Manual Aves Presa

1. INTRODUCCIÓN

Introducción 11

1. INTRODUCCIÓN

La preocupación de los seres humanos ante la evidencia del deterioro de la naturaleza, tiene probablemente miles de años de historia. Podemos recordar al heleno Platón, a quien se atribuye haber comparado las polvorientas montañas deforestadas de Ática con “los huesos mondos de un cuerpo consumido, al que se ha desprovisto de todas las partes blandas y jugosas”. O los mandatos del emperador indio Ashoka, que menciona Jean Dorst, promulgados más de dos siglos antes de nuestra era y que otorgaban completa protección a peces, animales terrestres y bosques. En la Edad Media, los soberanos europeos solían emitir edictos proteccionistas, con frecuencia para reservarse la caza mayor para sí mismos, pero también para preservar la cubierta vegetal. Guillermo el conquistador de Inglaterra, dictó normas en el siglo XI creando reservas para ciervos y castigando severamente el furtivismo. La conservación del medio y sus recursos, ya fuera por divertimento o necesidad, ha sido por lo tanto una vieja aspiración de nuestra especie (Delibes, 2002).

Así, en la actualidad somos testigos de un deterioro ambiental a nivel global con repercusión en todos los ecosistemas, lo que ha sido la causa que en diferentes partes del mundo se implementen acciones para poder rescatar diversos ordenes taxonómicos que se encuentran en riesgo, tanto por su tráfico ilegal, así como por el desplazamiento de las poblaciones silvestres que han tenido que ingresar en áreas urbanas y adaptarse a ellas.

Intentos recientes por predecir las tasas de extinción, estiman que de continuar con las tendencias actuales, podrían perderse entre 400 y 1 200 especies en los próximos 100 años y el tiempo que llevaría la extinción de la mitad de las aves del mundo (4850 especies), sería de entre 800 y 2 800 años. Sin embargo, estos eventos predictivos de extinción son atribuibles a las actividades humanas, por lo que la pérdida de especies puede ser disminuida a través de acciones de conservación (Crosby, et al., 1994).

Estas estimaciones nos sitúan en la 6ª Gran Extinción sufrida por la biosfera y renueva el interés por comprender la lógica de las cinco ocasiones anteriores, en las que la complejidad de formas vivas fue simplificada traumáticamente. En éste caso, la especie humana parece empeñada en demostrar que se basta ella sola para exterminar en las próximas décadas a un 50% de toda la biodiversidad planetaria actual. La biosfera tardará en recuperarse varios millones de años (de dos a cinco por norma tras una gran extinción), un tiempo suficientemente largo como para que nuestra especie sea, entonces, un simple fósil más (Esteve y Calvo, 2004).

Como amenaza principal se ha declarado a la pérdida de hábitat, para la mayoría de las especies de vertebrados, invertebrados, plantas y hongos (Heywood, 1995). En muchos países con alta densidad poblacional humana, la mayoría de los hábitat originales han sido degradados. En 49 de los 61 países tropicales del Viejo Mundo, más del 50% de los hábitat de vida silvestre han sido destruidos (IUCN/UNEP, 1986). En Asia tropical se ha perdido el 65% del bosque primario y en el Sub-Sahara africano también. Las tasas actuales de deforestación varían considerablemente entre países, en Latinoamérica se presentan tasas anuales superiores al 2%. En Paraguay y Costa Rica se ha eliminado un cuarto de la superficie forestal durante la última década. El caso de Costa Rica es especialmente paradójico, puesto que posee a la vez la mayor proporción de área protegida (23%) y la mayor tasa de deforestación anual en Latinoamérica (2.6%) (WCMC, 1994).

Manual para la Rehabilitación de Aves de Presa en los Centros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre-CIVS12

Como ejemplo de éste impacto es el crecimiento de la población en los últimos 50 años. En síntesis, entre 1960 al 2000, la demanda de los servicios de los ecosistemas creció significativamente en la población mundial, ya que la misma incremento hasta 6 mil millones de personas. La tendencia de dicho crecimiento se observa en el siguiente gráfico (Figura 1).

FIGURA 1. CRECIMIENTO DE LA POBLACIÓN MUNDIAL DESDE EL AÑO 500 AL 2100 (MODIFICADO DE RONALD LEE, 2003)

Como se observa en 1800, la población ascendía a 1 mil millones, llegando a incrementarse a 2 mil millones en 1927 (127 años para duplicar), 4 millones en 1974 (47 años para duplicar), para julio de 2005 la población ascendía a 6,5 millones. En los últimos 45 años (desde 1960) un mayor número de personas se han añadido en el planeta (3,4 millones).

Las especies con mayor riesgo de extinción en la actualidad, frente a los cambios provocados por la sociedad contemporánea son:

1. Especies con distribuciones geográficas muy restringidas.

Introducción 13

2. Especies con poblaciones pequeñas. Paradigma de la población pequeña (Caughley y Gunn, 1996).

3. Especies en las cuales el tamaño de las poblaciones están disminuyendo. El llamado paradigma de la población en disminución señala que si la tendencia de la población es hacia una continua disminución, probablemente se extinguirá a menos que se identifique y corrija la causa de tal disminución (Schemske, et al., 1994).

4. Especies con baja densidad poblacional. Una especie con baja densidad de población (pocos individuos por unidad de área), tiende a tener sólo pequeñas poblaciones remanentes si la actividad humana fragmenta su distribución. Dentro de cada fragmento la especie puede ser incapaz de persistir y gradualmente desaparecerá de todos ellos.

5. Especies de gran tamaño que requieren áreas extensas para sobrevivir.

6. Especies que no tienen dispersión efectiva. Algunas especies pueden responder a los cambios ambientales con adaptaciones conductuales o fisiológicas. Sin embargo, otras son incapaces de adaptarse a un ambiente rápidamente cambiante y deben migrar o enfrentarse a la extinción. Cuando la única alternativa es migrar, aquellas especies incapaces de cruzar caminos, tierras de cultivo y hábitat degradados están destinadas a la extinción, si sus hábitat desaparecieran debido a transformaciones del uso de tierra, contaminación, especies exóticas, invasoras o al cambio climático global.

7. Especies migratorias estacionales. En el caso de especies que migran estacionalmente y dependen de dos o más tipos de hábitat, el daño a cualquiera de éstos puede poner en peligro su supervivencia.

8. Especies con escasa variabilidad genética.

9. Especies con requerimientos especializados de nicho.

10. Especies características de ecosistemas relictuales.

11. Especies con distribución agregada. Las poblaciones que se concentran en lugares específicos son vulnerables a la extinción local debido a depredadores, perturbaciones naturales o su captura por el ser humano.

12. Especies que evolucionaron en aislamiento. Las especies insulares son especialmente frágiles a la introducción de nuevas especies.

13. Especies cazadas (Primack, et al., 2001).

2. ANTECEDENTES

Antecedentes 17

2. ANTECEDENTES

2.1. GESTIÓN DE LOS RECURSOS NATURALES EN MÉXICO

La presión sobre los recursos naturales aumenta día con día y el efecto sobre los ecosistemas se manifiesta notablemente en la pérdida de especies, así como en la desaparición, fragmentación y degradación de los hábitat, paisajes y ecosistemas. Nuestro país a partir de la segunda mitad del siglo XX (cuando la demanda de los recursos se incrementaron de manera explosiva), ha adoptado a nivel gubernamental una preocupación que responde al reclamo social y a la opinión pública mundial, ya que la pérdida de especies carismáticas ha sido uno de los puntos que ha conmovido en su esencia a la sociedad.

Así, México a finales de 1988, crea el Subprograma Nacional de Centros de Rescate y Rehabilitación de Fauna Silvestre, a cargo de la entonces Secretaría de Desarrollo Urbano y Ecología (Sedue). Este subprograma derivó del Programa Nacional de Inspección y Vigilancia de los Recursos Naturales (1986), y de la necesidad de contar con Centros de Acopio de Fauna Silvestre que albergaran a todos aquellos especímenes decomisados o entregados por particulares para su rehabilitación, canalización o liberación a su lugar de origen.

Cuando nuestro país ingresó a la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES), en 1991, adquirió el compromiso de contar con Centros de Rescate, a través de una institución designada por una autoridad administrativa para cuidar el bienestar de los especímenes vivos, especialmente de aquellos que hayan sido confiscados, creándose los Centros de Rescate y Rehabilitación de Especies Silvestres (Cereres); momento a partir del cual se creó el Subprograma Nacional de Apoyo a la Normatividad de Centros de Acopio y Recuperación de Especies Silvestres, dentro del Programa Nacional de Protección y Conservación de la Flora y Fauna Silvestres, el cual formaba parte del Programa Ambiental de México. Partiendo de lo anterior, se inició la operación de cinco Cereres y la construcción de uno más en Ciudad Juárez, Chihuahua, todos ellos distribuidos estratégicamente en el territorio nacional y contando con un área de influencia regional.

Para 1997, en el marco del Programa de Conservación de la Vida Silvestre y Diversificación Productiva en el Sector Rural, los Cereres se incorporaron como elementos estratégicos del Sistema de Unidades para la Conservación, Manejo y Aprovechamiento Sustentable de la Vida Silvestre (SUMA), con el nombre de Centros Integrales para la Conservación y Aprovechamiento Sustentable de la Vida Silvestre (CICAVS), que bajo los preceptos de la Ley General de Vida Silvestre (D.O.F. 03/07/2000) se denominan ahora Centros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre (CIVS).


2.2. CENTROS PARA LA CONSERVACIÓN E INVESTIGACIÓN DE LA VIDA SILVESTRE, CIVS

Los CIVS tienen como objetivo la recepción, protección, recuperación, reintroducción y canalización de ejemplares de vida silvestre que son producto de rescate, entregas voluntarias o aseguramientos por parte de la Procuraduría General de la República (PGR) y de la Procuraduría Federal de Protección al Ambiente (Profepa), estipulado en su Artículo 38, de la Ley General de Vida Silvestre, en sus párrafos I y II.

A través de los CIVS se desarrollan programas de recuperación de especies clave o en riesgo, actividades de difusión, rescate, rehabilitación, evaluación, muestreo, seguimiento permanente, investigación científica, monitoreo ambiental, asesoría técnica, educación, capacitación y cualesquiera otras que contribuyan a la conservación y al desarrollo del conocimiento sobre la vida silvestre y su hábitat, así como a la integración de éstos a los procesos de desarrollo sustentable.

En la actualidad existen 6 CIVS, ubicados en los estados de Jalisco, Oaxaca, Yucatán, Quintana Roo y Estado de México, este último con dos centros (Figura 2).

FIGURA 2. UBICACIÓN DE LOS CENTROS PARA LA CONSERVACIÓN E INVESTIGACIÓN DE LA VIDA SILVESTRE (CIVS), EN MÉXICO

Antecedentes 19

En el marco normativo, no fue hasta el año 2000 cuando fue publicada la Ley General de Vida Silvestre, que es cuando se establece de manera oficial quien asumiría la responsabilidad de la vida silvestre en México; dichas actividades recaen en la Dirección General de Vida Silvestre, perteneciente a la Subsecretaría de Gestión para la Protección del Ambiente de la Semarnat.

Tanto en México como a nivel mundial, las diferentes poblaciones silvestres de aves de presa se encuentran sometidas a múltiples presiones como la caza, captura, uso de pesticidas y la destrucción de sus hábitat naturales, entre otras, colocando algunas de ellas al borde de la extinción.

A nivel internacional la Unión Mundial para la Conservación de la Naturaleza (IUCN, por sus siglas en inglés) ha publicado desde 1988, “La Lista Roja de Animales Amenazados (The Red List of Threatened Animal), la cual cataloga las especies que a nivel mundial se encuentran amenazadas o en peligro de extinción.

Por otro lado la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES), surge como resultado de una resolución aprobada en una reunión de la UICN en 1963, con representantes de 80 países. Esta convención es un acuerdo internacional concertado entre los gobiernos y tiene como finalidad velar por que el comercio internacional de especímenes de animales y plantas silvestres no constituya una amenaza para su supervivencia. Hoy día la Convención está conformada por 175 países.

Las especies amparadas por la CITES están incluidas en tres Apéndices, según el grado de protección que necesiten. En el Apéndice I se incluyen las especies en peligro de extinción, autorizándose el comercio de estas bajo circunstancias excepcionales.

En el Apéndice II se incluyen las especies que no se encuentran necesariamente en peligro de extinción, pero cuyo comercio debe controlarse a fin de evitar una utilización incompatible con su supervivencia, cabe mencionar que en este Apéndice se encuentran las aves de presa, a excepción de las especies Falco peregrinus y Falco rusticolus que se encuentran en al Apéndice I.

Y en el Apéndice III se incluyen las especies que están protegidas al menos en un país, el cual ha solicitado controlar su comercio.

Actualmente México cuenta con la norma oficial NOM-059-SEMARNAT-2010 Protección ambiental–Especies nativas de México de flora y fauna silvestres-Categorías de riesgo y especificaciones para su inclusión, exclusión o cambio-Lista de especies en riesgo. En la cual se han incluido 65 (73%) de las 89 especies de aves de presa presentes en el país (de acuerdo con Navarro y Gordillo, 2006), bajo alguna categoría de riesgo. Estas categorías son: Probablemente Extinta en el Medio Silvestre (E), en Peligro de Extinción (P), Amenazada (A) y Sujeta a Protección Especial (Pr).

Las aves de presa que han ingresado en los CIVS, se encuentran en las siguientes categorías de riesgo (Tabla 1):


TABLA 1. RESUMEN DE LAS ESPECIES DE AVES DE PRESA QUE HAN INGRESADO EN LOS CIVSEspecie Nombre común CITES apéndices IUCN NOM-059-

SEMARNAT-2010

Aquila chrysaetos Águila real II LC A

Falco peregrinus Halcón peregrino I LC Pr

Falco femoralis Halcón aplomado; fajado II LC A

Falco rufigularis(Sinónimo: Falco albigularis)

Halcón murcielaguero; enano II LC S/C

Buteo platypterus Aguililla ala ancha II LC Pr

Buteo magnirostris Aguililla caminera II LC S/C

Buteo albicaudatus Aguililla cola blanca II LC Pr

Asturina nitida (Sinónimo: Buteo nitidus)

Aguililla gris II LC S/C

Buteo swainsoni Aguililla de Swainson II LC Pr

Buteogallus anthracinus Aguililla negra menor II LC Pr

Parabuteo unicinctus Aguililla de Harris II LC Pr

Buteo jamaicensis Aguililla cola roja II LC S/C

Falco sparverius Cernícalo americano II LC S/C

Accipiter cooperii Gavilán de Cooper II LC Pr

Accipiter striatus Gavilán pecho rufo; estriado II LC Pr

Caracara cheriway (Sinónimo: Polyborus cheriway)

Caracará; quebrantahuesos II LC S/C

Tyto alba Lechuza de campanario S/C LC S/C

Bubo virginianus Búho real; cornudo II LC S/C

Athene cunicularia Tecolote zancón; llanero II LC S/C

LC (Least Concern) = Preocupación menor. S/C: Sin Clasificación

En las figuras 3 y 4, se muestran los ejemplares de aves de presa que ingresaron al CIVS “Los Reyes”, durante el periodo 2007-2008.

Antecedentes 21

FIGURA 3. RELACIÓN DE AVES DE PRESA QUE INGRESARON AL CIVS “LOS REYES” EN EL AÑO 2007 (ELABORADO POR: DÍAZ DE LA VEGA M. A.)

21

1

1

2

1

1 12

1

2

1

1

21

3

2

1 1

1

1

1

2

1 1

1

1

1 1

1

6

1

1

2

2

2

21

1

1

1

1

2

0

2

4

6

8

10

12

14

Tyto alba (Lechuza de campanario) Caracara cheriway (Cara cara; Quebrantahuesos) Otus sp. (Búho enano) Parabuteo unicinctus (Aguililla de Harris) Falco peregrinus (Halcón peregrino) Bubo virginianus (Búho real) Asturina nitida (Buteo nitidus) (Aguililla gris) Buteo jamaicensis (Aguililla cola roja) Coragyps atratus (Zopilote común) Falco sparverius (Cernícalo americano) Megascops trichopsis (Otus trichopsis) (Tecolote rítmico) Buteo swainsoni (Aguililla de Swainson) Aquila chrysaetos (Águila real)

Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre

FIGURA 4. RELACIÓN DE AVES DE PRESA QUE INGRESARON AL CIVS “LOS REYES” EN EL AÑO 2008 (ELABORADO POR: DÍAZ DE LA VEGA M. A.)

0

2

4

6

8

10

12

14

2 21 1 1 1

231

2

12 2

2

2

1

1

2

1

1

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2

3

12

1

1

31

111

2

1

1

2

1

1

1

2

1

1

1

1

2

Falco sparverius (Cernícalo americano) Bubo virginianus (Búho real) Buteo swainsoni (Aguililla de Swainson) Tyto alba (Lechuza de campanario) Caracara cheriway (Cara cara; Quebrantahuesos) Micrathene whitneyi (Búho enano) Parabuteo unicinctus (Aguililla de Harris) Falco peregrinus (Halcón peregrino) Athene cunicularia (Tecolote zancón) Otus sp. (Búho enano) Buteo jamaicensis (Aguililla cola roja)

Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre


Las especies representadas suman un total de 14, siendo las más frecuentes Buteo jamaicensis (Aguililla cola roja), Caracara cheriway (Caracara) y Parabuteo unicinctus (Aguililla de Harris), esta última incluida en la NOM-059-SEMARNAT-2010, Sujeta a Protección Especial (Pr).

2.3. REHABILITACIÓN DE AVES DE PRESA

El manejo de la fauna posterior al decomiso o entrega voluntaria es un tema que ha ido adquiriendo importancia en los últimos años, sobre todo por el efecto que puede llegar a tener sobre la conservación de las especies. Existen tres opciones para el destino de estos animales: liberación al medio natural, reubicación en cautiverio (canalización) o eutanasia.

Con respecto a lo anterior, se observa que el volumen de ejemplares que ingresan respecto a los que son liberados o canalizados, muestran diferencias evidentes. Un ejemplo de ello, es el balance de ingresos del CIVS Guadalajara en el periodo comprendido entre 2002 a 2005, en donde es mayor la cantidad de ejemplares que se reciben, que los liberados, este comportamiento se da básicamente por el estado físico en que los ejemplares llegan y por la situación legal que guardan; así mismo, el número de bajas es importante ya que el manejo previo al ingreso al CIVS se desconoce (Figura 5).

FIGURA 5. BALANCE DE INGRESOS DE EJEMPLARES DE AVES DE PRESA DURANTE EL PERIODO 2002-2005

(ELABORADO POR: DÍAZ DE LA VEGA M. A.)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Ingresos Liberaciones Canalizaciones Bajas En rehabilitación

2002200320042005

Antecedentes 23

En el año 2005, el volumen de ingreso fue de cerca de 400 ejemplares, de los cuales aproximadamente el 50% de ellos, mueren por diversas causas. Por lo tanto, la rehabilitación es una piedra angular en los programas de los CIVS, ya que la pérdida de un ejemplar puede representar un potencial genético irrecuperable.

La rehabilitación de aves de presa posee efectos positivos directos e indirectos tales como:

1. Contribuir a restituir las poblaciones de aves de presa, a través de la liberación.

2. Reintroducción de individuos al medio silvestre.

3. Auxiliar en la investigación de aves de presa para identificar causas de mortalidad y morbilidad de ejemplares.

4. Cambios en el estatus de riesgo de las diferentes especies de aves de presa (al contribuir en la restitución de las poblaciones).

5. Por ser monitores ambientales y controladores biológicos naturales.

Desde la creación y operación de los centros de rescate y rehabilitación de fauna silvestre se han recibido innumerables ejemplares de aves; del 2005 al 2009 ingresaron 1112 ejemplares de la clase Aves en el CIVS “Los Reyes” (Cerecedo y Montesinos, 2010); en los últimos dos años (de 2009, a noviembre del 2010), se recibieron 339 ejemplares de aves de presa en condiciones tanto físicas como etológicas muy diversas, siendo candidatos idóneos para iniciar un procesos de rehabilitación física y conductual, con el objetivo de reintegrar la mayor cantidad de ejemplares recuperados al medio silvestre.

Por lo que se ha implementado el Programa de Rehabilitación y Liberación de Aves de Presa, a partir del 2009, en el que se han rehabilitado y liberado a su hábitat natural al 46% (156) de los ejemplares de aves de presa recuperados y que han ingresado en los CIVS, a partir de ese año, siguiendo el método aquí descrito. Es de mencionarse que hay liberaciones de ejemplares que no están contempladas dentro del Programa, ya que al realizar la evaluación de los ejemplares a su ingreso, se determina que no requieren de una permanencia innecesaria dentro de los Centros, reintegrándolos de manera inmediata al medio silvestre.

Por otro lado, cabe señalar que las técnicas desarrolladas a lo largo de miles de años para la práctica de la cetrería, son una de las estrategias metodológicas utilizadas rutinariamente en el manejo, rehabilitación y en su caso liberación de los ejemplares de aves de presa por muchos biólogos de vida silvestre y profesionales clínicos. La cetrería no es sólo una modalidad más de cacería deportiva, es un arte vivo, que combina el uso sustentable de los recursos naturales renovables y la conservación de las rapaces y la caza, que consiste en cazar piezas silvestres en su entorno natural con aves de presa entrenadas (Rivera, 2008).


Como puntos básicos la cetrería se compone de tres elementos:

1. Adiestramiento

2. Mantenimiento en cautividad de aves de presa

3. Caza

A partir de estos tres elementos, la mala práctica de la cetrería origina:

1. Tráfico ilegal de especies silvestres

2. Malos tratos y prácticas en las aves utilizadas

3. Inadecuada intervención en los ecosistemas ocasionando su deterioro

La modificación de la conducta animal es un tema sustancial en la rehabilitación, todos los esfuerzos encaminados a su recuperación física y de salud, no tendrían éxito si su conducta no es habilitada para interaccionar en el mundo silvestre. Por tal motivo, las aves de presa deben adquirir y detonar sus habilidades que les permita obtener alimento, evadir predadores, huir de la presencia humana, obtener lugares de resguardo y el reconocimiento e interacción con sus co-específicos, desarrollando estrategias sociales y de reproducción.

3. MARCO NORMATIVO

Marco Normativo 27

3. MARCO NORMATIVO

En el apartado de presentación de la Ley General de Vida Silvestre, específicamente en el último párrafo, textualmente se lee: “… Es la primera Ley en materia de vida silvestre con que cuenta México para enfrentar los retos derivados de su megadiversidad y su problemática socioeconómica…” El presente apartado pretende seguir una línea congruente con uno de los ejes de la política ambiental, ésta es, la conservación de los recursos naturales.

Es imprescindible que nuestra nación cuente con instancias oficiales que le den cabida a los recursos biológicos que son asegurados o que son entregados voluntariamente a efecto de poder darles la atención que amerite dicho recurso. Sobre lo anterior, es importante mencionar que la referida Ley y su Reglamento, en su Título V, Capítulo VII, Artículo 38 y en el Título Tercero, Capítulo Tercero, Artículo 18 respectivamente, se señalan las funciones que deberán llevar a cabo los Centros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre (CIVS): “Recepción, rehabilitación, protección, recuperación, reintroducción, canalización, y cualquiera otras que contribuyan a la conservación de ejemplares producto de rescate, entregas voluntarias, o aseguramientos por parte de la Profepa o la PGR. Además de la difusión, capacitación, monitoreo, evaluación, muestreo, manejo, seguimiento permanente y cualquiera otras que contribuyan al desarrollo del conocimiento de la vida silvestre y su hábitat, así como la integración de éstos a los procesos de desarrollo sostenible” (D.O.F., 2000). En tanto que el reglamento de la Ley, se señala como una función básica de los CIVS: “el manejo médico veterinario y etológico (medicina preventiva, tratamientos, medidas de seguridad, recuperación y rehabilitación)” (D.O.F., 2006).

Una vez señalado el fundamento legal por el cual se delimitan las funciones que persiguen los CIVS, podemos ahora hablar de temas específicos, como el que da lugar a éste escrito, y por lo cual se trabaja en la rehabilitación física y conductual de las aves de presa que ingresan en los CIVS, con el propósito de ser devueltas a sus respectivas áreas de distribución natural y contribuyan al mantenimiento de ecosistemas y hábitat saludables, lo que finalmente dará como resultado la conservación de las diversas especies biológicas que se encuentren dentro de la zona.

La gestión para la rehabilitación y liberación de aves de presa en México, debe basarse en los lineamientos dictados por la Ley General de Vida Silvestre y su Reglamento.

Por lo tanto, es conveniente hacer mención textual de los mismos, lo cual se refiere a continuación:

LEY GENERAL DE VIDA SILVESTRE. TÍTULO VI, CAPÍTULO X

LIBERACIÓN DE EJEMPLARES AL HÁBITAT NATURAL

Artículo 79. La liberación de ejemplares a su hábitat natural, se realizará de conformidad con lo establecido en el reglamento. La Secretaría procurará que la liberación se lleve a cabo a la brevedad posible, a menos que se requiera rehabilitación.


Si no fuera conveniente la liberación de ejemplares a su hábitat natural, la Secretaría determinará un destino que contribuya a la conservación, investigación, educación, capacitación, difusión, reproducción, manejo o cuidado de la vida silvestre en lugares adecuados para ese fin.

Artículo 80. La Secretaría podrá autorizar la liberación de ejemplares de la vida silvestre al hábitat natural con fines de repoblación o de reintroducción, en el marco de proyectos que prevean:

a) Una evaluación previa de los ejemplares y del hábitat que muestre que sus características son viables para el proyecto.

b) Un plan de manejo que incluya acciones de seguimiento con los indicadores para valorar los efectos de la repoblación o reintroducción sobre los ejemplares liberados, otras especies asociadas y el hábitat, así como medidas para disminuir los factores que puedan afectar su sobrevivencia, en caso de ejemplares de especies en riesgo o de bajo potencial reproductivo.

c) En su caso, un control sanitario de los ejemplares a liberar.

Artículo 81. Cuando no sea posible realizar acciones de repoblación ni de reintroducción, la Secretaría podrá autorizar la liberación de ejemplares de la vida silvestre al hábitat natural en el marco de proyectos de traslocación que incluyan los mismos componentes señalados en los dos artículos anteriores. Los ejemplares que se liberen deberán, en lo posible, pertenecer a la subespecie más cercana, genética y fisonómicamente, a la subespecie desaparecida.

En cuanto a las disposiciones que expone su Reglamento:

REGLAMENTO DE LA LEY GENERAL DE VIDA SILVESTRE. TÍTULO CUARTO, CAPÍTULO QUINTO

LIBERACIÓN DE EJEMPLARES AL HÁBITAT NATURAL

Artículo 83. Se requiere autorización previa de la Secretaría para la liberación de ejemplares de vida silvestre, para lo cual la solicitud correspondiente deberá:

I. Señalar el objeto de la liberación: repoblación, reintroducción, traslocación o medidas de control, y

II. Contener el listado de especies a liberar, identificadas por nombre común y nombre científico hasta el grado de subespecie, cantidad de ejemplares, edades, proporción de sexos y la relación de marcas a utilizar.

A la solicitud se anexará el proyecto a que se refieren los artículos 80 y 81 de la Ley.

Las medidas de liberación que se encuentren en el plan de manejo aprobado, se entenderán autorizadas.

Artículo 84. La Secretaría emitirá respuesta a la solicitud de autorización de liberación de ejemplares en un plazo de quince días hábiles. La vigencia de la autorización dependerá del periodo que la Secretaría estime necesario y autorice para llevar a cabo la liberación propuesta.

Marco Normativo 29

La Secretaría podrá establecer medidas para realizar el seguimiento de los ejemplares o poblaciones liberadas en la resolución de la autorización respectiva.

Artículo 85. Para autorizar la liberación se tomará en consideración la información técnica y científica disponible sobre la viabilidad de la liberación, en función de las características biológicas de la especie, de la calidad del hábitat y de las condiciones del área, en su caso.

Artículo 86. La Secretaría deberá establecer en la autorización de liberación las medidas para disminuir los factores que puedan afectar la supervivencia y reproducción de los ejemplares a liberar, cuando se trate de especies en riesgo o de bajo potencial reproductivo y, en su caso, las medidas para realizar el seguimiento de los ejemplares o poblaciones.

Artículo 87. Cuando la Secretaría determine que no es procedente efectuar la liberación de ejemplares de vida silvestre al hábitat natural de manera inmediata por razones conductuales o sanitarias, éstos deberán sujetarse a los procesos de rehabilitación respectivos en sitios señalados por la Secretaría en la resolución respectiva, en los que podrá evaluar, de acuerdo a la especie, la conveniencia de una etapa de pre-liberación. Asimismo, dichos ejemplares deberán sujetarse a los controles y medidas sanitarias correspondientes.

Artículo 88. En los casos en que los ejemplares no puedan ser rehabilitados física, sanitaria o conductualmente, o su liberación constituya un riesgo para las personas o para el sano desarrollo de las poblaciones de especies silvestres que se encuentran en su hábitat natural, se depositarán en los CIVS o en las instalaciones con capacidad para mantener ejemplares de la vida silvestre en condiciones adecuadas, conforme a lo establecido en el Artículo 18 del Reglamento.

Artículo 89. En caso de colecta o captura ilícita flagrante, la Secretaría podrá liberar inmediatamente a los ejemplares de que se trate, previa evaluación positiva de la viabilidad de la liberación, mediante el levantamiento del acta respectiva en la que se deberán asentar explícitamente los elementos valorados.

Artículo 90. Queda prohibida la liberación de ejemplares de especies domésticas o exóticas.

Lo citado anteriormente nos da la referencia en cuanto al marco normativo vigente, así, cabe mencionar lo señalado en el Reglamento de la Ley General de Vida Silvestre (RLGVS), acerca de los Centros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre (CIVS):

REGLAMENTO DE LA LEY GENERAL DE VIDA SILVESTRE. TÍTULO TERCERO, CAPÍTULO TERCERO

CENTROS PARA LA CONSERVACIÓN E INVESTIGACIÓN DE LA VIDA SILVESTRE

Artículo 18. Las actividades que la Secretaría realice a través de los CIVS se sujetarán a su programa respectivo, el cual contendrá los objetivos, metas e indicadores de éxito de acuerdo con las características de cada centro.

Cada CIVS llevará un sistema de control, que contendrá:


I. El control de movimientos de inventario de ejemplares (ingresos, liberaciones, canalizaciones, nacimientos y defunciones) en el que se deberá indicar la cantidad, género y especie, así como señalar el sistema de marca utilizado y los datos de identificación individual;

II. El manejo médico veterinario y etológico (medicina preventiva, tratamientos, medidas de seguridad, recuperación y rehabilitación);

III. Las medidas de contingencia, y

IV. Los resultados que respondan a los objetivos específicos, metas e indicadores de éxito programados para cada CIVS.

Así, en cuanto a los destinos y actores involucrados en el proceso de rehabilitación el Artículo 21 del RLGVS, la Semarnat, podrá canalizar ejemplares que se encuentren confinados en los CIVS a las personas inscritas en el registro a que se refiere el Artículo 38 de la LGVS, dónde menciona: “En dichos centros se llevará un registro de las personas físicas y morales con capacidad de mantener ejemplares de fauna silvestre en condiciones adecuadas. En el caso de que existan ejemplares que no puedan rehabilitarse para su liberación, éstos podrán destinarse a las personas físicas y morales que cuenten con el registro correspondiente de conformidad con lo establecido en el capitulo sexto de éste título”, el cual nos refiere al trato digno y respetuoso a la fauna silvestre.

Para pertenecer al padrón de personas físicas y morales y estar en condiciones de recibir ejemplares de vida silvestre de los CIVS, los interesados deberán presentar al CIVS correspondiente los datos y documentos a que se refiere el Artículo 15 de la Ley Federal de Procedimiento Administrativo; así como la información que demuestre su capacidad para el mantenimiento de ejemplares de fauna silvestre en condiciones adecuadas y se deberán seguir los lineamientos de acuerdo al trámite con homoclave: SEMARNAT- 08-039, como lo dicta la Comisión Federal de Mejora Regulatoria (Cofemer).

4. CONSIDERACIONES GENERALES

Consideraciones Generales 33

4. CONSIDERACIONES GENERALES

4.1. CAUSAS POR LAS QUE SE RECIBEN EJEMPLARES DE AVES DE PRESA EN LOS CIVS

Existe una diversidad de ejemplares de aves que constantemente ingresan a los CIVS por medio de diferentes vías de procedencia, tales como, entregas voluntarias a través de particulares, del H. cuerpo de Bomberos, de la Brigada de Protección Animal (que es un agrupamiento de la SSP y que opera sólo en el D.F.), o bien, por conducto de decomisos de la Procuraduría Federal de Protección al Ambiente (Profepa, dependiente de la Semarnat), o por la Unidad Especializada en Investigación de Delitos contra el Ambiente y Previstos en Leyes Especiales (UEIDAPLE, dependiente de la PGR), trátese de aves, mamíferos, reptiles, arácnidos o anfibios, entre otros.

Particularmente lo concerniente a las aves de presa, la cantidad de ejemplares que ingresan en los CIVS es considerable. Las razones son varias dependiendo de la vía de procedencia por la que ingresen, es decir; los ejemplares que son productos de aseguramientos precautorios por parte de la PGR, por ejemplo, son a causa de que el propietario del ejemplar no cumple con la documentación correspondiente a efecto de comprobar la posesión legal del ejemplar al momento de que la autoridad actúe por denuncia pública o porque el infractor sea sorprendido en vía pública portando al ejemplar. Profepa por su parte, es la autoridad competente en actividades de Inspección y Vigilancia en los lugares donde se comercialice fauna y flora silvestre, así como en centros de exhibición de especies silvestres o atender de la misma manera las denuncias públicas.

La Brigada de Vigilancia Animal, atiende llamadas de la ciudadanía relacionadas al maltrato de perros y gatos, aunque también intervienen en casos donde la Profepa o la PGR lo requieran cuando se traten de especies silvestres. El personal de la referida brigada cuenta con la capacitación técnica básica para hacer reconocimiento de las especies de fauna silvestre e intervenir para realizar captura y contención física de los ejemplares en cuestión.

El H. Cuerpo de Bomberos, generalmente realizan captura y traslado de ejemplares de fauna silvestre encontrada o rescatada tanto en el DF como en la zona metropolitana.

Eventualmente Protección Civil de las diferentes delegaciones o municipios, también contribuyen para el ingreso de las referidas aves, aunque normalmente el personal de estas dependencias, sólo se encargan del traslado de los ejemplares.

Respecto a los particulares, la razón predominante que argumentan quienes hacen entrega de sus ejemplares, es porque el ave llega a sus domicilios o que los encuentran en la vía pública, lo cual es difícil de creer en algunos casos, dado el apego que tienen las aves con esta gente. Hay ocasiones en que personalmente los técnicos del CIVS hacen rescates en los domicilios de particulares y se puede constatar que efectivamente, los ejemplares llegan por accidente. Si bien, lo común es que los particulares adquieran a las aves de presa a través del comercio ilegal en la mayoría de los casos y en lugares diferentes a sus sitios


de origen de los ejemplares, lo que representa al mismo tiempo, la mayor dificultad para obtener datos de las zonas de extracción de los ejemplares en cuestión, para poder liberarlos posteriormente al medio silvestre dentro de sus áreas de distribución natural.

4.2. LA REHABILITACIÓN DE FAUNA SILVESTRE

En la década de los noventas la rehabilitación de fauna silvestre comenzó a cumplir un papel clave para rescatar ejemplares dándoles un destino útil para la conservación de las especies y para concientizar a la comunidad del daño irreversible para el ecosistema (Aprile y Bertonatti, 1996).

El rescate y rehabilitación de ejemplares de fauna silvestre son dos conceptos que se deben esclarecer, con el fin de unificar las nociones que se desarrollarán en el presente texto.

Primero se definirá: rehabilitar, etimológicamente (re: volver; habilitar: condicionar o capacitar) puede interpretarse como “retornar las capacidades a una cosa”. Por tanto, se entenderá por rehabilitación de fauna a “la acción de recuperar sanitaria, física, psíquica y etológicamente a un animal silvestre que padeció algún tipo de patología o bien que fue sustraído de su hábitat” (Evans, 1985). Este concepto tiene como objetivo “capacitar integralmente a los ejemplares, de manera tal que les permita desenvolverse en su ambiente de forma independiente y acorde a las características biológicas de su especie” (Aprile y Santillán, 1992).

Por otro lado, de acuerdo con Drews (2003), el “rescate” de fauna silvestre se refiere a la atención de las necesidades de los animales silvestres que por circunstancias de origen humano han visto comprometidas sus opciones de libertad y supervivencia en su hábitat de origen (Aprile y Bertonatti, 1996). El rescate incluye, además de los animales recuperados mediante el decomiso por parte de las autoridades, los individuos que han sido rechazados de hogares en los cuales eran mantenidos como mascotas, aquellos que han sido encontrados en condiciones en las que no pueden valerse por si mismos o han sido afectados directamente por alguna actividad humana como la destrucción de su hábitat natural o prácticas como la cacería.

Por lo tanto, la rehabilitación propone el restablecimiento de las características físicas y psicológicas de cada animal recuperado partiendo de la comparación con las condiciones implícitas de sus co-específicos en el medio natural, independientemente del destino que vaya a tener. Esto en la práctica significa que las personas responsables de llevar a cabo esta actividad deben tener un conocimiento profundo sobre la historia natural del animal y sus particularidades ecológicas. Deben realizar valoraciones individuales exhaustivas sobre su biología, fisiología, sanidad, y comportamiento entre otros aspectos para así poder determinar su estado inicial y viabilidad de ingresar a un programa de rehabilitación general. (Lozano-Ortega, 1999).

No existe un único método para rehabilitar a un individuo, existe más de una forma de hacerlo, pero aun cuando una metodología funciona bien es difícil demostrarlo o aplicarlo como regla “universal”.

El presente escrito es un primer esfuerzo de la metodología a seguir para la rehabilitación de ejemplares de aves de presa recuperados y que se encuentran en los CIVS, a través del “Método Parental Silva-Rojas”, y se espera mejorarlo y fortalecerlo con otras experiencias en el futuro.

¿Qué pretende la rehabilitación? Analizando la relación costo-beneficio y evaluando si es realmente la mejor forma de ayudar a la conservación, la rehabilitación y manipulación de fauna puede tener distintas finalidades pero como objetivo central es brindar a los animales rehabilitados el mejor destino que favorezcan los esfuerzos conjuntos de conservación.


Con base en lo anterior, podemos consignar a estos ejemplares a dos vías:

1. Liberación en la naturaleza (únicamente animales rehabilitados, traslocados o relocalizados).

2. Canalización a UMA, instituciones zoológicas o particulares, de animales rehabilitados pero discapacitados para ser liberados, de acuerdo a la normatividad vigente.

El destino que se da a un ejemplar debe ser constatado con una evaluación clara de sus capacidades, ya que con regularidad se toma conocimiento de liberaciones indiscriminadas de animales, muchas veces, respaldadas o justificadas con argumentos técnicamente inconsistentes. Dar libertad a un animal en la naturaleza suele ser bien visto por la mayoría de gente, sin importar si ha realizado bien o mal.

En el caso de los ejemplares inhabilitados nos referimos a los que presentan problemas físicos como fracturas o mutilaciones que les imposibilitan su reintegración al medio, en este caso lo ideal es acostumbrar el ejemplar al ser humano volviéndolo filial así evitando que se estrese, se siga lastimando y presente un riesgo para el ser humano, pudiéndolo utilizar para reproducción en cautiverio o bien para platicas de concientización.

Beneficios de la rehabilitación. La rehabilitación y liberación de animales silvestres va más allá del solo rescate de un individuo de una especie determinada, a continuación se enumeran los puntos esenciales:

1. Incrementa el número de individuos de especies en déficit poblacional, repoblando zonas donde han desaparecido o disminuido, favoreciendo su intercambio genético.

2. Facilita la difusión y educación sobre la necesidad de interrumpir la demanda ilegal de especies silvestres protegidas, a través de una acción que capta fácilmente la atención de la comunidad; Odell (1985), sostiene que “rehabilitando animales silvestres, la gente fortalece sus actitudes de atención y consecuentemente, permite extender su inmediata preocupación y conocimiento por una criatura particular hacia el mundo natural”.

3. Ejemplificar al público las consecuencias posibles del tráfico ilegal de fauna o el maltrato de las mascotas.

4. La posibilidad de aprovechar los ejemplares inhabilitados para su liberación, ya que un animal con cierto tipo de discapacidad puede ser canalizado para formar o reforzar pie de cría o exhibición en zoológicos, entre otros.

5. Aporta datos al acervo de conocimientos sobre sanidad, recuperación y biología de animales silvestres.

Consideraciones acerca de los riesgos de una rehabilitación y liberación. Una rehabilitación será realmente exitosa cuando el animal liberado no impacte negativamente sobre la naturaleza, sobreviva en su hábitat (por haber superado incapacidades, la dependencia antrópica y sus eventuales patologías) y tenga éxito reproductivo (Aprile y Bertonatti, 1996).

Es importante considerar que no todos los animales pueden ser rehabilitados y que la liberación de esos ejemplares “inhabilitados” es sumamente peligrosa para la naturaleza, por lo que deberá ser desaconsejada e impedida cuando:

1. Presenten enfermedades crónicas o congénitas.


2. Tengan discapacidades físicas o psíquicas.

3. Se desconozca su identidad taxonómica (especie y en ocasiones raza o subespecie). La liberación de individuos de una especie exótica si se instalan lo harán a expensas de las especies autóctonas, compitiendo o desplazándolas. Incluso pueden convertirse en una de sus principales amenazas de supervivencia. La liberación de un animal cuya especie se desconoce o es dudosa puede contaminar genéticamente a las poblaciones naturales provocando hibridación, con consecuencias difíciles de evaluar, pero ciertamente indeseables.

Un programa de rehabilitación es interdisciplinario, deberá contar con la asistencia de veterinarios y biólogos, que brindarán su asesoramiento en dos grandes campos: el sanitario y el biológico/ecológico. Esto permitirá analizar y tomar decisiones que contarán con el respaldo de especialistas, minimizando así la posibilidad de cometer errores (Aprile y Bertonatti, 1994).

4.3. BASES ETOLÓGICAS PARA LA REHABILITACIÓN CONDUCTUAL: ONTOGENIA

La ontogenia de la conducta estudia los cambios que se producen en el comportamiento de un individuo a lo largo de su desarrollo, así como los mecanismos responsables de los mismos. Existen cuatro razones principales que explican dichos cambios.

1. Variaciones en la concentración plasmática hormonal. Este es el caso, por ejemplo, los cambios que tienen lugar cuando el animal llega a la pubertad.

2. Especie altricial o precocial. Es la variación que se presenta a consecuencia de la maduración del sistema nervioso central, este mecanismo es especialmente importante en las primeras etapas del desarrollo postnatal en las especies altriciales, las cuales nacen en un estado de desarrollo sensorial y motor relativamente atrasado. Las aves de presa están en ésta categoría, ya que las crías altriciales son las que nacen con poco plumón o desnuda, ojos cerrados e incapaces de dejar el nido pronto, dependiendo completamente de sus padres en las primeras semanas (Starck y Ricklefs, 1998).

3. Aprendizaje. Se define como un cambio en la conducta que es consecuencia de la experiencia y que no puede, por lo tanto, explicarse en términos de maduración del sistema nervioso, fatiga muscular o adaptación de los receptores sensoriales.

4. Envejecimiento. Que afecta tanto a la función del sistema nervioso central como a los órganos efectores de la conducta y a los receptores sensoriales.

El desarrollo de la conducta de un animal es el resultado de la acción conjunta del genotipo y del ambiente, y a menudo resulta imposible desligar los aspectos genéticos de los ambientales, a esto se le denomina epigénesis, término que se utiliza para definir al desarrollo de la conducta como resultado de complejas interacciones entre factores genéticos y ambientales.

La epigénesis representa por tanto el proceso de “sintonización” final mediante el cual cada individuo se adapta de forma eficiente a su entorno a partir de las capacidades contenidas en su código genético.


Los ejemplos más evidentes de sistemas con capacidad de aprendizaje los constituyen el sistema nervioso central o el inmunitario (Sánchez y Loredo 2005).

La acción del ambiente sobre el desarrollo de la conducta no es constante a lo largo de la vida del animal, sino que en determinados períodos resulta particularmente intensa y duradera. Dichos períodos se denominan sensibles o críticos y su existencia tiene repercusiones prácticas importantes. Como lo son las etapas tempranas de desarrollo, en donde la susceptibilidad a estímulos tiene efectos marcados. Dentro del repertorio conductual de las aves algunos periodos son: la impronta filial e impronta sexual, entre otros.

La impronta, como término en el idioma castellano, es el equivalente de “imprinting”, acuñado por Konrad Lorenz, que por definición, se dice de la “capacidad de ciertas especies animales con posibilidades de locomoción precoz para aprender a edad temprana y quizás permanente las características de sus progenitores”.

La función de la impronta filial es la de identificar al progenitor y mantener a la cría próxima a él, a fin de asegurar la alimentación y protección.

Es importante definir estas características en el desarrollo de las aves; las de tipo precociales pueden proporcionar proteínas de alta calidad en sus huevos y sus crías al eclosionar están capacitadas para que en ésta temprana etapa puedan protegerse de los depredadores (patos o pavos) y las hembras, en consecuencia (las madres) tienen menos participación postnatal. Las aves altriciales son menos capaces de aportar nutrientes en la etapa prenatal, sus huevos son más pequeños y los jóvenes todavía necesitan de mucha atención y protección de los depredadores.

Los términos altriciales o precociales fueron presentados por Sundeval (1836) y como aves nidícolas o nidífugas por Lorenz Oken en 1816. Las dos clasificaciones se consideran idénticas en general, pero el significado es ligeramente diferente, en que “altricial” y “precocial” se refieren a la etapa de desarrollo, mientras que “nidícolas” y “nidífugos” se refieren a quedarse o dejar el nido (Starck y Ricklefs, 1998).

Los estímulos de la impronta tienen gran variedad y son:

1. Visuales: los animales prefieren los estímulos similares a su especie.

2. Auditivos: lo que el animal oye.

3. Movimiento: los animales prefieren objetos en movimiento.

4. Hábitat.

Las dos características más importantes de la impronta filial son que: 1) prevalece en ausencia de refuerzo externo y 2) al retirar el estímulo no implica la desaparición de la pauta de comportamiento.

Por otro lado la impronta sexual tiene como función dotar al animal del modelo de pareja, esta impronta difiere de la filial ya que es menos obvia, breve y rígida, y dura toda la vida.

Uno de los puntos básicos en el manejo de la conducta en rehabilitación de aves de presa es utilizar ésta característica ontológica de las mismas, a fin de detonar las habilidades innatas del animal (epigénesis), a través de estímulos clave. Por lo tanto, es presumible asumir la teoría de que un ave de presa es capaz de ser habilitada en cualquier periodo en el que sea extraído de vida libre, gracias a su plasticidad conductual.


Experiencia y aprendizaje. La conducta adquirida es aquella que está cambiando continuamente con la experiencia, es el conjunto de manifestaciones conductuales (reflejos condicionados, respuestas aprendidas y hábitos generales), que se obtienen mediante el aprendizaje. De manera muy general, se puede decir que el animal aprende por dos vías: 1) por interacción con su medio ambiente y 2) por imitación de un modelo, como lo son los padres (papel que tomará el rehabilitador).

Una experiencia es considerada como una construcción mental resultante de algún suceso en el medio, no solo del cuerpo sino también del cerebro. Algunas experiencias son consecuencias de cambios en los niveles hormonales o de otros aspectos del medio físico o químico del cerebro y otras tantas lo son sensoriales.

Cuando ocurre el aprendizaje, alguna experiencia ha producido un cambio en la conducta, que a su vez debe ser el resultado de un proceso dentro del cerebro. Así, se podría definir el aprendizaje como “un cambio en el cerebro que, como consecuencia de la información proveniente del exterior, modifica el comportamiento por más de unos segundos”. La referencia a “unos segundos” excluye las reacciones simples. Es importante considerar, como dice Hinde (1976), que “el aprendizaje no es episódico, ocurre continuamente, aunque no necesariamente afecta a la conducta de inmediato”.

Función del aprendizaje. Se puede analizar al aprendizaje en términos de costos y beneficios para una especie, bajo la luz de la ley de la máxima parsimonia que prevalece en los sistemas biológicos:

Beneficios: Adquirir información relevante en un medio cambiante que por su variabilidad no puede ser heredada filogenéticamente.

Costos: Desarrollo de estructuras altamente especializadas y organizadas (genoma más complejo).

Síndrome de inmadurez. La inmadurez ha evolucionado bajo la acción de la selección natural a pesar del costo, compensando las desventajas por la ganancia neta en eficacia biológica. Un individuo puede desarrollar un fenotipo general más eficaz para explorar los recursos vitales, evadir depredadores o para competir, si al comienzo de su vida dedica mucha energía al crecimiento físico, a expensas de la reproducción (Colmenares y Gómez, 1994).

Función del síndrome de inmadurez. Para los estrategas de tipo “k”, dónde la calidad se favorece sobre la cantidad, debido a la competición intensa intraespecífica y a la estabilidad relativa de los hábitats en los que se desarrollan estas especies.

Potencial adaptativo. Proporciona al animal una mayor adaptabilidad, cuya manifestación principal es la plasticidad de su conducta.

La rehabilitación etológica de las aves de presa engloba los conceptos mencionados; en primer término presentan periodos de inmadurez más prolongados, lo que permite por razón evolutiva una plasticidad correspondiente a su filogenia, ya que para tener éxito, debe de moldear sus respuestas con base a la mayor eficiencia. Y recordando que el comportamiento es el fenotipo que exhibe una mayor capacidad de cambio, como el motor evolutivo (Wilson, 1980); el paradigma que refiere a el animal como máquina que responde de manera automatizada, se desploma y nos refiere a la visión de que ciertas conductas pueden aún ser detonadas por técnicas adecuadas, restableciendo las habilidades y capacitar a su ejecutor para interactuar adecuadamente en su ambiente natural.

5. RECEPCIÓN DE AVES DE PRESA EN LOS CIVS

Recepción de Aves de Presa en los CIVS 41

5. RECEPCIÓN DE AVES DE PRESA EN LOS CIVS

ETAPA I

RECEPCIÓN E IDENTIFICACIÓN TAXONÓMICA

ETAPA II

MANIPULACION DE EJEMPLARES

ETAPA IV

ATENCIÓN MÉDICA

ETAPA V

CUARENTENA

ETAPA VI

ALIMENTACIÓN

ETAPA III

ESTRES EN EL MANEJO DE AVES DE PRESA

FIGURA 6. PROCESO DE RECEPCIÓN DE AVES DE PRESA EN LOS CIVS

5.1. RECEPCIÓN E IDENTIFICACIÓN TAXONÓMICA

Como base para la recepción de ejemplares de aves de presa se recomiendan las acciones primarias siguientes:

1. El ave está aparentemente sana (juvenil o adulto). El animal fue capturado recientemente (no más de cinco días), mantenerlo aislado de otros cautivos y tratar de liberarlo en el mismo lugar en que fue hecha su captura (registro previo).

2. Si aparentemente está enferma o lastimada. Podrá notar que presenta ojos opacos, esta decaído, pasivo, rodeado de insectos o flaco:

1. Ubique al ejemplar preferentemente en una caja de madera agujereada por la parte inferior, bien aireada (no utilizada previamente para otros animales). Las jaulas pueden provocar fracturas de patas, alas o picos; la función de la caja será que lo aísle visualmente del exterior, lo que evitará que el animal se lastime y disminuirá su estrés.

2. Colóquelo en un lugar tranquilo, oscuro y preferentemente cálido. Si no sabe qué alimento darle, no se lo dé, pero ofrézcale agua fresca.


3. Solicite de inmediato la revisión del médico veterinario.

Posterior al uso de la caja de madera, esta deberá desecharse en lo posible por ser un albergue ideal para bacterias y hongos, entre otros patógenos potenciales. También es recomendable utilizar cajas de otro tipo de materiales de fácil desinfección como plásticos o resinas.

Datos importantes en la recepción. La llegada de ejemplares a un centro de rehabilitación debe contar con un sistema de recepción planificado que considere algunas pautas, como:

1. Disponibilidad de recintos.

2. Derivación inmediata de ejemplares a otros destinos alternativos (canalización).

3. Tomar la mayor cantidad de datos posibles, en particular sobre el origen geográfico del animal.

4. En caso de solicitud vía telefónica:

1. ¿De qué especie se trata? (es conveniente pedir una descripción general, para tratar de confirmar su identificación).

2. ¿Cuántos animales son?.

3. ¿Cuál es su origen geográfico? (fundamental para evaluar posibles destinos de liberación).

4. ¿Cómo y dónde lo adquirió? ¿Hace mucho? (esto permite saber cuánto tiempo en cautiverio lleva y qué posibilidades tiene de ser rehabilitado).

5. ¿Cuál es la edad y cómo se encuentra de salud? (permite dar asesoramiento inmediato sobre cuidados alimentarios o sanitarios).

6. ¿Por qué desea donarlo? (es frecuente que sea porque el animal está muy grave o porque “ya es molesto”).

7. ¿Por qué llamó a esta institución?.

8. ¿Nombre, dirección y teléfono?.

Estas preguntas permiten tener una idea general de cada ejemplar que llegará al centro, permitiendo que se evalúe si es conveniente aceptarla o priorizar su recepción por sobre otra (Aprile y Bertonatti, 1996).

Además al conocer el estado del ave, ayudará a no causar cambios bruscos de manejo o repetir tratamientos médicos ya administrados; la mayoría de las ocasiones se desconoce el historial que antecede a estos ejemplares, pero se debe intentar recabar la mayor información posible, esto guiara en la toma de decisiones.

A continuación se presenta un cuadro en dónde se observan las acciones básicas en la recepción de ejemplares en los CIVS (Figura 7).


Recepción del ejemplar

Valoración médica general

Ejemplar vivo

Rehabilitación Canalización Liberación

Eutanasia

Marcaje del ejemplar

Ejemplar politraumatizado

Emitir o recibir documentación:a) Acta entrega voluntariab) Recepción del Acta (entrega-recepción), emitida por la PGR o Profepa

Registro del ejemplar:a) Identificación taxonómica yb) Registro del ejemplar, archivar el expediente según corresponda (PGR, Profepa o entrega voluntaria).

Cuarentena:El ejemplar es colocado en albergue aislado,monitoreo etológico y sanitario.

FIGURA 7. PROCEDIMIENTO AL INGRESO DE LOS EJEMPLARES EN LOS CIVS


IDENTIFICACIÓN TAXONÓMICA

Las especies que han ingresado en los CIVS, se muestran en la tabla siguiente:

TABLA 2. LISTA TAXONÓMICA DE LAS ESPECIES DE AVES DE PRESA QUE HAN INGRESADO EN LOS CIVSNomenclatura científica Nombre común

Orden: Falconiformes (Sharpe, 1874)

Familia: Accipitridae (Vieillot, 1816)

Subfamilia: Accipitrinae

Género: Accipiter (Brisson, 1760)

Especies: Accipiter cooperii (Bonaparte, 1828) Gavilán de Cooper

Accipiter striatus (Vieillot, 1808) Gavilán pecho rufo; estriado

Género: Aquila (Brisson, 1760)

Especie: Aquila chrysaetos (Linnaeus, 1758) Águila real

Género: Asturina (Vieillot, 1816)

Especie: Asturina nitida (Latham, 1790) (Sinónimo: Buteo nitidus)

Aguililla gris

Género: Buteo (Lacépède, 1799)

Especies: Buteo albicaudatus (Vieillot, 1816) Aguililla cola blanca

Buteo jamaicensis (Gmelin, 1788) Aguililla cola roja

Buteo magnirostris (Gmelin, 1788) Aguililla caminera

Buteo platypterus (Vieillot, 1823) Aguililla ala ancha

Buteo swainsoni (Bonaparte, 1838) Aguililla de Swainson

Género: Buteogallus (Lesson, 1830)

Especie: Buteogallus anthracinus (Deppe, 1830) Aguililla negra menor

Género: Parabuteo (Ridgway, 1874)

Especie: Parabuteo unicinctus (Temminck, 1824) Aguililla de Harris; rojinegra

Suborden: Falcones

Familia: Falconidae (Vigors, 1824)

Subfamilia: Caracarinae

Género: Caracara (Merrem, 1826)

Especie: Caracara cheriway (Jacquin, 1784) (Sinónimo: Polyborus cheriway)

Caracara; quebrantahuesos

Subfamilia: Falconinae

Tribu: Falconini

Género: Falco (Linnaeus, 1758)

Especies: Falco femoralis (Temminck, 1822) Halcón aplomado; fajado

Falco peregrinus (Tunstall, 1771) Halcón peregrino

Falco rufigularis (Daudin, 1800) (Sinónimo: Falco albigularis)

Halcón murcielaguero; enano

Falco sparverius (Linnaeus, 1758) Cernícalo americano


Orden: Strigiformes (Wagler, 1830)

Familia: Strigidae (Vigors, 1825)

Género: Bubo (Duméril, 1806)

Especie: Bubo virginianus (Gmelin, 1788) Búho real; cornudo

Género: Megascops (Kaup, 1848)

Especies: Megascops asio (Linnaeus, 1758) (Sinónimo: Otus asio)

Tecolote oriental

Megascops trichopsis (Wagler, 1832) (Sinónimo: Otus trichopsis)

Tecolote enano; rítmico

Género: Micrathene (Coues, 1866)

Especie: Micrathene whitneyi (Cooper, 1861) Tecolote enano

Familia: Tytonidae (Ridgway, 1914)

Género: Tyto (Billberg, 1828)

Especie: Tyto alba (Scopoli, 1769) Lechuza de campanario

5.2. MANIPULACIÓN DE EJEMPLARES

Las aves que llegan a los centros por lo general se encuentran al interior de una caja de transporte, la cual debe manipularse con cautela y en silencio. Es necesario planificar con anticipación lo que se va a hacer y no tener miedo. Una vez que se localice al interior el ave, se introducirán las dos manos para sujetar sus alas, de manera que queden flexionadas contra su cuerpo. Se actuará siempre con rapidez y seguridad, pero sin brusquedad y sin dejar de tener presente en cada instante el daño que el ave puede ocasionar; se debe estar muy concentrado y pendiente (Figura 8).


FIGURA 8. EJEMPLAR DE BÚHO (Asio flammeus), EN CAJA DE TRANSPORTE

El principio fundamental en la contención física de un ave de presa es no dañarla, no estropearle el plumaje y estresarle lo menos posible. Por lo tanto, como puntos a seguir se menciona lo siguiente:

1. Observación del ave. Observar su postura, actitud, grado de atención a su entorno, así como su actividad en cada momento.

2. Reconocimiento detallado del animal. Una vez, considerados los estados de estrés y estado físico, se hará la manipulación directa del ejemplar. En muchos casos, estas aves podrán presentar fracturas u otras lesiones graves, por lo que se debe extremar al máximo el cuidado en esa manipulación y ser conscientes de que este tipo de animales al encontrarse débiles o enfermos, pueden padecer un shock psicogénico simplemente por la contención física (Figura 9).


FIGURA 9. EXTRACCIÓN DEL EJEMPLAR DE LA CAJA DE TRANSPORTE

Cuidados durante la manipulación. Los puntos anteriores inducen a considerar lo siguiente, es importante conocer cómo puede actuar, cómo se mueve y cómo puede reaccionar cada especie y conocer también las partes de su cuerpo con las que nos puede hacer daño: en las aves de presa esencialmente son las garras y el pico, con mayor o menor importancia, según de la especie de que se trate y el temperamento de cada animal.

Aunque pueden defenderse con el pico, con lo que pueden hacer más daño en principio, es con las garras, por lo que hay que protegerse las manos con guantes de cuero, o bien, situar unas compresas o bolsas de algodón en la planta de los pies del ave y vendarlos, para que no pueda utilizar sus garras. En el caso de que infrinja daño con el pico o clave las garras al manejador, se debe mantener la calma, sin gritar ni hacer movimientos bruscos e intentar controlar el dolor y pedir ayuda con tranquilidad a las personas que estén trabajando a nuestro lado. Esto es importante para no poner nerviosos a los demás, ni estresar o hacer daño al animal (Figura 10 y 11).

Como normas básicas se deberá evitar el daño recíproco ave-manejador y reducir al mínimo la manipulación para disminuir el estrés producido por el manejo.

Además, en el momento de la captura se debe considerar diversos factores como:

1. Reducir al mínimo el número de personas presentes, hacer el menor ruido posible y manipular al ejemplar lo menos posible, todo ello encaminado a disminuir el estrés del animal.

2. Intentar mantener una iluminación indirecta y tenue para favorecer la tranquilidad del animal y con ello permita acercarse a él y obtener una menor resistencia a la manipulación.


FIGURA 10. SUJECIÓN DE PICO FIGURA 11. MANIPULACIÓN DE PICO Y PATAS

Manipulación. Se mantendrá un orden disciplinado en cuanto a las partes del ave que se irán inmovilizando:

1. Ambas alas.

2. Cuerpo. Levantar el cuerpo del animal abarcando y manteniendo sus alas flexionadas contra su cuerpo, cogiendo la porción más proximal de sus patas al mismo tiempo.

Cuando se sujete el ejemplar ser cuidadosos con las plumas, especialmente con las primarias y secundarias, así como con las timoneras de la cola, todas ellas esenciales para el vuelo.

3. Patas. Mantener inmovilizadas las patas una vez que se apoye su espalda contra nuestro cuerpo o bien sobre la mesa de exploración.

Para sujetar bien al animal es mejor coger las patas justo en los tarsos, normalmente ambas patas con la misma mano y colocando el dedo índice entre ellas. Con el otro brazo se podrá abrazar las alas al cuerpo.

De todas formas, se debe ser estrictos y respetar el orden al ir inmovilizando las diferentes partes del cuerpo del ave (alas, cuerpo y patas) (Figura 12).

Con este método de sujeción, la cabeza del animal queda libre, por lo que hay que estar atentos a sus movimientos para evitar que nos lesione (Alcántara de la Fuente, 2009).


FIGURA 12. SUJECIÓN DE ALAS Y PATAS

4. Cabeza. Se recomienda la colocación de una caperuza, a fin de bloquear completamente la visión del ave y con ello mantenerla tranquila (Figura 13).

En todo momento, el ave deberá de permanecer junto al cuerpo del manejador inmovilizada, sobre la mesa de exploración o posada en el guante.


FIGURA 13. COLOCACIÓN DE CAPERUZA

En algunas manipulaciones complejas o que requieren cierto grado de precisión, se hará preferible la utilización de fármacos para una inmovilización química, el procedimiento de dicho método está expuesto más adelante.

5.3. EL ESTRÉS EN EL MANEJO DE AVES DE PRESA

El estrés (del inglés, “stress”), “fatiga” es una reacción fisiológica del organismo en el que entran en juego diversos mecanismos de defensa para enfrentar una situación que se percibe como amenazante o de alta demanda.

El estrés es una respuesta natural y necesaria para la supervivencia a pesar de lo cual, hoy en día se confunde con una patología. Esta confusión se debe a que este mecanismo de defensa puede acabar desencadenando problemas de salud graves.

En las primeras fases, el organismo se prepara para una reacción que origina un estado de tensión constante, presentándose situaciones de ansiedad que puede degenerar hacia el shock; supresión de la respuesta inmunitaria, lo que puede desarrollarse rápidamente un cuadro septicémico que termine con la vida del animal en muy poco tiempo. Por otra parte, se dificulta la cicatrización normal de las fracturas y heridas.

Como norma general, el estrés es mayor para las aves de tamaño pequeño; datos en zoológicos de España reportan que, aves como el autillo o el gavilán, superan con dificultad el periodo crítico de los primeros días, si no se vigila cuidadosamente el estrés causado por su manejo (Alcántara de la Fuente, 2009).

Algunos de los factores que desencadenan el estrés son: calor o frío extremos, ruidos anormales, manipulaciones no adecuadas, capturas, lesiones y principalmente por la presencia del hombre.


Es posible que se presente un grave cuadro de acidosis metabólica que será necesario controlar rápidamente, bien mediante la administración de sueros tipo ringer-lactato, o bien, con la ayuda de otros complejos minerales y electrolíticos, que restituyan la normalidad al organismo (Kannan y Mench, 1996).

Por lo tanto, como punto crítico es controlar dichos factores durante el manejo de éstas aves.

5.4. ATENCIÓN MÉDICA

PORFIRIO SILVA ROJAS, FERNANDO CORTÉS VILLAVICENCIO, DANIEL RAFAEL CONTRERAS PATIÑO, HEBER RAMÓN SANTIAGO LÓPEZ, ANDRÉS GONZALEZ RODRIGUEZ Y ERNESTO RAFAEL RAMOS MONTAÑO

En los últimos años la rehabilitación o recuperación de animales y en particular de ejemplares de especies protegidas ha pasado de ser una actividad anecdótica a ser una actividad donde diferentes disciplinas se conjuntan para alcanzar objetivos en común, es el caso de la rehabilitación de aves de presa, donde un grupo multidisciplinario pueda alcanzar expectativas que antes eran imposibles. La información que se ha obtenido de ejemplares enfermos en su convalecencia o recuperación, así como de su mortalidad o morbilidad, puede ser aplicada directamente a la conservación. La colaboración de médicos veterinarios, biólogos, ecólogos, etólogos entre otros es vital a la hora de conocer el papel que juegan las enfermedades o procesos clínicos que afectan a las aves de presa.

Dado que en los centros de rehabilitación las aves de presa son de las especies que con mayor frecuencia son atendidas, en el presente apartado se busca definir de qué manera se puede atender a estos ejemplares de manera inmediata una vez ingresados a los centros de rehabilitación (CIVS, UMA, zoológicos, entre otros), y así sumar esfuerzos para tener mejores resultados en los procesos de liberación de aves rehabilitadas.

La recuperación de aves tiene dos aspectos diferentes: el manejo clínico y la rehabilitación propiamente dicha para llegar a uno de los fines la liberación del ave (Hunter, 1989). El papel del veterinario consiste en establecer un diagnóstico y un tratamiento, así como en seguir la evolución de cada paciente y vigilar las condiciones en que se mantiene este. A diferencia de los animales domésticos, las aves de presa y otros animales silvestres se caracterizan por su capacidad de enmascarar signos clínicos de enfermedad y dolor lo que se ha interpretado como un mecanismo de supervivencia. A demás, estos signos son muy vagos y comunes a muchas enfermedades. La ausencia de signos clínicos o su inespecificidad hacen que el diagnóstico sea muy complejo, para esto es preciso, por tanto, apoyarse en pruebas complementarias al examen físico, ya que éste aporta muy poca información, se debe tener un sentido común bien entrenado para definir los signos como presencia de una enfermedad o afectación sistémica. Los pocos signos que se pueden identificar se reducen a cambios en el comportamiento difícilmente apreciables, la disminución en el consumo de alimento, pérdida de peso, apatía, diarrea, disnea y fatiga; todos estos signos pueden definirnos diferentes procesos patológicos o traumas que imposibilitan la actividad normal de un ave.

Las primeras atenciones al ingreso de un ave de presa, darán la posibilidad de poder salvar su vida o causar su muerte. Por lo que se pretende explicar esas primeras acciones para estabilizar a ejemplares que llegan con problemas evidentes a manos de rehabilitadores de fauna silvestre o centros dedicados a este fin.


Recomendaciones sobre el manejo de aves silvestres. El planear nuestras acciones y disponer del personal e instrumental necesarios para capturar (toallas, guantes, caperuzas, pihuelas, botas, lonjas, entre otros), contener, explorar, aplicar tratamientos y posteriormente alojar al ave, es primordial. Además de evitar dañar al animal (ruptura de plumas, fracturas) o ser heridos (picotazos o ser lesionados con las garras. Para ello es necesario poseer una serie de conocimientos mínimos necesarios sobre identificación de la especie ya que van a condicionar el manejo (captura, sujeción, transporte) y las condiciones de mantenimiento.

Hay que considerar que las aves silvestres no toleran la presencia humana y mucho menos la manipulación, que ha sido posible capturarlas porque están heridas, enfermas o sufren alteraciones de comportamiento; por lo tanto, intentarán huir, se defenderán y sufrirán un alto grado de estrés, así que cualquiera de nuestras actuaciones puede causar un detrimento del estado de salud del animal.

Así que es necesario que se considere lo siguiente para distintos momentos en la interacción con los ejemplares:

En la captura:

1. Procurar oscuridad y silencio.

2. Los movimientos del manejador deben ser pausados.

3. Primero se deben controlar aquellas partes del ave que pueda representar un peligro para la persona que la intenta sujetar (garras y pico). A continuación se sujetarán las alas y nos aproximaremos el ave al cuerpo.

En la sujeción:

1. Para aves de menos de 2 kilos se sujetan las patas con una mano y con la otra mano y el antebrazo se sujetan las alas y se presiona el ave contra nosotros (Figura 14).

2. Si el peso es superior sujetamos una pata con cada mano y se abraza al ave.

3. También se puede hacer la manipulación del ejemplar sobre una mesa de exploración (Figura 15).

4. Las caperuzas empleadas en cetrería privan de visión al animal con lo que se consigue que permanezca tranquilo.


FIGURA 14. SUJECIÓN DE ALAS Y PATAS FIGURA 15. EXPLORACIÓN DE EJEMPLAR SOBRE MESA

En el transporte:

1. Se ha de procurar que sea tranquilo y rápido.

2. El método más usual consiste en depositarlo en una caja de cartón, madera o plástico, con el ave libre en el interior. Puede estar acolchada con papel de periódico y suficientemente ventilada (agujeros en la parte baja de las paredes).

3. Se ha de evitar temperaturas extremas y no proporcionar alimentos a menos que el transporte sea de larga duración y habrá que dejarlo reposar.

Es muy importante que en el transporte de tratarse de una caja, contenga una superficie donde el ave se pueda perchar, para que pueda mantener un buen equilibrio durante el traslado.

Si el ejemplar no se encuentra con traumas evidentes se pueden sujetar o enmallar para su transporte, con una media común, para viajes cortos.

A continuación se muestra la secuencia de la contención con media (Figura 16):


FIGURA 16. SECUENCIA DE CONTENCIÓN CON MEDIA

Equipo mínimo necesario para la atención médica de aves de presa:

1. Incubadoras o cámaras de hospitalización.

2. Lámparas infrarrojas.

3. Lámparas incandescentes con reflectores.

4. Mantas térmicas.

5. Instrumental quirúrgico.

6. Material de curación.

7. Fármacos de emergencia y tratamiento.

8. Equipo de monitoreo básico (estetoscopio, termómetro, lámpara, entre otros).


La temperatura debe mantenerse alrededor de 26°– 27°C (grados centígrados). Los calentadores deben estar estratégicamente colocados, de forma que el animal pueda apartarse de la fuente de calor si éste es excesivo. También se deben eliminar las causas obvias de estrés. Los ambientes oscuros parecen tener un efecto tranquilizador. Cubrir las jaulas o colocar a las aves en cajas de cartón elimina los estímulos visuales y acústicos más estresantes. Todas las jaulas o cajas deben mantenerse en lugares donde el ruido ambiental sea poco o nulo (Fowler, 1978).

El equipo mínimo es indispensable para atender a un ejemplar de aves de presa, cada clínica, hospital o centro de rescate tendrá condiciones distintas y equipo diferente, pero este que se menciono debe ser el básico para iniciar la atención de un ejemplar.

Exploración del ave, observar a distancia:

1. Conocer el temperamento: Un animal manso y tranquilo permanece quieto en la percha o guante, picotea el alimento que se le ofrece y se deja colocar la caperuza. Por otro lado un animal estresado emite vocalizaciones, salta de la percha o del guante. Esta observación permitirá evaluar si el animal está enfermo o es un ejemplar criado en cautiverio.

2. Actitud: Posturas anormales, cojera, incapacidad para volar.

3. Aspecto general: Estado nutricional, plumaje, pico y uñas.

4. Respiración: Frecuencia respiratoria y tipo de respiración (Murphy, et al., 1982).

Examen físico del ave sujeta. En animales muy deprimidos y debilitados no se practicará un examen minucioso que requiera manipulación prolongada, si no que se aplicará únicamente el tratamiento general y se pesará (a menos de tratarse de una emergencia).

En aquellos casos en que sea posible se obtendrá una muestra de sangre para determinar el hematocrito, los sólidos totales y se valorará el hemograma.

El examen físico debe incluir la evaluación de lo siguiente:

1. Examen de la cavidad oral y estructuras asociadas. Los restos de comida o cuerpos extraños deben ser retirados. El examen de la mucosa indica el grado de hidratación del ave. Puede detectarse la presencia de ulceraciones o placas causadas por diversos agentes etiológicos (Figura 17).


FIGURA 17. AVE DE PRESA CON PLACA DE TRICOMONIASIS, CIVS “LOS REYES”

2. Palpación del buche para detectar la presencia de comida o problemas digestivos.

3. Examen oftalmológico directo e indirecto (con oftalmoscopio). Es muy frecuente la existencia de problemas oculares que pueden determinar la incapacidad del ave para su rehabilitación.

4. Palpación del pecho para determinar el estado nutritivo. Es igualmente útil para valorar un tratamiento el registro del peso del ave.

5. Deben examinarse todas las articulaciones y huesos de las extremidades en busca de fracturas, crepitaciones, simetría y limitación de movimientos.

6. El examen de las heces nos revelará el tipo y cantidad de orina presentes, así como la normal funcionalidad digestiva.

7. Auscultación cardíaca y respiratoria sistemática (Murphy, et al., 1982) (Figura 18).


FIGURA 18. AUSCULTACIÓN CARDIACA Y RESPIRATORIA

Acciones inmediatas. Hay dos facetas importantes en este rubro: el tratamiento específico y el tratamiento de soporte (Cooper, 1984). El tratamiento específico se limita al control de las hemorragias, atención de lesiones externas, inmovilización de extremidades que presenten fracturas o luxaciones, rehidratación, alimentación, entre otros. El de soporte es una parte esencial del tratamiento de aves accidentadas. Los mismos términos a él aplicables lo son a la hospitalización. Tanto en uno como en otra debemos proporcionar al animal las condiciones óptimas para su supervivencia.

Los cuidados intensivos son aquellos que se deben prestar a un paciente con enfermedad o herida que puede representar un grave riesgo para su vida y que puede empeorar de forma rápida. En el contexto de la medicina de aves silvestres la mayoría de animales que son atendidos sufren alguna enfermedad grave que requiere la aplicación de cuidados intensivos.

Heaney y colaboradores (1982), mencionan que independientemente de la enfermedad sospechada se deberá establecer una prioridad de atención, que consiste en asegurar las funciones vitales de la siguiente forma:


1. Asegurar la respiración.

2. Restablecer la circulación: Controlar las hemorragias y revertir el estado de “shock”.

3. Recuperar la función del sistema nervioso.

4. Estabilizar fracturas y luxaciones.

5. Realizar el tratamiento de las heridas.

6. Instaurar los tratamientos de apoyo para estabilizar el paciente, explorar y aplicar las técnicas complementarias que permitan emitir un diagnóstico.

Restablecimiento de la respiración:

1. Comprobar que existe una vía respiratoria disponible.

2. No colocar al ave tendida sobre la espalda.

3. Alojar al ave en una jaula conectada a una botella de oxígeno o colocar una mascarilla con un flujo de 1l/kg/min.

4. Intubación traqueal.

5. Cateterización del saco aéreo abdominal o ínter clavicular. El tubo ha de tener un calibre igual o un 30 % superior al de la tráquea (longitud), estar perforado en el extremo y se ha de fijar con sutura. Se recomienda sustituirlo semanalmente.

6. Administración de oxígeno a razón de 1 litro/kg/min.

Restablecimiento de la circulación, fluidoterapia:

1. Administración de fluidos (IV).

2. Control de hemorragias:

- Compresión, cauterización, sutura de los vasos.

- Vitamina K1 a 0.2-0.5 mg/kg por vía intramuscular.

- Transfusión de sangre heparinizada (7,5 UI/ml) a dosis de 8-10ml/kg. Indicada en pacientes con hematocrito inferior a 15-20%, grave hipoproteinemia (menor a 2,5 g/dl) o pérdida aguda de sangre superior a un 25% del peso vivo.

- Se recomienda realizar una sola transfusión homóloga o heteróloga (pero de una especie lo más próxima filogenéticamente).

Aguilar (1995), menciona que la cantidad de líquido administrado debe ser equivalente al 10% del peso vivo del animal (expresado en gramos), durante un mínimo de tres días.


Las vías de administración más prácticas son la oral, la subcutánea, la intravenosa y la intraósea. Pueden darse líquidos por vía intracelómica, pero no se recomienda, pues el riesgo de introducir el líquido en un saco aéreo es grande y conlleva graves consecuencias.

Administración de líquidos vía oral. De primera elección cuando el rehabilitador u operario no posea la experiencia necesaria con las otras rutas de administración y sobre todo cuando el manejo no está hecho por un médico. Todos los líquidos deben calentarse a temperatura corporal antes de ser administrados.

La técnica de administración consiste en pasar un tubo de alimentación (pueden utilizarse sondas naso-gástricas humanas del 4 al 9 francés) hasta el proventrículo o molleja. El líquido se inyecta mientras se sujeta la cabeza del ave y se vigila que no haya reflujo de la solución a la glotis del animal (Figura 19 y 20).

FIGURA 19. MANIPULACIÓN DEL PICO FIGURA 20. SONDEO

Esta vía nunca debe utilizarse en aves débiles, en estado de shock o comatosas. Si el animal está alerta y acepta los líquidos oralmente, pueden utilizarse fórmulas de rehidratación, a razón de 30 ml de solución por kilogramos de peso, al finalizar el examen físico y radiológico, justo antes de devolverlo a su jaula o percha.

Se deben recordar algunos puntos básicos de la fisiología digestiva aviar:

1. Sólo se absorben los azúcares sencillos (glucosa más rápidamente que fructosa).

2. Los azúcares compuestos, como la sucrosa, maltosa y polisacáridos deben ser digeridos antes de absorberse.

3. La presencia de sodio, bicarbonato y aminoácidos favorece la absorción de glucosa.

4. El agua se absorbe pasivamente por presión osmótica a medida que se absorben los nutrientes.

Existen productos para rehidratación oral en aves que pueden ser utilizados el problema de estos es que son muy especializados y en ocasiones difíciles de conseguir.

En particular la primer formula y el Gatorade® son los de elección, se recomienda la adición de polvos que contengan aminoácidos (Tabla 3). Es recomendable la aplicación de multivitamínicos orales y la adición de antibióticos si es necesario.


TABLA 3. RELACIÓN DE LAS SUSTANCIAS EMPLEADAS PARA LA REHIDRATACIÓN EN AVESSolución Ingredientes Ventajas Desventajas

21/2% DEXTROSA + 1/2 RINGER-LACATO (LRS)

Agua, dextrosa, sodio, potasio, calcio, lactosa, clorhidrato

Isotónica, se absorbe rápidamente. Excelente fuente de electrolitos.

No contiene proteínas ni bicarbonato, costo alto, si se requiere hidratar muchas aves, se consigue en farmacias o con proveedores médicos.

50% DEXTROSA (50ml) + SAL DE MESA (1 cucharadita) + agua (1 L)

Igual que Dextrosa en LRS pero sin potasio, calcio o lactato

Absorción rápida. Buena fuente de glucosa, sodio y agua.

Difícil de conseguir para quien no es médico; costo más elevado. No tiene electrolitos aparte del NaCl, ni tampoco aminoácidos.

100 MIEL KARO® (Jarabe de maíz) + 1 LITRO DE AGUA

Dextrosa (16.7%), maltosa (9.0%), sucrosa (4.5%), trisacáridos (7.7%), otros polisacáridos (37.2%), proteínas (O%), grasa (O%).

Se puede conseguir fácilmente.

Solo 16.7 % de glucosa es rápidamente absorbible, los demás azucares que contiene deben de tener un proceso enzimático para su absorción y mientras tanto se depositan en el intestino pudiendo causar diarrea osmótica, mortal para un ave debilitada, no contiene electrolitos ni aminoácidos.

GATORADE® Sucrosa, glucosa, ácido cítrico, clorhidrato sódico, citrato sódico, fosfato sódico, citrato potásico, saborizantes naturales, colorantes

Excelente fuente de glucosa, sodio, potasio y agua de absorción rápida. Se puede obtener fácilmente en la mayoría de las tiendas de alimentos. Se utiliza con frecuencia en hospitales. Puede diluirse en caso necesario. También en forma de polvo soluble, fácilmente almacenable.

No contiene aminoácidos para reforzar el transporte de glucosa a través de la pared intestinal. La sucrosa es un disacárido que debe digerirse antes de ser absorbido. Contiene aditivos artificiales.

AZUCAR DE MESA + AGUA

Se obtiene fácilmente en tiendas de alimentos. Fácil de preparar. Económico.

Contiene solamente sucrosa, que debe romperse en glucosa y fructosa antes de ser absorbido. Puede permanecer en el intestino. No contiene electrolitos o aminoácidos nutritivos que refuercen la absorción de glucosa.


Administración de líquidos por vía subcutánea. Este método está indicado cuando los animales son incapaces de guardar el equilibrio, presentan colapso venoso o vomitan. También está indicado en aquellos animales que comienzan a recuperarse y en los que ya no es preciso utilizar la vía endovenosa. En estos casos, el peligro de regurgitación y la subsiguiente aspiración descarta la administración por vía oral como un sistema seguro.

Se pueden utilizar 4 puntos de inyección: la cara interna de las alas y los pliegues de piel que se forman entre los fémures y la pared abdominal (espacio inguinal).

Se inserta una aguja del calibre 22 ó 25 justo bajo la piel hasta crear una pequeña burbuja, entonces se inserta algo más lejos para depositar el resto. Se deben administrar no más de 5 ml en cada ala en aves del tamaño de una aguililla cola roja y 15 ml en cada espacio inguinal. La absorción tiene lugar a las pocas horas. Los líquidos deben calentarse antes de ser inyectados y ser estériles e isotónicos. Puede utilizarse Ringer-lactato o Dextrosa 5%.

Administración de líquidos por vía intravenosa. Este método está indicado en la mayoría de los casos como inicio de la terapia de apoyo. Pueden suministrarse soluciones isotónicas, hipotónicas y con cierta precaución, hipertónicas. También puede suministrarse cualquier compuesto en solución acuosa indicado en la terapéutica inicial o de choque. Las venas utilizadas comúnmente son la basilar (o cefálico-humeral) del ala, la tarso-metatarsiana, y la vena yugular derecha. Esta última se prefiere a la vena yugular izquierda debido a su mayor tamaño. Todas las venas son superficiales y claramente visibles bajo la piel del animal una vez que se han mojado y hecho a un lado las plumas del área utilizando un poco de alcohol.

Administración de líquidos por vía intraósea. Este método ha sido desarrollado recientemente para utilizarse en aves en estado crítico o con colapso vascular. La técnica consiste en introducir una aguja espinal desechable del calibre 20 de 6.35 cm, en la médula ósea del cúbito. Estas medidas son para un ave de aproximadamente un kilogramo de peso. La aguja espinal puede reemplazarse con una aguja hipodérmica del calibre 20 a 22 larga, siempre y cuando se tenga en cuenta que la luz de la aguja se puede ver obstruida por material óseo, y que la presión necesaria para aliviar la obstrucción puede ser mayor que con una aguja espinal. Por esta vía se pueden administrar desde líquidos parenterales hasta transfusiones de sangre completa. Deben evitarse soluciones irritantes o hipertónicas.


TABLA 4. RECOMENDACIONES DE FLUIDOS SEGÚN EL ESTADO CLÍNICO DEL AVECondición Fluido Vía

Admisión ElectrolitosCoca-cola® hervida 1-2 % p.v.Pedialyte®.

Oral

Anorexia (sin emesis) ElectrolitosSuplemento calórico

Oral

Anorexia(Con emesis/alcalosis)

Solución salinaRinger-lactato IntravenosaClK

SubcutáneaIntraósea

Emanciación/anemia(acidosis)

Ringer-lactato Intravenosa Intraósea

Traumatismo con hemorragia (acidosis) Ringer-lactato Intravenosa Intraósea

Otras enfermedades (acidosis) Ringer-lactato Intravenosa Intraósea

TABLA 5. SIGNOS CLÍNICOS DE DESHIDRATACIÓN EN AVES DE PRESAPorcentaje de deshidratación Signos clínicos

Menos del 5 % • No detectable.

5% - 6% • Piel inelástica.• Pérdida de brillo de los ojos.

10% - 12% • Pellizco en la piel se mantiene.• Extremidades frías.• Depresión.• Taquicardia.• Membranas resecas.• Piel oscurecida.• Ojos almendrados.

12% - 15% • Depresión extrema.• Shock.• Próximo a la muerte.

TABLA 6. INDICACIONES EN LAS VÍAS DE ADMINISTRACIÓN DE LÍQUIDOSVía Usos

Oral • Soluciones hipertónicas.• Mantenimiento de pacientes convalecientes.

Subcutanea • Deshidratación leve.• Pacientes difíciles.• ClK, bicarbonato, cloruro de amonio. • Pacientes con emesis.• Venas inutilizables.

Intravenosa • Preferida en cuidado intensivo.• Reemplazo de déficits.• Inicio de la terapia de mantenimiento. • Administración en dosis altas (bolus).


Cálculo de las necesidades de fluidos. ¿Cómo calcular la administración de fluidos?

Cálculo de las necesidades para la rehidratación.

Déficit de fluidos = peso (gr) X grado deshidratación (decimal)

¿Cómo calcular las necesidades para mantenimiento?

Necesidades de mantenimiento = 20 - 30 ml / Kg p.v.

¿Qué vía de administración?

1. En las primeras 12 horas, la mitad del déficit.

2. La dosis inicial administración IV rápida.

3. El resto de la mitad del déficit y las necesidades para mantenimiento en las siguientes 48 horas.

Ejemplo práctico de rehidratación en un ave debilitada:

Paciente: Hembra de aguililla cola roja (Buteo jamaicensis).

Presentación: Fractura abierta de húmero por disparo.

Datos clínicos: PCV= 28 %; TPP= 2.6 mg/dl; P.V.= 1.200 gr; Hidratación= 10 % deshidratación.

1. Cálculo del déficit:

Déficit de fluidos: 1.200 gr X 0.10= 120 ml.

Mantenimiento = 30 ml/día.

2. Primeras 24 horas:

Déficit = 30 ml.

Mantenimiento = 30 ml.

Total = 60 ml.

Administrar 20 ml IV 3 veces al día.

3. 48 horas:

Déficit = 30 ml.


Total = 60 ml.


Comienzo de alimentación sin residuos (30 gr/kg de carne)

Proporcionar suplemento calórico.


4. 72 horas:

Déficit = 30 ml.


Total = 60 ml.


Aumentar el alimento sin residuo (60 gr/Kg).

Mantener suplemento calórico.

5. 96 horas:

Fluidos de mantenimiento en 2 dosis al día.

Alimentación oral según el vigor del animal. Aumentar volumen y tipo de alimento hasta lo normal.

TABLA 7. RECOMENDACIONES CLÍNICAS PARA LA FLUIDOTERAPIA Condición Fluido Vía

Admisión Gatorade®Refresco de colaSuero oral

Oral 1 a 2% PV

Anorexia (sin emesis) Electrolitos Suplemento calórico

Oral

Anorexia (con emesis/alcalosis) Solución salina Ringer-lactato CIK

Subcutánea, IV Intraósea

Emanciación/anda (acidosis) Ringer-lactato IV, Intraósea

Traumatismo con hemorragia (acidosis) Ringer-lactato IV, Intraósea

Otras enfermedades (acidosis) Ringer-lactato IV, Intraósea

Tratamiento del estado de shock:

1. Administración de fluidos (IV).

2. Corticoides: Dexametasona 2-4 mg/kg (IV, IM).una sola dosis.

3. Tratamiento de apoyo (vitaminas, antibióticos, entre otros).

Recuperación de la función del sistema nervioso (alteraciones neurológicas):

1. Convulsiones: Diazepam (0,5mg /Kg por IV o IM); establecer el diagnóstico (intoxicación, traumatismo craneal, enfermedad metabólica).

Trauma craneal o espinal:

1. Corticoides: Succinato sódico de prednisolona (2,4 mg/kg, IV o IM); Dexametasona 2-4 mg/Kg IV, IM) y posteriormente reducir a 1-2 mg /kg cada 6-8 horas.


2. Evitar sobrecarga de fluidos si se sospecha edema cerebral.

3. Diuréticos: Furosemida (2 mg/kg, por vía oral, cada 12 horas); manitol (0,5 mg /kg cada 24 horas, por vía intravenosa).

Sospecha de intoxicación:

1. Lavado gástrico con suero fisiológico y administración de aceite mineral (6- 10 ml/kg, una sola toma por vía oral) o carbono activo (2-8 gramos por Kg, de una solución de 1g en 10 ml de agua, por vía oral).

2. Plomo u otros metales pesados: Ca EDTA, a 25-45 mg/kg (IV, IM y SC) cada 8-12 horas, durante 2 tandas de 4 días separadas por dos días de descanso.

3. Organofosforados: Carbamatos, ventilación artificial; Sulfato de Atropina (0.1-0.2 mg/kg por IV o IM, cada 4 horas, hasta que cesen los efectos.

4. Botulismo: Tratamiento de apoyo, administración de fluidos, alimentación forzada, baños con agua limpia, antitoxina botulínica tipo C.

Estabilizar fracturas y luxaciones:

Existen factores a tomar en cuenta antes de comenzar con las técnicas de traumatología y ortopedia:

1. Valorar la importancia de la especie a tratar, para evaluar la relación costo del tratamiento con el valor de la especie afectada. En este sentido, debemos determinar las especies de aves de presa de mayor valor ecológico (su tratamiento y recuperación tiene mayor interés) y económico. De la misma manera, la especie puede ser un factor determinante del tratamiento a realizar (la resolución quirúrgica de fracturas es sólo aplicable a aves de más de 100 gramos de peso).

2. Realizar una pre-evaluación del caso y tener claro el criterio de sacrificio.

3. Estado de salud del paciente aviar: Es prioritario tratar las enfermedades que comprometan la vida del animal antes de acometer la resolución de cualquier fractura (Figura 21).

Tipo de vida del ave de presa en concreto:

1. En el caso de aves silvestres, donde el objetivo principal es recuperar al animal para su posterior reintroducción en el ambiente, es de máxima importancia conseguir una recuperación funcional del animal al 100% de sus capacidades.

2. Valorar si el ejemplar ha de recuperar totalmente la función de la extremidad (aves destinadas a vuelo libre), es muy importante recuperar al 100% la funcionalidad del vuelo.

3. Se deben considerar las posibilidades de que el animal reciba los cuidados necesarios para la óptima recuperación.

4. Experiencia clínica del veterinario: debe estar familiarizado con la anestesia y las técnicas ortopédicas y traumatológicas aplicables a las aves.


5. Características de la fractura: debe considerarse la localización, antigüedad, tipo de fractura, lesión neuromuscular, estado de los tejidos blandos, entre otras. En general, una mala recuperación de una fractura es más grave cuando se encuentra en la parte distal de la extremidad (por el compromiso en la irrigación e inervación).

6. Es muy importante tener siempre presente que un tratamiento y recuperación largo, que obligue a una larga cautividad al animal, predispone a problemas secundarios derivados de la cautividad (estrés de plumaje, problemas infecciosos como la aspergilosis, pododermatitis infecciosas, problemas nutricionales, conductas de habituación al hombre, entre otros).

FIGURA 21. FRACTURA NO EXPUESTA DEL ALA DERECHA (LECHUZA DE CAMPANARIO, Tyto alba)

Evaluación y estabilización previa del paciente. Las técnicas complementarias a la traumatología y ortopedia en aves de presa son tanto o más importantes que el tratamiento de la fractura en sí, y es necesario dominar perfectamente estas técnicas para asegurar que el tratamiento ortopédico tenga las máximas probabilidades de éxito.

En general, un ave traumatizada cumple alguna o todas las características siguientes:

1. Alto nivel de estrés (por la captura, transporte y manipulación).

2. Alta deshidratación (por pérdida de sangre y falta de ingesta).

3. Pérdida de peso corporal o incluso caquexia.

4. Fractura antigua (más de dos días desde que sufrió el traumatismo hasta su atención).


Los tres primeros puntos favorecen aún más que el animal se encuentre en estado de shock; el último punto limita el margen de tiempo hábil para tratar al animal y conseguir una resolución favorable. Por todo lo anterior, el protocolo que debemos seguir desde la llegada del ave es:

1. Primeros auxilios

Dirigidos a estabilizar el estado general del ave y superar un posible estado de shock. Tan pronto como el animal haya superado el estado de shock se realizará propiamente la evaluación del animal y la aplicación de las técnicas complementarias. Todo ello nos permitirá establecer el diagnóstico y decidir el tratamiento más adecuado.

2. Evaluación del animal

- Evaluación de las fracturas, estado de los huesos y articulaciones, por palpación externa.

- Limpieza de heridas.

- Eliminación de tejido necrótico.

- Mantenimiento de huesos expuestos (vendajes húmedos con gasas embebidas en SSF y recubierto el conjunto por un apósito impermeable).

- Colocación de un vendaje mínimo para evitar complicar la fractura y reducir el daño a los tejidos blandos circundantes.

- Terapia analgésica (para reducir el dolor y favorecer el bienestar del ave).

- Terapia antibiótica (si es necesaria).

3. Técnicas complementarias al tratamiento ortopédico

Radiología. La evaluación radiológica es fundamental en caso de traumatismos, causa frecuente de ingreso en centros de recuperación. Como prueba complementaria en la evaluación clínica, permite observar alteraciones en el tamaño, forma, situación y densidad radiológica de los diferentes órganos y sistemas. Sin embargo, se obtiene muy poca información sobre la funcionalidad del órgano o sistema examinado, por lo que debe complementarse con otras técnicas.

Este método permitirá diagnosticar el tipo de fractura exacta que padece el animal y determinar su antigüedad por el grado de formación de callo óseo que se observe. Es también muy importante para pronosticar la evolución de la fractura una vez tratada, y determinar el momento en que el animal puede pasar a la fase de rehabilitación física.

Existen dos reglas fundamentales en radiología; la primera es que una mala radiografía, por error en la técnica o en el posicionamiento, no tiene valor diagnóstico. Y la segunda, que toda alteración detectada no se considera como tal mientras no se demuestre lo contrario.

Para la interpretación radiológica es fundamental estar familiarizado con la anatomía normal de las diferentes especies de aves. Para conseguir una radiografía de valor diagnóstico es importante considerar tres aspectos: 1) la técnica radiológica, 2) la posición radiológica y 3) la reducción del paciente.


La contención, bien sea física o química, permite el manejo y posicionamiento adecuados del ave. En clínica de aves se emplean dos posicionamientos de forma rutinaria: ventrodorsal y laterolateral, las radiografías se suelen tomar de cuerpo entero. Los posicionamientos oblicuos, aunque lo sean ligeramente, producen importantes cambios en la forma y apariencia radiológica de la mayoría de los órganos y sistemas. En cuanto a la técnica, se rige por los mismos principios que la radiología de otras especies.

Es muy importante la estandarización de la técnica, los resultados dependen en gran medida de la habilidad del clínico para manejar el equipo.

Sujeción de las aves para realizar radiografías. Las radiografías pueden ser realizadas:

1. Con el ejemplar despierto.

2. Bajo anestesia general (recomendada en pacientes muy agresivos, estresables o de riesgo), se consigue la colocación óptima.

El ejemplar se sujeta manualmente (una o varias personas, protegidas de las radiaciones) o bien se fija con cinta adhesiva, cintas de velcro o mediante un soporte plástico de contención (permiten que el personal operador no esté expuesto a las radiaciones).

Posicionamiento del paciente. Es muy importante realizar siempre como mínimo dos proyecciones de cuerpo entero:

Proyección ventro-dorsal: Animal en decúbito dorsal con las alas simétricas y semi-extendidas y las patas extendidas y paralelas (para no interferir encima de la cavidad celómica). Para que la radiografía sea representativa y podamos valorar las simetrías-asimetrías, es necesario que el esternón quede superpuesto a la columna vertebral. Si se dispone de chasis de varios tamaños se elegirá aquel en que sea posible obtener una exposición de cuerpo entero.

Proyección latero-lateral: Ave en decúbito lateral con las extremidades más próximas al chasis dirigidas cranealmente y las extremidades del lado opuesto dirigidas 90º caudalmente, para evitar superposición de estructuras.

En radiografías de la cabeza o para la valoración de articulaciones y fracturas de huesos, utilizaremos también las proyecciones antero-posterior, rostro-caudal y las oblicuas en diferentes grados.

Las radiografías darán al clínico un acercamiento a la posible solución del problema, la interpretación y su uso dependerán de la pericia del médico que las observa.

Estrategia terapéutica. Las características de los huesos de las aves son:

1. Son delgados y frágiles por el alto contenido en calcio.

2. Húmero y fémur son huesos neumáticos (incluyen parte de saco aéreo).

3. Fémur y tibiotarso en hembras permiten la acumulación de depósitos móviles de calcio en su interior, para ser utilizados en la elaboración de la cáscara de los huevos (estos huesos en las hembras tienen una mayor facilidad de osificación).

4. Tibiotarsos y tarsometatarsos en sus epífisis, tienen centros de osificación como los de los mamíferos (progresivos).


5. El resto de huesos en sus epífisis, tienen centros de osificación diferentes a los mamíferos (el centro de osificación que es cartilaginoso, crece hasta su tamaño definitivo y entonces se osifica en su totalidad).

La osificación en las aves depende de:

6. El grado de separación de los fragmentos a osificar.

7. La integridad para hacer llegar sangre a la zona.

8. Que no se presente infección.

9. Grado de movilidad del punto de fractura.

En cualquier fractura en general hay dos tipos de callo óseo:

Endosteal: En el endósteo, es de formación rápida y da un soporte muy rígido. Es el más importante en la osificación de huesos aviares.

Periosteal: En el periósteo; de formación lenta y actúa como soporte secundario.

TIPOS DE OSIFICACIÓN:

Primaria: Se da por el crecimiento de los conductos de Havers a través del punto de fractura (callo endosteal), con una mínima o nula formación de callo óseo periosteal (si hay buena alineación e inmovilidad).

Secundaria: Produce estadios de inducción, inflamación, formación de callo óseo blando, duro y remodelaciones del callo óseo endosteal y periosteal. Todo ello produce una alta formación de callo óseo periosteal (mala alineación y/o movilidad de los fragmentos).

Manejo de fracturas. Para conseguir un buen desenlace en el tratamiento aplicado, se debe asegurar siempre lo siguiente:

1. Estabilización rígida que prevenga los movimientos de compresión, rotación, flexión y deslizamiento.

2. Alineación anatómica con mínima interferencia en la formación del callo óseo endosteal y con mínimo daño a los tejidos blandos circundantes.

3. Prevenir la infección.

4. Retorno rápido a la funcionalidad para prevenir la anquilosis de las articulaciones.

5. Mantener la distancia ósea normal, el ángulo de rotación y de orientación angular normal.

El primer control radiográfico se realiza a los 10 días. A partir de aquí se empieza la rehabilitación física (con el ave bajo anestesia). Se realiza posteriormente un control hasta la total osificación clínica (normalmente a los 10-21 días). Seguidamente se eliminan todos los vendajes y se pasa al ave a una instalación mediana, con ejercicio restringido una semana más. A partir de aquí se puede empezar la ejercitación para iniciar la rehabilitación física.

Problemas derivados del mal manejo de una fractura. Se producen por una mala estabilización de la fractura, ejercicio prematuro con el miembro afectado o manejo agresivo de los tejidos blandos, callo óseo o hueso.

Viables: Hay fibrocartílago en los extremos fragmentados que impiden la unión de los fragmentos.


Hipervascularización, tratamiento:

1. Desbridamiento del callo óseo.

2. Fijación rígida compresiva mediante técnica quirúrgica.

3. Reducir distancias entre los fragmentos.

4. Injerto óseo en la zona deficiente de hueso.

No Viables: Por incorrecta llegada de sangre a la zona, debido a la rotura y/o desviación de los vasos sanguíneos de la zona. No existe tratamiento eficaz.

Para las intervenciones quirúrgicas se deberá de acudir a un ortopedista o estudiar diferentes textos que hablen de temas como abordaje quirúrgico, inmovilización fijación interna, externa, entre otros.

No es la intención de este manual introducir ampliamente a estas técnicas, por lo que se deberá consultar un texto de técnicas ortopédicas para aves si se pretende corregir estos problemas por el rehabilitador, siendo siempre necesario hacerlo por un médico veterinario.

Tratamiento de las luxaciones. Las luxaciones son un problema de difícil tratamiento. Las fracturas que afectan a las articulaciones suelen resolverse con adherencias a las articulaciones e imposibilitando el funcionamiento normal de la articulación, lo cual se traduce en un pronóstico muy pobre y suele recomendarse el sacrificio o eutanasia. Las luxaciones y roturas de ligamentos tienen que ser estabilizadas con un vendaje temporal y requieren obligatoriamente cirugía (el pronóstico también es pobre).

Los tratamientos indicados para luxaciones se resumen en la tabla siguiente:

TABLA 8. LOS TRATAMIENTOS INDICADOS PARA LUXACIONES EN AVES DE PRESALocalización Técnica

Húmero proximal • Reducción manual y vendaje pegado al cuerpo durante 10 días. Si se produce fractura del tubérculo ventral es necesario realizar tratamiento quirúrgico.

Húmero distal • Flexión del codo, reducción manual y vendaje en forma de 8 durante 10-15 días• Fijadores externos trans-articulares y fisioterapia al retirarlos a los 10-15 días.

Carpo • Reducción manual y vendaje en forma de 8, 10-15 días• Fijadores externos trans-articulares

Fémur proximal • Reducción manual y vendaje• Reducción manual y estabilización con aguja trans-articular desde el trocánter hasta el acetábulo.

Retirar la aguja a los 5-7 días.• Artoplastia de cabeza y cuello del fémur; suturas de estabilización y vendaje Spica 7-14 días

Fémur distal • Fijadores externos trans-articulares

Tratamiento de las heridas. Las heridas es algo muy común en la medicina de aves de presa, quemaduras por electrocución, cortadas, heridas de bala, heridas hechas por depredador, entre otras; estas deben de tener un tratamiento adecuado y oportuno, para evitar lesiones más grandes que pongan en peligro la funcionalidad de un órgano o sistema (Figura 22 y 23).


FIGURA 22. LACERACIÓN CUTÁNEA FIGURA 23. TRATAMIENTO TÓPICO DE LA HERIDA

Tratamiento provisional de las heridas. Debe procederse rápidamente a las siguientes operaciones:

Desbridamiento: Desbridar los fragmentos de carne desprendidos.

Irrigación: Irrigación copiosa de la herida con una solución diluida de iodo en solución salina.

Deben inspeccionarse todas las heridas del cuerpo para comprobar que no estén infestadas por larvas.

Preparación de las heridas: Las heridas deben prepararse arrancando las plumas del área afectada en un perímetro de 1-2 cm con alrededor del área lesionada y mojando la piel con una torunda quirúrgica impregnada con solución iodada. La piel y plumas adyacentes se pueden secar con un secador.

Protección de las heridas: Las heridas deben ser protegidas con un material permeable al agua y al vapor (Tegaderm 3-M Co. S. Pablo, MN) (Degernes y Redig, 1990).

Vendaje de apoyo: Este puede realizarse siempre que sea necesario. Las fracturas de los huesos largos deben estabilizarse con un vendaje o entablillamiento adecuado hasta que sea posible su corrección (Redig, 1986).

Las heridas pueden estar en proceso de recuperación durante la rehabilitación, se deberá poner especial cuidado con estos pacientes para evitar infecciones y complementar con tratamiento sistémico si es necesario, esto a consideración del médico veterinario encargado de la salud de los ejemplares.

Instalar los tratamientos de apoyo para estabilizar al paciente. La medicación en aves de presa se realiza siguiendo los mismos métodos de administración utilizados en los mamíferos, aunque deben tenerse presentes una serie de aspectos característicos de este tipo de aves.

Las aves enfermas de gravedad que presentan estado de shock o estén moribundas no tolerarán bien la manipulación, ni la administración de inyecciones. El estrés que supone esa manipulación y la administración de algún tipo de inyección, puede ser a menudo suficiente para acabar con la vida del animal, en el caso de un ave realmente enferma. En casos necesarios, se aplicará la técnica adecuada a pesar del riesgo existente.


A todo ello debe añadirse la escasez de investigaciones realizadas sobre la eficacia, las dosis y los niveles en sangre de los distintos fármacos empleados en las aves de presa. La mayoría de los conocimientos que se tienen hoy en día, proceden de las distintas experiencias prácticas de clínicos especialistas en este tipo de animales. Además, la respuesta a la terapia no siempre va a ser la misma en todos los casos.

Otro punto crítico es que el empleo de un fármaco en una especie determinada no supone que pueda ser utilizado con seguridad en otra especie. Muchas comprobaciones sobre fármacos se han realizado con ciertas especies comunes, extrapolándose los resultados a otras especies menos abundantes.

Con mucha frecuencia, las dosis de fármacos en medicina de aves se calculan a partir de productos aplicados en medicina humana o en la práctica veterinaria de pequeños animales, extrapolando los resultados en función del peso. Sin embargo, la alta tasa metabólica existente en las aves, mayor cuanto menor es su tamaño, hace que los fármacos se metabolicen más rápidamente que en el hombre, el perro o el gato; por tanto, con esta forma de actuar generalmente no se consiguen los efectos terapéuticos deseados.

Es fundamental que el médico veterinario controle el equipo del que dispone, la técnica y las indicaciones de los diferentes métodos de administración de sustancias. Cuando se dominen todos estos procedimientos, se podrá tratar cada problema con la técnica más adecuada.

Antes de pasar a describir los distintos métodos de administración de sustancias conviene recordar dos puntos:

1. Una misma sustancia podrá ser administrada a un ave por diferentes vías, aunque quizá varíen las dosis, la presentación y la preparación de dicha sustancia.

2. Normalmente el ave deberá estar inmovilizada por otra u otras personas mientras administremos alguna sustancia.

Métodos de administración de sustancias:

Administración oral: Consiste en introducir el producto elegido en el tracto digestivo del animal a través de la boca. Para conseguir esto se puede actuar de tres formas:

1. Abrir el pico del ave e introducir directamente el comprimido o porción de comprimido en su boca (en ocasiones se hará necesario administrar conjuntamente algo de suero o agua para facilitar la deglución por parte del animal).

2. “Esconder” el comprimido dentro de un trozo de comida y forzar al animal a deglutir esta comida.

3. Intubar al ave para realizar la administración. Se emplea generalmente para productos líquidos o semilíquidos, aunque en el caso de que sea un comprimido más o menos pequeño de tamaño, situarlo en el extremo de la sonda, de forma que será lo primero que caiga dentro del tracto digestivo al iniciar la administración (Figura 24).


FIGURA 24. ADMINISTRACIÓN ORAL DE SUSTANCIAS

De esta forma se podrá rehidratar al ave, administrar medicamentos, nutrir al animal (dando alimentos líquidos o en forma de papilla) y eliminar tóxicos del buche, del estómago glandular, de la molleja o del intestino, empleando sustancias quelantes y forzando la evacuación.

La técnica de intubación esofágica requiere la manipulación e inmovilización del ejemplar, la apertura del pico y la introducción de una cánula o sonda de derecha a izquierda del técnico, siguiendo la dirección normal del esófago.

Para llevar a cabo la intubación y posterior administración de sustancias líquidas o en forma de papilla siempre es preferible que una o dos personas estén encargadas de la sujeción y apertura del pico del ave, así como de mantener su cuello extendido, mientras que otra persona realiza exclusivamente la intubación y la administración del producto en sí.

Para la técnica de administración, propiamente dicha, se utilizará una jeringa y un tubo de plástico, goma o metal del diámetro adecuado y con el extremo romo. En esta punta colocar algo de lubricante para ayudar a su paso por el esófago. Introduciendo el tubo con la jeringa ya conectada y con el contenido a temperatura corporal por el esófago, de la manera apuntada anteriormente, nunca por la tráquea. Al llegar con la sonda al buche administrar la sustancia allí, o bien, ubicar la continuación del esófago y seguir introduciendo la sonda hasta el estómago (recordar que las aves de presa diurnas tienen buche, mientras que las nocturnas no lo tienen).

Es importante conocer el volumen aproximado que se puede administrar mediante esta vía (oral) y que la persona que realiza la intubación observe constantemente el interior de la boca del ave, de manera que si se produce un sobrellenado del proventrículo (estómago glandular), con el consiguiente reflujo, se evite la aspiración de líquidos por la tráquea. Por ejemplo un águila real tiene una capacidad de 50-60 ml.

De la misma forma que para cualquier manipulación de este tipo de animales, la administración forzada de sustancias debe hacerse lo más rápido que se pueda para reducir el estrés en el animal. Una vez realizada se debe dejar al ejemplar tranquilo para evitar que regurgite el producto administrado.


Administración tópica: Se reserva fundamentalmente para la cura de heridas mediante soluciones, polvos o pomadas desinfectantes o antiinflamatorias. Consiste en la aplicación directa de la sustancia elegida sobre la piel o las mucosas.

Es de gran utilidad para el tratamiento de problemas superficiales de la piel (hongos, irritaciones, quemaduras, entre otros). Evitar el exceso de producto que pueda manchar las plumas, disminuyendo su efecto aislante, y la ingestión del producto por parte del ave (por ejemplo con collares isabelinos).

Dentro de las sustancias empleadas en este tipo de administración se consideran los colirios oculares, que pueden emplearse en los ojos y órganos anexos, así como de forma tópica mediante aplicación nasal (Figuras 25).

FIGURA 25. ADMINISTRACIÓN TÓPICA

Administración subcutánea: Suele emplearse para la rehidratación de las aves mediante sueros en casos leves, aunque pueden administrarse otras sustancias (corticoides, ivermectina, complejos vitamínicos, entre otros). Normalmente se inyecta el producto a nivel de los pliegues inguinal, interescapular o axilar y en la zona posterior del cuello (tener cuidado de no introducir líquidos en el saco aéreo cérvico-cefálico).

Para realizar una inyección subcutánea se deben separar las plumas del animal y ver la piel, pinzar o pellizcar levantando la piel hacia arriba e inyectar en el espacio creado bajo este pliegue que se ha formado. La aguja ha de ser lo más fina posible e introducirla paralelamente a la piel. Tener cuidado para no crear varios orificios y que el contenido administrado salga posteriormente a través de estos orificios formados.

En cada uno de los puntos mencionados anteriormente se podrá administrar hasta 10-15 ml de sustancia en aves de un tamaño medio a grande. En otros puntos del cuerpo administrar pequeños volúmenes (inferiores a 5 ml). Puede ser una técnica algo dolorosa para el animal pues se está separando una porción de piel del tejido muscular subyacente.

Administración intramuscular: Esta administración se realizará con una aguja adecuada al tamaño del ave y en la musculatura pectoral o en la musculatura de la parte posterior del tibiotarso. Siempre se debe aspirar para comprobar que no se haya accedido a un vaso.


En el interior de la masa muscular administrar sólo volúmenes muy pequeños, inferiores a 0.5 ml de ser posible (si son volúmenes mayores se repartirán en dos inyecciones intramusculares). Además, no se debe inyectar la sustancia rápidamente y a alta presión, ya que se aumentará el daño en el tejido.

Por otro lado, tampoco administrar productos oleosos en la musculatura del tibiotarso, porque tienden a producir abscesos, con las consiguientes complicaciones (cojeras, alteraciones de la circulación en las extremidades, entre otros).

Al igual que para la inyección subcutánea, hay que apartar las plumas para ver la piel y la masa muscular que está debajo. Empleando la aguja más fina posible, dependiendo de la sustancia que se quiera inyectar.

Mediante esta vía se pueden administrar antibióticos, hierro, vitaminas, corticoides, entre otros (Figura 26).

FIGURA 26. ADMINISTRACIÓN INTRAMUSCULAR

Administración intraperitoneal: Se trata de una vía poco utilizada (para sueros y algunas anestesias). Se sitúa al ejemplar en decúbito esternal inclinado para que las vísceras queden hacia la parte anterior y se puedan inyectar las sustancias sin lesionar órganos internos, se introducirá la aguja en dirección dorsal, por el espacio inguinal.

Administración endovenosa o intravenosa: Se emplea mucho, tanto para la administración de sustancias como para la toma de muestras de sangre.

En las aves de presa se aplicará la inyección endovenosa normalmente en la vena braquial o en la vena cubital cutánea, en la parte ventral del ala. En algunas aves de gran tamaño puede accederse con facilidad a la vena tarsiana medial. También se podrá utilizar de ser necesario, la vena yugular.

Otras posibles vías con acceso mucho más difícil son la vena retrobulbar y el seno occipital. Puede practicarse cardiocentesis si se conoce la topografía cardiaca de la especie, accediendo por el espacio


interclavicular y dirigiendo la aguja dorsalmente hacia el techo de la quilla. Esta técnica se emplea en casos de extrema urgencia (como la parada cardiaca), y cuando no hay ninguna otra vía disponible. Es muy importante la total inmovilización del ave para la realización de esta administración. Además, es la técnica que requiere más práctica.

La aguja debe ser fina y antes de realizar la inyección propiamente dicha, limpiar con un algodón o gasa empapada en alcohol el lugar en el que va a realizar la punción. La administración de la sustancia se debe realizar lentamente.

Por medio de esta vía se administran sueros, corticoides, vitaminas, entre otros (Figura 27).

FIGURA 27. ADMINISTRACIÓN INTRAVENOSA

Administración intrasinusal: Esta vía se reserva para el tratamiento de procesos localizados en los senos respiratorios. La técnica, propiamente dicha, consiste en trepanar el seno afectado con una jeringuilla y aguja de un tamaño adecuado, lo que permitirá realizar lavados del seno, así como tratamientos locales mediante antibióticos, antiinflamatorios, entre otros.

Administración inhalatoria: Es una vía en principio poco utilizada, aunque resulta de gran eficacia para el tratamiento de determinados procesos respiratorios. El producto podrá administrarse por medio de la respiración normal del animal en cámaras especiales de tratamiento, mediante sondaje de la tráquea o por canulación de algún saco aéreo.

El método está basado en la volatilización del fármaco para que pueda ser respirado por el animal. Su difusión se realizará hacia todos los senos de la cabeza, sacos aéreos y pulmón.

Se podrá realizar este tipo de administración mediante tres técnicas:


1. Humidificación: Se aumentará el índice de humedad en el aire gracias a la acción de aparatos humidificadores comerciales (vapor frío) o caseros (llevando a ebullición el agua y formando vapor de agua caliente). Esto permitirá lubricar el tracto respiratorio superior y fluidificar el moco existente, favoreciendo la respiración.

2. Vaporización: Incrementar la humidificación, también mediante el empleo de aparatos comerciales que vaporizan el agua. Se sugiere añadir determinados productos (derivados del eucalipto, por ejemplo), que se vaporizarán en partículas más o menos grandes y cuyo ámbito de acción será la mucosa traqueal, no podrán llegar a vías respiratorias bajas.

3. Nebulización: Es el método que realmente puede considerarse terapéutico. Se emplean nebulizadores comerciales que humidifican el aire y rompen esos productos adyuvantes en partículas mucho más pequeñas capaces de llegar a todo el sistema respiratorio.

De esta forma se administrarán antibióticos, antifúngicos, entre otros; que difundan hacia pulmones y sacos aéreos, con lo que al mismo tiempo que se hidratan todas estas estructuras, se ejerce el efecto del principio activo que se ha añadido.

Puede considerarse como la técnica de primera elección en los tratamientos de procesos que afecten al sistema respiratorio.

Administración intraósea: Puede considerarse como la única vía posible para rehidrataciones prolongadas en las aves. Mediante esta vía se pueden administrar fluidos, suplementos nutricionales y una multitud de medicamentos que difundirán muy rápidamente por la circulación periférica hacia la circulación general.

En las aves es bastante difícil mantener en su sitio un catéter endovenoso, debido a la fragilidad de las venas y al poco soporte que tienen. Por este motivo, la rehidratación endovenosa consiste generalmente en la administración de bolos únicos repartidos durante el día, sin posibilidad de establecer un goteo continuo en el animal.

La técnica intraósea se basa en el empleo de trócares para punción medular en pequeños animales (diámetro adecuado y longitud no inferior a un tercio del cúbito del ave), en ocasiones podrá ser necesaria la anestesia del animal.

Para realizar la técnica debe procederse a desplumar, limpiar y esterilizar el punto de entrada (parte centro-lateral de la porción distal del cúbito; puede emplearse también el tibiotarso). Una vez atravesada la cortical del hueso, el trócar se introduce paralelo al eje longitudinal del hueso de forma más o menos fácil. Para asegurarse que el trócar se encuentra alojado en la cavidad medular intraósea, aspirar con una jeringuilla y comprobar que se extrae médula ósea. La boquilla del trócar se fijará al carpo (con cinta adhesiva, por ejemplo), y se realizará un vendaje en ocho de la extremidad, para prevenir movimientos y para dar sujeción al trócar.

La administración de sustancias mediante esta vía se podrá realizar gracias a un sistema de goteo, o bien, por conexión a jeringa en el momento que se estime oportuno. El resto del tiempo la boquilla del trócar podrá taparse para evitar la entrada de cuerpos extraños o la salida de material medular.

Mantener el sistema unos tres días, siempre y cuando se heparinice el trócar unas dos veces al día (10 unidades de heparina/ml).


Anestesia. Técnica imprescindible para la mayoría de exploraciones en aves silvestres altamente estresables e imprescindible en todos los tratamientos traumatológicos, para conseguir un grado de anestesia y relajación muscular adecuada.

TABLA 9. ANESTÉSICOS MÁS COMUNES EN AVES DE PRESAAgente anestésico Dosis Comentarios

Ketamina (10) 20-50 mg/kg30 mg/kg (hasta 150 g)20mg/kg (200-400 g)10 mg/kg (hasta 1 Kg)5 m/kg (más de 2 kg)

Eliminación renal (contraindicado en caso de enfermedad renal)Baja relajación muscularDespertar prolongado dosis dependiente (30 minutos a varias horas)

Ketamina/diazepam 10-30 mg/kg /1-1,5mg/kg Buena relajación muscular

Ketamina/xilacina 18,5 mg/kg Ketamina y 1,5 mg/kg de Xilacina (IM)4,4 mg/kg Ketamina y 2,2 mg/kg (EV)

Buena relajación muscular. Si no se revierte la xilacina el despertar es prolongadoEl efecto de la xilacina puede revertirse con Yohimbina a dosis de 0,1 mg/kg (EV)

Ketamina/medetomidina 4-10 mg/kg /100-350 ug/kg (IM) (S) Diurnas5-15 mg/kg / 150-100 ug/kg (IM) Nocturnas3-5 mg/kg /50-100 ug/kg (IM)

Buena sedación y relajación muscularProvoca bradicardia, hipotensión e hipotermiaEl atipamezol (misma dosis que la medetomidina) revierte los efectos de la medetomidina

Tiletamina/zolazepam (5) 5-10 mg/kg (IM) Anestesia de corta duración (10-15 minutos). Hipersalivación, regurgitación e hipotermia

Propofol (8) 1,33 mg/kg (EV) Acción ultracorta en aves

Halotano A efecto Smsibilka el mimardio a las catecolaminas. NewarioCierta toxicidad hepática.

lsoflorano A efecto De elección en aves. La inducción debe ser gradual. Rápida recuperación.

Anestesia por inhalación:

1. Circuitos anestésicos: Sistemas semiabiertos (T de aire con globo de 0,5 lts).

2. Caudal de oxígeno: Durante la inducción: 1-2 l/min.; mantenimiento: 0,5-1 lts/min.

3. Inducción con mascarilla y mantenimiento con sonda endotraqueal. Para hacer visible la glotis se tracciona suavemente la lengua o se presiona hacia adelante con un dedo colocado en el espacio intermandibular. Son preferibles sondas sin globo y del mayor tamaño posible que se ajuste al diámetro traqueal. La longitud ha de ser inferior a la distancia desde la glotis hasta la entrada a cavidad celómica.

4. En caso de cirugía de la cabeza o traqueal puede mantenerse la anestesia a través del saco aéreo abdominal o clavicular.


5.5. CUARENTENA

PORFIRIO SILVA ROJAS Y FERNANDO CORTÉS VILLAVICENCIO

Las enfermedades de las especies de fauna silvestre tienen importancia por distintos motivos. En primer lugar, son uno más de los factores que modulan la dinámica de las poblaciones naturales, igual que lo hace la disponibilidad de alimento o la predación. En algunos casos, esto afecta a su abundancia o a la abundancia de sus depredadores o poblaciones de estos. En otros casos, las enfermedades pueden contribuir a la extinción de poblaciones locales, particularmente cuando convergen varios factores adversos tales como la pérdida de hábitats naturales o la aparición de especies competidoras. Por tanto, las enfermedades de la fauna silvestre tienen implicaciones económicas, ecológicas y de conservación de las especies.

En segundo lugar, algunas enfermedades son compartidas entre especies silvestres y domésticas. Cuando esto ocurre, la existencia de un ciclo silvestre de enfermedad puede dificultar su control en especies domésticas, lo que puede tener graves consecuencias económicas por las pérdidas directas de producción, así como por eventuales restricciones a la exportación. Como ejemplo podría citarse la enfermedad de Newcastle en distintas especies silvestres y en la avicultura doméstica.

La fauna silvestre puede mantener procesos infecciosos o parasitarios transmisibles al hombre. Las vías de contagio pueden ser directas (mordeduras, aerosoles) o indirectas (vectores, aguas o alimentos contaminados, entre otros) (Gortazar, et al., 2002). Es así como la importancia del estudio de las enfermedades en especies silvestres y en este caso de las aves de presa se convierte en un punto importante, al ingresar ejemplares al medio silvestre se debe asegurar no introducir con ellos patógenos que pudieran desencadenar problemas en un ambiente equilibrado, ya que las consecuencias podrían ser graves.

Generalidades de la sanidad en aves de presa. Afortunadamente, son pocas las zoonosis relevantes en las que participan las aves silvestres (Palmer, et al., 1998). La de mayor actualidad es la influenza aviar altamente patógena. Se trata de una enfermedad de importancia en ganadería, cuya transmisión a personas es muy limitada.

Actualmente todos los países cuentan con mecanismos de vigilancia y planes de contingencia frente a esta enfermedad. Entre los procesos de etiología vírica cabría citar también la enfermedad de Newcastle; sin embargo, distintos muestreos serológicos sugieren que los anticuerpos frente a paramixovirus-1 no son frecuentes de detectar en aves silvestres en España (Hoefle, et al., 2001), no contando con suficiente datos en aves silvestres en México.

Recientemente se han producido en Europa suroccidental, diagnósticos del virus del Oeste del Nilo (West Nile Virus), una arbovirosis en caballos y aves silvestres.

Los datos más recientes indican la existencia de contacto con este virus en aves silvestres en España, y la existencia de personas seropositivas e incluso de un caso clínico aislado (Figuerola, et al., 2007; Jiménez-Clavero, et al. 2007; Kaptoul, et al. 2007; Höfle, et al. en evaluación). Conviene por tanto, tener en cuenta esta zoonosis en investigaciones sobre aves (Hars, et al. 2001).

Entre los procesos de etiología bacteriana, posiblemente el principal riesgo de zoonosis lo constituye la chlamydiasis. Sin embargo, este problema parece más frecuente en centros de recuperación de aves


de presa, que en especies de interés cinegético (U. Hoefle, com. pers.). La salmonelosis puede aparecer asociada a la producción intensiva de algunas aves, en México se está trabajando con la producción de diferentes especies de aves silvestres para su reproducción y manejo cinegético, esto hace pensar que si no se practica un adecuado manejo sanitario podrían convertirse estas aves en posibles transmisores de esta enfermedad.

Así se podría seguir discutiendo las diferentes enfermedades que afectan a las aves silvestres y su alta o baja peligrosidad, lo que es importante mencionar para este manual es que se debe de tener el monitoreo de las enfermedades que en México puedan tener un potencial de contagio a otras especies en vida libre o domesticas, si el objetivo es la liberación de aves de presa rehabilitadas, hay que cerciorarse de no introducir enfermedades o parásitos, y hacer las pruebas mínimas que exigen las autoridades de sanidad animal en México para el traslado de aves.

Estado sanitario en el que llegan las aves de presa a los CIVS. Los ejemplares recuperados de aves de presa que ingresan a los CIVS, presentan diferentes categoría sanitarias, en todos los casos desconocidas, hasta antes de ser evaluadas, esto implica poner una atención más alta para evitar el contagio entre aves albergadas en estos centros y más aun si se piensa en su integración a vida libre.

Un punto importante en el proceso sanitario de las aves de presa a liberar es la cuarentena, que se lleva a cabo al ingreso de estos ejemplares en los centros de rescate.

Las recomendaciones aquí contenidas deben ser comprendidas como una guía general para el adecuado manejo de una cuarentena, destinadas a enriquecer y sistematizar, aunque nunca sustituir el conocimiento, experiencia y sentido común del veterinario que esté a cargo del manejo. Así como contemplar las adecuaciones pertinentes según el espacio, recursos e infraestructura disponibles, cumpliendo con el objetivo de mantener a los ejemplares en cuarentena.

A nivel sanitario varios factores clave deben ser considerados, por un lado, la identificación de agentes etiológicos propios del nuevo hábitat y por el otro la evaluación de los que pueden ser transportados e introducidos por los animales liberados. Algunos de estos agentes pueden constituir un riesgo para las poblaciones naturales dentro del área de liberación, debido a la posibilidad de introducir enfermedades que afecten negativamente la supervivencia de otras especies, o de la población humana.

Los agentes etiológicos que forman parte de un ecosistema en equilibrio poseen un hábitat propicio, el cual es propio de estos ecosistemas y depende de las condiciones específicas de cada ambiente (temperatura, humedad, presencia de vectores, entre otros). Entre huéspedes y hospedadores se establece un equilibrio que permite la subsistencia de ambos.

Por otra parte se debe realizar la identificación de los factores de mortalidad dentro del ambiente silvestre, tanto naturales como antrópicos y establecer los riesgos potenciales. La cuarentena permite evaluar las condiciones sanitarias de los animales que se piensan liberar, minimizando las posibilidades de incorporación de organismos patógenos no deseados en el área de liberación.

La construcción de las instalaciones y su diseño deben tener como finalidad proporcionar el aislamiento necesario a los ejemplares que ingresen a la cuarentena, de tal forma que se permita el diagnóstico temprano de enfermedades preexistentes y se evite la diseminación de las mismas. En general se suele desconocer la historia sanitaria previa de los ejemplares así como las situaciones de estrés, ya sea por traslados, cambios


de manejo, dietas, entre otros; habitualmente generan un compromiso inmunológico, poniendo en riesgo al animal si éste fuera sometido a nuevos patógenos o bien, exacerbando patologías existentes.

Asimismo, estas instalaciones deben proporcionar protección a los animales que ingresan a la cuarentena, al personal y a la comunidad. El área debe estar separada del acceso público y debe disponer de sistemas de descontaminación e instalaciones para higiene del personal.

Estas instalaciones deben contar con un pasillo central con desagües entre éstas, un vestidor, cuarto de baño, un área de examen físico de los animales y un almacén de alimentos. Y debe al menos estar a 200 metros de otra instalación.

También debe contar con un cercado perimetral con el fin de evitar el ingreso de animales, personas ajenas. No está permitido el ingreso de otros animales que no estén cumpliendo la etapa de cuarentena.

Las instalaciones de la cuarentena poseerán puertas con llave para controlar el acceso.

El ingreso a la cuarentena estará conformado por un sistema de doble puerta, una de las cuales contará con mosquitero. Asimismo, de ser factible, se sumará un sistema de aire a presión para maximizar las medidas tendientes a evitar el ingreso de potenciales vectores, como mosquitos y moscas.

Las dependencias internas para la higiene del personal deben constar de duchas y piletas para el lavado de manos.

Tanto las ventanas como las rejillas deben estar provistas de una cobertura de tela tipo mosquitero.

El personal. El veterinario será el encargado del adecuado funcionamiento y mantenimiento de la cuarentena, junto con la atención y cuidado de los animales presentes en ésta. Éste podrá delegar la aplicación diaria de estas responsabilidades en el cuidador o cuidadores designados y entrenados para este fin. El acceso a la cuarentena estará restringido únicamente a estas personas y los terceros que sean explícitamente autorizados por el veterinario.

Para todo el personal rige la prohibición de comer, beber o fumar dentro de la cuarentena. Asimismo, no se deben almacenar alimentos para uso humano en áreas de trabajo.

El personal debe someterse a las inmunizaciones y análisis serológicos al momento de su ingreso a la Institución y posteriormente a chequeos anuales. Se sugiere vacunación antitetánica, Hepatitis B y control serológico de toxoplasmosis, brucelosis y leptospirosis.

Duración de la cuarentena. Se establecen 30 días como duración estimada promedio de la estadía en la cuarentena. La duración de la cuarentena estará directamente relacionada con las condiciones previas del ejemplar, el estrés que implique su mantenimiento en cautiverio, su alimentación y los resultados del examen clínico, etológico y chequeos sanguíneos.

Mantenimiento de las instalaciones y profilaxis. El equipo utilizado para la limpieza de recintos, alimentación y manipulación de animales, deberá ser utilizado exclusivamente dentro de las instalaciones de la cuarentena.

Se debe contar con los métodos necesarios de descontaminación de los desechos y de los equipos. Los desechos generados en la cuarentena serán transportados en bolsas de color rojo selladas con abrazaderas plásticas.


La limpieza de las instalaciones debe resultar sencilla y no deben existir sitios de difícil acceso. Las paredes, pisos y cielorrasos deben ser resistentes al agua y de fácil fumigación.

Se debe impedir la entrada y salida de animales e insectos, para lo cual todas las penetraciones deben estar selladas. Mensualmente se debe llevar adelante la fumigación para control de insectos y roedores.

Los efluentes líquidos provenientes de los lavabos, drenajes del piso y demás fuentes deben ser descontaminados antes de ser descargados a los desagües sanitarios. Los desagües deben contener trampas llenas con un desinfectante de amplio espectro.

Los afluentes de las duchas y de los baños pueden ser descargados a la cañería sanitaria sin tratamiento.

Ingreso a la cuarentena. Todas las personas que ingresen al edificio deberán cumplir los siguientes pasos que estarán detallados en un instructivo colocado en la entrada:

1. Lavar sus manos.

2. Sumergir su calzado dentro de una esponja humedecida con desinfectante (footbaths, pediluvios).

3. Colocarse guardapolvo y ropa de trabajo pertinente.

Para el lavado de manos se utilizará una solución jabonosa de Gluconato de Clorhexidina al 0,04%, que posee actividad bacteriostática y bactericida de larga acción especialmente sobre la piel (6 horas aproximadamente).

En los pediluvios se utilizarán desinfectantes a base de amonios cuaternarios. Estos baños de calzado serán cambiados diariamente. También se puede utilizar una mezcla de aldehídos, amonios cuaternarios y tensoactivos no iónicos (por ejemplo, Glutasept 0,25%), que permanece estable en solución por 48 horas y pierde muy poca actividad ante la presencia de materia orgánica.

Higiene del personal. Se utilizarán guantes de látex mientras se suministra alimento a los animales y se higienizan los recintos. El personal deberá utilizar un uniforme especialmente dedicado a este fin.

Toda la ropa utilizada durante el mantenimiento de la cuarentena, incluyendo las botas y zapatos deberá permanecer dentro del área de cuarentena.

La indumentaria debe ser lavada con hipoclorito de sodio 0.5% dentro del predio de cuarentena, al menos dos veces por semana. Las botas deben ser higienizadas retirando la suciedad acumulada, luego lavadas con detergente y posteriormente sumergidas en una solución desinfectante.

Limpieza de las jaulas. Los recintos deben ser limpiados diariamente por la mañana, previo a la administración del alimento. Se debe realizar la limpieza utilizando jabón y detergentes efectivos frente a residuos proteicos, luego enjuagar y colocar hipoclorito de sodio 0.5% o rociar con amonios cuaternarios. De utilizarse lavandina, ésta se debe enjuagar adecuadamente para evitar que el animal tenga acceso a residuos tóxicos y además evitar problemas respiratorios que podrían ser causados por éstos.

Una vez a la semana se procederá a realizar una limpieza profunda mediante el uso de una hidrolavadora que incluirá paredes y sitios de difícil acceso.

Para cada recinto se utilizará un set individual de materiales de limpieza (escoba, pala, entre otros), los que se sumergirán en desinfectante después de su uso.


Materiales de alimentación y bebida: Cada animal debe tener dos bandejas de alimentación y agua, que se utilizarán alternativamente. Los comederos y bebederos serán higienizados diariamente. Después de su uso, deben ser lavados con agua y detergente, enjuagados con agua corriente y posteriormente colocados en solución de hipoclorito de sodio al 0.5% durante un mínimo de 12 horas. Cada bandeja puede permanecer en esta solución hasta pocos minutos antes de su utilización y deberá ser correctamente enjuagada con agua corriente antes de ser utilizada.

Material de limpieza. Todo el material de limpieza que entre en contacto directo con los animales o sus restos deberá permanecer dentro de la instalación. Luego de su uso, deberá ser limpiado y desinfectado, quedando posteriormente sumergido en solución de amonios cuaternarios.

Posterior a la salida de un animal de la cuarentena, el recinto deberá ser tratado con hipoclorito de sodio al 0.5% y amonios cuaternarios según corresponda, durante 10 días para poder ser utilizado nuevamente con otro ejemplar.

Manejo y Cuidado de los animales. Los animales mismos pueden presentar riesgos, tanto a nivel sanitario por las patologías que pueden presentar, como por funcionar como posibles reservorios de enfermedades, o bien por poder provocar lesiones por ataques al personal. Por estas razones es que se aconseja que el personal asignado al manejo y cuidado de las especies sea idóneo y posea experiencia en el manejo de estas.

Recinto. Cada recinto estará conformado por dos ambientes, uno interno y otro externo. Las paredes serán de cemento y estarán azulejadas hasta una altura de 1 metro. El suelo será de concreto para facilitar su limpieza.

Alimentación. No es recomendable realizar cambios bruscos de dieta. En el momento de recepción de un animal y previo a su traslado a la cuarentena, se recopilará la información acerca de la dieta que ha recibido hasta ese momento. Ya que el destino último de los animales deberá ser la vida libre, se ofrecerá gradualmente una dieta similar a la natural, a las que existan en la futura área de liberación.

Para lograr esto, se cumplirán los siguientes pasos:

1. Alimentación con una dieta similar a la que consumía anteriormente en su lugar de origen.

2. Transición gradual a una dieta natural.

En el caso de que el animal no logre alimentarse adecuadamente se tratará de establecer una dieta “artificial” adecuada de pendiendo de su especie (carne molida, alimento balanceado, suplemento vitamínico, agua, entre otros).

Los animales deben tener libre acceso a agua potable. Se debe llevar a cabo el análisis de agua de bebida 1 vez cada 2 meses.

Diagnósticos de laboratorio. Es una ayuda importante en el diagnóstico y evolución de un tratamiento en aves de presa.

Constituye un método indirecto de diagnóstico:

La falta de valores de referencia para muchas de las especies que se tratan, pueden suponer una limitación importante a la hora de interpretar los resultados. Igualmente, el significado o trascendencia clínica de la presencia de algunos patógenos o parásitos puede ser complicado y subjetivo.


Examen hematológico. Es una parte importante en la valoración del estado de un ave. Toda ave debería ser examinada, 1) en caso de ave enferma o accidentada, para valorar su estado y 2) en el caso de un ave sana, para establecer valores comparativos o de referencia para la especie. Aunque existen especies en las que no se han establecido dichos valores, el examen y la comparación de los resultados en las distintas fases del tratamiento, permiten conocer la efectividad de éste y la evolución del paciente. Por otro lado, la mayoría de las especies de aves de presa presentan valores de parámetros hematológicos muy similares.

FIGURA 28. OBTENCIÓN DE MUESTRA SANGUÍNEA

El primer paso para el examen hematológico de un ave es la toma de muestras. La sangre puede recogerse de las venas braquial, en la cara interna del ala; metatarsial media, en la cara medial del tarso o yugular (Figura 28). El volumen de sangre que puede perder un ave sin que resulte perjudicial para su salud oscila hasta al 10 % de su volumen sanguíneo total, que representa el 1% de su peso vivo. Por ejemplo, para un ave de 200 gramos el volumen sanguíneo total es de 20 ml y la pérdida que puede tolerar es de 2 ml.

Para hematología debe emplearse EDTA con anticoagulante, ya que otros pueden producir alteraciones importantes en algunos parámetros hematológicos. Para la bioquímica sanguínea se emplea normalmente suero, o en su defecto plasma a partir de sangre heparinizada.

En las aves existen tres diferencias hematológicas fundamentales con respecto a los mamíferos. La primera es la existencia de eritrocitos nucleados y ovales con un considerable tamaño. En segundo lugar, el heterófilo aviar es el homólogo al neutrófilo de los mamíferos y a diferencia de este, presenta gránulos eosinófilos en su citoplasma. Una tercera diferencia importante es la presencia de trombocitos nucleados en vez de plaquetas que son fragmentos de citoplasma y que además de intervenir en la coagulación, presentan una marcada actividad fagocitaria, superando incluso la de heterófilos y monocitos.


Muchas de las técnicas de laboratorio han de modificarse antes de aplicarse en sangre aviar. Sin embargo, las mayores diferencias se establecen a nivel de interpretación de resultados. Las aves pueden clasificarse como heterofilicas, linfocíticas o heterófilo-linfocíticas, según el predominio de uno u otro tipo de leucocitos. Existe un cuarto grupo donde se están encuadrando muchas especies de aves silvestres, entre ellas las aves de presa, que son las aves eosinofilicas. Este grupo recoge aquellas especies en las que predomina el heterófilo sobre cualquier otro leucocito, se dan recuentos altos de eosinófilos de forma fisiológica, es decir, sin que estén ligados a ningún proceso patológico.

Mientras el examen hematológico nos da una idea del estado general de un ave y es particularmente útil en la detección y definición de enfermedades infecciosas, mediante el análisis bioquímico del plasma o suero se determina que órganos y en que grado están afectados, es decir, valorar la funcionalidad de los principales órganos. Igualmente, el estudio de los parámetros bioquímicos permite conocer la evolución del paciente.

Desde hace algunos años se están publicando valores de referencia para hematología y bioquímica sanguínea de multitud de especies (Hernández, et al. 1990). La mayoría de los parámetros pueden ser determinados mediante técnicas empleadas en mamíferos.

Algunos tienen poco valor cuando se interpretan de forma aislada, ya que pueden presentar amplios rangos de variación. Una precaución importante a la hora de la interpretación es la consideración de las circunstancias fisiológicas del ave, el método y la técnica de laboratorio empleadas. Algunos parámetros pueden determinarse por métodos diferentes y dentro de un mismo método puede haber diferentes condiciones de trabajo.

Todo ello no hace más que sumar variabilidad al parámetro determinado. Dos conceptos son importantes a la hora de valorar la utilidad de un parámetro bioquímico: su especificidad y su sensibilidad.

Un parámetro sensible es aquel que con pequeñas alteraciones se ve modificado, mientras un parámetro específico es el que varía sólo con alteraciones de un órgano particular.

Diagnóstico parasitológico. Son, en principio, las mismas técnicas que se emplean en animales domésticos o de producción. La patogenicidad de muchos parásitos en aves de presa es aún desconocida. En la mayoría de los casos es baja, estableciéndose un equilibrio hospedador-parasito. Sin embargo, al someter al ave a un estrés grande por el accidente, la cautividad o los cambios en la alimentación, actividad, entre otros, dicha patogenicidad puede verse exacerbada. Es por ello aconsejable la desparasitación rutinaria de todos los ejemplares y el control periódico de los diferentes individuos durante su permanencia en cautividad.

El método de diagnóstico de las parasitemias depende del parásito buscado. Para el diagnóstico de ectoparásitos es suficiente una inspección macroscópica de la superficie corporal y la identificación de los parásitos encontrados a pocos aumentos. Existen centenares de especies de endoparásitos, en especial de nemátodos. Para su diagnóstico es necesario el aislamiento de formas adultas o reproductoras en heces, siendo la metodología igual a la empleada en mamíferos. No es necesario en ocasiones una identificación a nivel específico, ya que determinar el tipo de parásito es suficiente para un tratamiento. El nematodo más frecuente y patógeno es Capillaria spp., responsable de cuadros de diarreas crónicas y pérdidas de peso y condición, es también frecuente la presencia de Ascaridia spp., Dispharinx spp. y Tetrameres spp.


Las parasitemias sanguíneas son también frecuentes, afectando en ocasiones hasta al 20% de las aves de presa, aunque no se consideren parásitos patógenos y no requieran tratamiento.

Los hemoparásitos más frecuentes son los géneros Leucocylozoon y Haemoproreus, suponiendo más del 95 % de los encontrados. Existen protozoos de patogenicidad conocida para las aves; entre ellos el más frecuente es Trichomonas spp., que causa vómitos crónicos y es responsable de cuadros de pérdida de peso. Las lesiones típicas de tricomoniasis aparecen en la orofaringe, en forma de placas blanquecinas, en ocasiones de considerable tamaño. Muestras obtenidas por raspado revelan la presencia de protozoos flagelados con núcleo bien definido y una membrana ondulante.

El examen citológico, tanto de lesiones y fluidos como de órganos en el examen postmortem, aporta valiosa y rápida información para el diagnóstico (Figuras 29 y 30).

FIGURA 29. ECTOPARÁSITOS FIGURA 30. ECTOPARÁSITO CRASPEDORHYNCHUS SPP. Cuclotogaster heterographa (PIOJO)

El examen microbiológico es fundamental para el control sanitario de las aves que ingresen y las que se mantienen en cautividad.

Al igual que con los parásitos, la patogenia de algunos microorganismos no está suficientemente clara. Igualmente, muchos de ellos actúan como patógenos secundarios y su patogenicidad se ve exacerbada con factores como el estrés, que provocan una disminución de las defensas locales y generales.

Existen tres razones fundamentales que justifican el empleo de la microbiología en la clínica de aves de forma rutinaria:

1. La mayoría de las infecciones son asintomáticas en sus primeros estadios.

2. Una misma lesión puede estar causada por microorganismos muy diferentes, con aproximaciones terapéuticas diferentes.

3. El mismo organismo puede mostrar sensibilidades diferentes al mismo fármaco y muchos microorganismos patógenos pueden estar presentes como parte de la flora normal sin causar patología.

El examen microbiológico consta del aislamiento e identificación del agente y las pruebas de sensibilidad (antibiograma). El método más sencillo es el GRAM, el cual se utiliza en el estudio de fluidos, secreciones, órganos o lesiones. La información básica que proporciona permite saber si hay


bacterias y hongos, el tipo de bacterias presentes y su número, es también útil para controlar la evolución del paciente y la respuesta al tratamiento.

La mayoría de las floras del organismo aviar son GRAM positivas, con la excepción de la flora digestiva de las aves de presa, en las que hay una predominancia de flora GRAM negativa, en especial coliformes. Normalmente, en el control rutinario se examina la flora digestiva y la respiratoria. La flora respiratoria es GRAM positiva, por lo que cualquier GRAM negativa aislada puede ser patógeno. Las muestras del sistema respiratorio se pueden tomar de la tráquea, de la glotis o en las coanas, en el techo del paladar. Las muestras del sistema digestivo pueden tomarse de las heces directamente o bien de la cloaca.

Así mismo, es importante el estudio de las diferentes floras de las aves de presa por la existencia de muchas enfermedades crónicas subclínicas y de individuos que actúan como portadores, diseminando las enfermedades. El ejemplo más ilustrativo es el de la Salmonella. En principio se puede encontrar con cierta frecuencia como parte de la flora digestiva normal de muchas aves de presa. En tal caso no produce patología, porque los restantes microorganismos intestinales limitan su proliferación; sin embargo, son eliminadas periódicamente con las heces, diseminando la enfermedad y contagiando a las aves con las que tienen contacto. Al someter a un cierto grado de estrés al ave o a cambios de alimentación, se favorece su proliferación. Como patógeno pueden producir cuadros agudos o crónicos, y la sintomatología es muy variada y diversa, desde diarreas a síntomas neurológicos.

La detección de estos portadores sólo es posible con el cultivo periódico de las heces de estas aves, ya que en el estado de portador no se eliminan de forma continua. Y es una enfermedad igualmente delicada, porque es zoonosis.

En lo que respecta a las zoonosis, las aves silvestres son portadoras en ocasiones de enfermedades que pueden afectar al hombre. Esto es particularmente importante en el caso de aves destinadas a educación ambiental, en las que el control sanitario debe ser muy estricto.

En cuanto a la terapéutica de las enfermedades infecciosas de aves silvestres, y en particular de aves de presa, es siempre aconsejable determinar el espectro de sensibilidad del microorganismo a los diferentes fármacos.

Normas generales para la toma y envió de muestras. Para la adecuada recolección, conservación y envío de las muestras, es indispensable tener presentes las siguientes normas:

1. Toda muestra debe ser remitida con su historia clínica completa y perfectamente identificada.

2. Las muestras ideales se obtienen de animales vivos en distintos estadios de la enfermedad. Si es necesaria la necropsia, ésta debe guardar un orden y metodología adecuados; además, debe realizarse en el menor tiempo posible después de la muerte del animal (dentro de la 1ª hora).

3. Las muestras para estudios bacteriológicos deben tomarse antes de la administración de medicamentos y empleando siempre material estéril. Para evitar que la muestra se seque y lograr una adecuada conservación, en algunos casos es necesario utilizar medios de transporte.

4. Para la recolección de cualquier otro tipo de muestra, utilizar material limpio y seco.

5. Los envases utilizados para el envío de muestras deben ser en lo posible irrompibles, herméticos y de dimensiones adecuadas. Las precauciones a considerar varían con la clase de muestra, temperatura


ambiente, transporte y duración del viaje; en líneas generales, el tiempo entre la obtención de la muestra y su llegada al laboratorio no debe extenderse más de 24 horas.

Identificación de las muestras. Es de primordial importancia para el laboratorio y debe estar acompañada de la siguiente información:

1. Nombre, dirección, E-mail, teléfono y fax del médico veterinario.

2. Nombre, dirección, E-mail, teléfono y fax del propietario.

3. Nombre de la explotación pecuaria (en su caso).

4. Ubicación: País, Estado, Municipio y localidad.

5. Especie, raza, sexo, edad e identificación o nombre del animal o animales.

6. Número de animales en el Centro.

7. Porcentaje de morbilidad (enfermos) y mortalidad (muertos), si existiera estos casos.

8. Sintomatología.

9. Tiempo de evolución de la enfermedad.

10. Tratamiento efectuado.

11. Vacunas aplicadas (tipo y fechas).

12. En caso de necropsia, descripción de hallazgos o lesiones macro.

13. Tipo de muestra, fecha y hora de la toma.

14. Sistema de conservación utilizado.

15. Diagnóstico presuntivo.

16. Observaciones.

Sangre:

1. Sangre entera con anticoagulante. Refrigerada entre +4 y +8ºC, debe llegar al laboratorio antes de las 24 horas tras su extracción.

2. Proteger los tubos frente a los golpes.

3. Para cultivos bacterianos: EDTA o Heparina.

4. Para cultivo de linfocitos (viremias, tuberculosis): Heparina.

5. Para hemoparásitos: cualquier anticoagulante o directamente frotis fino de sangre sobre portaobjetos de vidrio.


Suero:

1. En tubos sin anticoagulante. No precisan refrigeración si van a llegar al laboratorio en 24 horas tras extracción. Si necesita conservarlos varios días (sueros pareados), se puede congelar el suero limpio tras retirar el coágulo. Nunca congelar los sueros con coágulo.

2. Proteger los tubos frente a los golpes.

3. Para maximizar el volumen de suero, una vez extraída la sangre, dejar el tubo inclinado o invertido a temperatura ambiente unos 30 minutos.

Heces:

1. Para análisis coprológico: No precisa refrigeración. No congelar. Emplear un recipiente hermético, bolsa o frasco. Recoger directamente del recto con guante o bolsa de plástico.

2. Para cultivos bacteriológicos: Refrigeradas, no congeladas, envío en el menor tiempo posible.

3. Utilizar un hisopo rectal con medio de transporte.

Raspados cutáneos:

1. Enviar en frascos o tubos estériles.

2. Para diagnóstico de ectoparásitos, infecciones bacterianas o fúngicas, no precisan refrigeración.

3. Limpiar y lavar la piel con jabón.

4. Raspar suavemente con una hoja estéril de bisturí los bordes del área afectada tomando pelo y piel y profundizando hasta que sangre. En caso de infecciones bacterianas puede tomar la muestra con un hisopo.

Hisopos o escobillones:

1. No precisan refrigeración. Deben de llevar medio de transporte tipo AMIES o STUART. Se recomienda enviar el mismo día al laboratorio, pero si ha de conservarlos, no olvide refrigerarlos.

2. En animales vivos permiten recoger muestras de exudados con alto contenido en células en las cavidades nasal, traqueo-bronquial, cloacal, conjuntival. Introducir el hisopo profundamente en la cavidad y frotar suavemente contra las paredes haciéndolo girar sobre sí mismo (Figura 31).

3. Evitar arrastra mucus traqueo-bronquial. En hisopos oculares frotar suavemente el fondo de saco conjuntival.


FIGURA 31. EJEMPLO DE TOMA DE MUESTRA CON HISOPO

4. En cadáveres de necropsia, pueden tomarse hisopos de órganos.

Órganos procedentes de necropsia:

1. Precisan refrigeración. No congelar si se solicita análisis bacteriológico. Pueden congelarse si sólo se solicita Inmunocitoquímica.

2. Hacer la necropsia inmediatamente tras la muerte o máximo 2 horas después.

3. Guarde las mayores condiciones de asepsia posibles.

4. Enviar órganos afectados enteros o trozos grandes con zonas afectadas y no afectadas, cada uno en un recipiente o bolsa independiente. El intestino se debe ligar en los extremos para evitar pérdidas de contenido y contaminaciones.

5. Asegúrese de introducir cada órgano en un recipiente o bolsa hermética.

Enfermedades de campaña en México para aves:

La página electrónica del Servicio Nacional de Sanidad Inocuidad y Calidad Agroalimentaria (Senasica), en México, menciona que La Dirección de Campañas es la encargada de establecer el conjunto de medidas y acciones sanitarias que se realizan para prevenir, detectar, combatir, confinar o erradicar (en su caso) enfermedades o plagas que afectan o pueden afectar a los animales de interés económico en el país, o de áreas geográficas delimitadas, según la enfermedad de que se trate, con el firme objetivo de evitar que causen daños y pérdidas a la ganadería nacional y a los productores pecuarios (http://www.senasica.gob.mx).

La liberación de aves de presa debe respetar estas medidas en todo sentido evitando introducir ejemplares que pudieran ser portadores de enfermedades tales como, Newcastle, Salmonelosis aviar e Influenza aviar, por lo que estas enfermedades se encuentran bajo un esquema de campaña zoosanitaria.


Salmonela aviar. La Tifoidea Aviar, es una enfermedad bacteriana producida por Salmonella gallinarum y a la que se le conoce con el nombre de Salmonelosis Aviar, enfermedad altamente contagiosa, que afecta tanto a aves jóvenes como adultas, produciendo mortalidad, disminución en la producción de huevo, baja incubabilidad, gastos en tratamientos, vacunación y pérdidas económicas importantes para la avicultura nacional.

La Campaña contra la Salmonelosis Aviar, tiene el firme propósito de impulsar la producción de huevo y carne de ave, así como el de mejorar la calidad sanitaria de los productos de origen avícola, siendo indispensable el establecimiento de un control estricto sobre esta enfermedad, con la tendencia a su erradicación del territorio nacional, (México fue declarado el 17 de mayo de 2002, como país libre de Salmonella pullorum), permitiendo así que la avicultura nacional se desarrolle en condiciones sanitarias favorables para el país.

La enfermedad de pollorum, (S. pullorum) y tifoidea aviar (S. gallinarum), son dos enfermedades clásicas y distintivas de las aves de corral que han recibido una considerable atención debido a su impacto económico. Las aves silvestres han sido infectadas con pollorum y tifoidea aviar, pero las aves silvestres son mayormente infectadas por variantes de la salmonella que esta colectivamente referida como una forma paratifoide, de las cuales S. typhimurium es su representante prominente. Las formas paratifoides constituyen la gran mayoría de las salmonelas, y se han convertido en la causa más común de enfermedad y muerte en aves silvestres (Friend, et al. 1999).

La Norma Oficial Mexicana NOM-005-ZOO-1993 Campaña Nacional Contra la Salmonelosis Aviar, menciona que para el diagnostico se debe considerar lo siguiente:

Para fines de la Campaña, las muestras deben ser remitidas a los laboratorios oficiales o aprobados por la Secretaría.

Las pruebas oficiales para la Campaña son:

1. Aglutinación rápida en placa con sangre completa; y

2. Prueba bacteriológica para el aislamiento e identificación de S. pullorum y S. gallinarum.

Para el aislamiento e identificación de S. pullorum y S. gallinarum, las muestras deben ser:

De aves de ornato, canoras y silvestres sembrar a partir de:

1. Hisopos cloacales y/o hisopos con heces frescas.

2. De aves de ornato, canoras y silvestres muertas sembrar a partir de:

1. Hígado

2. Bazo

3. Vesícula biliar

4. Ovarios

5. Médula ósea


Las aves y otras muestras enviadas al laboratorio deben ser trabajadas en grupos de 10. Se realizarán tres pases para el aislamiento de S. pullorum y S. gallinarum, a efecto de determinar cuando un caso es positivo o negativo.

La forma de envío de muestras al laboratorio oficial o aprobado por la Secretaría, se realizará de la siguiente manera:

Los órganos completos se enviarán en frascos o bolsas estériles y en refrigeración (4°C) y en un plazo máximo de 48 horas posteriores a su toma.

Las aves vivas se deben enviar en jaulas o cajas adecuadas para su transporte.

Los hisopos se enviarán en recipientes estériles herméticamente cerrados, en un plazo máximo de 48 horas después de haber sido recolectados. Se utilizará agua peptonada o cualquier otro medio de transporte requerido por el laboratorio al que se remita la muestra y deberán conservarse en refrigeración a 4°C.

Medios de cultivo requeridos para el aislamiento de S. pullorum y S. gallinarum.

1. Medios selectivos de enriquecimiento:

Caldo tetrationato con verde brillante

Caldo tetrationato con solución yodurada

Caldo selenito

2. Medios de cultivo:

Agar MacConkey

Agar verde brillante

3. Medios para bioquímica:

TSI

LIA

SIM

Urea

Citrato de Simmons

4. Medios para bioquímica complementarios:

Caldo malonato

Glucosa

Sacarosa

Lactosa


Dulcitol

Maltosa

5. Antisueros requeridos para serotipificación:

Antisuero Polivalente AI-vi

Antisuero somático “O” Grupo D

Método para el aislamiento de S. pullorum y S. gallinarum, muestra:

Caldo de enriquecimiento selectivo 1:10 muestra-caldo y/o Inocular en medios sólidos selectivos incubar 24 horas a 37°C. En caso de ser negativo el crecimiento a Salmonella sp., resembrar a las 48 y 72 horas antes de desechar el medio líquido.

Inocular colonias sospechosas a medios para bioquímica incubar 24 horas a 37°C.

Serotipificación

Prueba serológica

Para la realización de la prueba se utilizará antígeno K Polivalente, la cual se considerará como prueba complementaria a la bacteriológica.

La APSP se considera positiva, si la aglutinación es suave o fuerte, que deberá aparecer entre los cero y noventa segundos, después de realizar la mezcla sangre-antígeno.

La APSP se considera sospechosa si la aglutinación aparece entre 90 y 120 segundos, después de realizada la mezcla sangre-antígeno.

La APSP se considera negativa, si la aglutinación aparece después de 120 segundos de realizada la mezcla sangre-antígeno.

La realización de las pruebas bacteriológicas será responsabilidad del laboratorio aprobado y las pruebas serológicas corresponden tanto al Médico Veterinario aprobado en el área, como al laboratorio aprobado. NOM-005-ZOO-1993.

Enfermedad de Newcastle. La Enfermedad de Newcastle (ENC), es una enfermedad viral, contagiosa y letal que afecta a las aves domésticas y silvestres, causando alta morbilidad y mortalidad en las mismas, se divide por su grado de patogenicidad y virulencia en cepas lentogénicas (baja patogenicidad), mesogénicas (moderada patogenicidad) y velogénicas (alta patogenicidad), representado estas dos últimas, un serio problema sanitario y de comercialización para la avicultura nacional.

La Campaña contra la Enfermedad de Newcastle (presentación velogénica), tiene el firme propósito de impulsar la producción de huevo y carne de ave, así como el de mejorar la calidad sanitaria de los productos de origen avícola, siendo indispensable el establecimiento de un control estricto sobre esta enfermedad, con la tendencia a su erradicación del Territorio Nacional, permitiendo así que la avicultura nacional se desarrolle en condiciones sanitarias favorables para el país.


La enfermedad de Newcastle es capaz de infectar a una gran variedad de especies aviares, además de la avicultura comercial, mas de 230 especies con más de los 50 órdenes de aves se ha encontrado que son susceptibles a las infecciones naturales o experimentales con paramixovirus aviar, las infecciones experimentales son los patos expuestos a grandes cantidades de una forma muy virulenta del virus del Newcastle, para pollos descubrió que los juveniles eran más susceptibles que los adultos y esta mortalidad de 6 días de edad era superior que en el de 1 y 3 días de edad.

Sin embargo, una enfermedad de gran potencia y muerte de este virus en aves silvestres solo ha ocurrido en el cormorán de doble cresta en Canadá y los estados unidos. Pelicanos blancos, gaviotas pico anillado y gaviotas de california también se han reportado muertas por este virus, en asociación con las mortalidades en Canadá de cormoranes.

La Norma Oficial Mexicana NOM-013-Z00-1994 Campaña Nacional Contra la Enfermedad de Newcastle Presentación Velogénica, menciona que para el diagnostico se debe considerar lo siguiente:

Para fines de la Campaña, las muestras deben ser remitidas a los laboratorios aprobados por la Secretaría.

La prueba diagnóstica oficial para la Campaña, es el aislamiento viral e identificación de cepas velogénicas de la ENC.

Para el aislamiento e identificación del virus de la ENC, las muestras deberán ser:

1. Tráquea

2. Pulmón

3. Bazo

4. Encéfalo

Para el aislamiento e identificación del virus de la ENC, en aves de combate, ornato, canoras y silvestres, las muestras deberán ser tomadas a partir de los hisopos cloacales y/o hisopos faríngeos y/o heces frescas y/o de los órganos mencionados en el punto anterior.

Forma de envío de muestras al laboratorio aprobado por la Secretaría.

Los órganos y/o heces frescas, se enviarán en frascos o bolsas estériles, en congelación y en un plazo máximo de 48 horas posteriores a su obtención; los hisopos, se enviarán según lo requerido por el laboratorio aprobado por la Secretaría.

Técnica para llevar a cabo el aislamiento del virus de la ENC e interpretación de la misma.

Cuando se trate de órganos, se deberá cortar el tejido en trozos pequeños con tijeras estériles y homogeneizar con un triturador de tejidos tipo Tenbroeck o con un mortero, utilizando caldo triptosa fosfatado a una concentración de peso/volumen.

Cuando se trate de hisopos o heces, se les deberá añadir caldo triptosa fosfatado a una concentración de peso/volumen.

Posteriormente, para cualquiera de los tres tipos de muestras antes señalados, se someterán al procedimiento siguiente:


1. Centrifugar a 2500 rpm. Durante 20 minutos; decantar y filtrar por membrana millipore de 0.45 I;

2. Inocular cinco embriones de 9 a 11 días de edad con 0.2 ml del sobrenadante por vía amnioalantoidea;

3. Examinar los embriones con un ovoscopio por lo menos cada 24 horas.

Los embriones que mueran en 24 horas se consideran muertos por traumatismo.

Generalmente el virus de la ENC mata a los embriones entre los dos y siete días post-inoculación, por lo que todos los embriones que mueran después de las 24 horas, deberán conservarse en refrigeración a 4°C para pruebas posteriores.

El fluido amnio-alantaoideo de los embriones muertos, tiene niveles suficientes de hemoaglutininas para producir la aglutinación de eritrocitos de pollo. Esta propiedad provee una base conveniente y sencilla para la identificación del virus mediante la aglutinación en placa y la inhibición de la hemoaglutinación por un suero monoespecífico.

4. Obtener fluido amnio-alantoideo de cada embrión muerto utilizando una jeringa para tuberculina.

5. Colocar 0.050 a 0.100 ml de fluido en tres sitios diferentes sobre una placa de vidrio.

6. La primera gota será únicamente fluido amnio-alantoideo, a la segunda añadir un volumen igual de suero negativo y a la tercera antisuero contra el virus de la ENC (suero positivo), mezclar bien utilizando palillos de madera diferentes para cada gota e incubar de tres a cinco minutos a temperatura ambiente.

7. Añadir a cada una de las suspensiones 0.050 a 0.100 ml de eritrocitos lavados de pollo al 5 %, mezclar con palillos. Mover la placa suavemente por 10 a 15 segundos y observar si hay hemoaglutinación. Los casos positivos hemoaglutinan rápidamente.

8. Si la muestra es positiva se observará hemoaglutinación en la suspensión de fluido más eritrocitos y en la de fluido más suero negativo más eritrocitos y además se presentará una inhibición de la hemoaglutinación en el fluido más suero contra ENV más eritrocitos, como se representa en la siguiente tabla:

TABLA 10. AGLUTINACIÓN DE ERITROCITOS POR TIPO DE MUESTRAMezcla Aglutinacion de eritrocitos

Fluido problema + eritrocitos Positiva o negativa

Fluido problema + suero contra ENC + eritrocitos Positiva o negativa

Virus de ENC conocido + eritrocitos Positivo

Virus de ENC conocido + suerocontra ENC + eritrocitos

Negativo

Los embriones muertos después de las 24 horas se ponen en refrigeración mínimo 30 minutos, para una obtención más fácil del fluido alantoideo libre de eritrocitos que puedan alterar la lectura de la reacción.

Posteriormente, se examina únicamente el fluido amnio-alantoideo de color claro o ligeramente rojizo. Si se utilizan fluidos hemolizados o contaminados se pueden presentar reacciones falsas-positivas.


El virus de la ENC es un contaminante en el laboratorio, por lo tanto se deberán tomar precauciones para evitar la contaminación de las muestras en proceso.

Caracterización de cepas del virus de la ENC.

La técnica para determinar el tiempo de Mortalidad Media de la Dosis Letal Mínima en Embrión de Pollo, se realizará de la siguiente forma:

1. Diluir el fluido alantoideo problema en caldo triptosa fosfatado, realizando diluciones desde 10-1 hasta 10-10

2. Utilizar las últimas cinco diluciones 10-6 a 10-10

3. Inocular a diez embriones de 9 a 11 días de edad por cada dilución, con 0.02 ml por embrión vía cavidad alantoidea. Cinco embriones se inocularán a la hora X y ocho horas más tarde los otros cinco, lo cual representa la hora Y;

4. Registrar la mortalidad embrionaria durante un periodo de incubación de 128 horas. Los embriones muertos dentro de las primeras 24 horas no se considerarán para el cálculo del tiempo de mortalidad embrionaria; y

5. Anotar la identificación de los embriones que mueren separando los grupos de la hora X y la hora Y. Para el cálculo del tiempo de mortalidad embrionaria, se empleará la siguiente fórmula:

TME=(NEX) (X) + (NEY) (Y) + ETC

NEM

En donde:

TME= Tiempo de mortalidad embrionaria

NEX= Número de embriones muertos a la hora X

X= Hora X

NEY= Número de embriones muertos a la hora Y

Y= Hora Y

ETC= Se aplica el mismo procedimiento para las diluciones restantes

NEM= Número total de embriones muertos

Influenza. La Influenza Aviar es una infección viral de las aves, que se encuentra en casi todo el mundo, principalmente en las aves acuáticas migratorias consideradas como reservorios, es causada por un virus


tipo A, perteneciente a la familia Orthomixoviridae, que se clasifica según sus proteínas de superficie denominadas: Hemoaglutinina (H) y Neuroaminidasa (N), existen 16 diferentes H y 9 N, de la combinación de estas resultan 144 subtipos diferentes.

Todos los subtipos del virus normalmente son de baja patogenicidad (IABP), que causan una infección que puede ser inaparente o una enfermedad leve; sin embargo, pueden mutar hacia alta patogenicidad produciendo una grave enfermedad con alta mortalidad en aves domésticas. Sólo los subtipos con H5 y H7 se han relacionado con brotes de alta patogenicidad (IAAP).

En México se detectó por primera vez el virus de la IABP en mayo de 1994, en granjas comerciales de 11 entidades del país, éste mutó hacia IAAP en diciembre de 1994, causando un grave daño en los estados de Puebla y Querétaro; el brote fue rápidamente controlado y erradicado el virus de la IAAP en junio de 1995 por el Dispositivo Nacional de Emergencia de Sanidad Animal (Dinesa), de la Secretaría, en donde participaron los gobiernos de ambos estados y los avicultores organizados de todo el país. Este brote tuvo un costo de 49 millones de dólares norteamericanos. La IAAP en México fue exclusivamente de las aves domésticas y no afectó a otras especies incluyendo el humano.

Actualmente se opera una Campaña Nacional contra la influenza aviar, NOM-044-ZOO-1995, publicada en el Diario Oficial de la Federación el 16 agosto de 1996.

La NORMA Oficial Mexicana NOM-044-ZOO-1995, Campaña Nacional contra la Influenza Aviar, menciona que para el diagnóstico se debe considerar lo siguiente:

Diagnóstico clínico. Puede sospecharse de una infección por virus de IAAP en cualquier parvada, cuando las muertes repentinas siguen a una severa depresión e inapetencia y en ponedoras, además, puede haber una caída drástica de la producción de huevo. La presencia de edema en cabeza o con cresta y barbillas inflamadas y cianóticas con hemorragias petequiales en tarsos, piel y membranas internas, aumenta la posibilidad de que la enfermedad sea originada por un virus de la IAAP.

Diagnóstico de laboratorio. Las muestras colectadas deben enviarse a los laboratorios de CPA, CENASA o a los laboratorios aprobados por la Secretaría, en los que se practican las técnicas de serología y aislamiento viral de I.A. y están obligados a informar a la Dirección en forma inmediata cuando se detecte serología positiva y/o aislamiento viral.

El diagnóstico será confirmado mediante las pruebas de inhibición de la hemoaglutinación (HI), así como de precipitación en gel de agar (PAG), utilizando exclusivamente las técnicas y los reactivos de diagnóstico autorizados por la Secretaría.

La prueba de PAG se interpretará como positiva cuando aparezca una línea de precipitado entre el pocillo que contiene el antígeno y el suero problema, considerando que esta banda deberá mostrar identidad con el antisuero control positivo, es decir, no mostrar cruzamiento.

En la prueba de HI se utilizarán 4 unidades hemoaglutinantes y serán positivos todos los sueros que produzcan inhibición de la hemaglutinación franca de la dilución 1:10 y continuando las diluciones en logaritmo base dos 1/10, 1/20, 1/40, 1/80. Los sueros con títulos sospechosos se deberán remuestrear de 14 a 21 días posteriores al primer muestreo, en el caso de que las aves no se hayan sacrificado.


La tipificación del virus de la IA podrá realizarse en un laboratorio oficial o aprobado. Las pruebas de patogenicidad sólo se realizarán en el Laboratorio de Alta Seguridad de la CPA o el laboratorio que autorice la Dirección.

El diagnóstico depende del aislamiento e identificación del virus, obtenido de los órganos por medio de hisopos traqueales o cloacales, así como de órganos internos. Los hisopos secos se introducen a los órganos y se depositan en tubos con medio de conservación, para enviarse al laboratorio. El virus puede ser fácilmente aislado por medio de la inoculación de fluidos, moliendas de tejidos o de los hisopos a huevos embrionados de 9 a 11 días de edad. El líquido alantoideo de embriones muertos, 2 a 3 días después de la inoculación manifiesta una actividad de hemaglutinación que no es inhibida por el antisuero de Newcastle.

Una suspensión de tejidos preparados de membranas corioalantoideas de huevos positivos a la hemaglutinación puede dar como resultado la formación de una línea en la prueba de precipitación en gel agar, cuando son probados con cualquier antisuero preparado contra cualquier virus tipo “A”.

Si un subtipo específico como el H5 está causando la enfermedad en la zona, un antisuero preparado contra H5 puede ser utilizado para la prueba de inhibición de la hemaglutinación para identificar el virus como un subtipo H5.

Las muestras enviadas al laboratorio deberán mantenerse refrigeradas al igual que los hisopos traqueales o cloacales que deberán sumergirse en un caldo infusión de cerebro-corazón. Además, deberán ir acompañadas de la historia clínica, datos de la explotación (nombre, ubicación, tipo de explotación, número de aves, edades, entre otros), y de las lesiones macroscópicas, incluyendo cualquier información epizootiológica como nuevas adquisiciones en la parvada, problemas respiratorios en otras granjas, u otro.

El virus puede ser aislado de hisopos traqueales o cloacales, de macerado de pulmones, bazo, riñones y otros tejidos; sin embargo, no es raro que de muchas de estas muestras no se puede aislar el virus. Los huevos embrionados de 9 a 11 días son inoculados con las muestras de los hisopos o a partir de los tejidos diluidos en un diluyente para virus, como es la infusión de cerebro y corazón. El caldo contendrá las concentraciones adecuadas de antibióticos y agentes antifungales o ser esterilizado por filtración, para evitar que mueran los embriones por contaminación bacteriana o micótica. Los virus generalmente matan a los embriones entre las 24 y 72 horas y puede ser cosechado un líquido alantoideo que aglutina a los eritrocitos.

Si la actividad de la hemaglutinación no es inhibida por el antisuero específico para la enfermedad del Newcastle, se puede cosechar la membrana corioalantoidea de los huevos embrionados que resultaron positivos a la hemaglutinación y se puede preparar un antígeno semipurificado para utilizarlo en la prueba de precipitación en gel de agar contra un antisuero preparado de un virus conocido de la influenza tipo “A”.

Posteriormente, se puede determinar el subtipo utilizando una batería de antisueros específicos contra cada una de las hemaglutininas conocidas en la prueba de inhibición de la hemaglutinación; de la misma manera se pueden determinar los antígenos de neuraminidasa utilizando la inhibición de la neuraminidasa.

El jefe de laboratorio de diagnóstico aprobado por la Campaña, así como por el jefe de Campaña Estatal y/o aquel que se haya designado como responsable de la misma en la región, deberá reportar los resultados diagnósticos al personal responsable en el Estado y a la Secretaría, en caso de confirmarse la presencia de la A por serología positiva o aislamiento viral.

Diagnóstico diferencial. La IAAP puede ser fácilmente confundida con la enfermedad de Newcastle velogénica viscerotrópica. Los signos de la enfermedad y las lesiones postmortem son similares. Ambos


virus se replican fácilmente en huevos embrionados y aglutinan eritrocitos. La prueba de inhibición de hemaglutinación con antisuero de la enfermedad de Newcastle, es una prueba rápida y confiable para descartar a la enfermedad de Newcastle, a menos de que exista una mezcla de ambos virus.

La IAAP debe de ser cuidadosamente diferenciada de otras enfermedades de las aves, además de la enfermedad de Newcastle, otras infecciones por paramyxovirus, micoplasmosis, clamidiasis y cólera aviar.

Debido a que el virus de la IA es de notificación obligatoria a la Secretaría, es esencial su confirmación por aislamiento viral y pruebas de patogenicidad.

No se puede efectuar un diagnóstico definitivo en base a los signos de la enfermedad o lesiones, sin la evidencia serológica y/o el aislamiento e identificación del virus. Sin embargo, en una zona donde la enfermedad producida por un virus de la IAAP es enzoótica, puede efectuarse un diagnóstico presuntivo en base a la historia, los signos y lesiones macroscópicas de la parvada. La virulencia de los virus de la IA no está asociada con su designación “H” o “N” y tales pruebas no son un requisito antes de hacer el diagnóstico de un virus de la IAAP.

La identificación de los antígenos “H” y “N” del virus son de utilidad en las investigaciones epizootiológicas de los brotes de la enfermedad. Las tipificaciones pueden efectuarse en el Laboratorio de Alta Seguridad de la Comisión México-Estados Unidos para la Prevención de la Fiebre Aftosa y otras Enfermedades Exóticas (CPA) o en otros laboratorios de referencia de la Organización Mundial de la Salud.

5.6. ALIMENTACIÓN

PORFIRIO SILVA ROJAS Y BERNARDO MANRIQUE NOBARA

Como en cualquier especie, la nutrición es un aspecto clave para mantener la salud de las aves de presa, y en su caso, para recuperar la misma en un proceso de rehabilitación ya sea parcial o integral, para su mantenimiento en cautiverio o para su reliberación. La longevidad, la buena condición física, la habilidad de caza, el éxito reproductivo, la resistencia a enfermedades infecciosas, son resultado en buena medida de la nutrición adecuada.

Desafortunadamente, existe muy escasa información científica sobre las necesidades nutricionales de este grupo de aves, por lo que, en principio, la dieta debe ser balanceada tomando en cuenta lo que cada especie en particular obtiene como alimento en sus hábitat naturales: insectos, roedores, lagomorfos, reptiles, aves pequeñas y medianas, entre muchos otros, constituyen las presas más usuales para las aves de presa más conocidas en nuestro país. El ideal es lograr ofrecer alimentos similares a éstas, y en la mayor variedad posible, pues ello resultará en una mayor disponibilidad de todos los nutrientes importantes para su adecuado desempeño metabólico, aunque esto no significa que hay que tratar de reproducir las dietas naturales de las aves, pues tal cosa es imposible.

Por todo lo anterior, la nutrición en aves de presa es una actividad bastante empírica, que depende aún de la experiencia y la capacidad de observación y análisis del comportamiento de los animales por sus rehabilitadores y de su creatividad para balancear sus dietas.


La tarea no es nada fácil, pues intervienen muchos factores como la disponibilidad del alimento, su costo, procedencia, calidad sanitaria, calidad nutricional, dificultad para su conservación y manejo, entre otros. También hay factores que influyen, como la cantidad de alimento necesario para un ejemplar, sus necesidades específicas de ciertos nutrimentos, sean aminoácidos, vitaminas, minerales y lípidos. Así, la edad, el manejo del animal, su función zootécnica, la zona geográfica y su clima, las diferentes etapas o estados fisiológicos por los que atraviesa el organismo, su estado de salud y actividad reproductiva, deben ser forzosamente considerados. La negligencia o ignorancia pueden conducir a una alimentación inapropiada, a veces con exceso de algunos elementos, o en otras con carencias que desembocan en resultados desastrosos: muchas enfermedades inespecíficas, enfermedades metabólicas, problemas en el vuelo, muerte prematura, susceptibilidad alta a infecciones, infertilidad, bajo nivel de puesta y pollos débiles.

Para la rehabilitación de un ave, particularmente si va a ser liberada, es preciso diagnosticar con la mayor certeza posible, el estado general del animal, lo que implica la presencia o ausencia de patologías infecciosas o parasitarias, de trastornos metabólicos, de problemas carenciales y desde luego de su estado conductual. En la medida en que se tenga una correcta percepción del estado del organismo, se podrán tomar las decisiones más adecuadas para que su rehabilitación sea exitosa.

Desde el punto de vista nutricional, el manejo de las aves debe tomar en cuenta aspectos como:

1. La edad y antecedentes de crianza. Si el animal fue criado en cautiverio desde pollo o fue capturado como juvenil o adulto, su situación nutricional puede ser más grave o no, pues los pollos criados en cautividad generalmente presentan trastornos metabólicos y enfermedades carenciales. Los juveniles y adultos también presentan altos porcentajes de tales trastornos aunque en menor magnitud y severidad.

2. Si el animal está excedido o bajo de peso.

3. Si el ave presenta patologías infecciosas. La administración de antibióticos pueden producir diferentes grados de disbiosis en el tracto gastrointestinal que interferirá con su funcionamiento normal, además de que las enfermedades pueden afectar su apetito, disminuir la absorción de nutrimentos (diarreas), alterar la capacidad de almacenar o movilizarlos (enfermedades hepáticas) y demandar mayor gasto metabólico para su resolución y convalecencia.

4. La presencia y magnitud de distrés. Estos estados fisiológicos incrementan la tasa metabólica y la demanda de ciertos nutrimentos, sobre todo los energéticos, de vitaminas y minerales.

5. Si sufre de traumatismos o heridas. La reparación de daños en los tejidos implica una mayor demanda de nutrimentos, particularmente aminoácidos y energía.

6. Si los alojamientos son confortables. En ocasiones, instalaciones insuficientes o mal diseñadas o construidas, provocan que las aves sean sometidas a temperaturas demasiado altas o demasiado bajas, o bien, que estén expuestas a bruscos cambios de temperatura, lo que aparte de causar distrés, demanda un mayor gasto energético para los mecanismos fisiológicos de termorregulación.

7. Estados fisiológicos como la muda del plumaje, conductas y actividad reproductiva, que demandan un gran gasto metabólico.


8. Si en el proceso de rehabilitación se requiere un entrenamiento para la recuperación de la condición física y de las habilidades para la caza, lo que obviamente incrementará las demandas metabólicas.

9. Las necesidades nutricionales básicas o elementales de cada espécimen.

Para este último aspecto, desgraciadamente como se apuntó arriba, no existen datos científicos acerca de las necesidades nutricionales para cada especie de ave de presa. Algunos autores sugieren diferentes métodos para hacer una estimación de éstas, que van desde los completamente empíricos “a ojo de buen cubero”, hasta algunos que consideran ciertos parámetros científicos. De éstos últimos, incluso, se han tomado algunos desarrollados en las especies domesticadas para la avicultura y la cría comercial, que obviamente son poco transpolables al caso de las aves de presa.

Por lo tanto, es importante que aquellos establecimientos, organismos, instituciones o dependencias que mantienen aves de presa en cautiverio, dediquen algunos esfuerzos, a fijar parámetros confiables para el cálculo de estas necesidades.

Cantidad de Alimento. Algunos trabajos proponen porcentajes sobre el peso corporal de los animales para determinar el monto de la ingesta diaria de alimento. Si promediamos las propuestas más serias, podemos construir la siguiente tabla:

TABLA 11. PROMEDIO DE INGESTA DIARIA DE ALIMENTO EN AVES DE PRESAPeso Corporal (Kg) Ingesta de Alimento (% de peso corporal)

0.100 a 0.200 20-25

0.200 a 0.800 11-19

0.801 a 1.2 7-10

Más de 1.2 4-6

Estas cifras son solamente una referencia general, y no deben seguirse al pié de la letra en todos los casos. Resulta evidente que mientras más pequeña es el ave, mayor cantidad relativa de alimento requiere debido a que sus tasas metabólicas son mucho más altas que en los animales grandes. Sin embargo, estas cantidades variarán en virtud de los factores ya anotados antes y de algunos otros.

Es útil recordar algunos conceptos básicos importantes en la nutrición animal para entender mejor cómo se pueden calcular al menos las necesidades energéticas reales de las aves de presa.

La Energía Bruta (EB), de un alimento es la cantidad total de kilocalorías que puede producir ese alimento en un organismo vivo. La Energía Digestible (ED), es la energía que es capaz de asimilar el animal en los procesos digestivos del alimento ingerido, es decir, la energía que realmente puede aprovechar el organismo de un alimento. La Energía Metabólica Basal (EMB), es la cantidad de kilocalorías que necesita un animal en reposo para mantener sus funciones vitales, es decir, sin desarrollar ninguna actividad más que el sobrevivir.

Este grupo de vertebrados presenta los valores más altos de EMB en el reino animal, siendo inversamente proporcional al tamaño corporal de los individuos. La energía de un alimento aprovechable por el individuo constituye la energía metabolizable (EM), que es la energía total del alimento menos la desperdiciada en las heces, uratos y egagrópila. Por lo tanto, es la que cubre (o debe cubrir) la EMB más la energía adicional que consume el animal si ejecuta alguna actividad.


Comprender estos conceptos nos ayudarán a determinar con mayor eficacia la cantidad de alimento que se debe ofrecer a un animal siempre tomando en cuenta sus circunstancias particulares y el método de rehabilitación que se le aplicará.

Una de las tentaciones más comunes para los manejadores y rehabilitadores de aves poco experimentados, es la de sólo suministrar el alimento suficiente para mantener el peso de vuelo y para caza adecuado, partiendo del conocimiento empírico o intuitivo de los conceptos explicados. Pero muchas veces no se toma en cuenta la calidad y variedad de los alimentos que se les ofrece. Con el objetivo de mantener pesos constantes, los manejadores pueden decidir seguir una dieta fija durante el periodo de caza (y a menudo el periodo de cría), ya que el cálculo y control del peso son más fáciles cuando se utiliza sólo un tipo de alimento.

En palabras más técnicas, se utiliza una dieta que llene al menos las necesidades de Energía Metabólica Basal y de Energía Metabolizable, pero sin considerar la demanda de otros elementos indispensables. En términos más prácticos, se garantiza la sobrevivencia y actividad dirigida de las aves pero se deja de lado la calidad de vida y la salud de ellas.

La alimentación, por tanto, consiste en algo más que el contenido de EM, el cual además también varía con el tipo de alimento.

El contenido nutricional en términos de disponibilidad nutricional, composición y proporción de vitaminas y minerales también es diferente entre los alimentos generalmente disponibles. Es necesario, por tanto, conocer el valor nutricional de los mismos para poder desarrollar una dieta que sea adecuada en términos de contenidos energéticos, de proteínas y de vitaminas y contenidos minerales.

Respecto a los alimentos generalmente disponibles y recomendados para aves de presa, existen múltiples referencias que resultan polémicas y contradictorias entre sí. Enseguida se analizan algunos aspectos relativos a su calidad nutrimental y su conveniencia para su uso:

Agua. Aunque no es un nutrimento propiamente dicho, el agua es desde luego un aporte esencial para los organismos vivos. En el caso de las aves de presa, la mayoría de las necesidades de agua son cubiertas por el líquido que constituye parte de sus presas y por el agua metabólica que se produce en los procesos químicos de aprovechamiento del alimento. Por ello, es notable la escasa cantidad de agua que beben (Blanco y Höfle, 2004).

También contribuyen a tal fenómeno la ausencia de sudoración y por la eliminación de los residuos nitrogenados en forma de ácido úrico insoluble, en lugar de urea soluble, lo que significa un gran ahorro del líquido vital.

No obstante, es indispensable ofrecer diariamente suficiente cantidad de agua en bebederos lo suficientemente grandes como para que el ave se bañe dentro de ellos, y beba según sus necesidades, en el momento que lo requieran. El agua debe ser cambiada, entonces diariamente o por lo menos cada 48 horas.


La deshidratación se presenta rápidamente en las aves por su elevado metabolismo, y en pocas horas puede causar su muerte, por lo que escatimar el agua resulta inaceptable.

Pollitos de un día de edad. Según algunos autores, los pollitos de un día de nacidos tienen 85% de EM, mientras que un ratón de laboratorio presenta el 75%, lo que los hace una buena fuente de energía. Sobre este alimento hay opiniones encontradas. Algunos autores los descalifican por tener una relación Ca:P inadecuada, y por carecer de otros nutrimentos necesarios para la mayoría de las aves de presa; otros, los recomiendan por razones exactamente opuestas; o sea, por tener una buena relación Ca:P y por tener cantidades adecuadas de los demás nutrimentos, siempre y cuando no les sea retirado el saco vitelino, que es, por cierto, una práctica recomendada por muchos manejadores de estas aves pues aseguran que es la que tiene mayores concentraciones de fósforo y causa desbalance de calcio. Sin embargo, el vitelo es rico en lípidos, vitaminas liposolubles, proteína de gran calidad, además de aportar importantes cantidades de agua.

Lo que en opinión del autor es destacable, es que es un buen alimento siempre y cuando se proporcione entero, solo retirando el pico y las garras, y ofreciéndolo no como único alimento de la dieta, sino como un ingrediente más junto con otros, por lo menos dos más.

Algunos manejadores recomiendan comprar pollitos de un día de buena calidad, y alimentarlos por una o dos semanas con alimentos y suplementos para aves comerciales de alta calidad (concentrados iniciadores y calcio, Vionate o Vitafort A), y luego sacrificarlos para ofrecerlos a las aves de presa. Esto mejoraría la disponibilidad y balance de los nutrimentos.

Codorniz. Originalmente la codorniz era una especie silvestre y pieza de cacería socorrida para la actividad de las aves entrenadas por cetreros. Ahora, prácticamente domesticada la Coturnix spp., es relativamente accesible pues en nuestro país existen bastantes criadores del ave para carne y huevo a nivel comercial.

En general, la codorniz puede proporcionar entre 20% y 22% de proteína cruda, entre 4% y 5% de lípidos y entre 130 y 135 kcal de energía., aunque esto variará en función de su edad y alimentación.

Su valor nutricional no la hace elegible para ser ingrediente base de una dieta, pero si para bajar y regular el peso de aves sobrealimentadas y que se someten a programas de entrenamiento y/o rehabilitación o como dieta de mantenimiento de aves con poca actividad (tienen buen balance Ca:P y buena concentración de vitaminas) siempre y cuando sean animales de 5 a 8 semanas de edad, de preferencia hembras por tener mejor concentración y balance de nutrimentos que los machos, y que procedan de criaderos confiables. Sin embargo, tal dieta no debe ser utilizada por más de 6 meses, y considerar algunas peculiaridades de las familias, como por ejemplo, que los accipítridos son más sensibles que las demás rapaces a la carencia de vitaminas y minerales. Por otro lado, si se utilizan en pollos o juveniles de cualquier especie, se deberá suplementar calcio y vitaminas (Blanco y Höfle, 2004).

Definitivamente se debe evitar ofrecer hembras ponedoras de desecho (de 7 o más meses de edad) por su alto contenido en grasa y por representar mayores riesgos sanitarios para las aves de presa (Figuras 32).


FIGURA 32. CODORNICES EMPLEADAS PARA LA ALIMENTACIÓN DE LAS AVES DE PRESA, CIVS “LOS REYES”

Ratas. Estos roedores, obviamente, deben ser de las cepas de laboratorio y preferentemente criadas en bioterios confiables. En general, las ratas son una fuente buena de nutrimentos, aunque no la mejor. Es preferible ofrecer animales de destete y hasta de 5 semanas de edad, antes de la madurez sexual, pues son las que mejor concentración de nutrimentos tienen, particularmente de vitamina E, lo que las hace un alimento elegible para reproductores, aunque este aspecto no es objeto de este trabajo.

Se debe evitar los animales maduros sexualmente y los reproductores que han concluido su vida productiva y se convierten en desecho, porque contienen demasiada grasa y relativamente su disponibilidad de nutrimentos es baja. Otra desventaja relativa es que, con relación a otras fuentes de alimento, las ratas poseen un tracto digestivo muy largo, lo que disminuye su potencial nutricional: Sin embargo, una gran ventaja es que sanitariamente son recomendables pues son escasas la enfermedades que podrían transmitir a las aves de presa.

Ahora en nuestro país, operan bioterios como el de la empresa estadounidense Harlan que comercializan ratas de buena calidad sanitaria, tanto vivas como congeladas y de todos los segmentos de edad, además a precios accesibles. Constituyen una alternativa a considerar (Figura 33).


FIGURA 33. RATAS UTILIZADAS EN EL CIVS “LOS REYES”

Ratones. En razón a la demanda de estos animales como alimento para reptiles, aves y como mascotas, la relación costo beneficio puede no ser buena pues el precio relativamente alto en el mercado no correspondería a su relativamente baja calidad nutricional comparada con otros alimentos.

Lo anterior es especialmente cierto si consideramos que la mayor parte de los ratones disponibles en el mercado o como donación de bioterios de instituciones educativas o gubernamentales son animales de desecho (machos adultos o hembras que han terminado su vida como reproductoras), que tienen altas concentraciones de grasa y correlativamente, baja disponibilidad de proteínas, vitaminas y minerales.

Solamente podrán ser considerados como parte de una dieta variada (no como base de ella), si son recién destetados y hasta 5 o 6 semanas de edad.

Por lo anterior y desde la misma óptica de lo comentado para las ratas, los ratones de bioterios como Harlan ofrecen ratones vivos y congelados de muy buena calidad sanitaria, de diferentes rangos de edad, por lo que se hacen a un lado las desventajas de los animales de desecho tradicionalmente disponibles en nuestro país (Figura 34).


FIGURA 34. RATONES UTILIZADOS EN EL CIVS “LOS REYES”

Cuyos o cobayos. Aunque no son tan comunes en nuestro país. Los cuyos eventualmente pueden ser una alternativa en las regiones donde hay criaderos confiables en su operación. Sin embargo, su valor nutricional es similar a la de ratas y ratones: su concentración de nutrimentos no es buena pues tienen un tubo digestivo muy largo, piel muy gruesa y laxa y una cabeza grande y de huesos muy duros. Sólo deberían utilizarse animales recién destetados, retirando al menos el 50% de la piel, el 100% de la cabeza y todo el tubo digestivo, lo que significa mucha mano de obra.

Conejos. Los lagomorfos son ampliamente utilizados por los cetreros de todo el mundo como alimento para las aves de presa, particularmente aquellas que son iniciadas en el entrenamiento de caza. El conejo doméstico en general, puede aportar entre un 20% y 22% de proteína cruda, 5 a 6% de lípidos totales y 135 a 137 kcal de energía por cada 100 gramos de conejo (Gil, 2000).

No es el mejor alimento en cuanto a su concentración de nutrimentos, pero cuando se ofrece entero sin tubo digestivo, proporciona uno de los mejores balances calcio-fósforo y dada su musculatura muy magra, es excelente para bajar de peso a las aves sobrealimentadas sin afectar su estado nutricional general, utilizándola por períodos cortos de tiempo. Sus vísceras, exceptuando el tracto digestivo, son buena fuente de proteínas, vitaminas, minerales y algunos lípidos por lo que es recomendable ofrecerlas junto con el músculo y los huesos.

La cabeza del conejo ayuda a que el pico de las aves se mantenga en forma y con filo adecuados y si se ofrece el hueso y la piel de la manera adecuada (más adelante se explicará cómo), son un buen recurso para limpiar su buche.


Es ineludible señalar que la calidad sanitaria de los conejos, con frecuencia, deja mucho qué desear, por lo que aquellos que sean utilizados para alimentar a las aves de presa, deben provenir de criaderos con buen manejo zootécnico y sanitario, para minimizar los riesgos de la exposición a bacterias, parásitos y virus que son comunes en estos mamíferos.

Vísceras y pescuezos de pollo. Es posible utilizar algunas vísceras de pollo en la alimentación de las aves de presa. Por ejemplo, la molleja puede proporcionarles entre 18% y 19% de proteína, 4% a 5% de lípidos y 100 a 120 Kcal. de energía, aunque, como en otros casos ya señalados, estas cifras variarán de acuerdo a varios factores.

Las mollejas son músculo con poca grasa, fáciles de cortar en porciones manejables en el entrenamiento. Sin embargo, es necesario recordar que las vísceras siempre son fuentes potenciales de contaminación biológica por lo que su procedencia debe ser muy confiable, o de lo contrario no utilizarse.

El corazón de pollo proporcionará de 15% a 16% de proteína, 9% a 10% de lípidos y alrededor de 150 a 155 kcal.

El hígado de pollo dará alrededor de 18% de proteína, de 3 a 5% de lípidos con alrededor de 125 kcal de energía. Con éstos órganos, que también aportarán vitaminas y minerales en concentraciones convenientes, se deberán tener las mismas precauciones sanitarias.

En cuanto a los pescuezos, pueden funcionar como un buen complemento de la dieta, no como la base, por lo que sólo se deberán utilizar una o dos veces a la semana. Si se les retira la piel para disminuir el aporte de grasas y se parten a la mitad para exponer la médula de los huesos cervicales, aportarán buenas cantidades de calcio y otros minerales y algunas vitaminas además de proteínas en alrededor del 18%.

Huacales de pollo. Esta parte del cuerpo de los pollos constituye otro recurso barato para variar y complementar las dietas, no como base de ellas. Cuentan con huesos, importantes cantidades de lípidos y algunas vísceras que aportarán proteína, vitaminas y minerales.

La desventaja consiste en la excesiva cantidad de grasa que entonces debe ser separada, y en la posibilidad de que el ave sufra daños en la boca, esófago o buche por los huesos delgados que pueden convertirse en objetos punzocortantes. Más adelante se explicará cómo debe ser preparada este alimento para evitarlo. Si la preparación es adecuada, el alimento servirá además para que el ave trabaje su pico y lo mantenga en buenas condiciones, además de ejercitar los músculos de la mandíbula, haciéndolos más fuertes y aptos para la vida silvestre.

Otra desventaja es la posibilidad de transmisión de enfermedades infecciosas, por lo que se deberán tomar precauciones que más adelante se detallarán.

Insectos. Los grillos, chapulines, tenebrios, gusanos de cera, entre otros, deben ser utilizados como parte de la dieta de aquellas aves de presa que tienen a los insectos como parte de su dieta en vida libre, como es el caso de los cernícalos y otras especies pequeñas.

Presas silvestres. En muchos países y en menor medida en México, algunos manejadores de aves de presa “aprovechan” presas silvestres que se obtienen por cacería de las propias aves, por cacería con armas, capturadas por trampeo, o animales muertos en carreteras y caminos. En algunos parques y zoológicos, ocasionalmente se busca aprovechar los cadáveres de animales de sus colecciones o silvestres que mueren en sus instalaciones por cualquier causa.


Esta práctica no es recomendable porque cualquier animal que proceda del medio silvestre o sin ningún control, deben ser considerados potencialmente contaminados química y biológicamente.

Biológicamente, existe siempre la posibilidad de la presencia de organismos como Mycobacterium, Salmonella, Campylobacter, E. coli, Paramixovirus, Adenovirus, Herpesvirus, Rotavirus, con endoparásitos como Trichomonas, Eimeria, Carvospora, Capilaria, Syngamus y numerosos ectoparásitos, particularmente piojos y ácaros. Además, pueden haber estado en contacto con químicos considerados como venenos que tienen efectos acumulativos y que por ello pueden pasar desapercibidos durante mucho tiempo.

Muchas referencias bibliográficas ponderan a las palomas y pichones como excelentes alimentos y recomiendan algunas precauciones en su manejo para evitar transmisión de enfermedades. No obstante ello, ni siquiera aplicando medidas como el desechar el tubo digestivo, la cabeza y congelar la canal son suficientes, pues aunque el congelamiento puede acabar con Trichomonas, muchas bacterias y virus pueden sobrevivir a ese método físico e infectar al ave que lo consuma. Los contaminantes químicos en su mayoría no son afectados por las temperaturas de congelación por lo que su toxicidad se mantiene por largos períodos de tiempo.

Por otra parte, algunas aves y mamíferos que pueden ser cazados por las aves de presa en entrenamiento o que son ofrecidas como su alimento después de ser cazadas por otros medios, pueden, aunque sea remotamente, tener proyectiles de plomo en sus cuerpos al haber sido objetivo de un disparo previo que les hubiese producido o no, la muerte. Esto resulta algo común en palomas y conejos silvestres.

En resumen es preferible suministrar una rotación de alimentos a la semana en lugar de un solo tipo de alimento; la evisceración de las presas hace que estas ya no constituyan un paquete nutritivo completo, y a que sean más vulnerables a contaminaciones biológicas. Finalmente la cantidad de alimento deberá ajustarse según el contenido calórico de la dieta y el peso del animal (hay que recordar que los animales consumen hasta cubrir su requerimiento energético).

Preparación:

La forma en que se prepare y ofrezca el alimento que conforma la dieta de las aves a nuestro cuidado, determinará en gran medida su consumo y aporte de los nutrimentos a los animales conservando su integridad física y salud. Por tanto no es un asunto menor.

Si seguimos la premisa de que las presas que se les ofrezcan serán mejores como alimento mientras más completas físicamente estén, entonces se deben seguir algunos procedimientos:

1. Tanto las presas recién sacrificadas como las muertas con anterioridad y refrigeradas o congeladas deben ser ofrecidas al animal de tal manera que no representen riesgos. Por ello, es indispensable que la preparación se haga con la mayor higiene, tanta como la que se cuida cuando se preparan alimentos para nuestro consumo. Los utensilios que se ocupen deben estar debidamente higienizados y desinfectados, el lugar de preparación debe estar igualmente limpio, libre de insectos, restos de alimentos anteriormente preparados, de sustancias químicas y cualquier tipo de desechos.

2. Incluso podría ser conveniente que, en el caso de alimentos abastecidos por algún proveedor o comprados en cualquier establecimiento (pollo, conejo o codornices maquiladas en rastros o carnicerías), sean bien lavadas en agua corriente y con cepillado para eliminar en lo posible los contaminantes de su superficie;


si se sospechara de que la procedencia o su manejo sanitario no fueran siquiera mínimamente confiables, puede ser necesario sumergirlos en una solución de hipoclorito al 0.1% durante 5 a 10 minutos para eliminar contaminantes biológicos, para después enjuagar al chorro de agua corriente, secarlo con un paño limpio o con toallas de papel, y luego congelarlo por algunas horas para inactivar el cloro.

3. Esto es importante sobre todo cuando se preparan alimentos para pollos o animales enfermos o debilitados, pues su aparato inmunológico no funciona adecuadamente y son más susceptibles a las patologías infecciosas y parasitarias.

4. Las presas completas deben ser abiertas “en canal” y de preferencia, extraer completo el tubo digestivo teniendo cuidado de no rasgar ningún tramo para evitar la contaminación del resto del alimento.

5. Dependiendo de las particularidades de cada caso, se recomienda ofrecer al menos parte de la piel con pelo o plumas que constituyen materiales que favorecerán la formación de la egagrópila que es indispensable para mantener la limpieza e integridad física y funcional del buche. Parte de ella también la constituirán las fracciones de los huesos no digeridas.

6. En el caso de contar con presas grandes como conejos o pollos enteros, y que deban alimentarse con ellos a aves de talla pequeña, será necesario cortarlos en piezas del volumen adecuado. Estas deben llevar entonces parte de piel (escasa si es de pollo para evitar el exceso de grasa, a menos que se deba subir de peso al animal o esté sometido a temperaturas ambientales bajas, situaciones en las que deberá aumentarse el aporte energético), huesos y parte de las vísceras, para que el aporte de nutrimentos sea el mayor posible. Sin embargo, se debe poner gran cuidado en que al fraccionar las partes óseas no queden aristas, ángulos ni bordes afilados o puntas aguzadas que podrían causar daños a los frágiles recubrimientos de boca , esófago y buche, y que incluso podrían producir perforaciones fatales. Por ello es preferible ofrecer piezas anatómicas completas que el animal pueda fraccionar con su pico. Cuando por el tamaño y dureza de los huesos no es posible, se deben cortar de forma pareja, de preferencia longitudinal primero, y transversalmente después, evitando los bordes y puntas, lo que además hará más accesible la médula ósea rica en nutrimentos para su rápida ingestión.

7. Cuando se usan aves enteras como alimento (pollo, codorniz, palomas de criaderos comerciales), deben ser retirados sus picos y uñas pues cabe la posibilidad de que si los tragan las rapaces puedan sufrir también heridas y perforaciones en su tubo digestivo proximal.

8. En el caso de los huacales, es necesario eliminar los riesgos de traumatismos que significan las costillas, y los inconvenientes de la grasa presente en estas piezas. Con un cuchillo de carnicero debe retirarse toda la grasa visible (la cual se debe desechar), al igual que la piel. Se puede intentar recuperar de la parte superior del huacal la carne disponible mientras que las costillas y las vértebras de esta parte desechadas. Lo que realmente se puede utilizar junto con la carne que ya se separó, es la porción baja que corresponde a la cintura pélvica y la región sacra, con los riñones que habitualmente se quedan ahí. Existe la posibilidad de contaminación biológica de esta porción del pollo, es conveniente desinfectarla con la solución de hipoclorito como ya se explicó líneas arriba.

9. El conejo debe de ser preparado de tal manera que sus huesos tampoco representen riesgos de traumatismos para las aves. La caja torácica puede ser cortada separando la columna vertebral de las


costillas lo más cerca de las vértebras, y así obtener estos huesos con la musculatura del lomo. Las costillas pueden ser cortadas en fragmentos pequeños y limpios de bordes punzocortantes, para facilitar su digestión. Los huesos largos de las piernas se separan en sus articulaciones, si son de animales adultos o relativamente grandes para las aves que serán alimentadas, se pueden cortar transversalmente en fragmentos cortos y limpios de puntas y bordes para facilitar si ingestión y digestión, evitando la éxtasis de éstos materiales en el tracto digestivo superior con la consecuente fermentación del contenido. Los órganos del conejo (corazón, el hígado, los riñones, los pulmones), son excelentes alimentos. El tracto gastrointestinal también debe ser removido y desechado en su totalidad, cuidando de no desgarrarlo para evitar la contaminación de las partes que sí son útiles como alimento. La cabeza es un buen recurso para mantener el pico funcional en tamaño, forma y “filo” pero es recomendable retirar la mandíbula que puede causar traumatismos a las aves.

10. Cuando se preparan insectos, se puede aplicar una ligera presión de los dedos en sus cuerpos para romper el exoesqueleto y hacerlos más digestibles para las aves. Además es muy importante alimentarlos al menos 7 días antes de su uso como alimento, con buenos suplementos de vitaminas y minerales para que ese aporte llegue a las aves en forma balanceada y de alta biodisponibilidad (Forbes y Flint, 2000).

Almacenamiento:

Este aspecto es frecuentemente ignorado o minimizado a pesar de que tienen una gran relevancia. En general, es complicado y poco práctico obtener y preparar diariamente el alimento para las aves de presa en cautiverio y/o en proceso de rehabilitación. Por eso es recomendable planear el abasto de los componentes de las dietas diseñadas para cada individuo en períodos de tiempo más amplios, que pueden ir de cada semana, a cada quincena o mes.

Por esta razón es indispensable contar con métodos adecuados de almacenamiento de los alimentos, que garanticen la conservación de su calidad nutricional, sanitaria y organoléptica.

De esta manera, si se reciben semanal, quincenal o mensualmente los alimentos, en el mismo día de la recepción se deben procesar de acuerdo a las recomendaciones reseñadas líneas arriba y luego prepararlos para su almacenaje en vistas de su utilización en los siguientes días.

Una forma sencilla, barata y efectiva de almacenaje, es conservar las piezas anatómicas ya lavadas, desinfectadas, desengrasadas y cortadas, en bolsas de plástico con cierre hermético y congelarlas. Si se tienen en suficiente cantidad, se puede separar cada porción diaria de alimento de cada animal en una bolsa distinta, o bien, en bolsas más grandes, porciones de varios días o de varios animales de la misma especie.

Dado que el congelamiento deshidrata la materia que es sometida al proceso, es útil añadir a cada bolsa con alimento algunos mililitros de agua potable que amortigüe tal efecto.

El congelamiento es un proceso físico que puede alterar la calidad nutricional y organoléptica de los alimentos. La ultracongelación (congelamiento profundo en tiempos muy cortos), es el método que respeta mejor las cualidades de los alimentos, pero es costoso pues se requiere de equipos especiales que no están fácilmente disponibles en el mercado y que además son caros. Una segunda opción es la de los congeladores de tipo comercial, que funcionan bien sin afectar mucho a los alimentos (son equipos similares


a los utilizados en las paleterías y heladerías, o como los congeladores de exhibición de los supermercados). Sin embargo, estos equipos resultarán demasiado caros para la mayoría de dependencias o instituciones de rehabilitación de fauna silvestre.

Para éstas últimas, la opción más viable es la de los congeladores de refrigeradores domésticos, pero no hay que olvidar que algunas cantidades de ciertos nutrimentos, principalmente vitaminas, se perderán al congelarlos en estos equipos.

Para descongelar los alimentos y ser ofrecidos al ave, se pueden seguir dos procedimientos: sacar la bolsa del congelador y sumergir el contenido en agua caliente, o pasar las bolsas congeladas a refrigeración con temperaturas de 4º C a 8º C por al menos dos horas, y luego sumergir el contenido por unos minutos en agua caliente. Esto permitirá que el alimento se descongele y adquiera una temperatura tibia adecuada para el consumo del animal, sin los inconvenientes de que se pierdan muchos nutrimentos y de que se contaminen biológicamente. Además, se rehidratará y podrá proveer de agua al ave que lo consuma.

Se debe tener mucho cuidado en no ofrecer alimentos fríos o calientes a las aves de presa, pues cualquiera de las dos condiciones pueden dañar la integridad de las mucosas del aparato digestivo.

El alimento no debe ser almacenado por más de tres meses (si se trata de congeladores comerciales o domésticos), pues los nutrimentos se deterioran y al cabo de ese tiempo la calidad nutrimental será inferior a lo calculado para los animales en proceso de rehabilitación.

Trastornos por deficiencias de nutrimentos:

Para la generalidad de las aves de presa existen algunos nutrimentos críticos cuya deficiencia con mucha frecuencia son causa de severos trastornos de la salud.

El más frecuente y devastador es el relacionado con el complejo calcio-fósforo-vitamina D. La deficiencia nutricional causada por el desequilibrio entre estos tres nutrimentos desemboca en la enfermedad metabólica del hueso. Las aves presentan signos que van desde un leve arqueo de las piernas, rotación longitudinal de los miembros inferiores, hasta múltiples fracturas de pliegue del esqueleto. La enfermedad metabólica de los huesos es más común en especies grandes de crecimiento rápido. Una manifestación clínica en ellas es la llamada “ala de ángel” que consiste en una rotación exterior de la sección del ala de la cual se originan las primeras plumas, observándose una o las dos alas anormalmente situadas hacia atrás y arriba del cuerpo, particularmente en especies grandes.

La prevención es mejor que el tratamiento, pues los daños provocados a las aves, principalmente pollos y juveniles, no son reversibles y los puede invalidar para la vida libre e incluso, puede hacer su calidad de vida tan baja que la eutanasia sea la mejor decisión (Redig, 1992).

La deficiencia de tiamina o vitamina B1 también es relativamente frecuente en aves cautivas. Esta sustancia interviene en la oxidación de los carbohidratos y grasas para la obtención de energía. Es un factor anti-neurítico, por lo que su ausencia en las dietas de las aves conduce a la polineuritis. La tiamina está disponible en la mayoría de los alimentos pero necesita una constante ingesta ya que el cuerpo no la almacena. Las manifestaciones clínicas pueden ser disminución del apetito, incoordinación, rigidez de miembros y descuello y cabeza, y muerte (Forbes y Flint, 2000).


La vitamina B2 o riboflavina, actúa en la liberación de energía de la proteína, grasas y carbohidratos. Una buena fuente de vitamina B2 es el hígado de las presas, aunque también se produce en el tejido de la mayoría de los animales. Su deficiencia se manifiesta en incoordinación nerviosa y posturas anormales.

Los carbohidratos pocas veces son considerados como potencialmente carenciales en la alimentación de aves carnívoras, pues éstas dependen esencialmente de los lípidos y aminoácidos como fuentes primarias de energía. Sin embargo, los carbohidratos que se obtienen de la digestión del glucógeno hepático y del almacenado en los músculos significan un importante aporte energético, amén de aquellos que son resultado intermedio de la metabolización de los aminoácidos. Por ello, animales subalimentados, sometidos a un intenso ejercicio o a temperaturas muy bajas y que reciben dietas de sólo carne magra, fácilmente pueden llegar a estados de hipoglucemia (menos de 50 mg/dl), con los típicos cuadros convulsivos que rápidamente pueden resultar fatales si no son resueltos oportunamente con la administración de dextrosa intravenosa (Forbes y Flint, 2000).

Suplementación:

En la mayoría de los textos especializados en nutrición de aves de presa, se señala con insistencia que la suplementación de vitaminas y minerales a las dietas de éstas, sin el conocimiento de sus necesidades específicas y sin un producto formulado específicamente para ellas, es más riesgoso que benéfico para su salud.

Sin embargo, de acuerdo a la experiencia práctica el uso de productos de buena calidad como el Vionate o el Vitafort A, son de enorme utilidad siempre y cuando sea cuidadoso.

Esto es particularmente cierto para los pollos, juveniles, animales desnutridos y para los convalecientes de enfermedades. El principio práctico que debe seguirse en su uso es el diagnóstico adecuado (determinado de acuerdo a los signos presentes y a la evaluación de los parámetros sanguíneos cuáles son las deficiencias), y con base en él, en el conocimiento de las características y concentraciones de nutrimentos de la dieta disponible para cada organismo, definir el uso del suplemento más adecuado. Cuando se trata de prevenir los estados carenciales, es entonces conveniente utilizar los multivitamínicos con minerales. En nuestro país no se cuenta aún con aquellos formulados para aves de presa, que además son más caros que los utilizados para la generalidad de especies domésticas. Pero la utilización de éstos últimos por períodos cortos de tiempo (dos o tres veces por semana, durante dos semanas), alternando con períodos de descanso (dos o tres semanas sin administrar el suplemento), generalmente da buenos resultados.

Para mantener el mejor control posible de la suplementación, es necesario vigilar estrechamente el estado general de los animales, explorarlos físicamente y pesarlos al menos una vez por semana, y ajustar la estrategia de acuerdo a los hallazgos. Es importantísimo este tipo de seguimiento para evitar intoxicaciones por vitaminas liposolubles y el exceso de minerales como el propio calcio, con el consecuente depósito en tejidos blandos (Forbes y Flint, 2000).

6. PROCESO DE REHABILITACIÓN POR EL SISTEMA PARENTAL

Proceso de Rehabilitación por el Sistema Parental 115

6. PROCESO DE REHABILITACIÓN POR EL SISTEMA PARENTAL

6.1. REHABILITACIÓN FÍSICA Y ETOLÓGICA

Cada ser vivo supone un compendio de milagrosas adaptaciones a un medio y circunstancias en los que es capaz de sobrevivir. La evolución constante esculpe a veces biotipos sorprendentemente especializados, otras oportunistas capaces de colonizar áreas muy diversas, en definitiva, son muchas las estrategias que están presentes dotando a cada especie de rasgos únicos. La rehabilitación de animales salvajes debe entenderse dentro de este conjunto global que es la biodiversidad, fundiéndose en él, respetando las leyes nunca escritas que rigen en los ecosistemas, buscando que cada ejemplar siga encontrando los estímulos que le están moldeando en la naturaleza (Núñez-Laiseca, et al., 2007).

Existen diferentes técnicas de rehabilitación de aves de presa, una de las más utilizadas es el método “Hacking”, recomendado por Stewart (1987) y Varland (1992) (Aprile y Bertonatti, 1996).

Dicho método apunta a:

1. Criar rapaces huérfanas, preservando su estado silvestre.

2. Alimentar a cada animal con la comida apropiada.

3. Liberar a las aves en su época “nidífuga” natural.

4. Ofrecerles un apoyo alimentario post-suelta.

Esta técnica hace alusión al manejo de pollos de aves de presa de la misma puesta o ejemplares de la misma edad, el método no funciona muy bien en individuos solos, los pollo serán alimentándolos a través de títeres de mano, con el objetivo de evitar el contacto con el ser humano y que se establezca una dependencia con el hombre. De acuerdo con Jácome “al suprimir cualquier contacto entre el pollo y los seres humanos se evita que el animal quede condicionado a la presencia humana” (Aprile y Bertonatti, 1996). Manteniéndolos en confinamiento, hasta a la quinta semana de edad cuando son marcados y movidos a la estructura de hacking, que consiste en una caja de madera terciada con un frente vertical de barras, en donde completaran su desarrollo y maduran el plumaje. Son alimentadas mediante un dispositivo que deja caer el alimento de manera automática, ya sea en la noche para especies nocturnas o en la mañana para especies diurnas, la estructura estará ubicada en acantilados o en una torre. Las aves serán liberadas en la fecha normal de vuelo, proporcionándoles escaso alimento dentro y fuera de la caja durante tres días; a partir de este momento, las aves son “abandonadas” para que vuelen impulsadas por su apetito para buscar alimento (Aprile y Bertonatti, 1996).

La edad de las aves es muy importante puesto que si se trata de ejemplares que ya se encuentran brincando de rama en rama, este método resulta ineficiente porque las aves no asociarán el alimento al


dispositivo e intentaran volar lejos de él. La mayoría de estos ejemplares huirán y estarán condenados a la muerte. Este método es exitoso en algunas especies que aprenden a cazar en este corto periodo de tiempo sin embargo, algunos individuos llegan a perderse y se encuentran muertos en los alrededores del nido.

Otros métodos de rehabilitación en aves de presa presentan ventajas y desventajas, esta es una breve descripción de algunos de ellos:

HACKBOARD

Éste método consiste en colocar una percha para que se pose el ave, afianzarla con una cuerda y comenzar a darle de comer en un posadero. El ave tendrá que volar inicialmente pocos metros de la percha al posadero hasta llegar a volar distancias de 50 metros pero siempre con el afianzador y éste se retirará hasta estar seguros que el ave no se escapará, es necesario tener conocimiento de cetrería para utilizar este método.

Después de unas semanas de vuelos diarios el aves comenzará a sentirse cómoda en su ambiente y esto lo veremos si se acicala, levanta una pata para descansar y se percha, es entonces el momento ideal para la liberación. Se puede utilizar el mismo dispositivo del método de hacking tradicional para ir disminuyendo la ración de comida gradualmente puesto que si no se hace así, el ave esperará el alimento y nunca aprenderá a cazar por su cuenta. Este método es muy efectivo para individuos únicos o en grupos.

AVIARY HACK O LOCK-UP

Es ideal para los ejemplares que no pueden ser rehabilitados a través del método de Hacking tradicional por su edad, consiste en asociar un edificio o aviario para que el individuo se acostumbre a él, se le da alimento y una zona de confort para que el ave no se aleje si es que existe un estímulo que la espante. Las raciones de alimento se van disminuyendo para que el ave permanezca cerca del lugar y así se les fomenta a que cacen o busquen carroña, dependiendo de la especie a la que pertenezcan, este método en especial es útil para milanos y carroñeros.

Una desventaja de este método es que al no dejar que las aves busquen su propio territorio, se convertirán en víctimas de animales como los cuervos que son muy territoriales y harán que se muevan del edificio o del aviario.

LURE HACK

Consiste en entrenar un ave a volar hacia un señuelo en el lugar donde será liberado, esto fuerza al ave a permanecer en el territorio. Funciona muy bien para ejemplares adultos que hayan sufrido un trauma o requieran ejercitar sus músculos. El ave volará hacia el señuelo para alimentarse hasta haber obtenido la condición física necesaria para ser liberada en el área de trabajo.

Las visitas deben ser diarias, llamando al ave hacia el señuelo. Esto debe continuar por un par de semanas incluso si el ave no es vista. Este método es muy eficiente para individuos que tienen experiencia para cazar, para los individuos que son jóvenes y sin experiencia existen algunas complicaciones.

KITE HACK

Este método es relativamente nuevo, consiste en entrenar a un ave a volar hacia un cometa, del cual el alimento es atado. El ave volará diario hacia la cometa y esta se irá lanzando cada vez más y más alto. El


alimento será atado a un mecanismo especial para que sea liberado cada vez que el ave lo golpeé. La ventaja de este método es que el ave puede observar el cometa a grandes distancias.

FULL FALCONRY HACK

Existen algunas dudas sobre si este método de rehabilitación es el ideal para aves que han sufrido traumas severos. Desafortunadamente no es ideal para todas las especies que pueden encontrarse.

Este método engloba un entrenamiento donde el ave acepta al rehabilitador como un compañero de caza. El ave gana condicionamiento físico por el constante vuelo natural en su hábitat. La ventaja de este método es que la actuación del ave puede ser atestiguada y evaluada por el rehabilitador, y así poder evaluar el éxito de caza, esto dará pie para tomar la decisión de liberarla. El método también introduce y familiariza al ave a su nuevo territorio. El ave es liberada cuando los vuelos y la caza se tornan exitosos regularmente (Raptor Rescue, 2008).

A partir de la experiencia obtenida en los Centros de Conservación e Investigación de la Vida Silvestre, para el manejo de aves de presa dado que llegan en diferentes estados de desarrollo físico y conductual se emplea la técnica que se ha denominado “Método Parental” el cual se describe en el apartado 6.3. (Figura 35).

FIGURA 35. REHABILITACIÓN POR EL MÉTODO PARENTAL

Fase I Fase II Fase III Fase IV Fase V

1. Evaluación física y etológica inicial

2. Identificación del estado conductual

3. Adecuación de la dieta

4. Formación de grupos de trabajo: solos, parejas (coplas) y familias

1. Consolidación de las parejas formadas y establecimiento de jerarquías en las familias formadas

2. Aislamiento de los grupos de trabajo: Cámara de muda (en caso de ser necesario)

3. Habituación a alimentarse de la percha en “T” (flushing)

4. Acondicionamiento físico y conductual

Evaluación:1. Ejemplar Habilitado: Liberación a su hábitat natural2. Ejemplar No Habilitado: Canalización (UMA, zoológicos, centros educativos, otros)

Deshabitaciónin situ.Liberación

Monitoreo

Vuelos:a) En verticalb) A la tirac) En persecución Señoleo

Caza controlada


6.2. EQUIPO E INSTALACIONES

PORFIRIO SILVA ROJAS Y CARLOS ISRAEL RODRÍGUEZ GUADARRAMA

El equipo que se utiliza para el manejo y rehabilitación de las aves de presa en los CIVS, es el que comúnmente se utiliza en cetrería y es conocido universalmente (Figura 36):

FIGURA 36. EQUIPO UTILIZADO EN EL CIVS “LOS REYES”


Pihuelas Aymeri. Constan de una bota que va en el tarso del ave unida por un ojillo y lleva correas intercambiables de percha y vuelo, ya que las primeras miden 12 cm y tienen un ojal en el cuál se coloca un destorcedor con una lonja de 50 cm en su parte inferior para amarrarlo en el mosquetón que tiene la percha; y las segundas que son lisas para evitar que el ave pudiese quedar atorada en un rama durante la rehabilitación física y miden 20 cm (Figura 37).

FIGURA 37. PIHUELAS AYMERI

Caperuzas. Es el elemento más importante en el manejo, ya que con ella se reduce considerablemente el estrés del ejemplar, permitiendo tener control sobre este. Hay diferentes tipos de caperuza como la Holandesa, Árabe, Marroquí, Angloindia, éstas dos últimas son las utilizadas en los Centros (CIVS).

Las caperuzas son elaboradas de acuerdo a las características de cada de ejemplar, tales como, sexo, edad y complexión. Además, las caperuzas son rotuladas con la clave de identificación de cada ejemplar (Figura 38).


FIGURA 38. CAPERUZAS

Guantes. Están hechos de igual forma que las caperuzas, en este caso a la medida de la mano del manejador, con esto evitaremos una mala sujeción de la lonja o las pihuelas ya sea porque quede holgado o demasiado justo, evitando el mal manejo y por consiguiente una posible lesión del ejemplar. Normalmente son guantes largos que cubren la mano y el antebrazo asegurando así la integridad del rehabilitador y una mayor área de estabilidad para el ave (Figura 39). Estos serán utilizados única y exclusivamente para el traslado de los ejemplares.


FIGURA 39. GUANTES

Perchas. Para el manejo de aves de presa se utilizan diferentes tipos de perchas tales como bancos, barra algándara, perchas de piso, entre otros, adaptándose a las necesidades de cada especie. En el método parental se emplean las “percha de pantalla”, con la cual se lleva varios años trabajando y ha dado excelentes resultados, ya que proporciona un lugar seguro para el ave y cómodo para su aseo. Además ayuda a optimizar los espacios, sobre todo con la idea de poder formar parejas (coplas) y familias (Figura 40).


FIGURA 40. PERCHAS UTILIZADAS EN EL CIVS “LOS REYES”

Considerando que no todas las aves necesitan el mismo tipo de posadero, esta percha proporciona una gran ventaja, siendo versátil, ya que se puede adecuar a las necesidades específicas de cada especie.

El esqueleto de la percha puede ser de un sinfín de materiales como tubos de metal, PVC, bambú, entre otros. Lo que se encontró más funcional y duradero, es la madera tratada con un baño de chapopote, tinner y barniz.

Las medidas del esqueleto para aguilillas, halcones, gavilanes, búhos y lechuzas son las siguientes:

1. Base: Polines de 80cm largo x 10cm ancho x 10cm grosor.

2. Tirantes de 75cm largo x 7cm ancho x 2.5cm grosor.

3. Marco: Altura 130cm x 7cm ancho x 2.5cm grosor.

Para Águilas:

1. Base: Polines de 160cm largo x 20cm ancho x 20cm de grosor.

2. Tirantes de 130cm x 20cm ancho x 5cm grosor.

3. Marco: Altura 130cm x 20cm ancho x 5cm grosor.

Es necesario contar con diferentes tipos de posadero específico para cada especie, pues así se evitarán problemas de pododermatitis y lesiones por abrasiones.


Para la cubierta del posadero se utiliza pasto sintético de uso rudo, sin embargo, existen diversos materiales para este fin como el Astroturf, el cual es más adecuado para este fin pero de difícil adquisición.

Posadero para aguilillas y gavilanes:

1. Madera de 50cm largo x 7cm ancho x 2.5cm grosor.

2. Cubierta de pasto sintético 50cm largo x 34cm ancho.

Posadero para halcones, búhos y lechuzas:

1. Madera de 50cm largo x 2.5cm grosor con una concavidad de 10cm de circunferencia x 9cm de base.

2. Cubierta de pasto sintético de 50cm largo x 40cm ancho.

Posadero para águilas:

1. Madera de 80 largo x 3cm grosor con una concavidad de 25cm de circunferencia x una base de 20cm.

2. Pasto sintético de 80x55cm.

El pasto sintético lleva un ribete de piel o vinyl de 3cm, esto con el fin de que no se deshilache, donde se coloca ojillos a 5cm de separación entre sí para sujetar la pantalla entre ambas orillas del pasto sintético.

La importancia de la pantalla o lona radica en que va a impedir que el ave se enrede en el posadero con las pihuelas y pudiera quedarse colgando, ya que al abatirse amortiguará con la pantalla proporcionándole una forma segura de subir al posadero, evitando con esto que se lastime las plumas o pudiese sufrir lesiones graves.

Pantalla para aguilillas, gavilanes, halcones, búhos y lechuzas:

1. Lona de 80 cm de largo y 50 cm de ancho.

Pantalla para águilas:

1. Lona de 80 cm de largo y 80 cm de ancho.

La pantalla lleva un doblez triple de 3cm pegados entre sí con pegamento de contacto, esto con el fin de que no se deshilache y lleva en las orillas ojillos a 5cm de separación entre sí a lo ancho y a lo largo remaches con 10cm de separación.

Cámara de recuperación. Cuando llega un ejemplar lesionado lo principal a considerar es reducir el grado de estrés así como proporcionarle un espacio seco, tibio, oscuro, protegido y tranquilo. Para lo cual se sugiere una caja de cartón forrada en su interior y exterior de hule cristal, esto da un espacio térmico en el cual el ave podrá permanecer en el mayor confort posible y sin estresarse, pues se encontrará en oscuridad total; por lo que la caja deberá estar tapada y debe tener ventilación suficiente, resguardándola del sol directo y nunca a la intemperie.

Las características de ésta cámara de recuperación en cuanto a sus dimensiones variará de acuerdo al tamaño del ejemplar. Las medidas estándar son de: 60 x 60 cm., con una altura de 60 cm (Figuras 41).


FIGURA 41. CÁMARA DE RECUPERACIÓN

En la base de esta cámara se pondrán tiras de papel periódico para proporcionar una cama térmica, con ella se evitará lastimar las plumas del timón, el ave podrá deyectar y no ensuciarse pues el periódico absorberá la mayor parte de los líquidos, esto ayudará a que el aseo sea más fácil, esté deberá ser diario para evitar infecciones y maltrato de las plumas.

Cámara de muda. Para el manejo de familias, se ubicarán los ejemplares de manera paralela con divisiones entre las perchas por plástico cristal, la importancia de colocarlo es evitar que se lastimen entre ellos y al mismo tiempo se observen para que se familiaricen y así establecer jerarquías. En el caso de las parejas (coplas), también se utiliza el plástico cristal con el mismo fin.

Para ejemplares solos y para separar las familias y parejas, unas de otras se utiliza plástico negro, con esto se favorece que se detone la conducta de territorialidad (Figura 42).


FIGURA 42. CÁMARA DE MUDA, CIVS “LOS REYES”

Cámara de muda para cernícalos: La cámara de muda para esta especie consta de una cubo de madera de 40 cm por lado. El interior y exterior de las cámaras serán forradas con plástico cristal, esto con la misma función que las cámaras de recuperación. Estas cámaras serán por ejemplar.

Al interior del cubo llevará una percha de 40cm de largo x 6 cm de ancho x 2 cm de altura forrada de pasto sintético. El ejemplar no se encontrará atado a la percha.

El acceso de la cámara será por el frente de ésta, será una cortina corrediza de plástico negro, la cortina lleva ojillos arriba y abajo y van sujetos con una piola de cortinero.

Báscula. Es un elemento importante ya que gracias a ella determinaremos el peso idóneo en el que debe estar el ejemplar, por lo que será utilizada a largo del proceso de rehabilitación. En este caso es una báscula de balanzón, con una “T” como posadero forrada de pasto sintético, construida en acero (Figura 43).


FIGURA 43. BÁSCULA UTILIZADA PARA PESAJE DE AVES DE PRESA EN EL CIVS “LOS REYES”

Percha en “T” (Flushing). Se usa una “T” de bambú de dos metros de altura, por ser resistente y ligera, sin embargo, puede ser elaborada con algunos otros materiales con estas características (Figura 44).

FIGURA 44. PERCHA EN “T” (FLUSHING), UTILIZADA EN EL CIVS

“LOS REYES”


Señuelos. Debido a que la mayoría de las aves son extraídas del medio silvestre, en diferentes etapas de desarrollo físico y conductual, generalmente no han desarrollado las habilidades de caza, por lo que se utilizan señuelos con forma de conejo y ave, para enseñarles a diferenciar y sujetar a las presas de una manera adecuada (Figura 45).

FIGURA 45. SEÑUELOS UTILIZADOS EN EL CIVS “LOS REYES”

6.3. FASE I

6.3.1. Evaluación física y etológica inicial

Para una valoración de los ejemplares se requiere de una observación detallada del comportamiento del animal. Considerando las condiciones de manejo, buscando cuales son los estímulos que faltan y aquellos que se deben suprimir para mejorar el estado del ejemplar. En general, deben anotarse las pautas de comportamiento observadas, tales como (adaptado de Núñez-Laiseca, et al., 2007):

1. Relaciones intra e interespecíficas.

2. Conductas típicas de la especie, sexo y edad.

3. Selección de alimento, comportamiento ante la dieta natural (alimento vivo, entre otros).


4. Capacidad de reacción ante circunstancias cambiantes (variación de la dieta y frecuencia de alimentación, llegada de nuevos animales a las instalaciones, entre otros).

Debe estudiarse a fondo el comportamiento de las distintas especies en la naturaleza para poder valorar objetivamente sus reacciones en cautividad.

6.3.2. Identificación del estado conductual

A continuación se mencionan los estados etológicos detectados en los ejemplares manejados en los Centros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre (CIVS), los términos utilizados para describirlos se han tomado del vocabulario cetrero, los cuales resultan ser útiles unificando criterios para su difusión y conocimiento.

Niego: Es toda aquella ave que no importando su edad, presenta comportamientos hacia el ser humano muy específicos tales como, conducta filial, al piar cuando ve o escucha al hombre para pedir alimento, ausencia de temor y en algunos casos agresividad o conducta agonistas, ya que fueron extraídos del nido.

En el caso de ejemplares adultos que físicamente se encuentran aptos para volar, pero como consecuencia del encierro al que fueron sometidos se ven limitados en sus aptitudes, además, presentan problemas conductuales severos por el contacto tan cercano con el hombre, teniendo aves que en su momento pueden convertirse en un riesgo para la comunidad, ya que son ejemplares que de ser liberados con estas conductas difícilmente se alejarían de las zonas urbanas, pudiendo atacar a humanos, animales domésticos o bien al no poder independizarse del ser humano buscarían a este para obtener alimento, por eso es de suma importancia el manejo para su rehabilitación física y conductual; para estar condiciones de ser liberados al medio silvestre.

Ramero o roquero. Son aves que fueron capturadas cuando apenas estaban aprendiendo a volar, en árboles o en macizos rocosos de acuerdo a su lugar de anidación. Por lo que aun presentan dependencia hacia los padres, o en este caso al hombre. En estos casos los ejemplares pueden adoptar un comportamiento de niego como atacar objetos inanimados o piar por el alimento.

Pasajero (juvenil): Es aquella ave que ya es independiente, pero aun no tiene pareja o familia, ni ha establecido su territorio. Por lo que se puede detectar fácilmente, ya que independientemente de su desarrollo físico presenta una conducta de desconfianza hacia el ser humano, dejándose alimentar pero intentando huir a la menor provocación.

Zahareño (adulto). Es un ejemplar que fue extraído cuando ya tiene más de un año. Es un ave que le tendrá miedo al hombre, por lo que no aceptara fácilmente alimento, dejando de comer durante varios días. Reintegrándose fácilmente al medio silvestre sin necesidad de rehabilitación conductual.

El estado conductual que se identifique en las aves no necesariamente corresponderá al estado de desarrollo físico del ejemplar, pudiéndose encontrar una amplia gama de conductas en diferentes estados de desarrollo físico.


6.3.3. Adecuación de la dieta

Previa valoración médica descrita en el número 5.4 (atención médica) y una vez restablecida su salud, se adecuara la alimentación a lo que consumen en vida silvestre, ver sección 5.6. Alimentación.

6.3.4. Formación de grupos de trabajo: ejemplares solos, parejas (coplas), y familias

La mayoría de las aves de presa en vida silvestre tienen un territorio y una pareja establecida, a excepción de la aguililla de Harris (Parabuteo unicinctus) que son gregarios. Una vez establecido el estado clínico, físico y conductual, procedemos a formar parejas o familias utilizando los siguientes criterios:

1. En el caso de que el ejemplar se vaya a quedar solo, es porque no hay ejemplares de las especies o subespecie para poder formar una pareja o integrarlo a una familia.

FIGURA 46. EJEMPLAR SOLO, Buteo magnirostris


2. Individuos de la misma especie y subespecie. De ser posible, que sean de la misma edad o lo más aproximada, salvo en el caso de los animales gregarios.

Una vez determinado este aspecto, se procederá a formar las parejas y las familias, el proceso para hacerlo es el siguiente:

1. En el caso de las especies que conviven en pareja, debido a su territorialidad es fundamental que permanezcan en un cubículo aislado y en las perchas de pantalla, ya que estas les da un estatus de igualdad y no de sometimiento como las perchas de piso. Es importante que cuando se les dé de comer, la primera en recibir el alimento sea la hembra y después el macho pues en vida silvestre es parte del cortejo y la hembra es la que selecciona al macho. Independientemente de que la hembra sea la primera en recibir el alimento se les dará con la mano de arriba hacia abajo como lo hacen los padres en vida silvestre, de esta manera además de que nos adoptan como los padres, jerarquizamos nuestra posición como dominantes, esto para el caso de conductas de niego, rameros y roqueros.

FIGURA 47. COPLA DE Buteo jamaicensis

2. Una familia está constituida por individuos de diferentes edades, siendo en mayor proporción hembras, con una pareja alfa (dominante), aquí los primeros que comerán serán los alfa, después los pollos o juveniles y al final los de menor jerarquía. El número de integrantes de un grupo para conformar una familia dependerá de la cantidad de ejemplares que se hayan recibido, siendo aconsejable que esté formado por 4 hembras y 2 machos. Al igual que en el trabajo anterior, nos estamos erigiendo como los animales dominantes e integrándonos a la familia para que acepte nuestra presencia, a través de proporciona de manera adecuada el alimento, ya que de ahí se establecerán los lazos filiales, que permitirán detonar el proceso de adquisición de las habilidades que le permitan la integración al medio silvestre (Figura 48).


FIGURA 48. FAMILIA DE Parabuteo unicinctus

Es de suma importancia que el manejo se lleve a cabo por no más de tres personas y que estén aislados del resto del personal ya que lo que se está buscando es el desapego al ser humano y de realizarse lo contrario se estará contribuyendo a que él o los ejemplares no pierdan esa familiaridad con el hombre.

Cabe diferenciar la familiaridad que se busca entre el ejemplar y su rehabilitador, de la que pudiera tener con cualquier persona, ya que con la primera se pretende que se reconozca al rehabilitador como el padre de los ejemplares, partiendo de esta característica natural para la rehabilitación; mientras que la segunda es el resultado de la impronta por estar en cautiverio.

6.4 FASE II

6.4.1. Consolidación de las parejas y jerarquías en las familias formadas

Las parejas y familias formadas se irán reafirmando a través del manejo de rehabilitación conductual, generalmente los ejemplares requerirán de un aislamiento ya sea de los ejemplares solos, de las parejas o familias formadas, lo cual se hará a través del proceso de muda.

En el caso de que los ejemplares no requieren ser sometidos al proceso de muda, el tiempo que se requerirá para consolidar una pareja será de un mes y medio; para una familia de dos meses.

6.4.2. Aislamiento de los grupos de trabajo: cámara de muda

La cámara de muda se ha manejado desde los inicios de la cetrería y es el método por el cual se ayuda a inducir y acelerar la muda (pelecha), de una manera controlada, de un ejemplar a la vez.


De esta forma para rehabilitar físicamente a los ejemplares solos, parejas y familias en el menor tiempo posible y debido a que el proceso de muda en estado silvestre tarda seis meses, se adecua un lugar de confinamiento como cámara de muda, donde los ejemplares se someten al mismo tiempo en condiciones controladas de fotoperíodo, temperatura, humedad y alimentación, haciendo posible que este tiempo se reduzca a no más de cuatro meses. En el transcurso de este proceso se manejan por medio de cubículos aislados a los ejemplares solos, parejas o familias, quitándoles los diferentes tipos de conducta adquiridos por la impronta, que pueden ser filial o agonista principalmente. Es decir, la cámara de muda funciona como un detonante de la conducta innata del ejemplar (método utilizado por el autor desde 1976) (Figura 49).

FIGURA 49. GRUPO DE Parabuteo unicinctus EN CÁMARA DE MUDA


El método por el cual determinamos el porcentaje de la muda es mediante el conteo directo, ya que todas las aves cuentan con un número determinado de diferentes plumas, como por ejemplo, el timón cuenta con 12 plumas, si ha mudado 9 plumas, se puede concluir que ha mudado el 75% del mismo y así sucesivamente con el resto de las plumas.

Es importante mencionar que en el manejo que se hace no se necesita manipular al ejemplar ya que mediante las plumas que ha mudado se determinar el avance total de la muda evitando la manipulación innecesaria.

Técnicas complementarias útiles

En el caso de que el ejemplar al momento de entrar a la cámara de muda presente daños en las plumas del timón, es recomendable realizar lo siguiente:

1. Reparación de plumas dobladas. Una pluma doblada está especialmente predispuesta a partirse y puede suponer un obstáculo durante la muda. Para devolverle un aspecto normal basta con meterla en agua caliente, en donde se sugiere que se haya hervido previamente una papa en trozos (60° C), por espacio de un minuto aproximadamente estirando la pluma correctamente. Posteriormente deberá sumergirse en agua fría para que recupere su rigidez.

2. Injerto de plumas. Se realiza en los casos en que una pluma se rompe o se dobla excesivamente. Es necesario disponer de plumas de aves de la misma especie, sexo y edad que nuestro paciente. La pluma injertada debe ser la homóloga a la rota. Seccionaremos limpiamente y de forma oblicua con una cuchilla el cañón de la pluma dañada a 2-5 centímetros de su extremo proximal, respetando el resto de la pluma. La medida varía en función de la longitud del tramo a injertar, de modo que cuanto mayor sea más cañón original debe respetarse para asegurar una correcta sujeción. A continuación, cortaremos la pluma homóloga en el mismo punto. Debe confeccionarse una varilla ovalada que se adapte a la sección del cañón de las plumas a acoplar con un material flexible y resistente, como plástico, fibra de vidrio, bambú, metal, entre otros. Dicha varilla debe poseer los bordes y extremos romos para evitar dañar el cañón y estar seccionada transversalmente a modo de arpón para sujetarse mejor a los laterales del mismo. Finalmente, se añade pegamento de secado rápido altamente resistente en un extremo de la varilla y se introduce en el cañón del trozo de la pluma que queremos añadir. Una vez seco se aísla con un papel el cañón de la pluma rota del resto del plumaje para evitar mancharlo, se añade pegamento en el extremo sobrante de la varilla y se inserta colocando correctamente ambas partes (Figura 50).


FIGURA 50. PLUMAS TIMONERAS PARA INJERTOS

6.4.3. Habituación de los ejemplares a tomar el alimento de la percha en “T” (flushing)

Una vez establecida la relación entre el ave y el rehabilitador, y esté sea reconocido como miembro alfa, permitirá realizar un manejo lo más similar posible al que se desarrolla en vida silvestre entre padres e hijos; lo que evita el uso de vocalizaciones por parte del rehabilitador al alimentar al ejemplar y el ave no asociara un sonido determinado con el alimento.

La habituación de las aves a tomar el alimento de la percha en “T” (flushing), deberá ser paulatina, esto permitirá desacostumbrar al ejemplar tomar el alimento directamente de la mano del rehabilitador, sin afectar la jerarquía establecida anteriormente; pero si favoreciendo que se vaya independizando de esté, como lo harían en vida silvestre de sus padres.

Para el caso de las aves de presa nocturnas (Strigiformes), la percha difiere en que se le colocaran unas correas de cuero, para generar un sonido para llamar la atención del ave, ya que su principal sentido de caza es el oído.


6.4.4. Acondicionamiento físico y conductual

Después del proceso de habituación a la percha en “T” (flushing), se le dará un acondicionamiento físico durante el cual también se tratará el estado conductual, ya que se debe recordar que han tenido un periodo largo de inactividad. Si bien es cierto que durante este periodo ya se establecieron jerarquías, parejas y familias se deberá de propiciar el desarrollo de experiencias que encontrarán en vida silvestre, como es el hecho de cazar, reconocer tipos de presa, adaptación a los cambios climáticos, ya que no es lo mismo permanecer resguardado en un medio cerrado que sufrir las inclemencias del ambiente y lo más importante independizarlos del ser humano.

El acondicionamiento físico consta de diferentes tipos de ejercicios, los cuales son utilizados en cetrería, como son: 1) vuelos en vertical, 2) vuelos a la tira y 3) vuelos en persecución; los cuales se irán incrementando hasta obtener la condición óptima del ejemplar.

Una vez logrado el acondicionamiento físico del ejemplar se procederá a realizar ejercicios de reconocimiento de presas y desarrollo de habilidades de caza, a través del señoleo y cacería controlada. En cualquiera de los ejercicios a realizar la calidad y cantidad del alimento es fundamental para cubrir las demandas energéticas y nutricionales de los ejemplares.

A continuación se describen los ejercicios para el acondicionamiento físico:

1. Vuelos en vertical. Es uno de los ejercicios que demanda mayor esfuerzo físico, consiste en hace volar el ave desde el piso hasta la percha en “T” (flushing), en repetidas ocasiones y a diferentes alturas; inicialmente la altura de vuelo será del piso a la percha (2 metros), para aumentarla paulatinamente a cerca de 3.5 metros que será la altura de la percha más la del rehabilitador. Al día se realizaran 10 vuelos, incrementándolos de 5 en 5 de acuerdo a la capacidad del ave y cada vez que se incremente la altura. El alimento deber ser de alta calidad, principalmente ratas de bioterio. El objetivo de este ejercicio es darle potencia a los músculos (Figura 51).


FIGURA 51. EJERCICIOS DE VUELO EN VERTICAL A LA PERCHA EN “T” (FLUSHING)

2. Vuelos a la tira. En este ejercicio se hará volar el ave en línea recta, para lo cual se puede posar al ejemplar en la percha de pantalla o en algún otro lugar, como en la rama de un árbol (a una altura aproximada de 1.5 m.). Posteriormente alejarse a una distancia de 10 de metros para llamar al ejemplar a que se pose sobre la percha en “T” (flushing); la distancia se irá incrementando paulatinamente (de 10 en 10 metros), hasta alcanzar vuelos en línea recta de 100 a 200 metros. Cabe señalar que el tiempo necesario para ir incrementando la distancia estará en función de la respuesta física del ejemplar, por lo que si a una distancia inicial de 10 metros el ave llega con facilidad se podrá incrementar a 20 metros al siguiente día.

De igual forma el alimento deber ser de alta calidad (ratas de bioterio). El objetivo de este ejercicio es darle elasticidad a los músculos y resistencia para la persecución (Figura 52).


FIGURA 52. VUELO A LA TIRA, EJEMPLAR DE Parabuteo unicinctus

3. Vuelos en persecución. Se basa en hacer que el ave nos vaya siguiendo, volando de árbol en árbol. Durante estos vuelos aprenderán a posarse en las ramas, cosa que muchos de ellos no saben hacer y buscar atalayas naturales (lugares de fácil acceso en las ramas para observar el territorio), para cazar, así como, aprender a mimetizarse en el follaje.

En este ejercicio también se les enseñara en algunos casos a realizar los vuelos a vela, en los cuales aprenden a utilizar las corrientes térmicas.

La alimentación consistirá principalmente de conejo, combinando con rata y/o pollo. El objetivo es aumentar la capacidad pulmonar (Figura 53).


FIGURA 53. SECUENCIA DE PERSECUCIÓN

Es importante señalar que el alimento será proporcionado al término de los ejercicios, los cuales serán realizados de forma alternada a lo largo de la rehabilitación, de la forma siguiente:

Ejercicio Día

1 2 3 4 5 6 7 8 …

1. Vuelos en vertical

2. Vuelos a la tira

3. Vuelos en persecución

Durante la realización de los ejercicios los ejemplares serán trabajados en familias, parejas o solos, según se hayan establecido los grupos, y así continuar con el trabajo conductual.

Una vez que tenemos en óptimas condiciones físicas a los ejemplares, es necesario, en la mayoría de los casos enseñarles a cazar ya que hasta el momento han recibido el alimento de manos del rehabilitador y en la percha en “T”. Para tal efecto, nos apoyaremos en herramientas como señuelos, con los cuales aprenderán inicialmente cómo y dónde deben capturar a sus presas a través del señoleo y después a través de la caza controlada:


4. Señoleo. En vida silvestre las aves de presa que matan por asfixia (águilas, aguilillas y gavilanes), capturan abalanzándose hacia sus presas con el objetivo de sofocarlas, esto lo hacen al sujetar a sus presas por la cabeza y el cuello, evitando así sufrir daño alguno que puedan ocasionar las presas al defenderse del ave y de igual forma, matar lo más rápido posible. Así que para enseñarles a cazar, se colocará el alimento en las zonas donde se quiera que ataque, como es la parte dorsal a la altura del cuello y la cabeza del señuelo, se sugiere que sea en forma de conejo.

En el caso de los halcones la mayoría son ornitófagos y cazan por golpe, es decir, utilizan la velocidad para arremeter a sus presas en pleno vuelo, por lo que se utilizará un señuelo con forma de ave. Estos animales sujetan a la presa por la quilla entonces, se colocará el alimento en la parte ventral del señuelo. Cabe mencionar que el señuelo debe ser de la misma forma y tamaño que la presa real. Para el caso de las aves carroñeras se utilizarán cadáveres de distintos animales.

Es importante hacer buen uso del señuelo, para poder desarrollar las habilidades de caza de los ejemplares y no crear conductas redirigidas hacia objetos que no tienen que ver con el entorno natural. La forma correcta de señolear, será en el caso del conejo ubicarlo en un lugar en que no sea visible para el ave (matorral, piedras, arbustos, árboles, entre otros), previamente atado con un sedal de pesca por ser transparente y resistente. La longitud promedio del sedal será de 30 metros aproximadamente, el cual puede variar dependiendo del tipo de terreno en el que se realizará el ejercicio. Posteriormente tirara del señuelo una segunda persona que deberá estar camuflajeada para mimetizarse y pasar desapercibida lo más posible.

Una vez que el ave atrape el señuelo se deberá seguir tirando de esté alrededor de un par de minutos de forma intermitente, a fin de simular la lucha con la presa. Y dejándola comer la porción de alimento que se haya puesto en el señuelo.

Este ejercicio se realizará en inicio individualmente para el caso de parejas y familias, para posteriormente integrar a todos los individuos que conformen el grupo en el mismo ejercicio. En donde las parejas comerán al mismo tiempo del señuelo y las familias de acuerdo a las jerarquías establecidas.

En el caso del señuelo en forma de ave es muy importante que el rehabilitador practique previamente con el señuelo, ya que es muy fácil enredarse con él ocasionando que el ave pudiese chocar contra el rehabilitador, el piso o bien golpear el ave con el señuelo directamente, provocando serias lesiones o incluso la muerte (Figura 54).

Para llevar a cabo este ejercicio de manera adecuada es importante que nunca se pierda de vista el ave, teniéndola siempre de frente para poder controlar los movimientos con el señuelo.

Deberá hondearse de forma suave y uniforme incrementando poco a poco la circunferencia descrita por el movimiento del señuelo, hasta que el ave vuele en su dirección, momento en el cual es arrojado en una trayectoria recta y ascendente; repitiendo el ejercicio durante 5 veces incrementándolo paulatinamente.


FIGURA 54. SECUENCIA DEL TRABAJO CON SEÑUELO

Para su utilización, debe tenerse en cuenta:

1. El movimiento del señuelo es un estímulo para la caza, por lo que su movimiento debe recordar al de una presa.

2. Nunca debe ser arrojado contra el ave, puede asustarla y rechazar ese tipo de entrenamiento.

3. No lo arroje a mayores distancias de las que el sedal permita al animal desplazarse, por los mismos motivos.


4. Si el ave apresa y se aferra al señuelo, el rehabilitador no deberá quitárselo; debe dejar que lo cubra con las alas y que consuma el alimento colocado en éste.

5. Caza controlada. Siguiendo con la rehabilitación conductual, una vez que los ejemplares capturen el señuelo fácilmente ya sean solos, en pareja o en familia. Se procederá a realizar ejercicios con caza controlada; enfrentando a los ejemplares a presas vivas, con las cuales se realizarán escapes, procurando que esté ofrezca la mayor dificultad posible en cuanto a su captura, es decir, se liberará a la presa a distancias mayores a 150 metros, esto con el fin de que el ave se esfuerce en la captura y les sea de ayuda el ejercicio.

Es importante mencionar que llegada esta parte de la rehabilitación, los ejemplares ya muestran temor hacia el ser humano, tolerando únicamente a los rehabilitadores (Figura 55).

Se buscará que la caza controlada se apegue a lo que naturalmente serán sus presas en vida silvestre.

FIGURA 55. ESCENAS DE CACERÍA CONTROLADA

7. EVALUACIÓN PREVIA A LA LIBERACIÓN

Evaluación Previa a la Liberación 145

7. EVALUACIÓN PREVIA A LA LIBERACIÓN

7.1. FASE III

7.1.1. Evaluación física y conductual

Una vez concluidas las fases anteriores, se deberá determinar si el ave está en condiciones para ser liberada, para esto, se realizará un proceso de evaluación. El cual consistirá en que cada uno de los ejemplares realice todos los ejercicios anteriormente descritos de manera satisfactoria, para esto se recomienda basarse en el promedio de los parámetros de la tabla siguiente:

TABLA. 12: EVALUACIÓN PRE-LIBERACIÓNEvaluación física

Ejercicios Parámetros

1. Vuelos en vertical 200 ó >

2. Vuelos a la tira 20 vuelos a una distancia de 100 metros

3. Vuelos en persecución > hora y media

Evaluación conductual

4. Señoleo Respuesta al estímulo:1. Rapidez en la captura2. Adecuada sujeción del señuelo3. Trabajo en equipo (parejas y familias)

5. Caza controlada Respuesta al estímulo:1. Tiempo de reacción2. Trabajo en equipo (parejas y familias)3. Respuesta al contacto con el hombre: a) Con el rehabilitador de un 20 a un 30% b) Cualquier otra persona: 100% de desapego

Durante el proceso de rehabilitación se ha llevado un control estricto de salud de los ejemplares, pero en base a la normatividad en la materia se tendrán que realizar los estudios pertinentes para corroborar que los ejemplares a liberar cumplen satisfactoriamente los controles y medidas sanitarias correspondientes. La ya fueron explicadas con anterioridad en el apartado 5.5. Cuarentena (Figura 56).


FIGURA 56. EXAMEN FÍSICO DEL EJEMPLAR

7.2. FASE IV

7.2.1. Deshabituación in situ. Liberación

Para llevar a cabo la liberación de los ejemplares, se procederá primeramente a realizar la deshabituación in situ. La cual consiste en volar el animal en la zona de liberación (familia, copla o individuo) y asegurarse de que cacen en ella; de esta manera la familia o pareja se independizara del rehabilitador posicionándose del lugar como su territorio.

Para el caso de los ejemplares solos, se recomienda posarlo en una rama permitiéndole que el ave vuele cuando así lo decida, teniendo en cuenta que estos difícilmente permanecerán en el lugar de la liberación por mucho tiempo, ya que se moverán buscando una pareja o familia para establecer su territorio (Figura 57 y 58).


FIGURA 57. EJEMPLAR DE Buteo jamaicensis

7.3. FASE V

7.3.1 Monitoreo

Por otro lado es de señalarse que una vez liberados los ejemplares (parejas o familias), se realice un monitoreo de por lo menos una semana, a fin de asegurar que los ejemplares se posicionaron del territorio y se estén alimentando en el mismo.

Cabe señalar que es necesario llevar a cabo evaluaciones previas de la situación de las aves de presa en vida silvestre, y de las áreas propicias para su liberación; en base a las características de los ecosistemas, su grado de conservación, entre otros factores, de manera que asegure que el ejemplar liberado podrá reinsertarse de manera estable al ecosistema.


FIGURA 58. DESHABITUACIÓN IN SITU, PAREJA DE Parabuteo unicinctus

7.4. GENERACIÓN DE BITÁCORAS Y FORMATOS DE SEGUIMIENTO

Es importante contar con el registro de cada una de las etapas al ingreso de los ejemplares en los Centro, como durante las Fase del Procesos de Rehabilitación, para llevar a cabo un seguimiento del ejemplar.

La generación de bitácoras de cada una de ellas es responsabilidad del rehabilitador.

Los formatos que se manejan en este método de rehabilitación de aves de presa pueden verse en el Anexo. 9.1.

CONSIDERACIONES GENERALES PARA LA LIBERACIÓN

De acuerdo con Aprile y Bertonatti (1996), deben evitarse los riesgos siguientes:

1. Liberar animales sin previo chequeo sanitario.

2. Liberar animales sin certeza de su identidad taxonómica (especie y, de ser posible su raza o subespecie).

3. Liberar y trasladar animales sin documentación o autorización de la autoridad gubernamental competente.


4. Liberar animales enfermos o de estado sanitario desconocido (físico o psíquico).

5. Liberar especies o subespecies (razas) en lugares que no coinciden con su área de distribución geográfica.

6. Liberar animales sin marcas de identificación.

7. Hacer liberaciones masivas sin estudios de impacto ambiental previo (capacidad de carga animal por superficie de área, enfermedades locales, uso de hábitat, entre otros).

Educación ambiental. Es de fundamental importancia para el éxito de las liberaciones involucrar a las comunidades locales en la conservación del hábitat y en los esfuerzos de rehabilitación y seguimiento post-liberación.

8. BIBLIOGRAFÍA

Bibliografía 153

8. BIBLIOGRAFÍA

INTRODUCCIÓN

ANTECEDENTES

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Stone E. G. y P. T. Redig. 1999. Preliminary evaluation of Hetastarch for the management of hypoproteinemia and hypovolemia. En: Proceedings of the Annual Conference of the American Association of Avian Veterinarians.1994:197-199.

Degernes, L., y P. T. Redig. 1990. Soft tissue wound management in avian patients. Proceedings of the Annual Meeting of the Association of Avian Veterinarians, pp 182-190.

Flammer, K. 1986. Aviculture management. En: Harrison. G.J., and Harrison, L.R. (eds.): Clinical Avian Medicine and Surgery. Philadelphia: W.B. Saunders, p. 610.

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CUARENTENA

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Gortázar, C., J. Vicente y D. Gavier-Widen. 2002. Pathology of bovine tuberculosis in the European wild.

Höfle, U., C. Gortázar, E. Angulo, E. F. Kaleta y R. Villafuerte. 2001. Serologische Untersuchungen zur Prävalenz von Antikörpern gegen aviäres Paramyxovirus 1, 2 und 3 bei frei-lebenden Rothühnern(Alectoris rufa) in Südspanien.” Z. Jagdwiss. 47: 145-151.

Palmer, S. R., L. Soulsby y D. I. H. Simpson. 1998. Zoonoses. Oxford University Press, Oxford, 948 pp.

Norma Oficial Mexicana NOM-005-ZOO-1993. Campaña Nacional Contra la Salmonelosis Aviar.

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Norma Oficial Mexicana NOM-044-ZOO-1995. Campaña Nacional contra la Influenza Aviar.

http://www.senasica.gob.mx

ALIMENTACIÓN

Blanco J. M. y U. Höfle. 2004. Rehidratación, Nutrición y Alimentación en Aves Rapaces en Estado Crítico. Centro de Estudios de Rapaces Ibéricas. Sevilla.

Forbes, N. A. y C. G. Flint. 2000. Raptor Nutrition. Honeybrook Farm Animal Foods, Worcestershire.

Gil C. J. 2000. Arte de la Cetrería en la Naturaleza. Edit. Estudio Euroláser, España.

Redig P. 1992. Rehabilitación de Aves de Presa. Memorias del Curso de Fisiopatología y Medicina en Fauna Silvestre. AZCARM, Africam Safari.

http://mikedupuyhawkfood.com/nutrition.html


REHABILITACIÓN FÍSICA Y ETOLÓGICA

Aguilar, S. 1993. Manual de Cetrería. Editorial Diana. 100pp.

Aprile, G. y C. Bertonatti. 1996. Manual sobre rehabilitación de fauna. Bol.Téc. N° 31, FVSA, Buenos Aires, Argentina. 109pp.

Núñez- Laiseca, M., A. Guerrero y A. Pinilla. 2007. Consideraciones sobre rehabilitación y liberación de aves silvestres. Publicaciones AMUS, Extremadura, España. 3-21.

Pavez, E. 2004 Centro para las aves rapaces chilenas. En: A Muñoz-Pedreros, Rau J y J. Yáñez (Edit.). Aves Rapaces de Chile. CEA Ediciones, Centro de Estudios Agrarios y Ambientales, Valdivia, Chile. 387 pp.

Raptor Rescue, 2008. Rehabilitation handbook and the code of practice. United Kingdom.

Rodríguez de la Fuente, F. 1986. El Arte de Cetrería. Ed. Noriega. México, D. F. ISBN 968-18-2226-9.

Stewart, G. R. 1987. Método hacking. Reintroducción de aves rapaces. Junta de Andalucía. España.

Varland, D. E. 1992, Establishimg a Nest Box Program for American Kestrels Along an Interstate Highway. Iowa Dep. of Natural Resources Nongame Wildlife Program, Wildlife Research Station. 8 pp. Iowa, EU.

EVALUACIÓN PREVIA A LA LIBERACIÓN

Aprile, G. y C. Bertonatti. 1996. Manual sobre rehabilitación de fauna. Bol.Téc. N° 31, FVSA, Buenos Aires, Argentina.

Drews C. 1999. Recomendaciones para el diseño y la operación de centros de rescate en el neotrópico. En C. Drews (editor). Rescate de fauna en el neotrópico, pp. 467-494. Editorial Universidad Nacional EUNA, Heredia, Costa Rica.

Núñez- Laiseca, M., A. Guerrero y A. Pinilla. 2007. Consideraciones sobre rehabilitación y liberación de aves silvestres. Publicaciones AMUS, Extremadura, España. 3-21.

9. ANEXO

Anexo 161

9. ANEXO

9.1. FORMATOS

CARTA DE ENTREGA

La Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales Semarnat, a través de la Dirección General de Vida Silvestre por medio de este conducto certifica que el ave de presa de especie

de sexo de edad aproximada ingresó al Centro para la Conservación e Investigación de Vida Silvestre CIVS , por medio de .

Coordinador del CIVS de Semarnat

MVZ. Responsable Testigo Nombre y firma Nombre y firma

México, al día de de .

Observaciones

* SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS DEL ANIMAL AL INGRESO.


CARTA DE DONACIÓN VOLUNTARIA

Por medio de este medio el C. entrega de manera voluntaria al ave de presa de especie de sexo de edad aproximada al CIVS de la Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales Semarnat para su rehabilitación y liberación a la vida silvestre bajo los lineamientos de la Dirección General de Vida Silvestre DGVS.

Coordinador del CIVS de Semarnat.


México, al día de de .

* SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS DEL ANIMAL AL INGRESO.

Anexo 163

HOJA CLINICA DE RECEPCIÓN DE FAUNA SILVESTREAVES

CIVS:Fecha de Ingreso: Procedencia: EV: Profepa: PGR:

Nombre Común: Nombre Científico: Nombre del Propietario: Señas Particulares: Marca: Sexo: Edad o Estadio: C: J: A:

Estado Físico General: Bueno: Regular: Malo:Actitud:

Evaluación Física:Plumas: Piel: Mucosas: Cavidad Oral: Oídos: Fosas Nasales: Sistema Muscular: S. Esquelético:

Vacunas: Desparasitaciones: Tratamiento a seguir:

Dieta recomendada: Exámenes de laboratorio recomendados: Observaciones:

PERSONAL QUE RECIBE Vo.Bo DEL COORDINADOR

Nombre y Firma Nombre y Firma


REPORTE DE ENFERMEDAD O ACCIDENTE

México D.F., a de de .

Clave de Identificación:

Constantes fisiológicas Temp: F/C: F/R: Peso:

Mucosas:

Historia clínica:

Diagnóstico presuntivo:

Análisis solicitados:

Resultados de los análisis:

Diagnóstico:

Tratamiento:

Pronóstico:

Observaciones:

Coordinador del CIVS Semarnat.


Anexo 165

CERTIFICADO DE PÉRDIDA O MUERTE

El Coordinador del CIVS de la Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales Semarnat, y el MVZ responsable certifican que el ejemplar con clave de Identificación: se .

Dicha fue causada por el día de de en .

Se extiende el presente certificado, habiendo realizado las investigaciones pertinentes para corroborar la información.



A los días de de .

* EN CASO DE MUERTE SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS DEL ANIMAL.


CERTIFICADO DE SALUD

México D.F., a de de .

El MVZ responsable del CIVS de la Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales Semarnat, por medio de este conducto certifica que: el ejemplar con la clave de Identificación: se encuentra en perfecto estado de salud.



* SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS DEL ANIMAL.

Anexo 167

HOJA DE MUDA DE LAS ALAS

Ala izquierda Ala derecha

Cuchillos Fecha de muda Cuchillos Fecha de muda

1 1

2 2

3 3

4 4

5 5

6 6

7 7

Remeras RemerasPrimarias Primarias

1 1

2 2

3 3

Remeras RemerasSecundarias Secundarias

1 1

2 2

3 3

4 4

5 5

1

1

1

2

2

2

3

3

3

4

4

5

5

67

REMERAS SECUNDARIAS(CORVAS)

REMERAS PRIMARIAS(AGUADERAS)

CUCHILLOS


HOJA DE MUDA DE LAS COLA

Lado izquierdo Lado derecho

Pluma Fecha de muda Pluma Fecha de muda

1 1

2 2

3 3

4 4

5 5

6 6

Fecha: del: al de de 20 .

ESQUEMA DE LA MUDA DE LA TIMONERA(REPORTE SEMANAL)

LADO IZQUIERDO LADO DERECHO

6

6

55

44

3 32 21 1

Anexo 169

CONTROL DE INSTALACIONES Y SANIDAD

Rehabilitador: Fecha: Inspector: Hora:

Condiciones de la cámara de muda

Observaciones:

Indicaciones:

Condiciones del ave


Observaciones:

Indicaciones:


REGISTRO DE ENTRENAMIENTO DE FAUNA A LIBERAR

Fecha Clave de Sexo Peso Alimentación (gramos) Observaciones Identificación Co-codorniz; Po-pollo Ra-rata; Con-conejo

Anexo 171

REPORTE DE ENTRENAMIENTO DEL AVE DE PRESA EN LA ZONA DE LIBERACIÓN


Fecha: Lugar:

Reporte

Coordinador del CIVS Firma del asistente de Semarnat.

* SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS.


FORMATO PARA LA EVALUACIÓN DE LA LIBERACIÓN DE EJEMPLARES

Nombre del responsable del procedimiento:

Fecha:

Hora:

Concepto Observaciones

Cantidad de ejemplaresa liberar (Especie)(1 de ...)

Edad del ejemplar

Familia

Copla

Solitario

Hábitos de residencia

Zona de liberación

Caracterización previa

Requerimientos de hábitat

Amenazas identificadas

Grado de protección formal de la zona

Grado de aceptación por lascomunidades humanas

Estudios previos

Hora de inicio: Hora de finalización:

Total de horas en seguimiento:

No. de personas que participaron:

Anexo 173

REPORTE DE CONOCIMIENTO DE LA ZONA PARA LIBERACIÓN

Fecha:

Lugar:

Guía:

Fauna presente en la zona

Nombre científico Nombre común Número de ejemplares

Reporte del Coordinador del CIVS de Semarnat


CARTA DE LIBERACIÓN


Estatus NOM-059-SEMARNAT-2010:

Nombre científico:

Nombre común:

Clasificación: Sexo:

Edad aproximada:

Lugar de liberación:

Fecha: Hora:

Coordenadas y Condiciones climatológicas del lugar:

Presas disponibles para cacería:



* SE ANEXAN FOTOGRAFÍAS.

Manual para la Rehabilitación de Aves de Presa en losCentros para la Conservación e Investigación de la Vida Silvestre (CIVS)

El tiraje consta de 1 000 ejemplares yse terminó de imprimir en el mes de septiembre de 2011,

en los Talleres de Spot-ImagenArteaga 33, Col. Guerrero México, 06300, D.F.Tel. 5526 8315 [email protected]

El cuidado de la edición estuvo a cargo de la Coordinación General de Comunicación Social y

el contenido es responsabilidad de la Dirección General de Vida Silvestre

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Manual Aves Presa