estrangulan varias raíces.
En las plantaciones es frecuente encontrar planta achaparrada y enferma como
consecuencia de la pobre estructura de raíz. Es de gran importancia reconocer la relación con
patógenos oportunistas, que si bien no afectan la planta que está en buenas condiciones, son
capaces de causar la muerte de árboles debilitados, en particular se menciona el hongo
Botryosphaeria, que ataca con éxito a este tipo de plantas.
El fenómeno de raíz enredada se presenta en todas las especies y en todos los
ambientes; se requiere de una intensa y verificada capacitación para su corrección. Por el lado
del tipo de envase también se considera de primordial importancia el que cada especie esté el
tiempo correcto para en el envase utilizado (CONAFOR, 2008).
Figura 23: Raíz torcida del cedro.
50
4.3.2. Quemaduras de Sol.
En el vivero se pueden encontrar lesiones en la base de los árboles, son áreas de corteza
colapsada, provocadas por el calentamiento excesivo del floema; la muerte de células,
ocasiona fallas en la conducción de savia elaborada, que viene de las hojas hacia la raíz; como
resultado se observa un engrosamiento del floema en la porción superior de la lesión, debido a
la acumulación de savia que baja pero no puede pasar.
En estos sitios existen fracturas que son puerta de entrada para varios hongos que contribuyen
a la muerte de la planta. Para evitar este tipo de daños se sugiere el uso de sombras y evite la
insolación directa (CONAFOR, 2008).
Figura 24: Efecto del Sol en las plantas.
51
4.3.3. Temperaturas Bajas y Heladas.
Los principales procesos fisiológicos que son alterados, son la fotosíntesis, la actividad de las
enzimas, la absorción de minerales, así como la división y elongación celular. Las
fluctuaciones repentinas de temperaturas altas a bajas son más desfavorables que una caída
gradual. La predisposición de las plantas al ataque de otros agentes.
Los síntomas que más frecuentemente se asocian con las bajas temperaturas son la
decoloración, marchitamiento y muerte de tejidos suculentos, en especial los brotes. El daño
por temperaturas bajas en árboles se puede presentar en cualquier época del año. Este puede
observarse cuando la temperatura cae abajo de los 0 °C durante la estación de crecimiento,
aunque la evidencia experimental indica que esta debe caer al menos varios grados abajo del
punto de congelamiento antes de que los árboles sean afectados.
Debido a que el daño es más severo en estadios de plántula y brinzal, la presencia de
una cubierta vegetal adquiere importancia en estos casos.
No establecer viveros con especies susceptibles a heladas, en terrenos para pastizales,
ni cañadas porque el número e intensidad de las heladas es mayor de lo normal. La intensidad
de las heladas está directamente correlacionada con la topografía. Aplicar potasio antes de la
presencia de heladas para promover endurecimiento (CONAFOR, 2008).
Figura 25: Muerte de plantas por bajas temperaturas.
52
V CONCLUSIONES
El presente trabajo de investigación es una recopilación y concluido en el proceso de
producción de cedro rojo (Cedrela odorata), en el Vivero Forestal Tuxpan de la Comisión
Nacional Forestal.
De manera para especifica con esta investigación exhaustiva, de la producción de cedro
rojo es la región es viable ya que en Veracruz se cuenta con el clima y condiciones idóneas,
los requerimientos edáficos, climático y topológicos, además hay alternativas para controlar
sus plagas y enfermedades, además su fertilización desde la producción de plántulas y su
manejo adecuado para la producción de madera fina en nuestra región Norveracruzana.
Con ello la Universidad Veracruzana atravez de la Facultad de Ciencias Biológicas y
Agropecuarias, Campus Tuxpan. Contribuye al crecimiento y desarrollo de la región, de
Veracruz y México.
Para tal efecto el compromiso con los sectores de la sociedad, siempre al servicio de
las dependencias de conocimiento integral formadoras de los estudiantes entusiastas y el
conocimiento infinito de los profesionistas y técnicos que llevan a la práctica en el sector
forestal.
Esta obra está a la disposición de la sociedad sin decir más. Por esto invito a sembrar el
cedro rojo.
53
VI BIBLIOGRAFÍA
Alexander, A.; Schroeder, M. 1987. Modern trends in foliar fertilization. Journal of Plant
Nutrition 10(9-16):1391-1399.
Aguilar Cumes, J. M & Aguilar Cumes M. A. 1992. Arboles de la Biosfera Maya Petén, Guía
para las especies del Parque Nacional Tikal. Universidad de San Carlos de Guatemala,
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Escuela de Biología, Centro de Estudios
Conservacionistas (CECON). 272 p.
Aguilar Giron, J. I. 1966. Relación de unos aspectos de la flora útil de Guatemala. Tipografía
Nacional de Guatemala, Segunda Edición. 383 p.
Alvarado R., D., S. Castro Z., C. Cigarrero C., R. Álvarez R. y L. de L. Saavedra R. 2004.
Manual de detección y manejo de enfermedades bajo el sistema de “contenedor”. Gobierno del
Distrito Federal, Colegio de Postgraduados y Comisión Nacional Forestal. D. F., México. 74
p.
Arnon, D.I.; Stout, P.R. 1939. The essentiality of certain elements in minute quantities for
plants with special reference to copper. Plant Physiology 14:371-375.
Arguedas, M. 1997. Plagas de semillas forestales en América Central y el Caribe. Turrialba, C.
R. CATIE. Serie Técnica. Manual Técnico No. 25. 113 p.
Bailey, J. A., and M. J. Jeger. 1992. Colletotrichum: biology, pathology and control. British
Society for Plant Pathology. 380 p.
Bunt, A.C. 1976. Modern potting composts: a manual on the preparation and use of growing
media for pot plants. University Park, PA: Pennsylvania State University Press. 277 p.
54
California Fertilizer Association. 1985. Western fertilizer handbook. Danville, IL: Interstate
Printers and Publishers. 288 p.
Carlson, L.W. 1983. Guidelines for rearing containerized conifer seedlings in the Prairie
Provinces. Inf. Rep. NOR-X-214E. Edmonton, AB: Canadian Forestry Service, Northern
Forest Research Centre. 64 p.
Carpio Malavassi, I. M. ,1992. Maderas de Costa Rica, 150 Especies Forestales. Costa Rica,
Editorial de la Universidad de Costa Rica. 338 p.
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE) a. 1991. Plagas y
enfermedades forestales en América Central: manual de consulta. Serie Técnica: Manual
Técnico No. 3. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza, Turrialba. 187 p.
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE) b. 1991. Plagas y
enfermedades forestales en América Central: guía de campo. Serie Técnica: Manual Técnico
4. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza. Turrialba, Costa Rica. 260 p.
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE) a. 1997. Cedro, Cedrela
odorata. Costa Rica, Revista Forestal Centroamericana No. 21. 4 p.
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE) b. 1997. Cedrela
odorata. Costa Rica, Proyecto Semillas Forestales (PROSEFOR), Nota técnica sobre manejo
de semillas forestales No. 24. 2 p.
Cibrián T., D. 2001. Manual para la identificación de plagas y enfermedades forestales en el
estado de Jalisco. FIPRODEFO. Publicación Especial. 140 p.
Cintron, Bárbara B. 1990. Cedrela odorata. Washington, DC. U.S.A. Department of
Agriculture, Forest Service. Pag. 128 – 129.
55
Comisión Nacional Forestal (CONAFOR). 2008. Manual Identificación y manejo de plagas y
enfermedades en viveros forestales, México D.F., Diciembre 2008.
Comisión Nacional Forestal (CONAFOR). 2009. Cedro (Cedrela odorata L.) Protocolo para
su Colecta, Beneficio y Almacenaje, Mérida, Yucatán.
Gómez N., Ma. S. 1967. Examen morfológico comparativo de especímenes de Rhizoctonia
dc., aislados de semilleros forestales. Secretaría de Agricultura y Ganadería. Boletín Técnico
21: 1-35.
Gómez N., Ma. S. 1976. Combate del damping off en viveros forestales. Secretaría de
Agricultura y Ganadería. Boletín Divulgativo 42: 5-17.
González, D. 1991. Descripción anatómica de once especies forestales de uso industrial en
Panamá. Costa Rica, Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE),
Proyecto Cultivo de Arboles de Uso Múltiple (MADELEA). 61 p.
Guarneros C., R. E. 1989. Comprobación de la patogenicidad de una cepa de Alternaria Nées
y una de Fusarium oxysporum (Schl.) em. Snyd. and Hans., como causante del mal de
semilleros en Pinus montezumae Lamb. y Pinus ayacahuite var. Veitchii Shaw. Tesis de
Licenciatura. Escuela Nacional de Estudios Profesionales Iztacala, UNAM. 61 p.
Herrera Alegría, Z. Lanuza B. 1996. Especies para reforestación en Nicaragua. Nicaragua,
Ministerio del Ambiente y Recursos Naturales (MARENA), Servicio Forestal. 185 p.
Instituto Nicaragüense de Recursos Naturales y del Ambiente (IRENA). 1992. Cedro.
Nicaragua, Servicio Forestal, Departamento de Investigación, Laboratorio de tecnología de la
madera. Ficha Técnica de Maderas Nicaragüenses No. ---. 5 p.
Jones, J.B., Jr. 1983. A guide for the hydroponic and soilless culture grower. Portland, OR:
Timber Press. 124 p.
56
Kameswara, N. R. 2007. Manual de manejo de Bancos de Semillas. Bioversity international,
Roma, Italia.
Kirk, P. M., P. F. Cannon, J. C. David, and J. A. Stalpers. 2001. Dictionary of the fungi. 9th
ed. CABI Publishing. Wallingford, Oxon, UK. 655 p.
Macías J., M. Arguedas, J. Cola Z., L. Hilje. 2003. Plagas Forestales Neotropicales. Manejo
Integrado de Plagas y Agroecología, Costa Rica. 70:106-107.
Manion, P. D. 2003. Evolution of concepts in Forest Pathology. Phytopathology 93: 1052-
1055.
Marschner, H. 1986. Mineral nutrition of higher plants. New York: Academic Press. 674 p.
Mastalerz, J.W. 1977. The greenhouse environment. New York: John Wiley and Sons. 629 p.
Ministerio de Agricultura Ganadería y Alimentación (MAGA). 1998. Sistema para selección
de especies forestales. Guatemala, Plan de Acción Forestal para Guatemala,
GCP/GUA/007/NET.
Pennington, T.D. y J. Sarukhán. 2005. Árboles Tropicales de México: Manual para la
identificación de las Principales Especies. Tercera edición. UNAM. Fondo de Cultura
Económica. México.
Proyecto Semillas Forestales (PROSEFOR), 1997. Nota técnica sobre manejo de semillas
forestales No. 24. 2 p.
Salas Estrada, J. B. 1993. Arboles de Nicaragua. Nicaragua, Managua, Instituto Nicaragüense
de Recursos Naturales y del ambientes, IRENA. 390 P.
57
Sanderson, K.C. 1987. Selecting the right fertilizers for container-grown woody ornamentals.
American Nurseryman 165(1): 160-164, 166, 168-174, 176-181.
Scarratt, J.B. 1986. An evaluation of some commercial soluble fertilizers for culture of jack
pine container stock. Inf. Rep. O-X-377. Sault Ste. Marie, ON: Canadian Forestry Service,
Great Lakes Forestry Centre. 21 p.
Tinus, R.W.; McDonald, S.E. 1979. How to grow tree seedlings in containers in greenhouses.
General Technical Report RM-60. Ft. Collins, CO: USDA Forest Service, Rocky Mountain
Ugalde A, L. 1998. Manejo de información sobre recursos arbóreos, Componente de
Silvicultura MiraSilv, Sistema MIRA, Versión 2.01. Costa Rica, Turrialba, Centro
Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE).
Ulloa, M. y T. Herrera. 1994. Etimología e iconografía de géneros de hongos. Cuadernos 21.
Universidad Nacional Autónoma de México. México, D. F. 300 p.
Vázquez C., I. y R. R. Sánchez. 1981. Identificación y control químico de damping- off en el
vivero forestal “Lázaro Cárdenas”. Ciencia Forestal 30: 3-22.
Wikipedia, 2010 Enciclopedia Libre (En Línea), Consultado el 21 de Septiembre de 2010
http://es.wikipedia.org/wiki/Cedrela_odorata 2008.
