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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
“Perfil microbiológico en aislamiento de hemocultivos en las áreas de terapia
intensiva, emergencias, oncología, nefrología, hematología, geriatría, en el
hospital Carlos Andrade Marín durante el periodo junio – octubre 2016”
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del
Título de Licenciada en Laboratorio Clínico E Histotecnológico
Autora: Mogro Lima Lizeth Aracely
Tutora Académica: Lcda. Eliana Maribel Champutiz Ortiz
Quito, Abril 2017
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, LIZETH ARACELY MOGRO LIMA, en calidad de autora y titular de los derechos
morales y patrimoniales del trabajo de titulación “PERFIL MICROBIOLÓGICO EN
AISLAMIENTO DE HEMOCULTIVOS EN LAS ÁREAS DE TERAPIA
INTENSIVA, EMERGENCIAS, ONCOLOGÍA, NEFROLOGÍA, HEMATOLOGÍA,
GERIATRÍA, EN EL HOSPITAL CARLOS ANDRADE MARÍN DURANTE EL
PERIODO JUNIO-OCTUBRE 2016”,, modalidad presencial, de conformidad con el Art.
114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS
CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a favor de la
Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el
uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos. Conservamos a nuestro
favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.
Asimismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización
y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de
expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por
cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad
de toda responsabilidad.
Mogro Lima Lizeth Aracely
CC. 1720248135
Dirección electrónica: [email protected]
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN (ACADÉMICO)
iii
Yo, Eliana Maribel Champutiz Ortiz, en calidad de tutora académica del trabajo de
titulación, modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por la señorita LIZETH
ARACELY MOGRO LIMA; cuyo título es: “PERFIL MICROBIOLÓGICO EN
AISLAMIENTO DE HEMOCULTIVOS EN LAS ÁREAS DE TERAPIA
INTENSIVA, EMERGENCIAS, ONCOLOGÍA, NEFROLOGÍA, HEMATOLOGÍA,
GERIATRÍA, EN EL HOSPITAL CARLOS ANDRADE MARÍN DURANTE EL
PERIODO JUNIO-OCTUBRE 2016”; previo a la obtención al Grado de Licenciada en
Laboratorio Clínico e Histotecnológico; considero que el mismo reúne los requisitos y
méritos necesarios en el campo académico, metodológico y epistemológico, para ser
sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que
APRUEBO a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación
determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 27 días del mes de abril de 2017
…………………………………
Lcda. Eliana Maribel Champutiz Ortiz
DOCENTE- TUTORA
CI: 040126417-1
iv
APROBACION DE LA PRESENTACION ORAL/TRIBUNAL
El Tribunal Constituido por: Dr. Ángel Alarcón (presidente), Dr. Roberto Yajamín, (vocal)
y MSc. Yolanda Paredes (Vocal).
Luego de receptar la presentación oral de trabajo de titulación previa a la obtención del
grado de Licenciada en Laboratorio Clínico e Histotecnológico presentado por la señorita
LIZETH ARACELY MOGRO LIMA.
Con el título “PERFIL MICROBIOLÓGICO EN AISLAMIENTO DE HEMOCULTIVOS
EN LAS ÁREAS DE TERAPIA INTENSIVA, EMERGENCIAS, ONCOLOGÍA,
NEFROLOGÍA, HEMATOLOGÍA, GERIATRÍA, EN EL HOSPITAL CARLOS
ANDRADE MARÍN DURANTE EL PERIODO JUNIO-OCTUBRE 2016”;
Emite el siguiente veredicto: Aprobado
Fecha: 05 de julio de 2017
Para constancia de lo actuado firman:
Nombre y Apellido calificación firma
Presidente Dr. Ángel Alarcón 19
Vocal 1 Dr. Roberto Yajamín 19
Vocal 2 MSc. Yolanda Paredes 19
v
TEMA “Perfil microbiológico en aislamiento de hemocultivos en las áreas de terapia
intensiva, emergencias, oncología, nefrología, hematología, geriatría, en el Hospital Carlos
Andrade Marín durante el periodo junio-octubre 2016”,
RESUMEN
Las infecciones del torrente sanguíneo constituyen una causa muy importante de mortalidad
a nivel mundial. Este proyecto tiene como objetivo determinar el perfil microbiológico de
aislamientos en hemocultivos, se realizó un análisis descriptivo, retrospectivo de los
cultivos positivos en el hospital Carlos Andrade Marín entre junio y octubre del 2016.
Fueron 278 hemocultivos positivos de 2.532 muestras; se aislaron 143 casos (51,4%) Gram
positivos, 131 casos (47,1%) Gram negativos y 4 casos (1,4%) levaduras. En los Gram
positivos de 59 Staphylococcus epidermidis, 50 (57%) resultaron ser meticilino resistente
con resistencia a la oxacilina, penicilina, y sensibles a la vancomicina y linezolida, en los
Gram negativos de 51 Escherichia coli aisladas en su totalidad, 11 (22%) fueron
productoras betalactamasas de espectro extendido (BLEE), y 1 (2%) mostró ser productora
de Carbapenemasas y de 45 Klebsiella pneumoniae, 31 (63%) resultaron ser productoras de
Carbapenemasas (KPC) y 3 (6%) mostraron ser productoras betalactamasas de espectro
extendido (BLEE). El servicio hospitalario donde se mostró más aislamientos positivos fue
terapia intensiva con 143 casos (51,4%). Se concluye que los gérmenes más involucrados
en las bacteriemias son Staphylococcus epidermidis meticilino resistente, seguido de
Escherichia coli BLEE y Klebsiella pneumoniae KPC mostrando ser resistentes a los
antibióticos lo que representa un grave problema en el tratamiento de las infecciones.
Prácticamente no hay drogas adecuadas para tratarlo y en ocasiones, como última opción
se recurre al colistin u otros medicamentos más apropiados.
PALABRAS CLAVES: BACTERIEMIA / HEMOCULTIVOS / ANTIBIÓTICOS /
SUSCEPTIBILIDAD MICROBIANA.
vi
TITLE “Microbiological profile isolation from blood cultures in the areas of intensive
therapy, oncology, nephrology, hematology, emergency, geriatrics, Hospital Carlos
Andrade Marin during the period june-october 2016”
ABSTRACT
The bloodstream infections are an important cause of mortality worldwide. This project
aims to determine the micro-biological profile of isolates in blood cultures, Carlos Andrade
Marín was a descriptive, retrospective analysis of positive cultures at the hospital between
June and October 2016. They were 278 positive blood cultures of 2.532 samples; 143 cases
were isolated (51.4%) Gram positive, 131 cases (47.1%) Gram negative and 4 cases (1.4%)
yeast. In the Gram-positive 59 Staphylococcus epidermidis, 50 (57%) were found to be
Methicillin resistant with resistance to oxacillin, penicillin, and sensitive to Vancomycin
and linezolid, in the Gram negative of 51 Escherichia coli isolated in its entirety, 11 (22%)
were producing beta-lactamase (ESBL) spread spectrum, and 1 (2%) was shown to be
producer of Carbapenemases and 45 Klebsiella pneumoniae 31 (63%) were found to be
producing Carbapenemases (KPC) and 3 (6%) were shown to be producing (ESBL)
extended-spectrum betalactamase. The hospital department where showed more positive
isolates was intensive with 143 cases (51.4%). It is concluded that more involved in
bacteremia germs are Staphylococcus epidermidis Methicillin resistant, followed by
Escherichia coli ESBL and Klebsiella pneumoniae KPC showing to be resistant to
antibiotics which represents a serious problem in the treatment of infections. There is
practically no adequate drugs to treat it and sometimes, as the last option is used the
colistin, or most appropriate medications.
KEY WORDS: ANTIBIOTICS / MICROBIAL SUSCEPTIBILITY / BACTEREMIA /
BLOOD CULTURE
vii
DEDICATORIA
A mi madre por ser el pilar fundamental en todo lo que soy, por ser mi mejor amiga, por su
gran apoyo, por su amor y por cada consejo que me ha permitido ser una persona de bien
A todas aquellas personas que de una u otra forma han estado conmigo ayudándome a
seguir este sueño y ahora a culminar una meta en mi vida.
LIZETH MOGRO LIMA.
viii
AGRADECIMIENTO
Principalmente a Dios por haberme dado vida y salud para alcanzar mis objetivos
permitiéndome llegar a este momento tan importante de mi vida profesional, además de su
fortaleza, bondad y amor infinito.
A mi padre quien me ha sabido formar con valores y hábitos que me ayudaron a salir
adelante, agradezco por brindarme su amor y apoyo incondicional
A mi hermano que ha estado siempre junto a mí y ha sido un ejemplo de lucha y
constancia en mi vida.
LIZETH MOGRO LIMA.
ix
ÍNDICE DE CONTENIDOS
Contenido PORTADA .........................................................................................................................i
© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................................ ii
DEDICATORIA Y AGRADECIMIENTO .................................................................... vii
ÍNDICE DE CONTENIDOS ............................................................................................ix
ÍNDICE DE TABLAS ..................................................................................................... xi
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................. xiii
ÍNDICE DE ANEXOS .................................................................................................... xv
RESUMEN ........................................................................................................................ v
ABSTRACT .....................................................................................................................vi
INTRODUCCION ............................................................................................................. 1
CAPÍTULO 1 ................................................................................................................... 2
EL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN ..................................................................... 2
1.1PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ..................................................................... 2
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA ........................................................................ 3
1.3 PREGUNTAS DIRECTRICES ................................................................................... 3
1.4 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA ........................................................................ 3
1.5. OBJETIVOS ............................................................................................................... 5
1.5.1. Objetivo General. …………………………………………………………………5
1.5.2. Objetivos Específicos……………………………………………………………..5
CAPÍTULO II .................................................................................................................. 6
MARCO TEÓRICO ........................................................................................................ 6
2.1 ANTECEDENTES ...................................................................................................... 6
2.2 FUNDAMENTO TEÓRICO ....................................................................................... 7
2.2.1 TIPOS DE BACTERIEMIA .................................................................................... 7
2.2.2 TIPOS DE INFECCIONES DEL TORRENTE SANGUÍNEO ............................... 9
2.2.3 DIAGNÓSTICO ....................................................................................................... 9
2.2.4 HEMOCULTIVO ................................................................................................... 10
2.2.4.2 MÉTODOS DE PROCESAMIENTO DE LOS HEMOCULTIVOS ................. 12
x
2.2.4.3 CULTIVO ............................................................................................................ 15
2.2.4.4 LECTURA ........................................................................................................... 16
2.2.5 MÉTODOS DE ESTUDIO DE LA SENSIBILIDAD ANTIBIÓTICA ................ 17
2.2.5.2 PARÁMETROS DE INTERPRETACIÓN. ........................................................ 18
2.2.6 ANTIBIÓTICOS .................................................................................................... 21
2.2.6.1 Clasificación ........................................................................................................ 21
2.2.7 MECANISMO DE ACCIÓN DE LAS BACTERIAS ........................................... 25
2.2.8 RESISTENCIA A LOS ANTIMICROBIANOS .................................................... 25
2.3 FUNDAMENTACIÓN LEGAL .............................................................................. 26
CAPÍTULO III .............................................................................................................. 29
METODOLOGÍA .......................................................................................................... 29
3.1. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN ....................................................................... 29
3.2POBLACIÓN DE ESTUDIO ..................................................................................... 29
3.2.1 CRITERIOS DE INCLUSIÓN ............................................................................... 29
3.2.2 CRITERIOS DE EXCLUSIÓN ............................................................................. 29
3.3OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES ................................................. 30
3.4TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS ..................... 32
3.5 TÉCNICAS PARA EL PROCESAMIENTO DE DATOS Y ANÁLISIS DE RESUL
TADOS ............................................................................................................................ 33
CAPITULO IV. .............................................................................................................. 34
RESULTADOS .............................................................................................................. 34
4.1 PRESENTACIÓN Y ANÁLISIS .............................................................................. 34
4.2 DISCUSIÓN .............................................................................................................. 52
4.3 CONCLUSIÓN ......................................................................................................... 55
4.4 RECOMENDACIONES ........................................................................................... 56
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................. 57
xi
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Distribución de hemocultivos en el hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016 ........................................................................................................................ 34
Tabla 2. Distribución de los microorganismos aislados en del hospital Carlos Andrade
Marín, periodo junio-octubre 2016 ...................................................................................... 35
Tabla 3.Distribución de microorganismos Gram negativos aislados en hemocultivos
positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016 ....................... 36
Tabla 4. Distribución de microorganismos Gram positivos aislados en hemocultivos
positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016. ...................... 37
Tabla 5. Distribución de levaduras aisladas en hemocultivos positivos del Hospital Carlos
Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016 ....................................................................... 38
Tabla 6. Distribución de las bacterias según presencia o ausencia del fenotipo de
resistencia bacteriana en hemocultivos positivos del Hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio- octubre 2016 .............................................................................................. 39
Tabla 7. Distribución de bacterias Gram positivas con fenotipo de resistencia bacteriana
del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016. ...................................... 40
Tabla 8. Distribución de bacterias Gram negativas con fenotipo de resistencia bacteriana
del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016. ...................................... 41
Tabla 9. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por cada servicio del hospital
Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016 ........................................................... 42
Tabla 10. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio-octubre 2016. ................................................................................................ 43
xii
Tabla 11. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio-octubre 2016. ................................................................................................ 44
Tabla 12. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por grupo etario pacientes
del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016 ....................................... 45
Tabla 13. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016. ....................................................................................................................... 46
Tabla 14. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016. ....................................................................................................................... 47
Tabla 15. Distribución de hemocultivos positivos según género de pacientes del Hospital
Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016. .......................................................... 48
Tabla 16. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana según Género de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016. ....................................................................................................................... 49
Tabla 17. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por género en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016. ....................................................................................................................... 50
Tabla 18. Distribución de los antibióticos utilizados en los microorganismos Gram
negativos aislados en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre
2016. .................................................................................................................................... 51
Tabla 19. Distribución de los antibióticos utilizados en los microorganismos Gram
positivos aislados en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre
2016. .................................................................................................................................... 52
xiii
LISTA DE FIGURAS
Gráfico 1 Distribución de hemocultivos ............................................................................. 34
Gráfico 2. Distribución de los microorganismos aislados ................................................. 35
Gráfico 3. Distribución de microorganismos Gram negativos aislados en hemocultivos .. 36
Gráfico 4. Microorganismos Gram positivos aislados en hemocultivos. ........................... 37
Gráfico 5. Levaduras aisladas en hemocultivos positivos ................................................. 38
Gráfico 6. Distribución de las bacterias según presencia o ausencia del fenotipo de
resistencia bacteriana. .......................................................................................................... 39
Gráfico 7. Bacterias Gram positivas con fenotipo de resistencia bacteriana ..................... 40
Gráfico 8. Bacterias Gram negativas con fenotipo de resistencia bacteriana. ................... 41
Gráfico 9. Hemocultivos positivos por servicio hospitalario del hospital Carlos Andrade
Marín ................................................................................................................................... 42
Gráfico 10. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín. ...... 43
Gráfico 11. Distribución de microorganismos Gram Positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín ....... 44
Gráfico 12. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por Grupo etario. ........ 45
Gráfico 13. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario. ................................................................................................. 46
xiv
Gráfico 14. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario. ................................................................................................. 47
Gráfico 15. Distribución de Hemocultivos positivos según Género ................................. 48
Gráfico 16. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana según Género. ..................................................................................................... 49
Gráfico 17. Distribución de microorganismos Gram negativos fenotipo de resistencia
bacteriana según Género ...................................................................................................... 50
Gráfico 18. Distribución de los antibióticos utilizados para los Gram negativos ............. 51
Gráfico 19. Distribución de los antibióticos utilizados para los Gram positivos .............. 52
xv
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1.Perfil de susceptibilidad antimicrobiana de bacterias Gram negativas aisladas en
hemocultivos positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016...60
Anexo 2. Perfil de susceptibilidad antimicrobiana de bacterias Gram positivas aisladas de
hemocultivos positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016 .... 61
Anexo 3. Hoja de recolección de datos .................................................................................. 62
Anexo 4. Aprobación del tema del protocolo para la Realización del Proyecto de
Investigación ........................................................................................................................... 63
Anexo 5. Autorización tutorías académicas. .......................................................................... 64
Anexo 6. Oficio de Autorización para la Realización del Proyecto de Investigación en el
Hospital Carlos Andrade Marín .............................................................................................. 65
Anexo 7. Cronograma de Actividades .................................. ¡Error! Marcador no definido.
1
INTRODUCCION
Las infecciones del torrente sanguíneo representa un gran problema de salud pública ya que
es una de las entidades más graves que ocurren en las enfermedades infecciosas que se
presenta rutinariamente y está asociado a numerosas consecuencias desfavorables: aumento
de la tasa de mortalidad, prolongación de la permanencia intrahospitalaria, y generación de
costos extras sustanciales. (Artigas A & GS, 2012)
Las bacterias patógenas tienen mayor virulencia y causan infecciones independientemente
del estado del huésped. Así tenemos el Staphylococcus aureus causan una gran variedad de
infecciones pulmonares, cardíacas y sanguíneas y a menudo son resistentes a los
antibióticos; los estreptococos del grupo B: Streptococcus agalactiae producen meningitis.
Así como las bacterias Gram negativas, Escherichia coli, Proteus, Klebsiella, Enterobacter,
Serratia marcescens, pueden colonizar varios sitios cuando las defensas del huésped están
comprometidas. (Organización Mundial de la Salud, 2003)
Los pacientes de las áreas críticas (terapia intensiva, quirófano) son más susceptibles a
padecer este tipo de infecciones; por lo que la detección e identificación de la bacteriemia
por medio del cultivo de sangre, es de valiosa importancia, el laboratorio de microbiología
juega un papel muy importante a la hora de brindar un diagnóstico etiológico, además
ofrece una ayuda y orienta en el tratamiento antimicrobiano con los estudios de los patrones
de sensibilidad y resistencia de las cepas aisladas. (Herrera Manso, Gómez Marrero, Truffín
Truffínn, & Valdovinos-Chávez, Aislamiento de microorganismos patógenos en
hemocultivos en la unidad de cuidados intensivos de neonatología, 2010)
2
CAPÍTULO 1
EL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN
1.1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
El desarrollo de bacteriemia entre los pacientes hospitalizados persiste aún como un
problema frecuente (afecta al 1% de los pacientes hospitalizados en general) y está
asociado a numerosas consecuencias desfavorables: aumento de la tasa de mortalidad,
prolongación intrahospitalaria y generación de costos extras substanciales. (Chang-Davila,
y otros, 2008)
Esta infección en el torrente sanguíneo se puede presentar a cualquier edad y están
especialmente expuestos a padecerla los pacientes con graves enfermedades de base y los
sometidos a maniobras que causan alteraciones de los mecanismos generales y locales de
defensa frente a la infección. (Fernandéz de Bobadilla, Planes Reig, & Rodríguez
Creixems, 2003)
Muchos de estos microorganismos poseen resistencia antimicrobiana y esto ha surgido
como un importante determinante en la evolución de los pacientes hospitalizados y se debe
principalmente a la administración inadecuada del tratamiento con antibióticos que en gran
parte de los casos no está relacionado al perfil de resistencia bacteriana local. (Chang-
Davila, y otros, 2008)
Adicionalmente son causa de bacteriemia las Infecciones Asociadas a la Atención de la
Salud (IAAS) , así como el aumento de la Resistencia Bacteriana a los antimicrobianos se
ha considerado un problema de interés en salud pública dado al alto impacto en la
morbilidad y mortalidad. Datos de la OMS muestran que más de 1,4 millones de personas
en el mundo contraen infecciones en el hospital. Entre el 5% y el 10% de los pacientes que
ingresan a los hospitales de países desarrollados contraen una o más infecciones. (Instituto
Nacional de Salud, 2016).
El hemocultivo sigue siendo el examen más útil para el diagnóstico de la bacteriemia, aun
cuando se ha desarrollado técnicas moleculares de laboratorio para el ensayo de ácidos
3
nucleicos, como la PCR. Aproximadamente 10 % de los hemocultivos tomados, se aíslan
microorganismos; 7 % de ellos se consideran gérmenes patógenos y el 3 % restante,
contaminantes. (Guajardo-Lara, Saldaña- Ramírez, Ayala-Gaytan, & Valdovinos-Chávez,
2015)
La realización de hemocultivos ha facilitado el llevar a cabo estudios acerca de factores
pronósticos de mortalidad en todo el mundo, pero debemos mencionar que dichos estudios
proporcionan resultados dispares en función de la localización geográfica, así como en
función del ámbito en el que se realizan: intra o extra hospitalariamente. (Ruiz-Giardin JM,
2005)
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
¿Cuál es el perfil microbiológico que se presentan en muestras aisladas en hemocultivos
positivos procesados en microbiología, de pacientes atendidos en las áreas de estudio del
Hospital Carlos Andrade Marín en el periodo Junio-Octubre 2016??
1.3 PREGUNTAS DIRECTRICES
¿Cuál es el germen microbiano que más se aisló en los hemocultivos positivos?
¿Cuál es el área hospitalaria donde se encontró más aislamientos de hemocultivos?
¿Cuál es la susceptibilidad antimicrobiana en los aislamientos de hemocultivos?
1.4 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA
Las infecciones del torrente sanguíneo representan un gran problema de salud pública ya
que es una de las entidades más graves que ocurren en las enfermedades infecciosas y que
se presenta rutinariamente. La mortalidad por septicemia y shock séptico es del 22% - 76%,
según los continentes, los países y las regiones. (Artigas A & GS, 2012)
Por esta razón es de gran importancia conocer la detección rápida e identificación del
microorganismo causal de patologías a través del hemocultivo, así como es obligatorio
conocer la susceptibilidad antimicrobiana para elegir el tratamiento adecuado y mejorar el
4
pronóstico. (Guajardo-Lara, Saldaña- Ramírez, Ayala-Gaytan, & Valdovinos-Chávez,
2015)
Es así que la detección e identificación de los diferentes agentes microbianos contribuye
desde el punto de vista clínico, aportando información necesaria para establecer un
tratamiento antimicrobiano adecuado, así como también para implantar un pronóstico del
paciente; y desde el punto de vista epidemiológico, permite explorar la etiología, la
frecuencia y el tipo de población afectada por estas infecciones a nivel local, lográndose
crear y efectuar medidas de prevención y control específicas en las mismas. (Velasco, y
otros, 2011)
El laboratorio de microbiología juega un papel muy importante a la hora de brindar un
diagnóstico ante la presencia de agentes microbianos y lo hace con ayuda del hemocultivo o
cultivo microbiológico de la sangre ya que es el único examen que ayuda a la confirmación
en los casos de septicemia, además ofrece ayuda y orienta en el tratamiento antimicrobiano
con los estudios de los patrones de sensibilidad y resistencia de las cepas aisladas. (Herrera
Manso, Gómez Marrero, Truffín Truffínn, & Valdovinos-Chávez, Aislamiento de
microorganismos patógenos en hemocultivos en la unidad de cuidados intensivos de
neonatología, 2010)
La mayoría de los patógenos responsables de infecciones del torrente sanguíneo se aísla en
los hemocultivos entre las 18 y 72 horas siguientes del inicio de su incubación. Más del
95% de los microorganismos se aíslan durante la primera semana, lo que motiva que se
mantenga la incubación durante 7 días. (Fernandéz de Bobadilla, Planes Reig, & Rodríguez
Creixems, 2003)
La necesidad de realizar hemocultivos deriva de los siguientes hechos: 1.- El aislamiento de
un germen microbiano en los hemocultivos aporta una valiosa información a la hora de
elegir el tratamiento antimicrobiano adecuado. 2.- El hemocultivo no es una técnica costosa
y su obtención no conlleva ningún riesgo para el paciente. 3.- Las características clínicas de
la bacteriemia y fungemia y las situaciones en que puede presentarse son tan variadas que
no permiten establecer un diagnóstico clínico con suficiente certeza.
5
Por todo ello es obligatorio mantener un alto índice de sospecha y extraer hemocultivos a
muchos de los pacientes que ingresan en el hospital o que consultan por sospecha de
infección. (Fernandéz de Bobadilla, Planes Reig, & Rodríguez Creixems, 2003)
Un estudio nacional en Matanzas-Cuba 2004 demostró que en un período de ocho meses
se realizó 376 hemocultivos. La positividad fue de un 30.05 %. Los microorganismos
de mayor aislamiento fueron BNF con un 31.8 %, Staphylococcus coagulasa negativa
(26.5 %) y Enterobacter con (21.2 %). Según el servicio hospitalario el (50.7 %) de
pacientes fueron del servicio de nefrología, (Lorenzo, 2004)
A partir de esto, se realiza este estudio, con la finalidad de determinar el perfil
microbiológico, su sensibilidad y resistencia antimicrobiana de hemocultivos aislados en
pacientes que ingresan a las unidades hospitalarias de estudio del Hospital Carlos Andrade
Marín entre junio y octubre del 2016.
1.5. OBJETIVOS
1.5.1. Objetivo General.
Determinar el perfil microbiológico en aislamiento de hemocultivos en las diferentes
áreas de terapia intensiva, emergencias, oncología, nefrología, hematología, geriatría del
hospital Carlos Andrade Marín durante el periodo junio-Octubre 2016
1.5.2. Objetivos Específicos
Establecer la frecuencia de los microorganismos aislados en los hemocultivos positivos
en el hospital Carlos Andrade Marín durante el periodo junio-Octubre 2016
Distribuir las bacterias según fenotipo de resistencia bacteriana y según grupo etario,
género y servicio hospitalario del Hospital Carlos Andrade Marín.
Determinar la susceptibilidad antimicrobiana que presenta cada aislamiento de los
hemocultivos.
6
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2.1 ANTECEDENTES
Un estudio nacional en Matanzas-Cuba 2004 demostró que en un período de ocho meses
se realizó 376 hemocultivos. La positividad fue de un 30.05 %. Según el servicio
hospitalario el ( 50.7 %) de pacientes del servicio de nefrología, el (11.9 %) a
pacientes de las unidades de cuidados intensivos e intermedios y el ( 37.2 % ) de
otras salas del hospital. Los microorganismos de mayor aislamiento fueron BNF con
un 31.8 %, Staphylococcus coagulasa negativa (26.5 %) y Enterobacter con (21.2 %).
Con lo referente a la susceptibilidad antimicrobiana, los microorganismos Gram
positivos mostraron elevada resistencia a penicilina (82.5 %), oxacilina (70 %) y a
cefalosporinas de primera y segunda generación como cefazolina y cefuroxima (55%), no
existió resistencia a la vancomicina. Los gérmenes Gram negativos fueron muy
resistentes a las cefalosporinas como la cefazolina (88.8 %), ampicilina/sulbactam (81.9 %)
y tetraciclina (76.3 %) (Lorenzo, 2004)
En el año 2007 según la red de Vigilancia de la Resistencia a los antibióticos de los 21
países pertenecientes, 14 países notifican aislamientos hospitalarios de S. aureus. El
número total de aislados de S. aureus notificados fue de 23.338. La distribución de
número de aislados y el porcentaje de cepas con resistencia a meticilina notificado por cada
país fueron los siguientes: Argentina 9484 (45%), Panamá 2784; (30%), Bolivia
2054(61%), Guatemala 1784 (66%), Paraguay 1761 (40%), Ecuador 1388 (33%), El
Salvador 1338 (51%), Venezuela 234 (29%), Honduras 382 (27%), Nicaragua 303 (52%),
Uruguay 300 (37%), Perú 293 (72%), República Dominicana 180 (29%) y Cuba 53 (53%).
Cabe destacar los elevados porcentajes resistencia a meticilina que notifican algunos países,
incluyendo hasta 6 países con más del 50% de los aislados resistentes a meticilina. Esto
tiene implicaciones importantes en cuanto a la elección de la profilaxis y el
tratamiento adecuado de las infecciones nosocomiales en las que pueda estar implicado S.
aureus. (Organización Panamericana de Salud, 2008)
7
2.2 FUNDAMENTO TEÓRICO
Podemos definir como bacteriemia a la presencia de bacterias en la sangre y se pone de
manifiesto mediante el aislamiento de éstas en los hemocultivos. El termino fungemia se
utiliza para designar la presencia de hongos en la sangre. Ambas se producen cuando los
microorganismos invaden el torrente sanguíneo y se multiplican a un ritmo que supera la
capacidad del sistema reticuloendotelial para eliminarlos. (Loza Fernández de Bobadilla,
Planes Reig, & Rodríguez Creixems, 2003)
Las bacterias pueden entrar en el torrente sanguíneo debido a una fuerte complicación de
infección, como la neumonía o la meningitis, así también durante el transcurso de una
cirugía o el uso de catéteres, agujas, o cualquier objeto externo que entre en una arteria o
vena. Con lo que refiere a los hongos, se da en pacientes inmunosuprimidos o
inmunodeficientes con una agranulocitosis (disminución del número de neutrófilos)
severa o en enfermos de cáncer. (Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
2.2.1 TIPOS DE BACTERIEMIA
Falsa Bacteriemia
Es cuando existe una contaminación al momento de ser tomada la muestra o al ser
procesada. Se considera bacteriemia falsa al 3% de crecimiento de microorganismos en el
hemocultivo los microorganismos serían ECN, Estreptococcus viridans y
Corynebacterium spp. y algunas especies de Clostridium.
Bacteriemia verdadera
Es cuando se aísla microorganismos que no son causa usual de contaminación en al menos
un hemocultivo por paciente. Los microorganismos podrían ser: S. aureus, Enterobacterias,
P. aeruginosa, S. pneumoniae.
8
Así también cuando microorganismos que son causa de contaminante habitual de los
hemocultivos se aísla en dos hemocultivos diferentes y la muestra es obtenidas en
punciones distintas de vena periférica y catéter. Los microorganismos serían
Staphylococcus coagulasa negativa, Streptococcus viridans (Castaño Castaño & Orozco
Olmo, 2012)
2.2.1.1 Bacteriemia según lugar adquisición de la infección
Bacteriemia nosocomial
Es cuando un hemocultivo es positivo para bacterias u hongos y se considera significativo
en un paciente que lleva ingresado más de 48 h en el hospital. También puede considerarse
una bacteriemia nosocomial en aquellos casos donde se relaciona con algún tipo de
manipulación invasiva realizada al ingreso en el hospital, como la colocación de un catéter
intravascular o la colocación de una sonda vesical.
Bacteriemia comunitaria:
Es cuando la infección ocurre en un paciente antes del ingreso en el hospital o cuando la
manifestación ocurre dentro 48 h de ingreso y no está relacionada con ningún
procedimiento realizado después del ingreso. (Sabatier, Peredo, & Vallés, 2009)
2.2.1.2 Bacteriemia según el origen de la infección
Bacteriemias primarias o de origen desconocido:
Son aquellas en las que se desconoce la infección de origen causante de la bacteriemia.
Bacteriemias secundarias
Son todas aquellas que se desarrollan secundariamente a una infección localizada y
documentada microbiológicamente con el mismo microorganismo aislado en el
hemocultivo. (Sabatier, Peredo, & Vallés, 2009)
9
2.2.2 TIPOS DE INFECCIONES DEL TORRENTE SANGUÍNEO
Existen dos clases principales de infecciones del torrente sanguíneo, las
intravasculares y las extravasculares (que resultan del ingreso de bacterias en la
circulación a través del sistema linfático, provenientes de otro tipo de infección). Los
factores que favorecen en las infecciones intravasculares son el uso prolongado de
antibióticos de amplio espectro que suprimen la flora normal, los procedimientos invasivos
que posibilitan el acceso de las bacterias al interior del huésped, los procedimientos
quirúrgicos extensos y la supervivencia prolongada de pacientes debilitados y con
enfermedades graves. (Prants Pastor, 2012)
2.2.2.1 Infecciones Intravasculares
Una infección intravascular es cuando se originan dentro del sistema cardiovascular estas
son: la endocarditis infecciosa, el aneurisma, la tromboflebitis supurada y la bacteriemia
asociada con catéteres intravenosos (CIV). Como estas infecciones tienen lugar dentro
del sistema vascular, los microorganismos están presentes en el torrente sanguíneo de
forma continua. Estas infecciones son muy graves y pueden ser mortales. (Winn &
Koneman, 2008)
2.2.2.2 Infecciones Extravasculares
La infección extravascular resulta del ingreso de bacterias en la circulación a través del
sistema linfático. Cuando los microorganismos se multiplican en un sitio localizado de
infección como el pulmón, pueden ser drenados por los linfáticos y alcanzar el torrente
sanguíneo. En la mayoría de las personas los microorganismos que llegan a la circulación
son eliminados rápidamente por el sistema retículo endotelial en el hígado, el bazo y la
médula ósea y por las células fagocíticas circulantes sin embargo estos microorganismos
pueden circular con mayor amplitud y causar bacteriemia. (Winn & Koneman, 2008)
2.2.3 DIAGNÓSTICO
Se necesita realizarle al paciente un cultivo de sangre para hacer un diagnóstico de
bacteriemia, , el cual nos ayuda a conocer el microorganismo causante de infección, así
10
también aporta información sobre la sensibilidad a los antimicrobianos y así poder aplicar
un tratamiento correcto, o saber si hay que modificar el que se estaba empleando. Además,
permite diferenciar entre una bacteriemia verdadera y causas de contaminación por una
inadecuada extracción o procesamiento de la muestra. (Fernandéz de Bobadilla, Planes
Reig, & Rodríguez Creixems, 2003)
2.2.4 HEMOCULTIVO
Se llama hemocultivo al cultivo de microorganismos presentes en la sangre, a través
del cual se detectan infecciones transmisibles por el torrente sanguíneo.
Se realiza su obtención siempre que haya sospecha clínica de pacientes con fiebre >38º C.,
pacientes con leucocitosis o leucopenia, pacientes con trombopenia o alteraciones de la
coagulación de causa desconocida, pacientes con infección focal de causas no claras,
pacientes con deterioro uni o multiorgánico, y shock. . (De Cueto & Pascual, 2007)
El hemocultivo se debe extraer siempre que sea posible antes de la administración del
tratamiento antimicrobiano y debe complementarse con cultivos de otras muestras clínicas,
como LCR, orina, muestras del tracto respiratorio inferior o líquido sinovial en pacientes
con sospecha de meningitis, pielonefritis, neumonía o artritis séptica, respectivamente. (De
Cueto & Pascual, 2007)
2.2.4.1 OBTENCIÓN DE LA MUESTRA DE SANGRE
El procedimiento del hemocultivo comienza con la extracción de sangre. Esta se obtiene
mediante venopunción. El momento recomendable para la extracción de hemocultivos es
inmediatamente antes del pico febril
La posibilidad de que el resultado de los hemocultivos positivos muestre una septicemia
verdadera aumenta cuando la muestra se obtiene adecuadamente por lo que se debe evitar la
contaminación aplicando un antiséptico en la zona de extracción y la precaución que debe
tener el personal de salud usando las medidas de protección como guantes estériles para
evitar la contaminación de la microflora normal de la piel de ellos.
11
Existe excepciones en donde la contaminación de la sangre es frecuente por obtención a
través de catéteres venosos o arteriales, esto se da especialmente en RN por la dificultad de
obtener sangre por punción venosa. En estos casos, es inevitable seguir con el catéter las
mismas normas de asepsia que se indican para la desinfección de la piel. (Fernandéz de
Bobadilla, Planes Reig, & Rodríguez Creixems, 2003)
Asepsia de la piel
Después de la palpación de la vena elegida para la punción, se limpiará la zona con alcohol
etílico de 70º. Se aplicará a continuación, de forma circular, una solución yodada (povidona
yodada al 10% durante 1 min). Es muy importante dejar secar el compuesto yodado para
que ejerza su acción. En recién nacidos no suelen utilizarse compuestos yodados, por lo que
deben realizarse limpiezas con alcohol isopropílico o emplear clorhexidina. (De Cueto &
Pascual, 2007)
Con una técnica aséptica correcta, el número de hemocultivos contaminados no debe
exceder del 3%. En general, se consideran microorganismos contaminantes Staphylococcus
coagulasa negativa, Bacillusspp., Propionibacterium acnes, Corynebacteriumspp., y otros
que forman parte de la microbiota de la piel, siempre que su presencia no se repita en más
de una muestra por paciente.
Extracción
Antes de comenzar la extracción, se limpiarán los tapones de los frascos de hemocultivo
con un antiséptico que se dejará secar para evitar su entrada en el interior del frasco al
inocular la sangre. Se ha demostrado que la introducción de pequeñas cantidades de
antiséptico en el frasco puede inhibir el crecimiento bacteriano. (Loza Fernández de
Bobadilla, Planes Reig, & Rodríguez Creixems, 2003)
Volumen y dilución de la sangre
El volumen de extracción es muy importante debido al bajo número de microorganismos
presentes en la mayoría de las bacteriemias. La mayor parte de los estudios muestran cifras
alrededor de 10 UFC/ml de sangre, y muy rara vez superiores a 100 UFC/ml
12
Para perfeccionar la obtención del hemocultivo, se recomienda cultivar un volumen de 5 ml
de sangre, porque si se extrae una cantidad inferior disminuye el índice de positividad. Las
consecuencias de esto hacen que necesite realizar nuevos hemocultivos, mayor tiempo de
tratamiento antibiótico empírico y nuevas pruebas diagnósticas. (Rey Vásquez, 2004)
En los neonatos y niños el número de microorganismos es más elevado que en el adulto,
por lo que se pueden extraer volúmenes inferiores (pudiendo llegar a 1 ml.) con garantía
de tener resultados aceptables y parecidos a los de los adultos.
Transporte y conservación de hemocultivos
Los frascos de cultivo, con su correcta identificación, deben transportarse al laboratorio
inmediatamente. Si no pueden enviarse rápidamente al laboratorio, se incubarán en una
estufa a 35-37 °C, existe un plazo de 12h para ingresar estos frascos en el aparato, ya que
pasados las 18h puede ocurrir que los microorganismos crezcan hasta llegar a la fase
estacionaria, debido a que han consumido la mayor parte de los nutrientes del medio de
cultivo, por lo que no van a ser detectados por la máquina. (Castaño Castaño & Orozco
Olmo, 2012)
2.2.4.2 MÉTODOS DE PROCESAMIENTO DE LOS HEMOCULTIVOS
Existen dos métodos de procesamiento de los hemocultivos. Manual y automatizado
(Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
Método manual
Convencional: Es un método simple que se basa en la observación macroscópica de los
signos de crecimiento de frascos que contienen medio de cultivo líquido en los que se ha
inoculado la sangre del paciente. Los medios de cultivos más utilizados son caldo triptosa
soja, Columbia, infusión cerebro corazón y caldo de peptona suplementado.
Los frascos de hemocultivo tienen un anticoagulante, la mayoría SPS (polianetol sulfonato
sódico) a una concentración del 0,006 al 0,050%, que inhibe la actividad bactericida del
suero humano y este ayuda al crecimiento de algunos microorganismos como Neisseria
13
spp. El medio de cultivo se embotella al vacío con una atmósfera que contiene cantidades
variables de CO2.
El potencial de óxido-reducción del medio, si no se ventila, es lo suficientemente bajo
como para permitir el crecimiento de bacterias anaerobias. Uno de los dos frascos, después
de la inoculación, se ventila por medio de una aguja, permitiendo la entrada de oxígeno
atmosférico en su interior y la creación de una atmósfera aerobia.
La mayoría de los microorganismos que producen bacteriemia se aísla entre las 18 y 72
horas siguientes del inicio de su incubación. Más del 95% de los microorganismos se aíslan
durante la primera semana, lo que motiva que se mantenga la incubación durante 7 días.
Sin embargo algunos patógenos necesitan más tiempo para su crecimiento como los
hongos, microorganismos del género Brucella. Por lo que, ante la sospecha de estos, se
prolonga la incubación hasta 4 semanas.
Se observan a diario los frascos para ver si hay signos de crecimiento bacteriano como el
enturbiamiento del medio, hemólisis de los hematíes, la producción de gas o la formación
de colonias en el fondo del frasco.
El problema de este método macroscópico es que puede dar falsos positivo como falsos
negativos, además de ser una técnica que produce retraso.
Un problema es que el medio puede quedar turbio o producir hemólisis por varias causas,
no solo por el crecimiento bacteriano, al igual que puede haber microorganismos que
no manifiesten signos macroscópicos. Por ello, esta técnica se ha de complementar con
el estudio microscópico, como la tinción de Gram. (Castaño Castaño & Orozco Olmo,
2012)
Método automático
- Radiométrico y no radiométricos. El Bactec 460 radiométrico fue el primer sistema de
hemocultivos automático. Utiliza substratos marcados que al ser metabolizado por los
microorganismos libera CO2
14
Se detecta periódicamente el nivel de CO2 y se expresa como un índice de crecimiento
cuando se compara con los niveles de CO2 en frascos de control.
La lectura está totalmente automatizada y se realiza por medio de una cabeza móvil
provista de dos agujas que perforan los tapones de goma de los frascos. Su principal
inconveniente es el manejo y posterior eliminación de los residuos radiactivos. En la
actualidad ha sido superado por otros sistemas y sólo se utiliza para el cultivo de
micobacterias. (Rey Vásquez, 2004)
- Los automáticos de monitorización continúa. En la actualidad se han expuesto en el
mercado sistemas que realizan agitación y monitorización continua de los frascos, dando
información de manera inmediata los resultados positivos, y utilizando técnicas que no son
invasivas para la lectura y en las que no hay manipulación, lo que minimiza el riesgo
de contaminación de las muestras..
Este sistema se basa en detectar la producción de CO2 por los microorganismos. Los datos
obtenidos se transmiten a un ordenador, donde son recopilados y procesados. En el
momento en el que se produce el crecimiento bacteriano, el ordenador lo detecta, dando
un resultado.
El BacT/Alert® es un ejemplo de este sistema totalmente automático, no invasor, de
agitación continua, que se compone de un incubador, un detector y un ordenador. Se basa
en la detección tanto del aumento como del nivel total del CO2 producido por el
crecimiento microbiano. Esta detección la hace a través de un sensor colorimétrico
que está pegado al fondo de los frascos. A medida que cambia el color del sensor, la
cantidad de luz se incrementa, aumentando el voltaje. Estas señales se transmiten a un
ordenador. La lectura se realiza cada 10 minutos. (Fernandéz de Bobadilla, Planes Reig, &
Rodríguez Creixems, 2003)
15
2.2.4.3 CULTIVO
Un medio de cultivo permite el desarrollo de microorganismos con ayuda de sus nutrientes,
factores de crecimiento y otros componentes que crean la facilidad del crecimiento. Existen
medios de cultivos tales como.
Medios generales. Son aquellos que permiten el crecimiento de una gran variedad de
microorganismos como el agar base sangre, caldo nutritivo.
Medios de enriquecimiento. Son aquellos que favorecen el crecimiento de un determinado
tipo de microorganismo sin llegar a inhibir totalmente el crecimiento de los demás como el
agar chocolate, agar sangre, medio de tioglicolato. (Rojas-Triviño, 2011)
Medios selectivos. Son aquellos que permiten el crecimiento de un tipo de
microorganismos determinado, inhibiendo el desarrollo de los demás como el agar
MacConkey.
Medios diferenciales. Son aquellos en los que se pone de manifiesto propiedades que un
determinado tipo de microorganismos posee como agar MB, agar SS.
Procedimiento
Una vez que el sistema señala que hay hemocultivos positivos, hay que proceder a realizar
el cultivo en placas. Los hemocultivos que estén detectados como negativos por el sistema,
se podrán sacar, para ser desechados previamente registrando su negatividad para dar un
informe final. (De Cueto & Pascual, 2007)
Siembra
Se debe cultivar en distintos medios como: agar sangre, agar chocolate, agar MacConkey y
agar Sabouraud, en caso de que pidan hongos, este cultivo se acompañará de una tinción de
Gram.
16
Una vez rotuladas las placas, se pincha en el tapón del frasco del que se va a cultivar,
dejando caer dos gotas de la sangre en cada una de las placas y una en el portaobjetos en el
que se hará la extensión para la tinción de Gram. A partir de donde se han descargado las
gotas de sangre, se hace la siembra por estriación con un asa de 1 µl.
En el portaobjetos, se realiza una extensión fina a partir de la gota de sangre, dejando secar
y fijándola por calor antes realizar la tinción.
Una vez que se han sembrado todas las placas, se incuban a 35-37ºC en diferentes
atmósferas (aerobia y anaerobia) por un período de tiempo de 48 a72h. Mientras que el agar
Sabouraud se deja a 30° durante 5-7 días. (Fernandéz de Bobadilla, Planes Reig, &
Rodríguez Creixems, 2003)
Informes diariamente
Se observa el crecimiento de los microorganismos y si hay se debe informar al médico
debido a que el hallazgo de un hemocultivo positivo puede ser crucial por lo que el
resultado obtenido de la tinción de Gram debe informarse inmediatamente por vía
telefónica al médico responsable del paciente. En el informe se explicará el resultado de la
tinción de Gram, la morfología de los microorganismos, el número de frascos hemocultivos
en los que se observan los microorganismos y la fecha de obtención de los mismos.
(Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
2.2.4.4 LECTURA
Una vez concluido el tiempo de incubación del cultivo en placas, el profesional de
laboratorio hará la lectura de cada una de ellas. Finalizada la lectura, se llevarán a cabo las
respectivas resiembras, pruebas y antibiogramas pertinentes.
Se debe tener muy en cuenta que no todos los hemocultivos positivos presentan bacteriemia
verdadera, ya que la sangre puede estar contaminada por otros gérmenes que no son los que
causan infección.
17
Se debe distinguir la bacteriemia verdadera, que es la producida por microorganismos que
causan infección en la sangre como es el 90% de los casos por Staphylococcus aureus,
Escherichia coli, Pseudomona aeruginosa, y Streptococcus pneumoniae, de la falsa
bacteriemia, que es la que se produce por contaminación de las muestras como Bacillus
spp, Corynebacterium spp., Lactobacillus spp, Staphylococcus coagulasa negativa,
Streptococcus del grupo viridans y Clostridium perfringens. Estos, se considerarán
contaminantes si sólo se dieran en un hemocultivo. Si aparecen en dos o más, pueden
causar bacteriemia significativa.
2.2.4.5 INFORME DEFINITIVO
Una vez que se ha realizado las resiembras, pruebas y antibiogramas necesarios, estos se
incubarán por 24 horas, aunque existen algunas pruebas en las que la lectura se puede
realizar al cabo de unas horas.
Finalizado el tiempo de incubación necesario, se hará lectura de las resiembras y pruebas,
para tener una idea más clara del tipo de microorganismo causante de la bacteriemia.
En cuanto a la sensibilidad del microorganismo a los antimicrobianos según el
antibiograma inicial realizado, se debe informar inmediatamente en cuanto se obtenga su
resultado. (De Cueto & Pascual, 2007)
2.2.5 MÉTODOS DE ESTUDIO DE LA SENSIBILIDAD ANTIBIÓTICA
El estudio de la sensibilidad bacteriana a los antibióticos es una de las pruebas más
importantes de los laboratorios de microbiología clínica. Esto es gracias a los
antibiogramas que tiene como finalidad enfrentar a un antibiótico frente a una bacteria in
vitro para definir su actividad y su capacidad de inhibir el crecimiento de esta, y ayudará al
adecuado tratamiento del paciente, sin embargo este estudio no es solo un conjunto de
técnicas y medir el resultado sino que implica el saber interpretar los mismos y dar un
significado verdadero, función que lo cumple el profesional de laboratorio
Sin embargo a la hora de administrar el tratamiento al paciente, el resultado del
antibiograma no es lo único que se toma en cuenta, este se debe complementar con datos
18
como la farmacología del antibiótico, enfermedad que tiene el paciente, posibles causas de
la infección, función que es de competencia del médico. (R. Taroco, 2014)
2.2.5.1 MÉTODO DE DISCO DIFUSIÓN
Es un método cualitativo, fácilmente estandarizable. Es una prueba de sensibilidad
recomendada por el National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS)
(Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
El método es el siguiente: Se toma colonias puras del microorganismo a estudiar, el
inoculo debe tener de turbidez 0.5 McFarland en solución salina, esta solución se siembra
cubriendo toda la superficie en agar Mueller-Hinton. Una vez sembrada, se deposita en la
superficie del medio de cultivo discos impregnados con los diferentes antibióticos
utilizando pinzas estériles. El antibiótico se difunde radialmente a través del espesor del
agar a partir del disco formándose un gradiente de concentración.
Depositados los discos, las placas se deben incubar en posición invertida (con los discos
hacia abajo) entre 18-24 horas a 35ºC en atmósfera aeróbica. Terminado este tiempo de
incubación se leerá el diámetro de la zona de inhibición del crecimiento bacteriano con una
regla. (Sacsaquispe Contreras & Velásquez Pomar, 2002)
Cuando se observa colonias dentro del halo de inhibición, puede referirse a mutantes
resistentes, contaminaciones, poblaciones heterogéneas o cultivos mixtos y es
recomendable realizar otra vez el antibiograma. La interpretación de los resultados puede
realizarse basándose en las normas del NCCLS
2.2.5.2 PARÁMETROS DE INTERPRETACIÓN.
Sensible.
Es sensible cuando generalmente llega a tener un diámetro de inhibición de 30 a 35 mm. El
término sensible indica que la infección producida por microorganismos patógenos puede
tratarse de forma adecuada empleando las dosis habituales de antimicrobiano, teniendo en
cuenta el tipo de infección y la especie bacteriana.
19
Intermedio
El término intermedio indica que el halo de inhibición se aproxima a las concentraciones
del antimicrobiano alcanzables en sangre o tejidos.
Resistente
Es resistente cuando el diámetro de la zona de inhibición es inferior a 15mm. El término
resistente indica que los microorganismos no se inhiben por las concentraciones del
antimicrobiano habitualmente alcanzadas en sangre/tejidos, o aquellos microorganismos en
los que existen mecanismos de resistencias específicos. Indica una falla terapéutica.
(Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
2.2.5.3 MÉTODOS DE DILUCIÓN
Es un método que determina el crecimiento de un microorganismo en un medio de cultivo
en el cual se coloca un antibiótico diluido. Esta técnica valora tanto la capacidad inhibitoria
como las propiedades bactericidas del antimicrobiano.
En las primeras pruebas se utilizaban tubos con caldo de cultivo en el que había diferentes
diluciones de un antibiótico, pero eran técnicas poco convenientes por la cantidad de
materiales y de manipulaciones para llevarlas a cabo. (R. Taroco, 2014)
Ya en la actualidad se utilizan métodos automatizados de microdilución en caldo en
conjunto con sistemas automáticos de lectura e interpretación de resultados.
En la dilución en caldo se suele utilizar caldo Mueller-Hinton que es lo que recomienda el
NCCLS.
Existen dos métodos de dilución en caldo: En tubo o macrométodo y en placas de
microtitulación (micrométodo)
Macrométodo
20
Se prepara una batería de tubos con 1ml de medio estéril donde se hará la combinación de
microorganismo/antibiótico.
Al primer tubo se añade 1ml. de la solución inicial del tubo con el antibiótico hasta
conseguir la concentración más alta a estudiar, teniendo en cuenta que este primer paso
supone la dilución a la mitad de la solución madre, y que una vez inoculados los tubos, con
1 ml., se diluirá nuevamente la concentración de antibiótico a la mitad. Tras mezclar
adecuadamente, se pasa 1 ml. al siguiente tubo; el proceso se repite tantas veces como
diluciones se quieran estudiar, eliminando del último tubo un 1 ml de medio con
antibiótico, para mantener el volumen final de 1 ml en el tubo.
Es imprescindible que para cada paso de dilución, se emplear una pipeta diferente.
(Castaño Castaño & Orozco Olmo, 2012)
Micrométodo
Este método se denomina microdilución porque involucra pequeños volúmenes de caldo.
Se emplea una placa con pocillos (paneles), basado en el sistema semiautomático de
incubación-lectura-interpretación que es de uso fácil pero con más coste que otros métodos
La mayoría de placas tienen 96 pocillos (12x8) para el estudio de 8 antimicrobianos y 11
diluciones para el mismo microorganismo, el pocillo restante queda para un control
positivo, cada pocillo debe contener un volumen total de 100 µl. de los cuales 100ul es de
caldo con antimicrobiano y un volumen inferior 10 µl. de inóculo; o a su vez puede ser
50 µl. de antimicrobiano si es que se va a añadir otros 50 µl. del inóculo.
Antes de inocular, se prepara una suspensión con la colonia a una turbidez de 0,5
McFarland, para conseguir un inóculo final en cada pocillo de 5 x 105 CFU/ml., ó 5 x 10
4CFU/ml. Las placas se incubarán a 35º C durante 16 a 20 horas. Hay que tener cuidado en
no apilar las placas en grupos de más de 4 o 5, para evitar diferencias de temperatura
durante la incubación.
Finalizada la incubación se procede a la lectura. La CIM (µg/ml) es la menor
concentración de antibiótico capaz de inhibir completamente el desarrollo bacteriano en el
21
tubo o pocillo, el punto final queda definido a simple vista por la falta de turbidez del caldo.
Alternativamente para la lectura y registro de resultados del método de microdilución se
puede utilizar un dispositivo lector que pueda discernir entre desarrollo y ausencia del
mismo.
Para determinar el punto final de desarrollo, debe compararse cada tubo o pocillo con el
tubo o pocillo control de crecimiento. El ensayo se considera válido si en el pocillo control
de crecimiento se observa un botón de crecimiento > 2 mm de diámetro o turbidez neta.
(Malbrán, 2012)
2.2.6 ANTIBIÓTICOS
Los antibióticos o también llamados antimicrobianos son moléculas naturales (producida
por un organismo vivo, hongo o bacteria), sintéticas o semisintéticas capaz de inhibir el
crecimiento y la multiplicación de microorganismos, que son usados como agentes
terapéuticos, estos ejercen una acción específica sobre alguna estructura o función del
microorganismo, tienen elevada potencia biológica actuando a bajas concentraciones y la
toxicidad es selectiva, con una mínima toxicidad para las células de nuestro organismo.
Los antibióticos pueden tener una acción bactericida: su acción es letal, llevando a la lisis
bacteriana y una acción bacteriostática: refiriéndose a las concentraciones que alcanzan en
el suero o tejidos impiden el desarrollo y multiplicación bacteriana pero sin llegar a destruir
las células. De hecho, cuando se retira el antibiótico, el microorganismo se puede
multiplicar de nuevo. (Jan Koolman, 2005)
2.2.6.1 Clasificación
Betalactámicos
Actúan inhibiendo la última etapa de la síntesis de la pared celular bacteriana. Forman la
familia más numerosa de antibióticos y la más utilizada en la práctica clínica, tiene acción
bactericida lenta. Se pueden clasificar en cuatro grupos diferentes: penicilinas (ampicilina,
piperacilina, oxacilina, amoxicilina), cefalosporinas de primera generación (cefazolina),
segunda generación (cefuroxime), tercera generación (ceftriaxona) y cuarta generación
22
(cefepime), monobactámicos (aztreonam) y carbapenemes ( imipenem, meropenem,
ertapenem)
Betalactámicos asociados a inhibidores de las betalactamasas
Existen tres inhibidores que al unirse con penicilinas o cefalosporinas tienen efecto sobre
microorganismo que tienen la enzima betalactamasas, estos son ácido clavulánico,
sulbactam y tazobactam.
Glicopéptidos
Son antibióticos de igual manera actúan sobre la pared bacteriana, actualmente hay 2
glicopéptidos la vancomicina y teicoplanina. Siendo la vancomicina un antibiótico
bactericida de espectro reducido (solo actúa sobre bacterias Gram positivas)
Aminoglucósidos
Se unen de forma irreversible a la subunidad 30S del ribosoma, interfiriendo la lectura
correcta del código genético con el consiguiente bloqueo de la síntesis proteica de la
bacteria. Los aminoglucósidos generalmente son activos frente a los estafilococos tales
como la gentamicina, amikacina y estreptomicina para uso parenteral.
Macrólidos
Estos antimicrobianos actúan inhibiendo la síntesis proteica en la subunidad 50S del
ribosoma estos se dividen en macrólidos (eritromicina, claritromicina, azitromicina), las
lincosaminas (lincomicina y clindamicina), los cetólidos y las estreptograminas son
antibióticos que comparten un mecanismo de acción similar pero tienen estructura
diferente.
Quinolonas
23
Las quinolonas son antibióticos bactericidas que inhibe la síntesis de los ácidos nucleicos
particularmente actúan inhibiendo la ADN girasa que es una enzima que cataliza el súper
enrollamiento del ADN cromosómico, que asegura una adecuada división celular.
Las quinolonas tienen una clasificación similar a las cefalosporinas; quinolonas de primera
generación (ácido nalidíxico y ácido pipemídico) tienen actividad sobre enterobacterias y
son inactivas sobre Gram positivos, quinolonas de segunda generación (norfloxacina y
ciprofloxacina) presentan mayor actividad sobre Gram negativos, quinolonas de tercera
generación (levofloxacina, gatifloxacina) retienen la actividad sobre Gram negativos y
mejoran la actividad sobre Gram positivos, quinolonas de cuarta generación
(moxifloxacina, trovafloxacina) retienen actividad sobre Gram negativos y aumentan la
actividad sobre Gram positivos, especialmente S. aureus y Enterococcus. (Seija & Vignoli,
2015).
24
Tabla. Clasificación de los antibióticos
CLASIFICACIÓN MECANISMO DE ACCIÓN USO FRECIENTE EJEMPLO
Penicilinas Bloqueo de síntesis de pared celular Infecciones estreptocócica Penicilina
Amoxicilina
Meticilina
Cefalosporinas Bloqueo de síntesis de pared
celular (Gram negativos) Meningitis Cefalotin
Cefotazima
Cefepima
Aminoglucósidos Inhibición de síntesis de
proteínas Bacilos y estafilococos
Gram negativos Estreptomicina
Amikacina
Vancomicina
Neomicina
Tetraciclinas Inhibición de síntesis de
proteínas Sífilis Tetraciclina
Doxiciclina
Minociclina
Macrólidos Inhibición de síntesis de
proteínas Infecciones respiratorias Eritromicina
Espectinomicina
Claritromicina
Sulfonamidas Inhibición de síntesis de ADN Infecciones urinarias Sulfosalazina
Trimetoprim
Quinolonas Inhibición de despliegue de
ADN(topoisomerasa) Infecciones urinarias Ciproflozacina
Levofloxacina
Fuente: Seija, V., & Vignoli, R. (s.f.). Principales grupos de antibióticos. Temas de
Bacteriología y virología médica, 631-647.
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
25
2.2.7 MECANISMO DE ACCIÓN DE LAS BACTERIAS
Hay una amplia diversidad de familias y grupos de antimicrobianos de interés clínico. Los
mecanismos por los que los compuestos con actividad antibacteriana inhiben el crecimiento
o causan la muerte de las bacterias son muy variados, y dependen de las dianas afectadas.
(Calvo & Martínez-Martínez, 2009). Para que los antimicrobianos alcancen su diana deben
atravesar la cubierta bacteriana, salvo cuando la diana es la propia envoltura externa de los
gramnegativos. Las bacterias Gram negativas ofrecen mayor resistencia que las Gram
positivas a la entrada de antimicrobianos, pues poseen una membrana celular externa, que
rodea la capa de peptidoglucano. (Seija & Vignoli, 2015)
2.2.8 RESISTENCIA A LOS ANTIMICROBIANOS
Se puede decir que la resistencia microbiana es la capacidad que tiene un microorganismo
para desarrollar mecanismos que hacen ineficaz un antibiótico. Esta resistencia quiere decir
que los microorganismos sobreviven a concentración mayor de la que se puede alcanzar a
nivel sanguíneo, ya sea por su toxicidad o porque aumenta su excreción.
La Organización Mundial de la Salud OMS considera que el abuso de los
antibióticos al ser usados es una de las principales causas del incremento de la resistencia
bacteriana, lo que conlleva la adquisición de genes de resistencia o la mutación de genes
para generar resistencia a los antibióticos, de tal manera que en la actualidad ningún
antibiótico o familia de antibióticos es capaz de ayudar a un buen tratamiento
antibacteriano.
Existen algunos factores que favorecen o ayudan a la aparición de resistencia
antimicrobiana como son:
- La prescripción libre de medicamentos antibióticos para uso terapéutico en humanos o
animales.
- El uso generalizado que se le da a los antibióticos en pacientes tales como inmuno-
comprometidos y en las unidades de cuidados intensivos hospitalarios
26
- La dosis o duración inadecuada en el tratamiento con los antibióticos.
- El desconocimiento de los perfiles de sensibilidad de los diferentes gérmenes teniendo en
cuenta la flora local de cada institución o comunidad. (R. Taroco, 2014)
2.3 FUNDAMENTACIÓN LEGAL
2.3.1 Constitución de la República del Ecuador
En cuanto se refiere al desarrollo del Proyecto de Investigación de Fin de Carrera, en la
Constitución del Ecuador establecida en el año 2008 se promueve el desarrollo a la
investigación orientada hacia la búsqueda de nuevos conocimientos que sean de beneficio
para la sociedad.
Sección primera
Educación
Art. 343: El sistema nacional de educación tendrá como finalidad el desarrollo de
capacidades y potencialidades individuales y colectivas de la población, que posibiliten el
aprendizaje, y la generación y utilización de conocimientos, técnicas, saberes, artes y
cultura. El sistema tendrá como centro al sujeto que aprende, y funcionará de manera
flexible y dinámica, incluyente, eficaz y eficiente. (Constitución de la República del
Ecuador, 2008)
Art. 350: El sistema de educación superior tiene como finalidad la formación académica y
profesional con visión científica y humanista; la investigación científica y tecnológica; la
innovación, promoción, desarrollo y difusión de los saberes y las culturas; la construcción
de soluciones para los problemas del país, en relación con los objetivos del régimen de
desarrollo. (Constitución de la República del Ecuador, 2008)
27
Sección segunda
Salud
Art. 358.- El sistema nacional de salud tendrá por finalidad el desarrollo, protección y
recuperación de las capacidades y potencialidades para una vida saludable e integral, tanto
individual como colectiva, y reconocerá la diversidad social y cultural. El sistema se guiará
por los principios generales del sistema nacional de inclusión y equidad social, y por los de
bioética, suficiencia e interculturalidad, con enfoque de género y generacional.
Art. 360.- El sistema garantizará, a través de las instituciones que lo conforman, la
promoción de la salud, prevención y atención integral, familiar y comunitaria, con base en
la atención primaria de salud; articulará los diferentes niveles de atención; y promoverá la
complementariedad con las medicinas ancestrales y alternativas. (Constitución de la
República del Ecuador, 2008)
2.3.2 Estatuto de la Universidad Central del Ecuador
En el estatuto de la Universidad Central del Ecuador se establecen normas y reglamentos a
cumplirse en la ejecución del Proyecto de Investigación de Fin de Carrera, promoviéndose
así el desarrollo del conocimiento científico.
Art. 72: La investigación. Constituye el eje transversal de la enseñanza- aprendizaje, y
tiene como objetivos: Contribuir al avance de la ciencia básica, aplicada, humanística,
artística, incluyendo saberes ancestrales, con total respeto al ser humano y a la naturaleza,
por medio de investigaciones transdisciplinarias. Desarrollar tecnologías e innovaciones
que coadyuven al avance de la producción nacional y frenen la pérdida de los recursos
naturales. Colaborar en la solución de los problemas de la sociedad ecuatoriana, para
mejorar sus niveles de salud, alimentación y calidad de vida. Elevar la preparación de
docentes, investigadores y estudiantes, que propicien la creación de una cultura y espíritu
científicos, éticos y socialmente responsables. Impulsar la formación de colectivos de
investigación interdisciplinarios. Fortalecer el Sistema Nacional de Ciencia, Tecnología e
Innovación. (Universidad Central Del Ecuador, 2010)
28
Art. 211: Títulos y grados. La Universidad Central del Ecuador concederá a sus egresados
los títulos y grados correspondientes, mediante el cumplimiento de todos los requisitos
establecidos en la Ley de Educación Superior, su Reglamento General, el Reglamento de
Régimen Académico, el Estatuto y los Reglamentos pertinentes. Los egresados tendrán un
plazo máximo de dos años para titularse, que se contarán desde la fecha de su
egresamiento. En caso contrario, deberán actualizar sus conocimientos de acuerdo con los
programas vigentes.
Art. 212: El trabajo de graduación o titulación constituye un requisito obligatorio para la
obtención del título o grado para cualquiera de los niveles de formación. Dichos trabajos
pueden ser estructurados de manera independiente o como consecuencia de un seminario de
fin de carrera. Para la obtención del grado académico de licenciado o del título profesional
universitario de pre o postgrado, el estudiante debe realizar y defender un proyecto de
investigación conducente a una propuesta que resolverá un problema o situación práctica,
con características de viabilidad, rentabilidad y originalidad en los aspectos de aplicación,
recursos, tiempos y resultados esperados. (Universidad Central Del Ecuador, 2010)
29
CAPÍTULO III
METODOLOGÍA
3.1. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN
El presente estudio busca establecer el perfil microbiológico en aislamiento de
hemocultivos en diferentes áreas del hospital Carlos Andrade Marín, para llegar a su
objetivo planteado aplicó un estudio cuantitativo, descriptivo observacional, retrospectivo
de corte transversal.
3.2 POBLACIÓN DE ESTUDIO
La población estuvo constituida por 2.532 muestras de hemocultivos que fueron receptadas
en el área de microbiología del laboratorio clínico del Hospital Carlos Andrade Marín
durante el periodo junio – octubre 2016, y de ellos los casos que presentaron hemocultivos
positivos y que cumplieron con los criterios de inclusión que en total fueron 278 muestras.
3.2.1 Criterios de inclusión
Se incluyeron a todos los pacientes de ambos géneros y de todas las edades mayores a los
18 años ingresados a los servicios de terapia intensiva, emergencias, oncología, nefrología,
hematología y geriatría, que tuvieron hemocultivos positivos durante el periodo establecido.
3.2.2 Criterios de exclusión
1. Pacientes que tuvieron hemocultivos negativos.
2. Pacientes pertenecientes a otras áreas hospitalarias.
3. Pacientes con otro tipo de cultivos que llegan al área de microbiología como, cultivo de
herida, cultivos respiratorios, cultivos de orina, cultivos de secreciones.
30
3.3 OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES
VARIABLE DEFINICIÓN DIMENSION INDICADOR TIPO DE
VARIABLE
ESCALA GRÁFIC
O
Microorganis
mo
bacterianos
aislado
Son microorganismos procariotas qu
e presentan un tamaño de unos
pocos micrómetros que solo pueden
ser observados bajo un microscopio,
algunas bacterias patógenas pueden
causar enfermedades infecciosas.
Gram positivas y Gram negativas.
-Gram positivos
-Gram negativos
Número de pacientes
con microorganismos
Gram positivos
aislados.
Número de pacientes
con microorganismos
Gram negativos
aislados.
Cuantitativo Discontinua Barras
Perfil de
susceptibilida
d
Significa que la infección causada
por microorganismos puede ser
apropiadamente tratada con las dosis
habituales del antibiótico estudiado.
Sensible y Resistente
-Sensible
-Resistente
Susceptibilidad
antimicrobiana de
bacterias Gram
positivos aisladas de
hemocultivos
Susceptibilidad
antimicrobiana de
bacterias Gram
negativas aisladas de
hemocultivos
Cuantitativo Ordinal Tabla
Mecanismos
de resistencia
bacteriana
La resistencia antibiótica puede ser
de resistencia natural que es propia
de cada familia, especie o grupo
bacteriano. Por ejemplo, todos los
gérmenes gramnegativos son
resistentes a la vancomicina. La
resistencia adquirida es variable
existen cepas de neumococo que
tienen resistencia a la penicilina,
-Betalactamasas
de espectro
extendido
(BLEE)
-
Carbapenemasas
- Meticilino
Distribución de
gérmenes con
mecanismos de
resistencia bacteriana
Cuantitativo Discontinua Barras
31
cepas de E. coli resistentes a la
ampicilina, cepas de estafilococos
resistentes a la meticilina
resistente
Servicio
Hospitalario
estudiado
Es cuando se designa un conjunto de
servicios médicos especializados
reagrupados en un hospital. Las áreas
críticas constituyen así un sitio de
gran riesgo de contagio para las
personas, donde se contiene un 60%
de bacterias contagiosas.
-Terapia
Intensiva
-Emergencias
-Oncología
-Nefrología
- Hematología
-Geriatría
Prevalencia de
microorganismo
según género y
especie
Cualitativo Ordinal Barras
Grupo etario
donde se
presenta los
microorganis
mos-
Tiempo que ha vivido una persona u
otro ser vivo contando desde su
nacimiento. Infancia, niñez,
adolescencia, juventud, adultez,
ancianidad
- Adulto joven
(25-39 Años)
.Adultos (40 a
49 años)
- Adulto mayor
(50 a 64 Años)
-Vejez (65 años
en adelante)
Agrupar por edades a
los pacientes que
presentaron
bacteriemias, para
determinar los
microorganismos más
comunes en cada
grupo etario.
Cuantitativo Discontinuo Barras
Género de los
pacientes
donde se
presentan los
microorganis
mos
Es un término técnico específico en
ciencias sociales que alude al
conjunto de características
diferenciadas que cada
sociedad asigna a hombres y
mujeres.
-Mujer
-Hombre
Prevalencia de tipo de
género y especie de
microorganismos
según el sexo.
Cualitativo Ordinal Barras
32
3.4 TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS
Se utilizó como fuente principal de información el sistema DATALABD del laboratorio
Clínico del Hospital Carlos Andrade Marín, donde se encontró el reporte de todos los
cultivos microbiológicos realizados dentro del hospital así como también datos
personales de cada paciente.
Para el desarrollo de este estudio se seleccionaron los resultados de laboratorio de
pacientes, cuyas edades fueron mayores a 18 años y en las cinco áreas establecidas para
el estudio que presentaron hemocultivos positivos, se obtuvo el dato del total de los
hemocultivos realizados en el servicio de microbiología del hospital Carlos Andrade
Marín en el periodo junio-octubre 2016 para determinar la frecuencia de los positivos y
de estos se seleccionaron los hemocultivos con reporte positivo
Los hemocultivos fueron realizados en medios de cultivo BacT/ALERT, las botellas de
cultivos fueron colocadas en el equipo BacT/ALERT® 3D. Los hemocultivos positivos
fueron sembrados en Agar Sangre y en Agar Chocolate.
Para identificación de microorganismos y sensibilidad antibiótica se hizo mediante las
tarjetas colorimétricas del sistema VITEK® 2, las cuales presentan una colección de
pruebas estandarizadas y miniaturizadas en una tarjeta cerrada de 64 micropocillos que
contienen sustratos bioquímicos en forma deshidratada. Cada pocillo contiene
diluciones ajustadas de distintos antibióticos, que varían en función de la tarjeta de
identificación empleada.
Las tarjetas de identificación VITEK® 2 se emplearon en la identificación automática
tanto de tipos bacterias así como su sensibilidad antibiótica. Estas tarjetas están basadas
en métodos bioquímicos establecidos y en sustratos que llegan a medir diversas
actividades metabólicas tales como la acidificación, la alcalinización, hidrólisis
enzimática, y el crecimiento en la presencia de sustancias inhibidoras. Cuenta con 40
pruebas bioquímica y un pocillo de control negativo. La identificación VITEK® 2 cubre
más de 300 especies encontradas en el campo de la microbiología clínica e industrial.
La lectura y reporte de aislamiento bacteriano y las pruebas de resistencia
antimicrobiana se concentran en una base de datos del mismo sistema de identificación
microbiológica. Cada reporte cuenta con un folio registrado en el sistema KERN-MIC
33
Mediante la base de datos de VITEK® 2 se obtuvieron los nombres de las bacterias
identificadas en cada hemocultivo positivo así como el nombre de los antibióticos frente
a los cuales mostró resistencia cada bacteria.
3.5 TÉCNICAS PARA EL PROCESAMIENTO DE DATOS Y ANÁLISIS DE
RESULTADOS
Después de obtener estos datos del laboratorio, se procedió a la creación de las tablas de
recolección de información las cuales se hicieron en el programa Excel; y con análisis
estadístico descriptivo para las variables cualitativas de escala ordinal se utilizaron
porcentajes, en tanto que para las variables cuantitativas de escala continua se
transformó en variable cualitativa y se utilizó porcentaje. Los resultados en general son
expuestos en tablas y gráficos.
Los datos se recolectaron de los registros del sistema DATALABD y fueron edad,
género, servicio del hospital en la que se encuentra el paciente, microorganismo aislado
y perfil de sensibilidad. Se tabularon los datos y con estos se procede a la realización del
análisis de los resultados, los cuales son plasmados en un informe para darlo a conocer a
los bacteriólogos de la institución.
34
CAPITULO IV.
RESULTADOS
4.1 PRESENTACIÓN Y ANÁLISIS
Los resultados obtenidos en este estudio corresponden a pacientes de diferentes edades
mayores a 18 años, atendidos en los servicios de Terapia Intensiva, Emergencias,
Oncología, Nefrología, Hematología, Geriatría, en el Hospital Carlos Andrade Marín
durante el periodo junio-octubre 2016.
Tabla 1. Distribución de resultados de hemocultivos en el hospital Carlos Andrade
Marín, periodo junio-octubre 2016
DISTRIBUCIÓN DE HEMOCULTIVOS EN EL HOSPITAL CARLOS
ANDRADE MARIN.
FRECUENCIA PORCENTAJE
Hemocultivos Negativos 2.254 89%
Hemocultivos Positivos 278 11%
Total de hemocultivos 2.532 100%
Gráfico 1 Distribución de hemocultivos
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio – Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: El número total de pacientes con solicitud de hemocultivo fue 2.532, de los
cuales 278 (11%) tuvieron resultado positivo procesados y 2.252 (89%) tuvieron
reportes negativos.
2.254 Negativos
(89%)
278 Positivos
(11%)
35
4.1.1 DISTRIBUCIÓN DE LOS MICROORGANISMOS AISLADOS EN
HEMOCULTIVOS POSITIVOS SEGÚN BACTERIAS GRAM POSITIVAS,
NEGATIVAS Y LEVADURAS EN EL HOSPITAL CARLOS ANDRADE
MARÍN
Tabla 2. Distribución de los microorganismos aislados en del hospital Carlos Andrade
Marín, periodo junio-octubre 2016
MICROORGANISMOS FRECUENCIA PORCENTAJE
Gram Negativos 131 47,1%
Gram Positivos 143 51,4%
Levaduras 4 1,4%
Total 278 100%
Gráfico 2. Distribución de los microorganismos aislados
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio - octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: De los 278 hemocultivos positivos aislados se encontró una distribución de
131 (47,1 %) Gram negativos, 143 (51,4%) Gram positivos y 4 (1,4%) Levaduras.
Gram
Negativos
131
(47,1%)
Gram
Positivos
143
(51,4%)
Levaduras
4 (1,4%)
36
Tabla 3.Distribución de microorganismos Gram negativos aislados en hemocultivos
positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016
MICROORGANISMOS GRAM NEGATIVOS FRECUENCIA PORCENTAJE
Klebsiella oxytoca 1 1%
Escherichia coli 51 39%
Klebsiella pneumoniae 45 34%
Pseudomonas aeruginosa 9 7%
Stenotrophomonas maltophilia 2 2%
Enterobacter cloacae 8 6%
Aeromonas hydrophila 2 2%
Serratia marcescens 3 2%
Morganella morganii 2 2%
Burkholderia cepacia 1 1%
Acinetobacter baumannii 7 5%
Total 131 100%
Gráfico 3. Distribución de microorganismos Gram negativos aislados en hemocultivos
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: De los 278 pacientes con hemocultivo positivo reportados en el estudio,
131 resultaron ser Gram negativos de los cuales el mayor porcentaje corresponde a E.
coli con frecuencia de 51 (39%), a continuación Klebsiella pneumoniae con frecuencia
de 45 (34%), Pseudomonas aeruginosa con frecuencia de 9 (7%), y otros, Cabe indicar
que este grupo incluye las bacterias con fenotipos de resistencia bacteriana.
0%
5%
10%
15%
20%
25%
30%
35%
40%
1%
39%34%
7%
2%6%
2% 2% 2% 1%5%
37
Tabla 4. Distribución de microorganismos Gram positivos aislados en hemocultivos
positivos del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016.
MICROORGANISMOS GRAM POSITIVOS FRECUENCIA PORCENTAJE
Staphylococcus aureus 28 20%
Staphylococcus haemolyticus 14 10%
Staphylococcus epidermidis 59 41%
Staphylococcus hominis 22 15%
Streptococcus alfa hemolítico 5 3%
Staphylococcus capitis 7 5%
Difteroides 4 3%
Streptococcus pneumoniae 1 1%
Enterococcus faecium 2 1%
Enterococcus faecalis 1 1%
Total 143 100%
Gráfico 4. Microorganismos Gram positivos aislados en hemocultivos.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: De los 278 pacientes con hemocultivo positivo reportados en el estudio,
143 resultaron ser Gram positivos de los cuales el mayor porcentaje corresponde a
Staphylococcus epidermidis con frecuencia de 59 (41%), seguido de Staphylococcus
aureus con frecuencia de 28 (20%), Staphylococcus hominis con frecuencia de 22
(15%), Staphylococcus haemolyticus con frecuencia de 14 (10%) y otros. Cabe indicar
que este grupo incluye las bacterias con fenotipos de resistencia bacteriana.
0%5%
10%15%20%25%30%35%40%45%
20%
10%
41%
15%
3% 5% 3% 1% 1% 1%
38
Tabla 5. Distribución de levaduras aisladas en hemocultivos positivos del Hospital
Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016
LEVADURAS FRECUENCIA PORCENTAJE
Cándida parapsilosis 2 50%
Cándida albicans 1 25%
Cándida glabrata 1 25%
Total 4 100%
Gráfico 5. Levaduras aisladas en hemocultivos positivos
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: De los 278 pacientes con hemocultivo positivo reportados en el estudio, 4
resultaron ser levaduras de las cuales el mayor porcentaje corresponde a Cándida
parapsilosis con frecuencia de 2 (50%), seguida de Cándida albicans con frecuencia de
1 (25%) y Cándida glabrata. con frecuencia de 1 (25%).
0%5%
10%15%20%25%30%35%40%45%50%
50%
25% 25%
39
4.1.2 DISTRIBUCIÓN DE LAS BACTERIAS SEGÚN PRESENCIA O
AUSENCIA DE FENOTIPO DE RESISTENCIA BACTERIANA EN
HEMOCULTIVOS POSITIVOS.
Tabla 6. Distribución de las bacterias según presencia o ausencia del fenotipo de
resistencia bacteriana en hemocultivos positivos del Hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio-octubre 2016
MICROORGANISMOS FRECUENCIA PORCENTAJE
Bacterias Con Fenotipo de Resistencia
Bacteriana
137 49%
Bacterias Sin Fenotipo de Resistencia
Bacteriana
141 51%
Total 278 100%
Gráfico 6. Distribución de las bacterias según presencia o ausencia del fenotipo
de resistencia bacteriana.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: Del total de los 278 hemocultivos positivos se reportó una distribución de
las bacterias según presencia o ausencia de fenotipo de resistencia, teniendo un gran
porcentaje de bacterias con fenotipo de resistencia bacteriana de 137 (49%) y las
bacterias sin fenotipo de resistencia tienen un porcentaje de 141 (51%).
48%
49%
50%
51%
137 (49%)
141 (51%)
Gérmenes Con Fenotipo de Resistencia Bacteriana
Gérmenes Sin Fenotipo de Resistencia Bacteriana
40
Tabla 7. Distribución de bacterias Gram positivas con fenotipo de resistencia bacteriana
del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016.
BACTERIAS GRAM POSITIVAS CON
FENOTIPO DE RESISTENCIA
BACTERIANA
FRECUENCIA PORCENTAJE
S. epidermidis meticilino resistente 50 57%
S. haemolyticus meticilino resistente 14 16%
S. hominis meticilino resistente 20 23%
S. aureus meticilino resistente 2 2%
S. capitis meticilino resistente 2 2%
Total
88 100%
Gráfico 7. Bacterias Gram positivas con fenotipo de resistencia bacteriana
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: Con relación a las 137 bacterias con fenotipo de resistencia bacteriana que
se aislaron en hemocultivos, 88 resultaron ser Gram positivas de las cuales el mayor
porcentaje corresponde a S. epidermidis meticilino resistente con una frecuencia de 50
(57%), seguido de Staphylococcus hominis meticilino resistente con una frecuencia de
20 (23%), S. haemolyticus meticilino resistente con una frecuencia de 14 (16%) y otros.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
16%
57%
23%
2% 2%
41
Tabla 8. Distribución de bacterias Gram negativas con fenotipo de resistencia
bacteriana del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016.
BACTERIAS GRAM NEGATIVAS CON
FENOTIPO DE RESISTENCIA BACTERIANA
FRECUENCIA PORCENTAJE
Klebsiella pneumoniae KPC 31 63%
Escherichia coli BLEE 11 22%
Klebsiella pneumoniae BLEE 3 6%
Pseudomona aeruginosa KPC 2 4%
Acinetobacter baumannii KPC 1 2%
Escherichia coli KPC 1 2%
Total 49 100% Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
Gráfico 8. Bacterias Gram negativas con fenotipo de resistencia bacteriana.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: Con relación a los 137 casos con fenotipo de resistencia bacteriana que se
aislaron en hemocultivos, 49 resultaron ser Gram negativas de las cuales el mayor
porcentaje corresponde a Klebsiella pneumoniae KPC con una frecuencia de 31 (63%),
seguido de Escherichia coli BLEE con una frecuencia de 11 (22%), Klebsiella
pneumoniae BLEE con una frecuencia de 3 (6%) y otros.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
22%
6% 4%
63%
2% 2%
42
4.1.3 DISTRIBUCIÓN DE HEMOCULTIVOS POSITIVOS POR SERVICIO
HOSPITALARIO DEL HOSPITAL CARLOS ANDRADE MARÍN
Tabla 9. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por cada servicio del
hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016
SERVICIO HOSPITALARIO FRECUENCIA PORCENTAJE
Terapia intensiva 143 51,4%
Emergencias 54 19,4%
Oncología 18 6,5%
Hematología 26 9,4%
Geriatría 13 4,7%
Nefrología 24 8,6%
TOTAL 278 100%
Gráfico 9. Hemocultivos positivos por servicio hospitalario del hospital Carlos
Andrade Marín
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM Junio-Octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: Respecto al servicio hospitalario donde se halló mayor número de
hemocultivos positivos en el hospital Carlos Andrade Marín fue el servicio de Terapia
Intensiva con 143 (51,4%), seguido de Emergencias con un 54 (19,4%), mientras que el
menor número de hemocultivos positivos fue el servicio de Geriatría con 13 (4,7%) de
los aislamientos.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%51,4%
19,4%
6,5%9,4%
4,7%8,6%
PO
RC
EN
TA
JE
43
Tabla 10. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio-octubre 2016.
Gráfico 10. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: Los microorganismos Gram negativos que se aislaron con mayor
frecuencia en hemocultivos positivos por servicios hospitalarios se distribuyen de la
siguiente manera: De las 31 Klebsiella pneumoniae KPC encontradas se halló mayor
porcentaje en el servicio Terapia Intensiva con una frecuencia de 16 (51,6%), seguida
de Escherichia coli BLEE que fue la más aislada en el servicio de Emergencia con una
frecuencia de 4 (36,4%) y otros.
36,4%
6,5%9,1%
67%
33% 35,5%
18,2%
6,5%9,1%
100% 100%
27,3%
51,6%
100%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Acinetobacter
baumannii KPC
Escherichia coli
KPC
Escherichia coli
BLEE
Klebsiella
pneumoniae
BLEE
Klebsiella
pneumoniae KPC
Pseudomona
aeruginosa KPC
Emergencias % Geriatría % Hematología % Nefrología % Oncología % Terapia intensiva %
MICROORGANISM
OS
GRAM NEGATIVOS
Emergenc
ias
Geriatría Hematologí
a
Nefrología Oncología Terapia
Intensiva
Total
Gener
al F % F % F % F % F % F %
Klebsiella
pneumoniae KPC
2 6,5% - - 11 35,5% 2 6,5% - - 16 51,6% 31
Escherichia coli
BLEE
4 36,4% 1 9,1% - - 2 18,2% 1 9,1% 3 27,3% 11
Acinetobacter
baumannii KPC
- - - - - - - - - - 1 100% 1
Escherichia coli
KPC
- - - - - - - - - - 1 100% 1
Klebsiella
pneumoniae BLEE
- - 2 67% 1 33% - - - - - - 3
Pseudomona
aeruginosa KPC
- - - - - - - - - - 2 100% 2
Total general 6 3 12 4 1 23 49
44
Tabla 11. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín,
periodo junio-octubre 2016.
MICROORGANISMOS
GRAM POSITIVOS
Emergenc
ias
Geriatría Nefrologí
a
Oncología Terapia
Intensiva
Total
General
F % F % F % F % F %
S. epidermidis meticilino resistente 7 14% 1 2% - - 1 2% 41 82% 50
St. hominis meticilino resistente 4 20% - - 2 10% 2 10% 12 60% 20
S. haemolyticus meticilino
Resistente
1 7% - - - - - - 13 93% 14
S. aureus meticilino resistente 2 100% - - - - - - - - 2
S. capitis meticilino resistente - - - - - - - - 2 100% 2
Total general 14 1 2 3 68 77% 88
Gráfico 11. Distribución de microorganismos Gram Positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana en las áreas establecidas en el estudio del hospital Carlos Andrade Marín
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: Los microorganismos Gram positivos que se aislaron con mayor
frecuencia en hemocultivos positivos por servicios hospitalarios se distribuyen de la
siguiente manera: De 50 Staphylococcus epidermidis meticilino resistente encontrados
se halló mayor porcentaje en el servicio Terapia Intensiva con una frecuencia de 50
(82%), seguida de Staphylococcus hominis meticilino resistente que se halló con mayor
porcentaje en Terapia Intensiva con una frecuencia de 12 (60%) y otros.
100%
14%7%
20%
2%10%
2%
10%
100%
82%
93%
60%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
S. aureus meticilino
resistente
S. capitis meticilino
resistente
S. epidermidis
meticilino resistente
S. haemolyticus
meticilino resistente
Staphylococcus
hominis meticilino
resistente
Emergencias % Geriatría % Nefrologia % Oncologia % Terapia intensiva %
45
4.1.4. DISTRIBUCIÓN DE HEMOCULTIVOS POSITIVOS POR GRUPO
ETARIO DEL HOSPITAL CARLOS ANDRADE MARIN.
Tabla 12. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por grupo etario
pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016
EDADES FRECUENCIA PORCENTAJE
19-33 44 16%
34-48 39 14%
49-64 82 29%
> 65 113 41%
Total 278 100%
Gráfico 12. Distribución de hemocultivos positivos encontrados por Grupo
etario.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016 Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: Las edades de los pacientes que entraron en el estudio van desde 19 hasta
los 99 años, encontrándose la mayor cantidad de hemocultivos positivos en pacientes
cuyas edades son mayores a los 65 años con una frecuencia de 113 (41%), en segundo
lugar en pacientes de 49 A 63 años con 82 (29%), seguidos de aquellos con rango de
edad de 19-39 años con 44 (16%) y finalmente los que corresponde al rango de 34-48
años con 39 (14%).
16%14%
29%
41%
0%
5%
10%
15%
20%
25%
30%
35%
40%
45%
19-33 34-48 49-64 > 65
EDADES
46
Tabla 13. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo
junio-octubre 2016.
MICROORGANISMOS GRAM NEGATIVOS
19-33 años 34-48 años 49-64 años > 65 años Total General
F % F % F % F %
Klebsiella pneumoniae KPC 13 42% 3 10% 9 29% 6 19% 31
Escherichia coli BLEE 2 18,2% 1 9,1% 3 27,3% 5 45,5% 11
Acinetobacter baumannii KPC - - - - 1 100% - - 1
Escherichia coli KPC - - - - 1 100% - - 1
Klebsiella pneumoniae BLEE 1 33,3% 1 33,3% 1 33,3% - - 3
Pseudomona aeruginosa KPC - - - - 1 50% 1 50% 2
Total general 16 5 16 12 49
Gráfico 13. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: En relación a los microorganismos Gram negativos aislados según los
rangos de edades se pueden apreciar las frecuencias y porcentajes de la siguiente
manera: de 31 Klebsiella pneumoniae KPC se halló mayor porcentaje en el rango de 19-
33 años de edad con una frecuencia de 13 (42%), seguido de 11 Escherichia coli BLEE
que se encontró aislado en pacientes mayores a los 65 años con una frecuencia de 5
(45,5%) y otros.
18,2%
33,3%
42%
9,1%
33,3%
10%
100% 100%
27,3% 33,3% 29%
50%45,5%
19%
50%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Acinetobacter
baumannii KPC
Escherichia coli
KPC
Escherichia coli
BLEE
Klebsiella
pneumoniae
BLEE
Klebsiella
pneumoniae
KPC
Pseudomona
aeruginosa KPC
19-33
34-48
49-64
> 65
47
Tabla 14. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo
junio- octubre 2016.
MICROORGANISMOS
GRAM
POSITIVOS
19-33 años
34-48 años
49-64 años > 65 años Total
general
F % F % F % F %
S. epidermidis meticilino
resistente
6 12% 5 10% 17 34% 22 44% 50
S. hominis meticilino resistente 3 15% 2 10% 7 35% 8 40% 20
S. haemolyticus meticilino
resistente
1 7% 5 36% 2 14% 6 43% 14
S. aureus meticilino resistente - - - - - - 2 100% 2
S. capitis meticilino resistente 1 50% 1 50% 2
Total general 10 12 27 39 88
Gráfico 14. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por grupo etario.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: De los microorganismos Gram positivos distribuidos por grupo etario el
mayormente aislado fue Staphylococcus epidermidis meticilino resistente que se
observó con mayor porcentaje en pacientes mayores a los 65 años con una frecuencia de
22 (44%), seguido de Staphylococcus hominis meticilino resistente que se encontró de
igual manera en pacientes mayores a los 65 años de edad con una frecuencia de 8
(40%) y otros.
12%7%
15%10%
36%
10%
50%
34%
14%
35%
100%
50%44% 43% 40%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
S. aureus
meticilino
resistente
S. capitis
meticilino
resistente
S. epidermidis
meticilino
resistente
S. haemolyticus
meticilino
resistente
Staphylococcus
hominis meticilino
resistente
19-33
34-48
49-64
> 65
48
4.1.5 DISTRIBUCIÓN DE HEMOCULTIVOS POSITIVOS SEGÚN GÉNERO
DE PACIENTES DEL HOSPITAL CARLOS ANDRADE MARÍN.
Tabla 15. Distribución de hemocultivos positivos según género de pacientes del
Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016.
GÉNERO
FRECUENCIA PORCENTAJE
Masculino 158 57%
Femenino 120 43%
Total 278 100%
Gráfico 15. Distribución de Hemocultivos positivos según Género
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: En el hospital Carlos Andrade Marín durante el periodo estudiado se
encontró una distribución de hemocultivos positivos según el género del paciente de
acuerdo a imagen mostrado en la figura 15. Es así que fueron encontrados más
hemocultivos positivos en pacientes masculinos con 158 (57%) y en menor porcentaje
resulto el género femenino con 120 (43%) de un total de 278 (100%).
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%158
(57%) 120
(43%)
GÉNERO
masculino Femenino
49
Tabla 16. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de resistencia
bacteriana según Género de pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016.
MICROORGANISMOS
GRAM NEGATIVOS
Femenino
masculino
Total
General
F % F %
Klebsiella pneumoniae KPC 19 61% 12 39% 31
Escherichia coli BLEE 6 55% 5 45% 11
Acinetobacter baumannii KPC - - 1 100% 1
Escherichia coli KPC - - 1 100% 1
Klebsiella pneumoniae BLEE 1 33% 2 67% 3
Pseudomona aeruginosa KPC 1 50% 1 50% 2
Total General 27 22 49
Gráfico 16. Distribución de microorganismos Gram negativos con fenotipo de
resistencia bacteriana según Género.
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: En los microorganismos Gram negativos según el género de los pacientes
se observó que de las 31 Klebsiella pneumoniae KPC se encontró gran porcentaje en
pacientes de género femenino con una frecuencia de 19 (61%), seguida de 11
Escherichia coli BLEE que fue aislada en pacientes de género femenino con una
frecuencia de 6 (55%) y otros.
55%
33%
61%
50%
100% 100%
45%
67%
39%
50%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Acinetobacter
baumannii KPC
Escherichia coli
KPC
Escherichia coli
BLEE
Klebsiella
pneumoniae BLEE
Klebsiella
pneumoniae KPC
Pseudomona
aeruginosa KPC
Femenino masculino
50
Tabla 17. Distribución de microorganismos Gram positivos con fenotipo de resistencia
bacteriana por género en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016.
MICROORGANISMOS
GRAM POSITIVOS
FEMENINO MASCULINO Total
General
FREC % FREC %
S. epidermidis meticilino resistente 25 50% 25 50% 50
S. hominis meticilino resistente 12 60% 8 40% 20
S. haemolyticus meticilino resistente 1 7% 13 93% 14
S. aureus meticilino resistente - - 2 100% 2
S. capitis meticilino resistente - - 2 100% 2
Total general 38 50 88
Gráfico 17. Distribución de microorganismos Gram negativos fenotipo de resistencia
bacteriana según Género
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ÁNALISIS: Según el género de los pacientes con microorganismos Gram positivos
tenemos que de 50 Staphylococcus epidermidis meticilino resistente se halló igual
porcentaje en pacientes de ambos géneros con una frecuencia de 25 (50%) (En cada
una), seguido de 20 Staphylococcus hominis meticilino resistente en pacientes de género
femenino con una frecuencia de 12 (60%) y otros.
50%
7%
60%
100% 100%
50%
93%
40%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
S. aureus meticilino
resistente
S. capitis meticilino
resistente
S. epidermidis
meticilino
resistente
S. haemolyticus
meticilino
resistente
Staphylococcus
hominis meticilino
resistente
femenino % masculino %
51
4.1.6 PERFIL DE SUSCEPTIBILIDAD ANTIBIÓTICA DE LOS
MICROOGANISMOS AISLADOS EN HEMOCULTIVOS.
Tabla 18. Distribución de los antibióticos utilizados en los microorganismos Gram
negativos aislados en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016.
ANTIBIÓCOS USADOS EN LOS
GRAM NEGATIVOS
SENSIBLE RESISTENTE Total
General F % F %
AMPICILINA + SULBACTAM 30 26% 85 74% 115
PIPERACILINA + TAZOBACTAM 64 51% 61 49% 125
MEROPENEM 55 44% 69 56% 124
IMIPENEM 74 59% 51 41% 125
CEFEPIMA 28 53% 25 47% 53
CEFTAZIDIMA 59 45% 72 55% 131
CEFTRIAXONA 58 45% 70 55% 128
AMIKACINA 92 86% 15 14% 107
GENTAMICINA 84 66% 44 34% 128
CIPROFLOXACINA 70 55% 58 45% 128
COLISTIN 44 81% 10 19% 54
TIGECICLINA 47 90% 5 10% 52
Gráfico 18. Distribución de los antibióticos utilizados para los Gram negativos
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: En el perfil de susceptibilidad antibiótica de los Gram negativos
encontramos que existe una gran resistencia a la ampicilina+sulbactam con una
frecuencia de 85 (74%), meropenem con frecuencia de 69 (56%), ceftriaxona con
frecuencia de 70 (55%), mientras que presentan una sensibilidad a la gentamicina con
frecuencia de 84 (66%), colistin con frecuencia de 44 (81%).
0% 20% 40% 60% 80% 100%
AMPICILINA + SULBACTAM
PIPERACILINA + TAZOBACTAM
MEROPENEM
IMIPENEM
CEFEPIMA
CEFTAZIDIMA
CEFTRIAXONA
AMIKACINA
GENTAMICINA
CIPROFLOXACINA
COLISTIN
TIGECICLINA
Sensible Resistente
52
Tabla 19. Distribución de los antibióticos utilizados en los microorganismos Gram
positivos aislados en pacientes del Hospital Carlos Andrade Marín, periodo junio-
octubre 2016.
ANTIBIÓCOS USADOS EN LOS
GRAM POSITIVOS SENSIBLE RESISTENTE Total
General FREC % FREC %
PENICILINA 10 7% 124 93% 134
TRIMETHOPRIM-
SULFAMETHOXAZOLE
47 35% 87 65% 134
OXACILINA 36 28% 94 72% 130
CLINDAMICINA 39 29% 95 71% 134
ERITROMICINA 27 20% 107 80% 134
VANCOMICINA 142 99% 1 1% 143
GENTAMICINA 67 50% 68 50% 135
CIPROFLOXACINA 50 36% 87 64% 137
LINEZOLIDA 134 94% 8 6% 142
Gráfico 19. Distribución de los antibióticos utilizados para los Gram positivos
Fuente: Servicio de Microbiología/HCAM junio – octubre 2016
Elaborado por: Mogro Lizeth, 2017
ANÁLISIS: En el perfil de susceptibilidad antibiótica de los Gram positivos
encontramos una alta resistencia a la penicilina con una frecuencia de 124 (93%),
oxacilina con una frecuencia de 94 (72%), clindamicina con una frecuencia de 95
(71%), eritromicina con 107 (80%), ciprofloxacina con 87 (64%), mientras que esta
sensible la vancomicina con una frecuencia de 142 (99%) y linezolida con una
frecuencia de 134 (94%) y otros.4.2
0% 20% 40% 60% 80% 100% 120%
PENICILINA
TRIMETHOPRIM-…
OXACILINA
CLINDAMICINA
ERITROMICINA
VANCOMICINA
GENTAMICINA
CIPROFLOXACINA
LINEZOLIDA
SENSIBLE RESISTENTE
53
DISCUSIÓN
Es de mucha importancia para las instituciones de salud el conocimiento de los
microorganismos aislados en las unidades de cuidado a pacientes, así como también de
la susceptibilidad de los antibióticos empleados en forma empírica, debido a que a partir
de ello se pueden establecer programas de prevención adecuados y elegir esquemas de
antimicrobianos de inicio que puedan mejorar la supervivencia de los pacientes que
adquieren una infección intrahospitalaria.
De los resultados obtenidos en el hospital Carlos Andrade Marín en el periodo junio-
octubre 2016 se observó que los agentes encontrados con mayor frecuencia en los 278
hemocultivos positivos pertenecen al grupo de los Gram positivos con 143 (51,4%),
seguidos por Gram negativos con 131 (47,1%) y en menor número de aislamientos se
encuentran las levaduras con 4 (1,4%) , al comparar estos datos con un estudio hecho en
la unidad asistencial de salud en Colombia, Gram positivos (86,8%), Gram negativos
(10,5%) y levaduras (2,7 %)) se observó que el orden de microorganismos aislados es
coincidente. (Cifuentes, y otros, 2005).
Con lo que respecta a los servicios del hospital se observó que terapia intensiva presenta
el mayor número de pacientes con hemocultivos positivos con 143 (51,4%) seguido por
emergencias con 54 (19,4%), nefrología con 24 (8,6%) y con menor frecuencia es el
servicio de geriatría 13 (4,7%). Al contrario de un estudio presentado en Cuba
(Lorenzo, 2004) se observó que el servicio de nefrología tiene el mayor número de
aislamientos de hemocultivos positivos (50,7%) seguido de terapia intensiva con
(11.9%).
Dentro de los microorganismos aislados en forma general tenemos a Staphylococcus
epidermidis con una frecuencia de 59 (41%), seguida de Escherichia coli con una
frecuencia de 51 (39%), Klebsiella pneumoniae con frecuencia de 45, Staphylococcus
aureus con frecuencia de 28 (20%).Que se le comparó con un estudio realizado en el
hospital general Cayetano Heredia en Perú que tuvieron como microorganismos
aislados frecuentemente a Staphylococcus epidermidis 44 (42,72%), seguido
Escherichia coli con (3,88%), S. aureus con (22,33%) que fue coincidente. (Chang-
Davila, y otros, 2008)
54
De lo observado en el estudio con relación a las edades y género de los pacientes, la
mayor frecuencia de pacientes con hemocultivos positivos se encuentra entre los 59 y
78 años de edad con 107 (38%) de un total de 278 (100%). Y con lo que pertenece al
género los pacientes masculinos tienen un gran porcentaje de aislamientos con 158
(57%) de un total de 278 (100%).
De los 51 Escherichia coli aisladas en su totalidad, 11 (22%) fueron productoras
betalactamasas de espectro extendido (BLEE), y 1 (2%) mostró ser productora de
Carbapenemasas, de los 59 Staphylococcus epidermidis, 50 (57%) resultaron ser
meticilino resistente con resistencia a la oxacilina, penicilina, y sensibles a la
vancomicina y linezolida, de las 45 Klebsiella pneumoniae, 31 (63%) resultaron ser
productoras de Carbapenemasas (KPC) y 3 (6%) mostraron ser productoras
betalactamasas de espectro extendido (BLEE) y de los 28 Staphylococcus aureus solo 2
(4%) resultaron resistentes a la oxacilina, penicilinas y sensible a la vancomicina y
linezolida. Datos similares se encontró en los reportes del Hospital de México de los
251 aislamientos de Staphylococcus coagulasa negativa, 192 (76.5%) fueron resistentes
a meticilina, de 443 aislamientos de Escherichia coli, 191 (43.1%) fueron productores
de betalactamasas de espectro extendido (BLEE) y en los aislamientos de 64
Klebsiella spp. 13 (20.3%) fueron productores de BLEE, y no hubo cepas productoras
de Carbapenemasas (KPC). (Ramírez Carreño, Moreno López, Núñez Martínez, Cebada
López, & guirre Morales, 2015)
55
4.3 CONCLUSIÓN
Las bacterias más frecuentemente aisladas en los hemocultivos positivos fueron
cocos Gram positivos con alta resistencia a oxacilina, penicilina y una
sensibilidad a vancomicina y linezolida que fueron los antibióticos más usados.
Los Gram negativos tuvieron menor porcentaje de aislamiento y demostraron en
su gran mayoría una resistencia a penicilinas, carbapenemicos, cefalosporinas.
La identificación y confirmación de los microorganismos con resistencia de
betalactamasas de espectro extendido, Carbapenemasas y las de tipo meticilino
resistente son los mecanismos idóneos para orientar al tratamiento adecuado;
además de disminuir los fracasos terapéuticos y complicaciones clínicas de las
personas infectadas por estos microorganismos.
La resistencia de los antibióticos representa un grave problema en el tratamiento
de las infecciones, prácticamente no hay drogas adecuadas para tratarlo y en
ocasiones como última opción se recurre al colistin u otros medicamentos más
apropiados.
Es importante dar a conocer esta información que apoya al clínico a seleccionar los
esquemas antimicrobianos empíricos con base en la situación actual de los patógenos
más frecuentes y sus perfiles de susceptibilidad. Este estudio enfoca hacia la selección
adecuada de los antibióticos para impactar directamente en la mortalidad de pacientes
con bacteriemia y, de forma secundaria, disminuir las tasas de resistencias.
56
4.4 RECOMENDACIONES
Deben realizarse periódicamente estudios similares para observar si existe
variabilidad en la frecuencia y comportamiento ante los antibióticos por parte de los
microorganismos.
El servicio de microbiología debe mantener una vigilancia permanente de la
resistencia bacteriana frente a los antibióticos, y trabajar conjuntamente con el
comité de infecciones intrahospitalarias para las medidas respectivas.
Se deben realizar cultivos y antibiogramas todos los pacientes que presenta
cuadro infeccioso para la administración de los antibióticos adecuados, y así
contribuir a reducir la incidencia de desarrollo de bacterias multirresistentes.
Se debe hacer seguimiento de estas bacterias con fenotipo de resistencia , basado en
cuatro razones: el potencial de trasmisión de estas cepas, los brotes
intrahospitalarios que pueden desencadenar, el uso excesivo de antibióticos de
amplio espectro que su hallazgo significa y el reto de limitar los brotes epidémicos
controlando las resistencias y multirresistencias
Por último se debe fomentar entre el personal médico y auxiliar la enseñanza de
prácticas de desinfección del lavado de manos y así poder evitar las infecciones, ya
que actualmente estas prácticas se basan en costumbres más que en el conocimiento
basado en la medicina de evidencia y conocimiento científico vigente.
57
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60
ANEXOS
Anexo 1.Perfil de susceptibilidad antimicrobiana de bacterias Gram negativas aisladas en hemocultivos positivos del Hospital Carlos Andrade
Marín, periodo junio-octubre 2016.
GRAM
NEGATIVOS
MICROORGANISMOS
Escherichia coli
Klebsiella
pneumoniae
Pseudomonas
aeruginosa
Acinetobacter
baumannii
Aeromonas
hydrophila
Burkholderia
cepacia
Enterobacter
cloacae
Klebsiella
oxytoca
Morganella
morganii
Serratia
marcescens
Stenotrophom
onas
maltophilia
ANTIBIOTICOS S R S R S R S R S R S R S R S R S R S R S R
AMPICILINA +
SULBACTAM
35%
(18)
65%
(33)
11%
(5)
89%
(40)
67%
(6)
33%
(3)
0%
(0)
100%(
7)
50%
(1)
50%
(1)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
100%
(1)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
PIPERACILINA +
TAZOBACTAM
88%
(45)
12%
(6)
11%
(5)
89%
(40)
33%
(3)
67%
(6)
29%(
2)
71%
(5)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
63%
(5)
38%
(3)
0%
(0)
100%
(1)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
MEROPENEM
63%
(32)
37%
(19)
18%
(8)
82%
(37)
44%
(4)
56%
(5)
14%(
1)
86%
(6)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(1)
0%
(0)
75%(
6)
25%
(2)
100%
(1)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
IMIPENEM
98%
(50)
2%
(1)
18%
(8)
82%
(37)
44%
(4)
56%
(5)
14%(
1)
86%
(6)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
75%(
6)
25%
(2)
100%
(1)
0%
(0)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
CEFEPIMA
0%
(0)
0%
(0)
49%
(22)
51%
(23)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
75%(
6)
25%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
CEFTAZIDIMA
61%
(31)
39%
(20)
18%
(8)
82%
(37)
67%
(6)
33%
(3)
0%
(0)
100%(
7)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(1)
0%
(0)
75%(
6)
25%
(2)
0%
(0)
100%
(1)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(3)
0%
(0)
0%
(0)
100%
(2)
CEFTRIAXONA
61%
(31)
39%
(20)
18%
(8)
82%
(37)
67%
(6)
33%
(3)
0%
(0)
100%(
7)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
75%(
6)
25%
(2)
0%
(0)
100%
(1)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(3)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
AMIKACINA
100%
(51)
0%
(0)
76%
(34)
24%
(11)
56%
(5)
44%
(4)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
GENTAMICINA
73%
(37)
27%
(14)
49%
(22)
51%
(23)
78%
(7)
22%
(2)
43%(
3)
57%
(4)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
88%
(7)
13%
(1)
100%
(1)
0%
(0)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(3)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
CIPROFLOXACINA
45%
(23)
55%
(28)
56%
(25)
44%
(20)
78%
(7)
22%
(2)
0%
(0)
100%
(7)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
88%
(7)
13%
(1)
100%
(1)
0%
(0)
100%
(2)
0%
(0)
100%
(3)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
COLISTIN
0%
(0)
0%
(0)
84%
(38)
16%
(7)
0%
(0)
0%
(0)
86%(
6)
14%
(1)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
100%
(2)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
TIGECICLINA
0%
(0)
0%
(0)
91%
(41)
9%
(4)
0%
(0)
0%
(0)
86%(
6)
14%
(1)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0)
0%
(0) 0% (0)
61
Anexo 2. Perfil de susceptibilidad antimicrobiana de bacterias Gram positivas aisladas de hemocultivos positivos del Hospital Carlos
Andrade Marín, periodo junio-octubre 2016
GRAM POSITIVOS
MICROORGANIMOS
Staphylococcus
epidermidis Staphylococcus
aureus Staphylococcus
hominis Staphylococcus haemolyticus Difteroides
Enterococcus faecalis
Enterococcus faecium
Staphylococcus capitis
Streptococcus alfa
hemolitico
Streptococcus
pneumoniae
ANTIBIÓTICOS S R S R S R S R S R S R S R S R S R S R
PENICILINA 3% (2) 97% (57)
7% (2)
93% (26)
5% (1)
95% (21)
0% (0)
100% (14)
25% (1)
75% (3) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0)
57% (4)
43% (3) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
TRIMETHOPRIM-SULFAMETHOXAZOLE
17% (10)
83% (49)
64% (18)
36% (10) 18% (4)
82% (18) 50% (7) 50% (7)
25% (1)
75% (3) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0)
100% (7)
0% (0) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
OXACILINA 14% (8)
86% (51)
75% (21)
25% (7)
9% (2)
91% (20)
0% (0)
100% (14) 0% (0) 0% (0) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0)
71% (5)
29% (2) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
CLINDAMICINA 19% (11)
81% (48)
71% (20)
29% (8)
9% (2)
91% (20) 14% (2)
86% (12) 0% (0)
100% (4) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0)
57% (4)
43% (3) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
ERITROMICINA 7% (4) 93% (55)
64% (18)
36% (10)
0% (0)
100% (22)
0% (0)
100% (14)
25% (1)
75% (3) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0)
57% (4)
43% (3) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
VANCOMICINA 98% (58)
2% (1)
100% (28) 0% (0)
100% (22)
0% (0)
100% (14)
0% (0)
100% (4) 0% (0)
100% (1) 0% (0)
100% (2)
0% (0)
100% (7)
0% (0)
100% (5)
0% (0)
100% (1)
0% (0)
GENTAMICINA 29% (17)
71% (42)
89% (25)
11% (3)
68% (15) 32% (7) 21% (3)
79% (11)
50% (2)
50% (2) 0% (0)
100% (1) 0% (0)
0% (0)
71% (5)
29% (2) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
CIPROFLOXACINA 24% (14)
76% (45)
75% (21)
25% (7) 27% (6)
73% (16)
7% (1)
93% (13)
25% (1)
75% (3)
100% (1) 0% (0)
50% (1)
50% (1)
71% (5)
29% (2) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
LEVOFLOXACINA 0% (0) 100% (59)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
0% (0) 29% (4)
71% (10) 0% (0) 0% (0) 0% (0) 0% (0) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0) 0% (0)
0% (0)
LINEZOLIDA 93% (55) 7% (4)
100% (28) 0% (0)
100% (22)
0% (0)
86% (12) 14% (2)
100% (4) 0% (0)
100% (1) 0% (0)
50% (1)
50% (1)
100% (7)
0% (0)
80% (4)
20% (1) 0% (0)
0% (0)
62
Anexo 3. Hoja de recolección de datos
Tema: “PERFIL MICROBIOLOGICO EN AISLAMIENTO DE HEMOCULTIVOS
EN LAS AREAS DE TERAPIA INTENSIVA, EMERGENCIAS, ONCOLOGIA,
NEFROLOGIA, HEMATOLOGIA, GERIATRIA, EN EL HOSPITAL CARLOS
ANDRADE MARÍN DURANTE EL PERIODO JUNIO-OCTUBRE 2016”
#
CASOS
NOMBRE DEL
MICROORGANISM
O
EDAD
GENERO SERVICIO
HOSPITALRIO
ANTIBIOTICOS
TESTEADOS
OBSERVACION
ES
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
63
Anexo 4. Aprobación del tema del protocolo para la Realización del Proyecto de
Investigación
64
Anexo 5. Autorización tutorías académicas.
65
Anexo 6. Oficio de Autorización para la Realización del Proyecto de Investigación en
el Hospital Carlos Andrade Marín
66
Anexo 7. Cronograma de Actividades
1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4
Corrección del escrito
Impresión del proyecto de investigación
Presentación del Trabajo de Investigación
Presentación de resultados en tablas y gráficos
Presentación del Protocolo
Recolección de Datos pacientes
Aplicación de técnicas
Formulación de estadísticas
Conclusión del trabajo investigativo
Presentacion del tema
Aprobacion del tema y Asignacion del tutor
Planteamiento de objetivos
Desarrollo del problema, justificación e introducción
Desarrollo del Marco teórico y metodológico
MARZO ABRIL
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
Formulacion del problema
Busqueda de informacion
OCTUBRE NOVIEMBRE DICIEMBRE ENERO FEBREROJUNIO JULIO AGOSTO SEPTIEMBRE
ACTIVIDAD/ MES
