FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y … · Realización e interpretación del hemograma en animales domésticos. Práctica de laboratorio 3 hrs Semana 8 SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA

Manual de Prácticas de la UAI Clínica Animal

10 de abril de 2018

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FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

VI SEMESTRE

Fecha de presentación: 10 de abril de 2018

FMVZ de la UMSNH


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DIRECTORIO

DR. MEDARDO SERNA GONZÁLEZ RECTOR

DR. SALVADOR GARCÍA ESPINOSA

SECRETARIO GENERAL

DR. JAIME ESPINO VALENCIA SECRETARIO ACADÉMICO

DR. JOSÉ APOLINAR CORTÉS

SECRETARIO ADMINISTRATIVO

MTRA. NORMA LORENA GAONA FARÍAS SECRETARIA DE DIFUSIÓN CULTURAL Y EXTENSIÓN UNIVERSITARIA

LIC. ANA TERESA MALACARA SALGADO

ABOGADA GENERAL

C.P. ADOLFO RAMOS ÁLVAREZ TESORERO

MA. JAVIER ALCÁNTAR HERNÁNDEZ

CONTRALOR

DRA. IRERI SUAZO ORTUÑO COORDINADORA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA


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DIRECTORIO

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

MC. JORGE ARTURO ARANA SANDOVAL DIRECTOR

MC. RAFAEL REYES RAMÍREZ

SUBDIRECTOR

MVZ. EMCPG. NORMA AVILÉS TORRES SECRETARIA ACADÉMICA

DR. RENÉ BELLO ORBE

SECRETARIO ADMINISTRATIVO

DR. JAVIER OVIEDO BOYSO SECRETARIO TECNICO

MVZ. CERT. INDIRA VIOLETA ESTRADA GARCÍA

COORDINADORA DE LA UAI

AUTORES

MC. Leslie Garate Gallardo MC. Salvador Padilla Arellanes Dr. Daniel Val Arreola MVZ. EPA.


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……………………………………………………………6

I.i. ..................................................................................................................... 6

U ……………………………………………………… 6

I.iii. Niveles de desempe ……………………………………………………………………… 6

……………………………………………………………… 8

Prá 1 T , y x ……………………11

2 T , y x …………………… 28

3 T , y x q ………………… 37

Práctica 4. Técnica , y x ………………… 53

Práctica 5. , y , , , , , y localizados x ………………………… 67

Práctica 6. ..........................................................................................................................81

Práctica 7. x U resultados.........................................................................................................................112

Práctica 8. Realización de Técnicas diagnósticas en parasitología e interpretación de ……………………………………………………………………………………… 122

Práctica 9. antibiograma.....................................................................................................................134

Práctica 10. T ...................................................................................146

Práctica 11. Ejercicios de fa ............................................................................166


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(s) autor (es).


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I. ENCUADRE DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS

I.i. .

, , y , y . Tomando en cuenta lo anterior, un animal sano puede expres y , y q y y , incapacidad e incluso la muerte.

y , como , q , y y y a otros animales y al ser humano.

, U , x y (y de , y y q , , , x , , q y q , para restablecer l .

I.ii. UBICACIÓN DENTRO DEL MAPA CURRICULAR

La UAI Clínica Animal se ubica en el ciclo Profesional, perteneciente al VI Semestre de la Licenciatura en MVZ.

I.iii. NIVELES DE DESEMPEÑO

Propósito general de las prácticas:

, y , q y q , y y q


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, restablecimiento de la salud.

1 que permita al MVZ realizar una . 2 y x q .

3. Desarrollar conocimientos y habilidades para la adecuada colecta, c y . y y restablecer la salud en los animales enfermos. 5 y , utilidad en el restablecimiento de la salud animal.

Nivel de competencia.

Nivel 1- se realizan funciones rutinarias de baja complejidad. Se reciben i q .

Nivel 2.- se realizan un conjunto significativo de actividades de trabajo, variadas y aplicadas en diversos contextos. Algunas actividades son complejas y no rutinarias Presenta un bajo grado de responsabilidad y q y q .

Nivel 3.- q T q , q .

Nivel 4.- se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que se tienen que mostrar creatividad y recursos para conciliar intereses. Se debe tener habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo.

Nivel 5.- , q q , y entre grupos e individuos que participan en la institucional

Justificación del nivel propuesto.

y y y , proporcionar las bases para que el estudia y q q ) para restablecer la salud animal.


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II. MAPA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS

TEMA PRÁCTICA PROGRAMADA ÁMBITO DE

DESARROLLO

DURACIÓN (hrs) Y

SEMANA DEL SEMESTRE EN QUE SE REALIZARÁ

SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA CLÍNICA VETERINARIA. Métodos de contención en poblaciones animales. Examen físico general.

Técnicas de sujeción, manejo y examen clínico en bovinos.

Práctica de campo

3 hrs

Semana 3


Técnicas de sujeción, manejo y examen clínico en ovinos.

Práctica de campo

3 hrs

Semana 4


Técnicas de sujeción, manejo y examen clínico en equinos.

Práctica de campo

3 hrs

Semana 5


Técnicas de sujeción, manejo y examen clínico en porcinos.

Práctica de campo

3 hrs

Semana 6

SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA CLÍNICA VETERINARIA. Colecta, conservación y envío de muestras de animales vivos.

Procedimientos para la colecta, conservación y envío de muestras sanguíneas, fecales, urinarias, de fluidos, de órganos, tejidos y de especímenes parasitarios localizados interna o externamente en los animales domésticos.

Práctica de campo

1 hr

Semana 8

SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA CLÍNICA VETERINARIA. Pruebas de laboratorio más comunes

Realización e interpretación del hemograma en animales domésticos.

Práctica de laboratorio

3 hrs

Semana 8


Examen general de orina (urianálisis) e interpretación de resultados.


3 hrs

Semana 9

SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA CLÍNICA VETERINARIA. Pruebas de laboratorio más

Realización de técnicas diagnósticas en parasitología e interpretación de resultados.


4 hrs

Semana 11


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comunes


Análisis bacteriológico cualitativo con antibiograma. Práctica de

laboratorio

6 hrs

Semana 12

SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA CLÍNICA VETERINARIA. Necropsia y colecta, conservación y envío de muestras a partir de cadáveres.

Técnica de necropsia.


5 hrs

Semana 7

SUBUNIDAD II. GENERALIDADES DE FARMACOLOGÍA VETERINARIA. Vías de administración y dosis más adecuadas, según sea el caso.

Ejercicios farmacología

Práctica en aula

6 hrs

Semana 9


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:

UNIDAD I:

OBJETIVO DE UNIDAD:

y , y y y q y q x y .

:

, x y colecta de muestras sin arriesgar la integridad de los practicantes ni de los animales.

Cuando:

Antes

Cuando identifiques las zonas anatómicas externas de las diferentes especies domésticas.

Cuando describas las técnicas de sujeción en las diferentes especies domésticas.

Cuando señales el material y equipo que se requiere para sujetar a los animales.

Cuando tengas la vestimenta adecuada (overol y botas; o bata blanca limpia con botonadura completa).

Cuando tengas las actitud de respeto y cuidado hacia los animales domésticos con los que vas a llevar a cabo los procedimientos.

Durante

Cuando realices con orden, seriedad y respeto, las actividades descritas en cada uno de los apartados realizados para las diferentes especies domésticas que se encuentran en el presente manual de prácticas (sesiones 1 a 6).

Después

Cuando tras realizar las actividades descritas, logres realizar la sujeción y manejo de los animales domésticos sin lesionarte y sin lesionar a los animales.

Cuando ordenes adecuadamente el lugar donde realizaste las actividades encomendadas.

Cuando al terminar los procedimientos te cerciores de limpiar tu equipo y material de trabajo.

Cuando al abandonar el lugar donde realizaste la práctica te sientas satisfecho con tu desempeño y actitud.


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PRÁCTICA 1

“ É J , J Y

X B ”

UAI: CLÍNICA ANIMAL

AUTORES:

Dr. Daniel Val Arreola

Morelia, Michoacán.


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É J , J Y X B .

Dr. Daniel Val Arreola; .

y U q 5, x y y .

x y q , q .

, , q y q q q y , , , y q , x , q , , y q , es rehusarse a la maniobra agrediendo al explorador.

, q y q y , x , q para acercarse, sujetar, derribar e inmovilizar a los bovi q , , y , q x q resulte eficaz en todos los casos. Por lo cu q .

Que las y los estudiantes de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia adquieran los criterios, conocimientos y habilidades s y q x , y q , y y , x , y y , y .


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RESULTADOS ESPERADOS EN RELA

1. q y x .

2. , , , , y mucosas explorables.

3. , y , y bovinos como de las y los estudiantes.

El comportamiento de los bovinos much , y , y q q rodea.

1. , y , lo cual implica que todo lo ven distorsionado y por lo tanto no les gustan movimientos bruscos.

2. , para los bov y y , .

3. Sentido del olfato, es extraordinariamente sensible en los bovinos y puede ser determinante en la forma en que afectan su comportamiento ya que el olor es un x .

4. , y , y manejo, es recomendable que al momento de realizar x .

5. , y , q q y , q .

De ser posible, las y los estudiantes que vayan x y . Debe tenerse en cuenta que los bovinos sobre todo, los agresivos o intranquilos suelen saltar hacia un lado de manera imprevisible y patear o topar. x q , . No se debe de confiar en toros de razas lecheras aparentemente mansas y tranquilas, porque suelen ser muy peligrosos por el peso ni en los de c ,


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, ya que son muy grandes y fuertes lo cual dificulta sujetarlos con cuerdas. Se debe procurar no lesionar al bovino porque un mal procedimiento durante el manejo pone en riesgo su salud y dificulta el manejo para exploraciones futuras.

del animal:

6. Cuando una persona entra dentro de esta zona el animal tiende a retirarse.

7. Cuando una persona sale de esta zona el animal se detiene.

8. y .

y q , y . Esta zona se determina cuando se aproxima con un paso lento hacia el bovino y este empieza a moverse.

El concepto de punt , y , a detene , , q q .


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Para hacer que el bovino retroceda es necesario colocarse al frente del punto de b , .

q y q bra y x q , q q , y/o violentamente.

y q

, a q .


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REGIONES EXTERIORES DEL BOVINO

É Í

Debido a que los bovinos suelen resistirse a los procedimientos durante x , q examen sin peligro, tanto para el bovino como para las y los estudiantes.

q y q q q y , y q .

É

: y


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x , do de la vaca para evitar ser pateado.

, cuello y cola.

Derribo y amarre de terneros


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Uso del nariguero: , q , , q q , , x , .

Anillo nasal: independientemente del sistema que se utilice, conforme los machos llegan a los 12 meses de edad se les coloca un anillo nasal. El anillo es auto y x , por los tejidos blandos y delgados que separan las fosas nasales.

Puede optarse por emplear una ligera cadena o lazo como una medida adicional de segur , q y q con las hierbas o en una cerca quedando el toro atrapado y lejos del agua y alimento.

: Con una cuerda se rodea el cuerpo del bovino, justo enfrente de la ubre en caso de vacas, se le realiza un nudo corredizo, para q .

: y q x , y , torno al cuello de la vaca, pero sin que este apretado.

Por la parte interior de la lazada del nudo corredizo, se hace pasar una parte de la cuerda que sujete el morro de la vaca como se indica en la figura.


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, ): y q . Se comienza haciendo una lazada con un nudo que no corra alrededor del cuello o cuerno del bovino y se coloca el extremo .

, y , y q , como se aprecia en la figura.


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U x poco hasta que el bovin , q q .

X

Conjunto de procedimientos que se realizan con la q y .

y y q , T , y q .

x q x , y , , q x , x


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q y , q y q x , y x sistemas en un orden.

Temperatura: 37 3 , , , en ambos casos por un periodo de 2 minutos. Pr q q , U , q , , , x , , , y ica.

Frecuencia cardiaca y pulso: , , y q , y q T x x , , x 8 y 80 a 110 latidos por minuto.

x y y , x x , , delante de los pliegues anales.


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Frecuencia respiratoria: x , - . Con la ayuda de un estetoscopio se , x y , y , x .

La frecuencia respiratoria normal en un bovino adulto es de 10 a 30 respiraciones por minuto y en el bovino joven es de 15 a 40 respiraciones por minuto.

Movimientos ruminales: y y y x , , y alimentos al omaso. La toma de los movimientos se puede realizar de dos maneras, directa e indirecta, , q 2 , los movimientos desde y q , los ruidos de mayor intensidad. Por lo general los becerros lactantes de 1mes o menos de nacidos no presentan movimientos ruminales, en cambio en el bovino adulto son de 2 a 3 por cada 2 minutos.


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Mucosas explorables:

y . Las mucosas observables con facilidad son conjuntival, nasal, bucal y vulvar o prepucial. Al ser explorados se debe tomar en cuenta el color normal que es rojo-rosado, aunque en algunos bovinos pued , , y q , , y de materias.

: y , q x y , y tis, sensibilidad consistencia, forma y superficie, adherencias y cambios en la temperatura de la piel que lo recubre.

x y y , , , preescapulares, , .

.

Cabeza y cuello: y serosas y , y q x


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, otro aspecto a consi q x .

x , apreciar el olor y las secreciones nasales visibles, del mismo modo que las mucosas. En la boca se debe observar y x x q , , , y , , y observar es la lengua, se debe examinar su integridad, su mucosa y verificar que no se encuentre tumefacta o inflamada.

El examen del cuello se limita po y y .

: x x y , y , , , la frecuencia, el ritmo, la intensidad de los ruidos.

, y x campos pulmonares. La primera nos permite apreciar un murmullo pleural, el abombamiento de los espacios intercostales y/o estrechamiento de dichos espacios.

Abdomen: q y . El rumen y q , como ocurre en el desplazamiento del abomaso.

T .

Las distintas formas pueden sugerir lo siguiente:

9. , recto o hundido en la mitad dorsal y algo distendido en la mitad ventral.

10. Flanco izquierdo levemente distendido en la mitad dorsal: ret .

11. Flanco izquierdo muy distendido: timpanismo gaseoso. 12. izquierda: timpanismo espumoso. 13. q y

anterior. 14. . 15.

, intensa ascitis. 16. -peritonitis aguda

difusa. 17. -

del ciego.


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18. q y . 19. q q .

descartar las deformaciones seudoabdominales provocadas por diversas tumefacciones su , q , etc.).

RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO DE LOS BOVINOS

20. Tener cuidado con la cabeza para evitar golpes. 21. e de objetos que incomoden o hieran al bovino. 22. El lado lateral izquierdo debe quedar siempre hacia arriba (acumulan gas en la

panza). 23. q . 24. Tratar con mucho cuidado al animal. 25. , y . 26. Acercarse al animal con seguridad. 27. Evitar ruidos que alteren el temperamento del bovino.

ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS


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Vena yugular: , y y 7 , y y y q 1 16 5 7 5 5 , , se colo , q , y y .

(vena mamaria): q q , q , y q q .

: se emplea para q irritantes.

, y y x y 7 , 16 18 3 75 5 y , q , no se aconseja realizar este procedimiento con la aguja insertada en la jeringa porque un movimiento repentino del bovino puede causar la ruptura de esta o doblar la aguja.

q Posteriormente se administ y y q y . Otras opciones , q emplear la tabla del cuello para evitar decomisos de los cortes debido a lesiones provocadas por la presenc .


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q y , y y 7 , y y . Para este tipo de inyecciones se requiere 18 2 2 5 3 5 U y .

T y


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PRÁCTICA 2

“ É SUJECIÓN, MANEJO Y

X ”


AUTORES:

MC. Salvador Padilla Arellanes

MVZ. EPA.



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TÉCNICAS DE SUJECIÓN, MANEJO Y EXAMEN CLÍNICO EN OVINOS

MC. Salvador Padilla Arellanes;

U U U T

y U q 2 , y .

Que las y los estudiantes de la carrera de medicina v y q y y q , y , castr y , y y , , x , y/o colecta de muestras sin arriesgar la y , y .

Manejo de ovinos en el propio corral, garantizando la segu y .

, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria y movimientos ruminales.

T y . Toma de muestra de excremento por medio de guante exploratorio.

Y J Y J

La suj y , q , , q y , necesarios para explorar a los sujetos de todas las especies.

El borrego es uno de los ani y , q y y , , se manejan muy po q y x , x y semi-intensivos e intensivos.


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y , q , , , y q x , q les puede ocasionar si se les maneja bruscamente.

q , y de perros, los ovinos en estampida rompen cercas, tumban a la gente y pasan por encima de ellos. Para poder iniciar con el manejo de los ovinos, es necesario conocer las regiones corporales exter , y , y . Ver figura 1.

Figura 1.- Regiones exteriores de importanc y .

Debemos de tener en cuenta que al sujetar un ovino, no debemos de tomarlo de la lana, ya que esta puede ser desprendida de la piel. El manejo en los ovinos, a diferencia de equinos y perros, debe de hacerse en g , q y q , calmado y seguro.

U , , q , . Una vez atrapado el borrego se procede a pasar un brazo alrededor del cuello.

Nunca hay que jalar a un borrego de los cuernos o cabeza, ya q agredido y tratara de escapar.

U , , q en ovinos grandes; el u , y q y . Ver figura 2.


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2

Para sujetar a un borrego se deben de colocar a la izquierda del animal, pasar la mano q y . Con la mano izquierda evitaremos los movimientos de la cabeza, y con la mano derecha evitaremos el retroceso. Ver figura 3.

3 - x

x , q y y , introducir alguna sonda o reali x .

y y q , y y respiratoria. Todos los datos animal echado frecuencias como la respiratoria pueden verse afectadas notoriamente.

Temperatura: q y


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, U , q . Como regla ge un lapso aproximado de dos minutos.

Frecuencia cardiaca: estetoscopio entre el cuarto y quinto espacio intercostal en la parte v x, , -radiocubital.

.

Frecuencia respiratoria 5 , x o la traquea.

5


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:

Cabeza y cuello: y y , y x , q x .

Los orificios nasale x , , q q x y x x q y , , y , . Es importante distingu , y x encuentra tumefacta o inflamada.

: x x y , y , a q , la intensidad y la cualidad de los ruidos.

, y x inar los campos pulmonares. Con la primera permite apreciar un murmullo pleural, e abombamiento de los espacios intercostales y/o estrechamiento de dichos espacios.

Abdomen: y abdomina , y , y q desplazamiento .

Figura 6: Z


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y y q , ya que tendremos mayor control y tiempo para realizar el manejo. (figuras 7).

7 - x y .

7 - .

J

y q , q , , y , y , , q y , , , , , y (figura 8, 9 y 10).


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8 - y q

y 1 y .


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Y

y q x , q y T q , . (figura 11).

11 - descole.

y miembros del lado izquierdo con la mano izquierda, soportando su espalda entre las piernas como se observa en la figura 11.

12 .


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PRÁCTICA 3

“ É J , J Y

EXAMEN CLÍNICO EN EQUINOS”


AUTORES:



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TÉCNICAS DE SUJECIÓN, MANEJO Y EXAMEN CLÍNICO EN EQUINOS

;

A

ó , q 6, y para la y el estudiante, y disminui , se designara un equino por equipo.

q x , x q , para llegar a ob y .

q x q el veterinario y para las personas que lo asistan un riesgo considerable , q q q q q q q , para poder realizar un manejo adecuado del paciente y de esta manera facilitar el trabajo del MVZ.

Que el estudiante de la carrera d y q y y q q , , toma de muestras, entre otros.

RES

q , o toma de muestras etc.

, y manejo de los equinos.

q , , , x y , .

, y y .


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y q q :

, 36 y , lo cual implica que se encuentre siempre alerta y por lo tanto no les gustan movimientos bruscos ya que son animales de presa.

, q y y y q q .

Sentido , x q y q y q x .

, y y y , y est , x , y apacible.

Instinto mate , q y , q q y , q .

Para manejar a los equinos, con seguridad es q del animal:


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Cuando una persona entra dentro de esta zona el animal tiende a retirarse.

Cuando una persona sale de esta zona el animal se detiene.

y animal puede ponerse nervioso.

y q , , y o reproductivo del mismo.

q y q e es necesario que la persona que maneje a estos animales sea siempre el mismo.

x , con movimientos suaves para no molestarle y empiece a moverse.

El punto ciego del caballo se determina cu y x q q q , reaccionar abrupta y/o violentamente, y q q q q hacerle saber que se encuentra a .

q y q , por ejemplo hablarle acariciar la crin que se encuentra en la frente (tupe), acariciar los ojos, la cara y la boca.


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En todos los q y , y x q trabajar con un animal que es potencialmente peligroso y que el hecho de observar mucha gente pueden rea y , q dispersen o se distraigan en otras actividades.

a y q , q :


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: Un vez que se encuentra cerca del equino conviene tomar por el cuello en primer lugar ya que este es su punto de equilibrio. Puede realizarse cuerda por encima del mismo.

, , .


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: y manera distraer al caballo y poder realizar los procedimientos que se le vallan a practicar el arcial se coloca en el labio superior, es importante considerar que el caballo puede soportar el dol y q y q .


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, este se coloca por encima de la ternilla del caballo sobre e hueso x , q q y y , , q q .

: y q , y se utiliza principalmente para proteger a este de las patadas que la yegua le pueda dar sobre todo para evitar lesiones tales como fracturas o heridas.

La y x apenas arriba de los talones en cada una de las extremidades posteriores es q q , .


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: y x , q x . El co q . Por lo cual al acercarnos a ellos debemos de hacerle sentir nuestra presencia mediante caricias.

q , q y , , en donde realizaremos x , y q .

q , , e d x y


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, q q dos extremidades, poco a poco, sin brusquedad giramos nuestro cuerpo h q .

: U q mediante el uso de sustancias tranquilizantes o sedantes tales como Xilacina al 10%, acepromacina, butorfanol, d q y q T a facilitar el manejo de los animales, con el cual nos vamos a proteger de sufrir lesiones.


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EXAMEN FISICO

x x y y q , y y x casos de forma ordenada y detallada, esta se debe de iniciar generalmente empezando por la cabeza y terminando por la cola, el cl q que tener disciplina para poder evaluar adecuadamente a los pacientes.

Cabeza y cuello: x iniciara por los orificios nasales, observando que no exi x , , , anterior y posterior del ojo, es importante evaluar la , , q q , y q , x q .

U x q q 2 3 y .


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, q q , , laceraciones ganchos, coronas retenidas etc., una vez terminado de e , y q , timpanismo.

y , q x , y si hay cambios en su consistencia.

, y , q , .

x y , x y , , q , y el canal de la vena yugular.


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Frecuencia cardiaca: estetoscopio entre el cuarto y quinto espacio intercostal en la x, , -radiocubital.

Frecuencia respiratoria: obse , x q .

: x x y , y x , q , el ritmo, la intensidad y la cualidad de los ruidos.


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, y x pulmonares. Con la primera permite apreciar un murmullo pleural, el abombamiento y , x , , , q rmales no deben de escucharse.

Abdomen: y , , q q q q . En el lado derecho generalmente se ausculta la base del ciego en la fosa paralumbar derecha sobre la parte dorsal en la parte media se auscultara el cuerpo del ciego mientras que x , q q q x dorsal y ventral izquierdo, los so q , .


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Temperatura rectal: Para tomar la temperatura del equino se debe realizar de manera rectal, p y q q , para poder levantar el maslo de la cola con una mano y jalarlo hacia un lado, e introducir , y .

ADMINISTRACION DE MEDICAMENTOS

Vena yugular: q y , y y . El sitio se desinfecta con alcohol a 70%, y y y q 1 16 5 7 5 45 a y y U q q , y y .


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y y q y y y y .

q , , , T , y y .

q y , y q , .

q y , y y . 7 , y y y q 18 2 2 5 3 5 U y


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PRÁCTICA 4

“ É J , J Y

EXAMEN CLÍNICO EN PORCINOS”


AUTORES:

MVZ. EPA. M ercado.



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É J , J Y X

MVZ. EPA. U T T U .

PRACTICAS:

OBJETIVO GENERAL

y y .

1 1 y

1.1.1 , conduc y . 1.2.2 . 1.2.3 : Muesqueo y tatuaje. 1 2 . 2 1 T . 3 1 T y , .

.-

CERDOS


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Trabajando con seguridad con Cerdos

q , , y/o paneles. Anunci x . No camine hacia ellos tranquilamente y los sorprenda. Si trata de llegar a ellos sin hacer ruido, los puede sorprender.


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tabla como escudo protector

Luego se empujan con el mismo escudo

Solo en caso de que el animal sea muy manso lo revisaremos sin tomar precauciones


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T

y

Porcinos

Cara interna del muslo o base de la oreja

Intramuscular Cara posterior del muslo

Intravenosa Auricular, cava craneal


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q

q q , pueden variar de acuerdo a la edad del animal, que por lo regular en los a q .


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, , q q :( - , T , y , obt q y y equivalente del total de las pulsaciones por un minuto.

Frecuencia respiratoria

y . Se puede auscultar en diversos sitios: a la altura de la laringe (ventralmente, donde se une la cabeza con el cuello), q q , y ) de ambo x T y , - y x (que significa muerte).

Z Respiratorias

Mucosas

x y , , , y mucosa son: color, humec , secreciones, integridad y tiempo de llenado capilar:


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.

- U .

- - , - .

- , laceraciones, petequias, hemorragias, etc.. Muchas de estas lesiones reflejan problemas virales como puede ser la fiebre aftosa.

T T - un dedo, sobre la mucosa, poster q mucosa como una mancha blanca que va regresando a su color original. El tiempo


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que tarda en regresar a su color original se cuenta en segundos. En un cerdo adulto normal el TLLC es de 2 a 3 segundos.

Sonidos intestinales

, q y cerdo, la mejor manera de familiarizarse con ellos es auscultar y auscultar todos lo q , q y disminuidos en un cerdo enfermo.

Se deben de auscultar ambos lados del abdomen.- lado izquierdo: principalmente se escucha el colon mayor, y lado derecho: ocupado en su mayor parte por el ciego.

Temperatura

, , y , aproximadamente 2 minutos ya es posible leer la temperatura del animal.

y q y y q , tomarla una segunda vez.

Falsos Positivos

Tomar la temperatura del excremento

No bajar la columna de mercurio antes de tomar la temperatura.

- (proctitis), edemas con agua caliente, palpaciones extremadamente bruscas.

Falsos Negativos

l tiempo necesario en el recto.

No introducirlo suficientemente.

Problemas locales.- enemas con agua fria, palpaciones (permitiendo la entrada de aire).

Los signos vitales de un animal son sus constantes , q aplicar el tratamiento apropiado.


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Frecuencia respiratoria

1 2 q .

Al auscultar la t q .

y , el medio por lo cual los valores pueden aume .

y oligopnea.

Frecuencia cardiaca y pulso.

El pulso es una onda que se trasmite por las arterias debido x x q .

Para tomar la frecuencia cardiaca se usa el estetoscopio auscultando entre la cara interna del brazo entre el 3o a 5 o espacio intercostal. La frecuencia normal en cerdos es de 60 -80 y hasta 115 por minuto, en lechones de menos de 2 m patrones considerados normales se denomina bradicardia, y el aumento se denomina taquicardia.

Temperatura corporal.

y rectal. La tempera 39.5 a 40.5 oC y en adultos es de 37.5 a 39 oC.

La temperatura corporal puede presentar oscilaciones que dependen de diversos factores que no presentan un problema para el veterinario debido a que son muy bien conocida , y q y , y x , y y .

, q .

Piel y pelaje

El pelaje, es un factor qu x , y , y y .


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Mucosas

q , y q , x , como la hepatitis, eperitrozoonosis , Rinotraqueitis infecciosa, etc.

Al momento de evalu , , , q y y , , ulceras, etc.

Sistema

y y q afectan secundariamente.

linfonodulos accesibles:

x x , linfonodulos sub paratiroideos: .

, q inflamados, lo cual nos indica c

y escapula.

y -tibio- rotuliana,

Linfonodulo supramamario y escrotales: estos corresponden a los ganglios inguinales Los mamarios se ubican dos a cada lado de la ubre en su borde caudal. Los ganglios escrotales se ubican a cada lado de los cordones seminales.

q x .

Sistema locomotor

x y el comportamiento los que pueden ayudar , , , , y . El animal debe ser evaluado en movimiento, echado y al levantarse. Si e , y .


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Sistema digestivo

y , y .

x , sed rumia, eructo, eventual vomito.

q q q , , , , , q x y x y abdominal.

y y x , , , , y T estado examinando las fecas, su cantidad, color, consistencia, etc. Al a q y .

Sistema nervioso

, , , , confortabilidad y q .

, x , nervios T q , , , etc.

T ncia en el animal.


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UNIDAD I: (Diagnostico de laboratorio)

T U - , y y y q y q x y .

:

y , fecales, urinaria y , , y y

CUANDO:


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PRÁCTICA 5

“ , Y , FECALES, URI ,

, , J Y X

É ”


AUTOR:

MC. Beatriz Salas García



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, Y , FECALES, URINA , , , TEJIDOS Y X

LOS ANIMALES É .

B

Objetivo: y , y , .

La sel y q , q q medicina veterinaria y zootecnia, demuestren sus conocimientos y aptitudes para .

Importante: q independientemente del tipo de material bi q , , y q , q , teniendo en cuenta el evitar sufrimiento innecesario a los animales y en caso de requerirse emplear tranquilizantes y/o sedantes que permitan la colecta de muestras de forma eficiente.

, Y É

L . La cantidad de sangre a colectar depende del tipo de material que se emplee para su obtenci , jeringas o sistema mixto), y de la talla del paciente.

B

(Figura 1)

x tenerse ciertas consideraciones:

Capacidad del tubo: y y muestra (3, 5, 7 y 10 ml).

Caducidad: unavezcaduca , y y , , pierde su actividad.


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Manejo de la muestra: Debe evitarse que la sangre caiga directamente al fondo del tubo. Se recomienda inclinar el mismo para que la , y, , .

:

: coloca la aguja en el adaptador (no quitar el protector de x de la aguja que se dirige al tubo). y y del vaso a puncionar). Se punciona el vaso seleccionado. introduce el tubo con al adaptador, permitiendo que salga la sangre hasta que se termine el llenado del tubo. extrae el tubo y posteriormente el adaptador con la aguja . U y .

Figura 1: Componentes necesarios para la colecta de sangre con

J Y J (figura 2)

y , , eo seleccionado para el muestreo.


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, , q y que la sangre se deslice por las par T , y q y y .

Figura 2: Material necesario para realizar la colecta de y jeringa.

X (figura 3)

x y y , y q x y , . Similar a la aguja dobl q q , q x . Puede , x x , q .

Figura 3.- Material requerido para la colecta de muestras con el sistema mixto


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:

los siguientes fac ;

y (los tubos reciclados, pueden contener bacterias y humedad que pueden provocar la ruptura de los eritrocitos).

El de la aguja; q producen de la muestra por el choque de los eritrocitos con las paredes de la aguja. La longitud de la aguja; debe ser elegida la especie a muestrear. Se debe guardar la correcta anticoagulante-muestra colectada,esto es muy , . La de la muestra con el anticoagulante debe ser de ). q ; Una vez obtenida la muestra debe mantenerse de 15 a 20 minutos a temperatura ambiente y protegida de los rayos solares posteriormente debe transferirse a temperatura de refrigeración (4 ºC). y x , se dan algunas especificaci x obtener. Otros factores que deben evitarse son el sobrecalentamiento de la muestra y .

La cantidad de muestra depende de la especie y de las pruebas a realizar. De manera general se recomienda obtener de 3 a 5 ml por animal.

los siguientes:

Bovinos: Vena yugular, vena caudal, vena mamaria y vena auricular

Equinos: Vena yugular.

Ovinos y caprinos: Vena yugular

y , y y (lechones)

Caninos: Vena safena y vena radial. E considerable se puede extraer la sangre de vena yugular.


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y considerable se puede extraer la sangre de vena yugular.

Aves: Vena radial (ala), pu , (paloma)* y corte de cresta (gallo)*

y , tras obtener la muestra colocar un poco de hielo y (sang rado a blanco) *.

, y x * y corte de dedo.*

y y

q , corte de dedo, corte de cresta, corte de cola) o se pretenda el sangrado a blanco, es necesario anestesiar al animal pa , .

Y X , EMPLEADOS EN LA

C (figura 4)

, q , y x T , de manera que los usuario calibrado guardando la proporci y , debe corresponder siempre con el anticoagulante que contiene. Por lo que podemos contar con los siguientes tipos:

J

y , y ). Este tipo de m q , y y . El manejo recomendado para este tipo de muestra consiste en obtener la sangre, mantenerla a temperatura ambiente y a la sombra por 30 a 60 minuto 3 1 ,


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y . Existen en e T

, . El manejo recomendado para estas muestras consiste en obtener la sangre, mantenerla a temperatura ambiente y a la sombra 15 2 q y q , 3 1 y y y .

T , y , q , , y , esta debe 15 2 q y , ).

Son tubos con heparina sal de litio. Con este tipo de anticoag y q , q , y , prueba y , , bacterias y hongos.

q , q y . Este tipo de gel se emplea , q , y y . El manejo recomendado para este tipo de muestra consiste en obtener la sangre, mantenerla a temperatura ambiente y a 3 6 ; o bien, centrifugar para obtener e 3 1 , ferir a otro tubo empleando una pipeta Pasteur y posteriormente se mantiene en refr n.


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Figura 4: ,

Agujas

q x 2 , 21 , 22 1 1 5 , q y .

1 3 , 18, 19, 20 y 21, y las longitudes disponibles comercialmente van desde media hasta 1 y media pulgadas.

y , , x 4 ºC. Debe evitarse que el tubo quede directament .

q q , y q 4 horas se empiezan a notar alteracionesen las muestras. Si el la , para evitar alteraciones celulares, las cuentas leucocitarias y eritrocitarias no se ven alteradas, tampoco se alteran otros pa , empleando hieleras o cajas de poliuretano con refrigerantes.


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, Y É

Las muestras de materia fec , .

Si la muestra colectada corresponde a heces diarreicas, se recomienda que su procesamiento sea dentro de las primeras dos horas de la colecta (no se recomienda ad q , 2 , y , 1 ), cuando las muest , 2 , y q q y , q q es q (Giardia , 2 , y q , ya que este .

Nota: q y , , y q q q (se requieren huevos viables).

:

La cantidad de muestra depende de la especie animal y de las pruebas a realizar De manera general se recomienda obtener de 20 a 100 g por animal.

Importante: para la colecta de muestras fecale , q q y , del mismo modo debe q , , .

son los siguientes:

Bovinos y equinos: , , mismo que tiene que ser lubricado con agua, gel lubricante o aceite mineral (se prefiere el agua) e introducirse directamente en el recto del , y , , hecho esto se extiende la mano y se colecta la muestra, se extrae la mano con y x y q , y procesamiento. Deben colectarse de 50 a 100g de materia fecal.

: La colecta d y , , y q


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, q , x y dan ligeros toq , q y , x , q , q q dedo medio, hecho esto se procede a colectar la muestra, se extrae los dedos con la muestra y se voltea el guante (o la bolsa) para que el mismo contenga la mues , y . Deben colectarse de 20 a 50 g de materia fecal.

Cerdos: , ovinos y caprinos, pero dado a que los cerdos de manera general se oponen de forma contundente al manejo (Chillan), se prefiere colectar las muestras directamente del suelo (previamente higienizado) con una bolsa o guante, hecho esto se voltea el guante (o la bolsa) para que el mismo contenga la mu , y laboratorio para su procesamiento. Deben colectarse de 20 a 50 g de materia fecal.

Importante: q : potros, becerros cabritos, corderos y lechones, se recomienda trasla , q y q q , , , x y .

: y , q , , y , , 5-1 y q y 15-20 g en perros de razas medianas y grandes.

Animales de laboratorio , ratas, ratones, cuyes y conejos): Dado que el manejo y albergue de este tipo de animales se realiza en jaulas, se recomienda realizar la limpieza de la charola colectora de desechos y esperar a qu q y , , , dependiendo de y del tiempo de reposo de la charola de colecta debajo de la jaula.

Aves: Cuando se trata de aves ponedoras que se encuentran en jaulas, el procedimiento a realizar es el mismo que el recomendado para los animales de la , q


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, , y q permanezca la charola de colecta debajo de la jaula.

, Y ÉSTICOS.

, y x y , q q el presente.

y , y , muestra o bien adicionar una parte de 1 3 , , (pigmento urinario), con lo que se alteraran .

y , y x q (figura 5).

-

y , , abriendo una toma de agua cercana y permitiendo que los animales escuchen el y

Y É .

esp diferentes procedimientos:

Piojos y pulgas: impregnada con alcohol, repetidas veces en la zona donde


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, q T , 7 , 1 , , y (organismos frescos) o compuesto con los objetivos de 10X y 40X (insectos colocados en laminillas).

Garrapatas: , y y y (hacia e q q U , 7 , si se pr 1 , .

Larvas de mosca ): q , x x y , si este procedimi q x q x (SSF) tib 35 38 , q y .

T 7 y completos) o compuesto con los objetivos de 10X y 40X (estigmas respiratorios).

nducto auditivo: , q ) realizando movimiento , , (Objetivos 10X y 40X).

: q , y . Para realizar este procedimiento se sugiere realizar lo siguiente.

y y , y (pelo y escamas), hasta obtener un sangrado ligero (en sabana), , y 1 , .


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PROCEDIMIENTOS PARA LA COLECTA, Y DE ESPECIMENES PARASITARIOS TISULARES

, y , tejidos o cavidades corporales.

, y , , 7 1 , 10 % y remitirse al laboratorio.

B

y , empleando hieleras o cajas de poliuretano, con refrigerantes comerciales o hielo para mantene x 4º q q , y q 4 horas se empiezan a notar alteraciones en las muestras. Si el laboratorio a donde se piensa remitir las muestras es distante, s q , q x , (Babesia y .

Mue q 1 , 2 , q q , labor , para su procesamiento dentro de las 24 horas siguientes a la colecta.

, .

mencionados en el apartado correspondiente.

q , q q :

, y


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, y q

, x , , , , ... etc.)

Tipo de muestra (fecha y hora de colecta, tipo de conservador)

q

nte para:

, , q y ,

Cuando:

Antes

q aceptadas por el laboratorio al que son remitidos.

q sometidos las diferentes muestras colectadas.

Cuando tengas la vestimenta adecuada bata blanca limpia con botonadura completa

Durante

Cuando realices con orden, seriedad y resp , y , , , , y x y (materia f , , , ).

, las muestras remitidas en los diferentes laboratorios.

y x y .


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PRÁCTICA 6

“ É ”


AUTOR:




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É


(Microscopios compuestos)

, x 15 , por lo cual, secc y 16 , q q x 5 , q a de trabajo con tres microscopios compuestos.

, silvestres, la hemat y y .

, , , , , , ) y plaquetas en una unidad dada de sangre.

Que el estudiant y q y q .

U , utilicen el l y y , .

.

y , .

, y


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diferenciar entre un individuo enfermo y uno sano, a partir de la interpr .

U , siguientes requisitos:

Queda estrictamente prohibido consumir alimentos, ingerir bebidas yf umar .

una adecuada de los alumnos durante el desarrollo de la :

Una bata blanca (limpia, con manga larga y con botonadura completa). x. T q q

, agujas, jeringas, lancetas y guantes) en los contenedores dispuestos para ello.

Los x contenedor dispuesto para esto.

:

El hematocrito se define como el volumen que ocupan los eritrocitos en una muestra de sangre determinada. Para su dete , .

Material:

U (11 000 a 15 000 rpm)

U ticoagulante, de 75 mm.

U

U T , 3 mL

U

Procedimiento:


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La muestra de sangre con anticoagulante (EDTA) se coloca en un homogenizador, se deja en el durante 10 min, posteriormente se separa del rotor, sino se cuenta con este, se recomienda homogenizar la muestra 20 veces, con movimientos suaves verticales; , mismo que se llena partes de su capacidad.

1

Fig. 2. Llenado del tubo capilar

x y , x ,


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. El , q 5 min, tiempo que puede prolongarse hasta por 10 min., si la muestra presenta eritrocitosis.

Fig. 3. Sellado del tubo capilar con fuego.


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, y .

Fig. 5. Lectura del microhematocrito.

q y valiosa, ya que podemos saber si se encuentra un valor normal, si el resultado es inferior, en cuyo caso estaremos ante un caso de anemia, si la muestra fue correctamente obtenida, manejada y conservada, puede detectarse un valor alto, en tal caso nos enfrentamos a un caso de eritrocitosis.

q a, el cual puede ser incoloro como cuando se presenta un caso de anemia por hemorragia, si es que el valor

, , , , y , .

La capa leucoplaquetaria o flog x , ya que su grosor nos dice si existe aumento, n , y tripanosomas.


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6 y q

Y B

:

y q , presunti , y .

Material:

U (EDTA).

Un tubo capilar de vidrio de 75 mm.

U nvencional de 1000 a 3000 rpm.

Un refractrómetro de Goldberg para determinación de proteínas plasmáticas y densidad urinaria. Procedimiento:


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q e una densidad de 1.000, llevando la lectura de la escala a cero. Luego de ajustar se realizan los siguientes pasos:

q y cuartas partes.

por 5 min. a 11 000 rpm.

.

q

.

Para realizar la lectura se presiona la cubierta con suavidad per , , de manera horizontal.

Enfocar el refractrómetro moviendo el ocular.

y luminoso.

/L.

, , y q , .

, :

Se obtiene una muestra de sangre tratada con EDTA.

Se llenan dos tubos capilares.

Ambos tubos se centrigufan por 5 minutos a 11,000 rpm.

Se coloca el plasma de un tubo sobre el prisma de refractrómetro para cuantificar proteínas plasmáticas.

El capilar restante se sumerge en agua a 56ºC por 3 minutos, de tal forma que quede sumergido el capilar (sin que entre agua por la porción no sellada).

Se procede a centrifugar el capilar con el fin de separar el fibrinógeno precipitado por acción del calor por 5 minutos.

Se mide la concentración de proteínas plasmáticas, una vez más utilizando el refractrómetro de Goldberg.

La diferencia entre los dos resultados de proteína plasmática corresponde a la concentración de fibrinógeno en g/L.


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7

8


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Fig. 9. Observando el

1


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:

Bovinos: 4.5 a 7.0 g/L

Equinos, perros, gatos, hombre: 2.0 a 4.0 g/L.

:

, q , , y

:

Mues . . . . .

Y

:

x , q , q los diferentes tipos celulares y las posibles alteraciones presentes.

Material:

U T , 3 mL.

Un tubo capilar de vidrio de 75 mm.

Colorantes: Wright, Giemsa, Azul de metileno.

Laminillas portaobjetos y cubreobjetos.

Un tren de tinción.

U 25 x ).

U 100 mL para realizar el lavado.

Procedimiento:

Introducir el tubo capilar en el recipiente que contien , y x , que toca la gota de sangre, esperamos a q y


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, q , y x y , .

Fig. 11. Llenado de capilar.

Fig. 12. Colocando una gota de sangre en un extremo del porta objetos


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Fig. 13. Acercando un porta objetos a la gota de sangre

1


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15. Deslizamiento del porta objetos

16 x

:

, para sangre, entre ellos podemos utilizar los colorantes de Wright, Giemsa Diff Quick y Nuevo azul de metileno.


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Las preparaciones se colocan en un tren de tin , , 1 3 , se coloca sobre el colorante amortiguador de fosfatos (pH 6.6 a 6.8), sin permitir que se derra , q 8 1 q , se procede a eliminar el exce , q . Una vez que ha sido eliminado el exceso de colorante, las laminillas son secadas al aire o utilizando u y , x U , q , y , de los extendidos.

Fig. 17. Colocando colorante de Wright sobre el extendido

18


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Fig. 19. x .

, , , , , 96 o durante 5 minutos; se seca y posteriormente se introduce en un vaso de Co , y , x 3 5 1 15 1 y , .

(NAM), se colocan un par de gotas de colora y , , y , , q , c q , x y ticulocitos y cuerpos de Heinz.

DIFERENCIA , , , .

:

Para llevar a cabo el diferencial de leucocitos, debemos contar con un frotis extendido y U q , 1 , y . Post ,


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, , , q 1 , de esta forma podemos realizar la obser y 100 leucocitos.

, q q .

Material:

Un frotis san correctamente.

Un microscopio óptico.

Un con 8 teclas.

Un frasco de 20 mL con ac .

Procedimiento:

x , identificando a los leucocitos c , , , y .

y , , y , y a los mononucleares: monocitos y linfocitos.

2


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Fig. 21. Leucocitos.

:

, , y . Una estructura parecida a un , q .

22 .

los:


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, , y q y y dentro de una misma.

23 .

B :

y , , , , y , y q y . , , y .

2 .

Monocitos:


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, 16 2 , , y , q , , y , x , , .

Fig. 25. Monocito de perro

Linfocitos:

, q , , q , q y y (NK) y a un componente del complejo y T x .

y y , y , nucleolares caracterizan a los linfoblastos.


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Fig. 26. Linfocito de gato

:

q x , y q q y q y y q .

CUENTA DE PLAQUETAS

q q y de los defectos adquirid q .

Material:

U T , 3 mL.

U ión de Wright.

U .

Una pipeta de Thoma para cuenta de eritrocitos .

Un frasco de vidrio de 50 mL con solución de oxalato al 1% en agua destilada.

Una caja de Petri.



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U .

Un agitador T .

Un 1 tecla.

q q , y y. Las plaquetas de los equinos , - , .

Fig. 27. Plaquetas y eritrocitos de perro.

q q q , , , y .

Procedimiento:

q 8 a 29 plaquetas, en 1 2 2 1 q q y q , .


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mara de Newbauer

La cuenta manual de plaquetas se realiza en sangre venosa, se utiliza solución x 1 .

Se absorbe sangre hasta la marca 0.5 de una pipeta de Thoma para cuen q do diluente hasta la marca 101.

2 .

y .

Se coloca el hemocitómetro , 10 a 15 min. para que se sedimenten las plaquetas.

U y y , , y .

y 2 , q

CUENTA CORREGIDA DE LEUCOCITOS

Debido a que los eritrocitos nucleados (GRN) s y , , q .

Objetivo:

Corregir la cuenta de leucocitos, dada la presenci (eritrocitos)

Material:

Un frotis te y .


Un con 8 teclas.

Un frasco de 20 mL con aceite de inmersión.

Procedimiento:

x 5 1 , 1 la:


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1 1 (Willard, 1993).

, y y , esta forma resulta en la , q deformarse al circular. En , y , , por ejemplo, los esferocitos se presentan en anemias inmunomediadas, los cuerpos de He , q ; una gran variedad de irregularidades en la forma (poiquilocitosis) puede presentarse en las cabras normales. Los eritrocitos de los animales de la familia Camelidae , , y , , y .

Objetivo:

y q .

Material:

Un frotis te y .


Un con 8 teclas.

Un frasco de 20 mL con aceite de inmersión.

Procedimiento:

, d .

Anormalidades eritrocitarias

Rouleaux:

Los eritrocitos de las preparaciones de sangre de caballos, gatos y cerdos sanos con frecuen x , y T q producidas en gran cantidad.


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Fig. 28. Rouleaux, eritrocitos de caballo ordenados en forma de pila de monedas

:

x inmunoglobulinas unidas a la superficie de los eritrocitos.

2 eritrocitos de perro e inmunomediada.

Policromasia:

q y y U


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q perros y cerdos sanos.

Cuando se presenta, el animal presenta anemia regener , q .

Anisocitosis:

, q , como en la deficiencia de hierro, (reticulocitos) Consecuentemente, la anisocitosis esta presente en anemia regenerativa.

Fig. 30. Policromasia y anisocitosis en sangre de un perro con anemia regenerativa secundaria a .

CUENTA DE ERITROCITOS Y LEUCOCITOS

:

, , , normal o in , , .

y q q , q 1 q , x 11, y el 1 1 q , .


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, , q y , x 1 , , q , la profundidad es de 0.1 mm. Cada una de las plataformas presenta un cuadricula , 1 2 subdividido en 16 cuadrados secundarios, para facilitar el recuento de leucocitos. El cuadrado pr 25 , 16 , q 5 cuadrado , y .

31

q y , T , y .

Una muestra de sangre con T , 3 mL

U T 1:20)

U T , 1:200)

U

Un cubreobjetos e )

, Hayem, Turk)

Una pieza de caucho para conectar la pipeta

U


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U

Procedimiento:

q , , q y q y , .

1. Mezclar la muestra de sangre gentilmente (por lo menos 20 veces) o utilizando un homogenizador.

2. Coloque un tubo de caucho en la pipeta de Thoma correspondiente (la de la marca 101 para cuenta de eritrocitos, y la de la marca 11 para cuenta de leucocitos).

3. y llenar la pipeta hasta la marca 0.5.

4. x , cuidando de no extraer la muestra.

5. , se termina de llenar la pipeta hasta la marca superior al bulbo (101, o 11 dependiendo del caso).

6. y retirar la pieza de caucho.

7. 2 3 , . Si no se cuenta con este recurso, manteniendo la pipeta en posic x y , .

8. En el caso de cuenta de eritrocitos, se elimina por lo menos una tercera parte del contenido de la pipeta, q q q 3 .

9. y especial, quitando pelusa y grasa.

10. y , cuidando de manejar el cubreobjetos por los extremos.

11. q , con x , , q y , q q por capilaridad. Se debe retirar la pipeta antes de que se presenten derrames.

1 3 , q , .


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12. 1 , y leucocitos a 10X con luz reducida, en cada uno de los cuatro cuadros grandes de las esquinas (marcados en la figura como B1, B2, B3 y B4). La suma de ello se multiplica por 50 y el resultado se divide entre mil para obtener la cuenta total leucocitaria en unidades internacionales (6X10 9 /L).

32

13. Para la cuenta d , q 1, 2, 5 , y 3 U , por 10 12 /L.

Fig. 33 Llenado de pipeta para la cuenta de leucocitos


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Fig. 34. Pipetas de Thoma con sus respectivas soluciones y diluciones.

35 .


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36

37 microscopio


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PRÁCTICA 7

“ X ”


AUTORES:


QFB.



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EXAMEN GENERAL DE ORINA RESULTADOS

MC. Salvador Padilla Arellanes, QFB.

(Microscopios compuestos)

U x U y U y q 15, , y 16 , q y q , x 5 , q una mesa de trabajo con tres microscopios compuestos.

, que de realizarse x q , , , T q , , infecciones, entre otras.

y .

, y 4 horas.

.

y y , los diferentes factores elementos que pueden encontrarse en el sedimento urinario.

y , y y , .

U , y los siguientes requisitos:


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Queda estrictamente , y .

y , :

Una bata blanca (limpia, con manga larga y con bo - x.

y q , , agujas, jeringas lancetas y guantes) en los contenedores dispuestos para ello.

x contenedor dispuesto para esto.

Material:

Una muestra de orina correctamente conservada.

Dos tubos de ensaye de 10 mL.

Una pipeta Pasteur.

U .

Un refractrómetro de Goldberg.

U q .

U (2500 a 3000 rpm).

Un portaobjetos.

Un cubreobjetos.


U 5%.

Procedimiento:

:

x 1 y :


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Aspecto, para valorarla se debe colocar el tubo con la orina sobre una superficie con letra , , y , , q , es decir si 1 , 2 y 3 y , excepto en equinos donde es normal observar cierto grado de turbidez.

Fig. 1. Orina transparente, turbia (1+), turbia (2+); a

Color, , q y q , q q especie en estudio, , , q , q color de la orina.

Densidad, y , q con agua destilada partiendo que esta tiene una densidad de 1. 000, ya calibrado e aparato se le y , y , pero el inconveniente de su uso, es que requiere mayor cantid , , x 1 y , en cuanto se detenga el movimiento se realiza la lectura. La densidad de y encuentra entre un rango de 1.015 a 1.045.


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2

3

:

x q , siendo importante verificar la fecha de caducidad, se almacenan en lugares secos y no deben exponerse por mucho tiempo a temperatura ambiente.


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Forma de uso de la tira reactiva:

a) Se sumerge completamente , , , y , .

b) x .

c) Se emiten los resultados.

q , q :

(g/L), , , , U , Sangre (eri/L)

Fig. 4. Tira reactiva dentro del tubo con orina 5 el tubo de referencia

pH:

, , y , q 5 y , 5 5 y 7 5 q , de 7.5 y 8.5.


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Bilirrubinas:

y , q .

:

nte azoico rojo.

Glucosa:

x , q x x x y geno que cambian de color durante el proceso.

:

(principalmente) o la acetona (en menor medida) con el nitroprusiato de sodio y la glicina en condiciones alcalinas, que produce un color violeta.

:

x 1 2 3 , 2 5 , y , y , on un cubreobjetos y se observa con los objetivos 10X y 40X. En aumento de 100X se observan estructuras como cristales y en ocasiones algunos cilindros; en el aumento de 400X se realiza la lectura celular observando al menos 10 campos y se obtiene un rango.


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Fig. 6. Centrifugación a 2500 rpm.

7

Sedimento observado a 400 aumentos

8 y .


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Fig. 9. Cristales de oxalato de Ca dihidratado

Fig. 10. Cilindro granular fino


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Fig. 11. Cristales de estruvita.

Fig.12. Espermatozoides.


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PRÁCTICA 8

“ É ”


AUTORES:




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É

)

, x 15 , por lo cual, secciones y 16 , q q x 5 , q y .

x y , , .

- animal, veg - , - , ,

y mundo, estos individuos fueron ocupan , x , q , q x , entre esto , y y q y .

, que se desea diagnostica y U , y , q , , , , y .

y q y , , ,


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formas parasitarias presentes en muestras fec y .

.

y .

/la estudiante lograra desa en la materia fecal de los pacientes animales.

U , siguientes requisitos:

Queda estrictamente prohibido consumir alimentos, ingerir bebidas y fumar .

Para una adecuada los/las estudiantes durante el desarrollo de , :

o Una bata blanca (limpia, con manga larga y con botonadura completa). o x. o Cubre boca desechable. o ).

T q q , cubre bocas, y guantes) en los contenedores dispuestos para ello.

ados exclusivamente en e contenedor dispuesto para esto.

É

É

y q 1 18 1 3 , q y .


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Material y equipo

Recipiente .

Cuchara.

T .

Mechero y cerillos.

A ).

Portaobjetos y cubreobjetos.

(S.S NaCl. con densidad de 1.180).

Microscopio compuesto

Figura 1.- Efecto de la grave :

Procedimiento:

3 5 .

q

y .

Adicionar de 45 a 100 ml de S.S NaCl. homogeneizar y tamizar a un segundo

recipiente.


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Dejar reposar de 15 a 20 min.

Flamear un asa (se deja enfriar).

Colectar tres gotas de la superficie (diferente zona) y colocarlas en un

portaobjetos.

y

(10x). Si se requiere observar con el objetivo seco fuerte (40x) es necesario poner

un cubreobjetos para evitar rayar el lente.

É E CAMPO

q y helmintos por gramo de materia fecal.

Material

Tubo de McMaster (30 ml) con tapa, 3 divisiones (14 ml, 2 ml y 14 ml).

Porta objetos

Cubre objetos

Al unir estos componentes se forman dos compartimientos con una capacidad de 0.15 ml cada uno

Gotero

Gasa

(S.S NaCl. con densidad de 1.180).

Microscopio compuesto


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Figura 2.-

Procedimiento:

En un tubo de McMaster, verter S.S NaCl hasta la primera marca del tubo (14 ml).

Agregar materia fecal hasta la segunda marca (2 g).

Tapar y homogeneizar el contenido, destapar y adicionar S.S NaCl hasta la tercera

marca (14ml), tapar y homogenizar nuevamente.

Destapar y colocar una gasa en la boca el tubo, introducir un gotero para colectar

la muestra.

(teniendo cuidado de no introducir burbujas).

Dejar rep .

2, y 6

q y , y

,

:

(A+B)100

--------------------

2

É .

y .

Material:

Vasos de precipitado con capacidad para 250 ml.

Cuchara.

T .

Cajas de petri.

Azul de metileno.

Agua corriente..


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Microsc .

Procedimiento:

3 5 15 ,

(graduado o no).

y

de malla fina.

La

utilizando los frascos de vidrio, la primera de 5 minutos y las restantes de 3

minutos.

fondo cuadriculado, agr q

Fasciola

hepatica (color amarillo-dorado).


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PRÁCTICA 9

“ B CUALITATIVO CON B ”


AUTORES:

QFB

QFB.



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B B

QFB. ,QFB.

Y

U y U ; e y q x 3 , q 5 y durante el desarrollo de la misma.

La importancia de las y . E , q , y tratamiento se han des .

, , , x y y . T q , , x y q , , y q q . .

AGENTES QUE AFECTAN EL CRECIMIENTO BACTERIANO.

q U y U , q q q y q q y los microbios es un nutriente.

, de estos no resulta en un incremento del crecimiento, c y x , el exceso de ciertos nutrientes puede resultar inhibitorio.

bacterias. Sie y, , , q


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crecimiento, por lo que los microorganismos no se presentan en el frotis o no crecen en los medios de cultivo.

Que la y el estudiante de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia adquiera los conocimientos suficie , , q y para realizar un tratamiento.

q , y .

q .

y q ener un resultado confiable.

Es necesario considerar las siguientes recomendaciones

Es indispensable el uso de bata blanca.

.

Se q 3 ).

y .

y q .

alumnos con el cuidado suficiente para evitar contaminaciones.

MATERIAL Y EQUIPO:

Medios de cultivo en placa ( Agar sangre con esculina, Agar 110, Agar Mac Conkey, Agar Eosina Azul deMetileno y Agar verde brillante).


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q ( TSI, CITRATO, FENIL-ALANINA, UREA, SIM, GELATINA NUTRITIVA Y CALDO MR-VP).

T , y .

.

Portaobjetos.

.

Estufa de cultivo.

Microscopio.

.

Reactivos para la interpretaci q .

T .

PROCEDIMIENTO

:

T medio natural a un medio artificial (medio de cultivo).

Siembra de la muestra:

1. y y 3 .

2. q y , como lo ilustra la figura No.1.

3. Incubar durante 24 y 48 horas a una temperatura de 35ºC.


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:

Retirar de la estufa de cultivo las cajas con el desarrollo de las muestras, continuar con el paso de:

, , y q

1. , , la consistencia y la forma de las colonias, en cada una de las cajas de cultivo. Haciendo las anotaciones correspondientes.

2. bacterias podemos distinguir las siguientes formas; cocos, bacilos, espirilos y vibriones. y , , y y q y y se desplaza con la ayuda de los flagelos.


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desarrolladas en los diferentes medios de cultivo:

T

En un portaobjeto colocar una gota de agua.

y y gota de agua.

y T .

T

1. Pasar el frotis sobre la flama del mechero 3 a 4 veces.

2. Cubrir el frotis con cristal violeta y soluc 20 segundos, lavar con agua y escurrir.

3. Cubrir el frotis con mordiente yodo durante 20 segundos, lavar y escurrir.

4. Cubrir el frotis con el decolorante alcohol-cetona durante 5 a 10 segundos, lavar y escurrir.

5 20segundos, lavar y escurrir.

6. Dejar secar y colocarle un .


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7. Observar en el microscopio con la lente de 100X.

9. Hacer las anotaciones de lo que observas.

T :

T T q U

T T q .


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3 T T U : Para poder identificar ple - q q y :

T y picadura hasta y .

T T T y .

U T y sobre el plano.

AGAR FENIL- T y .

y medio.

T UT T T y por picadura.

q bacteria.

35°C por 24 horas.

:

y q q necesario y observar los cambios ocurridos.

TSI. Si las bacterias tienen la capacidad q , y y q .

CITRATO. Si es utilizado como fuente de carbono cambia de color. Se interpreta de la siguiente forma :

COLOR VERDE-NEGATIVO


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COLOR AZUL -POSITIVO

- 5 , y :

COLOR VERDE-POSITIVA

COLOR AMARILLO-NEGATIVA

UREA. Si las bacterias producen la enzima ureasa, descomponen la urea que contiene el medio y se observa el siguiente cambio.

COLOR ROSA MEXICANO- POSITIVA

COLOR AMARILLO- NEGATIVA

q , la primera es l y , 5 gotas de cloroformo y 5 de reactivo de Kovacs; si aparece un anillo color rojo en la parte superior del tubo es positiva la prueba, si no es negativa y la tercera, es la movilidad de las bacterias, la cual se observa poniendo contra luz el tubo y observando la turbidez del medio. Se reporta como positiva o negativa.

T UT T que ejercen las bacterias al medio. Para interpretar la prueba es necesario refrigerar el tubo durante 5 minutos a 4°C. La prueba se interpreta de la siguiente forma:

TU U U - POSITIVA

U - NEGATIVA

y :

ROJO DE METILO. Al primer tubo le y q , q y negativo.

12 , mezclar y agregar 5 gota x , y 15 y como positivo, si no se forma el anillo es negativa.

De las bacterias Gram negativas debemos conocer su , y q , , q T .


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En el caso de las bacterias Gram positivas , y q 11 ( S. epidermidis) y (S. aureus) y , , , y , q , cocos G (+) asociados en cadenas cortas o largas(rosarios).

:

ANTIBIOGRAMA

q cepas bacterianas sean trasmitidas de alguna forma a los humanos como consecuencia de maniobras inapropiadas o el consumo de alimentos no completamente cocinados , , , q x q , .

y y-Bauer. , y ( pruebas , y q q .

, – - . Estos discos se colocan sobre la superficie de cajas de agar de M - Por el contrario, si la bacteria es resistente hay crecimiento alrededor del disco.

y y, , los criterios a consi .

y-Bauer de la siguiente manera:

MATERIAL

Caja de agar Mueller – Hinton (M-H).

.


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Cultivo problema en 1 ml de caldo nutritivo.

, 3 ml. ( SSF)

.

diferentes antibióticos.

Pinzas.

.

PROCEDIMIENTO

de SSF, hasta alcanzar cierta turbidez ( 5 X, unidades formadoras de colonias por ml.

M-H antes de que transcurran 15 minutos.

- , , x x q y toda la superficie del agar, deslizando el hisopo de manera cuidadosa evitando romper el medio. Dejar la caja del medio M-H parcialmente destapada junto al mechero encendido durante 3 minutos.

y superficie del agar, asegurando que queden perfectamente adheridos. Los sensidiscos no deben quedar a menos de 15 mm de la orilla del agar y deben estar suficientemente separados q interfieran.

35°C durante 24 horas.


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Quinto día:

y

.

, y = sensible y una R = resistente


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PRÁCTICA 10

“ É ”


AUTOR:




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É

B

Y

y )

, x 3 y y q x 5 personas, cada equipo .

q . Cuan , , y , q .

Para q y y q y .

T q zador sea capaz de identificar de los cambios posmortem que eventualmente suceden en el organismo.

OBJETIVO

q .

y y y q , y .

.


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y y y os y aquellos enfermos.

y patolog .

NOCIONES DE SEGURIDAD REQUERIDAS PA

U U , q :

Queda estrictamente prohibido consumir alimentos, ingerir bebidas y fumar U .

y , y , , , y , huaraches y zapatos descubiertos.

x .

. o y

, y . o

, y .

Se sugiere el uso de lentes protectores.

y completo por equipo, un cuchillo de necropsias, y una chaira o afilador.

q q , x y universitaria.

En caso de que el U , q y , por sobredosis de a y x x , el profesor del grupo y por las alumnas y los alumnos de servicio social), el , y q (ausencia de frecuencia cardiaca).

y .


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y y q , , ).

Cualquier persona que sea sorprendida arrojando tejido , x y la normatividad universitaria.

U y : o

q dentro de las diferentes zonas de trabajo).

o Colocar un lazo en el extremo de la bolsa, y colgar la .

o , x q , y .

o q y , nota visible, la cual :

Nombre de la profesora o profesor del grupo. U . y q . Fecha de salida (si la etiqueta no indica la fecha de salida, y se

realiza la x , ).

T q y q q q U , y , , , , y ), dentro de los contenedores dispuestos para ello.

q , , y y , q la realice.

q y y y .

Requiere que el realizador sea capaz de identificar los cambios posmortem que eventualmente se produzcan.

, y q , y .


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q (propi q q ser desestimada.

, 8 , o recientemente muerto, mientras que dicho porcentaje es mucho menor cuando solamente las muestras son llevadas al laboratorio.

y ) d .

Y NECROPSIA

(acero inoxidable)

Cuchillo de necropsias curvo

Cuchillo de necropsias recto

Chaira o afilador de cuchillo

y

Tijeras rectas y curvas

Mandil o delantal de hule

x

Cubre bocas

Boina o protector de cabeza

Overol

Botas de hule

Anteojos protectores

PARA LA REALIZ :

, diferencias estructurales entre las mismas.

, ense - aprendizaje.


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q , y q (es).

É

q , y , (piojos, pulgas , , q .

T y , , , y , an , y (moco, sangre, heces diarreicas).

q corporal general de los animales (emaciado o flaco, normal u obeso).

U evitar que el pelo (las plumas) se disperse en el ambiente.

T , y , q y y q , q q y , q y , y q .

q 1 10%, para facilitar el procedimiento de necropsia.

, y , mamaria).


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1 - q 2 - 3 -

y abdominal.


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1 - q 2 - 3 -

y .

T y x , , x con la lari - q x y q


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y (mismo que e , q q y y (hemorra , y y .

, x y x . Cualquier hallazgo

Y

y q , lengua (para facilitar , q y y del sistema digestivo a nivel abdominal.

q , q , q y q .

x T q rea anormal, al igual que de aquellas que parezcan normales.


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y q

y sangre:

1. vena cava 2. 3. 4. arterias pulmonares 5. venas pulmonares 6. q 7. q

y x T , inc y . Abre los grandes vasos y toma una muestra.

T ,


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y abdominales.

y , T y , .

x y ) Observa y analiza el contenidodelosintestinos(cantidaddealimento,presenciadeelementos x x , T y q y en formol al 10%.

y y abdominal.


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y q .


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y y

Forma en que se distribuyen los compart

y


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B , ,

, y , realizando cortes transversales en varios sitios.

y x transversales en varios sitios.

y x

Y LAS ADRENALES


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x y x y x x y x .

SISTEMA REPRODUCTOR

x y y , observa cada estructura en busca de alteraciones.


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y

y .

CABEZA Y CAVIDAD ORAL

x , y x q y y x . Examina el interior de la boca y .

Cerebro q y x y mitad.

É Y

, forma y .


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É

x y .


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: AVES

Los procedimientos de necropsia y , .

q y x y .

1 - , 2 - x 3 - , donde se muestran los

contenidos en la misma


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,

x , y ) y los intestinos incluyendo la cloaca y la bolsa de Fabricio.

q de las aves

Pulmones

, q x .


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y

eos de las aves


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PRÁCTICA 11

“ J ”


AUTORES:

MC. Leslie Garate Gallardo




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J

MC. Leslie Garate Gallardo, MC. Salvador Padilla Arellanes

Equivalencias y conversiones de unidades de peso y volumen del Sistema Internacional de Unidades.

empleando un regla de tres simple.

La regla de tres simple y q , q y , , es decir, el dato problema a obtener.

Ejemplo 1:

Tomando en cuenta las tablas de equivalencias anteriores, determine:

750 mg?


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Respuesta:

A)

Se tiene que hacer una regla de tres simple, de la siguiente manera:

1g=1000mg

X=750mg

gramos tienen 750 mg?

:

(750 mg) (1 g) = __750__ = 0.75

1000 mg 1000

Por lo tanto el resultado es 0.75 gramos.

B)

: 1 mg = 0.001 g

750mg=X

:

(750 mg) (0.001g) = 0.75 = 0.75 Æ El resultado es el mismo:

0.75g.1mg 1

Ejemplo 2:

μ 2 0 ?

Respuesta:

A)

Si revisamos la tabla de equivalencias, tenemos que:

μL=

Sin embargo, tengo que convertir mg en gramos, para poder realizar la regla tres simple, entonces convierto 1 mg en gramos 1mg = 0.001 g.

Realizo la regla de tres:

μL= . X = 250 g

:

(25 ) ( μL) = 25 = 25 . .

El resultado es: 2 0, 000 μ


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B)

T :

1g=1ml

250g=X

: (250 g) (1 ml) = 250 = 250 ml 1g 1

25 :

1ml=1000

250ml=X

ica: (250 ml) (1000 = 250,000 =250, 000 El resultado es el mismo: 250,000 μ 1 ml 1

SOLUCIONES

, q , 100%, por e , :

(principio activo) 5 g Solvente cbp* 100 ml

Esto quiere decir que 5 gramos de principio activo (que tiene un volumen determinado) y *cuanto baste para completar 100 mililitros.

x , ser denominada como:

A. Partes proporcionales.

B (ppm).

C. Porcentual.

*Nota:

La sustancia a disolver se le denomina soluto y la sustancia en la que se dispersa solvente.

, mezclas; al soluto contenido y al solvente continente.


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A) SOLUCIONES EN PARTES PROPORCIONALES.

Son las soluciones que pose solvente.

Ambas partes deben expresarse en unidades iguales o equivalentes.

x :

X:Y

X= soluto Y= solvente

Ejemplo 1:

00 000, ?

La 400:1000 nos indica que:

Hay 400g de NaCl en 1000ml de agua 400g – 1000ml.

O bien, que hay 400 g de NaCl en 1 litro de agua400 g – 1 L.

Ejemplo 2:

000 1:500?

Respuesta:

1:500,

, ambas partes deben expresarse en unidades iguales o equivalentes, por lo que recordando la tabla de equivalencias, podemos decir que 1:500 nos indica:

o 1mg–5 μ , o 1g-500mL, bien, o 1kg-500L, bien,

* Nota: q , en algunos casos se x .


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o 1Ton–500m3.

, es decir, en las unidades que pide mi problema,

– 5 L 5 5 4000 L, por lo que realizo la regla de tres simple:

1kg–500L

X-4000L

(4000 L) (1 kg) = 4000 = 8 500 L 500

El resultado es 8 kg de soluto.

Ejemplo 3:

“ ” de 4:1000 (fenol/agua). Indicar ?

Respuesta:

La 4:1000 nos indica 4mL- 1000ml (en este caso ).

Realizamos la regla de tres:

4 mL- 1000 mL

- L ( )

: (4 mL) (7000 mL) = 4000 = 28 Æ El resultado es 28 mL de “ambietrol”. 1000 mL 1000

B (ppm).

En estas soluciones, se indican las partes de soluto que se encuentran en 1,000,000 . Ambas partes deben expresarse en unidades iguales o equivalentes.

x : X: 1,000,000

Ejemplo 1:

5 ppm?

Respuesta:

Una soluc 5 ppm nos indica que hay:


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5 , 5mg en 1kg, bien, 5mg en 1 Litro.

Ejemplo 2:

2 4 ppm.

Respuesta: 4 ppm nos indica que hay: 4 mg en 1L, por lo tanto se realiza una regla de tres:

4mg–1L

X–2L

:

(4mg)(2L)= 8 = 8 mg 1 L 1

Resultado: Se requieren 8mg de a ar ara re arar 2 L a 4 ppm.

Ejemplo 3:

0 2 , ?

Respuesta: L 2 ppm nos indican que hay 2 mg en 1 kg, pero se necesitan preparar 50 kg, por lo tanto se realiza una regla tres:

2mg–1kg X-50kg : (2mg)(50kg)= 100 = 100mg

1 kg 1

Resultado: se requieren 100mg.

C) SOLUCIONES PORCENTUALES

q 1 . Ambas partes deben expresarse en unidades iguales o equivalentes.

x : n%

Ejemplo 1:


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, :

Respuesta:

5 g en 100 mL, o bien, 5 .b.p. 100 mL.

Ejemplo 2:

00 2 , necesitan?

Respuesta:

2% nos indica que hay 2 g en 100 mL, pero se requieren preparar

500 mL, por lo tanto se realiza una regla de tres:

2g–100mL

X-500mL

: (2 g) (500 mL) = 1000 = 10 g 100 mL 100

Respuesta: 10 g de yodo.

Ejemplo 3:

00 salina al 10%?

Respuesta: 10% nos indica que hay 10 g en 100 mL, pero se requieren preparar 700 mL, por lo tanto se realiza una regla de tres:

10 g – 100 mL X - 700 mL : (10 g) (700 mL) = 7000 = 70 g 100 mL 100 L para convertirlos:

1 g = 1000 mg 70 g = X :


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(70 g) (1000 mg) = 70, 000 = 70, 000 1 g 1

El resultado es: 70, 000 mg de cloruro de sodio.

B .

y garrapaticidas, al igual que algunas casas comerciales dedicadas a la venta de sustancias para desparasitar ganado.

q , x , , y 5 1 , , q no se apegan a las medidas dispuestas en el modelo , q , , q capacidad. Para ello se utiliza la siguiente :


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:

q , y q y , , ya que a veces no se le toma la debida importancia. As mismo, conocer las concentraciones en las que se encuentran los productos comerciales, para evitar errores que pueden costar incluso la vida del animal.

Ejemplo 1:

Se requiere desparasitar a un becerro de 85 kg, se le administra el siguiente protocolo:

Principioactivo(PA): Clorhidratodelevamisol Dosis: 5mg/kg Producto comercial (PC): “ al 12% de : I.M.

Calcular:

a) Cantidad de principio activo. b) Cantidad de producto comercial.

Respuesta:

a)

Primero se tiene que determinar la cantidad de principio activo que requiere el becerro, tomando en cuenta el peso del mismo, por lo tanto se realiza una regla de tres:

5mg – 1kg

X - 85kg

: (5 mg) (85 kg) = 425 = 425 mg 1 kg 1

Resultado a) = 425 mg de principio activo.

b)

“ 12%, por lo tanto se realiza la regla de tres:


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12g – 100mL

0.425g - X

* Recordar que se tienen que utilizar las mismas unidades en las reglas de tres, por lo cual se convierten los 425 mg en g = 0.425 g

: (0.425 g) (100 mL) = 42.5 = 3.54 mL 12 g 12

Resultado b)= 3.5 mL de producto comercial.

Ejemplo 2:

indicaciones:

:

Principio activo (PA): Xilazina Dosis: 1.1mg/kg Producto comercial (PC): “ al 2% : I.M.

Calcular:

a. Cantidad de PA en mg. b. Cantidad de PC en mL.

Anestesia:

Principio activo (PA): Ketamina Dosis: 11mg/kg Producto comercial( PC): “ que contiene 50mg/mL. de : I.M.

Calcular:

c. Cantidad de PA en mg d. Cantidad de PC en mL


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Respuesta:

a)

Para calcular la cantidad de principio activo del tranquilizante, es necesario conocer la dosis por cada kg que requiere el paciente y su peso. Con ambos datos, se realiza una regla de tres:

1.1 mg – 1 kg x - 3.5 kg

:

(3.5 kg) (1.1 mg) = 3.85 = 3.85 mg ( o bien = 0.00385 g) 1 kg 1

Respuesta: requiere 3.85 mg de Principio Activo de tranquilizante.

b)

, y se realiza una regla de tres:

100 mL – 2 g x - 0.00385 g : (100 mL) (0.00385 g) = 0.385 = 0.19 mL 2g 2

Respuesta: requiere 0.19 mL de Producto Comercial de tranquilizante.

c)

Para calcular la cantidad de PA de anestesia, se realiza el mismo procedimiento del inciso “ .

11 mg – 1 kg x - 3.5 kg Ope :


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(11 mg) (3.5 kg) = 38.5 = 38.5 mg 1 kg 1

Respuesta: requiere 38.5 mg de Principio Activo de anestesia.

d)

Para calcular la cantidad de PC de anestesia, se realiza el mismo procedimiento del inciso “ .

50 mg – 1mL 38.5 mg – x Ope : (38.5 mg) (1 mL) = 38.5 = 0.77 mL 50 mg 50

Resultado: requiere 0.77 mL de Producto Comercial de anestesia.


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EJERCICIOS:

1. 20% de sal, ¿cuántos gramos de sal

contienen disueltos?

2. 3 ppm de cierta sal pura, 5 toneladas del alimento?

3. 5.4 m3 de agua?

4. 3.6 toneladas?

5. 0.02 toneladas?

6. Un litro de producto farma

, ?

7. 6.07 kg?

8. recipiente de 7 litros, es de 12%?

15%?

0 20 cloro al 20%?

0 2 , porcentaje se encuentra el soluto?

2 0 , ?

0 de fenol sea de 30 ppm?

0 de azufre al 6%?

2 4 litros de agua?

0.6%?

00 20 , gramos de soluto se requieren?


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20 20 ppm?

50 toneladas de alimento para cerdo si la dosis requerida es de 40 ppm?

20 0 1:400?

2

, 1:1000 (benzal:agua)?

22. Se presenta el caso de un cerdo de 40 kg de peso, el tratamiento a seguir es:

Principio Activo (PA): Tilosina “X” 0

: 10 mg/kg

- Calcular:

a) Cantidad de PA en mg. b) Cantidad de PC en mL.

23. Se requiere desparasitar a un becerro de 90 kg, bajo el siguiente protocolo:

Principio Activo (PA): Levamisol “X” 2

: 5 mg/kg.

- Calcular:

a) Cantidad de PA en mg b) Cantidad de PC en mL

2 , , :

Principio Activo (PA): Dipirona “X” 00 mg/mL

: 25 mg/kg.

- Calcular:


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a) Cantidad de PA en mg. b) Cantidad de PC en mL.

25. Se requiere desparasitar a un becerro de 80 kg, bajo el siguiente protocolo:

Principio Activo (PA): Ivermectina “X” 0

200 μ

- Calcular:

a) Cantidad de PA en mg b) Cantidad de PC en mL


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B B

- q , , - , , - , H. 2003. Manual de . Editado por la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia-UNAM. pp. 42-56.

- , 2 7 , y . Editado por la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia-UNAM. pp. 33-77.

- , , - , 2 6 T . McGraw Hill- Interamericana.


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:

1. 500 g. 2. 15 g (15000 mg) 3. 5400 L. 4. 3600 kg. 5. 20 kg. 6. 40g. 7. 6070 g. 8. 840 g. 9. 750 g. 10. 24000g (24kg) 11. 2% 12. 200mg (0.2g.) 13. 2.4g 14. 10.2 kg. 15. 3 ppm. 16. 18g. 17. 80g. 18. 6.4g 19. 2000g. (2kg) 20. 25gr. 21. 16g. 22. a) 400 mg

b) 4 mL 23. a) 450 mg

b) 3.75 mL 24. a) 950 mg

b) 1.9 mL 25. a) 16 mg

b) 1.6 mL

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FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y … · Realización e interpretación del hemograma en animales domésticos. Práctica de laboratorio 3 hrs Semana 8 SUBUNIDAD I. PROPEDÉUTICA